Inventaire des champignons endophytes des feuilles de Pistacia

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE
MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE
SCIENTIFIQUE
UNIVERSITE MOULOUD MAMMERI DE TIZI OUZOU
FACULTE DES SCIENCES BIOLOGIQUES ET DES SCIENCES AGRONOMIQUES
DEPARTEMENT DES SCIENCES BIOLOGIQUES
MEMOIRE DE MAGISTER
Spécialité : Sciences Biologiques
Option: Ecologie Végétale Appliquée et Gestion de l’Environnement
THEME
Inventaire des champignons endophytes des feuilles
de Pistacia atlantica Desf. de dayate El Gouffa
(Laghouat, Algérie).
Présenté par : Melle BENFODDIL Ouiza
Le : 03 / 10 / 2015
Devant le jury composé de :
Mr HOUALI K.
Professeur à l’Université Mouloud Mammeri de Tizi-Ouzou
Président
Mme SMAIL-SAADOUN N.
Professeur à l’Université Mouloud Mammeri de Tizi-Ouzou
Promotrice
Mme BELHADJ S.
Professeur à l’Université de Ziane Achour de Djelfa
Examinatrice
Mr MEDDOUR R.
MCA à l’Université Mouloud Mammeri de Tizi-Ouzou
Examinateur
2014/2015
Remerciements
Mes sincères remerciements sont à Madame SMAIL-SAADOUN Noria
(Professeur à l’UMMTO), pour m’avoir encadré pendant mon mémoire de
Magister. Merci aussi pour les précieuses informations, votre disponibilité et
votre compréhension. Merci d’avoir pris le temps de corriger et m’aider à
finaliser ce travail.
Je remercier aussi Monsieur HOUALI K. d’avoir accepté de présider le
jury de soutenance et d’examiner mon travail.
Mme BELHADJ S., Mr MEDDOUR R. qui ont accepté de faire partie du
jury afin d’examiner ce travail. Qu’ils en soient remerciés.
Je remercie aussi le personnel du laboratoire « Ressources Naturelles » de
l’université Mouloud Mammeri de Tizi-Ouzou, où j’ai effectué mon mémoire.
Je remercie également Melle. MECHIAH F ; ZAREB A et Monsieur
HAMITOUCHE pour leur soutien et le partage du savoir et des informations.
Table des matières
Liste des figures
Liste des tableaux
Introduction générale……………………………………………………………………………...1
Chapitre 1 : Mycoendophytes…………………………………………………………………...4
1.
Introduction…………………………………………………………………………………...4
2.
Origine et évolution…………………………………………………………………………..5
3.
Reproduction et transmission…………………………………………………………….......5
4.
Taxonomie et diversité des mycoendophytes …………………………………………..........6
4.1. Clavicipitaceae (C)………………………………………………………………………….10
4.2. Non Clavicipitaceae (NC)…………………………………………………………………...11
4.2.1. Classe 2 …………………………………………………………………...………............11
4.2.2. Classe 3……………………………………………………………………...….................11
4.2.3. Classe 4……………………………………………………………………………............21
5.
Facteurs influençant la diversité des mycoendophytes…………...……………………........21
6.
Interactions entre la plante hôte et les mycoendophytes……………………………………23
7.
Rôles des mycoendophytes…………………………………………………………….........26
7.1. Rôles écologiques…………………………………………………………………………...27
7.2. Champignons producteurs de métabolites biologiquement actifs ………………….............29
7.3. Producteurs de phytohormones…………………………………………...…………….......32
8.
Conclusion…………………………………………………………………………………..33
Chapitre 2 : Description de la feuille………………………………………………………….33
1.
Introduction…………………………………………………………………………………33
2. Morphologie externe …………………………………………………….…………………..33
2.1. Limbe………………………………………………………………………………………..34
2.2. Pétiole…………………………………………...………………………………………......36
3. Organisation anatomique……………………………………………………...…………........36
3.1. Epiderme …………………………………………………………………...……….............37
3.1.1. Cuticule…………………………………………………..………………………..............38
3.1.2. Stomates………………………………………………...…………………………………39
3.1.3. Trichomes…………………………………………………………………………............40
3.2. Mésophylle…………………………………………………………………………………..44
3.3. Système vasculaire…………………………………………………………………………..46
Chapitre 3 : Matériels et Méthodes …………………………………………………………...48
1. Description de la zone d’étude…………………………………………………………..........48
1.1.
Situation géographique…………………………………………………………………..48
1.2.
Bioclimat……………………………………………………………………………........49
2. Echantillonnage sur terrain………………………………………………………………….52
3. Stérilisation superficielle……………………………………………………………………...54
4. Coloration des feuilles………………………………………………………………………..55
5. Mise en culture des feuilles…………………………………………………………………...55
6. Identification des isolats fongiques…………………………………………………………...56
6.1. Identification macroscopique………………………………………………………………..57
6.2. Identification microscopique………………………………………………………………..57
7. Analyse statistique……………………………………………………………………………58
Chapitre 4 : Résultats et discussion………………………………………………………........59
1. Mise en évidence des mycoendophytes………………………………………………………59
1.1. Colonisation des tissus foliaires par les champignons endophytes………………………….59
1.2. Inventaire des champignons endophytes présents…………………………………………..66
1.2.1. Diversité et abondance de l’ensemble des mycoendophytes recensés…………………...66
1.2.2. Diversité et abondance des mycoendophytes par classe d’âge des arbres……………….72
1.2.3. Diversité et abondance des mycoendophytes selon les sujets échantillonnés de Pistacia
atlantica Desf. au niveau spécifique……………………………………………………………..73
1.3. Discussion générale……………………………………………………………………........90
2.
Fréquence de colonisation…………………………………………………………………102
2.1.
Résultats………………………………………………………………………………...102
2.1.1. Fréquence moyenne de colonisation par rapport aux organes de l’ensemble des
sujets……………………………………………………………………………………………102
2.1.2. Fréquence de colonisation des sujets immatures ………………………………………105
2.1.3.
Fréquence de colonisation des sujets moyens……………………………………….107
2.1.4.
Fréquence de colonisation des sujets de la nebkhas…………………………………..109
2.1.5.
Fréquence de colonisation des sujets âgés…………………………………………..110
2.1.6. Fréquence de colonisation pour les sujets par classe d’âge…………………………….112
2.2. Discussion générale…………………………………………………………………..........115
Conclusion générale et perspectives ……………………………………………………........118
Références bibliographiques………………………………………………………………….121
Résumé
Annexes
Liste des tableaux
Liste des tableaux
Tableau n°1 : liste de quelques mycoendophytes producteurs de métabolites secondaires dans la
plante hôte (Sachin et al., 2013)…………………………………………………………………32
Tableau n° 2 : Données et variables calculées utilisés dans la classification écoclimatique de Le
Houérou (1995) de la station d’étude (Boubrima, 2014)………………………………………...52
Tableau n°3 : caractéristiques des sujets échantillonnés de Pistacia atlantica Desf. d’ElGouffa……………………………………………………………………………………………54
Tableau n°4 : abondance des genres fongiques isolés à partir des rachis et des folioles des
feuilles
du
pistachier
de
l’Atlas
à
El-
Gouffa.…………………………………………………………………………………………...67
Tableau n°5 : comparaison de l’abondance des genres fongiques isolés à partir des rachis et des
folioles des feuilles du pistachier de l’Atlas entre dayate El-Gouffa (EG) et dayate Aiat
(AI).………………………………………………………………………………………………69
Tableau n°6 : comparaison du nombre de genres de champignons endophytes présents au niveau
des
feuilles
du
pistachier
de
l’Atlas
par
classe
d’âge
à
El-
Gouffa.…………………………………………………………………………………………...72
Tableau n°7 : comparaison du nombre de champignons endophytes présents au niveau des
feuilles du pistachier de l’Atlas entre dayate Aiat et El-Gouffa ……...........................................72
Tableau n°8 : abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°1 à
El-Gouffa (%).…………………………………………………………………………………...73
Tableau n°9 : abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°2 à
El-Gouffa (%). ………………………………………………………………………………….75
Tableau n°10 : abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°3
à El-Gouffa (%). ………………………………………………………………………………...77
Tableau n°11 : abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°4
à
El-Gouffa
(%).………………………………………………………………………………………………79
Tableau n°12 : abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°5
à El-Gouffa (%). ………………………………………………………………………………...80
Tableau n°13 : abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°6
à El-Gouffa (%). …………………...............................................................................................81
Tableau n°14: abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°7 à
El-Gouffa (%). ……………………………………......................................................................83
Tableau n°15 : abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°8
à
El-Gouffa(%)
……………………….…………………………………………………………………………..83
Tableau n°16 : abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°9
à El-Gouffa (%).…………………………………………………………………………………83
Tableau n°17 : abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°10
à
El-Gouffa
(%).………………………………………………………………………………………………84
Tableau n°18 : abondance des champignons endophytes présents au niveau des feuilles des
pistachiers de l’Atlas de dayate El-Gouffa (EG) et Aiat (AI).…………………………………...89
Tableau n°19 : matrice des corrélations entre les genres de mycoendophytes à ElGouffa.…………………………………………………………………………………………...91
Tableau n °20 : matrice des corrélations comparatives entre les genres de mycoendophytes d'ElGouffa et de dayate Aiat(Timzerth)……………………………………………………………...97
Tableau n°21 : fréquences moyennes de colonisation (FC%) par les champignons endophytes
des feuilles de Pistacia atlantica Desf………………………………………………………….102
Tableau n°22 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles
de
Pistacia
atlantica
Desf.
des
dayas
d’El-Gouffa
(EG)
et
de
Aiat
(AI).………………………………………………………..........................................................103
Tableau n°23 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles de Pistacia atlantica Desf. chez les sujets jeunes……………………………………...105
Tableau n°24 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles de Pistacia atlantica Desf. des sujets jeunes entre les dayas d’El-Gouffa (EG) et Aiat
(AI).…………………………………………………………………………………………….106
Tableau n°25 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles des sujets d’âge moyens………………………………………………………………. 107
Tableau n°26 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
sujets d’âge moyen des dayas d’El-Gouffa (EG) et Aiat (AI)………………………………….108
Tableau n°27 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles des sujets entourés de jujubier…………………………………………………………109
Tableau n°28 : comparaison de la fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les
champignons endophytes des feuilles de Pistacia atlantica Desf. entourés de jujubier entre les
dayas d’El-Gouffa (EG) et Aiat (AI)…………………………………………………………...110
Tableau n°29 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles de Pistacia atlantica Desf. âgés………………………………………………………..111
Tableau n°30 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles de Pistacia atlantica Desf. âgés entre les dayas d’El-Gouffa (EG) et Aiat
(AI).……………………………………………………………………………………………..112
Tableau n° 31 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles
de
Pistacia
atlantica
Desf.
selon
les
classes
d’âge.……………………………………………………………………………………………113
Tableau n°32 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles de Pistacia atlantica Desf. selon la classe d’âge entre les dayas d’El-Gouffa (EG) et Aiat
(AI).……………………………………………………………………………………………..114
Liste des figures
Liste des figures
Figure n°1 : cycle de vie et mode de transmission (verticale et horizontale) du champignon
endophyte Neotyphodium sur son hôte Festuca arundinaceae (Saikkonen et al., 2004)…………6
Figure n°2 : phylums fongiques et nombre d’espèces décrites (Blackwell, 2011)…....................7
Figure n°3 : situation des différents mycoendophytes dans les tissus végétaux (Kusari et
Spiteller, 2012)…………………………………………………………………………………...10
Figure n°4 : conidiophores d’Aspergillus (Samson et al., 2014)……………………………….13
Figure n°5 : morphologie de Trichoderma strigosellum (López-Quintero et al., 2013)……….14
Figure n°6 : conidiophores et conidies d’Acremonium asperulatum (10 μm) (Giraldo et al.,
2012)…………………………………………………………………………………………......15
Figure n°7 : Chaetomium macrostiolatum (Rodrίguez et al., 2002)……………………………16
Figure n°8 : Cladosporium gallicola (HeucHert et al., 2005)…………………………………..16
Figure n°9 : Phoma coffeae-arabicae (Aveskamp et al., 2009)………………………………...17
Figure n°10 : Penicillium brevicompactum (Paterson et al., 2004)…………………………….18
Figure n°11 : Epicoccum nigrum (d’Halewyn et al., 2014)……………………….....................19
Figure n°12 : Geotrichum carabidarum (Suh et Blackwell, 2005)……………………………..19
Figure n°13 : Verticillium nigrescens (×400) (Jabnoun-Khiareddine et al., 2010)……………..20
Figure n° 14 : Curvularia lunata (20 μm) (Alex et al., 2013)…………………………………..21
Figure n°15 : représentation schématique de l’association plante hôte-mycoendophytes (Kusari
et Spiteller, 2012)………………………………………………………………………………...23
Figure n°16 : les réactions stimulées suite à la colonisation asymptomatique de plante par les
mycoendophytes (Schulz et Boyle, 2005)……………………………………………………….25
Figure n°17 : feuilles jeunes de prunier (Dicotylédone) (Camefort, 1986)……………………..33
Figure n°18 : différentes structures du limbe (Prat et Rubinstein, 2012)…………………....34
Figure n°19 : feuilles et fruits du pistachier de l’Atlas (Limane, 2009)………………………...36
Figure n°20 : feuillaison du pistachier de l’Atlas (Limane, 2009)……………………………..36
Figure n°21 : schéma anatomique d’une feuille de Dicotylédone (Bélanger, 2005)…………..37
Figure n°22 : coupe transversale d’une feuille de Pistacia atlantica Desf. observée au
microscope photonique (× 400) (Ait Said, 2011)………………………………………………..38
Figure n°23 : observation au microscope électronique à balayage de la distribution des stomates
dans les feuilles de Pistacia atlantica Desf. (Provenance de Berriane) sur l’extrémité de la face
adaxiale le long de la nervure centrale (×300) (Belhadj et al., 2011)……………………………40
Figure n°24 : trichomes non glandulaires et glandulaires sur la surface adaxiale des feuilles de
Mentha spicata en microscopie électronique (Choi et Kim, 2013)……………………………...41
Figure n°25 : trichomes non glandulaires au niveau des marges des feuilles de Pistacia atlantica
Desf. en microscopie électronique (Belhadj et al., 2007)………………………………………..42
Figure n°26 : Schéma d’un trichome pelté de lavande (Iriti et al., 2006 in Guitton, 2012)…….43
Figure n°27 : trichomes capités des Lamiaceae (Arnold et Bellomaria, 1993)…………………43
Figure n°28 : observation au microscope électronique à balayage des trichomes glandulaires sur
l’épiderme des feuilles de Pistacia atlantica Desf. (Ait Said et al., 2011)……………………...44
Figure n°29 : limites géographiques de la wilaya de Laghouat (Anonyme, 2015)……………..48
Figure n°30 : image satellite montrant la localisation de dayate El Gouffa par rapport à la ville
de Laghouat (Google Earth, 2014)………………………………………………………………49
Figure n° 31 : diagramme ombrothermique de Bagnouls et Gaussen de la station d’étude (20022012) (Boubrima, 2014)…………………………………………………………………………50
Figure n° 32 : zonation écoclimatique de la station d’étude selon la méthode de Le Houérou
(1995) (Le Houérou, 1995 in Boubrima, 2014)………………………………………………….51
Figure n°33 : sujets immatures………………………………………………………………….53
Figure n°34 : sujets d’âge moyens………………………………………………………………53
Figure n°35 : sujets âgés………………………………………………………………………...54
Figure n° 36 : étapes de la stérilisation superficielle et ensemencement des feuilles de Pistacia
atlantica Desf…………………………………………………………………………………….56
Figure n°37 : observation microscopique d’une colonisation inter (A) et intracellulaire (B) des
cellules épidermiques et des stomates de la feuille sujet n° 5 (X 440)…………………………..59
Figure n°38 : observation microscopique des stomates (st) de l’épiderme inferieur de la feuille
du sujet n°7 répartis aléatoirement sut toute la surface foliaire (X 480)………………………...60
Figure n°39 : observation microscopique des stomates (st) à côté de la nervure principale (np) et
des trichomes glandulaires (tg) de la feuille du pistachier de l’Atlas du sujet n°3 (X 170)……..61
Figure n°40 : observation microscopique d’un trichome glandulaire (tg) de la feuille du
pistachier de l’Atlas du sujet n°3 colonisés par les champignons endophytes (ch.endo)
(X440)............................................................................................................................................62
Figure n°41 : observation microscopique des trichomes tecteurs (tt) au niveau de bordure la
feuille du pistachier de l’Atlas du sujet n°7 colonisés par les champignons endophytes (ch.endo)
(X170)……………………………………………………………………………………………63
Figure n°42 : observation microscopique des champignons endophytes (ch.endo) au niveau du
parenchyme des feuilles du pistachier de l’Atlas. a-Colonisation totale de la feuille du pistachier
de l’Atlas du sujet n°7 par les champignons endophytes (X 120)……………………………….64
Figure n°43: observation microscopique des champignons endophytes (ch.endo) colorés en bleu
(a) et en marron (b) au niveau de la nervure principale (np), la nervure secondaire (ns) de la
feuille du pistachier de l’Atlas du sujet n°9 (X 120)…………………………………………….65
Figure n°44 : observation microscopique des sclérotes de part et d’autre la nervure principale
(np) de la feuille du pistachier de l’Atlas du sujet n°7 (X 100)………………………………….66
Figure n°45 : statut général de l’abondance des genres fongiques des feuilles de Pistacia
atlantica Desf…………………………………………………………………………………….68
Figure n°46 : composition des mycoendophytes des feuilles de Pistacia atlantica Desf. selon le
phylum à El-Gouffa……………………………………………………………………………...71
Figure n°47 : composition des mycoendophytes des feuilles de Pistacia atlantica Desf. selon le
phylum à dayate Aiat (Timzerth) (Zareb, 2014)…………………………………………………71
Figure n°48 : observations microscopiques d’Aspergillus isolé à partir des feuilles de Pistacia
atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonies fongiques d’Aspergillus nidulans dans
un milieu PDA, b- Aspergillus nidulans (X 440). c- colonie fongique d’Aspergillus niger dans un
milieu PDA, d- conidiophore d’Aspergillus niger (X 440). e- colonie fongique d’Aspergillus sp3
dans un milieu PDA, f- conidiophore d’Aspergillus sp3 (X 120)……………………………….74
Figure n°49 : observations microscopiques d’Epicoccum nigrum isolé à partir des feuilles de
Pistacia atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique d’Epicoccum nigrum
dans un milieu PDA, b- hyphes cloisonnées d’Epicoccum nigrum (X 400), c- conidiophore
d’Epicoccum nigrum (X 560)……………………………………………………………………76
Figure n°50 : observations microscopiques de Trichoderma isolé à partir des feuilles de Pistacia
atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique de Trichoderma sp1 dans un
milieu PDA, b- conidiophore de Trichoderma sp1 (X 680)……………………………………..77
Figure n°51 : observations microscopiques de Trichoderma isolé à partir des feuilles de Pistacia
atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique de Trichoderma sp2 dans un
milieu PDA, b- conidiophore de Trichoderma sp2 (X 520)……………………………………..78
Figure n° 52 : observations microscopiques de Phoma isolé à partir des feuilles de Pistacia
atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique de Phoma sp2 dans un milieu
PDA, b- pycnide de Phoma sp2 (X 120)………………………………………………………...79
Figure n°53 : observations microscopiques de Phoma isolé à partir des feuilles de Pistacia
atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonies fongiques de Phoma sp9 dans un
milieu PDA, b- pycnide de Phoma sp9 et conidiophore de Verticillium sp1 (X 120)…………..80
Figure n° 54 : observations microscopiques de Gymnoascus isolé à partir des feuilles de
Pistacia atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique de Gymnoascus sp1
dans un milieu PDA, b- pycnide de Gymnoascus sp1 (X 440)………………………………….82
Figure n°55 : observations microscopiques d’Apophysomyces sp1 isolé à partir des feuilles de
Pistacia atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique d’Apophysomyces
sp1 dans un milieu PDA, b- sporangiophore d’Apophysomyces sp1 (X 110)…………………...85
Figure n°56 : observations microscopiques d’Arthrinium sp1et Absidia sp1 isolés à partir des
feuilles de Pistacia atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique d’Absidia
sp1 dans un milieu PDA, b- sporangiophore d’Absidia sp1 et cellules conidiogènes d’Arthrinium
sp1 (X 400)………………………………………………………………………………………86
Figure n°57 : observations microscopiques de Bahusakala sp1 isolé à partir des feuilles de
Pistacia atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique de Bahusakala sp1
dans un milieu PDA, b- Bahusakala sp1 (X 400)……………………………………………….86
Figure n°58 : observations microscopiques de Circinella angarensis isolé à partir des feuilles de
Pistacia atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique de Circinella
angarensis dans un milieu PDA, b- sporangiophore de Circinella angarensis (X 120)………...87
Figure n°59 : observations microscopiques de Hypoxylon sp1 isolé à partir des feuilles de
Pistacia atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique de Hypoxylon sp1
dans un milieu PDA, b- conidiophore de Hypoxylon sp1 (X 480)………………………………87
Figure n°60 : observations microscopiques de Penicillium sp1 isolé à partir des feuilles de
Pistacia atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique de Penicillium sp1
dans un milieu PDA, b- conidiophore de Penicillium sp1 (X 680)……………………………...88
Figure n°61 : ACP représentant les genres de champignons endophytes et des sujets de Pistacia
atlantica Desf. d’El-Gouffa……………………………………………………………………...94
Figure n°62 : ACP représentant les genres de champignons endophytes et des sujets de Pistacia
atlantica Desf. des deux dayas El-Gouffa (EG) et Aiat (AI)…………………………………….99
Figure n°63 : fréquences moyennes de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles de Pistacia atlantica Desf……………………………………………………………...102
Figure n°64 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par des champignons endophytes des
feuilles des jeunes sujets………………………………………………………………………..105
Figure n°65 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par des champignons endophytes des
feuilles des sujets d’âge moyen………………………………………………………………...107
Figure n°66 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles de Pistacia atlantica Desf. de la nebkha……………………………………………….109
Figure n°67 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes isolés
des feuilles de Pistacia atlantica Desf. âgés……………………………………………………111
Figure n°68 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons des feuilles de
Pistacia atlantica Desf. entre les classes d’âge. ……………………………………………….113
Introduction générale
Introduction générale
Le pistachier de l’Atlas est une espèce très particulière, qui dans les régions semi-arides et
arides forment une population hors forêts où les stress environnementaux, notamment la
sécheresse, limitent la croissance (Parvaiz et Satyawati, 2008). Au nord de l’Afrique et au Proche
Orient, Monjauze (1980) l’a définit comme étant l’arbre le plus ubiquiste. Pistacia atlantica
Desf. est nommé aussi « bétoum », substantif arabe collectif dont le singulier est botma,
betouma, btoma ou bien botmaia en Afrique du Nord et encore boutmela au Proche Orient ; les
berbères l’appellent « Iggh » (Monjauze, 1980). Son existence dans certains endroits, sous forme
de reliques, isolées ou groupées reflète sa position d’arbre de climax naturel et non pas de
paraclimax monospécifique (Belhadj, 1999 in Benhassaini et al., 2007).
Ces arbres hors forêt font partie des ressources méconnues. Ce n’est que récemment
qu’ailleurs dans le monde, les services environnementaux et autres accordent davantage
d’attention à cette ressource (Bellefontaine et al., 2001 ; Bellefontaine et al., 2005 in Benhassaini
et al., 2007).
Le pistachier de l’Atlas reflète une grande importance, notamment sur les plans
écologique, thérapeutique et nutritionnel. Il est utilisé dans les programmes de reforestation et
sylviculture dans les zones semi-arides et arides en produisant particulièrement une grande
quantité d’humus susceptible d’améliorer les qualités physico-chimiques des sols (Boudy, 1952 ;
Mirzaie-Nodoushan et Arefi, 2001 in Belhadj, 2007). Il pourrait être utilisé comme brise vent
(Makhlouf, 1992 in Belhadj, 2007). Il est aussi qualifié de porte greffe, car il est considéré
comme le plus résistant à l’asphyxie radiculaire que les autres espèces du genre Pistacia
(Monastara et al., 1997).
Benhassaini et ses collaborateurs (2007) ont qualifié le cortège floristique que représente le
pistachier de l’Atlas comme très rudimentaire, mais actuellement, il est soumis à de très fortes
pressions biotiques et abiotiques qui limitent énormément son extension, ainsi que son
développement. C’est une espèce hautement résiduelle et en phase de déclin (Monjauze, 1980).
Belhadj (2007) a mis le point sur les facteurs ayant intervenus dans la dégradation des
pistacheraies et donc à l’érosion du germaplasme en Algérie : exploitation anarchique des
pistachiers pour le bois, le pâturage qui empêche la régénération naturelle et le développement
des jeunes pousses, le développement du réseau routier qui traverse souvent les plaines et donc la
destruction de certains pieds pour la construction des routes nationales, la mise en culture et le
labours des dayas et enfin le mauvais état phytosanitaire des arbres.
Page 1
Introduction générale
Pistacia atlantica Desf. pourrait être l’une des meilleures espèces illustrant l’association
symbiotique entre les mycoendophytes et les espèces végétales, en raison de son développement
dans des conditions d’aridité et son extrême besoin de ces microorganismes symbiotiques pour
lutter contre les conditions du milieu. La phyllosphère du pistachier devient alors un hotspot de
biodiversité fongique, puisqu’elle abrite de nombreuses espèces fongiques sous forme de
champignons filamenteux, de levures ou encore de spores en dormance (Lindow et Brandl,
2003). Ces organismes peuvent être soit épiphytes, en vivant sur la surface des feuilles (Inácio et
al., 2002 in Cordier, 2012), soit endophytes y vivant dans les espaces inter et intracellulaires
(Arnold et al., 2000 in Rodriguez et al., 2009). Les microorganismes endophytiques sont peu
étudiés dans les zones arides et le peu d’études révèlent qu’ils représentent un faible taux de
colonisation des végétaux et une diversité moins importante par rapport aux régions tropicales et
tempérées.
Certaines interactions complexes, impliquant un virus infectant un champignon
mutualiste d’une plante, peuvent permettre à cette plante de survivre à des conditions extrêmes
de température (65°C) durant plusieurs jours, alors que ni le champignon ni la plante ne le
pourraient seuls (Redman et al., 2002 ; Márquez et al., 2007). De telles associations auraient un
impact majeur dans le contexte du réchauffement climatique, en modifiant les tolérances
physiologiques d’une plante au climat, et donc sa capacité à coloniser de nouveaux milieux ou à
s’adapter à de nouvelles conditions environnementales.
La connaissance des facteurs influençant la composition et la structure de la communauté
fongique est nécessaire, pour comprendre la dynamique des processus de composition de la
diversité fongique, en association avec les conditions environnementales et les caractéristiques
du milieu (Hättenschwiler et al., 2011 in Costa et al., 2015). La distinction entre le statut
d’endophyte et d’épiphyte n’est pas évidente. En effet, certaines espèces microbiennes peuvent
activement pénétrer les tissus de la feuille pour devenir endophytes. Ce sont des interactions
symbiotiques (Wilson et al., 1999).
L’objectif de notre travail est l’inventaire des champignons endophytes des feuilles de
Pistacia atlantica Desf. de dayate El Gouffa (Laghouat, Algérie).
Pour cela, nous avons subdivisé ce mémoire en 4 chapitres :
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Introduction générale
le chapitre 1 dans lequel nous avons décrit les mycoendophytes, les interactions avec les
espèces végétales et leurs différents rôles ;
le chapitre 2 dans lequel nous avons décrit l’anatomie foliaire en général et celle du
pistachier de l’Atlas en particulier ;
le chapitre 3 dans lequel nous avons présenté le matériel et les méthodes utilisées ;
le chapitre 4 dans lequel nous avons présenté et discuté nos résultats.
Nous avons terminé le travail par une conclusion et des perspectives.
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Chapitre 1
Les mycoendophytes
Chapitre 1
Mycoendophytes
1. Introduction
Dans les écosystèmes naturels, les plantes sont considérées comme des hôtes potentiels
pour une large gamme de microbes, usuellement Bactéries et Champignons. La plante hôte
pourra héberger ces microorganismes sur sa surface. Ils s’exprimeront alors en tant qu’épiphytes.
Elle peut aussi les héberger au sein de ses tissus, nous les définirons dans ce cas comme des
endophytes (Linares, 2010). Les plantes peuvent donc servir de réservoir à un nombre important
de microorganismes connus sous le nom d’endophytes (Bacon et White 2000). La distinction
entre endophyte et épiphyte n’est pas évidente. En effet, certaines espèces microbiennes peuvent
activement pénétrer les tissus de la feuille pour devenir endophytes (Wilson et al., 1999).
L’observation des infections asymptomatiques par des microorganismes endophytes au sein des
tissus foliaires a été réalisée par Bose en 1947 (Kriel et al., 2000).
Le terme endophyte est une appellation incluant tous les organismes, qui durant une
période de leur vie colonisent asymptomatiquement les tissus vivants internes de leurs hôtes
(Stone et al., 2000). D’après Hyde et Soytong (2008), la définition la plus fréquente des
endophytes est celle de Petrini (1990). Il les a définit comme tout organisme vivant au sein des
organes de la plante, qui à quelques périodes de leur vie peuvent coloniser les tissus internes des
plantes sans causer une sévérité apparente à la plante hôte.
Les suggestions et évidences quant à l’importance des interactions plante-mycoendophytes
dans l’évolution et la biodiversité des plantes prennent de plus en plus d’ampleur (Gundel et al.,
2010 ; Davitt et al., 2010). La majorité des champignons endophytes isolés à ce jour sont des
Ascomycètes (Hyde et Soytong, 2008) ; cependant, plusieurs endophytes peuvent être des
Basidiomycètes (Rungjindamai et al., 2008).
La surface foliaire totale sur le globe est estimée à 4 × 10 8 Km2, soit plus que deux fois la
surface couverte par les continents (Morris et Kinkel, 2002 in Cordier et al., 2012). Cette partie
des végétaux est normalement colonisée par une variété de bactéries, de levures et de
champignons. Cet habitat, appelé phyllosphère (feuilles, fleurs, fruits, tiges et bourgeons)
représente l'interface entre les tissus végétaux et l'air (Beattie et Lindow, 1999 ; Delmotte et al.,
2009 ; Kharwar et al., 2010).
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Chapitre 1
Mycoendophytes
Les endophytes sont dotés d’une diversité génétique riche et fiable et une nouveauté
biologique avec une application en pharmacologie et en agriculture (Tan et al., 2001 in
Prabavathy et Nachiyar, 2013).
2. Origine et évolution
L’évidence de l’association des microorganismes avec les plantes est confirmée par leur
présence dans les tissus fossilisés des tiges et feuilles. En effet, les associations endophytesplante hôte ont pu évoluer depuis que les plantes sont apparues sur terre (Andrzej, 2002 in Zhang
et al., 2006 ; Strobel, 2003). Les symbioses des mycoendophytes avec les plantes datent
probablement depuis l’émergence des plantes vasculaires (Rodriguez et Redman, 1997 in Zhang
et al., 2006).
L’ubiquité des mycoendophytes chez les plantes et au sein de leur tissus démontrent que
les champignons ont été associés avec les plantes depuis la première colonisation de la terre
(Heckman et al., 2001 ; Berbee, 2001) et que les plantes semblent en partager une longue et
intime histoire. Les interactions symbiotiques entre les plantes hôtes et les champignons
endophytes existent depuis 400 millions d’années environ (Remy et al., 1994 ; Krings et al.,
2007). Les chercheurs dans ce domaine estiment que ces interactions sont des plus importantes
étapes d’évolution qu’ont connu les végétaux pour passer de la vie aquatique à la vie terrestre
(Selosse et Le Tacon, 1998 ; Heckman et al., 2001).
3. Reproduction et transmission
Les endophytes possèdent deux modes de transmission.
a) Croissance végétative des hyphes : elle est accompagnée par la transmission verticale, la
croissance se fait à l’intérieur des tissus de la plante hôte et le passage et la transmission des
hyphes des champignons de la plante vers la descendance sont effectués par le biais de la graine
(Selosse et Schardl, 2007). C’est le cas des Poacées. Cela peut procurer à la plante hôte plusieurs
bénéfices : augmentation de la tolérance à la sécheresse, protection contre les herbivores et
résistance contre les pathogènes (Clay et Schardl, 2002) (Figure n°1).
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Chapitre 1
Mycoendophytes
Figure n°1 : cycle de vie et mode de transmission (verticale et horizontale) du champignon
endophyte Neotyphodium sur son hôte Festuca arundinaceae.
(Source : Saikkonen et al., 2004).
b) Croissance par le biais des spores : la transmission dans ce cas est horizontale, c’est à
dire que le champignon est transmis par les spores sexuées ou asexuées et va donc infecter les
autres plantes (Arnold et al., 2003 ; Gallery et al., 2007). Ce mode de transmission peut fournir
une tolérance thermique pour la plante (Redman et al., 2002). La majorité des plantes étudiées à
ce jour sont infectées horizontalement par plusieurs groupes de mycoendophytes (Davis et al.,
2003). En général, la transmission horizontale des endophytes est associée aux tissus
photosynthétiques de la plante (la feuille) (Saikkonen et al., 1998 in Higgins et al., 2007) (Figure
n°1).
4. Taxonomie et diversité des mycoendophytes
Les champignons forment un règne à part. Ils constituent un vaste groupe diversifié, estimé
à environ 1 500 000 espèces, dont seulement 100 000 (soit 7%) sont décrites et prés de 1% sont
examinées pour leur production de métabolites secondaires. Ce sont des organismes ubiquistes,
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Chapitre 1
Mycoendophytes
retrouvés dans tous les écosystèmes et dotés d’activités biologiques bénéfiques (Bills et
Polishook, 1991 ; Strobel, 2002 in Musavi et Balakrishnan, 2014 ; Hawksworth, 2004).
Ce règne est rangé en une dizaine de phylums dont les Chytridiomycota, les Zygomycota,
les Glomeromycota, les Basidiomycota et les Ascomycota. Ces deux derniers (classés dans le
sous règne des Dikarya) rassemblent la grande majorité des espèces décrites à ce jour
(McLaughlin et al., 2009 ; Blackwell, 2011). La classification est régulièrement revue et mise à
jour. Les champignons représentent le deuxième règne le plus riche en espèces de la biosphère
(Cordier, 2012) (Figure n°2).
Figure n°2 : phylums fongiques et nombre d’espèces décrites.
(Source : Blackwell, 2011).
Les Chytridiomycota regroupent des espèces fongiques produisant des spores uniflagellées
(zoospores) constituant la lignée évolutive la plus ancienne des champignons et ils témoignent
d’une vie majoritairement aquatique (James et al., 2006 in Cordier, 2012). Ce groupe comprend
4 ordres, 13 familles, 99 genres et prés de 686 espèces (Kirk et al., 2008 in Lee et al., 2012).
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Chapitre 1
Les
Zygomycota
Mycoendophytes
constituent
un
assemblage
de
champignons
zygosporiques
écologiquement hétérogènes. Il est divisé en deux classes : Zygomycètes et Trichomycètes et en
neufs ordres : Asellariales, Dimargaritales, Endogonales, Entomophthorales, Harpellales,
Kickxellales, Mortierellales, Mucorales et Zoopagales. Il est considéré comme une lignée
primitive (James et O’Donnell, 2004). Il regroupe de nombreux saprotrophes et parasites
d’insectes (Cordier et al., 2012) et de champignons pathogènes facultatifs pour la plante, animal,
homme et même pour d’autres champignons. Ce sont des champignons ubiquistes omniprésents
dans diverses interactions dans le milieu naturel (White et al., 2006).
Les Glomeromycota constituent le groupe de champignons symbiotiques et biotrophes
stricts de plantes qui forment des mycorhizes à arbuscules. Il est relativement le groupe le plus
petit (Kirk et al., 2008 in Lee et al., 2012).
Le phylum des Ascomycota est le plus grand groupe de champignons microscopiques
comprenant 15 classes, 68 ordres, 327 familles et environ 64 163 espèces. Ils incluent les
saprophytes, parasites, endophytes et lichens. Ils sont cosmopolites (Kirk et al., 2008 in Lee et
al., 2012). Ce sont des champignons caractérisés par un appareil végétatif sous forme d’un
mycélium septé. Ils présentent une structure caractéristique appelée asque, formée au cours de la
reproduction sexuée, qui renferme un nombre défini d’ascospores. Ce sporocyste globuleux,
cylindrique ou plus ou moins claviforme, avec une paroi simple ou double représente un
important critère d’identification. Souvent les asques sont produits, en grand nombre, dans des
structures de fructification, nommées ascocarpes, divisés en 3 catégories : les cléistothèces
(ascocarpes globuleux, clos), les périthèces (ascocarpes plus ou moins en forme de bouteille
présentant un ostiole par lequel les spores sont expulsées) et les apothécies (ascocarpes ouverts,
en forme de coupe, portant des asques en surface) (Botton et al., 1990 ; Sutton et al., 1998 in
Tabuc, 2007). Au sein de ce phylum, nous distinguons les Deutéromycètes (champignons
imparfaits), dont la majorité des espèces représentent la forme imparfaite des champignons
Ascomycètes. Ils forment un groupe très hétérogène, englobant toutes les espèces de
champignons, pour lesquelles la reproduction sexuée n’est pas connue. Ces champignons sont
unicellulaires ou à thalle filamenteux septé. Les Deutéromycètes sont divisés en 3 classes : les
Blastomycètes qui réunissent des levures ; les Hyphomycètes qui sont des champignons
filamenteux, stériles ou produisant des spores directement sur les hyphes ou sur des
conidiophores simples ou agrégés et les Coelomycètes, champignons auxquels les conidies sont
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Chapitre 1
Mycoendophytes
produites dans des structures de protection : les pycnides (Sphaeropsidales) et les acervules
(Mélanconiales) (Kiffer et Morellet, 1997).
La majorité des études menées sur la diversité des champignons dans les sols en régions
arides ont révélé que les Ascomycètes sont considérés comme des membres fréquents
(Mouchacca, 2005).
Le groupe des Basidiomycota rassemble la majorité des champignons mycorhiziens à
carpophores, mais aussi des parasites des plantes et des levures (Jones et al., 2011 in Cordier,
2012). Ce phylum est représenté en 31 515 espèces rangées dans 1589 genres, 177 familles, 52
ordres et 16 classes (Kirk et al., 2008 in Lee et al., 2012).
La classification actuelle du règne des Champignons s’appuie sur des critères
morphologiques et sur le mode de reproduction. Elle est pratique, mais insatisfaisante (Cordier,
2012).
Les espèces de mycoendophytes font partie pour la plupart des Ascomycètes. Les
mycoendophytes Basidiomycètes sont au nombre de neuf espèces. Les Zygomycètes sont
faiblement représentés avec seulement deux espèces (Márquez et al., 2007). Ils sont usuellement
classés en Clavicipitaceae (colonisateurs des herbes) et Non Clavicipitaceae (généralement
colonisateurs des ligneux) (Hyde et Soytong, 2008). Ces deux groupes (Clavicipitaceae et Non
Clavicipitaceae) sont répartis en quatre classes selon la biodiversité, la transmission, le mode de
colonisation et les bénéfices mutuels, ainsi que la nature de la plante hôte (Rodriguez et al.,
2009) (Figure n°3).
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Chapitre 1
Mycoendophytes
Figure n°3 : situation des différents mycoendophytes dans les tissus végétaux.
(Source : Kusari et Spiteller, 2012).
4.1.Clavicipitaceae (C)
Ce groupe comprend les Ascomycètes, colonisateurs des bourgeons et rhizomes de
Poacées. Cette colonisation par les endophytes se déroule en saison chaude et froide (Schulz et
Boyle, 2005 ; Rodriguez et al., 2009). Il est décrit en une seule classe : la classe 1.
Les premiers champignons endophytes des herbacées identifiés par les chercheurs
européens à la fin du 19ème siècle sont ceux isolés sur Lolium temulentum, Lolium arvense,
Lolium linicolum et Lolium remotum (Guerin, 1898 ; Hanausek, 1898 ; Vogle, 1898 in Rodriguez
et al., 2009). Les chercheurs ont constaté que l’intoxication révélée chez les animaux est causée
suite à leur consommation d’herbes infectées par les champignons (Rodriguez et al., 2009). Ces
hypothèses étaient non testées jusqu'à ce que Bacon et ses collaborateurs (1977) relient
Neotyphodium coenophialum à la production répandue du « syndrome de l’été », toxicité dans le
pâturage de bétail de la fétuque élevée.
Les mycoendophytes rangés dans cette classe font partie des champignons téléomorphes
tels les genres Epichloé et Balansia, correspondant respectivement aux anamorphes
Neotyphodium et Ephelis. Ils induisent des infections intercellulaires systémiques le long de la
surface de la plante, transmis verticalement par les graines (Kuldau et Bacon, 2008).
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Chapitre 1
Mycoendophytes
4.2. Non Clavicipitaceae (NC)
Ils ont été isolés à partir de bourgeons et/ou racines de presque toutes les plantes
échantillonnées. La plupart d’entre eux sont des Ascomycètes (Petrini, 1996 ; Saikkonen et al.,
1998 in Linares, 2010). Ils sont répartis en trois classes : 2, 3 et 4 (Rodriguez et al., 2009). Les
mycoendophytes de ce groupe sont largement diversifiés au sein des embranchements des
Ascomycota et Basidiomycota (Arnold et Lutzoni, 2007 ; Rodriguez et al., 2009).
4.2.1. Classe 2
Les mycoendophytes de cette classe appartiennent aux Basidiomycota. Ce sont des
membres des Agaricomycotina et Pucciniomycotina (Rodriguez et al., 2009), mais aussi aux
Ascomycota tels les Pezizomycotina comme Phoma, Arthrobotys (Newsham, 1994 ; LopezLlorca et al., 2006 in Linares, 2010), Fusarium, Colletotrichum et Curvularia au sein des tissus
des racines, rhizomes, tiges et feuilles (Rodriguez et al., 2009). Ils colonisent les tiges, racines et
feuilles et forment des infections au sein de la plante hôte. Ils sont transmis verticalement et
horizontalement via les graines et/ou les rhizomes. Possédant une faible abondance dans la
rhizosphère, ils colonisent extensivement les faces supérieure et inférieure des tissus de la plante.
Cependant, les plantes hébergeant ce groupe de mycoendophytes sont limitées (Rai et al., 2012).
4.2.2. Classe 3
La majorité de ces endophytes sont des membres des Dikaryomycota (Ascomycota ou
Basidiomycota), avec une concentration particulière dans le groupe des Ascomycota, les
Saccharomycotina sont bien représentés (Higgins et al., 2007). Ils se reproduisent soit par
fragmentation des hyphes et/ou par production des spores sexuées ou asexuées (Herre et al.,
2005 in Rodriguez et al., 2009).
Les mycoendophytes de cette classe sont caractérisés par une hyper-diversité associée aux
feuilles des arbres tropicaux, conifères ; ligneux et Angiospermes herbacées dans les biomes des
forêts tropicales à boréales et les communautés végétales de l’arctique et l’antarctique.
Cependant, ils ont une localisation restreinte au niveau des bourgeons et résident au sein d’une
gamme diversifiée de plantes hôtes (Arnold et al., 2003 ; Higgins et al., 2007). En général, les
plantes cultivées dans les régions où les conditions sont stériles ne sont pas colonisées par les
endophytes de la classe 3, contrairement aux endophytes de la classe 2 où la transmission des
spores est verticale (Arnold et Herre, 2003). A cet effet, Arnold (2002 in Rodriguez et al., 2009)
a testé l’effet des endophytes de classe 3 sur les plantes des régions où les conditions
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Chapitre 1
Mycoendophytes
environnementales sont stériles. Les résultats obtenus démontrent que les plantes infectées n’ont
pas exprimé de changement dans le taux de croissance et accumulation de la biomasse.
Cette classe d’endophytes regroupe toutes les espèces fongiques colonisatrices des feuilles
des arbres dont les plus fréquent sont Aspergillus, Trichoderma, Penicillium, Phoma,
Cladosporium, Glomerella, Aureobasidium, Epicoccum, Fusarium, Acremonium, Chaetomium,
Acromoniella, Verticillium, Alternaria, Bipolaris, Cordyceps, Curvularia, Geotrichum, Monilia,
Mucor, Neoscytalidium, Phomopsis, Rhizoctonia, Scedosporium, Xylaria et Paraphaesphaeria
(Zuccaro et al., 2004 ; Klosterman et al., 2009 ; Khan et al., 2012 ; Kaliňák et al., 2013 ; Lawson
et al., 2014 ; Zareb, 2014 ; Zhou et al., 2015).
Aspergillus est un champignon Deutéromycète. Il est des plus anciennement connu. Il est
cosmopolite et très fréquent dans la nature. Il est composé de plus de 300 espèces, y compris les
espèces anamorphes. Il est facilement identifié grâce à son conidiophore. Il produit des
mycotoxines, qui sont des métabolites secondaires nocifs pour les animaux et pour l’homme.
Plusieurs espèces sont utilisées en biotechnologie pour leur métabolites tels : les antibiotiques,
les acides organiques et les médicaments ou enzymes (Samson et al., 2014). Il est caractérisé par
son caractère d’ubiquité, il occupe tout les sols y compris ceux des régions arides. C’est un
champignon xérophile pouvant survivre dans les régions où les précipitations sont très faibles
voir rares. Il a été isolé des sols désertiques du Mexique, Chili, Argentine, Arabie Saoudite et
Iraq (Abdullah et al., 1986 ; Samaniego-Gaxiola et Chew-Madinaveitia, 2007) (Figure n°4).
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Chapitre 1
Mycoendophytes
conidies
phialides
métules
vésicules
conidiophore
Figure n°4 : observation microscopique des conidiophores d’Aspergillus.
L, O- Aspergillus sloanii (10 μm). M, N- Aspergillus ochraceus (10 μm).
(Source : Samson et al., 2014).
Trichoderma est un champignon cosmopolite, prédominant dans la mycoflore des sols de
divers écosystèmes. C’est un champignon Ascomycota de l’ordre des Hypocréales. Il est d’une
croissance rapide et est communément retrouvé dans le sol, le bois en décomposition et la
matière organique. La majorité des souches fongiques de Trichoderma sont rarement associées
avec les maladies des plantes (Harman et al., 2004). En effet, ce sont des champignons
opportunistes mutualistes, vivant en symbiose avec la plante (Sharma et al., 2011). Il est connu
pour avoir des propriétés antagonistes, c’est un agent de lutte biologique contre un large spectre
de phytopathogènes comme Botrytis cinera, Fusarium oxysporum, Rhizoctonia solani,
Verticillium dahliae, etc. (Srivastava et al., 2014). Certaines études ont démontré l’aptitude de ce
champignon endophyte à stimuler la croissance de certaines plantes (Bae et al., 2011). C’est un
champignon possédant plusieurs gènes de biocontrôle (Sharma et al., 2011). Ces gènes sont
responsables de la dégradation de la paroi cellulaire, croissance des hyphes, tolérance aux stress
et activités antiparasites. Par exemple la chitinase est responsable de la décomposition des
liaisons glycosidiques (Svivastava et al., 2014). En plus de cela, il est parmi les champignons les
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Chapitre 1
Mycoendophytes
plus utilisés comme biofongicide (Harman, 2000). L’interaction entre Trichoderma et la plante
hôte déclenche une immunité contre les différents pathogènes (Martínez-Medina et al., 2013)
(Figure n°5).
conidies
conidiophore
phialides
Figure n°5 : morphologie de Trichoderma strigosellum (dessin de conidiophore et conidies).
(Sources : López-Quintero et al., 2013).
Acremonium est un champignon Ascomycota. Il comprend les espèces les plus simplement
structurées de tous les champignons filamenteux anamorphes. Morphologiquement, Acremonium
est caractérisé par des hyphes cloisonnées et des phialides latérales produites individuellement
ou en petits groupes. Les conidies ont tendance à être unicellulaires, produites dans des têtes
mucoïdes ou dans des chaines non connectées. Acremonium peut être hyalin ou mélanisé, mais
les hyphes sont généralement hyalines (Summerbell et al., 2011). Le nombre d’espèces
d’Acremonium est large. Actuellement, prés de 95 espèces d’Acremonium sont étudiées. Ce
champignon est doté de fortes activités antifongiques, antibactériennes et antialgales (Hussain et
al., 2014). L’acétate d’éthyle extrait de ce champignon endophyte est testé pour ces propriétés
antifongiques et antibactérienne contre Microbotryum violaceum, Escherichia coli, Bacillus
megaterium et Chlorella fusca (Hussain et al., 2014) (Figure n°6).
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Chapitre 1
Mycoendophytes
conidies
phialides
Figure n°6 : conidiophores d’Acremonium asperulatum (10 μm).
(Source : Giraldo et al., 2012).
Chaetomium est un champignon appartenant à l’embranchement des Ascomycota et à la
famille des Chaetomiacées (Von Arx et al., 1986 in Pornsuriya et al., 2008). Il est présent dans
divers substrats et est largement distribué dans les différents climats, allant des régions tropicales
aux régions tempérées, malgré la large différence entre les facteurs géographiques et écologiques
dans la zone de distribution. La position taxonomique de ce champignon est incertaine, à cause
du nombre limité des caractères morphologiques et de développement (Aggarawal et al., 2013).
Les espèces de ce genre sont caractérisées par des ascospores aseptées superficielles,
habituellement couvertes par des poils de couleur brune ou gris-olivâtre, avec un ou deux pores
germinaux (Rodriguez et al., 2002). Ce champignon regroupe plus de 200 espèces caractérisées
par un périthèce de couleur sombre (Ahamed et al., 2005). Ces espèces sont bien connues
comme des champignons coprophiles (croissance sur les excréments animaux) et aussi comme
des champignons du sol et des semences ; ils se caractérisent par leur teneur en métabolites
secondaires, tels les dérivés benzoquinones (Pornsuriya et al., 2008). Ils sont également
rencontrés dans les composts organiques (Pornsuriya et al., 2008). Ils dégradent la cellulose et
d’autres matières organiques et se comportent comme antagonistes des champignons pathogènes
de la plante (Soytong et al., 2001) (Figure n°7).
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Chapitre 1
Mycoendophytes
Figure n°7 : Chaetomium macrostiolatum.
1- ascocarpe. 2-péridium. 3.-poils de l’ascocarpe. 4-asques et ascospores. 5-ascospores. Echelle:
1=100 μm; 2-5=10μm.
(Source : Rodrίguez et al., 2002).
Cladosporium est aussi un Ascomycota. Il est l’un des champignons les plus répandus des
Hyphomycètes (Flannigan, 2001). Sa croissance se déroule dans des habitats humides, en raison
de la nécessité en eau pour survivre (Bogacka, 2008 in Ogórek et al., 2012). Plusieurs études ont
montré son potentiel d’endophytisme avec les plantes (Larran et al., 2001 ; Cao et al., 2002 ;
Zhou et al., 2015) (Figure n°8).
Figure n°8 : Cladosporium gallicola.
A- conidies. B-conidiophores découlant de stroma. C- conidiophores découlant des hyphes.
(Source : HeucHert et al., 2005).
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Chapitre 1
Mycoendophytes
Phoma est un champignon endophyte très fréquent des Ascomycota. Plus de 220 espèces
sont actuellement reconnues. Il occupe de nombreuses niches écologiques. Géographiquement, il
est largement distribué (Aveskamp et al., 2008). Les espèces du genre Phoma ont la forme d’un
pycnidium et elles produisent des chlamydospores (Machowicz-Stefaniaka et Krol, 2007). Un
pourcentage important de ses espèces est associé aux plantes comme opportunistes ou
pathogènes primaires (Sutton, 1980 in Linares, 2011). Elles infectent principalement les feuilles
et les tiges (Aveskamp et al., 2008 ; Zhang et al., 2009). Plusieurs espèces mutualistes passent au
mode pathogène, lorsque la plante est inappropriée. Les espèces du genre Phoma sont des
champignons Coélomycètes des plus fascinants, grâce à leur grande diversité écologique
(Aveskamp et al., 2008) (Figure n°9).
Figure n°9 : Phoma coffeae-arabicae.
a-b. Pycnide. c-d. section pycnidiale. E-g. Chlamydospores. h. Conidies. Echelle: a–b= 50μm, cg= 20μm, h= 10μm.
(Source : Aveskamp et al., 2009).
Penicillium est un Ascomycota, il est omniprésent. Les souches de ce champignon sont
isolées à partir de tout type de substrat et de différentes conditions environnementales. Il est
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Chapitre 1
Mycoendophytes
fréquemment isolé en tant qu’endophyte des plantes. Plusieurs études ont démontré que ce
champignon est antagoniste des pathogènes de la plante. En effet, son application dans la lutte
biologique pourrait être possible (Nicoletti et al., 2008) (Figure n°10).
Figure n°10 : Penicillium brevicompactum.
A- micrographie d'un conidiophore mûr coloré avec du bleu de coton. B- dessin de conidiophore
et de conidies.
(Source: Paterson et al., 2004).
Epicoccum est un Ascomycota très commun, il est défini comme un envahisseur
secondaire des plantes, notamment les tissus végétaux endommagés. Il a été isolé à partir de l'air,
du papier, des moisissures, des matières végétales, des animaux, des insectes, des denrées
alimentaires, des textiles, du sol et il se produit de temps en temps dans la poussière de maison. Il
est surtout saprophyte ou rarement parasite. Il est omniprésent dans la nature, il se trouve
couramment dans l'air extérieur. Il est connu pour être très résistant à la modification de l'activité
de l'eau (Seidl, 2006) (Figure n°11).
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Chapitre 1
Mycoendophytes
conidiophore
conidie
Figure n°11 : Epicoccum nigrum. Echelle: conidiophores (5-15 x 3-6 µm)- conidies (15-25 µm).
(Source : d’Halewyn et Chevalier, 2014).
Geotrichum est un Ascomycota arthroconidial (Smith et al., 2000 ; Naumova et al., 2001 ;
de Hoog et Smith, 2004). Il représente la forme anamorphe des espèces des genres Dipodascus
de Lagerheim (de Hoog et al., 1998 in Sulo et al., 2009). Geotrichum est un endophyte, car il est
souvent isolé des plantes (Batra, 1967 in Suh et Blackwell, 2006) (Figure n°12).
Figure n°12 : Geotrichum carabidarum.
A-arthroconidies cylindriques. B-hyphes septées. Echelles : 5 μm.
(Source : Suh et Blackwell, 2006).
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Chapitre 1
Mycoendophytes
Verticillium est récemment défini. C’est un Ascomycota Hyphomycète. C’est un genre
vaste, hétérogène et peu différencié (Gams et al., 2005 in Klosterman et al., 2009). Ce
champignon est caractérisé par un conidiophore, composé de cellules productrices de spores,
elles sont assemblées en verticilles et fixées le long d’un axe principal (Figure n°13).
Figure n°13 : Verticillium nigrescens (×400).
a- conidiophores. b-phialides. c- conidies.
(Source : Jabnoun-Khiareddine et al., 2010).
Curvularia est un champignon Ascomycota de la classe des Hyphomycètes. Il est fréquent
dans les régions désertiques (Trappe, 1981 in Bhatnagar et Bhatnagar, 2005). Le mode de
formation de ses conidies est poric (Tabuc, 2007). Il confèrent à l'herbe Dichanthelium une
adaptation à la chaleur extrême (Redman et al., 2002) (Figure n°14)
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Mycoendophytes
conidies
conidiophore
Figure n° 14 : Curvularia lunata (20 μm).
(Source : Alex et al., 2013).
4.1.1. Classe 4
C’est le groupe de mycoendophytes comprenant principalement les Ascomycètes
conidiales (formation de conidies) ou bien stériles. Ils forment des structures mélanisées, telles
que les hyphes et les microsclérotes inter et intracellulaires à l’intérieur des racines (Rodriguez et
al., 2009). Ils ne colonisent que les racines d’une gamme large et diversifiée de plantes
(Jumpponen et Trappe, 1998 ; Weiss et al., 2004).
5. Facteurs influençant la diversité des mycoendophytes
Les
microorganismes
endophytes
sont
distribués
en
fonction
des
facteurs
environnementaux et physiologiques de la plante (Khan et al., 2010) tels : l’emplacement
géographique (Collado et al., 1999), l’âge et la spécificité des tissus de la plante hôte (Khan et
al., 2010). Ils occupent toutes les niches sur terre, ceci inclut les sédiments rocheux profonds, les
déserts et les environnements marins (Strobel, 2003).
L’incidence de l’infection des endophytes augmente à partir des régions arctiques
jusqu’aux régions tropicales, avec respectivement 1% à 99% des segments foliaires. La
fréquence de colonisation, la richesse et la diversité des mycoendophytes sont plus élevées dans
les régions tropicales que dans l’arctique et les forêts boréales. Ces variables sont dépendantes du
gradient latitudinal (Arnold et Lutzoni, 2007).
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Chapitre 1
Mycoendophytes
Au cours d’une saison végétative, la biomasse microbienne de la phyllosphère a tendance à
augmenter (Thompson et al., 1993). Nous observons généralement une succession des
populations microbiennes, avec une majorité de bactéries après débourrement, ensuite une
majorité de levures et enfin une majorité de champignons filamenteux en fin de saison (Kinkel,
1997 in Cordier, 2012). Des variations saisonnières d’abondance des espèces fongiques, plus que
des variations de type présence/absence ont été montrées pour la majorité des endophytes et
épiphytes dominants les assemblages, alors que quelques espèces dominantes sont constantes
(Sahashi et al., 1999 ; Osono et Morri, 2005 ; Göre et Bucak, 2007 in Cordier, 2012). Ce même
phénomène a également été montré avec du pyroséquençage, avec plus d’un tiers des espèces
dynamiques dans la saison et les deux autres tiers constants, dans la même saison (Jumpponen et
Jones, 2010).
Généralement, les endophytes peuvent être métaboliquement agressifs du fait de leur
capacité à bouleverser la plante hôte, tout en affectant sa défense chimique (Cabral et al., 1993 ;
Peters et al., 1998 ; Schulz et al., 1999 in Selim et al., 2012). Un tel environnement hostile peut
expliquer l'évolution de la capacité de synthèse potentiellement accrue des endophytes. Ceci
pourrait probablement expliquer l’anomalie que pourrait causer un endophyte via la production
d’un composé bioactif sur la plante hôte, mais ce même endophyte ne parvient pas à le faire
lorsqu’il est isolé de cette dernière (Li et al., 1996).
Les endophytes sont des colonisateurs asymptomatiques des tissus de l’hôte et réagissant
positivement à son égard. Cependant, ils peuvent se transformer en microorganismes pathogènes
(parasites), en réponse à certains signaux environnementaux et contribuent à la mort de la plante
(Hendry et al., 2002 ; Lorenzi et al., 2006). Un pareil changement dans la nature de l'endophyte
entraînerait
également
un changement
de
son métabolisme. Aussi, les
conditions
environnementales qui agissent sur la croissance de la plante hôte influent en conséquence sur le
nombre et la diversité des endophytes et par la suite sur la composition en métabolites produits
par les endophytes (Selim et al., 2012).
La différence des endophytes par rapport à leur métabolisme et leur activité biologique
pourrait être liée à la différence chimique des plantes hôtes (Paulus et al., 2006). Cela semble
dépendre de l'environnement. Ce point incite les chercheurs à mettre au clair les relations
endophyte-plante hôte et l'effet de ces dernières sur la production des métabolites par les
endophytes (Schulz et al., 2002).
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Chapitre 1
Mycoendophytes
4. Interactions entre la plante hôte et les mycoendophytes
Jusqu'à présent, dans la région méditerranéenne seulement quelques espèces de plantes ont
été étudiées par rapport à leur population fongique (Collado et al., 1996 ; Pelàez et al., 1998 in
Collado et al., 1999). En effet, la présence des champignons endophytes dans chaque plante
étudiée est bien documentée, mais le nombre de plantes étudiées à cet effet est très faible (Verma
et al., 2014).
Les mycoendophytes sont capables de coloniser plusieurs espèces de plantes hôtes dans le
même habitat, à condition qu’elles soient de la même famille. La distribution de certains
champignons endophytes peut être similaire dans les espèces végétales proches (Huang et al.,
2008). Par la suite, des recherches ont confirmé qu’une seule espèce d’endophyte peut former
des relations avec deux ou plusieurs plantes hôtes connexes, mais montre une préférence pour un
hôte particulier. Ce phénomène est défini comme la sélectivité que manifeste l’endophyte envers
la plante hôte (Cohen, 2006 in Selim et al., 2012).
La colonisation par les endophytes peut être intracellulaire et limitée à des cellules
individuelles, intercellulaire, ou bien à la fois inter et intracellulaire (Figure n°15).
Figure n°15 : représentation schématique de l’association plante hôte-mycoendophytes.
(Source : Kusari et Spiteller, 2012).
Les associations endophytiques au sein des organes aériens des plantes peuvent aller du
contact intime, où les champignons colonisent les espaces intercellulaires et les vaisseaux du
xylème dans la plante, à la colonisation plus ou moins superficielle des périphéries de la plante,
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Chapitre 1
Mycoendophytes
ou bien la colonisation des tissus morts de la plante, telles que les couches d’écorce avec une
croissance secondaire (Kowalski et Kehr, 1992 in Fisher et al., 1993).
Au cours des dernières années, des chercheurs ont rapporté que les communautés
d’endophytes sont usuellement spécifiques au niveau de la plante hôte (Petrini, 1985 ; Canavesi,
1987 ; Sieber et Hugen-Tobler, 1987 ; Bertoni et Cabiral, 1988 ; Petrini et Fisher, 1988 ; Sieber
et al., 1991 in Fisher et al., 1993). Dans le même contexte, Carroll et son équipe (1977) ont
suggéré la préférence des endophytes à résider dans certains tissus et pas d’autres (préférence et
sélection).
Les endophytes sont rencontrés dans une large variété de types tissulaires des plantes, tels
le xylème (Hoff et al., 2004) et l’écorce (Raviraja, 2005 in Zhang et al., 2006).
Concernant la spécificité des organes colonisés par les mycoendophytes, les feuilles
représentent un environnement dur et hostile pour la colonisation par les microorganismes,
commençant par la disponibilité des nutriments limités, ainsi qu’aux fluctuations extrêmes en
matière d’humidité, température et gradients d’échanges gazeux et radiations ultraviolets
(Goodman et Weisz, 2002 in Krings et al., 2010), mais malgré ces obstacles il n’existe pas de
feuille de plante sur la terre qui ne soit pas colonisée par les microorganismes, au moins pour la
majorité des espèces végétales (Krings et al., 2010).
Moricca et Ragazzi (2008) ont indiqué que le type d’interactions regroupant les
mycoendophytes aux plantes hôtes est contrôlé par les gènes des deux partenaires (plante et
champignons) et modelé par l’environnement.
L’endophytisme est décrit comme bénéfique et pour la plante hôte et pour le champignon
colonisateur (Strobel, 2002 in Zhang et al., 2008). Pour Schulz et Boyle (2005), la colonisation
asymptomatique des plantes par les endophytes est une interaction antagoniste équilibrée entre
les deux partenaires. Les endophytes et les microorganismes pathogènes possèdent tous les deux
plusieurs facteurs de virulence communs. Les endophytes étudiés à ce jour sécrètent des
exoenzymes nécessaires pour pénétrer au sein de la plante hôte, même si certains d’entre eux
expriment une pathogénéicité envers celle-ci, mais d’une manière latente. La majorité produit
des mycotoxines phytotoxiques. Dans ce cas, la plante peut répondre avec la même réaction
défensive que celle du pathogène, c'est-à-dire, avec des métabolites de défense préformés et
induire des réponses de défenses mécaniques et des réponses défensives latentes et rapides. Le
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Chapitre 1
Mycoendophytes
fait qu’aucun des deux partenaires ne l’emporte sur l’autre au sein de l’interaction n’explique pas
l’inefficacité de l’un d’entre eux ou tous les deux ensembles, mais cela signifie plutôt une
« stratégie de survie », par exemple : a) les champignons quiescents localisés au niveau
intercellulaire ou intracellulaire attendant la sénescence de la plante hôte, continuent à croitre en
son sein en tant que saprophytes, b) les DSE qui colonisent systématiquement les racines souvent
comme des symbiotes mutualistes, ou c) l’exemple des agents pathogènes latents à faible degrés
de virulence et qui produisent lentement une forte biomasse induisant une importante virulence.
Alors que certains endophytes sont adaptés spécifiquement à leur hôtes respectifs, d’autres sont
des opportunistes accessoires (Figure n°16).
Figure n°16 : les réactions stimulées suite à la colonisation asymptomatique de plante par les
mycoendophytes.
(Source : Schulz et Boyle, 2005).
Le commensalisme et le mutualisme exigent un équilibre entre les réponses défensives
reflétées par la plante et la demande en nutriments nécessaire pour le champignon endophyte
(Kogel et al., 2006).
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Mycoendophytes
Des recherches ont prouvé que les concentrations de certains métabolites de défense des
plantes sont plus faibles lorsque l'hôte est infecté par un agent pathogène, qu'avec un endophyte
mutualistique. Il existe donc un équilibre entre la virulence fongique et la défense des plantes
(Schulz et al., 2002). Dans le cas où cet équilibre est perturbé par une diminution des défenses de
la plante ou bien par un renforcement de la virulence fongique, nous remarquons un
développement de pathologie chez la plante hôte et en conséquence, les endophytes synthétisent
des métabolites pour concurrencer les épiphytes et les champignons pathogènes à coloniser la
plante hôte d’une part et à régulariser les métabolismes de la plante hôte dans l’association
équilibrée d’autre part, tel que le montre la figure n°16 (Priti et al., 2009).
Le facteur virulence est semblable pour les pathogènes et les endophytes. Ces derniers
pourraient réagir avec la même réaction de défense que celle de la plante hôte contre les
pathogènes. Par conséquent, les endophytes doivent éviter ou surmonter les réponses non
spécifiques de résistance permettant de réaliser une pénétration réussie, par la reprogrammation
de la cellule envahie à recevoir des structures d'infection et de maintenir l'intégrité de la cellule
hôte pendant une longue durée. L’évolution des interactions entre les plantes hôtes et les
mycoendophytes sont complexes, l’implication des interactions multispécifiques et des courants
multidirectionnels d’influence est affectée par des processus aléatoires comme les stress
abiotiques et biotiques (Saikkonen et al., 2004).
Ces interactions révèlent un impact profond et déterminant sur le fonctionnement général
des écosystèmes (Eisenhauer, 2012). Les chercheurs sont face à de véritables défis, afin de
démasquer les aspects écologiques sur lesquels s’appuient ces interactions (Bardgett et al.,
2005).
7.
Rôles des mycoendophytes
Les plantes ont colonisé des surfaces caractérisées par une variation dans les conditions
environnementales. Elles ont donc pu développer des mécanismes pour répondre à l'évolution
des conditions environnementales (sécheresse, pathogènes et même des conditions limitantes en
nutriments) et pour s’y installer (Bohnert et al., 1995 ; Bartels et Sunkar, 2005). Des études
récentes ont affirmé que la survie de certaines espèces végétales dans des habitats extrêmes est
étroitement dépendante des associations microbiennes. Ces dernières sont indispensables aux
végétaux pour faire face aux différents stress rencontrés au sein de ces habitats (Hirt, 2012). Ce
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Chapitre 1
Mycoendophytes
sont de véritables contributeurs aux écosystèmes, à cause de leur implication dans le cycle
nutritif (Jordan, 1985 ; Lodge, 1992 in Paulus et al., 2006).
Les études sur les microorganismes endophytes sur les 25 dernières années indiquent que
ces derniers occupent une niche écologique unique. Ils influencent la distribution, l’écologie, la
physiologie et la biochimie de la plante hôte (Petrini et al., 1992).
Les endophytes jouent un rôle vital dans divers aspects de la vie. Ils sont capables de
synthétiser des agents bioactifs pouvant être utilisés par les plantes quant à la défense contre les
agents pathogènes, la stimulation de leur croissance,
l'amélioration de l'efficacité
photosynthétique, nutriments et utilisation de l'eau. Cependant, le mécanisme exact de la
contribution des endophytes dans l’augmentation du taux de croissance des plantes est jusqu’à
présent mal connu (Amin et al., 2011). Plusieurs études ont prouvé que les endophytes jouent un
rôle primordial dans la protection de la plante hôte contre les prédateurs et les agents pathogènes
(Azevedo et al., 2000).
7.1. Rôles écologiques
Les mycoendophytes représentent un important réservoir de biodiversité dans les différents
écosystèmes et révèlent un important intérêt écologique (Bérubé, 2007).
Des recherches indiquent que plusieurs mycoendophytes peuvent conférer aux plantes
hôtes une tolérance à divers stress biotiques et abiotiques tels : la sécheresse, la chaleur, les
herbivores et les attaques de pathogènes (Rodriguez et al., 2008). Le fait intéressant dans ce cas
là c’est qu’il semble que la tolérance au stress de la plante hôte n'est pas une caractéristique
générale de l'interaction avec les mycoendophytes, mais une caractéristique du milieu spécifique
de l'interaction. Bien que de nombreuses recherches abordent la compréhension des réactions des
plantes face au stress, ces études prennent rarement en compte l'association de ces plantes avec
leurs partenaires microbiens. La tolérance aux maladies en symbiose ainsi conférée semble
impliquer des mécanismes différents en fonction de l'endophyte (Hirt, 2012). Par exemple, la
souche non pathogène Colletotrichum magna, qui confère la résistance aux maladies, est corrélée
à une augmentation des activités de la peroxydase et de la phénylalanine ammoniaque lyase et
une augmentation des dépôts de lignine (Redman et al., 1999). Il est intéressant de remarquer
qu’en l'absence d’attaque de pathogènes, cette souche de Colletotrichum magna n’active pas les
systèmes de défense. En outre, la résistance aux maladies conférée par Colletotrichum magna est
restreinte aux tissus colonisés, mais n'est pas systémique, ce qui suggère que l'endophyte peut
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Chapitre 1
Mycoendophytes
sensibiliser les tissus colonisés pour activer des systèmes de défense en cas d'attaque.
Contrairement à Colletotrichum magna, le champignon endophyte Piriformospora indica
(champignon de l’embranchement des Basidiomycota et l’ordre des Sébacinales) confère la
résistance aux maladies par un mécanisme systémique. Ce champignon est un Basidiomycète
cultivable, colonisateur des racines de nombreuses espèces végétales (Oelmüller et al., 2009 in
Hirt, 2012) dont Arabidopsis thaliana, qui est une petite plante utilisée comme modèle génétique
dans la recherche végétale. Ce champignon stimule la croissance, la production de biomasse et la
quantité de semences de ses hôtes, y compris des Gymnospermes et une large variété des plantes
Monocotylédones et Dicotylédones comme le maïs, l’orge, le chou, les tomates, etc. Il favorise
également l’absorption des nitrates et des phosphates. De plus, Piriformospora indica confère la
résistance contre différents stress abiotiques (Waller et al., 2005) et biotiques (Stein et al.,
2008).
Les microorganismes endophytes exercent un rôle important dans les systèmes écologiques
à travers le façonnement des communautés végétales. Ils servent aussi comme des médiateurs
dans les interactions écologiques (Ganley et al., 2004).
Une nouvelle application des endophytes a été explorée dans les champs, c’est la
phytoremédiation des composés métaboliques associés aux déchets de nature chimique. Certains
endophytes se comportent comme des phytoremédiateurs du fait de leur capacité à dégrader des
composés qui représentent un danger pour l’équilibre environnemental (Lodweyckx et al., 2001
in Zhang et al., 2006).
Dichanthelium lanuginosum est une plante géothermique qui est colonisée par Curvularia
protuberata, champignon endophyte Ascomycota, appartenant à l’ordre des Pléosporales, qui
confère une tolérance à la chaleur à la plante hôte. Toutefois, ni le champignon ni la plante ne
peuvent survivre seuls à des températures supérieures à 38°C (Redman et al., 2002). En outre,
seulement des souches du mycoendophyte Curvularia protuberata isolées des plantes
géothermiques peuvent conférer aux plantes la tolérance à la chaleur. Une comparaison des
différents champignons endophytes dévoile une autre caractéristique de la spécificité :
Curvularia protuberata accorde la tolérance à la chaleur, mais ni à la maladie ni au sel. En
revanche, Fusarium culmorum (champignon Ascomycota appartenant à l’ordre des Hypocréales)
ne confère que la tolérance au sel et Colletotrichum magna n’assure que la tolérance aux
maladies (Rodriguez et al., 2008). La manière dont ces différentes tolérances se manifestent dans
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Chapitre 1
Mycoendophytes
un contexte évolutif n’est pas clairement définie, mais il est probable que ces caractéristiques
spécifiques contribuent à la faculté de certaines plantes à se développer et à survivre dans des
habitats extrêmes (Hirt, 2012). D’ailleurs, même les modes de vie interchangeables entre les
mycoendophytes et la plante hôte et qui contribuent à protéger la plante hôte contre les stress
environnementaux sont confus. En effet, Colletotrichum peut basculer entre les modes de vie
d’agents pathogènes et de microbes bénéfiques. Nous ne comprenons donc que très peu la base
moléculaire des interactions plantes-microorganismes, qui dictent les relations ami-ennemi. En
outre, il existe des preuves que certains microbes peuvent être présents dans les plantes sans
qu’elles ne manifestent des symptômes de la maladie. Par exemple, Colletotrichum acutatum
peut coloniser le poivron, l'aubergine, le haricot et la tomate sans causer de maladie, mais quand
les microbes entrent en contact avec d'autres plantes comme la fraise, des symptômes de maladie
apparaissent (Freeman et al., 2001 in Hirt, 2012). En effet, Il semble donc que, selon l'hôte, un
certain nombre de microbes peuvent osciller entre le rôle d’ami ou d’ennemi (Bacon et Yates,
2006 in Hirt, 2012).
Les champignons endophytes jouent un rôle primordial dans la décomposition des
substrats ligneux dans les écosystèmes forestiers (Boddy, 1991 in Fukasawa et al., 2009).
Les mycoendophytes infectants latents des tissus sains prennent part comme des
colonisateurs dominants secondaires dans la décomposition des rameaux morts (Dowson et al.,
1988). Après la décomposition de la litière, les mycoendophytes mutualistes attaquent les
champignons colonisateurs saprophytes secondaires des brindilles (petites branches) à travers les
spores pour la partie aérienne, ou bien via le mycélium pour la partie rhizosphérique (Dowson et
al., 1988). Les feuilles mortes jouent un rôle important dans la colonisation rapide des feuilles
des plantules (Butler et al., 2006).
Les mycoendophytes des zones arides et semi-arides participent dans la minéralisation et la
décomposition de matières organiques et la mobilisation des nutriments (Fragoso et Rojas, 2001
in Romero-Olivares et al., 2013).
7.2.Champignons producteurs de métabolites biologiquement actifs
Une forte proportion de champignons endophytes (80%) produisent des composés
biologiquement actifs dits « métabolites secondaires », avec des effets antibactériens et des
activités herbicides et fongicides (Schulz et al., 2002). Plus de 20 000 métabolites bioactifs sont
d'origine microbienne (Bérdy, 2005). Les champignons sont parmi les groupes d’organismes
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Chapitre 1
Mycoendophytes
eucaryotes les plus importants, par rapport à leur capacité de produire de nombreux métabolites
et qui sont directement utilisés comme médicaments (Gunatilaka, 2006 ; Mitchell et al., 2008).
Suryanarayanan et ses collaborateurs (2009) ont étudié de nombreux métabolites
secondaires fongiques avec diverses structures chimiques et leurs grandes activités biologiques.
Cela reflète la capacité de synthèse élevée de ces microorganismes fongiques (Suryanarayanan et
Hawksworth, 2005 in Selim et al., 2012).
Une gamme de produits naturels a été extraite à partir des endophytes. Ces produits
peuvent être anticancéreux, antioxydants, antifongiques, antibactériens, antiviraux, insecticides,
antidiabétiques et immunosuppresseurs (Tejesvi et al., 2007 ; Gunatilaka, 2006). Environ 1500
métabolites fongiques ont été signalés par rapport à leur activité antibiotique et anti-tumeur
(Peláez, 2005 in Selim et al., 2012). Certains ont été envisagés comme des médicaments (Selim
et al., 2012). Il s’agit notamment de la micafungine, un métabolite antifongique de Coleophoma
empetri (Frattarelli et al., 2004 in Selim et al., 2012), le mycophénolate, un produit de
Penicillium brevicompactum, qui est utilisé pour prévenir le rejet de greffe rénale (Curran et
Keating, 2005 in Selim et al., 2012), la rosuvastatine de Penicillium citrinum et Penicillium
brevicompactum, utilisé pour traiter les dyslipidémies (modification du taux normal des lipides
sanguins) (Scott et al., 2004 in Selim et al., 2012) et le cefditoren pivoxil, un antibiotique à large
spectre dérivé de Cephalosporium sp. (Darkes et Plosker, 2002 in Selim et al., 2012). D'autres
incluent des dérivés de fumagilline, un antibiotique produit par Aspergillus fumigates (Chun et
al., 2005) et l’illudine-S, un sesquiterpénoïde de Illudens omphalotus (Mc Morris et al., 1996 in
Selim et al., 2012), qui présente une activité anti-cancer. Un champignon endophyte, Taxomyces
andreanae isolé de Taxus brevifolia, produit du paclitaxol, le composé anticancéreux à valeur de
plusieurs milliards de dollars (Stierle et al., 1993). En outre, les métabolites fongiques sont
importants dans les applications agricoles (Anke et Thines, 2007 in Selim et al., 2012) (Tableau
n°1).
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Chapitre 1
Mycoendophytes
Tableau n°1 : liste de quelques mycoendophytes producteurs de métabolites secondaires dans la
plante hôte (Sachin et al., 2013).
Champignon endophyte
Plante hôte
Métabolites
Références
Taxomyces andreanae
Taxus brevifolia
Taxol
Stierle et al., 1993
Entrophospora infrequens
Nothapodytes foetida
Camptothecin
Puri et al., 2005
Fusarium solani
Apodytes dimidiata
Camptothecin
Shweta et al., 2010
Alternaria sp.
Sinopodophyllum hexandrum
Podophyllotoxin
Yang et al., 2003
Fusarium oxysporum
Sabina recurva
Podophyllotoxin
Kour et al., 2008
Alternaria sp.
Catharanthus roseus
Vinblastine
Guo et al., 1998
Fusarium oxysporum
Catharanthus roseus
Vincristine
Zhang et al., 2000
Chaetomium globosum
Hypericum perforatum
Hypericin
Kusari et al., 2008
Cephalosporium sp
Paris polyphylla var. yunnanensis
Diosgenin
Zhou et al., 2004
Acremonium sp.
Huperzia serrata
Huperzine A
Li et al., 2007
Fusarium proliferatum
Dysoxylum binectariferum
Rohitukine
Kumara et al., 2012
Eupenicillium parvum
Azadirachta indica
Azadirachtin
Kusari et al., 2012
La production de substances bioactives par les endophytes est directement liée à l'évolution
indépendante de ces microorganismes, qui peuvent avoir incorporé l'information génétique de
plantes supérieures, leur permettant de mieux s’adapter à la plante hôte et de réaliser certaines
fonctions, telles que la protection contre les agents pathogènes, les insectes et les animaux des
pâturages (Strobel, 2003). Les microbes endophytes peuvent exprimer des effets toxiques sur les
plantes hôtes, qui sont dus au moins d’une part aux alcaloïdes qu’ils produisent (Lyon et al.,
1986 in White et al., 1992).
L’extraction de métabolites secondaires des plantes permet de développer des sources
microbiennes productives d’anti-cancer, immunosupressants et anti-microbien non seulement
réduirait le coût mais aussi rendrait ces composés plus disponibles (Penalva et al., 1998 in
Rebecca et al., 2012). En outre, les métabolites qu’elles produisent sont largement générés par
des voies enzymatiques ayant la capacité de biosynthétiser des structures liées aux compléments
chimiques d’une manière reproductible aux rendements, qui sont acceptables pour l’utilisation
industrielle (Verdine, 1996) et dans ce sens, ces produits naturels générés comme des métabolites
secondaires possèdent un certain nombre de propriétés qui leur donnent la possibilité d’être
d’excellents candidats pour l’utilisation en industries (Rebecca et al., 2012).
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Chapitre 1
Mycoendophytes
7.3.Producteurs de phytohormones
Les endophytes peuvent améliorer la croissance de l’hôte par la production de
phytohormones. Les mycoendophytes peuvent augmenter la biomasse en produisant des
hormones de croissance, ou par la stimulation de production des hormones de la plante (Schulz
et Boyle, 2005). L’utilisation des extraits de cultures fongiques (des mycoendophytes) pour
améliorer la croissance des plantes indique que les agents solubles dans ces extraits peuvent
stimuler la croissance de l’hôte d’une manière similaire à la croissance active des champignons,
cela prouve que les mycoendophytes produisent des phytohormones aussi bien in vitro qu’in vivo
(Selim et al., 2012).
Parmi les phytohormones pouvant être produites par la plante : auxines et gibbérellines
(Latch et al., 1985 ; Clay, 1986 ; Bacon et al., 2000 in Amin et al., 2011), cytokines et autres
substances, telles les vitamines. Elles sont importantes pour la croissance de la plante et la
régulation de son développement, le renforcement de la plante à absorber les éléments nutritifs,
comme l’azote (Lyons, 1990) et le phosphore (Guo et al., 2000), ainsi qu’à la régularisation de la
qualité nutritionnelle, tel le rapport carbone-azote (Raps et Vidal, 1998 in Zhang et al., 2006).
4. Conclusion
Les endophytes sont des synthétiseurs chimiques à l'intérieur des plantes (Owen et
Hundley, 2004). Le biotope exceptionnel qu’ils occupent leur attribut une attention
phénoménale. Ils sont une source de nouveaux métabolites secondaires, offrant des potentiels
d’exploitation importante en médecine, agriculture et industries pharmaceutiques et alimentaires
(Strobel et Daisy, 2003 ; Fernandes et al., 2009).
Plus d'attention devrait être accordée à l'étude de la biodiversité des endophytes, de leur
chimie et leur activité métabolique, ainsi qu’aux relations entre endophytes et plantes hôtes (Tan
et Zou 2001 in Selim et al., 2012 ; Schulz et al., 2002).
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Chapitre 2
Description de la feuille
Chapitre 2
Description de la feuille
1. Introduction
Les feuilles sont des organes végétatifs, généralement aplatis, portés latéralement par les
tiges (Camefort, 1986). La feuille est décrite comme étant une surface permettant et facilitant les
échanges du végétal avec son environnement. Elles assurent à la plante les échanges avec
l’atmosphère, via les échanges de gaz, CO2 , O2 et d’eau au cours des processus de photosynthèse,
transpiration et respiration ; les échanges de lumière par réflexion et transmission d’une partie
des photons incidents (vert en particulier) et absorption d’autres radiations nécessaires à la
photosynthèse (bleu et rouge). Ce sont des capteurs d’énergie solaire par l’échange de chaleur
par radiation infrarouge. Elles sont aussi considérées comme source en produisant des sucres et
des acides aminés exportés vers les puits de l’organisme. Elles peuvent également être un
carrefour de la circulation des sèves grâce à l’important réseau de petites nervures, ceci est du
aux cellules photosynthétiques par premièrement l’export des sucres et des acides aminés dans le
phloème et deuxièmement, par la transpiration des cellules foliaires en créant un appel d’eau
issue de la sève brûte (Meyer et al., 2004).
2. Morphologie externe
La feuille est typiquement représentée par un limbe soulevé par un pétiole. Elle est
différente de la tige par rapport à sa symétrie bilatérale. Sa surface supérieure ou adaxiale est
tournée vers la tige à l’opposé de sa surface inférieure ou abaxiale (Meyer et al., 2004) (Figure
n°17)
Figure n°17 : feuilles jeunes de prunier (Dicotylédone).
(Source : Camefort, 1986).
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Chapitre 2
Description de la feuille
Ces diverses parties de la feuille peuvent présenter chez les Dicotylédones des
développements et des formes très variables, expliquant la grande diversité morphologique des
feuilles dans ce groupe végétal.
2.1. Limbe
Le limbe est une structure large et mince, considérée comme une surface d’échange avec
l’environnement. Il est impliqué dans la nutrition et la signalisation (Meyer et al., 2004). Il est
parcouru par une nervure principale, prolongeant le pétiole et d’où partent des nervures
secondaires entre lesquelles se forment de fines nervures, formant un réseau aux mailles serrées à
l’intérieur du limbe (Camefort, 1986).
Le limbe des feuilles peut être simple. La feuille simple possède un seul limbe et la feuille
composée en est différente par un limbe divisé en unités séparées appelées folioles. Ces dernières
peuvent diverger d’un seul point (palmé) ou être disposées le long d’un axe (penné). La forme et
la marge du limbe peuvent varier. À l’intérieur du limbe, nous observons les nervures des
feuilles qui contiennent les faisceaux vasculaires (Lamontagne et Boucher, 2009) (Figure n°18).
Figure n°18 : différentes structures du limbe.
- feuille composée palmée du Marronnier (a).
- feuilles composées pennées à nombre impair (imparipennée) de folioles aiguës de
la Glycine (b) ou arrondies de l'Acacia (c).
- feuille composée pennée à nombre pair (paripennée) de folioles du pistachier
Lentisque (d).
(Source : Prat et Rubinstein, 2012).
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Chapitre 2
Description de la feuille
Les feuilles de Pistacia atlantica Desf. sont imparipennées à rachis finement ailé (Fennane
et al., 2007 in Daoudi et al., 2013 ; Ait Said, 2011). D’après Quézel et Santa (1963) et Zohary
(1952 in Belhadj, 2007), elles sont caduques l’hiver, composées et astipulées.
Concernant les folioles, elles sont obscurément rhomboïdales avec leurs plus grandes
largeurs au tiers inférieur du limbe (Monjauze, 1980). Ces feuilles comprennent 3 à 7 paires de
folioles avec ou sans foliole terminale (Kaska, 1994 in Dahmani, 2011). Elles sont alternes et
pennées, de 2,5 à 6 cm de longueur et de 0,5 à 1,5 cm de largeur et mesurent rarement plus de 12
cm de longueur totale (Monjauze, 1980). Néanmoins, Boulos (2000 in Belhadj, 2007) estime que
la longueur totale peut varier de 8 à 20 cm, alors que Kafkas et ses collaborateurs (2002)
estiment que la feuille montre de 10,8 à 17,6 cm de longueur et de 7 à 12,6 cm de largeur. Les
folioles sont pointues et pubescentes. Elles sont larges et souples. Elles sont ciliées sur les
marges et recouvertes de poils unicellulaires et glanduleux sur le reste du limbe (Belhadj, 2007 ;
Belhadj et al., 2008 ; Ait Said, 2011).
Le nombre de paires et la couleur des folioles de Pistacia atlantica Desf. sont des
caractéristiques très affectées par les facteurs écologiques (Alyafi, 1979 in Belhadj, 2007). Le
nombre de paires de folioles peut varier en fonction de l’âge de la feuille et du gradient
longitudinal (Zohary, 1952 ; Alyafi, 1979 in Belhadj, 2007).
Les jeunes feuilles naissantes sont de couleur rouge (Figure n°19), probablement dû à la
production d’anthocyanes, protégeant les organites cellulaires contre les ultraviolets en attendant
la production de chlorophylle, ce qui fait que les feuilles deviennent dès lors vertes (Limane,
2009) (Figure n°20).
Page 35
Chapitre 2
Description de la feuille
Figure n°19 : feuilles et fruits du
Figure n°20 : feuillaison du
pistachier de l’Atlas.
pistachier de l’Atlas.
(Source : Limane, 2009).
2.2. Pétiole
Il est toujours étroit et peut être légèrement déprimé sur sa face supérieure, ou bien être à
peu prés cylindrique. Il peut être absent et dans ce cas le limbe s’insère directement sur la tige, la
feuille est donc sessile. Le limbe de ces dernières est généralement plus large que la tige,
embrasse étroitement celle-ci (Camefort, 1986).
Le pétiole du pistachier de l’Atlas est non ailé et mesure 3 à 5 cm de long (Meikle, 1977 in
Belhadj, 2007).
3. Organisation anatomique
Le limbe des feuilles est constitué des tissus fondamentaux suivants (Figure n°21) : épiderme,
mésophylle et système vasculaire.
Page 36
Chapitre 2
Description de la feuille
Figure n°21 : schéma anatomique d’une feuille de Dicotylédone.
(Source : Bélanger, 2005).
3.1. Epiderme
Il est décrit comme la couche de cellules externes des feuilles, des fruits, des graines, des
tiges et des racines avant qu’ils ne subissent un épaississement secondaire considérable.
Fonctionnellement et morphologiquement, les cellules épidermiques ne sont pas uniformes et
parmi elles, indépendamment des cellules ordinaires, nous retrouvons divers types de poils et
trichomes, des cellules stomatiques et d’autres cellules spécialisées (Fahn, 1967 in Belhadj,
2007).
L’épiderme est généralement simple, mais il peut aussi être composé, c’est-à-dire formé de
2 ou de 3 assises cellulaires superposées. Ces dernières proviennent de la division d’une assise
épidermique primitivement unique. Les cellules formant l’épiderme sont des cellules vivantes,
peu différenciées et qui par différenciation peuvent produire des tissus méristématiques
engendrant des bourgeons et des racines à la surface des feuilles. Elles sont dépourvues de
chloroplastes (Camefort, 1986).
Page 37
Chapitre 2
Description de la feuille
Une coupe transversale d’une feuille de Pistacia atlantica Desf. a montré qu’elle est
entourée d’une seule assise épidermique supérieure et inférieure (Figure n°22) (Ait Said, 2011).
Figure n°22 : coupe transversale d’une feuille de Pistacia atlantica Desf. observée au
microscope photonique (× 400).
(Source : Ait Said, 2011).
3.1.1. Cuticule
La cuticule est une couche extracellulaire couvrant complètement la feuille et
interrompue uniquement au niveau des stomates. A chaque stomate, cette dernière épouse les
contours des cellules de garde et souvent, elle s’achève dans leurs parois internes (Stace, 1965 in
Belhadj, 2007).
Elle est généralement plus épaisse sur la face ventrale du limbe. Par ailleurs, l’importance
de la cuticule sur les deux faces foliaires varie selon les espèces. La surface de la cuticule peut
être lisse, rugueuse, striée ou sillonnée (Stace, 1965 ; Fahn 1967 in Belhadj, 2007).
Chez les espèces adaptées aux milieux secs, une transpiration excessive est empêchée par
une cuticule très épaisse, qui peut même être doublée extérieurement par un revêtement cireux.
Page 38
Chapitre 2
Description de la feuille
Cependant, les végétaux vivant dans les milieux humides ont des feuilles à cuticule réduite, voire
absente (Camefort, 1986). Le pistachier de l’Atlas est un bon exemple, illustrant l’adaptation des
végétaux aux milieux secs grâce à l’épaisseur de sa cuticule (Ait Said, 2011) (Figure n°22).
3.1.2. Stomates
Ils sont présents sur les parties aériennes des plantes, notamment sur les feuilles, les tiges
et les rhizomes (Fahn, 1967 in Belhadj, 2007). Leur répartition sur les deux faces du limbe est
généralement inégale, ils sont généralement dispersés au sein des cellules épidermiques ou
groupés en plages stomatiques (Stace, 1965 in Belhadj, 2007). Leur taille et leur densité peuvent
varier selon les espèces et les conditions du milieu (Fahn, 1967 ; Tiercelin, 1998 in Belhadj,
2007).
Chaque stomate est constitué de deux cellules de garde réniformes, qui limitent entre elles
une ouverture appelée « ostiole ». Sous chaque stomate, les tissus sous-jacents réservent une
vaste lacune appelée chambre sous-stomatique (Nultch, 1998). L’appareil stomatique est formé à
partir des cellules stomatiques, l’ostiole et les cellules annexes. Les cellules de garde des
stomates peuvent être au même niveau, enfoncées ou bien surélevées relativement par rapport
aux autres cellules épidermiques (Fahn, 1967 in Belhadj, 2007).
L’observation au microscope photonique des épidermes de Pistacia atlantica Desf. a
montré une absence totale des stomates au niveau de la face supérieure, contrairement aux
épidermes de la face inférieure où la densité stomatique est élevée. Ce sont des feuilles de type
hypostomatique (Smail-Saadoun, 2005). Belhadj et son équipe (2011) ont montré à travers leurs
observations sur les feuilles de huit populations du pistachier de l’Atlas de différentes
provenances d’Algérie que ces mêmes feuilles sont amphistomatiques. Ceci a été montré aussi
par Lin et son équipe (1984) et Özeker et Misirli (2001).
En ce qui concerne la face adaxiale des feuilles, les stomates sont situés seulement prés des
nervures principales et secondaires (Belhadj et al., 2011) (Figure n°23). Özeker et Misirli (2001)
ont observé sur leurs échantillons que les stomates sont répartis sur toute la surface adaxiale de la
feuille.
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Chapitre 2
Description de la feuille
stomates
Figure n°23 : observation au microscope électronique à balayage de la distribution des stomates
dans les feuilles de Pistacia atlantica Desf. (Provenance de Berriane) le long de la nervure
centrale (×300).
(Source : Belhadj et al., 2011).
Concernant le nombre de stomates, Mehdeb (2012) a montré suite aux observations
microscopiques que le nombre de stomates sur la face inférieure est plus important que sur la
face supérieure. Suite à l’observation des clichés de microscopie électroniques des feuilles du
pistachier de l’Atlas de deux provenances (Béchar et Médéa), Ait-Said (2011) a déduit
l’existence des différences morphologiques entre les feuilles des deux régions notamment par la
présence de stomates denses, de petites tailles et à moitié ouverts chez les provenances de Béchar
où l’aridité est plus élevée.
3.1.3. Trichomes
Les surfaces des organes végétaux sont souvent couvertes par divers trichomes
glandulaires et non glandulaires. Ils sont caractérisés par leur importance fonctionnelle et
taxonomique et sur l'utilité économique par leur production de certaines substances (Choi et
Kim, 2013).
Les trichomes sont des appendices épidermiques de diverses formes, structures et
fonctions. Ils sont obtenus à partir des différentes cellules épidermiques des organes végétatifs,
tels que la tige et la feuille. Ils sont considérés comme des barrières physiques contre les facteurs
externes tels que les animaux et les microbes pathogènes. Ils servent aussi à limiter les pertes
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Chapitre 2
Description de la feuille
d'eau ou donner une protection contre les températures extrêmes et le rayonnement ultraviolet
(Werker, 2000 in Choi et Kim, 2013).
Les trichomes sont souvent classés comme étant glandulaires ou non glandulaires. Ceci
correspond à leur fonctionnement comme des structures sécrétrices ou non (Peterson et Vermeer,
1984 in Choi et Kim, 2013) (Figure n°24).
Les caractéristiques des trichomes et la composition des substances sécrétées varient
beaucoup entre les espèces. Ils sont utilisés dans la classification des plantes pour distinguer
entre les genres ou les espèces apparentées (Xiang et al., 2010).
Trichome non
glandulaire
Trichome
glandulaire
Figure n°24 : trichomes non glandulaires et glandulaires sur la surface adaxiale des feuilles de
Mentha spicata en microscopie électronique.
(Source : Choi et Kim, 2013).
La plupart des trichomes non glandulaires sont simples, ramifiés ou en forme d’étoiles.
Dans de nombreux cas, ces trichomes sont des cellules vivantes, alors que dans d'autres cas elles
sont mortes et leur protoplasme est remplacé par des espaces d'air (Fahn, 1988).
Dans le cas des feuilles du pistachier de l’Atlas, les trichomes tecteurs (non glandulaires)
sont irrégulièrement distribués tout au long des nervures et sont situés sur les extrémités foliaires.
La densité des trichomes est une caractéristique influencée par les conditions écologiques.
L’altitude et les valeurs positives des températures minimales peuvent jouer un rôle important
dans leur répartition et leur densité (Belhadj et al., 2007). Zareb (2014) à travers ses observations
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Chapitre 2
Description de la feuille
au microscope photonique des feuilles du pistachier de l’Atlas a montré la présence des poils
tecteurs sur toute leur surface et même sur leurs extrémités des feuilles du pistachier de l’Atlas et
même au niveau de l’extrémité de ces feuilles (Figure n°25).
Figure n°25 : poils ciliés au niveau des marges des feuilles de Pistacia atlantica Desf. en
microscopie électronique.
(Source : Belhadj et al., 2007).
Les trichomes glandulaires sont généralement décrits comme des tissus fonctionnellement
spécialisés et qui produisent divers métabolites secondaires, qui sont ensuite stockés ou
volatilisés à la surface de la plante (Kim et Mahlberg, 1997). Beaucoup de plantes utilisent les
trichomes glandulaires pour produire des composés secondaires, qui sont utilisés pour la
pollinisation, la défense et la protection. Plusieurs genres de plantes ont été étudiés
spécifiquement pour leurs utilisations potentielles dans l'industrie (Choi et Kim, 2013). Les
trichomes glandulaires sont souvent classés en deux types morphologiques principaux : peltés et
capités et qui pourraient être distingués par leur longueur et par la taille de la tête (Baran et al.,
2010). Les trichomes peltés sont généralement d’une longueur courte et ont une grande tête,
contenant 4 à 18 cellules (Figure n°26). Les trichomes capités ont une longueur qui est deux fois
plus longue que leur tête (Ascensao et Pais, 1998). Ils ont de larges cavités sécrétrices 40-60 µm
de diamètre, tandis que les cavités sécrétrices des trichomes capités sont globulaires, 10 - 30 µm
de diamètre (Figure n°27) (Luo et al., 2010 in Choi et Kim, 2013). Les trichomes peltés sécrètent
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Chapitre 2
Description de la feuille
seulement des substances lipophiles. Par contre, les trichomes capités sécrètent principalement
des polysaccharides (Huang et al., 2008).
Figure n°26 : schéma d’un trichome pelté de lavande.
(Source : Iriti et al., 2006 in Guitton, 2012).
Figure n°27 : trichomes capités des Lamiaceae.
(Source : Arnold et Bellomaria, 1993).
Pistacia atlantica Desf. est dotée de trichomes glandulaires sur toutes les surfaces
épidermiques des feuilles provenant de différentes régions du monde (Alyafi, 1978 in Belhadj et
al., 2008 ; Ait Said et al., 2011) (Figure n°28).
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Chapitre 2
Description de la feuille
Figure n°28 : observation au microscope électronique à balayage des trichomes glandulaires sur
l’épiderme des feuilles de Pistacia atlantica Desf.
(Source : Ait Said et al., 2011)
Zareb (2014) à travers ses observations au microscope photonique a montré la présence des
trichomes glandulaires sur toute la surface foliaire du pistachier de l’Atlas. Belhadj et ses
collaborateurs (2008) ont montré l’existence de poils glandulaires unicellulaires chez cette
espèce. Les surfaces foliaires abaxiale et adaxiale sont recouvertes de trichomes dans tous les
sites étudiés.
3.2. Mésophylle
C’est un parenchyme chlorophyllien. Il n’est pas homogène et est formé de deux sortes de
parenchymes chlorophylliens superposés, caractéristique des feuilles des Dicotylédones. Sous
l’épiderme supérieur, nous observons des assises de cellules, plus hautes que larges, pressées les
unes contre les autres. Ces cellules contenant d’abondants chloroplastes constituent le
« parenchyme palissadique ». Le nombre d’assises palissadiques est variable. L’importance du
nombre d’assises cellulaires et donc l’importance du tissu palissadique varie d’une feuille à une
autre chez un même individu. Cela s’explique par l’éclairement reçu par les feuilles. Par
exemple, les feuilles de la périphérie de l’arbre chez le Hêtre (Fagus sylvatica) sont celles qui
reçoivent le maximum de lumière, car elles disposent de deux et parfois trois assises
palissadiques, par contre celles qui se développent à l’intérieur ne présentent qu’une seule assise
palissadique car elles se développent dans l’ombre. Entre le parenchyme palissadique et
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Chapitre 2
Description de la feuille
l’épiderme inférieur, les cellules du mésophylle qui ont des formes irrégulières, réservent entre
elles d’abondantes lacunes. Les cellules de ce parenchyme, moins riches en chloroplastes que
celles du parenchyme palissadique, forment le « parenchyme lacuneux ». Au niveau de chaque
stomate de l’épiderme inférieur, c’est une de ces lacunes qui constitue une chambre sousstomatique et les lacunes y sont ordinairement 4 à 5 fois plus importantes que les cellules qui les
limitent (Camefort, 1986).
Les feuilles du pistachier de l’Atlas sont dotées d’un mésophylle composé d’un
parenchyme assimilateur situé directement sous l’hypoderme. Il est constitué de deux assises de
cellules allongées, toutes semblables et riches en chloroplastes et caractérisées par la présence de
2 à 3 cellules spongieuses (aquifères ou cubiques) (Kadi-Bennane, 2004). Les feuilles de cette
espèce comprennent une seule couche de parenchyme palissadique, qui est très développé. Le
collenchyme et le parenchyme lacunaire possèdent deux types d’oxalates de calcium (cubiques et
en oursins) (Ait Said, 2011). L’épaisseur du parenchyme palissadique augmente avec l’aridité
(Ait Said, 2011) (Figure n°21).
Pistacia atlantica Desf. est une espèce xérophile de part son parenchyme palissadique très
développé (Al-Saghir et al., 2006). L’augmentation en épaisseur du parenchyme palissadique, de
l’épiderme et de la feuille en général peut améliorer la survie et la croissance du pistachier de
l’Atlas, en améliorant les rapports d’eau et en fournissant une protection pour les tissus internes
dans le site où l’aridité est élevée ; de tels comportements ont été observés chez de nombreuses
espèces soumises à un stress hydrique (Bacelar et al., 2006). En plus, la fermeture des stomates
entraine la réduction de la quantité de CO2 disponibles dans les sites de carboxylation, ce qui
limite la photosynthèse (Dias et Bruggemann, 2010 in Ait-Said, 2011).
Ait Said (2011) a supposé que la régulation du métabolisme cellulaire participe d’avantage
à l’adaptation de Pistacia atlantica Desf. au déficit hydrique. L’ajustement osmotique contribue
à l’adaptation du pistachier de l’Atlas aux milieux secs par l’accumulation des solutés (Ashraf et
Foolad, 2007 ; Yousifi et al., 2010 in Ait Said, 2011) ; elle facilite l’extraction de l’eau du sol et
le maintien de la turgescence cellulaire et les échanges gazeux lors d’un déficit hydrique (Kusaka
et al., 2005 ; Gonzalez et al., 2010 in Ait Said, 2011). Parmi ces osmolytes, les sucres solubles et
les acides aminés libres, qui sont les plus remarquables chez les plantes (Chaves et al., 2003).
Ceci a été confirmé par les travaux de Vidal et ses collaborateurs (1984), lorsqu’ils ont
déduit que le déficit hydrique peut contribuer à la diminution des espaces intercellulaires et en
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Chapitre 2
Description de la feuille
effet l’absence du parenchyme lacuneux et du coup la limitation des pertes d’eau. Plus tard et à
travers les observations au microscope photonique des feuilles de Pistacia atlantica Desf.,
Amara (2014) a montré l’absence du parenchyme lacuneux, ce qui peut être un mode
d’adaptation au déficit hydrique.
3.3. Système vasculaire
Il correspond aux nervures du limbe. La nervure principale forme une crête saillante sur la
face inférieure du limbe ; elle est essentiellement formée, en plus des tissus conducteurs par un
large faisceau cribro-vasculaire, dont le xylème est orienté vers la face ventrale du limbe et le
phloème vers la face dorsale. Ce faisceau criblo-vasculaire est au sein d’un parenchyme pauvre
en chlorophylle et homogène. Dans ce parenchyme se sont différenciés des tissus de soutien :
collenchyme, prés des épidermes inférieur et supérieur et du sclérenchyme, qui coiffe le xylème
et le phloème du faisceau (Camefort, 1986).
L’organisation vasculaire des grosses nervures, notamment celle de la nervure principale
est assez variable, nous pouvons distinguer les grands types structuraux suivant :
 la nervure ne comprend qu’un seul faisceau cribro-vasculaire assez large en forme de
croissant, c’est le type d’organisation le plus simple ;
 la nervure contient plusieurs faisceaux cribro-vasculaires, ils peuvent être disposés suivant un
demi cercle ou bien former un cercle complet ;
 les tissus conducteurs forment dans la nervure un anneau continu dans lequel le xylème est
interne et le phloème est périphérique.
Les nervures secondaires sont formées comme la nervure principale, par un faisceau
cribro-vasculaire orienté de la même façon que celui de la nervure principale. Ces faisceaux sont
d’autant plus réduits que les nervures sont plus fines. De même, le parenchyme homogène et les
tissus de soutien diminuent d’importance avec le calibre des nervures considérées. Dans les fines
nervures, nous n’observons plus autour du faisceau cribro-vasculaire réduit qu’une gaine
parenchymateuse formée par une assise de cellules seulement (Camefort, 1986).
Les tissus conducteurs des grosses nervures sont des tissus conducteurs primaires.
Néanmoins, nous pouvons y observer fréquemment un cambium fonctionnel, du xylème et du
phloème secondaires. Entre les grosses nervures, les nervures plus fines ne forment pas de côtes
saillantes. Elles sont disposées, soit en réseau assez régulier (nervures réticulées), soit
parallèlement les unes aux autres. Les fines nervures sont situées au sein du mésophylle,
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Chapitre 2
Description de la feuille
généralement sous le tissu palissadique. Elles sont formées par un faisceau cribro-vasculaire ne
contenant que des tissus primaires et isolé du parenchyme chlorophyllien par une « gaine » de
cellules parenchymateuses pauvres en chloroplastes. Dans les terminales libres du système
vasculaire, le nombre des éléments conducteurs est très réduit. Souvent le phloème disparait au
niveau de la terminaison et il ne reste plus que quelques vaisseaux ligneux de faible calibre. Les
ramifications marginales de ces nervures aboutissent souvent dans un stomate aquifère
(Camefort, 1986).
Les vaisseaux conducteurs (les nervures principales et secondaires) au niveau des feuilles
de Pistacia atlantica Desf. présentent des amas de cellules collenchymateuses, directement sous
l’épiderme de la feuille pour la nervure principale et au centre du collenchyme autour des
vaisseaux conducteurs (Kadi-Bennane, 2004).
Page 47
Chapitre 3
Matériel et méthodes
Chapitre 3
Matériel et méthodes
1. Description de la zone d’étude
1.1.Situation géographique
Notre station d’étude dayate El Gouffa est située à 80 Km au sud de la ville de Laghouat
(Figure n°29). La daya est du type jeune. Elle est située sur une altitude comprise entre 900 et
1000 mètres (Figure n°30).
Figure n°29 : limites géographiques de la wilaya de Laghouat.
(Source : Anonyme, 2015 ).
Les dayas de Laghouat sont à fond très plat, jamais complètement imperméables, de forme
régulière et peuplées de Pistacia atlantica Desf., Ziziphus lotus, ainsi que d’autres espèces
végétales adaptées à la texture et au régime de submersion temporaire. Cette végétation offre aux
dayas un effet oasis, faisant d’elles un refuge d’une biodiversité importante (Pouget, 1980).
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Chapitre 3
Matériel et méthodes
Figure n°30 : image satellite montrant la localisation de dayate El Gouffa par rapport à la ville
de Laghouat.
(Source : Google Earth, 2014).
1.2.Bioclimat
Le climat est un facteur très important qui se place en amont de toute étude relative au
fonctionnement des écosystèmes écologiques (Benabadji, 1991 in Ghezlaoui et al., 2011).
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Chapitre 3
Matériel et méthodes
La saison sèche selon le diagramme ombrothermique de Bagnouls et Gaussen (1953) pour
caractériser un mois biologiquement sec, est celui où le total des précipitations exprimées en
millimètres est égal ou inférieur au double de la température moyenne du même mois : P≤2T°.
Cette période sèche s'étale sur toute l'année.
90,00
40,00
T (°C)
80,00
35,00
P (MM)
70,00
30,00
60,00
25,00
50,00
20,00
Saison sèche
40,00
15,00
30,00
10,00
20,00
5,00
10,00
0,00
0,00
Température (°C)
Précipitation (mm)
45,00
Mois
Figure n° 31 : diagramme ombrothermique de Bagnouls et Gaussen de la station d’étude (20022012).
(Source: Boubrima, 2014).
Le diagramme ombrothermique de Bagnouls et Gaussen montre que la période sèche dure
toute l’année.
La zonation écoclimatique de Le Houérou (1995) concerne spécialement les régions de
l'Afrique du Nord. Elle consiste à tracer un diagramme qui porte sur les ordonnées le quotient
pluvio-évapotranspiratoire (P/ETPp)3 et sur les abscisses les moyennes des températures
minimales du mois le plus froid. Le croisement de ces deux variables donne l’étagement
bioclimatique de la région étudiée.
Les données nécessaires pour la zonation écoclimatique selon la méthode de Le Houérou
(1995) sont données dans le tableau n°2.
Page 50
Chapitre 3
Matériel et méthodes
Tableau n° 2 : données et variables calculées utilisés dans la classification écoclimatique de Le
Houérou (1995) de la station d’étude (Boubrima, 2014).
Station
étudiée
Laghouat
Altitude
(m)
777
P
(mm)
181,42
M
40,89
m
2,03
ETPp
M+m/
P/ETP
[(M+m)/2]×68,
2
p
64 (mm)
21,46
1473
0,12
(P/ETPp)×100
Classificat
-ion
12
Aride
inférieur
à hiver
frais
Figure n° 32 : zonation écoclimatique de la station d’étude selon la méthode de Le Houérou
(1995).
(Source : Le Houérou, 1995 in Boubrima, 2014).
L’analyse du climat à travers ses différentes composantes sur une période allant de 2002 à
2012 (Tableau n°2 et Figure n°32) a révélé que sur le climagramme de Le Houérou, notre daya
se place dans l’étage bioclimatique aride inférieur à hiver frais, qui se caractérise par la présence
et la dominance d’espèces steppiques strictes, l’infiltration de certaines espèces sahariennes et la
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Chapitre 3
Matériel et méthodes
quasi-inexistence d’espèces d’affinité forestière en dehors des zones favorisées par le
ruissellement (Le Houérou, 1995).
2. Echantillonnage sur terrain
L’échantillonnage est effectué sur dix sujets de Pistacia atlantica Desf. appartenant à
différentes classes d’âge à savoir : immatures (Figure n°33), moyens (Figure n°34) et âgés
(Figure n°35). Nous avons effectué notre cueillette des feuilles au mois d’avril (2014) à dayate
El-Gouffa (Laghouat) (Tableau n°3).
Vingt feuilles sont échantillonnées tout autour de chaque arbre. Les sujets échantillonnés
sont sains.
Tableau n°3 : caractéristiques des sujets échantillonnés de Pistacia atlantica Desf. d’El-Gouffa.
Sujets
Age/sexe
Altitude (m)
Latitude
Longitude
1
immature
955,85
33° 29’ 519 N
2° 13’ 353 E
2
immature
971,39
33° 29’ 553 N
2° 13’ 425 E
3
Moyen/femelle
960,42
33° 29’ 712 N
2° 13’ 406 E
4
Moyen/femelle
956,46
33° 29’ 712 N
2° 13’ 400 E
5
Moyen/male
970,78
33° 29’ 642 N
2° 13’ 332 E
6
Moyen/femelle
990,29
33° 29’ 566 N
2° 13’ 311 E
7
Agé/femelle
968,95
33° 29’ 534 N
2° 13’ 344 E
8
Agé/male
966,52
33° 29’ 606 N
2° 13’ 358 E
9
Agé/male
965,30
33° 29’ 705 N
2° 13’ 405 E
10
Agé/femelle
965,30
33° 29’ 702 N
2° 13’ 405 E
Les feuilles doivent être maintenues à l’état frais. Elles sont mises dans des sacs en papier
et transportées ensuite dans une glacière au laboratoire.
Pour éviter la pourriture des feuilles qui entraine la prolifération des souches pathogènes,
nous ne devons pas dépasser 24h à 36h entre la cueillette des feuilles et la mise en culture au
laboratoire.
Page 52
Chapitre 3
Matériel et méthodes
pistachier
de l’Atlas
jujubier
rr
Figure n°33 : sujets immatures.
pistachier de l’Atlas
jujubier
Figure n°34 : sujets d’âge moyens.
Page 53
Chapitre 3
Matériel et méthodes
Sujet 9
Sujet 10
Figure n°34 : sujets âgés.
3. Stérilisation superficielle
Dans le but d’isoler et de détecter les champignons endophytes des feuilles des plantes,
plusieurs méthodes de stérilisation de la surface des feuilles sont mises en évidence pour
éliminer les champignons épiphytes (Luginbuhl et Muller, 1980 ; Petrini et Dreyfuss, 1981 ;
Clark et al., 1983 ; Kreisel et Schauer, 1987 in Schulz et al., 1993).
Les techniques d’échantillonnage et de stérilisation varient en fonction des préférences du
chercheur, l'espèce de la plante hôte et les type des tissus échantillonnés.
Page 54
Chapitre 3
Matériel et méthodes
Concernant la stérilisation des feuilles de Pistacia atlantica Desf., nous avons opté pour le
protocole de Helander et son équipe (1994) qui est donné comme suit :
 traitement à l’éthanol (95%) pendant 2 minutes ;
 rinçage à l’eau distillée stérilisée ;
 traitement à l’eau de javel (NaOCl) pendant 3 minutes ;
 2ème rinçage à l’eau distillée stérilisée ;
 2ème traitement à l’éthanol (95%) pendant 30 secondes ;
 3ème rinçage à l’eau distillée stérilisée (Figure n°33).
4. Coloration des feuilles
Pour colorer les feuilles de Pistacia atlantica Desf., nous n’avons pas pris un nombre
précis de feuilles pour chaque sujet (selon la taille de la foliole), nous avons dons pris de chaque
feuille de 3 à 4 folioles et nous les avons mises dans un verre de thé. Nous avons opté pour la
méthode de Phillips et Haymann (1970) dont le protocole est comme suit:
 rincer les feuilles à l’eau courante ;
 mettre les feuilles dans du KOH à l’étuve 90 °C (remplacer la solution du KOH aussitôt
qu’elle devient foncée) ;
 faire plusieurs rinçages à l’H2O2 (10%), à l’étuve à 90°C pendant 10 à 20 mn ;
 rincer à l’eau courante ;
 neutraliser les feuilles dans un bain d’acide lactique (10%) pendant 3 à 4 mn ;
 mettre les feuilles dans une solution colorante (bleu Trypan) à l’étuve à 90°C ;
 rincer à l’eau courante ;
 mettre dans du glycérol pour la conservation.
Après coloration, les folioles et les rachis des feuilles colorées sont placées entre lames et
lamelles. Nous avons fait des observations sous microscope photonique à différents
grossissement. En effet, cette étape est très importante, elle nous permet de visualiser les hyphes
des champignons.
5. Mise en culture des feuilles
Nous avons utilisé un milieu semi-synthétique P.D.A (Potato-dextrose-agar), dont la
composition est la suivante :
- 200 g de pomme de terre.
Page 55
Chapitre 3
Matériel et méthodes
- 20 g de glucose.
- 20 g d’agar-agar.
- 1000 ml d’eau distillée.
Sous la hotte et après avoir stérilisé les feuilles, ces dernières sont essuyées, puis coupées à
l’aide d’une lame à bistouri stérilisée. De chaque feuille, nous avons découpé 5 fragments de
folioles et 4 fragments de rachis identiques sur le plan taille (5mm environ). Entre fragments de
folioles et de rachis, nous avons ensemencé 1800 fragments (Figure n°33).
Figure n° 36 : étapes de la stérilisation superficielle et ensemencement des feuilles de Pistacia
atlantica Desf.
Après l’ensemencement, un contrôle quotidien et minutieux est effectué sur les cultures
fongiques, afin d’observer le développement des colonies et de noter l’évolution des
champignons.
6. Identification des isolats fongiques
Les champignons sont identifiés par la méthode morphologique ou bien génotypique
(moléculaire) (Weiss et al., 2004 ; Arnold et Lutzoni, 2007 ; Higgins et al., 2007). Nous avons
identifié nos isolats fongiques par la méthode morphologique. Elle consiste en une identification
macroscopique et une autre microscopique.
Page 56
Chapitre 3
Matériel et méthodes
6.1. Identification macroscopique
6.1.1. Description des colonies
A. Texture

laineuse : mycélium aérien abondant ;

duveteuse : mycélium aérien court ;

poudreuse : mycélium aérien produisant de nombreuses conidies créant une surface
d'apparence poudreuse semblable à du sucre ou de la farine ;

glabre : mycélium aérien peu abondant avec surface lisse.
B. Topographie : plane, surélevée, cérébriforme avec stries radiales.
C. Couleur : surface, revers, pigment diffusible ;

brun, gris, noir = champignon dématié ;

blanc ou autre couleur (rouge, vert, jaune, mauve, etc.) = champignon hyalin ;
D. Vitesse de croissance (diamètre de la colonie à 7 jours)

rapide: ≥ 3 cm.

modérée: entre 1 et 3 cm.

lente: ≤ 1 cm.
6.2. Identification microscopique
Nous nous sommes référées pour l’identification aux différents articles collectés et aux clés
de détermination des Deutéromycètes de Kiffer et Morellet (1997).
Pour l’examen des structures microscopiques, il y a lieu de s’intéresser aux :
a) hyphes : septés, non septés, larges (> 4 µm), étroits (< 4 µm) ;
b) conidiophores: absents, simples, ramifiés ;
c) cellules conidiogènes: annellide, phialide... ;
d) conidies: uni- ou pluricellulaires, solitaires, en amas ou en chaînes, forme (ronde, ovale, en
massue...) ;
e)
organes de fructification: périthèces, cléistothèces (sexué), pycnides (asexué) (Dufresne et
St-Germain, 2013).
Page 57
Chapitre 3
Matériel et méthodes
7. Analyses statistiques
Nous avons calculé la fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les mycoendophytes
afin d’évaluer le taux d’infection des fragments foliaires par ces microorganismes. Elle est
donnée comme suit :
FC(%)= (Nc/Nt) × 100
Où : Nc : est le nombre de fragments colonisés par une espèce ou groupe fongique ;
Nt : est le nombre total de segments ensemencés.
Des histogrammes concernant les différences de fréquences de colonisation sont tracées.
Des analyses de variance (anova) sont faites grâce au logiciel Stat Box 6.40, pour mettre en
évidence la présence de différences significatives entre les différents sujets échantillonnés.
Concernant les fréquences les genres dénombrés au niveau des feuilles des différents
sujets de pistachier de l’Atlas, des diagrammes sont établis. Une analyse en composantes
principales (A.C.P) est réalisée en vue de mettre en évidence la distribution spatiale des
différents genres de mycoendophytes en fonction des sujets échantillonnés, grâce au logiciel Stat
Box 6.40.
Page 58
Chapitre 4
Résultats et discussion
Chapitre 4
Résultats et discussion
1. Mise en évidence des mycoendophytes
1.1. Colonisation des tissus foliaires par les champignons endophytes
Après l’observation au microscope optique des feuilles de Pistacia atlantica Desf. colorées
au bleu Trypan, nous avons noté la présences d’hyphes mycéliennes pigmentées au niveau des
espaces inter et intracellulaires des différents tissus foliaires (Figure n°37).
A
B
st
ostiole
Figure n°37: observation microscopique d’une colonisation inter (A) et intracellulaire (B) des
cellules épidermiques et des stomates de la feuille sujet n° 5 (X 440).
La colonisation inter et intracellulaire a été confirmée par plusieurs études. BernardiWenzel et son équipe (2010), en utilisant la microscopie optique et le microscope électronique à
balayage (MEB) ont visualisé des champignons endophytes qui peuplent les espaces inter et
intracellulaires dans les feuilles de Luhea divaricata. Sun et son équipe (2011) et El-Nagerabi et
son équipe (2013) ont montré la présence des mêmes structures au niveau des feuilles du jujubier
d’Oman (El Jabel El Akhdar). Zareb (2014) a observé ces mêmes structures au niveau des
espaces inter et intracellulaires du pistachier de l’Atlas de dayate Aiat (Timzerth).
Page 59
Chapitre 4
Résultats et discussion
Les champignons endophytes peuvent former des associations à partir d’une colonisation
inter et intracellulaire des tissus de la plante hôte (Orlandelli et al., 2012).
Au niveau des feuilles du pistachier de l’Atlas, les stomates sont répartis sur toute la
surface de la face inférieure (Figure n°38). Ils sont aussi observés de part et d’autre de la nervure
principale au niveau de l’épiderme supérieur (Figure n°39).
ostiole
st
Figure n°38 : observation microscopique des stomates (st) de l’épiderme inferieur de la feuille
du sujet n°7 répartis aléatoirement sut toute la surface foliaire (X 480).
Page 60
Chapitre 4
Résultats et discussion
np
tg
st
Figure n°39 : observation microscopique des stomates (st) à côté de la nervure principale (np) et
des trichomes glandulaires (tg) de la feuille du pistachier de l’Atlas du sujet n°3 (X 170).
Belhadj (2007) et Zareb (2014) ont confirmé nos observations, lorsqu’elles ont noté dans
leurs études la répartition aléatoire des stomates au niveau de la surface épidermique inférieure
(abaxiale) des feuilles du pistachier de l’Atlas, mais leur présence au niveau de la face supérieure
(adaxiale) uniquement de part et d’autre de la nervure principale.
Nous avons observé aussi la présence des mycoendophytes au niveau des stomates
(Figure n°37), trichomes glandulaires (Figure n°40), trichomes tecteurs (Figure n°41),
parenchymes (Figure n°42) et vaisseaux conducteurs (Figure n°43).
Nous avons constaté de nos observations des feuilles du pistachier de l’Atlas colorées au
bleu Trypan, que les stomates sont colonisés par des mycoendophytes pigmentés en marron
(Figure n°37).
En comparaison avec les observations de Zareb (2014), nous remarquons que les stomates
des feuilles du pistachier de l’Atlas de dayate Aiat sont colonisés par des champignons qui se
colorent en bleu, contrairement à nos résultats où c’est tout le stomate qui est pigmenté et en
marron.
Page 61
Chapitre 4
Résultats et discussion
Concernant la colonisation des trichomes glandulaires (tg) par les champignons
endophytes, nous avons noté que ces derniers colonisent uniquement la base des trichomes. La
majorité d’entre sont pigmentés en marron (Figure n°40).
tg
ch.endo
Figure n°40 : observation microscopique d’un trichome glandulaire (tg) de la feuille du
pistachier de l’Atlas du sujet n°3 colonisés par les champignons endophytes (ch.endo) (X440).
Contrairement à nos observations, Zareb (2014) a noté la colonisation de toutes les cellules
des trichomes glandulaires par les mycoendophytes.
Nous avons noté que les trichomes tecteurs ne sont pas présents au niveau des bordures
foliaires de tous les sujets. Ils sont absents au niveau des feuilles du sujets n°1, et moins
abondants au niveau des feuilles des sujets n°2 et 4. La colonisation par les mycoendophytes est
forte au niveau des poils tecteurs des bordures des feuilles (Figure n°41).
Page 62
Chapitre 4
Résultats et discussion
tt
ch.endo
Figure n°41 : observation microscopique des trichomes tecteurs (tt) au niveau de bordure la
feuille du pistachier de l’Atlas du sujet n°7 colonisés par les champignons endophytes (ch.endo)
(X170).
Contrairement à nos résultats, Zareb (2014) a noté l’absence des champignons endophytes
au niveau des poils tecteurs des feuilles du pistachier de l’Atlas de dayate Aiat.
Nous avons observé que le parenchyme est fortement colonisé par les mycoendophytes au
niveau de toutes les feuilles du pistachier de l’Atlas. Nous avons noté que dans certains cas, les
champignons sont colorés uniquement en bleu ou en marron et d’autres cas, ils sont un mélange
bleu et de marron (Figure n°42).
Page 63
Chapitre 4
Résultats et discussion
a
ch.endo
b
ch.endo
absence de
ch.endo
Figure n°42 : observation microscopique des champignons endophytes (ch.endo) au niveau du
parenchyme des feuilles du pistachier de l’Atlas.
a-Colonisation totale de la feuille du pistachier de l’Atlas du sujet n°7 par les champignons
endophytes (X 120).
b- Colonisation d’une partie de la feuille du sujet n°2 par des champignons colorés en bleu et
non colonisation de l’autre partie (X 130).
Nos résultats sont confirmés par Durán et son équipe (2005), lorsqu’ils ont observé des
hyphes fongiques au niveau des cellules du parenchyme palissadique dans des feuilles de Citrus
limon. Sous microscope optique et après la coloration des feuilles de Sapindus saponaria, il a été
possible d'identifier la présence d'hyphes et une masse de mycélium dans les cellules au niveau
des espaces intercellulaires et leur passage d'une cellule à l'autre. Zareb (2014) a aussi observé
une forte colonisation du parenchyme des feuilles du pistachier de l’Atlas de dayate Aiat.
Page 64
Chapitre 4
Résultats et discussion
Les tissus conducteurs (phloème et xylème) des nervures principales et secondaires sont
fortement colonisés par les mycoendophytes (Figure n°43). Ceci a été confirmé par Zareb
(2014), lorsqu’elle a noté que les vaisseaux conducteurs des feuilles de Pistacia atlantica Desf.
de dayate Aiat sont colonisés par les mycoendophytes.
a
b
ns
np
s
ch.endo
Figure n°43 : observation microscopique des champignons endophytes (ch.endo) colorés en
bleu (a) et en marron (b) au niveau de la nervure principale (np), la nervure secondaire (ns) de la
feuille du pistachier de l’Atlas du sujet n°9 (X 120).
Au niveau des feuilles des sujets n°1, 2, 4, 6, 7 et 10, nous avons observé pour la première
fois la présence des sclérotes de part et d’autre de la nervure principale (Figure n°44).
Page 65
Chapitre 4
Résultats et discussion
sclérotes
np
Figure n°44 : observation microscopique des sclérotes de part et d’autre la nervure principale
(np) de la feuille du pistachier de l’Atlas du sujet n°7 (X 100).
1.2.Inventaire des champignons endophytes présents
1.2.1. Diversité et abondance de l’ensemble des mycoendophytes recensés
Après deux mois d’incubation des fragments des rachis et des folioles des feuilles de
Pistacia atlantica Desf. de dayate El-Gouffa sur milieu PDA, nous avons procédé à
l’identification des différents taxons de mycoendophytes. Cette identification est basée sur des
critères morphologiques et elle a concerné les isolats fongiques reproducteurs. L’abondance des
différents isolats fongiques sont données dans le tableau n°4 et la figure n°45.
Nous avons calculé l’abondance (%) comme suit :
nombre d’isolat fongique (du genre) prélevés × nombre de boites fructifiées / nombre
totale de boites ensemencées.
Où : Nombre de boites fructifiées : 272.
Nombre de boites ensemencées : 400.
Page 66
Chapitre 4
Résultats et discussion
Tableau n°4 : abondance des genres fongiques isolés à partir des rachis et des folioles des
feuilles du pistachier de l’Atlas à El-Gouffa.
Genre de champignon
Absidia
Acremonium
Alternaria
Apophysomyces
Arthrinium
Aspergillus
Aureobasidium
Bahusakala
Bipolaris
Chaetomium
Circinella
Cladosporium
Colletotrichum
Epicoccum
Geotrichum
Gymnoascus
Hypoxylon
Mucor
Neoscytalidium
Penicillium
Phoma
Scedosporium
Trichoderma
Verticillium
SNI
Abondance (%)
2,57
8,09
0,37
0,37
2,57
16,91
4,41
0,37
0,74
2,94
1,47
8,46
0,37
9,19
1,1
0,74
2,57
0,37
1,1
2,57
9,19
2,21
9,19
4,04
8,09
Phylum
Zygomycota
Ascomycota
Ascomycota
Zygomycota
Ascomycota
Ascomycota
Ascomycota
Ascomycota
Ascomycota
Ascomycota
Zygomycota
Ascomycota
Ascomycota
Ascomycota
Ascomycota
Ascomycota
Zygomycota
Ascomycota
Ascomycota
Ascomycota
Ascomycota
Ascomycota
Ascomycota
Ascomycota
/
Page 67
Ordre
Mucorales
Hypocreales
Pleosporales
Mucorales
Sordariales
Eurotiales
Dothideales
non défini
Pleosporales
Sordariales
Mucorales
Capnodiales
Glomerellales
Pléosporales
Saccharomycetales
Onygenales
Mucorales
Botryosphaereales
Eurotiales
Pleosporales
Microascales
Hypocreales
Hypocreales
non défini
/
Famille
Mucoraceae
Hypocreaceae
Pleosporaceae
Mucoraceae
Lasiosphaeriaceae
Trichocomaceae
Dothioraceae
Asterinaceae
Pleosporaceae
Chaetomiaceae
Mucoraceae
Davidiellaceae
Glomerellaceae
Leptosphaeriacés
Endomycetaceae
Gymnoascaceae
Mucoraceae
Botrysphaeriaceae
Trichomaceae
Pleosporaceae
Microascaceae
Hypocreaceae
Hypocreaceae
Plectosphaerellaceae
/
Chapitre 4
Résultats et discussion
Absidia
Acremonium
Alternaria
Apophysomyces
Arthrinium
Aureobasidium
Bahusakala
Bipolaris
Aspergillus
Cheatomium
Circinella
Cladosporium
Colletotrichum
Epicoccum
Geotrichum
Gymnoascus
Hypoxylon
Mucor
Neoscytalidium
Penicillium
Phoma
Scedosporium
Trichoderma
Verticillium
SNI
Figure n° 45 : statut général de l’abondance des genres fongiques des feuilles de Pistacia
atlantica Desf.
A partir des données ci-dessus, nous déduisons que les pourcentages d’abondance des
genres fongiques colonisateurs des feuilles de Pistacia atlantica Desf. sont classés du plus
abondant au plus parcimonieux comme suit: Aspergillus avec 16,91%, Epicoccum, Phoma et
Trichoderma avec 9,19% pour chacun des trois genres, Cladosporium avec 8,46%, Acremonium
avec 8,09 %, Aureobasidium avec 4,41%, Verticillium avec 4,04%, Cheatomium avec 2,94%,
Absidia, Arthrinium, Hypoxylon et Penicillium avec 2,57% pour chacun d’entre eux, 2,21% pour
Scedosporium, 1,47% pour Circinella, 1,1 % pour chacun des deux isolats Geotrichum et
Neoscytalidium, 0,74% pour chacun des deux genres Bipolaris et Gymnoascus et 0,37% pour
chacun des cinq genres suivants: Alternaria, Mucor, Bahusakala, Colletotrichum et
Apophysomyces. Les isolats non déterminés (SNI) présentent 8,09% de l’ensemble des isolats
fongiques.
Aspergillus est le plus abondant dans les tissus foliaires du pistachier de l’Atlas au niveau
de notre zone d’étude. Excepté ce genre, la majorité des isolats sont codominants tels
Epicoccum, Phoma et Trichoderma, Acremonium, Absidia et Arthrinium, Hypoxylon et
Page 68
Chapitre 4
Résultats et discussion
Penicillium, Geotrichum et Neoscytalidium, Bipolaris et Gymnoascus, Alternaria, Mucor,
Bahusakala, Colletotrichum et Apophysomyces.
La comparaison de la diversité et de l’abondance de chaque genre fongique des tissus
foliaires de Pistacia atlantica Desf. entre dayate El-Gouffa et dayate Aiat (Timzerth) est donnée
dans le tableau n°5.
Tableau n°5 : comparaison de l’abondance des genres fongiques isolés à partir des rachis et des
folioles des feuilles du pistachier de l’Atlas entre dayate El-Gouffa (EG) et dayate Aiat (AI).
EG
Genre de champignon
Absidia
Acremonium
Alternaria
Apophysomyces
Arthrinium
Aspergillus
Aureobasidium
Bahusakala
Bipolaris
Cheatomium
Circinella
Cladosporium
Colletotrichum
Epicoccum
Geotrichum
Abondance (%)
2,57
8,09
0,37
0,37
2,57
16,91
4,41
0,37
0,74
2,94
1,47
8,46
0,37
9,19
1,1
Gymnoascus
0,74
Hypoxylon
Mucor
Neoscytalidium
Penicillium
Phoma
Scedosporium
Trichoderma
Verticillium
SNI
2,57
0,37
1,1
2,57
9,19
2,21
9,19
4,04
8,09
AI
Genres de Champignons
Acremonium
Alternaria
Aspergillus
Aureobasidium
Bipolaris
Chaetomium
Cladosporium
Cordyceps
Curvularia
Epicoccum
Geotrichum
Monilia
Mucor
Neoscytalidium
Nigrospora
Paraphaesphaeria
recurvifoliae
Phoma
Phomopsis
Rhizoctonia
Scedosporium
Xylaria
SNI
Abondance (%)
0,5
2,75
27,25
2
1
1
4,5
1,5
1
25,6
1,5
2
0,25
0,25
0,25
0,25
1,75
0,5
0,5
0,5
1,3
1,25
A partir du tableau, nous pouvons voir que le nombre de mycoendophytes est plus
important à El-Gouffa avec 24 genres fongiques contre 21 à dayate Aiat (Timzerth). Les isolats
non identifiés (SNI) sont beaucoup plus rencontrés à El-Gouffa avec 8,09% contre seulement
1,25% à dayate Aiat.
Page 69
Chapitre 4
Résultats et discussion
La microflore atmosphérique peut varier dans la composition et la concentration
journalièrement et même selon la saison, ainsi qu’en réponse à des évènements
environnementaux tels : les précipitations et les vents forts (Kinkel, 1997 ; Zak, 2002 in Whipps
et al., 2008). Cela influe directement sur le passage des microorganismes vers la phyllosphère
(Whipps et al., 2008). Ces suggestions pourraient appuyer les variations des abondances
fongiques entre les deux dayas, l’une étant échantillonnée en 2013 (AI) et l’autre en 2014 (EG).
Nous avons aussi remarqué que certains isolats fongiques recensés à El-Gouffa sont
complètement absents à dayate Aiat. C’est le cas d’Absidia, d’Apophysomyces, d’Arthrinium, de
Bahusakala, de Circinella, de Colletotrichum, de Gymnoascus, de Hypoxylon, de Penicillium, de
Trichoderma et de Verticillium. En contre partie, quelques genres fongiques sont présents à
Timzerth et totalement absents à El-Gouffa comme : Cordyceps, Curvularia, Monilia,
Nigrospora, Paraphaesphaeria recurvifoliae, Phomopsis, Rhizoctonia et Xylaria.
Aspergillus est le plus abondant au sein des tissus foliaires du pistachier de l’Atlas des
deux dayas avec une forte abondance à dayate Aiat (27,25% contre 16,91% à El-Gouffa).
Epicoccum est le second en matière d’abondance dans les deux dayas avec une forte abondance à
dayate Aiat (25,6%). Cependant à El-Gouffa, il est en codominance avec Phoma et Trichoderma
avec 9,19%. Tous ces champignons sont cosmopolites. Les isolats non identifiés, Alternaria,
Bipolaris et Geotrichum sont plus abondants à dayate Aiat par rapport à El-Gouffa. Le reste des
mycoendophytes sont plus abondants à El-Gouffa.
Les mycoendophytes identifiés et recensés appartiennent à deux phylums différents, 83,3%
d’entre eux font partie des Ascomycota et 16,7% sont des Zygomycota comme le démontre la
figure ci-après.
Page 70
Chapitre 4
Résultats et discussion
Ascomycota
Zygomycota
17%
83%
Figure n°46 : composition des mycoendophytes des feuilles de Pistacia atlantica Desf. selon le
phylum à El-Gouffa.
Les genres fongiques identifiés au niveau des feuilles du pistachier de l’Atlas à dayate Aiat
(Timzerth) appartiennent pour la majorité (90,47%) aux Ascomycota, contre 5,26% aux
Zygomycota et 5,26% aux Basidiomycota (Figure n°47) (Zareb, 2014).
Buée et son équipe (2009) ont envisagé que l’abondance des Ascomycota est dû à leur
mécanismes adaptatifs contre la salinité et l’alcalinité.
Ascomycota
Zygomycota
5%
Basidiomycota
5%
90%
Figure n° 47 : composition des mycoendophytes des feuilles de Pistacia atlantica Desf. selon le
phylum à dayate Aiat (Timzerth) (Zareb, 2014).
Page 71
Chapitre 4
Résultats et discussion
A partir des deux figures n°46 et n°47, nous pouvons voir que ce sont les Ascomycota qui
dominent au niveau des deux dayas. Les Zygomycota sont plus abondants à El-Gouffa. C’est le
phylum des Basidiomycota qui a fait la différence entre les deux dayas, car il est complètement
absent à El-Gouffa. C’est le groupe le moins abondant à dayate Aiat.
1.2.2. Diversité et abondance des mycoendophytes par classe d’âge des arbres
Le nombre de champignons endophytes prélevés des sujets de Pistacia atlantica Desf.
d’El-Gouffa varie selon les classes d’âge (Tableau n°6).
Tableau n°6 : comparaison du nombre de genres de champignons endophytes présents au niveau
des feuilles du pistachier de l’Atlas par classe d’âge à El-Gouffa.
Sujets
Immatures
Moyens
Agés
Nombres de genres recensés
18
21
21
Nous pouvons voir du tableau que la diversité en mycoendophytes est moins élevée chez
les sujets immatures avec 18 genres fongiques, contrairement aux sujets moyens et âgés où
chacun d’entre eux en abritent 21. Concernant les fréquences de colonisation, ce sont les sujets
immatures qui hébergent le plus de mycoendophytes, suivis des sujets moyens et enfin des sujets
âgés.
Entre les deux dayas (El-Gouffa et Aiat), nous avons déduit que le nombre de
mycoendophytes varient entre les classes d’âge des arbres échantillonnés (Tableau n°7).
Tableau n°7 : comparaison du nombre de champignons endophytes présents au niveau des
feuilles du pistachier de l’Atlas entre dayate Aiat et El-Gouffa.
Sujets
Immatures
Moyens
Agés
Nombres de genres recensés (EG)
18
21
21
Nombres de genres recensés (AI)
21
9
16
Du tableau, nous pouvons voir que le nombre de genres fongiques est plus important chez
les sujets immatures de dayate Aiat par rapport à El-Gouffa. Les sujets d’âge moyens de dayate
Aiat ont révélé un nombre faible en genres fongiques (9), contrairement à El-Gouffa où 21
genres fongiques sont identifiés. Ainsi, le nombre de genres fongiques est très important aux
sujets âgés d’El-Gouffa par rapport à dayate Aiat.
Page 72
Chapitre 4
Résultats et discussion
Martin-Garcia et ses collaborateurs (2011) ont montré dans leur étude que les sujets jeunes
sont les plus colonisés et diversifiés en champignons endophytes, particulièrement ceux dans les
sites pauvres. Ceci peut être expliqué par : la faible hauteur des jeunes arbres de sorte que la
première branche est plus proche du réservoir d’inoculum présent dans la litière de l’année
précédente. Les champignons endophytes peuvent de propager assez rapidement vers le tiers
supérieur de la canopée. Ceci ne correspond pas à nos résultats, puisque ce sont les sujets
immatures qui sont moins diversifiés en genres fongiques.
1.2.3. Diversité et abondance des mycoendophytes selon les sujets échantillonnés de
Pistacia atlantica Desf. au niveau spécifique
Nous ne sommes pas contentées de l’identification des isolats fongiques au niveau du
genre, mais nous avons essayé d’aller jusqu’au niveau spécifique. Ceci est dû au fait que nous
avons observé que chaque genre fongique est représenté par plusieurs morphotypes. En se
servant des clés d’identification, nous avons pu plus ou moins distinguer entre les morphotypes
appartenant au même genre fongique. Nous avons représenté cela sous forme de tableaux dont
chacun comprend les espèces fongiques pour chaque sujet d’arbre (Tableaux n° 8, 9, 10, 11, 12,
13, 14, 15, 16 et 17).
A partir du tableau n°8, nous pouvons voir que le sujet n°1 compte 9 genres fongiques,
avec dans l’ensemble 11 espèces différentes. Aspergillus et Trichoderma sont les plus
dominants. Pour ce sujet, c’est Aspergillus qui est le plus riche en espèces (3 espèces) (Figure
n°48). Les autres mycoendophytes sont représentés par une seule espèce.
Tableau n °8 : abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°1 à
El-Gouffa (%).
Sujet
1
Genres fongiques
Absidia sp1
Arthrinium sp1
Aspergillus nidulans
Aspergillus niger
Aspergillus sp3
Chaetomium sp1
Cladosporium sp1
Hypoxylon sp1
Epicoccum sp1
Phoma sp4
Trichoderma sp1
Page 73
Abondance (%)
0,37
0,37
1,1
0,74
0,37
0,37
0,37
0,37
0,37
0,37
2,21
Chapitre 4
Résultats et discussion
a
b
c
d
phialides
métules
vésicules
conidies
e
conidiophore
f
conidiophore
conidies
tête aspergillaire
Figure n°48 : observations microscopiques d’Aspergillus isolé à partir des feuilles de Pistacia
atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonies fongiques d’Aspergillus nidulans dans
un milieu PDA, b- Aspergillus nidulans (X 440). c- colonie fongique d’Aspergillus niger dans un
milieu PDA, d- conidiophore d’Aspergillus niger (X 440). e- colonie fongique d’Aspergillus sp3
dans un milieu PDA, f- conidiophore d’Aspergillus sp3 (X 120).
Page 74
Chapitre 4
Résultats et discussion
Le sujet n°2, selon les données du tableau n°9 abrite 15 genres fongiques en plus les SNI.
Aspergillus est dominant, suivi d’Epicoccum. Les SNI sont représentées par 3 morphotypes,
Aspergillus et Epicoccum par 2 espèces chacun (Figure n°49).
Tableau n°9 : abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°2 à
El-Gouffa (%).
Sujet
2
Genres fongiques
Acremonium sp1
Alternaria sp1
Aspergillus nidulans
Aspergillus niger
Aureobasidium sp2
Bipolaris sp1
Cheatomium sp3
Circinella angarensis
Cladosporium sp2
Epicoccum sp1
Epicoccum nigrum
Hypoxylon sp1
Penicillium sp1
Phoma sp1
Scedosporium sp1
Trichoderma sp2
Verticillium sp1
SNI 1
SNI 2
SNI 3
Page 75
Abondance (%)
0,74
0,37
0,74
1,84
1,1
0,37
1,47
0,37
0,37
1,47
0,37
0,74
0,74
0,74
0,74
0,74
1,1
0,37
0,37
0,37
Chapitre 4
Résultats et discussion
c
conidie
conidiophore
Figure n°49 : observations microscopiques d’Epicoccum nigrum isolé à partir des feuilles de
Pistacia atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique d’Epicoccum nigrum
dans un milieu PDA, b- hyphes cloisonnées d’Epicoccum nigrum (X 400), c- conidiophore
d’Epicoccum nigrum (X 560).
Alternaria est un Ascomycota de l’ordre des Pléosporales. Ils sont connus pour se produire
comme endophytes chez les plantes (Carroll 1988). Zareb (2014) a retrouvé ce genre dans les
tissus foliaires du pistachier de l’Atlas de dayate Aiat. Nous l’avons identifié seulement pour le
sujet n°2. La principale caractéristique d’identification d’Alternaria est la conidie. Ce genre
Page 76
Chapitre 4
Résultats et discussion
comprend plus de 100 espèces dans le monde (Simmons, 1992 in Thomma, 2003). La plupart
des espèces d'Alternaria sont des saprophytes communs connus pour l’activité cellulolytique. Il
et se trouvent dans une variété d'habitats comme agents omniprésents de désintégration.
Certaines espèces sont pathogènes des plantes, elles causent un éventail de pathologie pour la
plante hôte, comme le cancer de la tige, la brûlure des feuilles ou des taches foliaires sur une
grande variété de cultures. Les infections latentes peuvent se produire et entraîner des maladies
post-récolte ou de fonte des semis en cas de semences infectées (Thomma, 2003).
Trichoderma est le dominant avec 2 espèces chez le sujet 3 (Figure n°50 et Figure n°51).
Les autres genres sont représentés par une espèce chacun (Tableau n°10).
Tableau n°10 : abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°3 à
El-Gouffa (%).
Sujet
3
a
Genres fongiques
Acremonium sp2
Aspergillus sp1
Epicoccum sp1
Trichoderma sp1
Trichoderma sp2
Verticillium sp1
Abondance (%)
0,37
0,37
1,1
0,74
0,74
0,37
b
conidiophore
conidies
Figure n°50 : observations microscopiques de Trichoderma isolé à partir des feuilles de Pistacia
atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique de Trichoderma sp1 dans un
milieu PDA, b- conidiophore de Trichoderma sp1 (X 680).
Page 77
Chapitre 4
a
Résultats et discussion
b
conidies
conidiophore
Figure n°51 : observations microscopiques de Trichoderma isolé à partir des feuilles de Pistacia
atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique de Trichoderma sp2 dans un
milieu PDA, b- conidiophore de Trichoderma sp2 (X 520).
Le sujet n°4 est représenté par 13 genres fongiques. Phoma est le mycoendophyte
abondant, suivi de Cladosporium. Phoma est représenté par 3 espèces (Figure n°52 et Figure
n°53). Aspergillus et Cladosporium par 2 espèces pour chacun. Les autres genres fongiques sont
représentés par une seule espèce. Les SNI sont regroupées en 4 morphotypes (Tableau n°11).
Page 78
Chapitre 4
Résultats et discussion
Tableau n°11 : abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°4 à
El-Gouffa (%).
Sujet
4
Genres fongiques
Absidia sp1
Acremonium sp3
Arthrinium sp1
Aspergillus nidulans
Aspergillus sp1
Aureobasidium sp2
Circinella angarensis
Cladosporium sp1
Cladosporium sp2
Epicoccum sp1
Penicillium sp1
Phoma sp1
Phoma sp2
Phoma sp8
Scedosporium sp1
Trichoderma sp1
Verticillium sp2
SNI 1
SNI 4
SNI 5
SNI 6
a
Abondance (%)
1,47
0,37
1,47
0,74
0,37
1,1
0,37
1,47
0,37
1,1
0,74
0,74
1,1
0,37
0,37
0,74
0,74
0,37
0,37
0,37
0,37
b
hyphes cloisonnées
conidies
Figure n°52 : observations microscopiques de Phoma isolé à partir des feuilles de Pistacia
atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique de Phoma sp2 dans un milieu
PDA, b- pycnide de Phoma sp2 (X 120).
Page 79
Chapitre 4
a
Résultats et discussion
b
Figure n°53 : observations microscopiques de Phoma isolé à partir des feuilles de Pistacia
atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonies fongiques de Phoma sp9 dans un
milieu PDA, b- pycnide de Phoma sp9 et conidiophore de Verticillium sp1 (X 120).
Le sujet n°5 comprend 11 genres fongiques. C’est Trichoderma qui est dominant, suivi
d’Aspergillus et de Phoma. Chacun d’Aspergillus, de Phoma et de Trichoderma est représenté
par 2 espèces (Tableau n°12).
Tableau n°12 : abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°5
à El-Gouffa (%).
Sujet
5
Genres fongiques
Acremonium sp3
Aspergillus niger
Aspergillus sp1
Cladosporium sp1
Colletotrichum (conidie)
Epicoccum sp1
Hypoxylon sp1
Penicillium sp1
Phoma sp1
Phoma sp2
Scedosporium sp1
Trichoderma sp1
Trichoderma sp2
Verticillium sp2
SNI 7
Page 80
Abondance (%)
0,74
0,74
0,74
1,1
0,37
1,1
0,74
0,37
1,1
0,37
0,37
1,47
0,37
0,37
0,37
Chapitre 4
Résultats et discussion
Nous avons identifié Colletotrichum uniquement chez ce sujet. C’est un champignon
Ascomycota de l’ordre des Glomerellales. Les espèces de Colletotrichum qui peuvent causer de
graves pathologies contre les plantes sont aussi couramment isolées comme endophytes d’autres
plantes saines et ont été identifiées comme saprophytes sur le matériel végétal mort (Photita et
al., 2004 ; Promputtha et al., 2002 ; Toofanee et Dulymamode, 2002 ; Kumar et Hyde, 2004).
Pour le sujet n°6, nous avons isolé 15 genres fongiques. Aspergillus est le plus abondant,
suivi de Phoma. Ce dernier est dans ce sujet très riche, il comprend 5 espèces différentes.
Aspergillus compte 3 espèces et Chaetomium 2 espèces. 3 morphotypes représentent les SNI
(Tableau n°13).
Tableau n°13 : abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°6 à
El-Gouffa (%).
Sujet
6
Genres fongiques
Acremonium sp1
Aspergillus nidulans
Aspergillus niger
Aspergillus section Glaucus
Aureobasidium sp1
Bipolaris sp1
Chaetomium sp2
Chaetomium sp4
Cladosporium sp1
Gymnoascus sp1
Hypoxylon sp1
Mucor sp1
Neoscytalidium sp1
Phoma sp2
Phoma sp3
Phoma sp5
Phoma sp7
Phoma clematidina (chlamydospores)
Scedosporium sp1
Trichoderma sp1
Epicoccum
Verticillium sp1
SNI 7
SNI 1
SNI 8
Abondance (%)
0,74
2,57
1,1
0,74
0,74
0,37
0,37
0,37
1,47
0,37
0,37
0,37
0,37
0,37
0,37
0,37
0,37
0,37
0,37
0,37
0,37
1,1
0,37
0,37
0,37
Le mycoendophyte Gymnoascus est isolé uniquement chez deux sujets 6 et 10. C’est un
champignon Ascomycota de l’ordre des Onygenales (Sharma et Singh, 2013). Des études
Page 81
Chapitre 4
Résultats et discussion
précédentes ont montré que Gymnoascus est un champignon très intéressant, vu son rôle de
contrôle biologique contre les pathogènes de la plante hôte (Liu et al., 2011) (Figure n°54).
a
b
ascospores
Figure n°54 : observations microscopiques de Gymnoascus isolé à partir des feuilles de Pistacia
atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique de Gymnoascus sp1 dans un
milieu PDA, b- pycnide de Gymnoascus sp1 (X 440).
Mucor aussi, a été recensé uniquement pour ce sujet. C’est un champignon Zygomycota.
Plusieurs espèces de Mucor sont dotées du dimorphisme (capacité de certains champignons de
passer de levures unicellulaires aux formes filamenteuses multicellulaires en réponse aux
fluctuations des signaux de l'environnement) (Alexopoulos et al., 1996 ; Madhani et Fink,1998
in Nadal et al., 2008). Elles sont donc exposées au dimorphisme en réponse à la fois au type de
source de carbone présente dans l'environnement et au niveau d'oxygène dans l'atmosphère. Les
espèces de Mucor poussent sous forme de levure seulement quand un hexose fermentescible est
disponible. En outre, la croissance de la levure est favorisée par des conditions anaérobies, tandis
que l'atmosphère riche en oxygène stimule le développement des hyphes (Orlowski, 1991 ;
Wolff et al., 2002).
Le sujet n°7 comporte 3 genres fongiques, avec une espèce pour chacun (Tableau n°14).
Page 82
Chapitre 4
Résultats et discussion
Tableau n°14 : abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°7 à
El-Gouffa (%).
Sujet
7
Genres fongiques
Aspergillus niger
Phoma sp4
Epicoccum sp1
Abondance (%)
0,37
0,37
0,74
Le sujet n°8 n’est pas riche en genres fongiques, il comprend 4 seulement, avec 0,37%
pour chacun (Tableau n°15).
Tableau n°15 : abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°8 à
El-Gouffa (%).
Sujet
8
Genres fongiques
Cladosporium sp2
Epicoccum sp1
Geotrichum sp1
Phoma sp1
Abondance (%)
0,37
0,37
0,37
0,37
Le sujet n° 9 compte 10 genres fongiques. Trichoderma est le plus abondant, suivi
d’Epicoccum et de Phoma. 2 espèces représentent Phoma et les autres en sont représentés par
une seule (Tableau n°16).
Tableau n°16 : abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°9
à El-Gouffa (%).
Sujet
9
Genres fongiques
Absidia sp1
Arthrinium sp1
Aspergillus niger
Aureobasidium sp2
Cheatomium sp1
Cladosporium sp2
Penicilliumsp1
Epicoccum sp1
Phoma sp2
Phoma sp6
Trichoderma sp2
Abondance (%)
0,37
0,37
0,37
0,37
0,37
0,37
0,37
0,74
0,37
0,37
1,1
A partir du tableau n°17, nous voyons que le sujet n° 10 compte 19 genres fongiques. Ce
sont les isolats non identifiés (SNI) qui présentent une forte abondance pour ce sujet.
Page 83
Chapitre 4
Résultats et discussion
Tableau n°17 : abondance et diversité des genres de champignons endophytes pour le sujet n°10 à
El-Gouffa (%).
Sujet
10
Genres fongiques
Absidia sp1
Acremonium sp1
Acremonium sp2
Acremonium sp3
Apophysomyces sp1
Arthrinium sp1
Aspergillus section Glaucus,
Aspergillus sp2
Aspergillus sp4
Aspergillus niger
Aspergillus nidulans
Aureobasidium sp1
Bahusakala sp1
Circinella angarensis
Cladosporium sp1
Cladosporium sp2
Epicoccum sp1
Geotrichum sp1
Geotrichum sp2
Gymnoascus sp2
Hypoxylon sp1
Neoscytalidium sp1
Penicillium sp1
Phoma sp1
Phoma clematidina (chlamydospore)
Scedosporium sp1
Trichoderma sp1
Trichoderma sp2
Verticillium sp3
SNI 7
SNI 1
SNI 9
SNI 10
SNI 11
Abondance (%)
0,37
0,37
1,1
1,1
0,37
0,37
1,47
0,37
0,37
1,1
0,74
0,74
0,37
0,37
1,84
0,74
1,47
0,37
0,37
0,37
0,37
0,74
0,37
0,74
0,37
0,37
0,37
0,37
0,37
2,57
0,74
0,37
0,37
0,37
Le mycoendophyte Apophysomyces est prélevé uniquement chez le sujet n°10. C’est un
champignon Zygomycota de l’ordre des Mucorales. C’est un champignon filamenteux,
largement présent dans le sol et la végétation en décomposition. Il se développe normalement des
régions tropicales aux régions subtropicales (Misra et al., 1979 in Chatha et Honeybul, 2013). Il
est caractérisé par de larges hyphes ramifiées et non septées (Ribes et al., 2000) (Figure n°55).
Page 84
Chapitre 4
a
Résultats et discussion
b
sporangiophore
apophyse
Figure n°55 : observations microscopiques d’Apophysomyces sp1 isolé à partir des feuilles de
Pistacia atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique d’Apophysomyces
sp1 dans un milieu PDA, b- sporangiophore d’Apophysomyces sp1 (X 110).
En récapitulatif des tableaux ci-dessus, nous pouvons dire que le nombre de champignons
endophytes des feuilles du pistachier de l’Atlas est respectivement élevé pour le sujet n°10 avec
19 genres fongiques, le sujet n°6 et le sujet n°2 avec 15 genres pour chacun d’entre eux, le sujet
n°4 avec 13 genres, le sujet n°5 avec 11 genres, le sujet n°9 avec 10 genres, le sujet n°1 avec 9
genres, le sujet n°8 avec 4 genres et le sujet n°7 avec 3 genres.
La richesse spécifique est aussi élevée pour les différents genres recensés : Phoma avec 9
espèces, Aspergillus avec 7 espèces, Acremonium et Chaetomium avec 4 espèces pour chacun
d’entre eux, Epicoccum, Verticillium et Cladosporium avec 3 espèces pour chacun d’entre eux,
Aureobasidium, Geotrichum, Gymnoascus et Trichoderma avec 2 espèces pour chacun d’entre
eux et enfin Alternaria, Apophysomyces, Mucor, Neoscytalidium, Bipolaris, Colletotrichum,
Scedosporium. Absidia et Arthrinium (Figure n°56), Bahusakala (Figure n°57), Circinella
(Figure n°58), Hypoxylon (Figure n°59), Penicillium (Figure n°60) avec une espèce pour chacun
d’entre eux. Les SNI sont représentées par 11 morphotypes.
Certains taxons fongiques ne sont pas rencontrés dans les tissus foliaires de tous les sujets
échantillonnés de Pistacia atlantica Desf. C’est le cas d’Alternaria qui est recensé seulement
pour le sujet n°2, Colletotrichum est recensé uniquement pour le sujet n°5, Bahusakala est
prélevé du sujet n°10 seulement, Mucor n’est observé que chez le sujets n°6, Bipolaris est
identifié dans les tissus foliaires des deux sujet n°2 et n°6. Gymnoascus et Neoscytalidium sont
Page 85
Chapitre 4
Résultats et discussion
prélevés chez deux sujets n°6 et n°10, Geotrichum est recensé pour deux sujets n°8 et n°10. Les
isolats fongiques cités ne montrent pas une grande abondance en matière de diversité.
a
apophyse
c.c
Figure n°56 : observations microscopiques d’Arthrinium sp1et Absidia sp1 isolés à partir des
feuilles de Pistacia atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique d’Absidia
sp1 dans un milieu PDA, b- sporangiophore d’Absidia sp1 et cellules conidiogènes d’Arthrinium
sp1 (X 400).
a
b
Figure n°57 : observations microscopiques de Bahusakala sp1 isolé à partir des feuilles de
Pistacia atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique de Bahusakala sp1
dans un milieu PDA, b- Bahusakala sp1 (X 400).
Page 86
Chapitre 4
a
Résultats et discussion
b
sporangiospores
sporange
Figure n°58 : observations microscopiques de Circinella angarensis isolé à partir des feuilles de
Pistacia atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique de Circinella
angarensis dans un milieu PDA, b- sporangiophore de Circinella angarensis (X 120).
a
b
conidiophore
conidies
Figure n°59 : observations microscopiques de Hypoxylon sp1 isolé à partir des feuilles de
Pistacia atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique de Hypoxylon sp1
dans un milieu PDA, b- conidiophore de Hypoxylon sp1 (X 480).
Page 87
Chapitre 4
a
Résultats et discussion
b
conidies
rameau
stipe
Figure n°60 : observations microscopiques de Penicillium sp1 isolé à partir des feuilles de
Pistacia atlantica Desf. Après deux mois d’incubation. a- colonie fongique de Penicillium sp1
dans un milieu PDA, b- conidiophore de Penicillium sp1 (X 680).
Pour le sujet n°1, c’est Aspergillus qui domine, suivi de Trichoderma. Pour le sujet n°2,
c’est Aspergillus qui est dominant, suivi d’Epicoccum. Trichoderma est dominant pour le sujet
n°3, suivi d’Epicoccum. Au niveau des tissus foliaires du sujet n°4, c’est Phoma qui est le plus
abondant, suivi de Cladosporium. Pour le sujet n°5, c’est Trichoderma qui est le plus dominant,
suivi d’Aspergillus et de Phoma. Aspergillus est le plus abondant pour le sujet n°6, suivi de
Phoma. Epicoccum et le plus fréquent pour le sujet n°7. Pour le sujet n°8, les quatre
mycoendophytes ont le même taux d’abondance. Trichoderma est le plus abondant pour le sujet
n°9, suivi d’Epicoccum et de Phoma. Ce sont les isolats non identifiés (SNI) qui présentent une
forte abondance pour le sujet n°10, suivi d’Aspergillus. En récapitulatif, Aspergillus est le plus
abondant au niveau des feuilles de trois individus du pistachier de l’Atlas (1, 2 et 6) ;
Trichoderma et le plus abondant pour les sujets n°3, 5 et 9.
Page 88
Chapitre 4
Résultats et discussion
Nous avons comparé les genres retrouvés dans les deux dayas par rapport à leur abondance
par sujet (Tableau n°18)
Tableau n°18 : abondance des champignons endophytes présents au niveau des feuilles des
pistachiers de l’Atlas de dayate El-Gouffa (EG) et Aiat (AI).
Genres de
Champignons
Acremonium
Alternaria
Aspergillus
Aureobasidium
Bipolaris
Cheatomium
Cladosporium
Epicoccum
Geotrichum
Mucor
Neoscytalidium
Phoma
Scedosporium
SNI
dayas
S1
S2
S3
S4
S5
S6
S7
S8
S9
S10
EG
AI
EG
AI
EG
AI
EG
AI
EG
AI
EG
AI
EG
AI
EG
AI
EG
AI
EG
AI
EG
AI
EG
AI
EG
AI
EG
AI
2,21
30
2.50
2.50
0,37
2.50
0,37
0,37
0,37
2.50
-
1,11
2.50
0,37
2,58
42.50
1,1
0,37
1,47
0,37
2.50
1,84
2.50
0,74
2.50
0,74
1,11
2.50
0,37
2.50
0,74
17.50
2.50
2.50
1,1
2.50
2.50
5
5
-
0,74
17.50
1,11
20
1,1
2.50
1,84
5
1,1
2.50
2.50
2,17
2.50
0,37
1,48
-
1,11
5
1,48
25
5
2.50
1,1
15
1,1
2.50
1,47
0,37
0,37
-
1,11
2.50
4,41
22.50
0,74
0,37
0,74
1,47
2.50
0,37
0,37
1,85
0,37
1,11
-
0,37
37.50
7.50
0,74
2,50
0,37
2,5
-
2.50
22.50
5
2.50
2.50
0,37
7.50
0,37
0,37
5
0,37
2.50
-
0,37
25
0,37
2.50
0,74
0,37
0,74
5
0,74
2.50
-
2,57
4,05
37.50
2.50
2.50
2,58
2.50
1,47
2.50
0,37
2.50
0,74
1,11
0,37
4,42
-
D’après le tableau n°30, nous remarquons qu’Aspergillus est présent au niveau de tous les
sujets de Pistacia atlantica Desf. de dayate Aiat. Il est absent uniquement dans les tissus foliaires
du sujet n°8 d’El-Gouffa. Phoma est identifié dans tous les fragments foliaires de tous les sujets
d’El-Gouffa, sauf le sujet n°3, contrairement à dayate Aiat où il est prélevé des sujets n°1, 2, 3,
4, 8 et 9, avec une forte abondance pour le sujet n°3. Mucor est recensé dans les feuilles du sujet
n°7 à dayate Ait. À El-Gouffa, il est présent chez un seul sujet : le sujet n°6. Acremonium est
isolé des feuilles des sujets n°2, 3, 4, 5, 6 et 10 à El-Gouffa. Par contre, il est présent juste pour
Page 89
Chapitre 4
Résultats et discussion
deux sujets n°2 et 6 dans l’autre daya. Scedosporium est isolé des sujets n°2, 4, 5, 6 et 10 à ElGouffa et seulement chez le sujet n°7 à dayate Aiat. Les isolats non identifiés sont plus recensés
au niveau d’El-Gouffa pour les sujets n°2, 4, 5, 6 et 10 et seulement dans les tissus foliaires du
sujet n°2 à dayate Aiat. Cladosporium est abondant au niveau des deux dayas, il est prélevé des
sujets n° 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8 et 10 à dayate Aiat et des sujets n°1, 2, 4, 5, 6, 8, 9 et 1 à El-Gouffa.
Alternaria est recensé juste pour le sujet n° 2 d’El-Gouffa, contrairement à dayate Aiat où il est
prélevé des sujet n°3, 4, 5 et 8 avec une forte abondance pour le sujet n°4. Epicoccum est un
genre abondant dans les tissus foliaires des arbres des deux dayas. Il est présent dans tous les
sujets d’El-Gouffa, sauf le sujet n°6 et est prélevé des sujets n°3, 4, 5 et 10 pour dayate Aiat.
Neoscytalidium est isolé des sujets n°2, 3, 4 et 9 à dayate Aiat et des sujets n°6 et 10 au niveau
d’El-Gouffa. Aureobasidium est isolé des sujets n°1, 5, 8, 9 et 10 à dayate Aiat et des sujets n°2,
4, 6 et 9 à El-Gouffa, où les abondances sont très élevées. Chaetomium est isolé des sujets n°1, 4,
8 et 10 à dayate Aiat, où il est plus abondant et dans les tissus foliaires des sujets n°1, 2, 6 et 9 à
El-Gouffa. Bipolaris est faiblement représenté à El-Gouffa, il est recensé chez deux sujets n°2 et
6. Concernant dayate Aiat, il est prélevé des sujets n°1, 3, 5 et 8 avec des pourcentages égaux.
Geotrichum est aussi faiblement prélevé à El-Gouffa, avec seulement 0,37% pour chacun des
sujets n°8 et 10, contrairement à dayate Aiat où il est isolé des sujets n°3, 8 et 10.
1.3.Discussion générale
Des interactions importantes sont décrites entre les différents taxons fongiques des tissus
foliaires du pistachier de l’Atlas d’El-Gouffa. Elles peuvent être positives, ou bien négatives. A
cet effet, une matrice de corrélation est faite pour identifier et décrire la nature de ces interactions
(Tableau n°19).
Page 90
Chapitre 4
Résultats et discussion
Tableau n° 19 : matrice des corrélations entre les genres de mycoendophytes à El-Gouffa.
Page 91
Chapitre 4
Résultats et discussion
Nous remarquons à partir du tableau n°19 que des corrélations de 1 sont révélées entre
Absidia et Arthrinium, Alternaria et Bipolaris, Apophysomyces et Bahusakala, Gymnoascus et
Mucor.
Scedosporium est le mycoendophyte possédant le plus grand nombre de fortes corrélations
positives (9) dont celles avec Verticillium (0,85), Aureobasidium (0,79), Bipolaris (0,70) et
Hypoxylon (0,73), suivi d’Acremonium avec 8 corrélations positives fortes, dont celles avec SNI
(0,92), Cladosporium (0,83), Neoscytalidium (0,83) et Apophysomyces (0,80). SNI aussi
possèdent 8 corrélations positives fortes, dont celles avec Apophysomyces (0,91), Bahusakala
(0,91), Neoscytalidium (0,88), Cladosporium (0,87) et Aspergillus (0,68). Cladosporium est
positivement corrélé avec 6 genres fongiques dont Neoscytalidium (0,78), Phoma (0,76),
Apophysomyces (0,70), Bahusakala (0,70) et Aspergillus (0,65). Neoscytalidium dispose de 7
fortes corrélations positives dont Apophysomyces (0,88), Aspergillus (0,78), Bahusakala (0,88) et
Geotrichum (0,76). Circinella a 6 corrélations positivement fortes, dont celles avec Acremonium
(0,65), Aureobasidium (0,84), Penicillium (0,81), Epicoccum (0,76), Scedosporium (0,72) et SNI
(0,74). Aureobasidium possède 5 corrélations positives fortes dont celles avec Penicillium (0,76),
Phoma (0,64) et Verticillium (0,79). Apophysomyces aussi possède 5 corrélations positives
fortes, dont celle avec Geotrichum (0,88). Pour Bahusakala, il est positivement corrélé avec 5
mycoendophytes dont Acremonium (0,80) et Geotrichum (0,88). Epicoccum possède 5
corrélations positives fortes, dont celles avec Alternaria (0,65), Bipolaris (0,65), Penicillium
(0,75) et Scedosporium (0,70). Aspergillus possède 4 corrélations positives fortes, dont celle
avec Acremonium (0,76). Geotrichum aussi possède 4 corrélations positives fortes, dont celles
avec SNI (0,75). Penicillium est fortement corrélé positivement avec 4 genres fongiques dont
Scedosporium (0,73). Alternaria est fortement corrélé positivement avec 3 genres fongiques,
dont Chaetomium (0,85) et Scedosporium (0,70). Chaetomium est fortement corrélé positivement
avec Bipolaris (0,85) et Verticillium (0,65). Ces corrélations entre les différentes souches
fongiques peuvent être expliquées par la synergie qui existe entre elles.
Les mycoendophytes Gymnoascus, Mucor, Colletotrichum et Trichoderma ne possèdent
pas de fortes corrélations positives avec le reste des champignons.
Page 92
Chapitre 4
Résultats et discussion
Nous n’avons pas noté au niveau de cette étude de fortes corrélations négatives entres les
champignons endophytes. Trichoderma et Colletotrichum sont les mycoendophytes qui
possèdent le plus grand nombre de corrélations négatives avec le reste des champignons.
Trichoderma possède 17 corrélations négatives mais non significatives dont celles avec
Geotrichum (-0,29), Aureobasidium (-0,28), Gymnoascus (-0,26), Mucor (-0,26), Neoscytalidium
(-0,20), Circinella (-0,17), SNI (-0,17), Verticillium (-0,16), Phoma (-0,10), Alternaria (-0,09),
Bahusakala (-0,09), Cladosporium (-0,08), Scedosporium (-0,08), Chaetomium (-0,04) et
Acremonium (-0,03). Colletotrichum possède 16 corrélations non significatives dont celles avec
Aureobasidium (-0,30), Circinella (-0,22), Chaetomium (-0,21), Arthrinium (-0,20), Absidia (0,20), Geotrichum (-0,16), Neoscytalidium (-0,16), SNI (-0,12), Alternaria, Apophysomyces,
Bahusakala, Bipolaris, Gymnoascus et Mucor (-0,11) chacun, Aspergillus (-0,06) et Verticillium
(-0,03).
Nous avons réalisé une analyse en composantes principales (ACP). Elle nous fournit des
indications sur la nature, la force et la pertinence des liens entre les différents sujets et entre les
genres de mycoendophytes. Son objectif est donc de faciliter l’interprétation des ces synergies et
d’identifier les tendances dominantes de l’ensemble des données (Figure n°61).
Page 93
Chapitre 4
Résultats et discussion
axes F1 et F2 : 57 %
5
4
EG2
3
axe F2 (20%)
Groupe 2
Groupe 1
2
Chaetomium
Bipolaris Verticillium
Alternaria Penicillium
Scedosporium
EG6 Epicoccum Hypoxylon
Mucor CircinellaAureobasidium
EG4 Aspergillus Arthrinium
PhomaGymnoascus
Acremonium
Absidia SNI
Cladosporium
GeotrichumBahusakalaApophysomyces
Neoscytalidium
Colletotrichum
1
Trichoderma
EG3 EG9
0
EG5
EG7 EG1
EG8
-1
-2
-3
EG10
-4
-2
-1
0
1
2
3
axe F1 (37 %)
Figure n°61 : ACP représentant les genres de champignons endophytes et des sujets de Pistacia atlantica Desf. d’El-Gouffa.
Page 94
4
Chapitre 4
Résultats et discussion
Nous observons de la figure n° 61 que le plan 1-2 de l’analyse en composantes
principales (A.C.P) explique 57% du phénomène, avec pour l’axe 1 : 37% et pour l’axe 2 :
20% de l’inertie totale.
Selon l’axe 1, nous notons l’individualisation de deux groupes. Le premier comporte un
sujet jeune (S1), deux sujets d’âge moyens (S3 et S5) et trois sujets âgés (S7, S8 et S9). Le
second englobe un sujet jeune (S2), deux sujets d’âge moyen (S4 et S6) et un sujet âgé (S10).
Le premier groupe se caractérise par la présence de Trichoderma et Colletotrichum. Ils
sont présents ensemble uniquement pour le sujet n°5 (EG5). Nous pouvons noter aussi, que
Trichoderma est plus abondant au niveau des tissus foliaires des sujets n°1, 3 , 5, et 9, qui
composent ce groupe. Cela pourrait se justifier par les relations antagonistes que possède
Trichoderma par rapport aux mycoendophytes du deuxième groupe donné par la bibliographie
dont : Aspergillus, Chaetomium et Penicillium (Agarwal et al., 2011), Verticillium (JabnounKhiareddine et al., 2009), Absidia (Muniappan et Velumuthukumar, 2014 ; Bouziane et al.,
2011), Acremonium et Alternaria (Al-Ani, 2014), Phoma, Cladosporium, Epicoccum,
Geotrichum (Bouziane et al., 2011) et Bipolaris (Abdel-Fattah et al., 2007).
Le deuxième groupe comporte les autres champignons recensés dans cette étude. Il
englobe les sujets 2, 4, 6 et 10 où Aspergillus, Phoma et SNI dominent.
Selon l’axe 2 il y’a opposition entre la dominance de Geotrichum, Neoscytalidium,
Bahusakala, Cladosporium, Acremonium, Apophysomyces, Absidia, Aspergillus, Arthrinium,
Absidia, Phoma et Gymnoascus et SNI d’un côté et celle de : Chaetomium, Bipolaris,
Alternaria, Scedosporium, Verticillium, Penicillium, Epicoccum, Hypoxylon, Mucor,
Circinella et Aureobasidium de l’autre. La majorité des interactions entres ces
mycoendophytes sont des synergies, les corrélations entre eux sont pour la plupart
positivement fortes, dont celles entre Chaetomium et Bipolaris (0,85), Scedosporium et
Acremonium (0,69), Aureobasidium et Circinella (0,84) et Hypoxylon et Verticillium (0,48).
La majorité des interactions entre eux sont des synergies tel est le cas entre : Geotrichum et
Neoscytalidium (0,76), Geotrichum et Apophysomyces (0,88), Gymnoascus et Neoscytalidium
(0,36) et Aspergillus et Acremonium (0,76).etc.
Les groupes formés sont composés d’un mélange de sujets jeunes, moyens et âgés. Ceci
pourrait être expliqué par la distribution des mycoendophytes au sein des tissus foliaires et les
Page 95
Chapitre 4
Résultats et discussion
interactions entre eux qui dépendent de l’habitat de la plante hôte (Rubini et al., 2005). Ainsi,
Arnold (2007) a estimé que des interactions se créent entre les mycoendophytes d’une part et
entre les mycoendophytes et la plante hôte d’autre part. Le type d’interactions regroupant les
mycoendophytes aux plantes hôtes est contrôlé par les gènes des deux partenaires (plante et
champignons) et est modelée par l’environnement (Moricca et Ragazzi, 2008). Lv et son
équipe (2010) et Hirt (2012) ont envisagé que les mycoendophytes forment un hotspot et
peuvent jouer un rôle important par rapport à la croissance de la plante hôte et leur capacité de
la protéger et d’augmenter sa résistance contre les stress biotiques et abiotiques. En effet, ces
interactions révèlent un impact profond sur le fonctionnement général des écosystèmes
(Eisenhauer, 2012), à travers le façonnement des communautés végétales. Ils servent aussi
comme des médiateurs dans les interactions écologiques (Ganley et al., 2004).
Nous avons effectué une comparaison des corrélations décrites des différents taxons
fongiques des tissus foliaires du pistachier de l’Atlas entre El-Gouffa et dayate Aiat
(Timzerth). Une matrice de corrélation est réalisée pour identifier et décrire les différences
dans la nature de ces interactions (Tableau n°20).
Page 96
Chapitre 4
Résultats et discussion
Tableau n°20 : matrice des corrélations comparatives entre les genres de mycoendophytes d'El-Gouffa et de dayate Aiat(Timzerth).
Page 97
Chapitre 4
Résultats et discussion
A partir du tableau n°20, nous pouvons voir que Les SNI sont fortement corrélées aux
mycoendophytes d’El Gouffa tel Apophysomyces (0,51) et Bahusakala (0,51). Les plus fortes
corrélations sont au niveau des tissus foliaires du pistachier de l’Atlas à El-Gouffa, entre
Absidia et Arthrinium (1), Apophysomyces et Bahusakala (1). Suivies de l’association entre
Nigrospora et Mucor (0,99), Mucor est présent dans les feuilles des deux dayas contrairement
à Nigrospora qui est présent à Timzerth seulement. Cependant, il n’existe pas de corrélations
positives entre les mycoendophytes distincts entre les deux dayas. Toutes les interactions
existantes entre eux sont négatives tel est le cas d’Absidia (présent seulement à El-Gouffa) et
Monilia (présent seulement à Timzerth) (-0,29). Epicoccum (présent dans les deux dayas) est
fortement corrélé à Monilia (présentent à Timzerth) par rapport à ceux d’El-Gouffa.
De fortes corrélations négatives sont ressorties telles : Aspergillus et Hypoxylon (-0,45),
Aspergillus et Penicillium (-0,47), Aspergillus et Trichoderma (-0,60), Aspergillus et
Verticillium (-0,47), Epicoccum et Hypoxylon (-0,49), Epicoccum et Penicillium (-0,48),
Epicoccum et Trichoderma (-0,63) et Epicoccum et Verticillium (-0,52), Trichoderma et
Monilia (-0,51). Ceci s’expliquerait par l’absence des mycoendophytes Hypoxylon,
Penicillium, Trichoderma, Verticillium au niveau des feuilles des pistachiers de dayate Aiat et
leur présence à El-Gouffa. Les mycoendophytes Aspergillus et Epicoccum sont dominants à
dayate Aiat. Cela montre l’effet antagoniste que possède Trichoderma avec Aspergillus,
Penicillium, Verticillium (Agarwal et al., 2011), Epicoccum (Bouziane et al., 2011) et Monilia
(Kowalsk et Remlein-Starosta, 2009) .
Une ACP est faite pour interpréter les associations entre les différents sujets et
mycoendophytes des tissus foliaires du pistachier de l’Atlas entre les deux dayas (El-Gouffa
et Aiat) (Figure n°62).
Page 98
Chapitre 4
Résultats et discussion
axes F1 et F2 : 35%
4
TZ2
3
axe F2 (12%)
2
TZ9
TZ7
Paraphaesphaeria
Acremonium
Neoscytalidium Aspergillus
EG8
Phomopsis
EG3EG7Gymnoascus
Nigrospora
EG6
Mucor
EG1
Geotrichum TZ10
Colletotrichum
Epicoccum
EG5
Aureobasidium CurvulariaTZ8
EG9
Monilia Cladosporium
Alternaria Chaetomium
Hypoxylon Apophysomyces SNI
PhomaScedosporium
Bahusakala
Rhizoctonia TZ1
Trichoderma
Xylaria
EG10 EG2
Absidia
CordycepsBipolarisTZ5
CircinellaArthrinium
PenicilliumVerticillium
EG4
TZ6
Groupe 1
1
0
-1
-2
Groupe 2
TZ3
TZ4
-3
-2,5
-2
-1,5
-1
-0,5
0
0,5
1
1,5
2
2,5
axe F1 (23%)
Figure n°62 : ACP représentant les genres de champignons endophytes et des sujets de Pistacia atlantica Desf. des deux dayas El-Gouffa (EG)
et Aiat (AI).
Page 99
Chapitre 4
Résultats et discussion
Nous observons de la figure n°62 que le plan 1-2 de l’analyse en composantes
principales (A.C.P) explique 35% du phénomène avec pour l’axe 1 : 23% et pour l’axe 2 :
12% de l’inertie totale.
Selon l’axe 1, nous notons l’individualisation de deux groupes. Le premier comporte
tous les sujets du pistachier de l’Atlas d’El-Gouffa (EG). Le second englobe tous les sujets de
dayate Aiat (Timzerth : TZ).
Le premier groupe comporte tous les mycoendophytes Gymnoascus, Colletotrichum,
Apophysomyces, Hypoxylon, Bahusakala, Trichoderma, Absidia, Circinella, Arthrinium,
Penicillium et Verticillium qui sont identifiés uniquement dans cette daya et sont absents à
dayate Aiat, plus Acremonium qui est faiblement présent à dayate Aiat (0,5%) et bien
représenté à El-Gouffa avec 8,09%.
Le deuxième groupe comprend les mycoendophytes recensés uniquement à dayate Aiat
(Cordyceps, Curvularia, Monilia, Nigrospora, Paraphaesphaeria recurvifoliae, Phomopsis,
Rhizoctonia et Xylaria) et Aspergillus, Geotrichum, Epicoccum et Alternaria qui sont
fortement représentés à dayate Aiat par rapport à El-Gouffa.
Les champignons endophytes forment un système modèle dans les études sur la
biodiversité (Gamboa et Bayman, 2001). Les feuilles sont spécialement riches en
mycoendophytes (Arnold et al., 2000 in Gamboa et Bayman, 2001).
Bernardi-Wenzel et son équipe (2010), en utilisant la microscopie optique et le
microscope électronique à balayage (MEB), ont visualisé des champignons endophytes qui
peuplent les espaces inter et intracellulaires des feuilles. Il a été possible d'observer les
mycoendophytes et la diffusion de leur colonisation le long de toutes les parties de feuilles,
dans les parenchymes, le sclérenchyme, l'épiderme et les vaisseaux conducteurs adaxiaux,
indiquant une interaction étroite entre les endophytes présents dans de multiples sous-niches
structurelles et trophiques dans l'hôte. En outre, Zareb (2014) a noté la présence des
mycoendophytes dans les tissus foliaires de Pistacia atlantica Desf. (épiderme, stomates,
trichomes, parenchyme, et vaisseaux conducteurs) et que la colonisation est à la fois inter et
intracellulaire.
Les associations fréquentes entre les espèces fongiques et les plantes hôtes, les taux de
croissance variables des endophytes sur les fragments foliaires de diverses espèces de plantes
Page 100
Chapitre 4
Résultats et discussion
suggèrent que les champignons endophytes sont sensibles à la composition chimique des
feuilles (Arnold et al., 2000 in Gamboa et Bayman, 2001).
Des études précédentes ont montré que le génotype de la plante, pourraient influencer la
pénétration des mycoendophytes à l’intérieur des tissus foliaires et leur survie, donc le taux de
colonisation et la composition fongique (Elamo et al., 1999 in El-nagerabi et al., 2013).
Les champignons endophytes bénéficient de leur localisation au niveau des espaces
intracellulaires. Ces derniers sont des niches protectrices où les éléments nutritifs sont
abondants. La concurrence des mycoendophytes avec d’autres microorganismes est faible
(Garcia et al., 2012). Ainsi, les espaces intracellulaires sont dotés de nutriments organiques et
inorganiques capables de supporter une grande concentration de mycoendophytes (Kuldau et
Bacon, 2008). L’introduction des hyphes de mycoendophytes peut se faire directement dans
l’épiderme intact par les appressoriums, ou à travers des stomates de la feuille intacte. Elle
peut être facilitée par des lésions sur les tissus de la plante causés par des dommages
mécaniques ou les herbivores (Almut Reiher, 2011).
Comme de nombreux organismes, les mycoendophytes augmentent en matière de
diversité avec la diminution de la latitude (Arnold et Lutzoni, 2007). Ceci suggère que la
composition fongique est influencée par les facteurs géologiques, climatique et botaniques
(Hoffman et Arnold, 2008).
Plusieurs mycoendophytes ne se développent pas sur les milieux artificiels (Fuhrman et
Campbell, 1998 in Gamboa et al., 2002) et sont donc difficiles à identifier (Arnold et al., 2000
in Gamboa et al., 2002). Ceci pourrait expliquer la présence de certains taxons fongiques à
dayate Aiat et leur absence à El-Gouffa.
Certaines études ont indiqué que la diversité en mycoendophytes dans les zones sèches
et / ou désertiques est faible en raison de la faible pluviométrie et la densité de la végétation
qui n’est pas importante (Arnold et al., 2000 ; Suryanarayanan et al., 2005 in Bezzera et al.,
2013).
Page 101
Chapitre 4
2.
Résultats et discussion
Fréquence de colonisation
2.1.Résultats
2.1.1. Fréquence moyenne de colonisation par rapport aux organes de l’ensemble des
sujets
Après deux mois d’incubation, les résultats que nous avons obtenus démontrent que les
feuilles du pistachier de l’Atlas (Pistacia atlantica Desf.) mises en culture montrent une
colonisation très élevée par les mycoendophytes. Elle est de 78,1%. Les fréquences moyennes de
colonisation (FC%) sont données dans le tableau n°21 et la figure n°63.
Tableau n°21 : fréquences moyennes de colonisation (FC%) par les champignons endophytes
des feuilles de Pistacia atlantica Desf.
Organes
FC ± erreur standard
Rachis
75,5 ± 7 ***
Folioles
80,7 ± 6,56 ***
Feuilles
78,1 ± 6,78 ***
*** : différence de fréquence de colonisation très hautement significative (P 0,001).
84
82
80
78
76
74
FC(%)
72
70
68
Rachis
Folioles
Feuilles
Organes considérés
Figure n°63 : fréquences moyennes de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles de Pistacia atlantica Desf.
Page 102
Chapitre 4
Résultats et discussion
Nous constatons à partir du tableau n°21 que la fréquence de colonisation par les
mycoendophytes est moins élevée pour les rachis avec 75,5%, contre 80,7% pour les folioles.
L’anova nous révèle que la différence de colonisation entre les arbres échantillonnés est très
hautement significative.
Concernant les feuilles, un nombre important d’études ont mis en évidence la présence des
mycoendophytes dans leur tissus (Kriel et al., 2000 ; Arnold et al., 2001 ; Bhatnagar et
Bhatnagar, 2005 ; Osono, 2008 ; Whipps et al., 2008 ; Krings et al., 2010 ; Peñuelas et al.,
2012 ; Sun et al., 2012). Ces différentes recherches confirment les nôtres, quant à la colonisation
des organes foliaires (rachis et folioles) du Pistacia atlantica Desf. par les mycoendophytes.
La comparaison des fréquences de colonisation avec celles obtenues par Zareb (2014) sur
les feuilles de Pistacia atlantica Desf. de dayate Aiat (Laghouat) par les mycoendophytes est
donnée dans le tableau n°22.
Tableau n°22 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles de Pistacia atlantica Desf. des dayas d’El-Gouffa (EG) et de Aiat (AI).
Organes
FC ± erreur standard (EG)
FC ± erreur standard (AI)
Rachis
75,5 ± 7 ***
61,1 ± 7,70 **
Folioles
80,7 ± 6,56 ***
71,3 ± 5,11 **
Feuilles
78,1 ± 6,78 ***
68,7 ± 4,93 **
*** : différence de fréquence de colonisation très hautement significative (P 0,001).
** : différence de fréquence de colonisation hautement significative.
EG: El-Gouffa.
AI: Aiat.
A partir du tableau n°22, nous pouvons voir que les fréquences de colonisation par les
champignons endophytes au niveau de dayate Aiat sont plus élevées pour les folioles comparées
aux rachis. Ce qui est semblable à El-Gouffa. Les fréquences de colonisation sont moins
importantes à dayate Aiat par rapport à El-Gouffa.
Une analyse de variance montre que la fréquence de colonisation au niveau de dayate Aiat
présente une différence hautement significative entre les différents sujets échantillonnés contre
une différence très hautement significative à El-Gouffa. Nous avons constaté que les différences
de la fréquence de colonisation entre les feuilles des individus des deux dayas sont non
Page 103
Chapitre 4
Résultats et discussion
significatives pour les rachis (P= 0,40. Voir annexe 1), pour les folioles (P=0,30. Voir annexe 2)
et pour les feuilles (P= 0,31. Voir annexe 3).
Les feuilles représentent un environnement dur et hostile pour la colonisation par les
microorganismes, commençant par la disponibilité en nutriments qui est limitée ainsi qu’aux
fluctuations extrêmes en matière d’humidité, de température, des gradients d’échanges gazeux et
des radiations ultraviolets (Goodman et Weisz, 2002 in Krings et al., 2010). Malgré ces
obstacles, il n’existe pas de feuille de plante sur la terre qui ne soit pas colonisée par les
microorganismes, au moins pour la majorité des espèces végétales (Krings et al., 2010). Cette
hypothèse renforce la nôtre du fait que, malgré les conditions d’aridité et de sécheresse qui
règnent sur notre zone d’étude où la saison sèche est dure toute l’année, nous avons remarqué le
développement des champignons endophytes sous forme de colonies sur les fragments foliaires
du pistachier de l’Atlas ensemencés sur milieu PDA.
Concernant les différences dans les fréquences de colonisation par les mycoendophytes,
elles varient selon les organes (Thalavaipandian et al., 2011 ; Lakshman et Kurandawad, 2013)
et les différences de structure et de composition nutritionnelle des tissus de la plante hôte
(Rodriguez et al., 2009 ; Baral et al., 2011 ; Sun et al., 2011 ; Lakshman et Kurandawad, 2013 ;
Nagerabi et al., 2013). Ceci pourrait expliquer les variations pour les rachis et les folioles des
pistachiers de l’Atlas échantillonnés.
Reiher (2011) a estimé que les variations dans les taux de colonisation sont
éventuellement dû aux différences de rétention de spores par la surface de la feuille et la
disponibilité en eau tout au long du limbe, qui provoque une augmentation des taux de
germination de spores.
La fréquence de colonisation par les champignons endophytes est influencée par la
localisation géographique et la dynamique de l’environnement (Collado et al., 1999 ; Cannon et
Simmons, 2002 ; Rubini et al., 2005). Todd (1988 in Smith et al., 1996) a estimé que le taux
d’infection par les mycoendophytes est fortement corrélé avec le microclimat. Cette hypothèse
pourrait bien expliquer les légères variations des taux d’infection par les mycoendophytes des
feuilles du pistachier de l’Atlas entre les deux dayas.
Page 104
Chapitre 4
Résultats et discussion
2.1.2. Fréquence de colonisation des sujets immatures
Les sujets immatures sont fortement entourés de jujubier, en tant que plante nurse et
facilitatrice pour Pistacia atlantica Desf. Le tableau et la figure suivants nous illustrent la
fréquence moyenne de colonisation chez ces sujets.
Tableau n°23 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles de Pistacia atlantica Desf. chez les sujets jeunes.
Sujets
1
2
Moyenne
FCRa (%)
97,5
80
88,75 ± 4,17 *
FCFo (%)
98
96
97 ± 1,75 (ns)
FCFe (%)
97,75
88
92,88 ± 2,96 *
FCFo: fréquence de colonisation par des champignons endophytes au niveau des folioles de la
feuille du pistachier de l’Atlas.
FCRa: fréquence de colonisation par des champignons endophytes au niveau des rachis du
pistachier de l’Atlas.
FCFe: fréquence de colonisation par des champignons endophytes au niveau de la feuille du
pistachier de l’Atlas.
ns: différence de fréquence de colonisation non significative P≥0.05.
*: différence de fréquence de colonisation significative P<0.05.
120
100
80
FC(%)
60
FCRa
40
FCFo
FCFe
20
0
1
2
Moyenne
Sujets
Figure n°64 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par des champignons endophytes des
feuilles des jeunes sujets.
Page 105
Chapitre 4
Résultats et discussion
D’après le tableau n°23 et la figure n°64, nous constatons que le taux de colonisation est
respectivement moins important pour les rachis comparé aux folioles. L’anova nous montre que
la différence de colonisation est significative pour les rachis et pour les feuilles des individus
échantillonnés et est non significative pour les folioles de ces arbres.
La comparaison des fréquences de colonisation avec celles obtenues par Zareb (2014)
concernant la colonisation des feuilles de Pistacia atlantica Desf. des jeunes sujets de dayate
Aiat par les mycoendophytes est donnée dans le tableau n°24.
Tableau n°24 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles de Pistacia atlantica Desf. des sujets jeunes entre les dayas d’El-Gouffa (EG) et Aiat
(AI).
EG
AI
Sujets
1
2
Moyenne
1
2
3
4
Moyenne
FCRa (%)
97,5
80
88,75 ± 4,17 *
65
88
100
93
86,5 ± 6,56*
FCFo (%)
98
96
97 ± 1,75 (ns)
57
53
98
95
75,75 ± 10,41***
FCFe (%)
97,75
88
92,88 ± 2,96 *
61
70.5
99
94
81,125 ± 7,91***
Au niveau de dayate Aiat, le taux de colonisation par les mycoendophytes est plus élevé
pour les rachis par rapport aux folioles, contrairement à El-Gouffa où la fréquence de
colonisation est forte pour les folioles. Les rachis du sujet n°3 ont atteint la saturation par les
mycoendophytes en étant à 100% colonisés. C’est à El-Gouffa que les taux de colonisation sont
élevés par rapport à dayate Aiat.
L’anova montre que la différence des fréquences de colonisation au niveau de dayate Aiat
est significative pour les rachis et très hautement significative pour les folioles et pour les
feuilles, contrairement à El-Gouffa où la différence entre les taux de colonisation pour les sujets
concernés est significative pour les rachis et pour les feuilles et non significative pour les
folioles. Les différences dans les fréquences de colonisation entre les deux dayas sont non
significatives pour les rachis (P= 0,58. Voir annexe 4), pour les folioles (P= 0,48. Voir annexe 5)
et pour les feuilles (P= 0,71. Voir annexe 6).
Schulz et Boyle (2005) ont estimé que les variations et différences dans les taux de
colonisation par les microorganismes entre des individus de plantes de sites différents pourraient
Page 106
Chapitre 4
Résultats et discussion
être dû à des facteurs spécifiques de chaque site tels le micro-habitat, l’environnement, les stress,
la sénescence de l’hôte, la virulence des endophytes et les réponses défensives de l’hôte. Ces
estimations confirment les différences de taux de colonisation du pistachier de l’Atlas par les
mycoendophytes entre dayate Aiat et El-Gouffa, car chacune des deux dayas possède des
propriétés propres à elle, surtout de point de vu activités anthropiques et couvert végétal. Ces
différences peuvent être aussi expliquées par le volume de l’inoculum fongique qui joue un rôle
important dans la détermination du succès d’infection de l’association plante-champignons
(Agrios, 1997 ; Arnold, 2008 in Shankar Naik et al., 2014).
2.1.3. Fréquence de colonisation des sujets moyens
Les sujets d’âge moyen sont plus loin de la litière par rapport aux sujets jeunes. Le tableau
et figure suivants nous illustrent la fréquence de colonisation chez ces sujets.
Tableau n°25 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles des sujets d’âge moyens.
Sujets
3
4
5
6
Moyenne
FCRa (%)
72,5
95
71,25
96,25
83,75 ± 7,87 ***
FCFo (%)
77
98
88
99
90,5 ± 5,03 ***
FCFe (%)
74,75
96,5
79,63
97,63
87,12 ± 5,05 ***
120
100
80
FC(%)
60
FCRa
40
FCFo
20
FCFe
0
Sujets
Figure n°65 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par des champignons endophytes des
feuilles des sujets d’âge moyen.
Page 107
Chapitre 4
Résultats et discussion
A partir du tableau n°25 et de la figure n°65, nous pouvons voir que la fréquence de
colonisation est plus faible pour les rachis, comparés aux folioles. Le faible taux de
mycoendophytes est rencontré chez les rachis du sujet n°5 et ce sont les folioles du sujet n°6 qui
en présentent le taux le plus élevé.
L’anova nous montre que les différences de colonisation par les mycoendophytes entre les
sujets sont très hautement significatives pour les rachis, pour les folioles et pour les feuilles.
La comparaison des différences dans les taux de colonisation des feuilles d’individus d’âge
moyen échantillonnés dans les deux dayas est illustrée dans le tableau n°26.
Tableau n°26 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
sujets d’âge moyen des dayas d’El-Gouffa (EG) et Aiat (AI).
EG
AI
Sujets
3
4
5
6
Moyenne
5
6
Moyenne
FCRa (%)
72,5
95
71,25
96,25
83,75 ± 7,87 ***
74
41
43 ± 15,57*
FCFo (%)
77
98
88
99
90,5 ± 5,03 ***
90
62
76 ± 9,92*
FCFe (%)
74,75
96,5
79,63
97,63
87,12 ± 5,05 ***
82
51,5
66.75 ± 10,81**
Ces données nous montrent que la fréquence de colonisation à dayate Aiat est
respectivement moins élevée pour les rachis, que pour les folioles. À cette daya, ce sont les
rachis du sujet n°6 qui présentent le taux le plus faible de colonisation et ce sont les folioles du
même sujet qui en hébergent le plus. A El-Gouffa, ce sont les folioles qui abritent le plus de
mycoendophytes, suivies des rachis. Les fréquences moyennes de colonisation sont nettement
plus élevées à El-Gouffa qu’à dayate Aiat.
Dans cette daya (Aiat), les différences de fréquence de colonisation sont significatives pour
les rachis et pour les folioles et sont hautement significatives pour les feuilles. A El-Gouffa,
toutes les différences sont très hautement significatives.
L’analyse statistique (anova) a démontré que les différences des taux de colonisation entre
les deux dayas sont non significatives pour les rachis (P= 0,1. Voir annexe 7), pour les folioles
(P= 0,1. Voir annexe 8) et pour les feuilles (P= 0,08. Voir annexe 9).
Page 108
Chapitre 4
Résultats et discussion
Les sujets d’âge moyen des deux dayas présentent des variations dans les taux de
colonisation par les mycoendophytes. Parmi les raisons possibles de ces variations: les facteurs
environnementaux et climatiques, les propriétés de la plante hôte et ceux des mycoendophytes,
ainsi que les interactions plante-champignon (Schulze et Boyle, 2005).
2.1.4. Fréquence de colonisation des sujets de la nebkhas
Les sujets immatures et moyens sont entourés de jujubier. Le tableau n°27 et la figure n°66 nous
illustrent la fréquence moyenne de colonisation chez ces sujets.
Tableau n°27 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles des sujets entourés de jujubier.
Sujets
1
2
3
4
5
6
Moyenne
FCRa (%)
97,5
80
72,5
95
71,25
96,25
85,41 ± 6,74 ***
FCFo (%)
98
96
77
98
88
99
92,67 ± 4,25 ***
FCFe (%)
97,75
88
74,75
96,5
79,63
97,63
89,04 ± 3,09 ***
120
100
80
60
FC(%)
40
FCRa
20
FCFo
0
FCFe
Sujets
Figure n°66 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles de Pistacia atlantica Desf. de la nebkha.
Le tableau n°27 et la figure n°66 nous révèlent que les fréquences de colonisation sont plus
faibles pour les rachis, comparés aux folioles. Ce sont les rachis du sujet n°5 qui abritent le
moins de mycoendophytes et ce sont les folioles du sujet n°6 qui en hébergent le plus. L’anova
Page 109
Chapitre 4
Résultats et discussion
nous montre que les différences de fréquence de colonisation des rachis, des folioles et des
feuilles entre les individus entourés de jujubier montrent une différence très hautement
significative.
Les fréquences de colonisation par les champignons endophytes de dayate Aiat comparées
à ceux d’El-Gouffa sont données dans le tableau n°28.
Tableau n°28 : comparaison de la fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les
champignons endophytes des feuilles de Pistacia atlantica Desf. entourés de jujubier entre les
dayas d’El-Gouffa (EG) et Aiat (AI).
sujets
1
2
3
4
5
6
FCRa (%)
97,5
80
72,5
95
71,25
96,25
85,41 ± 6,74
Moyenne
***
EG
FCFo (%)
98
96
77
98
88
99
92,67 ± 4,25
***
FCFe (%)
97,75
88
74,75
96,5
79,63
97,63
89,04 ± 3,09
***
FCRa (%)
65
88
100
93
74
41
76,03 ± 8,09
**
AI
FCFo (%)
57
53
98
95
90
62
75,83 ± 7,69
**
FCFe (%)
61
70,5
99
94
82
51,5
75,93 ± 8,15
**
En référence aux données du tableau, les fréquences de colonisation moyenne à dayate
Aiat (Timzerth) sont très proches. Ce sont les rachis du sujet n°6 qui abritent le moins de
mycoendophytes et ce sont les rachis du sujet n°3 qui en abritent le plus avec 100% de
colonisation. À El-Gouffa, ce sont les rachis qui hébergent le moins de mycoendophytes suivis
des folioles. Les fréquences moyennes de colonisation des rachis, des folioles et des feuilles du
pistachier de l’Atlas sont plus élevées à El-Gouffa par rapport à dayate Aiat.
L’anova nous révèle que les différences des taux de colonisation pour les rachis, les
folioles et les feuilles à dayate Aiat sont hautement significatives, contrairement à El-Gouffa où
elles sont très hautement significatives, l’anova nous montre que les différences de colonisation
entre les individus échantillonnés des deux dayas sont non significatives pour les rachis (P=
0,42), pour les folioles (P= 0,1) et pour les feuilles (P= 0,17).
2.1.5. Fréquence de colonisation des sujets âgés
Les sujets âgés du pistachier de l’Atlas sont les individus arrivés à un stade de croissance
très avancé. Ils sont indépendants du jujubier et assurent leur propre protection contre les
différents stress biotiques et abiotiques.
Page 110
Chapitre 4
Résultats et discussion
Les résultats concernant les fréquences moyennes de colonisation des sujets âgés sont
exprimés via le tableau n°29 et la figure n°67.
Tableau n°29 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles de Pistacia atlantica Desf. âgés.
Sujets
7
8
9
10
Moyenne
FCRa (%)
78,75
70
77,5
16,25
60,62 ± 7,52 ***
FCFo (%)
81
69
74
27
62,75 ± 7,13 ***
FCFe (%)
79,88
69,5
75,75
21,63
61,69 ± 11,71 ***
100
90
80
70
60
FC(%)
FCRa
50
FCFa
40
FCFe
30
20
10
0
7
8
9
Sujets
10
Moyenne
Figure n°67 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes isolés
des feuilles de Pistacia atlantica Desf. âgés.
A partir de ces données, nous pouvons voir que les fréquences moyennes de colonisation
sont très proches, elles varient entre 60,62% et 62,75%, elles sont respectivement élevées pour
les folioles et pour les rachis. En outre, c’est le sujet n°10 qui est le plus faiblement colonisé par
les mycoendophytes notamment les rachis, il présente une large différence de colonisation avec
les autres. Le taux de colonisation le plus élevée se retrouve chez les folioles du sujet n°7.
De l’anova, nous déduisons que les différences de fréquence de colonisation pour les
rachis, pour les folioles et pour les feuilles sont très hautement significatives.
Page 111
Chapitre 4
Résultats et discussion
Pour comparer nos résultats avec ceux de dayate Aiat (Timzerth), nous établissons le
tableau suivant.
Tableau n°30 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles de Pistacia atlantica Desf. âgés entre les dayas d’El-Gouffa (EG) et Aiat (AI).
Sujets
7
8
9
10
Moyenne
FCRa (%)
78,75
70
77,5
16,25
60,62 ± 7,52
***
EG
FCFo (%)
81
69
74
27
62,75 ± 7,13
***
FCFe (%)
79,88
69,5
75,75
21,63
61,69 ± 11,71
***
FCRa (%)
25
60
35
80
50 ± 10,75
**
AI
FCFo (%)
72
60
70
56
64,5 ±3.34
ns
FCFe (%)
48,5
60
52,5
68
57,25 ± 3,72
ns
Les données ci-dessus nous montrent que les fréquences de colonisation par les
mycoendophytes à dayate Aiat (Timzerth) sont respectivement moins élevées pour les rachis et
les folioles, contrairement à El-Gouffa. A dayate Aiat, le taux le plus faible de colonisation est
rencontré au niveau des rachis du sujet n°7, par contre la colonisation est plus élevée pour les
rachis du sujet n°10.
D’après l’anova, nous constatons que les différences des fréquences de colonisation au
niveau de dayate Aiat sont hautement significatives pour les rachis et sont non significatives
pour les folioles et pour les feuilles. Contrairement à El-Gouffa, elles sont très hautement
significatives pour les rachis, pour les folioles et pour les feuilles. Concernant les différences des
taux de colonisation des individus échantillonnés entre les deux dayas, l’anova nous révèle
qu’elles sont non significatives pour les rachis (P= 0,60), pour les folioles (P= 0,90) et pour les
feuilles (P= 0,76).
La non signification dans les taux de colonisation entre les deux dayas pourrait être dû aux
facteurs environnementaux et aux paramètres de la plante hôte qui ne montrent pas des
différences importantes.
2.1.6. Fréquence de colonisation pour les sujets par classe d’âge
Les taux de colonisation par les mycoendophytes pour les individus de Pistacia atlantica
Desf. par classe d’âge (immatures, moyens et âgés) sont représentés dans le tableau n°31 et la
figure n°68.
Page 112
Chapitre 4
Résultats et discussion
Tableau n°31: fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles de Pistacia atlantica Desf. selon les classes d’âge.
Sujets
Immatures
Moyens
Agés
FCFe (%)
92,88 ± 3,45 ***
87,12 ± 5,05 ***
61,69 ± 11,71 ***
120
100
80
FC (%)
60
Immatures
40
Moyens
Agés
20
0
Immatures
Moyens
Agés
Sujets
Figure n°68 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons des feuilles de
Pistacia atlantica Desf. entre les classes d’âge.
Nos résultats montrent que la fréquence de colonisation est plus élevée chez les sujets
immatures et diminue chez les sujets moyens, puis âgés.
Une anova nous montre que les différences de fréquence d’infection par les
mycoendophytes sont très hautement significatives pour les sujets immatures, moyens et âgés.
Les feuilles des sujets des nebkhas (immatures et d’âge moyens) sont les plus infectées par
les mycoendophytes, mais ce sont les sujets immatures qui sont les plus entourés de jujubier qui
hébergent le plus de mycoendophytes. Les sujets âgés sont indépendants du jujubier et sont
moins infectés par les mycoendophytes
La comparaison des différences de fréquence de colonisation des feuilles entre les deux
dayas, Aiat et El-Gouffa nous aident à déterminer laquelle des deux dayas est riche en
mycoendophytes (Tableau n°32).
Page 113
Chapitre 4
Résultats et discussion
Tableau n°32 : fréquence moyenne de colonisation (FC%) par les champignons endophytes des
feuilles de Pistacia atlantica Desf. selon la classe d’âge entre les dayas d’El-Gouffa (EG) et Aiat
(AI).
Sujet
Immatures
Moyens
Agés
FCFe (EG)
92,88 ± 3,45 ***
87,12 ± 5,05 ***
61,69 ± 11,71 ***
FCFe (AI)
81,125 ± 7,91**
66,75 ± 10,81**
70,12 ± 3,725 ns
Concernant les fréquences de colonisation au niveau de dayate Aiat (Timzerth), nous
remarquons qu’elles sont élevées pour les sujets immatures. Elles baissent pour sujets âgés puis
moyens. Les différences de fréquence de colonisation entre les deux dayas sont non
significatives pour les rachis (P= 0,40. Voir annexe 10), pour les folioles (P= 0,30. Voir annexe
11) et pour les feuilles (P= 0,31. Voir annexe 12).
Nous constatons aussi que les fréquences de colonisation au niveau de dayate El-Gouffa
sont corrélées avec l’âge des individus. Elles vont par ordre croissant des sujets immatures aux
sujets âgés. Ceci n’est pas le cas pour les individus de dayate Aiat, où les fréquences de
colonisation ne sont pas corrélées avec l’âge des individus, puisqu’elles vont par ordre croissant
des sujets immatures, âgés et puis d’âge moyen. Pour les deux dayas, ce sont les sujets
immatures qui hébergent le plus de mycoendophytes.
Les variations dans les taux de colonisation par les mycoendophytes entre les sujets de
Pistacia atlantica Desf. dans la même daya et aussi entre les deux dayas pourraient être selon
Dickinson (1967 in Thompson et al., 1993) et McBride et Hayes (1977 in Thompson et al.,
1993) dû aux conditions physiologiques des plantes hôtes. La densité du peuplement et le
couvert végétal sont aussi des facteurs clés. Ils peuvent donc affecter la fréquence des
endophytes au sein des tissus des plantes hôtes (Petrini et Carroll, 1981 ; Helander et al., 1994 ;
Collado, 1999).
Les sujets immatures sont les plus colonisés par les mycoendophytes au niveau des deux
dayas (El-Gouffa et Aiat). Ceci a été confirmé par Martin-Garcia et ses collaborateurs (2011)
lorsqu’ils ont montré dans leur étude sur le peuplier que les sujets jeunes sont les plus colonisés
en champignons endophytes, contrairement aux sujets âgés, particulièrement ceux présents dans
les sites pauvres. Ceci pourrait s’expliquer par la faible hauteur des jeunes arbres de sorte que la
première branche est plus proche du réservoir d’inoculum présent dans la litière de l’année
Page 114
Chapitre 4
Résultats et discussion
précédente et donc les champignons endophytes peuvent se propager assez rapidement vers le
tiers supérieur de la canopée. L’activité anthropique limite la fréquence des mycoendophytes
(Photita et al., 2001). Cette hypothèse pourrait bien nous expliquer la raison pour laquelle le taux
moyen de colonisation par les mycoendophytes varie entre les deux dayas et est plus important
au niveau d’El-Gouffa.
2.2.Discussion générale
Kumar et Hyde (2004) ont montré que les endophytes sont mieux adaptés aux tissus
superficiels, avec une aptitude à coloniser d’autres tissus. Les mycoendophytes peuvent
conquérir la surface foliaire individuellement, mais souvent en communauté (Bernstein et
Carroll, 1977 in Whipps et al., 2008). Pour nombre d’entre eux, une partie de leur cycle de vie au
sein des tissus foliaires commence dans le cadre d’un assemblage taxonomique diversifié de
spores, qui se posent sur la surface de ces feuilles (Carroll, 1988 in Herre et al., 2007).
La présence des champignons endophytes au sein des tissus foliaires s’explique par leur
pénétration dans le système vasculaire, via le sol et leur aptitude à être transférés intérieurement
aux parties aériennes de la plante, où ils se comportent en tant qu’endophytes (Lamb et al.,
1996 ; Wulf et al., 2003 in Whipps et al., 2008). En plus de la contamination par le sol, la
présence de ces microorganismes au sein des tissus foliaires est aussi dû à leur transport de
l’atmosphère vers les feuilles.
Les résultats concernant les feuilles du pistachier de l’Atlas présentent des variations dans
les fréquences de colonisation par les mycoendophytes de la même classe d’âge et même entre
les trois classes d’âge. Ainsi, les taux de colonisation par les mycoendophytes varient au niveau
de dayate Aiat (Timzerth) pour les individus du même âge et même entre les différentes classes
d’âge (Zareb, 2014). Nos résultats montrent que les fréquences de colonisation varient entre
celles des individus de Pistacia atlantica Desf. des deux dayas et c’est à El-Gouffa qu’elles sont
importantes par rapport à dayate Aiat. Ceci est du à plusieurs facteurs. Concernant les
différences de colonisation entre les deux dayas, elles sont non significatives.
La différence des taux de colonisation entre les organes des plantes pourrait probablement
être expliquée par la nature de la structure qui influence la colonisation et la distribution des
champignons endophytes. Ceci est éventuellement dû au fait que chaque organe de la plante peut
avoir une combinaison de gènes propres à lui dans son microbiome (Herre et al., 2007). En effet,
l’ensemble des fréquences de colonisation diffère selon les différents organes (Thalavaipandian
Page 115
Chapitre 4
Résultats et discussion
et al., 2011 ; Lakshman et al., 2013). Ainsi, Rodrigues et ses collaborateurs (1994) dans leur
étude menée sur le palmier (Euterpe oleracea) et Photita et son équipe (2001) dans leur étude sur
le bananier sauvage (Musa acuminata), confirment l’hypothèse qui suggère que les différences
dans les taux de colonisation des taxons fongiques indiquent que quelques uns d’entre eux
présentent une affinité pour certains types tissulaires que pour d’autres, ce qui explique fort
probablement le fait que les folioles de Pistacia atlantica Desf. expriment un taux de
colonisation par les mycoendophytes plus élevé par rapport aux rachis. Notre résultat est
confirmé par celui de Zareb (2014) qui a montré qu’en général, ce sont les folioles de Pistacia
atlantica Desf. à dayate Aiat qui hébergent le plus de mycoendophytes. Ceci pourrait aussi être
expliqué par la disposition des particules de pluies (contenant des taxons fongiques) sur leur
surface (Venette et Kennedy, 1975 ; Lacey, 1996 in Whipps et al., 2008).
D’une manière générale, les différences entre les plantes hôtes en terme de colonisation par
les champignons endophytes pourraient être dû aux facteurs régnant dans le micro-habitat : les
conditions environnementales, les stress biotiques et abiotiques, la sénescence de la plante hôte,
la virulence des endophytes et la réponse défensive de la plante hôte (Schulz et Boyle, 2005).
Ces facteurs pourraient bien être la raison pour laquelle la colonisation des feuilles du pistachier
de l’Atlas entre les deux dayas (El-Gouffa et Aiat) est différente.
La microflore atmosphérique peut varier dans la concentration journalière ainsi qu’en
réponse à des évènements environnementaux tels, les précipitations et les vents forts (Kinkel,
1997 ; Zak, 2002 in Whipps et al., 2008). Cela influe directement le transport des
microorganismes vers la phyllosphère (Whipps et al., 2008). Dayate Aiat (Timzerth) est une
région très fréquentée par les autochtones et même par les touristes, car elle est très proche de la
route nationale. Ces caractéristiques lui sont défavorables, puisqu’elle est sous une pression
anthropique qui augmente d’année en année par le biais des coupes du bois, du piétinement et du
surpâturage. L’état phytosanitaire des arbres peut aussi être l’un des facteurs déterminants sur les
fréquences de colonisation des taxons fongiques en contribuant au déclin de la communauté
symbiotique des parties aériennes et aussi des parties racinaires (Arnold et Herre, 2003). A cet
effet un changement léger ou bien radical de la composition en endophytes peut être provoqué
lorsque la plante hôte rentre en sénescence (Wilson, 1993 et 2000 in Deckert, 2000). En
référence à cette probabilité, nous pouvons extrapoler ceci concernant nos résultats, en disant que
l’état phytosanitaire relativement bon de la majorité de nos individus pourrait probablement être
l’une des raisons pour lesquelles nous avons détecté une fréquence de colonisation importante.
Page 116
Chapitre 4
Résultats et discussion
En comparaison aux résultats de Zareb (2014), l’influence de l’activité anthropique sur certains
individus du pistachier de l’Atlas pourrait expliquer le fait que les fréquences moyennes de
colonisation par les mycoendophytes sont moins élevées par rapport aux nôtres.
Martín-García et son équipe (2011) ont démontré que les jeunes arbres peuvent acquérir
une richesse et une fréquence élevées en espèces endophytiques, en comparaison aux individus
moyens et âgés, spécialement ceux des zones exposées aux stress. Cette conclusion confirme et
renforce nos résultats, qui montrent une forte colonisation en mycoendophytes respectivement
pour les sujets immatures, moyens puis âgés.
D’autres études indiquent que la densité du peuplement et du couvert forestier sont des
facteurs clés liés à l'humidité relative et que ces facteurs peuvent donc affecter la fréquence des
endophytes dans les arbres hôtes (Helander et al., 1994 ; Martín-García et al., 2011). Cette
hypothèse pourrait probablement expliquer le rôle joué par le jujubier pour les individus
immatures et moyens, comme plante facilitatrice qui favorise l’abondance des champignons
endophytes dans leurs tissus.
Le génotype de la plante peut influencer la colonisation et la survie des mycoendophytes
dans la phyllosphère (Whipps et al., 2008). Cela pourrait être l’une des raisons qui contribuent
aux variations des taux de colonisation entre les feuilles d’individus de Pistacia atlantica Desf.
ayant le même âge et même entre celles d’âges différents. Ainsi, ce facteur pourrait expliquer les
variations de fréquence de colonisation qui existent entre les pistachiers de l’Atlas de notre zone
d’étude et ceux de dayate Aiat étudiés par Zareb (2014).
En plus des propriétés des plantes et de l’environnement, les propriétés des
mycoendophytes déterminent aussi leur capacité à créer un microbiome au niveau de la
phyllosphère. Pour certains mycoendophytes, ceci reflète leur capacité inhérente à survivre dans
cet habitat, alors que d’autres sont capables de modifier l’environnement, afin d’améliorer les
niveaux de stress auxquels ils sont exposés (Whipps et al., 2008).
Les dayas de Timzerth et d’El-Gouffa ne présentent pas de grandes différences en matière
de bioclimats, de nature géographique et de facteurs environnementaux. Ceci a été démontré par
Rodrigues et ses collaborateurs (1994) en disant que l’habitat joue un rôle important sur
l’influence du taux de colonisation par les mycoendophytes.
Page 117
Conclusion générale et
perspectives
Conclusion générale et perspectives
Notre présent travail a pour but d’inventorier les mycoendophytes foliaires du pistachier
de l’Atlas de dayate El-Gouffa (wilaya de Laghouat). Il rentre dans le cadre des travaux de
recherche du laboratoire « Ressources naturelles », de l’université Mouloud Mammeri (TiziOuzou). Nos résultats viennent confirmer ceux de Zareb (2014), lorsqu’elle a démontré pour
la première fois que les feuilles du pistachier de l’Atlas de dayate Aiat (Timzerth, wilaya de
Laghouat) sont colonisées par les champignons endophytes. Un nombre important d’études a
montré la présence des mycoendophytes dans les tissus foliaires de plusieurs espèces
végétales et que plusieurs facteurs contribuent à la variation du taux de colonisation par ces
champignons.
Nous avons subdivisé nos résultats en trois parties. La première partie a concerné la
fréquence de colonisation des folioles et rachis du pistachier par les mycoendophytes après
deux mois d’incubation. Nous avons trouvé que 78,1% de fragments de folioles et rachis sont
infectés par les mycoendophytes avec 75,5% pour les rachis et 80,7% pour les folioles.
L’anova nous a révélé que la différence de colonisation entre les arbres échantillonnés est très
hautement significative. Plusieurs études ont démontré que le taux d’infection varie selon les
organes et les différences de structure et de composition nutritionnelle des tissus de la plante
hôte. Le taux de colonisation peut aussi fluctuer entre les organes de la plante hôte, à cause
des différences dans la rétention des spores par la surface de la feuille et la disponibilité en
eau tout au long du limbe, qui provoque une augmentation des taux de germination de spores.
La fréquence de colonisation est plus élevée chez les sujets immatures et diminue chez les
sujets moyens, puis âgés. L’anova nous a montré que les différences de fréquence d’infection
par les mycoendophytes sont très hautement significatives pour les sujets immatures, moyens
et âgés. Les conditions physiologiques des plantes hôtes, le couvert végétal et la densité du
peuplement qui l’entoure peuvent être des facteurs clés dans les variations des taux de
colonisation.
La deuxième repose sur la coloration des feuilles. Elle est effectuée selon le protocole
de Phillips et Haymann (1970). L’observation au microscope des feuilles de Pistacia atlantica
Desf. après la coloration au bleu Trypan, a révélé qu’elles hébergent des mycoendophytes et
que la colonisation est inter et intracellulaire. Tous les tissus foliaires portent les
mycoendophytes (épiderme, stomates, trichomes glandulaires et non glandulaires,
parenchyme et vaisseaux conducteurs).
Page 118
Conclusion générale et perspectives
La troisième partie de notre étude consiste à identifier les isolats fongiques prélevés des
fragments foliaires (rachis et folioles) de Pistacia atlantica Desf. Nous avons donc identifié
24 champignons endophytes : Aspergillus avec 16,91%, Epicoccum, Phoma et Trichoderma
avec 9,19% pour chacun des trois genres, Cladosporium avec 8,46%, Acremonium avec 8,09
%, Aureobasidium avec 4,41%, Verticillium avec 4,04%, Chaetomium avec 2,94%, Absidia,
Arthrinium, Hypoxylon et Penicillium avec 2,57% pour chacun d’entre eux, 2,21% pour
Scedosporium, 1,47% pour Circinella, 1,1% pour chacun des deux isolats Geotrichum et
Neoscytalidium, 0,74% pour chacun des deux genres Bipolaris et Gymnoascus et 0,37% pour
chacun des cinq genres suivants: Alternaria, Mucor, Bahusakala, Colletotrichum et
Apophysomyces. Les isolats non déterminés (SNI) présentent 8,09% de l’ensemble des isolats
fongiques.
Chaque mycoendophyte de ceux que nous avons recensés est caractérisé par des
propriétés propres à lui notamment sur le plan physiologique. Chaque mycoendophytes est
présent à des fins écologiques ou médicinales ou alimentaires ou agricoles.
Trichoderma est le mycoendophyte le plus intéressant, notamment vis-à-vis de son rôle
en agriculture et en écologie. C’est un agent de lutte biologique.
Les mycoendophytes fournissent à la plante plusieurs bénéfices, notamment la
protection contre les pathogènes et la lutte contre la sécheresse. Ce sont alors des associations
très importantes. Plusieurs interactions peuvent se nouer entre les différentes espèces de
mycoendophytes présentes. Dans notre présente étude, nous avons trouvé plusieurs
associations tel Arthrinium et Absidia, Phoma et Epicoccum, Penicillium et Aureobasidium,
etc.
En perspectives, ce travail peut être poursuit par :
-une identification moléculaire et une extraction des métabolites secondaires des
mycoendophytes foliaires ;
-mise en culture des racines et des feuilles du pistachier de l’Atlas pour connaitre la
différence entre les taxons fongiques présents ;
-identification des mycoendophytes foliaires du jujubier pour voir le lien avec ceux
isolés sur le pistachier de l’Atlas ;
Page 119
Conclusion générale et perspectives
-approche des interactions entre les mycoendophytes présents.
Page 120
Références bibliographiques
Références bibliographiques
1. Abdel-Fattah G.M., Shabana Y.M., Ismail A.E., Rashad Y.M. 2007. Trichoderma harzianum
: a biocontrôle agent against Bipolaris oryzae. Mycopathologia. Vol (164) : 81-89.
2. Abdullah S.K., Al-Khesraji T.O., Al-Edany T.Y. 1986. Soil mycoflora of the Southern desert
of Iraq. Sydowia. Vol (39) : 8-1.
3. Agarwal T., Malhotra A., Biyani M., Trivedi P.C. 2011. In vitro interaction of Trichoderma
isolates against Aspergillus niger, Chaetomium sp. and Penicilium sp. Indian Journal of
Fundamental and Applied Life Sciences. Vol (1) n°3 : 2231-6345.
4. Aggarwal R., Kharbikar L.L., Sharma S., Gupta S., Yadav A. 2013. Phylogenetic
relationships of Chaetomium isolates based on the internal transcribed spacer region of the rRNA
gene cluster. African Journal of Biotechnology. Vol (12) n°9 : 914-920.
5. Ahammed S.K., Aggarwal R., Singh D.V. 2005. Morphological variability in different
isolates of Chaetomium globosum. Indian Phytopath. Vol (58) n°1 : 71-74.
6. Ait Said S. 2011. Stratégies adaptatives de deux espèces du genre Pistacia (P. lentiscus et P.
atlantica Desf.) aux conditions d’altitude, de salinité et d’aridité : approche morphoanatomiques, phytochimiques et écophysiologiques. Thèse de Doctorat en Sciences Biologiques,
option : Biologie végétale. Faculté des sciences Biologiques et des sciences Agronomiques.
UMMTO. 160 p.
7. Ait Said S., Fernandez C., Greff S., Derridj A., Gauquelin T., Mevy J.P. 2011. Interpopulation variability of leaf morpho-anatomical and terpenoid patterns of Pistacia atlantica
Desf. ssp. atlantica growing along an aridity gradient in Algeria. Flora. Vol (206) : 397–405.
8. Alex D., Dongmei Li D., Calderone R., Peters S.M. 2013. Identification of Curvularia lunata
by polymerase chain reaction in a case of fungal endophthalmitis. Medical Mycology Case
Reports. Vol (2) : 137-140.
9. AL-Saeedi S.S., AL-Ani B.M. 2014. Study of antagonistic capability of Trichoderma
harzianum isolate against some pathogenic soil borne fungi. Agric. Biol. J. N. Am. Vol (5) n° 1
: 15-23.
Page 121
Références bibliographiques
10. Al-Saghir M.G., Porter D.M., Nilsen E.T. 2006. Leaf Anatomy of Pistacia Species
(Anacardiaceae). Journal of Biological Sciences. Vol (6) n°2 : 242-244.
11. Amara M. 2014. Contribution à l’étude des groupements à Pistacia atlantica subsp.
atlantica dans le Nord-Ouest algérien. Thèse de Doctorat en Ecologie Végétale. Faculté des
Sciences de la Nature et de l’Univers. Département d’Ecologie et Environnement. Laboratoire de
recherche: Ecologie et Gestion des Ecosystèmes Naturels. Université de Tlemcen. 224 p.
12. Amin N., Nasruddin A., Daha L. 2011. Isolation, identification and in vitro screening of
fungal endophytes against pathogen of maize leaf blight, Helminthosporium maydis.
International Seminar and The 21st National Congress of The Indonesian Phytopathological
Society. Solo. Pp3-5.
13. Anonyme, 2015. Disponible sur « http://d-maps.com/carte.php?num_car=4429&lang=fr».
14. Arnold A.E. 2007. Understanding the diversity of foliar endophytic fungi : progress,
challenges, and frontiers. fungal biology reviews. Vol (21) : 51-66.
15. Arnold A.E., Herre E.A. 2003. Canopy cover and leaf age affect colonization by tropical
fungal endophytes: ecological pattern and process in Theobroma cacao (Malvaceae). Mycologia.
Vol (95) : 388–398.
16. Arnold A.E., Lutzoni F. 2007. Diversity and host range of foliar fungal endophytes: are
tropical leaves biodiversity hotspots?. Ecology. Vol (88) n°3 :541-549.
17. Arnold A.E., Maynard Z., Gilbert G.S. 2001. Fungal endophytes in dicotyledonous
neotropical trees : patterns of abundance and diversity. Mycol. Res. Vol (105) n° 12 : 1502-1507.
18. Arnold A.E., Mejia L.C., Kyllo D., Rojas E.I., Maynard Z., Robbins N., Herre E.A., 2003.
Fungal endophytes limit pathogen damage in a tropical tree. Proc Natl Acad Sci. Vol (100) n°26
: 15649-15654.
19. Arnold N., Bellomaria B. 1993. Observations morpho-anatomiques et histochimiques dans
les Salvia willeana (Holmboe) Hedge et Salvia fruticosa Mill de Chypre. Flora Mediterranea.
Vol (3) : 283-297.
Page 122
Références bibliographiques
20. Ascensao L., Pais M.S. 1998. The leaf capitate trichomes of Leonotis leonurus:
histochemistry, ultrastructure and secretion. Ann. Bot. Vol (81) : 263-271.
21. Aveskamp M.M., De Gruyter J., Crous P.W. 2008. Biology and recent developments in the
systematics of Phoma, a complex genus of major quarantine significance. Fungal Diversity. Vol
(31) : 1-18.
22. Aveskamp M.M., Verkley G.J.M., De Gruyter J., Murace M.A., Perelló A., Woudenberg
J.H.C., Groenewald J.Z., Crous P.W. 2009. DNA phylogeny reveals polyphyly of Phoma section
Peyronellaeaand multiple taxonomic novelties. Mycologia. Vol (101) n°3 : 363-382.
23. Azevedo J.L., Maccheroni J.W., Pereira J.O., Araújo W.L. 2000. Endophytic
microorganisms: a review on insect control and recent advances on tropical plants. Electr. J.
Biotechnol. Vol (3) : 40-65.
24. Bacelar E.A., Santos D.L., Moutinho-Pereira J.M., Gonçalves B.C., Ferreira H.F., Correia
C.M. 2006. Immediate responses and adaptative strategies of three olive cultivars under
contrasting water availability regimes: Changes on structure and chemical composition of foliage
and oxidative damage. Plant Science. Vol (170) : 596-605.
25. Bacon C.W., White J.F. 2000. Microbial Endophytes. Marcel Deker, NewYork, USA.
Disponible
sur :
« https://books.google.fr/books?hl=fr&lr=&id=c_kuo5WD6GUC&oi=fnd&pg=PA237&dq=Bac
on+CW,+White+JF.+2000+%E2%80%93+Microbial+Endophytes.&ots=0M6ObaSnkh&sig=iG
KTMnac_2lSNsF5r5wLtwR_k#v=onepage&q=Bacon%20CW%2C%20White%20JF.%202000
%20%E2%80%93%20Microbial%20Endophytes.&f=false».
26. Bacon C.W., Porter J.K., Robbins J.D., Luttrell E.S. 1977. Epichloë typhina from toxic tall
fescus grasses. Applied & Environmental Microbiology. Vol (34) : 576-581.
27. Bae H., Roberts D.P., Lim H.S., Strem M.D., Park S.C., Ryu C.M., Melnick R.L., Bailey
B.A. 2011. Endophytic Trichoderma Isolates from Tropical Environments Delay Disease Onset
and Induce Resistance Against Phytophthora capsici in Hot Pepper Using Multiple Mechanisms.
2011. MPMI. Vol (24) n°3 : 336-351.
Page 123
Références bibliographiques
28. Baral B., Rana P., Maharjan B.L. 2011. Antimicrobial potentials of endophytic fungi
inhabiting Rhododendron anthopogon d. don. ECOPRINT. Vol (18) : 39-44.
29. Baran P., Özdemir C., Aktas K. 2010. Structural investigation of the glandular trichomes of
Salvia argentea. Biologia. Vol (65) n°1 : 33-38.
30. Bardgett R.D., Bowman W.D., Kaufmann R., Schmidt S.K. 2005. A temporal approach to
linking aboveground and belowground ecology. Trends Ecol Evol. Vol (20) n°11 : 634–641.
31. Bartels D., Sunkar R. 2005. Drought and Salt Tolerance in Plants. Critical Reviews in Plant
Sciences. Vol (24) : 23–58.
32. Beattie G.A., Lindow S.E. 1999. Bacterial Colonization of Leaves: A Spectrum of
Strategies. The American Phytopathological Society. Vol (89) n° 5 : 353-359.
33. Bélanger M.C. 2005. Détection de carences nutritives par fluorescence active et
spectrométrie. Doctorat en sciences forestières. Université Laval. Faculté de foresterie et
géomatique.
34. Belhadj, S. 2007. Etude Eco-Botanique de Pistacia atlantica Desf. (Anacardiaceae) en
Algérie, préalable à la conservation des ressources génétiques de l’espèce et à savoir sa
valorisation. Thèse de doctorat en Sciences Agronomiques. Option : Ecologie Végétale. Faculté
des Sciences Biologiques et Agronomiques. UMMTO. 183 p.
35. Belhadj S., Derridj A., Aigouy T., Gers C., Gauquelin T., Mevy A.P. 2007. Comparative
Morphology of Leaf Epidermis in Eight Populations of Atlas Pistachio (Pistacia atlantica Desf.,
Anacardiaceae). Microscopy Research And Technique. Vol (70) : 837-846.
36. Belhadj S., Derridj A., Auda Y., Gers C., Guaquelin T. 2008. Analyse de la variabilité
morphologique chez huit populations spontanées de Pistacia atlantica en Algérie. Botany. Vol
(86) : 520-532.
37. Belhadj S., Derridj A., Moriana A., Gijon M.D.C., Mevy J.P., Gauquelin T. 2011.
Comparative analysis of stomatal characters in eight wild atlas pistachio populations (Pistacia
atlantica Desf.; Anacardiaceae). International Research Journal of Plant Science. Vol (2) n°3 :
60-69.
Page 124
Références bibliographiques
38. Benhassaini H., Mehdadi Z., Hamel L. Belkhodja M. 2007. Phytoécologie de Pistacia
atlantica Desf. subsp. atlantica dans le Nord-ouest algérien. Sécheresse. Vol (18) n°03 : 199205.
39. Berbee M.L., 2001. The phylogeny of plant and animal pathogens in the Ascomycota.
Physiological and Molecular Plant Pathology. Vol (59) : 165-187.
40. Bérdy J. 2005. Bioactive microbial metabolites: a personal view. Journal of Antibiotics. Vol
(58) n° 1 : 1-26.
41. Bernardi-Wenzel J., García A., Filho C.J.R., Prioli A.J., Pamphile J.A. 2010. Evaluation of
foliar fungal endophyte diversity and colonization of medicinal plant Luehea divaricata (Martius
et Zuccarini). Biol Res. Vol (43) : 375-384.
42. Bérubé J. 2007. Les champignons endophytes: un potentiel insoupçonné. L’éclaircie. N°:34.
43. Bezerra J.D.P., Santos M.G.S., Renan N.B., Svedese V.M., Lima D.M.M., Fernandes
M.J.S., Gomes B.S., Paiva L.M., Almeida -Cortez J.S., Souza-Motta C.M. 2013. Fungal endoph
ytes from cactus Cereus jamacaru in Brazilian tropical dry forest : a first study. Symbiosis. Vol
(60) :53-63.
44. Bhatnagar A., Bhatnagar M. 2005. Microbial diversity in desert ecosystems. Current
Science. Vol (89) : 1-10.
45. Bills G.F., Polishook J.D. 1991. Microfungi from Carpinus caroliniana. Can. J. Bot. Vol
(69) : 1477-1482.
46. Blackwell M. 2011. The fungi: 1, 2, 3 … 5.1 millions species?. American Journal of Botany.
Vol (98) : 426-438.
47. Bohnert H.J., Nelson D.E., Jensen R.G. 1995. Adaptations to Environmental Stresses. The
Plant Cell. Vol (7) : 1099-1111.
48. Boubrima A. 2014. Diversité architecturale du système racinaire du pistachier de l’Atlas en
fonction du sol sous-jacent dans deux dayas de la région de Laghouat (Algérie) : dayate Saadi,
Hassi Delâa et dayate Aïat, Timzerth. Mémoire de Magister. Université Amar Telidji Laghouat.
Faculté des sciences. Departement de biologie. P53-55.
Page 125
Références bibliographiques
49. Bouziane Z., Dehimat L., Abdelaziz W., Benabdelkader M., Kacem chaouche N. 2011.
Agric. Biol. J. N. Am. Vol (4) n°2 : 584-590.
50. Butler A., Mejia L.C., Ramirez L., Alvarez D., Kyllo D.A., Rojas E.I.,Van Bael S.A., Herre
E.A. 2006. Leaf Litter and Leaf Age as Factors Affecting the Aseemblage of Endophytes
Associated with Particular Hosts. 8th International Mycological Congress. Carin, Australia. Pp14.
51. Camefort H. 1986. Morphologie des végétaux vasculaires : cytologie. anatomie. adaptations.
Doin Editeurs. Paris, France. Pp 248-300.
52. Cannon P.F., Simmons C.M. 2002. Diversity and host preference of leaf endophytic fungi in
the Iwokrama Forest Reserve, Guyana. Mycologia. Vol (94) n°2 : 210-220.
53. Cao L.X., You J.L., Zhou S.N. 2002. Endophytic fungi from Musa acuminate leaves and
roots in South China. World Journal of Microbiology and Biotechnology. Vol (18) : 169-171.
54. Carrol F.E., Muller E., Sutton B.C. 1977. Preliminary Studies on the Incidence of Needle
biotrophic root-colonizing fungi. New Phytologist. Vol (140) n°2 : 295-310.
55. Carroll G.C. 1988. Fungal endophytes in stems and leaves : from latent pathogen to
mutualistic symbiont. Ecology. Vol (69) : 2-9.
56. Chaves M.M., Maroco J.P., Pereira J.S. 2003. Understanding plant responses to droughtfrom genes to the whole plant. Functional Plant Biology. Vol (30) : 239-264.
57. Choi J.S., Kim E.S. 2013. Structural Features of Glandular and Non-glandular Trichomes
58. Chun E., Han C.K., Yoon J.H., Sim T.B., Kim Y.K., Lee K.Y. 2005. Novel inhibitors
targeted to methionine aminopeptidase 2 (MetAP2) strongly inhibit the growth of cancers in
xenografted nude model. International Journal of Cancer. Vol (114) : 124–130.
59. Clay K., Schardl C. 2002. Evolutionary origins and ecological consequences of endophyte
symbiosis with grasses. American Naturalist. Vol (160) : 99-127.
60. Collado J., Platas G., González I., Peláez F. 1999. Geographical and seasonal influences on
the distribution of fungal endophytes in Quercus ilex. New Phytol. Vol (144) : 525-532.
Page 126
Références bibliographiques
61. Cordier T. 2012. Structure des assemblages fongiques de la phyllosphère des arbres
forestiers et effet potentiel du changement climatique. Thèse de Doctorat. Ecole doctorale :
Sciences et Environnements. Spécialité : Ecologie évolutive, fonctionnelle et des communautés.
Université Bordeaux 1. Pp: 3-16.
62. Costa L.C., Peixoto P.E.C., Gusmão L.P.F. 2015. Effects of storage conditions and culture
media on the saprobic fungi diversity in tropical leaf litter. Mycosphere. Vol (6) n°1: 43-52.
63. d’Halewyn M.A., Chevalier P. 2014. Disponible sur «http://inspq.qc.ca/compendiummoisissures/epicoccum-purpurascens ».
64. Dahmani W. 2011. Etude de la variabilité morphologique du Pistachier de l’Atlas (Pistacia
atlantica Desf.) dans les zones steppiques de la région de Tiaret. Mémoire de Magister.
Spécialité :
Biodiversité végétale méditerranéenne de l’Algérie occidentale. Option :
Valorisation, conservation et restauration. Faculté des Sciences. Département de Biologie.
Université d’Oran. P08.
65. Daoudi A., Boutou H., Ibijbijen J., Zair T., Nassiri L. 2013. Etude Ethnobotanique du
Pistachier de l’Atlas, Pistacia atlantica, dans la ville de Meknès-Maroc. Science Lib. Vol (5) N °
131113.
66. Davis E.C., Franklin J., Shaw A.J., Vilgalys R. 2003. American Journal of Botany. Vol (90)
n°11 : 1661–1667.
67. Davitt A.J., Stansberry M., Rudgers J.A. 2010. Do the costs and benefits of fungal
endophyte symbiosis vary with light availability?. New Phytologist. Vol (188) : 824-834.
68. de Hoog G.S., Smith M.T. 2004. Ribosomal gene phylogeny and species delimitation in
Geotrichum and its teleomorphs. Stud Mycol. Vol (50) : 489-515.
69. Delmotte N., Knief C., Chaffron S., Innerebner G., Roschitzki B., Schlapbach R., von
Mering C., Vorhol J.A. 2009. Community proteogenomics reveals insights into the physiology of
phyllosphere bacteria. Proceedings of the National Academy of Sciences USA. Vol (106) :
16428-16433.
Page 127
Références bibliographiques
70. Dowson C.G., Rayner A.D.M., Boddy L. 1988. Inoculation of mycelial cord-forming
basidiomycetes into woodland soil and litter I. Initial establishment. New Phytol. Vol (109) :
335-341.
71. Eisenhauer N. 2012. Aboveground-belowgrond interactions as source of complementary
effect in biodiversity experiments. Plant Soil. Vol (35) n°1: 1-22.
72. El-Nagerabi S.A.F., Elshafie A.E., Suleiman S., Alkhanjari S.S. 2013. Endophytic fungi
associated with Ziziphus species and new records from mountainous area of Oman.
BIODIVERSITAS. Vol (14) n°1 : 10-16.
73. Fahn A. 1988. Secretory tissues in vascular plants. New phytologist. Vol (108) : 229-257.
74. Fernandes M.D.R.V., Costa e Silva T., Pfenning L.H., Costa-Neto C.M.D., Heinrich T.A.,
Matias de Alencar S., Aparecida de Lima M., Ikegaki M. 2009. Biological activities of the
fermentation extract of the endophytic fungus Alternaria alternata isolated from Coffea arabica
L. Brazilian Journal of Pharmaceutical Sciences. Vol (45) n°4 : 677-685.
75. Fisher P.J., Petrini O., Sutton B.C. 1993. A comparative study of fungal endophytes in
leaves, xylem and bark of Eucalyptus in Australia and England. Sydowia. Vol (2) n°45 : 338345.
76. Flannigan B. 2001. Microorganisms in Home and Indoor Work Environments. Chapter 1.2Microorganisms in indoor air.
77. Fukasawa Y., Osono T., Takeda H. 2009. Effects of attack of saprobic fungi on twig litter
decomposition by endophytic fungi. Ecol Res (24) : 1067-1073.
78. Gallery R.E., Dalling J.W., Arnold A.E. 2007. Diversity, host affinity, and distribution of
seed-infecting fungi: a case study with Cercopia. Ecology. Vol (88) n°3 : 582–588.
79. Gamboa., M.A., Bayman P. 2001. Communities of Endophytic Fungi in Leaves of a
Tropical Timber Tree (Guarea guidonia: Meliaceae). BIOTROPICA .Vol (32) n°2 33 : 352-360.
80. Ganley R.J., Brunsfeld S.J., Newcombe G. 2004. A community of unknown, endophytic
fungi in western white pine. PNAS. Vol (101) n° 27 : 10107-10112.
Page 128
Références bibliographiques
81. García A., Rhoden S.A.F., Celso J.R., Nakamura C.V., Pamphile J.A. 2012. Diversity of
foliar endophytic fungi from the medicinal plant Sapindus saponaria L . and their localization by
scanning electron microscopy. Biol Res. Vol (45) : 139-148.
82. Ghezlaoui B.E., Benabadji N., Benmansour D., Merzouk A. 2011. Analyse des peuplements
végétaux halophytes dans le chott el-gharbi (Oranie-Algérie). Acta Botanica Malacitana. Vol
(36) : 113-124.
83. Giraldo A., Gené J., Cano J., de Hoog S., Guarro J. 2012. Two new species of Acremonium
from Spanish soils. Mycologia. Vol (104) n°6 : 1456-1465.
84. Guitton Y. Diversité des composés terpéniques volatils au sein du genre Lavandula : aspects
évolutifs et physiologiques. Vegetal Biology. Universié Jean Monnet - Saint-Etienne, 2010.
French.<NNT : 2010STET4008>. <tel-00675866>.
85. Gunatilaka A.A.L. 2006. Natural Products from Plant-associated Microorganisms: targeted
to methionine aminopeptidase 2 (MetAP2) strongly inhibit the growth of cancers in xenografted
nude model. International Journal of Cancer. Vol (114) : 124–130.
86. Gundel P.E., Omacini M., Sadras V.O., Ghersa C.M. 2010. The interplay between the
effectiveness of the grass-endophyte mutualism and the genetic variability of the host plant.
Blackwell Publishing Ltd. Vol (3) : 538-546.
87. Guo L.D., Hyde K.D., Liew E.C.Y. 2000. Identification of endophytic fungi from Livistona
chinensis based on morphology and rDNA sequences. New Phytol. Vol (147) : 617-630.
88. Harman G. E., Howell C. R., Viterbo A., Chet I. 2004. Trichoderma spp.-Opportunistic
avirulent plant symbionts. Nat. Rev. Microbiol. Vol (2) : 43-56.
89. Harman G.E. 2000. Myths and dogmas of biocontrol. Changes perceptions derived from
research on Trichoderma harzianum T22. Plant Dis. Vol (84) : 377-393.
90. Hawksworth D.L. 2004. Fungal diversity and its implications for genetic resource
collections. Studies in Mycology. Vol (50) : 9-18.
91. Hebert R.D., Outlaw Jr W.H., Aghoram K., Lumsden A.S., Riddle K.A., Hampp R. 1999.
Visualization of mycorrhizal fungi. Vol (20) : 353-355.
Page 129
Références bibliographiques
92. Heckman D.S., Geiser D.M., Eidell B.R., Stauffer R.L., Kardos N.L., Hedges S.B. 2001.
Molecular Evidence for the Early Colonization of Land by Fungi and Plants. Science. Vol (293) :
1129-1133.
93. Helander M.L., Sieber T.N., Petrini O., Neuvonen S. 1994. Endophytic fungi in Scots pine
needles : spatial variation and consequences of simulated acid rain. Can. J. Bot. Vol (72) : 11081113.
94. Hendry S.J., Boddy L., Lonsdale D. 2002. Abiotic variables effect differential expression of
latent infections in beech (Fagus sylvatica). New Phytologist. Vol (155) : 449 – 460.
95. Herre E.A., Mejía L.C., Kyllo D.A., Rojas E., Maynard Z., Butler A., Van Bael S.A. 2007.
Ecological implications of anti-pathogen effects of tropical fungal endophytes and mycorrhizae.
Ecology. Vol (88) n°3 : 550-558.
96. HeucHert B., Braun U., ScHuBert K. 2005. Morphotaxonomic revision of fungicolous
Cladosporium species (hyphomycetes). Schlechtendalia. Vol (13) : 1-78.
97. Higgins K.L., Arnold A.E., Miadlikowska J., Sarvate S.D., Lutzoni F. 2007. Phylogenetic
relationships, host affinity and geographic structure of boreal and arctic endophytes from
three major plant lineages. Mol. Phyl. and Evol. Vol (42) : 543-555.
98. Hirt H. 2012. Des microbes bénéfiques peuvent aider des plantes à acquérir une tolérance
aux stress environnementaux. Groupe de travail sur les potentiels de la science pour l’avenir de
l’agriculture, de l’alimentation et de l’environnement. Académie d’agriculture de France. Pp: 18.
99. Hoff B.A., Klopfenstein N.B., McDonald G.I., Tonn J.R., Kim M-S., Zambino P.J.,
Hessburg P.F., Rogers J.D., Peever T.L., Carris L.M. 2004. Fungal endophytes in woody roots of
Douglas-fir (Pseudotsuga menziesii) and ponderosa pine (Pinus ponderosa). For. Path. Vol (34) :
255–271.
100.Hoffman M.T., Arnold A.E. 2008. Geographic locality and hostidentity shapefungal
endophyte communities in cupressaceous trees. Mycological Research. Vol (112): 331-344.
Page 130
Références bibliographiques
101.Huang WY., Cai Y.Z., Hyde K.D., Corke H., Sun M. 2008. Biodiversity of endophytic fungi
associated with 29 traditional Chinese medicinal plants. Fungal Diversity. Vol (33) : 61–75.
102.Hussain H., Kock I., Al-Harrasi A., Abbas G., Green I.R., Draeger S., Schulz B., Krohn K.
2014. Antimicrobial and Phytochemical Investigation of the Endophytic Fungus Acremonium sp.
Topclass Journal of Herbal Medicine. Vol (3) n°1: 1-4.
103.Hyde K.D., Soytong K. 2008. The fungal endophyte dilemma. Fungal Diversity. Vol (33) :
163-173.
104.Jabnoun-Khiareddine H., Daami-Remadi M., Barbara D.J., El Mahjoub M. 2010.
Morphological variability within and among Verticillium species collected in Tunisia. Tunisian.
Journal of Plant Protection. Vol (5) : 19-38.
105.James T.Y., O’Donnell K. 2004. Zygomycota. Microscopic ‘Pin’ or ‘Sugar’ Molds.
Disponible sur « http://tolweb.org/Zygomycota/20518/2004.12.21 in The Tree of Life Web
Project, http://tolweb.org».
106.Jones M.D.M., Forn I., Gadelha C., Egan M.J., Bass D., Massana R., Richards T.A. 2011.
Discovery of novel intermediate forms redefines the fungal tree of life. Nature. Vol (474) : 200203.
107.Jumpponen A., Jones K.L., 2010. Seasonally dynamic fungal communities in the Quercus
macrocarpa phyllosphere differ between urban and nonurban environments. New Phytologist.
Vol (186) : 496-513.
108.Jumpponen A., Trappe J.M. 1998. Dark septate endophytes: a review of facultative
biotrophic root-colonizing fungi. New Phytol. Vol (140) : 295-310.
109.Kadi Bennane S. 2004. Etude biosystématique et évolution adaptative de trois populations
de Pistacia atlantica Desf. ssp. atlantica (Ain Oussera, Messaad et Tamanrasset) par le biais du
complexe stomatique. Mémoire de magister en Sciences Agronomiques. Option : Forésterie et
conservation de la biodiversité.
110.Kafkas S., Kafkas E., Perl-Treves R. 2002. Morphological diversity and a germplasm survey
of three wild Pistacia species in Turkey. Genetic Resources and Crop Evolution. Vol (49) : 261270.
Page 131
Références bibliographiques
111.Kaliňák M., Barátová V., Gallová E., Ondrušová Z., Hudecová D. 2013. Secondary
metabolite production of Epicoccum sp. isolated from lignite. Acta Chimica Slovaca. Vol (6) n°
1 : 42-48.
112.Khan A.B., Shinwari Z.K., Kim Y.H., Waqas M., Hamayun M., Kamran M., Lee I.J. 2012.
Role of endophyte chaetomium globosum lk4 in growth of capsicum annuum by producion of
gibberellins and indole acetic acid. Pak. J. Bot. Vol (44) n°5 : 1601-1607.
113.Khan R., Shahzad S., Choudhary M.I., Khan S.A., Ahmad A. 2010. Communities of
endophytic in medicinal plant Withania somnifera. Pak. J. Bot. Vol (42) n°2 : 1281-1287.
114.Kharwar R.N., Gond S.K., Kumar A., Mishra A. 2010. A comparative study of endophytic
and epiphytic fungal association with leaves of Eucalyptus citriodora Hook., and their
antimicrobial activity. World Journal of Microbiology and Biotechnology. Vol (26) : 1941-1948.
115.Kiffer E., Morellet M. 1997. Les deutéromycètes : classification et clés d’identification
générique. Edition (INRA). Paris, France. 306 p.
116.Kim E.S., Mahlberg P.G. 1997. Immunochemical localization of tetrahydrocannabinol (Thc)
in cryofixed glandular trichomes of Cannabis (Cannabaceae). American Journal of Botany. Vol
(84) n° 3 : 336-342.
117.Klosterman S., Atallah Z.K., Vallad G.E., Subbarao K.V. 2009. Diversity, Pathogenicity,
and Management of Verticillium Species. Annu. Rev. Phytopathol. Vol (47) : 39-62.
118.Kogel K.H., Franken P., Huckelhoven R. 2006. Current Opinion in Plant Biology. Vol (9) :
358–363.
119.Kowalska J., Remlein-Starosta D. 2009. The first results of Trichoderma asperellum
treatment in production of organic sour cherries. Short Contributions : 384-387.
120.Kriel W.M., Swart W.J., Crous P.W. 2000. Foliar endophytes and their interactions with
host plants, with specific reference to the Gymnospermae. Advances in Botanical Research. Vol
(33) : 1–34.
Page 132
Références bibliographiques
121.Krings M., Taylor T.N., Galtier J., Dotzler N. 2010. Microproblematic endophytes and
epiphytes of fern pinnules from the Upper Pennsylvanian of France. Geobios. Vol (43) : 503–
510.
122.Krings M., Taylor T.N., Hass H., Kerp H., Dotzler N., Hermsen E.J. 2007. Fungal
endophytes in a 400-million-year-old land plant: infection pathways, spatial distribution, and
host responses. New Phytologist. Vol (174) : 648-657.
123.Krishnamurthy Y.L., Shankar Naik B., Shashikala J. 2008. Fungal Communities in
Herbaceous Medicinal Plants from Malnad Region, Southern India. Microbes Environ. Vol (23)
n°1 : 24-28.
124.Kuldau G., Bacon C. 2008. Clavicipitaceous endophytes: Their ability to enhance resistance
of grasses to multiple stresses. Biological Control. Vol (46) : 57-71.
125.Kumar D.S.S., Hyde K.D. 2004. Biodiversity and tissue-recurrence of endophytic fungi in
Tripterygium wilfordii. Fungal Diversity. Vol (17) : 69-90.
126.Kusari S., Spiteller M. 2012. Metabolomics of Endophytic Fungi Producing Associated
Plant Secondary Metabolites : Progress, Challenges and Opportunities. Metabolomics, Dr Ute
Roessner
(Ed.),
ISBN:
978-953-51-0046-1,
InTech,
Available
from:
http://www.intechopen.com/books/metabolomics/metabolomics-of-endophytic-fungi producingassociated-plant-secondary-metabolites-progress-challenge.
127.Lakshman H.C., Kurandawad J.M. 2013. Diversity of the endophytic fungi isolated from
Spilanthes acmellalinn. - a promising medicinal plant. Int J Pharm Bio Sci. Vol (4) n°2 : 12591266.
128.Lamontagne M., Boucher J.F. 2009. «Botanique, physiologie et écophysiologie forestières »,
dans ordre des ingénieurs forestiers du Québec, Manuel de foresterie, 2 e éd. Ouvrage collectif,
Éditions MultiMondes, Québec. Pp. 359-396.
129.Larran S., Mónaco C., Alippi H.E. 2001. Endophytic fungi in leaves of Lycopersicon
esculentum Mill. World Journal of Microbiology and Biotechnology. Vol (17) : 181-184.
Page 133
Références bibliographiques
130.Lawson S.P., Christian N., Abbot P. 2014. Comparative analysis of the biodiversity of
fungal endophytes in insect-induced galls and surrounding foliar tissue. Fungal Diversity. Vol
(66) : 89-97.
131.Lee S.S., Alias S.A., Jones E.G.B. Zainuddin N., Chan H.T. 2012. Checklist of Fungi of
Malaysia. Research Pamphlet. N°132.
132.Li J.Y., Strobel G.A., Sidhu R., Hess W.M., Ford E. 1996. Endophytic taxol producing fungi
from Bald Cypress Taxodium distichum. Microbiology. Vol (142) : 2223–2226.
133.Limane A. 2009. Architecture racinaire du pistachier de l'Atlas en relation avec les
propriétés physico-chimiques du sol sousjacent: cas de la population de la réserve nationale d’
"El-Mergueb" (Wilaya de M'sila), Algérie. Mémoire de Magister en Biologie et Ecologie des
populations et des communautés. Option : Ecologie des populations et des peuplements. Faculté
des Sciences Biologiques et des Sciences Agronomiques. Département de Biologie Animale et
Végétale. UMMTO. P10.
134.Linares D.R.A. 2010. Characterization of tomato root-endophytic fungi and analysis of their
effects on plant development, on fruit yield and quality and on interaction with the pathogen
Verticillium dahlia. Dissertation zur Erlangung des akademischen Grades "doctor rerum
naturalium". der Wissenschaftsdisziplin "Biologie". eingereicht an der MathematischNaturwissenschaftlichen Fakultät der Universität Potsdam. 202 p.
135.Lindow S.E., Brandl M.T. 2003. Microbiology of the Phyllosphere. Applied and
Environmental Microbiology. Vol (69) n° 4 : 1875-1883.
136.Liu J., Wang L., Qiu J., Jiang L., Yan J., Liu T., Duan Y. 2011. Nematicidal activity of
Gymnoascus reesii against Meloidogyne incognita. African Journal of Microbiology Research.
Vol (5) n°18 : 2715-2719.
137.López-Quintero C.A., Atanasova L., Franco-Molano A.E., Gams W., Komon-Zelazowska
M., Theelen B., Müller W.H., Boekhout T., Druzhinina I. 2013. DNA barcoding survey of
Trichoderma diversity in soil and litter of the Colombian lowland Amazonian rainforest Reveals
Trichoderma strigosellum sp. nov. and other species. Antonie van Leeuwenhoek. Vol (104) :
657-674.
Page 134
Références bibliographiques
138.Lorenzi E., Lorando E., Picco A.M. 2006. Microfunghi endofitici ed epifitici di Picea abies
(L.) Karst. in ambiente naturale ed antropizzato in Lombardia. Doctoral thesis Dipartimento di
Ecologia del Territorio e degli Ambienti Terrestri, sez. Micologia, Università di Pavia.
139.Lyons P.C. Evans J.J., Bacon C.W. 1990. Effects of the Fungal Endophyte Acremonium
coenophialum on Nitrogen Accumulation and Metabolism in Tall Fescue. Plant Physiol. Vol
(92) : 726-732.
140.Machowicz-Stefaniak Z., Król E. 2007. Characterization of Phoma negriana Thüm., a new
species from grapevine canes. Acta Mycologica. Vol (42) n°1 : 113-117.
141.McLaughlin D.J., Hibbett D.S., Lutzoni F., Spatafora J.W., Vilgalys R. 2009. The search for
the fungal tree of life. Trends in Microbiology. Vol (17) n°11 : 488- 497.
142.Márquez L.M., Redman R.S., Rodriguez R.J., Roossinck M.J. 2007. A Virus in a Fungus in
a Plant : Three-Way Symbiosis Required for Thermal Tolerance. Science. Vol (315) : 513-515.
143.Martínez-Medina A., Fernandez I., Sánchez-Guzmán M.J., Jung S.C., Pascual J.A., Pozo
M.J. 2013 . Deciphering the hormonal signaling network behind the systemic resistance induced
by Trichoderma harzianum in tomato. Front Plant Sci. Vol (4) : 1-12.
144.Martín-García J., Espiga E., Pando V., Diez J.J. 2011. Factors influencing endophytic
communities in poplar plantations. Silva Fennica. Vol (45) n°2 : 169-180.
145.Mehdeb D. 2012. Etude de la variabilité morphologique du pistachier de l’Atlas (Pistacia
atlantica Desf.) dans la région de Tiaret. Spécialité: Biodiversité végétale méditerranéenne de
l’Algérie. Option: Valorisation, conservation et restauration. Mémoire de Magister. Faculté des
Sciences. Laboratoire d’Ecophysiologie végétale. Université d’Oran. 70 p.
146.Meyer S. Reeb C. Bosdeveix R. 2004. Botanique et physiologie végétale. Edition Maloine.
Paris, France.
147.Mitchell A.M., Strobel G.A., Hess W.M., Vargas P.N., Ezra D. 2008. Muscodor crispans, a
novel endophyte from Anans ananassoides in the Bolivian Amazon, Fungal Diversity. Vol (31) :
37-43.
148.Monastra F., Rovira M., Vargas F.J., Romero M.A., Batlle I., Rouskas D., Mendes
Gaspar A. 1997. Caractérisation isoenzymatique de diverses espèces du genre Pistacia et
Page 135
Références bibliographiques
leurs hybrides. Etude de leur comportement comme porte-greffe du pistachier Pistacia vera L.
In : Germain E. (Ed.). Amélioration d'espèces à fruits à coque : noyer, amandier, pistachier.
Zaragoza : CIHEAM. p.133-142 (Options Méditerranéennes : Série B. Etudes et Recherches; n.
16).
149.Monjauze A. 1980. Connaissance du Bétoum Pistacia atlantice Desf. Biologie et forêt,
XXXII-4, (4) : 357-383.
150.Moricca S., Ragazzi A. 2008. Fungal Endophytes in Mediterranean Oak Forests: A Lesson
from Discula quercina. Phytopathology. Vol (98) : 380-386.
151.Mouchacca J. 2005. Mycobiota of the arid Middle East: check-list of novel fungal taxa
introduced from 1940 to 2000 and major recent biodiversity titles. Journal of Arid Environments
(60) : 359-387.
152.Muniappan V., Muthukumar T. 2014. Influence of crop species and edaphic factors on the
153.Musavi S.F., Balakrishnan R.M. 2014. A Study on the Antimicrobial Potentials of an
Endophytic Fungus Fusarium oxysporum NFX 06. Journal of Medical and Bioengineering Vol
(3) n°3 : 162-166.
154.Naumova E.S., Smith M.Th., Boekhout T., de Hoog G.S., Naumov G.I. 2001). Molecular
differentiation of sibling species in the Galactomyces geotrichum complex. Antonie van
Leeuwenhoek. Vol (80) : 263-273.
155.Nadal M., García-Pedrajas M.D., Gold S.E. 2008. Dimorphism in fungal plant pathogens.
FEMS Microbiol Lett. Vol (284) : 127-134.
156.Nicoletti R., Fiorentino A., Scognamiglio Monica. 2014. Endophytism of Penicillium
Species in Woody Plants . The Open Mycology Journal. Vol (8) : 1-26.
157.Nultch W., 1998. Botanique générale. De Boeck Université. Paris, Bruxelles. 208-515.
158.Ogórek R., Lejman A., Pusz W., Miłuch A., Miodyńska P. 2012. Characteristics and
taxonomy of Cladosporium fungi. Vol (19) n°2 : 80-85.
Page 136
Références bibliographiques
159.Orlandelli R.C., Alberto R.N., Rubin Filho C.J., Pamphile J.A. 2012. Diversity of
endophytic fungal community associated with Piper hispidum (Piperaceae) leaves. Genetics.
Molecular. Research. Vol (11) n° 2 : 1575-1585.
160.Orlowski M. 1991. Mucor dimorphism. Microbiol Rev. Vol (55) n°2 : 234-258.
161.Osono T. 2008. Endophytic and epiphytic phyllosphere fungi of Camellia japonica: seasonal
and leaf age-dependent variations. Mycologia. Vol (100) n°3 : 387-391.
162.Owen N.L., Hundley N. 2004. “Endophytes—the chemical synthesizers inside plants,”
Science Progress. Vol (87) n°2: 79–99.
163.Özeker E., Misirli A. 2001. Research on leaf properties and stomata distribution of some
Pistacia spp. Cah. Opt. Méd. Vol (56) : 37-241.
164.Parvaiz A., Satyawati S. 2008. Salt stress and phyto-biochemical responses of plants – a
review. Plant, Soil and Environment. Vol (54) n°3 : 89-99.
165.Paterson R.R.M., Venâncio A., Lima N. 2004. Solutions to Penicillium taxonomy crucial to
mycotoxin research and health. Research in Microbiology. Vol (155) : 507-513.
166.Paulus B.C., Kanowski J., Gadek P.A., Hyde K.D. 2006. Diversity and distribution of
saprobic microfungi in leaf litter of an Australian tropical rainforest. Mycological Research. Vol
(110) : 1441-1454.
167.Peñuelas J., Rico L., Ogaya R., Jump A.S., Terradas J. 2012. Summer season and long-term
drought increase the richness of bacteria and fungi in the foliar phyllosphere of Quercus ilex in a
mixed Mediterranean forest. Plant Biology. Vol (14) : 565-575.
168.Petrini O., Carroll G. 1981. Endophytic fungi in foliage of some Cupressaceae in Oregon.
Canadian Journal of Botany. Vol (59) n°5 : 629-636.
169.Petrini O., Sieber T.N., Toti L., Viret O. 1992. Ecology, Metabolite Production, and
Substrate Utilization in Endophytic Fungi. Natural Toxins. Vol (1): 185-196.
170.Photita W., Lumyong S., Lumyong P., Hyde K.D. 2001. Endophytic fungi of wild banana
(Musa acuminata) at Doi Suthep Pui National Park, Thailand. Paper presented at the Asian
Page 137
Références bibliographiques
Mycological Congress 2000 (AMC 2000), incorporating the 2nd Asia-Pacific Mycological
Congress on Biodiversity and Biotechnology, and held at the University of Hong Kong on 9-13
July 2000.
171.Photita W., Lumyong S., Lumyong P., Mckenzie E.H.C., Hyde K.D. 2004. Are some
endophytes of Musa acuminata latent pathogens?. Fungal Diversity. Vol (16) : 131-140.
172.Photita W., Taylor P.W.J., Ford R., Hyde K.D., Lumyong S. 2005. Morphological and
molecular characterization of Colletotrichum species from herbaceous plants in Thailand. Fungal
Diversity. Vol (18) : 117-133.
173.Pornsuriya C., Lin F.C., Kanokmedhakul S., Soytong K. 2008. New record of Chaetomium
species isolated from soil under pineapple plantation in Thailand. Journal of Agricultural
Technology. V (4) n°2 : 91-103.
174.Pouget M., 1980. Les relations sol-végétation dans les steppes sud-algéroises.
ORSTOM. Paris, 569 p.
175.Prabavathy D., Nachiyar V.C. 2013. Cytotoxic potential and phytochemical analysis of
Justica Beddonei and its endophytic Aspergillus sp. Asian J Pharm Clin Res. Vol (6) n°5 : 159161.
176.Prat
R.,
Rubinstein
J.P.
2012.
La
forme
des
feuilles.
Disponible
sur
« http://www.snv.jussieu.fr/bmedia/arbres/i-feuilles.htm»
177.Priti V., Ramesha B.T., Singh S., Ravikanth G., Ganeshaiah K.N., Suryanarayanan T.S.,
Shaanker R.U. 2009. How promising are endophytic fungi as alternative sources of plant
secondary metabolites? Curr Sci. Vol (97) : 477-478.
178.Quézel P., Santa S. 1963. Nouvelles flores de l’Algérie et des régions désertiques.
179.Rai M., Gade A., Rathod D., Dar M., Varma A. 2012. Mycoendophytes in medicinal plants:
Diversity and bioactivities. Bioscience. Vol (4) n°2 : 86-96.
180.Rebecca A.I.N., Hemamalini V., Kumar D.J.M., Srimathi S. 2012. Endophytic Chaetomium
sp. from Michelia champaca L. and its taxol production. J. Acad. Indus. Res. Vol (2) n°1 : 68-72.
Page 138
Références bibliographiques
181.Redman R.S., Freeman S., Clifton D.R., Morrel J., Brown G., Rodriguez R.J. 1999.
Biochemical Analysis of Plant Protection Afforded by a Nonpathogenic Endophytic Mutant of
Colletotrichum magna. Plant Physiology. Vol (119) : 795-804.
182.Redman R.S., Sheehan K.B., Stout R.G., Rodriguez R.J., Henson J.M. 2002.
Thermotolerance conferred to plant host and fungal endophyte during mutualistic symbiosis.
Science. Vol (298) : 1581.
183.Reiher A., 2011. Leaf-inhabiting endophytic fungi in the canopy of the leipzig flood plain
forest. Thèse de doctoratet. Faculté de de Biwissenschaf, Pharmacie-Psychologie de l'Université
de Leipzig, Allemagne.
184.Remy W., Taylor T.N., Hass H., Kerp H. 1994. Four hundred-million-year-old vesicular
arbuscula rmycorrhizae (Endomycorrhiae/ symbiosis/ fossilft/ mut). Proc. Natl. Acad. Sci.Vol
(91) : 11841-11843.
185.Rodrigues KF. 1994. The foliar endophytes of the Amazonian palm Eutrepe oleracea.
Mycologia. Vol (86) : 376-385.
186.Rodriguez RJ., Henson J., Van Volkenburgh E., Hoy M., Wright L., Beckwith F., Kim
YO., Redman RS. 2008. Stress tolerance in plants via habitat-adapted symbiosis. International
Society for Microbial Ecology. Vol (2) : 404-416.
187.Rodriguez R.J., White Jr J.F., Arnold A.E., Redman R.S. 2009. Fungal endophytes :
diversity and Functional roles. New phytologist. Vol (182) : 314-330.
188.Rodrίguez K., Stchigel A., Guarro J. 2002. Three new species of Chaetomiumfrom from soil.
Mycologia. Vol (94) n°1 : 116-126.
189.Romero-Olivares A.L., Baptista-Rosas R.C., Escalante A.E., Bullock S.H., Riquelme M.
2012. Distribution patterns of Dikarya in arid and semiarid soils of Baja California, Mexico.
Fungal Ecology. Vol (30) : 1-10.
190.Rubini M.R., Silva-Ribeiro R.T., Pomella A.W.V., Maki C.S., Araújo W.L., Santos D.R.D.,
Azevedo J.L. 2005. Diversity of endophytic fungal community of cacao (Theobroma cacao L.)
and biological control of Crinipellis perniciosa, causal agent of Witches' Broom Disease. Int. J.
Biol. Sci. Vol (1) : 24-33.
Page 139
Références bibliographiques
191.Rungjindamai N., Pinruan U., Choeyklin R., Hattori T., Jones E.B.G. 2008. Molecular
characterization of basidiomycetous endophytes isolated from leaves, rachis and petioles of the
oil palm, Elaeis guineensis, in Thailand. Vol (33) : 139-161.
192.Sachin N., Manjunatha B.L., KumaraP.M., Ravikanth G., Shweta S., Suryanarayanan T.S.,
Ganeshaiah K.N., Uma Shaanker R. 2013. Do endophytic fungi possess pathway genes for plant
secondary metabolites?. Current Science.Vol (104) n°2 : 178-182.
193.Saikkonen K., Wali P., Helander M., Faeth S.H. 2004. Evolution of endophyte – plant
symbioses. Trends in Plant Science. Vol (9) n°6 : 275-280.
194.Samaniego-Gaxiola JA, Chew-Madinaveitia Y, 2007. Diversidad de géneros de hongos en
suelo en tres campos con diferente condiciones agrίcola en la Laguna, México. Revista Mexicana
de Biodiversidad. Vol (78) : 383-390.
195.Samson R.A., Visagie C.M., Houbraken J., Hong S-B., Hubka V., Klaassen C.H.W.,
Perrone G., Seifert K.A., Susca A., Tanney J.B., Varga J., Kocsubé S., Szigeti G., Yaguchi T.,
Frisvad J.C. 2014. Phylogeny, identification and nomenclature of the genus Aspergillus. Studies
in Mycology. Vol (78) : 141-173.
196.Schulz B., Boyle C. 2005. The endophytic continuum. Mycol. Res. Vol (109) n° 6 : 661686.
197. Schulz B., Boyle C., Draeger S., Römmert A.K., Krohn K. 2002. Endophytic fungi: a
source of novel biologically active secondary metabolites. Mycol. Res. Vol (106) n°9 : 9961004.
198.Schulz B., Wanke U., Draegerandh S., Aust J. 1993. Endophytes from herbaceousplants and
shrubs : effectiveness of surface sterilization methods. Mycol. Res. Vol (97) n°12 : 1447-1450.
199.Seidl V., Druzhinina I.S., Kubicek C.P. 2006. A screening system for carbon sources
enhancing b -N -acetylglucosaminidase formation in Hypocrea atroviridis (Trichoderma
atroviride). Microbiology. Vol (152) : 2003-2012.
200. Selim K.A., El-Beih A.A., AbdEl-Rahman T.M., El-Diwany A.I. 2012. Biology of
Endophytic Fungi. Current Research in Environmental & Applied Mycology. Vol (1) n° 2: 31–
82.
Page 140
Références bibliographiques
201.Selosse M.A., Le Tacon F. 1998. The land flora : a phototroph–fungus partnership?. TREE.
Vol (13) n°1 : 15-20.
202.Selosse M.A., Schardl C.L. 2007. Fungal endophytes of grasses: hybrids rescued by vertical
transmission? An evolutionary perspective. New Phytologist. Vol (173) : 452-458.
203.Shankar Naik B., Krishnappa M., Krishnamurthy Y.L. 2014. Biodiversity of endophytic
fungi from seven herbaceous medicinal plants of Malnad region, Western Ghats, southern India.
Journal of Forestry Research. Vol (25) n°3 : 707-711.
204.Sharma P., Kumar V.P., Ramesh R., Saravanan K., Deep S., Sharma M., Mahesh S., Dinesh
S. 2011. Biocontrol genes from Trichoderma species: A review. African Journal of
Biotechnology. Vol (86) n°10: 19898-19907.
205.Sieber T.N. 2007. Endophytic fungi in forest trees: are they mutualists?. Fungal Biology
Reviews. Vol (21) : 75-89.
206.Smail-Saadoun N. 2005. Stomata types of Pistacia genus: Pistacia atlantica Desf. Ssp.
atlantica and Pistacia lentiscus L. In: Oliveira M.M. (Ed.), Cordeiro V. (Ed.). XIII GREMPA
Meeting
on
Almonds
and
Pistachios.
Zaragoza:
CIHEAM.
p.
369-371
(Options
Méditerranéennes : Série A. Séminaires Méditerranéens; n. 63).
207.Smith H., Wingfield M.J., Crous P.W., Coutinho T.A. 1996. Sphaeropsis sapinea and
Botryosphaeria dothidea endophytic in Pinus spp. And Eucalyptus spp. In South Africa. S. Afr.
J. Bot. Vol(62) n°2 : 86-88.
208.Smith M.Th., Poot G.A., de Cock A.W.A.M. 2000. Re-examination of some species of the
genus Geotrichum Link : Fr. Antonie van Leeuwenhoek. Vol (77) : 71-81.
209.Soytong K., Kanokmedhakul S., Kukongviriyapa V., Isobe M. 2001. Application of
Chaetomium species (Ketomium) as a new broad spectrum biological fungicide for plant disease
control: A review article. Fungal Diversity. Vol (7) : 1-15.
210.Srivastava M., Shahid M., Pandey S., Singh A., Kumar V., Gupta S., Maurya M. 2014.
Trichoderma Genome to Genomics: A Review. J Data Mining Genomics Proteomics. Vol (5)
n°3 : 2-4.
Page 141
Références bibliographiques
211.Stein E., Molitor A., Kogel K.H., Waller F. 2008. Systemic Resistance in Arabidopsis
Conferred by the Mycorrhizal Fungus Piriformospora indica Requires Jasmonic Acid Signaling
and the Cytoplasmic Function of NPR1. Plant Cell Physiol. Vol (49) n°11 : 1747-1751.
212.Stierle A., Strobel G., Stierle D. 1993. Taxol and Taxane production by Taxomyces
andreanae, an Endophytic Fungus of Pacific Yew. Science. Vol (260) : 214-216.
213. Stone J.K., Bacon C.W., White Jr J.F. 2000. An Overview of Endophytic Microbes:
Endophytism Defined.
214.Strobel G., Daisy B. 2003. Bioprospecting for Microbial Endophytes and Their Natural
Products. Microbiology and molecular biology. Vol (67) n°4 : 491-502.
215.Strobel G.A. 2003. Endophytes as sources of bioactive products. Microbes and Infection.
Vol (5) : 535-544.
216.Suh S.O., Blackwell M. 2006. Three new asexual arthroconidial yeasts, Geotrichum
carabidarum sp. nov., Geotrichum histeridarum sp. nov., and Geotrichum cucujoidarum sp.
nov., isolated from the gut of insects. Mycological Research. Vol (110) : 220-228.
217.Sulo P., Laurenčík M., Poláková S, Minárik G., Sláviková E. 2009. Geotrichum bryndzae
sp.
nov., a novel asexual arthroconidial yeast species related to the genus Galactomyces.
International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. Vol (59) : 2370-2374.
218.Summerbell R.C., Gueidan C., Schroers H.J., de Hoog G.S., Starink M., Arocha Rosete Y.,
Guarro J., Scott J.A. 2011. Acremonium
phylogenetic overview
and
revision
of
Gliomastix, Sarocladium, and Trichothecium. Studies in Mycology. Vol (68) : 139-162.
219.Sun X., Guo L.D., Hyde K.D. 2011. Community composition of endophytic fungi in Acer
truncatum and their role in decomposition. Fungal Diversity. Vol (47) : 85-95.
220.Sun Y., Wang Q., Lu X., Okane I., Kakishima M. 2012. Endophytic fungal community in
stems and leaves of plants from desert areas in China. Mycol Progress. Vol (11) : 781-790.
221.Suryanarayanan T.S., Thirunavukkarasu N., Govindarajulu M.B., Sasse F., Jansen R.,
Murali T.S. 2009. Fungal endophytes and bioprospecting. Fungal Biology Reviews. Vol (23) :
9-19.
Page 142
Références bibliographiques
222.Tabuc C. 2007. Flore fongique de différents substrats et conditions optimales de
reproduction de mycotoxines. Thèse de Doctorat. Spécialité: Pathologie, mycology, génétique et
nutrition. Institut National Polytechnique de Toulouse et de l’université de Ducarest. 190 p.
223.Tejesvi M.V., Nalini M.S., Mahesh B., Prakash H.S., Kini K.R., Shetty H.S., Subbiah V.
2007. New hopes from endophytic fungal secondary metabolites. Bol. Soc. Quím. Méx. Vol (1)
n°1 : 19-26.
224.Thalavaipandian A., Ramesh V., Bagyalakshmi., Muthuramkumar S., Rajendran A. 2011.
Diversity of fungal endophytes in medicinal plants of Courtallam hills, Western Ghats, India.
Mycosphere. Vol (2) n°5 : 575-582.
225.Thompson IP., Bailey MJ., Fenlon JS., Fermor TR., Lilley AK., Lynch JM., McCormack
PJ., McQuilken MP., Purdy KJ., Rainey PB., Whipps JM. 1993. Quantitative and Qualitative
Seasonal-Changes in the Microbial Community from the Phyllosphere of Sugar-Beet (BetaVulgaris). Plant and Soil. Vol (150) : 177-191.
226.Toofanee S.B., Dulymamode R. 2002. Fungal endophytes associated with Cordemoya
integrifolia. Fungal Diversity. Vol (11) : 169-175.
227.Verdine G.L. 1996. The combinatorial chemistry of nature. Nature. Vol (384) : 11-13.
228.Verma S.K., Gond S.K., Mishra A., Sharma V.K., Kumar J., Singh D.K., Kumar A.,
Goutam J., Kharwar R.N. 2014. Impact of environmental variables on the isolation, diversity and
antibacterial activity of endophytic fungal communities from Madhuca indica Gmel. at different
locations in India. Ann Microbiol. Vol (64) : 721–734.
229.Vidal A., Jean-Claude Pognonec J-C., Claparede L., Meynie S. 1984. Effet de l'alimentation
en eau sur quelques caractères morphologiques et anatomiques des feuilles de soja (Glycine max
(L.) Merrill). Agronomie, EDP Sciences. Vol (4) n°10 : 967-975.
230.Waller F., Achatz B., Baltruschat H., Fodor J., Becker K., Fischer M., Heier T.,
Huckelhoven R., Neumann C., Wettstein D.V., Franken P., Koge K.H. 2005. The endophytic
fungus Piriformospora indica reprograms barley to salt-stress tolerance, disease resistance, and
higher yield. PNAS. Vol (102) n°38 : 13386-13391.
Page 143
Références bibliographiques
231.Weiss M., Selosse M.A., Rexer K.H., Urban A., Oberwinkler F. 2004. Sebacinales: a
hitherto overlooked cosm of heterobasidiomycetes with a broad mycorrhizal potential. Mycol.
Res. Vol (108) n°9 : 1003-1010.
232.Whipps J.M., Hand P., Pink D., Bending G.D. 2008. Phyllosphere microbiology with special
reference to diversity and plant genotype. Journal of Applied Microbiology. Vol (105) : 17441755.
233.White Jr.J.F., Halisky P.M., Sun S., Morgan-Jones G., Funk, Jr.C.R. 1992. Endophyte-host
associations in Grasses XVI. Patterns of distribution in species of the tribe Agrosstideae.
American Journal of Botany. Vol (4) n° 79 : 472-477.
234.White M.M., James T.Y., O’Donnell K., Cafaro M.J., Tanabe Y., Sugiyama J. 2006.
Phylogeny of the Zygomycota based on nuclear ribosomal sequence data. Mycologia. Vol (98)
n°6 : 872-884.
235.Wilson D., Carroll G.C. 1994. Infection studies of Disculaquercina and endophyte of
Quercusgarryana. Mycologia. Vol (86) : 635-647.
236.Wilson M., Hirano S.S., Lindow S.E. 1999. Location and survival of leaf-associated bacteria
in relation to pathogenicity and potential for growth within the leaf. Applied and Environmental
Microbiology. Vol (65) : 1435-1443.
237.Wolff A.M., Appel K.F., Petersen J.B., Poulsen U., Arnau J. 2002. Identification and
analysis of genes involved in the control of dimorphismin Mucor circinelloides (syn.
racemosus). FEMS Yeast Res. Vol (2) : 203-213.
238.Xiang C.L., Dong Z.H., Peng H., Liu Z.W. 2010. Trichome micromorphology of the East
Asiatic genus Chelonopsis (Lamiaceae) and its systematic implication. Flora. Vol (205) : 434441.
239. Zareb A. 2014. Contribution à l’étude des mycoendophytes foliaires du pistachier de l’Atlas
(Pistacia atlantica Desf.) de dayate Aiat (Timzerth, Laghouat, Algérie). Mémoire de Magister.
Spécialité: Sciences Agronomiques. Option: Sciences de la vigne et préservation des ressources
phytogénétiques. Faculté des Sciences Biologiques et des Sciences Agronomiques. UMMTO.
146 p.
Page 144
Références bibliographiques
240.Zhang C., Yin L., Dai S. 2009. Diversity of root-associate d fungal endophytes in
Rhododendron fortunei in subtropical forests of China. Mycorrhiza. Vol (19) : 417-423.
241.Zhang H.w., Song Y.C., Tan R.X. 2006. Biology and chemistry of endophytes. Natural
Product Reports. Vol (23) : 753-771.
242.Zhang C.L., Zheng B.Q., Lao J.P., Mao L.J., Chen S.Y., Kubicek C.P., Lin F.C. 2008.
Clavatol and patulin formation as the antagonistic principle of Aspergillus clavatonanicus, an
endophytic fungus of Taxus mairei. Appl Microbiol Biotechnol. Vol (78) : 833-840.
243.Zhou S.L., Yan S.Z., Liu Q.S., Chen S.L. 2015. Diversity of Endophytic Fungi Associated
with the Foliar Tissue of a Hemi-Parasitic Plant Macrosolen cochinchinensis. Curr Microbiol.
Vol (70) : 58-66.
244.Zuccaro A., Summerbell R.C., Gams W., Schroers H.J., Mitchell J.I. 2004. A new
Acremonium species associated with Fucus spp., and its affinity with a phylogenetically distinct
marine Emericellopsis clade. Studies in Mycology. Vol (50) : 283-297.
Page 145
Annexes
Annexe 1
Sujets
Var.résiduelle
Total
ddl
1,00
18,00
19,00
SC
444,15
10800,83
11244,98
CM
444,15
600,05
F
0,74
Proba
0,40
Sujets
Var.résiduelle
Total
ddl
1,00
18,00
19,00
SC
441,80
6914,20
7356,00
CM
441,80
384,12
F
1,15
Proba
0,30
Sujets
Var.résiduelle
Total
ddl
1,00
18,00
19,00
SC
440,48
7305,53
7746,01
CM
440,48
405,86
F
1,09
Proba
0,31
CM
29,01
75,26
F
0,39
Proba
0,58
Annexe 2
Annexe 3
Annexe 4
Sujets
Var.résiduel
le
Total
ddl
1,00
3,00
SC
29,01
225,79
4,00
256,01
Annexe 5
Sujets
Var.résiduelle
Total
ddl
1,00
3,00
4,00
SC
270,00
1268,00
1549,25
CM
270,00
422,67
F
0,64
Proba
0,48
Sujets
Var.résiduelle
Total
ddl
1,00
18,00
19,00
SC
440,48
7305,53
7746,01
CM
440,48
405,86
F
1,09
Proba
0,31
Annex 6
Annexes
Annexe 7
Sujets
Var.résiduelle
Total
ddl
1,00
5,00
6,00
SC
966,96
1147,63
2134,73
CM
966,96
229,53
F
4,21
Proba
0,10
SC
744,05
949,67
1709,22
CM
744,05
189,93
F
Sujets
Var.résiduelle
Total
ddl
1,00
5,00
6,00
Proba
0,10
CM
851,67
178,93
F
4,76
Proba
0,08
CM
444,15
600,05
F
0,74
Proba
0,40
CM
441,80
384,12
F
1,15
Proba
0,30
CM
440,48
405,86
F
1,09
Proba
0,31
Annexe 8
3,92
Annexe 9
Sujets
Var.résiduel
le
Total
ddl
1,00
5,00
SC
851,67
894,67
6,00
1764,08
ddl
1,00
18,00
SC
444,15
10800,83
19,00
11244,98
ddl
1,00
18,00
SC
441,80
6914,20
19,00
7356,00
ddl
1,00
18,00
SC
440,48
7305,53
19,00
7746,01
Annexe 10
Sujets
Var.résiduel
le
Total
Annexe 11
Sujets
Var.résiduel
le
Total
Annexe 12
Sujets
Var.résiduell
e
Total
Résumé
La surface foliaire représente l’interface entre les tissus des végétaux et l’atmosphère. Cette partie des
plantes abritent de nombreux microorganismes, notamment les champignons filamenteux
« mycoendophytes ». Notre travail a concerné la présence des mycoendophytes ainsi que leur diversité au
niveau des feuilles de Pistacia atlantica Desf. de dayate El-Gouffa, wilaya de Laghouat, Algérie. Cet
arbre est d’une grande importance, particulièrement sur les plans écologique, thérapeutique et
nutritionnel. L’observation au microscope photonique des feuilles de Pistacia atlantica Desf. colorées au
bleu Trypan a montré une colonisation à la fois intercellulaire et intracellulaire par les champignons
endophytes au niveau de tous les tissus foliaires: épiderme, stomates, trichomes, parenchyme palissadique
et vaisseaux conducteurs. Des fragments de folioles et de rachis sont ensemencés dans un milieu PDA
dans des boites de pétri. Après deux mois d’incubation, la fréquence de colonisation par les champignons
endophytes est très élevée, elle est de 78,1% pour l’ensemble des sujets, 75,5% pour les rachis et 80,7%
pour les folioles. L’anova a montré une différence très hautement significative pour les rachis, folioles et
feuilles. La fréquence de colonisation est respectivement élevée pour les sujets immatures avec 92,88%,
les sujets d’âge moyen avec 87,12% et les sujets âgés avec 61,69%. L’anova a révélé que les différences
de colonisation sont très hautement significatives entre les sujets immatures, moyens et âgés. L’inventaire
sur la composition en mycoendophytes est réalisé sur la base des caractères morphologiques des isolats
fongiques. L’observation au microscope de ces mêmes isolats a révélé que 76,93% des mycoendophytes
sont rangés au phylum Ascomycota, alors que 15,38% d’entre eux sont des Zygomycota. Le reste des
isolats (7,69%) sont indéterminés, leur sporulation ne s’est pas produite. A cet égard, nous pouvons dire
que le pistachier de l’Atlas abrite une gamme importante de mycoendophytes opportunistes vivant en
mutualisme avec son hôte via les bénéfices réciproques partagés entre les deux partenaires. Ces
microorganismes sont d’un grand intérêt au niveau écologique, agricole, pharmaceutique et industriel
grâce à leur production de molécules bioactives.
Mots-clés : feuilles, champignons endophytes, Pistacia atlantica Desf., El-Gouffa, Laghouat, Algérie.
Abstract
Leaf area is the interface between the tissues of plants and the atmosphere. This part of the plants contains
numerous microorganisms, especially filamentous fungi "mycoendophytes". Our work has involved the
presence of mycoendophytes and their diversity in terms of Pistacia atlantica Desf. leaves. At dayate of
El-Gouffa (Laghouat, Algeria). This tree is of great importance, particularly on environment, nutrition
and therapy. Observation under the light microscope of Pistacia atlantica Desf. leaves stained with
Trypan blue showed colonization of both intercellular and intracellular by the endophytic fungi at all leaf
tissues : epidermis, stomata, trichomes, palisade parenchyma and conducting vessels. Fragments of
leaflets and leaf rachis are inoculated in PDA medium in Petri dishes. After two months of incubation, the
colonization frequency by the endophytic fungi is very high ; it is 78.1% for all trees, 75.5% in the leaf
rachis and 80.7% for the leaflets. Anova showed a very highly significant difference for the leaf rachis,
leaflets and leaves. The frequency of colonization is high respectively for immature trees with 92.88%,
middle-aged trees with 87.12% and the older trees, with 61.69%. ANOVA revealed that colonization are
highly significant differences between immature trees, middle-aged and older. The inventory composition
mycoendophytes is based on the morphological characteristics of fungal isolates. Microscopic
observation of these same isolates showed that 76.93% of mycoendophytes are belonging to the phylum
Ascomycota, while 15.38% of them are Zygomycota. The remaining isolates (7.69%) were unidentified,
their sporulation has not occurred. In this regard, we can say that the pistachio Atlas offers a wide range
of opportunistic mycoendophytes living in mutualism with its host via reciprocal benefits shared between
the two partners. These microorganisms are of great interest to the ecology, agriculture, pharmacy and
industry through their production of bioactive molecules.
Key words : leaves, endophytic fungi, Pistacia atlantica Desf., El-Gouffa, Laghouat, Algeria.