infection à CMV
publicité
8-052-C-10 Infections à cytomégalovirus M.-C. Mazeron, S. Alain, M. Leruez-Ville, N. Schnepf L’infection à cytomégalovirus humain (CMV) peut revêtir des formes sévères chez les sujets immunodéprimés comme les receveurs d’allogreffe de moelle ou d’organe, ou les patients atteints du syndrome d’immunodéficience acquise (sida), et les nouveau-nés infectés in utero. La restauration immunitaire induite par les traitements antirétroviraux combinés chez les patients atteints de sida et les stratégies de prévention chez les receveurs d’allogreffe ont considérablement réduit l’incidence de la maladie à CMV favorisée par l’immunodépression. Le diagnostic de l’infection et de la maladie à CMV bénéficie de l’apport des techniques de biologie moléculaire standardisées puissantes. Malgré les progrès récents de la thérapeutique, l’infection à CMV reste difficile à traiter. La toxicité des molécules anti-CMV actuellement disponibles limite leur emploi et les contre-indique chez la femme enceinte. Elles n’ont qu’une activité virostatique et les traitements prolongés ou répétés, souvent nécessaires, favorisent l’émergence de mutants résistants. Des méthodes performantes de mesure de la charge virale sont particulièrement adaptées au suivi des patients les plus à risque de manifestations sévères de l’infection. Des candidats vaccins indiqués dans la prévention de la transmission maternofœtale et dans la prévention de la maladie à CMV chez les receveurs d’allogreffe sont en cours d’évaluation. © 2015 Elsevier Masson SAS. Tous droits réservés. Cytomégalovirus ; Latence ; Réactivation ; Réinfection ; Infection opportuniste ; Fœtus Plan ■ Introduction 1 ■ Historique 2 ■ Virus 2 ■ Épidémiologie 3 ■ Physiopathologie de l’infection Tropisme cellulaire Dissémination du virus Latence et réactivation 3 3 3 3 ■ Réponse immune Réponse non spécifique Réponse humorale spécifique Réponse à médiation cellulaire spécifique 4 4 4 4 ■ Échappement au système immunitaire 4 ■ Manifestations cliniques Adulte et enfant immunocompétents Fœtus et nouveau-né après infection in utero Nouveau-né après infection périnatale Sujet immunodéprimé 5 5 5 6 6 ■ Diagnostic Techniques du diagnostic Utilisation des marqueurs diagnostiques 8 8 9 ■ Différenciation des souches et génotypage 10 ■ Traitement et prévention Molécules à activité antivirale Prise en charge thérapeutique 10 10 11 EMC - Maladies infectieuses Volume 12 > n◦ 4 > novembre 2015 http://dx.doi.org/10.1016/S1166-8598(15)67812-7 ■ Résistance aux antiviraux Étude de la sensibilité des souches aux antiviraux Émergence de la résistance 13 13 13 ■ Vaccination 13 Introduction Le cytomégalovirus humain (CMV) appartient à la famille des Herpesviridae. Virus ubiquitaire, il est responsable d’infections répandues dans le monde entier et constitue la première cause des infections virales congénitales et périnatales. Il persiste la vie durant chez son hôte. La primo-infection est suivie d’une infection latente et d’infections secondaires. Ces dernières résultent le plus souvent de la réactivation du virus latent. Cependant, des réinfections sont possibles, du fait de la diversité antigénique du virus. Les manifestations cliniques de l’infection dépendent étroitement de l’état immunitaire de l’hôte. Elles sont bénignes chez les individus immunocompétents mais peuvent être sévères chez les sujets immunodéprimés, le fœtus et le nouveau-né infecté in utero. Des méthodes performantes de diagnostic ont été développées récemment, permettant des interventions précoces de prévention et de traitement. Cependant, les interventions thérapeutiques sont limitées par le nombre restreint de molécules antivirales actuellement disponibles, leur toxicité et l’émergence de la résistance. 1 8-052-C-10 Infections à cytomégalovirus Historique TRL IRL IRS UL La maladie des inclusions cytomégaliques (MIC) doit sa dénomination aux modifications cellulaires (élargissement de la cellule et présence d’inclusions intranucléaires), observées dans les tissus de nouveau-nés atteints. L’origine virale de la MIC fut évoquée par Lipschutz en 1921 et le virus isolé pour la première fois en 1956. Rowe obtint la souche de référence AD169 à partir de tissus adénoïdiens d’enfants et, l’année suivante, Weller isola le virus des urines et du foie d’enfants atteints de MIC [1] . En 1961, Weller proposa le terme de cytomégalovirus pour désigner le « virus des glandes salivaires » [2] . TRS US A Virus Le CMV, également dénommé herpès virus humain 5 (HHV-5), est classé dans la sous-famille des Betaherpesvirinae, caractérisée par une étroite spécificité d’hôte, un long cycle de réplication et une multiplicité des sites de latence. Les différents herpès virus ont en commun leur morphologie. La particule virale enveloppée de 180 à 200 nm de diamètre est constituée d’une capside icosaédrique de 162 capsomères, séparée de l’enveloppe par le tégument de nature protéique (Fig. 1). Le génome, molécule linéaire d’acide désoxyribonucléique (ADN) double brin, est enroulé autour d’un noyau de protéines. Il est le plus long et le plus complexe des génomes des herpès virus. Il est organisé en deux segments de séquences uniques, long (unique long [UL]) et court (unique short [US]), flanqués de séquences répétées inversées. UL est encadré par les répétitions TRL (terminal repeat long) et IRL (internal repeat long) tandis que US est encadré par les répétitions TRS (terminal repeat short) et IRS (internal repeat short) (Fig. 1). Le génome adopte quatre formes isomériques, présentes en quantités équimolaires, selon les orientations respectives des segments uniques UL et US. Le génome de la souche de laboratoire AD169 comporte 229 354 paires de bases [3] avec un contenu en G + C de 57,2 %. Les génomes des isolats cliniques contiennent 13 000 à 15 000 paires de bases supplémentaires et ont la capacité de coder plus de 200 protéines [4] . Par convention, les cadres de lecture ouverts sont numérotés à partir de l’extrémité 5 des segments génomiques TRL (IRL), UL, US, TRS (IRS) auxquels ils appartiennent et dénommés par l’indication du segment suivie du numéro. La protéine correspondante porte la même dénomination, précédée de l’indication de sa caractéristique comme pp pour phosphoprotéine ou gp pour glycoprotéine. Les génomes des isolats sans relation épidémiologique ont 80 à 90 % d’homologie et leur polymorphisme est réparti sur l’ensemble de la molécule. Des homologies de séquence avec le génome humain, et également avec les génomes des autres Herpesviridae, ont été identifiées. La particule virale est composée de 35 à 40 protéines d’origine virale et contient également des protéines cellulaires et des ARN (acides ribonucléiques) messagers viraux et cellulaires. Deux protéines composent à elles seules 35 % de la masse protéique de la particule : la phosphoprotéine pp150 (ppUL32) et la phosphoprotéine pp65 (ppUL83), toutes deux constitutives du tégument. L’enveloppe porte des glycoprotéines, cibles des anticorps neutralisants [5] . Le CMV ne se réplique que dans des cellules humaines. La pénétration du virus se fait par fusion de l’enveloppe virale avec la membrane cellulaire ou endocytose en fonction du type cellulaire. La durée du cycle de réplication dans les fibroblastes est de 96 à 120 heures. La transcription du génome se déroule en trois phases coordonnées en cascade. La première, dite très précoce (immediate early [IE]) débute en l’absence de synthèse de novo de protéines virales. Elle dure deux à quatre heures. Les gènes très précoces majeurs IE1 et IE2 sont sous la dépendance du promoteur–activateur très précoce majeur activé par des protéines cellulaires et virales comme la protéine du tégument pUL82 (pp71) contenue dans la particule virale. Les protéines très précoces majeures transactivent des gènes viraux et cellulaires, et régulent leur propre transcription. La phase précoce (early – E) débute après l’expression des protéines très précoces et se termine quand commence la synthèse de l’ADN viral. Les protéines précoces comprennent les enzymes et protéines nécessaires 2 Enveloppe Glycoprotéines Tégument Capside ADN linéaire double brin Protéines associées à l'ADN Diamètre du virion : 150–200 nm B Figure 1. Morphologie et structure du cytomégalovirus. A. Génome du cytomégalovirus humain. Acide désoxyribonucléique double brin, organisé en deux segments uniques long (UL) et court (US), chacun d’eux étant flanqué de répétitions inversées (internes : IRL [internal repeat long] et IRS [internal repeat short] ; terminales : TRL [terminal repeat long] et TRS [terminal repeat short]) qui contiennent les séquences d’encapsidation (séquences pac). Au cours de l’encapsidation, les séquences L et S peuvent être en orientation inverse, conduisant à quatre formes isomères du génome viral. B. Particules virales en microscopie électronique et structure du virus. à la synthèse de l’ADN viral. La phase tardive (late – L), pendant laquelle est transcrite la plupart des gènes codant les protéines de structure, commence avec le début de la synthèse de l’ADN viral. L’ADN viral se réplique selon le modèle du cercle roulant. L’origine de réplication, unique, est située dans la région UL du génome. Les concatémères formés sont clivés et empaquetés dans les capsides qui s’assemblent dans le noyau dès la 48e heure. Les protéines pUL56 et pUL89 qui constituent le complexe terminase et la protéine portale pUL104 interviennent à cette étape. En quittant le noyau, la nucléocapside s’enveloppe dans la membrane interne du noyau. Elle perd cette enveloppe provisoire pour acquérir les protéines du tégument dans le cytoplasme. L’enveloppe définitive est acquise quand la particule bourgeonne dans la lumière du compartiment d’assemblage dérivé du système sécrétoire cellulaire [6] . Les corps denses qui se forment dans le cytoplasme sont EMC - Maladies infectieuses Infections à cytomégalovirus 8-052-C-10 des structures enveloppées de 400 à 600 nm de diamètre, constituées de protéines de tégument. L’effet cytopathique est constitué de foyers à croissance lente de cellules augmentées de volume, ovales et réfringentes, contenant une inclusion intranucléaire, respectant les nucléoles et entourée d’un halo clair, et une inclusion cytoplasmique de grande taille dans la concavité du noyau réniforme. d’infection n’est pas plus élevé chez le personnel soignant que dans la population générale. Il n’en va pas de même pour le personnel de crèches et de garderies, en raison d’une moins bonne observation des mesures d’hygiène [13] . Physiopathologie de l’infection Tropisme cellulaire Épidémiologie L’unique réservoir du CMV humain est l’homme. Les infections à CMV sont endémiques et surviennent tout au long de l’année, sans recrudescence saisonnière. La séroprévalence est fonction des conditions socioéconomiques. Le pourcentage d’adultes ayant des anticorps vis-à-vis du CMV atteint 90 à 100 % dans certaines régions du monde (pays en voie de développement d’Afrique et d’Asie) et est voisin de 50 % en France. Une étude conduite dans différents centres hospitaliers français entre 1992 et 1999 a montré que 55,4 % des 19 456 femmes testées étaient séronégatives en début de grossesse [7] . En 2010, la séroprévalence chez les femmes françaises de 15 à 49 ans était évaluée à 45,6 % [8] . La transmission de l’infection nécessite un contact étroit ou intime du fait de la fragilité du virus qui perd rapidement son pouvoir infectieux à la surface d’objets ou de supports inertes. Les sources d’infection, salive, sécrétions pharyngées, larmes, urines, sécrétions cervicovaginales, sperme, lait maternel, leucocytes présents dans des produits sanguins labiles, greffon, sont multiples. Les jeunes enfants s’infectent en collectivité, la salive et les urines étant les sources majeures de contamination. Lors d’une primoinfection maternelle, le taux de transmission a été estimé par une méta-analyse à 32 % [9] . Le taux annuel de séroconversion augmente avec la parité. Approximativement, 1 % des femmes séronégatives en début de grossesse sont séropositives au moment de l’accouchement. Ces femmes s’infectent majoritairement au contact de jeunes enfants qui excrètent du virus à titre élevé dans la salive et les urines. Le personnel des crèches est particulièrement exposé au risque d’infection [10] . Lors des infections secondaires en cours de grossesse (réactivation ou réinfection), un taux de transmission global de 1,4 % a été rapporté [9] . En période périnatale, les sources d’infection sont les sécrétions cervicovaginales infectées à l’accouchement chez 15 à 34 % des mères, et le lait maternel infecté chez 10 % des femmes entre le premier et le sixième jour du post-partum et chez 30 à 40 % à la 13e semaine. Jusqu’à 57 % des nouveau-nés exposés au virus présent dans les voies génitales s’infectent et 53 % des nourrissons qui ingèrent du lait infecté acquièrent l’infection. Les nouveau-nés et nourrissons excrètent le virus pendant des années et sont la source des contaminations dans les crèches, les garderies et les écoles. Les enfants contaminés à leur contact peuvent à leur tour transmettre l’infection à leurs parents. Le risque de transmission intrafamiliale est de 50 % quand un des membres de la famille introduit le virus. Dans les populations à forte prévalence d’infection à CMV, 92 à 98 % des enfants sont infectés avant l’âge de 15 ans. Une excrétion prolongée peut s’observer également chez des enfants plus âgés ou des adultes après la primo-infection et les récurrences associées ou non à des signes cliniques des adultes jeunes s’accompagnent de l’excrétion intermittente de virus à partir de nombreux sites de réplication virale. La transmission sexuelle de l’infection est objectivée par un pic de séroconversion chez l’adolescent et l’adulte jeune. La transfusion de produits sanguins labiles a été à l’origine de transmission de l’infection. La filtration systématique de ces produits a mis fin à ce mode de transmission [11] . Cependant, la transfusion favorise la réactivation du génome endogène du receveur séropositif. Infection primaire, réactivation ou réinfection sont observées chez les receveurs d’allogreffe. L’organe greffé provenant d’un donneur séropositif transmet le virus à un receveur séronégatif (D+/R–) dans approximativement 80 % des cas (infection primaire) ou à un receveur séropositif (D+/R+) dans 40 % des cas (réinfection). La réactivation d’une infection latente chez un receveur séropositif avant la greffe est le plus souvent en cause chez le receveur de cellules souches hématopoïétiques. En milieu hospitalier, la transmission d’un patient à un autre est exceptionnelle [12] . Le risque EMC - Maladies infectieuses Le tropisme cellulaire du virus chez son hôte infecté est très large, ce qui contribue à la diversité des atteintes cliniques. Le virus se réplique dans des cellules endothéliales, épithéliales, dendritiques, des macrophages, fibroblastes, cellules nerveuses, cellules musculaires lisses, hépatocytes [14] . La glycoprotéine d’enveloppe gB joue un rôle dans la fusion des membranes et est impliquée dans l’attachement du virus à la cellule en se fixant aux protéoglycanes héparine sulfate. Les récepteurs du virus sont encore mal connus. Le récepteur de l’epidermal growth factor (EGF), le récepteur ␣ de platelet derived growth factor (PDGF) et les intégrines 1 et 2 sont des corécepteurs du virus. Le complexe gH/gL/gO est nécessaire à l’entrée du virus dans les fibroblastes tandis que le complexe gH/gL/UL128-131 est indispensable à l’entrée dans les cellules endothéliales, épithéliales et monocytes/macrophages. La diffusion du virus se fait de cellule à cellule. Les fibroblastes apparaissent comme une cible majeure de l’infection dans de nombreux organes tels que le placenta, le poumon, l’intestin. L’infection des cellules stromales de la moelle osseuse joue un rôle majeur dans l’inhibition de l’hématopoïèse. L’infection lytique des cellules musculaires lisses du tractus digestif conduit à la formation d’ulcérations. La couche musculaire des vaisseaux sanguins peut aussi être infectée ; cependant, des lésions structurales n’y sont pas décrites. “ Point fort Le cytomégalovirus infecte chez son hôte de nombreux types cellulaires, expliquant la diversité des manifestations cliniques. Dissémination du virus La dissémination du virus est hématogène (Fig. 2). Les cellules endothéliales, les monocytes/macrophages et les polynucléaires y contribuent. Cependant, aucun leucocyte du sang circulant n’est permissif pour le virus. Les cellules endothéliales infectées recrutent des polynucléaires par la sécrétion de chimiokines (interleukine-8 [IL-8] et growth-regulated-α [GRO-␣], notamment). Ceux-ci acquièrent par contact direct des particules virales et la protéine ppUL83 qui se localise dans le noyau du fait de son ciblage nucléaire. Les polynucléaires, qui ne sont pas le siège de réplication virale, peuvent véhiculer le virus et le transmettre aux cellules endothéliales. Les cellules endothéliales infectées transmettent le virus aux monocytes circulants qui peuvent à leur tour le transmettre à des cellules non infectées [15] . La différenciation en macrophages ou cellules dendritiques des monocytes circulants qui hébergent le virus à l’état latent permet la réplication complète du virus. Les macrophages et les cellules dendritiques infectés disséminent le virus dans les tissus. De plus, les cellules endothéliales infectées peuvent se détacher, circuler et, après séquestration du fait de leur taille dans les capillaires, induire l’infection d’un organe en transmettant le virus aux cellules endothéliales capillaires. Latence et réactivation L’ADN viral a été mis en évidence, en l’absence de production virale, dans des cellules endothéliales, épithéliales et musculaires lisses qui pourraient ainsi constituer des réservoirs additionnels 3 8-052-C-10 Infections à cytomégalovirus Figure 2. Physiopathologie de l’infection à cytomégalovirus. Greffon Virus présent dans l’urine, le lait, les voies génitales, etc. Primo-infection Fœtus Réinfection Réactivation Virémie Excrétion virale Organescibles Stimulation allogénique Immunodépression Latence de virus latent. De fait, de nombreux organes hébergent le virus à l’état latent et peuvent le transmettre au receveur lors d’une transplantation. La capacité d’héberger naturellement le virus latent a été démontrée pour les monocytes du sang périphérique et les progéniteurs CD34+ de la moelle osseuse qui constituent le réservoir du virus [16, 17] . Chez l’individu sain, un monocyte sur 10 000 est infecté de façon latente. Le génome est sous forme d’épisome. Ce site de latence est responsable de la transmission du virus par transfusion de produits sanguins labiles non déleucocytés provenant de donneurs séropositifs pour le CMV. Les mécanismes moléculaires d’établissement et de maintien de la latence, et ceux de la réactivation restent peu connus. Ils font intervenir des facteurs cellulaires et viraux. Le virus se réactive périodiquement chez le sujet immunocompétent, ce qui conduit à des épisodes d’excrétion intermittente de virus dans les sécrétions respiratoires, l’urine, le sperme, les sécrétions cervicales, sources potentielles de transmission du virus. Le système immunitaire joue un rôle complexe : il contrôle l’état de latence, comme en témoigne la fréquence des réactivations chez les sujets immunodéprimés, mais l’activation immune favorise la réactivation [18] . “ Point fort • Les sites de latence du virus sont multiples. • Les progéniteurs de la moelle osseuse constituent un réservoir de l’infection. • Les mécanismes moléculaires d’établissement et de maintien de la latence restent incomplètement compris à ce jour. Réponse immune ppUL32. D’autres protéines sont aussi reconnues par les sérums de nombreux individus comme la protéine majeure de capside, la protéine d’assemblage UL80.5, les protéines non structurales très précoces majeures IE1 et IE2, l’ADN polymérase (UL54) et les protéines de liaison à l’ADN. La protéine UL44, protéine accessoire de l’ADN polymérase, est la cible principale des immunoglobulines M (IgM). Les glycoprotéines d’enveloppe, gB (gpUL55) et gH (gpUL75) sont la cible d’anticorps neutralisants. Le rôle de la réponse humorale dans la protection contre l’infection à CMV est secondaire. La présence d’anticorps neutralisants à titre élevé n’empêche pas les réinfections ou réactivations, mais pourrait en limiter les conséquences. Réponse à médiation cellulaire spécifique Les lymphocytes T CD4+ ou auxiliaires (helper) jouent un rôle majeur dans la protection contre l’infection à CMV comme le montrent la sévérité de l’infection chez les patients ayant un déficit en lymphocytes CD4+ et la résistance à l’infection lors de la restauration au moins partielle du nombre et des fonctions de ces lymphocytes. Ils reconnaissent dans le contexte du CMH de classe II les antigènes viraux à la surface des cellules présentatrices d’antigènes. Les épitopes reconnus appartiennent aux glycoprotéines d’enveloppe gB et gH, aux protéines très précoces IE1, IE2 et UL69, et à la protéine du tégument ppUL83 notamment. Le lymphocyte CD4+ activé produit des cytokines qui activent la réponse cytotoxique CD8+ ou induisent la réponse anticorps par activation des lymphocytes B. En outre, il a une activité cytotoxique vis-à-vis des cellules qui expriment les épitopes viraux dans le contexte du CMH de classe II. La réponse cytotoxique T CD8+ est indispensable au contrôle de la réplication virale. Le transfert de clones de cellules T CD8+ spécifiques de CMV dérivées du donneur à des receveurs de moelle permet de reconstituer l’immunité cellulaire et de contrôler la réplication virale. Cependant, ce contrôle ne s’opère pas si la réponse lymphocytaire T auxiliaire est déficiente [19] . Les lymphocytes CD8+ reconnaissent un nombre restreint d’antigènes viraux présentés en association avec les molécules du CMH de classe I. Réponse non spécifique L’immunité non spécifique qui associe l’activité phagocytaire des macrophages, l’activité antivirale des interférons alpha et bêta (IFN-␣ et IFN-), et l’activité cytotoxique des cellules NK (natural killer) constituent une première barrière à l’infection virale. Réponse humorale spécifique Elle est dirigée contre un nombre restreint de protéines virales. Les plus immunogènes sont des protéines du tégument ppUL32 (pp150), ppUL83 (pp65) et ppUL99 (pp28). La presque totalité des individus infectés possèdent des anticorps dirigés contre 4 Échappement au système immunitaire Le virus, parfaitement adapté à son hôte, a développé des stratégies d’échappement à la réponse immunitaire par dissimulation, action antagoniste et détournement du système immunitaire au profit de sa dissémination. La diffusion du virus dans l’organisme se fait essentiellement de cellule à cellule, ce qui permet au virus d’échapper à l’action des anticorps neutralisants. L’état de latence met le virus à l’abri des défenses immunitaires cellulaires. EMC - Maladies infectieuses Infections à cytomégalovirus 8-052-C-10 L’infection à CMV induit une diminution de la réponse lymphocytaire proliférative aux mitogènes (phytohémagglutinine, pokeweed mitogen, concanavaline A) et aux antigènes bactériens et viraux (y compris les antigènes du CMV), une inversion du rapport des lymphocytes T CD4+/CD8+ du fait d’une augmentation du nombre de lymphocytes CD8+. La réponse CD8+ cytotoxique est diminuée. L’expression des molécules de classes I et II du CMH est inhibée par l’infection à CMV. Le défaut d’expression des molécules de classe I est dû à l’intervention en cascade des produits de plusieurs gènes localisés dans les régions US2-US11 conduisant à la rétention puis à la dégradation de ces molécules dans la cellule. Le CMV réduit l’induction par l’IFN-␥ de la synthèse des molécules de classe II. De plus l’IFN-␣, produit par les cellules infectées, inhibe l’induction de l’expression des molécules de classe II par l’IFN-␥ [20] . Le CMV code une variété de protéines associées à l’échappement immunitaire [18] . Quatre récepteurs de chimiokines CC (UL33, UL78, UL28 et US27) sont exprimés à différents stades du cycle lytique. Le produit du gène UL18, un analogue de molécule de classe I, les produits des gènes UL16 et UL40 inhibent l’activité cytotoxique des cellules NK par des mécanismes moléculaires différents. Les interactions du virus avec la production de cytokines (en particulier IL-1 et TNF-␣), de chimiokines et des molécules d’adhésion ICAM-1 (intercellular adhesion molecule-1) et E-sélectine plaident pour un rôle du virus dans l’athérosclérose primaire, les manifestations de rejet aigu et chronique, diverses maladies inflammatoires et même certains cancers [18] . “ Point fort Le virus utilise de multiples stratégies pour échapper à la réponse immunitaire de l’hôte. Manifestations cliniques Les conséquences cliniques de l’infection à CMV dépendent étroitement de l’immunité, en particulier cellulaire, de l’hôte. Adulte et enfant immunocompétents L’infection à cytomégalovirus, dont la fréquence augmente avec l’âge, est inapparente dans 90 % des cas. L’incubation est de quatre à huit semaines. La forme typique consiste en une fièvre en plateau, parfois élevée, mais bien tolérée. Elle persiste en moyenne trois semaines mais peut se prolonger jusqu’à sept semaines. Les signes associés les plus fréquents sont des céphalées et des myalgies diffuses. Une toux sèche, des manifestations digestives à type de douleurs abdominales (8 %) ou plus rarement de diarrhée (2 %), des arthralgies, une pharyngite peuvent accompagner la fièvre à son début [21] . L’examen clinique est le plus souvent normal. Il peut révéler dans 15 à 25 % des cas une splénomégalie (22 %), plus rarement une hépatomégalie, cette dernière étant plus fréquente chez l’enfant, et des adénopathies cervicales et axillaires de petite taille. Une éruption cutanée morbilliforme ou rubéoliforme, généralisée ou localisée aux membres inférieurs, est favorisée par la prise d’ampicilline. Le syndrome mononucléosique caractérisé par une hyper-lympho-monocytose supérieure à 50 % avec 10 à 15 % de lymphocytes atypiques (grandes cellules mononucléées à cytoplasme hyperbasophile) peut n’apparaître qu’une à deux semaines après le début de la fièvre. L’hyperlymphocytose peut persister plusieurs mois après la guérison. Une thrombopénie modérée de type périphérique est souvent associée. L’élévation des transaminases, témoignant d’une atteinte hépatique inflammatoire et nécrotique modérée, est présente dans plus de 90 % des infections symptomatiques. Des anomalies immunologiques non spécifiques, telles que la présence de titres élevés de facteur rhumatoïde, une hyper-gamma-globulinémie polyclonale, des EMC - Maladies infectieuses anticorps antinucléaires, sont associées dans plus de 50 % des cas. Le diagnostic peut être difficile devant une fièvre isolée, l’absence de syndrome mononucléosique ou des formes atypiques. Des atteintes localisées sont parfois au premier plan et peuvent faire errer le diagnostic. Une hépatite aiguë avec ictère apparaissant quatre à six jours après le début de la fièvre, associée à une forte lymphocytose et une élévation des phosphatases alcalines, est parfois observée. Des cas d’hépatite granulomateuse sévère ont été décrits. Les manifestations neurologiques à type d’encéphalite ou de méningoencéphalite, bien que décrites, sont rares. Les méningites sont exceptionnelles. L’examen du liquide cérébrospinal (LCS) montre une pléiocytose modérée (< 200 cellules/mm3 ) avec prédominance lymphocytaire. Des myélites ont également été décrites. Un syndrome de Guillain-Barré peut compliquer une primo-infection [22] . Une pneumopathie interstitielle bilatérale touchant les bases est présente dans près de 6 % des cas, mais les formes graves sont exceptionnelles. Les atteintes digestives sont le plus souvent à type de colites inflammatoires et ulcérées ou d’entéropathies exsudatives, bien que des ulcérations œsophagiennes, gastriques, iléales ou anales aient été décrites. De plus en plus souvent rapportées car mieux reconnues, elles restent peu fréquentes en dehors de facteurs favorisants comme une corticothérapie ou l’administration de ciclosporine. Les manifestations cardiaques les plus fréquentes sont des myocardites, habituellement résolutives en trois à six semaines. Cependant, des cas de myocardites fatales, associées à une infection à CMV, ont été rapportés [23] . Les péricardites sont exceptionnelles. Si une anémie discrète est fréquemment retrouvée, éventuellement associée à une thrombopénie, les troubles hématologiques tels que purpura thrombopénique ou anémie hémolytique sévère sont rares. Les manifestations oculaires à type de rétinite, d’uvéite et de conjonctivite sont exceptionnelles. Des observations de thrombose de la veine portale ou mésentérique ont été rapportées. Les infections sévères avec atteinte polyviscérale, rarement rencontrées au cours de la primo-infection ou des infections secondaires, sont favorisées par une immunodépression transitoire, une corticothérapie, un traitement par ciclosporine. Fœtus et nouveau-né après infection in utero L’infection congénitale à CMV est la plus fréquente des infections congénitales dans le monde. Elle est acquise à l’occasion de la virémie maternelle, que ce soit au cours d’une primo-infection ou d’une infection secondaire (Fig. 3). L’infection est d’abord placentaire puis éventuellement transmise au fœtus par l’intermédiaire du placenta infecté. La dissémination chez le fœtus se fait alors par voie hématogène et toutes les cellules fœtales peuvent être infectées, y compris celles du cerveau. La très grande majorité (70–80 %) des enfants infectés in utero n’a aucune séquelle à long terme de cette infection, 10 à 15 % d’entre eux ont des séquelles modérées, notamment une surdité uni- ou bilatérale, et les 10 à 15 % restants ont des séquelles neurosensorielles sévères avec un retard psychomoteur [24] . La grande majorité des formes symptomatiques survient après primo-infection maternelle en cours de grossesse ou juste avant la conception, cependant des cas sévères ont été rapportés en cas d’infection maternelle secondaire [25, 26] . L’atteinte fœtale est dépistée par l’échographie, soit de manière fortuite lors des échographies systématiques, soit au cours d’un suivi échographique rapproché réalisé pour une primo-infection maternelle connue. L’échographie peut révéler l’atteinte d’un ou de plusieurs organes fœtaux, associée ou non à une atteinte systémique qui se manifeste par une hépatosplénomégalie fœtale potentiellement compliquée d’ascite, reflétant l’existence d’une hépatite cholestatique ou d’une insuffisance hépatique. Moins fréquemment, un œdème généralisé associé à une ascite suggère une anasarque liée à l’effet combiné d’une insuffisance hépatique et d’une anémie par atteinte médullaire. Une colite à CMV se manifeste par un intestin fœtal hyperéchogène et l’atteinte du rein fœtal peut se révéler par une hyperéchogénicité rénale et un oligohydramnios. Un retard de croissance intra-utérin (RCIU) peut résulter de l’atteinte fœtale ou de l’atteinte placentaire. En cas d’infection fœtale prouvée, une atteinte du cerveau fœtal doit être recherchée jusqu’à la fin de la grossesse en associant échographie et 5 8-052-C-10 Infections à cytomégalovirus Statut avant la grossesse Pendant la grossesse Figure 3. Transmission maternofœtale de l’infection à cytomégalovirus (CMV). CMV négatif CMV positif Primo-infection 1–4 % Réactivation Réinfection 10–30 % Infection placentaire 30–50 % <5% Infection fœtale 10 % Infection nouveau-né Symptômes 10 % Développement normal 90 % Absence de symptômes 30 % 60 % Décès Séquelles neurosensorielles 5–15 % 85–95 % Développement normal imagerie par résonance magnétique (IRM). Les signes cérébraux les plus évidents sont une microcéphalie, une dilatation des ventricules cérébraux uni- ou bilatérale et la présence de microcalcifications cérébrales. Des anomalies plus subtiles de la myélinisation ou de la gyration du cerveau fœtal doivent être recherchées à l’IRM. La présence d’anomalies cérébrales à l’échographie, notamment une microcéphalie, est très péjorative, avec un risque proche de 100 % de séquelles neurosensorielles graves. La valeur prédictive des anomalies échographiques extracérébrales n’est pas évaluée. Environ 10 % des nouveau-nés infectés ont des symptômes à la naissance [24] . L’infection néonatale peut être sévère, réalisant le tableau de la MIC qui associe des signes d’infection systémique sévères dans un tableau ictérohémorragique (purpura, hépatite, insuffisance hépatocellulaire, coagulation intravasculaire disséminée) à une atteinte neurologique sévère (microcéphalie, spasticité, convulsions). Cette forme grave, qui atteint moins de 5 % des nouveau-nés infectés, soit un cas pour 10 000 naissances, se complique d’un décès de l’enfant dans 30 % des cas et, en cas de survie, de séquelles neurosensorielles très sévères comme un retard mental caractérisé par un quotient intellectuel inférieur à 70, une surdité bilatérale, une choriorétinite. Les atteintes plus limitées, se manifestant par une hépatosplénomégalie, une thrombopénie, un ictère, des pétéchies, une hypotonie, sont responsables de séquelles neurosensorielles dans 30 % des cas. Les nouveau-nés normaux ne développent pas de séquelles à type d’insuffisance motrice–cérébrale mais environ 10 à 15 % d’entre eux développent une surdité uni- ou bilatérale d’installation progressive et souvent retardée. Cause majeure de surdité de l’enfant, l’infection congénitale à CMV explique 10 % des surdités du jeune enfant [27] . Nouveau-né après infection périnatale L’infection périnatale, acquise au contact des sécrétions maternelles cervicales lors du passage dans la filière génitale, transmise par le lait maternel ou par contact avec des sujets excréteurs de virus, est extrêmement fréquente. L’infection post-transfusionnelle du nouveau-né est actuellement prévenue par l’utilisation de sang CMV-négatif et/ou déleucocyté. En dehors de l’infection post-transfusionnelle, l’infection périnatale est presque toujours sans traduction clinique et n’est pas suivie de séquelles neurologiques. Lorsqu’elle est symptomatique, le tableau est celui d’une pneumopathie interstitielle, survenant entre la quatrième et la 12e semaine de vie. Le tableau d’infection post-transfusionnelle se rapproche de celui de l’infection congénitale, avec fièvre, ictère, hépatosplénomégalie, anémie, thrombocytopénie et hyperlymphocytose avec lymphocytes atypiques. La pneumonie avec altération des fonctions respiratoires est fréquente. L’infection peut également présenter l’apparence d’un choc septique. La mortalité est élevée, en particulier chez les enfants prématurés (20–40 %). Sujet immunodéprimé Même chez les patients immunodéprimés, l’infection peut n’avoir aucune traduction clinique et se limiter à la présence d’un ou plusieurs marqueurs virologiques de réplication virale. Il s’agit d’une « infection active ». La maladie à CMV associe des marqueurs virologiques d’infection active et des signes cliniques comme une fièvre isolée ou une symptomatologie correspondant à une atteinte viscérale et/ou des perturbations biologiques. Patient infecté par le virus de l’immunodéficience humaine “ Point fort • L’infection congénitale à cytomégalovirus ne s’accompagne d’aucun symptôme à la naissance chez 90 % des nouveau-nés infectés. • La présence de manifestations cliniques résulte dans la grande majorité des cas d’une primo-infection maternelle en cours de grossesse ou juste avant la conception. • Les séquelles neurosensorielles peuvent toucher jusqu’à 15 % des nouveau-nés normaux. • L’infection congénitale est une cause majeure des surdités d’origine non génétique de l’enfant. 6 La séroprévalence pour le CMV est très élevée, atteignant 85 %. Les manifestations cliniques de l’infection surviennent à un stade avancé d’immunodépression, caractérisé par un nombre de lymphocytes CD4+ voisin de 25/mm3 . Avant l’ère des traitements antirétroviraux combinés, 30 à 40 % des patients développaient une maladie à CMV au cours de l’évolution du sida. Ces traitements, mis en œuvre depuis 1996, conduisent à une reconstitution au moins partielle de l’immunité, ce qui a réduit de 80 % l’incidence des rétinites à CMV [28] . Les manifestations cliniques les plus fréquentes sont, par ordre décroissant, la choriorétinite (70–80 %) qui expose au risque de cécité, les atteintes gastro-intestinales (10–15 %) et les atteintes neurologiques (5–10 %) [29] . Le diagnostic de la rétinite est clinique, soit au cours de l’examen systématique du fond d’œil, répété tous les mois chez les patients ayant moins de 50 CD4/mm3 ou moins de 100 CD4/mm3 s’il existe un antécédent de rétinite, soit devant des EMC - Maladies infectieuses Infections à cytomégalovirus 8-052-C-10 manifestations oculaires unilatérales ou bilatérales, vision trouble, baisse d’acuité visuelle, déficit du champ visuel, qui motivent l’examen du fond d’œil. L’aspect au fond d’œil est caractéristique. Il montre une plage blanche, œdémateuse, hémorragique, paravasculaire, à progression centrifuge, réalisant une image en cocarde avec un centre cicatriciel et une couronne œdémateuse entourée de petits foyers qui évoluent vers la confluence. Le diagnostic peut être difficile lorsque les lésions sont à un stade précoce. L’angiographie rétinienne à la fluorescence permet habituellement de trancher, en montrant une hyperfluorescence débutant au centre de la lésion et s’étendant de façon centrifuge, sans jamais atteindre les bords de la lésion visible au fond d’œil. L’évolution spontanée se fait vers un décollement de rétine, une occlusion vasculaire avec atrophie optique. Sous traitement spécifique associé au traitement antirétroviral, une cicatrisation des lésions est obtenue. Les atteintes digestives peuvent se localiser à tous les segments du tube digestif, de la bouche à l’anus, avec une prédilection pour le côlon. À l’endoscopie, la muqueuse peut être d’aspect normal ou érythémateux, ou purpurique, avec des érosions, des ulcères plus ou moins profonds. Les ulcérations, superficielles ou profondes, sont les plus habituellement observées. Les lésions orificielles sont peu fréquentes mais des ulcérations au niveau de la bouche ou de l’anus ou du rectum ont été décrites, posant le problème d’un diagnostic différentiel avec des ulcères idiopathiques ou des ulcérations herpétiques. Les localisations neurologiques comprennent des atteintes encéphaliques, myélitiques, radiculaires, méningées, et des atteintes des troncs nerveux. Elles surviennent à un stade tardif de l’infection VIH (virus de l’immunodéficience humaine) et peuvent être difficiles à différencier de la maladie neurologique liée au VIH. Quelle que soit la localisation, l’association à des signes d’infection disséminée à CMV ou à une autre atteinte organique à CMV, en particulier une rétinite, est en faveur du diagnostic. Des hépatites, des cholécystites ou des cholangites ont également été décrites. La responsabilité du CMV dans les pneumopathies interstitielles observées au cours du sida est difficile à établir. Le CMV, fréquemment présent dans le liquide de lavage bronchoalvéolaire (LBA), est souvent associé à d’autres pathogènes, en particulier Pneumocystis jiroveci. Cependant, le CMV peut être à l’origine d’une pneumopathie interstitielle fébrile, avec toux et dyspnée, voire syndrome de détresse respiratoire aiguë. Le diagnostic repose sur un faisceau d’arguments cliniques et virologiques, et sur l’élimination d’autres étiologies telles que P. jiroveci, Toxoplasma gondii, Haemophilus influenzae. Le virus peut être responsable de sinusite, myocardite, pancréatite, d’atteintes thymiques, musculaires. Des cas de microangiopathie thrombotique ont été rapportés [29] . Receveur de greffe Chez les receveurs de greffe d’organe ou de cellules souches hématopoïétiques, en l’absence de traitement préventif, l’infection à CMV survient dans les trois premiers mois suivant la transplantation. Cette infection a des conséquences à la fois directes et indirectes. Les conséquences directes en sont les manifestations cliniques de l’infection, tandis que les conséquences indirectes liées aux interrelations complexes du CMV avec le CMH et les productions de cytokines se traduisent par la survenue d’infections opportunistes, le retentissement sur la survie du greffon et l’association à la réaction du greffon contre l’hôte (GVH). Les signes généraux de la maladie à CMV associent une fièvre d’apparition insidieuse à un malaise général, une anorexie, parfois accompagnée de myalgies ou d’arthralgies. Une fièvre prolongée, jusqu’à trois ou quatre semaines, peut être la seule manifestation de l’infection. Une leucopénie inférieure à 3000/mm3 , avec ou sans thrombopénie, est le plus souvent associée. Le syndrome mononucléosique est rare, avec 5 à 10 % de lymphocytes atypiques. Les anomalies du bilan hépatique sont fréquentes et une hépatite minime ou de sévérité modérée est présente chez 30 à 50 % des receveurs d’organe. Les signes généraux peuvent régresser spontanément ou évoluer vers une altération majeure de l’état général avec cachexie et l’atteinte d’un ou plusieurs organes. L’instauration de traitements préventifs de l’infection (prophylaxie) ou de la maladie (traitement anticipé ou preemptive therapy) a EMC - Maladies infectieuses réduit la fréquence et la gravité de la maladie à CMV dans les mois suivant la greffe. Cependant, ils peuvent en retarder la survenue après le 100e jour [30, 31] . Receveur de cellules souches hématopoïétiques Après allogreffe de cellules souches hématopoïétiques, le facteur majeur de risque d’infection et de maladie à CMV est la séropositivité vis-à-vis du CMV du receveur avant la greffe, quel que soit le statut du donneur. Les autres facteurs sont la GVH, l’intensité du déficit immunitaire, la corticothérapie, l’administration d’alemtuzumab en conditionnement ou traitement de la GVH, la greffe à partir d’un donneur non apparenté et la greffe de sang de cordon. La pneumonie interstitielle est la manifestation la plus sévère et la plus spécifique. Avant l’instauration des traitements antiviraux, elle survenait chez près d’un tiers des receveurs, avec une mortalité de 85 à 95 %. Actuellement, elle touche moins de 15 % des patients, du fait des progrès des méthodes de diagnostic précoce de l’infection à CMV et de l’instauration systématique d’un traitement anticipé. Dans un contexte fébrile, une toux, une dyspnée associée à une hypoxémie et à des infiltrats pulmonaires doivent la faire suspecter. Les autres manifestations de l’infection à CMV sont moins spécifiques. Elles comprennent la fièvre modérée et prolongée, le retard à la prise de greffe, avec leucopénie et thrombopénie par insuffisance médullaire secondaire, la colite ulcéreuse responsable de diarrhée ou l’hépatite cholestatique, parfois très difficiles à différencier d’une GVH, la cystite hémorragique, à distinguer d’une infection à BK virus. L’infection et la maladie à CMV sont beaucoup moins fréquentes après autogreffe de cellules souches hématopoïétiques, vraisemblablement du fait d’une reconstitution immunitaire plus précoce et plus efficace. Les conséquences cliniques dépendent du degré d’immunosuppression nécessité par la greffe et peuvent être sévères en cas d’irradiation corporelle totale. La fréquence des pneumonies est de 1 à 6 % [32, 33] . Receveur de transplantation d’organe Après transplantation d’organe, l’infection à CMV est l’infection virale responsable de la morbidité et de la mortalité les plus significatives. Si l’incidence de l’infection reste aux alentours de 60 % chez le receveur séropositif, elle a diminué de 30 à 10 % chez les receveurs séronégatifs [31] . En l’absence de prophylaxie, près de 60 % des receveurs séronégatifs développent une primo-infection et 30 à 50 % une maladie à CMV. Parmi les receveurs séropositifs (60 % environ), la moitié développe une infection et un quart une maladie à CMV [31] . Le risque augmente avec l’intensité de l’immunosuppression, et en particulier l’administration d’anticorps antilymphocytaires monoou polyclonaux, la survenue d’épisodes de rejet aigu conduisant à renforcer l’immunosuppression, l’importance de la charge virale circulante, l’existence de coïnfections par les virus HHV-6 et les infections bactériennes. Il varie en fonction de l’organe transplanté [34] . En l’absence de traitement antiviral, les infections symptomatiques surviennent chez 39 à 41 % des patients après transplantation pulmonaire, 50 % après greffe rein–pancréas, 22 à 29 % après greffe de foie ou de pancréas, 22 % après transplantation digestive, 9 à 35 % après transplantation cardiaque et 8 à 32 % après transplantation rénale [35] . L’introduction de nouveaux immunosuppresseurs tels que le tacrolimus et le mycophénolate–mofétil ainsi que le développement de stratégies de prophylaxie spécifique efficaces ont contribué à modifier l’épidémiologie de l’infection à CMV après transplantation d’organe. La manifestation la plus fréquente est une fièvre isolée, survenant entre le premier et le quatrième mois après la greffe, plus précoce en cas de primo-infection ou de transplantation hépatique et intestinale. Les localisations viscérales touchent volontiers l’organe transplanté, siège d’une réplication virale spécifique, mais des atteintes de tout le tractus digestif, hépatique ou pulmonaire sont également observées. La pneumopathie interstitielle est une complication particulièrement grave chez les receveurs de greffe pulmonaire ou cœur–poumon, faisant discuter une infection opportuniste ou un rejet. Les rétinites sont plus rares, plus tardives, et témoignent d’un degré avancé d’immunosuppression. L’administration d’un traitement 7 8-052-C-10 Infections à cytomégalovirus prophylactique retarde la maturation des réponses immunitaires cellulaires et la maturation des IgG. L’infection survient alors dans les six mois suivant l’arrêt de la prophylaxie. Du fait de son caractère immunosuppresseur, l’infection à CMV favorise les infections opportunistes bactériennes et fungiques, notamment les infections à P. jirovecii, et la réplication d’autres virus comme HHV-6. Elle favorise la survenue de lymphomes induits par le virus d’Epstein-Barr (EBV). Elle est associée au rejet aigu de l’organe greffé et à une diminution de la survie du greffon, avec des lésions spécifiques de l’organe greffé telles que glomérulonéphrite, athérosclérose, bronchiolite oblitérante, ductopénie biliaire. “ Point fort • Les conséquences cliniques de l’infection dépendent de l’immunité de l’individu infecté. • L’infection est bénigne en règle générale chez les individus immunocompétents. • Elle peut induire chez les patients immunodéprimés des atteintes sévères dont la nature dépend du type d’immunodépression. Diagnostic Techniques du diagnostic Prélèvements Le virus est recherché devant toute suspicion d’infection active dans le sang et dans divers prélèvements en fonction du contexte clinique (urine, sécrétions pharyngées, LBA, LCS, biopsies, col utérin, liquide amniotique, tissus fœtaux). Examen cytologique des tissus [36] Les cellules infectées sont de grande taille et possèdent des inclusions intracytoplasmiques et intranucléaires. L’aspect le plus caractéristique est celui de « l’inclusion en œil de hibou », volumineuse inclusion intranucléaire séparée de la membrane nucléaire par un halo clair. Cet examen est effectué sur des frottis, des appositions sur lames et surtout des coupes de tissu. biopsies). Elle ne permet pas l’isolement de la souche et sa mise en œuvre reste lourde. Elle tend à être abandonnée au profit des méthodes de biologie moléculaire pour le diagnostic. Détection des antigènes viraux L’antigénémie à CMV correspond à la présence de la phosphoprotéine pp65 (ppUL83) dans les noyaux des polynucléaires circulants. Elle est mise en évidence par immunofluorescence indirecte à l’aide d’anticorps monoclonaux après cytocentrifugation des leucocytes. Les résultats, exprimés en nombre de cellules positives pour 2 × 105 leucocytes examinés, sont obtenus en quatre à cinq heures. Ce test sensible n’est pas adapté aux grandes séries du fait de sa lourdeur de mise en œuvre et du délai à respecter entre prélèvement et technique (deux à trois heures) et il est en défaut chez les patients en aplasie [37] . Les antigènes intracellulaires synthétisés dans la cellule infectée à différentes étapes de la réplication virale (très précoce, précoce ou tardive) sont recherchés à l’aide d’anticorps monoclonaux spécifiques. Ces techniques manquent de sensibilité. Elles ne gardent leur intérêt que pour caractériser des cellules infectées sur coupes histologiques. Détection de l’ADN viral La détection qualitative ou quantitative du génome viral est réalisée par des techniques de polymerase chain reaction (PCR) en temps réel qui ont supplanté les techniques de PCR en point final car plus sensibles, plus précises, plus reproductibles et adaptées aux grandes séries [38] . Le risque de faux positif par contamination est également réduit. Des trousses commercialisées sont actuellement disponibles et certaines sont adaptées à une automatisation complète [39] . La mesure de la charge virale du CMV peut être effectuée à partir du sang total, du plasma ou des leucocytes. La diversité des techniques de PCR en temps réel pratiquées dans les différents laboratoires, tant pour le protocole de PCR utilisé que pour le compartiment sanguin analysé, rend les comparaisons délicates. La mise à disposition d’un standard international (WHO International Standard) permet d’exprimer les résultats en unités internationales (UI) par millilitre de sang total ou plasma, ou million de cellules [40] . Les charges virales déterminées par PCR en temps réel sont concordantes avec les mesures d’antigénémie dans la majorité des études comparant les deux techniques. Cependant, la PCR en temps réel permet de détecter l’infection plus précocement [37] . Les techniques d’hybridation in situ, peu sensibles, sont réservées aux études physiopathologiques. Elles peuvent être combinées avec la détection d’antigènes viraux ou cellulaires par immunocytochimie, ce qui permet de reconnaître des infections mixtes ou d’identifier la cellule infectée. Culture cellulaire Les cellules de choix sont les fibroblastes humains en monocouches confluentes d’au moins 48 heures. L’effet cytopathique caractéristique (ECP), observé en microscopie inversée, est constitué de foyers ovalaires de cellules augmentées de volume et réfringentes, qui progressent lentement selon le grand axe des fibroblastes. Pour confirmer la présence du virus, il est rarement nécessaire de recourir à la coloration au Giemsa qui permet d’observer des inclusions intracytoplasmiques et intranucléaires dans les cellules infectées ou à la détection d’antigènes spécifiques du virus par immunocytochimie. En pratique, un délai de huit à 20 jours est nécessaire pour observer les premiers foyers mais il peut aller jusqu’à six semaines, un entretien régulier des cultures cellulaires étant alors indispensable. Cette technique qui permet de conserver les souches virales n’est plus utilisée pour le diagnostic des infections en raison de son délai de rendu, de sa lourdeur et de sa sensibilité inférieure à celle des techniques de biologie moléculaire. La culture dite rapide associe une centrifugation des prélèvements sur les fibroblastes, et la détection par immunocytochimie, après 24 à 48 heures d’incubation, des antigènes très précoces synthétisés au cours du premier cycle de réplication virale. Cette méthode est plus sensible que l’isolement pour les prélèvements contenant du virus libre (urine par exemple) et de sensibilité équivalente pour les prélèvements contenant du virus lié aux cellules (sang, 8 Sérodiagnostic Les techniques sérologiques utilisées en pratique quotidienne sont de type immunoenzymatiques. Les tests Elisa (enzyme-linked immunosorbent assay) permettent la détection soit des anticorps totaux, soit des anticorps de type IgG ou IgM séparément. Ils sont très sensibles. De nombreuses trousses sont actuellement commercialisées. Pour la détection des IgM, les techniques d’immunocapture sont à privilégier car elles limitent le risque de réactions faussement positives liées à la présence de facteur rhumatoïde. Comme source protéique, les trousses utilisent soit des lysats de cellules infectées, mal définis sur le plan antigénique, qui comportent des protéines ayant des homologies avec les antigènes des autres herpès virus, soit des protéines recombinantes ou peptides synthétiques correspondant aux déterminants antigéniques essentiels de la réponse humorale. Du fait de la diversité de ces préparations antigéniques, des discordances entre les différents tests sont observées pour les valeurs proches du seuil. La présence d’IgM n’est pas toujours un marqueur de primoinfection récente. Ces dernières peuvent persister plusieurs mois, être détectées au cours des réactivations endogènes ou des réinfections, lors de stimulations polyclonales non spécifiques du système immunitaire induites par une autre infection ou en raison de réactions croisées. En dehors d’un contexte clinique évocateur, il n’est pas toujours facile de rattacher la détection d’IgM EMC - Maladies infectieuses Infections à cytomégalovirus 8-052-C-10 à une primo-infection récente et il est alors nécessaire d’utiliser des tests complémentaires [41] . La mesure de l’indice d’avidité des anticorps de type IgG permet de différencier une primo-infection récente d’une infection ancienne. En effet, les immunoglobulines de type IgG synthétisées lors d’une primo-infection ont une faible avidité pour l’antigène par rapport à celles synthétisées à l’occasion des infections secondaires. En pratique, on évalue la dissociation de la liaison antigène anticorps en présence d’urée. L’indice d’avidité des IgG est dans plus de 90 % des cas inférieur à 50 % dans les primo-infections récentes alors que, dans les infections anciennes et les infections secondaires, l’indice d’avidité est élevé (60–100 %). Malgré la mise sur le marché de trousses commerciales destinées à la mesure de cet indice, l’interprétation des résultats reste délicate, en particulier lorsque le taux des IgG est faible [42, 43] . charge virale sanguine à la naissance aurait un intérêt pronostique puisqu’il a été montré que parmi les nouveau-nés asymptomatiques ceux qui avaient une charge virale sanguine élevée étaient plus à risque de développer une surdité [50] . Utilisation des marqueurs diagnostiques Maladie à cytomégalovirus Infection latente Un niveau élevé de charge virale (antigénémie pp65 ou ADNémie) est en faveur d’une maladie à CMV mais un seuil permettant de distinguer infection active sans retentissement clinique et maladie est difficile à adapter aux cas individuels. Le diagnostic des atteintes du système nerveux central repose en pratique sur l’examen du LCS, la biopsie des lésions cérébrales étant rarement effectuée. La détection du génome par PCR dans le LCS est la méthode de choix, à la fois sensible et spécifique. L’intérêt de la quantification des génomes viraux présents dans le LCS reste à déterminer. Le diagnostic des atteintes digestives repose sur la confrontation des données de l’examen endoscopique avec les résultats de l’étude anatomopathologique et virologique des biopsies. Une culture virale positive ou la détection du génome par PCR, associée à la mise en évidence de cellules à inclusion ou d’antigènes viraux en immunocytochimie dans les biopsies, est en faveur de la responsabilité du CMV. Les résultats dépendent étroitement de la localisation et du nombre des biopsies. La preuve du diagnostic peut cependant n’être apportée que par la disparition des symptômes sous traitement bien conduit. Le diagnostic de pneumopathie à CMV est difficile à établir. En présence de signes radiologiques de pneumonie interstitielle, il repose sur la mise en évidence d’inclusions spécifiques dans le tissu pulmonaire. La biopsie pulmonaire est rarement réalisée, alors que les LBA sont couramment pratiqués. Le diagnostic s’appuie sur un faisceau d’arguments comprenant la présence du virus dans le LBA, l’absence d’autres agents pathogènes et la réponse au traitement. L’isolement du virus dans le LBA a une forte valeur pronostique après allogreffe de moelle puisque le risque de pneumonie interstitielle est alors de 70 % en l’absence de traitement. L’intérêt de mesurer la charge virale dans le LBA doit être évalué. Le diagnostic de rétinite à CMV est essentiellement clinique, devant des lésions caractéristiques observées à l’examen du fond d’œil. La recherche de virus par PCR à partir de l’humeur aqueuse ou de vitré est réservée aux cas atypiques. Le statut immunitaire d’un sujet vis-à-vis du CMV est établi chez les donneurs de sang, les receveurs et donneurs d’organe ou de moelle avant la greffe par la détection des anticorps totaux ou de type IgG par une technique sensible, pratiquée sur un seul échantillon de sérum. Primo-infection La démonstration de la séroconversion en est le meilleur critère. Les anticorps de type IgM sont présents dès le début des manifestations cliniques et précèdent les anticorps de type IgG de huit à dix jours. Cependant, la séroconversion peut être retardée. En l’absence de sérum précoce, la présence des anticorps de type IgM ne permet pas d’affirmer la primo-infection avec certitude. La mesure de l’indice d’avidité des anticorps de type IgG doit alors être effectuée. Elle est indispensable chez la femme enceinte pour trancher entre primo-infection récente et ancienne [41] . Chez le sujet immunocompétent, l’antigénémie est détectée pendant deux à trois semaines. L’ADNémie leucocytaire persiste dans 25 % des cas pendant une durée de six mois après la primo-infection et, au-delà de ce délai, elle n’est présente chez aucun sujet [44] . La détection de l’ADN viral dans le sang peut être utile au diagnostic en présence de signes cliniques évocateurs avant l’apparition des anticorps. Infection du fœtus et du nouveau-né Le diagnostic virologique de l’infection fœtale repose sur la détection, dans le liquide amniotique, de l’ADN viral par PCR. La spécificité de la PCR pour le diagnostic d’infection fœtale est proche de 100 % depuis que l’on utilise les techniques de PCR en temps réel. Sa sensibilité est supérieure à 95 % lorsque la ponction amniotique est réalisée après 21 semaines d’aménorrhée (terme après lequel la maturation du système urinaire fœtal est acquise) et au moins sept semaines après la primo-infection maternelle [45] . Quelques faux négatifs du diagnostic prénatal, dus à un passage tardif du virus au fœtus, celui-ci n’étant pas encore infecté au moment où l’amniocentèse est réalisée, ont été rapportés. Aucun de ces cas n’a cependant été décrit comme symptomatique à la naissance [46] . Le diagnostic d’infection fœtale est insuffisant pour prédire si le nouveau-né aura des manifestations cliniques de cette infection. La valeur prédictive de la charge virale dans le liquide amniotique reste controversée. Lorsque le diagnostic d’infection fœtale est établi, certains pratiquent une ponction de sang fœtal pour mesurer l’ADNémie fœtale et les plaquettes fœtales dont la valeur pronostique a été démontrée dans deux études [47, 48] . Le suivi échographique à la recherche d’anomalies fœtales ou placentaires est indispensable. Chez le nouveau-né, la méthode diagnostique de référence est la détection du virus par culture ou de l’ADN viral par PCR dans les urines prélevées dans les 15 premiers jours de vie. La recherche de l’ADN viral par PCR dans la salive prélevée dans les premiers jours de vie est une alternative qui a démontré une spécificité et une sensibilité équivalente à la PCR dans les urines [49] . La détection de l’ADNémie ne permet de dépister que 80 % des nouveau-nés infectés. La mesure de la EMC - Maladies infectieuses Diagnostic rétrospectif de l’infection congénitale à cytomégalovirus chez l’enfant Lorsqu’un jeune enfant a des signes cliniques compatibles avec une infection congénitale à CMV (signes neurologiques ou surdité), un diagnostic rétrospectif de l’infection peut être effectué par PCR à partir du sang séché conservé sur les cartes de Guthrie [51] . La sensibilité de cette méthode diagnostique varie largement (30–100 %) selon les études. Cela pourrait s’expliquer par des différences dans les protocoles de PCR utilisés et dans les caractéristiques des populations étudiées [52] . Suivi virologique du patient immunodéprimé La surveillance des marqueurs de dissémination sanguine du virus, qui précède et/ou accompagne le développement d’une atteinte viscérale, constitue l’élément majeur du suivi virologique. D’autres prélèvements sont pratiqués en fonction des signes d’appel. Il existe une corrélation positive entre un haut niveau de charge virale, son augmentation rapide et l’apparition d’une maladie à CMV. La surveillance de la charge virale circulante permet ainsi de prédire la survenue d’une localisation viscérale et d’initier un traitement anticipé, et également d’évaluer la réponse au traitement. Sous traitement antiviral efficace, une réduction de moitié du niveau de l’ADNémie est obtenue en un à deux jours et celle-ci devient indétectable en 15 à 21 jours. Ce délai dépend cependant de la charge virale initiale [53] . Une décroissance lente de la charge virale peut être associée à une récurrence à l’arrêt du traitement, beaucoup plus rarement à une résistance. L’antigénémie devient indétectable en dix à 15 jours après parfois une élévation transitoire. Chez les receveurs d’allogreffe, quel que soit le type de transplantation, une surveillance hebdomadaire de la charge virale est instituée après la greffe et poursuivie au 9 8-052-C-10 Infections à cytomégalovirus moins les trois premiers mois. Le choix de la méthode dépend de la pratique du laboratoire. Du fait de la variété des méthodes de quantification proposées, il est préférable de conserver la même technique de quantification tout au long du suivi. Il existe une corrélation entre les valeurs d’antigénémie et la charge virale dans le sang total ou les leucocytes mais cette corrélation n’est pas linéaire. En transplantation rénale et hépatique, le seuil de charge virale de 10 000 copies par millilitre de sang total ou par 5 × 105 leucocytes utilisé pour initier un traitement correspond à 25 à 50 cellules pp65-positives. Après greffe de cellules souches hématopoïétiques, compte tenu de la mortalité associée à la pneumonie à CMV, le traitement est initié dès la certitude d’une infection active, à partir de 1000 copies/ml ou dès la première antigénémie. La décroissance de la charge virale sous traitement est un élément d’évaluation de la réponse au traitement. La place des tests de mesure de l’immunité cellulaire anti-CMV dans la prédiction de l’infection active et de la réponse au traitement reste à documenter [54] . Au cours du sida, une surveillance virologique n’est en pratique nécessaire que chez les patients dont le nombre de lymphocytes CD4+ est inférieur à 100/mm3 , voire 50/mm3 . Différenciation des souches et génotypage La technique de référence pour différencier des souches est l’analyse du polymorphisme de restriction de la totalité du génome, méthode longue, fastidieuse et difficile. Des méthodes plus rapides, se limitant à l’analyse du polymorphisme de régions variables comme la séquence « a » dans la zone de jonction, les régions UL11-13 codant des glycoprotéines, le gène UL4 ou les microsatellites ont été décrites. C’est ainsi que la preuve de la transmission d’une souche d’un patient à un autre a pu être apportée dans deux études et le rôle des réinfections après greffe de foie ou de rein a été confirmé. Les infections multiples, démontrées chez différents groupes d’individus comme les patients infectés par le VIH, les receveurs d’allogreffe ou des enfants fréquentant les crèches, ne sont pas exceptionnelles. Des tentatives de regroupement des souches en génotypes ont été réalisées, à partir des séquences de différents gènes, le fragment du gène UL55 qui code la zone de clivage de la glycoprotéine B (gB) étant le plus communément étudié [55] . Cette classification simplifiée n’a pas permis à ce jour d’identifier un lien entre le génotype et la nature ou la sévérité des manifestations cliniques. La co-infection par des génotypes différents chez les patients transplantés est cependant un facteur d’échappement au traitement antiviral. Une approche plus récente combinant le génotypage de deux régions de la glycoprotéine B, de la gH et de la gN permet de différencier plus Pro-médicaments ValACV ValGCV CMX001 ACV GCV CDV Kinases cellulaires UL97 GCVp ACVp finement les souches et a permis d’identifier des phénomènes de recombinaison intragénique au sein de la glycoprotéine B, dont l’impact est à ce jour inconnu [10] . Traitement et prévention Molécules à activité antivirale Molécules antivirales disponibles Les antiviraux systémiques actuellement disponibles, le ganciclovir, son promédicament le valganciclovir, le foscarnet et le cidofovir sont des inhibiteurs de l’ADN polymérase virale et sont sans effet sur le virus latent (Fig. 4, 5). Un inhibiteur des ARN messagers très précoces, le fomivirsen, indisponible en France, est indiqué en traitement local des rétinites. L’aciclovir et son promédicament, le valaciclovir, sont utilisés uniquement en prophylaxie. Le ganciclovir est le plus largement utilisé. Analogue de la désoxyguanosine, il est actif dans les cellules infectées sous forme triphosphate. La première phosphorylation, assurée par la protéine kinase virale pUL97, est l’étape limitant son activité. Les phosphorylations suivantes sont catalysées par des kinases cellulaires. Le ganciclovir peut être administré par voie veineuse (intraveineuse) et par voie intravitréenne. Le valganciclovir, dérivé L-valyl-ester du ganciclovir, est administré par voie orale et permet d’atteindre des concentrations plasmatiques de ganciclovir équivalant celles obtenues avec le ganciclovir par voie intraveineuse. Le principal effet indésirable du ganciclovir est sa toxicité hématologique, qui se manifeste par l’apparition d’une neutropénie, plus rarement d’une thrombopénie et, en cas d’utilisation prolongée, d’une anémie. Sa concentration inhibitrice 50 % (CI50 ) sur les souches sensibles est comprise entre 2,5 et 8 M selon les méthodes. Le foscarnet, actif sans métabolisme préalable, est un analogue des pyrophosphates, qui bloque le relargage des pyrophosphates par l’ADN polymérase virale. Il s’administre en perfusion lente (1,5–2 heures). Sa toxicité est essentiellement rénale, imposant une hydratation d’au moins un litre de sérum physiologique et la surveillance régulière de la fonction rénale. Il est souvent préféré au ganciclovir chez les patients neutropéniques. Sa CI50 sur les souches sensibles est comprise entre 40 et 400 M selon les méthodes. Le cidofovir, analogue nucléotidique de la cytidine, actif dans la cellule infectée après deux phosphorylations par des enzymes cellulaires, est un puissant inhibiteur de l’ADN polymérase virale, comme en témoigne une CI50 de 0,5 à 1 M sur les souches sensibles. Il est administré en perfusion d’une durée d’une heure. Sa demivie longue autorise une administration hebdomadaire. Sa toxicité rénale peut conduire à une destruction tubulaire proximale et justifie une hydratation saline de un à deux litres de sérum Foscarnet Figure 4. Mécanismes d’action des antiviraux. Le ganciclovir (GCV), le cidofovir (CDV) et le foscarnet sont les antiviraux actifs sur le cytomégalovirus actuellement disponibles. Le valaciclovir (ValACV) n’est utilisé qu’en prophylaxie. La protéine kinase UL97 du cytomégalovirus phosphoryle le ganciclovir et moins efficacement l’aciclovir (ACV), et les phosphorylations suivantes sont effectuées par les kinases cellulaires. Les formes mono-, di- et triphophorylées sont indiquées par les suffixes p, pp et ppp respectivement. UL97 : protéine kinase UL97. ADN : acide désoxyribonucléique ; ValGCV : valganciclovir ; CMX001 : brincidofovir, conjugué lipidique du cidofovir. Kinases cellulaires ACVppp GCVppp CDVpp ADN polymérase UL54 10 EMC - Maladies infectieuses Infections à cytomégalovirus 8-052-C-10 Figure 5. Cibles des inhibiteurs du cytomégalovirus humain et leur rôle dans le cycle viral. pUL54 est l’acide désoxyribonucléique (ADN) polymérase virale, cible du ganciclovir, de l’aciclovir, du cidofovir et du foscarnet. pUL97 agit à deux niveaux au moins dans le cycle viral : elle déclenche l’initiation de la synthèse d’ADN viral, en phosphorylant la protéine accessoire pUL44 (encart), puis, plus tard dans le cycle, elle favorise la sortie du noyau des capsides néoformées, d’une part en déclenchant, via la protéine cellulaire p32, la dislocation de la lamina, et d’autre part en inhibant la tégumentation intranucléaire, via la phosphorylation de pp65 (pUL83) qui empêche l’agrégation de cette protéine. pUL27 interagit à ce niveau avec pUL97 qui est la cible du maribavir. Le complexe terminase clive les génomes viraux et les insère dans les capsides néoformées. Il est la cible du létermovir. physiologique, l’administration de 4 g de probénécide répartie le jour de la perfusion et le contrôle de la fonction rénale avant chaque administration par dosage de la créatininémie et recherche de protéinurie. Une neutropénie est également possible. Cette toxicité fait réserver le cidofovir aux échecs du ganciclovir et du foscarnet. Le fomivirsen est un ARN antisens de 21 nucléotides inhibant spécifiquement les ARN messagers des gènes très précoces majeurs. Du fait de sa mauvaise biodisponibilité, il est utilisé en traitement local, par injections intraoculaires, des rétinites à CMV. Nouvelles molécules antivirales [34, 56] (Fig. 5) Le maribavir, benzimidazole L-riboside, interagit avec la protéine kinase UL97 et inhibe la sortie des nucléocapsides hors du noyau. Cette molécule peu toxique, directement active dans la cellule infectée, est administrée par voie orale. Sa CI50 , de l’ordre de 0,15 M, est inférieure à celle du ganciclovir. Après un essai prometteur de phase II, les essais de phase III en prévention de l’infection à CMV chez des receveurs d’allogreffe de cellules souches hématopoïétiques et des receveurs de greffe de foie n’ont pas montré d’efficacité du maribavir en prophylaxie avec une posologie faible [57] . Il est administré à des posologies supérieures (400 à 800 mg 2 fois/j) chez des patients en impasse thérapeutique. L’efficacité de ces traitements est variable et des mutations de résistance peuvent être sélectionnées [58] . Le brincidofovir, conjugué lipidique du cidofovir, CMX001, a une activité antivirale plus puissante que celle du cidofovir associée à une absence de toxicité rénale et à une biodisponibilité élevée, permettant son administration par voie orale. Du fait de sa longue demi-vie, il peut être administré une ou deux fois par semaine. Son efficacité et sa tolérance ont été évaluées chez des receveurs de cellules hématopoïétiques en prévention de l’infection à CMV [59] . Cette molécule est actuellement en essais de phase III. Le létermovir est un représentant d’une nouvelle classe d’inhibiteurs non nucléosidiques, les 3-4-dihydroquinazolines. Il inhibe la sous-unité pUL56 du complexe viral terminase. In vitro, le létermovir est un inhibiteur puissant de la réplication du CMV avec des CI50 voisines de 5 nM. Les essais de phase II ont montré une bonne tolérance au produit qui est actuellement en essai de phase III [60] . EMC - Maladies infectieuses Autres molécules L’artésunate, un antipaludéen, inhibe in vitro la réplication du CMV en modifiant le métabolisme cellulaire et en bloquant la synthèse de protéines transactivatrices cellulaires en particulier Sp-1 et NF-kappa B. Un essai de phase III de traitement anticipé de l’infection à CMV chez des receveurs de cellules souches hématopoïétiques montre des résultats variables [61] . Quelques patients, en échec thérapeutique, ont reçu de l’artésunate et une réduction de la charge virale a été observée chez certains d’entre eux. Le léflunomide, médicament utilisé dans le traitement de l’arthrite rhumatoïde, a des propriétés immunosuppressives et anti-inflammatoires. Son activité anti-CMV, démontrée in vitro, résulte d’une interférence avec l’assemblage du virion. Une activité antivirale variable a été observée chez des patients traités [34, 62] . Le sirolimus et l’éverolimus sont des immunodépresseurs, inhibiteurs de mTOR. Leur administration est associée à une moindre incidence de l’infection à CMV chez les receveurs d’allogreffe d’organe ou de cellules souches hématopoïétiques et à une diminution de la charge virale CMV. Le mécanisme de cette activité antivirale observée n’est pas connu [34, 62] . “ Point fort • Les antiviraux disponibles actifs sur le cytomégalovirus sont des inhibiteurs de l’ADN polymérase dont la toxicité interdit l’emploi chez la femme enceinte. • De nouvelles molécules, actuellement à l’étude (essais de phase III), sont prometteuses en termes d’efficacité et de tolérance. Prise en charge thérapeutique Infection maternofœtale Un des principaux facteurs de risque de la primo-infection maternelle est la prise en charge à la maison d’un enfant de moins 11 8-052-C-10 Infections à cytomégalovirus de 6 ans. La prévention de cette infection passe par des règles simples d’hygiène telles que se laver les mains après avoir changé la couche, nourri, baigné, mouché son enfant, ne pas partager de cuillères, nettoyer les jouets, etc. Ces règles sont efficaces mais difficiles à appliquer en pratique. En France, le rapport de l’Agence nationale d’accréditation et d’évaluation en santé (Anaes) de 2004 préconise que les femmes enceintes soient instruites des mesures d’hygiène universelles à respecter pendant la grossesse. Il n’existe aucun traitement validé de l’infection congénitale à CMV pendant la grossesse. Le ganciclovir, le foscarnet et le cidofovir sont contre-indiqués en raison de leur toxicité. Le valaciclovir, bien toléré, a une bonne biodisponibilité chez la femme enceinte et chez le fœtus. Une étude randomisée évaluant l’efficacité du valaciclovir dans l’infection maternofœtale est en cours. Une étude pilote avait suggéré l’efficacité de l’injection d’immunoglobulines hyperimmunes sur la transmission du virus au fœtus ainsi que sur la sévérité de l’atteinte fœtale [63] . Ces résultats n’ont pas été confirmés par une étude randomisée italienne qui montre l’absence d’efficacité de ce traitement [64] . Une autre étude randomisée est actuellement en cours aux États-Unis. Le bénéfice d’un traitement antiviral néonatal par le ganciclovir sur le handicap sensoriel ou psychomoteur est suggéré par deux études randomisées. Une première étude chez des nouveau-nés ayant une atteinte du système nerveux central avait montré une amélioration ou une stabilisation de l’audition à six mois chez 81 % (21/25) des enfants traités pendant six semaines par ganciclovir par voie intraveineuse alors qu’une amélioration ou une stabilisation de l’audition n’était constatée que chez 59 % (10/17) dans le bras contrôle [65] . Depuis, l’administration du traitement a été grandement facilitée par la mise sur le marché du sirop de valganciclovir dont la tolérance hématologique est satisfaisante chez plus de 60 % des nouveau-nés traités. En pratique, les nouveau-nés infectés et symptomatiques, notamment ceux ayant un déficit auditif, sont de plus en plus souvent traités par une cure de six semaines de valganciclovir. Par ailleurs, le bénéfice sur l’audition et l’acquisition du langage d’un traitement prolongé par le valganciclovir est suggéré par les premiers résultats d’un deuxième essai randomisé qui comparait l’efficacité du valganciclovir administré pendant six semaines ou pendant six mois [66] . Patient infecté par le virus de l’immunodéficience humaine La rétinite nécessite l’instauration rapide du traitement spécifique. Un traitement antirétroviral efficace doit être instauré dans un délai de 15 jours. Le traitement de première intention est le valganciclovir (900 mg deux fois par jour) pendant trois semaines [67] . En cas d’atteinte centrale de la rétine ou de foyers étendus, le ganciclovir par voie intraveineuse (5 mg/kg/12 heures) ou le foscarnet (90 à 100 mg/kg/12 heures) pendant deux ou trois semaines sont indiqués. Des injections intravitréennes de ganciclovir peuvent être proposées. Elles doivent être associées à un traitement par voie générale comme le valganciclovir pour éviter la survenue d’une atteinte de l’œil controlatéral ou les manifestations extraoculaires de l’infection. Le traitement d’entretien s’impose pour éviter la rechute de la rétinite dans un délai de 20 à 30 jours après la fin du traitement d’attaque. Le valganciclovir, à la posologie de 900 mg en une prise par jour, est le plus communément utilisé. Le foscarnet est administré en entretien à raison d’une perfusion par jour (120 mg/kg). La durée du traitement d’entretien est conditionnée par le niveau de restauration immunitaire induit par les traitements antirétroviraux. L’arrêt du traitement d’entretien est possible quand le nombre de lymphocytes T CD4+ s’élève audessus de 100/mm3 depuis au moins trois mois [67] . La reprise du traitement d’entretien doit être envisagée en cas d’échec du traitement antirétroviral. Le traitement des atteintes digestives fait appel au ganciclovir ou au foscarnet. Le valganciclovir peut être proposé en l’absence de troubles de l’absorption. Les rechutes sont moins fréquentes que dans les rétinites, aussi la nécessité d’un traitement d’entretien est à discuter au cas par cas. Les atteintes du système nerveux central sont particulièrement difficiles à traiter. L’association de ganciclovir et foscarnet, démontrée synergique in vitro, est proposée. La prévention de la maladie par l’administration de valganciclovir chez des patients ayant 12 un nombre de lymphocytes T CD4+ inférieur à 100/mm3 et une ADNémie CMV supérieure à 1000 copies/ml peut être discutée au cas par cas [68] . Receveur de greffe Stratégies de prévention de l’infection ou de la maladie Elles sont mises en œuvre en transplantation selon des recommandations internationales réactualisées régulièrement [34, 54, 69] . La prophylaxie consiste à administrer un traitement antiviral après la greffe pour prévenir l’infection active. Le traitement anticipé est institué dès que le niveau de la charge virale atteint un seuil prédéfini indiquant un risque élevé de survenue de manifestations cliniques. Cette stratégie nécessite une surveillance virologique régulière du patient et impose de définir les seuils d’antigénémie ou d’ADNémie pour chaque type de greffe afin d’initier sans retard le traitement. Le choix entre traitement prophylactique ou anticipé ne fait pas l’objet d’un consensus. La prophylaxie a considérablement amélioré le pronostic des transplantations d’organe, diminuant le risque de maladie à CMV dans les mois suivant la greffe et le risque de rejet aigu [70] . Elle représente la prévention de choix chez les receveurs de greffe d’organe à haut risque de maladie à CMV. Cependant, l’utilisation d’une prophylaxie systématique risque de générer le traitement par excès de patients à risque moindre. La prophylaxie retarde la maturation des défenses immunitaires anti-CMV, en particulier le ganciclovir. Elle retarde l’apparition des manifestations cliniques qui ont parfois une symptomatologie atypique. Enfin, elle augmente la durée d’exposition à l’antiviral, augmentant donc le risque d’effets toxiques et d’une éventuelle émergence de résistance du CMV aux antiviraux. Greffe d’organe. Après transplantation d’organe, la prophylaxie antivirale est recommandée chez les receveurs à haut risque de maladie à CMV comme les receveurs de poumon et d’intestin, les receveurs séronégatifs avec donneur séropositif (D+/R–), les patients recevant des immunoglobulines antilymphocytaires ou un conditionnement très immunosuppresseur [34, 54] . Une durée de prophylaxie de trois mois expose le receveur au risque de maladie à CMV tardive (survenant au-delà du 100e jour après greffe). Chez les D+/R–, il est proposé de prolonger la durée à six mois pour les greffes de rein, de foie et de cœur, et de six à 12 mois pour les greffes de poumon [71, 72] . Chez les R+, quel que soit le statut du donneur, la durée de trois mois est habituelle pour les greffes de rein, de foie, de pancréas et de cœur. Elle peut être prolongée chez les patients qui reçoivent un traitement immunosuppresseur puissant et chez les receveurs de greffe d’intestin ou de poumon. Après l’utilisation successivement du ganciclovir par voie intraveineuse (5 mg/kg par jour), du ganciclovir oral (1000 mg × 3 fois/j) puis du valaciclovir [73] , le valganciclovir (900 mg/j) est la molécule de choix pour la prophylaxie après greffe d’organe. L’alternative, utilisée chez les receveurs d’organe séropositifs avant greffe, à moindre risque de maladie à CMV, est le traitement anticipé. Chez les receveurs de greffe de rein ou de foie, les recommandations consensuelles actuelles sont d’utiliser indifféremment traitement anticipé ou prophylaxie. L’évaluation de la réponse immunitaire cellulaire spécifique CD4+ et CD8+ pourrait permettre de reconnaître les patients les plus à risque de maladie sévère et guider les modalités de la prophylaxie et du traitement anticipé [74] . Cependant, la diversité des méthodes utilisées rend actuellement délicates l’interprétation et la comparaison des résultats obtenus. De larges études sont nécessaires pour définir les seuils de lymphocytes spécifiques qui permettraient d’établir une stratification des risques. Greffe de cellules souches hématopoïétiques. L’utilisation du ganciclovir en prophylaxie est obérée par la toxicité hématologique de la molécule. Le valaciclovir (2 g/j) en relais de l’aciclovir par voie intraveineuse (500 mg/m2 ) limite plus efficacement que l’aciclovir oral les épisodes d’infection clinique ou subclinique (28 % versus 40 %, respectivement). Le valaciclovir est donc indiqué en prophylaxie après allogreffe de cellules souches hématopoïétiques, en remplacement de l’aciclovir et en alternative au ganciclovir [75] . Cette prophylaxie par valaciclovir, dont l’activité anti-CMV est faible, doit s’accompagner de la surveillance au moins hebdomadaire de la charge virale en vue d’administrer un traitement anticipé [69] . Le ganciclovir par EMC - Maladies infectieuses Infections à cytomégalovirus 8-052-C-10 voie intraveineuse en l’absence de contre-indication et le foscarnet sont proposés en première ligne du traitement anticipé, le cidofovir en deuxième ligne. Le valganciclovir, administré à dose curative (900 mg × 2/j), est utilisé chez des receveurs qui ont un risque faible de développer des manifestations sévères de maladie à CMV. Après la greffe, plusieurs facteurs concourent à l’altération ou au retard de maturation des défenses cellulaires spécifiques essentielles au contrôle de l’infection comme le traitement immunosuppresseur, l’infection à CMV elle-même. Dans ce contexte ont été développés des essais d’immunothérapie adoptive, par transfert du donneur au receveur de lymphocytes T réactifs visà-vis du CMV. Ce type de traitement expérimental est onéreux et encore difficilement accessible [76, 77] . Traitement de la maladie à cytomégalovirus Il consiste en première intention en l’administration de ganciclovir par voie intraveineuse (5 mg/kg/12 heures), associée si possible en cas d’atteinte sévère à une diminution du traitement immunosuppresseur. Le foscarnet est administré si le ganciclovir est contre-indiqué. Chez les receveurs de greffe de cellules souches hématopoïétiques, le traitement de la pneumopathie interstitielle associe le ganciclovir par voie intraveineuse à l’administration de gammaglobulines polyvalentes à 0,5 g/kg. Le valganciclovir est une alternative au ganciclovir par voie intraveineuse. Cependant, les doses de valganciclovir à utiliser chez les patients ayant des troubles de l’absorption, ainsi que l’efficacité des traitements à dose réduite après adaptation posologique en cas d’insuffisance rénale, restent à définir. La durée du traitement est déterminée par le suivi de la charge virale. Le traitement est poursuivi jusqu’à ce que la charge virale soit indétectable ou inférieure au seuil de quantification à partir d’un ou deux prélèvements consécutifs avec une durée minimum de 14 jours [54–69] . Résistance aux antiviraux Étude de la sensibilité des souches aux antiviraux Les deux approches, phénotypique et génotypique, sont complémentaires. L’étude phénotypique repose sur la mesure des concentrations d’antiviral inhibant de 50 % (CI50 ) la réplication virale. La méthode de référence est la réduction du nombre de foyers d’effet cytopathique après inoculation du virus sur fibroblastes embryonnaires humains en présence de concentrations croissantes de l’antiviral à tester [62] . Des méthodes alternatives qui mesurent la réduction de la production d’antigènes tardifs ou la réduction de la synthèse des génomes viraux par PCR en temps réel sont proposées [78] . L’isolement du virus et la constitution d’un stock, indispensables à la mise en œuvre des méthodes phénotypiques nécessitent trois à quatre semaines. De plus, du fait de la diversité des méthodes utilisées et de la difficulté de leur standardisation, l’utilisation d’un index de sensibilité ou IS50 , défini comme la CI50 de la souche étudiée rapportée à celle d’une souche sensible de référence, testée au cours de la même manipulation, ou à la moyenne des CI50 d’un panel d’isolats sensibles testés dans le même laboratoire, est proposée. Un isolat est considéré comme résistant lorsque son IS50 est supérieur ou égal à 3. Ces difficultés d’interprétation soulignent la nécessité de disposer d’un isolat avant traitement. Le génotype, caractérisé par les mutations de résistance aux antiviraux, peut être établi à partir de l’ADN extrait soit des isolats, soit directement des prélèvements. Les modifications de la protéine kinase UL97 sont en règle générale les premières à apparaître sous pression de sélection par le ganciclovir [62] . Lors des traitements prolongés par le ganciclovir, des mutations d’UL54 s’ajoutent aux mutations d’UL97, ce qui confère un haut niveau de résistance au ganciclovir et une résistance croisée au cidofovir [79] . Les mutations de résistance au foscarnet ou au cidofovir sont localisées sur le gène UL54. Les mutations d’UL54 induisent, en fonction de leur localisation sur le gène, une résistance à un, deux ou aux trois antiviraux [62, 80] . L’interprétation de ces mutations de résistance ne peut se faire qu’en tenant compte du polymorphisme naturel du gène [62] . Les mutations d’UL97 les plus fréquentes peuvent être détectées par EMC - Maladies infectieuses des méthodes rapides, basées sur l’étude du polymorphisme de restriction de fragments amplifiés. La méthode de référence est le séquençage des gènes d’intérêt UL97 et UL54. Cette méthode ne détecte les populations minoritaires que si elles représentent au moins 15 à 20 % de la population virale totale. Les techniques de séquençage profond qui se développent sont capables d’identifier des sous-populations de mutants très minoritaires (1 % de la population totale) et peuvent permettre d’anticiper l’émergence de mutants majoritaires et donc l’échec du traitement [81] . Émergence de la résistance Les facteurs qui favorisent l’émergence de la résistance du CMV aux antiviraux sont notamment la durée des traitements, un haut niveau de charge virale et la persistance de la réplication sous traitement qui peut résulter d’un manque de puissance antivirale du traitement et/ou de la sévérité de l’immunodépression de l’hôte. Chez les patients infectés par le VIH à un stade d’immunodépression profonde et prolongée (nombre de lymphocytes CD4+ < 100 ou même 50/mm3 ), l’incidence de la résistance du CMV aux antiviraux était de plus de 20 % après un an de traitement. Depuis l’introduction des traitements antirétroviraux combinés, l’incidence de la résistance n’excède pas 5 %. Chez les receveurs d’organe solide, l’incidence de la résistance dépend du statut sérologique vis-à-vis du CMV du couple donneur/receveur. Les receveurs particulièrement à risque de développer une résistance sont les D+/R– car les souches résistantes bien caractérisées ont été isolées au cours de primo-infections à de rares exceptions près. L’incidence de la résistance dépend de l’organe greffé et du traitement immunosuppresseur administré. Elle est habituellement de 5 à 10 % et peut atteindre 27 % chez les receveurs de poumon séronégatifs avant greffe [82, 83] . Chez les receveurs d’allogreffe de cellules souches hématopoïétiques, l’incidence de la résistance est plus faible, voisine de 2 à 3 % en dehors des receveurs de greffe haplo-identique chez lesquels elle atteint 14,5 % [82, 84, 85] . Le risque d’émergence de la résistance après traitement prophylactique chez les receveurs d’organe paraît faible. Cependant, la prophylaxie par valaciclovir a conduit à la sélection rapide d’un mutant résistant au ganciclovir chez un receveur de greffe de rein [86, 87] , les mutations de UL97 induisant une résistance croisée au ganciclovir et au valaciclovir [88] . “ Point fort • La résistance est une des causes d’échec du traitement. • Elle peut conduire à une impasse thérapeutique lorsque des mutations du gène UL54 induisent une résistance croisée aux inhibiteurs de l’ADN polymérase virale ou lorsque les antiviraux alternatifs sont contre-indiqués. Vaccination La mise au point d’un vaccin a pour but de réduire la transmission maternofœtale du virus et de limiter chez les receveurs d’allogreffe le recours aux traitements antiviraux. Un candidat vaccin sous forme de glycoprotéine B recombinante associé à l’adjuvant MF59 a fait l’objet de deux études de phase II randomisées contre placebo. La première a été menée chez 441 femmes séronégatives qui avaient accouché dans l’année précédant l’essai [89] . L’efficacité du vaccin, évaluée sur un suivi de 42 mois, a été de 50 %. La seconde a concerné des patients en attente d’allogreffe de rein ou de foie [90] . Après greffe, une réduction de la durée des épisodes de virémie et de la durée du traitement antiviral a été observée chez les receveurs de greffe vaccinés par rapport aux receveurs qui avaient reçu le placebo. Un vaccin thérapeutique constitué de deux plasmides codant 13 8-052-C-10 Infections à cytomégalovirus respectivement la glycoprotéine B et la pp65 a fait l’objet d’un essai randomisé de phase II chez des receveurs de cellules souches hématopoïétiques séropositifs vis-à-vis du CMV [91] . Le vaccin a été administré en quatre injections, la première avant greffe et les suivantes à un, trois et six mois après greffe. Les épisodes de réactivation ont été moins nombreux chez les patients vaccinés et ils ont été de moindre durée. Cependant, aucune différence n’a été observée entre les receveurs vaccinés et le groupe témoin en ce qui concerne les pourcentages d’épisodes qui ont nécessité un traitement antiviral. “ Points essentiels • L’infection à CMV est ubiquitaire. • La séroprévalence est fonction des conditions socioéconomiques. • Le virus persiste à l’état latent chez l’hôte après la primoinfection. • Des infections secondaires par réactivation du virus endogène et réinfection par de nouvelles souches sont possibles. • Pathogène majeur chez l’hôte immunodéprimé, le fœtus et le nouveau-né infecté in utero, il est responsable d’infections inapparentes ou bénignes chez l’hôte immunocompétent. • L’immunité cellulaire spécifique joue un rôle majeur dans le contrôle de l’infection. Déclaration d’intérêts : les auteurs déclarent ne pas avoir de liens d’intérêts en relation avec cet article. Références [1] [2] [3] [4] [5] [6] [7] [8] [9] 14 Rowe WP, Hartley JW, Watermans Turner HC, Huebner RJ. Cytopathic agent resembling human salivary gland virus recovered from tissue cultures of human adenoids. Proc Soc Exp Biol Med 1956;92:418–24. Weller TH, Hanshaw JB, Scott DM. Serologic differentiation of viruses responsible for cytomegalic inclusion disease. Virology 1960;12:130–2. Chee MS, Bankier AT, Beck S, Bohni C, Broxn R, Cerny R, et al. Analysis of the protein-coding content of the sequence of human cytomegalovirus strain AD169. In: McDougall JK, editor. Current topics in microbiology and immunology. Vol 154 Cytomegaloviruses. Heidelberg: Springer-Verlag; 1990. p. 125–69. Cha TA, Tom E, Kemble GW, Duke GM, Mocarski ES, Spaete RR. Human cytomegalovirus clinical isolates carry at least 19 genes not found in laboratory strains. J Virol 1996;70:78–83. Michelson S. Cytomégalovirus. Cycle lytique. In: Maréchal V, Ségondy M, Nicolas JC, editors. Les herpès virus humains, clinique, biologie, diagnostic. Paris: Elsevier; 1999. p. 209–36. Mach M, Osinski K, Kropff B, Schloetzer-Schrehardt U, Krzyzaniak M, Britt W. The carboxy-terminal domain of glycoprotein N of human cytomegalovirus is required for virion morphogenesis. J Virol 2007;81:5212–24. Gouarin S, Palmer P, Cointe D, Rogez S, Vabret A, Rozenberg F, et al. Congenital HCMV infection: a collaborative and comparative study of virus detection in amniotic fluid by culture and by PCR. J Clin Virol 2001;21:47–55. Lepoutre A, Antona D, Fonteneau L, Halftermeyer-Zhou F, Baudon C, Dorléans F, et al. Séroprévalence des maladies à prévention vaccinale et de cinq autres maladies infectieuses en France. Résultats de deux enquêtes nationales : 2008-2010. Bull Epidemiol Hebd 2013;(41–42):526–34. Kenneson A, Cannon MJ. Review and meta-analysis of the epidemiology of congenital cytomegalovirus (CMV) infection. Rev Med Virol 2007;17:253–76. [10] Grosjean J, Trapes L, Hantz S, Mengelle C, Virey B, Undreiner F, et al. Human cytomegalovirus quantification in toddlers saliva from day care centers and emergency unit: a feasibility study. J Clin Virol 2014;61:371–7. [11] Kekre N, Tokessy M, Mallick R, McDiarmid S, Huebsh l, Bredesopn C, et al. Is cytomegalovirus testing of blood products still needed for hematopoietic stem cell transplant recipients in the era of universal leukoreduction? Biol Bone Marrow Transplant 2013;19:1719–24. [12] Demmler GJ, Yow MD, Spector SA, Reis SG, Brady MT, Anderson DC, et al. Nosocomial cytomegalovirus infection within two hospitals caring for infants and children. J Infect Dis 1987;156:9–16. [13] Adler SP. Cytomegalovirus and child day care: risk factors for maternal infection. Pediatr Infect Dis J 1991;10:590–4. [14] Sinzger C, Grefte A, Plachter B, Grouw AS, The TH, Jahn G. Fibroblasts, epithelial cells, endothelial cells and smooth muscle cells are major targets of human cytomegalovirus infection in lung and gastrointestinal tissues. J Gen Virol 1995;76:741–50. [15] Bentz GL, Jarquin-Pardo M, Chang G, Smith SM, Sinzger C, Yurochko AD. Human cytomegalovirus (HCMV) infection of endothelial cells promotes naive monocyte extravasation and transfer of productive virus to enhance hematogenous dissemination of HCMV. J Virol 2006;80:11539–55. [16] Söderberg-Naucler C, Fish KN, Nelson JA. Reactivation of latent human cytomegalovirus by allogeneic stimulation of blood cells from healthy donors. Cell 1997;91:119–22. [17] Sinclair J, Sissons P. Latency and reactivation of human cytomegalovirus. J Gen Virol 2006;87:1763–79. [18] Söderberg-Naucler C. Does cytomegalovirus play a causative role in the development of various inflammatory diseases and cancer? J Intern Med 2006;259:219–46. [19] Walter EA, Greenberg PD, Gilbert MJ, Finch RJ, Watanabe KS, Thomas ED, et al. Reconstitution of cellular immunity against cytomegalovirus in recipients of allogeneic bone marrow by transfer of T-cell clones from the donor. N Engl J Med 1995;333:1038–44. [20] Lin A, Xu H, Yan W. Modulation of HLA expression in human cytomegalovirus immune evasion. Cell Mol Immunol 2007;4:91–8. [21] Meyohas MC. Manifestations cliniques de l’infection à cytomégalovirus chez l’immunocompétent. In: Nicolas JC, editor. Cytomégalovirus. Paris: Elsevier Collection MediBio; 2002. p. 91–104. [22] Orlikowski D, Porcher R, Sivadon-Tardy V, Quincampoix JC, Raphaël JC, Durand MC, et al. Guillain-Barré syndrome following primary cytomegalovirus infection: a prospective cohort study. Clin Infect Dis 2011;52:837–44. [23] Kytö V, Vuorinen T, Saukko P, Lautenschlager I, Lignitz E, Saraste A, et al. Cytomegalovirus infection of the heart is common in patients with fatal myocarditis. Clin Infect Dis 2005;40:683–8. [24] Fowler KB, Stagno S, Pass RF, Britt WJ, Boll TJ, Alford CA. The outcome of congenital cytomegalovirus infection in relation to maternal antibody status. N Engl J Med 1992;326:663–7. [25] Revello MG, Zavattoni M, Furione M, Fabbri E, Gerna G. Preconceptional primary human cytomegalovirus infection and risk of congenital infection. J Infect Dis 2006;193:783–7. [26] Boppana SB, Fowler KB, Britt WJ, Stagno S, Pass RF. Symptomatic congenital cytomegalovirus infection in infants born to mothers with preexisting immunity to cytomegalovirus. Pediatrics 1999;104:55–60. [27] Goderis J, De Leenheer E, Smets K, Van Hoecke H, Keymeulen A, Dhooge I. Hearing loss and congenital CMV infection: a systematic review. Pediatrics 2014;134:972–82. [28] Salmon-Céron D, Mazeron MC, Chaput S, Boukli N, Sénéchal B, Houhou N, et al. Plasma cytomegalovirus DNA, pp65 antigenemia and a low CD4 cell count remain risk factors for cytomegalovirus disease in patients receiving highly active antiretroviral therapy. AIDS 2000;14:1041–9. [29] Salmon-Céron D. Manifestations cliniques de l’infection à cytomégalovirus au cours du sida. In: Nicolas JC, editor. Cytomégalovirus. Paris: Elsevier Collection MediBio; 2002. p. 121–9. [30] Ljungman P, Hakki M, Boeckh M. Cytomegalovirus in hematopoietic stem cell transplant recipients. Hematol Oncol Clin North Am 2011;25:151–69. [31] Razonable RR. Epidemiology of cytomegalovirus disease in solid organ and hematopoietic stem cell transplant recipients. Am J Health Syst Pharm 2005;62:S7–13. [32] Mendes AV, Benard G, Pereira CB, Kallas EG, Duarte AJ, Pannuti CS, et al. Different kinetics in anti-cytomegalovirus immunity reconstitution evaluated by lymphocyte proliferation and IFN-gamma production in allogeneic and autologous bone marrow transplantation. Acta Haematol 2002;107:187–94. EMC - Maladies infectieuses Infections à cytomégalovirus 8-052-C-10 [33] Konoplev S, Champlin RE, Giralt S, Ueno NT, Khouri I, Raad I, et al. Cytomegalovirus pneumonia in adult autologous blood and marrow transplant recipients. Bone Marrow Transplant 2001;27:877–81. [34] Lumbreras C, Manuel O, Len O, ten Berge I JM, Sgarabotto D, Hirsch HH, et al. Cytomegalovirus infection in solid organ transplant recipients. Clin Microbiol Infect 2014;20(Suppl. 7):19–26, http:// onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/1469-0691.12594/abstract. [35] Sia IG, Patel R. New strategies for prevention and therapy of cytomegalovirus infection and disease in solid-organ transplant recipients. Clin Microbiol Rev 2000;13:83–121. [36] Ross SA, Novak Z, Pati S, Boppana SB. Diagnosis of cytomegalovirus infections. Infect Disord Drug Targets 2011;1:466–74. [37] Breda G, Almeida B, Carstensen S, Bonfim CM, Nogueira MB, Vidal LR, et al. Human cytomegalovirus detection by real-time PCR and pp65-antigen test in hematopoietic stem cell transplant recipients: a challenge in low and middle-income countries. Pathog Glob Health 2013;10:312–9. [38] Gouarin S, Vabret A, Scieux C, Agbalika F, Cherot J, Mengelle C, et al. Multicentric evaluation of a new commercial cytomegalovirus real-time PCR quantitation assay. J Virol Methods 2007;146:147–54. [39] Schnepf N, Scieux C, Resche-Riggon M, Feghoul L, Xhaard A, Gallien S, et al. Fully automated quantification of cytomegalovirus (CMV) in whole blood with the new sensitive Abbott RealTime CMV assay in the era of the CMV international standard. J Clin Microbiol 2013;51:2096–102. [40] Freyer JF, WHO Expert Committee on Biological Standardization 2010. Collaborative study to evaluate the proposed 1st WHO International Standard for human cytomegalovirus (HCMV) for nucleic acid amplification (NAT)-based assays. WHO/BS/10. 2138. Geneva: WHO; 2010. [41] Macé M, Sissoeff L, Rudent A, Grangeot-Keros L. Algorithme diagnostique de la primo-infection à cytomégalovirus (CMV) chez la femme enceinte. Immuno-anal Biol Spec 2004;19:205–7. [42] Vauloup-Fellous C, Lazzarotto T, Revello MG, Grangeot-Keros L. Clinical evaluation of the Roche Elecsys CMV IgG Avidity assay. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2014;33:1365–9. [43] Yang JM, Li JX, Guo ZX. Application of commercial cytomegalovirus IgG avidity diagnostic kit. Clin Lab 2014;60:1377–82. [44] Revello MG, Zavattoni M, Sarasini A, Percivalle E, Simancini L, Gerna G. Human cytomegalovirus in blood of immunocompetent persons during primary infection: prognostic implications for pregnancy. J Infect Dis 1998;177:1170–5. [45] Enders G, Bäder U, Lindemann L, Schalasta G, Daiminger A. Prenatal diagnosis of congenital cytomegalovirus infection in 189 pregnancies with known outcome. Prenat Diagn 2001;21:362–77. [46] Revello MG, Fabbri E, Furione M, Zavattoni M, Lilleri D, Tassis B, et al. Role of prenatal diagnosis and counseling in the management of 735 pregnancies complicated by primary human cytomegalovirus infection: a 20-year experience. J Clin Virol 2011;50:303–7. [47] Benoist G, Salomon LJ, Jacquemard F, Daffos F, Ville Y. The prognostic value of ultrasound abnormalities and biological parameters in blood of fetuses infected with cytomegalovirus. BJOG 2008;115:823–9. [48] Fabbri E, Revello MG, Furione M, Zavattoni M, Lilleri D, Tassis B, et al. Prognostic markers of symptomatic congenital human cytomegalovirus infection in fetal blood. BJOG 2011;118:448–56. [49] Ross SA, Ahmed A, Palmer AL, Michaels MG, Sánchez PJ, Bernstein DI, et al. Detection of congenital cytomegalovirus infection by realtime polymerase chain reaction analysis of saliva or urine specimens. J Infect Dis 2014;210:1415–8. [50] Lanari M, Lazzaroto T, Venturi V, Papa I, Gabrielli L, Guerra B, et al. Neonatal cytomegalovirus blood load and risk of sequelae in symptomatic and asymptomatic congenitally infected newborns. Pediatrics 2006;117:e76–83. [51] Vauloup-Fellous C, Ducroux A, Couloigner V, Marlin S, Picone O. Evaluation of cytomegalovirus (CMV) DNA quantification in dried blood spots: retrospective study of CMV congenital infection. J Clin Microbiol 2007;45:3804–6. [52] Leruez-Ville M, Vauloup-Fellous C, Couderc S, Parat S, Castel C, Avettand-Fenoel V, et al. Prospective identification of congenital cytomegalovirus infection in newborns using real-time polymerase chain reaction assays in dried blood spots. Clin Infect Dis 2011;52:575–81. [53] Emery VC. Progress in understanding cytomegalovirus drug resistance. J Clin Virol 2001;21:223–8. [54] Kotton CN, Kumar D, Caliendo AM, Asberg A, Chou S, Lara DanzigerIsakov L, et al. Updated international consensus guidelines on the management of cytomegalovirus in solid-organ transplantation. Transplantation 2013;96:333–60. EMC - Maladies infectieuses [55] Chou S, Dennison KM. Analysis of interstrain variation in cytomegalovirus glycoprotein B sequences encoding neutralization related epitopes. J Infect Dis 1991;163:1229–34. [56] Griffiths P, Lumley S. Cytomegalovirus. Curr Opin Infect Dis 2014;27:554–9. [57] Marty FM, Ljungman P, Papanicolaou GA, Winston DJ, Chemaly RF, Strasfeld L, et al. Maribavir prophylaxis for prevention of cytomegalovirus disease in recipients of allogeneic stem-cell transplants: a phase 3, double-blind, placebo-controlled, randomised trial. Lancet Infect Dis 2011;11:284–92. [58] Alain S, Revest M, Veyer D, Essig M, Rerolles JP, Rawlinson W, et al. Maribavir use in practice for cytomegalovirus infection in French Transplantation Centers. Transplant Proc 2013;45:1603–7. [59] Marty FM, Winston DJ, Rowley SD, Vance E, Papanicolaou GA, Mullane KM, et al. CMX001 to prevent cytomegalovirus disease in hematopoietic-cell transplantation. N Engl J Med 2013;369:1227–36. [60] Chemaly RF, Ullmann AJ, Stoelben S, Richard MP, Bornhäuser M, Groth C, et al. Letermovir for cytomegalovirus prophylaxis in hematopoietic-cell transplantation. N Engl J Med 2014;370:1781–9. [61] Wolf DW, Shimoni A, Resnick IB, Stamminger T, Neumann AU, Chou S, et al. Human cytomegalovirus kinetics following institution of artesunate after hematopoietic stem cell transplantation. Antiviral Res 2011;90:183–6. [62] Lurain N, Chou S. Antiviral drug resistance of cytomegalovirus. Clin Microbiol Rev 2010;34:689–712. [63] Nigro G, Adler SP, La Torre R, Best AM, Congenital Cytomegalovirus Collaborating Group. Passive immunization during pregnancy for congenital cytomegalovirus infections. N Engl J Med 2005;353:1350–62. [64] Revello MG, Lazzarotto T, Guerra B, Spinillo A, Ferrazzi E, Kustermann A, et al. A randomized trial of hyperimmune globulin to prevent congenital cytomegalovirus. N Engl J Med 2014;370:1316–26. [65] Kimberlin DW, Lin CY, Sanchez PJ, Demmler GJ, Dankner W, Shelton M, et al. Effect of ganciclovir therapy on hearing in symptomatic congenital cytomegalovirus disease involving the central nervous system: a randomised, controlled trial. J Pediatr 2003;143:16–25. [66] Kimberlin D. Six months versus six weeks of oral valganciclovir for infants with symptomatic congenital cytomegalovirus (CMV) disease with or without central nervous system (CNS) involvement: Results of a Phase III, randomized, double- blind, placebo-controlled, multinational study. San Francisco. IDWeek 2013;2013. [67] Prise en charge médicale des personnes vivant avec le VIH. Recommandations du groupe d’experts. Rapport 2013. Direction Morlat P. Paris: La Documentation française; 2013. [68] El Amari EB, Combescure C, Yerly S, Calmy A, Kaiser L, Hasse B, et al. Swiss HIV Cohort Study. Clinical relevance of cytomegalovirus viraemia. HIV Med 2011;12:394–402. [69] Ljungman P, de la Camara R, Cordonnier C, Einsele H, Engelhard D, Reusser P, et al. Management of CMV, HHV-6, HHV-7 and Kaposi-sarcoma herpesvirus (HHV-8) infections in patients with hematological malignancies and after SCT. Bone Marrow Transplant 2008;42:227–40. [70] Rubin RH. Prevention of cytomegalovirus infection in organ transplant recipients. Transpl Infect Dis 2000;2:99–100. [71] Milstone A, Reynolds J, Yung GL, Chan KM, Aris R, Garrity E, et al. Extended valganciclovir prophylaxis to prevent cytomegalovirus after lung transplantation: a randomized, controlled trial. Ann Intern Med 2010;152:761–9. [72] Schoeppler KE, Lyu DM, Grazia TJ, Crossno Jr JT, Vandervest KM, Zamora MR. Late-onset cytomegalovirus (CMV) in lung transplant recipients: can CMV serostatus guide the duration of prophylaxis? Am J Transplant 2013;13:376–82. [73] Lowance D, Neumayer HH, Legendre CM, Squifflet JP, Kovarik J, Brennan PJ, et al. Valacyclovir for the prevention of cytomegalovirus disease after renal transplantation. International Valacyclovir Cytomegalovirus Prophylaxis Transplantation Study Group. N Engl J Med 1999;340:1462–70. [74] Manuel O, Husain S, Kumar D, Zayas C, Mawhorter S, Levi ME, et al. Assessment of cytomegalovirus-specific cell-mediated immunity for the prediction of cytomegalovirus disease in high-risk solidorgan transplant recipients: a multicenter cohort study. Clin Infect Dis 2013;56:817. [75] Ljungman P, de La Camara R, Milpied N, Volin L, Russell CA, Crisp A, et al. Randomized study of valacyclovir as prophylaxis against cytomegalovirus reactivation in recipients of allogeneic bone marrow transplants. Blood 2002;99:3050–6. [76] Bao L, Sun Q, Lucas KG. Rapid generation of CMV pp65-specific T cells for immunotherapy. J Immunother 2007;30:557–61. 15 8-052-C-10 Infections à cytomégalovirus [77] Boeckh M, Murphy WJ, Peggs KS. Recent advances in cytomegalovirus: an update on pharmacologic and cellular therapies. Biol Blood Marrow Transplant 2015;21:24–9. [78] Schnepf N, Boiteau N, Petit F, Alain S, Sanson-Le Pors MJ, Mazeron MC. Rapid determination of antiviral drug susceptibility of human cytomegalovirus by real-time PCR. Antiviral Res 2009;81:64–7. [79] Smith IL, Cherrington J, Jiles RE, Fuller MD, Freeman WR, Spector SA. High-level resistance of cytomegalovirus to ganciclovir is associated with alterations in both the UL97 and the DNA polymerase gene. J Infect Dis 1997;176:69–77. [80] Schnepf N, Dhédin N, Mercier-Delarue S, Andreoli A, Mamez AC, Ferry C, et al. Dynamics of cytomegalovirus populations harbouring mutations in genes UL54 and UL97 in a haematopoietic stem cell transplant recipient. J Clin Virol 2013;58:733–8. [81] Chou S, Ercolani RJ, Sahoo MK, Lefterova MI, Strasfeld LM, Pinsky BA. Improved detection of emerging drug-resistant mutant cytomegalovirus subpopulations by deep sequencing. Antimicrob Agents Chemother 2014;58:4697–702. [82] Hantz S, Garnier-Geoffroy F, Mazeron MC, Garrigue I, Merville P, Mengelle C, et al. Drug resistant cytomegalovirus in transplant recipients: a French cohort study. J Antimicrob Chemother 2010;65:2628–40. [83] Limaye AP, Corey L, Koelle DM, Davis CL, Boeckh M. Emergence of ganciclovir-resistant cytomegalovirus disease among recipients of solid-organ transplants. Lancet 2000;356:645–9. [84] Allice T, Busca A, Locatelli F, Falda M, Pittaluga F, Ghisetti V. Valganciclovir as pre-emptive therapy for cytomegalovirus infection post-allogenic stem cell transplantation: implications for the emergence of drug-resistant cytomegalovirus. J Antimicrob Chemother 2009;63:600–8. [85] Shmueli E, Or R, Shapira MY, Resnick IB, Caplan O, Bdolah-Abram T, et al. High rate of cytomegalovirus drug resistance in patients receiving antiviral treatment after haploidentical stem cell transplantation. J Infect Dis 2014;209:557–61. [86] Alain S, Hantz S, Scieux C, Karras A, Mazeron MC, Szelag JC, et al. Detection of ganciclovir resistance after valacyclovir-prophylaxis in renal transplant recipients with active cytomegalovirus infection. J Med Virol 2004;73:566–73. [87] Hantz S, Michel D, Fillet AM, Guigonis V, Champier S, Mazeron MC, et al. Early selection of a new UL97 mutant with a severe defect of ganciclovir phosphorylation after valaciclovir prophylaxis and shortterm ganciclovir therapy in a renal transplant recipient. Antimicrob Agents Chemother 2005;49:1580–3. [88] Michel D, Höhn S, Haller T, Ju D, T Mertens T. Aciclovir selects for ganciclovir-cross-resistance of human cytomegalovirus in vitro that is only in part explained by known mutations in the UL97 protein. J Med Virol 2001;65:70–6. [89] Pass RF, Zhang C, Evans A, Simpson T, Andrews W, Huang M-L, et al. Prevention of maternal cytomegalovirus Infection. N Engl J Med 2009;160:1191–9. [90] Griffiths PD, Stanton A, McCarrell E, Smith C, Osman M, Harber M, et al. Cytomegalovirus glycoprotein-B vaccine with MF59 adjuvant in transplant recipients: a phase 2 randomised placebo-controlled trial. Lancet 2011;377:1256–63. [91] Kharfan-Dabaja MA, Boeckh M, Wilck MB, Langston AA, Chu AH, Wloch MK, et al. A novel therapeutic cytomegalovirus DNA vaccine in allogeneic haemopoietic stem-cell transplantation: a randomised, double-blind, placebo-controlled, phase 2 trial. Lancet Infect Dis 2012;12:290–9. Pour en savoir plus Agence nationale d’accréditation et d’évaluation en santé (ANAES). Évaluation de l’intérêt du dépistage du cytomégalovirus pendant la grossesse : www.has-sante.fr/portail/upload/docs/application/ pdf/CMV synth.pdf. Alain S, Mazeron MC. Cytomégalovirus. In: Huraux JM, Nicolas JC, Agut H, Peigue-Lafeuille H, editors. Traité de virologie médicale, Paris: Estem; 2003. p. 195–211. Avis du Conseil supérieur d’hygiène publique de France : recommandations chez la femme enceinte : www.sante.gouv.fr/htm/dossiers/ cshpf/a mt 080302 CMV grossesse.pdf. Centre national de référence pour le cytomégalovirus : www.unilim.fr/cnrcytomegalovirus-test/. Knipe DM, Howley PM. Fields Virology. Philadelphia: Lippincott Williams and Wilkins; 2007. Krause PR, Bialek SR, Boppana SB, Griffiths PD, Laughlin CA, Ljungman P, et al. Priorities for CMV vaccine development. Vaccine 2013;32:4–10. Mazeron MC. Cytomégalovirus. Guide MédiBio, Paris: Elsevier; 2002. Melendez D, Razonable RR. Immune-based monitoring for cytomegalovirus infection in solid organ transplantation: is it ready for clinical primetime? Expert Rev Clin Immunol 2014;10:1213–27. Umashankar M, Rak M, Bughio F, Zagallo P, Caviness K, Goodrum FD. Antagonistic determinants controlling replicative and latent states of human cytomegalovirus infection. J Virol 2014;88:5987–6002. M.-C. Mazeron, MD, PhD ([email protected]). Service de bactériologie-virologie, Laboratoire associé au Centre national de référence du cytomégalovirus, Hôpital Saint-Louis, 1, avenue Claude-Vellefaux, 75010 Paris, France. S. Alain, MD, PhD. Laboratoire de bactériologie-virologie-hygiène, Centre national de référence du cytomégalovirus, Hôpital Dupuytren, 2, avenue Martin-Luther-King, 87042 Limoges, France. M. Leruez-Ville, MD, PhD. Service de bactériologie-virologie, Laboratoire associé au Centre national de référence du cytomégalovirus, Hôpital Necker, 156, rue de Vaugirard, 75015 Paris, France. N. Schnepf, MD, PhD. Service de bactériologie-virologie, Laboratoire associé au Centre national de référence du cytomégalovirus, Hôpital Saint-Louis, 1, avenue Claude-Vellefaux, 75010 Paris, France. Toute référence à cet article doit porter la mention : Mazeron MC, Alain S, Leruez-Ville M, Schnepf N. Infections à cytomégalovirus. EMC - Maladies infectieuses 2015;12(4):1-16 [Article 8-052-C-10]. Disponibles sur www.em-consulte.com Arbres décisionnels 16 Iconographies supplémentaires Vidéos/ Animations Documents légaux Information au patient Informations supplémentaires Autoévaluations Cas clinique EMC - Maladies infectieuses Cet article comporte également le contenu multimédia suivant, accessible en ligne sur em-consulte.com et em-premium.com : 1 autoévaluation Cliquez ici 5 iconographies supplémentaires Iconosup 6 Multiplication du cytomégalovirus humain en culture de fibroblastes embryonnaires humains MRC-5. a. Effet cytopathique observé au microscope inversé à l'état frais. b. Inclusions intranucléaires et intracytoplasmiques observées après coloration au Giemsa. Cliquez ici Iconosup 7 Cellules endothéliales circulantes infectées par le cytomégalovirus. Cliquez ici Iconosup 8 Détection du cytomégalovirus par culture rapide. Les antigènes très précoces du virus, localisés dans le noyau du fibroblaste infecté, sont révélés par immunopéroxydase indirecte à l'aide de l'anticorps monoclonal E13. Cliquez ici Iconosup 9 Détection de l'antigénémie pp65 par immunofluorescence indirecte. Les noyaux des polynucléaires apparaissent marqués. Cliquez ici © 2016 Elsevier Masson SAS. Tous droits réservés. - Document téléchargé le 30/10/2016 par Universite Lyon I Claude Bernard (19411). Il est interdit et illégal de diffuser ce document.
