plaquette L3S5 2011-2012 - Université Paris Diderot

UFR SCIENCES du VIVANT
ANNÉE 2011 / 2012
L3 mention : Sciences du Vivant
Parcours BIOCHIMIE et BIOLOGIE MOLÉCULAIRE
Parcours BIOTECHNOLOGIE et
ÉCONOMIE de l’ENTREPRISE
L3 S5 : Premier Semestre
TRONC COMMUN
Parcours BBM
Parcours BEE
PROGRAMME des COURS, TD, TP
UFR Sciences du Vivant : Bâtiment Lamarck - Case 7044
35 rue Hélène Brion - 75205 Paris Cedex 13
Scolarité : Marie CHARGELÈGUE
e-mail : [email protected]
01 57 27 82 30
Directrice des Etudes : Josiane WANTYGHEM
e-mail : [email protected]
01 57 27 82 51
FEUILLE de ROUTE : Année 2011-2012
Les Licences de Biochimie Biologie Moléculaire (BBM) et de Biotechnologie et Economie d’Entreprise
(BEE) comportent 6 semestres. Le niveau L3 correspond aux semestres S5 et S6.
Le semestre L3S5 présenté dans ce document est commun aux 2 parcours.
Il est constitué de 4 UE (Unité d’Enseignement) :
• UE 30 UA CM 35 Métabolisme et Chimie
(4 + 4 ECTS)
Enzymologie et Structure
(4 + 4 ECTS)
• UE 30 UB ES 35
• UE 30 UC BG 35 Biologie Moléculaire et Génétique (6 + 2 ECTS)
• UE 30 UD TP 35 Travaux pratiques à thème
(6 ECTS)
Un semestre comporte 30 ECTS (European credit transfert system).
Rappel : 1 ECTS (ou crédit) correspond à 10 h de présence + 10 h de travail personnel.
Contrôle des connaissances
La note attribuée à chaque matière des UE UA-UC est la somme d’un contrôle dit partiel ou continu et de
l’examen final. La participation exacte du contrôle continu sera affichée en octobre.
Les contrôles continus sont obligatoires. Seuls les étudiants travaillant plus de 25 h par semaine
pourront obtenir une dispense à condition qu’ils en fassent la demande avant le 23 octobre, avec
un justificatif de leur activité.
La note de l’UE de TP est la moyenne des notes obtenues à chaque séance de TP et de la note obtenue au
cours d’hygiène et sécurité.
A chaque matière est attribué un coefficient qui correspond aux ECTS.
La session d’examen pour le semestre S 5 aura lieu du 03 au 18 janvier 2012.
Validation du diplôme de la licence
Chaque semestre doit être validé individuellement.
Au sein d’un semestre, les UEs se compensent entre elles.
Au sein de la même UE, les 2 matières se compensent.
Une compensation entre semestres pourra être accordée exceptionnellement par le jury de la Licence.
Cette indulgence ne pourra vous être accordée qu’une seule fois sur les 3 années de licence.
Quelques rappels :
• Les TD et les TP sont obligatoires.
• Lors de l’inscription pédagogique, vous choisissez un groupe de TD (5 possibles) et un groupe de TP
(8 possibles). Vous devez respecter les horaires correspondant à votre groupe pour chaque matière.
• Votre absence lors d’un TP ou toute absence prolongée devront être signalées (au secrétariat de
Licence ou à J. Wantyghem). Une absence non justifiée sera sanctionnée par un zéro.
Pour toutes les informations concernant l’organisation de l’enseignement (programme, modalités de contrôle
des connaissances….), vous pourrez vous connecter sur le portail ENT de l’Université.
Vie étudiante à l’Université P7
Des élections auront lieu en cours d’année aux différents conseils de l’Université et de l’UFR.
Il est important que vous envisagiez d’être candidat. C’est le meilleur moyen pour faire bouger les choses…
et nous avons besoin de vous.
Association Etudiants : Scivip7.Org ([email protected])
Information sur le second semestre : une réunion aura lieu fin novembre/début décembre pour vous guider
dans vos choix du second semestre.
La plaquette correspondant aux options du second semestre (L3S6) peut être consultée sur le site de l’UFR
Sciences du Vivant.
VACANCES : du 16 décembre 2011 au 2 janvier 2011
PROGRAMME des DIFFÉRENTES U E
30 BM EN 35
ENZYMOLOGIE
4 ECTS
Enseignants : J-M. Dupret, F. Rodrigues-Lima, V. Arluison, J. Dairou, W. Grange
Cours : 24 heures - TD : 18 heures
PROGRAMME des COURS
1
CINÉTIQUE RÉACTIONNELLE et ÉQUILIBRES CHIMIQUES
Vitesse de réactions et constantes de vitesse de premier et deuxième ordres.
Equilibres chimiques.
Cinétique de formation des complexes.
2
RÉACTION ENZYMATIQUE à UN SUBSTRAT
Rappels sur les propriétés générales des enzymes.
Modèles cinétiques.
Hypothèse de l’état stationnaire.
3
ANALYSE et SIGNIFICATION des PARAMÈTRES CINÉTIQUES
Caractéristiques cinétiques des enzymes michaeliennes.
Détermination pratique des paramètres cinétiques.
Signification physique des paramètres cinétiques kcat, KM, kcat / KM
Effet du pH sur les paramètres cinétiques.
4
CATALYSE ENZYMATIQUE
Les principaux mécanismes de catalyse : Catalyse acide-base.
Catalyse covalente nucléophile ou électrophile.
5-6 ENZYMES de DÉGRADATION des PROTÉINES
i) Structure et fonction de protéases.
ii) Mécanisme catalytique des protéases à sérine et à cystéine.
iii) Implications pathologiques et thérapeutiques.
7-8 INHIBITEURS d’ENZYMES et LEUR RÔLE THÉRAPEUTIQUE
Rôle et intérêt thérapeutique des inhibiteurs d’enzymes.
i) Inhibiteurs réversibles immédiats et à interaction lente.
ii) Inhibiteurs irréversibles covalents : marqueurs d’affinité, inhibiteurs-suicide.
iii) Application à des problèmes thérapeutiques majeurs.
9-10 IDENTIFICATION de RÉSIDUS ESSENTIELS par MARQUAGE CHIMIQUE et MUTAGENÈSE DIRIGÉE
11
CINÉTIQUES à DEUX SUBSTRATS et DEUX PRODUITS
Principaux types de réactions et de mécanismes à deux substrats et deux produits, séquentiels (aléatoires
ou ordonnés) et non séquentiels (ping-pong).
PROGRAMME des TRAVAUX DIRIGÉS
1 - Cinétiques d’ordre I et pseudo-premier ordre
Ordre de réaction (ordres zéro, un, pseudo 1er ordre), loi de vitesse, constantes de vitesse.
Ex : Cinétiques d'association apoenzyme / coenzyme, de dissociation d'un complexe récepteur hormone
par dilution isotopique, de modification chimique de groupements NH2 d'une protéine par acétylation….
2 - Interactions protéine - ligand et équilibres
Complexes protéine - ligand. Détermination et signification de KD, fonction de saturation, fraction de sites
occupés. Représentation de Scatchard et autres représentations.
Ex : Interaction anticorps - antigène, comparaison de liaisons à haute et basse affinité.
Exemple du complexe entre la NO - synthase et son substrat, l’arginine.
3 - Equation de Michaelis - Vitesse initiale - Etat stationnaire - Constantes cinétiques
Etude sur des exemples des courbes [P] = f (t), [S] = f (t); vi = f ([S0]); Vmax = f ([E]).
Equation de Michaelis. Détermination et signification des constantes cinétiques KM, kcat, kcat / KM.
4 - Mécanismes de catalyse enzymatique
Catalyse enzymatique : catalyse générale acide et basique, catalyse électrophile par les métaux, catalyses
covalentes nucléophile et électrophile.
5 - Les enzymes de dégradation des protéines
Intermédiaires multiples dans les réactions enzymatiques à plusieurs étapes.
α-Chymotrypsine : mise en évidence de l'acyl-enzyme ; détermination des constantes de vitesse (état préstationnaire, état stationnaire).
Caspases : mécanisme et intermédiaires de réaction.
Subtilisine : mise en évidence d’acides aminés essentiels par mutagenèse dirigée,
comparaison des constantes cinétiques. Mécanisme catalytique.
6, 7 - Inhibiteurs réversibles et inhibiteurs covalents - Analogues de l’état de transition - Marqueurs
d’affinité - Inhibiteurs suicides
Caractéristiques et analyse cinétique. Détermination des inhibitions mises en jeu et de leurs constantes
cinétiques (KI, Ki, kinactivation).
Marqueurs de photo-affinité.
Intérêt pharmacologique des analogues d’état de transition, des marqueurs d'affinité, des inhibiteurs
suicide. Etudes sur des exemples.
Modification chimique de résidus essentiels : identification, inactivation.
8 - Cinétiques à 2 substrats, effet du pH sur la cinétique, identification de résidus essentiels de
protéines
Analyse cinétique avec exemples de différents mécanismes.
Effet inhibiteur par les produits.
Etude en fonction du pH : Effet sur l’activité, sur la fixation du substrat, sur l’efficacité catalytique.
9 - Problèmes d’ensemble sur enzymes impliqués dans des problématiques actuelles.
MODALITES de CONTRÔLE des CONNAISSANCES
Examen final : 60%
Contrôle continu : 40%
30 BM ST 35
STRUCTURE et INTERACTIONS des MACROMOLÉCULES BIOLOGIQUES
4 ECTS
Enseignants : C. Etchebest, N. Caulet, T. De Caldas, K. Moncoq, M. Roué
Cours : 22 heures - TD : 18 heures
PROGRAMME des COURS
1 THERMOCHIMIE
Notions fondamentales : Système et paramètres thermodynamiques - Energie interne - Grandeurs extensives et intensives liées.
Rappels des propriétés des fonctions caractéristiques d'un système thermodynamique : Energie libre F.
Entropie S - Enthalpie H et Enthalpie libre G - Potentiel chimique µ.
Evolution d'un système : Critères d'évolution - Equilibres - Réactions chimiques - Nombre de sites - KD.
Equation de Scatchard - Distribution d'un ligand sur n sites.
2 TECHNIQUES d’ÉTUDE des MACROMOLÉCULES
Calorimétrie : Titrage en H de K, détermination du S.
Dialyse, loi de Donnan.
Spectrométrie de masse.
Absorption optique : UV, visible.
Fluorescence : émission, excitation. Loi de Lehrer.
Activité optique : pouvoir rotatoire et dichroïsme circulaire.
3 ACIDES AMINÉS et PEPTIDES
Acides aminés libres et Peptides.
Propriétés physico-chimiques : Solubilité ; ionisation et détermination du pK des acides aminés ; pouvoir
rotatoire.
Propriétés chimiques.
4 STRUCTURE des PROTÉINES
Détermination de la séquence en acides aminés : Méthodes chimiques (Edman, Gray et Hartley) et
enzymatiques, le séquenceur automatique.
Diagramme de Ramachandran.
Structures secondaires : hélices, feuillets ß, coudes.
Prédiction de structures secondaires.
Profil d'hydrophobicité (Kyte & Doolittle), moment d'amphiphilicité (Eisenberg).
Structures tertiaires : protéines globulaires et fibreuses.
Structures quaternaires.
5 ACIDES NUCLÉIQUES
Propriétés physico-chimiques des constituants.
Tautomérie des bases et ionisation des groupes phosphates, bases et sucres.
Appariement et coordonnées linéaires et angulaires.
Conformation du squelette des acides nucléiques : Diagramme de Olson et Flory.
Polymorphisme structural de l'ADN.
6 GLUCIDES
Oses : Structure linéaire et cyclique, filiation; effet anomère, propriétés chimique et principaux oses.
Dérivés d'oses.
Holosides ; principaux diholosides, méthodes d'étude ; polyosides homogènes ou mixtes ; hétérosides
7 LIPIDES et MEMBRANES BIOLOGIQUES
Les acides gras : Structure, propriétés physico-chimiques, méthodes d'analyse.
Lipides majeurs : membranaires (phospholipides, stérols, glycolipides), circulants et non membranaires.
Lipides mineurs à activité biologique spécifique (prostaglandines, leucotriènes, vitamines, hormones
stéroïdes).
PROGRAMME des TRAVAUX DIRIGÉS
Thermodynamique chimique (1 séance)
Potentiels chimique, électrochimique, REDOX.
Détermination du ∆ G.
Force proton motrice ; réactions couplées.
Détermination d'équilibres monomère / oligomère.
Complexes protéine - ligand, nombre de sites, détermination du KD
Structure primaire des protéines (1 séance)
Analyse de séquence par exo- et endo-peptidases, réactions chimiques, séquenceur automatique.
Charge des protéines : pK de l'acide aminé isolé et effet de l'environnement protéique, pI et pHi, titration
acido-basique des protéines.
Structure secondaire des protéines (1 séance)
Diagramme de Ramachandran.
Détermination de la structure secondaire des protéines en solution : ORD et spectroscopie infra-rouge.
Energie des interactions non covalentes dans les protéines.
Cas des Interactions hydrophobes. Amphiphilicité des hélices.
Glucides (1 séance)
Stéréoisomérie des oses. Propriétés chimiques des oses.
Détermination de la structure d'oligosaccharides, de glucides de réserve (glycogène, amidon) : réactions
enzymatiques, perméthylation
Lipides (1 séance)
Les acides gras : Structure, point de fusion, chromatographie en phase gazeuse.
Triglycérides, phospholipides et autres lipides complexes : structure et propriétés chimiques, méthodes
d'analyse.
Structure de l'ADN (1 séance)
Structure canonique de l'ADN, sites de courbure, étude de la fixation de petites molécules à l'ADN,
dénaturation thermique.
Interaction ADN / protéines (1 séance)
Analyse de la fixation de peptides ou de protéines sur l'ADN B : Localisation de sites, interactions mises
en jeu, modification de conformations induites
Structure tertiaire des protéines / Application des techniques d'étude aux macromolécules (2 séances)
Comportement hydrodynamique des protéines : coefficient de friction ; constantes de diffusion ; estimation des surfaces accessibles.
Application de l'émission de fluorescence à l'étude des protéines.
Contribution électrique à la stabilité des protéines : pH optimum, effet de la force ionique.
Dénaturation des protéines.
MODALITÉS de CONTRÔLE des CONNAISSANCES
Examen : 70%
Contrôle continu : 30% (2 contrôles continus)
30 BM BM 35
BIOLOGIE MOLÉCULAIRE
6 ECTS
PROGRAMME des COURS
Enseignants : P. Régnier, P. Vicart, D. Buffard, J.C. Cadoret, M. Franco, V. Régnier, G. Velasco
Cours : 38 heures - TD : 22 heures
1 TECHNIQUES de GÉNIE GÉNÉTIQUE
L’ADN, caractérisation et détection.
Isolement et caractérisation d’un fragment d’ADN particulier,
PCR, clonage et séquençage, banques génomiques et ADNc.
2 STRUCTURE de l’ADN
Superstructure de l’ADN, compaction, courbure, super-enroulement, topologie de l’ADN circulaire.
Interactions ADN - protéines : exemples et méthodes d’étude.
3 RÉPLICATION de l’ADN
L’ADN polymérase III de E. coli : mécanisme des étapes du démarrage et de l'élongation; problèmes
topologiques. Réplication des plasmides : compatibilité et maintenance.
4 GÉNÉRALITÉS sur la TRANSCRIPTION
Les ARN polymérases : Exemples chez les phages, les procaryotes, les eucaryotes.
Les promoteurs et la régulation de la transcription. Transcription des ARN ribosomaux et des ARN de
transfert. Méthodes d’étude des transcrits.
5 RÉGULATION de la TRANSCRIPTION
L’opéron lactose, régulation par l’inducteur et répression catabolique.
Régulation de la transcription chez les phages : Exemple des phages lambda et T4.
Transcription eucaryote : Généralités ; régulations ; épissage.
Les virus eucaryotes : Adénovirus. Notion de vecteur pour la thérapie génique.
6 TRADUCTION et sa RÉGULATION
Code génétique : Les ARNt assurent la correspondance triplet / acide aminé.
Structure des ARNt et notions « d’identité » des ARNt, de codons synonymes et de Wobble.
Mutants suppresseurs de non sens : Le code génétique est modifié.
Le ribosome bactérien : Les sites A, P, E.
La dynamique de la traduction : facteurs d’initiation, d’élongation et de terminaison.
Régulation de la synthèse des protéines et des ARNr qui composent les ribosomes.
Rôle des structures secondaires de l’ARNm dans la régulation de la traduction, accessibilité des sites de
démarrage.
7 TECHNIQUES d’ANALYSE de l’EXPRESSION
Techniques mettant en jeu l’hybridation ARN-sonde spécifique.
Gènes rapporteurs.
Vecteurs d’expression.
PROGRAMME des TRAVAUX DIRIGÉS.
Méthodes d’étude des acides nucléiques : PCR, clonage…
Réplication de l’ADN
Transcription
Opérons : Régulation de l’expression
Traduction
Génie génétique
MODALITÉS de CONTRÔLE des CONNAISSANCES
Examen : 55%
Contrôle continu : 45%
30 BM GE 35
GÉNÉTIQUE
Enseignants : P. Silar, F. Malagnac, S. Brun, P. Grognet, H. Lalucque
Cours : 6 heures - TD : 14 heures
PROGRAMME des COURS
Histoire de la génétique
Génétique mendélienne : caractères, gènes et génomes
Mitose - Méiose
Relation génotype / phénotype
Du gène à l'ADN
La démarche génétique : crible de sélection de mutants
Notions de Génétique Humaine
PROGRAMME des TRAVAUX DIRIGÉS.
Mitose - Méiose
Génétique mendélienne (Ségrégation)
Sélection de mutants
Pedigrees
MODALITÉS de CONTRÔLE des CONNAISSANCES
Examen : 100%
2 ECTS
30 BM ME 35
MÉTABOLISME
4 ECTS
Enseignants : G. Richarme, O. Agbulut, F. Auchère, J. Wantyghem
Cours : 24 heures - TD : 16 heures
PROGRAMME des COURS
1 MÉTABOLISME des SUCRES
Glycolyse, néoglucogenèse, voie des pentoses.
Glycogénolyse, glycogénogenèse.
Métabolisme chez les microorganismes, plantes, vertébrés.
Insuline, glucagon, diabète.
2 CYCLE de KREBS
Présentation.
Aspect énergétique.
Aspects anabolique et catabolique.
Voies primitives du cycle de Krebs.
3 RESPIRATION, FERMENTATION
Chaîne respiratoire.
Force proton motrice, potentiel de membrane, ∆ pH.
Synthèse d’ATP par l’ATP synthase.
Respiration chez les différents organismes.
Fermentations et synthèse d’ATP au niveau du substrat.
Maladies et mutants des chaînes respiratoires.
4 MÉTABOLISME des LIPIDES
Acétyl ~ CoA, métabolite central.
Dégradation des lipides.
Synthèse des lipides.
Anabolisme à partir des lipides ou de l’acétate : le shunt glyoxylique.
Transport des lipides dans le sang.
Régulations hormonales.
5 MÉTABOLISME des ACIDES AMINÉS et de l’AZOTE
Assimilation de N2 (nitrogénase), NH4+, acides aminés.
Glutamate déshydrogénase, glutamate synthase, glutamine synthétase, transaminases.
Biosynthèse des acides aminés (acides aminés essentiels chez l’homme).
Dégradation des acides aminés.
Excrétion de l’azote sous forme de NH4+, urée, acide urique, cycle de l’urée.
Régulations hormonales du métabolisme des acides aminés.
6 PHOTOSYNTHÈSE
Absorption de la lumière par les photo-systèmes.
Chaînes de transport d’électrons de O2 vers NADPH et synthèse d’ATP.
Assimilation du CO2, cycle de Calvin et cycle des plantes C4.
PROGRAMME des TRAVAUX DIRIGÉS
Les séances s’articulent sur des exercices ou des commentaires d’expériences portant sur les sujets suivants
(donnés à titre d’exemple) :
Cycles métaboliques essentiels, leur localisation dans la cellule, leur régulation.
Oxydations phosphorylantes mitochondriales.
Métabolisme des acides gras.
Métabolisme de l’azote.
Relations entre les voies cataboliques et anaboliques des glucides, des lipides et des acides aminés.
MODALITÉS de CONTRÔLE des CONNAISSANCES
Examen : 60%
Contrôle continu : 15%
Interrogations écrites en séances de TD : 15%
Travail bibliographique et exposé oral : 10%
30 BM CH 35
C H I M I E B I O-O R G A N I Q U E
4 ECTS
Enseignants : N. Serradji, F. Chau, G. Anquetin, S. Zrig
Cours: 24 heures - TD: 20 heures
PROGRAMME des COURS : BASES de la SYNTHÈSE ORGANIQUE : Modifier et créer des molécules
organiques.
1 STÉRÉOCHIMIE et RÉACTIVITÉ
Les électrons dans les molécules
Polarisation des liaisons σ et π. Liaisons hydrogène. Effets de substituants.
Les molécules dans l'espace
Rappels : Conformations, isoméries, chiralité, pro-chiralité et nomenclatures.
Les molécules réagissent : Approche mécanistique
Que savons-nous des réactions ?
Quelles interrogations sur les réactions ?
A : Pourquoi ? (Réactivité absolue et relative).
B : Comment ? (Intermédiaires)
C : Où ? Par où ? Vers quoi ? (sites réactifs, compétitions, contrôles cinétique et thermodynamique,
régio/stéréo-sélectivité)
D : Sous quelle forme ? (Conformations réagissantes)
E : Dans quel milieu ? (Effets de solvants)
2 MODIFICATIONS du SQUELETTE CARBONÉ
Alkylation, arylation d'un carbonyle : organo-métalliques, action des acétylures et des cyanures.
Alkylation en alpha d'un carbonyle : énolates, aldolisation, Claisen, Knoevanegel, énamines, Mannich,
Favorsky.
Alkylation en beta d'un carbonyle : Michael.
Alkylation d'un aromatique : Friedel et Craft et substitution nucléophile aromatique.
Alkylation d'un alcène : réarrangements et polymérisations.
Alkylation, Acylation des RX : Wurtz, action des acétylures et des cyanures.
Alkylation des époxydes.
Réaction de Wittig.
Electro-cyclisations (Diels-Alder).
3 AMÉNAGEMENT FONCTIONNEL
Désaménagement : L'élimination et sa stéréochimie ; Zaïtzev et Hofmann.
Comment faire disparaître hydroxyle, amino et autres halogènes.
Création de liaison C-O :
Addition électrophile sur les liaisons multiples carbone-carbone, Markovnikov ou non.
Hydroboration et oxymercuration.
Oxydations, époxydation.
Désamination nitreuse.
Substitution nucléophile : Hydrolyse des halogénures, Williamson.
Addition nucléophile sur les carbonyles : Hydratation, acétalisation.
Transposition : Baeyer-Villiger.
Hydrolyse des esters, amides et chlorures d’acides.
Estérification et trans-estérification.
Coupures oxydantes des alcènes.
Création de liaison C-N :
Substitution nucléophile des halogènese et tosylates: Hofmann et Gabriel.
Addition nucléophile sur le carbonyle : amides, imines, oximes (transposition de Beckman,
dégradation de Wohl et hydrazones.
Transposition: dégradation d'Hofmann.
Réduction du groupe nitro.
Création de liaison C-X :
Addition électrophile sur les liaisons multiples carbone-carbone de HX, X2 et XOH : Régiosélectivité et stéréochimie, Markovnikov ou Karash.
Substitution nucléophile des hydroxyles et tosylates : Stéréochimie.
Substitution radicalaire sur les alcanes.
Substitution en alpha, beta d'un carbonyle.
Création de liaison C-H :
Hydrogénation : alcènes, alcynes et autres.
Réduction des carbonyles : hydrures, magnésiens, réaction MVP, Clemmensen.
Réduction des carbonyles insaturés.
Réduction des C = N (imines et oximes) : hydrures, Wolf-Kischner.
Réduction des C = N : hydrures.
Réduction des époxydes.
Réaction de Birch sur aromatiques et alcènes (trans).
Créations de liaisons C-S, C-P
4 SYNTHÈSE ORGANIQUE
Principes de l'analyse rétro-synthétique
Protections de fonctions
Synthèses asymétriques
Exemples de synthèses multi-étapes
PROGRAMME des TRAVAUX DIRIGÉS (10 séances au total)
TD 1 : Stéréo-isomères
TD 2 : Mécanismes
TD 3 : Modifications du squelette carboné
TD 4 : Aménagement fonctionnel
TD 5 : Synthèses multi-étapes
Les n° des TD se rapportent aux chapitres du cours et ne correspondent pas directement au nombre de
séances.
MODALITÉS de CONTRÔLE des CONNAISSANCES
Examen : 70%
Contrôle continu : 30%
30 UD TP 35
TRAVAUX PRATIQUES à THÉME
6 ECTS
Enseignant responsable : J. Wantyghem
ENZYMOLOGIE : 2 JOURS
1
Etude cinétique de l’activité de la chymotrypsine
Etude de l’état stationnaire : Substrats étudiés : Deux paranitro-anilides de spécificité différente.
Traitement des données cinétiques : Représentations graphiques permettant de déterminer KM et Vmax.
Calcul de kcat et kcat / KM.
Traitement statistique des données cinétiques - Ajustement des points expérimentaux à un modèle
théorique. Utilisation du logiciel Sigma-plot.
Confrontation des différentes déterminations.
Titrage de sites actifs.
Etude de l’état pré-stationnaire : Substrats étudiés : Para-nitrophénylesters.
Phénomène de jet.
Approfondissement du mécanisme réactionnel et détermination des constantes de vitesse des différentes
étapes.
2
Utilisation de la chymotrypsine pour sonder la structure tertiaire d'une protéine
Intérêt d’une protéolyse ménagée.
Visualisation des résultats sur un gel de poly-acrylamide de type SDS-PAGE-Tricine. Quantification des
résultats par un logiciel d'analyse d'image (ImageJ).
STRUCTURE et BIO-INFORMATIQUE : 2 JOURS
1
Etude structurale de l’Alcool-Déshydrogénase (ADH)
Etude de la cinétique de digestion de l’ADH par la trypsine.
Analyse des fragments obtenus par électrophorèse en conditions dénaturantes sur gel de polyacrylamide
(SDS-PAGE).
Analyse des spectres de masse correspondant aux différents temps de digestion trypsique.
Comparaison des résultats expérimentaux aux prédictions établies à partir de la séquence de l’ADH.
Analyse du spectre de masse obtenu pour une digestion complète de l’ADH par la trypsine (mass peptide
finger-printing).
Spectre de fragmentation d’un des peptides issus de l’ADH par MS-MS et reconstitution de sa séquence.
2
Traitement informatique des données
Analyse des séquences primaire et secondaire et caractérisation de la structure tridimensionnelle des
ADH.
Recherche dans les banques de données de la carte d’identité de l’ADH (code Swiss Prot, séquence
consensus….).
Recherche de protéines homologues.
Alignement de séquences des protéines homologues.
Prédiction de structures secondaires des protéines homologues.
Structure 3 D sous Rasmol, degré d’oligomérisation, visualisation du NADH et du zinc catalytique ou
structural, accessibilité des peptides obtenus lors de la digestion ménagée de l’ADH par la trypsine….
MÉTABOLISME : 2 JOURS
Etude du métabolisme oxydatif de la levure de boulangerie
Mesure de la vitesse de respiration des cellules entières.
Préparation des mitochondries de levure et de fractions sub-mitochondriales.
Vitesse de respiration des mitochondries et des fractions.
Action des inhibiteurs.
Localisation de la phosphorylation oxydative et de l’ordre des complexes de la chaîne respiratoire.
IMMUNOLOGIE : 1,5 JOURS
Purification d’immunoglobulines. Analyses quantitative et qualitative du matériel purifié.
BIOLOGIE MOLÉCULAIRE : 2 JOURS
Transformation bactérienne : Sélection par α-complémentation.
Etablissement de cartes de restriction : Orientation d’un insert de plasmide recombinant.
CHIMIE ORGANIQUE : 2 JOURS
Les TP de Chimie ont pour but de familiariser les étudiants avec les méthodes de la synthèse organique :
Préparation et purification des réactifs, conduite des réactions, séparation et identification des produits par leurs
caractéristiques physiques.
Les méthodes physiques telles que spectroscopies IR, UV, chromatographie, sont introduites et utilisées par les
étudiants.
Synthèse de la cholest-5-èn-3-one.
MODALITÉS de CONTRÔLE des CONNAISSANCES
Contrôle continu : 100%