Extraction et analyse des métabolites secondaires de Solanum

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE
‫وزارة التعليم العالي و البحث العلمي‬
Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique
UNIVERSITE DES SCIENCES ET DE LA TECHNOLOGIE D’ORAN Mohamed BOUDIAF
Faculté des Sciences de la nature et de la vie
Département de Biotechnologie
Spécialité : Biotechnologie végétale
Option : Productions végétales et microbiennes
MEMOIRE présenté par M. BOUKHOBZA Mohamed
Pour l’obtention du diplôme de Magistère en Biotechnologie
Thème :
Extraction et analyse des métabolites secondaires de Solanum elaeagnifolium.
Recherche d’activité biologique.
Soutenu le : 06 / 04 / 2014 devant la commission d’examen composée de :
Nom et Prénom
Qualité
Grade
Etablissement d’origine
Mr DJABEUR Abderrezzak
Président
Professeur
USTO-MB
Mme FORTAS Zohra
Examinatrice
Professeur
Univ d’Oran
Mr MERGHEM Rachid
Examinateur
Professeur
Univ de Constantine
Mme KAID-HARCHE Meriem
Rapporteur
Professeur
USTO-MB
Mr KESSAS Rachid
Examinateur
Professeur
USTO-MB
Année universitaire : 2013 – 2014
Remerciements
Ce présent travail a été effectué au Laboratoire des productions et valorisations végétales et
microbiennes du Département de Biotechnologie à l’USTOMB.
Du plus profond de mon cœur, je remercie le Bon Dieu de m’avoir donné le courage et l’aide
d’y arriver après des années de labeur.
Mes sincères remerciements et ma respectueuse gratitude vont à Mme KAID HARCHE
Meriem qui nous a donné moi et mes collègues cette chance de continuer nos études
supérieures et d’avoir un but précis dans la recherche scientifique. Elle a initié et dirigé mon
travail et m’a apporté toute sa compétence et son soutien.
Je tiens à remercier Mme FORTAS Zohra pour m’avoir ouvert la porte de son laboratoire à
l’Université d’Oran et de m’avoir aidé à réaliser la deuxième partie de mon travail, ainsi que
pour avoir accepté de faire partie du jury de ce Mémoire.
J’exprime également mes sincères remerciements à Mr MERGHEM Rachid d’avoir accepté
d’analyser mon travail et de faire partie du jury de ce Mémoire.
J’adresse mes sincères remerciements à Mr DJABEUR Abderrazzak pour l’honneur qu’il me
fait pour avoir accepté de présider le jury de ce Mémoire.
Je tiens à remercier Mr KESSAS Rachid pour avoir accepté d’examiner mon travail.
Je dois remercier très fort Mme Ouezzani de l’INPV de Misserghine pour ses qualités
humaines exceptionnelles, pour sa disponibilité et pour l’aide qu’elle m’a offert sur le terrain
et par son expérience acquise dans la recherche concernant la morelle jaune dans la région.
J’exprime ma profonde reconnaissance à Mlle DJIED Souad pour avoir été toujours
disponible avec moi au laboratoire et de son soutien et ses conseils qui m’étaient
bénéfiques, ainsi que pour s’être charger personnellement pour effectuer l’identification et la
séparation des métabolites secondaires par la technique de HPLC à Toulouse.
Je remercie les techniciens du département de Biotechnologie, Monsieur Abdelkader ainsi
que Monsieur Mezmaze, ingénieurs de recherche pour leur aide.
J’adresse mes sincères remerciements et mes profonds respects à tous les enseignants et
enseignantes qui se sont chargés de notre année théorique et nous ont aidé chacun dans
son domaine à réaliser les objectifs de nos thèmes.
Que tous mes collègues et amis de l’USTOMB, notamment ceux et celles qui m’ont aidé par
leur présence, leurs encouragements et connaissances ainsi que par leurs soutien et
sourires, trouvent ici mes sincères salutations et remerciements.
A mes très chers parents
A la mémoire de mon cher maître : Hadj BENMEDDAHI Hassan
A ma chère sœur et mes frères
A mon cher neveu et ma chère grand-mère
A ma fiancée
A ma sœur de cœur DJIED Souad
A mes irremplaçables amis de toujours
Sommaire
Liste des abréviations…………………………………………………………………………………………………………….………1
Liste des tableaux …………………………………………………………………………………………………………………….……2
Liste des figures …………………………………………………………………………………………………………………………….3
Introduction …………………………………………………………………………………………………………………………………..5
1ère partie
Synthèse bibliographique
Chapitre I. Généralités sur Solanum elaeagnifolium (morelle jaune)………………………………………….8
I.1. Description botanique de Solanum elaeagnifolium ……………………………………………………………….…8
I.2. Cycle biologique de Solanum elaeagnifolium (morelle jaune)……………………………………………….…9
I.3. Classification botanique …………………………………………………………………………………………………………..10
I.4. Origine et répartition géographique …………………………………………………………………………………….…10
I.5. Activités biologiques et effets de la morelle jaune …………………………………………………………………10
I.6. Lutte biologique ………………………………………………………………………………………………………………………12
Chapitre II
II.1. Les métabolites secondaires ……………………………………………………………………………………………….….13
II.1.1 Les composés phénoliques ……………………………………………………………………………………………………13
1. Les flavonoïdes ………………………………………………………………………………………………………………….15
a. Localisation et distribution …………………………………………………………………………………….……15
b. Structure chimique et classification …………………………………………………………………………….15
c. Activités biologiques de flavonoïdes…………………………………………………………………….....…16
d. Activité anti-inflammatoire des flavonoïdes…………………………………………………………….….16
e. Flavonoïdes comme inhibiteurs enzymatiques ……………………………………………………….....16
f.
Flavonoïdes et les maladies cardiovasculaires ……………………………………………………………..17
g. Activité antioxydante des flavonoïdes …………………………………………………………………………17
h. Effet anticancéreux des flavonoïdes…………………………………………………………………………….18
i.
Activité antimicrobienne des flavonoïdes…………………………………………………………………….19
j.
Autres activités des flavonoïdes…………………………………………………………………………………..19
2. Les tanins ……………………………………………………………………………………………………………………………20
a. Localisation et distribution ……………………………………………………………………………………………20
b. Structure chimique et classification …………………………………………………………………………..…20
c. Activités biologiques et thérapeutiques des tanins …………………………………………………….22
3. Les coumarines ……………………………………………………………………………………………………………………26
a. Répartition botanique et localisation ……………………………………………………………………………27
b. Structure chimique et classification …………………………………………………………………………..…27
4. Les alcaloïdes ………………………………………………………………………………………………………………………30
5. Les terpénoïdes ……………………………………………………………………………………………………………….…32
6. Les quinones ……………………………………………………………………………………………………………………….32
Chapitre III
III.1. Données sur le Bayoud (maladie vasculaire du palmier dattier)………………………………………………34
III.2. Généralités sur Fusarium oxysporum f.sp. albedinis ………………………………………………………………34
III.2.1. Morphologie du champignon …………………………………………………………………………………………34
III.2.2. Biologie du champignon …………………………………………………………………………………………………35
III.2.3. Distribution géographique ………………………………………………………………………………………….….35
III.2.4. Méthodes de détection et de contrôle ………………………………………………………………………...36
III.2.5. Moyens de motilité et de dispersion du pathogène …………………………………………………….36
III.2.6. Plantes hôtes………………………………………………………………………………………………………………….36
III.2.7. Mécanisme d’infection ……………………………………………………………………………………………….…37
III.3.1. Aspects histologiques de la résistance de Phoenix dactylifera à la fusariose
vasculaire due à Fusarium oxysporum f.sp. albedinis……………………………………………………………….……38
III.3.2. Résultats obtenus ………………………………………………………………………………………………………………..38
Conclusion ……………………………………………………………………………………………………………………………39
III.4. Lutte contre le Bayoud …………………………………………………………………………………………………………….40
2ème partie :
Chapitre I : Matériel et méthodes
I.1. Matériel végétal …………………………………………………………………………………………………………………….…44
I.2. Détermination de la teneur en eau ……………………………………………………………………………………….…46
II. Méthodes d’analyse ………………………………………………………………………………………………………………..…47
Réactifs utilisés ………………………………………………………………………………………………………………………..…47
Techniques chromatographiques …………………………………………………………………………………………….…47
III.1. Analyse qualitative des extraits de métabolites secondaires
de la morelle jaune (Solanum elaeagnifolium) ………………………………………………………………………………50
III. 2. Identifications des différents pigments de la Chlorophylle ……………………………………………………51
III. 3. Dosage de quelques métabolites secondaires de la morelle jaune………………………………….……52
III. 4. Activité biologique des métabolites secondaires de Solanum elaeagnifolium………………………53
III. 4. 1. Culture de Fusarium oxysporum f.sp. albedinis …………………………………………………………………53
IV. Etude statistique ……………………………………………………………………………………………………………............53
Chapitre II : Résultats et discussion
I. Détermination de la teneur en eau…………………………………………………………………………………………….…55
II. Mise en évidence des différents métabolites secondaires
dans les différents organes de la morelle jaune………………………………………………………………………………55
II.1. Mise en évidence des flavonoïdes …………………………………………………………………………………..…55
II.2. Mise en évidence des coumarines ………………………………………………………………………………….…57
II.3. Mise en évidence des alcaloïdes …………………………………………………………………………………………58
II.4. Mise en évidence des terpénoïdes …………………………………………………………………………………….59
II.5. Mise en évidence des tanins …………………………………………………………………………………………….…60
II.6. Mise en évidence des quinones libres …………………………………………………………………………….….62
II.7. Mise en évidence des anthraquinones …………………………………………………………………………….…64
III. Identification des différents pigments de la chlorophylle ………………………………………………………….66
IV. Analyse quantitative de certains composés polyphénoliques de la morelle jaune ………………..…67
IV. 1.Dosage des polyphénols totaux ……………………………………………………………………………………………...67
IV.2.Dosage des flavonoïdes ……………………………………………………………………………………………………………70
IV.3. Chromatographie liquide à haute performance HPLC –RP - C18 …………………………………………….72
V. Test de l’activité biologique sur Fusarium oxysporum f.sp. albedinis …………………………………………74
VI. Etude statistique …………………………………………………………………………………………………………………………76
Comparaison entre les baies et les tiges des régions d’Oran et de Misserghine ……………………..…….76
Conclusion et perspectives…………………………………………………………………………………………………………..….78
Références bibliographiques
Résumés (français, anglais, arabe).
Liste des abréviations :
CCM : Chromatographie sur Couche Mince ;
CO : Cyclo oxygenase ;
D : Dalton ;
DO : Densité optique ;
DOm : Densité optique moyenne.
EPPO : European and Mediterranean Plant Protection Organization ;
F o a :Fusarium oxysporum f.sp.albedinis ;
HHDP :hexahydroxydiphénique ;
HPLC : High Performance Liquide Chromatography ;
LO : Lipo oxygenase ;
MEB : Microscope électronique à balayage ;
MET : Microscope électronique à transmission ;
mm : millimètre ;
nm : Nanomètre ;
UV : Ultra-violet ;
1
Liste des tableaux
Tableau 1 : Les principales classes de polyphénols.
Tableau 2 : Correspondance entre couleurs et longueurs d’ondes dans le visible.
Tableau 3 : Transmission et densité optique suivant le milieu.
Tableau 4 : Teneurs en eau des différents organes de Solanum elaeagnifolium.
Tableau 5 : Visualisation des flavonoïdes dans les différents organes de Solanum elaeagnifolium
Tableau 6 : Visualisation des coumarines dans les différents organes de Solanum elaeagnifolium
Tableau 7 : Visualisation des alcaloïdes dans les différents organes de Solanum elaeagnifolium
Tableau 8 : Visualisation des terpénoïdes dans les différents organes de Solanum elaeagnifolium
Tableau 9 : Résultats de la mise en évidence des tanins dans les différents organes de Solanum
elaeagnifolium
Tableau 10 : Résultats de la mise en évidence des anthraquinones dans les différents organes de
Solanum elaeagnifolium.
Tableau 11 : Absorbances et concentrations en polyphénols totaux dans les extraits des différents
organes.
Tableau 12 : Absorbances et concentrations en flavonoïdes dans les extraits des différents organes.
Tableau 13 : Temps de rétention de quelques composés phénoliques.
2
Liste des figures
Figure 1 : morelle jaune (Solanum elaeagnifolium).
Figure 2 : Cycle biologique de la morelle jaune Solanum elaeagnifolium.
Figure 3 :Leptinotarsa texana en train de dévorer les feuilles de la morelle jaune.
Figure 4: Squelette de base des flavonoïdes (flavone).
Figure 5 : Eléments essentiels pour l’activité antioxydante des flavonoïdes
Figure 6 : Structure des tanins condensés et leur monomère
Figure 7: Structure des tanins hydrolysables et les acides associés
Figure 8:Schéma illustrant la structure chimique du Dicoumarol
Figure 9:Schéma illustrant la structure de l’acénocoumarol
Figure 10 : Schéma illustrant les structures chimiques de deux alcaloïdes, la morphine (a) et de la
cocaïne (b).
Figure 11 :Les différents organes de la morelle jaune de la région d’Oran.
Figure 12 : Mise en évidence des flavonoïdes dans les différents organes de Solanum elaeagnifolium
par CCM.
Figure 13 : Mise en évidence des Coumarines dans les différents organes de Solanum elaeagnifolium
par la technique de CCM.
Figure 14 : Mise en évidence des alcaloïdes dans les différents organes de Solanum elaeagnifolium
par la technique de la CCM.
Figure 15 : Mise en évidence des terpènoïdes dans les différents organes de Solanum elaeagnifolium
par la technique de la CCM.
Figure 16 : Mise en évidence des tanins dans les différents organes de Solanum elaeagnifolium par la
technique de la CCM.
Figure 17 :Mise en évidence des quinones libres dans les différents organes de Solanum
elaeagnifolium
Figure 18 :Mise en évidence des anthraquinones dans les extraits des différents organes de Solanum
elaeagnifolium.
3
Figure 19 : Dosage des polyphénols totaux dans les extraits des différents organes (racines, tiges,
baies, feuilles et fleurs) de Solanum elaeagnifolium.
Figure 20 :Courbe d’étalonnage des polyphénols totaux réalisée en prenant l’acide gallique comme
témoin.
Figure 21 : Dosage des flavonoïdes dans les extraits des différents organes de Solanum
elaeagnifolium.
Figure 22 : Courbe d’étalonnage des flavonoïdes réalisée en prenant la rutine comme témoin.
Figure 23: Chromatogrammes des extraits des organes testés (tiges, baies, feuilles) de Solanum
elaeagnifolium.
Figure 24 : Test de l’activité antifongique des extraits des différents organes de Solanum
elaeagnifolium sur Fusarium oxysporum f.sp. albedinis.
4
Introduction
5
La famille des Solanacées comporte un grand nombre d’espèces, dont la découverte a été
progressive (et se poursuit encore). Aussi la quantité des échantillons à classer a augmenté au cours
du temps, et est très importante de nos jours.
Les premiers critères utilisés pour la classification des Solanacées furent morphologiques, en
particulier les structures de la fleur, de la graine et de l’embryon. Au fur et à mesure des progrès de
la biologie, de nouveaux critères furent utilisés comme le comptage et la morphologie des
chromosomes, l’identité biochimique de divers métabolites secondaires (notamment les alcaloïdes et
les flavonoïdes, ce qui est appelé Chimiotaxonomie), les isozymes et les protéines de réserves des
graines, la structure morphologique du tégument des semences observée en microscopie
électronique, et la structure de la vascularisation florale, des trichomes, ou des stomates.
Le genre Solanum est très vaste (environ 1000 espèces) et largement distribué dans le monde. Il y a
cependant une forte concentration d’espèces en Amérique du sud et Amérique centrale.
La morelle jaune (Solanum elaeagnifolium) est une plante vivace qui est devenue plus problématique
sur le plan économique au cours des dernières décennies. L’utilisation intensive des herbicides
appliqués sur le sol, accompagnée d'une réduction de la concurrence des mauvaises herbes
annuelles et l’entretien réduit du sol, ont contribué à sa propagation et son installation comme une
peste sérieuse.
Les plantes cultivées sont soit directement affectées via la compétition et l’allélopathie, soit
indirectement par les insectes herbivores destructifs ou les champignons pathogènes hébergés par
les Solanacées.
Dans ce présent travail, nous nous sommes fixés des objectifs pour lutter contre la propagation du
champignon pathogène Fusarium oxysporum f.sp. Albedinis. Les objectifs du travail sont les suivants :




Extraire les différents métabolites secondaires de Solanum elaeagnifolium ;
Doser les polyphénols totaux et les flavonoïdes de cette plante ;
Comparer entre les échantillons de Solanum elaeagnifolium d’Oran et de Messerghine ;
Chercher s’il y a une activité antifongique des métabolites secondaires de Solanum
elaeagnifolium sur Fusarium oxysporum f.sp. albedinis, champignon responsable de la
fusariose du palmier dattier.
6
1ère partie
Synthèse bibliographique
7
Chapitre I :
I. Généralités sur Solanum elaeagnifolium (morelle jaune) :
I. 1. Description botanique de Solanum elaeagnifolium :
La morelle jaune est une plante vivace de plus d’un mètre de haut (fig. 1, a) avec peu d’épines
articulaires sur les tiges (fig. 1, b). Les feuilles de 1 à 10 cm sont oblongues à lancéolées avec des
marges entières à sinuées (fig. 1). Elles sont couvertes de courts poils blanc argentés (Roe, 1971) qui
donnent à la plante une couleur grise argentée. Les fleurs bleues, violettes ou rarement blanches
font 3 cm de large (fig. 1, c).
Le diamètre des grains de pollen va de 27 à 31 µ (fig. 1, e). Le fruit est une baie d’un jaune pâle à
brillant de 1 à 1.5 cm de diamètre (fig. 1, f). Les graines sont plates à lenticulaires de 2 à 4 mm de
large et sont d’un marron bronzé à clair (fig. 1, g) avec un tégument rugueux (fig. 1, h). La phénologie,
le développement des semis et la morphologie des graines ont été détaillés par Encomidou et
Yannitsaros (1975) et Gunn et Gaffney (1974).
Figure 1 : morelle jaune (Solanum elaeagnifolium).(a)Plante; (b) épines sur la tige; (c) fleurs; (d)
poils (50x); (e) pollen (940x) ; (f) baies; (g) graines (15x) ; (h) surface des graines (2,000x)
(Boyd et al ., 1984).
8
I.2.Cycle biologique de la morelle jaune (Solanum elaeagnifolium) :
Dans une étude réalisée durant les campagnes agricoles de 2001-2002 et 2002-2003, Ouezzani et
ses collaborateurs en 2002 ont pu cerner le cycle biologique de Solanum elaeagnifoliumdans la
région du sud-ouest d’Oran.
Cette plante fleurit vers la mi-avril jusqu’à la mi-septembre, ensuite survient la fructification qui
donnera des baies d’un cm (plus ou moins 5 mm). Après la fructification, la plante mène une phase
de repos végétatif qui dure jusqu’au début du mois de novembre avant d’entamer de nouveau sa
croissance végétative. Un schéma récapitulatif de son cycle biologique est montré dans la figure 2
suivante :
Décembre
Janvier
Novembre
Février
Octobre
mars
Septembre
Avril
Reprise végétative Fin Avril
Floraison Septembre
Aout
Fructification Novembre
Mai
Repos végétatif Février
Juillet
Juin
Figure 2 : Cycle biologique de la morelle jaune (Solanum elaeagnifolium) (Ouezzani, 2002).
9
I. 3. Classification botanique :
Règne : Plantae (Cavanilles, 1795) ;
Embranchement : Tracheobionta (Cavanilles, 1795) ;
Classe : Magnoliopsida(Angiospermes) (Cavanilles, 1795) ;
Ordre : Solanales (Cavanilles, 1795) ;
Famille : Solanaceae (Solanacées) (Cavanilles, 1795) ;
Genre : Solanum (Cavanilles, 1795) ;
Espèce : Solanum elaeagnifolium (Cavanilles, 1795).
I. 4.Origine et répartition géographique :
Les botanistes se sont mis d’accord sur le fait que la morelle jaune soit originaire des Amériques.
Solanum elaeagnifolium est originaire du Sud et du Centre du continent Américain et des Etats du
Sud-ouest des Etats Unis (Boyd et al, 1984). L’intérêt de cette plante a augmenté dans les années
1970 vu la propagation importante de la morelle jaune ailleurs que dans sa région d’origine.
Aujourd’hui, elle est retrouvée en Australie, Algérie, Chili, Croatie, Chypre, Danemark, France, Égypte,
Grèce, Inde, Palestine, Italie, Maroc, Serbie, Monténégro, Nouvelle-Zélande, Pakistan, Portorico,
Afrique du sud, Espagne, Suisse, Syrie, Taiwan, Tunisie et Zimbabwe (Boyd et al ., 1984).
En Algérie, son existence a été révélée en 1999 par le dépistage dans les wilayas d’Oran et d’Aïn
Témouchent, l’infestation est importante au centre et au sud-ouest d’Oran. Cette plante a envahi
rapidement les parcelles cultivées dans la région d’Oranie (Ouezzani, 2004). Elle est retrouvée dans la
région d’Oran, de Tlemcen, d’El kala et Annaba (De Belair, communication personnelle, 2011) et à El
Khaiter (Kaïd Harch, communication personnelle, 2014).
I. 5. Activités biologiques et effets de la morelle jaune :
La morelle jaune est une plante sauvage typique vu ; (a) sa compétition avec les cultures ; (b) sa
synthèse d’inhibiteurs de plantes ; (c) son interférence avec la reproduction animale et les récoltes ;
et (d) son activité comme hôte alternatif pour les insectes phytophages et les maladies touchant les
végétaux (Boyd et al, 1983).
Les graines de cette plante apparaissent tôt au printemps et croissent rapidement grâce aux réserves
stockées dans les racines bien développées. Cette caractéristique offre à la morelle jaune un
avantage compétitif avec beaucoup d’espèces consommables.
Par exemple, sous les conditions semi-arides, la production du coton a été réduite de 75%
(Abernathy 1979) alors que 9 plantes de morelle jaune par m2 réduisaient la rentabilité de caryopses
en Australie de 12% (Cuthbertson, 1976).
10
Peu sont les rapports décrivant les effets allélopathiques de cette espèce. Curvetto et ses
collaborateurs (1976) ont rapporté qu’une solution aqueuse des Saponines extraites des fruits
réduisait graduellement la croissance du concombre (Cucumis sativa). En outre, ils ont découvert que
quand des fruits démunis de leurs péricarpe étaient placés dans des boites de pétri contenant de la
terre, ils interfèrent avec la germination et le développement des semis de plusieurs plantes
consommables et sauvages (Boyd et al, 1983).

Toxicité :
Chez les animaux recevant la Solasodine intra-gastriquement, en plus du retard de leur mobilité, il
a été noté qu’ils saignaient de leurs naseaux, qu’ils avaient des perturbations dyspeptiques et qu’ils
urinaient involontairement. Chez certains, il y avait une paresse aux membres postérieurs (Ryndina
et al, 1978). Une partie des animaux périt au bout de 1 à 3 jours. Après quelques améliorations des
conditions vers les 10ème au 12ème jour, des signes d’intoxication ont encore été observés et les
animaux sont morts après (au bout de 2 à 3 semaines).
L’administration répétée de Solasodine à l’estomac à une dose individuelle de 250 mg/Kg causait la
mort de 83% des animaux (souris et rats) (Ryndina et al, 1978).
Par rapport au fait que la Solasodine ne diffère de la Diosgénine dans la composition chimique que
par la présence d’un groupement NH, il est suggéré que les propriétés toxiques de la Solasodine
dépendent de la présence de ce groupe dans cette molécule.
Cette hypothèse est en accord avec les données de la littérature indiquant que l’introduction de
groupements Amines à la molécule entraine une augmentation de la toxicité des composés
résultants et introduit des changements spécifiques au caractère de leur action toxique (Khalepo,
1968).

Inhibition d’enzymes (effet anti-tumoral) :
Les glycoalcaloides des Solanacées (SGA) sont des stéroïdes naturels extraits de la pomme de terre
et de plantes identiques qui inhibent à la fois l’acétylcholinestérase et la butyrylcholinesterase. On
connait plusieurs exemples de toxicité directe aux SGA causés par l’inhibition de la cholinestérase
(Krasowski et al, 1997). α-solanine et α-chaconine, deux triglycérides de la Solanidine, un alcaloïde
stéroïde dérivé du cholestérol. Les SGA mentionnées sont les deux seules toxines parmi 5000-10000
identifiées pouvant inhiber l’acétylcholinesterase et la butyrylcholienesterase à la fois (Ames et
Profet, 1990).

Intérêt pharmacochimique :
Solanum elaeagnifolium est utilisée comme une source d’alcaloïdes stéroïdes dans l’industrie
pharmacochimique (Trione et Cony , 1988).
11

Fixation des métaux lourds :
La contamination causée par les métaux lourds tout comme leurs effets toxiques sur
l’environnement et les humains est bien connue. Cependant, il a été observé que certaines plantes
originaires (des Etats-Unis et du Mexique) ont survécu dans des régions polluées par les métaux
lourds. C’était le cas par l’arbuste ligneux Solanum elaeagnifolium (Tiemann et al, 2002).
La fixation du Cu, Cr, Ni, Pb et du Zn par la morelle jaune apparaissait pH-dépendante avec une
fixation optimale à des pH allant de 5.0 à 6.0 (Tiemann et al, 1999).
I.6. Lutte biologique :
Cependant, des études de long terme sur terrains avec et sans Leptinotarsa texana ont montré que
même en présence relativement faible des cafards, la croissance de Solanum elaeagnifolium a été
arrêtée et la capacité des plantes de produire les fruits a été sévèrement réduite. Par conséquent,
Leptinotarsa texana, en dévorant les feuilles de la morelle jaune, a du potentiel d’être un agent de
contrôle biologique efficace de Solanum elaeagnifolium en Afrique du sud et ailleurs (Hoffmann et al,
1998).
Figure 3 : Leptinotarsa texana en train de dévorer les feuilles de la morelle jaune (Photograph
Bernon, 2010).
12
Chapitre II
II. 1) Les métabolites secondaires :
A coté des métabolites primaires classiques (glucides, protides, lipides, acides nucléiques), les
végétaux accumulent fréquemment des métabolites dits « secondaires », dont la fonction
physiologique n’est pas toujours évidente mais qui représentent une source importante de
molécules utilisables par l’homme dans des domaines aussi différents que la pharmacologie ou
l’agroalimentaire (Macheix et al, 2005).
Les métabolites secondaires appartiennent à des groupes chimiques variés (Alcaloïdes, Terpènes,
composés phénoliques, …) qui sont très inégalement répartis chez les végétaux mais dont le niveau
d’accumulation peut quelquefois atteindre des valeurs élevées. La notion de «métabolite
secondaire » résultait initialement de trois groupes d’observations : d’abord une difficulté à attribuer
à ces métabolites une fonction précise dans la physiologie même de la plante, ensuite, une
répartition très inégale selon les végétaux, quelquefois entre des espèces très voisines ou même
entre différentes sous-espèces ou variétés à l’intérieur d’une même espèce, enfin, une certaine
« inertie biochimique » car ces substances sont rarement remobilisées dans la plante après qu’elles y
ont été accumulées. Cependant, pour les composés phénoliques, la désignation de « secondaire »
apparait aujourd’hui de plus en plus discutable à la lumière des résultats obtenus au cours des vingt
dernières années (Macheix et al, 2005) surtout dans le domaine pharmacochimique où des effets
anticancéreux ont été établis pour certains métabolites secondaires.
II. 1. 1. Les composés phénoliques :
Les composants phénoliques sont des métabolites secondaires caractérisés par la présence d’un
cycle aromatique portant des groupements hydroxyles libres ou engagés avec des glucides.
Ils sont présents dans toutes les parties des végétaux supérieures (racines, tiges, feuilles, fleurs,
pollens, fruits, graines et bois) et sont impliqués dans de nombreux processus physiologiques comme
la croissance cellulaire, la rhizogénèse, la germination des graines et la maturation des fruits (Boizot
et Charpentier, 2006).
Les principales classes des composants phénoliques sont les acides phénoliques (acide caféique,
acide hydroxycinnamique, acide férulique, acide chlorogénique, …), les flavonoïdes, les tanins et les
coumarines (King et Young, 1999 ; Tapeiro et al, 2002).
Les composants phénoliques sont des molécules biologiquement actives (King et Young, 1999)
largement utilisées en thérapeutique comme vasoconstricteurs, anti-inflammatoires, inhibiteurs
enzymatiques, antioxydants et anti-radicalaires, antimicrobiens (Bahorun, 1997).
Le rôle des composés phénoliques est maintenant reconnu dans différents aspects de la vie de la
plante et dans l’utilisation que fait l’homme des végétaux. Ils peuvent en effet intervenir :
13





Dans certains aspects de la physiologie de la plante (lignification, régulation de la croissance,
interaction moléculaire avec certains microorganismes symbiotiques ou parasites, …) ;
Dans les interactions des plantes avec leur environnement biologique et physique (relations
avec les bactéries, les champignons, les insectes, résistance aux UV), soit directement dans la
nature, soit lors de la conservation après récolte de certains végétaux ;
Dans les critères de qualité (couleur, astringence, amertume, qualités nutritionnelles, …) qui
orientent les choix de l’homme dans sa consommation des organes végétaux (fruits,
légumes, tubercules, …) et des produits qui en dérivent par transformation ;
Dans les variations de certaines caractéristiques des végétaux lors des traitements
technologiques (préparation des jus de fruits, des boissons fermentées, …) pendant
lesquelles apparaissent fréquemment des brunissements enzymatiques qui modifient la
qualité du produit fini ;
Dans la protection de l’homme vis-à-vis de certaines maladies en raison de leur interaction
possible avec de nombreuses enzymes et de leurs propriétés antioxydantes (Macheix et al,
2005).
Le tableau suivant résume les principales classes de composés phénoliques :
Squelette
carboné
C6
Classe
Exemple
Origine (exemple)
Phénols simples
Catéchol
C6-C1
Acides hydroxybenzoïques
p-hydroxybenzoïque
Epices, fraise
C6-C3
C6-C4
Acides hydroxycinnamiques
Coumarines
Naphtoquinones
Acides caféique, férulique
Scopolétine, esculétine
Juglone
Pomme de terre, pomme
Citrus
Noix
C6-C2-C6
Stilbènes
Resvératrol
Vigne
C6-C3-C6
Flavonoïdes
 Flavonols
 Anthocyanes
 Flavanols
 Flavanones
Kaemférol, quercétine
Cyanidine, pélargonidine
Catéchine, épicatéchine
Naringénine
Fruits, légumes, fleurs
Fleurs, fruits rouges
Pomme, raisin
Citrus
Isoflavonoïdes
Daidzéine
Soja, pois
(C6-C3)2
Lignanes
Pinorésinol
Pin
(C6-C3)n
Lignines
Bois, noyaux des fruits
(C6C3C6)n
Tannins
Raisin rouge, kaki
Tableau 1:Les principales classes de composés phénoliques (Macheïx, 1990).
14
1. Les flavonoïdes :
Les flavonoïdes désignent une très large gamme de composés naturels appartenant à la famille
des polyphénols (Marfak, 2003). Ils sont généralement produits par cyclisation d’un intermédiaire
dérivé de l’acide cinnamique et de trois molécules de malonyl-CoA (Walter et al ., 2002).
Ces molécules sont considérées comme des pigments quasiment universelles des végétaux ; ils sont
responsables de la coloration des fleurs, des fruits et parfois des feuilles (Bruneton, 1999) et sont
beaucoup utilisées en systématique des plantes, probablement parce que leur extraction et leur
identification sont assez faciles (Walter et al ., 2002). Ils existent le plus souvent à l’état naturel sous
forme d’hétérosides (Ghestem et al ., 2001).
a. Localisation et distribution :
Les flavonoïdes sont amplement répandus dans le règne végétal (graines, fleurs, fruits, feuilles)
(Dacosta, 2003). On les trouve aussi chez les Psylotales, les Fougères, Angiospermes, Asteraceae …
Les formes hétérosidiques des flavonoïdes hydrosolubles s’accumulent dans les vacuoles, et selon les
espèces se concentrent dans l’épiderme des feuilles, ou se répartissent entre l’épiderme et le
mésophylle. Dans le cas des fleurs, ils sont concentrés dans les cellules épidermiques (Bruneton,
1999).
b. Structure chimique et classification :
Les flavonoïdes sont des dérivés benzo-γ-pyran (Skerget et al., 2004). Leur structure de base est celle
d’un diphénylpropane à 15 atomes de carbone (C6-C3 -C6), constitué de deux noyaux aromatiques
(ou anneaux) que désignent les lettres A et B, reliés par un hétérocycles oxygénés, qui désigne la
lettre C(Dacosta, 2003).
Figure 4: Squelette de base des flavonoïdes (flavone) (Girotti-Chanu, 2006).
15
La classe des flavonoïdes comporte à elle seule plus de 4000 substances qui ont été isolées et
identifiées à partir des milliers de plantes (Forkmann et Martens, 2001), qu’on divise en plusieurs
catégories : Les flavones, les flavonols et les dihydroflavonols, les isoflavonoides, les biflavonoides,
les flavanones, les flavanols, les flavanediols (leucocyanidines), les anthocyanidines, les chalcones et
les dihydrochalcones, les aurones (Dacosta, 2003).
c. Activités biologiques des flavonoïdes :
Les flavonoïdes sont des composants naturels hautement actifs. Plusieurs études ont démontré
une large gamme des effets biochimiques et pharmacologiques de ces molécules.
d. Activité anti-inflammatoire des flavonoïdes :
De nombreux travaux semblent indiquer que les flavonoïdes possèdent des propriétés
anti-inflammatoires (Milane, 2004). Sous l’action de la cyclooxygénase (CO) et la lipooxygénase (LO),
l’acide arachidonique se métabolise respectivement en prostaglandines, et leucotriènes induisant
ainsi des phénomènes inflammatoires (Marfak,2003 ; Formica et Regelson, 1995).
Les flavonoïdes inhibent la synthèse des eicosanoïdes par inhibition de l’activité de LO et CO, aussi ils
provoquent l’inhibition de la peroxydation non enzymatique des acides gras poly insaturés
nécessaires pour l’activationde ces oxygénases ce qui provoque un effet anti-inflammatoire (Formica
et Regelson, 1995).
Par ailleurs, les flavonoïdes ont un effet palliatif sur l’inflammation dû à ses effets inhibiteurs sur la
synthèse des leucotriènes et la libération de l’histamine, et ses activités comme piégeurs de
superoxyde (Formica et Regelson ,1995).
e. Flavonoïdes comme inhibiteurs enzymatiques :
Les flavonoïdes sont des inhibiteurs enzymatiques, ils inhibent plusieurs enzymes intervenant dans
divers mécanismes biologiques. Ils inhibent l’histidine décarboxylase, l’élastase, la hyaluronidase, ce
qui permettrait de conserver l’intégrité de la substance fondamentale de la gaine vasculaire ; ils
inhibent aussi d’une manière non spécifique la catéchol-O-méthyltransferase, ce qui augmenterait la
quantité de la catécholamine disponible et donc provoquerait une élévation de la résistance
vasculaire.
En plus, les flavonoïdes inhibent la phosphodiestérase de l’AMPC ce qui pourrait expliquer leur
activité anti-agrégante plaquettaire ; aussi, ils inhibent l’aldose réductase qui est impliquée dans la
pathogénie de la cataracte (Bruneton, 1999).
16
Par ailleurs, les flavonoïdes peuvent inhiber la promotion de tumeur à travers un effet inhibiteur sur
la phosphoxylase C et la protéine kinase (Formica et Regelson, 1995).
f.
Flavonoïdes et les maladies cardiovasculaires :
Les flavonoïdes sont des composés veinoactifs, ils sont capables de diminuer la perméabilité des
capillaires sanguins et de renfoncer leur résistance .Cette action est appelée « vitaminique P »
(Bruneton, 1999).
D’ailleurs, ils ont un effet protecteur des maladies cardiovasculaires. Ils induisent la vasodilatation et
provoquent la relaxation des muscles lisses cardiovasculaires ce qui engendre une activité antihypertensive et des effets antiarrhythmiques.
En plus, les flavonoïdes protègent le LDL de l’oxydation et par conséquent empêchent la formation
desplaques athérosclérotiques. De plus, ils ont des effets antithrombotiques à travers
l’empêchement de l’agrégation plaquettaire (Formica et Regelson, 1995).
g. Activité antioxydante des flavonoïdes :
Les flavonoïdes possèdent une forte activité antioxydante qui est le principe de plusieurs activités
biologiques douées par ces molécules (Saija et al, 1995).
L’activité du piégeage des radicaux libres est l’un des mécanismes importants de l’activité
antioxydante, pour les flavonoïdes, ce mécanisme est lié à leur structure et à l’arrangement des
groupements hydroxyles (Sokol-Letowska A et al, 2007).
Des études faites sur la capacité des flavonoïdes à piéger les radicaux libres ont montré que les
composés les plus actifs sont ceux qui combinent les trois critères suivants :



La structure ortho-dihydroxy sur le cycle B (groupement catéchol) qui confère la
stabilité au radical flavonoxy et participe à la délocalisation des électrons ;
La double liaison C2-C3 en conjugaison avec la fonction 4-oxo ;
La présence du groupe 3-OH en combinaison avec la double liaison C2-C3.
17
A titre d’exemple, la quercétine satisfait à tous ces critères et par conséquent, elle représente
le composé le plus actif de la famille des flavonoïdes (Marfak, 2003).
B
A
C
Figure 5 : Eléments essentiels pour l’activité antioxydante des flavonoïdes
(Marfak, 2003)
La propriété antiradicalaire des flavonoïdes est dirigée principalement vers HO· etO2, aussi les
radicaux peroxyl et alkoxyl. En plus, comme ces composants présentent une forte affinité pour les
ions du fer (catalysent plusieurs processus conduisant à l’apparition des radicaux libres), leur activité
anti-peroxydative peut être aussi attribuée à une capacité concomitante de chélation du fer (Saija et
al., 1995).
Par ailleurs, l’inhibition des enzymes présente un autre mécanisme de l’activité antioxydante, les
flavonoïdes peuvent agir sur l’activité de la xanthine oxydase et par conséquent, peuvent faire
régresser la maladie de la goutte en réduisant à la fois les concentrations d’acide urique et celle du
radical superoxyde dans les tissus humains.
Une étude a montré que les flavonoïdes sont aussi des bons inhibiteurs d’autres enzymes
responsables de la production des radicaux libres comme la cyclooxygénase et la lipooxygénase
(Marfak, 2003).
h. Effet anticancéreux des flavonoïdes :
Certains flavonoïdes possèdent une activité antitumorale et anticancerogénique significative.
Par blocage de la production de la tumeur de la peau, la quercétine peut être considérée comme
effective dans la prévention du cancer de la peau. L’inhibition de la glyoxylase I par la quercétine
peut être expliquée par son activité anticancerogène, comme le système glyoxylase joue un rôle dans
la production de D-lactate et la régénération du glutathion,des facteurs importants dans l’induction
de la tumeur et de sa croissance (Formica et Regelson,1995).D’ailleurs, la quercétine inhibe la
croissance cellulaire en empêchant certaines phases du cycle cellulaire et en bloquant les sites
récepteurs des hormones (Marfak, 2003).
18
i.
Activité antibactérienne des flavonoïdes :
Les flavonoïdes possèdent des propriétés antimicrobiennes (Petit et al, 2007). Ils sont capables
d’agir au niveau de la synthèse des protéines virales. Mucsi et Pragai (1985) ont également montré
une corrélation entre l’effet inhibiteur de certains flavonoïdes sur divers virus d’herpès et leur
capacité à augmenter les taux intracellulaires en AMPC dans les cellules infectées. Des travaux ont
mis en évidence un impact des flavonoïdes sur le rétrovirus HIV responsable du syndrome
d’immunodéficience acquise (SIDA) ; aussi, les flavonoïdes se sont avérés de bons inhibiteurs de
transcriptase reverse.
Une autre étude a montré que les flavonoïdes pouvaient avoir une action plus sélective
en interagissant avec une glycoprotéine de surface du virus HIV, empêchant ainsi la liaison
du virus à la cellule hôte. Enfin, les flavonoïdes seraient susceptibles d’inhiber l’intégrase
rétrovirale du virus HIV-1.Cette enzyme permet l’intégration du génome viral dans celui de la cellule
hôte (Mehla, 2011).
D’autre part, une étude a montré l’effet bactéricide de différents flavanones sur un
Staphylococcus aureus (Linuma et al ., 1994).Théoriquement, les flavonoïdes pourraient exercer des
effets antibactériens puisqu’ils sont de puissants inhibiteurs in vitro de l’ADN gyrase (Ting et al .,
2013).
Une étude récente a montré l’effet antibactérien de certains flavonoïdes isolés de Dorstenia
barteri (Mbaveng et al, 2008).
L’activité antifongique des flavonoïdes est aussi établie, une étude faite sur Dianthus
Caryophyllus a monté l’efficacité de ses flavonoïdes sur des souches fongiques (Galeotti et al .,2008).
Le mécanisme des effets antimicrobiens des polyphénols est sans doute très complexe. Parmi les
hypothèses avancées, il faut citer :
 L’inhibition des enzymes extracellulaires microbiennes ;
 La séquestration de substrat nécessaire à la croissance microbienne ou la chélation
de métaux tels que le fer ;
 L’inhibition du métabolisme microbien (Milane, 2004).
j.
Autres activités des flavonoïdes :
A côté des activités citées précédemment, les flavonoïdes possèdent d’autres activités :
 Activité anti-allergique, anti-hépatotoxique, anti-ostéoporotique (Ielpo et al, 2000) ;
 Activité hypocholestérolémiante (Formica et Regelson, 1995) ;
 Activité antidiabétique(Marfak, 2003) ;
 Activité antimitotique, anti-protozoaires et activité anxiolytique (Cabrera et al, 2007).
19
2. Les tanins (proanthocyanidines) :
Les tanins sont des métabolites secondaires polyphénoliques (Khanbabaee et Ree, 2001),
hydrosolubles de masse molaire comprise entre 500 et 2000D. Leur structure chimique leur confère
une capacité très développée de se fixer sur des molécules telles que les alcaloïdes, la gélatine, les
polysaccharides, et essentiellement les protéines (Zimmer et Cordesse, 1996 ; Bruneton, 1999).
Parmi les caractéristiques des tanins, le goût astringent qui est une sensation tactile due à la
précipitation des protéines salivaires et qui crée une sensation d’assèchement dans la bouche
(Peronny, 2005).
Le rôle biologique des tanins dans la plante est lié à sa propre protection contre les infections, les
insectes et les animaux herbivores (Khanbabaee et Ree, 2001), en plus de la protection contre les
attaques fongiques et bactériennes (Peronny, 2005).
a. Localisation et distribution :
Les tanins sont très répandus dans le règne végétal, ils sont particulièrement abondants chez les
Conifères, les Fagacées, les Rosacées (Ghestem et al, 2001).
Tous les organes végétaux peuvent en renfermer (l’écorce, le bois, les feuilles, les fruits, les racines,
les graines) (Khanbabaee et Ree ,2001).Les tanins sont présents dans une variété de plantes utilisées
dans l’alimentation notamment les céréales et les légumineuses(sorgho, millet, orge, haricots secs,
petits pois, caroube et les fruits comme (pomme, mûre, canneberge, datte, raisin, aubépine, pêche
poire, kaki, prune, framboise et fraise(Peronny,2005).
b. Structure chimique et classification :
En se basant sur leur caractéristique structurale, il est possible de diviser les tanins en deux
groupes :


Tanins condensés (proanthocyanidines).
Tanins hydrolysables.
20
 Tanins condensés (proanthocyanidines) :
Ce sont des polymères ou oligomères flavaniques, constitués d’unités flavan-3-ols, le plus souvent
épicatéchine et catéchine, avec un degré de polymérisation entre deux et plus de 50 unités
(Khanbabaee et Ree, 2001). Ces unités liées entre elles par une seule liaison carbone-carbone C4-C8
ou C4-C6dans le type B des proanthocyanidines ; ou par une liaison inter-flavanique double (C4-C8 ou
C4-C6) et (C2-O-C7) dans le type A(Bruneton,1999 ; Xie et Dixon,2005 ; Vivas et al, 2006).
Figure 6 : Structure des tanins condensés et leur monomère (Peronny, 2005).
21
 Tanins hydrolysables :
Ce sont des oligo ou des polyesters d’un sucre (ou d’un polyol apparenté) et d’un nombre variable
d’acides phénoliques. Le sucre est très généralement le glucose. L’acide phénolique est soit l’acide
gallique dans le cas des tanins galliques, soit l’acide hexahydroxydiphénique (HHDP) et ses dérivés
dans le cas des tanins éllagiques (Bruneton, 1999).
Figure 7: Structure des tanins hydrolysables et les acides associés (Peronny, 2005).
Les tanins sont des molécules biologiquement actives, douées d’activités pharmacologiques
remarquables et des effets significatifs sur la santé humaine (Chavan et al, 2001 ; Okuda, 2005).
c. Activités biologiques et thérapeutiques des tanins :
_ Activités antimicrobiennes des tanins :
L’activité antimicrobienne des tanins est importante. La croissance de plusieurs bactéries, virus,
champignons et levures est inhibée par les tanins (Chung et Wei, 2001).
22
 Activité antibactérienne :
De nombreuses études ont montré l’activité antibactérienne des tanins. Ces molécules ont été
rapportées comme bactériostatiques ou bactéricides sur plusieurs souches bactériennes :
Aeromonas sobria, Bacillus anthracis, bolulinum, Desuomaculumnigrificans , Klebsiella pneumonia,
Plesiomonas shigelloides , Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas maltophila , solanacearum ,
Staphilococcus aureus , Staphilococcus epidermis , Streptococcus lactis , Streptococcus mutans ,
Streptococcus pneumonia , Streptococcus sobrinus …
Chung et ses collaborateurs (2001) ont trouvé que l’acide tannique a inhibé la croissance des
bactéries des aliments comme :
Alealigenes faecalis, Enterobacter aerogenes, Escherichia coli, Klebsiella pneumonia , Proteus
vulgaris, Pseudomonas fluorescens , Salmonella enteritidis, Salmonella paratyphi, Staphylococcus
aureus, Streptococcus faecalis, Streptococcus pyogenes et Yersinia enterocolitica.
Les bactéries intestinales humaines comme : Bacteroides fragilis ,Clostridium clostridiiforme,
Clostridium perfringens , Clostridium paraputrificum, Enterobacter cloacae , Escherichia coli
et Salmonella typhimurium sont inhibées par l’acide tannique (Chung et Wei, 2001).
 Activité antivirale :
L’activité antivirale des tanins est due à la fixation des molécules des tanins à l’enveloppe
protéique du virus ou la membrane de la cellule hôte et par conséquent l’inhibition de l’adsorption et
la pénétration virale. Cependant, dans certains cas, la fixation cause seulement des changements
mineurs à la surface virale, la pénétration reste mais l’enlèvement de l’enveloppe virale est inhibé.
Plusieurs types de virus sont inactivés par les tanins, le virus Herpes simplex (HSV-1, HSV-2) est inhibé
par les tanins hydrolysables et les tanins condensés galloylés de plusieurs extraits des plantes (De
Bruyne et al,1999).
On a aussi rapporté que les tanins inactivent le virus Tobacco mosaïque, et poliovirus.
L’acide tannique est capable d’inhiber la réplication du virus d’influenza, Coxsackievirus, Echovirus,
Reovirus, virus d’herpès (Chung et Wei, 2001).
Les oligomères proanthocyanidines présentent une activité antivirale contre le virusrespiratoire
syncytial (RSV), virus d’influenza A (FLU-A) et le virus para influenza (PIV),outre l’hépatite A et B.
Les tanins ont un autre effet inhibiteur de la réplication virale, c’est l’inhibition de la transcriptase
inverse des rétrovirus comme le virus du (HIV) ; cette inhibition est influencée parla galloylation,
23
l’étendue de l’oligomérisation, la différence de la liaison inter-flavan, la stéréochimie de la fonction 3
hydroxyle (De Bruyne et al,1999).
 Activité antifongique et anti-levure :
Plusieurs types de champignons sont inhibés par les tanins. Les champignons filamenteux
comme : Aspergillus niger, Botrytis cinerea, Chaetomium cupreum ,Collectotrichum graminicola,
Coniphora olivacea ,Coriolus versicolor, Crinepellis perniciosa , Fomes annosus , Gloeophyllum
trabeum, Merulius lacrymans, Penicillium, Poria monticola ,Trametes hirsuta et Trichaderma viride
sont inhibés par les tanins de différentes préparations.
De même, différentes levures incluant Saccharomyces cerevisiae sont aussi sensibles aux tanins
(Chung et Wei, 2001).
 Activité thérapeutique due à l’astringence :
Par voie externe, les tanins imperméabilisent les couches les plus externes de la peau et des
muqueuses, protégeant ainsi les couches sous-jacentes ; elles ont également un effet
vasoconstricteur sur les petits vaisseaux superficiels.
En limitant les pertes en fluides et en empêchant les agressions extérieures, les tanins favorisent
la régénération des tissus en cas de blessures superficielles ou de brûlure (Bruneton, 1999).
Sur les blessures, les tanins induisent la cicatrisation par différents mécanismes cellulaires, en
favorisant la contraction de blessure, l’augmentation de la formation des vaisseaux capillaires et des
fibroblastes ; et induisant la prolifération des kératinocytes (Lopes et al ., 2005).
Par voie interne, ils exercent un effet antidiarrhéique (Bruneton, 1999), qui est du à l’inhibition de la
motilité intestinale (De Bruyne et al, 1999).
 Inhibition enzymatique :
La fixation des tanins avec les protéines peut engendrer l’inhibition de plusieurs enzymes (De
Bruyne et al, 1999).

Le blocage de la 5-lipoxygénase par la géraniine et la corilagine ;

Inhibition de l’enzyme de conversion de l’angiotensine, de l’activation de la hyaluronidase,
des glucosyltransferases des microorganismes impliqués dans la cariogenèse ;

Inhibition des topoisomérases par la sanguine H6 ou l’acide chébulagique ;
24
 Inhibition de la protéines kinase C par les tanins ellagiques et les tanins complexes (Bruneton,
1999 ) ;
 Inhibition de α –amylase salivaire humaine qui joue un rôle dans la formation des caries
dentaires (Kandra et al, 2004).
D’ailleurs, les dimères procyanidoliques ont une activité inhibitrice sur l’histidine décarboxylase et
l’élastase (Bruneton, 1999).
D. Activité antioxydante des tanins :
Les tanins ont de grandes capacités antioxydantes grâce à leurs noyaux phénols (Peronny, 2005).
Elles ont la particularité d’inhiber la peroxydation des lipides, en agissant comme donneurs de proton
et accepteurs de radicaux libres, stoppant ainsi le mécanisme d’auto-oxydation (Perret, 2001).
Les tanins hydrolysables et condensés sont 15 à 30 fois plus efficaces que les phénols simples
(Peronny, 2005).De même, il a été démontré In vitro que les tanins sont plus actifs que les vitamines.
Des études ont montré que les procyanidines B1 et B3 sont des antioxydants pour l’acide linoléïque
et qu’ils possèdent une activité antioxydante supérieure à celle de l’acide ascorbique
et l’α tocophérol.
Dans une autre étude faite sur la propriété du piégeage radicalaire, il a été remarqué que les
procyanidines dimériques peuvent emprisonner 8 radicaux pyroxyles alors que l’acide ascorbique
emprisonne un seul radical, et l’α tocophérol emprisonne deux radicaux.
Uchida et ses collaborateurs (1988) suggèrent que les tanins condensés galloylés ont une action
de piégeage radicalaire sur le radical 1-1 diphényl-2-picrylhydrazyl (DPPH) aussi sur l’anion
superoxyde et OH·, ·OOH. Plusieurs propriétés structurales des tanins augmentent leur activité
antioxydante :
La galloylation, préférablement en position 3´ augmente la capacité du piégeage pour les
deux O2· et OH·, aussi le piégeage de O2· est plus important pour les dimères procyanidines
couplés par une liaison (4→8) que les dimères liés par (4→6) (De Bruyne et al, 1999).
E. Activité anti-cancerogénique des tanins :
Le potentiel anticarcinogénique des tanins peut être lié à leur propriété antioxydante qui apparaît
importante dans la protection cellulaire des dommages oxydatifs.
Plusieurs études montrèrent l’activité anti-cancerogéniques des tanins, Migamato et ses
collaborateurs montrèrent l’activité anti tumorale de plusieurs oligomères des tanins hydrolysables
incluant : agrimoniin, oenothein B et coiiariin A contre la sarcoma (Chung et Wei, 2001).
25
Une étude faite sur la plante Eugenia jambos a suggéré que les tanins hydrolysables de cette
plante induisent l’apoptose sur les cellules humaines leucémiques ce qui présente un autre
mécanisme d’activité antioxydante des tanins (Yang et al ., 2000).
Une autre étude faite sur les tanins de Sorghum suggère l’activité anticancerogénique des tanins
de Sorghum sur les cellules humaines de mélanome (Awika et Rooney, 2004).
F. Autres activités biologiques des tanins :
Les tanins ont une activité anti inflammatoire. Une autre étude a montré une importante activité anti
inflammatoire des prodelphinidines isolés de Ribes nigrum. Les effets cardiaques et vasculaires des
tanins sont aussi démontrés, Calixto et ses collaborateurs dénotèrent que l’acide tannique affecte la
disponibilité du calcium pour la contraction des muscles lisses et cardiaques. En effet par fixation de
l’acide tannique avec le Ca++, l’acide tannique présente un effet hypotensif.
D’ailleurs des études faites montrèrent l’effet d’inhibition d’agrégation plaquettaire dans le plasma
humain et le plasma du rat par deux procyanidines trimériques et un dimère thioether.
Outre ces activités, les tanins présentent une activité antiulcéreuse et antiparasitaire. En effet,
la consommation des plantes à tanins peut affecter la biologie de certaines espèces de parasites
intestinaux (Peronny, 2005).
3. Les coumarines :
Les coumarines sont des substances naturelles dont la structure comporte le noyau benzo-α pyrone
(coumarine) résultant de la lactonisation de l’acide ortho-hydroxy- cis cinnamique.
OH
COOH
L’acide ortho-hydroxy- cis cinnamique
Les coumarines tirent leur nom de (coumarou) nom vernaculaire de la fève tonka (Coumarouna
odorata Willd., Fabaceae) d’où fut isolée, en 1820, la coumarine.
26
a. Répartition botanique et localisation :
Les coumarines sont surtout présentes chez les Dicotylédones et abondantes dans certaines
familles : Rutaceae, Fabaceae, Apiaceae, Oléaceae, Loganiaceae, Solanaceae, Asteraceae et
Hippocastanaceae.
Elles sont formées dans les feuilles et s'accumulent surtout dans les racines et les écorces, ainsi que
dans les tissus âgés ou lésés.
b. Structure chimique et classification :
Les coumarines possèdent une ou plusieurs fonctions phénoliques, éthérifiées ou non (à
l'exception de la coumarine proprement dite) ; c'est pourquoi on les rattache souvent aux
polyphénols. On les divise en :


Coumarines simples ;
Coumarines complexes où un noyau furanne ou pyranne est associé au noyau benzo αpyrone.
 Les coumarines simples :
1. Coumarine :
Elle très répandue chez divers végétaux auxquels elle communique une odeur agréable (de foin
coupé) ; flouve odorante, aspérule odorante, mélilot. Elle est extraite de la fève tonka.
 La fève tonka,Coumarouna odorata, Dipteryx odorata (gaïac de Cayenne)Willd.,
Fabaceae.
Cultivé en Amérique du sud, cet arbre est utilisé pour sa graine qui contient de 1 à 3 % de coumarine.
Les graines, ainsi que celles d’une autre espèce de Dipteryx, sont utilisées pour l’aromatisation des
tabacs. La coumarine a été utilisée pour ses propriétés anti-œdémateuses, anti-inflammatoires,
immunostimulantes et développerait une activité cytotoxique (hépatonécrose sévère).
2. Ombelliférone :
Cette coumarine est présente dans de nombreuses Apiaceae. Il n’y a pas d’utilisation importante à
signaler mais elle peut être utilisée comme anti-inflammatoire.
3. Esculétol :
Il existe à l’état naturel sous forme d’hétéroside (esculoside). L’esculoside est très utilisé en
thérapeutique pour ses propriétés vitaminiques P (augmente la résistance et diminue la perméabilité
des capillaires, veinotonique et vasculoprotecteur). Il est abondant dans le marronnier d’Inde,
Aesculus hippocastanum L, Hippocastanaceae.Les écorces du tronc contiennent des dérivés
coumariniques représentés par l'esculoside et le fraxoside (2 à3 %) tandis que la graine renferme des
saponosides dont le principal est l’escine.
27
L’Esculétol est également présent chez Bursaria spinosa. ,Pittosporaceae. C’est une plante
australienne, ses feuilles renferment 5% d’esculoside et sont utilisées comme matière première pour
l’extraction de cette molécule.
4. Dicoumarol :
OH
OH
CH2
O
O
O
O
Figure 8: Structure chimique du Dicoumarol.
Il a été découvert dans le mélilot. Melilotus officinalis, L. Pallas, Fabaceae.
Les petites fleurs de cette plante contiennent un hétéroside donnant par hydrolyse la coumarine ;
celle-ci, au cours d'une dessiccation mal menée, se transforme en dicoumarol. Ce dernier agit par ses
propriétés antivitamines K. Il a été préparé par synthèse et a servi de modèle à certaines molécules
(préparée par synthèse) à activité anti-vitaminiques K et à propriétés anticoagulantes. Ex :
acénocoumarol (SINTROM).
O
OH
CH2 C CH3
C
H
O
O
NO2
Figure 9: Structure de l’acénocoumarol (SINTROM).
28
 Les coumarines complexes :
1. Furanocoumarines :
_ Propriétés pharmacologiques :
Les Furanocoumarines, surtout linéaires, ont des propriétés photosensibilisantes. Ces dernières
sont liées à des processus photochimiques induits par les furanocoumarines en présence d’oxygène,
sous l’influence du rayonnement UV solaire.
Ces processus photochimiques entrainent l’oxydation et la polymérisation des catécholamines,
conduisant à la formation de mélanine et donc à la pigmentation cutanée. Ils entrainent également,
malheureusement, la formation des composés d’addition covalents entre les furanocoumarines et
les bases pyrimidiques de l’ADN (cytosine, uracile, thymine).
Les furanocoumarines angulaires (angélicine) ne peuvent pas donner des dérivés de diaddition et
sont de ce fait moins dangereux.
Emplois :
Les furanocoumarines sont utilisées pour leurs propriétés photosensibilisantes.
 En thérapeutique :
Les propriétés photodynamisantes du bergaptène et de la xanthotoxine les font utiliser en PUVA
thérapie : traitement photochimiothérapique du psoriasis et d'autres affections dermatologiques.
Cette technique consiste à administrer, en général par voie orale, la furanocoumarine (0,6 mg/kg de
8-méthoxypsoralène ou 1,2 mg/kg de 5-méthoxypsoralène), deux ou trois heures après, on procède
à une exposition au rayonnement d'une lampe UV émettant dans la zone des UV longs (320-380
nm). Ils sont aussi utilisés dans le traitement du vitiligo.
 Autres applications :
Les produits naturels tels que l'huile essentielle de la bergamote ont longtemps été utilisés
comme photodynamisants dans les produits solaires (produit de brunissage). Ils augmentent le
nombre de mélanocytes et accroissent la production de mélanine par ces cellules ; c’est à ce titre
qu'ils assurent une meilleure protection contre les radiations UV.
Les principales sources sont :



Le Bergamotier. Citrus bergamia, Rutaceae, dont le site actif se localise au niveau de l’écorce du
fruit. L'essence de Bergamote contient 5 % de bergaptène, responsable de son action
photosensibilisante ;
L’Angelique officinale, Angelica archangelica L, Apiaceae, dont les sites actifs se trouvent
essentiellement au niveau des feuilles, souche radicant et du fruit. L'essence des fruits
renferme du bergaptène et de l'impératorine ;
L’Ammi. Ammi majus, Apiaceae. Le site actif de cette plante se trouve au niveau du fruit.
29
C’est une plante d'Egypte dont le fruit contient des furocoumarines représentées par la
xanthotoxine, l'impératorine et le bergaptène. Les extraits de fruits, à propriétés
photosensibilisantes, sont utilisés dans le vitiligo (dyschromie cutanée), ex : Meladinine.
2. Pyrannocoumarines :
_ Propriétés pharmacologiques :
La visnadine a été commercialisée pour ses propriétés vasodilatatrices coronariennes et présentée
comme ayant une action favorable sur les troubles de la sénescence cérébrale.
Principale source : Ammi visnaga L. (Khella ou Noukha dans le Maghreb), Apiaceae. Le site actif de
cette plante se trouve au niveau du fruit.
Cette Ombellifère de la région méditerranéenne (Egypte, Maroc) est encore appelée herbe aux
cure-dents, en raison de l'utilisation des rayons de l'ombelle comme cure-dents.
C’est une grande herbe annuelle à tige dressée et feuilles très découpées ; les fleurs, disposées en
ombelles composées, sont de couleur blanche. A la fructification, tous les rayons de l'ombelle se
redressent et se courbent. Les fruits sont des akènes ovoïdes et très petits.
Du point de vue chimique, plusieurs principes actifs, de structures différentes, sont présents dans le
fruit ; ce sont des pyrannocoumarines : samidine et visnadine.
4. Les alcaloïdes :
Les alcaloïdes figurent parmi les principes actifs les plus importants en pharmacologie et en
médecine. L’intérêt qu’on leur porte reposait traditionnellement sur leur action physiologique et
psychologique particulièrement violente chez l’homme. Ce sont des composés azotés au goût amer
qui ont des propriétés chimiques basiques (alcalines).
Le premier alcaloïde identifié (en 1806) fut la morphine, qui provient du pavot (Papaver somniferum).
Il est actuellement utilisé en médecine comme analgésique (pour calmer la douleur) et pour
contrôler la toux ; cependant, l’utilisation abusive de ce médicament peut conduire à une forte
accoutumance. On a maintenant isolé et identifié la structure de près de 10 000 alcaloïdes, comme la
cocaïne, la caféine, la nicotine et l’atropine.
 La cocaïne :
Cette substance provient du coca (Erythroxylum coca), un arbuste ou petit arbre endémique des
versants orientaux des Andes de Bolivie et du Pérou. Beaucoup d’incas vivant à haute altitude dans
ces montagnes mâchent des feuilles de coca pour réduire les douleurs provoquées par la faim et la
fatigue lorsqu’ils travaillent dans cet environnement rigoureux. Mâcher les feuilles, qui contiennent
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des faibles concentrations de cocaïne, est relativement sans danger en comparaison au fait de fumer,
de renifler ou d’injecter la cocaïne dans les veines.
L’utilisation continue de la cocaïne et du « crack » qui en dérive peut avoir des effets physiques et
psychologiques dévastateurs et peut mener à la mort. La cocaïne a été utilisée comme anesthésique
dans la chirurgie de l’œil et pour les anesthésies locales par les dentistes.
Figure 10 : Structures chimiques de deux alcaloïdes, la morphine (a) et de la cocaïne (b).
 La caféine :
On la trouve dans certaines plantes tel que le café (Coffea arabica), le thé (Camellia sinensis) et le
cacao (Theobroma cacao) qui entrent dans la préparation de boissons populaires. Elle a un effet
stimulant. On a montré que les fortes concentrations en caféine présentes dans les plantules de
caféier en développement sont très toxiques et létales à la fois pour les insectes et les champignons
parasites. En outre, la caféine libérée par la plantule semble inhiber la germination d’autres graines à
son voisinage et empêcher ainsi la croissance de compétiteurs.
31
5. Les terpénoïdes (C5)n :
Les terpénoïdes constituent un vaste groupe de métabolites secondaires de structures diverses,
importants de nombreuses interactions biotiques. Ils sont formés par la réunion pyrophosphate
isopenténoïdes à cinq carbones provenant de la voie de l’acide mévalonique.
Les terpénoïdes sont très largement distribués et beaucoup possèdent des fonctions physiologiques
primordiales, comme éléments des stéroïdes liés aux membranes, des pigments caroténoïdes, de la
chaine latérale phytyle de la chlorophylle et d’hormones (acide gibbérellique et acide abscissique).
La distribution de quelques types de terpénoïdes a cependant un intérêt pour la taxonomie. Les
monoterpénoides et les sesquiterpénoides volatils (substances à 10 et 15 carbones) sont les
principaux composants des huiles essentielles caractéristiques des Magnoliales, des Lorales, des
Illiciales et des Piperales, ainsi que de clades sans relation directe avec ces Ordres comme les
Myrtaceae, les Lamiaceae, les Verbenaceae et les Asteraceae. Ces composés ne se trouvent pas
seulement dans les tissus végétatifs (dans les cellules sphériques ou dans différents canaux ou
lacunes situés dans les tissus parenchymateux), mais aussi dans des glandes florales odoriférantes où
ils sont libérés et fonctionnent souvent comme attractifs floraux).
Un autre type de terpénoïdes, les lactones sesquiterpéniques est surtout connu chez les
Asteraceae (où ces lactones sont diversifiés et utiles pour la taxonomie, mais on le trouve aussi dans
quelques autres familles comme les Apiaceae, les Magnoliaceae et les Lauraceae.
Différents diterpénoïdes (20 carbones), triterpènes (30 carbones) et stéroïdes (triterpènes basés
sur un cycle cyclopentane perhydrophénanthrène) sont très répandus et ils ont également une
importance systématique (Young et Seigler , 1981). Le triterpénoide bétuline se retrouve dans
l’écorce des bouleaux blancs (Betula papyrifera et espèces voisines ; il est imperméable, très
inflammable et pratiquement inconnu en dehors de ce groupe. La bétuline est utile en taxonomie au
niveau spécifique (O’Connell et al ., 1988). Les saponines triterpéniques se rencontrent chez les
Apiaceae et les Pittosporaceae et confortent l’hypothèse d’une relation phylogénétique étroite entre
ces deux familles. Les limonoïdes et les quassinoïdes, dérivés de triterpénoïdes, apparentés au point
de vue de leur biosynthèse, se limitent aux Rutaceae, Meliaceae et Simaroubaceae, chez les
Sapindales ; les quassinoïdes constituent une synapomorphie propre aux Simaroubaceae .
Les cardénolides sont des glycosides très toxiques d’un type de stéroïdes à 23 carbones, présents
chez les Ranunculaceae, les Euphorbiaceae, les Apocynaceae, les Liliaceae et les Plantaginaceae
6. Les quinones :
Les quinones peuvent également être rattachées aux composés phénoliques simples dont elles
dérivent par processus incluant des oxydations. On peut citer les benzoquinones, très fréquentes
chez les micro-organismes et les végétaux supérieurs, les naphtoquinones (par exemple la juglone,
chez le noyer) et les anthraquinones fortement colorées. Ces substances sont souvent présentes
dans la plante sous forme glycosylée et c’est seulement après hydrolyse que la quinone est libérée.
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Ainsi, chez le noyer, la juglone qui colore en brun sombre la partie externe du fruit au cours de la
maturation provient de la dégradation enzymatique de son 4-glucoside.
Certaines quinones plus complexes, chez qui la partie aromatique est liée à une chaine latérale
isoprénique, assurent souvent des fonctions biologiques essentielles chez les êtres vivants, en
particulier le transfert des électrons, ubiquinones des mitochondries, plastoquinones des
chloroplastes.
33
Chapitre III :
III. 1.Données sur le Bayoud (maladie vasculaire du palmier dattier) :
Le bayoud est une fusariose vasculaire spécifique du palmier dattier (Phoenix dactylifera L.)due à
un champignon du sol, Fusarium oxysporum f. sp. albedinis. C’est une maladie très destructrice des
palmeraies en Algérie et au Maroc, c’est un réel danger pour les autres régions phoenicicoles. Par
conséquent, les recherches doivent avoir pour principal objectif une lutte efficace. Les orientations
de lutte sont identiques à celles généralement adoptées contre toutes les fusarioses vasculaires.
Le diagnostic classique par observation des symptômes complétée par isolement et inoculation de
l’agent pathogène à des palmiers sensibles est long. Des méthodes biochimiques modernes doivent
être explorées pour accélérer ce diagnostic et expérimentées pour éviter des erreurs. Fusarium
oxysporum f. sp. albedinis n’est jamais présent dans les fruits et les graines de palmiers dattiers mais
les rejets contaminés utilisés pour les plantations sont les moyens principaux de dissémination. Par
conséquent, les mesures prophylactiques sont importantes et la micropropagation In vitro, qui
présente toutes les garanties sanitaires, est une méthode très intéressante. La désinfection du sol,
les traitements par fongicides systématiques ou la lutte microbiologique sont inefficaces et leur coût
est prohibitif.
III. 2. Généralités sur Fusarium oxysporum (f. sp. albedinis):
III.2. 1. Forme et aspect général du champignon :
Certains champignons pathogènes présentent en culture pure des caractères typiques
relativement stables qui permettent leur identification. Certaines formes spéciales de Fusarium
oxysporum ainsi que des races peuvent être identifiées par l’aspect morphologique des cultures, c’est
le cas de la forme spéciale albedinis, qui se distingue par son aspect arbustif et sporodochial stable
(Djerbi et al ., 1985 ; Cherrab, 1989).
Le pathogène peut être isolé sur milieu PDA (Potato Dextrose Agar) à partir des tissus de palmiers
dattiers flétris ainsi qu’à partir de porteurs sains, ou sur des milieux sélectifs à partir du sol. Les
cultures fraîches apparaissent en rose-saumon alors que les cultures faites sur des milieux
synthétiques en masse se colorent en pêche, rose, pourpre ou violet.
Les microconidies sont sphériques à allongées, légèrement courbées surtout hyalines, 3-15 x 3-5
μm; elles sont produites par les microfilialides gonflées à la base et pointues à la pointe. Les
microconidies sont, parfois tertièrement-cloisonnées, 20-35 x 3-5 μm.
Les chlamydospores sont intercalaires ou terminales, sphériques, produites en simples ou en
groupes de doublés ou de triplets. Les sclérotes sont rares en culture, bleues-foncées à noires d’un à
deux mm de diamètre qu’elles soient distribuées au niveau du mycélium ou en groupes (Killian et
Maire 1994).
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III.2. 2. Biologie du champignon :
Fusarium oxysporum f.sp. albedinis persiste dans la forme de chlamydospores dans les tissus
morts des palmiers infectés (racines, rachis,…). Avec une désintégration ultérieure de tels tissus, les
chlamydospores peuvent être libérées dans le sol où elles restent en état de dormance. Le
champignon peut aussi survivre chez des porteurs sains comme Lawsonia inermis, lucerne, Trifolium.
Le champignon est distribué très inégalement dans le sol et a été trouvé à une profondeur de 0-30
cm et parfois à plus d’un mètre (Tantaoui, 1989). Les chlamydospores sont rares mais peuvent
persister dans le sol pendant plus de huit ans. Même un petit nombre de chlamydospores peut
déclencher la maladie et l’infection de quelques racines seulement peut être à l’origine de la mort de
l’arbre.
Sous des conditions favorables, les chlamydospores germent et entrent dans les tissus vasculaires
des racines, desquels le mycélium avance vers la tige. Les microconidies sont transportées vers les
parties supérieures par le biais des vaisseaux, quand elles rencontrent une paroi, elles germent, les
tubes germinatifs pénètrent cette dernière et la formation des microconidies est reprise sur l’autre
coté de la paroi. L’arbre meurt quand le champignon et ses toxines atteignent le bourgeon terminal.
Durant sa montée dans le xylème, Fusarium oxysporum f.sp. albedinis envahit le parenchyme
cortical par du mycélium inter et intracellulaire. Ce dernier est responsable de la couleur marronrougeâtre caractéristique des palmiers infectés. Après la mort de l’arbre, le mycélium continue à se
développer dans les tissus morts et forme des chlamydospores dans les cellules sclérenchymateuses
(Louvet, 1977).
En général, les conditions favorables à l’hôte favorisent aussi le développement de la maladie. La
gamme thermique optimale favorisant la croissance du champignon va de 21à 27.5 °C ; la croissance
reste importante entre 18 et 32°C, mais s’arrête à 7 et 37°C (Bounaga, 1975).
Parmi les métabolites produits par le pathogène cultivé sur milieu liquide, se trouve l’acide
phénylacétique, composé largement décrit dans la littérature comme ayant des propriétés
antimicrobiennes, antifongiques, phytotoxiques et présentant, en outre, une activité hormonale
semblable à celle de l’acide indole acétique (AIA). À ce jour, il n’a jamais été signalé chez Fusarium
oxysporum f.sp. albedinis (Ait Kettout et Rahmania, 2010).
III. 2. 3. Distribution géographique :
Fusarium oxysporum f.sp. albedinis touche les palmeraies marocaine et algérienne. La presque
totalité des palmiers dattiers au Maroc est infectée par ce champignon pathogène alors qu’en
Algérie, la maladie du Bayoud touche seulement les oasis de l’Ouest et celles du Centre (Toutain,
1965; Benzaza et al, 1970; Brochard et Dubost, 1970a; 1970b; Dubost, 1972). Le bayoud est arrivé à
Metlili en 1950, Ghardaïa en 1965 et El-Goléa en 1978, mais a été éradiqué de cette dernière oasis
(Dubost et Kada, 1975; Djerbi, 1982).
35
Ce champignon s’étend également sur quelques oasis en Egypte où il touche une autre espèce de
Phoenix (Phoenix canariensis) et en Mauritanie(Rapport de l’EPPO, 1972).
III. 2. 4. Méthodes de détection et de contrôle :
Pour confirmer la présence deF. oxysporum f.sp. albedinisparmi des isolats de Fusarium
oxysporum obtenus à partir de palmiers dattiers, de porteurs sains ou du sol, les isolats peuvent être
inoculés artificiellement aux racines de jeunes plants de palmiers dattiers au stade de double-feuille.
F. oxysporum f.sp. albedinis est reconnu par la mort des plantes après un à deux mois (Dubost et
Kada, 1974; Saaidi, 1979).
Le pathogène (Fusarium oxysporum f.sp. albedinis ) peut être aussi identifié par des
caractéristiques de culture de spore simple (Chettab et al, 1978; Djerbi et al., 1985b; Sedra et Djerbi,
1985; Cherrab, 1989) ou par le test de compatibilité végétative (Djerbi, 1990a; 1990b; Djerbi et al.,
1990). Ces deux méthodes permettent une identification rapide et juste du pathogène sans avoir
besoin d’inoculations artificielles, mais aussi exigent une expérience considérable.
III. 2. 5. Moyens de motilité et de dispersion du pathogène :
Fusarium oxysporum f.sp. albedinis peut se répandre par des plantules infectées, dans le sol, par
des hôtes sains, par des tissus de palmiers dattiers infectés (spécialement des morceaux infectés du
rachis) et par des eaux d’irrigation traversant des champs infestés. Le champignon n’est porté ni par
les fruits ni par les graines.
Dans une plantation, la maladie se propage par le contact entre les racines saines et infectées,
l’étendue d’une telle propagation varie selon les conditions de culture (irrigation abondante,
fertilisation …) et la température.
III. 2. 6. Plantes hôtes :
L’hôte principal est le palmier dattier (Phoenix dactylifera L.) tous les cultivars nord-africain de
haute qualité en sont sensibles (cultivars de Mejhoul, Deglet Nour, Bou Feggous ...).Quelques
cultivars montrent une résistance par rapport à F. oxysporum f.sp. albedinis (cultivars de Bou
Sthammi noire, Bou Sthammi blanche, Tadment, Iklane, Sair Laylet, Bou Feggous, Moussa au Maroc
et Takerboucht en Algérie). Cependant, parmi ces cultivars, seulement Sair Laylet et Takerboucht
sont d’une qualité acceptable, quoique non égale à celle de Deglet Nour ou Mejhoul (Pereau-Leroy,
1954; Toutain et Louvet, 1974; Saaidi, 1979).
Fusarium oxysporum f.sp. albedinis a été aussi déclaré présent chez des plantes croissant dans les
palmeraies: Lawsonia inermis, une plante morte; lucerne et Trifolium sp. (Djerbi et al., 1985a). Ces
végétaux sont des porteurs sains du pathogène et sont cultivés en Afrique du nord et dans les pays
du Proche-Orient (Djerbi et al., 1986a).
36
III. 2. 7. Mécanisme d’infection:
Les premiers travaux qui ont mis en évidence l’accumulation de nouveaux dérivés
hydroxycinnamiques dans les tissus du Palmier dattier (Phoenix dactylifera L.) en présence de
Fusarium oxysporum albedinis (Foa), agent causal du bayoud, remontent à 1995 (El Hadrami, 1995).
Depuis, les résultats publiés (El Hadrami et al., 1997; Ramos et al., 1997 ; El Bellaj et al., 1997) ont
permis de réorienter la recherche sur ce couple vers la mise en place de protocoles expérimentaux
fiables et permettant d’obtenir des réponses plus rapides, en particulier l’infection localisée par
micro injection de conidies dans la racine de jeunes plants, organe cible de l’agent pathogène.
Aussi, 10 µl d’une solution conidienne à 106 conidies par ml sont injectés, après perforation de
l’écorce par une micro-perceuse, dans la racine principale de jeunes plants issus de semis provenant
de cultivars connus pour leur résistance ou leur sensibilité vis-à-vis du bayoud. Un suivi de l’évolution
des symptômes accompagné de l’analyse des composés phénoliques et phénolamidiques est réalisé
durant les premiers jours après infection.
Il en résulte de l’infection par micro injection des conidies d’une part des modifications structurales,
la racine attaquée présentant un ramollissement alors que le cylindre central se détache de l’écorce
et d’autre part l’apparition d’un brunissement tissulaire qui se manifeste dès le 3ème jour
d’incubation. L’étude histologique révèle une concentration fusarique particulièrement importante
dans le cylindre central par comparaison à l'écorce. L'agent pathogène ne paraît pas avoir des zones
privilégiées pour atteindre les vaisseaux conducteurs où il se concentre.
Les tubes criblés disparaissent complètement suite à l’attaque et certaines cellules de l’endoderme
présentent une digestion de leurs parois latérales et profondes subérifiées.
Dans un même lot de jeunes plants, toutes les racines principales traitées ne manifestent pas le
même comportement. Les racines les plus attaquées n’accumulent que peu ces composés par
rapport aux racines ‘résistantes’ qui ont subi le même traitement mais qui ne présentent les
symptômes de nécrose tissulaire qu’à proximité des points de micro injection. Au niveau sectoriel, les
composés induits se concentrent particulièrement dans la zone infectée et sous le collet alors que de
faibles teneurs sont relevées dans la zone inférieure au point d’injection. Les plants à racines
sensibles flétrissent dès la première semaine d’incubation alors que les plants résistants présentent
un développement normal.
37
III. 3. 1. Aspects histologiques de la résistance de Phoenix dactylifera à la fusariose vasculaire due à
Fusarium oxysporum f.sp albedinis :
Les palmeraies de certains pays sont totalement dévastées par une fusariose vasculaire ou
Bayoud, due à Fusarium oxysporum f .sp albedinis (Foa), l’utilisation de la technique de culture de
tissus pourrait permettre de repeupler rapidement ces palmeraies avec des variétés résistantes à
cette maladie.
Les variétés utilisées sont Deglet Nour (sensible) et Bou-Sthammi noire (résistante). Cette dernière
est issue de culture de tissus et a été fournie par le laboratoire de M. Beauchesne (Angers). La souche
de Fusarium employée (Foa 66) est celle de la collection de M. Louvet (INRA. Dijon).
La technique d’inoculation utilisée consiste à faire un simple dépôt d’un microlitre d’une suspension
de spores contenant exactement 5 conidies, sur le pneumatode, porté par les racines du palmier
dattier. Il est à signaler que le taux d’inoculum est très faible et qu’aucune blessure n’a été faite à la
plante, car l’inoculation se fait par l’utilisation d’ouvertures naturelles.
Après avoir excisé la racine secondaire inoculée, l’évaluation de l’infection a été réalisée par l’analyse
de la croissance mycélienne obtenue sur les disques de racine principale. La lecture se fait après une
puis deux semaines d’incubation. Cette évaluation a été complétée par l’observation du
cheminement de l’agent pathogène dans les racines, à l’aide du Microscope Electronique à Balayage
(M.E.B) et du Microscope Electronique à Transmission (M.E.T).
III. 3. 2. Résultats obtenues :
A. La variété sensible : Deglet Nour :
Chez la variété sensible Deglet Nour inoculée, Fusarium pénètre très facilement par le pneumatode.
Après une semained’inocubation, le champignon se trouve à 1.5 cm de part et d’autre de la racine
principale. Après deux semaines, l’agent pathogène se retrouve à 8 cm en amont et à 3 cm en aval
du point de ramification de la racine secondaire inoculée.
L’observation au MEB révèle que le champignon envahit l’aérenchyme. Les hyphes mycéliens
nombreux et enchevêtrées occupent les lacunes entre les cellules. Le champignon se propage à
travers les méats intercellulaires ainsi qu’à l’intérieur des cellules.
L’observation au MET (coloration de Reynolds, 1963) montre que les hyphes du champignon
adhèrent intimement à la surface des cellules. Quelquefois, cette adhésion se fait par de larges
surfaces de la paroi cellulaire ; on ne distingue alors que difficilement les limites de l’hôte et de
l’agent pathogène.
En fait, chez la variété sensible, l’agent pathogène pénètre par le pneumatode différencié. C’est
d’une importance capitale dans la maladie car ces pneumatodes sont portés par toutes les racines
non immergées exceptée la racine principale. Ils se trouvent régulièrement disposés sur toute la
longueur. Vue son abondance dans le système racinaire, le champignon a un avantage considérable
par rapport à une pénétration par une blessure ou une pointe racinaire. Le champignon trouve ainsi
une multitude de points d’entrée à des niveaux du sol très différents.
38
En plus, ces pneumatodes sont non seulement des structures ouvertes mais aussi des structures
nourricières pour le champignon qui y puise des nutriments pour sa croissance et sa prolifération
B. La variété résistante : Bou-Sthammi noire :
La même inoculation dans les mêmes délais sur la variété marocaine résistante, Bou-sthammi
noire issue de culture de tissus, donne des résultats très différents. Le champignon pénètre dans
l’aérenchyme mais l’infection n’a pas lieu. L’évaluation de l’infection par l’incubation de disques n’a
donné aucune croissance de Fusarium. La microscopie montre que le champignon pénètre dans
l’aérenchyme externe dont les cellules sont recouvertes d’une couche épaisse de matériel fibrillogranulaire dans lequel sont engluées les verrues.
La substance revêtant la paroi emplit les larges méats et maintient le champignon éloigné de la paroi
cellulaire. Ces excrétions sont marquées par le test des protéines selon Gomori (1952) ainsi que le
test des polysaccharides selon Thiery (1967). Le cytoplasme du champignon est apparemment
désorganisé. Les cellules aérifères présentent une couche externe très dense aux électrons et parfois
une lame opaque recouvre la paroi et les verrues et les isole ainsi du champignon. Le champignon n’a
jamais été observé dans les tissus sous-jacents (Belarbi-Halli et al., 1983).
A l’approche ou au contact de l’agent pathogène, les jeunes cellules aérifères encore vivantes
prennent une structure cytologique très particulière. Ces cellules se caractérisent par un important
espace périplasmique dans lequel sont visibles des systèmes lamellaires et des granules de forme et
de structure différentes ainsi que de vésicules. Le cytoplasme de ces cellules est dense aux électrons
et une substance fibrillo-granulaire se trouve sur la paroi cellulaire.
Dans la variété Bou-Sthammi noire, la plante réagit d’une manière dynamique à la présence du
parasite. Cette réaction se traduit par une abondante excrétion. La contamination a induit la
sécrétion de diverses substances qui sont déversées dans les méats. L’origine de l’excrétion reste
encore un problème : on suppose que lors de la contamination un tissu particulier se trouvant dans
l’écorce joue le rôle de tissu sécréteur (Belarbi-Halli et al., 1983).
Conclusion :
La contamination du pneumatode entraîne la pénétration du champignon dans l’aérenchyme et
dans la variété sensible Deglet Nour et dans la variété résistante Bou-Sthammi noire.
Chez la variété sensible et chez la variété résistante, le pneumatode différencié est une voie de
pénétration pour l’agent pathogène. Mais contrairement à ce qui se produit chez la variété sensible,
l’infection n’a pas lieu chez la variété résistante. L’agent pathogène reste bloqué dans l’aérenchyme
et n’a pas été décelé dans les tissus sous-jacents. Dans tous les cas, la variété résistante BouSthammi noire totalement réfractaire au parasite s’oppose de manière dynamique à toute
pénétration de l’agent pathogène. Cette réaction se produit en présence de Fusarium (Belarbi-Halli
et al ., 1983).
39
III. 4. Lutte contre le Bayoud :
III. 4. 1. Diagnostic :
Le diagnostic peut être établi d’après les symptômes externes et internes, lorsque ceux-ci sont bien
caractéristiques d’une Fusariose vasculaire, ce qui n’est pas toujours le cas. En outre, lorsque des
symptômes qui semblent typiques sont observés dans une région où la maladie n’a pas encore été
signalée, il est indispensable d’identifier avec certitude l’agent causal, Fusarium oxysporum f. sp.
Albedinis (Killian et Maire) Gordon avant de déclarer la maladie présente. Comme pour les autres
formes spéciales de Fusarium oxysporum, ceci peut être réalisé par inoculation à de jeunes plantes
sensibles.
Dans le cas du palmier, on n’obtient la réponse qu’au bout de plusieurs mois, ce qui a incité à des
recherches d’identification par diverses caractéristiques autres que la compatibilité pathogène avec
l’hôte. Actuellement, la validité d’aucune de ces méthodes n’a été suffisamment confirmée pour que
leur usage courant puisse être recommandé. Il faut éviter le risque de diagnostics erronés. Ainsi, à
plusieurs reprises le Bayoud a été déclaré faussement présent dans des régions phoenicicoles non
encore contaminées telles que le Mexique, l’Est Algérie, l’Egypte et le Nigeria.
III. 4. 2. Les mesures prophylactiques :
Le Bayoud touche une large partie des palmeraie algérienne et marocaine. Il est donc nécessaire
d’éviter ou de retarder son introduction dans les régions indemnes, à la fois par sensibilisation des
producteurs et par des contrôles phytosanitaires. Le principal moyen de dissémination est constitué
par les rejets utilisés pour la plantation. Il faut veiller à utiliser des plants sains. Les méthodes de
micropropagation In vitro qui commencent à entrer en application sont intéressantes car elles
présentent une garantie de l’état sanitaire des plants (Louvet, 1986).
La maladie n’est transmise ni par les graines ni par les fruits, elle ne peut donc pas constituer un frein
à la commercialisation de ceux-ci. A titre expérimental, il a été montré à Zagora (Maroc) que
l’établissement d’une tranchée autour des zones atteintes peut assurer une protection des arbres
voisins contre la contamination en empêchant le contact racinaire (Toutain, 1974).
Mais ce procédé est inapplicable dans les conditions de la production dattière. Lorsque le Bayoud est
présent dans une palmeraie, il faut envisager d’autres moyens de lutte.
III. 4. 3. Désinfection des sols :
Quand un sol est contaminé, la première idée qui vient à l’esprit est d’essayer de l’assainir en y
détruisant le parasite (éradication). On dispose pour cela de moyens limités : désinfection chimique
par fumigeant (Bromure de méthyle p. ex.) ou désinfection par la chaleur (vapeur d’eau,
solarisation). D’une façon générale les résultats obtenus par ces procédés sont insuffisants pour
lutter contre les Fusarioses vasculaires, sauf dans quelques conditions particulières de culture
(lorsque les racines sont localisées par exemple en culture en containers).
Malgré certaines affirmations, ce type de méthode est inapplicable dans le cas du Bayoud pour les
raisons suivantes : impossibilité de détruire tous les germes pathogènes dans l’ensemble du sol
40
colonisé par les racines de palmier, risque de réinfestation accru après traitement, prix de revient
prohibitif, traitement dangereux pour les applicateurs et pour les palmiers contigus à la zone traitée.
III. 4. 4. Protection chimique des plantes :
Les souches de Fusarium oxysporum responsables des Fusarioses vasculaires se développent dans
le système vasculaire, c'est-à-dire dans des tissus internes des plantes. La protection fongicide ne
peut donc être assurée que par des produits pénétrants dits systémiques ou endothérapiques. Un
produit de ce type, le bénomyl, est actif sur les Fusarium.
Après avoir suscité beaucoup d’espoir pour la lutte contre les Fusarioses vasculaires, son emploi se
révèle inefficace pour la protection de cultures annuelles, à plus forte raison d’arbres comme le
palmier, et ceci pour les raisons suivantes. Il migre de façon systémique vers la partie supérieure des
plantes alors que ce sont les racines qu’il faut d’abord protéger puisque c’est par elles que pénètre le
champignon.
Si on l’applique au sol, il est impossible d’atteindre tout le volume occupé par les racines. En outre, il
est peu soluble, fortement adsorbé par le sol et peu persistant dans les tissus végétaux. Pour
protéger les palmiers en permanence, il faudrait donc l’appliquer à doses élevées et répétées, le coût
serait alors prohibitif. Enfin, des souches de Fusarium oxysporum résistantes au bénomyl sont
apparues rapidement dans les cultures traitées, annihilant toute efficacité de ce produit. A notre
connaissance, l’industrie chimique ne proposera pas dans un avenir proche de fongicide présentant
les qualités requises pour être utilisé dans les palmeraies.
III. 4. 5. Lutte par action sur les techniques culturales :
Le Bayoud, comme les autres Fusarioses vasculaires, n’est pas une maladie de faiblesse mais au
contraire il sévit plus gravement sur des palmiers vigoureux, en pleine croissance et production. Dans
les parcelles contaminées, il faut éviter les cultures de plantes telles que le Henné qui nécessitent
une irrigation abondante favorable à la maladie, et qui sont des porteurs sains de l’agent pathogène
(Bulit et al, 1967).
De nombreuses observations indiquent que c’est essentiellement par contact racinaire que le Bayoud
est transmis d’un arbre à l’autre dans une palmeraie, ce qui explique la limitation des foyers de
maladie obtenue par le creusement de tranchées signalée ci-dessus.
Le contact souterrain entre arbres voisins peut également être évité, ou tout au moins limité, par la
localisation des racines résultant de l’application des méthodes modernes d’irrigation localisée. Des
observations dans les nouvelles plantations irriguées selon ce procédé ouvriraient peut être la voie à
une méthode intéressante de lutte culturale. Il faut également recommander des plantations
multivariétales faisant alterner des variétés résistantes avec des variétés sensibles conservées pour
leur productivité et la qualité de leurs dattes, ce qui doit limiter la contamination racinaire de proche
en proche.
41
La seule solution pour les régions contaminées est donc de cultiver des palmiers appartenant à des
variétés résistantes, c’est-à-dire des palmiers qui restent sains et productifs même en présence du
parasite. C’est la méthode largement utilisée avec succès pour la lutte contre les Fusarioses
vasculaires des autres plantes cultivées.
Les métabolites secondaires naturels sont peu employés dans la lutte contre Fusarium oxysporum.
Il nous a semblé utile de rechercher l’éventuel effet des métabolites secondaires de Solanum
elaeagnifolium sur la croissance In vitro de Foa.
42
2ème partie
Expérimentations et résultats
43
Chapitre I :
Matériel et méthodes :
I. 1. Matériel végétal :
Les baies et les tiges de la morelle jaune (Solanum elaeagnifolium) ont été récoltées dans un GPS
au mois de Février 2011 à l’état sec. Une partie a été conservée à l’abri de l’humidité et stockée
soigneusement à température ambiante (pour y revenir en cas de carence en matériel végétal) et
l’autre a été utilisée pour les expérimentations. Par contre, les feuilles de cette plante ont été
récoltées dans la banlieue est d’Oran au mois d’Avril 2011. Elles ont été lavées avec de l’eau, rincées
avec de l’eau distillée, ensuite pesées avant d’être séchées à l’étuve à 56°C.
Après séchage, tous les organes ont été broyés à l’aide d’un mixeur ordinaire pour obtenir une
poudre fine qui a servi aux différentes manipulations.
44
b
a
d
c
e
a.
b.
c.
d.
e.
Racine de la morelle jaune ;
Tige de la morelle jaune ;
Feuilles de la morelle jaune ;
Fleur de la morelle jaune ;
Baies de la morelle jaune.
Figure 11 : Les différents organes de la morelle jaune de la région d’Oran.
45
I.2. Détermination de la teneur en eau :
Après récolte, les racines et les feuilles ont été lavées à l’eau puis rincées à l’eau distillée (cela n’a pas
été fait pour les baies pour ne pas les altérer). Afin de déterminer la teneur en eau des différents
organes de la morelle jaune, ces derniers ont été séchés à une température de 105°C dans une étuve
isotherme ventilée à la pression atmosphérique jusqu’à une mesure pratiquement constante de la
teneur en eau (Audigie et al ., 1987) sachant que La teneur en eau est la différence entre le poids de
l’échantillon avant et après la dessiccation. Elle est calculée selon la formule :
H%
H% : taux d’humidité ou teneur en eau ;
M1 : masse en g de l’échantillon avant la déshydratation ;
M2 : masse en g de l’échantillon après la déshydratation ;
∆M = M1 – M2 : différence entre la masse de l’échantillon frais et celle de l’échantillon sec.

Technique d’extraction :
Afin de pouvoir analyser les échantillons des différents organes de Solanum elaeagnifolium,
ces derniers ont subis la procédure d’extraction mentionnée dans les étapes suivantes :





Lavage à l’eau (à l’exception des pétales de fleurs) ;
Rinçage à l’eau distillée ;
Séchage à l’étuve ;
Broyage dans un broyeur ;
Tamisage.
46
II. Méthodes d’analyses :
Réactifs utilisés :



















Méthanol (MeOH ; 32 g/mole) ;
Acétate d’Ethyle (AcTt ; 88 g/mol) ;
Ammoniaque (Hydroxyde d’Ammonium NH4OH ; 35 g/mol) ;
Acide chlorhydrique (HCl ; 36.46 g/mol) ;
Hydroxyde de Sodium (NaOH ; 40 g/mol) ;
Folin Ciocalteu (C7H6O5 ; 170 g/mol) ;
Trichlorure de fer (FeCl3 ; 162.64 g/mol) ;
Ethanol (C2H5OH ; 46 g/mol) ;
Ether de pétrole (CH3-(CH2)n-CH3
Chlorure d’Aluminium (Al Cl3 ; 133.341 g/mol) ;
Toluène (C7H8 ; 92 g/mol) ;
Benzène (C6H6 ; 78 g/mol) ;
Chlorure d’Antimoine (SbCl3 ; 228.119 g/mol) ;
Chloroforme (CH Cl3 ; 119.378 g/mol) ;
Hydroxyde de Potassium (KOH ; (56 g/mol) ;
Ether diéthylique ( C4H10O ; 74 g/mol) ;
Carbonate de Sodium (Na2 CO3) ; 106 g/mol) ;
Butanol (C4H9OH ; 74.121 g/mol) ;
Nitrite de Sodium (Na NO2 ; 69 g/mol).
Technique chromatographique:
II. 1. Chromatographie sur couche mince :
Les méthodes chromatographiques sont les méthodes les plus importantes de l’analyse immédiate.
Elles permettent de séparer les constituants d’un mélange plus ou moins complexe ; mais là ne se
borne pas leur intérêt car elles peuvent également assurer dans certaines conditions l’identification
et la détermination quantitative des substances (Burgot et Burgot, 2002).
A l’aide d’une seringue (de 5 ml), 3 gouttes de chaque extrait (des différents organes, en
l’occurrence, racines, tiges, baies, feuilles et fleurs), ont été déposées sur des plaques (10×5) (cm).
L’éluant (solvant de migration) a été préparé dans une cuve recouvrant le fond à quelques
millimètres de hauteur.
La cuve a été laissée fermée jusqu’à saturation puis la plaque (phase stationnaire fabriquée en
Aluminium garnie de gel de Silice) y a été déposée. La migration du solvant (phase mobile) d’élution
entraîne les substances en fonction de leurs affinités respectives pour le couple de phases,
stationnaire et mobile.
47
L’identification des métabolites secondaires séparés se fait par observation des résultats de la
séparation sous lampe à UV à 365 nm (on utilise cette méthode de détection en priorité car elle
n’endommage pas la plaque), puis par révélation par des réactifs spécifiques des composés
recherchés.
II.2. Chromatographie liquide à haute performance HPLC –RP-C18 :
Pour analyser les différents extraits de la morelle jaune (Solanum elaeagnifolium), l’HPLC -RP-C18
a été utilisée.
La chromatographie liquide à haute performance à phase inverse est une technique de séparation,
dans laquelle la phase mobile est un liquide polaire (solvant), et la phase stationnaire est une
colonne (125 x 4,6mm) étroitement emballée par des particules C18 (apolaire), ces particules ayant
un diamètre de moins de 10μm, ce qui nécessite de pomper la phase mobile à travers la colonne à
haute pression. La pompe garde un débit précis de sorte que le temps de rétention de chaque pic
puisse être employé pour identifier des pics de l’échantillon à tester.
L’HPLC – RP- C18 permet d’identifier la présence de quelques substances dans chacun des trois
extraits étudiés (extraits des baies, tiges et feuilles) par comparaison entre le temps de rétention des
témoins et les chromatogrammes des extraits. Les standards testés et leurs temps de rétention (tR)
sont mentionnés dans le tableau ci-dessous.
Standard
Quercétine
Temps de rétention (tR)
en min
6.5
Rutine
3.333
Catéchine
1.742
Acide caféique
1.992
Acide tannique
1.642
Acide gallique
1.675
Ceci est réalisé par comparaison des chromatogrammes des standards avec ceux des échantillons
(Djied, 2012).
II. 3. Spectrophotométrie d’absorption moléculaire :
Faisons traverser par un faisceau lumineux (d’une lumière monochromatique, c’est-à-dire d’une
lumière à longueur d’onde fixe et définie) une cuve, petit récipient à base carrée, contenant une
solution d’un produit dans l’eau, par exemple, une solution aqueuse de bleu de méthylène ; on
choisit alors une lumière monochromatique jaune. Une solution de bleu de méthylène paraît bleue
car elle absorbe la lumière complémentaire du bleu, c’est-à-dire, la lumière jaune (tableau ci48
dessous). Une partie de la lumière incidente va être absorbée par les molécules de la substance
dissoute. Si l’énergie lumineuse de la lumière incidente est I0 et celle de la lumière émergente ou
transmise I, la loi de Beer-Lambert indique que I = I0 x e-ε.c.l. En notation logarithmique (logarithme
népérien) :
Log = ε.c.l
 C : la concentration de la substance en moles par litre dans le solvant (ici l’eau distillée) ;
 I : La longueur du trajet optique, c’est-à-dire, la longueur de la cuve ;
 ε : Un coefficient spécifique de la substance pour la longueur d’onde choisie, il porte le
nom de Coefficient d’absorption moléculaire.
Le tableau suivant montre correspondance entre couleurs et longueurs d’onde dans le visible.
Couleur
Violet
Intervalle
de longueur d’onde (nm)
400 – 450
Bleu
450 – 500
Vert
500 – 570
Jaune
570 – 590
Orange
590 – 620
Rouge
620 - 670
Tableau 2 : Correspondance entre couleurs et longueurs d’onde dans le visible.
On désigne par le terme densité optique (en abrégé DO), la valeur Log I0/I. La densité optique est
donc égale à ε.c.l. De même, on appelle transmission ou T, le rapport I/I0 qui est exprimé, en général,
en pourcentage.
Si I = I0, le milieu est transparent (c’est le cas de l’eau vis-à-vis d’une lumière jaune
monochromatique). Dans ce cas le rapport I/I0 est égal à 1 : la transmission est donc de 100%.
Par contre, la densité optique, c’est-à-dire le rapport Log I0/I sera égal à 0.
Inversement, si le milieu est opaque, I tend vers 0, donc, la transmission (I/I0) tend vers 0 alors que la
DO devient Log ∞ donc infinie, le tableau suivant montre les valeurs de la transmission et de la
densité optique suivant la nature du milieu :
49
Milieu transparent
Milieu opaque
I
Egal à I0
Très petit, proche de zéro
Transmission = I/I0
100%
0%
DO = Log I0/I
0
infini
Tableau 3 : Transmission et densité optique suivant le milieu.
La notation densité optique est de plus en plus utilisée car elle est directement proportionnelle à
la concentration (en effet DO = ε.c.l), alors que la transmission est encore une fonction logarithmique
de la concentration du produit (Kamoun, 1997).
III.1.Analyse qualitative des extraits de métabolites secondaires de la morelle jaune (Solanum
elaeagnifolium) :
III. 1. 1. Les flavonoïdes :
Un gramme de matériel végétal sec est broyé (racines, tiges, baies, feuilles et fleurs). La poudre
obtenue est mélangée avec 20 ml de MeOH 80%. Après agitation (15 min), les extraits sont filtrés et
soumis à une CCM, le solvant de migration étant le mélange AcET / MeOH 80% / NH4OH 34% (9:1:1).
La révélation se fait à 365 nm après pulvérisation avec le réactif formé par l’Ethanol avec 5% d’AlCl3
(Dohou, 2003).
III. 1. 2. Les Coumarines :
Un gramme de poudre végétale obtenue après broyage de fragments des différents organes de
Solanum elaeagnifolium (racines, tiges, baies, feuilles et fleurs) est mélangé à 5 ml de CH Cl3. Après
filtration, les extraits chloroformiques sont soumis à une CCM, le solvant de migration étant le
mélange Toluène / AcEt (46.5 : 5). La visualisation du chromatogramme, après migration, se fait à
365 nm en absence et en présence d’Ammoniaque (Dohou, 2003).
III. 1. 3. Les Alcaloïdes :
Un gramme de la poudre de chaque organe (racines, tiges, baies, feuilles et fleurs) est ajouté à 50
ml de MeOH 50 %. Après agitation pendant quelques heures, les extraits sont filtrés et évaporés à
sec à l’aide d’un évaporateur rotatif. Les résidus sont repris dans quelques ml de MeOH pur.
Ces extraits sont soumis à une chromatographie sur couche mince (sur gel de Silice), le solvant de
migration étant le mélange AcEt / MeOH 80% / NH4OH 34% (9 :1 :1) (Dohou, 2003).
50
III. 1. 4. Les Tanins :
1.5 g de matériel végétal sec réduit en poudre sont placés dans 10 ml de mélange (Acétone : eau).
Après 15 minutes d’agitation, les extraits sont filtrés et mis dans des tubes. L’ajout de FeCl3 1%
permet de détecter la présence ou non de tanins. La couleur vire au bleu noir en présence de tanins
galliques et au brun verdâtre en présence de tanins catéchiques (Dohou, 2003).
III. 1. 5. Les terpénoïdes :
A deux grammes de poudre végétale obtenue après broyage de fragments des différents organes
de la morelle jaune Solanum elaeagnifolium (racines, tiges, baies, feuilles) sont ajoutés 15 ml
d’Hexane. La même quantité de pétales de fleurs est broyée fraiche dans un mortier avec 15 ml
d’Hexane. Le mélange est soumis à une agitation de 30 minutes et à une filtration. Une CCM est
effectuée en utilisant comme solvant le Benzène pur à 98-99 %.
Après migration, la plaque est pulvérisée avec du Chlorure d’Antimoine et placée à l’étuve à 110 °C
pendant 10 minutes. La plaque est ensuite observée sous une lampe à UV 365 nm, toute
fluorescence indique la présence de terpénoïdes (Dohou, 2003).
III. 1. 6. Les Quinones libres :
Un gramme de poudre végétale obtenue après broyage de fragments des différents organes de
Solanum elaeagnifolium (racines, tiges, baies et feuilles) est placé dans un tube à essai avec 20 ml
d’Ether de pétrole. Après agitation et un repos de 24H, les extraits sont filtrés et concentrés au
Rotavapor. Concernant les pétales des fleurs, la même quantité est broyée fraiche dans un mortier
avec l’Ether de pétrole. Le filtrat est agité, ensuite laissé au repos pendant 24H. La présence de
Quinones libres est confirmée par l’ajout de quelques gouttes de NaOH 0.1 N lorsque la phase
aqueuse vire au jaune, rouge ou violet (Dohou, 2003).
III. 1. 7. Les Anthraquinones :
A l’extrait Chloroformique de chacun des organes (racines, tiges, baies et feuilles en poudre et
pétales des fleurs fraiches), on ajoute du KOH aqueux 0.1N. Après agitation, la présence des
Anthraquinones est confirmée par un virage de la phase aqueuse au rouge (Dohou, 2003).
III. 2. Identifications des différents pigments de la Chlorophylle :
0.5 g de feuilles sèches de Solanum elaeagnifolium est broyée. La poudre est mélangée à 20 ml
d’Ethanol pur. Après agitation et filtration, l’extrait est soumis à une CCM. Le solvant de migration
étant le mélange : Ether de pétrole/Ether diéthylique dans les proportions (10:15), les différentes
taches sont ensuite observées à l’œil nu (Terrien, 1998).
51
III. 3. Dosage de quelques métabolites secondaires de la morelle jaune:
III. 3. 1. Dosage des polyphénols totaux :
La concentration des polyphénols totaux estimée par la méthode de Folin Ciocalteu (Wong et al .,
2006). Ce dosage repose sur le réactif de Folin Ciocalteu qui est constitué d’un mélange d’acide
phosphotungstique et d’acide phosphomolybdique. L’oxydation des phénols réduit ce réactif en un
mélange d’oxyde bleu de tungstène et de molybdène. L’intensité de la couleur obtenue est
proportionnelle au taux de composés phénoliques oxydés (Boizot et Charpentier, 2006 ; Zoughlache,
2009).
0.5 ml de réactif de Folin Ciocalteu est ajouté au mélange formé de 0.5 ml de chaque extrait
aqueux et de 10 ml d’une solution de Carbonate de Sodium 2%.L’absorbance est mesurée à 750 nm
après 30 mn d’incubation à température ambiante. Une gamme d’étalonnage d’acide gallique de 0 à
0.02 mg/ml a été réalisée pour effectuer ce dosage. Les concentrations des échantillons sont
exprimées en milligrammes d’équivalent d’acide gallique par gramme d’extrait (mg/g).
III. 3. 2. Dosage des Flavonoïdes :
La méthode du trichlorure d’aluminium (Bahorun et al, 1996) a été utilisée pour quantifier les
flavonoïdes dans les différents extraits de Solanum elaeagnifolium. Le protocole est résumé par les
étapes suivantes :
•
Extrait : 120 mg de poudre (de chacun des organes) + 2ml de MeOH 80% ;
•
Prendre 200 µl d’extrait + 6 ml d’eau distillée (mélange 1) ;
•
À t = 0 : (mélange 1) + 600 µl de Na NO2 5 % (mélange 2) ;
•
À t = 5 (après 5 min) : le mélange 2 est repris dans 600 µl d’Al Cl3 10% (mélange 3) ;
•
À t=11 (après 6 min) : le mélange 3 est repris dans 2 ml de NaOH 0.1 N, ce qui constitue
le mélange 4. Ce dernier est agité au vortex pendant 30 secondes, puis analysé au
spectrophotomètre (UVIKON).
L’absorption est déterminée à 510 nm et est comparée à celle de la rutine standard (2 mg/ml)
traitée avec la même quantité de réactif. La concentration des flavonoïdes totaux est alors calculée
en équivalent rutine selon la formule suivante :
F = (2 × Aext /Ac) × 100 / Cext
(en g/ml)
Aext : Absorption de l’extrait ;
Ac : Absorption de la rutine ;
Cext : Concentration de l’extrait en poudre végétale soit 0.111 g/ml.
52
III. 4. Activité biologique des métabolites secondaires de Solanum elaeagnifolium:
Pour toutes les espèces fongiques, le choix d’un milieu de culture dépend des exigences
nutritionnelles du champignon (Bouznad, 1989). Ainsi, les espèces de Fusarium peuvent se
développer sur une large gamme de milieux de culture, ces derniers peuvent être organiques, semiorganiques ou minéraux. Dans cette étude, le milieu de culture choisi pour la croissance du
champignon pathogène, Fusarium oxysporum f.sp. albedinis est le milieu PDA (Potato Dextrose Agar).
La composition de ce dernier est la suivante :





Extrait de pomme de terre : 200ml ;
Glucose : 20g ;
Agar-agar : 15g ;
Eau distillée : 800 ml ;
Le pH du milieu doit être de 5,6.
III. 4. 1. Culture de Fusarium oxysporum f.sp. albedinis :
Dans des boites de Petri, contenant 15 ml de milieu PDA maintenu en surfusion, 100 µl d’extrait
aqueux de chaque organe (racines, tiges, baies, feuilles et fleurs) dont la concentration est de 50
mg/ml sont déposés. Après que l’extrait soit étalé et réparti sur une surface du milieu PDA, 100µl
d’une suspension sporale de Foa(fournie par Mme Fortas du laboratoire de microbiologie de
l’Université d’Oran)ajustée à une concentration de 106 conidies/ml sont déposées.
Après le dépôt du champignon, les boites sont incubées pendant cinq (05) jours à 25°C.L’évaluation
de l’action des extraits aqueux des différents organes (racines, tiges, baies, feuilles et fleurs) est
estimée par la présence ou non du champignon dans les boites.
IV. Etude statistique :
IV.1.Comparaison des baies et des tiges de Solanum elaeagnifolium poussant dans la périphérie
d’Oran et dans les environs de Misserghine :
Afin de savoir si les microclimats se trouvant dans la même région ont une influence sur la
morphologie des organes de la morelle jaune, nous avons procédé à une étude statistique
s’intéressant particulièrement aux diamètres des baies et à la longueur des tiges des spécimens des
régions d’Oran(A) et de Misserghine(B).
Pour y arriver, les diamètres de trente baies et la longueur de trente tiges de chaque région ont été
mesurés. Le diamètre des baies des deux régions a été déterminé à l’aide d’une règle, sa valeur est
variable. Les valeurs obtenues ont été comparées à l’aide d’un test statistique ANOVA pour vérifier
s’il existe ou non une variabilité (Benahmed, 2008).
53
Résultats et discussion
54
I.
Détermination de la teneur en eau :
Les teneurs en eau des différents organes de la morelle jaune (Solanum elaeagnifolium) sont
mentionnées dans le tableau suivant :
Racines
Baies
Feuilles
Fleurs
Poids frais
27.27 g
21.71 g
133.20 g
46.45 g
Poids sec
15.75 g
16.77 g
30.80 g
7.87 g
Teneur en eau (%)
42.25 %
22.76 %
76.88 %
83.06 %
Tableau 4 : Teneur en eau des différents organes de Solanum elaeagnifolium.
Après séchage des différents organes dans une étuve dont la température est ajustée à 56 °C, les
résultats ont montré que les pétales des fleurs contiennent le plus d’eau comparativement aux
autres organes, suivies par les feuilles. La faible présence d’eau au niveau des baies s’explique par la
période où ces dernières ont été récoltées et qui coïncide avec le repos physiologique de la plante
(entre novembre et avril).
II. Mise en évidence des différents métabolites secondaires dans les différents organes de la
morelle jaune :
II. 1.Mise en évidence des Flavonoïdes :
La Chromatographie sur couche mince sur gel de Silice des extraits des différents organes de la
morelle jaune a donné les résultats montrés dans la figure suivante :
1
2
1. La plaque avant UV
2. La plaque sous UV.
Figure 12 : Mise en évidence des flavonoïdes dans les différents organes de Solanum elaeagnifolium
par CCM.
55
Le tableau suivant résume les résultats de la CCM des flavonoïdes :
Extrait
(MeOH 80%)
Couleurs
avant UV
observées Couleurs
sous UV
observées Rapports frontaux (RF)
Racines
Jaune brunâtre, vert, Vert, brun, vert
jaune
0.038 – 0.076 – 0.975
Tiges
Jaune, vert-jaunâtre
Jaune,vert
0.079 - 0.965
Feuilles
Jaune, jaune, vert
Brun, orange, rouge, 0.057 – 0.082 -0.696rouge, rouge, rouge
0.734 – 0.778 – 0.924
Fleurs (pétales)
/
/
Baies
Jaune, rose, jaune
Brun, brun, brun, vert, 0.051 -0.076 -0.114 bleu, bleu-violet, bleu- 0.164 - 0.43 – 0.652 –
violet
0.81
/
Tableau 5 : Visualisation des flavonoïdes dans les différents organes de Solanum elaeagnifolium.
L’analyse qualitative après Chromatographie sur couche mince et visualisation sous UV, a permis
de mettre en évidence de nombreuses fluorescences. En effet, la fluorescence jaune observée chez
les tiges pourrait identifier le kampférol (flavonol). Le bleu violet (RF = 0.81) observé chez les baies
sous UV à 365 nm pourrait être l’indicateur de présence de l’acide tannique (acide phénolique). La
tache orange chez les feuilles (RF = 0.082) pourrait indiquer la présence de la rutine dans cet organe,
ainsi que la tache rouge observée chez les feuilles (RF = 0.924) pourrait correspondre à la catéchine.
Les taches rouges observées sous la lampe UV chez les feuilles (RF = 0.734 et 0.778) pourraient
indiquer la présence d’une part, des anthocyanes et d’autre part, d’un composant de la chlorophylle
sachant que la chlorophylle (b) est observée en rouge sous UV (Terrien, 1998).La richesse de la plante
en flavonoïdes, produits naturels antioxydants, peut expliquer le fait qu’elle possède différentes
propriétés pharmacologiques, surtout pour les parties aériennes.
Remarque :
Les résultats n’ont pas révélé une présence des flavonoïdes au niveau des pétales de fleurs, cela
peut être dû à l’insuffisance de la technique de CCM pour l’identification des différentes molécules.
56
II. 2. Mise en évidence des Coumarines :
13a.La plaque avant UV.
13b. La plaque sous UV.
Figure 13 : Mise en évidence des Coumarines dans les différents organes de Solanum elaeagnifolium
par la technique de CCM.
Le tableau suivant résume les résultats de la CCM des Coumarines :
Extrait
(CH Cl3)
Couleurs observées
Couleurs sous UV
Rapports frontaux
Racines
/
Vert, rouge, bleu, bleu
0.19 – 0.36 - 0.437 –
0.5
Tiges
Vert, jaune
Rouge, rouge, rouge- 0.023 – 0.046 orangé, rouge, vert, 0.144 - 0.195 –
rouge
0.333 – 0.373
Feuilles
Vert, jaune, vert
jaune
Rouge, rouge, rouge, 0.056 – 0.369 rouge, rouge
0.475 -0.512 – 0.544.
Fleurs (pétales)
/
Bleu, bleu
Baies
Jaune, jaune-orangé
Violet,
rouge
rouge,
0.195 – 0.37
vert, 0.048 - 0.211
0.343 – 0.373
Tableau 6 : Visualisation des coumarines dans les différents organes de Solanum elaeagnifolium.
57
Les résultats obtenus montrent que la morelle jaune contient des coumarines. La fluorescence
violette chez les baies indiquerait la présence de l’ombelliférone.
II.3. Mise en évidence des Alcaloïdes :
R
14a. Plaque avant UV
B
T
F
Fl
14b. Plaque sous UV à 365 nm.
Figure 14: Mise en évidence des alcaloïdes dans les différents organes de Solanum elaeagnifoliumpar
la technique de la CCM.
Le tableau suivant résume les résultats de la CCM des alcaloïdes :
Extrait (MeOH 50%)
Couleurs observées
Couleurs sous UV
Rapports frontaux
Racines
/
/
/
Tiges
Vert-jaunâtre, jaune,
jaune, vert
Rouge, rouge, vert, 0.0526 - 0.0921
bleu, bleu, jaune, 0.118 - 0.289 - 0.592
rouge-orangé, rouge 0.842 - 0.895 - 0.96
Feuilles
Vert, vert, vert, vert
Vert-jaunâtre,
0.072 – 0.094 – 0.5
rouge, rouge, rouge, 0.544 - 0.594 - 0.65
rouge, rouge orangé
0.877
Fleurs (pétales)
Jaune, jaune
Brun, rouge
0.019 – 0.04
Baies
Jaune, jaune,
Jaune-verdâtre, jaune
Vert, vert,
bleu, bleu
jaune, 0.039 - 0.105- 0.144
– 0.263 - 0.579
Tableau 7 : Visualisation des alcaloïdes des différents organes de Solanum elaeagnifolium.
58
Selon les résultats obtenus après cette CCM, on peut admettre que les différents organes
contiennent des alcaloïdes à l’exception des racines. Le fait que les racines soient démunies
d’alcaloïdes pourrait dire que ces composés sont d’abord fabriqués au niveau des racines ensuite
distribués chez les autres organes suivant le rôle qu’ils remplissent. L’omniprésence des alcaloïdes en
plus de celle des tannins chez cette plante explique pourquoi elle n’est pas broutée par le bétail et sa
capacité d’envahir entièrement des champs agricoles et engendrer par la suite un mauvais
rendement des terres envahies.
II. 4. Mise en évidence des terpénoïdes :
La CCM a donné les résultats montrés dans les figures suivantes :
R
T
B
F
R
15a.CCM avant pulvérisation par le Cl3 Sb.
R
T
B
F
15b. Après pulvérisation par le Cl3 Sb et chauffage
B
T
F
15c. La plaque sous UV à 365 nm.
Figure 15 : Mise en évidence des terpénoïdes dans les différents organes de Solanum elaeagnifolium
par la technique de la CCM.
59
Le tableau suivant résume les résultats obtenus après cette CCM :
Extrait
50%)
(MeOH Couleurs
observées
Couleurs
observées
(après Cl3 Sb)
Couleurs
UV
Racines
sous Rapports
frontaux
/
/
Rouge, vert, vert
Tiges
/
/
Rouge,
rouge, 0.025 – 0.037 –
vert, rouge-violet
0.087 – 0.425 –
0.5 – 0.925
Feuilles
Jaune,
vert, Brun, vert, bleu, Rose,
rouge, 0.025 – 0.075 –
jaune, vert
rose
rouge-orangé,
0.119 – 0.137 –
bleu, bleu, jaune
0.212 – 0.312 –
0.962
Fleurs (pétales)
/
/
/
Baies
Jaune, jaune
Brun, rose
Rouge,
rouge, 0.069 – 0.119 –
vert, bleu-violet
0.162 – 0.562 –
0.937
0.037 – 0.075 –
0.45
/
Tableau 8 : Visualisation des terpénoïdes des différents organes de Solanum elaeagnifolium.
La CCM a montré que Solanum elaeagnifolium contient des terpénoïdes. Diverses couleurs ont été
observées chez les différentes parties de la plante à l’exception des fleurs. La tache rose qui apparait
chez les baies pourrait indiquer la présence de stérols.
II.5. Mise en évidence des Tanins :
Après ajout de quelques gouttes de FeCl3 1% aux extraits méthanoliques des différents organes
(racines, tiges, baies, feuilles et fleurs), la couleur a viré au brun verdâtre dans tous les extraits mais
avec une différence au niveau de la vigueur de la couleur (la couleur était vive chez les racines et les
baies et moins forte chez les tiges et les feuilles)(Ces résultats sont en accord avec ce qu’a eu (Borgi
et al, 2007). Les résultats obtenus sont montrés dans la figure suivante :
60
T
T
R
R
16a. Virage au bleu noir chez les racines.
F
16b. Virage léger au brun verdâtre chez les tiges.
F
Fl
16c. Virage au brun verdâtre chez les feuilles.
Fl
16d. Virage au brun verdâtre chez les fleurs.
B
B
16c. Virage au bleu noir chez les baies.
Figure 16 : Mise en évidence des tanins dans les extraits des différents organes de Solanum
elaeagnifolium.
61
Les résultats ont montré que d’une part, les tiges, les feuilles et les fleurs contiennent les tanins
catéchiques (coloration brune verdâtre) mais avec une différence apparente au niveau de la
concentration (les tiges en contiennent beaucoup moins que les feuilles et les fleurs). D’autre part,
les racines et les baies contiennent les tanins galliques, les résultats sont récapitulés dans le tableau
suivant :
Racines
Tiges
Feuilles
Fleurs
(pétales)
Baies
_
+
+++
+++
_
+++
_
_
_
+++
Tanins
catéchiques
Tanins
galliques
_ : Absence de tanins ;
+ : Présence de tanins ;
++ : Tanins concentrés ;
+++ : Tanins très concentrés.
Tableau 9 : Résultats de la mise en évidence des tanins dans les différents organes de Solanum
elaeagnifolium.
Ces résultats viennent renforcer ceux de la CCM des alcaloïdes pour l’envahissement des terrains
agricoles et autres par la morelle jaune. En effet, l’amertume qu’a la plante est due à la présence des
tanins sous leurs deux formes chez la morelle jaune, ce qui explique son refus comme plante
fourragère par le bétail.
II.6. Mise en évidence des quinones libres :
Après ajout du NaOH, les extraits des différents organes n’ont pas viré sauf celui des feuilles qui a
viré jaune, ce qui confirme la présence des quinones dans les feuilles et son absence dans les autres.
Les résultats obtenus sont illustrés par la figure suivante :
62
R
17a. Pas de virages de la couleur chez les racines.
F
T
T
R
17b. Pas de virage de la couleur chezles tiges.
Fl
F
17c. Virage au jaune chez les feuilles.
Fl
17d. Pas de virage de la couleur chez les fleurs.
63
B
B
17e. Pas de virage de la couleur chez les baies.
Figure 17 : Mise en évidence des quinones libres dans les différents organes de Solanum
elaeagnifolium.
Les résultats ont montré que seules les feuilles contiennent les quinones (virage au jaune de la
phase aqueuse). Il y a eu un virage au jaune imprévisible de la phase organique chez les baies.
II.7 Mise en évidence des anthraquinones :
R
T
R
18a. Virage léger au rouge chez les racines.
T
18b. Pas de virage de la couleur chez les tiges.
64
F
F
Fl
18c. Virage au rouge chez les feuilles.
Fl
18d. Virage au jaune brunâtre chez les fleurs.
B
B
18e. Virage au jaune chez les baies.
Figure 18 : Mise en évidence des anthraquinones dans les extraits des différents organes de Solanum
elaeagnifolium.
Les résultats ont montré d’une part, un virage très léger au rouge de la phase aqueuse chez les
racines et les feuilles, ce qui indique que les anthraquinones se trouvent chez ces organes sous forme
de traces. D’autre part, la couleur a viré au jaune brunâtre chez les pétales et au jaune chez les baies,
65
ce qui indiquerait la présence des anthraquinones dans ces organes sous forme de traces. Les
résultats sont récapitulés dans le tableau 10 :
Racines
Anthraquinones +
Tiges
Baies
Feuilles
_
_
+
Fleurs
(pétales)
_
_ : Absence d’anthraquinones ;
+ : Présence d’anthraquinones.
Tableau 10 : Résultats de la mise en évidence des Anthraquinones dans les différents organes de
Solanum elaeagnifolium.
III. Identification des différents pigments de la Chlorophylle :
La CCM a montré les couleurs suivantes (ordonnées de bas en haut) :




Jaune : Carotène (Rf = 0.019) ;
Vert jaune : Chlorophylle b (Rf = 0.531) ;
Vert bleu : Chlorophylle a (Rf = 0.669) ;
Jaune : violaxanthine (Xanthophylle) (Rf = 0.781).
Les composants de la chlorophylle obtenus d’après cette Chromatographie sont quasiment
semblables à ceux obtenus par Terrien et al (1998) dans leur travail sur les feuilles d’épinard
(Spinacia oleracea) à l’exception de la néoxanthine qui n’a pas été observée. Cela pourrait être
expliqué par la faible concentration de l’échantillon pris pour cette analyse.
66
IV. Analyse quantitative de certains composés polyphénoliques de la morelle jaune :
IV. 1.Dosage des polyphénols totaux :
La méthode du dosage des polyphénols totaux est celle du Folin –Ciocalteu (Li et al .,2007).
L’acide gallique a été utilisé comme standard. Après ajout du Folin Ciocalteu aux mélanges (extraits +
Carbonate de Sodium) et repos pendant 30 mn, les absorbances ont été lues au spectrophotomètre
(UVIKON).
R
T
B
F
R
T
B
F
des
19a.Extrait + Carbonate de Sodium
B
19b. Extraits des organes + Carbonate de Sodium + Folin Ciocalteu.
F
Fl
19c. Dilution, baies (1/4) et feuilles (5/6).
19d. Extrait des fleurs + Carbonate de Sodium.
67
Fl
l
Fl
19e. Dilution de l’extrait des fleurs (dilution au 1/5).
R : Racines ;
T : Tiges ;
F : Feuilles ;
F : Fleurs ;
B : Baies.
Figure 19 : Dosage des polyphénols totaux dans les extraits des différents organes (racines, tiges,
baies, feuilles et fleurs) de Solanum elaeagnifolium.
Les absorbances ainsi que les concentrations déduites sont mentionnées dans le tableau 11 :
Extrait
DO1
DO2
DO3
DO4
DO5
DOm
Concentration
Racines
1.106
1.113
1.095
1.101
1.1
1.103
1.325 mg/g
Tiges
0.738
0.741
0.74
0.745
/
0.741
0.89 mg/g
Feuilles
1.18
1.178
1.175
1.172
1.173
1.176
1.692 mg/g
Fleurs
(pétales)
Baies
0.399
0.402
0.411
/
/
0.404
2.42 mg/g
0.788
0.79
0.791
/
/
0.789
3.787 mg/g
Tableau 11: Absorbances et concentrations en Polyphénols totaux dans les extraits des différents
organes (racines, tiges, baies, feuilles et fleurs). (Le témoin a été réalisé avec de l’eau distillée).
68
Remarque : l’extrait des baies a été dilué au ¼ , celui des feuilles au 5/6 et celui des pétales de fleurs
au 1/5 vu les absorbances énormes qu’ils avaient donné avant dilution (>2) et la gamme
d’étalonnage a été réalisée pour différentes concentrations d’acide gallique.
Les résultats ont montré que les baies sont les plus riches en polyphénols totaux, suivies par les
fleurs et à une moindre mesure les feuilles, alors que les racines et les tiges n’en contenaient qu’en
faible quantité. On peut en déduire que les organes aériens contiennent plus de polyphénols que les
autres organes, ce qui peut être expliqué par le fait les premiers assurent les différents contacts avec
les insectes pour la pollinisation (couleur et odeur) et la protection de la plante contre les prédateurs.
Les concentrations (exprimées en mg d’équivalents d’acide gallique par gramme d’extrait) en
polyphénols totaux des cinq échantillons ont été calculées en se référant à la formule de la droite
d’étalonnage réalisée en utilisant l’acide gallique comme témoin.
1,8
Gamme d'étalonnage de l'acide gallique
1,6
1,4
1,2
Do
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0
0
0,002
0,004
0,006
0,008
0,01
0,012
0,014
0,016
0,018
[acide galique] mg/ml
Figure 20 : Courbe d’étalonnage des polyphénols totaux réalisée en prenant l’acide gallique comme
témoin.
69
La droite d’étalonnage a donné l’équation suivante : y = 91.667 x (y = DO de l’échantillon)
r2= 0.9923. Les concentrations ont été calculées en se référant à la concentration initiale des
échantillons 0.2 g/ml et en prenant en considération les dilutions prises :
1/22 pour les racines ;
1/22 pour les tiges ;
1/22 + ¼ pour les baies ;
1/22 + 5/6 pour les feuilles ;
1/22 + 1/5 pour les fleurs (pétales).
IV.2.Dosage des flavonoïdes :
Le dosage des flavonoïdes a été réalisé selon la méthode de trichlorure d’Aluminium (Chen et al .,
2002) en utilisant comme standard la rutine.
Extrait
DO1
DO2
DO3
DO4
DOm
Concentration
Racines
0.605
0.613
0.612
0.614
0.611
1.922 mg/g
Tiges
0.535
0.548
0.56
0.568
0.553
1.739 mg/g
Feuilles
0.584
0.586
0.591
/
0.587
9.23 mg/g
Fleurs
(pétales)
Baies
0.363
0.372
0.366
/
0.367
11.542 mg/g
0.688
0.677
0.671
/
0.679
10.677 mg/g
Tableau 12 : Absorbances et concentrations en flavonoïdes dans les extraits des différents organes
(racines, tiges, baies, feuilles et fleurs). Le témoin a été réalisé avec du méthanol 80%.
21a. Mélange 4 (Extraits + Na NO2 + Al Cl3 + NaOH).
70
21b. Dilution de l’extrait des baies au 1/5.
F
Fl
21c. Dilution de l’extrait des feuilles au 1/5.
21d. Dilution de l’extrait des fleurs (pétales) 1/10.
Figure 21: Dosage des flavonoïdes dans les extraits des différents organes de Solanum
elaeagnifolium.
1,6
Gamme d'étalonnage de la rutine.
1,4
1,2
Do
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0
0
0,02
0,04
0,06
0,08
0,1
0,12
0,14
0,16
0,18
[rutine] mg/ml
Figure 22 : Courbe d’étalonnage des flavonoïdes réalisée en prenant la rutine comme témoin.
71
Les concentrations en flavonoïdes des quatre échantillons ont été calculées en se référant à la
formule de la droite d’étalonnage réalisée en utilisant la rutine comme témoin
y = 8.9029 x. r2 = 0.9905 (y = DO de l’échantillon), en prenant en considération la concentration
initiale des échantillons soit 0.2 g/ml et, la dilution faite dans le milieu réactionnel : 1/5.6 ; 2 ml
d’extrait dans 11.2 ml du milieu réactionnel initial et les dilutions prises pour effectuer les lectures :
1/5.6 pour les racines et les tiges ;
1/5.6 + 1/5 pour celui des baies ;
1/5.6 + 1/5 pour les feuilles ;
1/5.6 + 1/10 pour les fleurs (pétales).
Les résultats obtenus montrent que les organes aériens (feuilles, baies et fleurs) contiennent
beaucoup plus de flavonoïdes que les racines et les tiges, cela peut être expliqué par le fait que les
flavonoïdes sont responsables de la coloration des pétales et des fruits et parfois des feuilles (cette
observation va dans le même sens avec celle de Bruneton (1999) ainsi que l’attraction des insectes
par les odeurs qu’ils envoient dans l’air facilitant par le fait la pollinisation de la plante et sa
propagation dans le milieu. Les flavones et les aurones, donnant des couleurs blanches et jaunes et
beiges peuvent être présents dans cet échantillon, cela expliquerait la concentration élevée des
flavonoides au niveau des pétales (ce qui expliquerait aussi la couleur blanchâtre des pétales des
fleurs).
IV. 3. Chromatographie liquide à haute performance HPLC –RP - C18 :
L’HPLC – RP – C18 permet d’identifier la présence de quelques substances dans chacun des trois
extraits étudiés (baies, tiges et feuilles), par comparaison entre le temps de rétention des standards
et les chromatogrammes des extraits. Le tableau suivant représente les temps de rétention de
quelques standards (cette partie du travail a été effectuée par DJIED Souad à l’Université de Toulouse
III en 2012).
Standard
Quercétine
Temps de rétention (RT)
en min
6.5
Température de fusion
(°C)
316
Rutine
3.3
125
Catéchine
1.7
214
Acide caféique
1.9
234 à 237
Acide tannique
1.64
210
Acide gallique
1.67
210
Tableau 13 : Temps de rétention de quelques composés phénoliques.
72
a
b
c
Figure 23: Chromatogrammes des extraits des organes testés (tiges, baies, feuilles) de Solanum
elaeagnifolium (Les analyses ont été effectuées à l’Université de Toulouse par Djied, 2012).
73
Temps de rétention repérables : 3.068, 3.233, 3.097.
a. Chromatogramme des baies ;
b. Chromatogramme des tiges ;
c. Chromatogramme des feuilles.
Les temps de rétention des métabolites secondaires des baies, tiges et feuilles ont permis de
d’identifier la présence de rutine (standard 3.3).Chez les baies, il y a un pic avec un temps de
rétention tR = 3.068, chez les tiges, un pic avec un temps de rétention tR = 3.233 et chez les feuilles,
un pic avec un temps de rétention tR = 3.097. Ces temps de rétention sont très proches de celui de la
rutine, ce qui pourrait informer sur sa présence ou la présence d’une molécule de structure presque
semblable.
V. Test de l’activité biologique sur Fusarium oxysporum f.sp. albedinis :
L’activité antifongique des extraits des différents organes de la morelle jaune a été estimée en se
basant sur la croissance ou non du champignon Fusarium oxysporum f.sp albedinis en contact avec
les différents extraits.
Les extraits bruts des racines et feuilles se sont révélés actifs sur l’inhibition de la croissance du
champignon alors que les extraits des tiges, baies et fleurs, aucune activité antifongique n’a été
observée et le champignon a envahi la presque totalité des boites.
D’après ces résultats, il apparait que les métabolites secondaires contenus dans les feuilles et les
racines ont un effet antifongique contre Fusarium oxysporum f.sp. albedinis, ce qui confirme le
spectre large de l’activité antifongique et antimicrobienne des métabolites secondaires de Solanum
elaeagnifolium. Les résultats sont illustrés dans la figure 24 suivante :
24a.Le champignon seul sur milieu PDA (témoin)(Fortas, 2012).
74
24b1. Extrait des racines + champignon24b2.
24b2.Pas de croissance du champignon (après 3 jours)
24c1. Extrait des tiges + champignon
24c2. Croissance du champignon (après 3 jours)
24d1. Extrait des feuilles + champignon
24d2. Pas de croissance du champignon (après 3 jours)
75
24e1. Extrait des fleurs + champignon
24e2. Croissance du champignon (après 3jours)
24f1. Extrait des baies + champignon
24f2. Croissance du champignon (après 3 jours)
Figure 24 : Test de l’activité antifongique des extraits des différents organes de Solanum
elaeagnifolium sur Fusarium oxysporum f.sp. albedinis.
VI. Etude statistique :
 Comparaison entre les baies et les tiges des régions d’Oran et de Misserghine :
1. Comparaison des diamètres des baies :
Trente baies ont été récolté sur Oran et Misserghine pour savoir s’il y à une différence au
niveau du diamètre des fruits de Solanum elaeagnifolium de ses deux stations.
Région
Nombre de baies
Moyenne (mm)
Variance
Ecart type
Oran (A)
30
8.133
1.889
0.345
Misserghine (B)
30
10.467
1.548
0.283
La différence du diamètre observée entre les baies de Solanum elaeagnifolium prélevées dans la
périphérie d’Oran et celles prélevées sur la même plante poussant à Misserghine est significative au
risque de 5%.
76
2. Comparaison de la taille des tiges :
Trente tiges ont été récolté sur Oran et Misserghine pour savoir s’il y à une différence au
niveau de la longueur des tiges de Solanum elaeagnifolium de ses deux stations.
Région
Nombre des tiges
Moyenne
Variance
Ecart type
Oran (A)
30
122.167
22.042
4.024
Misserghine (B)
30
89.200
22.530
4.113
La différence observée de la taille des tiges de Solanum elaeagnifolium prélevées dans la banlieue
d’Oran et celles de la même plante prélevées à Misserghine est significative au risque de 5%.
Les différences observées et pour les diamètres des baies et pour les tailles des tiges des régions
des régions d’Oran et de Misserghine informent que Solanum elaeagnifolium s’adapte aux différents
micro-climats d’une même région. Cette étude statistique doit être faite pour comparer les différents
organes et concentrations des métabolites secondaires de différents spécimens de morelle jaune
poussant dans des régions et climats différents pour élargir les informations acquises concernant
l’adaptation de cette plante dans différents climats et sols.
77
Conclusion et perspectives
Dans un premier temps, l’analyse qualitative des différents extraits des organes de Solanum
elaeagnifolium, a permis de mettre en évidence par le technique de CCM les flavonoïdes chez tous
les organes de cette plante mis à part les pétales de fleurs ; cela serait dû à la non coloration de ces
dernières si on prend en considération le rôle rempli par la flavonoïdes dans la coloration des fleurs.
Il faut noter la présence importante des tanins par leurs deux types, galliques et catéchiques et celle
des alcaloïdes, ce qui confère à cette plante par son goût amer, une forte défense contre les
prédateurs.
Les quinones sont présentes seulement chez les feuilles et les anthraquinones sont présentes mais
en faibles quantités chez tous les organes sauf les tiges. Les terpénoïdes sont présents chez tous les
organes.
L’analyse quantitative représentée par les dosages respectifs des polyphénols et des flavonoïdes, a
montré que les fleurs, feuilles et baies, contiennent plus de polyphénols et de flavonoïdes par
rapport aux tiges et racines.
Le test de l’activité antifongique des extraits bruts des différents organes de Solanum
elaeagnifolium a montré que les métabolites secondaires des feuilles et des racines inhibent la
croissance de Fusarium oxysporum f.sp.albedinis. Ce résultat pourrait être utile après son
développement dans la lutte contre la fusariose du palmier dattier en Algérie et au Maroc.
La comparaison entre les baies et les tiges de Solanum elaeagnifolium de la périphérie d’Oran et de
Messerghine a montré qu’il y a une différence significative entre les diamètres des baies et les tailles
des tiges de ces deux régions, ce qui informe sur l’impact du climat et des microclimats susceptibles
de se trouver dans les deux régions sur la croissance de la plante.
Enfin, l’ensemble des résultats obtenus In vitro des propriétés antifongiques des extraits bruts des
différents organes de Solanum elaeagnifolium a permis d’obtenir des résultats intéressants pouvant
être prometteurs dans la lutte contre le Bayoud (fusariose du palmier dattier) dans les oasis
algériens.
Ces observations préliminaires ne constituent qu’une ébauche de cette étude dont les perspectives
visent à cibler l’extraction et la purification des métabolites secondaires susceptibles de limiter voire
d’inhiber la croissance de phytopathogènes tel que Fusarium oxysporum f.sp. albedinis. Solanum
elaeagnifolium, plante redoutée aujourd’hui qui aurait alors des propriétés phytothérapiques
recherchées.
78
Références bibliographiques
79
Abernathy J R. 1979_Silverleaf Nightshade control in cotton with glyphosate. Proc. South. Weed Sci.
Soc, 32, pp 380.
Ait Kettout T et Rahmania F. 2010_ Identification par CG-SM de l’acide phénylacétique produit par
Fusarium oxysporum f. sp. albedinis, agent causal du bayoud . Comptes Rendus Biologies, Volume
333,Issues11–12,pp808-813.
Amir, H. 1981_Antagonisme de divers microorganismes vis-à-vis de Fusarium oxysporum sp.
albedinis, CORDON, Agent du Bayoud. Magistère. Microbiologie. USTHB. Alger. 270p.
Audigie C ., Figarella J ., Zonszaain F. 1978_Manipulation d’analyse biochimique .Doin
(Ed).Paris, 274p
Awika J-M et Rooney L W. 2004_Sorghum phytochemicals and their impact on human
health.Phytochemistry ,65, 1199-1221.
Baucher M., Monties B ., Van Montagu M ., Boerjan W. 1998_Biosynthesis and genetic engineering of
lignin, Crit. Rev. Plant Sci, 17, 125 - 197.
Bahorun T ., Gressier B ., Trotin F ., Brunete C ., Dine T ., Vasseur J ., Gazin J.C ., Pinkas M ., Luycky
M.1996_Oxygen species scavenging activity of phenolic extracts of phenolic extravts from haworthon
fresh plant organs and pharmaceutical preparations. Arzneimittel-Forschun ,46, p.1086 – 1089.
Belarbi-Halli R., Dexheimer J., Mangenot F. 1983_Le pneumatode chez Phoenix dactylifera. 1.
Structure et Ultrastructure. Can. J. Bot, 61, 1367 – 1376.
Bellue M K. 1946_Weed seed handbook.Series IV. California Department of Agriculture, 25, pp. 1516.
80
Benahmed Bouhafsoun A. 2008_A. Etude du Chamaerops humilis L.subsp.Argentea : anatomie,
histochimie des palmes et biochimie des composés pariétaux. Thèse de Doctorat en Biotechnologie
végétale. USTOMB. 230p.
Benhadji Serradj S. 1986_Contribution à l’étude de la Fusariose du piment provoqué par Fusarium
oxysporum, DES en Microbiologie. USTOMB, Oran. Algérie.
Benzaza H.B.; Brochard P.; Dubost D.; Hethener, P. 1970_Progression du bayoud en Algérie et
résultats des prospections entreprises. In: Travaux sur le Bayoud, 1969-70, MARRA-PV, Congrès
Maghrébin d'Agronomie Saharienne.
Bernon G ., 2010, USDA Animal and Plant Health Inspection Service APHIS.
Boizot N ., Charpentier J-P. 2006_Méthode rapide d’évaluation du contenu en composés phénoliques
des organes d’un arbre fruitier.Le cahier des techniques de l’INRA. 79 – 82.
Bouhach M et Tanji A. 1985_Assessment of the stock of Solanum elaeagnifolium Cav. Yellow
Nightshade seeds in the soil of the Tadla (Morocco).Weed Res, 25, 11-14.
Bounaga N. 1975_Germination de microconidies et macroconidies de Fusarium oxysporum f.sp.
albedinis. Bulletin de la Société d'Histoire Naturelle d'Afrique du Nord, 66, 39-44.
Bouznad Z . 1989_Contribution à la connaissance du Genre Ascochyta chez les légumineuses en
Algérie. Etude biologique, ultrastructurale et cytochimique des relations hôte-pathogène chez le
couple Ascochyta pisi/Pisium sativum. Thèse de doctorat en Sciences naturelles ;Université Pierre et
Marie Curie, 190p.
Boyd J-W ., Murray D S et Tyrl R J. 1984_Silverleaf Nightshade, Solanum elaeagnifolium, Origine,
Distribution, and Relation to Man. Economic Botany, 38(2), 210-217.
81
Brayford, D. 1992_Fusarium oxysporum f.sp.albedinis. IMI Descriptions of Fungi and Bacteria No.
1111.CAB International, Wallingford, UK.
Brochard P., Dubost D. 1970_Observations sur de nouveaux foyers de bayoud dans le
département des oasis (Algérie). Bulletin de la Société d'Histoire Naturelle d'Afrique du Nord 60, 185
193.
Brochard P ., Dubost D. 1970_Progression du bayoud dans la palmeraie d'In-Salah (Tidikelt, Algérie).
Al Awamia 35, 143-153.
Bruneton J. 1999_Pharmacognosie, phytochimie, plantes médicinales, (3ème éd).Tec et Doc
(Ed),Paris ,1120p
Burgot .et Burgot J-L. 2002_Méthodes Instrumentales d’Analyse chimique et Applications. 1ère
édition. Edition Médicale Internationale. p. 306.
Burtin P ., Jay Allemand C ., Charpentier J-P ., Janin G. 1998_Natural wood colouring process in
Juglans sp. (Juglans nigra, Juglans regia and hybrid Juglans nigra 23 x Juglans regia) depends on
native phenolic compounds accumulated in the transition zone between sapwood and heartwood,
Trees 12, pp. 258 – 264.
Burtin P ., Jay Allemand C ., Charpentier J-P ., Janin G. 2000_Modifications of hybrid walnut (Juglans
nigra 23 x Juglans regia) wood colour and phenolic composition under various steaming conditions,
Holzforschung , 54, 33 – 38.
Cabrera M ., Simoens M ., Falchi G ., LauraLavaggi M ., Piro O-E. ,. Castellano E-E .,
Vidal A ., Azqueta A ., Monge A ., Lopez de Cerain A ., Sagrera G I ., Seoane G ., Cerecetto H
., Gonzalez M. 2007_Synthetic chalcones, flavanones, and flavones as antitumoral biological
82
evaluation and structure activity relationships.Bioorganic & Medicinal Chemistry, 15, 3356-3367.
Chavan U-D ., Shahidi F., Naczk M. 2001_Extraction of condensed tannins from beach pea
(Lathyrus maritimus L.)as affected by different solvents. Food Chemistry, 75, 509-512.
Chen M.L ., Song F.R ., Guo M.Q 2002_Analysis of flavonoïds from leaves of Acanthopanax senticosus.
Harms. Chin J. Anal Chem, 30, 690 – 694.
Cherrab M. (1989) Caractérisation morphologique et biochimique du Fusarium oxysporum f.sp.
albediniset autres formes spéciales. DES, University Cadi Ayyad, Marrakech, Morocco.
Chettab N ., Dubost D ., Kada A. 1978_Remarques sur l'identification deFusarium oxysporum f.sp.
albedinis, agent de la fusariose vasculaire du palmier dattier (bayoud). Bulletin d'Agronomie
Saharienne, 1, 38-53.
Chung K-t ., Wei C-I. 2001_Are tannins a double edged sword in biology and health? Trends in
Food Science and Technology, 9, 168-175.
Cuthbertson E G. 1976_Silverleaf Nightshade, a potential threat to agriculture.Agric. Gaz. New South
wales, 87, 11-13.
Dacosta Y. (2003). Les phytonutriments bioactifs.Yves Dacosta (Ed).Paris.317 p
De Bruyne T.,Pieters ., Deelstra H., Vlietink A. 1999_Condensed vegetable tannins :Biodiversity
and biological activities. Biochemical Systematics and Ecology,27 ,445-459.
Dehon L ., Macheix J-J ., Durand M. 2002_Involvement of peroxydases in the formation of the brown
coloration of heartwood in Juglans nigra, J. Exp. Bot. 53, 303 – 311.
Djerbi M ., El Ghorfi A ., El Idrissi Ammari M A. 1985_Etude du comportement du henné Lawsonia
inermis et de la luzerne Medicago sativa et quelques espèces de palmacées vis-à-vis du Fusarium
83
oxysporum f.sp. albedinis, agent causal du bayoud. Annales de l'Institut National de la Recherche
Agronomique de Tunisie, 58, 1-11.
Djerbi M. 1982_Bayoud disease in North Africa: history distribution, diagnosis and control. Date
Palm Journa,l1, 153-197.
Djerbi M ., Aouad L ., Filali H ., Saaidi M ., Chtioui A ., Sedra M H ., Allaoui M .,Hamdaoui T ., Oubrich
M. 1986_Preliminary results of selection of high-quality bayoud-resistant clones among natural date
palm population in Morocco. In: Proceedings of the Second Symposium on the Date Palm, Saudi
Arabia, 383-399.
Djerbi M ., Frederix M J J ., Den Brader K. 1990_A new method of identification of Fusarium
oxysporum f.sp. albedinison the basis of vegetative compatibility. In: Proceedings of the Eighth
Congress of the Mediterranean Phytopathological Union, Agadir, Morocco, p. 513.
Djerbi M. 1990_Méthodes de diagnostic du bayoud. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 20, 607-613.
Djerbi M ., Sedra M H ., El Idrissi Ammari M A. 1985_Caractéristiques culturales et identification de
Fusarium oxysporum f.sp. Albedinis; agent causal du bayoud. Annales de l'Institut National de la
Recherche Agronomique de Tunisie 58, 1-8.
Djerbi M. 1990_Characterization of Fusarium oxysporum f.sp.albedinis, the causal agent of bayoud
disease on the basis of vegetative compatibility. In : Proceedings of the Eighth Congress of the
Mediterranean Phytopathological Union, Agadir, Morroco, p.533.
Dohou N ., Yamni K ., Tahrouch S ., Idrissi Hassani L-M ., Badoc A ., G mira N. 2003_Screeming
phytochimique d’une endémique ibéro- Marocaine; Thymelaealythroides.Bull..Soc. Pharm.Bordeaux.
142, 61-78.
Dubost D ., Kada A. 1974_Etude expérimentale de l'inoculation de jeunes plantules de palmier
dattier par Fusarium oxysporum. Bulletin d'Agronomie Saharienne, 1, 21-37.
Dubost D ., Kada A. 1975_Le bayoud à Ghardaia. Bulletin d'Agronomie Saharienne,3, 29-61.
84
El Hadrami I. 1995_L’embryogenèse somatique chez Phoenix dactyliferaL. : quelques facteurs
limitants et marqueurs biochimiques. Doctorat d’Etat, Université Cadi Ayyad Marrakech-Maroc.
El Hadrami I., Ramos T., El bellaj M., El Idrissi Tourane A et Macheix J-J. 1997_A sinapic derivative as
an induced defense compound of date palm against Fusarium oxysporumf.sp.albedinis, the agent
causing bayoud disease.J. Phytopathology, 145, 329-333.
Encomidou E ., Yannitsaros. 1975_Recherches sur la flore adventice de Grèce. III. Morphologie,
développement et phénologie de Solanum elaeagnifolium. Candollea, 30, 29-41.
Forkmann G ., Martens S. 2001_Metabolic engineering and applications of flavonoids. Current
opinion in biotechnology, 12, 155-160.
Formica J-V ., Regelson W. 1995_Review of the Biology of quercetin and relatedBioflavonoids.Fd
Chem.Toxic, 33, 1061-1080.
Galeotti F., Barile E ., Curir P., Dolci M ., Lanzotti V. 2008_Flavonoids from carnation (Dianthus
caryophyllus) and their antifungal activity. Photochemistry Letters, 1, 44-48.
Girotti –Chanu C. 2006_Etude de la lipolyse et de la synthèse de composés du derme sous
l’effet de la cirsimarine, flavone extraite de miirotea de bilis. Thèse de Doctorat. Institut national
des sciences appliquées de Lyon, p.136
Ghestem A ., Seguin E ., Paris M., Orecchioni A-M. 2001_Le préparateur en pharmacie. Dossier
2.Editions TEC & DOC Paris. p.275.
Grandieu-Burtin P. 1999_Origine biochimique de la couleur du bois de noyer (Juglans sp.), Thèse de
Doctorat, Université Henri Poincaré, Nancy I, p.245.
85
Gunn C R ., Gaffney F B. 1974_Seed characteristics of 42 economically important Solanaceae in the
United States. USDA Tech, Bull. p.1471.
Harborne J B. 1980_Plant Phenolics. In :Secondary Plant Products. Encyclopedia of Plant Physiology,
Bell EA, Charlowood BV, eds, Springer-Verlag, Berlin, 8, 329-402.
Hoffmann J H ., Moran V C ., Impson F A C. 1998_Promising results from the first biological control
programme against a solanaceous weed (Solanum elaeagnifolium). Agriculture, Ecosysytems and
Environment, 70 (2-3), 145-150.
Ielpo M T L ., Bosile A ., Miranda R ., Moscatiello V., Nappo C ., Sorbio S ., Laghi E ., Ricciardi M M .,
Ricciardi L ., Vuotto M L. 2000_Immunopharmacological properties offlavonoids. Fitoterapian, 71,
101-109.
IMI (1994) Distribution Maps of Plant Diseases No. 240 (Edition 3). CAB International, Wallingford,
UK.
Kamoun P. 1997_Appareils et méthodes en biochimie et biologie moléculaire. Edition DUNOD, pp.8788.
Kandra L ., Guémant G .,Zajacz A ., Batta G. 2004_Inhibitory effects of tannin on human
salivaryα-amylase.Biochemical and Biophysical Research Communication,319, 1265-1271.
Khanbaba K ., Ree T R. 2001_Tannins:Classification and Defenition. Journal of Royal Society
of Chemistry, 18:641-649.
Larwence A et Abada S. 1991_Valeur alimentaire des marcs de raisin. Ann. Zootech,
40 :141-153.
Iinuma M ., Tsuchiya H ., Sato M ., Yokoyama J ., Ohyama M ., Ohkawa Y ., Tanaka T ., Fujiwara S .,
Fujii T. 1994_Flavanones with potent antibacterial activity against methicillin-resistant
Staphylococcus aureus.J Pharm Pharmaco,.46(11) : 892-5.
86
Lopes G-C ., Sanches A-C-C., Nakamura C-V., Dias Filho B-P., Hernandes L., Carlos P deMello J. 2005_
Influence of extracts of Stryphnodendron polyphyllum Mart.and Stryphnodendron
ObovatumBenth. on the cicatrisation of cutaneous wounds in rats. Journal of Ethnopharmacology,
99, 265-272
Louvet J. 1977_Observations sur la localisation des chlamydospores de Fusarium oxysporum dans les
tissus des plantes parasitées. Travaux Dédiés à G. Viennot Bourgin, 193-197. INRA, Paris, France.
Maataoui S ., Hmyene1 A ., Hilali S. 2006_Activités anti-radicalaires d’extraits de jus de fruits du
figuier de Barbarie (Opuntia ficus indica).
Mac Mahon. Deserts (livre). National Audubon Society Nature Guides Knopf. 1997. Page 372.
Macheïx J-J ., Fleuriet A ., Billot J. Fruit phenolics (livre). CRC Press, Boca Raton. 1990. Page 378.
Magel E ., Jay-Allemand C ., Ziegler H. 1994_Formation of heartwood substances in the stemwood of
Robinia pseudacacia L. II. Distribution of nonstructural carbohydrates and wood extractives across
the trunk, Trees 8,165–171.
Marchoux G ., Gognalons P ., Gébré Sélassié K. 2008_Virus des Solanacées : Du génome viral à la
protection des cultures, pp.4-5.
Marfak A. 2003_Radiolyse Gamma des Flavonoïdes. Etude de Leur Réactivité avec Les radicaux issus
des Alcools : Formation de depsides. Thèse de doctorat. Université de Limoges, 187, p.11.
Matthew D ., Krasowski ., Daniel S McGehee ., Jonathan Moss. 1997_Natural inhibitors of
cholinesterases : implications for adverse drug reactions. Canadian Journal Of Anesthesia, 44 (5),
525-534.
87
Mbaveng A-T ., Ngameni Kuete V ., Simo I-K ., Ambassi P ., Roy R ., Bezabih M ., Etoa F-X ., Ngadjui BT ., Abegaz B-M ., Meyer J-J-M ., Lall N ., Beng V-P. 2008_Antimicrobial activity of crude extracts and
five flavonoids from the twigs of Dorstenia barteri (Moraceae).Journal of Ethnopharmacology, 116,
483-489.
Mehla R, Bivalkar-Mehla S, Chauhan A (2011) A Flavonoid, Luteolin, Cripples HIV-1 by Abrogation of
Tat Function. PLoS ONE 6(11): e27915. doi:10.1371/journal.pone.0027915
Mekki M. 2007_Biology, distribution and impacts of Silverleaf Nightshade (Solanum elaeagnifolium
Cav.).EPPO, 37, 114-118.
Milane H. 2004_La quercétine et ses dérivés: molécules à caractère peroxydant ou thérapeutiques.
Thèse de doctorat. Université Louis Pasteur Strasbourg I. p.155.
Molnar V M ., Mc Kenzie D N. 1976_Progress report on Silverleaf Nightshade research. Vermin and
Noxious weeds Destruction Board, Department of Crown Lands and Survey, Victoria, Australia,
Pamphlet, 61.
Okuda T. 2005_Systematics and health effects of chemically distinct tannins in medicinal
plants.Phytochemistry, 66, 2012-2031.
Ouezzani. 2004_Contribution à l’étude de la morelle jaune (Solanum elaeagnifolium) et les
différentes méthodes de lutte. 5ème journée Scientifique et technique. INPV El Harrach -Alger- 15 et
16 juin.
Pereau-Leroy P. 1954_Variétés de dattiers résistantes à la fusariose. Fruits 9, 450-451.
Peronny S. La perception gustative et la consommation des tannins chez le MAKI (Lemur
Catta).Thèse de Doctorat du Muséum national d’histoire naturelle (MNHN Paris).Discipline EcoEthologie. 2005. p.151.
88
Perret C. Analysis des tannins inhibiteurs de la stilbène oxydase produite par Btrytis cinerea
Pers .FR .Thèse de Doctorat .Université de Neuchatel. 2001. P.173.
Petit P ., Granier T ., Langlois d’Estaintot B ., Manigand C., Bathany K ., Schmitter J-M .,Lauvergeat V .,
Hamdi S ., Gallois B. 2007_Crystal Structure of grape dihydroflavonol 4-reductase, a key enzyme in
flavonoid biosynthesis. J. Mol. Biol, 368, 1345-1357
Ramos T., El Bellaj M., El Idrissi Tourane A ., Daayf F ., El Hadrami I. 1997_Phenolamides in the rachis
of palms : components of the defense reaction of the date palm towards Fusarium oxysporum f.sp.
Albedinis, the agent causal of bayoud.J. Phytopathology, 145, 487-493.
Roe K E. 1971_Terminology of hairs in the genus Solanum.Taxon, 4, 501-508.
Rousselle ., Yvou Robert ., Crosnier J-C . 1996_La pomme de terre, production, amélioration,
ennemis et maladies, utilisations. Édition INRA (Institut National de la Recherche Agronomique), 26.
Ryndina S E ., Shashkina L F ., Starkov M V. 1977_Toxicity of Solasodine and Diosgenin.Scientific
Research Institute of Pharmaceutical Chemstry, 11(8), 82-87.
Saaidi M. 1979_Contribution à la lutte contre le bayoud, fusariose vasculaire du palmier dattier.
Thèse de Dictorat, Université de Dijon, France.
Saija A ., Scalese M ., Lanza M ., Marzullo D ., Bonina F ., Castelli F. 1995_Flavonoids as antioxidant
agents importance of their interaction with biomembranes. Free radical biology &medicine, 19, 481486.
Skerjet M ., Kotnik P ., Hadolin M ., Hras A-R ., Simonic M ., Knez Z. 2005_Phenols,
proanthocyanidins, flavones and flavonols in some plant materials and their antioxidant activities.
Food chemistry, 89, 191-198.
89
Sokol-Letowska A ., Oszmianski J ., Wojdylo A. 2007_Antioxidant activity of the phenoliccompounds
of hawthorn pine and skullcap.Food chemistry, 103, 853-859.
Tantaoui A. 1989_Contribution à l'étude de l'écologie du Fusarium oxysporum f.sp. albedinisagent
causal du bayoud. Densité et répartition de l'inoculum au sein du peuplement fusarien. D.E.S.,
Université Cadi Ayyad, Marrakech, Maroc.
Terrien M., Fournier J. 1998. TP Chimie du petit déjeuner, Culture et techniques.
Thomas Tscheulin ., Theodora Petanidou ., Simon G Potts ., Josef Settele. 2009_The impact of
Solanum elaeagnifolium, an invasive plant in the Mediterranean, on the flower visitation and seed
set of the native co-flowering species Glaucium flavum. Plant Ecol ,205,77-85.
Tiemann K J ., Rascon A E ., Gamez G ., Parsons J-G ., Baig T ., Cano-Aguilera I ., Gardea-Torresday J-L.
2002_Heavy metal binding by inactivated tissues of Solanum elaeagnifolium : chemical and
subsequent XAS studies. Microchemical Journal, 71, 133-141.
Ting Wu.,Xixi Zang ., Mengying He ., Siyi Pan ., and Xiaoyun Xu. 2013_Structure–Activity
Relationship of Flavonoids on Their Anti-Escherichia coli Activity and Inhibition of DNA
Gyrase.J. Agric. Food Chem, 61 (34), pp 8185–8190
Toutain G ., Louvet J. 1974_Lutte contre le bayoud IV. Orientations de la lutte au Maroc. Al Awamia
53, 141-162.
Trione S O ., Cony M A. 1990_Thermoperiodism and other physiological traits of
Solanumelaeagnifolium seeds in relation to germination. Seed Science and Technology 18, 525-39.
Vivas N ., Nonier M-F ., Pianet I ., Vivas de Gaulejac N ., Fouquet E. 2006_Proanthocyanidins
fromQuercus petraea and Q. robur heartwood: quantification and structures. Comptes rendus
chimie, 9, 120-126.
90
Waite B H ., Stover R H. 1960_Studies on Fusarium wilt of Bananas. VI – Variability and the cultivar
concept in Fusarium oxysporum f.sp. cubense.Canadian Journal of Botany, 38,985-994.
Walter S Judd ., Christopher S Campbell .,Elizabeth A Kellogg ., Peter Stevens.(2002)Edition: De
Boeck, p.87.
Watson AG. 1974_Pathogenicity test for identification of Fusarium oxysporum f.sp.Albedinis. Bulletin
d'Agronomie Saharienne, 1, 37-38.
Xie D-Y ., Dixon R A. 2005_biosynthesis-still more question thananswers.Phytochemistry ,66, 21272144.
Yang L-L ., Lee C-Y., Yen K-Y. 2000_Induction of apoptosis by hydrolysable tannins fromEugenia
jambos L. on human leukaemia cells.Cancer Letters, 157,65-75
Zimmer N ., Cordesse R. 1996_Influence des tannins sur la valeur nutritive des aliments des
ruminants Ed INRA Prod Anim, 9,167-179.
91
Résumé
Solanum elaeagnifolium constitue en Algérie une plante invasive dans les deux dernières décennies. Elle envahit
les terrains agricoles et cause de gros dégâts économiques. Le but du présent travail était de bien connaitre cette
plante et de savoir la valoriser, ainsi que de chercher si ses métabolites secondaires étaient efficaces dans la lutte
biologique contre le bayoud. Une maladie qui touche la palmeraie du centre et du sud algériens. Nous avons réalisé
une étude biochimique concernant ses métabolites secondaires, cette dernière nous a montré que Solanum
elaeagnifolium contient les différents métabolites secondaires en concentrations variées.
Les extraits bruts des racines et des feuilles de Solanum elaeagnifolium ont été efficaces contre la croissance de
Fusarium oxysporum f.sp albedinis, ces résultats pourraient être prometteurs dans la lutte contre le bayoud avec une
purification des métabolites secondaires responsables de l’inhibition de la croissance du champignon.
Les analyses des variances ont montré une certaine hétérogénéité anatomique et biométrique entre les
échantillons de Solanum elaeagnifolium poussant à Oran et dans sa périphérie.
Mots clés : Solanum elaeagnifolium, métabolites secondaires, Bayoud, Fusarium oxysporum f.sp. albedinis.
Summary
Solanum elaeagnifolium contitute in Algeria an invasive plant in the two last decades. It invades agricultural fields and
causes huge economic damages. The work porpose was to learn more about this plant and to know how to value it, as
well as to search if its secondary metabolits were effective in the biological fight against the Bayoud deasease which
affects the Algerian central and western palm.
We realized a biochemical study about the Solanum elaeagnifolium secondary metabolits. This study shown us that plant
contains the different secondary metabolits in variable concentrations.
The crude extracts of roots and leaves of Solanum elaeagnifolium were effective against the growth of Fusarium
oxysporum f.s. albedinis, these results could be promising in the fight against Bayoud desease with a purification of the
responsible secondary metabolits in the inhibition of the fungi growth.
Variance analyzes shown some anatomical and biometrics heterogeneities between the Solanum elaeagnifolium
samples of Oran and its periphery.
Key words : Solanum elaeagnifolium, secondary metabolits, Bayoud, Fusarium oxysporum sp.f. albedinis.
‫ملخص‬
.‫هده النبتة تجتاح األراضي الزراعية و تتسبب في خسائر أقتصادية كبيرة‬.‫تمثل في الجزائرنبتة طفيلية خالل العشريتين األخيرتين‬Solanum elaeagnifolium
‫الهدف من هدا العمل كان التمكن من دراسة معمقة لهده النبتة و معرفة كيفية تطويرنشاطها و كدلك دراسة أمكانية أن كانت نواتجها الثانوية فعالة‬
‫ هده األخيرة‬.‫ لقد قمنا بدراسة بيوكيميائية لنواتجها الثانوية‬.‫في المكافحة البيولوجية لمرض البيوض الدي يجتاح نخيل واحات الشرق و الوسط الجزائريين‬
‫ كانت فعالة ضد نمو‬Solanum elaeagnifolium ‫ المستخلصات األولية لجدور و أوراق‬.‫أظهرت لنا أن هده النبتة تحتوي على مختلف النواتج الثانوية و بتراكيز متباينة‬
‫ هده النتائج ممكن أن تكون مبشرة بالنسبة للمكافحة البيولوجية لمرض البيوض مع تصفية و تمييز النواتج الثانوية‬.Fusarium oxysporum f.sp.albedinis
.‫المسؤولة عن الحد من نمو هدا الفطر‬
.‫تحاليل المتباينات أظهرت بعض األختلالف البنيوي و البيومتري بين عينات النامية في وهران و محيطها‬
.‫ ’ النواتج الثانوية’ البيوض‬Fusarium oxysporum sp.f. albedinis.
Solanum elaeagnifolium :‫الكامات المفتاحية‬