thèse 2008 - Thèses et Mémoires

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE
MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR
ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE
UNIVERSITE D’ORAN ES SENIA
FACULTE DES SCIENCES
DEPARTEMENT DE BIOLOGIE
LABORATOIRE DE PHYSIOLOGIE VEGETALE
MEMOIRE
Présenté par
Ouis Miryam
Pour obtenir
LE DIPLOME DE MAGISTER
Spécialité: Physiologie Végétale
Option : Ecophysiologie Végétale
Intitulé
Polymorphisme protéique chez Atriplex halimus L. sous régime salin et de déficit hydrique
Soutenu le 02 - 06 -2008
Devant le jury composé de :
M. BENSOLTANE Ahmed
M.AOUES
Abdelkader
M.MAROUF Abderrezak
M. BELKHODJA Moulay
Président
Examinateur
Examinateur
Encadreur
Professeur
Université d'Oran
Professeur
Université d’Oran
Maître de Conférences Université d’Oran
Professeur
Université d'Oran
Année 2008
1
Avec des sentiments de
profonde humilité je dédie ce
modeste
travail à mes chers
parents de m’avoir donné tout
leur amour, soutien et force pour
le réaliser.
2
Remerciements
Je tiens à exprimer ma profonde reconnaissance à Mr BELKHODJA, Professeur à
l’Université d’Oran pour son encadrement scientifique, sa participation active dans mon
travail ainsi pour la confiance qu’il m’a accordée durant ces trois années de préparation.
J'exprime toute ma gratitude à Mr BENSOLTANE, Professeur à l’Université d’Oran
d’avoir accepté de présider le jury de thèse.
Mes plus vifs remerciements à Messieurs AOUES, Professeur à l’Université d’Oran
et MAROUF Maître de Conférences, à l’Université d’Oran, d’avoir accepté d’en être les
examinateurs, pour tout le temps et l’intérêt qu’ils ont consacrés pour l’évaluation de ce
travail.
Pour la réalisation de ce travail, je voudrais remercier Mr AOUES, une deuxième
fois de m’avoir accueilli dans son laboratoire, pour ces conseils et suggestions qui ont
permis la progression de ce travail, Mr MAROUF pour sa contribution à ma formation,
Mme IGHIL HARIZ de sa précieuse aide dès les premiers instants, un grand merci à Melle
BOUCHENTOUF lila d’avoir accepter de me transmettre son savoir, de sa patience et de
sa disponibilité dont j’ai parfois abusé, à Mr AMROUN, pour son soutient pendant ces
quatre années.
Ma plus sincère reconnaissance à toutes les personnes de notre laboratoire de
physiologie végétale ainsi que tous les autres membres des laboratoires de biochimie, de
physiologie de nutrition et de biologie moléculaire, qui m’ont aidé de près ou de loin pour
la mise en oeuvre de mon travail et de peur d’oublier quelqu’un je ne citerai personne. Je
n’oublierai pas tous vos aides, vos consolations et vos joies qui mon permet d’accomplir ce
travail.
3
RESUME
Dans cette étude, nous avons analysé la réponse protéique des plantes d’Atriplex
halimus L. âgées de cinq mois, sous un régime salin composée de NaCl et d’un mélange
de NaCl+CaCl2 à 400meq et 800meq. Dans cette expérimentation, les plantes sont aussi
conduites sous stress hydrique à 30 % et 60% de la capacité de rétention du sol, pendant
neuf jours de traitement. Les protéines solubles extraites à partir des feuilles, des tiges et
des racines sont analysées par la méthode de BRADFORD et par électrophorèse SDSPAGE.
Les analyses concluent qu’au cours de l’application du stress, les teneurs en
protéines solubles des plantes d’Atriplex halimus L. varient selon l’organe et la nature du
traitement appliqué. Quant à la séparation électrophorétique des protéines solubles, une
variation est observée dans chaque profil avec l’augmentation ou la diminution du nombre
ainsi que l’intensité des bandes protéiques déterminée par leur présence ou leur absence
selon le régime salin ou hydrique appliqué.
Les analyses des protéines solubles par la méthode de BRADFORD montrent que, sous
les différents traitements aussi bien salin que hydrique, l’accumulation des protéines
solubles se produit principalement au niveau des feuilles. Par contre les racines présentent
toujours les teneurs en protéines solubles nettement basses par rapport à celles des parties
aériennes.
Les analyses des protéines solubles par électrophorèse montrent que pour les plantes
nourries à la solution nutritive, le taux de polymorphisme atteint 50% chez les feuilles
contrairement aux tiges et aux racines où il est nul. Le traitement salin au NaCl à 400 meq,
présente les pourcentages de similarités les plus faibles soit un taux de 10% pour les
feuilles alors qu’il s’annule pour les tiges et les racines comparativement aux mêmes
organes des plantes témoins. Les taux de polymorphisme les plus importants sont obtenus
pour les feuilles des plantes recevant le traitement salin à 800 meq de NaCl (60%) et à 400
meq (33.33%).
Le traitement salin au NaCl + CaCl2 à 800 meq montre le plus de similarité avec les
plantes témoins où il atteint 50% dans les feuilles, les tiges et les racines. Quant au
polymorphisme protéique il s’exprime seulement aux niveaux des feuilles des plantes
traitées à 400 meq (20%) et à 800 meq (50%) de NaCl + CaCl2.
Le traitement hydrique à 30% de la capacité de rétention du sol, présente les profils
protéiques à des taux de similarité les plus proches à ceux des plantes témoins, soit 50%
pour les feuilles, les tiges et les racines. Le polymorphisme des bandes protéiques est
exprimer au niveau des feuilles seulement ; ce taux passe de 33.33% pour les plantes
stressées à 60% de la CR jusqu’à 66.66% pour les plantes traitées avec 30% de la CR.
Mots clés : Atriplex halimus L. protéines solubles, stress hydrique, stress salin, techniques
de BRADFORD, électrophorèse SDS- PAGE.
4
SUMMARY
In this study, we analyzed the proteinic response of the plants Atriplex halimus L.
five months old, under a saline mode made up of NaCl and of a mixture of NaCl+CaCl2,
withe 400meq and 800meq. In this experimentation, the plants are also led under hydrous
stress with 30 % et 60% holding capacity of the ground, during nine days of treatment.
Soluble proteins extracted starting from the sheets, stems and roots are analyzed by the
method of BRADFORD and by electrophoresis SDS-PAGE.
The analyses conclude that during the application of the stress, contents of soluble
proteins of the plants of Atriplex halimus L. vary according to the body and the nature of
the treatment applied. As for the electrophoretic separation of proteins soluble, a variation
is observed in each profile with the increase or the reduction in the number as well as the
intensity of the proteinic bands determined by their presence or their absence according to
the saline or hydrous mode applied.
Analyses of soluble proteins by the method of BRADFORD show that, under the
various treatments as well saline as hydrous, the accumulation of soluble proteins occurs
mainly on the level of the sheets. On the other hand the roots always present the contents
of definitely low soluble proteins compared to those of the air parts.
The analyses of soluble proteins by electrophoresis show that for the plants
nourished with the nutritive solution, the rate of polymorphism reached 50% at the sheets
contrary to the stems and the roots where it is null. Saline treatment NaCl with 400 meq,
present the smallest percentages of the similarities is a rate of 10% for the sheets whereas it
is cancelled for the stems and the roots compared to the same bodies of the pilot plants.
The most important rates of polymorphism are obtained for the sheets of the plants
receiving the saline treatment with 800 meq of NaCl (60%) and with 400 meq (33.33%).
Saline treatment with NaCl + CaCl2 with 800 meq show the most similarity with
the pilot plants where it reaches 50% in the sheets, stems and roots. As for proteinic
polymorphism it is expressed only on the levels of the sheets of the treated plants with 400
meq (20%) and with 800 meq (50%) of NaCl + CaCl2.
Hydrous 30% treatment of the holding capacity of the ground, present the proteinic
profiles torates of similarity closest to those to the pilot plants, is 50% for the sheets, stems
and roots. The polymorphism of the proteinic bands is to only express on the level of the
sheets; this rate passes of 33.33% for the stressed plants with 60% % of capacity of the
retention of the ground 66.66% for the treated plants with 30% of capacity of the retention
of the ground.
Key words: Atriplex halimus L., soluble proteins, hydrous stress, saline stress, techniques
of BRADFORD, Electrophoresis SDS- PAGE.
5
‫ا‬
‫ﻓﻲ ﻫﺩﻩ ﺍﻝﺩﺭﺍﺴﺔ ﻗﻤﻨﺎ ﺒﺘﺤﻠﻴل ﺍﻹﺠﺎﺒﺔ ﺍﻝﺒﺭﻭﺘﻴﻨﻴﺔ ﻝﻨﺒﺎﺕ ﺍﻝﻘﻁﻑ )‪(Atriplex halimus L.‬‬
‫ﺫﺍﺕ ‪ 5‬ﺃﺸﻬﺭ‪ ،‬ﺘﺤﺕ ﺘﺄﺜﻴﺭ ﺍﻹﺠﻬﺎﺩ ﺍﻝﻤﻠﺤﻲ ﺍﻝﻤﻜﻭﻥ ﻤﻥ ﻤﺤﻠﻭل ‪ NaCl‬ﻭ ﻤﺯﻴﺞ ‪NaCl + CaCl2‬‬
‫ﺒﺘﺭﻜﻴﺯ ‪ 400‬ﻭ ‪ 800‬ﻤﻠﻲ ﻤﻜﺎﻓﺊ‪ .‬ﻓﻲ ﻫﺩﻩ ﺍﻝﺘﺠﺭﺒﺔ ﺘﻌﺭﻀﺕ ﺍﻝﻨﺒﺎﺘﺎﺕ ﺃﻴﻀﺎ ﺇﻝﻰ ﺇﺠﻬﺎﺩ ﻤﺎﺌﻲ‬
‫ﺒﻨﺴﺒﺔ‪ 60 %‬ﺇﻝﻰ‪ 30 %‬ﻤﻥ ﺍﻝﺴﻌﺔ ﺍﻝﺤﻘﻠﻴﺔ ﻝﻤﺩﺓ ‪ 9‬ﺃﻴﺎﻡ ﻤﻥ ﺍﻝﻤﻌﺎﻝﺠﺔ‪ .‬ﺍﻝﺒﺭﻭﺘﻴﻨﺎﺕ ﺍﻝﻤﺫﺍﺒﺔ ﺘﻡ‬
‫ﺍﺴﺘﺨﻼﺼﻬﺎ ﻤﻥ ﺍﻷﻭﺭﺍﻕ‪ ،‬ﺍﻝﺴﻴﻘﺎﻥ ﻭ ﺍﻝﺠﺫﻭﺭ ﻭ ﺘﺤﻠﻴﻠﻬﺎ ﺒﻁﺭﻴﻘﺔ ‪ BRADFORD‬ﻭ ﺘﻘﻨﻴﺔ ﺍﻝﻬﺠﺭﺓ‬
‫ﺍﻝﻜﻬﺭﺒﺎﺌﻴﺔ)‪.(Electrophorèse SDS- PAGE‬‬
‫ﺘﺤﺎﻝﻴل ﺍﻝﺒﺭﻭﺘﻴﻨﺎﺕ ﺍﻝﻤﺫﺍﺒﺔ ﺒﻁﺭﻴﻘﺔ ‪ BRADFORD‬ﺘﺒﻴﻥ ﺒﺄﻨﻪ ﺘﺤﺕ ﺘﺄﺜﻴﺭ ﺍﻹﺠﻬﺎﺩ ﺍﻝﻤﻠﺤﻲ ﻭ‬
‫ﺍﻹﺠﻬﺎﺩ ﺍﻝﻤﺎﺌﻲ ﺍﻝﺒﺭﻭﺘﻴﻨﺎﺕ ﺘﺘﻤﺭﻜﺯ ﺒﺸﻜل ﺃﺴﺎﺴﻲ ﻋﻠﻰ ﻤﺴﺘﻭﻯ ﺍﻷﻭﺭﺍﻕ‪ ،‬ﺃﻤﺎ ﺍﻝﺠﺫﻭﺭ ﻓﺈﻨﻬﺎ ﺘﺤﺘﻭﻱ‬
‫ﻋﻠﻰ ﻜﻤﻴﺎﺕ ﻗﻠﻴﻠﺔ ﻤﻥ ﺍﻝﺒﺭﻭﺘﻴﻨﺎﺕ ﻤﻘﺎﺭﻨﺔ ﻤﻊ ﺍﻷﺠﺯﺍﺀ ﺍﻝﻌﻠﻭﻴﺔ ﻤﻥ ﺍﻝﻨﺒﺘﺔ ‪.‬‬
‫ﺘﺤﺎﻝﻴل ﺍﻝﺒﺭﻭﺘﻴﻨﺎﺕ ﺍﻝﻤﺫﺍﺒﺔ ﺒﺘﻘﻨﻴﺔ ﺍﻝﻬﺠﺭﺓ ﺍﻝﻜﻬﺭﺒﺎﺌﻴﺔ ﺘﺒﻴﻥ ﺒﺎﻥ ﺍﻝﻨﺒﺎﺘﺎﺕ ﺍﻝﻤﻌﺎﻝﺠﺔ ﺒﺎﻝﻤﺤﻠﻭل‬
‫ﺍﻝﻤﻐﺫﻱ ﺘﺼل ﻨﺴﺒﺔ ﺍﻝﺘﻌﺩﺩ ﺍﻝﻨﻭﻋﻲ ﻝﻠﺒﺭﻭﺘﻴﻨﺎﺕ ﺇﻝﻰ ‪ 50%‬ﻓﻲ ﺍﻷﻭﺭﺍﻕ ﺃﻤﺎ ﻓﻲ ﺍﻝﺴﻴﻘﺎﻥ ﻭ ﺍﻝﺠﺫﻭﺭ‬
‫ﻓﻬﻲ ﻤﻨﻌﺩﻤﺔ‪.‬‬
‫ﺘﺤﺕ ﺘﺄﺜﻴﺭ ﺍﻹﺠﻬﺎﺩ ﺍﻝﻤﻠﺤﻲ ﻝﻤﺤﻠﻭل ‪ NaCl‬ﺫﺍﺕ ﺘﺭﻜﻴﺯ ‪ 400‬ﻤﻠﻲ ﻤﻜﺎﻓﺊ‪ ،‬ﻨﺴﺒﺔ ﺍﻝﺘﺸﺎﺒﻪ ﻨﻭﻉ‬
‫ﺍﻝﺒﺭﻭﺘﻴﻨﺎﺕ ﺍﻝﻤﻼﺤﻅﺔ ﺒﺘﻘﻨﻴﺔ ﺍﻝﻬﺠﺭﺓ ﺍﻝﻜﻬﺭﺒﺎﺌﻴﺔ ﻫﻲ ﺠﺩ ﻀﺌﻴﻠﺔ ﻤﻘﺎﺭﻨﺔ ﻤﻊ ﺍﻝﻨﺒﺎﺘﺎﻥ ﺍﻝﻤﻌﺎﻝﺠﺔ ﺒﺎﻝﻤﺤﻠﻭل‬
‫ﺍﻝﻤﻐﺫﻱ‪ ،‬ﻓﻬﻲ ﻻ ﺘﺘﺠﺎﻭﺯ ‪ 10%‬ﻓﻲ ﺍﻷﻭﺭﺍﻕ ﺇﻝﻰ ﺃﻥ ﺘﻨﻌﺩﻡ ﺘﻤﺎﻤﺎ ﻓﻲ ﺍﻝﺴﻴﻘﺎﻥ ﺍﻝﺠﺫﻭﺭ‪.‬ﻨﺴﺒﺔ ﺍﻝﺘﻌﺩﺩ‬
‫ﺍﻝﻨﻭﻋﻲ ﺍﻝﺒﺭﻭﺘﻴﻨﻲ ﻝﻠﻨﺒﺎﺘﺎﺕ ﺍﻝﻤﻌﺎﻝﺠﺔ ﺒﻤﺤﻠﻭل‪ NaCl‬ﺘﻜﻭﻥ ﻋﻠﻰ ﻤﺴﺘﻭﻯ ﺍﻷﻭﺭﺍﻕ ﻓﻘﻁ ﺒﻨﺴﺒﺔ‬
‫‪ 800 )60%‬ﻤﻠﻲ ﻤﻜﺎﻓﺊ( ﻭ‪ 400) 3.333 %‬ﻤﻠﻲ ﻤﻜﺎﻓﺊ(‪.‬‬
‫ﺍﻝﻌﻼﺝ ﺍﻝﻤﻠﺤﻲ ﺒﻤﺤﻠﻭل ‪ NaCl + CaCl2‬ﺒﺘﺭﻜﻴﺯ ‪ 800‬ﻤﻠﻲ ﻤﻜﺎﻓﺊ‪ ،‬ﻴﻅﻬﺭ ﺍﻝﻨﺴﺏ ﺍﻝﻤﺌﻭﻴﺔ‬
‫ﺍﻷﻜﺜﺭ ﺘﺸﺎﺒﻪ ﻤﻥ ﺤﻴﺙ ﺍﻝﻨﻭﻉ ﺍﻝﺒﺭﻭﺘﻴﻨﻲ ﻤﻊ ﺍﻝﻨﺒﺎﺘﺎﺕ ﺍﻝﻐﻴﺭ ﻤﻌﺎﻝﺠﺔ ﻤﻘﺎﺭﻨﺔ ﻤﻊ ﺍﻝﻤﺤﻠﻭل ﺍﻝﻤﻠﺤﻲ ﺒﺘﺭﻜﻴﺯ‬
‫‪ 400‬ﻤﻠﻲ ﻤﻜﺎﻓﺊ ﺤﻴﺕ ﻴﺼل ﺇﻝﻰ ‪ 50%‬ﻓﻲ ﺍﻷﻭﺭﺍﻕ ﻭ ﺍﻝﺴﻴﻘﺎﻥ ﻭ ﺍﻝﺠﺫﻭﺭ‪ .‬ﺃﻤﺎ ﺒﺎﻝﻨﺴﺒﺔ ﻝﻠﺘﻌﺩﺩ‬
‫ﺍﻝﻨﻭﻋﻲ ﺍﻝﺒﺭﻭﺘﻴﻨﻲ ﻓﺈﻨﻪ ﻴﻅﻬﺭ ﻓﻘﻁ ﻋﻠﻰ ﻤﺴﺘﻭﻯ ﺍﻷﻭﺭﺍﻕ‪.‬‬
‫ﺍﻹﺠﻬﺎﺩ ﺍﻝﻤﺎﺌﻲ ﺒﻨﺴﺒﺔ ‪ 30%‬ﻤﻥ ﺍﻝﺴﻌﺔ ﺍﻝﺤﻘﻠﻴﺔ ﻴﺒﻴﻥ ﺃﻋﻠﻰ ﻨﺴﺏ ﺘﺸﺎﺒﻪ ﻤﻥ ﺤﻴﺙ ﻨﻭﻉ‬
‫ﺍﻝﺒﺭﻭﺘﻴﻨﺎﺕ ﻤﻘﺎﺭﻨﺔ ﻤﻊ ﺍﻝﻨﺒﺎﺘﺎﺕ ﺍﻝﻐﻴﺭ ﻤﻌﺎﻝﺠﺔ‪ ،‬ﺤﻴﺙ ﺘﺼل ﺇﻝﻰ‪ 50 %‬ﻓﻲ ﻜل ﻤﻥ ﺍﻷﻭﺭﺍﻕ‪ ،‬ﺍﻝﺴﻴﻘﺎﻥ ﻭ‬
‫ﺍﻝﺠﺫﻭﺭ‪.‬‬
‫ﺍﻝﺘﻌﺩﺩ ﺍﻝﻨﻭﻋﻲ ﻝﻠﺒﺭﻭﺘﻴﻨﺎﺕ ﻴﻅﻬﺭ ﻓﻘﻁ ﻋﻠﻰ ﻤﺴﺘﻭﻯ ﺍﻷﻭﺭﺍﻕ ﺤﻴﺙ ﺘﺘﻐﻴﺭ ﻫﺩﻩ ﺍﻝﻨﺴﺒﺔ ﻤﻥ‬
‫‪ 33.33%‬ﻓﻲ ﺍﻝﻨﺒﺎﺘﺎﺕ ﺍﻝﻤﻌﺭﻀﺔ ﻹﺠﻬﺎﺩ ﻤﺎﺌﻲ ﺒﻨﺴﺒﺔ ‪ 60%‬ﻤﻥ ﺍﻝﺴﻌﺔ ﺍﻝﺤﻘﻠﻴﺔ ﺇﻝﻰ ‪66.66%‬‬
‫ﺒﺎﻝﻨﺴﺒﺔ ﻝﻠﻨﺒﺎﺘﺎﺕ ﺍﻝﻤﻌﺎﻝﺠﺔ ﺏ ‪ 30%‬ﻤﻥ ﺍﻝﺴﻌﺔ ﺍﻝﺤﻘﻠﻴﺔ‪.‬‬
‫ﻜﻠﻤﺎﺕ ﻤﻔﺎﺘﻴﺢ ‪ ،Atriplex halimus L :‬ﻹﺠﻬﺎﺩ ﺍﻝﻤﻠﺤﻲ‪ ،‬ﺍﻹﺠﻬﺎﺩ ﺍﻝﻤﺎﺌﻲ‪،‬ﺍﻝﺒﺭﻭﺘﻴﻨﺎﺕ‬
‫‪6‬‬
.‫ﺘﻘﻨﻴﺔ ﺍﻝﻬﺠﺭﺓ ﺍﻝﻜﻬﺭﺒﺎﺌﻴﺔ‬، BRADFORD ‫ﻁﺭﻴﻘﺔ‬،‫ﺍﻝﻤﺫﺍﺒﺔ‬
Liste des tableaux
Tableau 1- Classification des sols salés selon DUCHAFOUR, 1986.
Tableau 2 - Présentation des années normales, sèches et très sèches des stations d’Oran,
Alger, Annaba et Biskra (TABET AOUL, 2002).
Tableau 3- Exemples de définition de la désertification (KATYAL et VIEK., 2000).
Tableau 4- Les différents stades de désertification (DREGNE et CHOU., 1982).
Tableau 5- Principales protéines de choc thermique trouvé dans les plantes et leurs
fonctions probables (VIERLING, 1990).
Tableau 6 - Composition du fourrage (feuilles) de certaines espèces d’Atriplex à la
sixième année (MIRREH et al., 2000).
Tableau 7- Préparation de la gamme étalon à partir de 1 mg/ml SBA.
Tableau 8- Dosage des échantillons protéiques.
Tableau 9- Préparation des gels polyacrylamide.
Tableau 10- Test statistique de signification de Newman - Keuls (à P=5%) des teneurs en
protéines solubles des différents organes des plantes d’Atriplex halimus L.
âgée de 150 jours stressées au NaCl.
Tableau 11- Test statistique de signification de Newman - Keuls (à P=5%) des teneurs en
protéines solubles des différents organes des plantes d’Atriplex halimus L.
âgée de 150 jours stressées au NaCl+ CaCl2
Tableau 12- Test statistique de signification de Newman - Keuls (à P=5%) des teneurs en
protéines solubles des différents organes des plantes d’Atriplex halimus L.
âgée de 150 jours sous stress hydrique.
Tableau 13- Taux de polymorphisme des bandes protéiques des organes des plantes
d’Atriplex halimus L. conduites sous stress au NaCl
Tableau 14 - Pourcentage de similarité du profil protéique entre les deux concentrations
du traitement salin au NaCl.
Tableau 15 - Taux de polymorphisme des bandes protéiques entre les organes des plantes
d’Atriplex halimus L. sous stress au NaCl + CaCl2.
Tableau 16- Pourcentage de similarité du profil protéique entre les deux concentrations du
traitement salin au NaCl+ CaCl2.
Tableau 17 - Taux de polymorphisme des bandes protéiques entre les organes des plantes
d’Atriplex halimus L. sous stress hydrique.
Tableau 18- Pourcentage de similarité du profil protéique entre les deux concentrations du
7
stress hydrique.
Liste des figures
Fig. 1 - Les effets du stress hydrique au niveau des plantes (BRINIS, 1995).
Fig. 2- Mécanismes de résistance des plantes à la sécheresse.
Fig. 3- Présentation schématique d’une liaison peptidique chez les protéines.
Fig. 4- Plantes d’Atriplex halimus L. âgées de 130 jours.
Fig. 5- Gamme étalon de la BSA.
Fig. 6- Présentation d'un gel de polyacrylamide.
Fig. 7- Courbe d’étalonnage, utilisée pour déterminer le poids moléculaire des
protéines.
Fig. 8- Teneurs en protéines solubles des différents organes des plantes d’Atriplex
halimus L. âgées de 150 jours sous stress au NaCl.
Fig. 9- Teneurs en protéines solubles des différents organes des plantes d’Atriplex
halimus L. âgées de 150 jours sous stress salin au NaCl + CaCl2.
Fig. 10- Teneurs en protéines solubles des différents organes des plantes d’Atriplex
halimus L. âgées de 150 jours sous stress hydrique.
Fig.11- Profils protéiques des organes des plantes d’Atriplex halimus L., âgées de 150
jours, soumises à un régime salin et hydrique pendant 9 jours.
Fig.12- Protéinogramme synthétique des différentes bandes protéiques séparées sur gel
SDS- PAGE, des différents organes des plantes Atriplex halimus L. âgées de 150
jours après 9 jours de traitement salin au NaCl.
Fig.13- Protéinogramme synthétique des différentes bandes protéiques séparées sur gel
SDS- PAGE, des différents organes des plantes Atriplex halimus L. âgées de 150
jours après 9 jours de traitement salin au NaCl+ CaCl2.
Fig.14- Protéinogramme synthétique des différentes bandes protéiques séparées sur gel
SDS- PAGE, des différents organes des plantes Atriplex halimus L. âgées de 150
jours après 9 jours de stress hydrique.
8
Tables des matières
INTRODUCTION
CHAPITRE 1- CONSIDERATIONS BIBLIOGRAPHIQUES
1. LES STRESS ENVIRONNEMENTAUX
1.1.
Le stress hydrique………………………………………………………………...17
1.1.1. L’eau et la plante
1.1.2. Effet du stress hydrique sur la plante
• au niveau cellulaire
• au niveau métabolique et hormonale
1.2. La salinité…………………………………………………………………………..19
1.2.1. Origine des sels dans le sol
1.2.2. Classification des sols salés
1.2.3. Effet de la salinité
• au niveau du sol
• au niveau de la plante
1.2.4. Amélioration des sols salins
1.3. Le stress thermique ………………………………………………………………...22
• Effet du stress thermique sur la plante
2.
FACTEURS RESPONSABLES DES DIFFERENTS STRESS ABIOTIQUES
2.1. Le climat ………………………………………………………………….……....23
2.2. Impact de l’homme …………………………………………………………...…..24
2.2.1. Irrigation male contrôlée
2.2.2. Les changements climatiques
• Effet de serre et le réchauffement planétaire
• Les models climatiques
2.3. La désertification………………………………………………………….…...…..25
3. REPONSES PHYSIOLOGIQUES DES PLANTES AUX STRESS ABIOTIQUES
3.1. Face au stress de la sécheresse………………………………………..……….…..27
9
• l’esquive ou l’échappement
• évitement des pertes d’eau
• tolérance à la déshydratation
3.2. Face a la salinité………………………………………………..………………….30
4. REPONSE MOLECULAIRE DES PLANTES AUX STRESS ABIOTIQUES
4.1.Les principaux paramètres moléculaires sensibles aux stress abiotiques chez les plantes
4.1.1. Les protéines………………………………………………………….…………...31
4.1.2. La proline …………………………………...……………………………….……37
4.1.3. Les sucres …………………………………………………………………………38
4.1.4. Les phytohormones ………………………………………………………... …….39
4.2. Mécanismes moléculaires d’adaptation des plantes aux stress hydrique et salin…...40
4.2.1. Ajustement osmotique
4.2.2. Contrôle membranaire
CHAPITRE 2 - MATERIELS ET METHODES
1. Matériel végétal…………………………………………………………….…….....32
1.1. PRESENTATION DU GENRE ATRIPLEX
1.1.1. Origine
1.1.2. Botanique et physiologie
1.1.3. Description de l’espèce étudiée………………………………………….33
1.1.4. Classification
1.1.5. Propriétés des Atriplex…………………………………………………..34
2.
2.1.
2.2.
2.3.
2.4.
Méthodes………………………………………………………………………….. 35
Préparation des pots et du sol
Semis des graines en pots et arrosage
Dispositif expérimental
Prélèvement des échantillons
2.5. Analyse quantitative des protéines solubles..………………….…………..…...…..37
2.5.1. Préparation des extraits protéiques
2.5.2. Dosage des protéines solubles
2.5.3. Analyse statistique
2.6. Electrophorèse des protéines solubles………………..……………….…………...39
2.6.1. Préparation d’un gel SDS-PAGE
2.6.2. Montage du gel
2.6.3. Préparation du tampon de migration
2.6.4. Dépôts des échantillons et migration
2.6.5. Coloration du gel au bleu de Coomassie
2.6.6. Décoloration
2.6.7. Analyse qualitative des profils protéiques ………………………………………….42
10
CHAPITRE 3- RESULTATS OBTENUS
1.
Teneur en protéines solubles des plantes d’Atriplex halimus L.
1.1. Teneur en protéines solubles des plantes stressées aux NaCl………………………44
1.2. Teneur en protéines solubles des plantes stressées aux NaCl + CaCl2……………..45
1.3. Teneur en protéines solubles des plantes sous stress hydrique…………………….47
2.
Electrophorèse des protéines d’Atriplex halimus L.
2.1. Séparation des protéines par SDS-PAGE………………………………..……..…..49
2.2. Polymorphisme des protéines des plantes sous stress salin…...……………………50
2.2.1. Polymorphisme protéique des plantes stressées au NaCl
2.2.2. Polymorphisme protéique des plantes stressées au NaCl+ CaCl2
2.3. Polymorphisme des protéines des plantes sous stress hydrique……………….…..54
DISCUSSION ET CONCLUSION GENERALE……………….……….………......57
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ……………………………………………62
ANNEXES……………………………………………………………………………...76
11
INTRODUCTION
Au cours des récentes décennies, les modifications anthropiques de l'effet de serre
dans notre atmosphère, provoquèrent un réchauffement planétaire et d’autres changements
climatiques (HENGEVELD, 1995). Par conséquent, l'équilibre des écosystèmes naturels
est fortement perturbé, en particulier dans les régions arides et semi arides (NEFZAOUI
et CHERMITI., 1991). Cette forte aggravation des systèmes écologiques (RICHARD,
1990) est cent fois plus importante que lors des temps géologiques (MATHIEU, 2006). Les
systèmes naturels n’ont plus assez de temps pour s’adapter, puisque les limites de la
résistance à la nature sont extensibles mais pas à l’infini (KEMPF, 2006).
A l'échelle du globe, près de 400 millions d'hectares sont affectés par le phénomène
de désertification (JOUVE et al., 2002) dont 10 millions d’hectare sont considérés comme
salins (MUNNS, 2002). En 1997, KUST conclut que la répartition des sels dans le sol est
régie par le niveau des eaux souterraines et la durée de la sécheresse. En effet, le climat est
le facteur le plus important du développement des sols. L’évapotranspiration des climats
arides peut provoquer une accumulation des sels et les ressources hydriques appropriées à
l’irrigation deviennent moins abondantes (LELAND et al., 1994).
L’Algérie, classée comme zone semi-aride à aride du fait de l’importance de
l’évapotranspiration par rapport aux précipitations, se distingue par de grande variations
intra et inter annuelles de la température et la pluviométries (BOUZERZOUR et al.,2002)
et un biotope caractérisé par des dépôts géologiques salifères et des nappes phréatiques ou
artésienne salée (HALITIM, 1985). Ces propriétés rendent l’Algérie un pays sensible aux
changements climatiques, en particulier les écosystèmes terrestres, soumis aux contraintes
thermiques et hydriques où les plantes sont souvent sujettes à des facteurs extrêmes des
potentiels hydriques, températures et salinités (HOPKINS, 1999 ; BOUAOUINA et al.,
12
2000) ; ce qui affectent sérieusement les rendements agricoles (KINET et al.,1998).
L’introduction d’arbustes fourragers résistant à l’aridité et tolérant à la salinité est
l’un des moyens utilisés pour la valorisation de ces terres dégradées (HAMDY et al.,
1999). Ces dernières années, des progrès énormes sont réalisés pour évaluer les
potentialités des halophytes dans les zones arides (BELKHODJA, 1996).
Plusieurs de ces
espèces appartenant au genre Atriplex, s’adaptent bien aux
conditions environnementales dures et constituent un matériel utile pour l'identification
des mécanismes physiologiques et des gènes impliqués dans la résistance aux stress
abiotiques (WANG et HOWALTER., 2004), tels que la salinité, la sécheresse et le choc
thermique (JULIES et GHESQUIERE., 1996).
Les chénopodiacées développent des réponses physiologiques pour assurer leurs
approvisionnements en eau tout en préservant leur métabolisme. Elles sont capables de
lutter contre ce phénomène en produisant des composés dits osmoprotecteurs (CALU,
2006). L’ajustement osmotique est l’un des mécanismes adaptatifs principal qui comporte
l'accumulation des molécules en réponse à un stress hydrique (ZHANG et al., 1999) grâce
à l’induction des gènes impliqués dans la synthèse des acides aminés comme la proline (DI
MARTINO et al.,2003), la glycine betaïne, (SHEN et al.,2002; WANG et SHOWALTER.,
2004), des hormones tels que l’acide abscissique, capable dans certains cas de causer
l'expression des gènes dans les plantes confrontées à un stress hydrique (CAIRNEY et al.,
1995), les sucres totaux et réducteurs et les protéines totales (ZERRAD et al., 2006). Chez
plusieurs espèces végétales, le sel induit également des modifications quantitatives et
qualitatives dans la synthèse des protéines détectables par électrophorèse sur gel de
polyacrylamide (RAMAGOPAL, 1987).
Les protéines végétales se caractérisent suivant leur origine botanique et leur
fonction physiologique dans la plante par une très grande diversité de structures et de
propriétés physicochimiques ; cette diversité se traduit par des différences importantes des
propriétés fonctionnelles (GUEGUEN et al., 2007). Selon leur structure elles peuvent
détecter, véhiculer, transformer diverses formes d’énergie (chimique, électrique,
photonique, mécanique, etc.) et transférer des informations (DUBOS, 2001).
Pour leur intérêt écologique (CIBILS et al., 1998) et pastoral (EL HAMROUNI et
13
al., 1986), nous avons retenu dans ce travail l’espèce Atriplex halimus L. , cette espèce
Xéro.-halophyle (MARTINEZ et al., 2005), indigène du bassin méditerranéen (ORTI'ZDORDA et al., 2005) reste un arbuste fourrager qui constitue indéniablement l’une des
espèces prometteuses pour contribuer à l’alimentation des ovins, des caprins et des
camélidés (ELLERN et al., 1974 ; CASTROVIEJO et al., 1990).
Par ailleurs, c’est une espèce fortement résistante à :
-
la
sécheresse :
en
effet
l’Atriplex
peut
garder
son
rapport
photosynthèse/transpiration favorable sur une tranche de température variant de 30 °C à 40
°C (CHATTERTON et al., 1970 ; Le HOUEROU et al., 2000),
-
la salinité : les Atriplex sont considérés parmi les espèces végétales qui
valorisent le mieux les terrains salés, grâce à leur pression osmotique vacuolaire élevée
due à de fortes concentrations en sels (HELLER, 1981; BAJJI et al., 1998).
De nombreuses études relatives au comportement et hétérogénéités d’Atriplex
halimus dans différentes régions de l’Afrique du Nord ont été réalisées. Toutefois, l’effet
de la sécheresse et la salinité sur la teneur des protéines solubles chez les organes de la
plante (feuilles, tiges et racines) et leurs polymorphismes réalisé par électrophorèse sur gel
polyacrylamide n’a pas été étudié. Ainsi l’objectif de cette étude est d’évaluer l’impact des
stress hydrique et salin sur la teneur en protéines solubles et leurs polymorphismes chez
l’Atriplex halimus L.
14
15
CHAPITRE 1- CONSIDERATIONS BIBLIOGRAPHIQUES
1. LES STRESS ENVIRONNEMENTAUX
La croissance des végétaux et les rendements des récoltes sont bornés par un certain
nombre de contraintes permanentes ou temporaires ; cette limite est due en grande partie à
un facteur de stress (MAZLIAK, 1995). Le stress est l’ensemble de conditions qui
provoquent des changements de processus physiologiques résultant éventuellement en
dégâts, dommages, blessures, inhibition de croissance ou de développement (ORCUTT et
NILSEN., 2000). Les différents stress environnementaux que confrontent les plantes sont
(HOPKINS, 2003) :
-
le stress hydrique : par un déficit ou un excès d’eau,
-
la salinité,
-
le stress thermique : liés aux températures extrêmes (froid, gel, chaleur),
-
la pollution (de l’eau, sol et de l’air),
-
les radiations : lumière visible et ultraviolette.
Les végétaux dans les zones arides et semi-arides sont soumis en particulier à des
stress abiotiques caractéristiques de ces régions :
1.1. Le stress hydrique
On parle d’un stress hydrique, lorsqu’il y a une insuffisance d’eau de qualité
satisfaisante pour pouvoir répondre aux besoins humains et environnementaux (HULOT,
2006) et d’un déficit hydrique pour les végétaux quant la quantité d’eau perdue par
transpiration est supérieure à celle que la plante est incapable d’absorber par les racines
(BOUSMAHA et BOULEBEN., 1991).
Un stress provoqué par un déficit hydrique est bien plus fréquent qu’un stress
produit par un excès d’eau, de sorte que l’expression de stress de déficit hydrique est
abrégée en stress hydrique. Ce stress hydrique est fortement lié à une condition dite de
sécheresse, qu’on peut appelé également un stress de sécheresse (HOPKINS, 2003).
1.1.1. L’eau et la plante
L’eau est un élément vital pour la croissance et le développement des cultures. Elle
constitue d'une part, le milieu dans lequel s'effectue les réactions biochimiques vitales et
comme un véhicule des substances nutritives, déchets et hormones d’une cellule à l’autre et
des racines aux organes aériens (HELLER et al., 1998 ; BEZZALA, 2005).
16
La nécessité de l’eau est prouvée par de multiples observations comme la
manifestation d’une chlorose, des phénomènes de sénescences (DEBAEKE et al., 1996),
l’abscission des feuilles de la base et le flétrissement. Les feuilles nouvellement formées
montrent une réduction de leur surface. L’eau joue un rôle important pour la plante et il est
utile pour le bon fonctionnement physiologique et moléculaire de la plante par :
le maintien de la turgescence cellulaire : L’eau assure aux végétaux le
port dressé, les cellules gorgées d’eau sont fermes et résistantes (LAMBER, 1983). Le
flétrissement des végétaux est dû en grande partie à la perte de la turgescence suite à une
déshydratation (KIES, 1977).
transport des éléments minéraux et des substances organique : L’eau est
un moyen de transport, elle véhicule principalement les sels minéraux, on distingue un
transport à longue distance, qui à lieu de la racine aux feuilles dans les éléments du
xylème, des faisceaux conducteurs et le transport à moyenne distance, qui a lieu dans le
cortex de la racine (KHAROUBI, 1996).
régulateur thermique : L’eau émise par la plante sous forme de vapeur
d’eau forme la transpiration, qui permet de réguler la température des parties aériennes
(HIRECHE, 2006). En effet la perte de l'eau par transpiration permet aux plantes de faiblir
une partie importante de l’énergie qu’elles reçoivent du soleil et de supporter ainsi son
rayonnement de façon continue sans pour autant subir un échauffement excessif, ses
propriétés thermiques aident la plante de ne pas se refroidir ou se réchauffer rapidement
(HOPKINS, 2003).
1.1.2. Effet du stress hydrique sur la plante
• au niveau cellulaire
La diminution de la turgescence réduit l’expansion cellulaire (RASMUSSON et
al., 1998), se manifestant par la réduction de la croissance des jeunes pousses et des
feuilles due à la diminution de la synthèse de la paroi cellulaire et des protéines, ainsi que
la réduction de la vitesse d’élongation des cellules de la tige (ECKHART, 2002).
La photosynthèse est particulièrement sensible au stress hydrique (HOPKINS,
2003), elle se manifeste principalement par la fermeture des stomates ce qui provoque la
diminution de l’activité photosynthétique, et l’excès de l’énergie lumineuse par rapport aux
capacités du métabolisme ce qui peut causer une photoinhibition due à une réduction
prolongée de l’efficacité photosynthétique, voir même la destruction des tissus foliaires
17
accentuée par de fortes températures (INRA, 2002).
• au niveau métabolique et hormonale
De nombreuses données moléculaires, permettent cependant d’élucider les
principaux mécanismes cellulaires mis en place par la plante lors d’un stress hydrique :
- une diminution de la croissance de la tige à cause de l’accumulation de l’acide
abscissique (ECKHART, 2002) accompagnée au niveau cellulaire d’une diminution du
nombre de polysomes, d’un ajustement osmotique par la synthèse d’osmoticum et d’une
altération du métabolisme du carbone et de l’azote,
- augmentation du taux d’ABA dans les chloroplastes. En parallèle, la transpiration
diminue (fermeture des stomates) en même temps que les solutés compatibles
s’accumulent,
- enfin, une activation des mécanismes liés à la tolérance tels que l’accumulation
des dehydrines, des disaccharides ou d’enzyme impliquée dans la détoxication s’opère
(DUBOS, 2001).
Fig.1 - Les effets du stress hydrique au niveau des plantes (BRINIS, 1995).
1.2. La salinité
La salinité constitue l’un des facteurs abiotiques les plus répandus au niveau de la
planète et qui limite fortement les rendements agricoles (KHALES et BAAZIZ., 2006),
cette situation est aggravée par une évaporation estivale intense en particulier dans les
régions arides et semi-arides, en provoquant la remontée des sels en surface
18
(LAPEYROUNY et al., 1982) et la mortalité des plantes à cause d’une diminution du
potentiel osmotique dans le sol(GUERRIER, 1983).
Cette salinisation des sols est non seulement liée aux conditions climatiques, mais
également au recours souvent mal contrôlé de l’irrigation (BEN NACEUR et al., 2001).
Le terme de stress salin s’applique surtout quant la quantité des sels solubles
contenus dans l’eau d’irrigation ou dans la solution du sol (SLAMA, 2004), a des
concentrations anormalement élevées en chlorures, sulfate, carbonate ou bicarbonate de
sodium, calcium ou magnésium (LOZE et MATHIEU., 1990).
1.2.1. Classification des sols salés
Selon le degré de salure, les sols halomorphes sont constitués par deux unités
distinctes (tableau 1).
Tableau 1- Classification des sols salés selon DUCHAFOUR, 1986.
Sols
Complexe absorbant
Conductivité électrique
pH
Sodisols (Solonetz)
Saturé en sodium
CE< 4 mmhos /cm
> 8.5
Salisols (Solontchaks)
Saturé en calcium
CE> 4 mmhos / cm
< 8.5
1.2.2. Origine des sels dans le sol
Origine édaphique : Cette salinité est liée purement au sol et qui constitue
une salinisation primaire, ou les sels solubles se forment essentiellement d’un processus
d’altération des roches mères (LE GOUPIL, 1974), ce type de sol est très fréquent dans les
zones arides dû à une évapotranspiration potentielle du sol qui dépasse largement la
quantité d’eau arrivée au sol (ANTIPOLIS, 2003).
Origine anthropique : Selon les définitions, le rôle de l’homme dans le
processus de dégradation des terres est plus au moins mis en avant par rapport à des causes
naturelles, telle que les variations climatiques (JOUVE et al., 2002), car les sols peuvent
être affectés par une salinisation secondaire dû principalement à l’irrigation des terres avec
une eau de mauvaise qualité (eau saline), un lessivage insuffisant et un drainage défaillant
(LE GOUPIL, 1974).
1.2.3. Effet de la salinité
• au niveau du sol
19
L’influence des sels solubles et du sodium échangeable sur les propriétés physiques
des sols a fait l’objet de nombreuses recherches (TESSIER, 1984).
En effet les forts taux de sodium échangeable peuvent influencer considérablement
de nombreuses propriétés des sols comme la dispersion des particules argileuses
(GRACHEV et al., 1997), la dispersion de la matière organique (AMRHEIN et al., 1992)
et la conductivité hydraulique (ZAHOW et AMRHEIN., 1992).
Les conséquences traduites par l’ensemble de ces paramètres se manifestent dans le
sol par une dégradation de la couche de surface aboutissant à la formation d’une croûte de
battance pouvant atteindre plusieurs centimètres. Cette croûte à une influence négative sur
les échanges sol – atmosphère (ABU AWWAD et AKASHEH., 1997).
•
au niveau de la plante
réduction des échanges gazeux : Principalement provoquée par la
dégradation de la structure des sols et plus particulièrement la formation des croûtes de
surface (BRESSON, 1994). Cette croûte formée, de nature imperméable cause l’infiltration
de l’eau en favorisant l’évaporation et en limitant les chances de germination des plantes,
qui a des conséquences néfastes sur les plans agronomiques due à une mauvaises levées
des semences (LE BISSONAIS et al., 1989).
provocation d’un déficit anionique : Dans un milieu salé, le Cl- inhibe
l’absorption et le transport à longue distance des anions indispensables à la croissance et il
en résulte un déficit anionique (ZID et GRIGNON., 1991). Ce type de stress est lié à la
composition en éléments minéraux du sol et les racines en certains ions (MONNEVEUX,
1992), c’est une toxicité ionique qui survient lorsque l’accumulation des sels dans les tissus
perturbe l’activité métabolique (LEVIGNORON et al., 1995).
Les milieux riches en chlorure de sodium sont caractérisés par une abondance des
ions Na+ et Cl- (BALLESTEROS et al., 1997). En conséquence, les risques liés à la
présence d’ions de Na+ peuvent aller jusqu'à la dégradation sévère des propriétés physiques
du sol et la perturbation de l’absorbance des cations (K+, Ca++) chez les plantes, qui ne
supportent pas cet ion dans leurs feuilles (SLAMA, 2004).
L’accumulation
excessive
en
Cl-,
diminue
l’absorbance
des
anions
indispensables à la croissance et au développement des végétaux en particulier le nitrate,
nitrite et sulfate (BOTELLA et al., 1997).
Il en résulte un déficit d’alimentation de ces organes en anions qui peut être
estimé par la différence entre la teneur globale en cations majeurs et la teneur en Cl-. Or la
sensibilité au sel des espèces et variétés semble être en relation avec se paramètre
20
(SLAMA, 1982).
l’absorption et répartition des ions dans la plante : L’intégration des
ions dans l’organisme est complexe et fait intervenir des mécanismes d’absorption et de
répartition dans les tissus de la plante. Cette intégration repose sur des processus de
transports actifs et sélectifs d’ions contre les gradients de concentration (WEINBERG et
al, 1984). La présence de calcium dans le milieu améliore la croissance en présence de sel
en modifiant le rapport K+/Na+ intra tissulaire (CRAMER et al., 1990).
L’entrée des ions de Na+ dans la cellule peut, en effet être limitée par
l’intermédiaire des ions Ca++ qui régulent la perméabilité membranaire, comme la racine
du coton (CRAMER et al., 1987). Le calcium favorise également l’absorption du
potassium indispensable à l’élongation cellulaire (NAKAMURA et al., 1990).
Dans la plante, les ions peuvent être séquestrés dans des organes spécialisés tels
des poils vésiculeux, similaire à ceux de l’Atriplex halimus (FRANCLET et LE
HOUEROU., 1971) ou des glandes excrétrices présentes chez Distichlis (OROSS et
THOMSON., 1982) et dans le mangrove (Laguncularia racemosa) (KOYRO et al., 1977).
Les ions peuvent s’accumuler également dans les cellules, ou des tissus spécialisés de la
racine, de la tige ou de la feuille, comme chez sorgho (Sorghum bicolor) exposé au NaCl,
qui concentre les ions parenchymateuses de la gaine foliaire (BOURSIER et LAUCHLI.,
1989), où une distribution des ions a lieu entre les faces plasmiques et symplasmique de la
feuille (SPEER et KAISER., 1991).
1.2.4. Amélioration des sols salins
Afin d’améliorer les rendements agricoles, il faut premièrement améliorer l’état du
sol, plusieurs démarches faciles à réaliser sont recommandées :
-
facilité le lessivage des sols par la mise en place des canaux de drainage
(MEZNI et al., 2000) afin de permettre au sels apportés par l’eau d’irrigation de se repartir
avec l’eau de drainage (MIDDLETON et al., 1997),
- utiliser une eau de bonne qualité pour l’irrigation, par exemple le recours à un
dessalement de l’eau d’irrigation,
- une meilleure connaissance de la physiologie et de la génétique des plantes
(SHAY, 1990), en utilisant par exemple des plantes à pouvoir extractrice de sel du sol.
1.3. Le stress thermique
La sensibilité des végétaux aux températures extrêmes est très variable. Chaque
plante possède une température optimale de croissance et de développement (HOPKINS,
21
2003).
Effet du stress thermique sur la plante
• Effet d’un choc thermique froid
Les plantes sensibles au froid réagissent négativement entre 0 et 12°C (MAZLIAK,
1995), ainsi cette baisse de la température entraîne des ralentissements de la croissance, de
chlorose, de nécrose, voire même une destruction des végétaux exposés (BELHASSEN et
al., 1995).
• Effet d’un choc thermique chaud
Les hautes températures sont parmi les facteurs les plus importants intervenant dans
la limitation des rendements. Elles affectent fortement les organes floraux, la formation des
fruits, ainsi que le fonctionnement de l’appareil photosynthétique (EL MADIDI et ZIVY.,
1993). Une chaleur excessive agit sur la plante en provoquant une déshydratation résultant
d’une transpiration accélérée (EL KHATIB et PAULSEN., 1984).
L’élévation de la température provoque une dénaturation des protéines
membranaires, par la fonte des lipides membranaires qui conduit à la rupture des
membranes et la perte du contenu cellulaire (ABROL et INGRAM., 1997).
2. FACTEURS RESPONSABLES DES DIFFERENTS STRESS ABIOTIQUES
2.1. Le climat
Le climat exerce une influence déterminante sur la nature et l’évolution du sol, tant
chimique que biologique (MITCHELL, 1978), ainsi que la répartition des espèces
végétales où sa modification les incitent à se déplacer pour se développer et se reproduire,
alors que d’autres disparaissent (HULOT, 2006).
Parmi les paramètres climatiques qui stimulent les différents stress, nous avons :
2.1.1. La sécheresse
La sécheresse est définie comme étant un état de ce qui est sec, de ce qui manque
d’humidité (ROBERT, 1985). C’est une condition climatique régnant dans une région
géographique, déterminée principalement par la durée, l’aridité et l’emplacement
(U.N.E.S.C.O, 1995).
BALDY (1986) définit la sécheresse comme une combinaison complexe de
contraintes hydriques et thermiques qui diffèrent considérablement d’un environnement de
production à un autre et d’une année a une autre. Généralement, elle affecte les régions à
climat aride et semi aride, caractérisées par de faibles précipitations annuelles moyennes,
22
une irrégularité dans l’espace et dans le temps et par une forte évapotranspiration
(AGOUSSINE, 2003).
Ces phénomènes provoquent une fragilisation de la structure du sol en favorisant la
remontée des sels en surface, se qui provoque la mortalité des plantes à cause d’une
diminution du potentiel osmotique du sol (LAPEYROUNIE, 1982).
Le climat algérien est caractérisé par une variabilité annuelle et interannuelle, avec
des années très sèches, sèches, normales ou rarement humides. Nous constatons d’après
une analyse faite par TABET AOUL (2002) présenté dans le tableau 2 que les sécheresses
les plus sévères ont eu lieu en 1945, 1961 et 1994 et elle est plus prononcée sur la partie
occidentale du pays que sur la partie orientale.
Tableau 2 - Présentation des années normales, sèches et très sèches des stations d’Oran,
Alger, Annaba et Biskra (TABET AOUL, 2002).
station
Oran
Alger
Annaba
Biskra
période
1927-1995
1936-1995
1945-1995
1968-1995
Année normale
372 mm
686 mm
615 mm
135mm
Année sèche
288 mm
511 mm
507 mm
54mm
Années très sèches
239 mm
436 mm
441 mm
12 mm
2.2. Impact de l’homme
D’ après la FAO (1976), les terres se dégradent lorsque l’utilisation qui en est faite
par l’homme n’est pas compatible avec leur caractère. Parmi ces utilisations qui stimulent
la dégradation des sols, nous avons :
2.2.1. Irrigation mal contrôlée
L’irrigation des terres sans prendre compte de la qualité de l’eau d’irrigation et le
type du sol peut entraîné (JOUVE et al., 2002) :
une dégradation physique : semelle d’irrigation, croûte de battance ou
érosion suite à des pratiques d’irrigation inadaptées.
une salinisation : due à la remontée des sels de la nappe en surface suite à
l’irrigation ainsi que l’accumulation de résiduels de sels dans les horizons supérieures des
sols.
2.2.2. les changements climatiques
Les activités humaines induisent des émissions de gaz et accentuent ainsi l’effet de
serre naturel. De ce fait, on observe depuis 30 ans une accélération du réchauffement de la
planète qui est responsable des changements climatiques récents (BEN AÏCHATA, 2006).
• Effet de serre et le réchauffement planétaire
23
L'effet de serre est un phénomène naturel et indispensable à la vie sur Terre. Il
assure une température moyenne de +15°C environ au lieu de -18 °C.
La température sur Terre est accrue par l'atmosphère qui piège une partie du
rayonnement infrarouge émis par la Terre. Sous l’effet du rayonnement solaire,
l’atmosphère, qui enveloppe notre planète, agit comme une couverture ; elle réchauffe la
Terre. Une partie des rayons du Soleil traverse l’atmosphère et vient chauffer le sol et les
océans.
La Terre renvoie une part de ces rayons dans l’atmosphère, mais en émet aussi
elle-même : les plantes, les êtres vivants, les volcans… sont alors autant de sources de
chaleur qui remontent vers l'atmosphère. Certains gaz dans l’atmosphère empêchent les
fuites de chaleur vers l’espace. Ils sont appelés "gaz à effet de serre" (GES). Ce sont, par
pouvoir de réchauffement : la vapeur d’eau (H2O), le gaz carbonique (CO2), le méthane
(CH4) et d’autres gaz comme le protoxyde d’azote (N20), l’ozone (O3) et les gaz fluorés.
Tous ces gaz n’arrêtent pas la chaleur de la même façon et n’ont pas la même durée de vie
dans l’atmosphère (HULOT, 2006).
• Les modèles climatiques
Un modèle du climat global (MCG) planétaire est basé sur :
- le forçage radiatif induit par les gaz et les aérosols provenant de la combustion
des combustibles fossiles,
- les émissions de la biosphère,
- les échanges océans – atmosphère.
D’après les résultats obtenus avec les MCG par HEGEVELD (1995), les
phénomènes suivant pouvant se reproduire :
les plus importantes augmentations de température se produiront dans les
régions à haute latitude,
les résultats en matière de précipitations sont moins clairs. Les changements
varieront probablement d’une région à une autre,
Le niveau de la mer montera, avec un taux moyen de 5 cm environ par
décennie au cours du prochain siècle ; ce phénomène sera principalement causé par
l’expansion thermique des eaux et la fonte des glaciers,
Les phénomènes météorologiques extrêmes seront plus violents.
2.3. La désertification
La désertification touche aujourd’hui un quart de la superficie du globe. En
24
Afrique, plus d’un milliard d’hectares sont modérément ou gravement touchés par la
désertification.
La sécheresse catastrophique des années 1968-1973 a incité la communauté
mondiale à examiner l’état des territoires arides et à élaborer des stratégies de lutte contre
la désertification.
Lors de la conférence des Nations unies sur l’Environnement et le développement
qui s’est déroulé à RIO de JANEIRO en 1992, la désertification est définie comme étant
une dégradation des sols des zones arides, semi-arides et sub-humides sèches sous l’effet
de divers facteurs parmi lesquels les variations climatiques et les activités humaines
(BENTZ et JOUVE., 2002).
Dans le domaine scientifique, le concept est employé selon BENTZ et JOUVE
(2002) depuis une cinquantaine d’années mais a été l’objet de diverses controverses et
redéfinition (tableau 3).
Tableau 3- Exemples de définition de la désertification par KATYAL et al (2000).
Aire
géographique
Aride et semi
aride
Causes
Action humaine
ou changement
climatique
Terres sèches
Processus
naturel et
anthropique
Aride, semi aride Action humaine
et subhumide
Aride, semi-aride Action humaine
et subhumide sec
Tous les
écosystèmes
Action humaine
Impacts
Références
Diffusion des conditions désertiques, RAPP, 1974
avancée du désert
Développement de condition
désertique et déclin durable du
rendement des principales cultures
Changement des caractéristiques des
terres allant vers des conditions plus
désertiques, un écosystème appauvri
et une détérioration accélérée des sols
et système de production associé
Dégradation des terres
WARREN et
MAIZELS.,
1977
MABUTT, 1984
Productivité réduite des cultures,
altération de la biomasse et de la
biodiversité, érosion accélérée du sol
et accroissement des risques liés à
l’occupation humaine
DREGNE, 1978
DREGNE et al.,
1991
• Formes de dégradations causées par la désertification
dégradation des écosystèmes : se manifestant par la diminution du taux de
recouvrement par la végétation, la rupture d’un certain nombre de chaînes d’échange entre
organismes vivants, raréfaction de la faune sauvage et dégradation de leurs habitats
spécifiques et disparition d’espèces végétales rares ( BOURBOUZ et al., 2001).
25
dégradation des sols : elle se traduit par la diminution du couvert végétales,
favorisant des processus d’érosion (BENTZ et JOUVE., 2002), ainsi que l’apparition de
dunes et la diminution de la régénération des aquifères.
dégradation de la végétation : caractérisée par un appauvrissement floristique,
une perte de vigueur de la végétation et une dégradation de l’écosystème
(BOURBOUZ et al., 2001).
L’évaluation de l’état de dégradation des terres est complexe. De nombreux
indicateurs ont été élaborés, mais peu sont réellement utilisés, faute de moyens (CORNET,
1996). Parmi l’ensemble des critères possibles, l’étude de l’évolution de la productivité du
milieu a permis de caractériser plusieurs stades de désertification (tableau 4), allant d’une
situation aisément réversible à un état totalement irréversible (DREGNE et CHOU., 1992).
Tableau 4- Les différents stades de désertification par DREGNE et CHOU (1982).
Stade de
dégradation
Perte durable de
productivité
Caractérisation
Facilement réversible en adaptant les pratiques
Légère
10 – 15 %
Modérée
20 – 30 %
agronomiques.
Réversible grâce à des aménagements
améliorateurs à l’échelle de l’exploitation.
Difficilement réversible, nécessite de travaux
Sévère
50 – 60 %
Très sévère
>60 %
majeurs au coût élevé.
Irréversible.
3. REPONSES PHYSIOLOGIQUES DES PLANTES AUX STRESS ABIOTIQUES
3.1. Face au stress de la sécheresse
D’après la classification de TURNER et al (1987), trois situations peuvent
s’exprimer :
• l’esquive ou l’échappement
C’est un changement dans la longévité du cycle phénologique, en effet la
phénologie rythme le développement de la plante et ajuste le cycle végétatif de manière à
l’assortir aux conditions optimales de croissance de l’environnement de production
(BOUZERZOUR et al., 1998), la plante peut donc
26
soit le raccourcir ou l’allonger
(LEVITT et al., 1980) grâce à la localisation dans le temps de son cycle végétatif afin
d’éviter les saisons sèches (TURNER et al., 1987).
Les plantes qui appartiennent à ce groupe sont des éphémérophytes, ne supportent
pas le manque d’eau et terminent leurs cycles reproducteurs avant la période de sécheresse
(BEZZALA, 2005).
Les éphémérophytes germent, croissent et fleurissent immédiatement après les
pluies saisonnières. Elles accomplissent donc leur cycle de développement durant la
période humide favorable et produisent des graines dormantes avant l’arrivée de la saison
sèche (HOPKINS, 2003).
Fig.2- Mécanismes de résistance des plantes à la sécheresse (TURNER et al., 1978).
• évitement des pertes d’eau
C’est la capacité d’une plante à supporter une sécheresse en évitant une
déshydratation des tissus (MERINO et al., 1976) par le maintient d’une déshydratation
tissulaire suffisante, soit en réduisant les pertes, soit en augmentant l’absorption d’eau
(GHAETI et LALES., 1990). On peut résumer cela en :
régulation de la transpiration : Le contrôle stomatique équilibre le bilan
hydrique, restaure la turgescence et la croissance et protège les organes des feuilles
sensible vis à vis du déficit hydrique. Ainsi Le maintient d’un potentiel hydrique élevé
dans la plante peut être obtenu par une réduction de la transpiration s’effectuant par la
cuticule et les stomates incomplètement fermés (BELHASSEN et al., 1995). En réponse à
un stress hydrique de nombreuses plantes modifient leurs métabolismes par l’augmentation
de l’épaisseur de la cuticule qui diminue la transpiration (FISHER et TURNER., 1978), en
27
effet la transpiration cuticulaire et moins importante que celle des stomates (BEN
NACEUR, 1994).
réduction de la surface transpiratoire : Par la réduction et parfois même
la suspension des feuilles ou par le changement de l’orientation des feuilles en effet
MEISNER et KARNOK (1992) on observé un repliement des feuilles de Arachis hypogea
soumises à la sécheresse limitant la capacité de l’énergie lumineuse et les pertes d’eau.
O’TOOL et al (1980) montrent que l’enroulement des feuilles entraîne une
diminution de 40 à 60 % de la transpiration. La glaucescence, la pilosité des feuilles et des
tiges, la couleur claire des feuilles induisent une diminution de la température par
augmentation de la réémission de la lumière reçue ce qui conduit à une réduction des
pertes en eau (CLARKE et al., 1989).
Extension racinaire : La croissance racinaire est souvent un indicateur de
la capacité de la plante à s’adapter à la sécheresse (JOHNSON et al., 1991). L’extension
du système racinaire, en réponse à l’application d’une contrainte hydrique contribue à une
meilleure utilisation des réserves d’eau dans le sol par un enracinement profond (SOUZA
et al., 1983).
Ce système d’adaptation permet l’absorption de l’humidité des couches plus
profondes du sol afin d’assurer à la plante une transpiration et des échanges gazeux peu
affectés et donc une photosynthèse et une croissance peu modifiées (KHAJDOUN et al.,
1990).
• tolérance à la déshydratation
La tolérance à la déshydratation peut être réalisé par différents mécanismes :
réduction des besoins nutritionnels : Cela est attribué en particulier aux
plantes succulentes qui présentent un véritable sucées lors de la tolérance sous conditions
extrêmes de déshydratation, en raison de leur teneur en matière sèche, et de leur
métabolisme réduit (LEVITT, 1980). Chez Casuarina, on a constaté une réduction de la
biomasse sèche totale et une allocation de biomasse vers les racines (ALBOUCHI et al.,
2003).
résistance protoplasmique : Cette résistance dépend de l’intégrité des
membranes cellulaires, en particulier de l’enveloppe chloroplastique (PHAMTHI et al.,
1982). En effet la sécheresse conduit à une perte de la compartimentation et à une
destruction de certains organites cellulaires. Le tonoplaste se scande en petites vacuoles,
les crêtes mitochondriales se dégradent et les chloroplastes perdent leurs organisations
28
moléculaires (VIERADA, 1976).
3.2. Face a la salinité
En réponse au stress salin la plante doit développer des mécanismes adaptatifs lui
permettant d’ajuster sa pression osmotique interne grâce aux électrolytes et aux solutés
organiques (OSMOND et POPP., 1983) afin de contrôler l’exportation et la répartition des
ions dans les organes aériens qui représente un déterminant important de la tolérance au sel
(ALEM et AMERI., 2005). La réponse au sel des espèces végétales dépend de l’espèce
même, de sa variété, de la concentration en sel, des conditions de culture et du stade de
développement de la plante (MALLEK-MAALE et al., 1998). En effet Les halophytes
s’opposent aux glycophytes, plantes des milieux non salés, par leur morphologie proche de
celle des xérophytes (succulence des tiges ou des feuilles, réduction des appareils foliaires)
et par des caractères physiologiques : pression osmotique, résistance à la nature et à la
concentration des sels ; ce degré de résistance conduit souvent du reste à la formation de
ceintures de végétations caractéristiques (BINET, 1980).
Les halophytes accumulent les ions jusqu’à 800Mm. Les glycophytes font entre
300 à 600Mm selon leur degré de résistance (GREENWAY et MUNNS., 1980). Cette
différence pourrait se situer au niveau des mécanismes d’exclusion du sel du cytoplasme et
de sa concentration dans la vacuole, ainsi que dans les moyens mis en œuvre pour
équilibrer le potentiel hydrique entre ces deux compartiments cellulaires (CHRETIEN,
1992).
Certains halophytes sont considérés comme des régulateurs de salinité. On a des
halophytes régulateurs qui n’absorbent pas le sel mais en excrètent des quantités
considérables par leurs racines et d’autres qui absorbent le sel, mais excrètent de grandes
quantités dans des glandes à sel spécialisées des feuilles. Le sel excrété cristallisé à la
surface des feuilles ; où il devient inoffensif (HOPKINS, 2003).
Le transport des ions des racines vers les feuilles ainsi que leurs orientation vers
l’intérieur de la vacuole, nécessite l’intervention de divers transporteurs. En conditions
salines, le contrôle de la sélectivité ionique K+/Na+ est un facteur important pour limiter la
montée de Na+ et assurer une alimentation adéquate des organes aériens en K+, ainsi la
plante doit capter le K+ et exclure le Na+, ceci est réalisé par un transport sélectivité à
travers la membrane plasmique (WHITE, 1999). L’excrétion dans les glandes à sel est très
29
spécifique. D’abord Na+Cl- et HCO3- sont excrètes contre le gradient de concentration.
Alors que des ions comme Ca+², NO3-, SO4-²et PO4- sont maintenus contre leur gradient
(HOPKINS, 2003).
4. REPONSE MOLECULAIRE DES PLANTES AUX STRESS ABIOTIQUES
4.1 Les principaux paramètres moléculaires sensibles aux stress abiotiques chez les
plantes
Les halophytes (mais aussi occasionnellement des glycophytes) sont capables de
lutter contre ce phénomène en produisant des composés dits osmoprotecteurs (ou solutés
compatibles). Ces composés, par leur concentration, assurent l’ajustement osmotique entre
le cytosol et la vacuole. Différentes molécules peuvent jouer le rôle de « solutés
compatibles » chez les végétaux.
4.1.1. Les protéines
• Généralités
Les protéines sont connues depuis le XIX
éme
siècle comme étant l’un des
éléments constitutifs cellulaire. Leur nom provient du grec protios, qui veut dire premier
en position (CHAPEVILLE et al., 1974). Considérées comme des macromolécules
informationnelles très diverses, elles remplissent une vaste gamme de fonctions
biologiques (KRUH, 1987).
Dans la cellule végétale, les protéines constituent la trame macromoléculaire de
base du hyaloplasme, des structures nucléaires, de la substance fondamentale ou stroma
des mitochondries et des plastes.
Associées particulièrement à des lipides, elles participent à l’architecture de tous les
systèmes membranaire. De plus à ces protéines de structures, s’ajoutent les protéines
enzymatiques (RAI et al., 1983).
Les protéines sont des polymères formés de l’union d’acide aminés unis par des
liaisons peptidiques (fig.3), qui résultent de la combinaison entre carboxyle d’un acide
aminé et l’amine d’un autre acide aminé (KRUH, 1987).
30
Fig. 3-Présentation schématique d’une liaison peptidique chez les protéines.
Les protéines existent sous formes moléculaires multiples appelé autrefois isozyme
(MARKET et MOLLER., 1959), précisé depuis 1971 par la commission de nomenclature
biochimique comme étant les formes multiples d’enzymes et d’isoenzyme :
formes multiples d’enzymes : toute protéine possédant la même enzyme et
provenant de la même espèce.
isozymes : les formes multiples d’enzymes ayant entre elles des différences
déterminées génétiquement dans leurs structures primaires et issues du même organe.
• Classification
Il existe trois sortes de classification de protéines (COLLAS, 2007)
classification selon la forme de protéines :
- protéines fibreuses,
- protéines globulaires.
classification selon la solubilité :
- albumines : solubles dans l’eau distillée,
- globulines : solubles dans les solutions salines (NaCl 5%),
- histones : solubles de petite taille,
- globines : insolubles dans l’eau.
classification selon la composition :
- holoprotéines : constituée que d'acides aminés,
- hétéroprotéines : comporte une ou plusieurs liaisons peptidiques liées par
covalence à un groupe prosthétique de nature non glucidique.
La nature de ce groupement est extrêmement variée :
31
- glycoprotéines de nature glucidique,
- lipoprotéines de nature lipidique.
- phosphoprotéines de nature phosphorique.
• Différents niveaux de structure des protéines
Afin de déterminer la structure spatiale des protéines, il faut déterminer la
composition en acide aminé du peptide, puis le mode d’agencement de ces acides aminés.
Plusieurs structures protéiques existent (KESSOUS, 2006) :
structure primaire : Elle est représentée par la composition et la séquence
des acides aminés constitutifs.
structure secondaire : Certaines structures répétitives se retrouvent dans les
protéines. Ces organisations spatiales d'une séquence d'acides aminés forme une structure
secondaire.
structure tertiaire : La structure tertiaire est l'arrangement global de la
chaîne polypeptidique dans l'espace : C'est l'arrangement des structures secondaires et des
résidus qui les relient et qui n’entrent pas dans une structure secondaire précise. On peut
avoir des structures globulaires, fibreuses...
structure quaternaire : Dans le cas d'une protéine formée de plusieurs
chaînes polypeptidiques, la structure quaternaire désigne l'organisation de ces différentes
chaînes en dimères tétramères etc.
• Les moyens de transport des protéines entre les différents compartiments
Les moyens de transport des protéines sont variés et peuvent être résumés en trois
voies :
- entre le cytosol et le noyau : se fait au travers des pores nucléaires, qui
fonctionnent comme des portes sélectives,
- entre compartiments topologiquement différents (ex cytosol à mitochondrie ou
RE) : des "translocateurs protéiques" transportent les protéines à travers les membranes.
- entre compartiments topologiquement identiques (RE à Golgi, Golgi à
membrane plasmique) : se fait par transport vésiculaire : un des compartiments
"bourgeonne" et forme une vésicule qui fusionne avec un autre compartiment
(WILLIAMS, 2006).
32
• Synthèse des protéines
La synthèse des protéines se fait en 3 étapes (BEAUFRERE, 1993) :
transcription du DNA en RNAm : qui consiste à fabriquer une molécule
d'ARNm à partir d'un modèle d'ADN.
traduction du RNAm en un peptide : Cette traduction se fait sur les
ribosomes qui sont les « établis » de la synthèse protéique.
la maturation : elle correspond aux multiples phénomènes posttraductionnels qui vont permettre d’obtenir une protéine fonctionnelle à partir du peptide
détaché des ribosomes.
• Répartition des protéines dans les cellules végétales
Les protéines végétales peuvent être dans la cellule végétale sous deux formes :
- Les protéines membranaires
Les membranes diffèrent beaucoup entre elles, en particulier par la composition
en protéines qui reflète l'activité biochimique membranaire. Ces protéines sont soit
extrinsèques (sur une face ou l'autre de la membrane), soit des protéines intrinsèques
(intégrées dans la membrane plasmique), de type hydrophobe (WILLIAMS, 2006). Ces
dernières sont caractérisées par la présence d’un ou plusieurs passages
transmembranaires (hélices alpha), très difficiles à solubiliser et ne sont généralement
pas analysables par électrophorèse à deux dimensions (FERRO et al., 2000).
Les protéines membranaires jouent un rôle majeur dans le transport et la
signalisation cellulaire, et dans le transport à longue distance entre organes participants
ainsi à plusieurs aspects majeurs de la physiologie de la plante telles que la nutrition, la
morphogenèse, la détoxication, la réponse à l’environnement et la résistance aux stress
(WOLLMAN et al., 2004).
Les protéines de transfert lipidique LTP, sont des protéines membranaires et
jouent un rôle important dans le transfert des réserves lipidiques formées au sein de la
cellule. En effet, certains auteurs ont émis l’hypothèse que les séquences polypeptidiques
participeraient au transfert des lipides entre membranes (FRANCK et al., 1984).
- les protéines solubles
Dans la cellule végétale, les protéines solubles vacuolaires entrent dans le
système endomembranaire de sécrétion au niveau du réticulum endoplasmique (RE). Ces
protéines sont ensuite transportées via des vésicules de transport jusqu'à leur compartiment
33
de stockage, la vacuole et le compartiment extracellulaire, en passant par l'appareil de
Golgi.
Dès leur insertion dans la lumière du RE, ces protéines vont subir des
modifications co-traductionnelles, en particulier la N-glycosylation et le repliement qui
leur conféreront la stabilité et l’activité biologique (DENMAT OUISSE, 1998). Parmi les
protéines solubles les plus abondantes dans les cellules végétales est la RubisCO.
- L'enzyme RubisCO (Ribulose 1,5 bisphosphate carboxylase/oxygénase), est
l'enzyme principale sur Terre, qui permet la fixation du carbone à partir du CO2 dans la
matière organique. Du fait de l'importance de la biomasse végétale, elle est
quantitativement la protéine la plus importante sur Terre (JUPIN et LAMANT., 1999).
Chez les plantes supérieures la RubisCO est une protéine oligomérique
constituée de 16 sous unité : 8 grosses sous unités catalytiques (nomenclature : L)
d'environ 55 kDa chacune (environ 446 acides aminés), 8 petites sous unités
(nomenclature :S) d'environ 14 kDa chacune (environ 123 acides aminés).Le poids
moléculaire totale est environ 560 kDa pour une stoechiométrie L8S8 (LAVAL et
MAZLIAK., 1995).
Dans les plante en C4, les cellules du mésophylle ne renferment pas la RuBPCase
(KIRCHANSKI et PARK., 1976) mais une autre enzyme de carboxylation : la
phosphoénolpyruvate carboxylase ou PEP Case qui représentent chez le mais 15 % des
protéines solubles des feuilles (O’LEARY, 1982). Dans la cellule végétale plusieurs
protéines jouant un rôle important dans la réponse aux stress abiotiques sont identifiées,
parmi ces protéines on trouve :
- les protéines de choc thermique
La réaction la plus fréquemment observable lors d’un stress thermique est
l’apparition dans les cellules des protéines de choc thermique ou HSP (terme anglo- saxon
Heat Shoc Proteins) (CRAIG, 1985 ; BECKER et CRAIG., 1994; DAVID et
GRONGNET., 2001).
D’autres contraintes que la chaleur peuvent aussi entraîner l’apparition de ces
protéines, comme le stress hydrique, la salinité, les fortes concentrations d’ABA,
d’éthylène ou d’auxines etc. (MAZLIAK, 1995).
Les HSP apparaissent en 2 heures environ lorsque l’organisme est sous condition
de stress (FEIDER et HOFMAN., 1999; GUTIERREZ et al., 2003).
Deux types de HSP sont distingués d’après leur fonction dans la protection contre
34
la dénaturation thermique des protéines :
les protéines chaperons : les chaperonines, se lient à des segments peptidiques
dépliés et exposés, à caractère hydrophobe, empêchant l'agrégation des protéines
néosynthétisées et permettant ainsi leur repliement. Elles sont regroupées en cinq familles
en fonction de leur taille et de leur homologie de séquence : sHSP (small HSP), HSP60,
HSP70, HSP90 et HSP110 (RAY, 2001) présentées dans le tableau 5.
l’ubiquitine : protéine qui se fixe sur le groupement aminé d’une lysine et qui
marque ainsi les protéines dénaturées avant être éliminer par protéolyse (MAZLIAK,
1995).
- les kinases chez les végétaux
Les premières séquences d'ADN codant des protéines kinases végétales ont été
isolées en 1989 chez le haricot et le riz (LAWTON et al., 1989). A l'heure actuelle, 989
protéines kinases d'Arabidopsis sont répertoriées dans cette base de données et sont
regroupées en 4 grandes classes, plus une classe regroupant les protéines inclassables.
-
La classe 1 regroupe les RLK (pour "receptor-like kinases") qui regroupe elle-
même 44 sous-familles (SHIU et BLEECKER., 2001).
Tableau 5- Principales protéines de choc thermique trouvées dans les plantes et leurs
fonctions probables (VIERLING, 1990).
Famille de HPS
HSP 110
HSP 90
HSP 70
HSP 60
LMW HSPs (1718 kDa)
Ubiquitine
Fonction probables
Inconnue
Protection de protéines réceptrices
Réaction d’assemblage ou désassemblage de protéines, exigeantes en ATP :
empêchement de la dénaturation ou de l’agrégation de protéines. Localisation
dans le cytoplasme, les mitochondries et les chloroplastes.
Chaperons moléculaire, dirigeant l’assemblage correct des protéines
multimériques. Trouvé dans le cytoplasme, les mitochondries et les
chloroplastes
Les LWM faibles masses moléculaires forment des agrégats réversibles appelés
granules de choc thermique. Trouvées dans le cytoplasme et les chloroplastes.
Une protéine de 8 kDa impliquée dans le guidage d’autres protéines vers une
dégradation par protéolyse.
Certaines RLK assurent des fonctions majeures dans les plantes. Ainsi, elles sont
impliquées dans le maintien des méristèmes et le développement des organes, dans la
formation de nodules, dans la réponse aux pathogènes.
- La classe 2 regroupe des kinases assez hétérogènes et peu nombreuses,
35
- La classe 3 regroupe des caséine kinases de type I qui partagent la particularité de
pouvoir phosphoryler la caséine. Parmi elles les protéines OST1, ce sont des kinases
activées par l'ABA et les stress osmotiques. C'est une protéine de 362 acides aminés.
- La classe 4, regroupe notamment les grandes familles de kinases non
transmembranaires (BELIN, 2006).
• Méthode de mise en évidence des protéines
- Electrophorèse des protéines
De nombreuses techniques biochimiques peuvent être utilisées pour la séparation
des protéines, cependant la méthode la plus employée est l’électrophorèse (RADOLA,
1980 ; AUTRAM et al., 1981).
Si l’idée d’utiliser cette caractéristique pour séparer des molécules remonte à la fin
du dix-neuvième siècle, c'est le biochimiste suédois ARNE TISELIUS (1902-1971), prix
Nobel de chimie en 1948, qui réussit le premier à séparer par cette technique les protéines
contenues dans des liquides biologiques complexes. De nos jours, l’électrophorèse des
protéines en gel de polyacrylamide SDS-PAGE, développée par LAEMMLI (1970) est
sûrement la plus utilisée. Grâce à cette technique, les protéines peuvent être séparées selon
leurs masses moléculaires uniquement.
Principe : c’est un système ou les protéines sont traitées avec le détergent
anionique Sodium Dodécyl Sulfate SDS, tel que préconisé par WEBER et OSBORN
(1969), pour détruire les structures secondaire, tertiaire et quaternaire, de plus il s’absorbe
sur les protéines pour leur conférer une charge négative.
Le traitement par β- mercaptoéthanol (β-ME), afin de réduire les ponts désulfure et
un court traitement à la chaleur pour accélérer la réaction de dénaturation des protéines de
SDS et β-ME. L’électrophorèse des protéines est réalisée sur gel composé d’un gel de
concentration (stacking gel) et d’un gel de séparation (resolving gel), la présence des gels
ralentit les grosses protéines, elles se répartiront le long du trajet de migration en fonction
de leur poids moléculaire (DICKO, 2006).
4.1.2. La proline
C'est un acide aminé jouant un rôle important dans la structure des protéines et fait
exception des vingt acides aminés pourvus d'une fonction imine et non d'une fonction
amine (STRYER, 1992).
36
L’accumulation de la proline est l'une des manifestations les plus remarquables chez
les plantes pour limiter les effets du stress salin et hydrique afin de réaliser l’ajustement du
potentiel osmotique dans le cytoplasme (SANNADA et al., 1995 ; BELKHODJA et
BENKABLIA., 2000) et le maintien de l'amélioration de la stabilité des membranes
cellulaires (ALEM et AMRI., 2005).
La proline serait synthétisée à partir de l’acide glutamique via la pyrroline 5carboxylate (P5C) mais également de l’arginine et l'ornithine (LIGNOWSKI
et SPLITTSTOESSER., 1971). L’accumulation de la proline induite par les stress peut être
le résultat de trois processus complémentaires : simulations de sa synthèse (MORRIS et
al., 1969 ; BOGGESS et al ., 1979) inhibition de son oxydation (RAYAPATI et
STEWART.,1991) et /ou altération de la biosynthèse des protéines ( STEWART et
al.,1977).
L’assimilation rapide de la proline lors du stress hydrique ou salin a été mis en
évidence chez de nombreuses plantes particulièrement chez l'orge (LEWIN et al., 1978),
chez l'eucalyptus (CHUNYANG, 2003), également observé chez les plantules de tomates
cultivé sous stress salin 100 et 200 mM NaCl ou hydrique ( TAL et al .,1979).
Selon un autre point de vue, l’accumulation de la proline n'est pas une réaction
adaptative au stress mais plutôt le signe d'une perturbation métabolique (ZID et
GRIGNON., 1991). De plus, d'autres facteurs influent sur l'accumulation de la proline tels
que l’inhibition de l'oxydation, due à un effet mitochondrial et à la réduction du taux de
translocation de l'acide aminé à travers le phloème (CARCELLER, 1995).
La synthèse de la proline peut être incluse dans la régulation du pH cytoplasmique
(BELLINGER et LARHER., 1987). Par conséquent elle aide dans la stabilisation de
protéines membranaires et des protéines libres, ce qui suggère qu’elle a un rôle
d’osmoprotécteurs du fait qu’elle est la plus accumulée dans les plastides, les
mitochondries et le cytosol (BEZZALA, 2005).o
4.1.3. Les sucres
La synthèse des protéines est étroitement liée au métabolisme des sucres et à la
respiration, qui donnent le squelette carboné pour la synthèse de la proline (BEZZALA,
2005).
Le saccharose et l'amidon sont les premiers glucides stables issus des processus
37
photosynthétiques du cycle de Calvin et de la voie de glycolate. L'amidon s'accumule dans
le chloroplaste tandis que le saccharose est synthétisé dans le cytosol, stocké dans la
vacuole ou transféré vers les organes puits (NOURI, 2002).
Les principaux sucres accumulés sous stress sont : le glucose, le fructose et le
saccharose (HARE et al., 1998). Ces derniers semblent jouer un rôle très important dans le
maintien d'une pression de turgescence qui est à la base des différents processus contrôlant
la vie d'une plante.
Par ailleurs il a été observé que sous stress hydrique, les réserves amylacées sont
progressivement utilisées suite à leur conversion en saccharose, qui pourrait être associé à
une inhibition de la synthèse de l'amidon (GEIGENBERGER et al., 1997).
Donc le stress altère la compartimentation en faveur de la synthèse du saccharose, qui
est attribué d'une manière exclusive a l'activation de la Saccharose Phosphate Synthase par
une phosphorylation réversible des protéines (KIM et al., 2000).
4.1.4.
Les phytohormones
Une phytohormone est une substance organique végétale dont une faible
concentration régule la croissance et le développement et peuvent agir comme médiateurs
de la réponse du végétal à son environnement. Elles font partie de l’enchaînement
perception - transduction- réponse (HOPKINS, 2003).
Les végétaux comportent cinq grands groupes de phytohormones à rôle de signaux
chimiques dans l’organisme (annexe 1). A la différence des quatre phytohormones, l’acide
abscissique est un composé où sa production est concentrée au niveau des racines et des
feuilles matures et intervient surtout dans la régulation de la germination des graines, dans
l’induction de la synthèse des protéines de réserves et dans la réaction aux stress hydrique
(HOPKINS, 2003).
•
Rôles moléculaires de l’acide abscissique
L’étude des implications de I’ABA dans les réponses des plantes au stress, montre
que des mécanismes d’esquive réduisant la photosynthèse sont induits tant par une forte
accumulation de cette hormone que par une réactivité élevée de la plante à son égard.
Citons, entre autres, la stimulation de la croissance racinaire (BIDDINGTON et
DEARMAN., 1982), la réduction de la surface foliaire (BEGG et TURNER., 1976), la
diminution de la radiation adsorbée (ANDERSEN et al., 1984), I’abscission des feuilles
38
(QUARRIE,1985) et la fermeture stomatique (HARTUNG et al.,1988).
Ces mécanismes d’esquive ont des effets bénéfiques sur le plan de l’économie en
eau, mais accélèrent la sénescence et inhibent la photosynthèse et la croissance, ce qui
contribue à réduire le rendement. La diminution de la surface transpirante se traduit par
une réduction de la surface photosynthétisante. L’abaissement de la conductance
stomatique par I’ABA limite la disponibilité en CO2, à l’intérieur de la feuille et inhibe
ainsi la photosynthèse (COMIC G et BRIANTAIS JM., 1991).
L’identification de génotypes capables de maintenir une photosynthèse active sous
contrainte hydrique repose sur une réduction des mécanismes d’esquive induits par I’ABA.
Cet objectif pourrait être atteint en sélectionnant des plantes qui accumulent moins d’ABA
en conditions de déficit hydrique ou qui présentent une moindre réactivité vis-à-vis de
1’ABA (El JAAFARI et PAUL., 1993).
4.2. Mécanismes moléculaires d’adaptation des plantes faces aux stress
hydrique et salin
4.2.1. Ajustement osmotique
On retrouve des stratégies d’adaptation en particulier d’ordres chimiques, communs
au stress salin et au stress hydrique tel que l’ajustement osmotique (YEO, 1983).
L’ajustement osmotique aide dans le maintient de la turgescence cellulaire, qui est à la
base de la préservation de plusieurs fonctions physiologiques, car elle permet la fermeture
des stomates, le maintient de la photosynthèse, la respiration, assimilation du carbone et
l’allongement cellulaire (BAMOUNE, 1997).
Cet ajustement osmotique est réalisé afin d’augmenter le potentiel osmotique
(KAMELI et LOSEL., 1995), grâce à la synthèse de composés à fort pouvoir osmotique
qui sont soit des colloïdes cellulaire ou des composés organiques (CHRETIEN, 1992).
Parmi les facteurs impliqués dans l’accumulation de ces composés organiques,
l’induction des gènes impliqué dans la synthèse des composés azotées tels que la glycine
(GERARD et al.,1991), ou des acides aminés comme la proline (EL MEKKAOUI et al.,
1994).
Trois grands aspects de la tolérance au sel sont retenus dans l’étude du stress salin :
l’homéostasie, la détoxication et l’influence de la croissance (ZHU, 2001). Ces trois voies
de réaction des plantes au stress salin se composent d’une cascade d’événements
physiologiques et biochimiques.
L’homéostasie se définit comme la capacité
d’autorégulation d’un organisme pour maintenir un état d’équilibre dynamique constant
entre les conditions extérieures et les différentes composantes de son milieu interne (NIU
39
et al., 1995). Suite à cette adaptation, la croissance peut reprendre et est possiblement
réduite relativement aux conditions antérieures moins stressantes (YEO, 1983 ; ZHU,
2001).
4.2.2. Contrôle membranaire
La modification qualitative et quantitative des aquaporines est par exemple un
processus capable de modifier la conductivité hydraulique de la plante et de favoriser ou
restreindre les mouvements d’eau (YEO, 1998 ; CHRISPEELS et MAUREL., 2001).
Les aquaporines sont des protéines trans-membranaires. Elles permettent la
régulation du flux d’eau. Leur activité et leur expression sont contrôlées par des facteurs
internes ou externes, comme des signaux induit par le stress hydrique qui augmente leur
activité, via une chaîne de phosphorylation tel que l’acide abscissique stimulant leur
expression (MEYER et al., 2004).
L'ABA induit tout d'abord une activation des canaux anioniques sortants, ce qui
provoque un efflux de nombreux anions (chlorure, malate, nitrate, ...). Deux types de
canaux anioniques existe (SCHROEDER et ELLER., 1992), l'un, "R-type", à activation
rapide, transitoire et fortement dépendante du voltage (KELLER et al., 1989), et l'autre,"Stype",à activation lente, durable et faiblement dépendante du voltage (SCHROEDER et
AGIWARA., 1989), sont responsables de cet efflux et de la dépolarisation du
plasmalemme (RASCHKE et al., 2003; ROELFSEMA et al., 2004).
Les canaux hydrique présentent une importance dans la régulation du potentiel
osmotique de la cellule végétale, où chez l’Atriplex canescens un traitement sur exprimé au
cours du stress hydrique, codant pour une aquaporine a été isolé (CAIRNEY et al., 1995).
Les membranes voient également leur composition lipidique modifiée en réponse à un
stress de salinité (MANSOUR et SALAMA., 2004).
40
CHAPITRE II - MATERIEL ET METHODES
1. Matériel végétal
Le matériel de base expérimental concerne une population d’Atriplex halimus L.
prélevée de l’université d’Es Senia à Oran.
1.1. Présentation du genre Atriplex
1.1.1. Origine
Le genre Atriplex (les arroches) appartient à la famille des Amarantacées
(Classification APG II, 2005), autrefois classé dans les chénopodiacées. Elles se
rencontrent dans la plupart des régions du globe réparties dans les zones tempérées,
méditerranéennes et subtropicales, entre 20 et 50° de latitude Nord et Sud et (LE
HOUEROU, 1992).
Les espèces appartenant à cette famille sont des halophytes ; plusieurs recherches
affirment leurs grandes capacités à affronter le phénomène de la salinisation des sols
(MALCOM, 2000). Vu que les sols salins sont typiques des milieux arides, de nombreuses
espèces présentent également des adaptations xérophytiques (MULAS et MULAS., 2004).
1.1.2. Botanique et physiologie
Les espèces du genre Atriplex présentent un polymorphisme morphologique
prononcé se manifestant au niveau de la taille et la forme des feuilles, des valves fructifères
des graines, et de la production de biomasse en général (BEN AHMED et al., 1996). Elles
41
sont essentiellement des plantes herbacées (WATSON et DALLWITZ., 1992) et font
partie des 10% d’angiospermes qui développent des fleurs unisexuées (LEBELHARDENACK, 1997).
Les fleurs sont monoïques solitaires ou en glomérule, disposées au niveau de
l’aisselle foliaire, mais aussi en épis terminaux. Les fleurs mâles sont dépourvues de
bractéoles, avec un périanthe en 3-5 parties. Les fleurs femelles sont protégées par deux
bractéoles séparées ou à concrescence au moins à la base.
Le fruit est contenu dans les bractées. La graine est droite, rarement horizontale à
embryon cyclobae ; en forme de fer à cheval ou demis cercles (ROSAS, 1989).
Les feuilles possèdent des poils se terminant par une grosse cellule, retenant l’eau,
et sur la face inférieure, une farine blanchâtre (DRENNAN et PAMMENTER., 1982).
L’anatomie foliaire est de type Kranz, associée au métabolisme à haute efficience
photosynthétique, qui prend le nom C4 (RAVEN et al., 1992). Dans le métabolisme C4,
l’anhydride carbonique se lie au pyruvate pour former l’acide oxaloacétique, composé de
quatre atomes de carbones.
Ce mécanisme se vérifie dans le mésophylle où cette composition est transformée
en acide malique ; ensuite, une fois que les grandes cellules qui composent la gaine
entourant les vaisseaux sont atteintes, il est décarboxylé et l’anhydride carbonique libéré
entre dans le cycle de Calvin, tandis que le pyruvate revient dans le mésophylle où
commence un nouveau cycle (TAIZ et ZEIGER., 1991).
1.1.3. Description de l’espèce étudiée
Atriplex halimus L. est une espèce Xéro.-halophyle (MARTINEZ et al., 2005) et
un arbuste indigène du bassin méditerranéen (ORTI'Z-DORDA et al.,2005). Elle reste un
arbuste fourrager qui constitue indéniablement l’une des espèces prometteuses pour
contribuer à l’alimentation des ovins, les caprins et les camélidés (ELLERN et al., 1974 ;
CASTROVIEJO et al., 1990). Il semble que Atriplex halimus présente une grande
variabilité et hétérozygosity entre les différentes populations d’origine méditerranéennes
(STRINGI et al., 1992 ; Le HOUEROU, 2000 ; TALAMALI et al., 2003).
1.1.4. Classification
Angiosperm Phylogeny Group, (APG II, 2005) est une nouvelle classification
botanique, considérée comme étant la classification la plus importante d’aujourd’hui. Elle
est construite à la base de deux gènes chloroplastiques et un gène nucléaire de ribosome,
42
mais ces données sont complétées dans quelques cas par d'autres données.
Règne : Végétal
Embranchement : Spermaphytes
Sous Embranchement : Angiospermes
Classe : Eudicotylédones supérieure
Sous classe : préeudicot
Ordre : Caryophyllales
Famille : Amarantacées
Genre : Atriplex
Espèces : halimus L.
1.1.5. Propriétés des Atriplex
• Propriétés écologiques
Les plantations des espèces du genre Atriplex présentent une excellente solution
pour les problèmes de la désertification dans les régions méditerranéennes (DUTUIT et
al., 1991). En effet, les Atriplex possèdent un système racinaire très développé qui peut
s’enfoncer dans le terrain à plus de 3m et s’étendre jusqu’à 10m (JONES, 1970). Ainsi
ces racines permettent d’utiliser les réserves d’eau du sol de façon exhaustif, former un
réseau dense et susceptible d’agréger le sol,
le rendre plus résistant à l’érosion
(OSMOND, 1980) et plus fertiles par l’apport de substances organiques (ARIF et al., 94).
Par ailleurs, les plantes du genre Atriplex peuvent permettrent la récupération des
zones salées (BEN AHMED et al., 1996) et même désaliniser les sols (BENREBIHA,
1987).
La capacité d'accumulation du Na, du K, du Cl, du Cd et du Zn associée à une
grande résistance aux environnement extrêmes font d'Atriplex halimus un candidat idéal
pour la phytoremédiation des sols salins contaminés par les métaux lourds. Lors des
traitements au Cd, les jeunes plantules peuvent accumuler dans les feuilles, les tiges et les
racines respectivement 120, 200 et 1770 µg Cd g-1 MS (MARCHAL, 2004), sans présenter
d'inhibition de croissance ou d'augmentation de la mortalité (LUTTS et al., 2004).
• Propriétés fourragères et importance économique
Atriplex halimus constitue, en période de sécheresse une véritable soudure
43
saisonnière, puisque qu’elle forme un fourrage apprécié des Camélidés et particulièrement
des ovins et des caprins (DUTUIT, 1995), d’où l’économie des zones arides et semi aride
est basée sur l’élevage exhaustif de ces derniers (NEFZAOUI et CHERMIT., 1991).
Plusieurs analyses de valeur fourragère, d’appétence et de production de
phytomasse, montrent l’intérêt qu’ont les Atriplex dans ces régions de type méditerranéen
(KINET et al., 1998). En effet une bonne formation d’Atriplex halimus peut produire
jusqu'à cinq tonne/ hectare de matière sèche par un an sur des sols dégradés ou salin
inutilisable pour d’autres espèces (DUTUIT et al., 1991). Les taux élevés en protéines (10
à 20 % de la MS) (LE HOUEROU, 1992 ; BEN AHMED et al., 1996) et les sels minéraux
permettent d’utiliser l’Atriplex comme réserves fourragère en été et en automne, comblant
la carence du fourrage qui se manifeste avant
la croissance printanière des espèces
fourragères herbacées dans les régions arides (KESSLER, 1990).
Différentes observations expérimentales ont démontré que, grâce à l’espèce
Atriplex halimus, le bétail peut supporter de longue périodes de carence alimentaire due à
la sécheresse (LE HOUEROU, 1980). En effet la famille des chénopodiacées, présente le
plus d’intérêt pour l’agronomie. Des analyses plus approfondies ont été effectuées surtout
sur Atriplex halimus, A. nummularia et A. canescens (tableau 8) présentent des teneurs en
matière azotée totale de l’ordre de 20 à 25 % de la matière sèche (NEFZAOUI et
CHERMITI., 1991).
Tableau 6- Composition du fourrage (feuilles) de certaines espèces d’Atriplex à la
sixième année. (MIRREH et al., 2000).
Espèces
Protéines
Protéines digestibles Azotes digestibles
brutes (% MS) (%MS)
(%N)
A. nummularia
A. halimus
A. canescens
A. leucoclada
A. lentiformis
18.2
20.5
11.1
16.7
23.4
12.5
14.5
6.3
11.1
17.1
59.9
49.7
47.1
49.9
53.4
Les Atriplex peuvent être aussi utilisées comme plantes médicinale dans la
pharmacopée traditionnelle (DUTUIT et al., 1991), en particulier Atriplex halimus L. qui
peut s’avérer utile dans le traitement du diabète de type 2 (non insuline- dépendant de
l’adulte) (ADLER et al., 1986).
44
L’Atriplex halimus L. présente également un caractère bien particulier, c’est une
plante alcaline où la cendre aurait servi autre fois à la fabrication de savon artisanale et
comme mordant de la teinture, à l’instar d’autres chénopodiacées (BABA AISSA, 1999).
2. Méthodes
2.1. Préparation des pots et du sol
Deux types de pots sont utilisés: Les alvéoles pour la germination des graines et les
pots moyens, sont retenus après repiquage pour la culture des plantes destinées pour le
prélèvement et le dosage des protéines solubles.
Le sable prélevé au bord de la mer est préalablement lavé à l'esprit de sel, rincé
abondamment à l'eau distillée pour éliminer les chlorures et les carbonates puis enfin séché
à l'air. On prépare le substrat de culture composé d’un mélange de sable + terreau (1V
terreau + 2V sable).
Des pots moyens de 13.8 cm de haut et 16 cm à la base sont remplis par 1300g du
substrat déjà préparé. Cette valeur de poids est retenue pour déterminer la capacité de
rétention de ce substrat. Cette caractéristique hydrique est nécessaire car elle permet le
calcul des quantités de solution nutritive à apporter lors des arrosages. Pour une meilleure
aération, chaque pot a été perforé à sa base.
2.2. Semis des graines en pots et arrosage
Les graines sont sélectionnées rigoureusement quant à leur taille, leur morphologie,
leur couleur (brune) et leur état sanitaire.
Dans les pots moyens nous avons procédé au repiquage des plantules ; âgées de 25
jours, elles sont ensuite arrosées par alternation d’eau distillée et de solution nutritive de
HOAGLAND (1938) (Annexe 2), chaque trois jours.
2.3. Dispositif expérimental
Pour chaque traitement nous avons réalisé 10 pots : [(6 traitements × 10 + 5 témoin)],
soit 65 dans l’ensemble. L’arrosage des plantes est réalisé en tenant compte de la
capacité de rétention du substrat (CR) calculé (Annexe 2).
Après 141 jours les plantes sont soumises pendant neuf jours à deux types de stress :
Un stress salin
- Une solution saline composée de NaCl à 400 et 800 meq.l-1 d’eau distillée,
- Une combinaison de NaCl + CaCl2 à 400 et 800 meq.l-1 d’eau distillée (Annexe 3).
45
Un stress hydrique
- A 60 % de la capacité de rétention du sol,
- A 30 % de la capacité de rétention du sol (Annexe 3).
Fig.4- Plantes d’Atriplex halimus L. âgées de 130 jours.
2.4. Prélèvement des échantillons:
Après neuf jours de l'application des stress salin et hydrique, nous avons procédé
aux
prélèvements des échantillons selon les étapes suivantes: La plante entière est
soigneusement prélevée. Les racines sont rincées à l'eau de robinet puis séchées
rapidement à l'aide du papier absorbant.
La partie aérienne est isolée de la partie souterraine, puis les poids frais des feuilles, des
tiges et des racines, sont mesurés avec une balance de précision.
2.5. Analyse quantitative des protéines solubles
• Principe
Le dosage des protéines est effectué selon la technique de BRADFORD (1976) qui
repose sur le principe qu’une solution d'acide de bleu de Coomassie est adsorbée en
maximum à 595 nm,
lorsqu'elle fixe des protéines. Cette technique est rapide et
reproductible. La coloration est stable pendant 1 heure ; il y a peu ou pas d’interférences
avec les cations et aucune avec les sucres (BRADFORD, 1976).
2.5.1. Préparation des extraits protéiques
- de chaque organe de la plante on prend 1 g de poids frais,
- le broyage des échantillons est réalisé à l’aide de l'azote liquide où le mortier est
maintenu sur de la glace pendant toute la manipulation,
- sur le broyat, 6.5 ml de tampon d'extraction sont ajoutés, contenant :
46
- 113 ul de β -Mercapto - éthanol,
- 4 g de Sodium Dodécyl Sulfate (SDS).
- On complète le tout à 500 ml avec de l’eau distillée,
- la solution obtenue est centrifugée à 5000 tours pendant 5 mn,
- le surnageant est filtré à l’aide d’un papier filtre,
- l’extrait obtenu est conservé à 4°C.
2.5.2. Préparation du réactif
Le réactif de BRADFORD (1976) est composée de :
- 100 mg de Bleu de Coomassie G250,
- 50 ml d’éthanol à 95°,
- 100 ml d’acide phosphorique à 85%,
- On ajuste à 1000 ml avec de l’eau distillée.
2.5.3. Spectre d’absorption du réactif au bleu de Coomassie
Les spectres d’absorption du réactif au bleu de Coomassie sous les formes libre et
liée aux protéines pourront être réalisés entre 500 et 620 nm en effectuant des lectures de
D.O tous les 5 mn afin de justifier la longueur d’onde de 595 nm utilisé(FAUCHER,
1999).
2.5.4. Etablissement de la gamme d’étalonnage
La quantité des protéines de l’échantillon est déterminée par référence à une
courbe d’étalonnage établie avec le sérum albumine bovine.
A partir d’une solution mère de SBA 1 mg/ml, on prépare une gamme étalon de
20, 40, 60, 80 et 100 ug ml-1 (tableau 7).
Tableau 7- Préparation de la gamme étalon à partir de 1 mg/ml SBA
Concentration en protéines ug ml-1
BSA 1mg ml-1 en ul
Eau distillée en ul
Réactif de BRADFORD en ml
20
20
980
2
40
40
960
2
60
60
940
2
80
80
920
2
100
100
900
2
Après 5 minutes, on lit les densités optiques à 595 nm afin d’établir la courbe
étalon présentée dans la figure 15.
47
Absorbance
1,6
1,4
1,2
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0
0
20
40
60
80
100
120
Concentration ug.ul-1
Fig.5- Gamme étalon de la BSA
2.5.5. Dosage des protéines solubles
Le dosage des protéines solubles s’effectue comme suit :
Tableau 8- Dosage des échantillons protéiques
Tube
Echantillon (µl)
Solution d’extraction (µl)
Réactif au Bleu de Coomassie (ml)
Absorbance 595 nm
Blanc
0
50
2
Extrait protéique
50
0
2
Dans un tube à essais on verse 50 µl de l’extrait protéique et 2 ml de réactif de
BRADFORD. Après 5 mn on mesure l’absorbante à 595 nm.
2.5.6. Analyse statistique
Tous les traitements statistiques et la gestion des données de l’ensemble des résultats
quantitatives obtenus ont été réalisés au moyen des logiciels : Microsoft STATISTICA 5.1
(1997) et Microsoft Excel
(2003). Les
données sont soumises à une analyse de la
variance, appellation équivalente : ANOVA à deux facteurs : stress et organe, par le test de
Fisher (F). Le test consiste à comparer deux variances par leurs rapport F0= S2g / S2r
- variance entre les groupes S2g, est mesurée par l’écart moyen de chaque
moyenne et la moyenne générale,
- variance résiduelle S2r, mesurée par la moyenne pondérée des variances de
chaque groupe (LACHEHEB, 2006).
Si F0 < F5% la différence entre les variance n’est pas significative.
Si F0 > F5% la différence est significative, et on cherche le degré de signification de
la table F.
Afin de savoir quelles sont les moyennes qui contribuent à l’effet, et constituent des
différences significatives on a utilisé la méthode de Newman et Keuls, basée sur la plus
petite amplitude significative : ppas (DAGNELIE, 1986)
ppas = q α-1 √ CMr /n
48
q
α-1
= la probabilité de dépasser la plus petite amplitude significative (table des
valeurs critiques de Newman et Keuls),
CMr : le carré moyen résiduel de l’ANOVA,
n : est le nombre d’observation pour chaque échantillon .
2.6. Electrophorèse des protéines solubles
Une analyse qualitative des protéines solubles est effectuée par électrophorèse sur
gel polyacrylamide en conditions dénaturantes SDS-PAGE (LAEMMLI, 1970), où les
molécules sont séparées uniquement en fonction de leur masse molaire.
2.6.1. Préparation d’un gel SDS-PAGE
Cette méthode consiste à utiliser deux gels superposés de concentration et de pH
différents (tableau 9).
Le gel supérieur (T= 5%, pH= 6.8), appelé gel de concentration, permet de
concentrer la solution en protéines en une fine bande, tandis que le gel inférieur (T=
12.5%, pH= 8.8) est le gel de séparation permettant de séparer les différentes protéines.
La polymérisation est déclanchée avec du persulfate et N,N,N’,N’,- tétra-méthyléthylène-diamine (TEMED).
Tableau 9- Préparation des gels polyacrylamide
Tampon TRIS 1M 8.8
Tampon TRIS 1M 6.8
Acrylamide 30% +Bisacrylamide 0.8%
Eau distillée
TEMED
SDS 10%
Persulfate 10%
Concentration finale en acrylamide : T
5%
12.5%
12.16 ml
1.25 ml
1.66 ml
13.22 ml
6.5 ml
5.8 ml
8 ul
10 ul
0.1 ml
0.32 ml
0.1 ml
0.32 ml
2.6.2. Montage du gel
- En premier, on joint les deux plaques de verre pour ne laisser qu’un espace de
0.75mm (on peut avoir de 0.5 à 1.5 mm), elles doivent être bien serrées pour éviter la fuite
du gel,
- le gel de séparation à 12.5% est préparé dans un petit bécher de 100 ml, le
mélange est versé rapidement entre les deux plaques, la polymérisation du gel se fait au
49
moins pendant 45 mn (il faut laisser 2 cm pour le gel de concentration),
- on prépare le gel de concentration et on le verse rapidement au dessus du gel de
séparation, on ajoute le peigne permettant de former les puits (la largeur et le nombre de
puits est suivant les échantillons à déposer, ici 22 puits), la polymérisation est plus rapide
de 15 à 20 mn.
Fig. 6- Présentation d'un gel de polyacrylamide.
2.6.3. Préparation du tampon de migration
Le volume du tampon de migration est préparé selon le volume de la cuve utilisée,
à un pH =8,3 dont la composition est la suivante :
-
Glycine
TRIS
SDS
Eau distillée
72,0 g
15,5 g
05,0 g
qsp : 05,0 l
2.6.4. Dépôts des échantillons et migration
Nous avons préparé une solution de protéines étalons marqueurs de poids
moléculaires composés d’un mélange contenant 1 mg de chaque protéine : Sérum albumine
bovine SBA (68 kDa), Caséines (24 kDa), β- Lactoglobuline (18 kDa) et
α- Lactalbumine (14 kDa). A ce mélange on ajoute de 1/5 (V/V) de tampon lyse à pH=
6.8, composé de :
- Tris
- Glycerol
- SDS
- Bleu de bromophénol
- Eau distillée
0.15
2.00
0.40
0.01
qsp 10.00
g
g
g
g
ml
Pour chaque extrait protéique, contenant 30 µg de protéines/50 µl, on ajoute, 1 µl
de glycérol
afin d’augmenter la densité de l’extrait protéique et 1 µl de bleu de
bromophénol pour faciliter la visualisation des protéines. Les échantillons préparés sont
traités 3 mn à 90°C et déposés dans les puits à l’aide d’une seringue HAMILTON.
Sur les gels, les puits (P), sont représentés comme suit :
50
P1 = standard
P2, P3, P4 = profils des protéines solubles extraites à partir des feuilles, tiges et
racines sous le traitement à 400 meq de NaCl.
P5, P6, P7 = profils des protéines solubles extraites à partir des feuilles, tiges et
racines sous traitement à 800 meq de NaCl.
P8, P9, P10 = profils des protéines solubles extraites à partir des feuilles, tiges et
racines sous traitement à 400 meq de NaCl + CaCl2.
P11, P12, P13 = profils des protéines solubles extraites à partir des feuilles, tiges et
racines sous traitement à 800 meq de NaCl + CaCl2.
P14, P15, P16 = profils des protéines solubles extraites à partir des feuilles, tiges et
racines au traitement hydrique à 30% de la CR.
P17, P18, P19 = profils des protéines solubles extraites à partir des feuilles, tiges et
racines au traitement hydrique à 60% de la CR.
P20, P21, P22 = profils des protéines solubles extraites à partir des feuilles, tiges et
racines des plantes témoins arrosées à 100% de la Solution Nutritive (SN).
L’intensité est fixée à 50 mA et le voltage à 200 pendant 13 h environ, jusqu’à
migration complète du bleu de bromophénol.
2.6.5.Coloration du gel au bleu de Coomassie
Après migration électrophorétique, le gel est coloré au moins pendant 1h, de
préférence sous agitation, dans la solution suivante :
- Bleu de Coomassie Brillant R250
- Ethanol 96%
- Acide acétique glacial
- Eau distillée
01 g
90 ml
20 ml
90 ml
2.6.6. Décoloration
Après coloration complète du gel, il est décoloré dans la solution suivante :
- Ethanol 96%
- Acide acétique glacial
- Eau distillée
450 ml
100 ml
450 ml
2.6.6. Analyse qualitative des profils électrophorétiques
- Analyse quantitative visuelle
Nous allons comparer les profils protéiques visuellement, après avoir reproduit
51
par numérisation le gel sur photo, Nous pouvons distinguer le nombre de bandes sur les
protéinogrammes selon les organes et les traitements appliqués.
- Analyse qualitative des fractions protéiques
• Détermination du poids moléculaire des fractions protéiques : Grâce aux
marqueurs protéiques utilisés, on peut déterminer le poids moléculaire de chaque fraction
protéique. La droite de calibration a été établie selon le modèle de FERGUSSON log (PM)
= a+ (b.Rf) :
Rf : la
mobilité relative de chaque fraction protéique, calculée de la manière
suivante (BILLARD et BINET, 1975) :
log PM : le logarithme du poids moléculaire de chaque protéine.
Log PM
2
1,6
1,2
0,8
0,4
0
0
0,3
0,6
0,9
1,2
Mobilité relative Rf
Fig.7- Courbe d’étalonnage, utilisée pour déterminer le poids moléculaire des protéines.
Calcul du taux de similarité : pour chaque traitement, on calcule le pourcentage
de similarité des profils protéiques des organes par rapport aux témoins, par la formule
suivante :
% de similarité = N / N+N’ (BILLARD et BINET., 1975)
N = nombre de bandes commune entre les deux organes : feuille non stressée et
stressée,
N’ = nombre de bandes non communes entre les deux organes.
Calcul du taux de polymorphisme : ce taux est calculé pour chaque organe du
même traitement.
Exemple : le taux de polymorphisme des feuilles des plantes traitées à 60% de la
CR est calculé comme suit :
Le nombre totale de bandes protéines présentent dans le profil protéique des
feuilles est de 6 bandes.
52
Le nombre de bandes protéiques présentent uniquement dans le profil protéique de
ces feuilles est de 2 bandes.
6 bandes protéiques
100%
X= 33.33%
2 bandes protéiques
X
Le taux de polymorphisme des feuilles traitées à 60% de la CR est de 33.33%.
CHAPITRE 3- RESULTATS OBTENUS
1. Teneur en protéines solubles des plantes d’Atriplex halimus L.
1.1. Teneur en protéines solubles des plantes stressées aux NaCl
La figure 8 présente une augmentation de la teneur en protéines solubles dans les
feuilles jusqu’ à 140,26 % pour les plantes stressées à 400 meq, par rapport aux feuilles
témoins, arrosées à la solution nutritive; par contre pour les feuilles des plantes stressées à
800 meq, les teneurs en protéines solubles sont proches de celles du témoin (5.15 pour 4.47
mg.g-1 de PF).
53
Protéines totales (mg,g-1 de PF)
Feuilles
Tiges
Racines
10
8
6
4
2
0
Témoin
400 meq
800 meq
meq NaCl
Fig.8-Teneurs en protéines solubles des différents organes des plantes d’Atriplex halimus
L. âgées de 150 jours sous stress au NaCl.
Dans les tiges, les protéines solubles baissent de teneur sous le traitement à 400 meq
de NaCl comparativement aux témoins (3.78 contre 2.92 mg.g-1 de PF) puis augmentent de
nouveau sous le traitement à 800 meq de NaCl; cette augmentation des protéines
représente un taux de 123.07% comparativement à la teneur en protéines solubles
enregistrée chez les tiges des plantes arrosées à la solution nutritive (3.77 pour 4.64 mg.g-1
de PF). Il faut remarquer que les protéines des tiges des plantes stressées à 800 meq de
NaCl ne varient pas beaucoup par rapport à celles des feuilles des plantes témoins (4.64
pour 4.47 m.g-1 de PF).
Dans les racines, les teneurs en protéines restent basses sous le traitement à 800 meq
de NaCl et sous arrosage à la solution nutritive lorsqu’elles sont comparées aux autres
parties de la plante.
Lorsque les plantes sont alimentées à 400 meq de NaCl, les protéines solubles
augmentent sensiblement dans les racines sans différences importantes avec les racines des
plantes traitées au NaCl ou sans traitement.
Les variations des teneurs en protéines solubles décrites sont analysées
statistiquement à l’aide du test de Newman - Keuls (à P=5%) (Tableau 10). En effet, au
niveau des feuilles, les teneurs en protéines sont significativement élevées sous le
traitement à 400 meq de NaCl par rapport à celles des feuilles témoins ; alors qu’aucune
différence significative ne s’exprime sous le traitement à 800 meq de NaCl pour les feuilles
54
et les tiges, l’effet salinité ne se manifeste pas.
Tableau 10- Test statistique de signification de Newman - Keuls (à P=5%) des teneurs en
protéines solubles des différents organes des plantes d’Atriplex halimus L. âgée de 150
jours stressées au NaCl.
Traitements
Organes
Feuilles
Témoin
400 meq
4.47 ± 1.02
6.27 ± 2.17
800 meq
**
5.15 ± 1.39
NS
Tiges
3.77 ± 0.94
2.92 ± 0.75 NS
4.64± 1.02 NS
NS
*
NS
Racines
2.42± 0.29
3.24± 0.54 NS
1.69± 0.79 NS
*
*
*
* : Significativement inférieures, ** : Significativement supérieures, NS: Non Significatif.
Au niveau de chaque organe, l’analyse statistique révèle que les teneurs en
protéines solubles des racines des plantes témoins et sous les traitements salin restent
significativement inférieures par rapport aux feuilles ; le traitement à 800 meq de NaCl agit
significativement sur les protéines solubles des tiges et des racines puisque les teneurs
donnent des valeurs remarquablement basses par rapport à celle des feuilles. Par contre
sous le traitement à 400 meq de NaCl, aucun effet significatif n’apparaît dans les teneurs
en protéines des tiges par rapport aux feuilles.
1.2. Teneur en protéines solubles des plantes stressées aux NaCl + CaCl2
La figure 9 révèle un accroissement de la teneur en protéines solubles chez les
feuilles, de 120 % pour les plantes stressées à 400 meq de NaCl à 137.8 % sous le
traitement à 800 meq, par rapport aux feuilles témoins.
Les tiges présentent à 800 meq de NaCl+ CaCl2, une augmentation jusqu’à 118.83 %
de la teneur en protéines solubles comparativement à celle des tiges des plantes témoins
(3.77 contre 4.48 mg.g-1 de PF) ; d’autre part, les tiges des plantes sous traitement salin à
400 meq de NaCl+ CaCl2 ne montrent pas une grande variation de la teneur en protéines
par rapport aux tiges des plantes non traitées.
55
Protéines totales (mg .g-1 de PF)
10
Feuilles
Tiges
Racines
8
6
4
2
0
T émoin
400 meq
800 meq
meq NaCl+ CaCl2
Fig.9-Teneurs en protéines solubles des différents organes des plantes d’Atriplex halimus
L. âgées de 150 jours sous stress salin au NaCl + CaCl2.
Le taux de protéines des racines des plantes stressées à 400 meq diminue de 65.28
%, comparé aux racines des plantes témoins (2.42 contre 1.58 mg.g-1 de PF), alors que
chez les racines des plantes stressées à 800 meq une faible augmentation de la teneur en
protéines est enregistrée (2.42 pour 2.73 mg.g-1 de PF).
Tableau 11- Test statistique de signification de Newman - Keuls (à P=5%) des teneurs en
protéines solubles des différents organes des plantes d’Atriplex halimus L. âgée de 150
jours stressées au NaCl+ CaCl2.
Traitement
Organes
Feuilles
Témoin
400 meq
800 meq
4.47 ± 1.02
5.36 ± 2.36 **
6.16 ± 1.69 **
Tiges
3.77 ± 0.945
3.68 ± 1.12 NS
4.48 ±1.14 NS
NS
*
*
Racines
2.42 ± 0.29
1.58 ± 0.91 NS
2.73 ±1.26 NS
*
*
*
* : Significativement inférieures, ** : Significativement supérieures, NS: Non Significatif.
L’analyse statistique pour chaque traitement présentée dans le tableau 11 montre que
la teneur en protéines solubles des feuilles est sensible aux traitements salins par NaCl+
CaCl2, qui provoquent une augmentation de celle-ci par rapport aux feuilles témoins. Par
contre, chez les tiges et les racines aucune différence significative n’est signalée entre les
différents traitements salins.
L’étude statistique entre les différents organes de la plante révèle que la teneur en
protéines solubles des tiges et des racines des plantes sous traitements salins pour les deux
concentrations 400 et 800 meq de NaCl+ CaCl2 présente des différences significativement
inférieures à celle des feuilles.
Par ailleurs les tiges des plantes non traitées ne représentent aucune différence
56
significative par rapport aux feuilles quant aux racines, la teneur en protéines est
sensiblement inférieure à celle de feuilles témoins.
1.3.Teneur en protéines solubles des plantes d’Atriplex halimus L. sous stress hydrique
La figure 10 montre une augmentation de la teneur en protéines solubles dans les
feuilles jusqu’à 140.8 %, lorsque les plantes reçoivent 30% de la CR ; Dès que la teneur en
Protéines totales (mg.g-1de PF)
eau augmente à 60% de la CR, la teneur en protéines solubles passe à 174.04 %.
10
8
6
4
2
0
T émoin
30%
60%
T raitement s hydriques
Fig.10-Teneurs en protéines solubles des différents organes des plantes d’Atriplex halimus
L. âgées de 150 jours sous stress hydrique.
Dans les tiges, les teneurs en protéines ne varient pas sous l’effet des différents apports
d’eau comparativement à celles enregistrées chez les plantes témoins mais ces teneurs
restent plus basses par rapport aux feuilles.
Les protéines solubles baissent encore dans les racines sans causer des différences
importantes entre les plantes des différents traitements. Pour les plantes témoins, les
protéines solubles dans les racines représentent 54.13 % par rapport aux feuilles ; sous le
traitement à 30% de la CR, ce taux passe à 18.28 % alors que sous le traitement à 60 % de
la CR, ce taux atteint 32 %.
L’analyse statistique (tableau 12) montre que le traitement soit à 30% ou à 60% de la
CR influence significativement à la hausse les teneurs en protéines solubles dans les
feuilles par rapport au témoin. Par contre, les protéines solubles expriment des teneurs
sensiblement identiques sans différences significatives pour l’ensemble des traitements
57
aussi bien pour les tiges que pour les racines.
Tableau 12- Test statistique de signification de Newman - Keuls (à P=5%) des teneurs en
protéines solubles des différents organes des plantes d’Atriplex halimus L. âgée de 150
jours sous stress hydrique.
Traitements
Témoin
30 %
4.47 ± 1.02
6.29± 1.29
60 %
Organes
Feuilles
**
7.78± 1.55
**
3.77 ± 0.94
3.68± 0.44 NS
4.41± 0.52 NS
NS
*
*
2.42 ± 0.29
1.15 ± 0.8 NS
2.49± 0.49 NS
Racines
*
*
*
* : Significativement inférieures, ** : Significativement supérieures, NS: Non Significatif.
Tiges
L’influence de l’organe sur les teneurs en protéines solubles s’exprime nettement
puisque ces composés montrent des valeurs significativement inférieures pour les racines
que ce soit pour les plantes témoins ou celles traitées. Par contre l’analyse statistique révèle
que seulement sous les apports d’eau à 30% et 60% que les teneurs en protéines solubles
sont significativement basses par rapport aux feuilles.
2. Electrophorèse des protéines d’Atriplex halimus L.
2.1. Séparation des protéines par SDS-PAGE
58
D’une manière générale, les profils protéiques, illustrés sur la figure 11, des
organes (feuilles, tiges et racines), des plantes soumises aux stress salin et hydrique,
présentent un nombre important de bandes, bien séparées, soit 61 au total.
Fig.11-Profils protéiques des extraits de feuilles (F), tiges (T) et racines (R) des plantes
d’Atriplex halimus L.,âgées de 150 jours, soumises à un régime salin et hydrique pendant
9 jours.
Le premier puit correspond aux protéines étalon avec quatre bandes de poids
moléculaire allant de 68 kDa, 24 kDa, 18 kDa à 14 kDa. Les trois derniers puits
rassemblent les extraits des protéines des organes des plantes non stressées, considérés
comme témoins. Huit bandes sont enregistrées, soit quatre bandes de protéines solubles
pour les feuilles, deux pour les tiges et deux pour les racines.
Le profil protéique de l’ensemble des organes des plantes analysées sous chaque
traitement peut être réparti en deux
fractions : La fraction I correspond aux bandes à
mobilité lente, de taille moléculaire supérieur à 40 kDa et la fraction II comprend les
bandes à mobilité moyenne de 24 kDa à 14 kDa.
Les bandes protéiques sont réparties sur les deux fractions du gel. La fraction II,
aux bandes à mobilité moyenne regroupe le plus de bandes protéiques, en particulier trois
protéines à PM= 24 kDa, 23 kDa et 20 kDa ; ces bandes apparaissent sur les profils
protéiques pour les organes stressés et non stressés. Par contre, la fraction I, aux bandes à
mobilité lente, exprime le moins de bandes protéiques.
Les feuilles présentent toujours le profil protéique le plus riche en protéines, aux
bandes bien séparées et très intenses, dont le nombre est généralement supérieur à quatre
59
bandes; au contraire pour les racines l’effectif ne dépasse pas trois bandes avec une
intensité très faible.
2.2. Polymorphisme des protéines de la plante Atriplex halimus L. sous stress salin.
2.2.1. Polymorphisme protéique des plantes stressées au NaCl.
La figure 12 représente le profil protéique des organes des plantes traitées
seulement à la salinité au NaCl. 21 bandes protéiques sont identifiées pour l’ensemble des
plantes.
Fig.12-Protéinogramme des différentes bandes protéiques séparées sur gel SDS- PAGE, à
partir d’extrait des feuilles, des tiges et des racines des plantes d’Atriplex halimus L.
âgées de 150 jours après 9 jours de traitement salin au NaCl.
Cet effectif se répartit pour les plantes stressées à 400 meq avec 12 bandes
respectivement distribuées : avec 6 bandes pour les feuilles, 5 pour les tiges et 1 bande
pour les racines. Sous le traitement à 800 meq, les observations indiquent la présence de 9
bandes protéiques réparties sur 5 bandes protéiques dans l’extrait de protéines à partir des
feuilles, 3 bandes protéiques pour les tiges et seulement une bande pour les racines.
Dans les différents organes des plantes non stressées, aucune protéine à PM élevée
60
n’apparaît dans la fraction I; lorsque les plantes sont stressées à la salinité, les protéines
s’expriment dans cette fraction seulement pour les feuilles des plantes soumises à 400 meq
de NaCl avec l’apparition d’une nouvelle bande polymorphe de 56 kDa.
Dès que la concentration en NaCl double, deux bandes protéiques polymorphes de
40 et 46 kDa sont observées à partir de l’extrait de protéines des feuilles alors qu’une seule
bande de 43 kDa est enregistrée pour les tiges. Au niveau des racines, seule une bande
protéique polymorphe de 20 kDa s’illustre dans la fraction II sous le traitement à 800 meq
de NaCl.
Pour les plantes témoins, toutes les bandes protéiques de faible PM sont localisées
dans la fraction II. Dans ce cas, seulement deux bandes polymorphes apparaissent de PM
respectifs de 20 et 24 kDa dans les extraits protéiques des feuilles. Il faut remarquer que
ces deux bandes sont absentes dans les extraits protéiques à partir des tiges et des racines.
Le profil protéique des feuilles témoins dans la fraction II regroupe quatre
protéines, par contre les feuilles des plantes stressées à 400 meq, cinq nouvelles bandes
protéiques sont observées, présentant dans l’ensemble du profil protéique un taux de
polymorphisme très élevé (125%) par rapport aux feuilles témoins. A 800 meq, quatre
bandes polymorphes apparaissent avec un taux de polymorphisme égal à 75%, dont deux
dans la fraction II.
Par contre les bandes protéiques de 19 et 23 kDa sont présentes dans les profils
protéiques des feuilles, des tiges et des racines. Dans les extraits protéiques des tiges des
plantes traitées à 400 meq, le nombre de bandes protéiques est deux fois plus présent que
pour les mêmes organes des plantes témoins. Selon cette distribution des bandes, les tiges
des plantes stressées à cette concentration présentent un polymorphisme protéique très
élevé de 250 % (5 bande) comparés au témoin (2 bandes) (fig.9).
Au contraire sous le traitement à 800 meq, seulement deux bandes polymorphes de
PM = 43 kDa et 20 kDa sont présentes ce qui représente un taux de polymorphismes de 75
% toujours par rapport aux tiges des plantes témoins.
En tenant compte de chaque traitement, le tableau 13 montre les variations des taux
61
de polymorphismes établis selon les organes de la plante. En effet,
les taux de
polymorphisme les plus important sont obtenus pour les feuilles des plantes recevant le
traitement salin à 800 meq de NaCl (60%) et à 400 meq (33.33%) et pour les témoins
(50%).
Tableau 13 - Taux de polymorphisme des bandes protéiques des organes des plantes
d’Atriplex halimus L. conduites sous stress au NaCl.
Organes
Feuilles
Tiges
racines
% de polymorphisme
Témoin
400 meq
800 meq
50%
33.33 %
60 %
0%
20 %
33.33 %
0%
0%
0%
D’autre part, le taux de similarité calculé (tableau 14), par rapport au témoin
pour chaque organe, indique que sous l’effet traitement salin à 800 meq de NaCl, ces
valeurs sont 3 fois plus élevées pour les feuilles comparativement aux mêmes organes des
plantes recevant la salinité à 400 meq de NaCl alors que pour les tiges ce taux n’arrive que
jusqu’à 25%.
Tableau 14 - Pourcentage de similarité du profil protéique entre les deux concentrations du
traitement salin au NaCl.
Organes
Feuilles
Tiges
racines
% de similarité
400 meq
800 meq
10%
28.57%
0%
25%
0%
0%
2.2.2. Polymorphisme protéique des plantes stressées au NaCl+ CaCl2.
La figure 13 présente le profil protéique des plantes stressées au NaCl+ CaCl2, 15
bandes protéiques sont identifiées pour l’ensemble des plantes. Ce nombre se répartit pour
les plantes traitées à 400 meq avec 11 bandes dont 5 bandes pour les feuilles, 4 pour les
tiges et 3 bandes pour les racines.
Sous le régime salin à 800 meq, les observations indiquent la présence de 4 bandes
protéiques réparties en deux bandes dans les extraits protéiques des feuilles, une bande
protéique pour les tiges et une bande pour les racines. Dans la fraction I, les protéines
s’expriment seulement pour les plantes soumises à 400 meq de NaCl + CaCl2, avec
l’apparition de deux bandes protéiques polymorphes de PM= 46 kDa et 40 kDa.
62
Lorsque la concentration en NaCl + CaCl2 double, aucune bande protéique n’est
observée dans cette fraction. Pour le profil protéique des feuilles des plantes sous stress
salin au NaCl + CaCl2, les deux protéines à PM= 24 kDa et 19 kDa n’apparaissent pas dans
la fraction II. Sous le traitement salin à 400 meq, le nombre de bandes n’est que de trois,
soit un taux de polymorphisme de 75 % dont une nouvelle bande protéique polymorphe de
PM= 18.75 kDa est présente. A 800 meq le nombre de bandes protéiques est réduit à deux
seulement, non polymorphes. D’autre part une même bande protéique de 23 kDa est
présente dans les profils protéiques des feuilles, des tiges et des racines des plantes
stressées et témoins.
Fig.13-Protéinogramme des différentes bandes protéiques séparées sur gel SDS- PAGE, à
partir d’extrait des feuilles, des tiges et des racines des plantes d’Atriplex halimus L.
âgées de 150 jours après 9 jours de traitement salin au NaCl+ CaCl2.
Dans les extraits protéiques des tiges traitées à 400 meq, le nombre de bandes
protéiques est deux fois plus élevé que dans les tiges des plantes non stressées. Il présente
un taux de polymorphisme très élevé (150 %). A 800 meq le nombre de bandes protéiques
est réduit à une seule bande non polymorphe, de PM= 23kDa.
Les racines des plantes non stressées présentent deux bandes protéiques à PM= 19
63
kDa et 23 kDa, à 400 meq, le nombre de bandes se maintient à deux mais avec l’apparition
d’une bande protéique polymorphe de PM= 21 kDa, soit un taux de polymorphisme égale à
50%. Sous le traitement salin à 800 meq, une seule bande non polymorphe de PM= 23 kDa
s’exprime.
Tableau 15 - Taux de polymorphisme des bandes protéiques entre les organes des plantes
d’Atriplex halimus L. sous stress au NaCl + CaCl2.
Organes
Feuilles
Tiges
racines
% de polymorphisme
Témoin
400 meq
50%
20 %
0%
0%
0%
0%
800 meq
50 %
0%
0%
Le tableau 15 montre que le taux de polymorphisme des bandes protéique des plantes
stressées à la salinité au NaCl+ CaCl2 reste plus important pour les feuilles aussi bien
témoins que pour celles des plantes stressées à 800 meq de NaCl + CaCl2.
Tableau 16- Pourcentage de similarité du profil protéique entre les deux concentrations du
traitement salin au NaCl+ CaCl2.
Organes
Feuilles
Tiges
racines
% de similarité
400 meq
800 meq
28.57%
50%
20%
50%
33.33%
50%
Le traitement salin au NaCl+ CaCl2 présente plus de similarité avec les plantes
témoins (tableau 16), principalement à 800 meq, où il atteint 50% dans les feuilles, les
tiges et les racines. Pour le traitement salin à 400meq ce taux de similarité est réduit de
moitié pour les feuilles, les tiges et les racines.
2.2.3. Polymorphisme protéique des plantes sous stress hydrique.
La figure 14 montre le profil protéique des organes des plantes sous déficit hydrique,
17 bandes protéiques sont enregistrées au total. Elles se repartissent comme suit : 12
bandes chez les plantes stressées à 60 % de la CR , dont 6 bandes protéiques dans les
extraite des feuilles, 3 bandes dans les extraits protéiques des tiges et 3 bandes dans les
extraits protéiques des racines.
64
Pour le traitement à 30 % de la CR, seulement 5 bandes protéiques sont présentent,
trois d’entre elles dans les extraits protéiques des feuilles et une bande chacune dans les
extraits protéiques des tiges et une autre bande dans les extraits protéiques des racines.
Dans les différents organes des plantes non stressées et stressées, aucune protéine à
PM élevée n’apparaît dans la fraction I; sauf pour les feuilles des plantes stressées à 60%
de la CR où une protéine à PM= 46 kDa apparaît.
Fig.14- Protéinogramme des différentes bandes protéiques séparées sur gel SDS- PAGE, à
partir d’extrait des feuilles, des tiges et des racines des plantes d’Atriplex halimus
L. âgées de 150 jours après 9 jours de stress hydrique.
Le profil protéique des feuilles des plantes stressées à 60 % de la CR, présent un taux
de polymorphisme égal à 75 %, puisque deux nouvelles bandes protéiques polymorphes à
PM= 16 kDa et 18.75 kDa apparaissent. A 30% de la CR, la bande protéique de PM= 19
kDa n’apparaît pas. Par contre la bande protéique de 23 kDa, non polymorphe est présente
dans les profils protéiques des feuilles, des tiges et des racines.
Dans les extraits protéiques des tiges non stressées, 2 bandes protéiques à PM= 23
65
kDa et 19 kDa apparaissent dans la fraction II, par contre à 60 % de la CR, le nombre de
bandes protéiques est de 3, avec un taux de polymorphisme de 100 %, dont deux nouvelles
de PM= 24 kDa et 20 kDa. A 30% du traitement hydrique, le nombre de protéines est
réduit à une bande protéique avec un taux de polymorphisme nul.
Les racines des plantes non stressées représentent deux bandes protéiques à PM= 19
kDa et 23 kDa, à 60 % de la CR, le taux de polymorphisme avec ces dernières est de
150% puisque trois nouvelle bandes protéiques apparaissent, de PM= 24 kDa 20 kDa et
18.75 kDa. Pour le traitement hydrique à 30 % de la CR, le nombre de bandes protéiques
est réduit en une seulement, non polymorphe, de PM= 23 kDa.
Tableau 17 - Taux de polymorphisme des bandes protéiques entre les organes des plantes
d’Atriplex halimus L. sous stress hydrique.
O
% de polymorphisme
Organes
Feuilles
Tiges
racines
Témoin
50%
0%
0%
30% de la CR
66.66 %
0%
0%
60% de la CR
33.33 %
0%
0%
Le polymorphisme des bandes protéiques des plantes sous traitement hydrique
(tableau 17), est exprimé au niveau des feuilles seulement, ce taux passe de 33.33% pour
les plantes stressées à 60% de la CR à 50% pour les plantes témoins, jusqu’à 66.66% pour
les plantes traitées avec 30% de la CR. Contrairement aux tiges et aux racines où le taux
est nul.
Tableau 18- Pourcentage de similarité du profil protéique entre les deux concentrations du
stress hydrique.
Organes
Feuilles
Tiges
racines
% de similarité
30% de la CR
60% de la CR
50%
60%
50%
25%
50%
0%
Le tableau 18, présente le pourcentage de similarité des plantes sous stress hydrique. Ce
pourcentage est de moitié pour les différents organes traités à 30% de la CR, soit 50%.
Par contre à 60% de la CR, ce pourcentage passe à 60% pour les feuilles puis
diminue à 25% dans les tiges pour être nul dans les racines.
66
DISCUSSION ET CONCLUSION GENERALE
La réponse protéique des plantes d’Atriplex halimus L. via à vis d’un régime salin et
d’un déficit hydrique varie selon l’organe et la nature du traitement appliqué. Ces résultats
aboutissent aux principaux points:
• Les analyses des protéines solubles à l’aide de la méthode de BRADFORD montrent
que :
- D’une manière générale, l’accumulation des protéines solubles s’effectue
principalement aux niveaux des feuilles sous les différents traitements aussi bien salins que
hydriques.
- Les racines présentent toujours des teneurs en protéines solubles remarquablement
inférieures à celles des parties aériennes,
• Les analyses des protéines solubles par électrophorèse montrent que :
- dans l’ensemble, l’effectif le plus important en bandes protéiques est observé au
niveau des feuilles où le taux de polymorphisme reste supérieur à 20%, selon le traitement
appliqué,
- les observations menées au niveau de chaque organe indiquent que les feuilles
des plantes témoins nourries à la solution nutritive présentent un taux de polymorphisme
de 50% contrairement aux tiges et aux racines où il est nul.
- sous stress salin au NaCl à 400 meq, les organes des plantes montrent des
profils protéiques les plus polymorphes par rapport aux plantes témoins.
- sous le traitement au NaCl + CaCl2, le nombre de bandes protéiques des feuilles
diminue lorsque la concentration de la solution saline augmente. Le polymorphisme
protéique s’exprime seulement aux niveaux des feuilles, des plantes exposées au stress
salin à 800meq de NaCl + CaCl2.
- lorsque les plantes sont soumises à un régime hydrique, le nombre de bandes
protéiques s’accroît avec l’intensité du stress hydrique au sein du même traitement
comparativement aux plantes témoins.
- sous traitement hydrique à 30% de la capacité de rétention, les
profils
protéiques des différents organes des plantes présentent le plus de similarité avec ceux des
plantes témoins.
67
Des résultats obtenus il est possible de conclure que l’accumulation protéique aux
niveaux des différents organes de la plante évolue avec l’intensité du stress aussi bien salin
que hydrique. En effet, plusieurs travaux rapportent que le sel provoque généralement des
changements métaboliques identiques à ceux observés sous stress hydrique (MUNNS,
2002). Selon de nombreux auteurs, ces stress ont pour conséquence de réduire la
photosynthèse ainsi que
l’activité photochimique (EASTMAN et CAMM., 1995 ;
GODDE, 1999 ; ORCUTT et NILSEN., 2000; ORTEGA et al., 2004), en produisant au
niveau des résidus protéiques différentes modifications tel que la déamination,
l’isomérisation et l’oxydation (GREELMAN et MULLET.,1997).
Plusieurs recherches, mettant en évidence l’action du stress hydrique sur les
variations des protéines, montrent l’existence d’une variabilité dans la teneur en protéines
(KUMAR et SINGH., 1991 ; RAI et al., 1983). Ainsi, selon les résultats de cette étude, les
teneurs en protéines solubles des racines peuvent montrer soit un accroissement lorsque les
plantes sont arrosées à 60% de la CR soit une réduction de ces composés lorsque le niveau
du traitement hydrique baisse à 30% de la CR.
Il a été rapporté par ailleurs que l’effet du sel se manifeste par une diminution des
teneurs foliaires en protéines solubles, due à un ralentissement de la synthèse protéique et
une inhibition de l’activité enzymatique (BEKKI et al., 1987) . Plus tard KHALES et
BAAZIZ (2006) ont mis en évidence une accumulation des protéines chez opuntia sous
conditions stressantes. Cette accumulation des protéines s’est clairement exprimée au
niveau foliaire chez l’Atriplex halimus L. conduites sous régime salin et hydrique. Ces
changements importants s’effectuent principalement au niveau des feuilles, cela s’accorde
avec les résultats déjà obtenus par DEEPIKA et ANIL (1999), affirmant que les feuilles
sont les organes les plus sensibles aux changements qui se produisent au niveau du
métabolisme primaire, due en grande partie à la réponse aux stress environnementaux, tels
que les stress hydriques et salins. En effet, ces stress provoquent l’augmentation du taux
des protéines, généralement due à une surexpression des enzymes impliquées dans la
réparation des protéines pendant ces deux stress (GREELMAN et MULLET., 1991 ;
KHALES et BAAZIZ., 2006).
Outre, CHAKHPARONIAN (1995) a noté que la membrane thylakoïdienne des
feuilles reste la plus sensible aux stress abiotiques, provoquant chez la plante des
changements irréversibles des enzymes, des protéines et surtout de l’ultrastructure des
organites cellulaires entraînant la désorganisation de l’appareil photosynthétique.
68
Des travaux réalisés par COSTES (1981) sur les protéines foliaires montrent
qu’une séparation électrophorétique des extraits des protéines solubles des feuilles est
dominée par un seul pic majeur qui correspond à la Rubisco. Cette enzyme qui joue un rôle
majeur dans la photosynthèse est sensible au stress abiotiques, en effet FLEXAS (2006) a
constaté chez plusieurs espèces végétales soumises à un déficit hydrique une diminution de
l’activité de la Rubisco. Les extraits des protéines solubles des feuilles contiennent
également d’autre protéines tels que les protéines hydrosolubles de la chlorophylle (Chl),
Selon des études réalisées sur l'adaptation de la plante Brassica à la sécheresse, des
protéines de sécheresse sont surexprimées lors d’un stress hydrique avec des poids
moléculaires de 20 kDa et 22 kDa. Ces protéines possèdent une similitude d'ordre avec la
protéine hydrosoluble de la chlorophylle (SATOH et al., 2001). Par ailleurs, la
modification qualitative et quantitative des aquaporines (protéines trans-membranaires) est
un processus capable de modifier la conductivité hydraulique de la plante et de favoriser ou
restreindre les mouvements d’eau (YEO 1998, CHRISPEELS et MAUREL., 2001). Ces
remaniements protéiques sont dus vraisemblablement à la réduction du potentiel osmotique
externe résultant des signaux à base de Ca++ responsables de l’activité des protéines
kinases dont dépend la suite de la réponse en aval (XIONG et al., 2002 ; Zhu, 2002). Cette
information va éventuellement se transmettre via l’émission d’hormones de stress (signal
de longue distance) tel que l’acide abscissique (HETHERINGTON et QUATRANO.,
1991 ; HARTUNG et JESCHKE., 1999; ITAI, 1999 ; XIONG et al., 2002).
Selon les résultats obtenus, la séparation électrophorétique des protéines solubles
des organes des plantes d’Atriplex halimus L. montre un polymorphisme important sous le
régime salin au NaCl, par rapport à l’ensembles des plantes stressées et témoins. Le profil
protéique des feuilles stressées à 400 meq présente deux bandes protéiques polymorphes de
PM= 56 kDa et 21 kDa par contre à 800 meq une bande protéique apparaît dans les extraits
protéiques des tiges de PM= 43kDa. D’autres travaux réalisés par CASAS et al., (1992)
sur les cellules d'Atriplex nummularia sous stress salin au NaCl ont détecté une
surexpression d’un peptide de poid moléculaire 50 kDa, immunologiquement lié à
l'osmotine de tabac. Il y avait un autre petit polypeptide de 24 kDa synthétisé également
chez Atriplex nummularia, probablement liée à l’osmotine dégradée.
RICCARDIE et al.,(1998) signale que l’analyse quantitative du protéome des
plantes soumises à des stress hydriques a permis de mettre en évidence l’effet de la
sécheresse sur plusieurs dizaines de protéines impliquées dans les différentes voies
métaboliques.
69
Parmi ces protéines on trouve les protéines HPS qui semblent jouer un rôle majeur
dans les mécanismes d’adaptation à l’ensemble des stress abiotiques (MAROUF et
REYNAUD., 2007). En effet plusieurs protéines de sécheresses analogues aux HPS ont
été signalées dans les plantes soumises à un déficit hydrique (MAZLIAK, 1995).
Plusieurs travaux s’accordent avec ces résultats, par exemple une osmotine de 26
kDa est synthétisée lors d’un stress hydrique ou lors d’un stress salin chez les cellules de
tabac (SINGH et al., 1987). Deux protéines de stress de 10 et 35 kDa sont également
présentent dans le mil d’après les travaux de MOULINEAU (1994). Chez les feuilles de
l’orge le sel induit la synthèse de 5 nouvelles protéines de 20 à 40 kDa (RAMAGOPAL,
1987). Dans des plants de pomme de terre (solanum tuberosum) soumis à un manque
d'eau, deux nouvelles protéines chloroplastiques nommées CDSP32 et CDSP34
(Chloroplastic Drought-induced Stress Protein de 32 et 34 kDa) ont été identifiées. Ces
deux protéines présentent un niveau de synthèse fortement accru en condition de stress
(BROIN et REY., 2003). L’induction de PR (pathogenesis related protein) protéine de
type 10 qui semble faire partie de la réponse du pin maritime et Betula pendula à un stress
hydrique (PAAKKONEN et al., 1998 ; OKUSHIMA et al., 2000). L'analyse des protéines
séparées par 2D-PAGE montre la présence de trois polypeptides de 22, 28 et 28,5 kDa
uniquement dans les feuilles des radis traités à la salinité (100 ou 200 mM NaC1) (LOPEZ,
1996). La réponse protéique du maïs à la sécheresse par électrophorèse bidimensionnelle a
montré qu’au total, 74 protéines étaient affectées par le stress hydrique. Parmi ces
protéines, 50 étaient induites : elles étaient présentes uniquement dans les plantes stressées,
ou en plus grande quantité chez ces dernières (GAZEAU, 1996). Une étude faite par
DUBOS (2001) sur la réponse moléculaire du pin maritime vis-à-vis d’un stress hydrique
montre que 62,5% des bandes protéiques étaient sous exprimées. Elles comprenaient des
protéines impliquées dans la régulation de la photosynthèse, dans le métabolisme du
carbone, de l’azote, ainsi que des protéines chaperonnes ou l’actine. Par contre 37,5% des
bandes surexprimées comprenaient des protéines impliquées dans la biosynthèse des
lignines, les phénomènes de défense systémique ou dans la détoxication, ainsi que des
protéines de choc thermique ou induites par l’auxine.
Il n'y a pas que l'expression des gènes végétaux qui varie lors de la croissance et du
développement des plantes. Les protéines produites par les plantes peuvent aussi changer
en fonction des conditions tels que les stress abiotiques et biotiques.
70
L’analyse des données obtenues au cours de cette expérimentation montre qu’
Atriplex halimus L exprime une variabilité du polymorphisme protéique si l’on tient
compte de l’organe et de la nature du stress appliqué. L’appréciation de cette variabilité
impose de s’orienter vers d’autres voies pour apporter des données supplémentaires afin
d’élucider la réponse de cette espèce aux stress abiotiques.
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Annexe 1
1. les phytohormones végétales
Tableau 1- Origine et activité de facteurs de croissances chez les plantes.
Facteur de croissance et structure
Synthétisé par
Auxine (IAA)
Méristème, primordial foliaire,
graine
Ethylène
Ma plupart des tissus
Cytokinine
Extrémités racinaires, graines
Acide abscissique (ABA)
Racine, Feuille
86
Action biologique
division cellulaire, élongation,
différenciation, enracinement,
répression de la croissance des
bourgeons latéraux, sénescence
des feuilles, développement des
fruits, gravitropisme et
phototropisme
maturation des fruits,
sénescence des fleurs et
feuilles, abscission des feuilles
et fruits, dormance, résistance
au stress
division et différenciation
cellulaire, croissance des
parties aériennes et des
bourgeons latéraux, retard de la
sénescence des feuilles,
développement des fruits et
chloroplastes, morphogenèse
sénescence, stress hydrique,
inhibition de croissance des
parties aériennes, activation des
gènes de défense et du stockage
des protéines dans les graines
Gibbérellines (GA1)
Jeune tissu aérien, GraineS
élongation des parties
aériennes, germination des
graines
Annexe 2
2. préparation de la solution nutritive
Tableau 2: Composition de la solution nutritive de HOAGLAND (1938)
Composants
Nitrate de potassium
Nitrate de calcium
Nitrate d'ammonium
Sulfate de magnésium
Phosphate monopotassique
Di-potassium hydrogénophosphte
Nitrate de potassium
Nitrate de calcium
Nitrate d'ammonium
Sulfate de magnésium
Phosphate monopotassique
Di-potassium hydrogénophosphte
Chlorure de manganèse
Sulfate de cuivre
Sulfate de zinc
Acide borique
Molybdate d'ammonium
Complexe ferrique
Nomenclature
KNO3
(NO3)2 Ca 4H2O
NO3 NH4
SO4 Mg 7H2O
PO4 H2 K
PO4 K2 H 3H2O
KNO3
(NO3)2 Ca 4H2O
NO3 NH4
SO4 Mg 7H2O
PO4 H2 K
PO4 K2 H 3H2O
Cl2 Mn 4H2O
Cu SO4 5H2O
Zn SO4 7H2O
H3 BO3
MO7 O24 (NH4) 7H2O
EDTA
(C10H12FeN2NaO8)
Pois en g.l-1
191.9
129.8
210
61.5
54.4
34.23
191.9
129.8
210
61.5
54.4
34.23
1.8
0.176
0.219
2.861
0.285
0.05
3. Calcule de la capacité de rétention du substrat
L’arrosage des plantes est réalisé en tenant compte de la capacité de rétention du substrat
calculé de la manière suivante :
Nous avons déposé 100 g de sol (P1) dans un petit pot en plastique perforé à sa
base, le tout est posé dans une boite de pétri, ensuite l’eau est versée dans le pot jusqu’à
saturation, ce dernier est déposé sur la paillasse pour décantation ; au bout de 24h, le pot et
le sol sont pesés, le poids est égal à 129.4 (P2) :
- Soit P1 – P2 = 29.4 g (densité de l’eau = 1) d’où le volume d’eau pour 100 g. de
terre est égal à 29.4 ml.
- Il faut réduire le poids du pot = 4g soit le volume final de l’eau est de 25.4 ml
pour 100 g de terre.
87
Nous avons pour 100g de terre 25.4 ml d’eau, pour 1300 g de terre le volume est
de 330.2 ml d’eau utilisé, pour l’arrosage de chaque plante à 100% de la capacité de
rétention du sol.
Annexe 3
4. Préparation de la solution saline.
Tableau 3: Composition de la solution saline.
NaCl
g.l-1
400 méq.l-1
23.37
CaCl2
g.l-1
43.81
800 méq.l-1
46.75
Témoin
Solution nutritive
87.62
Solution nutritive
5. Préparation du stress hydrique
Afin de provoquer un stress hydrique chez les plantes, à chaque arrosage on doit
peser les pots et faire la différence par rapport à 1800 g qui représente le poids moyen des
pots arrosés à 100% de la CR
Exemple : Après une semaine le poids du pot est de 1700g, donc on a 100g de
différence.
100g
100 %
P2
60 %
P2 = 60 g
Pour réaliser un stress hydrique à 60 % de la capacité de rétention du sol on doit ajouter 60
ml d’eau distillée.
88
Annexe 4
6. Dosage des protéines solubles par la méthode de Bradford
Tableau 4- Teneurs en protéines solubles des différents organes des plantes d’Atriplex
halimus L. âgée de 150 jours stressées au NaCl.
N
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Témoin
4,850
4,006
4,625
5,285
3,585
Feuilles
400meq
7,659
7,455
8,891
4,204
7,891
7,714
7,945
4,020
3,789
3,217
800meq
5,238
4,428
6,598
6,265
2,809
4,591
7,312
4,122
4,088
6,102
Traitement salin au NaCl + CaCl2
Tiges
Témoin 400 meq
800meq Témoin
4,816
3,333
6,088
2,911
3,972
2,380
2,068
2,482
4,476
2,387
4,428
2,176
2,578
3,244
4,938
2,238
3,050
2,285
4,891
2,306
3,326
4,523
2,489
4,394
4,183
4,816
1,857
5,095
3,775
5,170
Racines
400 meq
4,149
2,591
3,809
3,741
3,190
2,802
3,054
3,285
3,346
2,442
800 meq
2,544
2,360
2,414
1,068
2,034
1,210
0,557
0,714
1,394
2,653
Tableau 5- Teneurs en protéines solubles des différents organes des plantes d’Atriplex
halimus L. âgée de 150 jours stressées au NaCl + CaCl2.
N
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Témoin
4,850
4,006
4,625
5,285
3,585
Feuilles
400meq
6,122
3,850
5,374
3,061
4,183
5,231
3,870
11,442
7,659
2,863
800meq
4,238
5,285
6,258
7,149
6,768
4,19
8,843
4,136
6,394
8,353
Traitement salin au NaCl + CaCl2
Tiges
Témoin 400 meq
800meq Témoin
4,816
4,299
3,578 2,911
3,972
3,367
6,340 2,482
4,476
1,387
4,557 2,176
2,578
3,156
6,489 2,238
3,050
4,163
5,102 2,306
4,646
4,190
2,578
3,523
4,163
3,823
5,367
3,401
3,700
3,829
Racines
400 meq
0,136
1,183
1,333
1,401
2,183
1,721
1,462
3,605
1,993
0,857
800 meq
3,843
2,877
0,115
3,863
2,401
3,027
4,027
1,687
3,768
1,741
Tableau 6- Teneurs en protéines solubles des différents organes des plantes d’Atriplex
halimus L. âgée de 150 jours sous régime hydrique.
N
1
2
Témoin
4,850
4,006
Feuilles
30%
4,809
5,836
60%
7,414
8,176
Traitement hydrique
Tiges
Témoin 30%
60%
4,816
3,748
4,646
3,972
3,455
4,006
89
Témoin
2,911
2,482
Racines
30%
1,442
3,176
60%
2,387
3,102
3
4
5
6
7
8
9
10
4,625
5,285
3,585
6,748
5,904
7,653
4,693
7,272
5,142
10,707
4,176
8,425
9,156
9,619
4,843
9,285
7,993
7,258
5,646
4,476
2,578
3,050
3,435
4,088
3,190
3,387
4,625
3,340
4,054
3,551
4,972
3,646
4,829
4,714
3,605
4,557
4,183
4,993
2,176
2,238
2,306
0,816
1,047
0,476
0,952
0,380
0,605
1,238
1,414
2,482
1,918
3,231
2,462
3,167
2,156
2,040
2,047
Annexe 5
7. Analyse de la variance pour l’ensemble des organes traités aux NaCl.
Tableau 7- Analyse de la variance entre les différents traitements au NaCl ainsi que les
organes d’Atriplex halimus L. sur la teneur en protéines solubles.
Carré
moyen
FC
FT
P
Entre traitements
Entre Organes
Degrés de
liberté
2
2
188,014
4571,116
1,399
34,027
3.135
3.135
0,253
0,000**
Interaction Traitements ×Organes
4
885,865
134,335 6,594
0,000**
Résiduelle (erreur)
66
134,335
Origine de la variance
** : Hautement significatif au risque α <5%
FC : coefficient de Fisher calculé, FT : coefficient de Fisher théorique, P : probabilité.
• Comparaison multiples des moyennes pour le traitement au NaCl
Tableau 8- Résultats du teste Newman- keuls de comparaison multiples des moyennes
sur la teneur en protéines solubles
Moyenne
Témoin*F
44,70
Témoin*T
37,78
Témoin*R
24,22
400meq*F
62,78
400meq*T
29,25
400meq*R
32,40
800meq*F
51,55
800meq*T
46,41
800meq*R
16,94
Témoin*F Témoin*T
44,70
37,78
NS
Témoin*R
24,22
400meq*F
62,78
400meq*T
29,25
400meq*R
32,40
800meq*F
51,55
800meq*T
46,41
800meq*R
16,94
**
*
*
*
NS
NS
**
*
NS
NS
NS
*
NS
**
NS
NS
NS
**
**
NS
NS
NS
**
*
*
NS
**
*
*
**
*
*
NS
**
**
90
Annexe 6
8. Analyse de la variance pour l’ensemble des organes traités aux NaCl+ CaCl2
Tableau 9- Analyse de la variance entre les différents traitements au NaCl + CaCl2 ainsi
que les organes d’Atriplex halimus L. sur la teneur en protéines solubles.
Origine de la variance
Entre traitements
Entre Organes
Degrés de
liberté
2
2
Interaction Traitements ×Organes 4
66
Résiduelle (erreur)
Carré
moyen
FC
FT
P
746,507
5377,580
133,999
3,595
25,903
0,645
3.135
3.135
2.510
0,032*
0.000**
0,632
207,600
* : Significative au risque α <5% ** : Hautement significatif au risque α <5%.
FC : coefficient de Fisher calculé, FT : coefficient de Fisher théorique, P : probabilité.
• Comparaisons multiples des moyennes de l’effet organe et le traitement NaCl +
CaCl2 sur la teneur en protéines solubles.
Tableau 10- Résultats du teste Newman- keuls de comparaison multiples des moyennes
pour l’effets organes de la plante Atriplex halimus L. sur la teneur en protéines solubles.
91
Moyenne
Témoin*F
44,70
Témoin*F
44,70
Témoin*T
37,78
Témoin*R
24,22
400meq*F
53,65
400meq*T
36,82
400meq*R
15,87
800meq*F
61,61
800meq*T
44,83
800meq*R
27,34
Témoin*T
37,78
Témoin*R
24,22
400meq*F
53,65
400meq*T
36,82
400meq*R
15,87
800meq*F
61,61
800meq*T
44,83
800meq*R
27,34
NS
**
*
NS
**
**
NS
*
*
**
NS
**
**
NS
NS
**
NS
NS
**
*
NS
**
**
*
*
**
**
**
NS
NS
**
**
NS
**
**
*
** : Hautement significatif au risque α <5%, NS: Non Significatif au risque α <5%
* : Significatif au risque α <5%, F : Feuilles, T : Tiges, R : Racines
Annexe 7
9. Analyse de la variance pour l’ensemble des organes sous stress hydrique
Tableau 11- Analyse de la variance entres les différents traitements hydriques ainsi que
les organes d’Atriplex halimus L. sur la teneur en protéines solubles.
Carré
moyen
FC
FT
P
Entre traitements
Degrés de
liberté
2
1437,338
13,550
3.135
0,000**
Entre Organes
2
9886,255
93,205
3.135
0,000**
Interaction Traitements ×Organes
4
593,349
5,593
2.510
0,000**
Résiduelle (erreur)
66
106,069
Origine de la variance
** : Hautement significatif au risque α <5%.
FC : coefficient de Fisher calculé, FT : coefficient de Fisher théorique, P : probabilité.
Comparaison multiples des moyennes de l’effet organe et le stress hydrique sur la
teneur en protéines solubles.
Tableau 12- Résultats du teste Newman- keuls de comparaison multiples des moyennes
pour l’effet du stress hydrique sur la teneur en protéines solubles.
92
Moyenne
Témoin*F
44,70
Témoin*T
37,78
Témoin*R
24,22
400meq*F
53,65
400meq*T
36,82
400meq*R
15,87
800meq*F
61,61
800meq*T
44,83
800meq*R
27,34
Témoin*F Témoin*T
44,70
37,78
NS
Témoin*R
24,22
400meq*F
53,65
400meq*T
36,82
400meq*R
15,87
800meq*F
61,61
800meq*T
44,83
800meq*R
27,34
*
*
NS
**
**
NS
*
NS
**
NS
**
**
NS
NS
**
NS
NS
**
*
NS
**
**
**
*
**
**
**
NS
NS
**
**
NS
**
**
*
** : Hautement significatif au risque α <5%, NS: Non Significatif au risque α <5%
* : Significatif au risque α <5%, F : Feuilles, T : Tiges, R : Racines
93