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MOYENS D’ETUDES DE LA CELLULE
Sauf dans de rares cas (oeufs, axone géant de calmar) les cellules sont trop petites pour être observées à
l’oeil nu. Les découvertes en biologie cellulaire dépendent des avancées technologiques : microscopie optique
(découverte des protozoaires par Leeuwenhoek en 1674), microscopie électronique (vers 1940), microscopie
confocale (1988).
1 - Microscopie optique ou photonique:
* Principes physiques
Le microscope est composé d’une série de lentilles qui agrandissent l’image d’un objet traversé (trans-
illumination) ou illuminé (épi-luminescence) par un rayon lumineux (photons).
cf schéma du Lodish, p 149.
La lumière de la source lumineuse est concentrée par le condensateur, traverse l’objet immobilisé sur
une lame de verre, est reprise par l’objectif puis agrandie encore par l’oculaire.
Le grossissement du microscope est le produit du grossissement de l’objectif et de celui de l’oculaire:
10 (oculaire) X 100 (objectif) = 1000: grossissement du microscope.
D, le pouvoir de résolution (capacité de distinguer deux points voisins; 75 µm pour l’oeil nu) des
meilleurs microscopes optiques n’est pas inférieur à 0,2 µm:
D = 0,61 L L= longueur d’onde de la lumière
N sin a N= indice de réfraction du milieu
a = ouverture de l’angle de l’objectif
Il est possible d’améliorer le pouvoir de résolution :
- en utilisant une faible longueur d’onde (ex bleu: 450 nm)
- en augmentant N : utilisation d’huile à immersion instillée entre l’objet et l’objectif
- en augmentant a : construction de l’objectif
* Préparation des échantillons
Les cellules vivantes sont des structures fragiles, non colorées et non contrastées. Les tissus sont épais.
Pour étudier cellules et tissus, il faut réaliser des préparations cellulaires ou des coupes minces de tissus qui
respectent au mieux les structures morphologiques et ne créent pas d’artéfacts.
Le prélèvement concerne des cellules isolées (spermatozoïdes, érythrocytes ...), des tissus animaux ou
humains (biopsie sous anesthésie, prélèvement post mortem lors d’une autopsie). L’autolyse des tissus est très
rapide sous l’action des enzymes tissulaires ou de la colonisation bactérienne, imposant une fixation rapide ou
une congélation immédiate (congélateur à - 80 °C ou mieux azote liquide à - 178 °C).
La fixation consiste à immobiliser les structures cellulaires pour leur conserver une morphologie
proche, sinon identique, de l’état vivant. Les fixateurs (éthanol, méthanol, formaldéhyde, glutaraldéhyde ...)
tuent les cellules, les perméabilisent, déshydratent les protéines de structure et les précipitent en conservant
leur forme. Le pH et l’osmolarité des fixateurs doivent être ajustés.
L’inclusion permet d’emballer les cellules ou les tissus dans une substance assez dure pour être coupée
en tranches fines. On immerge l’échantillon fixé dans la paraffine chaude qui durcit en se refroidissant. Des
résines (époxydes, araldyte) sont utilisées pour la microscopie électronique.
Le bloc de paraffine est placé sur un microtome permettant de réaliser des coupes d’épaisseur désirée (2
- 20 µm). Ces coupes sont déposées sur une lame de verre. Elles sont colorées. Les colorants sont choisis en
fonction de la structure à étudier: hématoxyline (acides nucléiques, protéines acides), noir soudan (lipides),
orcéine (élastine). On utilise en routine des mélanges de colorants qui mettent en évidence la plupart des
constituants cellulaires: HES (hématoxyline, éosine, safran), colorant de May-Grünwald-Giemsa. Après
coloration, les sections sont montées dans une résine d’inclusion entre lame et lamelle.