Structures et composition en anthocyanes d`extraits - Agritrop

Structures et composition en anthocyanes
d’extraits
Côte
d’Ivoire
d
’extraits aqueux de plantes de C
ôte d
’Ivoire
Delonix regia,
regia,, Hibiscus
Hibiscus sabdariffa
sabdariffa et
et Carapa
Carapa procera
procera
Delonix
regia
Hibiscus sabdariffa
Delonix regia
Félix ADJE 1,2,4,5, Yves LOZANO1, Augustin ADIMA5, Emmanuelle MEUDEC3, Emile GAYDOU2, Georges AGBO N’ZI4
« oseille de guinée »
« bissap – karkadé »
« Flamboyant »
20ième journée de la Société Chimique de France SFC-PACA
Université d’Avignon et des Pays de Vaucluse, 2007/05/24, Avignon, France.
l’on souhaite extraire pour la fabrication locale d’extraits de
colorants naturels et valoriser ces plantes africaines.
Nous avons identifié la structure chimique des anthocyanes
extraites par macération aqueuse du végétal prélevé et séché
dans la région de Yamoussoukro (RCI).
Les conditions d’extraction ont été optimisées au niveau
laboratoire en vue d’une extrapolation à l’échelle pilote pour
séparer et concentrer ces extraits par les technologies
séparatives membranaires.
INTRODUCTION
Trois plantes issues de la biodiversité de Côte d’Ivoire se
caractérisent par leurs feuilles et leurs fleurs d’un rouge
intense. Elles sont connues et utilisées traditionnellement
comme colorants naturels ou ingrédients pour préparations
médicinales.
Les fleurs d’H. sabdariffa et de D. regia et les feuilles de
C. procera contiennent des composés anthocyaniques que
Carapa procera
RESULTATS ET DISCUSSION
‰ La diffusion des anthocyanes en milieu aqueux à partir du végétal sec
MATERIEL ET METHODES
‰ L’extraction des anthocyanes est réalisée
à partir du broyat de
végétal séché localement à l’étuve à 40°C. Des aliquotes de H. sabdariffa
(1g fleurs), de D. regia (5g fleurs) et de C. procera (5g feuilles) sont
macérés dans 100mL d’eau déminéralisée à température ambiante ou
mis en décoction à 50°C. Les extractions sont conduites en milieu neutre
ou acidifié (acide citrique 10%) ou en présence d’enzyme (pectinase
commerciale à activité optimale à pH acide) et sous agitation pendant
120mn, sauf pour test de stabilité des anthocyanes en diffusion (400mn).
et broyé est rapide. Le taux max. d’anthocyanes est atteint dans la
première heure et il reste stable jusqu’à 400mn de contact pour H.
sabdariffa et C. procera. Par contre, une dégradation notable et constante
des anthocyanes de D. regia est observée au cours de l’extraction (fig. 1).
‰ Les extraits aqueux d’H. sabdariffa sont naturellement acidifiés par les
acides organiques extraits du végétal (pH= 2.8). Ces extraits sont plus
riches en anthocyanes que ceux obtenus sans et avec acidification à
l’acide citrique de D. regia (pH= 3.9 / 2.7) et de C. procera (pH= 4.6 / 2.8),
(tab. 1).
‰ Les extraits filtrés à 0,45µm sont analysés par CLHP-DAD (Agilent
1100 Series, colonne C18, 250 x 4,6) avec un gradient d’élution
(A:H2O/HCOOH (90/10, v/v), B:CH3CN/HCOOH (90/10, v/v).
Tableau 1: Taux d’anthocyanes extraits à partir des 3 espèces végétales
Anthocyanes totales
H. Sabdariffa
(éq. cyanidine mg/l)
C. Procera
D. Regia
(5g ms)
(5g ms)
Mode d’extraction
Macération eau
(* pas d’acidification)
(1g ms)
18,5
30,4
35,2
130,7
A3=7, A5=23
A3=35, A5=83
Décoction eau / H+, 50°C
23,2
111,7
Enzyme (optizym), H+ / pH=2.8
17,2
105,3
Macération eau / H+
43,4
n.d.
45,9*
62,1*
A2=41, A4=18
3000
C. procera
C.procera
D. regia
H. sabdariffa
macération
eau / H+
macération
eau / H+
macération
eau
décoction
eau / H+
macération
eau
Aires de pics (mAU)
2500
D. Regia
H. sabdariffa
D. regia
2000
C. procera
1500
1000
500
0
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
Temps de macération (min)
Fig. 1: Couleur des extraits anthocyaniques tirés des 3 végétaux
Fig. 2: Cinétiques de diffusion dans l’eau des anthocyanes des 3 substrats
‰
Les structures chimiques (fig. 3) sont déterminées sur la base des temps de rétention CLHP, des spectres UV-Vis, des fragmentations de masse en
CL-SM, en utilisant des standards et en s’appuyant sur les données bibliographiques.
DAD1 A, Sig=530,4 Ref=off (20 MARS 2007\011-6701.D)
DAD1 A, Sig=530,4 Ref=off (FIN DE TRAVAUX MARS 2007\005-0401.D)
DAD1 A, Sig=530,4 Ref=off (20 MARS 2007\003-5901.D)
mAU
140
D. regia
mAU
140
A5
C. procera
120
mAU
140
120
100
100
100
80
80
80
60
60
60
40
40
40
A5
A4
A1
A3
20
A6
10
20
30
40
OH
10
O
20
40
OH
10
20
O
HO
HO
HO
O
OH
OH
OH
O
O
OH
O
OH
O
OH
HO
HO
A1: Delphinidine
3-O-glucoside
HO
HO
HO
A3: Cyanidine
3-O-glucoside
HO
HO
HO
O
OH
OH
A2: Delphinidine
3-O-sambubioside
A4: Cyanidine
3-O-sambubioside
HO
O
H3C
HO
HO
HO
A5: Cyanidine
3-O-rutinoside
OH
O
O
C H2
OH
OH
O
OH
OH
O
O
O
OH
HO
OH
OH
O
OH
HO
O
O
O
min
OH
O
HO
HO
O
O
40
OH
OH
OH
30
OH
OH
HO
O
HO
0
min
OH
OH
O
HO
30
OH
OH
OH
HO
0
min
A5
0
0
0
A3
20
20
0
H. sabdariffa
A2
120
A3
CH2
OH
O
O
H3C
HO
HO
HO
A6: Pélargonidine
3-O-rutinoside
Fig. 3: Comparaison de la composition (CLHP, 530nm) et de la structure chimique (CL-SM) des anthocyanes extraites des 3 végétaux
CONCLUSION
Les anthocyanes de H. sabdariffa diffusent plus rapidement dans l’eau que celles des autres végétaux. Ces molécules présentent une bonne
stabilité dans l’eau, tout comme celles extraites de C. procera. Celles extraites de D.regia semblent plus sensibles et se dégradent au cours de
l’extraction à l’eau seule. L’extrait de H. sabdariffa contient un taux d’anthocyanes supérieur à ceux obtenus avec les 2 autres espèces. Les aides
technologiques, acide ou enzyme, améliore le taux d’extraction des anthocyanes pour C. procera et D.regia.
La cyanidine 3-O glucoside (A3) et la cyanidine 3-O rutinoside (A5) sont présentes, à taux variables, dans les 3 espèces végétales.
REFERENCES
- Hong V., Wrolstad R.E., 1990, J. Agric. Food Chem,, 38, 708
- Eloi Palé, Marie Kouda-Bonafos, Mouhoussine Nacro, 2004 , C.R. Chimie, 7, 973-980
- Shaiju K. Vareed, Muntha K. Reddy, Robert E. Schutzki and Muraleedharan G. Nair, 2006, Life Sciences, 78, 777-784
- Harborne J.B. and Dey P.M., 1989, Methods in Plants Biochemistry; Ed Academic Press limited, New York, 522 p
- Nabiel A.M. Saleh et Moheb S. Ishak, 1976, Phytochemistry, 15, 835 - 836
CIRAD - UMR Génie des Procédés Eau Bioproduits - GPEB, 34398 Montpellier, France
[email protected], [email protected]
Université Paul Cézanne, UMR CNRS 6171 Systèmes Chimiques Complexes, Phytochimie, 13 397 Marseille, France
INRA, UMR Sciences Pour l’Œnologie SPO, Plateforme Polyphénols, 34060 Montpellier, France
4 Université d’Abidjan-Cocody, UFR Biosciences, Laboratoire de Biochimie et Sciences des Aliments, Abidjan, Côte d’Ivoire
5 Institut National Polytechnique Houphouët-Boigny (INP-HB), DFR Génie Chimique et Agroalimentaire, Groupe Chimie de l’Eau et des Substances Naturelles, Yamoussoukro, Côte d’Ivoire
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