Architecture Protéique

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BIOCHIMIE STRUCTURALE DES PROTÉINES
CHAPITRE I : ARCHITECTURE PROTÉIQUE
I – ANGLES DIÈDRES ET STRUCTURES SECONDAIRES
Les molécules sont composées d’un squelette carboné ou Backbone. La conformation de la chaine protéique peut être
déterminée par les angles dièdres :
φ l’angle déterminé par les atomes CO-NH-Cα-CO
ψ l’angle déterminé par les atomes NH-Cα-CO-NH
ω l’angle déterminé par les atomes Cα-CO-NH-Cα
On utilise, pour déterminer les structures secondaires des chaines latérales, d’autres angles dièdres, les angles χ.
Il existe 3 types de structures secondaires :
• Hélices : pour ces structures, les angles sont
o Hélice α droites : On a φ = -57.8 et ψ = -47.0 en moyenne pour les hélices droites.
o Hélice π : On a φ = -57.1 et ψ = -69.7 en moyenne.
o Hélice 3
10
: On a φ = -49.0 et ψ = -26.0 en moyenne.
Les hélices sont les structures les plus abondantes. Elles mesurent 10 à 12 résidus et maximisent les interactions de Van Der
Waals. Elles sont généralement formées par des acides aminés « formateurs d’hélices » : Alanine, Cystéine, Leucine, Méthionine,
Glutamate, Glutamine, Histidine, Lysine et interrompues par les contraintes géométriques (Proline : acide aminé casseur de
structures)
• Feuillets β : pour ces structures, les angles sont φ = -120, ψ = 120, ω = 180. Ils peuvent être parallèles ou antiparallèles,
et mesurent environ 4 à 5 résidus.
• Boucles (Coil) : c’est « le reste » dont une partie forme des coudes (Acides aminés : Sérine, Arginine, Asparagine,
Aspartate, Proline)
On peut visualiser les conformations secondaires via le Diagramme de Ramachandran.
Les structures secondaires s’assemblent parfois en structure supersecondaires, qui ne sont pas tertiaires, mais seulement des
« blocs de secondaires ». Ces structures s’assemblent pour former des domaines.
II – LES ACIDES AMINÉS

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Nom 3 Lettres 1 Lettre Caractéristiques
Alanine Ala A Hydrophobe, petit, formateur d’hélices
Arginine Arg R Basique donc polaire, grand, formateur de coil
Asparagine Asn N Polaire neutre, moyen, formateur de coil
Aspartate Asp D Acide donc polaire, moyen, formateur de coil
Cystéine Cys C Polaire neutre, assez petit, formateur de ponts disulfures et d’hélices
Glutamate Glu E Acide donc polaire, moyen, formateur d’hélices
Glutamine Gln Q Polaire neutre, grand, formateur d’hélices
Glycine Gly G Hydrophobe, petit
Histidine His H Basique donc polaire, grand, formateur d’hélices
Isoleucine Ile I Hydrophobe, moyen
Leucine Leu L Hydrophobe, moyen, formateur d’hélices
Lysine Lys K Basique donc polaire, grand, formateur d’hélices
Méthionine Met M Hydrophobe, grand, formateur d’hélices
Phénylalanine Phe F Hydrophobe, aromatique, grand
Proline Pro P Hydrophobe rebranché, brise les structures en changeant l’orientation
Serine Ser S Polaire neutre, assez petit, formateur de coil
Thréonine Thr T Polaire neutre, assez petit
Tryptophane Trp W Hydrophobe, aromatique, grand
Tyrosine Tyr Y Polaire neutre, grand, aromatique mais avec OH
Valine Val V Hydrophobe, assez petit
III – UTILISATION DES COMMANDES DE PYMOL
L’intégralité des structures protéiques déterminées à l’heure actuelle est stockée au sein d’une base de données, la Protein Data
Bank dans des fichiers PDB, qui contiennent la position de chaque atome, numérotés à partir du N-Term, et les informations
concernant les structures secondaires et les groupements. Pour lire ces fichiers on utilisera des logiciels qui nous permettront de
visualiser ça sous plusieurs modèles, comme l’atome ou le cartoon.
PyMol est un logiciel de visualisation moléculaire programmé en Python. Si vous n’êtes pas en train de réviser le contrôle
continu de Biochimie, vous pouvez sauter cette partie.
 Souris :
o Clic Gauche : déplace la molécule
o Clic Droit : avance ou recule la molécule (axe z)
o Roulette : joue sur le contraste
 Menu « S » : Affiche une structure. Nécessite parfois d’effacer les précédentes via le menu H
o « As » : Change la structure de la protéine, notamment en Lines (Lignes), Sticks (Bâtons), Ribbons (Rubans) ou
Cartoon (Dessin)
o Menus « Lines », « Sticks », « Ribbons », « Cartoon » : Servent à afficher EN PLUS de l’affichage actuel, une de
ces représentations. Devient vite très confus et requiert l’effacement via H.
o « Cell » : Affiche une cellule (cubique) pour montrer l’emplacement de la protéine.
o « Dots » / « Spheres » : affiche les molécules avec des points ou des sphères. Attention au recouvrement.
o « Mesh » / « Surface » : affichent la protéine avec une grille ou directement la surface de celle-ci. Permet de
visualiser les sites actifs par exemple.
o « Main Chain » / « Side Chain » : jouent sur les configurations d’affichage de la chaine principale ou secondaire
o « Disulfides » : configure l’affichage des ponts disulfures
 Menu « H » : Effacer une structure.
o « Everything » : Efface tout, ce qui permet parfois ensuite de n’afficher que ce que l’on veut via S.
o « Label » : Efface ce qui a été affiché via le menu L.
o « Waters » : Efface les molécules d’eau
o « Hydrogen » : Efface les hydrogènes
o « Unselected » : Efface ce qui n’est pas sélectionné
o Les autres menus servent à effacer les structures affichées avec S.
 Menu « L » : Afficher des noms
o « Residues » : affiche les noms des résidus.
o « Residues name » : affiche le code 3 lettres des résidus.
o « Atom Name » : affiche le nom des atomes.

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o « Element Symbol » : affiche les symboles des atomes.
 Menu « C » : Mettre des couleurs
o « By element » / « By Chain » / « By SS » : ajoute des couleurs différentes par éléments, par chaines, ou par
structures secondaires.
 Bouton « S » (en bas à droite) : affiche la séquence protéique pour permettre la sélection de bouts de protéines.
 Ligne de commande (en bas à gauche) : permet de donner des instructions au logiciel
o select nomdelaselection,resi X : permet de faire une sélection nommée « nomdelaselection » et comprenant
l’acide aminé numéro X.
o select nomdelaselection,resi X-Y : permet de faire une sélection nommée « nomdelaselection » et comprenant
les acides aminés allant du numéro X au numéro Y.
o select nomdelaselection,resi X+Y+Z : permet de faire une sélection nommée « nomdelaselection » et
comprenant les acides aminés numéro X, Y, et Z.
o select nomdelaselection,resn X : permet de faire une sélection nommée « nomdelaselection » et comprenant
tout les acides aminés X (avec X un code à 3 lettres).
o select nomdelaselection,resn X+Y : permet de faire une sélection nommée « nomdelaselection » et
comprenant tout les acides aminés X et tout les acides aminés Y (avec X et Y des codes à 3 lettres).
 Fenêtre PyMol Tcl/Tk GUI
o « File » : opérations sur fichier
 « Open » : Ouvrir un fichier PDB
 « Save Session » / « Save Session as » : sauvegarde la session actuelle
o « Settings » : modifie les paramètres
 « Transparency » : applique des effets de transparences sur une représentation.
o « Wizard » : permet d’obtenir des données
 « Measurement » : sert à faire du calcul de mesure. Cliquer sur « Distances » pour changer le mode. Il
faut ensuite cliquer sur les atomes à mesurer.
IV – STRUCTURES TERTIAIRES
Les structures tertiaires sont ensuite formées :
 Par ponts disulfures entre les Cystéines si celles-ci ne sont pas trop côte à côte. Elles doivent être face à face de moins
de 2.5 Å et que les angles associés soit d’environ 80-130°.
 Par des liaisons hydrogènes qui doivent être colinéaires et pour qui 2.8 Å est une valeur moyenne.
 Par interactions électrostatiques, liaisons ioniques entre les charges dont l’énergie peut être obtenue par la loi de
Coulomb :
ܧ = ݇ ∗ ݍ
஺
∗ ݍ
஻
ܦ ∗ ݎ
Avec D la constante diélectrique qui tient compte du milieu environnant et r la distance entre les atomes. Si cela se fait entre
deux molécules, il s’agit d’un pont salin.
 Par liaisons de Van der Waals, interactions électriques de faible intensité forçant les atomes à s’espacer d’une
« distance de Van der Waals ».
 Par interactions hydrophobes, qui compensent les interactions entre les molécules d’eau (les forces de VdW seules ne
le pouvant pas) qui surviennent car les protéines hydrophobes cherchent naturellement à se lier avec d’autre protéines
hydrophobe histoire de s’ « isoler » de l’eau.
La topologie renseigne donc sur la forme globale de la protéine (connexion des structures secondaires).
Certaines protéines s’assemblent dans un niveau encore plus complexe avec plusieurs chaînes polypeptidiques (sous-unités),
assemblées spécifiquement : c’est la structure quaternaire. Il s’agit la d’une coopération. On peut également trouver des
protéines qui s’assemblent à de l’ADN pour former des complexes.
Comment faire pour déterminer la structure d’une protéine ? Pour cela, on dispose de deux méthodes.
A] CRISTALLISATION AUX RAYONS X
Un cristal est un état d’agencement répété à l’identique de la matière. Les protéines peuvent forcer des cristaux, structures
immobiles. On utilisera des rayons X, puissants et à la longueur d’onde compatible. Pour effectuer une observation par
cristallographie, on utilise un système spécifique de canon à rayons X passant dans un jeu de miroirs focalisants, lesquels
envoient donc les rayons sur un support à cristal. On voit apparaître un certains nombres de spots définis par leurs intensités et

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positions respectives. Ces points constituent un pattern de diffraction. De nos jours, on utilise du rayonnement synchrotron et
non plus des rayons X de laboratoire, pour faire ce genre de chose. C’est le processus de la première transformée de Fourier.
Le cristal diffracte les rayons lumineux. Concrètement, cela signifie qu’un rayonnement touche deux atomes identiques sur deux
plans différents, avec une distance proportionnelle à la longueur d’onde : de ce fait, l’énergie réémise donne un rayonnement
supérieur en intensité.
Que faire ensuite de ce pattern ? Pour obtenir une structure protéique à partir de là, il faut savoir que plus un atome est dense,
plus la taille des spots est importante, spots dont la distribution dépend de l’organisation du cristal. On applique donc une
deuxième transformée de Fourier, qui transforme une fonction ondulatoire pour remonter jusqu’à la disposition des nuages
électroniques de la protéine.
Cela nous permet ensuite de reconstruire la protéine par informatique, mais ce n’est pas toujours facile. Cela dépendra de la
résolution de notre nuage : Avec 7 Å, on ne peut déterminer que le backbone, et il faut atteindre 1.2 Å pour avoir une résolution
impeccable ou l’on pourra distinguer backbone, chaînes latérales et même les atomes. Pour parfaire le modèle on peut donc :
 Augmenter la résolution (i.e. augmenter la qualité du cristal)
 Diminuer le R-Factor, coefficient rendant compte de l’agrément entre les données théoriques et les données obtenues.
Cette valeur doit être inférieure à 20 % pour considérer le modèle comme bon, sinon, il faudra le reprendre
 Regarder le B-Factor, rendant compte de l’agitation thermique des atomes.
 Diminuer au maximum le RMS Deviation, qui correspond à l’écart des angles/longueurs par rapport aux valeurs
théoriques. Il doit être inférieur à 0.02 Å pour la longueur et 4° pour l’angle.
Passer d’un cristal à une structure protéique c’est bien, mais il faut d’abord obtenir un cristal ! Pour cela, il faut utiliser des sels
pour que les protéines s’adaptent dans une maille, et placer le tout à la limite des conditions de précipitations. Il existe deux
techniques pour cela :
• Hanging Drop : On suspend une microgoutte de solution protéique mélangée à du précipitant sur une boite de pétri, au
dessus d’une solution saturée en sels. Par évaporation, la quantité d’eau va petit à petit disparaitre laissant la place aux
protéines précipitées sous forme de cristal. Permet d’obtenir des petites quantités.
• Dialyse : Le système est le même mais se fait en masse avec notre solution dans un compartiment, lequel est entouré
de la solution saline.
De nos jours, la cristallisation est robotisée mais reste difficile à faire. Il existe des usines dont le but est de déterminer de cette
façon les structures protéiques pour chaque nouvelle protéine exprimable par vecteurs.
La cristallographie par rayons X dispose donc d’un lot conséquent d’avantages :
1. Elle fournit la position tridimensionnelle des atomes.
2. Elle fournit de quoi vérifier la qualité des données.
3. Plus on découvre des structures par cristallographie, plus on gagne en connaissances, donc plus on est capable d’en
identifier.
Malheureusement elle dispose aussi d’inconvénients :
1. Certaines étapes peuvent être très longues.
2. Les cristaux sont très fragiles.
3. Un cristal n’a au final aucune réalité biologique puisqu’ils ne sont pas naturels.
B] RÉSONANCE MAGNÉTIQUE NUCLÉAIRE
La RMN permet à partir d’isotopes du H, du C, et du N, d’obtenir les structures en mesurant les distances NOE, qui sont dues au
fait que l’environnement chimique du proton est fonction de l’environnement de l’atome. Ses avantages sont que la protéine,
étant en solution, n’a pas besoin d’être cristallisée, mais en revanche, on a aucun critère quantitatif de la qualité protéique.
C] MÉTHODES EXPÉRIMENTALES
De nos jours on peut reconstruire des modèles tridimensionnels à partir de représentations bidimensionnelles de Microscopie
Electronique à Transmission, à l’aide de moyens informatiques puissants.
V – MESURE DE LA STABILITÉ D’UNE PROTÉINE
Une protéine n’est active que sous forme repliée. Comprendre le repliement, c’est comprendre le lien entre les structures
secondaires et tertiaires. Toutefois, une protéine dispose d’un nombre astronomique de conformations possible : elle ne peut

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donc pas se permettre de chercher une à une la bonne conformation – le repliement suit donc un chemin non-aléatoire : celui
de l’énergie.
En effet, la conformation la plus stable est celle avec l’énergie libre la plus basse :
∆ܩ = ∆ܪ + ܶ∆ܵ
 Avec ΔH la contribution enthalpique, énergie interne de la protéine dépendant de la conformation. Pour mesurer la
stabilité d’une conformation on utilise un champ de force empirique. Il s’agit d’un jeu de paramètres décrivant les
interactions entre atomes. Cela permet de retrouver l’énergie potentielle, qui est définie par une somme d’énergies :
ܧ
௣௢௧௘௡௧௜௘௟௟௘
= ܧ
௟௜௔௜௦௢௡
+ ܧ
௔௡௚௟௘௦
+ ܧ
ௗ௜èௗ௥௘௦
+ ܧ
௜௠௣௥௢௣௥௘
+ ܧ
௡௢௡ି௟௜é௘
Energie de liaison :
L’élongation de la liaison peut être mesurée via le potentiel de Morse qui permet la dissociation mais est plus cher. On utilisera
donc plutôt le potentiel harmonique.
Energie angulaire :
La déformation des angles, là encore, pourra être vue par le potentiel harmonique.
Energie d’angles dièdres :
La torsion est généralement exprimée avec une fonction périodique.
Interactions électrostatiques :
Les atomes transportent des petites charges, et les interactions électrostatiques sont mesurées comme la somme des
interactions entre paires (loi de Coulomb). Il y a donc un lent déclin en fonction de la distance des atomes.
Liaisons de Van der Waals :
Attractives à longue portée, répulsives à courte portée, elles sont souvent exprimée par la fonction de Lennard-Jones.
La partie non-liée et impropre (électrostatique + Van der waals) est calculée sur tout les atomes, elle est proportionnelle au
nombre d’atomes au carré. Cela prend ENORMEMENT de temps mais heureusement, ce sont des énergies décroissantes avec la
distance.
 Avec ΔS la contribution entropique reliée au nombre d’états accessibles du système. La perte du désordre est la force
la plus défavorable que la protéine doit vaincre pour se replier.
Les structures connues sont stockées sous forme de fichiers PDB dont la première partie contient les informations
bibliographique et la deuxième les coordonnées de chaque atome (x, y, z, unité : Å)
VI – VISUALISATION MOLÉCULAIRE
On peut faire du graphisme moléculaire à l’aide de logiciels comme Pymol pour comprendre les structures. Cela permet de
visualiser tout ou plus partie de la molécule selon plusieurs types de représentations :
- Fil de fer (lines)
- Bâtons (sticks)
- Boules-Bâtons (ball and sticks)
- Ruban (cartoon)
- Sphères (sphere)
- Points (dots)
- Surface (surface)
- Treillis (mesh)
Combiner et colorer ces représentations, ou l’ajout de transparence, permet l’analyse simple et rapide d’une protéine. A
l’avenir, on commence à faire des impressions 3D.
VII – AU CŒUR DE LA CELLULE : PROTÉINES MEMBRANAIRES
Ce qui est dans la membrane assure l’interface intérieur/extérieur des cellules. Les protéines de la membrane possèdent
énormément de fonctions :
- Création de gradients
- Transports moléculaires
- Production d’énergie
- Transduction de signaux
- Adhésion / Migration
Entre 20 et 40 % des ORF codent pour des protéines membranaires. On trouvera surtout des hélices, les feuillets devant se
cycliser en tonneaux pour être stables. Entre intérieur et extérieur, on a un ΔG est négatif pour le passage du sodium. Au milieu,