Multiplication et valorisation horticole des plantes de forêt
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Multiplication et valorisation horticole des plantes de forêt sèche indigènes à la NouvelleCalédonie Rapport n° 02/2011 MULTIPLICATION ET VALORISATION HORTICOLE DES PLANTES DE FORET SECHE INDIGENES A LA NOUVELLE-CALEDONIE Rapport de recherche Hélène Udo sous l’encadrement de Gildas Gâteblé Station de Recherche Agronomique de Saint Louis, Mont Dore Février 2011 Convention IAC/PCFS de collaboration 2010 pour la protection, la restauration et la valorisation des forêts sèches en Nouvelle-Calédonie n°19/2010/CP Origine du financement : Gouvernement de la Nouvelle-Calédonie SOMMAIRE PARTIE 1 : CONTEXTE DE L’ETUDE ............................................................................................................................... 1 PARTIE 2 : PRESENTATION DES ESPECES ..................................................................................................................... 4 PRESENTATION GENERALE ................................................................................................................................................... 4 CERBERA MANGHAS VAR . MANGHAS .................................................................................................................................... 5 CLEIDION VERTICILLATUM ................................................................................................................................................... 7 E USTREPHUS LATIFOLIUS..................................................................................................................................................... 8 MELODINUS SCANDENS ...................................................................................................................................................... 9 OCHROSIA INVENTORUM .................................................................................................................................................. 10 PAVETTA OPULINA ........................................................................................................................................................... 12 PHYLLANTHUS SPP . .......................................................................................................................................................... 13 PITTOSPORUM SPP . .......................................................................................................................................................... 15 PREMNA SERRATIFOLIA ..................................................................................................................................................... 17 PSEUDERANTHEMUM VARIABILE ........................................................................................................................................ 18 PSYDRAX ODORATA .......................................................................................................................................................... 19 RHYSSOPTERIS TIMORIENSIS VAR TIMORIENSIS ..................................................................................................................... 20 VITEX TRIFOLIA VAR . TRIFOLIA ........................................................................................................................................... 21 PARTIE 3 : PROTOCOLE ET RESULTATS .......................................................................................................................22 LE MACRO-BOUTURAGE .................................................................................................................................................... 22 LE SEMIS ......................................................................................................................................................................... 24 LIEUX DE COLLECTE .......................................................................................................................................................... 24 RÉSULTATS DE MULTIPLICATION......................................................................................................................................... 26 Cerbera manghas .................................................................................................................................................... 26 Cleidion verticillatum ............................................................................................................................................... 28 Eustrephus latifolius ................................................................................................................................................ 29 Melodinus scandens ................................................................................................................................................ 30 Ochrosia inventorum ............................................................................................................................................... 31 Pavetta opulina ....................................................................................................................................................... 32 Phyllanthus conjugatus var. maaensis .................................................................................................................... 33 Phyllanthus deplanchei ........................................................................................................................................... 34 Pittosporum cherrieri .............................................................................................................................................. 36 Pittosporum pancheri .............................................................................................................................................. 37 Premna serratifolia.................................................................................................................................................. 38 Pseuderanthemum variabile ................................................................................................................................... 39 Psydrax odorata ...................................................................................................................................................... 42 Rhyssopteris timoriensis var. timoriensis ................................................................................................................ 43 Vitex trifolia var. trifolia .......................................................................................................................................... 44 CONCLUSION .............................................................................................................................................................46 BIBLIOGRAPHIE..........................................................................................................................................................48 Liste des illustrations Photos : PHOTO 1 : CERBERA MANGHAS VAR. MANGHAS, PIED-MERE ............................................................................................................ 5 PHOTO 2 : CERBERA MANGHAS VAR. MANGHAS, FRUITS ET FEUILLES .................................................................................................. 6 PHOTO 3 : CLEIDION VERTICILLATUM, RAMEAUX NOIRS ................................................................................................................... 7 PHOTO 4 : CLEIDION VERTICILLATUM, DETAILS DES FEUILLES ............................................................................................................. 7 PHOTO 5 : EUSTREPHUS LATIFOLIUS, PORT GÉNÉRAL ....................................................................................................................... 8 PHOTO 6 : EUSTREPHUS LATIFOLIUS, DETAILS DES FRUITS ................................................................................................................. 8 PHOTO 7 : MELODINUS SCANDENS, DETAIL DES FLEURS ................................................................................................................... 9 PHOTO 8 : MELODINUS SCANDENS, PIED-MÈRE ............................................................................................................................. 9 PHOTO 9 : OCHROSIA INVENTORUM, PIED-MÈRE ......................................................................................................................... 10 PHOTO 10 : OCHROSIA INVENTORUM, DETAIL DES FRUITS .............................................................................................................. 11 PHOTO 11 : PAVETTA OPULINA, PIED-MÈRE ................................................................................................................................ 12 PHOTO 12 : PAVETTA OPULINA, DETAIL DE LA FLORAISON .............................................................................................................. 12 PHOTO 13 : PHYLLANTHUS CONJUGATUS VAR. MAAENSIS .............................................................................................................. 13 PHOTO 14 : PHYLLANTHUS DEPLANCHEI UTILISE EN AMENAGEMENT PAYSAGER .................................................................................. 14 PHOTO 15 : PITTOSPORUM CHERRIERI, FLORAISON....................................................................................................................... 15 PHOTO 16 : PITTOSPORUM PANCHERI, FLORAISON ....................................................................................................................... 16 PHOTO 17 : PREMNA SERRATIFOLIA, PIED-MÈRE .......................................................................................................................... 17 PHOTO 18 : PREMNA SERRATIFOLIA, DETAIL DE LA FLORAISON ........................................................................................................ 17 PHOTO 19 : PSEUDERANTHEMUM VARIABILE, DETAIL DE LA FLORAISON ............................................................................................ 18 PHOTO 20 : PSYDRAX ODORATA, PIED-MÈRE ............................................................................................................................... 19 PHOTO 21 : PSYDRAX ODORATA, DETAIL DE LA FLORAISON............................................................................................................. 19 PHOTO 22 : RHYSSOPTERIS TIMORIENSIS VAR. TIMORIENSIS, INDIVIDU SUR LA ROUTE DU FORT TEREKA................................................... 20 PHOTO 23 : VITEX TRIFOLIA VAR. TRIFOLIA, DETAIL DE LA FLORAISON ............................................................................................... 21 PHOTO 24 : PLAQUES, CELLULES ET SUBSTRAT UTILISE POUR LE MACRO-BOUTURAGE .......................................................................... 22 PHOTO 25 : CERBERA MANGHAS VAR. MANGHAS, BOUTURE RACINÉE .............................................................................................. 26 PHOTO 26 : EVOLUTION DES BOUTURES DE CERBERA MANGHAS, D'OCTOBRE A DECEMBRE .................................................................. 27 PHOTO 27 : EVOLUTION DES BOUTURES DE CLEIDION VERTICILLATUM, D'AOUT A DECEMBRE ................................................................ 28 PHOTO 28 : EVOLUTION DES BOUTURES (A ET B) ET DES SEMIS (C ET D) D'EUSTREPHUS LATIFOLIUS, D'AOUT A DECEMBRE .......................... 29 PHOTO 29 : EVOLUTION DES BOUTURES D'OCHROSIA INVENTORUM, D'AOUT A DECEMBRE .................................................................. 31 PHOTO 31 : EVOLUTION DES BOUTURES DE PAVETTA OPULINA, D'OCTOBRE A DECEMBRE .................................................................... 32 PHOTO 30 : PAVETTA OPULINA, RESULTATS DE BOUTURAGE AVEC AIB 1% (A G.) ET CLONEX® (A D.) ..................................................... 32 PHOTO 32 : EVOLUTION DES BOUTURES DE PHYLLANTHUS CONJUGATUS VAR. MAAENSIS, D'OCTOBRE A NOVEMBRE ................................. 33 PHOTO 33 : BOUTURES RACINEES DE PHYLLANTHUS DEPLANCHEI AVEC L'HORMONE AIB 1% ............................................................... 35 PHOTO 34 : EVOLUTION DES BOUTURES DE PHYLLANTHUS DEPLANCHEI, D'OCTOBRE A DECEMBRE ......................................................... 35 PHOTO 35 : BOUTURES DE PITTOSPORUM CHERRIERI QUATRE MOIS APRES LE PREMIER REMPOTAGE ...................................................... 36 PHOTO 36 : EVOLUTION DES BOUTURES DE PREMNA SERRATIFOLIA, D'OCTOBRE A DECEMBRE .............................................................. 38 PHOTO 37 : PSEUDERANTHEMUM VARIABILE, BOUTURE RACINEE .................................................................................................... 39 PHOTO 38 : PSEUDERANTHEMUM VARIABILE, CROISSANCE EN POT .................................................................................................. 40 PHOTO 39 : PSEUDERANTHEMUM VARIABILE, APPARITION DE PLANTULES ......................................................................................... 40 PHOTO 40 : EVOLUTION DE PSEUDERANTHEMUM VARIABILE DANS LE PATIO, D'OCTOBRE A DECEMBRE................................................... 41 PHOTO 41 : EVOLUTION DES BOUTURES DE RHYSSOPTERIS TIMORIENSIS VAR. TIMORIENSIS, SOUS OMBRIERE, D'OCTOBRE A DECEMBRE ........ 43 PHOTO 42 : EVOLUTION DES BOUTURES DE VITEX TRIFOLIA VAR. TRIFOLIA SOUS OMBRIERE, DE JUIN A DECEMBRE .................................... 44 PHOTO 43 : EVOLUTION DES BOUTURES DE VITEX TRIFOLIA VAR. TRIFOLIA EN PLEINE TERRE, D'OCTOBRE A DECEMBRE ............................... 45 PHOTO 44 : VITEX TRIFOLIA VAR. TRIFOLIA, PRESENCE D'EXCROISSANCE............................................................................................ 45 Tableaux : TABLEAU 1 : LISTE DES ESPECES ETUDIEES EN 2010 ........................................................................................................................ 4 TABLEAU 2 : HORMONES DE BOUTURAGE ................................................................................................................................... 23 TABLEAU 3 : COORDONNEES GEOGRAPHIQUES DES INDIVIDUS COLLECTES ......................................................................................... 25 TABLEAU 4 : TABLEAU BILAN .................................................................................................................................................... 47 Figures : FIGURE 1 : LOCALISATION DE LA FORET SECHE EN NOUVELLE-CALEDONIE (PFS) ................................................................................... 1 FIGURE 2 : PHASES DU TRAVAIL .................................................................................................................................................. 3 FIGURE 3 : DIFFERENTS TYPES DE BOUTURES (A. TARDIVEL) ........................................................................................................... 23 FIGURE 4 : SCHEMA DU BOUTURAGE DE PHYLLANTHUS DEPLANCHEI (A. TARDIVEL) ............................................................................ 34 Partie 1 : Contexte de l’étude L’histoire géologique de la Nouvelle-Calédonie a induit un développement original de sa faune et de sa flore. La diversité biologique néo-calédonienne est élevée, et en ce qui concerne la flore, plus de 3620 plantes vasculaires y sont indigènes, avec un taux d’endémisme supérieur à 74% (Jaffré et al, 2001). La Nouvelle-Calédonie se retrouve ainsi parmi les 25 hotspots mondiaux de biodiversité (Myers et al, 2000). De son côté, le WWF a mis un place un programme nommé Global 200 qui regroupe 238 des écosystèmes les plus précieux et importants de la planète, et méritant particulièrement d’être protégés. Sur ces 238 écosystèmes, quatre sont présents sur le territoire. La forêt sèche est l’un d’entre eux (Olson et al., 2008). Conservation Internationale est une ONG présente en Nouvelle-Calédonie depuis 1996, et depuis 2004 elle est membre du Programme Forêt Sèche. Elle classe la Nouvelle-Calédonie comme une zone prioritaire (Seligmann et al., 2007). Cette ONG a établi en début d’année la liste des dix hotpsots de forêt les plus menacés de la planète et les forêts calédoniennes arrivent en seconde place (Conservation internationale). L’écosystème forêt sèche, ou forêt sclérophylle, est définie par plusieurs critères : il s’agit d’une formation forestière qui se développe dans un climat sec, où les précipitations ne dépassent pas 1100mm par an. Situées sur la côte Ouest de la Nouvelle-Calédonie, ces forêts s’étendent du littoral jusqu’à 300 ou 400 mètres d’altitude. Elles sont soumises aux alizées, et la saison sèche peut durer six mois. Elles se développent souvent sur roches sédimentaires, plus rarement sur des roches basaltiques (Jaffré et al., 2003). Le nombre d’espèces présentes en forêt sèche est de 438 espèces, 253 genres et 93 familles. Le taux d’endémisme est de 57%, c’est-à-dire que 252 espèces sur les 438 sont endémiques à la NouvelleCalédonie, dont une soixantaine endémique à cette formation sclérophylle (Jaffré et al., 2001). Les forêts sèches recouvraient originellement 4500 km² de la Grande-Terre, le long de la côte Ouest. Actuellement, elles ne sont présentes que sur 50 km², soit environ 1% de la surface initiale (Bouchet et al., 1995). Figure 1 : Localisation de la forêt sèche en Nouvelle-Calédonie (PFS) 1 La vision classique du jardin tropical a énormément évolué au cours de ces dernières années. Il y a encore une quinzaine d’années, on retrouvait classiquement bougainvilliers et autres hibiscus, espèces pourtant introduites en Nouvelle-Calédonie (Anonyme, 2010a). Pourtant le territoire regorge de plantes au grand potentiel ornemental. La valorisation des plantes endémiques, ou tout du moins indigènes, a été un virage important dans la filière, tournant dynamisé par les actions menées par la station de Recherche Agronomique de St Louis de l’Institut Agronomique Néo-Calédonien (Anonyme, 2010b). En parallèle, la sensibilisation au grand public s’est accrue ces dernières années, avec par exemple le thème de la foire de Bourail 2010 « l’horticulture et ses acteurs », le thème du Marché Nature de Noël 2010 du Parc Zoologique et Forestier « Plantes endémiques », et de nombreux articles parus dans La Calédonie Agricole ou encore Les Nouvelles, ainsi que les actions de communication du programme forêt sèche et les actions des services de développement (DDR et DDEE). En 2008, la Nouvelle-Calédonie a accueilli le 5ème CIPAM (Colloque international sur les plantes aromatiques et médicinales des régions d’outre-mer), dont un des thèmes principaux était la valorisation des ressources biologiques ayant un potentiel en horticulture ornementale (APPAM-NC, 2010). La valorisation économique de la biodiversité calédonienne en horticulture ornementale reste pourtant faible (Gâteblé, 2009), bien que plusieurs auteurs aient soulignés les atouts floristiques de espèces néocalédoniennes (Naudin, 1866, Guillaumin, 1921, Godard et al., 1978, Petinot, 1991, Dussy, 1996, Dawson, 1997, Gâteblé, 2008). En effet, la plupart des études effectuées ont porté sur les autres applications des plantes, à savoir les plantes aromatiques et les plantes médicinales. La prise de conscience de la fragilité de l’écosystème forêt sclérophylle, couplée à la volonté de valoriser les plantes endémiques dans l’horticulture ornementale, a conduit à l’association du Programme Forêt Sèche (PFS) et de l’Institut Agronomique Néo-Calédonien (IAC). Une première étude a eu lieu en 2004. Des travaux de multiplication végétative ont été effectués sur seize espèces. Cette étude s’est faite en plusieurs temps, avec tout d’abord une identification et une caractérisation phénotypique infraspécifique de chaque espèce, via des relevés d’information à l’herbier de l’IRD et des sorties sur le terrain, ce qui a conduit à une sélection des plantes et notamment à l’identification de l’individu « plus ». Le transfert de technologie constitue la dernière étape du processus de valorisation, mais il faut au préalable conduire des essais afin d’identifier le meilleur protocole de multiplication, qui varie d’une espèce à l’autre (Pastor, 2005). Les travaux débutés en 2004 ont permis la mise en place d’itinéraires techniques de multiplication et de culture pour six espèces, et le résultat final se présente sous forme de fiches techniques (Turbina inopinata - 2005, Canavalia favieri- 2005, Pittosporum coccineum- 2006, Oxera sulfurea- 2006, Oxera pulchella ssp. grandiflora- 2006 et Acropogon jaffrei- 2008). Ces fiches techniques, éditées en format papier et téléchargeables sur internet, sont distribuées aux acteurs de la filière horticole. Lors d’une journée d’information (le 6 novembre 2009, Pouembout) l’ensemble de la filière (aménageurs, pépiniéristes, donneurs d’ordre,…) ont émis le souhait de voir se développer la palette végétale des plantes ornementales de forêt sèche. Dans le but de répondre à cette demande et d’élargir la gamme de plantes disponibles, une nouvelle étude a débuté en 2010 : des travaux de multiplication végétative et sexuée ont été conduits sur d’autres espèces potentiellement ornementales. Dans cette nouvelle étude, plusieurs étapes se distinguent (graphique n°1). La première est l’identification des espèces prioritaires. Cette mission s’appuie sur une recherche bibliographique couplée aux connaissances des acteurs de la filière. La sélection des espèces prioritaires se fait sur : - L’intérêt ornemental de la plante (floraison, fructification, port, etc.) ; 2 - Les connaissances déjà partiellement acquises sur la multiplication de l’espèce (ou d’une espèce du même genre) ; - L’utilisation connue en culture ornementale de cette espèce (ou d’une espèce du même genre) en d’autres lieux du monde (par exemple en Australie). La deuxième phase est la mise en place de protocole de bouturage, et le suivi de l’enracinement, pour chacune des espèces. Cette étape peut durer plus ou moins longtemps selon les espèces et les modalités testées. Lorsque les boutures sont enracinées, elles sont rempotées et commence alors la troisième phase de l’étude, c’est-à-dire le suivi de culture. Les plantes suivent un chemin progressif, elles sont au début rempotées en petit godet dans un substrat allégé, et placées en conditions quasiment équivalentes à celles de la période de bouturage. Lorsque les racines se sont suffisamment développées, les plantes sont rempotées en pot de 2L ou 3L, dans le substrat classique utilisé à l’IAC, composé de tourbe et pumice. Elles sont alors installées sous ombrière, avec un arrosage réduit. Lorsque le comportement sous ombrière correspond aux attentes, des essais de plantation en jardin sont réalisés, au sein même de la station de Saint-Louis. C’est la quatrième phase, qui consiste donc à observer l’évolution des plantes en pleine terre. Les phases 3 et 4 permettent aussi d’étudier la phénologie de la floraison et de la fructification, la vitesse de croissance, ainsi que les maladies et ravageurs éventuels. L’ultime étape, qui ne se réalise généralement que quelques mois, voire années, après le début des essais, est la rédaction et la distribution de la fiche technique et des plantes mères. Celle-ci permettra aux professionnels d’avoir un appui pour la multiplication de chacune des espèces, ceci dans le but de la produire et de la commercialiser. Phase 1 : Choix des espèces prioritaires •bibliographie •communications personnelles Phase 2 : essais de multiplication Phase 3 : Evaluation de la croissance en pépinière Phase 4 : Evaluation de la plante en jardin d'essai Phase 5 : Rédaction d'une fiche technique •essais de bouturage •essai de germination •suivi d'enracinement •floraison & fructification •vitesse de croissance •maladies, ravageurs •croissance en pleine terre •floraison & fructification •adaptabilité •taille •utilisation (massif, individu isolé, etc.) •production de pieds mères pour distribution aux pépinéristes •Production de plantes par les privés •commercialisation Figure 2 : Phases du travail 3 Partie 2 : Présentation des espèces PRESENTATION GENERALE En 2010, l’étude de multiplication a porté sur quinze espèces, réunies en huit familles (Tableau n°1). Tableau 1 : Liste des espèces étudiées en 2010 Famille Acanthaceae Espèce Pseuderanthemum variabile Apocynaceae Rubiaceae Cerbera manghas var. manghas Melodinus scandens Ochrosia inventorum Asparagaceae Eustrephus latifolius Euphorbiaceae Cleidion verticillatum Lamiaceae Premna serratifolia Vitex trifolia var. trifolia Malpighiaceae Rhyssopteris timoriensis var. timoriensis Phyllanthaceae Phyllanthus conjugatus ssp. maaensis Phyllanthus deplanchei Pittosporaceae Pittosporum cherrieri Pittosporum pancheri Rubiaceae Pavetta opulina Psydrax odorata 4 CERBERA MANGHAS VAR. MANGHAS Présentation Le genre Cerbera est présent en Asie et en Océanie. Des fibres abondantes permettent à ses fruits de flotter sans perdre leur faculté germinative, ce qui a participé à sa répartition sur les rives de l’Océan Indien et du Pacifique. L’homme a aussi joué un rôle dans son expansion puisque l’amande très toxique de Cerbera manghas a servi de poison ordalique. Deux variétés sont présentes en Nouvelle-Calédonie, Cerbera manghas var. manghas et Cerbera manghas var. acutisperma. La seconde variété qui est endémique et présente uniquement en forêt sèche, à Pouembout, est à rechercher et fera l’objet de prospections en 2011. Cerbera manghas var. manghas mesurant entre 5 et 15 mètres a un port en boule qui n’est pas sans rappeler celui du manguier (Boiteau, 1981). La ressemblance se poursuit au niveau du feuillage et des fruits, c’est pourquoi l’espèce Cerbera manghas var. manghas est couramment appelé « faux manguier ». En Nouvelle-Calédonie, Cerbera manghas var. manghas est présente sur le littoral, ainsi qu’en forêts sèche et humide (Jaffré et al., 2001). C’est une espèce résistante à croissance rapide. Les Photo 1 : Cerbera manghas var. manghas, pied-mère fleurs sont grandes, mesurant de 3 à 4 cm et sont regroupées en inflorescences terminales. Elles dégagent une odeur suave, et présentent plusieurs coloris (blanches avec des nuances rosâtres, le cœur de la fleur pouvant varier du jaune au rose violacé). La floraison a été observée tout au long de l’année, excepté les mois de février, avril et mai. La fructification a lieu entre décembre et février. Les fruits sont rouges à maturité. En ce qui concerne leur toxicité, deux cas se présentent. Premièrement il existe des cas d’empoisonnements humains directement causés par l’ingestion de fruits de Cerbera (Iyer et al., 1975, Wee et al., 1988, Gaillard et al., 2004), et deuxièmement des intoxication alimentaire causé par la consommation de crabe des cocotiers, Birgus latro, eux-mêmes consommateurs de fruits du Cerbera (Maillaud et al., 2010). 5 Utilisation L’espèce Cerbera manghas var. manghas est déjà utilisée en aménagement paysager, notamment à Nouméa (Anse Vata, Promenade Pierre Vernier, etc.) et elle a été plantée en formation dense sur la parcelle n°2 du Parc Zoologique et Forestier. L’origine, locale ou non, des Cerbera déjà utilisés en aménagement nous est inconnue. En individu isolé, l’architecture naturelle en boule est plaisante, en revanche, en plantation dense, le port devient plus élancé et moins attractif. Cette espèce est d’ores et déjà présente à la vente dans certaines pépinières (Gâteblé, 2008). En Australie, Cerbera manghas est très utilisé comme arbre de rue, on le retrouve notamment à Cairns et au Jardin Botanique de Townsville. Il est recommandé en ornemental pour son feuillage et ses fruits, d’autant plus qu’il supporte très bien les embruns salés, et s’adapte à divers types de sols (Wrigley et Fagg, 2007). Il a aussi été introduit à Hawaï comme plante ornementale (NTBG, 2010). Photo 2 : Cerbera manghas var. manghas, fruits et feuilles 6 CLEIDION VERTICILLATUM Présentation Le genre Cleidion est présent dans la région indopacifique (Asie, Malaisie, Australie, îles Salomon, Vanuatu, Fidji). En Nouvelle-Calédonie, le genre compte 12 espèces endémiques. Cleidion verticillatum est un arbrisseau pouvant atteindre 2 mètres. Les feuilles sont pseudo-verticillées, chaque touffe étant séparée de sa voisine par un entrenœud plus ou moins long. Les feuilles sont obovées, à faces glabres, peu tâchées. La plante peut être dioïque ou monoïque. Les fruits mesurent 4 millimètres (Mc Pherson, 1987). Cette espèce est présente en forêt, humide et sèche (Jaffré et al., 2001). La période de floraison n’est pas bien définie. Photo 3 : Cleidion verticillatum, rameaux noirs Utilisation Aucune espèce du genre Cleidion ne semble déjà être utilisée en culture ornementale. Cleidion verticillatum a été sélectionné pour cette étude car des individus potentiellement intéressants ont été observés en forêt. En effet, les rameaux varient selon les individus, certains pouvant être très sombres, voir quasiment noirs. Cette couleur, couplée au feuillage vert et léger, rend cette espèce très attrayante. En fonction de ses caractéristiques et de sa croissance, il sera possible de déterminer le meilleur type d’utilisation possible pour cette espèce. Photo 4 : Cleidion verticillatum, détails des feuilles 7 EUSTREPHUS LATIFOLIUS Présentation Eustrephus latifolius, aussi appelée Wombat berry, est l’unique membre du genre. On la retrouve dans les forêts sèche et humide d’Australie (Queensland, New South Wales, Victoria), en Nouvelle Guinée et en Nouvelle-Calédonie. En Nouvelle-Calédonie cette espèce n’est reconnue officiellement qu’en forêt humide (Jaffré et al., 2001). Cependant, nous avons choisi de travailler dessus car elle a été observée à plusieurs reprises en forêt sèche, et en Australie, elle est considérée comme une plante de forêt sèche (ANPS, 2010a). Elle se présente souvent comme une liane plus ou moins vigoureuse. Les fleurs mesurent environ 15 mm de diamètre, elles sont blanches ou rose pâle, et les pétales sont recouverts de poils. Des baies orange suivent les fleurs, chaque baie contient plusieurs graines noires. Les fruits peuvent rester sur la plante durant plusieurs mois. La racine d’Eustrephus latifolius est comestible (ANPS, 2010a). Utilisation Rémy Amice Photo 5 : Eustrephus latifolius, port général Eustrephus latifolius est une espèce illustrée comme plante ornementale potentielle depuis longtemps (Sims, 1810). En Australie, elle est recommandée pour son feuillage ainsi que ses fruits voyants (Wrigley et Fagg, 2007) qui attire les oiseaux. La floraison a lieu du début du printemps au début de l’été. Eustrephus latifolius est parfois confondu avec Geitonoplesium cymosum, mais certaines différences permettent la distinction : les pétales de G. cymosum n’ont pas de poils, et les fruits, indéhiscents, sont noirs (Loudon, 1832, ANPS, 2010a). La multiplication utilisée est le semis de graines fraiches. Photo 6 : Eustrephus latifolius, détails des fruits 8 MELODINUS SCANDENS Présentation Melodinus est un genre découvert en Nouvelle-Calédonie par Forster et dont certaines espèces potentiellement ornementales ont été illustrées (Sims, 1825). Il s’agit de lianes ligneuses, présentes en Asie du Sud-Est jusqu’en Océanie tropicale. Alors que onze espèces étaient identifiées en Nouvelle-Calédonie, dont dix endémiques (Boiteau, 1981), une révision a mis en synonymie cinq espèces ainsi que toutes les variétés (Leeuwenberg, 2003). L’espèce type du genre est Melodinus scandens, une liane pouvant atteindre la cime des plus grands arbres. On la retrouve en forêt sclérophylle, mais aussi dans la végétation rudérale ainsi qu’en bordure du littoral (Jaffré et al., 2001). Ses rameaux sont jaunes ou jaunâtres et présentent, dans leurs parties lignifiées, de nombreuses lenticelles blanches. Les feuilles sont opposées. Les inflorescences sont en position pseudo-terminales ou bien sur des rameaux courts à l’aisselle des feuilles. Les fruits mesurent entre 4 et 6 centimètres de diamètre, contiennent une centaine de graines. La pulpe des fruits est sucrée et comestible, et est aussi recherchée pour la préparation des boissons fermentées (Boiteau, 1981). Photo 7 : Melodinus scandens, détail des fleurs Utilisation Le genre Melodinus a d’ores et déjà été utilisé en culture ornementale (Henderson, 1910). Ainsi, Melodinus cochinchinensis (anciennement Melodinus monogynus) est cultivé pour la beauté de son port et de ses fruits (Sims, 1825, Schnizlein, 1866, Mabberley, 2008). Melodinus villosus, originaire de Java, est vendu pour son feuillage (Maatschappij voor tuinbouw, 1862). En Australie, Melodinus baueri, qui est une espèce endémique à l’île de Norfolk (Lange et al., 2005), connue pour ses fleurs et ses fruits (Fagg, 1995). Melodinus est, au sein de la famille des Apocynaceae un genre prometteur pour la culture ornementale, au même titre que les Alstonia, Alyxia ou encore Ochrosia. Les espèces de Melodinus calédoniennes présentes en forêt sèche ont toutes fait l’objet d’essais de multiplication excepté Melodinus scandens. L’IAC a en effet testé avec succès la multiplication végétative de Melodinus celastroides Photo 8 : Melodinus scandens, pied-mère et Melodinus phylliraeoides (Gildas Gâteblé, communication personnelle), regroupées depuis 2003 en l’unique espèce Melodinus philliraeoides (Leeuwenberg 2003). Comme les autres espèces du genre, Melodinus scandens est intéressante notamment pour son feuillage et ses fleurs odorantes. 9 OCHROSIA INVENTORUM Présentation Ochrosia est un genre étendu dans les îles de l’Océan indien et du Pacifique (Boiteau, 1981). En Nouvelle-Calédonie, sept espèces sont présentes, dont six endémiques et une autochtone. Ochrosia inventorum est un petit arbre pouvant être buissonnant, atteignant quatre à cinq mètres de haut. Parfois, plusieurs troncs sont observés sortant du même pied, ce qui renforce l’impression d’arbuste. Cette espèce est micro-endémique, elle a été découverte et décrite au début des années 80 Photo 9 : Ochrosia inventorum, pied-mère (Allorge, 1984). Elle n’a été observée que dans deux sites, sur la pointe Maa à Païta, dans une vallée évasée et peu encaissée et plus récemment dans une forêt relictuelle appartenant au FSH, avant la baie de Toro (nommée dans la suite de ce rapport Forêt FSH de la route de la Baie de Toro). Le substrat naturel est constitué d’éboulis et de cailloux. Comme de nombreuses Apocynaceae, Ochrosia inventorum possède un latex, blanc. Il peut se montrer irritant pour la peau et plus ou moins toxique. Les fleurs, de l’ordre de 2cm, sont blanches. La floraison, discrète, a lieu en début de saison chaude. C’est la floraison et la fructification qui rend cette espèce intéressante (Graindorge, 2005). Les fruits, à la peau ridée, sont toujours par paire, de couleur rouge grenat à noir, et mesurent environ 5 cm de long (Allorge, 1984). Les fruits d’Ochrosia elliptica sont toxiques (Lewis, 2003). Il faudra donc être prudent avec ceux d’Ochrosia inventorum, dans l’attente de la confirmation ou non d’une toxicité des fruits. Utilisation Le genre Ochrosia est déjà utilisé en culture ornementale, ainsi Ochrosia marianensis par exemple, est cultivé dans les Iles du Pacifique et en Micronésie (Graf, 1992). En Nouvelle-Calédonie, l’espèce Ochrosia elliptica est utilisée en ornemental (Gâteblé, 2008). Des essais de multiplication sur Ochrosia mulsantii ont été réalisés en 2009 à l’IAC. Les pourcentages de réussites ont montré qu’il s’agissait d’une plante relativement facile à bouturer et à cultiver en pépinière à condition de respecter certains principes, notamment un pré-trempage des boutures dans l’eau tiède afin d’éviter la formation d’un bouchon de latex. 10 La multiplication d’Ochrosia mulsantii a été réalisée dans un objectif de restauration de sites miniers (Udo et Gâteblé, 2010), mais l’expérience peut être utile aux autres espèces du genre. En ce qui concerne Ochrosia inventorum, qui est un arbuste développant un port en boule lors d’une exposition ensoleillée, il a déjà été utilisé en aménagements paysagers (Station de Saint-Louis au Mont-Dore) et en restauration de forêt sèche (Pointe Maa) (Gâteblé, 2008). Pour l’instant, cette espèce n’avait pas été valorisée car les propriétaires de la Pointe Maa s’opposaient à toute valorisation commerciale de cette espèce micro-endémique (cf. article 3.8 de la convention PCFS/ SCI Pointe Ma du 14 octobre 2005) et Mme DomergueSchmidt, gérante de la SCI nous a refusé l’entrée Photo 10 : Ochrosia inventorum, détail des fruits de sa propriété en 2010. Depuis sa redécouverte dans un autre site, il devient enfin possible de pouvoir envisager sa valorisation. 11 PAVETTA OPULINA Présentation Pavetta est un genre regroupant entre 350 et 400 espèces réparties en milieux tropical et subtropical (Afrique, Asie, Australie) (Herman, 2007). En NouvelleCalédonie, la seule espèce du genre est Pavetta opulina, que l’on retrouve en forêt sèche et en forêt humide (Jaffré et al., 2001), espèce que l’on retrouve aussi au Vanuatu. Utilisation En Afrique, plusieurs espèces de Pavetta sont utilisées en culture ornementale. Pavetta lanceolata est la plus cultivée, vient ensuite P. gardeniifolia, P. cooperi, P. revoluta et P. schumanniana. Il est recommandé de les planter dans un premier temps à l’ombre ou mi-ombre, mais une fois bien installées, ces espèces poussent en plein soleil. Ces espèces sont appréciées pour les fleurs, regroupées en grappe en forme de parapluie ou de boules et qui apparaissent au moment de noël (Herman, 2006). Les fleurs, ainsi que les fruits, attirent de nombreux insectes et oiseaux. En Australie, l’espèce Pavetta australiensis est cultivée et recommandée pour son feuillage et sa magnifique floraison qui attire les papillons (Wrigley et Fagg, 2007, SOWN, 2010). En Nouvelle-Calédonie, il a été observé que Pavetta opulina attire les monarques, comme l’atteste la photo prise par J.-M. Veillon (Endemia), l’identification de l’espèce ayant été confirmé (Thierry Salesne, communication personnelle). Au regard du grand intérêt ornemental des espèces de ce genre, et Pavetta opulina étant la seule espèce présente en NouvelleCalédonie, il a donc semblé très intéressant d’essayer de la multiplier. Photo 11 : Pavetta opulina, pied-mère Photo 12 : Pavetta opulina, détail de la floraison 12 PHYLLANTHUS SPP . Présentation Le genre Phyllanthus est représenté par environ 800 espèces, principalement en zone paléotropicale. En Nouvelle-Calédonie, une centaine d’espèces a été reconnue, dont la quasi-totalité considérées comme endémiques. Phyllanthus conjugatus var. maaensis appartient à une espèce qui a été scindée en trois variétés (Schmid, 1991). Cette variété a été localisée dans un premier temps sur la Pointe Maa (Jaffré et al., in prep) mais depuis, d’autres populations ont été découvertes, notamment dans la Forêt FSH de la route de la Baie de Toro. Cette variété se retrouve en sous-bois, sur sol noir argileux et substrat plus ou moins calcarifère, en zone littorale. Il s’agit d’un sous-arbuste de 20 à 35 centimètres, pseudo-monocaule, dont les inflorescences, bien que axillaires, paraissent terminales. Les fleurs rouges sont réunies en glomérules. Les individus sont généralement bisexués, mais avec prédominance de l’un ou l’autre sexe. La différence de cette variété avec les autres se situe au niveau du limbe obové et des nervations bien visibles, au moins sur la face supérieure. Photo 13 : Phyllanthus conjugatus var. maaensis Phyllanthus deplanchei est un arbuste ou petit arbre pouvant atteindre 5 ou 6 mètres. Le tronc, de l’ordre de 15 centimètres de diamètre, est entièrement glabre. On retrouve cette espèce en forêt sèche (Jaffré et al., 2001), sur les littoraux coralliens (Schmid, 1991) jusqu’à 300 mètres d’altitude, sur les terrains calcaires en plein soleil (Barrault, 2006), principalement sur la côté ouest de la Grande terre. Les fleurs sont sexuées, les fleurs mâles sont réunies en inflorescence à l’aisselle des feuilles, tandis que les fleurs femelles sont plus souvent solitaires. Dans les deux cas les pétales sont blanc verdâtre, c’est-à-dire très discrets. Les fruits sont petits, ils mesurent entre 3 et 5 mm. Leur couleur évolue du jaune au noir bleuté en passant par le rouge. 13 Utilisation A l’échelle mondiale, de nombreuses espèces de Phyllanthus sont cultivées comme ornementales. On retrouve par exemple Phyllanthus acidus en Asie, qui est la plus cultivée (Collectif, 2006), et Phyllanthus arbuscula en Jamaïque (Graf, 1992). Phyllanthus acidus est un arbre atteignant rapidement sa taille adulte de 10m pour un étalement de 3m. Il offre des grappes denses de minuscules fleurs rouges (Collectif, 2006). En Australie, les Phyllanthus ont peu à offrir : les fleurs sont petites et les fruits ont aussi peu d’intérêt (Wrigley et Fagg, 2007). Toutefois, le feuillage de certaines espèces est très attrayant, et celles-ci sont alors cultivées. C’est par exemple le cas de Phyllanthus cuscutiflorus. On le retrouve ainsi dans des recommandations d’aménagements paysagers (Townsville, 2009). En Nouvelle-Calédonie, le genre Phyllanthus est très diversifié, et de nombreuses espèces méritent d’être essayées en ornemental. La multiplication de Phyllanthus conjugatus var. maaensis est doublement utile au regard de sa particularité d’être une espèce micro-endémique. S’agissant d’un sous-arbuste, cette espèce pourrait être utilisée dans les aménagements paysagers et dans les jardins, en massif ou en couvre-sol par exemple. En ce qui concerne Phyllanthus deplanchei, il est déjà multiplié par semis, et a été intégré dans divers aménagements en Calédonie (Païta – lotissement Savannah – Nouméa, etc.) depuis quelques années. Des données sur son comportement ex situ sont donc disponibles, et il s’avère qu’il se comporte très bien pour une intégration dans un aménagement paysager. L’intérêt majeur reste le port général du Phyllanthus deplanchei, qui, s’il est taillé convenablement, n’est pas sans rappeler celui du flamboyant nain. La floraison discrète n’offre que peu d’intérêt, la fructification reste modeste mais la couleur noire des fruits à maturité peut apporter un intérêt supplémentaire (Gâteblé, 2008). Photo 14 : Phyllanthus deplanchei utilisé en aménagement paysager 14 PITTOSPORUM SPP . Présentation Le genre Pittosporum est présent en Australie, Océanie, Asie, et dans quelques zones d’Afrique. Parmi les quelques 200 espèces du genre, 45 sont endémiques à la Nouvelle-Calédonie. Pittosporum cherrieri est un arbuste élancé pouvant atteindre 5 mètres de hauteur. Il peut parfois se présenter sous forme d’un arbrisseau diffus. Ses rameaux grêles portent des inflorescences terminales et axillaires, mais surtout caulinaires. Les glomérules regroupent de 5 à plus de 30 fleurs blanches sub-sessiles, les fleurs étant généralement mâles ou femelles. On le retrouve dans la moitié sud de la Grande-Terre, fréquemment dans les fourrés littoraux et les forêts sclérophylles (Jaffré et al., 2001), notamment sur calcaires coralliens, mais aussi sur basaltes et schistes. La floraison est abondante de juin à août, et s’étend parfois jusqu’en septembre ou octobre (Tirel et Veillon, 2002). La fructification a lieu d’octobre à mars. Photo 15 : Pittosporum cherrieri, floraison Pittosporum pancheri est une autre espèce endémique parmi les 45 Pittosporum de NouvelleCalédonie. Il peut se trouver sous différentes formes. Il peut s’agir d’un arbuste ou arbrisseau de 2 à 4 mètres, en touffe, très dense, ou bien d’un arbre de 5 à 10 mètres. L’écorce du tronc est grise, parfois brun clair. Les inflorescences terminales de 2 à 4 centimètres regroupent de 6 à 30 fleurs mâles ou femelles. Les fleurs sont jaunes. C’est une espèce très fréquente dans la région de Nouméa, qui n’a pas été récoltée audelà de la ligne Bourail-Houaïlou. Pittosporum pancheri croît en forêt sèche et humide (Jaffré et al., 2001), sur terrains schisteux ou calcaires. La floraison s’étend de juillet à septembre. Des jeunes fruits ont été observés dès octobre, et des capsules peuvent rester en place sur les rameaux alors que la floraison suivante a lieu (Tirel et Veillon, 2002). 15 Utilisation De nombreux Pittosporum sont des sujets horticoles très intéressants, robustes et avec des fruits et des graines colorés (Wrigley et Fagg, 2007). Les espèces les plus cultivées comme plantes ornementales sont Pittosporum eugenoides (« Tarata ») et Pittosporum tenuifolium (« Kohuhu ») de Nouvelle-Zélande ainsi que Pittosporum tobira (« Cheeswood ») originaire du Japon (Graf, 1992, Scheper, 1996). En climat à l’hiver doux, les Pittosporum sont des plantes adéquates pour écran ou brise-vent, en individu isolé ou plantés en haies denses. Les fleurs sont parfumées. Pittosporum est aussi un genre qui peut être cultivée en plante d’intérieur, sous forme de bonsaï. Pittosporum cherrieri est un arbrisseau qui peut être particulièrement attractif lors de sa floraison blanche (Gâteblé, 2008). Pittosporum pancheri est dans la liste des espèces potentiellement intéressantes pour la culture ornementale (Gâteblé, 2008). Sa floraison jaune est un atout. Photo 16 : Pittosporum pancheri, floraison 16 PREMNA SERRATIFOLIA Présentation Le genre Premna est représenté par environ 200 espèces (Leeratiwong, 2009) réparties en zone tropicale et subtropicale d’Asie, Afrique, Australie, et îles du Pacifique (Harley et al., 2004, cité par Leeratiwong, 2008). Le genre a été décrit avec l’espèce Premna serratifolia (Linnaeus, 1771). Cette espèce est la seule représente du genre en Nouvelle-Calédonie, mais elle est aussi distribuée le long de nombreuses côtes tropicales et subtropicales. C’est un arbuste ou arbre pouvant atteindre 15 mètres de hauteur, que l’on retrouve principalement en forêt sèche, mais aussi parfois en forêt humide et maquis (Jaffré et al., 2001). Il croît à basse altitude. Les fleurs, blanches et petites, sont regroupées en inflorescences en position terminale (Barrault, 2006). La floraison et la fructification sont apparemment continuelles (Mabberley et De Kok, 2004). Une Photo 17 : Premna serratifolia, pied-mère étude poussée en Nouvelle-Guinée a montré que les pieds femelles ont des inflorescences plus petites avec des anthères vides (Mabberley, 1992). Il serait intéressant de faire une étude sur les clones présents en NouvelleCalédonie, car un clone mâle, ne produisant que des fleurs tout au long de l’année, présenterait un plus grand intérêt ornemental. Utilisation Plusieurs espèces de Premna sont utilisées. Certaines sont commercialisées pour leur intérêt ornemental et/ou olfactif , comme par exemple Premna quadrifolia (JPS, 2010), d’autres servent en plus pour leurs propriétés médicinales ou culinaires, c’est notamment le cas de Premna serratifolia (Thaman, 2000). En effet, en Malaisie et en Indonésie, les jeunes feuilles sont cuisinées comme un légume. Une infusion des feuilles et des racines est utilisée contre la fièvre. En Chine, les feuilles et les racines sont utilisées dans la médecine traditionnelle comme diurétique et fébrifuge. Premna serratifolia est aussi utilisé en ornemental dans la conception de haies et comme arbre de rue Photo 18 : Premna serratifolia, détail de la floraison (De Kok, 2010a). D’autre part, deux espèces, Premna serratifolia et Premna microphylla, sont utilisées, et très prisées, en tant que bonsaï (Steven, 2010). Aux Maldives, Premna serratifolia est considéré comme un bois de chauffage idéal. Il y est aussi cultivé comme arbre de rue, dans les écoles et autres établissements publics. Il est aussi utilisé pour faire des sculptures et des outils (Selvam, 2007). Premna serratifolia est aussi une espèce qui fournit un bois veiné utilisé pour faire des manches de couteaux (Mabberley et De Kok, 2004). Il est fort possible que Premna serratifolia soit une espèce mellifère qui attire papillons et abeilles, comme l’atteste plusieurs observations personnelles. 17 PSEUDERANTHEMUM VARIABILE Présentation Le genre Pseuderanthemum regroupe plus de 60 espèces en région tropicale (Collectif, 2006). Ce sont des plantes herbacées ou des arbustes. En Nouvelle-Calédonie, quatre espèces sont présentes, dont deux endémiques. Pseuderanthemum variabile est une petite herbe pérenne de 30 centimètres de hauteur, que l’on retrouve en plusieurs endroits comme en Australie (Everett, 1992), à Hawaï (HEAR, 2010), et en Nouvelle-Calédonie. Les feuilles sont simples et opposées, de forme lancéolée. Les inflorescences sont allongées avec les fleurs en position terminale et bien voyantes, elles mesurent environ 2 centimètres, et sont de couleur blanche ou violette, souvent tachetées de noir à la base. Les fleurs que l’on retrouve plus bas, sur la tige, sont plus discrètes. La floraison a lieu de décembre à mai en Australie (BRISRAIN, 2010). Utilisation Pseuderanthemum est cultivé dans plusieurs pays (Graf, 1992), certains pour le feuillage ornemental, d’autres pour leur épis de fleur blanc. Ils sont idéals en couvre-sol ou en spécimen isolé pour les espèces arbustives. Pseuderanthemum reticulatum, originaire du Vanuatu, est un arbuste apprécié pour son feuillage orné de veinures dorées et ses longs épis floraux (Collectif, 2006). Pseuderanthemum atropurpureum, native des îles Pacifique, a été introduite comme plante ornementale en diverses régions subtropicales du monde (Gardening eden, 2010a). On retrouve des traces plus anciennes d’utilisation ornementale de Pseuderanthemum, et notamment des espèces d’origine néo-calédonienne, comme Pseuderanthemum repandum subsp. tuberculatum anc. Eranthemum tuberculatum (Hooker, 1863) ou encore Pseuderanthemum cooperi anc. Eranthemum cooperi (Hooker, 1864). Pseuderanthemum variabile est utilisé en ornemental en Australie, les plantes cultivées ont tendance à être plus grandes Photo 19 : Pseuderanthemum variabile, détail de la floraison que les plantes sauvages (Wrigley et Fagg, 2007) et les fleurs sont connues pour attirer les papillons (ANPS, 2010b). Etant donné sa petite taille et sa caractéristique rhyzomateuse, Pseuderanthemum variabile semble parfaitement adaptée pour un usage en massif dans un aménagement paysager, en couverture de sol. 18 PSYDRAX ODORATA Présentation Psydrax est un genre regroupant une centaine d’espèces, identifié principalement en zone tropicale, de l’Afrique au sud de l’Asie en passant par l’Australie (Bridson, 1985). Psydrax odorata est un arbuste ou arbrisseau qui se rencontre au Vanuatu, à Fidji, en Polynésie et en Nouvelle-Calédonie, où il est surtout présent sur la côte ouest. Il pousse en forêt sèche et en maquis minier (Jaffré et al., 2001) du bord de mer jusqu’à 500 mètres d’altitude. Adulte, il peut atteindre 10 mètres, et le tronc peut mesurer jusqu’à 30 centimètres de diamètre. L’écorce est beige et lisse. Les fleurs sont petites et regroupées en inflorescences à la base des feuilles. Les fleurs femelles sont blanches et odorantes, et les fleurs mâles sont jaune vif. Les fruits sont petits, globuleux, et noirs à maturité (Barrault, 2006). Utilisation Le genre Psydrax n’est pas couramment utilisé en culture ornementale en Australie, mais Psydrax odorata est présent dans le Photo 20 : Psydrax odorata, pied-mère Queensland (ANPS, 2010c). D’autre part, Psydrax odorata est exploité sur les îles de Pitcairn, îles britanniques situées au sud de l’Australie, comme arbre de noël, ainsi que pour le bois d’œuvre. La collecte importante est une menace pour le peuplement, heureusement la quantité de graines produites est importante (Kingston, 2005). D’après les observations faites dans le Queensland, Psydrax odorata requiert un sol bien drainé et préfère une position abritée du plein soleil. Sa croissance est lente et les jeunes individus semblent sensibles au gel (ANPS, 2010c). Cette espèce est remarquable pour son port étagé et il semble intéressant de l’utiliser en plantation d’individus isolés ou bien en alignements (Gâteblé, 2008). En Nouvelle-Calédonie, Psydrax odorata est notamment présent derrière les Archives Territoriales à Nouville. Photo 21 : Psydrax odorata, détail de la floraison 19 RHYSSOPTERIS TIMORIENSIS VAR TIMORIENSIS Présentation Rhyssopteris est un genre présent dans le Pacifique, principalement dans les régions soumises aux moussons, mais aussi dans les parties plus humides du Pacifique (Heyligers, 1972). Il est représenté par quatre espèces en Nouvelle-Calédonie, dont trois endémiques. La seule espèce de forêt sèche est Rhyssopteris timoriensis (Jaffré et al., 2001), que l’on retrouve aussi au sein des forêts sèches d’Hawaii, Bornéo (Semporna Islands Project, 2001), et Australie (Jacobs, 1954 cité par Heads, 2003). Utilisation Il s’agit d’une liane qui peut offrir lors de sa floraison un mur de fleurs jaunes. Sa croissance semble être rapide. Elle est connue en Australie pour attirer les papillons (ANPS, 2010b). Photo 22 : Rhyssopteris timoriensis var. timoriensis, individu sur la route du fort Téréka 20 VITEX TRIFOLIA VAR . TRIFOLIA Présentation Vitex est un genre regroupant environ 250 espèces (Harley et al., 2004) présentes en Asie du Sud-Est, Malaisie, Pacifique et Nouvelle-Guinée. Les espèces du genre sont communes dans les marais et forêt tropicales, mais aussi dans les forêts sèches de Java (Whitten et al., 1996) et les forêts humides des Philippines (Oldfield et al., 1998). Vitex trifolia var. trifolia est une espèce répartie de Tahiti à la côte Est de l’Australie, on la retrouve à Hawaii, au Japon, en Chine, en Inde, au Sri Lanka, sur la côte Est africaine (Verdcourt, 1992 ; Sales, 2001 ; De Kok, 2007, 2008). En Nouvelle-Calédonie, cette espèce est présente à basse altitude, sur le littoral, en forêt sèche et maquis (Jaffré et al., 2001). C’est un petit arbre ou arbuste pouvant atteindre 8 mètres de hauteur, mais mesurant généralement entre 3 et 6 mètres. Son tronc lisse est gris clair à brun. Les feuilles sont composées de 3 à 5 folioles. Les fleurs sont violettes, les fruits globuleux sont noirs et peuvent mesurer jusqu’à 5 mm de diamètre. La floraison et la fructification se déroulent toute l’année. C’est souvent un arbre solitaire, bien qu’il soit parfois retrouvé dans une végétation dense. Utilisation Nombreuses sont les espèces du genre Vitex utilisées et cultivées pour les applications médicinales et pour l’ornementation, en particulier les espèces Vitex trifolia et Vitex negundo (De Kok, 2008). On retrouve donc Vitex trifolia var. trifolia en dehors de son aire naturelle de répartition, elle a été introduite notamment sur certaines îles du Pacifique. Elle est utilisée pour le traitement des rhumatismes, fièvres, tumeurs, les fruits et les feuilles sont vermifuges et emménagogues (Mabberley et De Kok, 2004). En Australie, elle est appréciée pour le feuillage attractif, la floraison qui s’étend de l’automne au printemps suivie de la fructification, aux fruits globuleux noirs bleuâtres (Wrigley et Fagg, 2007). En Nouvelle-Calédonie, une espèce de Vitex, notée sp.7016, a été utilisé dans divers aménagements (Savannah, Parc zoologique et Forestier, etc.). Vitex trifolia se trouve dans le listing des espèces potentiellement intéressantes (Gâteblé, 2008). Photo 23 : Vitex trifolia var. trifolia, détail de la floraison 21 Partie 3 : Protocole et résultats LE MACRO-BOUTURAGE Le macro-bouturage est une méthode de multiplication végétative, en opposition à la multiplication sexuée. Cela consiste à prélever sur un végétal, dit pied-mère, un organe ou fragment d’organe, et de placer ce dernier dans un milieu propice à son développement racinaire afin qu’il se régénère, ceci dans l’objectif de reconstituer une plante entière fonctionnelle (Boutherin et Bron, 2002). La multiplication par bouturage conduit à une reproduction fidèle du pied-mère, puisque les boutures seront génétiquement identiques. Le choix du pied-mère est donc une étape très importante, puisqu’il va fixer les limites du potentiel ornemental. En effet si l’individu choisi présente une forme anormale ou disgracieuse, il sera éliminé de l’essai. L’état sanitaire du pied-mère est aussi un caractère important. Les différentes caractéristiques à prendre en compte sont donc : Exempt de parasites, maladies, symptômes de carence ; Stérile dans la mesure du possible ; Caractéristique du clone, présentant un intérêt ornemental. Les boutures se doivent d’être, dans la mesure du possible, de qualité homogène, afin que les essais soient concluants. Lors de la collecte sur le terrain, les boutures sont stockées et transportées dans une glacière, emballées dans du papier journal humidifié, et amenées jusqu’à l’IAC. Ce mode de transport limite les dégâts sur les boutures, notamment ceux dû à un dessèchement. L’ensemble du matériel de bouturage est au préalable trempé dans un bain avec de l’eau de javel puis rincé. Il s’agit notamment des plaques et des cellules en PVC transparent. Le substrat utilisé est un mélange de 50% de perlite et 50% de vermiculite. C’est en effet un milieu sain et léger, bien drainant, parfaitement adapté à la multiplication végétative. Photo 24 : Plaques, cellules et substrat utilisé pour le macro-bouturage 22 Les boutures sont donc ramenées à l’IAC dans la journée, et mises en milieu très rapidement, moins de 24h après la collecte. Les boutures sont préparées de différentes façons selon les cas : dans le cas classique, il s’agit d’une bouture de tête. La coupe se fait alors sous un nœud, afin de favoriser l’enracinement ; les feuilles de boutures sont enlevées à l’exception des feuilles terminales, qui sont en revanche réduites, afin de limiter les phénomènes d’évapotranspiration ; il est aussi possible de réaliser des boutures de tronçons. Figure 3 : Différents types de boutures (A. Tardivel) Lorsque les boutures sont suffisamment nombreuses pour réaliser un essai complet en blocs aléatoires, le sujet de l’essai est généralement le type d’hormone de bouturage. L’objectif est alors de déterminer la modalité conduisant au meilleur enracinement. Tableau 2 : Hormones de bouturage Nom commercial Hormones et [c] Commentaires Clonex® Acide béta-indole-butyrique (AIB) Contient : vitamines, nutriments et oligoéléments, fongicides Rhizopon AA 0,3% Acide béta-indole-butyrique (AIB) 0,5% / 1% / 2% / 4% / 8% Rhizopon A Acide béta-indole-acétique (AIA) 0,5% / 0,7% / 1% Rhizopon B Acide alpha naphtylacétique (ANA) 0,1% 0,2% « Il s’agit d’un produit de synthèse assez peu toxique pour la plante. Il a une mauvaise activité auxinique générale, mais une excellente action rhizogène. Il migre peu dans la plante, d’où une action très localisée. Il est assez stable à la lumière ». (Boutherin et Bron, 2002) « Obtenu par synthèse, peu toxique pour la plante, il a une faible stabilité à la lumière ; il est rapidement dégradé par les bactéries du sol. Il possède une excellente activité auxinique au sens large et une bonne activité rhizogène ; ce n’est pas le plus utilisé. » (Boutherin et Bron, 2002) « Obtenu par synthèse, il a une large activité auxinique générale et rhizogène. Il est assez stable et est légèrement plus toxique pour la plante que l’AIB. » (Boutherin et Bron, 2002) 23 LE SEMIS Pour certaines espèces, en sus du macro-bouturage, des essais de germination ont eu lieux. Aucun protocole particulier n’a encore été mis en place. La procédure appliquée a été la suivante. Lors des collectes de boutures, il a aussi été ramassés des graines, mais jamais en quantité suffisante pour réaliser un essai. D’une manière générale, les fruits ont été décortiqués, et les graines ont été semées en terrine, dans un substrat composé principalement de perlite et de tourbe. EN cas de réussite, les plantules sont ensuite individualisées dans des petits godets. LIEUX DE COLLECTE Au cours de l’année 2010, les collectes de boutures ont eu lieu en diverses zones de forêt sèche de la Province Sud, la majeure partie concentrée sur le Grand Nouméa. Koumourou (Nouméa) : Koumourou se situe à l’extrémité de la presqu’île de Ducos, derrière le dépôt de stockage des hydrocarbures et gaz. Cette zone de 45 hectares recèle 10% de forêt sèche. Des chantiers de restauration écologique s’y déroulent, notamment pour réduire la population de cactus (Figuiers de Barbarie). Le dernier en date été mené par l’association Action Biosphère le 11 septembre 2010. Nouville – Archives territoriales (Nouméa) : A l’arrière des bâtiments des Archives territoriales, sur la presqu’île de Nouville, un terrain a été nettoyé, aménagé et reboisé dans l’objectif de reconstituer une petite parcelle de forêt sèche (Matthews, 2005). Les espèces plantées en avril 2006 sont Arytera chartacea, Cloezia artensis, Diospyros fasciculosa, Emmenosperma pancherianum, Fontainea pancheri, Mimusops elengi var. parvifolia, Oxera sulfurea, Pittosporum coccineum, Pittosporum tanianum, Planchonella cinerea, Premna serratifolia et Rapanea novocaledonica (Gâteblé, 2008). Nouville – Fort Téréka (Nouméa) : Le Fort Téréka est installé depuis 1877 sur l’île Nou, il est classé monument historique depuis 1978. Sur la colline menant au fort, une forêt sèche est présente. Ouen toro (Nouméa) : Le parc du Ouen Toro est une colline de 44 hectares située au sud de la péninsule de Nouméa. Depuis 1989 ce site bénéficie d’une protection réglementaire, et depuis 2009 il est classé en aire naturelle protégée au titre du code de l’environnement, le parc porte le titre de parc municipal Albert Etuvé – Emile Audet, en hommage aux premières personnes ayant agi en faveur de la protection de cette zone. Des sentiers pédestres y sont aménagés. C’est le plus grand espace vert aménagé du Grand Nouméa. En raison de nombreux feux et de la présence d’espèces envahissantes, les 44 hectares du parc ne comptent plus que 3 hectares de forêt sèche. Divers chantiers de restauration ont eu lieu, organisés par la Province Sud, comme par exemple la plantation de 1000 arbres de forêt sèche en mars 2010. Tina (Nouméa) : Au niveau de Tina sur mer, une zone de forêt sèche a été mise en défens. Gadji (Païta) : La Baie de Gadji présente un lambeau de forêt sèche remarquable. En effet la forêt sèche d’environ 3 hectares présente 1 hectare particulièrement riche en espèces endémiques, selon les inventaires réalisés par la DENV (ex DRN) en 2001 et par l’IAC par la suite. Forêt FSH de la route de la Baie de Toro (Païta) : Il s’agit d’une forêt sèche découverte et prospectée récemment. Pour s’y rendre il faut emprunter le chemin menant vers la Baie de Toro, puis passer un portail côté terre. Elle abrite notamment une population d’Ochrosia inventorum et Phyllanhus conjugatus var. maaensis. 24 Savannah (Païta) : Sur la commune de Païta, diverses zones sont mises à disposition pour une revégétalisation d’espèces de forêt sèche. Une plantation a eu lieu au niveau du lotissement de Savannah, sur la pente interne d’un talus anti-bruit contre la Save-express (Matthews, 2005). La plantation a eu lieu en novembre 2005, les espèces sont par exemple Archidendropsis paivana ssp. balansae, Cloezia artensis, Croton insularis, Dysoxylum bijugum, Halfordia kendac, Homalium deplanchei, Phyllanthus deplanchei, Pittosporum brevispinum, Pittosporum coccineum, Premna serratifolia, Rapanea novocaledonica et Vitex sp. 7016 (Gâteblé, 2008). Les espèces ont donc été prélevées au sein de ces différents morceaux de forêt sèche. Le tableau suivant indique les coordonnées GPS de chacune des espèces. Tableau 3 : Coordonnées géographiques des individus collectés Espèce Localisation Site Koumourou Coordonnées 22°14’5’’ 166°24’1’’ Cleidion verticillatum Tina 22°14’8’’ 166°29’23,9’’ Eustrephus latifolius Tina 22°14’8’’ 166°29’23,9’’ Melodinus scandens Nouville – Fort Téréka 22°15’23,4’’ 166°23’38,2’’ Route de la Baie de Toro 22°11’22,4’’ 166°21’56,2’’ Route de la Baie de Toro 22°11’22,5’’ 166°21’45,8’’ Nouville – Fort Téréka 22°15’23,4’’ 166°23’38,2’’ Route de la Baie de Toro 22°11'24,2'' 166°21'46,6' Savannah 22°9’49’’ 166°23’4,9’’ Gadji 22°10’10,6’’ 166°22’45’’ Ouen toro 22°18’27’’ 166°27’21,8’’ Koumourou 22°14’5.7’’ 166°24’10.6’’ Nouville – Archives 22°15’44,75’’ 166°24’7,8’’ Koumourou 22°14'5’’ 166°24'0.6’’ Nouville - Archives 22°15’44,75’’ 166°24’7,8’’ Nouville – Fort Téréka 22°15’8,9’’ 166°23’33,9’’ Koumourou 22°14’13,4’’ 166°24’32,6’’ Cerbera manghas var. manghas Ochrosia inventorum Pavetta opulina Phyllanthus conjugatus var. maaensis Phyllanthus deplanchei Pittosporum cherrieri Pittosporum pancheri Premna serratifolia Pseuderanthemum variabile Psydrax odorata Rhyssopteris timoriensis var timoriensis Vitex trifolia var trifolia 25 RÉSULTATS DE MULTIPLICATION Cerbera manghas 1. Bibliographie sur la multiplication de Cerbera manghas Cerbera manghas est multiplié par germination en Australie (Wrigley et Fagg, 2007). En revanche, des essais de bouturage se sont déroulés en Micronésie. Les boutures, de 15 à 20 centimètres de long, ont été collectées hors période de floraison. Le résultat a été un enracinement de 90% sans même l’utilisation d’hormones de bouturage, et ceci dans un substrat composé de sable et de compost en proportion 2 :1. Les boutures ont formé leurs premières racines au bout de deux à quatre semaines (Sared, 2005). 2. Modalités testées Cerbera manghas a été collecté le 6 mai à Koumourou, sur seulement un individu. Cet individu a semblé particulièrement intéressant en raison de son pétiole et de ses nervures d’un rouge bien prononcé. Seules 18 boutures ont été prélevées. En raison de l’abondance du latex qui s’en écoulait, les boutures ont été trempées une quinzaine de minutes dans de l’eau tiède, afin d’éviter la formation d’un bouchon. Le gel de bouturage Clonex® a été appliqué sur l’ensemble des boutures. Photo 25 : Cerbera manghas var. manghas, bouture racinée 3. Résultats et discussion Début août, soit trois mois après la collecte, des racines ont été observées dépassant des plaques, l’essai a donc pris fin. Plus de la moitié des boutures étaient enracinées (55%). Ce résultat est en dessous de ceux atteints dans d’autres pays. Toutefois, cela peut s’expliquer par le fait que l’on n’ait bouturé qu’un seul individu, sur un nombre réduit de boutures. De plus, le gel de bouturage Clonex® n’est peut-être pas la meilleure option. En ce qui concerne les boutures racinées, elles ont été rempotées en godet dans un premier temps, puis successivement en pot de 2L puis 3L (photos), dans un substrat composé de tourbe et de pumice. Une perte de Cerbera manghas est à déplorer, lors du passage des plantes sous ombrière. 26 Photo 26 : Evolution des boutures de Cerbera manghas, d'octobre à décembre Les boutures vont permettre de valoriser la nervure rouge de l’individu collecté. D’autres clones intéressants sont également à sélectionner (feuillage pourpre, fleurs colorées …) mais ce sont peut-être des clones introduits. Mais une multiplication par semis est aussi tout à fait envisageable, puisque c’est la méthode employée en Australie. Il serait intéressant de tester des boutures sur d’autres individus en Nouvelle-Calédonie, afin d’essayer d’améliorer notamment le temps d’enracinement, pour se rapprocher des 2 à 4 semaines atteintes en Micronésie. 27 Cleidion verticillatum 1. Bibliographie sur la multiplication de Cleidion verticillatum Bien qu’il n’existe pas de bibliographie sur la multiplication du Cleidion verticillatum, il est intéressant de tester le bouturage afin de tenter de fixer les caractères intéressants de certains individus, notamment la couleur foncée des tiges. 2. Modalités testées Les boutures de Cleidion verticillatum ont été collectées le 24 juin dans la zone de forêt mise en défens à Tina. La population est très importante, et les boutures ont été choisies sur les individus présentant le caractère recherché, à savoir la couleur noire des tiges. Au total, 189 boutures ont fait l’objet d’un test hormonal. Les modalités testées, en sus du témoin, ont été le gel de bouturage Clonex®, ainsi que les hormones en poudre AIB 1%, AIB 2%, AIB 4% et AIB 8%. 3. Résultats et discussion L’essai a pris fin le 11 août, soit 48 jours après la mise en milieu. Le pourcentage global d’enracinement de l’essai est de 74%. La meilleure modalité est le Clonex®, avec 86% d’enracinement puis l’AIB 1% avec 83% et l’AIB 2% avec 74%. La modalité témoin atteint 71% d’enracinement. Les concentrations plus élevées d’AIB, AIB 4% et AIB 8%, donnent des résultats inférieurs au témoin, respectivement 66% et 63%. Les boutures ont été rempotées en petits godets, puis passées en pot de 1,5 et 2L. Toutefois le caractère noir des tiges semblent avoir été perdu, les boutures ayant maintenant une couleur marron plus classique. Il est possible que la couleur foncée se manifeste à un stade plus développé ou avec moins d’ombrage, il faut donc continuer à suivre l’évolution de ces boutures. Photo 27 : Evolution des boutures de Cleidion verticillatum, d'août à décembre 28 Eustrephus latifolius 1. Bibliographie sur la multiplication d’Eustrephus latifolius Eustrephus latifolius est cultivé en Australie, où il est multiplié par semis (Wrigley et Fagg, 2007). 2. Modalités testées Eustrephus latifolius a été collecté le 24 juin 2010 dans la forêt sèche mise en défens de Tina. Deux modalités ont été testées : sur les 126 boutures collectées, du gel de bouturage Clonex® a été appliqué sur la moitié et de l’hormone de bouturage AIB de concentration 1% sur l’autre moitié. Le même jour, le 24 juin 2010, quelques graines ont été ramassées et plantées dans une terrine, dans un substrat composé de tourbe et de perlite. 3. Résultats et discussion En ce qui concerne les boutures, début août, soit une cinquantaine de jours plus tard, seulement trois boutures sont enracinées et encore vivantes. Elles ont été rempotées successivement, mais à la date du 27 décembre, seulement deux sont encore en vie. La croissance est lente, seule une tige a grandi. En revanche, les graines ont germé très rapidement, entre une semaine et demi et deux semaines après le semis. Chaque pousse a été rempotée dans un petit godet. La croissance est immédiate, et rapidement sont apparus de nouveaux « pieds ». Sans aucun doute c’est la multiplication par germination qui est recommandée. a b c d Photo 28 : Evolution des boutures (a et b) et des semis (c et d) d'Eustrephus latifolius, d'août à décembre 29 Melodinus scandens 1. Bibliographie sur la multiplication de Melodinus scandens Le genre Melodinus est multiplié préférentiellement par semis ou éventuellement par bouturage. Par exemple en Australie, Melodinus australis et Melodinus acutiflorus sont multipliés avec des graines fraiches, mais le bouturage peut aussi être envisagé (BRISRAIN, 2010). A la station de l’IAC, un essai s’est déroulé sur l’espèce Melodinus celastroides. Les boutures ont été collectées le 27 février 2006 à Païta, sur la montagne en face d’Onghoué, dans la zone de Karikaté, après Naïa (Jacqueline Ounémoa, communication personnelle). Sur les 35 boutures réalisées avec du gel de bouturage Clonex®, quatre pieds sont actuellement présents sur le site : deux sont toujours en serre, et deux autres sont plantés en pleine terre dans le jardin. 2. Modalités testées Le 13 avril, les boutures ont été collectées sur la route menant au fort Téréka. Au total, 81 boutures ont été préparées, tout avec le gel de bouturage Clonex®. Il s‘agissait pour moitié de boutures de tête, et pour autre moitié de boutures de tronçons. Une autre collecte a été effectuée le 29 juillet au sein de la forêt sèche FSH de la route de la Baie de Toro Les 54 boutures ont été traitées avec le gel de bouturage Clonex®. 3. Résultats et discussion L’essai datant du 13 avril n’a donné aucun résultat, toutes les boutures provenant du Fort Téréka ont péries. En ce qui concerne les boutures collectées à Païta, le résultat est identique. Une nouvelle collecte de bouture serait pertinente pour tester de nouvelles modalités, notamment d’autres hormones de bouturage. Il serait aussi bon d’essayer la multiplication par semis pour cette espèce. 30 Ochrosia inventorum 1. Bibliographie sur la multiplication d’Ochrosia inventorum A l’échelle mondiale, Ochrosia est multiplié de différentes façons. Ainsi à Hawaii, Ochrosia compta est multiplié par semis, les graines germant en l’espace de deux semaines (HNPPD, 2010a). Aux Etats-Unis, Ochrosia elliptica est multiplié par semis ou par bouturage (Gilman et Watson, 1994). Le genre Ochrosia a d’ores et déjà été multiplié en Nouvelle-Calédonie et Ochrosia inventorum germe facilement (fiche CRES). Un essai portant sur la multiplication d’Ochrosia mulsantii a été réalisé en 2009 (Udo et Gâteblé, 2010). Le bouturage donne de très bons résultats lorsque les boutures de tête sont au préalable trempées dans de l’eau, afin d’évacuer le latex. Les hormones qui ont donné les meilleurs résultats d’enracinement sont les fortes concentrations d’AIB, AIB 4% et AIB 8%. 2. Modalités testées Pour l’espèce Ochrosia inventorum, les boutures ont été collectées le 8 juin sur l’individu présent dans le patio de la station de l’IAC à Saint-Louis. Cet individu provient d’une graine germée par le CRES, il a environ 5 ou 6 ans. Les 62 boutures ont toutes été trempées dans de l’eau. La moitié des boutures a ensuite été traité au gel de bouturage Clonex®, et l’autre moitié avec l’hormone de bouturage AIB 4%. 3. Résultats et discussion Le 11 août, 64 jours après la mise en milieu, 18 boutures sont enracinées soit un pourcentage global de 28%. Le Clonex® a donné un enracinement de 21% tandis que l’AIB 4% a permis 34% d’enracinement. La mortalité est de 9% sur l’ensemble de l’essai. Les boutures non racinées ont été remises en terrine. Photo 29 : Evolution des boutures d'Ochrosia inventorum, d'août à décembre 31 Pavetta opulina 1. Bibliographie sur la multiplication de Pavetta opulina Certaines espèces de Pavetta sont multipliées par semis, c’est par exemple le cas de Pavetta gardeniifolia (Joffe, 2002), tandis que d’autres sont multipliés par bouturage, comme Pavetta australiensis (Wrigley et Fagg, 2007) et Pavetta lanceolata (Gardening eden, 2010b). 2. Modalités testées Les boutures ont été ramassées le 13 avril sur la route menant au fort Téréka, sur la presqu’île de Nouville. Les 54 boutures ont été partagées en deux modalités : 36 boutures ont été traitées avec le gel de bouturage Clonex® et 18 boutures avec l’hormone en poudre AIB 1%. 3. Résultats et discussion Le 22 juin, soit 70 jours plus tard, l’essai a pris fin. Le pourcentage global d’enracinement est de 72%. Avec le Clonex®, on obtient 69,5% d’enracinement, et 20% de formation de cal. Pour l’AIB 1% on obtient 94% d’enracinement. De plus on constate que la formation racinaire est bien mieux développée avec l’utilisation de l’hormone AIB 1%. Photo 30 : Pavetta opulina, résultats de bouturage avec AIB 1% (à g.) et Clonex® (à d.) Photo 31 : Evolution des boutures de Pavetta opulina, d'octobre à décembre 32 Phyllanthus conjugatus var. maaensis 1. Bibliographie sur la multiplication de Phyllanthus conjugatus var. maaensis Les Phyllanthus sont facilement multipliés par bouturage ou semis (Wrigley et Fagg, 2007 ; Collectif, 2006). L’espèce Phyllanthus urinaria est multipliée in vitro (Kalidass, 2009). Des essais sur la germination, le greffage et la culture in vitro ont été conduits par le Département d’Horticulture de l’Université des Sciences Agronomique de Dharwad en Inde, sur Phyllanthus emblica, en 2005 et 2006. En ce qui concerne les greffes, il a été montré que la saison de greffage joue un rôle important sur la réussite, les mois de novembre et décembre étant les mieux adaptés en Inde (Govinda, 2006). 2. Modalités testées Pour cette espèce qui ne se trouve que dans une zone très localisée, au sein de la Forêt FSH de la route de la Baie de Toro, très peu de boutures ont été prélevées. Seulement 21 boutures ont été choisies, le 21 juillet. Du gel de bouturage Clonex® a été appliqué sur l’ensemble des boutures. 3. Résultats et discussion Depuis le fin août, des racines sont observées dépassent des plaques. Le 1er septembre, soit 42 jours après la mise en milieu, le comptage a lieu, et 19 boutures étaient racinées, soit un enracinement de 90,5%. Le Clonex® est donc adapté au bouturage de cette espèce. La croissance en pot, sous ombrière, est relativement lente, quelques nouvelles feuilles sont apparues, mais les plantes n’ont pas énormément grandies, et ne se sont guère étoffées. Toutefois, il s’agit d’une espèce qui reste petite, il serait donc intéressant de tester à ce stade la plantation en pleine terre, notamment afin d’évaluer son comportement au sein d’un massif. Photo 32 : Evolution des boutures de Phyllanthus conjugatus var. maaensis, d'octobre à novembre 33 Phyllanthus deplanchei 1. Bibliographie deplanchei sur la multiplication de Phyllanthus Cf. 1. de Phyllanthus conjugatus var. maaensis 2. Modalités testées Les boutures de Phyllanthus deplanchei ont été collectées le 20 juillet à Savannah, sur des individus qui ont été plantés en 2005 en bord de la SAVEXPRESS, près du lotissement. Au total deux essais ont été réalisés, sur un total de 414 boutures. Le premier essai visait à comparer le type de bouture, entre les boutures de tête et de tronçon. Pour cet essai, toutes les boutures ont été traitées au Clonex®. Le second essai avait pour objectif de comparer différentes hormones, en sus du Clonex® et du témoin, il y avait les hormones en poudre AIB 1%, AIB 2%, AIB 4%, ANA 0,1% et AIA 1%. 3. Résultats et discussion Le 16 août, soit 27 jours après la mise en milieu, le comptage de l’essai type de bouture a eu lieu. Le pourcentage global d’enracinement de l’essai est de 32%. La meilleure modalité est la bouture de tête, avec 50% d’enracinement. Les boutures de Figure 4 : Schéma du bouturage de Phyllanthus deplanchei (A. Tardivel) tronçon atteignent respectivement 24% pour la catégorie « tronçon 1 » et 22% pour « tronçon 2 ». C’est le 17 août qu’a eu lieu le comptage du second essai portant sur la comparaison des hormones. Le pourcentage global d’enracinement est de 53%. Le meilleur résultat de 66% d’enracinement est obtenu avec les modalités AIB 1% et AIB 2%. Le plus bas pourcentage d’enracinement est de 30,5%, obtenu avec l’hormone AIA 1% et la modalité témoin. 34 Photo 33 : Boutures racinées de Phyllanthus deplanchei avec l'hormone AIB 1% Photo 34 : Evolution des boutures de Phyllanthus deplanchei, d'octobre à décembre 35 Pittosporum cherrieri 1. Bibliographie sur la multiplication de Pittosporum cherrieri D’une manière générale, les espèces du genre Pittosporum sont généralement multipliées par semis (Wrigley J. et Fagg M, 2007). Certaines espèces peuvent aussi être multipliées par bouturage, c’est par exemple le cas de Pittosporum undulatum en Australie (ANPS, 2010d) et par boutures pour Pittosporum tobira panaché par exemple (Conover, 1963, Stamps, 2002). Les modalités qui fonctionnent bien sont, pour Pittosporum tobira, des boutures semi-ligneuses traitées avec une hormone de bouturage AIB d’une concentration comprise entre 1000 et 3000 ppm (Stamps, 2002). Un critère important est à prendre en compte lors de la collecte du matériel, il s’agit de la diécie de l’espèce. En effet, alors que les pieds femelles vont passer deux années à faire des fruits, les pieds mâles ne vont faire que fleurir. Pour Pittosporum cherrieri, la floraison s’étend de juin à août (Tirel et Veillon, 2002), c’est donc la période idéale pour sélectionner un clone. 2. Modalités testées Les boutures ont été collectées le 15 avril à Gadji, en bord de mer. Au total, deux essais regroupent 126 boutures, et les modalités testées sont d’une part le caractère de la bouture, s’il s’agit d’un stade juvénile ou d’un stade adulte, et d’autre part l’effet de l’hormone utilisée, à savoir le gel de bouturage Clonex® ou l’hormone en poudre AIB 1%. Une autre collecte a eu lieu le 9 juin au Ouen Toro, sur deux individus fleuris. Deux modalités ont été testées, l’hormone en poudre AIB 4% ou le gel de bouturage Clonex®, pour un total de 144 boutures 3. Résultats et discussion L’essai concernant le stade de la bouture a pris fin le 11 août, soit 118 jours après le début de l’essai. Seulement 5 boutures étaient enracinées, soit 7% d’enracinement global. Quatre boutures appartenaient stade juvénile, et une seulement au stade adulte. L’essai datant du 15 avril concernant l’hormone utilisée n’a pas de résultats, les boutures ont péries. En revanche, l’essai du 9 juin a conduit à 20% d’enracinement global, au bout de 72 jours. Photo 35 : Boutures de Pittosporum cherrieri quatre mois après le En raison d’un problème technique, il a été premier rempotage impossible de calculer les pourcentages d’enracinement respectif pour AIB 4% et Clonex®. 36 Pittosporum pancheri 1. Bibliographie sur la multiplication de Pittosporum pancheri Cf 1. de Pittosporum cherrieri. La floraison de Pittosporum pancheri s’étend elle de juillet à septembre (Tirel et Veillon, 2002). 2. Modalités testées Des boutures ont été collectées le 6 mai à Koumourou. Toutes les boutures, au total de 126, ont été mises en substrat avec le gel de bouturage Clonex®. 3. Résultats et discussion Il n’y a pas de résultats disponibles pour cet essai sur Pittosporum pancheri, en effet toutes les boutures ont péries. Cet échec peut s’expliquer de différentes façons : - La qualité du matériel collecté ; - L’époque de l’année ; - L’effet clonal Un nouvel essai sur un autre individu, ou une population, permettrait de connaître un peu mieux la réponse de Pittosporum pancheri au bouturage. 37 Premna serratifolia 1. Bibliographie sur la multiplication de Premna serratifolia Premna serratifolia (ex. Premna obtusifolia) est multiplié par bouturage. Un essai a eu lieu en Micronésie sur des boutures tendres de rameaux, ayant chacune plusieurs bourgeons. Mesurant 15 centimètres, les boutures ont été préparées : toutes les feuilles ont été retirées, à l’exception des feuilles terminales. Sans hormone de bouturage, les premières racines sont apparues au bout de quatre semaines (Liyagel, 2005). Aux Maldives, les boutures utilisées pour Premna serratifolia mesurent de 1 à 1,50 mètres de longueur, pour 6 à 10 centimètres de diamètre (Selvam, 2007). Des essais, débutés en avril 2004, ont eu lieux sur la germination de plusieurs espèces, dont Premna serratifolia, à l’Université de la Nouvelle-Calédonie (Gorce, 2004). 2. Modalités testées Le 13 avril, les boutures de Premna serratifolia ont été collectées aux Archives Territoriales. Sur les 126 boutures en présence, il y avait des boutures de tête et des boutures de tronçon, ce qui constitue un premier essai, où le Clonex® a été appliqué sur toutes les boutures. Pour le second essai, les modalités testées ont été le gel de bouturage Clonex ®, et les hormones en poudre AIB 0,5%, AIB 1% et ANA 0,1%. 3. Résultats et discussion Le 31 mai, soit 38 jours après, le comptage a été fait. Sur l’essai comparant les boutures de tête et les boutures de tronçons, le pourcentage global d’enracinement est de 6,9%, la meilleure modalité étant les boutures de tête avec 5,5%. Ce résultat est faible, mais le taux de développement de cal est très important, plus de 40%. Les boutures encore en vie mais non racinées sont présentes à 40%. Le deuxième essai a eu légèrement plus de succès, puisque la meilleure modalité, AIB 0,5%, donne 44% d’enracinement. On obtient 33% avec l’AIB 1%, 22% avec l’ANA 0,1% et seulement 3,7% avec le Clonex®. Le gel de bouturage ne semble donc pas adapté à la multiplication de Premna serratifolia. La croissance des Premna serratifolia pose problème : la dominance apicale a été perdue, sans doute car ce sont des boutures de rameaux latéraux qui ont été utilisées. La plagiotropie peut disparaitre au bout de quelques années, le méristème évoluant d’un fonctionnement à un autre (Hallé et al., 1978, cité par Lauri, 2000) mais elle semble généralement être stable après bouturage (Schaffalitzky De Muckadell, 1959, cité par Lauri, 2000). L’emploi de boutures de l’ordre d’un mètre, comme conseillé par Selvam, pourrait annuler cette complication. Photo 36 : Evolution des boutures de Premna serratifolia, d'octobre à décembre 38 Pseuderanthemum variabile 1. Bibliographie sur la multiplication de Pseuderanthemum variabile Pseuderanthemum variabile est multiplié en Australie de deux manières : ou bien par bouturage, ou alors par division des rhizomes rampants (Wrigley et Fagg, 2007). En ce qui concerne d’autres espèces, il y a par exemple Pseuderanthemum carruthersii, Pseuderanthemum alatum qui sont multipliés par bouturage (Whistler, 2000 ; Cal's Plant of the Week, 2010). Pour Pseuderanthemum reticulatum, il est conseillé de prendre des boutures de tête juste avant la saison chaude (Plant Care, 2010). 2. Modalités testées Lors de la collecte de plusieurs espèces à Koumourou, le 6 mai, plusieurs pieds de Pseuderanthemum variabile ont été trouvés, et collectés. Seulement 36 boutures ont été prélevées, elles ont toutes été traitées au gel de bouturage Clonex®. 3. Résultats et discussion Le 26 mai, soit 20 jours après la collecte, le comptage a eu lieu, et a montré un enracinement à 100%. Seulement deux boutures sur les 36 étaient mortes, certainement dû à un dessèchement, mais elles étaient tout de même racinées. La croissance a été au départ assez rapide, elles sont passées des godets à des pots de petit litrage, jusqu’à être rempoté en pot de 3 litres. Début octobre, certaines boutures ont été choisies et plantées en pleine terre, dans le patio de la station. Photo 37 : Pseuderanthemum variabile, bouture racinée En ce qui concerne les plantes laissées en pot de gros litrage, leur croissance a été très rapide. Ce ne sont à priori pas des plantes adaptées pour rester en pot, car leur port ne convient pas, trop touffues, elles ont tendance à tomber sur le côté. Toutefois, ces pots sont actuellement installés sous ombrière. Un déplacement dans un endroit plus ensoleillé pourrait modifier les observations. La floraison est très importante, ce qui a conduit à une fructification, et de nombreuses petites plantules poussent dans les pots de Pseuderanthemum variabile et les pots voisins, ce qui laisse envisager un comportement d’adventice à cette espèce. 39 Photo 38 : Pseuderanthemum variabile, croissance en pot Photo 39 : Pseuderanthemum variabile, apparition de plantules En ce qui concerne les plantes installées en pleine terre dans le patio : le développement de ces plantes est plus limité que celles laissées sous ombrière. Ceci peut s’expliquer de différentes manières. Les conditions sont moins favorables, l’arrosage n’est pas régulier, elles sont exposées au vent et au soleil de manière plus intense, et d’autre part, le substrat n’est possiblement pas bien adapté. En effet, il s’agit d’une terre végétale avec une épaisse couche de paillage. Le système racinaire était au départ situé dans l’épaisseur du paillage. En revanche, la floraison a aussi été observée. Il est nécessaire de suivre l’évolution, d’ici quelques semaines il est possible que des plantules fassent leur apparition, ou bien que des rejets poussent sur les rhizomes. 40 Photo 40 : Evolution de Pseuderanthemum variabile dans le patio, d'octobre à décembre En ce qui concerne les maladies et parasites, à ce jour aucun problème sanitaire n’a été observé sur cette espèce. 41 Psydrax odorata 1. Bibliographie sur la multiplication de Psydrax odorata A Hawaii, Psydrax odorata est multiplié par germination, puisque les graines sont produites en grande quantité (Elevitch et Wilkinson, 2003). Différentes études ont montré que les graines de Psydrax odorata sont sujettes aux attaques d’insectes (notamment Orneodes objurgatella) et que moins de 10% des graines sont viables. En revanche, les taux de germination sont bons avec une sélection de graines viables, il est conseillé de tremper les graines 24h à 48h selon les auteurs, et de trier et jeter les graines qui flottent. Selon les études et la sélection et le traitement des graines (par ex. un trempage d’une demi-heure dans une solution d’eau de javel), les pourcentages de germination varient de 5% à 50% (Obata, 1967, Criley, 1998, Yoshinaga, 1998, Criley, 1999, cités par HNPPD, 2010b). En ce qui concerne les études sur le bouturage, des essais ont d’ores et déjà eu lieux. Ginoza et Rauch ont testés plusieurs concentrations d’AIB et ANA, les boutures étant dans un substrat de vermiculite, sous un système d’arrosage de mist de 6 secondes toutes les deux minutes. Le meilleur pourcentage obtenu a été de 7%, sans qu’il n’y ait de différence significative entre les modalités (Ginoza, 1997). Un autre essai a conduit à 10% d’enracinement en 10 à 12 semaines, avec l’hormone de bouturage AIB 4000ppm, un arrosage de 6 à 8 secondes toutes les 5 ou 6 minutes, et un ombrage de 30% (NTBG 1992, Bornhorts, 1996, Criley, 1998, 1999, cités par HNPPD, 2010b, Ginoza, 1997). En Australie, les rameaux en croissance sont recommandées pour les boutures, mais le pourcentage d’enracinement n’est pas très élevé (ANPS, 2010c). 2. Modalités testées Psydrax odorata a été collecté le 13 avril sur plusieurs individus situés derrière les Archives Territoriales à Nouville. Ils avaient été observés en période de floraison en février. La collecte s’est fait sur les individus présentant le port étagé le plus caractéristique. Un essai regroupant un total de 252 boutures a été mis en place, permettant de comparer l’effet de plusieurs hormones de bouturage : en plus d’un témoin, il y avait le gel de bouturage Clonex®, ainsi que les hormones en poudre AIB 0,5%, AIB 1%, AIB 2%, AIA 0,5% et ANA 0,1%. 3. Résultats et discussion Malheureusement, il n’y a pas de résultats pour cet essai sur Psydrax odorata, en effet toutes les boutures ont péries. Cet échec peut s’expliquer de différentes façons : - La qualité du matériel collecté ; - L’époque de l’année : un nouvel essai réalisé en période chaude permettrait d’avoir une idée plus précise sur ce paramètre. En attendant un éventuel nouvel essai de bouturage, il est recommandé de multiplié Psydrax odorata par germination, puisque d’après la bibliographie ainsi que des communications personnelles (P. Gailhbaud), le semis est relativement efficace. 42 Rhyssopteris timoriensis var. timoriensis 1. Bibliographie sur la multiplication de Rhyssopteris timoriensis Rhyssopteris est une liane peu cultivée dans le monde. On ne trouve aucune information dans les ouvrages tels que Botanica (Collectif, 2006) ou Hortica (Graf, 1992). En revanche, d’autres espèces de la famille des Malpighiaceae sont reconnues pour leur intérêt ornemental, notamment en raison des fleurs (The Wild Classroom, 2010). C’est par exemple le cas de Tristellateia australasiae, espèce indigène ou exotique à la Nouvelle-Calédonie selon les sources, liane facilement multipliée par bouture ou semis (JohnetJacq’s Garden, 2009). 2. Modalités testées Plusieurs individus ont été repérés, notamment à Koumourou. Toutefois, c’est finalement la population présente le long de la route qui mène au fort Téréka à Nouville qui aura été collectée, le 13 avril. En effet, un individu particulièrement beau avait été repéré. La collecte s’est finalement réalisée sur plusieurs individus, de l’ordre de quatre ou cinq. Quatre-vingt-dix boutures ont été collectées. Trois modalités ont été essayées : un tiers de bouture a été traité au gel de bouturage Clonex®, un tiers avec de l’hormone de bouturage AIB 1% et le dernier tiers avec l’hormone AIB 0,5%. 3. Résultats et discussion Le comptage des boutures racinées s’est fait le 7 mai, soit seulement 24 jours après la collecte. Les pourcentages d’enracinement obtenus sont les suivant : 72% avec le Clonex®, 48% avec l’AIB1% et 30% avec l’AIB 0,5%. Les boutures se sont vite développées. En ce qui concerne celles restées sous ombrière, elles ont été tuteurées et la floraison a débuté mi-décembre. Certains individus ont, eux, été plantés en pleine terre début octobre, ils se développent sur un grillage. Dans les deux cas, aucun problème sanitaire n’a été identifié. Photo 41 : Evolution des boutures de Rhyssopteris timoriensis var. timoriensis, sous ombrière, d'octobre à décembre 43 Vitex trifolia var. trifolia 1. Bibliographie sur la multiplication de Vitex trifolia var. trifolia Vitex trifolia var trifolia est multiplié par bouturage en Australie (Wrigley et Fagg, 2007). Il est recommandé de collecter des boutures de tête avec au moins deux nœuds, quand les plantes ne sont ni en fleurs ni en fruits. Le substrat recommandé est un mélange de perlite et de fibre de coco, afin de former un mélange bien drainant, et placé les boutures sous un arrosage brumisant. Il est aussi possible de multiplier cette espèce par semis. Dans ce cas, il faut utiliser des graines fraiches et les installer dans un mélange de sable et de fibre de coco (De Kok, 2010b). 2. Modalités testées Lors de la sortie de terrain à Koumourou, le 6 mai, un individu particulièrement joli a été repéré. Il se situe juste en bord de mer. Les boutures ont donc été prélevées sur un seul et même individu. Au nombre de 63, toutes les boutures ont été traitées avec le gel de bouturage Clonex®. 3. Résultats et discussion Des racines ayant été observées, un premier comptage a eu lieu le 2 juin, soit seulement 27 jours après le début de l’essai. Le nombre de boutures racinées s’élevait alors à 21, soit 33% d’enracinement. Sur 56% des boutures, des cals ont été observés. Les boutures avec des cals et les boutures non racinées ont été remises en substrat. Un nouveau comptage s’est déroulé le 17 juin, et sur les 42 boutures encore présentes, 19 étaient racinées. Enfin, un dernier comptage a eu lieu le 7 juillet, et de nouveau 15 boutures avaient raciné. Au total, dans un laps de temps de 62 jours, le pourcentage d’enracinement atteint 87% avec 55 boutures racinées sur les 63. La croissance de Vitex trifolia var. trifolia est très rapide. Seulement huit mois après la collecte des boutures, les plantes atteignent pour la plupart 1m50. En revanche cette croissance rapide pose le problème de la fragilité des tiges. En effet, le diamètre du tronc est encore réduit, ce qui fait que les plantes ont tendances à pencher. Elles ont été tuteurées dans les pots de 4L. Photo 42 : Evolution des boutures de Vitex trifolia var. trifolia sous ombrière, de juin à décembre 44 Début octobre, deux plantes ont été installées dans le patio et le jardin de la station de l’IAC. Cette plantation va permettre de suivre l’évolution en pleine terre d’un individu isolé. Photo 43 : Evolution des boutures de Vitex trifolia var. trifolia en pleine terre, d'octobre à décembre D’autre part, une dizaine de pieds ont été confiés au CFPPA au début du mois de décembre, ils ont réalisé une haie avec les Vitex trifolia var. trifolia en alternance avec les Phyllanthus deplanchei. C’est un moyen d’étudier leur comportement en utilisation en haie. Suivi sanitaire : Lors du développement des Vitex sous ombrière, des excroissances ont été observées. La détermination des parasites est en cours, il semble qu’il s’agisse d’acariens. Certaines espèces de cigales, des chrysomèles (dont Chalcolampra octodecimguttata) et certaines chenilles sont connues pour être des prédateurs de Vitex trifolia (Idao, 2010). Photo 44 : Vitex trifolia var. trifolia, présence d'excroissance 45 Conclusion La Nouvelle-Calédonie possède de nombreuses richesses, et la forêt sèche recèle beaucoup espèces au fort potentiel ornemental. Une étude portant sur 15 espèces est présentée dans ce rapport. Chaque espèce a tout d’abord été caractérisée notamment via une étude bibliographique sur l’espèce elle-même, les espèces voisines ainsi que le genre. Différentes sorties sur le terrain ont aussi permis d’évaluer le comportement de chaque espèce et les possibilités d’utilisation en horticulture. La multiplication végétative des quinze espèces a suivi l’étude bibliographique. Pour certaines espèces, des essais en bloc aléatoires ont été mis en place, lorsque le matériel végétal se trouvait en quantité suffisante. Pour les autres, le nombre insuffisant de boutures n’a pas permis de réaliser d’essai, mais seulement le test d’une ou deux modalités, sans qu’une analyse statistique puisse être envisagée. Cette étude permet de caractériser ces quinze espèces, et les classer selon le potentiel ornemental de chacune d’entre elle. Ainsi, les espèces Cleidion verticillatum, Pavetta opulina, Phyllanthus conjugatus var. maaensis, Phyllanthus deplanchei, Pseuderanthemum variabile, Rhyssopteris timoriensis et Vitex trifolia var. trifolia répondent très bien au bouturage, avec des pourcentages d’enracinement supérieurs à 70% en moins de 70 jours. Pour certaines autres espèces, à savoir Cerbera manghas, Ochrosia inventorum, Pittosporum cherrieri et Premna serratifolia, le bouturage semble être possible, mais ou bien le temps d’enracinement est plus long (par exemple 90 jours pour Cerbera manghas), ou bien le pourcentage reste faible (par exemple 44% pour Premna serratifolia). Pour ces espèces, de nouveaux essais devraient être réalisés afin d’optimiser la méthode. Enfin, pour d’autres espèces, la multiplication par bouturage s’est soldée par un échec. Les études bibliographiques ainsi que les observations personnelles tendent à se diriger vers la multiplication par germination. C’est le cas d’Eustrephus latifolius, Melodinus scandens, Pittosporum pancheri et Psydrax odorata. 46 Tableau 4 : Tableau bilan Espèce Date de collecte Lieu de collecte Nombre de bouture Date de fin Pourcentage global d’enracinement Méthode optimale Modalité Cerbera manghas var. manghas Cleidion verticillatum Eustrephus latifolius Melodinus scandens 48 86% 0% 0% 0% 64 34% 70 42 94% 90,5% Koumourou 18 3 août 55% 24 juin 24 juin 13 avril 24 juillet Tina Tina Fort Téréka Route de la Baie de Toro IAC St Louis 189 126 81 54 11 août 2 août 1er juillet 20 septembre 74% 2,4% 0% 0% 62 11 août 28% Fort Téréka Route de la Baie de Toro Savannah Gadji Ouen Toro Koumourou Archives territoriales Koumourou 54 21 22 juin 1er septembre 72% 90,5% Trempage et Clonex® AIB 1% Clonex® 414 126 144 126 126 16 août 11 août 20 août 26 novembre 31 mai 42,5% 7% 20% 0% 12% AIB 1% et AIB 2% Juvénile, Clonex® Clonex® et AIB 4% x AIB 0,5% 27 118 72 38 66% 5,5% 20% 0% 44% 36 26 mai 100% Clonex® 20 100% 252 11 octobre 0% x 90 63 7 mai 7 juillet 50% 87% Clonex® Clonex® 8 juin Pavetta opulina Phyllanthus conjugatus var. maaensis Phyllanthus deplanchei Pittosporum cherrieri 13 avril 21 juillet Pittosporum pancheri Premna serratifolia Pourcentage 6 mai Ochrosia inventorum 20 juillet 15 avril 9 juin 6 mai 13 avril Pseuderanthemum variabile Psydrax odorata 6 mai 13 avril Rhyssopteris timoriensis Vitex trifolia var. trifolia 13 avril 6 mai Archives territoriales Fort Téréka Koumourou Trempage et Clonex® Clonex® x x x NB de jours 90 55% 0% 24 62 70% 87% 47 Bibliographie Allorge L. 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Différentes forêts sèches ont été prospectées. Des collectes ont ainsi été faites sur Nouméa, comme par exemple dans la forêt de Tina, zone mise en défens, mais aussi au Ouen Toro, à Nouville, à Koumourou. En dehors de Nouméa, d’autres collectes ont eu lieu, à Païta, notamment à Savannah et Gadji. Au total, le nombre de boutures réalisées en 2010 atteint presque 2000. Certaines espèces ont permis de réaliser des essais complets, car le matériel végétal était en quantité et qualité suffisantes. C’est par exemple le cas de Phyllanthus deplanchei, avec 414 boutures. Pour d’autres espèces, il s’est plutôt agi d’un test de bouturage avec seulement quelques boutures disponibles. C’est le cas de Cerbera manghas var. manghas, puisque seulement 18 boutures ont été collectées pour cette espèce. Les temps d’enracinement varient selon les espèces : ainsi il a fallu seulement 20 jours pour obtenir 100% d’enracinement pour Pseuderanthemum variabile, alors qu’il a fallu attendre 62 jours pour obtenir 87% d’enracinement chez Vitex trifolia var. trifolia. En conclusion, les espèces les plus intéressantes à bouturer, notamment en raison du pourcentage d’enracinement obtenu, sont Cleidion verticillatum (86%), Pavetta opulina (97%), Phyllanthus conjugatus var. maaensis (90,5%), Phyllanthus deplanchei (66%), Pseuderanthemum variabile (100%), Rhyssopteris timoriensis (70%) et Vitex trifolia var. trifolia (87%). En revanche, certaines espèces nécessitent d’avantages d’essais de multiplication végétative, c’est le cas de Cerbera manghas (55%), Ochrosia inventorum (34%), Pittosporum cherrieri (20%) et Premna serratifolia (44%). Enfin, quelques espèces n’ont pas répondu à la méthode du bouturage, il est nécessaire de poursuivre des essais avec d’autres méthodes de multiplication, notamment la germination. Il s’agit d’Eustrephus latifolius, Melodinus scandens, Pittosporum pancheri et Psydrax odorata. Suite à ce travail de multiplication, la phase suivante de mise en milieu a débuté pour certaines des espèces étudiées. Les espèces Phyllanthus deplanchei, Vitex trifolia. var trifolia, Premna serratifolia et Pseuderanthemum variabile ont été mises en milieu au sein d’aménagements paysagers de la station IAC de Saint-Louis. Certaines plantes ont été utilisées en massif, d’autres pour former une haie, ou bien encore en individu isolé. Ces essais vont permettre de suivre dans le temps la croissance des individus, et d’étudier le comportement de chaque espèce (floraison, fructification, maladies, …). L’objectif final sera de la rédaction de nouvelles fiches techniques retraçant les itinéraires techniques de multiplication et de culture pour chaque espèce.
