ÉCOLE NATIONALE VÉTÉRINAIRE D’ALFORT Année 2014 LE VIRUS SCHMALLENBERG : APPARITION ET DÉVELOPPEMENT ÉPIDÉMIOLOGIQUE EN EUROPE ET ANALYSE DES SUSPICIONS CLINIQUES RÉALISÉES PAR LES VÉTÉRINAIRES PRATICIENS FRANÇAIS EN 2012 THÈSE Pour le DOCTORAT VÉTÉRINAIRE Présentée et soutenue publiquement devant LA FACULTÉ DE MÉDECINE DE CRÉTEIL Le 18 décembre 2014 par Fabienne, Sandrine MAÏTIA Née le 8 avril 1988 à BAYONNE (Pyrénées-Atlantiques) JURY Président : Pr. Professeur à la Faculté de Médecine de CRÉTEIL Membres Directeur : Pr. DUFOUR Barbara Professeur à l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort Assesseur : Pr. MILLEMANN Yves Professeur à l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort Invitée : Dr ZANELLA Gina Chargée de projet scientifique et technique, Unité EPI, LSAn, ANSES de Maisons-Alfort ÉCOLE NATIONALE VÉTÉRINAIRE D’ALFORT Année 2014 LE VIRUS SCHMALLENBERG : APPARITION ET DÉVELOPPEMENT ÉPIDÉMIOLOGIQUE EN EUROPE ET ANALYSE DES SUSPICIONS CLINIQUES RÉALISÉES PAR LES VÉTÉRINAIRES PRATICIENS FRANÇAIS EN 2012 THÈSE Pour le DOCTORAT VÉTÉRINAIRE Présentée et soutenue publiquement devant LA FACULTÉ DE MÉDECINE DE CRÉTEIL Le 18 décembre 2014 par Fabienne, Sandrine MAÏTIA Née le 8 avril 1988 à BAYONNE (Pyrénées-Atlantiques) JURY Président : Pr. Professeur à la Faculté de Médecine de CRÉTEIL Membres Directeur : Pr. DUFOUR Barbara Professeur à l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort Assesseur : Pr. MILLEMANN Yves Professeur à l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort Invitée : Dr ZANELLA Gina Chargée de projet scientifique et technique, Unité EPI, LSAn, ANSES de Maisons-Alfort LISTE DES MEMBRES DU CORPS ENSEIGNANT Directeur : M. le Professeur GOGNY Marc Directeurs honoraires : MM. les Professeurs : COTARD Jean-Pierre, MIALOT Jean-Paul, MORAILLON Robert, PARODI André-Laurent, PILET Charles, TOMA Bernard. Professeurs honoraires : Mme et MM. : BENET Jean-Jacques, BRUGERE Henri, BRUGERE-PICOUX Jeanne, BUSSIERAS Jean, CERF Olivier, CHERMETTE René, CLERC Bernard,CRESPEAU François, DEPUTTE Bertrand, MOUTHON Gilbert, MILHAUD Guy, POUCHELON Jean-Louis, ROZIER Jacques. DEPARTEMENT D’ELEVAGE ET DE PATHOLOGIE DES EQUIDES ET DES CARNIVORES (DEPEC) Chef du département par intérim : M. GRANDJEAN Dominique, Professeur - Adjoint : M. BLOT Stéphane, Professeur UNITE DE CARDIOLOGIE - Mme CHETBOUL Valérie, Professeur * - Mme GKOUNI Vassiliki, Praticien hospitalier - Mme SECHI-TREHIOU Emilie, Praticien hospitalier UNITE D’IMAGERIE MEDICALE - Mme PEY Pascaline, Maître de conférences contractuel - Mme STAMBOULI Fouzia, Praticien hospitalier UNITE DE MEDECINE DE L’ELEVAGE ET DU SPORT - Mme CLERO Delphine, Maître de conférences contractuel - M. FONTBONNE Alain, Maître de conférences - M. GRANDJEAN Dominique, Professeur * - Mme MAENHOUDT Cindy, Praticien hospitalier - M. NUDELMANN Nicolas, Maître de conférences - Mme YAGUIYAN-COLLIARD Laurence, Maître de conférences contractuel UNITE DE CLINIQUE EQUINE - M. AUDIGIE Fabrice, Professeur - Mme BERTONI Lélia, Maître de conférences contractuel - Mme BOURZAC Céline, Maître de conférences contractuel - M. DENOIX Jean-Marie, Professeur - Mme GIRAUDET Aude, Praticien hospitalier * - Mme MESPOULHES-RIVIERE Céline, Praticien hospitalier - Mme TRACHSEL Dagmar, Maître de conférences contractuel DISCIPLINE : NUTRITION-ALIMENTATION - M. PARAGON Bernard, Professeur UNITE DE MEDECINE - M. AGUILAR Pablo, Praticien hospitalier - Mme BENCHEKROUN Ghita, Maître de conférences - M. BLOT Stéphane, Professeur* - M. CAMPOS Miguel, Maître de conférences associé - Mme FREICHE-LEGROS Valérie, Praticien hospitalier - Mme MAUREY-GUENEC Christelle, Maître de conférences DISCIPLINE : OPHTALMOLOGIE - Mme CHAHORY Sabine, Maître de conférences UNITE DE PATHOLOGIE CHIRURGICALE - M. FAYOLLE Pascal, Professeur - M. MAILHAC Jean-Marie, Maître de conférences - M. MANASSERO Mathieu, Maître de conférences - M. MOISSONNIER Pierre, Professeur* - Mme RAVARY-PLUMIOEN Bérangère, Maître de conférences (rattachée au DPASP) - Mme VIATEAU-DUVAL Véronique, Professeur - M. ZILBERSTEIN Luca, Maître de conférences UNITE DE PARASITOLOGIE ET MALADIES PARASITAIRES - M. BLAGA Radu Gheorghe, Maître de conférences (rattaché au DPASP) - Mme COCHET-FAIVRE Noëlle, Praticien hospitalier - M. GUILLOT Jacques, Professeur * - Mme MARIGNAC Geneviève, Maître de conférences - M. POLACK Bruno, Maître de conférences - Mme RISCO CASTILLO Véronica, Maître de conférences (rattachée au DSBP) DISCIPLINE : URGENCE SOINS INTENSIFS - Mme STEBLAJ Barbara, Praticien Hospitalier DISCIPLINE : NOUVEAUX ANIMAUX DE COMPAGNIE - M. PIGNON Charly, Praticien hospitalier DEPARTEMENT DES PRODUCTIONS ANIMALES ET DE LA SANTE PUBLIQUE (DPASP) Chef du département : M. MILLEMANN Yves, Professeur - Adjoint : Mme DUFOUR Barbara, Professeur UNITE D’HYGIENE QUALITE ET SECURITE DES ALIMENTS - M. AUGUSTIN Jean-Christophe, Professeur - M. BOLNOT François, Maître de conférences * - M. CARLIER Vincent, Professeur UNITE DE REPRODUCTION ANIMALE - Mme CONSTANT Fabienne, Maître de conférences* - M. DESBOIS Christophe, Maître de conférences (rattaché au DEPEC) - Mme MASSE-MOREL Gaëlle, Maître de conférences contractuel - M. MAUFFRE Vincent, Assistant d’enseignement et de recherche contractuel - Mme EL BAY Sarah, Praticien hospitalier UNITE DES MALADIES CONTAGIEUSES - Mme DUFOUR Barbara, Professeur* - Mme HADDAD/HOANG-XUAN Nadia, Professeur - Mme PRAUD Anne, Maître de conférences - Mme RIVIERE Julie, Maître de conférences contractuel UNITE DE PATHOLOGIE DES ANIMAUX DE PRODUCTION - M. ADJOU Karim, Maître de conférences * - M. BELBIS Guillaume, Assistant d’enseignement et de recherche contractuel - M. MILLEMANN Yves, Professeur - Mme ROUANNE Sophie, Praticien hospitalier UNITE DE ZOOTECHNIE, ECONOMIE RURALE - M. ARNE Pascal, Maître de conférences - M. BOSSE Philippe, Professeur* - M. COURREAU Jean-François, Professeur - Mme DE PAULA-REIS Alline, Maître de conférences contractuel - Mme GRIMARD-BALLIF Bénédicte, Professeur - Mme LEROY-BARASSIN Isabelle, Maître de conférences - M. PONTER Andrew, Professeur - Mme WOLGUST Valérie, Praticien hospitalier DEPARTEMENT DES SCIENCES BIOLOGIQUES ET PHARMACEUTIQUES (DSBP) Chef du département : Mme COMBRISSON Hélène, Professeur - Adjoint : Mme LE PODER Sophie, Maître de conférences UNITE D’ANATOMIE DES ANIMAUX DOMESTIQUES - M. CHATEAU Henry, Maître de conférences* - Mme CREVIER-DENOIX Nathalie, Professeur - M. DEGUEURCE Christophe, Professeur - Mme ROBERT Céline, Maître de conférences UNITE D’HISTOLOGIE, ANATOMIE PATHOLOGIQUE - Mme CORDONNIER-LEFORT Nathalie, Maître de conférences* - M. FONTAINE Jean-Jacques, Professeur - Mme LALOY Eve, Maître de conférences contractuel - M. REYES GOMEZ Edouard, Maître de conférences DISCIPLINE : ANGLAIS - Mme CONAN Muriel, Professeur certifié UNITE DE PATHOLOGIE GENERALE MICROBIOLOGIE, IMMUNOLOGIE - M. BOULOUIS Henri-Jean, Professeur - Mme LE ROUX Delphine, Maître de conférences - Mme QUINTIN-COLONNA Françoise, Professeur* UNITE DE BIOCHIMIE - M. BELLIER Sylvain, Maître de conférences* - Mme LAGRANGE Isabelle, Praticien hospitalier - M. MICHAUX Jean-Michel, Maître de conférences DISCIPLINE : BIOSTATISTIQUES - M. DESQUILBET Loïc, Maître de conférences DISCIPLINE : EDUCATION PHYSIQUE ET SPORTIVE - M. PHILIPS Pascal, Professeur certifié DISCIPLINE : ETHOLOGIE - Mme GILBERT Caroline, Maître de conférences UNITE DE GENETIQUE MEDICALE ET MOLECULAIRE - Mme ABITBOL Marie, Maître de conférences - M. PANTHIER Jean-Jacques, Professeur* UNITE DE PHARMACIE ET TOXICOLOGIE - Mme ENRIQUEZ Brigitte, Professeur - M. PERROT Sébastien, Maître de conférences - M. TISSIER Renaud, Professeur* UNITE DE PHYSIOLOGIE ET THERAPEUTIQUE - Mme COMBRISSON Hélène, Professeur - Mme PILOT-STORCK Fanny, Maître de conférences - M. TIRET Laurent, Professeur * DISCIPLINE : VIROLOGIE - Mme LE PODER Sophie, Maître de conférences * DISCIPLINE : SCIENCES DE GESTION ET DE MANAGEMENT - Mme FOURNEL Christelle, Maître de conférences contractuel * responsable d’unité REMERCIEMENTS Au Professeur, président du jury Professeur de la Faculté de Médecine de Créteil Qui nous a fait l’honneur d’accepter la présidence de notre jury de thèse. Hommage respectueux. A Madame la Professeur DUFOUR Barbara Professeur à l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort Qui nous a fait l’honneur d’accepter la direction de notre thèse. Pour sa disponibilité, son efficacité et son soutien. Sincères remerciements. A Monsieur le Professeur MILLEMANN Yves Professeur à l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort Qui nous a fait l’honneur de participer à notre jury de thèse. Pour sa relecture, ses conseils et son humour. Sincères remerciements. A Madame la Docteur ZANELLA Gina Chargée de projet scientifique et technique, Unité EPI, LSAn, ANSES de Maisons-Alfort Qui nous a fait l’honneur de participer à notre jury de thèse. Pour l’encadrement de cette étude, pour son aide et sa disponibilité. Sincères remerciements. REMERCIEMENTS A Madame la Docteur DOMINGUEZ Morgane Unité UCAS, DL, ANSES de Maisons-Alfort Sincères remerciements. A SAILLEAU Corinne, BREARD Emmanuel, VIAROUGE Cyril et ZIENTARA Stéphan UMR Virologie, LSAn de Maisons-Alfort Sincères remerciements. A mes parents, à Cécile, pour m’avoir permis d’en arriver là. Un grand MERCI. A ma famille, pour vos encouragements. A Olivier, pour ton soutien sans faille, ta patience ainsi qu’à ta famille. A mes amis, d’Alfort ou d’ailleurs, ne changez pas. Aux professeurs et vétérinaires qui ont participé et participent encore à ma formation. TABLE DES MATIERES LISTE DES ABREVIATIONS .......................................................................................................... 7 TABLE DES ILLUSTRATIONS........................................................................................................ 9 INTRODUCTION ........................................................................................................................ 15 PREMIERE PARTIE : RAPPELS SUR LES CONNAISSANCES DU VIRUS SCHMALLENBERG ........ 17 I.ELEMENTS DE VIROLOGIE ET D’EPIDEMIOLOGIE ANALYTIQUE ............................................. 19 1.1. Agent pathogène ....................................................................................................... 19 1.1.1. Classification ................................................................................................... 19 1.1.2. Composition .................................................................................................... 19 1.1.3. Propriétés physico-chimiques ........................................................................ 20 1.1.4. Propriétés antigéniques.................................................................................. 20 1.2. Vecteur ...................................................................................................................... 21 1.3. Espèces cibles ............................................................................................................ 21 1.4. Transmission .............................................................................................................. 22 II.ASPECTS CLINIQUES ET PATHOGENIE ................................................................................... 22 2.1. Symptômes ................................................................................................................ 22 2.1.1. Forme aiguë .................................................................................................... 22 2.1.1.1. Chez les bovins................................................................................................ 22 2.1.1.2. Chez les petits ruminants ............................................................................... 23 2.1.2. Forme congénitale ......................................................................................... 23 2.2. Lésions ....................................................................................................................... 24 2.3. Pathogénie ................................................................................................................. 25 2.4. Réponse immunitaire ................................................................................................ 26 III.DIAGNOSTIC ......................................................................................................................... 27 3.1. Diagnostic clinique ..................................................................................................... 27 3.2. Diagnostic différentiel ............................................................................................... 27 3.3. 3.2.1. Chez l’adulte ................................................................................................... 27 3.2.2. Chez le nouveau-né ........................................................................................ 27 Prélèvements ............................................................................................................. 28 1 3.4. Diagnostic de laboratoire .......................................................................................... 29 3.4.1. Diagnostic direct ............................................................................................. 29 3.4.1.1. RT-qPCR .......................................................................................................... 29 3.4.1.2. Isolement viral ................................................................................................ 29 3.4.2. Diagnostic indirect .......................................................................................... 29 3.4.2.1. Séroneutralisation .......................................................................................... 29 3.4.2.2. ELISA ............................................................................................................... 29 3.4.2.3. Immunofluorescence indirecte ...................................................................... 30 3.4.3. Démarche diagnostique.................................................................................. 30 IV.METHODES DE LUTTE........................................................................................................... 31 4.1. Vaccination ................................................................................................................ 31 4.2. Lutte contre les vecteurs ........................................................................................... 32 4.3. Lutte sanitaire ............................................................................................................ 32 DEUXIEME PARTIE : ETUDE DE L’EPIZOOTIE SURVENUE EN 2011 DANS LE NORD DE L’EUROPE ET BILANS DES TROIS SAISONS .............................................................................. 33 I.DEBUT DE L’EPIZOOTIE SURVENUE EN 2011 DANS LE NORD DE L’EUROPE .......................... 35 1.1. Détection des premiers cas en Europe, du mois de novembre 2011 au mois de mars 2012 ................................................................................................................................. 35 1.1.1 Novembre ....................................................................................................... 35 1.1.2. Décembre ....................................................................................................... 35 1.1.2.1. Pays-Bas .......................................................................................................... 35 1.1.2.2. Belgique .......................................................................................................... 36 1.1.3. Janvier ............................................................................................................. 36 1.1.3.1. Pays-Bas .......................................................................................................... 36 1.1.3.2. Allemagne ....................................................................................................... 37 1.1.3.3. Belgique .......................................................................................................... 37 1.1.3.4. Royaume-Uni .................................................................................................. 37 1.1.3.5. France ............................................................................................................. 38 1.1.4. Février ............................................................................................................. 38 1.1.5. Mars ................................................................................................................ 38 1.2. Evolution spatiale et temporelle ............................................................................... 38 1.3. Evolution du SBV durant l’été 2012 ........................................................................... 41 2 1.3.1. Nouveaux pays atteints par le SBV durant l’été 2012 .................................... 41 1.3.1.1. Danemark ....................................................................................................... 41 1.4. 1.3.1.2. Suisse .............................................................................................................. 42 1.3.1.3. Autriche .......................................................................................................... 42 1.3.1.4. Pologne ........................................................................................................... 42 1.3.1.5. Suède .............................................................................................................. 42 1.3.1.6. Finlande .......................................................................................................... 42 1.3.1.7. Irlande ............................................................................................................. 42 1.3.2. Evolution spatiale et temporelle .................................................................... 43 Bilan de la première saison 2011/2012 ..................................................................... 44 1.4.1. En Europe........................................................................................................ 44 1.4.1.1. Incidence cheptel ............................................................................................ 45 1.4.1.2. Séroprévalence ............................................................................................... 47 1.4.1.3. Distribution temporelle du nombre de foyers de SBV ................................... 48 1.4.1.4. Distribution géographique des foyers de SBV confirmés de septembre 2011 à octobre 2012 ......................................................................................................... 51 1.4.1.5. Impacts du SBV ............................................................................................... 52 Bilan ........................................................................................................................ 53 1.4.2. En France ....................................................................................................... 53 1.4.2.1. Objectifs et modalités de surveillance du SBV congénital entre janvier et août 2012 ........................................................................................................................ 53 1.4.2.2. Incidence cheptel ............................................................................................ 54 1.4.2.3. Taux d’incidence cheptel ................................................................................ 55 1.4.2.4. Séroprévalence intra-troupeau ...................................................................... 57 1.4.2.5. Evolution dans le temps ................................................................................. 59 1.4.2.6. Evolution spatio-temporelle ........................................................................... 62 1.4.2.7. Répartition géographique............................................................................... 63 1.4.2.8. Impacts du SBV ............................................................................................... 65 1.4.2.9. Conclusion....................................................................................................... 65 II.Bilan de la saison 2012/2013 ................................................................................................ 66 2.1. En Europe................................................................................................................... 66 2.1.1. Nouveaux pays atteints .................................................................................. 66 2.1.2. Incidence cheptel ............................................................................................ 67 2.1.3. Prévalence ...................................................................................................... 69 2.1.4. Confirmation biologique ................................................................................. 70 2.1.5. Evolution du nombre de foyers de SBV dans le temps .................................. 71 2.1.5.1. Evolution mensuelle ....................................................................................... 71 3 2.1.5.2. Evolution hebdomadaire par pays.................................................................. 73 2.1.6. Distribution géographique des foyers de SBV confirmés de septembre 2011 à avril 2013 ............................................................................................................... 76 2.1.7. 2.2. Conclusion...................................................................................................... 77 En France ................................................................................................................... 78 2.2.1. Objectif et modalités de surveillance du SBV congénital entre septembre 2012 et août 2013 ............................................................................................................. 78 2.2.1.1. Objectif ........................................................................................................... 78 2.2.1.2. Définition des cas............................................................................................ 78 2.2.1.3. Modalités diagnostiques ................................................................................ 78 2.2.2. Incidence cheptel ............................................................................................ 79 2.2.3. Séroprévalence ............................................................................................... 80 2.2.4. Evolution dans le temps ................................................................................. 80 2.2.5. Evolution spatio-temporelle ........................................................................... 82 2.2.6. Répartition géographique............................................................................... 83 2.2.7. Conclusion....................................................................................................... 86 III.Bilan de la saison 2013/2014 ............................................................................................... 86 3.1. 3.2. Nouveaux pays atteints en Europe ............................................................................ 86 3.1.1. Serbie .............................................................................................................. 86 3.1.2. Roumanie ........................................................................................................ 86 3.1.3. Grèce ............................................................................................................... 86 En France ................................................................................................................... 87 3.2.1. Incidence cheptel ............................................................................................ 87 3.2.2. Evolution dans le temps ................................................................................. 88 3.2.3. Répartition géographique............................................................................... 89 IV.Bilan de trois ans de surveillance et perspectives ............................................................... 90 TROISIEME PARTIE : ETUDE PERSONNELLE............................................................................. 91 I.CONTEXTE ............................................................................................................................... 93 II.OBJECTIFS .............................................................................................................................. 93 III.MATERIEL ET METHODES ..................................................................................................... 93 3.1. Définitions des cas cliniques suspects. ...................................................................... 93 3.2. Analyses de laboratoire ............................................................................................. 94 4 3.4. 3.2.1. Laboratoires réalisant les analyses ................................................................. 94 3.2.2. Les prélèvements réalisés............................................................................... 94 3.2.3. Analyses .......................................................................................................... 95 3.3. Fiche de renseignements ................................................................................ 95 Analyses statistiques.................................................................................................. 96 IV.RESULTATS ........................................................................................................................... 97 4.1. 4.2. Description brute des résultats ................................................................................. 97 4.1.1. Description de l’échantillon ............................................................................ 97 4.1.1.1. Composition de l’échantillon et nombre de cas confirmés............................ 97 4.1.1.2. Répartition géographique des suspicions cliniques ....................................... 98 4.1.2. Les signes cliniques ......................................................................................... 99 4.1.2.1. Score clinique................................................................................................ 100 4.1.2.2. Les signes nerveux ........................................................................................ 101 4.1.3. Résultats de sérologie et PCR chez les mères .............................................. 101 Résultats des analyses bivariées .............................................................................. 102 4.2.1. Lien entre les résultats de la RT-qPCR et le type de prélèvement réalisé chez le suspect clinique................................................................................................... 102 4.2.2. Lien entre les résultats de la RT-qPCR et le stade de gestation auquel est né le suspect clinique ...................................................................................................... 103 4.2.3. Lien entre les résultats de la RT-qPCR et l’espèce du suspect clinique........ 103 4.2.4. clinique Lien entre les résultats de la RT-qPCR et le score clinique du suspect ...................................................................................................................... 104 4.2.5. Lien entre les résultats de la RT-qPCR et la présence de signes nerveux chez l’individu suspect clinique....................................................................................... 106 4.2.6. Régression logistique .................................................................................... 107 V.DISCUSSION ......................................................................................................................... 108 CONCLUSION .......................................................................................................................... 111 ANNEXES…………………………………………………………………………………………………………………………..113 BIBLIOGRAPHIE ...................................................................................................................... 115 5 6 LISTE DES ABRÉVIATIONS AHVA : Animal health and veterinary laboratories agency ANSES : Agence nationale de sécurité sanitaire de l’alimentation, de l’environnement et du travail ARN : Acide ribonucléique BHK : Cellules baby hamster kidney CERVA : Centre d’étude et de recherches vétérinaires et agrochimiques DGAL : Direction générale de l’alimentation EDE : Etablissement départemental de l’élevage EDTA : Ethylene diamine tetra acétique EFSA : European food safety authority ELISA : Enzyme-linked immunisorbent assay FLI : Institute friedrich loeffler GDS : Groupement de défense sanitaire IFN : Interféron IFNAR : Interferon alpha/beta receptor IgM : Immunoglobulines M KC : Cellules larvaires de Culicoides variipennis LNCR : Laboratoire national de contrôle des reproducteurs LSAn : Laboratoire de santé animale Plateforme ESA : Plateforme de surveillance épidémiologique en santé animale RT-qPCR : Real-time reverse transcription polymerase chain reaction SBV : Virus Schmallenberg SNGTV : Société nationale des groupements techniques vétérinaires TMC : Tête – mâchoire – crâne UMR : Unité mixte de recherche VERO : Cellules rénales de singe vert africain 7 8 TABLE DES ILLUSTRATIONS Liste des figures Figure 1 : Structure du virus de Schmallenberg (Wernike et al., 2014a) ................................. 19 Figure 2 : Structure des virus de la famille des Bunyaviridae (Anses, 2014) ........................... 20 Figure 3 : Torticolis, scoliose et arthrogrypose des quatre membres chez un veau atteint de SBV (photo personnelle, novembre 2012, Pyrénées-Atlantiques) ..................................... 23 Figure 4 : Torticolis et arthrogrypose des membres antérieurs chez un veau atteint de SBV (photo personnelle, décembre 2012, Pyrénées-Atlantiques) .......................................... 24 Figure 5 : Brachygnathie inférieure chez un agneau atteint de SBV comportant en outre une arthrogrypose des quatre membres et un torticolis (photo personnelle, novembre 2013, Pyrénées-Atlantiques) .................................................................................................... 24 Figure 6 : Malformations cérébrales de veaux naturellement infectés, in utero, par le SBV (Belgique, janvier – mars 2012) (Bayrou et al., 2014) .............................................................. 25 Figure 7 : Conséquences hypothétiques d’une infection in utero par le SBV au cours de la gestation (en jours) chez les bovins (A) et les petits ruminants (B) (Martinelle et al., 2012) . 26 Figure 8 : Evolution de la distribution des foyers confirmés en Europe, de septembre 2011 à avril 2012 (EFSA, 2012a) ............................................................................................... 39 Figure 9 : Evolution de la distribution des nouveaux foyers confirmés en Europe, de juin à octobre 2012 (ProMED-mail) ................................................................................................... 43 Figure 10 : Distribution du nombre de foyers total, confirmés, par semaine, toutes espèces confondues, en Europe, de septembre 2011 à novembre 2012 (EFSA, 2012b) ........ 48 Figure 11 : Distribution du nombre de foyers ovins confirmés par semaine, en Europe, de septembre 2011 à novembre 2012 (EFSA, 2012b) .................................................................. 49 Figure 12 : Distribution du nombre de foyers bovins confirmés par semaine, en Europe, de septembre 2011 à novembre 2012 (EFSA, 2012b) ............................................................. 50 Figure 13 : Distribution du nombre de foyers caprins confirmés par semaine, en Europe, de septembre 2011 à novembre 2012 (EFSA, 2012b) ............................................................. 51 Figure 14 : Evolution de la distribution des foyers confirmés en Europe, de septembre 2011 à octobre 2012 (EFSA, 2012b) ......................................................................................... 52 Figure 15 : Taux d’incidence cheptel du SBV congénital chez les ovins au 31 mai 2012 (Dominguez et al., 2012) .......................................................................................................... 56 Figure 16 : Taux d’incidence cheptel du SBV congénital chez les bovins au 31 août 2012 (Dominguez et al., 2013) .......................................................................................................... 57 Figure 17 : Taux de prévalence dans les cheptels ovins dans les trois zones de foyers (Gache et al., 2013a) ................................................................................................................ 58 Figure 18 : Taux de prévalence dans les cheptels bovins dans les trois zones de foyers (Gache et al., 2013a) ................................................................................................................ 58 9 Figure 19 : Evolution mensuelle du ratio « nombre de foyers ovins rapporté au nombre estimé d’agnelages » de janvier à mai 2012 (Dominguez et al., 2012) ................................... 59 Figure 20 : Répartition par semaine des naissances des premiers agneaux ayant fait l’objet d’une suspicion clinique de SBV congénital dans les foyers et dans les élevages suspects non confirmés, de janvier à mai 2012 (Dominguez et al., 2012) .............................. 60 Figure 21 : Répartition par semaine des naissances des premiers chevreaux ayant fait l’objet d’une suspicion clinique de SBV congénital dans les foyers et dans les élevages suspects non confirmés, de janvier à mai 2012 (Dominguez et al., 2012) .............................. 60 Figure 22 : Evolution mensuelle du ratio « nombre de foyers bovins rapporté au nombre estimé de vêlages » de janvier à août 2012 (Dominguez et al., 2013) .................................... 61 Figure 23 : Répartition par semaine des naissances des premiers veaux ayant fait l’objet d’une suspicion clinique de SBV congénital dans les foyers et dans les élevages suspects non confirmés, de janvier à août 2012 (Dominguez et al., 2013) ............................................ 62 Figure 24 : Mois de première suspicion clinique confirmée de SBV congénital par département (Dominguez et al., 2012) .................................................................................... 63 Figure 25 : Répartition géographique des foyers de SBV congénital ovins (Anses, 2014) ...... 64 Figure 26 : Répartition géographique des foyers et des élevages caprins ayant fait l’objet d’une suspicion clinique de SBV congénital (Dominguez et al., 2012) .................................... 64 Figure 27 : Répartition géographique des foyers bovins (Anses, 2014) .................................. 65 Figure 28 : Répartition géographique des pays atteints de SBV au 30 avril 2013 (EFSA, 2013) ......................................................................................................................................... 66 Figure 29 : Nombre de cheptels confirmés par PCR sur avorton parmi les cheptels suspects de SBV congénital (EFSA, 2013) ................................................................................. 70 Figure 30 : Nombre de cheptels confirmés par PCR sur adultes parmi les cheptels suspects de SBV aigu (EFSA, 2013) ........................................................................................... 71 Figure 31 : Distribution du nombre de foyers total, confirmés, par semaine, toutes espèces confondues, en Europe, de septembre 2011 à avril 2013 (EFSA, 2013) .................... 73 Figure 32 : Distribution du nombre de foyers ovins, confirmés, par semaine, en Europe, de septembre 2011 à avril 2013 (EFSA, 2013) ......................................................................... 74 Figure 33 : Distribution du nombre de foyers bovins, confirmés, par semaine, en Europe, de septembre 2011 à avril 2013 (EFSA, 2013) ......................................................................... 75 Figure 34 : Distribution du nombre de foyers caprins, confirmés, par semaine, en Europe, de septembre 2011 à janvier 2013 (EFSA, 2013) ..................................................................... 76 Figure 35 : Evolution de la distribution des foyers confirmés en Europe, de septembre 2011 à avril 2013 (EFSA, 2013) ................................................................................................. 77 Figure 36 : Répartition géographique des départements selon la zone de surveillance (Plateforme ESA, 2012b) .......................................................................................................... 79 Figure 37 : Répartition par semaine des naissances des premiers agneaux et chevreaux ayant fait l’objet d’une suspicion clinique de SBV congénital dans les foyers et dans les élevages suspects non confirmés, de septembre 2012 à août 2013 (Gache, 2013b) ............. 81 10 Figure 38 : Répartition par semaine des naissances des premiers veaux ayant fait l’objet d’une suspicion clinique de SBV congénital dans les foyers et dans les élevages suspects non confirmés, de septembre 2012 à août 2013 (Gache, 2013b) ........................................... 81 Figure 39 : Mois de première suspicion clinique confirmée de SBV congénital par département, de septembre à décembre 2012 (Gache, 2013b) ............................................. 82 Figure 40 : Répartition géographique des foyers ovins (Anses, 2014) .................................... 83 Figure 41 : Répartition géographique des foyers caprins (Gache, 2013b) .............................. 84 Figure 42 : Répartition géographique des foyers bovins (Anses, 2014) .................................. 84 Figure 43 : Localisation des exploitations touchées par le SBV congénital successivement lors des deux vagues de circulation virale (Anses, 2014) ......................................................... 85 Figure 44 : Répartition géographique des pays atteints de SBV au 30 septembre 2013 (ProMED-mail) .......................................................................................................................... 87 Figure 45 : Répartition géographique des élevages dans lesquels des formes congénitales de SBV ont été observées entre le 1er septembre 2013 et 15 août 2014 (Plateforme ESA, 2014) ......................................................................................................................................... 89 Figure 46 : Répartition dans l’échantillon total et par espèce, ovine, bovine et caprine, des avortons confirmés par RT-qPCR et des avortons non confirmés par RT-qPCR parmi les avortons ayant fait l’objet d’une suspicion clinique d’infection par le virus de Schmallenberg, du 04/01 au 08/03/12 .................................................................................... 97 Figure 47 : Répartition par département des suspicions cliniques d’infection par le virus de Schmallenberg en France du 04/01 au 08/03/12 ............................................................... 98 Figure 48 : Répartition des signes cliniques rapportés par espèce et dans l’échantillon total .......................................................................................................................................... 99 Figure 49 : Pourcentage par espèce dans l’échantillon total, d’avortons suspects présentant une, deux ou trois malformations parmi les individus atteints de malformations. ....................................................................................................................... 100 Figure 50 : Pourcentage par espèce et dans l’échantillon total, d’avortons présentant exclusivement des membres malformés ou une association de malformation des membres et d’une ou plusieurs autres malformations, parmi les avortons présentant une malformation des membres. .................................................................................................. 101 11 Liste des tableaux Tableau 1 : Principales affections responsables de malformations et de troubles comportementaux chez les ruminants. ................................................................................... 28 Tableau 2 : Choix des méthodes de diagnostic de laboratoire du SBV en routine et modalités d’interprétation des résultats dans le cas de forme aiguë d'infection par le SBV (Anses, 2014) ............................................................................................................................ 30 Tableau 3 : Choix des méthodes de diagnostic de laboratoire du SBV en routine et modalités d’interprétation des résultats dans le cas de forme congénitale d'infection par le SBV (Anses, 2014) ................................................................................................................. 31 Tableau 4 : Nombre de cheptels suspects et confirmés par espèce et par pays (EFSA, 2012b)....................................................................................................................................... 45 Tableau 5 : Nombre d’analyses réalisées par pays, sur avortons ou sur adultes, par RTqPCR ou par sérologie (EFSA, 2012b) ....................................................................................... 46 Tableau 6 : Incidence cheptel du SBV congénital et taux de confirmation des suspicions, en France au 31 août 2012 (Dominguez et al., 2012) .............................................................. 55 Tableau 7 : Nombre de cheptels confirmés par espèce de novembre 2012 à avril 2013 (EFSA, 2013).............................................................................................................................. 67 Tableau 8 : Nombre de cheptels suspects et confirmés par espèce et par pays, dans les sept pays nouvellement infectés (EFSA, 2013) ........................................................................ 67 Tableau 9 : Comparaison du nombre de cheptels confirmés au cours de la première saison et pendant les deux saisons, dans les quinze premiers pays (EFSA, 2013) .................. 68 Tableau 10 : Prévalence cheptel pondérée estimée du SBV par pays, dans les espèces bovine et ovine (EFSA, 2013).................................................................................................... 69 Tableau 11 : Nombre de cheptels confirmés par espèce, par RT-qPCR (sur avortons et sur adultes) ou par sérologie (EFSA, 2013) .................................................................................... 70 Tableau 12 : Nombre de cheptels confirmés par espèce et par mois, de novembre 2012 à avril 2013 (EFSA, 2013). ............................................................................................................ 71 Tableau 13 : Nombre de cheptels ovins confirmés par mois, de novembre 2012 à avril 2013, en fonction du type de prélèvement (EFSA, 2013). ....................................................... 72 Tableau 14 : Nombre de cheptels bovins confirmés par mois, de novembre 2012 à avril 2013, en fonction du type de prélèvement (EFSA, 2013). ....................................................... 72 Tableau 15 : Incidence cheptel du SBV congénital et taux de confirmation des suspicions, en France du 1er septembre 2012 au 31 août 2013 (Gache, 2013b) ....................................... 79 Tableau 16 : Incidence cheptel du SBV congénital et taux de confirmation des suspicions en fonction de la zone de surveillance, en France du 1 er septembre 2012 au 31 août 2013 (Gache, 2013b) ......................................................................................................................... 80 Tableau 17 : Nombre d’analyses réalisées et de résultats positifs par espèce et selon le type d’analyse réalisé (Gache, 2014) ....................................................................................... 88 12 Tableau 18 : Répartition des avortons positifs en RT-qPCR selon le type de prélèvement réalisé ..................................................................................................................................... 102 Tableau 19 : Répartition des avortons positifs en RT-qPCR selon le stade de gestation ...... 103 Tableau 20 : Répartition par espèce des avortons positifs à la RT-qPCR .............................. 103 Tableau 21 : Répartition des avortons positifs en RT-qPCR, toutes espèces confondues, selon le score clinique ............................................................................................................ 104 Tableau 22 : Répartition des avortons OVINS positifs en RT-qPCR selon le score clinique .. 105 Tableau 23 : Répartition des avortons BOVINS positifs en RT-qPCR selon le score clinique 105 Tableau 24 : Répartition des avortons CAPRINS positifs en RT-qPCR selon le score clinique ................................................................................................................................................ 106 Tableau 25 : Répartition des nouveau-nés ovins et bovins positifs en RT-qPCR présentant des signes neurveux ............................................................................................................... 106 Tableau 26 : Variables significatives du modèle de régression logistique ............................ 107 13 14 INTRODUCTION Entre août et novembre 2011, un nouveau virus dénommé Schmallenberg, a été isolé en Allemagne, chez des bovins laitiers atteints d’un syndrome fébrile accompagné d’une baisse de la production laitière, de diarrhée, et parfois d’avortements. En décembre 2011, des malformations congénitales, regroupées sous le terme de syndrome arthrogrypose hydranencéphalie, associées à la détection du virus, ont été signalées chez des agneaux aux Pays-Bas. La diffusion du virus a été rapide à travers l’Europe. L’objectif de cette thèse a été de dresser un état des lieux des connaissances scientifiques sur le virus Schmallenberg, de retracer son développement épidémiologique en France et en Europe depuis son apparition en 2011 et jusqu’en septembre 2014. Avant d’aborder l’épizootie survenue en 2011 en Europe, un rappel des données générales sera établi, puis l’apparition du virus Schmallenberg et sa propagation à travers l’Europe au cours des trois saisons consécutives seront décrites. La dissémination de l’infection virale au sein des populations de ruminants, en termes épidémiologiques, y sera évaluée. Enfin, une étude descriptive réalisée à partir d’éléments cliniques et de laboratoire, issus des suspicions cliniques rapportées par les vétérinaires en France, sera présentée. 15 16 PREMIÈRE PARTIE : RAPPELS SUR LES CONNAISSANCES DU VIRUS SCHMALLENBERG 17 18 I. ÉLÉMENTS DE VIROLOGIE ET D’ÉPIDÉMIOLOGIE ANALYTIQUE 1.1. Agent pathogène Le virus Schmallenberg (SBV), caractérisé de « Shamonda-like », appartient au genre Orthobunyavirus et à la famille des Bunyaviridae. 1.1.1. Classification Les recherches menées sur le SBV par comparaison avec les séquences disponibles d’Orthobunyavirus, ont indiqué des homologies avec des souches virales japonaises du sérogroupe Simbu. Le séquençage des trois segments génomiques du SBV a permis d’établir des identités nucléotidiques de 97 % avec le virus Shamonda, 71 % avec le virus Aino et 69 % avec le virus Akabane, respectivement pour les segments S, M et L (Hoffmann et al., 2012). Ces trois virus sont connus pour leur tératogénicité chez les ruminants. L’origine du SBV reste controversée. L’hypothèse qu’il soit un réassortant du segment M du virus Sathuperi et des segments L et S du virus Shamonda a été suggérée (Yanase et al., 2012). Cependant, d’autres études montrent que le SBV pourrait être considéré comme « Sathuperi-like ». Il ne serait pas un réassortant mais un ancêtre du virus Shamonda (Goller et al., 2012). Ainsi, le virus Shamonda serait un réassortant des segments S et L du SBV et du segment M d’un virus encore non identifié et qui serait à classer également en tant que « Sathuperi-like ». Des données de l’Institut Friedrich Loeffler (FLI) indiquent elles aussi qu’il serait un « Sathuperilike » et non un réassortant (EFSA, 2012a). 1.1.2. Composition Les virus de la famille des Bunyaviridae sont enveloppés et de petite taille. La particule virale mesure entre 100 et 120 nm. La structure du virus de Schmallenberg est illustrée dans la figure 1. Figure 1 : Structure du virus de Schmallenberg (Wernike et al., 2014a) MET : microscopie électronique à transmission Le génome de ces virus est composé d’un acide ribonucléique (ARN) segmenté monocaténaire, de polarité négative. Cet ARN est constitué de 3 segments génomiques, S, M 19 et L, respectivement de 830, 4415 et 6865 nucléotides. Les trois segments d’ARN adoptent une configuration circulaire en association avec la protéine N de la nucléocapside. Le génome des Bunyaviridae code quatre protéines structurales et deux protéines non structurales. Comme représenté dans la figure 2, le segment S code la protéine de nucléoprotéine N et pour les Orthobunyavirus, il code également la protéine NSs non structurale, qui intervient dans la modulation de la réponse antivirale des cellules infectées. Le segment M code un précurseur protéique membranaire, clivé en deux glycoprotéines de surface Gn et Gc. Elles jouent un rôle essentiel dans la maturation des nouvelles particules virales et l’attachement aux cellules sensibles. Le segment M code aussi une protéine non structurale NSm, issue du même précurseur protéique et impliquée dans la morphogénèse virale. Enfin, le segment L code une seule protéine, grande et complexe. Elle constitue l’ARN polymérase virale dépendant de l’ARN (Martinelle et al., 2012) Figure 2 : Structure des virus de la famille des Bunyaviridae (Anses, 2014) 1.1.3. Propriétés physico-chimiques Comme tous les virus enveloppés, les Orthobunyavirus sont peu résistants dans le milieu extérieur, en dehors du vecteur ou d’un hôte. Par extrapolation des informations connues sur les Orthobunyavirus du sérogroupe California, le pouvoir infectieux du SBV serait significativement réduit par chauffage à 50-60°C pendant au moins 30 minutes. Il serait sensible aux désinfectants courants (eau de javel à 1 %, glutaraldéhyde à 2 %, éthanol à 70 % et formaldéhyde) (OIE, 2013a). 1.1.4. Propriétés antigéniques Les glycoprotéines Gc et Gn présentes à la surface de chaque particule virale jouent un rôle essentiel dans la maturation de nouvelles particules virales et l’attachement aux cellules sensibles. Elles ont pour conséquence d’induire la production d’anticorps neutralisants chez l’individu hôte (Martinelle et al., 2012). 20 1.2. Vecteur La plupart des Orthobunyavirus sont transmis par des moustiques et des Culicoïdes. L’hypothèse du rôle des Culicoïdes dans la transmission du SBV a été étayée par différentes études. En effet, le SBV a été identifié chez des moucherons de plusieurs espèces de Culicoïdes, (C. obsoletus, C. dewulfi, C. scoticus et C. chiopterus) piégés au Danemark en octobre 2011 (Rasmussen et al., 2012), en Belgique en septembre et octobre 2011 (De Regge et al., 2012), aux Pays-Bas en septembre 2011 (Elbers et al., 2013), en Pologne entre août et octobre 2012 (Larska et al., 2013). L’identification du virus dans les têtes des insectes suggère la présence du virus dans les glandes salivaires et reflète ainsi une possible transmission active du virus avec amplification biologique par le vecteur (Anses, 2014). Le rôle des moustiques a également été étudié. Ainsi, aux Pays-Bas et en Allemagne, aucune présence du virus n’a été prouvée chez différentes espèces de moustiques (Culex, Anopheles, Aedes et Culiseta spp.) (Scholte et al., 2013 ; Wernike et al., 2014b). Ainsi les moustiques ne joueraient pas de rôle ou auraient seulement un rôle négligeable dans la diffusion du SBV (Wernike et al., 2014b). 1.3. Espèces cibles L’infection par le SBV est principalement décrite chez les ruminants. Les effets tératogènes ont seulement été mis en évidence dans les espèces bovine, ovine et caprine, chez lesquelles le virus a été isolé. La présence de l’ARN viral a également été confirmée chez le bison (Bison bonasus), le cerf (Cervus elaphus), l’élan (Alces alces), l’alpaga (Vicugna pacos) et le buffle (Bubalus bubalis) (EFSA, 2013). Des anticorps sériques ont été retrouvés chez le bison (Bison bonasus), le cerf (Cervus elaphus), le chevreuil (Capreolus capreolus), le mouflon (Ovis orientalis), l’alpaga (Vicugna pacos), le buffle (Bubalus bubalis), le daim (Dama dama) et le sanglier (Sus scrofa) (Linden et al., 2012 ; EFSA, 2013 ). D’autres espèces sont aussi concernées. Le virus a induit une réponse sérologique humorale chez un chien en Suède (Wensman et al., 2013). Chez le cochon, une séroconversion a pu être induite mais aucune réplication virale n’a été notée (Poskin et al., 2014). Pour ces dernières espèces, aucun signe clinique n’a été rapporté, que ce soit chez les adultes ou chez les nouveau-nés (Linden et al., 2012). Toutefois, en France, le SBV a été identifié sur des chiots atteints de signes neurologiques et de torticolis (Sailleau et al., 2013a). Depuis l’émergence du virus, le pouvoir zoonotique du SBV a été étudié. Jusqu’à ce jour, aucune transmission à l’homme n’a été mise en évidence. Reusken et al. (2012) n’ont décelé ni séroconversion, ni signe clinique chez des vétérinaires et éleveurs en zone infectées aux Pays-Bas. 21 1.4. Transmission Gubbins et al. (2014 a, b) ont étudié le mode de diffusion du SBV au sein des régions et entre les différentes régions européennes atteintes. La dispersion vectorielle s’est montrée le principal mécanisme de transmission du SBV à l’échelle continentale. En effet, malgré une courte virémie, la prévalence intra troupeau a atteint plus de 80 %. La probabilité élevée de transmission du virus de l’hôte au vecteur (14 %) et la réplication rapide du virus à des températures relativement basses (12,3°C) ont été les principales causes évoquées. Concernant les mouvements d’animaux, ils ne se sont pas révélés nécessaires pour expliquer la diffusion rapide du SBV en Europe. Outre la transmission par des moucherons du genre Culicoïdes, Garigliany et al. (2012a) ont prouvé la transmission verticale par voie transplacentaire chez les bovins. La transmission du virus de la mère au fœtus a de même été démontrée dans l’espèce caprine (Hébert, 2014). Le SBV a été identifié par RT-qPCR (real-time reverse transcription polymerase chain reaction) dans la semence de taureaux infectés naturellement (Hoffmann et al., 2013) et expérimentalement (Van der Poel et al., 2014a). Le risque de transmission par insémination demeure inconnu. Toutefois, le sperme révélé positif par RT-qPCR de taureaux infectés, a provoqué une infection aiguë de souris IFNAR -/- (Ponsart et al., 2014). La transmission horizontale, par contact entre animaux, a été étudiée mais n’a pas été démontrée. II. ASPECTS CLINIQUES ET PATHOGÉNIE 2.1. Symptômes La maladie de Schmallenberg peut se manifester cliniquement sous deux formes. La forme aiguë atteint majoritairement les adultes tandis que la forme congénitale concerne les nouveau-nés. 2.1.1. Forme aiguë 2.1.1.1. Chez les bovins Dans certains cas, les ruminants adultes ont déclaré des signes cliniques non spécifiques (de l’hyperthermie, une baisse d’appétit, une chute de la production laitière et parfois de la diarrhée) rétrocédant en quelques jours (Doceul et al., 2013 ; Sailleau et al., 2013b). La période virémique est de courte durée. En effet, l’ARN viral a été détecté maximum cinq jours après l’infection expérimentale (Hoffmann et al., 2012). 22 2.1.1.2. Chez les petits ruminants Les ovins et les caprins semblent être très peu affectés par l’infection aiguë dû au SBV. En effet, l’inoculation du virus à des ovins n’a déclenché l’apparition de diarrhée pendant cinq jours qu’à un animal parmi les trente de l’étude (Wernike et al., 2013a). Dans une étude hollandaise les effets de l’infection par le SBV sur le taux de mortalité et sur les performances de reproduction chez les ovins étaient limités (Luttikholt et al., 2014). En condition naturelle la durée de la virémie chez des ovins s’est révélée plus longue que celle observée expérimentalement chez les bovins (Claine et al. 2013). Le génome a pu être mis en évidence dans les nœuds lymphatiques jusqu’à quarante quatre jours après l’inoculation expérimentale du SBV à des ovins. 2.1.2. Forme congénitale L’effet le plus important du SBV est sa forme congénitale affectant les bovins, les ovins et les caprins. Elle se traduit soit par des nouveau-nés malformés soit par des nouveau-nés d’apparence normale mais présentant des troubles divers (Garigliany, 2012a). La plupart des agneaux malformés étaient nés à terme, plusieurs agneaux étaient mort-nés et quelques uns naissaient vivants (Van den Brom et al., 2012). Les malformations congénitales décrites incluent l’arthrogrypose, le raccourcissement des tendons du jarret, l’ankylose, des malformations vertébrales (torticolis, scoliose, cyphose, lordose), une brachygnathie inférieure et des malformations de la tête (Wernike et al., 2014a). Ces malformations sont regroupées sous le terme de « syndrome arthrogryposehydranencéphalie ». Des exemples sont illustrés dans les figures 3, 4 et 5 suivantes. Figure 3 : Torticolis, scoliose et arthrogrypose des quatre membres chez un veau atteint de SBV (photo personnelle, novembre 2012, Pyrénées-Atlantiques) 23 Figure 4 : Torticolis et arthrogrypose des membres antérieurs chez un veau atteint de SBV (photo personnelle, décembre 2012, Pyrénées-Atlantiques) Figure 5 : Brachygnathie inférieure chez un agneau atteint de SBV comportant en outre une arthrogrypose des quatre membres et un torticolis (photo personnelle, novembre 2013, Pyrénées-Atlantiques) Dans de plus rares cas, certains animaux, sans malformation visible, ont présenté une incapacité à se tenir debout, une paralysie flasque, des mouvements exagérés, de l’ataxie, des difficultés à téter et de l’amaurose (Garigliany et al., 2012b). 2.2. Lésions Des malformations du système nerveux central ont pu être révélées à l’examen nécropsique (hydranencéphalie, hydrocéphalie, hypoplasie cérébrale et cérébelleuse, porencéphalie, et microcéphalie) (Van den Brom et al., 2012 ; Gariglinany 2012b, Bayrou et al., 2014) (figure 6). Bayrou et al. (2014) ont systématiquement observé une diminution de la taille de la section de la moelle épinière, en corrélation avec le degré de sévérité des malformations musculosquelettiques. L’examen microscopique de la moelle épinière a montré une réduction significative du nombre de neurones, toujours en corrélation avec le degré de sévérité des malformations des nouveau-nés (Bayrou et al., 2014). A l’histologie, des inflammations lympho-histiocytaires du système nerveux central, des cas d’hypoplasie musculaire, de dégénérescence des hépatocytes, de fibrose interstitielle, d’hyperplasie biliaire, de méningoencéphalite et de poliomyélite ont été observés (Herder et al., 2012 ; Hahn et al., 2013 ; Seehusen et al., 2014). 24 Figure 6 : Malformations cérébrales de veaux naturellement infectés, in utero, par le SBV (Belgique, janvier – mars 2012) (Bayrou et al., 2014) A : Hydranencéphalie B : Hydrocéphalie et hypoplasie cérébrale C : Porencéphalie 2.3. Pathogénie Lors de l’infection du fœtus par voie transplacentaire, le tropisme du SBV pour les neurones a été démontré. En effet, dans leurs essais sur souris expérimentales, Varela et al. (2013) ont observé la réplication abondante du SBV dans les neurones, provoquant une malacie cérébrale et une vacuolisation du cortex cérébral, pouvant évoluer en porencéphalie ou causer des destructions tissulaires plus massives. La détection en quantité importante d’antigènes dans les neurones de la matière grise du cerveau et de la moelle épinière, les a conduit à suggérer une hypoplasie musculaire secondaire à l’atteinte cérébrale. Les mêmes travaux ont mis en évidence le rôle de la protéine NSs dans la virulence du SBV. Une mutation par délétion du gène codant cette protéine, a entraîné une diminution de la virulence. Cette dernière dépendait de l’incapacité de la protéine NSs à bloquer la synthèse d’interféron (IFN) par les cellules infectées (Varela et al., 2013 ; Elliott et al., 2013). Les études suivantes sur la protéine NSs ont évoqué son implication dans la pathogénie du SBV de différentes façons. En effet, elle induisait d’une part, la dégradation d’une sous unité de l’ARN polymérase II entraînant l’inhibition de la transcription et par conséquent celle de la synthèse protéique. Cette inhibition de transcription empêche la réponse antivirale et favorise ainsi la réplication et la dissémination du SBV. D’autre part, son action dans l’amélioration de l’apoptose a également été observée (Barry et al., 2014). Les conséquences de l’infection d’un animal gravide par le SBV, sur le fœtus varient au cours de la gestation. En comparaison avec les connaissances sur le virus Akabane, une pathogénie comparable a été envisagée pour le SBV. Chez les bovins, l’infection par le virus Akabane du 76ème au 104ème jour de gestation donne généralement lieu à des lésions de type hydranencéphalie – porencéphalie alors que du 103ème au 174ème jour de gestation, 25 l’arthrogrypose prédomine. Les fœtus de moins de deux mois paraissent protégés. Chez les bovins, le deuxième tiers de gestation semble donc critique (Kirkland et al., 1988). Chez les petits ruminants, cette période se situe entre le 30ème et le 50ème jour de gestation. Ainsi, Martinelle et al. (2012) ont proposé les conséquences hypothétiques d’une infection in utero par le SBV. Elles sont présentées dans la figure 7. Figure 7 : Conséquences hypothétiques d’une infection in utero par le SBV au cours de la gestation (en jours) chez les bovins (A) et les petits ruminants (B) (Martinelle et al., 2012) HE : hydranencéphalie AG : arthrogrypose * : prématurité, mortinatalité, jeunes faibles Les premiers essais d’infection expérimentale de 24 vaches gestantes, à des stades de gestation différents (deux, trois, quatre et cinq mois de gestation), ont conduit à l’apparition d’arthrogrypose et de torticolis sur un seul fœtus issu d’une vache inoculée à 90 jours de gestation (EFSA, 2014). Ces observations sont en corrélation avec celles de Wernike et al. (2014c). En effet, ils ont suivi deux exploitations naturellement infectées en automne 2011 et ont observé la naissance d’un veau malformé dont la mère était gestante de 92 jours lors de la mise en évidence du virus en automne 2011. D’autres travaux d’infection expérimentale de brebis gestantes (de un mois et demi pour certaines et deux mois pour les autres) n’ont induit aucune malformation des agneaux. Des traces d’ARN ont été retrouvées sur certains agneaux, majoritairement sur ceux issus de mères infectées à deux mois de gestation (ces résultats ne sont que des observations, les analyses statistiques n’étant pas encore disponibles) (EFSA, 2014). Les travaux de Hébert (2014) ont montré que le SBV semblait provoquer une mortalité fœtale, voire embryonnaire, des chèvres gestantes après inoculation du virus aux mères entre 28 et 42 jours après la saillie. 2.4. Réponse immunitaire Chez les bovins, les premiers anticorps neutralisants ont été observés à 21 jours post infection (Hoffmann et al., 2012). La durée de l’immunité suite à l’infection naturelle de bovins adultes a été estimée à deux ans et la persistance des anticorps maternels chez des veaux a été évaluée à six mois (Elbers et al., 2014). 26 Chez les ovins, les premiers anticorps neutralisants, prévenant la réinfection, ont été détectés dans le sérum de brebis à partir du 14ème jour (Wernike et al., 2013a). En Espagne, l’immunité acquise suite à l’infection naturelle de 24 brebis a été analysée. Pour ce faire, le virus a été inoculé aux brebis dont neuf étaient gestantes. Aucun ARN viral n’a été détecté, aucun signe clinique n’a été observé sur les brebis ni aucune lésion sur les agneaux (Rodriguez-Prieto et al., 2014). III. DIAGNOSTIC 3.1. Diagnostic clinique Les symptômes cliniques de l’infection par le SBV sont peu spécifiques et inconstants chez les bovins adultes. Ils n’ont jusqu’à présent pas été décrits chez les petits ruminants. L’atteinte clinique des adultes pendant la période d’activité vectorielle permet de suspecter une infection par le SBV. Les malformations observables sont évocatrices mais non pathognomoniques. Le recours au diagnostic de laboratoire se justifie donc pour la confirmation des suspicions des formes aiguës et congénitales de l’infection par le SBV. 3.2. Diagnostic différentiel 3.2.1. Chez l’adulte Chez les bovins adultes, toutes les causes possibles d’hyperthermie avec ou sans diarrhée et baisse de production ainsi que toutes les causes abortives doivent être prises en compte. 3.2.2. Chez le nouveau-né Chez les ruminants, les affections entraînant des syndromes d’arthrogrypose – hydranencéphalie et des troubles comportementaux à la naissance peuvent être d’origine infectieuse ou non infectieuse. Elles sont présentées dans le tableau 1. 27 Tableau 1 : Principales affections responsables de malformations et de troubles comportementaux chez les ruminants. Syndrome arthrogrypose – hydranencéphalie et troubles comportementaux à la naissance Origine infectieuse Causes virales Virus Akabane, Aino, Shamonda Diarrhée virale bovine et border disease Fièvre catarrhale ovine Fièvre de la vallée du Rift Causes parasitaires Néosporose Toxoplasmose Origine non infectieuse Carence maternelle Carence en sélénium, manganèse, vitamine A Intoxication maternelle Lupin (Lupinus sp), grande ciguë (Conium maculatum), sorgho (Sorghum sp) (ingestion entre 40 et 70 jours de gestation) Benzimidazoles (par voie orale aux brebis entre 21 et 24 jours de gestation) Dicoumarol Cause héréditaire Prédispositions raciales d’arthrogrypose chez les moutons Rambouillet et les veaux Charolais Autre Exposition à des radiations ionisantes 3.3. Prélèvements Chez les animaux adultes, l’analyse peut être réalisée à partir de sang total, pendant un court délai pour la détection directe du virus (virémie courte, cinq jours) (Hoffmann et al., 2012 ; Wernike et al., 2013a, b). Concernant les avortons malformés, Bilk et al. (2012) puis De Regge et al. (2013) ont montré que les prélèvements de choix étaient le cerveau (et plus précisément le tronc cérébral), le placenta et le cordon ombilical (face aux différents prélèvements suivants : cervelet, moelle épinière, thymus, rate, nœuds lymphatiques, cartilage, contenu stomacal et méconium). La mise en évidence du virus chez les avortons présentant un syndrome d’arthrogrypose hydranencéphalie, n’a pas été systématique (Van Maanen et al., 2012 ; De Regge et al., 2013). Le virus était plus fréquemment détecté chez les agneaux que chez les veaux (Bouwstra et al., 2013). La durée de gestation plus longue et l’hypothèse d’une élimination du virus par le fœtus ayant acquis l’immunocompétence, a été émise (Wernike et al., 2014a). Enfin, pour la recherche des anticorps fœtaux pré-colostraux, le sérum peut être obtenu par ponction intracardiaque (De Regge et al., 2013). Une méthode de prélèvement de sang fœtal sur papier buvard est actuellement à l’étude. Elle pourra être utilisée dès sa validation (Anses, 2014). 28 3.4. Diagnostic de laboratoire 3.4.1. Diagnostic direct La détection du génome viral peut être réalisée lors de suspicion de la forme aiguë de l’infection par le SBV. 3.4.1.1. RT-qPCR Deux RT-qPCR ont été développées pour la détection de l’ARN du virus. L’une est fondée sur la détection du fragment L du génome alors que l’autre permet la détection du fragment S (Bilk et al., 2012 ; Hoffmann et al., 2012). Cette dernière a fait preuve d’une meilleure sensibilité que la première (Van der Poel, 2012). 3.4.1.2. Isolement viral L’isolement du virus est également possible sur culture cellulaire par inoculation à différentes lignées cellulaires : des cellules d’insecte (KC), des cellules rénales d’hamster (BHK-21) ou encore des cellules rénales de singe vert africain (VERO) (Wernike et al., 2014a). 3.4.2. Diagnostic indirect Les anticorps maternels ou fœtaux peuvent êtres recherchés. Dans les deux cas, les mêmes méthodes sont utilisées. L’intérêt de la détection des anticorps fœtaux pré-colostraux a été évoqué dans le cas de résultat négatif par RT-qPCR. Une sérologie positive prouve alors l’infection transplacentaire. 3.4.2.1. Séroneutralisation Les anticorps anti-SBV ont d’abord été détectés par séroneutralisation avec une sensibilité proche des 100% et une spécificité supérieure à 99 % (Loeffen et al., 2012). Plus récemment, les essais de Van der Poel et al. (2014b) ont montré une meilleure sensibilité de la séroneutralisation par rapport aux tests ELISA (enzyme-linked immunosorbent assay). 3.4.2.2. ELISA La séroneutralisation étant fastidieuse et non automatisable, un kit ELISA indirect a été développé et validé avec une sensibilité de 97,2 % et une spécificité de 99,8 % (Bréard et al., 2013). Le développement d’un autre kit ELISA a permis un dépistage à grande échelle à partir du lait de tank (Humphries et Burr, 2012). 29 3.4.2.3. Immunofluorescence indirecte Un test d’immunofluorescence indirecte existe mais il n’est pas utilisé en pratique (Van der Poel, 2012). 3.4.3. Démarche diagnostique Un arbre décisionnel des prélèvements et analyses à réaliser en fonction du contexte a été proposé dans le rapport d’expertise collective de l’Agence nationale de sécurité sanitaire de l’alimentation, de l’environnement et du travail (ANSES). Il est présenté dans les tableaux 2 et 3. Tableau 2 : Choix des méthodes de diagnostic de laboratoire du SBV en routine et modalités d’interprétation des résultats dans le cas de forme aiguë d’infection par le SBV (Anses, 2014) Retours en chaleurs. Suspicion Diarrhée, baisse de production laitière, hyperthermie Avortements sans clinique (Bovins uniquement) malformation Sang (tube EDTA) Sang (tube sec) Sang (tube sec) Prélèvements Matières fécales Sur animaux présentant Sur animaux en phase clinique à réaliser Sur animaux en des retours en chaleur ou +/- animaux "contact" phase clinique ayant avorté Sérologie : ELISA Sérologie : ELISA Recherche d'une séroconversion par Technique de (la recherche d'une réalisation d'une cinétique RT-qPCR laboratoire séroconversion est (2 prélèvements à 3 semaines difficile) d'intervalle) 2 Séro2 résultats Résultats résultats Positif Négatif Positif Négatif conversion positifs négatifs Hypothèse Hypothèse Hypothèse Hypothèse Hypothèse SBV ne SBV Pas SBV SBV Pas SBV pouvant pouvant d'interprétation pouvant Interprétation pouvant d'interprétation pouvant être être possible être être possible être totalement retenue éliminée retenue éliminée éliminée 30 Tableau 3 : Choix des méthodes de diagnostic de laboratoire du SBV en routine et modalités d’interprétation des résultats dans le cas de forme congénitale d’infection par le SBV (Anses, 2014) Suspicion Naissance d'un veau, d'un agneau ou d'un chevreau malformé clinique Sang (tube sec) Prélèvements Sur le jeune avant la à réaliser prise colostrale Sang (tube sec) Sur la mère Tissus fœtaux (encéphale) Technique de laboratoire Sérologie : ELISA Sérologie : ELISA RT-qPCR Résultats Positif Négatif Positif Négatif Positif Négatif Hypothèse Hypothèse Hypothèse Hypothèse Hypothèse SBV ne Pas SBV SBV SBV SBV pouvant pouvant d'interprétation pouvant Interprétation pouvant pouvant être être être possible être être totalement retenue éliminée éliminée retenue éliminée Remarques : Si le fœtus a été infecté alors qu’il était immunocompétent, le virus a pu être éliminé et la PCR sera négative, expliquant la moins bonne sensibilité de la PCR par rapport à la sérologie précolostrale chez les bovins (Plateforme ESA, 2012). La sérologie positive de la mère non vaccinée permet de conclure à une infection par le SBV mais sans précision de date. Elle ne permet donc en aucun cas d’imputer les malformations de la progéniture au SBV. Des tests ELISA détectant les immunoglobulines M (IgM) sont en cours de développement mais ne sont pas encore validés (Anses, 2014). IV. MÉTHODES DE LUTTE Aucun traitement médical spécifique n’est disponible. Seuls des moyens préventifs permettent de lutter contre le SBV. 4.1. Vaccination La vaccination de bovins avec un vaccin inactivé japonais, contre les virus Akabane, Aino et Chuzan, s’est révélée peu efficace (Hechinger et al., 2013). Le Royaume-Uni et la France disposent d’un vaccin inactivé spécifique. Les indications, selon les vaccins, sont la réduction de la virémie ou la prévention de la virémie chez les bovins et les ovins, causée par une infection par le SBV (Anses, 2014). Ce vaccin a empêché l’apparition d’une virémie après l’infection expérimentale de bovins et d’ovins dans les essais de Wernike et al. (2013c). La vaccination avant la mise à la reproduction préviendrait la transmission transplacentaire du SBV et les malformations congénitales qui en découlent (Wernike et al., 2014a). L’efficacité des différents vaccins a été démontrée suite à deux injections. Afin de rendre la vaccination efficace et économique en élevage ovin, l’équipe de Hechinger (2014) a étudié 31 l’effet d’une injection unique. Ils ont ainsi démontré l’inhibition de la réplication virale chez cinq brebis vaccinées en comparaison avec un lot témoin. 4.2. Lutte contre les vecteurs Des mesures, telle la programmation de la période de gestation critique des femelles en dehors des pics d’activité des vecteurs (printemps et automne) ou encore l’enfermement des animaux lors des périodes favorables aux piqûres (la nuit, à l’aube et au crépuscule), peuvent réduire la transmission du virus mais sont difficilement envisageables en pratique. L’utilisation de répulsifs et d’insecticides est recommandée mais leur efficacité reste à démontrer (Helmer et al., 2013a ; Wernike et al., 2014a). 4.3. Lutte sanitaire L’abattage des animaux atteints n’a pas été appliqué. En effet, la transmission vectorielle du virus rend cette mesure de lutte inefficace. En somme, en raison du caractère vectoriel de la transmission du SBV, peu de méthodes de lutte sont disponibles. 32 DEUXIÈME PARTIE : ÉTUDE DE L’ÉPIZOOTIE SURVENUE EN 2011 DANS LE NORD DE L’EUROPE ET BILANS DES TROIS SAISONS 33 34 I. DEBUT DE L’ÉPIZOOTIE SURVENUE EN 2011 DANS LE NORD DE L’EUROPE 1.1. Détection des premiers cas en Europe, du mois de novembre 2011 au mois de mars 2012 1.1.1 Novembre Depuis le mois d’août 2011, de nombreuses formes atypiques de diarrhées hivernales étaient rapportées sur les bovins laitiers aux Pays Bas (à l’extrême est du pays, en zone frontalière avec l’Allemagne) et en Allemagne (en Rhénanie du Nord-Westphalie, à l’ouest du pays, à la frontière avec les Pays-Bas). Les signes décrits étaient une hyperthermie supérieure à 40°C, une diarrhée aqueuse et une baisse de production de lait de plus de 50 %. Des avortements s’ajoutaient parfois au tableau clinique. Le syndrome a été rapporté dans plus de quatre-vingts exploitations aux Pays-Bas. La phase clinique était courte et la rémission semblait spontanée, en quelques jours. Face au nombre croissant d’échantillons de sang d’animaux atteints reçus et face à ces symptômes dont l’origine demeurait jusqu’alors inconnue, le FLI, le centre national de recherche en santé animale d’Allemagne, entreprenait une nouvelle procédure, l’analyse métagénomique (ProMED-mail, 2011a ; FLI, 2011). Ainsi, le 18 novembre, un mélange de trois échantillons de sang, issus de vaches laitières atteintes des signes cliniques décrits, prélevées en octobre et provenant d’un même élevage de la ville de Schmallenberg, a été analysé par la métagénomique. Un échantillon de sang d’un animal sain d’un autre élevage a été testé en parallèle. Les résultats ont révélé des séquences génomiques virales présentant des homologies avec le genre Orthobunyavirus de la famille des Bunyaviridae. Le virus a été provisoirement nommé virus Schmallenberg, du nom de la ville d’où provenaient les prélèvements à partir desquels le virus a été isolé. Une RT-qPCR en temps réel nouvellement développée a permis de mettre en évidence douze bovins positifs dans six élevages différents parmi une centaine de prélèvements. Les échantillons avaient été prélevés au cours des mois de septembre, d’octobre et de novembre, en Rhénanie du Nord-Westphalie (Hoffmann et al., 2012). Une autre source évoquait neuf animaux positifs parmi cent échantillons, dans quatre exploitations (ProMEDmail, 2011b). Le 18 novembre le virus de Schmallenberg a été isolé en Allemagne. Les premiers cas d’infection aiguë chez des bovins ont été mis en évidence en Rhénanie du NordWestphalie. 1.1.2. Décembre 1.1.2.1. Pays-Bas Le 8 décembre 2011, l’Institut vétérinaire central des Pays-Bas utilisait la RT-qPCR développée par le FLI. Simultanément, cinquante échantillons issus de huit élevages où des 35 animaux présentaient de la diarrhée et 115 échantillons de contrôle ont été testés. Dix-huit des 50 échantillons testés, se sont révélés positifs, alors que tous les témoins étaient négatifs (ProMED-mail, 2011c). A partir du 1er décembre, les premiers cas de malformations congénitales ont été rapportés sur des agneaux nouveau-nés dans une vingtaine d’élevages des Pays-Bas. Des torticolis, de l’arthrogrypose et de l’hydranencéphalie ont été décrits. Le 15 décembre, huit agneaux malformés issus de deux cheptels différents ont été testés ; le SBV a été retrouvé sur deux d’entre eux, provenant du même élevage (ProMED-mail, 2011c). Le 20 décembre, les autorités hollandaises ont rendu la déclaration de tous les ruminants nouveau-nés malformés obligatoires (ProMED-mail, 2011d). Ainsi, à la fin du mois, 67 échantillons ovins, 40 échantillons bovins et un échantillon caprin ont été prélevés (ProMEDmail, 2011f). Les résultats disponibles au 30 décembre 2011, ont révélé 27 ovins positifs en RT-qPCR aux Pays-Bas. Les premiers cas de malformations congénitales dues au SBV, chez des agneaux, ont été décrits au Pays-Bas, en décembre 2011. 1.1.2.2. Belgique En Belgique, des malformations congénitales semblables ont été observées sur des agneaux. Le 22 décembre, le laboratoire de référence belge, le Centre d’étude et de recherches vétérinaires et agrochimiques (CERVA), détectait le SBV dans le thymus de trois agneaux parmi cinq agneaux nouveau-nés malformés issus d’un élevage situé dans la province d'Anvers, près de la frontière hollandaise. Les plus déformés étaient mort-nés, les autres étaient vivants mais non viables (ProMED-mail, 2011e). Au 28 décembre 2011, sept agneaux étaient détectés positifs en Belgique par RT-qPCR. Fin d’année 2011, les premiers cas congénitaux ovins ont été identifiés en Belgique. 1.1.3. Janvier 1.1.3.1. Pays-Bas La présence du SBV a été confirmée sur le premier chevreau aux Pays-Bas le 3 janvier 2012 (ProMED-mail, 2012a). Au 30 janvier 2012, 75 agneaux, deux veaux et trois chevreaux étaient diagnostiqués positifs aux Pays-Bas par RT-qPCR. 36 Le SBV a été mis en évidence pour la première fois sur un chevreau, début 2012, aux Pays Bas. 1.1.3.2. Allemagne Début janvier 2012, le FLI a détecté le SBV par RT-qPCR sur un avorton bovin à partir d’un prélèvement d’épanchement péritonéal. Ce veau jumeau était mort dix jours avant terme et présentait une dilatation abdominale (ProMED-mail, 2012b, c). Le 24 janvier, la présence du SBV a été confirmée chez un fœtus bison par RT-qPCR (ProMED-mail, 2012f). Au 30 janvier 2012, en Allemagne, 75 agneaux, huit veaux et cinq chevreaux étaient identifiés positifs par RT-qPCR. Début janvier 2012, en Allemagne, le SBV a été détecté pour la première fois sur un avorton bovin. Ce dernier ne présentait pas de malformation. 1.1.3.3. Belgique Le 19 janvier 2012 en Belgique, le SBV a été identifié pour la première fois par RT-qPCR sur l’encéphale d’un avorton bovin de six mois présentant une hydranencéphalie (ProMED-mail, 2012d). Au 30 janvier 2012, en Belgique, 61 agneaux et un veau étaient recensés positifs par RTqPCR. La première identification du SBV sur un veau a été réalisée en Belgique, en janvier 2012. 1.1.3.4. Royaume-Uni Depuis l’automne 2011, la surveillance de l’apparition du SBV était instaurée par l’analyse de nombreux échantillons. Ainsi, le 23 janvier 2012, les premiers cas ont été mis en évidence au Royaume-Uni. L’AHVLA (Animal Health and Veterinary Laboratories Agency) a identifié le virus sur des animaux présentant des signes cliniques compatibles avec une infection par le virus Schmallenberg et provenant de quatre élevages ovins dans les comtés de Norfolk, Suffolk et de Sussex de l’Est (ProMED-mail, 2012e). Au 30 janvier 2012, quatre agneaux étaient détectés positifs au Royaume-Uni. Le SBV a atteint le Royaume-Uni. Les premiers cas ovins ont été identifiés en janvier 2012. 37 1.1.3.5. France Le 4 janvier 2012, la surveillance du territoire a été activée. Une note de service de la Direction Générale de l’Alimentation (DGAL) précisait les mesures de surveillance à mettre en œuvre pour déceler la circulation du SBV (DGAL, 2012a). Les premiers cas français ont été confirmés le 25 janvier par le laboratoire de santé animale de l’ANSES de Maisons-Alfort, sur des agneaux nouveau-nés dans les départements de Meurthe et Moselle et de Moselle, frontaliers de l’Allemagne et de la Belgique (ProMEDmail, 2012g). Au 30 janvier 2012, 26 agneaux étaient recensés positifs en France par RT-qPCR. La France a été le cinquième pays touché par le SBV avec la première mise en évidence du virus sur des agneaux malformés en janvier 2012. 1.1.4. Février Le 16 février 2012, le SBV est détecté pour la première fois en Italie chez un chevreau par RTqPCR (ProMED-mail, 2012h). Quelques jours plus tard, le virus est mis en évidence sur un agneau par RT-qPCR, au Luxembourg (ProMED-mail, 2012h). Les premiers cas italien et luxembourgeois ont été notifiés en février 2012. 1.1.5. Mars Le SBV a été retrouvé sur des insectes vecteurs au Danemark (ProMED-mail, 2012i). En Espagne, le 12 mars 2012, le virus a été mis en évidence pour la première fois sur un agneau par RT-qPCR (ProMED-mail, 2012j). Avec son premier cas ovin, l’Espagne faisait partie des huit pays européens touchés par le SBV. 1.2. Évolution spatiale et temporelle La figure 8 montre la progression de l’émergence du SBV en Europe, mois par mois. La première carte représente les cas de SBV aigus rapportés dès le mois de septembre, chez des bovins adultes en Allemagne. Les deux cartes suivantes correspondent aux premières malformations congénitales observées en Allemagne, aux Pays-Bas et en Belgique, les deux derniers mois de l’année 2011. Les cas de la France, du Royaume-Uni, du Luxembourg et de l’Italie sont exposés dans la carte du mois de janvier. En février, la propagation a eu lieu dans les pays déjà évoqués. L’avant-dernière carte représente l’extension du SBV à l’Espagne au mois de mars. Enfin, en avril, seule une nouvelle région d’Allemagne a été reconnue infectée 38 évoquant la diminution du nombre de régions nouvellement infectées par le SBV (EFSA 2012a). Figure 8 : Évolution de la distribution des foyers confirmés en Europe, de septembre 2011 à avril 2012 (EFSA, 2012a) Septembre 2011 Novembre 2011 39 Décembre 2011 Janvier 2012 Février 2012 40 Mars 2012 Avril 2012 Nouvelles régions atteintes Régions atteintes 1.3. Évolution du SBV durant l’été 2012 1.3.1. Nouveaux pays atteints par le SBV durant l’été 2012 1.3.1.1. Danemark Sans surprise du fait de la détection du virus sur des insectes vecteurs, le Danemark a été rajouté à la liste des pays concernés par le SBV en mai 2012. En effet, dans le cadre de la surveillance mise en place par l’Institut National Vétérinaire, deux bovins ont été révélés séropositifs le 31 mai. Une semaine plus tard, le 7 juin, un veau malformé a été testé positif en RT-qPCR (ProMED-mail, 2012k, l). 41 1.3.1.2. Suisse Le premier diagnostic de SBV a été établi en Suisse le 20 juillet 2012, sur des bovins issus de deux élevages, atteints de la forme aiguë de la maladie (hyperthermie et diarrhée) (ProMEDmail, 2012m). 1.3.1.3. Autriche En Autriche, grâce au système de surveillance instauré dès le début de l’année 2012, les premiers échantillons bovins et ovins ont été détectés séropositifs durant le mois de septembre 2012 (ProMED-mail, 2012n). 1.3.1.4. Pologne Le 1er octobre 2012, la circulation du SBV a été mise en évidence en Pologne. Sur les 230 chèvres prélevées deux mois auparavant, 21 ont été révélées positives par sérologie (ProMED-mail, 2012o ; Kaba et al., 2013). 1.3.1.5. Suède En Suède, suite à un dépistage sur lait de tank de 648 troupeaux bovins, trois vaches, du même troupeau, ont été détectées séropositives en octobre 2012. À la même date, les analyses sérologiques de 600 ovins révélaient un animal séropositif. Ces animaux n’avaient montré aucun signe clinique (ProMED-mail, 2012p ; EFSA 2012b). 1.3.1.6. Finlande Un dépistage sérologique sur 583 bovins a permis la mise en évidence de deux animaux séropositifs le 17 octobre 2012, en Finlande. Ces derniers ne présentaient pas de signe clinique. Les prélèvements avaient été réalisés avant l’abattage (ProMED-mail, 2012q). 1.3.1.7. Irlande En Irlande, la surveillance du SBV était de mise depuis le mois de février. Le 30 octobre 2012, la présence du virus a été détectée pour la première fois sur un échantillon d’avorton bovin (ProMED-mail, 2012s). Durant l’été 2012, la présence du SBV a été détectée dans sept nouveaux pays, à savoir au Danemark, en Suisse, en Autriche, en Pologne, en Suède, en Finlande et en Irlande. 42 1.3.2. Évolution spatiale et temporelle La figure 9 illustre l’émergence du SBV dans de nouveaux pays européens au cours de l’été 2012. Figure 9 : Évolution de la distribution des nouveaux foyers confirmés en Europe, de juin à octobre 2012 (ProMED-mail) Juin 2012 Juillet 2012 43 Septembre 2012 Octobre 2012 Nouveaux pays atteints Pays atteints 1.4. Bilan de la première saison 2011/2012 1.4.1. En Europe Les données suivantes décrivent la progression du SBV depuis son apparition en 2011 jusqu’au mois d’octobre 2012 inclus. 44 1.4.1.1. Incidence cheptel Jusqu'au mois d’octobre 2012, quinze pays européens (Allemagne, Pays-Bas, Belgique, Royaume-Uni, France, Italie, Luxembourg, Espagne, Danemark, Suisse, Autriche, Pologne, Suède, Finlande et Irlande) ont rapporté près de 6 000 foyers, c’est-à-dire des exploitations dans lesquelles la présence du SBV a été confirmée par des tests de laboratoire. Ces confirmations concernaient des avortons présentant le syndrome arthrogrypose – hydranencéphalie. Ces derniers étaient analysés par RT-qPCR. D’autres correspondaient à des animaux adultes souffrant de la forme aiguë du SBV et testés par RT-qPCR. Enfin, certains animaux adultes ont été confirmés par sérologie (EFSA, 2012a, b). Ces données sont détaillées dans les tableaux 4 et 5. Les cheptels dans lesquels la présence du virus a été confirmée y sont nommés les cheptels confirmés, les non confirmés sont les cheptels suspects. Tableau 4 : Nombre de cheptels suspects et confirmés par espèce et par pays (EFSA, 2012b) Nombre de cheptels Espèce confirmés / suspects Total Pays Bovin Ovin Caprin Inconnue Allemagne 820/820 634/634 48/48 1 502/1 502 Belgique 74/74 155/155 2/2 231/231 Danemark 1/24 0/16 0/2 1/42 Espagne 0/8 5/8 0/1 5/17 Finlande 1/10 0/2 France 2 018/3 638 1 143/1 836 35/111 Irlande 0/44 0/10 0/2 0/56 Italie 3/7 0/1 1/1 4/9 Luxembourg 22/36 6/10 0/1 28/47 Norvège 0/4 0/5 Pays-Bas 237/1 303 108/349 Pologne 2/2 Royaume-Uni 87/137 223/362 Suède 1/26 0/30 0/1 1/57 Suisse 296/296 4/4 1/1 301/301 Total 3 562/6 429 2 278/3 422 93/208 1/12 21/63 3 217/5 648 0/9 6/38 351/1 690 2/2 310/499 21/63 5 954/10 122 Remarques : Des pays (comme la Belgique ou l’Allemagne) n’ont rapporté que le nombre de cheptels confirmés et pas les cheptels suspects. L’Autriche n’a rapporté aucune donnée à l’Autorité européenne de sécurité des aliments (EFSA). Les données de l’Irlande datent du mois d’avril et le premier cas n’a été confirmé qu’après la publication du rapport de l’EFSA. 45 En Norvège, le SBV a été détecté sur des insectes vecteurs. Le dépistage sur lait de tank n’a pas permis de confirmer la circulation du virus dans les troupeaux bovins (ProMED-mail, 2012r). La Lituanie a également mis en place un protocole de surveillance. 422 échantillons ont été testés mais aucun ne s’est révélé positif. Par ailleurs, aucun signe clinique n’a été observé (EFSA, 2012b). D’après ces données, au cours de cette première saison, les bovins sont apparus l’espèce présentant le plus grand nombre de foyers (60 % des cheptels confirmés), devant les ovins (38 % des cheptels confirmés) et les caprins (2 % des cheptels confirmés). Les six pays ayant rapporté le plus grand nombre de cheptels confirmés sont la France (plus de 3 000 cheptels confirmés), l’Allemagne (deux fois moins de cheptels confirmés que la France) puis les Pays-Bas, le Royaume-Uni, la Suisse et la Belgique. Ces quatre derniers pays ont confirmés le SBV dans environ 300 cheptels. Toutefois la confirmation de ces cheptels n’a pas été fondée sur le même type d’analyse. Le tableau 5 révèle que tous les pays précédemment cités ont réalisé les analyses sur des avortons (des PCR) sauf la Suisse qui a majoritairement effectué les tests sur des adultes (sérologie en majorité et PCR). Tableau 5 : Nombre d’analyses réalisées par pays, sur avortons ou sur adultes, par RT-qPCR ou par sérologie (EFSA, 2012b) Avortons Adultes Adultes confirmés / Pays confirmés/testés confirmés/testés testés par RTpar RT-qPCR par sérologie qPCR Allemagne 1 493/1 493 8/8 4/4 Belgique 231/231 0/0 Danemark 1/42 0/0 0/0 Espagne 1/9 0/12 5/6 Finlande 0/11 0/0 1/1 France 3 217/5 648 0/0 Irlande 0/56 0/1 Italie 2/8 0/7 3/7 28/46 0/1 0/0 Norvège 0/9 0/0 0/0 Pays-Bas 349/1 690 Pologne 0/0 2/2 2/2 Royaume-Uni 287/ 9/17 19/19 Suède 0/54 0/0 1/14 Suisse 3/5 27/35 281/294 Total 5 612/9 302 46/83 529/565 Luxembourg 46 213/218 La majorité des analyses a été réalisée sur des avortons. La quasi-totalité des pays a donc été confrontée à des formes congénitales de SBV. La Suisse a fait exception avec davantage de tests sur adultes que sur avortons. Elle était le pays ayant effectué le plus grand nombre de PCR sur adultes. Ces résultats positifs ont révélés des formes de SBV aiguës. L’Allemagne, la Pologne et le Royaume-Uni ont également identifié quelques animaux adultes virémiques. Enfin la Finlande et la Suède ont confirmé leur atteinte par la découverte d’animaux adultes séropositifs. 1.4.1.2. Séroprévalence Plusieurs études de séroprévalence ont été conduites dans différents pays européens. Ainsi, en Allemagne, tous les bovins (186 vaches laitières) de deux exploitations dans lesquelles le virus avait initialement été mis en évidence, ont été testés par immunofluorescence indirecte. Quatre-vingts pour cent des sérums étaient positifs (Wernike et al., 2014c). Plus tard, de janvier à juin 2012, quarante troupeaux caprins (1 065 chèvres) ont été testés. Quatre-vingt quinze pour cent d’entre eux étaient séropositifs avec une valeur médiane, intra-troupeau, de 36,7 % (Helmer et al., 2013a). Des résultats équivalents ont été obtenus dans des troupeaux ovins et caprins localisés dans une des régions principales de l’épizootie, les médianes des prévalences intra-troupeau étaient respectivement de 58,7 % et 43,8 % (Helmer et al., 2013b). En Belgique, Méroc et al (2013a, b), ont estimé la séroprévalence inter-troupeau à 98 % dans l’espèce ovine (1 082 ovins dans 83 élevages) de novembre 2011 à avril 2012 et à plus de 99 % dans l’espèce bovine (11 635 bovins dans 422 élevages) de janvier 2012 à mars 2012. La séroprévalence intra-troupeau était d’environ 85 % sauf dans l’espèce caprine dans laquelle 40 % des animaux étaient séropositifs (142 caprins dans 8 élevages). Pendant une période plus courte, de novembre 2011 à janvier 2012, aux Pays-Bas, la séroprévalence a été évaluée à 72,5 % dans l’espèce bovine (1 123 bovins) et la séroprévalence intra-troupeau a été estimée entre 70 et 100 % (Elbers et al., 2012). Dans le même pays, d’autres travaux, de novembre 2011 à mars 2012, ont évalué la séroprévalence à 63,4 % chez les génisses laitières, à 98,5 % chez les bovins adultes, à 89 % chez les ovins et à 50,8 % chez les caprins (Veldhuis et al., 2013). En somme, le cheptel européen a été très fortement en contact avec le virus. Cependant, la proportion d’élevages cliniquement affectés parait moindre. En effet, en Allemagne, tous les animaux d’un troupeau laitier (58 vaches) étaient séropositifs. Certains d’entre eux avaient présenté de l’hyperthermie et aucune malformation congénitale n’a été observée bien que 20 % des vaches étaient gestantes, dans la période présumée critique, lors de la circulation virale (Wernike et al., 2013b). De la même façon, dans deux élevages bovins allemands (Wernike et al., 2014c), dans lesquels 80 % des bovins étaient séropositifs, de l’hyperthermie, une chute de production significative et de la diarrhée avaient été observées sur certaines vaches. Le SBV avait alors été identifié sur trois d’entre elles. Plus tard, seulement un veau parmi les soixante-treize nouveau-nés présentait des malformations congénitales et deux vaches avortaient. Par ailleurs, parmi les quarante troupeaux caprins suivis par Helmer et al. (2013a), 95 % étaient séropositifs mais seulement 25 % d’entre eux ont rapporté des malformations congénitales sur les chevreaux. Enfin, d’après l’EFSA, le nombre de cheptels touchés est peu élevé par rapport au nombre total de troupeaux, la 47 proportion maximale de troupeaux confirmés par région étant de 6,6 % pour les ovins et de 4 % pour les bovins (EFSA, 2012b). 1.4.1.3. Distribution temporelle du nombre de foyers de SBV Le nombre de foyers confirmés par semaine et par pays au cours de la période de septembre 2011 à octobre 2012 est illustré par la figure 10. Le nombre de foyers par espèce est ensuite détaillé des figures 11 à 13. Figure 10 : Distribution du nombre de foyers total confirmés par semaine, toutes espèces confondues, en Europe, de septembre 2011 à novembre 2012 (EFSA, 2012b) Nombre de foyers confirmés Semaines Allemagne Belgique Danemark Espagne Finlande France Italie Luxembourg Pays-Bas Pologne Royaume-Uni Suède Suisse Remarque : les données de la Belgique n’étaient disponibles que jusqu’à la semaine 11 mais des cas de SBV ont été observés au-delà de cette date. Le diagramme décrit une allure épizootique clinique. En effet, les deux premiers mois de l’année 2012, le nombre de foyers a rapidement augmenté, atteignant un pic la neuvième semaine (fin février – début mars) avec plus de 450 confirmations. Puis, il a diminué tout aussi rapidement jusqu’à la semaine 14 (moins de 150 cas la première semaine d’avril). Un deuxième pic, plus modéré (plus de 250 cas), a été observé au début du mois de mai (la semaine 19). Après une nouvelle diminution pendant deux mois, le nombre de foyers a ensuite oscillé en dessous de la barre des cents foyers hebdomadaires. 48 Figure 11 : Distribution du nombre de foyers ovins confirmés par semaine, en Europe, de septembre 2011 à novembre 2012 (EFSA, 2012b) Nombre de foyers ovins confirmés Semaines Allemagne Belgique Espagne France Luxembourg Pays-Bas Royaume-Uni Suisse Cette représentation par espèce a permis la mise en évidence de l’atteinte des ovins dès le début de l’épizootie et pendant le premier trimestre de l’année 2012. Le même pic précédent y est retrouvé. Il s’explique donc par la confirmation des nombreux cas ovins de malformations congénitales (tableau 4 précédent). De plus, la diminution des déclarations de foyers ovins dès le mois de mars puis leur quasi disparition, peuvent en partie s’expliquer par la fin de la saison d’agnelages dans les pays concernés (EFSA, 2012b). 49 Figure 12 : Distribution du nombre de foyers bovins confirmés par semaine, en Europe, de septembre 2011 à novembre 2012 (EFSA, 2012b) Nombre de foyers bovins confirmés Semaines Allemagne Belgique Danemark Finlande France Italie Luxembourg Pays-Bas Pologne Royaume-Uni Suède Suisse Concernant l’espèce bovine, les quelques cheptels confirmés en fin d’année 2011, en Allemagne, correspondaient aux premiers bovins atteints de la forme aiguë sur lesquels le SBV a été mis en évidence (tableau 5 précédent). Le nombre de foyers a ensuite progressivement augmenté dès le début du mois de février atteignant d’abord un plateau dans la période de mars à mi avril (semaine 9 à 15) avec 100 à 130 confirmations par semaine, puis un pic la semaine 19 (début mai) avec plus de 250 foyers. Le même profil que le premier graphique, toutes espèces confondues, est ensuite retrouvé, à savoir une diminution mais des nouveaux foyers rapportés tout au long de l’été et jusqu’au mois d’octobre. La majorité des foyers confirmés en Suisse, d’août à novembre correspondent à des formes aiguës de SBV chez des animaux adultes (tableau 5 précédent). Des cas similaires ont été observés au Royaume-Uni au cours de la même période (EFSA, 2012b). Les bovins ont donc majoritairement contribué au second pic et au maintien du nombre de foyers de SBV constatés sur le graphique toutes espèces confondues. 50 Figure 13 : Distribution du nombre de foyers caprins confirmés par semaine, en Europe, de septembre 2011 à novembre 2012 (EFSA, 2012b) Nombre de foyers caprins confirmés Semaines Allemagne France Belgique Italie PaysBas Suisse Très peu de foyers caprins ont été rapportés. L’évolution est toutefois semblable à celle des ovins avec quasi plus aucun cas à partir du mois d’avril. 1.4.1.4. 2011 à octobre 2012 Distribution géographique des foyers confirmés de septembre La distribution géographique du SBV, de septembre 2011 à octobre 2012, est illustrée dans la figure 14. Cette carte indique la période à laquelle les nouveaux foyers de SBV ont été confirmés par région. 51 Figure 14 : Évolution de la distribution des foyers confirmés en Europe, de septembre 2011 à octobre 2012 (EFSA, 2012b) Sept 2011 – Avril 2012 Mai 2012 – Août 2012 Sept 2012 – Oct 2012 Remarque : les foyers détectés en Autriche et en Irlande ne sont pas représentés sur cette carte. D’une part, durant cette première saison, de septembre 2011 à octobre 2012, les foyers de SBV sont restés relativement concentrés dans la zone européenne nord-ouest. D’autre part, la vitesse de propagation du SBV dans de nouvelles régions a été ralentie à partir du mois de mai 2012, et même, plus précisément dès le mois de mars 2012 (figure 8). 1.4.1.5. Impacts du SBV En Belgique, à partir d’une étude cas témoins, Saegerman et al. (2014) ont évalué l’impact de l’infection par le SBV en élevage ovin. Différentes conséquences pouvant être reliées à l’infection par le SBV ont été enregistrées dans treize élevages ovins positifs à la RT-qPCR et dans treize élevages ovins négatifs à la RT-qPCR. Une augmentation des avortements, des naissances d’agneaux malformés et des dystocies ainsi qu’une diminution de la prolificité ont été mises en évidence dans les élevages dans lesquels le virus avait été identifié. Veldhuis et al. (2014) ont analysé l’impact du SBV sur différents paramètres dont la production laitière, les performances de reproduction et le taux de mortalité dans les troupeaux bovins laitiers en Allemagne et au Pays-Bas. Lors de la circulation virale en septembre 2011, la production laitière quotidienne a été diminuée de 0,26 kg par vache en moyenne comparé à la même période l’année précédente. Dans un sous groupe de cheptels ayant rapporté des malformations congénitales, la baisse était de 0,43 kg par vache en 52 moyenne. Les auteurs ont également démontré une légère mais significative réduction de la fertilité. Un autre impact du SBV réside dans les restrictions du commerce international. En effet, l’export de semences a été limité vers plusieurs pays. En 2012, les pays européens ont exporté entre 11 et 26 % de paillettes de taureaux en moins par rapport aux années précédentes. De plus, la valeur des exportations d’animaux reproducteurs de pure race a diminué de 20 % en 2012 comparé à l’année 2011 (EFSA, 2014). Bilan A la fin du mois d’octobre 2012, la présence du virus de Schmallenberg a été signalée dans près de 6 000 exploitations de 15 pays différents. Ces foyers sont ceux qui ont été confirmés et notifiés à l’EFSA. Il est donc probable qu’ils soient sous estimés. Les données communiquées par l’EFSA ont montré que le virus a continué de circuler en Europe. En effet, de nouvelles régions, en bordure des zones infectées connues, ont été atteintes. D’après l’EFSA, le nombre de cheptels touchés est peu élevé par rapport au nombre total de troupeaux, la proportion maximale de troupeaux confirmés par région étant de 6,6 % pour les ovins et de 4 % pour les bovins (EFSA, 2012b). 1.4.2. En France 1.4.2.1. Objectifs et modalités de surveillance de la forme congénitale due au SBV entre janvier et août 2012 Le principal objectif du dispositif de surveillance du SBV congénital était de connaître la distribution géographique de la maladie. Son objectif secondaire visait à l’appréciation de l’impact clinique de l’infection des espèces bovine, ovine et caprine. Les acteurs de cette surveillance évènementielle étaient la DGAL (responsable du dispositif), la Plateforme de surveillance épidémiologique en santé animale (Plateforme ESA) (coordination, cohérence des dispositifs, centre de ressources de l’état des lieux des connaissances et des données épidémiologiques), les Groupements de défense sanitaire de France (GDS France) (évaluation du nombre et de la proportion d’animaux atteints dans les cheptels infectés), la Société nationale des groupements techniques vétérinaires (SNGTV) (étude rétrospective sur les troubles cliniques apparus les mois précédents l’émergence) et l’Anses (appui méthodologique). Janvier 2012 La note de service émise le 4 janvier par la DGAL (DGAL, 2012a) renforçait la surveillance dans le nord-est de la France. En effet, des formes congénitales de la maladie ayant été notifiées en Allemagne, en Belgique et au Pays-Bas, le dispositif visait la détection d’éventuels cas sur le territoire. Dans le reste du pays, la vigilance était également de mise mais de façon plus allégée. 53 Février 2012 Vu la grande ampleur prise par l’épizootie de SBV dans le pays, une nouvelle note de service a été émise le 23 février (DGAL, 2012b). Le dispositif de surveillance était harmonisé sur l’ensemble du territoire. Pour la gestion des données, le logiciel Sigal était utilisé. Un module d’intervention SBV y a été créé et était renseigné lors de suspicion de formes congénitales dues au SBV. Mars 2012 Le diagnostic de SBV jusque là réalisé au laboratoire de santé animale de l’Anses de MaisonsAlfort, a été décentralisé, à partir du 8 mars, dans des laboratoires départementaux agréés. Un réseau de laboratoires agréés pour le diagnostic SBV par RT-qPCR a été constitué. La note de service du 8 mars donnait la nouvelle procédure diagnostique (DGAL, 2012c). Avril 2012 La surveillance du SBV a été allégée dès le 18 avril (DGAL, 2012d). L’objectif principal du dispositif de surveillance évènementielle étant la connaissance de la distribution géographique de la maladie, la surveillance clinique chez les petits ruminants a été levée dans l’ensemble des départements déjà atteints (à savoir, ceux dans lesquels au moins cinq cas de SBV ont été répertoriés). Elle était maintenue dans les autres départements et pour les bovins. Toutefois, le diagnostic biologique reposait sur la technique sérologique ELISA. Le prélèvement privilégié était donc le sérum du nouveau-né, de préférence avant la prise colostrale, ou celui de la mère dans le cas échéant. Mai 2012 La surveillance des formes congénitales dues au SBV a été clôturée chez les petits ruminants. Août 2012 La surveillance des formes congénitales dues au SBV a été clôturée dans l’espèce bovine. 1.4.2.2. Incidence cheptel Comme précédemment, un foyer de SBV congénital correspondait à une exploitation dans laquelle au moins une suspicion clinique d’infection congénitale due au SBV a été biologiquement confirmée. Ainsi, au 31 mai 2012, on recensait en France 1 145 foyers de petits ruminants, respectivement 1 129 et 17 foyers ovins et caprins (un élevage étant mixte ovin-caprin). Au 54 31 août 2012, l’infection par le SBV a été confirmée dans 2 018 élevages bovins (Dominguez et al. (2012b)). Ces résultats sont détaillés dans le tableau 6. Tableau 6 : Incidence cheptel du SBV congénital et taux de confirmation des suspicions, en France au 31 août 2012 (Dominguez et al., 2012) Nombre total Elevages cliniquement Taux de d’élevages ayant suspects pour lesquels Espèce confirmation de fait l’objet d’une l’infection a été confirmée la suspicion suspicion clinique biologiquement N N % par espèce % Ovins 1 824 1 129 35,5 62 Caprins 69 17 0,5 25 Bovins 3 638 2 018 64 56 Total 5 531 3 164 100 Remarques : Ces foyers identifiés ne représentaient qu’une partie des élevages infectés (possible absence de femelles en début de gestation dans certains élevages au moment de l’exposition, taux d’expression clinique de l’infection congénitale due au SBV, probables déclarations des suspicions non exhaustives, probable non confirmation biologique de certains cas). Cependant, dans l’espèce bovine, des foyers de SBV congénital ont été comptabilisés par excès. En effet, des cas d’infection aiguë due au SBV ont été inclus en fin de période de surveillance. Les foyers de SBV congénital concernaient principalement l’espèce bovine. Très peu de foyers caprins ont été identifiés. Le taux de confirmation était plus élevé chez les ovins que chez les bovins. Il était mauvais dans l’espèce caprine, seulement un quart des suspicions a été confirmé. 1.4.2.3. Taux d’incidence cheptel Ovins En 2011, la France comptabilisait 51 795 structures détentrices d’ovins (dont 22 578 élevages ovins de plus de cinquante têtes). Ainsi, en moyenne, des cas de SBV congénital ont été confirmés dans 2 % des structures détentrices d’ovins. Dans les départements les plus touchés (Haute-Marne, Meurthe-et-Moselle, Moselle, Indre et Vienne), environ 10 % des structures ont été atteintes (Dominguez et al., 2012). La répartition du taux d’incidence par département est représentée dans la figure 15. 55 Figure 15 : Taux d’incidence cheptel du SBV congénital chez les ovins au 31 mai 2012 (Dominguez et al., 2012) Taux d’incidence ]0à2% ] 2 à 10 % > 10 % Bovins Au 31 décembre 2011, la France détenait 197 537 structures détentrices de bovins. La répartition du taux d’incidence par département est illustrée dans la figure 16. 56 Figure 16 : Taux d’incidence cheptel du SBV congénital chez les bovins au 31 août 2012 (Dominguez et al., 2013) Taux d’incidence ] 0 à 0,5 % ] 0,5 à 1,5 % > 1,5 % Au 31 août 2012, le taux d’incidence cheptel du SBV congénital chez les bovins, était globalement plus élevé dans la moitié nord du pays et plus particulièrement dans le quart nord-est. 1.4.2.4. Séroprévalence intra-troupeau Le nombre de foyers de SBV congénital rapporté ne représentant qu’une partie des élevages ayant été atteints, des études de séroprévalence ont été réalisées afin d’évaluer la prévalence de l’infection. Ainsi, des GDS ont conduit localement des enquêtes sérologiques. Elles ont porté sur des échantillons prélevés dans 132 élevages (70 élevages ovins et 62 élevages bovins), entre décembre 2011 et mai 2012, dans le but d’associer les séroconversions à la circulation du virus en 2011. Trois zones pour lesquelles des résultats sérologiques étaient disponibles ont été distinguées : zones à zéro foyer de SBV congénital identifié, zones entre un et vingt foyers, zones avec plus de vingt foyers. Les taux de prévalence obtenus dans les cheptels ovins et bovins sont schématiquement représentés dans les figures 17 et 18 (Gache et al., 2013a) 57 Figure 17 : Taux de prévalence dans les cheptels ovins dans les trois zones de foyers (Gache et al., 2013a) Taux de prévalence Dans les élevages ovins testés dans les zones à plus de vingt foyers, 25 % d’entre eux présentaient un taux de prévalence SBV inférieur à 12 % et 75 % d’entre eux présentaient un taux de prévalence SBV inférieur à 46 %. Figure 18 : Taux de prévalence dans les cheptels bovins dans les trois zones de foyers (Gache et al., 2013a) Taux de prévalence Dans les élevages bovins testés dans les zones comprenant entre un et vingt foyers, la moitié d’entre eux présentaient un taux de prévalence SBV inférieur à 8 % et les trois quarts d’entre eux présentaient un taux de prévalence SBV inférieur à 26 % Dans les zones à plus de vingt foyers, 25 % d’entre eux présentaient un taux de prévalence SBV inférieur à 68 % et 75 % d’entre eux présentaient un taux de prévalence SBV inférieur à 97 %. Les conclusions tirées de cette étude étaient d’une part la faible circulation du virus, lors de l’épisode initial de 2011, dans les zones où le nombre de foyers de SBV congénital identifiés était nul ou très faible en 2012. D’autre part, dans les zones plus fortement atteintes (plus de vingt foyers de SBV congénital identifiés), la prévalence était notablement plus élevée dans 58 les cheptels bovins que dans les élevages ovins avec une médiane respectivement d’environ 85 % et 35 %. 1.4.2.5. Évolution dans le temps Chez les petits ruminants Afin de connaître l’intensité de la dynamique d’apparition des foyers de SBV congénital, le ratio « nombre de foyers ovins rapporté au nombre estimé d’agnelages » a été calculé. La distribution mensuelle de ce ratio est représentée dans la figure 19. Figure 19 : Évolution mensuelle du ratio « nombre de foyers ovins rapporté au nombre estimé d’agnelages » de janvier à mai 2012 (Dominguez et al., 2012) La dynamique d’apparition des foyers ovins a été maximale en février, importante en mars et beaucoup plus faible les autres mois. La répartition par semaine des premières suspicions cliniques de SBV congénital dans les foyers et dans les exploitations suspectes non confirmées est illustrée dans la figure 20 pour les ovins et dans la figure 21 pour les caprins. 59 Figure 20 : Répartition par semaine des naissances des premiers agneaux ayant fait l’objet d’une suspicion clinique de SBV congénital dans les foyers et dans les élevages suspects non confirmés, de janvier à mai 2012 (Dominguez et al., 2012) Les premières mises-bas d’agneaux atteints de SBV ont eu lieu le 1 er janvier 2012. Après avoir fortement augmenté à la fin du mois de février, l’incidence du SBV congénital a culminé début mars (semaine 9 : 242 foyers confirmés). Elle a ensuite rapidement diminué et à partir du mois d’avril, moins de vingt foyers hebdomadaires ont été notifiés. Les derniers agneaux atteints étaient nés les 2 et 3 mai. Figure 21 : Répartition par semaine des naissances des premiers chevreaux ayant fait l’objet d’une suspicion clinique de SBV congénital dans les foyers et dans les élevages suspects non confirmés, de janvier à mai 2012 (Dominguez et al., 2012) Concernant l’espèce caprine, les foyers de SBV sont apparus plus groupés dans le temps que pour les ovins. Les premiers chevreaux étaient nés au début du mois de février. L’incidence 60 du SBV a culminé les semaines 8 et 9 (fin février – début mars). La dernière mise-bas de chevreau atteint a eu lieu le 21 mars. Vu l’évolution temporelle d’apparition des foyers de SBV congénital, l’hypothèse des premières contaminations de femelles gestantes par le virus en septembre 2011 a été émise. Le virus aurait ensuite largement diffusé pendant l’automne et les dernières contaminations auraient eu lieu au début de l’hiver (Dominguez et al., 2012). Chez les bovins Le même ratio du « nombre de foyers bovins rapporté au nombre estimé de vêlages » a été calculé. Sa distribution mensuelle est représentée dans la figure 22. Figure 22 : Évolution mensuelle du ratio « nombre de foyers bovins rapporté au nombre estimé de vêlages » de janvier à août 2012 (Dominguez et al., 2013) La dynamique d’apparition des foyers bovins est restée basse les trois premiers mois de l’année, a augmenté au mois d’avril et a culminé le mois de mai. Elle a ensuite progressivement diminué jusqu’au mois d’août. La répartition par semaine des premières suspicions cliniques de SBV congénital chez les bovins, dans les foyers et dans les exploitations suspectes non confirmées, est illustrée dans la figure 23. 61 Figure 23 : Répartition par semaine des naissances des premiers veaux ayant fait l’objet d’une suspicion clinique de SBV congénital dans les foyers et dans les élevages suspects non confirmés, de janvier à août 2012 (Dominguez et al., 2013) Remarque : le taux de confirmation des suspicions cliniques de SBV congénital a augmenté à partir de mi-avril. En effet, le taux de confirmation des suspicions est passé de 33 % en moyenne avant la mi-avril à 67 % en moyenne après cette date. Ce constat a été lié au recours au diagnostic sérologique à partir de la mi-avril. La première naissance identifiée de veau atteint de SBV (la confirmation biologique ayant été obtenue plus tard) a eu lieu au début du mois de janvier. L’incidence du SBV congénital a progressivement augmenté jusqu’au mois de mai, mois au cours duquel elle a atteint son pic (semaine 19 : 155 foyers). Elle a ensuite progressivement diminué. La décroissance est apparue lente et masquée notamment par l’inclusion de cas d’infection aiguë due au SBV. 1.4.2.6. Évolution spatio-temporelle La figure 24 illustre l’évolution spatio-temporelle des foyers de SBV congénital par département et par mois, à partir de l’identification du premier foyer et pendant quatre mois. 62 Figure 24 : Mois de première suspicion clinique confirmée de SBV congénital par département (Dominguez et al., 2012) Le délai entre l’infection et la mise bas pouvant être variable (de trois à quatre mois), la localisation des premiers foyers de SBV congénital identifiés ne traduit pas strictement la localisation des premiers cas d’infections de femelles par le SBV. En tenant compte de l’activité épizootique en Belgique, il est toutefois apparu plausible que les premiers cas d’infection de femelles gestantes soient apparus au nord-est de la France. Cependant, un foyer ovin est précocement apparu en Charente. L’hypothèse de l’introduction du virus dans cette zone a été émise. Le virus semble ensuite avoir diffusé à partir de ces zones (« nordest » et « centre-ouest ») (Dominguez et al., 2012). 1.4.2.7. Répartition géographique Les foyers ovins, caprins et bovins identifiés jusqu’au 31 août 2012 sont présentés respectivement dans les figures 25, 26 et 27. Des suspicions cliniques de SBV congénital ont été rapportées sur l’ensemble du territoire mais les foyers de petits ruminants ont été essentiellement concentrés dans la moitié nord du pays mis à part quelques foyers identifiés dans le sud-ouest. En effet, près de 50 % des foyers de SBV congénital chez les petits ruminants étaient concentrés dans quatre départements du centre-ouest (Charente (16), Indre (36), Vienne (86) et Haute-Vienne (87)) et près de 20 % étaient situés dans quatre autres départements du nord-est (Haute-Marne (52), Meurthe-et-Moselle (54), Moselle (57) et Vosges (88)) (Dominguez et al., 2012). Concernant l’espèce bovine, des foyers ont été identifiés sur l’ensemble du pays sauf dans certains départements du sud-est de la France (Dominguez et al., 2013). 63 Figure 25 : Répartition géographique des foyers de SBV congénital ovins (Anses, 2014) Figure 26 : Répartition géographique des foyers et des élevages caprins ayant fait l’objet d’une suspicion clinique de SBV congénital (Dominguez et al., 2012) 64 Figure 27 : Répartition géographique des foyers de SBV congénital bovins (Anses, 2014) 1.4.2.8. Impacts du SBV Les GDS ont réalisé des enquêtes dans plus de 1 000 élevages atteints dont 574 cheptels ovins et 510 exploitations bovines, afin d’estimer l’impact du SBV congénital. En moyenne, lors de cette première saison, respectivement 15 % et 7 % de l’ensemble des agneaux et des veaux nés dans ces élevages ont présenté des troubles pouvant être rapportés au SBV (Plateforme ESA, 2012a). Deux autres études, coordonnées par GDS France et réalisées par l’Institut de l’Elevage, avec l’appui des GDS départementaux ont permis de décrire la forte variabilité des impacts du virus et d’en estimer les conséquences économiques à l’échelle de l’élevage. Elles ont été ciblées sur la filière ovine allaitante. Les conclusions retenues étaient des impacts faibles pour la majorité des cheptels. En effet, la majorité des troupeaux atteints ont présenté moins de 7 % de pertes au moment des agnelages lors de l’hiver 2011/2012. Néanmoins près de 20 % des élevages ont subi de sérieuses conséquences. Les conséquences économiques étaient variables : la marge brute à la brebis était diminuée de 12 % dans les troupeaux très fortement impactés, moins 6 % dans les troupeaux fortement impactés et moins 2 % dans les cheptels moyennement à faiblement impactés (Institut de l’Elevage, 2012). 1.4.2.9. Conclusion Suite à l’alerte européenne relative à l’émergence du virus, la surveillance clinique de la forme congénitale du SBV initiée dès le mois de janvier 2012 par la DGAL et jusqu’au mois d’août suivant, a permis l’identification de plus de 3 000 foyers. Ces foyers ont été observés sur une grande partie du territoire, le nord-est du pays restant le plus atteint. 65 II. Bilan de la saison 2012/2013 2.1. En Europe La circulation du SBV s’est poursuivie au cours de l’hiver 2012 et du printemps 2013. Les données suivantes décrivent cette progression depuis le mois de novembre 2012 jusqu’au mois d’avril 2013. Des comparaisons avec la saison précédente sont présentées. 2.1.1. Nouveaux pays atteints Au cours de cette deuxième période, le SBV s’est propagé dans sept nouveaux pays. Les pays nouvellement atteints étaient chronologiquement : la Norvège (ProMED-mail 2012t ; ProMED-mail 2013f), la République Tchèque (ProMED-mail, 2012u), la Hongrie (ProMEDmail 2013a), l’Estonie (ProMED-mail 2013b), la Slovénie (ProMED-mail 2013d), la Croatie et la Lettonie (EFSA, 2013). Au total, vingt-deux pays étaient donc concernés par le SBV au 30 avril 2013. La nouvelle carte des pays infectés par le SBV est illustrée par la figure 28. Dans ces pays, des cas de malformations congénitales ont été confirmés par RT-PCR sauf en Lettonie où le virus a été détecté sur un animal adulte. En Finlande et en Suède, où la circulation du virus avait été confirmée la saison précédente, par sérologie sur lait de tank, des cas de malformations congénitales ont été observés en début d’année 2013 (ProMEDmail, 2013c, e). Figure 28 : Répartition géographique des pays atteints de SBV au 30 avril 2013 (EFSA, 2013) Nouveaux pays atteints Pays atteints Au cours de cette deuxième saison, sept nouveaux pays ont été atteints par le SBV, à savoir la Norvège, la République Tchèque, la Hongrie, l’Estonie, la Slovénie, la Croatie et la Lettonie. 66 2.1.2. Incidence cheptel Au cours de la période de novembre 2012 à avril 2013, dix-neuf pays européens (Allemagne, Belgique, Royaume-Uni, France, Italie, Danemark, Suisse, Autriche, Pologne, Suède, Finlande, Irlande, Norvège, République Tchèque, Hongrie, Estonie, Slovénie, Croatie et Lettonie) ont rapporté 2 580 nouveaux cheptels infectés. Comme précédemment, la présence du SBV dans ces exploitations a été confirmée par RT-qPCR sur des avortons ou des animaux adultes ou encore par sérologie (EFSA, 2013). Ces données sont détaillées par espèce dans le tableau 7. Tableau 7 : Nombre de cheptels confirmés par espèce de novembre 2012 à avril 2013 (EFSA, 2013) Nombre de cheptels confirmés de Espèce novembre 2012 à avril 2013 Bovin 1 898 Ovin 623 Caprin 59 Total 2 580 Au cours de cette deuxième saison aussi, le plus grand nombre de cheptels confirmés a été rapporté dans l’espèce bovine (74 % des cheptels confirmés), devant les ovins (24 % des cheptels confirmés) et les caprins (2 % des cheptels confirmés). Les données par pays disponibles dans le rapport de l’EFSA étaient celles cumulées depuis l’apparition du SBV en 2011. Concernant les pays nouvellement atteints, les données révèlent donc l’incidence du SBV au cours de cette deuxième saison (tableau 8). Pour les autres pays, il s’agit de la prévalence du SBV depuis son apparition dans les pays respectifs (tableau 9). L’incidence aurait pu être calculée par différence entre les données de cette saison et celles de la saison précédente mais le calcul n’était pas possible pour tous les pays. Par exemple, en Suisse où le nombre de cheptels confirmés au 30 avril 2013 est inférieur à celui recueilli au 30 octobre 2012 ce qui conduit à s’interroger sur la fiabilité des données. Tableau 8 : Nombre de cheptels suspects et confirmés par espèce et par pays, dans les sept pays nouvellement infectés (EFSA, 2013) Nombre de cheptels Espèce Total confirmés / suspects Pays Bovin Ovin Caprin Autriche 57/57 27/27 2/2 86/86 Croatie 3/8 0/1 0/1 3/10 Estonie 3/3 2/2 Hongrie 1/ 1/ Lituanie 1/ 1/ République Tchèque 9/9 9/9 Slovénie 25/25 1/1 Total 99/102 39/40 5/5 1/1 19/19 26/26 3/4 141/146 67 L’Autriche a rapporté quatre-vingt-six cheptels confirmés soit plus de la moitié des cheptels confirmés de ces sept pays. La Croatie, l’Estonie, la Hongrie et la Lituanie ont identifié très peu de cas. La même proportion de cheptels confirmés par espèce est retrouvée au sein de ces pays. Tableau 9 : Comparaison du nombre de cheptels confirmés au cours de la première saison et pendant les deux saisons, dans les quinze premiers pays (EFSA, 2013) Nombre de cheptels Période confirmés Du 1er août 2011 au Du 1er août 2011 au Pays 30 octobre 2012 30 avril 2013 Allemagne 1 502 2 094 Belgique 231 598 Danemark 1 2 Espagne 5 5 Finlande 1 18 France 3 217 4 578 Irlande 0 78 Italie 4 86 Luxembourg 28 28 Norvège 0 1 Pays-Bas 351 351 Pologne 2 4 310 446 Suède 1 51 Suisse 301 229 Total 5 954 8 569 Royaume-Uni L’Espagne, le Luxembourg et les Pays-Bas (lignes grisées dans le tableau 9) n’ont pas communiqué de données à l’EFSA au cours de cette seconde saison. De nouveaux cheptels ont également été infectés dans les pays déjà affectés la saison précédente. En effet, la France, l’Allemagne, la Belgique, le Royaume-Uni, la Suisse, l’Italie, l’Irlande et la Suède ont détecté de nombreux nouveaux foyers de SBV. Ainsi, avec 2 580 nouveaux foyers détectés au cours de cette deuxième saison, au 30 avril 2013, plus de 8 700 cheptels étaient confirmés infectés par le SBV depuis le mois de septembre 2011. 68 2.1.3. Prévalence Les surveillances épidémiologiques conduites dans certains pays ont permis d’obtenir des évaluations de séroprévalence. Ainsi, en Suède, près de 75 % des 723 échantillons bovins de lait de tank étaient séropositifs en fin d’année 2012 (Chenais et al., 2013). En Autriche, en octobre 2012, la séroprévalence intra troupeau était supérieure à 98 % chez les bovins. Elle était plus basse et plus variable chez les ovins, de 58 à 96 % selon les régions (Steinrigl et al., 2014). L’impact du SBV par pays a été analysé. Ainsi, l’EFSA a estimé la prévalence du SBV par pays (tableau 10). Pour ce faire, le nombre de cheptels testés, le nombre de cheptels confirmés infectés et le nombre de cheptels recensés dans chaque pays ont été pris en compte. L’incertitude de l’estimation augmentait avec la diminution du nombre de cheptels testés et plus elle était grande, plus l’intervalle de confiance à 95 % était étendu (EFSA, 2013). Tableau 10 : Prévalence cheptel pondérée estimée du SBV par pays, dans les espèces bovine et ovine (EFSA, 2013) Pays Bovin Ovin Danemark [0 ; 29,2] [0 ; 41,2] Finlande [16,7 ; 83,3] [27,3 ; 100] France [64,3 ; 68,3] [63,0 ; 69,1] Royaume-Uni [58,8 ; 79,4] [63,7 ; 76,0] Croatie [0 ; 87,5] [0 ; 100] Italie [11,1 ; 100] [88,3 ; 100] Luxembourg [36,1 ; 83,3] [10 ; 100] Suède [8,1 ; 32,3] [36,1 ; 72,1] Suisse [72,9 ; 88,9] [62,7 ; 89,2] Dans les pays où le nombre de cheptels testés était important, en France, au Royaume-Uni et en Suisse, la prévalence estimée variait de 60 à 80 % voire jusqu’à 90 % de cheptels atteints par pays. 69 2.1.4. Confirmation biologique Le tableau 11 et les figures 29 et 30 représentent, par espèce, le mode de confirmation, par RT-qPCR (sur avortons ou sur adultes) ou par sérologie. Tableau 11 : Nombre de cheptels confirmés par espèce, par RT-qPCR (sur avortons et sur adultes) ou par sérologie (EFSA, 2013) Nombre de cheptels Nombre de cheptels Nombre de cheptels confirmés parmi ceux confirmés parmi ceux confirmés présentant Espèce présentant des avortons avec présentant des adultes des adultes des formes congénitales avec des formes aiguës séropositifs Bovin 389/1 402 218/222 971 Ovin 389/389 69/70 152 Caprin 15/30 0/1 22 Total 793/1 821 287/293 1 145 Les cheptels bovins ont été davantage confirmés par sérologie que par PCR contrairement aux troupeaux de petits ruminants chez lesquels le diagnostic direct a été privilégié. Figure 29 : Nombre de cheptels confirmés par PCR sur avorton parmi les cheptels suspects de SBV congénital (EFSA, 2013) Caprin Ovin Bovin 0 200 400 600 800 Cheptels suspects non confirmés 1000 1200 1400 Cheptels confirmés Moins d’un tiers des cheptels bovins suspects, à savoir des exploitations présentant des nouveau-nés avec des malformations congénitales, a été confirmé infecté par détection du virus par PCR sur des échantillons d’avortons. Dans l’espèce ovine, tous les troupeaux, et un cheptel caprin sur deux ont été ainsi confirmés. 70 Figure 30 : Nombre de cheptels confirmés par PCR sur adultes parmi les cheptels suspects de SBV aigu (EFSA, 2013) Caprin Ovin Bovin 0 50 100 Cheptels suspects non confirmés 150 200 250 Cheptels confirmés Quelque soit l’espèce, la quasi-totalité des cheptels suspects de SBV aigu, ayant observé des signes cliniques sur des animaux adultes, a été confirmée par PCR. 2.1.5. Évolution du nombre de foyers de SBV dans le temps 2.1.5.1. Évolution mensuelle Le tableau 12 représente le nombre de cheptels confirmés par espèce et par mois, de novembre 2012 à avril 2013. Les tableaux 13 et 14 détaillent, dans les espèces ovine et bovine, le nombre de cheptels confirmés par mois, en fonction des types de prélèvements et des analyses effectuées. Les analyses ont été réalisées soit à partir d’échantillons d’avortons suspects atteints de syndrome d’arthrogrypose – hydranencéphalie soit à partir de sérum d’animaux adultes présentant des signes cliniques aigus de SBV. Dans les deux cas, des PCR ont été réalisées. Les cheptels confirmés par sérologie sur animaux adultes n’ont pas été reportés dans les tableaux 13 et 14. Tableau 12 : Nombre de cheptels confirmés par espèce et par mois, de novembre 2012 à avril 2013 (EFSA, 2013). Nombre de Espèce cheptels confirmés Total Mois Bovin Ovin Caprin Novembre 2012 155 168 14 337 Décembre 2012 263 213 15 491 Janvier 2013 599 164 19 782 Février 2013 467 38 4 509 Mars 2013 314 37 5 356 Avril 2013 100 3 2 105 Total 1 898 623 59 2 580 71 Tableau 13 : Nombre de cheptels ovins confirmés par mois, de novembre 2012 à avril 2013, en fonction du type de prélèvement (EFSA, 2013). Nombre de cheptels Type de prélèvement Total ovins confirmés Echantillons Sérums d’animaux Mois d’avortons adultes Novembre 2012 119 2 121 Décembre 2012 137 26 163 Janvier 2013 116 28 144 Février 2013 11 9 20 Mars 2013 6 4 10 Avril 2013 0 0 0 Total 389 69 458 Les cheptels ovins infectés ont principalement été rapportés de novembre à janvier, soit pendant la saison d’agnelage. En effet, les analyses ont porté majoritairement sur des avortons présentant des malformations congénitales. Peu de cheptels ovins ont ensuite été confirmés, du mois de février au mois d’avril. Tableau 14 : Nombre de cheptels bovins confirmés par mois, de novembre 2012 à avril 2013, en fonction du type de prélèvement (EFSA, 2013). Nombre de cheptels Type de prélèvement Total bovins confirmés Echantillons Sérums d’animaux Mois d’avortons adultes Novembre 2012 41 43 84 Décembre 2012 31 26 57 Janvier 2013 60 19 79 Février 2013 75 39 114 Mars 2013 126 60 186 Avril 2013 56 31 87 Total 389 218 607 Concernant l’espèce bovine, des cheptels ont été infectés tout au long de la saison. En effet, la présence du virus a été détectée sur des animaux adultes chaque mois, sans interruption. Ceci suggère donc la circulation du virus pendant l’hiver. Les malformations congénitales ont également été observées chaque mois, avec un maximum au mois de mars (EFSA, 2013). La détection de cheptels bovins atteints tout au long de l’année peut s’expliquer par le fait que les vêlages sont davantage étalés sur l’année contrairement aux agnelages qui sont plus saisonniers. 72 2.1.5.2. Évolution hebdomadaire par pays Le nombre de cheptels confirmés par semaine et par pays durant la période de septembre 2011 à avril 2013 est illustré par la figure 31. Le nombre de foyers par espèce est ensuite détaillé dans les figures 32 à 34. Contrairement à la saison précédente, seuls les cheptels confirmés par la détection directe du virus sont représentés. Les confirmations par sérologie ont été exclues dans le but de déterminer les cheptels nouvellement infectés. En effet, la séropositivité des animaux prouve la circulation du virus dans le troupeau mais ne permet de la dater Figure 31 : Distribution du nombre de foyers total de SBV confirmés par semaine, toutes espèces confondues, en Europe, de septembre 2011 à avril 2013 (EFSA, 2013) Nombre de cheptels confirmés Semaines Allemagne Autriche Belgique Croatie Danemark Espagne Estonie Finlande France Irlande Italie Luxembourg Norvège Pays-Bas Pologne République Tchèque Royaume-Uni Slovénie Suède Suisse Le premier constat est le nombre beaucoup plus faible de cheptels infectés rapportés au cours de cette deuxième saison en comparaison avec la saison précédente, à la même période. Il faut également souligner l’absence apparente d’allure épizootique en deuxième saison. Le nombre de foyers déclarés a progressivement augmenté pour atteindre un pic fin novembre 2012 (semaine 48). Après avoir chuté en fin d’année, il a à nouveau augmenté dès le début d’année 2013 et s’est maintenu jusqu’au mois d’avril. L’Allemagne, le Royaume-Uni, l’Italie et la Suisse ont majoritairement contribué au nombre de foyers rapportés. Au cours de la deuxième saison, la France est très peu représentée sur ce graphique. En effet, les analyses réalisées en France étaient surtout des sérologies (EFSA, 2013). 73 Figure 32 : Distribution du nombre de foyers ovins de SBV confirmés par semaine, en Europe, de septembre 2011 à avril 2013 (EFSA, 2013) Nombre de cheptels ovins confirmés Semaines Allemagne Autriche Belgique Danemark Espagne Estonie Finlande France Irlande Italie Luxembourg Pays-Bas Pologne République Tchèque Royaume-Uni Slovénie Suède Suisse Comme l’année précédente, les cheptels ovins infectés ont été confirmés fin novembredébut décembre puis quelques autres ont été détectés au mois de janvier 2013. Ces foyers ont principalement été découverts au Royaume-Uni, en Italie, en Suisse, en Allemagne, en Autriche, en Suède et en Irlande. En dehors de ces périodes, très peu voire aucun cheptel n’a été rapporté. En France, des troupeaux infectés ont été identifiés à partir du mois d’octobre et jusqu’au mois de novembre 2012. La confirmation de la quasi-totalité de ces cheptels ovins était fondée sur des PCR effectuées sur des agneaux présentant des malformations congénitales (EFSA, 2013). 74 Figure 33 : Distribution du nombre de foyers bovins de SBV confirmés par semaine, en Europe, de septembre 2011 à avril 2013 (EFSA, 2013) Nombre de cheptels bovins confirmés Semaines Allemagne Autriche Belgique Croatie Danemark Estonie Finlande France Irlande Italie Luxembourg Norvège Pays-Bas Pologne République Tchèque Royaume-Uni Slovénie Suède Suisse De nouveaux cheptels bovins ont été confirmés chaque semaine, sans interruption. Un tiers d’entre eux était des troupeaux, principalement allemands, dans lesquelles des formes aiguës de SBV ont été observées. Le reste des cheptels a rencontré des cas de malformations congénitales, notamment en Allemagne, dans les pays scandinaves et dans les régions orientales d’Europe (EFSA, 2013). 75 Figure 34 : Distribution du nombre de foyers caprins de SBV confirmés par semaine, en Europe, de septembre 2011 à janvier 2013 (EFSA, 2013) Nombre de cheptels caprins confirmés Semaines Allemagne Autriche Belgique France Italie Pays-Bas République Tchèque Suisse Au cours de cette seconde saison, très peu de nouveaux cheptels caprins infectés ont été rapportés. La Suisse, l’Italie, l’Autriche et la République Tchèque ont déclaré ces cas, durant les mêmes périodes que les ovins. 2.1.6. Distribution géographique des foyers de SBV confirmés de septembre 2011 à avril 2013 La progression géographique du SBV, de septembre 2011 à avril 2013, est illustrée dans la figure 35. Comme précédemment, la carte indique la période à laquelle les nouveaux foyers de SBV ont été confirmés par région. 76 Figure 35 : Évolution de la distribution des foyers de SBV confirmés en Europe, de septembre 2011 à avril 2013 (EFSA, 2013) Sept 2011 – Avril 2012 Mai 2012 – Août 2012 Sept 2012 – Oct 2012 Nov 2012 – Avril 2013 Remarque : la Hongrie et la Lettonie ne sont pas représentées sur cette carte. Au cours de cette deuxième saison, l’aire d’atteinte par le SBV s’est étendue en Europe. En effet, au Nord, le SBV a été identifié pour la première fois en Norvège, à l’Est, les pays nouvellement infectés étaient l’Estonie, la Lettonie, la Hongrie, la Slovénie et la Croatie, au Sud en Sardaigne et à l’Ouest, de nouvelles régions d’Irlande ont été atteintes. Le virus a aussi continué à circuler dans des pays déjà touchés la saison précédente. 2.1.7. Conclusion Au cours de cette deuxième saison, l’aire d’atteinte du SBV s’est étendue dans toute l’Europe et notamment au Nord et à l’Est. Plus de 2 500 nouveaux cheptels ont été confirmés infectés par le SBV. Ce nombre de nouveaux foyers a été plus faible que celui recensé la saison précédente suggérant soit une épizootie de moins forte intensité soit une sous déclaration des cas. De nouvelles formes aiguës et congénitales de SBV ont été observées dans les nouveaux pays et dans ceux déjà atteints. En Allemagne des cas de SBV aigu ont été identifiés sans interruption de novembre 2012 à avril 2013 suggérant la circulation du virus pendant l’hiver. 77 2.2. En France Dès le mois de mai 2012 des formes aiguës de SBV ont été confirmés chez des bovins adultes dans les Pyrénées-Atlantiques (Sailleau et al., 2013b). Au cours de l’été 2012, des analyses virologiques réalisées avant l’export d’animaux vivants se sont révélées positives. Par conséquent, le SBV poursuivait sa diffusion et de nouveaux cas congénitaux étaient attendus. Ainsi, la surveillance du SBV congénital a été reprise en septembre 2012 et jusqu’à la fin du mois d’août 2013 (Plateforme ESA, 2012b). 2.2.1. Objectif et modalités de surveillance du SBV congénital entre septembre 2012 et août 2013 2.2.1.1. Objectif La reprise de la surveillance du SBV congénital pour la deuxième saison a été validée par les membres de la Plateforme ESA et le GDS France a coordonné cette surveillance. Son objectif était à nouveau d’identifier les foyers de SBV congénital résultant de la deuxième vague de circulation virale afin de décrire la distribution géographique de la maladie. 2.2.1.2. Définition des cas Un élevage de petits ruminants était considéré suspect lorsqu’au moins deux nouveau-nés présentaient des malformations congénitales. La définition était différente pour les cheptels bovins. Un seul veau atteint suffisait à suspecter la maladie. 2.2.1.3. Modalités diagnostiques L’atteinte hétérogène des départements suite à la première vague de circulation virale a conduit à la définition de deux zones distinctes pour la surveillance lors de la seconde saison. Ainsi, la zone 1 comprenait les départements où plus de vingt foyers de SBV congénital avaient été identifiés au 15 juin 2012, contre moins de vingt cas pour la zone 2. La répartition géographique des départements selon la zone de surveillance est illustrée dans la figure 36. Quelle que soit la zone, le prélèvement privilégié était le sérum de l’avorton ou du nouveauné avant la prise colostrale, en vue d’une sérologie. Le cas échéant et selon la zone, une PCR sur l’encéphale de l’avorton devait être réalisée en zone 1 alors qu’une sérologie de la mère devait être envisagée dans la zone 2. Les malformations congénitales étant considérées comme suffisamment spécifiques, dans certains cas, la confirmation par photographie était possible (Plateforme ESA, 2012b). 78 Figure 36 : Répartition géographique des départements selon la zone de surveillance (Plateforme ESA, 2012b) 2.2.2. Incidence cheptel Au cours de la deuxième saison, du mois de septembre 2012 au mois d’août 2013 inclus, un total de 1 834 élevages a été confirmé atteint par des formes congénitales de SBV dont 271 cheptels ovins, 32 cheptels caprins et 1 531 cheptels bovins (Gache, 2013b). Ces résultats sont détaillés dans le tableau 15. Tableau 15 : Incidence cheptel du SBV congénital et taux de confirmation des suspicions, en France du 1er septembre 2012 au 31 août 2013 (Gache, 2013b) Nombre total Elevages cliniquement d’élevages Taux de suspects pour lesquels ayant fait confirmation Incidence cheptel Espèce l’infection a été l’objet d’une des cumulée (deux saisons) confirmée suspicion suspicions biologiquement clinique N N % par espèce % N % par espèce Ovins 386 271 15 70 1 400 28 Caprins 50 32 2 64 49 1 Bovins 1 896 1 531 83 81 3 549 71 Total 2 332 1 834 100 4 998 100 Remarques : Pour les mêmes raisons déjà évoquées précédemment, ces foyers identifiés ne représentaient qu’une partie des élevages infectés. Comme au niveau européen, moins de foyers ont été identifiés en France au cours de la deuxième saison (1 834 foyers contre 3 164 foyers l’année précédente). Cette saison aussi, les foyers de SBV congénital concernaient principalement l’espèce bovine. Dans cette 79 espèce, la diminution du nombre de foyers identifiés a, par ailleurs, été moins importante que celle observée au sein de l’espèce ovine. Les taux de confirmation des suspicions ont été plus élevés que ceux observés l’année précédente. Afin de trouver une explication à cette hausse, les résultats ont été détaillés en fonction de la zone de surveillance et des méthodes diagnostiques. Ces résultats sont présentés dans le tableau 16. Tableau 16 : Incidence cheptel du SBV congénital et taux de confirmation des suspicions en fonction de la zone de surveillance, en France du 1er septembre 2012 au 31 août 2013 (Gache, 2013b) Nombre d’élevages Nombre total d’élevages cliniquement suspects pour Taux de confirmation Espèce ayant fait l’objet d’une lesquels l’infection a été des suspicions suspicion clinique confirmée biologiquement Zone 1 Zone 2 Zone 1 Zone 2 Zone 1 Zone 2 Ovins 101 285 62 209 61 % 84 % Caprins 1 49 0 32 0% 65 % Bovins 194 1 702 99 1 432 51 % 84 % Davantage de foyers ont été notifiés en zone 2. Dans les cheptels situés en zone 1, les taux de confirmation ont été nettement inférieurs à ceux observés dans les élevages de la zone 2. Cette différence est liée à l’utilisation de la sérologie sur les mères comme outil diagnostique en zone 2. En effet, dans les élevages bovins, le taux de confirmation de la sérologie sur les mères était de 90 % (Gache, 2013b). Par ailleurs, les taux de confirmation par sérologie (des avortons, des nouveau-nés ou des mères) chez les petits ruminants ont été inférieurs par rapport aux bovins. Cette observation est restée inexpliquée. 2.2.3. Séroprévalence La saison précédente, des enquêtes sérologiques avaient été réalisées dans les cheptels bovins et ovins. Valas et al. (2014) ont donc étudié la prévalence dans l’espèce caprine. Ainsi, des prélèvements ont été réalisés dans cinquante troupeaux de chèvres. 1 490 sérums ont été analysés par la technique ELISA. Les séroprévalences inter-troupeaux et intra-troupeaux ont été estimées respectivement à 62 % et 13 %. 2.2.4. Évolution dans le temps La répartition par semaine des premières suspicions cliniques de SBV congénital dans les foyers et dans les exploitations suspectes non confirmées est illustrée dans la figure 37 pour les ovins et les caprins puis dans la figure 38 pour les bovins. 80 Figure 37 : Répartition par semaine des naissances des premiers agneaux et chevreaux ayant fait l’objet d’une suspicion clinique de SBV congénital dans les foyers et dans les élevages suspects non confirmés, de septembre 2012 à août 2013 (Gache, 2013b) Chez les petits ruminants, la majorité des mises-bas suspectes a été identifiée de la fin du mois de septembre au mois de décembre 2012 avec des pics en fin octobre et début novembre. Peu de cas ont ensuite été rapportés puis une disparition de ceux-ci à partir du mois d’avril (mis à part quelques cas isolés) a été observée. Figure 38 : Répartition par semaine des naissances des premiers veaux ayant fait l’objet d’une suspicion clinique de SBV congénital dans les foyers et dans les élevages suspects non confirmés, de septembre 2012 à août 2013 (Gache 2013b) 81 Concernant l’espèce bovine, les premières mises-bas suspectes sont apparues dès le mois de septembre. La majorité d’entre-elles sont survenues entre les mois de décembre 2012 et février 2013 avec un pic au mois de janvier. Le nombre de foyers identifiés a ensuite considérablement diminué mais des foyers sont apparus chaque semaine jusqu’au mois d’août. La décroissance de l’incidence cheptel du SBV congénital chez les bovins a été précoce (à partir du mois de janvier 2013). Ce constat a suggéré l’hypothèse d’un niveau d’immunisation élevé des troupeaux bovins à partir de l’automne 2012. Cependant cette apparente décroissance a également pu être le reflet d’une diminution de déclaration des cas. En effet, au cours de la deuxième saison, il n’y a plus eu d’incitation financière à déclarer les cas expliquant probablement la forte diminution des déclarations (Anses, 2014). Par ailleurs, tant dans les cheptels bovins que dans les élevages de petits ruminants, les premières mises-bas de nouveau-nés malformés ont été observées dès le mois de septembre, autrement dit de façon plus précoce que lors de la saison précédente. Ainsi, une circulation intense du virus sur le territoire, de début mai à fin octobre 2012 a été suggérée. Elle aurait ensuite était moins importante jusqu’à la fin de l’année puis le virus aurait circulé de façon résiduelle durant l’hiver 2012/2013. 2.2.5. Évolution spatio-temporelle L’évolution spatio-temporelle des foyers de SBV congénital par département et par mois, au cours des quatre premiers mois de surveillance, est illustrée par la figure 39. Figure 39 : Mois de première suspicion clinique confirmée de SBV congénital par département, de septembre à décembre 2012 (Gache, 2013b) Septembre Octobre Novembre Décembre 82 L’hypothèse de la reprise de la circulation virale à partir du sud-ouest et de la Bretagne dès le printemps 2012, après une pause hivernale, a été émise (Gache, 2013b). 2.2.6. Répartition géographique Les foyers ovins, caprins et bovins identifiés jusqu’au 31 août 2013 sont localisés respectivement dans les figures 40, 41 et 42. Figure 40 : Répartition géographique des foyers de SBV congénital ovins (Anses, 2014) Des foyers ovins de SBV congénital ont été notifiés dans des zones qui avaient été peu concernées en première année et où la densité d’élevages ovins est importante. Pourtant, l’incidence cheptel du SBV congénital chez les ovins, enregistrée durant la deuxième saison est plus faible que celle observée l’année précédente. 83 Figure 41 : Répartition géographique des foyers de SBV congénital caprins (Gache, 2013b) Élevages caprins Peu de foyers caprins ont été identifiés. Ils étaient essentiellement situés en région RhôneAlpes. Figure 42 : Répartition géographique des foyers de SBV congénital bovins (Anses, 2014) 84 Chez les bovins, la densité de foyers à la fin de la deuxième saison de surveillance, a atteint un niveau comparable sur une grande partie du territoire, à celle observée dans le quart nord-est du pays l’année précédente. D’après les foyers notifiés, la zone nord-est est par ailleurs apparue peu touchée au cours de cette seconde saison. Toutes espèces confondues, les régions Bretagne, Midi-Pyrénées, Auvergne et Rhône-Alpes ont concentré le plus grand nombre de foyers notifiés. Quatre-vingt onze pour cent des élevages atteints au cours de la deuxième saison étaient situés en zone 2, dans des régions relativement épargnées de la circulation du virus, l’année précédente. Ce constat témoignait de l’avancée du front de la maladie en 2012. Par ailleurs, 16 % des élevages ovins atteints lors de la seconde saison, 6 % des cheptels caprins et 3 % des exploitations bovines, avaient déjà été touchés par le SBV la précédente saison (Gache, 2013b). La localisation de ces cheptels est représentée dans la figure 43. Figure 43 : Localisation des exploitations touchées par le SBV congénital successivement lors des deux vagues de circulation virale (Anses, 2014) Foyers bovins estivaux à la légitimité clinique non objectivée Foyers bovins Foyers ovins Les cheptels ovins atteints lors des deux vagues de circulation virale étaient répartis de façon homogène au sein de la zone de circulation du virus de 2011, contrairement aux exploitations bovines, atteintes les deux saisons consécutives, situées aux marges de cette zone de 2011. 85 2.2.7. Conclusion Au cours de la deuxième saison de surveillance initiée par la Plateforme ESA, plus de 1 800 nouveaux cheptels ont été confirmés atteints par des formes congénitales de SBV. La circulation virale s’est poursuivie à travers le pays en 2012. L’incidence calculée à partir des foyers notifiés a été plus faible que celle observée l’année précédente. Toutefois la comparaison est délicate étant donné l’absence d’incitation financière à la déclaration. III. Bilan de la saison 2013/2014 3.1. Nouveaux pays atteints en Europe 3.1.1. Serbie En raison de l’atteinte de pays frontaliers, une enquête sérologique a été initiée en Serbie. Ainsi, 119 sérums bovins issus de huit cheptels différents ont été testés au mois de juin 2013. Seize d’entre eux (13 %), se sont révélés positifs (ProMed-mail, 2013g). 3.1.2. Roumanie De la même façon, en Roumanie, des échantillons de sang ont été collectés au mois de juin 2013 (184 sérums bovins et 92 sérums ovins). Fin juillet, respectivement, 92 et 27 % des échantillons étaient séropositifs (ProMed-mail, 2013h). 3.1.3. Grèce Des enquêtes sérologiques ont également été conduites en Grèce. En septembre 2013, les premiers résultats positifs ont été publiés. Ils concernaient les trois espèces bovine, ovine et caprine (ProMed-mail, 2013i ; Chaintoutis et al., 2014). Dans ces trois pays, la circulation virale a été confirmée par sérologie et reste donc impossible à dater. La carte de l’ensemble des pays atteints au 30 septembre 2013 est présentée dans la figure 44. 86 Figure 44 : Répartition géographique des pays atteints de SBV au 30 septembre 2013 (ProMED-mail) L’atteinte de ces trois nouveaux pays traduit l’extension de la circulation virale au sud-est de l’Europe. Depuis son apparition en septembre 2011, le SBV s’est propagé dans vingt-cinq pays européens. 3.2. En France La reprise de la circulation virale au printemps 2013, avec la reprise d’activité des vecteurs, paraissait fortement possible. Le groupe de suivi de la Plateforme ESA a donc proposé la poursuite de la surveillance des formes congénitales de SBV à partir de septembre 2013, avec le même objectif de suivi de la distribution géographique de la maladie. Les modalités de surveillance étaient les mêmes sur tout le territoire. Elle portait sur les formes congénitales observées chez les ruminants domestiques et la confirmation biologique de l’infection n’était pas obligatoire (Plateforme ESA, 2013). Les résultats présentés concernent les données notifiées entre le premier septembre 2013 et le 14 mai 2014. 3.2.1. Incidence cheptel Entre le 1er septembre 2013 et le 14 mai 2014, des formes congénitales dues au SBV ont été notifiées dans 99 exploitations, majoritairement dans des cheptels bovins (79 élevages bovins, 18 élevages ovins et deux élevages caprins). La confirmation biologique de l’infection a été réalisée dans quinze d’entre elles (tableau 17). 87 Tableau 17 : Nombre d’analyses réalisées et de résultats positifs par espèce et selon le type d’analyse réalisé (Gache, 2014) Type Bovins Ovins Caprins d’analyse Nombre Nombre de Nombre Nombre de Nombre Nombre de d’analyses résultats d’analyses résultats d’analyses résultats réalisées positifs réalisées positifs réalisées positifs Sérologie 27 12 8 2 1 0 PCR 9 0 2 0 1 1 Remarque : les sérologies étaient réalisées sur les nouveau-nés avant la prise de colostrum et les PCR sur l’encéphale. Les foyers bovins et ovins ont été confirmés sur la base de la sérologie. Un seul foyer caprin a été validé par la PCR. Le nombre d’élevages ayant rapporté l’observation de formes congénitales dues au SBV au cours de cette troisième saison de surveillance a été faible et nettement diminué par rapport aux deux années précédentes (pour rappel, 3 000 en première saison et 1 800 la seconde). Certains cheptels avaient déjà été touchés avant le mois de septembre 2013, respectivement quinze et dix élevages bovins et ovins. 3.2.2. Évolution dans le temps Les premières naissances de nouveau-nés malformés ont été observées dès le début de la surveillance, au mois de septembre. Elles se sont poursuivies tout au long de l’automne et jusqu’au début de l’hiver (à la mi-février). Ensuite quelques cas sporadiques ont été rapportés au printemps et en été (les données des mois de juillet et août n’étaient probablement pas encore toutes enregistrées). 88 3.2.3. Répartition géographique La localisation géographique des élevages dans lesquels des formes congénitales dues au SBV ont été observées au cours de la saison 2013/2014 est représentée dans la figure 45. Figure 45 : Répartition géographique des élevages dans lesquels des formes congénitales dues au SBV ont été observées entre le 1er septembre 2013 et 15 août 2014 (Plateforme ESA, 2014) Bovins Ovins Caprins Globalement, des formes congénitales de SBV ont été observées sur l’ensemble du territoire. Une densité relativement plus importante des élevages ayant notifié des malformations congénitales, apparaissait toutefois dans les départements du Grand Ouest, des Pyrénées et de la Loire. Le nombre d’exploitations ayant rapporté des formes congénitales dues au SBV a été notablement plus faible en 2013/2014. Il atteste toutefois la poursuite de la circulation virale. La surveillance des formes congénitales de l’infection par le SBV sera poursuivie pour une quatrième saison, en 2014/2015. L’objectif sera la mise en évidence d’une poursuite, ou non, de la circulation du virus. 89 IV. Bilan de trois ans de surveillance et perspectives Depuis son apparition en 2011 en Allemagne, le virus Schmallenberg a circulé à travers l’Europe, atteignant vingt-cinq pays. Le nombre de déclarations de cas de SBV a considérablement été réduit au cours des trois saisons de surveillance. Cependant, aucune conclusion ne peut être tirée de ce constat car la réduction s’explique probablement et partiellement par une moindre déclaration des cas au fil du temps. Cette moindre déclaration est due à une habituation tant de la part des éleveurs que des vétérinaires mais surtout au fait que la maladie n’est pas réglementée, du fait de ses conséquences limitées, et donc non indemnisée. L’impact direct (avortements, infertilité) et indirect (restrictions du commerce international) du SBV observé en 2012 a résulté de la diffusion du virus au sein d’une population totalement naïve. Dans l’hypothèse où le SBV devienne enzootique en Europe et qu’une immunité se développe, un tel scénario ne devrait pas se reproduire. Néanmoins, l’incidence du SBV pourra varier au cours des années. La durée et l’amplitude des cycles épizootiques dépendront du nombre de nouveaux hôtes susceptibles dans la population. Ainsi trop de facteurs (renouvellement des cheptels, niveau d’utilisation du vaccin, durée d’immunité naturelle ou vaccinale) restent encore inconnus afin d’évaluer l’impact futur du SBV (EFSA, 2014). 90 TROISIÈME PARTIE : ÉTUDE PERSONNELLE 91 92 I. CONTEXTE Fin décembre 2011, les autorités allemandes, néerlandaises et belges informaient les Etats membres de la mise en évidence du SBV sur leur territoire. Suite à cette alerte, la DGAL a mis en place, le 4 janvier 2012, un dispositif de surveillance clinique permettant de déceler la présence de cet Orthobunyavirus en France métropolitaine (DGAL, 2012a). Cette surveillance événementielle a été élaborée en lien avec l’ensemble des partenaires de la Plateforme ESA. La surveillance du SBV sur le terrain reposait sur les vétérinaires praticiens qui devaient renseigner des fiches de suspicion accompagnées de prélèvements biologiques pour le diagnostic du virus, dès l’apparition de suspicions de la maladie. II. OBJECTIFS Les fiches de renseignements complétées par les vétérinaires sanitaires dans le cadre de la surveillance clinique de l’infection congénitale par le virus de Schmallenberg en France, durant l’hiver 2011/2012, ont été analysées dans le but de décrire finement les suspicions cliniques rapportées. L’objectif était d’étudier les relations entre les résultats de laboratoire et les différentes informations disponibles sur ces fiches. III. MATÉRIEL ET MÉTHODES 3.1. Définitions des cas cliniques suspects. Les définitions de cas cliniques suspects ont été élaborées par la DGAL (Note de service, 2012a) sur la base des informations disponibles ainsi que sur les connaissances relatives à l’infection par des virus génétiquement proches (notamment le virus Akabane). Compte tenu des hypothèses de transmission vectorielle, la survenue d’infections aiguës pendant l’hiver paraissait peu probable. Des conséquences de l’infection pourraient en revanche être observées chez des fœtus ou des nouveau-nés dont la mère aurait été infectée au cours de l’été ou de l’automne 2011. Les définitions de cas proposées ont donc été adaptées à une surveillance des formes congénitales du virus de Schmallenberg, pendant la période d’inactivité des vecteurs. Dès la mise en application de la surveillance clinique, et jusqu’au 26 février 2012, les cas suspects cliniques étaient définis par la DGAL comme ci-après. Cas clinique suspect dans le « bandeau nord-est » : Alsace, Lorraine, Nord Pas de Calais, Picardie, Champagne Ardennes (régions apparaissant géographiquement plus exposées au risque de diffusion de la maladie) : Premier cas de bovin, ovin ou caprin, (i) avorton ou nouveau-né, malformé (arthrogrypose, raccourcissement des tendons du jarret, déformation de la mâchoire, hydranencéphalie, torticolis…) ou (ii) nouveau-né présentant des troubles neurologiques (paralysie flasque, mouvements exagérés, hyperexcitabilité, difficulté à téter, ataxie,…). 93 Cas clinique suspect sur le territoire métropolitain hors « bandeau nord-est » : Deuxième cas (ou plus) de bovin, ovin ou caprin (i) avorton ou nouveau-né, malformé (arthrogrypose, raccourcissement des tendons du jarret, déformation de la mâchoire, hydranencéphalie, torticolis…) ou (ii) nouveau-né présentant des troubles neurologiques (paralysie flasque, mouvements exagérés, hyperexcitabilité, difficulté à téter, ataxie,…), survenant dans une même exploitation au cours d’un trimestre. A partir du 27 février 2012, la distinction du niveau de risque selon des critères géographiques n’a plus été effectuée, la définition du cas clinique suspect était la même pour tous les départements (DGAL, 2012b). A savoir : Tout agneau, veau ou chevreau, fœtus ou nouveau-né, présentant une ou plusieurs malformations (arthrogrypose, raccourcissement des tendons du jarret, déformation de la mâchoire, hydranencéphalie, torticolis…) ou des troubles neurologiques (paralysie flasque, mouvements exagérés, hyperexcitabilité, difficulté à téter, ataxie, cécité…). 3.2. Analyses de laboratoire 3.2.1. Laboratoires réalisant les analyses Au départ, seul le Laboratoire de santé animale (LSAn) de l’Anses de Maisons-Alfort, unité de virologie, était en mesure d’effectuer un diagnostic d’infection par le virus Schmallenberg. Dès le 27 février 2012, une décentralisation progressive des analyses RT-PCR a été effectuée à partir du LSAn de l’Anses de Maisons-Alfort. Dans le cas où les kits de diagnostic commerciaux étaient indisponibles, un transfert des échantillons était effectué vers le Laboratoire national de contrôle des reproducteurs (LNCR). Les analyses concernant les départements encore indemnes de SBV restaient effectuées au LSAn de l’Anses de MaisonsAlfort. Dans le cas contraire, après validation par le LSAn des kits de diagnostic commerciaux, la réalisation des analyses était confiée à des laboratoires départementaux agréés à cet effet. A partir du 8 mars 2012, les laboratoires agréés réalisaient les analyses par RT-PCR temps réel. Dans le cas d’une première confirmation de la présence de la maladie de Schmallenberg dans un département, le laboratoire agréé devait transmettre l’échantillon pour une analyse de confirmation par le LSAn de l’Anses de santé animale de Maisons-Alfort. 3.2.2. Les prélèvements réalisés Les prélèvements réalisés sur l’animal visé étaient soit du sang sur tube EDTA et sur tube sec si l’animal était vivant, soit le cerveau ou la rate si l’animal était mort. Si l’avorton datait de plus de 24 heures, un prélèvement de sang sur tube EDTA et sur tube sec était réalisé sur la mère de celui-ci. A partir du 27 février 2012, les recherches sur les prélèvements de rate ou de sang s’étant révélées très peu concluantes, le prélèvement prioritaire pour la détection du virus était un fragment de cerveau d’un avorton ou d’un nouveau né euthanasié de moins de 48h. Il était 94 complété par un prélèvement sanguin sur la mère sur tube sec. Les suspicions avec comme seul prélèvement disponible le sang de la mère, étaient stockés aux laboratoires d’analyses départementaux en vue d’une éventuelle analyse sérologique ultérieure. La note de service de la DGAL du 8 mars 2012 (DGAL, 2012c) a apporté quelques modifications, la prise de sang sur la mère devait être effectuée sur tube EDTA et sur tube sec. 3.2.3. Analyses Les prélèvements ont été analysés par RT-qPCR « virus Schmallenberg », développée par le FLI (Hoffmann et al., 2012). Dans le cas où le résultat d’analyse virologique sur le prélèvement d’avorton s’avérait négatif ou ininterprétable, une analyse complémentaire par RT-PCR en temps réel était réalisée sur le sang de la mère prélevé sur tube EDTA. Quelques prélèvements de sérums ont été analysés par séroneutralisation. Les titres en anticorps étaient exprimés en log10 de la dernière dilution présentant un effet neutralisant du virus, avec un seuil à 0,9 (titre < 0,9 : négatif ; titre ≥ 0,9 : positif). 3.3. Fiche de renseignements Pour toute suspicion d’infection par le virus, une fiche de renseignement était complétée par un vétérinaire sanitaire. Deux modèles de fiches se sont succédés (annexes 1 et 2). Elles comportaient des informations sur : Des données générales sur l’identité du vétérinaire déclarant : le nom, le prénom et le numéro d’inscription à l’ordre. Des données générales sur l’exploitation : le numéro EDE du cheptel, les espèces présentes et les effectifs d’animaux reproducteurs, la date de visite et la date d’apparition des premiers signes cliniques. Des données générales sur l’animal suspect : son identification ou celui de sa mère, l’espèce, son âge ou le stade de gestation si c’est un avorton. Des données cliniques : la description des malformations et des signes neurveux observés sur l’animal suspect mais aussi sur des cas similaires précédents, l’observation de diarrhée, chute de production, hyperthermie ou avortement dans l’élevage depuis le printemps 2011 et la description de ceux-ci. Des données relatives aux prélèvements effectués : la nature du prélèvement et si la mère de l’animal suspect a fait l’objet d’un prélèvement de sang. À la date du 10 mars 2012, 2 192 fiches de renseignements avaient été collectées et étaient disponibles à l’UMR Virologie de l’Anses de Maisons-Alfort. Pour 373 animaux prélevés, la description dans les fiches ne correspondait pas à la définition de cas cliniques suspects et ont donc été écartées. Pour 230 fiches, le statut de l’avorton était inconnu (pas de prélèvement associé), seul le statut virologique et/ou sérologique de la mère était connu. Au total, 1 589 suspicions cliniques d’infection par le SBV ont été incluses dans l’étude. 95 La saisie des 150 premières fiches a été entreprise par les membres de la Plateforme ESA. Elle s’est poursuivie à l’Unité d’épidémiologie de l’ANSES de Maisons Alfort dans le but de cette étude. 3.4. Analyses statistiques Un fichier EXCEL® avait été créé par la Plateforme ESA. Il a été repris sur le même modèle pour cette étude. Il incluait : - le résultat de laboratoire, - le type de prélèvement, - l’espèce de l’avorton, -le stade de gestation de l’avorton, - le département, - la présence d’un ou plusieurs signes cliniques (arthrogrypose, malformations de la colonne vertébrale-torticolis, malformations au niveau de la tête, de la mâchoire ou du crâne (TMC), signes neurologiques), - la présence éventuelle d’autres signes cliniques, - des informations complémentaires sur l’observation de cas similaires, d’autres troubles sur les adultes ou toutes autres informations épidémiologiques. Les malformations chez l’avorton liées à une infection par le virus Schmallenberg sont l’arthrogrypose, les malformations de la colonne vertébrale dont le torticolis et les malformations TMC (tête-mâchoire-crâne). Un score clinique a été créé pour tenir compte du nombre de ces malformations présentes chez un avorton/nouveau né (score 1 : présence d’une malformation, score 2 : présence de deux malformations, score 3 : présence de trois malformations). Des analyses bivariées ont été réalisées pour étudier l’association entre le statut RT-qPCR de l’avorton et quatre variables : le type de prélèvement (encéphale, rate ou sang), le stade de gestation (mise bas de l’avorton à terme ou avant terme), l’espèce (bovin, ovin ou caprin) et le score clinique. Un modèle de régression logistique a été utilisé pour tester les effets des variables significatives lors de l’analyse bivariée. Les interactions entre les variables qui avaient une association significative avec le résultat de laboratoire ont été examinées. Les analyses statistiques ont été conduites à l’aide des logiciels SAS (SAS version 8, SAS Institute Inc., Cary, Indiana, USA) et R (Development Core Team R). 96 IV. RÉSULTATS 4.1. Description brute des résultats 4.1.1. Description de l’échantillon 4.1.1.1. Composition de l’échantillon et nombre de cas confirmés Les suspicions ont porté en majorité sur les ovins (1 308 ovins soit 82 % des suspicions), sur quelques bovins (250 bovins soit 16 % des suspicions) et rarement sur les caprins (31 caprins soit 2 % des suspicions). Parmi les 1 589 suspicions cliniques d’infection par le virus Schmallenberg retenues, 903 ont été confirmées (soit 56,8 % des suspicions). Huit cent quarante-cinq animaux confirmés infectés étaient des ovins, 45 étaient des bovins et 13 des caprins. La figure 46 illustre la répartition par espèce des avortons confirmés par RT-qPCR et des avortons non confirmés par RT-qPCR parmi les suspicions. Figure 46 : Répartition dans l’échantillon total et par espèce, ovine, bovine et caprine, des avortons confirmés par RT-qPCR et des avortons non confirmés par RT-qPCR parmi les avortons ayant fait l’objet d’une suspicion clinique d’infection par le virus Schmallenberg, du 04/01 au 08/03/12 Total 903 686 Caprin 463 13 18 Bovin Espèce Ovin 845 45 205 0 50 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700 750 800 850 900 Nombre d'avortons Confirmés Non confirmés 97 4.1.1.2. Répartition géographique des suspicions cliniques Les 1 589 suspicions cliniques provenaient de plusieurs départements français. Leur répartition géographique est présentée dans la figure 47. Figure 47 : Répartition par département des suspicions cliniques d’infection par le virus de Schmallenberg en France du 04/01 au 08/03/12 Nombre de suspects < 10 [10 ; 20[ [20 ; 40[ [40 ; 70[ [70 ; 100[ [100 ; 130] Les départements de la Vienne et de la Haute Vienne comptent le plus grand nombre de suspicions (130 et 109 suspicions respectivement) suivis des départements du Pas de Calais (93 suspicions), de la Seine Maritime (89 suspicions), de la Meurthe et Moselle (89 suspicions), de l’Indre (86 suspicions), de la Moselle (84 suspicions), de la Haute Marne (80 suspicions) et des Vosges (72 suspicions). 98 4.1.2. Les signes cliniques Les signes cliniques rapportés dans les fiches de renseignements étaient des malformations des membres (arthrogrypose, raccourcissement des tendons du jarret) pour 1 125 avortons (soit 71 % des suspects cliniques), de la tête (hydranencéphalie, malformations de la mâchoire) pour 467 avortons (soit 29 % des suspects cliniques), des malformations de la colonne vertébrale (torticolis, malformation de la colonne autre qu’un torticolis) sur 404 avortons (soit 25 % des suspects cliniques) et 137 nouveaux nés (soit 9 % des suspects cliniques) présentaient des signes neurologiques (paralysie flasque, mouvements exagérés, hyperexcitabilité, difficulté ou refus à téter, ataxie). La répartition par espèce des signes cliniques est présentée dans la figure 48. Figure 48 : Répartition des signes cliniques rapportés par espèce et dans l’échantillon total 2 16 7 24 Caprin 85 398 Ovin 333 Espèce 965 50 53 64 Bovin 136 137 404 Total 1125 467 0 50 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700 750 800 850 900 950 100010501100 Nombre d'avortons Signes neurologiques Malformation de la colonne Malformation de la tête Malformation des membres Sur la totalité des suspicions, le signe clinique le plus fréquemment rapporté était l’arthrogrypose, suivi des malformations de la colonne puis de la tête, avec une tendance légèrement inversée de ces deux derniers signes chez les bovins. Les signes neurologiques étaient les symptômes les plus rarement évoqués sauf chez les bovins chez qui les écarts, entre les nombres d’individus présentant des signes nerveux, des malformations de la tête ou de la colonne, sont plus resserrés. 99 4.1.2.1. Score clinique Les scores cliniques établis permettent la distinction des avortons présentant une, deux ou trois malformations différentes (figure 49). Figure 49 : Pourcentage par espèce dans l’échantillon total, d’avortons suspects présentant une, deux ou trois malformations parmi les individus atteints de malformations. 70,0% 60,0% 50,0% 40,0% 1 malformation 2 malformations 30,0% 3 malformations 20,0% 10,0% 0,0% Bovin Ovin Caprin Total Les scores de malformations ont été calculés pour 1 280 avortons : 183 bovins, 1 071 ovins et 26 caprins. La majorité des avortons présentaient une seule malformation (50 % des ovins, 65 % des bovins) et un peu moins de 40 % souffraient de deux malformations différentes (un peu moins chez les bovins, 23 % d’entre eux). Les rapports sont légèrement inversés chez les caprins : ils présentaient quasi aussi fréquemment 2 signes cliniques ou un seul. L’association des malformations des membres, de la tête et de la colonne vertébrale était présente chez une minorité d’avortons (3 % des veaux, 9 % des agneaux et 19 % chevreaux). Pour tenter de graduer le degré de sévérité d’atteinte, une autre répartition des nouveaunés malformés en fonction du type de malformations acquis a été effectuée. La malformation des membres étant le symptôme le plus fréquemment rapporté, une distinction par espèce, entre les avortons présentant uniquement des membres malformés et ceux présentant une combinaison de malformation des membres et d’une ou plusieurs autres malformations a été réalisée (figure 50). 100 Figure 50 : Pourcentage par espèce et dans l’échantillon total, d’avortons présentant exclusivement des membres malformés ou une association de malformation des membres et d’une ou plusieurs autres malformations, parmi les avortons présentant une malformation des membres. 60,0% Malformation des membres 50,0% 40,0% Malformation des membres + malformation de la tête 30,0% Malformation des membres + malformation de la colonne 20,0% 10,0% Malformation des membres + malformation de la tête + malformation de la colonne 0,0% Bovin Ovin Caprin Total Les pourcentages ont été calculés respectivement pour 136 bovins, 964 ovins, 24 caprins et 1 125 avortons de toutes espèces confondues, atteints de malformation des membres. Dans l’échantillon total ainsi que chez les bovins et les ovins, une majorité d’avortons présentait des membres malformés uniquement. Un peu moins d’un quart d’entre eux manifestait des malformations à la fois des membres et de la colonne. Près de 20 % des avortons souffraient de malformations des membres et de la tête. Une minorité, moins de 10 % d’entre eux, présentait une association des trois malformations. La tendance est différente chez les caprins. Ils présentaient majoritairement des malformations à la fois des membres et de la colonne, 21 % d’entre eux manifestaient une association des trois malformations et la combinaison malformation des membres et de la tête était minoritaire chez cette espèce. Cependant les effectifs sont faibles pour cette espèce. 4.1.2.2. Les signes nerveux Comme vu précédemment sur la figure 3, 9 % des nouveau-nés suspects présentaient des signes nerveux (85 ovins, 50 bovins et 2 caprins). Seulement un nouveau-né bovin et un nouveau-né ovin manifestaient à la fois des signes nerveux et des malformations des membres, de la tête et de la colonne. 4.1.3. Résultats de sérologie et PCR chez les mères Pour certains avortons, les prélèvements de leur mère ont été analysés par séroneutralisation et/ou RT-PCR. Cent quatre mères ont fait l’objet des deux analyses. Celles-ci présentaient un résultat à la RT-qPCR négatif et pour 84 % d’entre elles la séroneutralisation s’est révélée positive. Parmi 101 les 17 mères présentant une séroneutralisation négative, deux ont donné naissance à un avorton positif à la RT-PCR. 45 autres mères ont été analysées seulement par RT-qPCR. Pour deux d’entres elles, le résultat était positif. Suite à cette première description, les résultats des analyses bivariées puis ceux du modèle de régression logistique sont présentés. 4.2. Résultats des analyses bivariées 4.2.1. Lien entre les résultats de la RT-qPCR et le type de prélèvement réalisé chez le suspect clinique Dès les premiers mois de surveillance, le prélèvement de choix pour la détection du virus par RT-qPCR s’était avéré être l’encéphale. Ainsi l’existence d’une association entre le statut RTqPCR de l’avorton et le type de prélèvement a été recherchée (tableau 18). Tableau 18 : Répartition des avortons positifs à la RT-qPCR selon le type de prélèvement réalisé Individus suspects Prélèvements Total Encéphale Rate Sang Non confirmés 483 (36 %) 90 (84 %) 113 (78 %) 686 Confirmés 853 (64 %) 17 (16 %) 32 (22 %) 902 1 336 107 145 1 588 Total Les prélèvements ont, en très grande majorité, été réalisés sur l’encéphale (84% des prélèvements réalisés). Le pourcentage de nouveau-nés confirmés infectés par le virus Schmallenberg parmi les nouveau-nés suspects dont l’encéphale a été prélevé (64 %) est significativement différent du pourcentage de nouveau-nés confirmés infectés par le virus Schmallenberg parmi les nouveau-nés suspects dont la rate a été prélevée (16 %) et du pourcentage de nouveau-nés confirmés infectés par le virus Schmallenberg parmi les nouveau-nés suspects dont le sang a été prélevé (22 %) (χ² à 2 ddl = 171,31 et p < 0,0001) (Tableau 18). Parmi les 1 588 nouveau-nés suspects de l’étude dont le type de prélèvement est connu, le taux d’infection par le virus Schmallenberg était plus élevé chez les nouveau-nés suspects dont l’encéphale a été prélevé que chez les nouveau-nés dont la rate ou le sang ont été prélevés. 102 4.2.2. Lien entre les résultats de la RT-qPCR et le stade de gestation auquel est né le suspect clinique Le stade de gestation était la deuxième variable étudiée. Pour cette variable, les avortons nés à terme ont été distingués de ceux nés avant terme (tableau 19). Tableau 19 : Répartition des avortons positifs à la RT-qPCR selon le stade de gestation Individus suspects Stade de gestation Total Avant terme A terme Non confirmés 44 (60 %) 444 (41 %) 488 Confirmés 30 (40 %) 629 (59 %) 659 74 1 073 1 147 Total La quasi-totalité des individus suspects sont nés à terme (94% des individus). Le pourcentage de nouveau-nés confirmés infectés par le virus Schmallenberg parmi les nouveau-nés suspects nés avant terme (41 %) est significativement différent du pourcentage de nouveau-nés infectés par le virus Schmallenberg parmi les nouveau-nés suspects nés à terme (59 %) (χ² à 1 ddl = 9,26 et p = 0,0023) (Tableau 19). Parmi les 1 147 nouveau-nés suspects de l’étude dont le stade de gestation auquel ce dernier est né était connu, le taux d’infection par le virus Schmallenberg était plus élevé chez les nouveau-nés suspects nés à terme que chez les nouveau-nés suspects nés avant terme. 4.2.3. Lien entre les résultats de la RT-qPCR et l’espèce du suspect clinique Au cours de ces premiers mois de surveillance clinique, les suspicions ont majoritairement été portées sur des agneaux. Quelques veaux et chevreaux malformés ont également été rapportés. La troisième variable étudiée a donc été l’espèce animale de l’avorton (tableau 20). Tableau 20 : Répartition par espèce des avortons positifs à la RT-qPCR Individus suspects Espèce Total Ovin Bovin Caprin Non confirmés 463 (35 %) 205 (82 %) 18 (58 %) 686 Confirmés 845 (65 %) 45 (18 %) 13 (42 %) 903 1 308 250 31 1 589 Total 103 Le pourcentage de nouveaux nés confirmés infectés par le virus Schmallenberg parmi les nouveau-nés suspects d’espèce ovine (65 %) est significativement différent respectivement des pourcentages de nouveau-nés infectés par le virus Schmallenberg parmi les nouveau-nés suspects bovins (18 %) et caprins (42 %) (χ² à 2 ddl = 188,65 et p < 0,0001) (Tableau 20). Parmi les 1 589 nouveau-nés suspects de l’étude, le taux d’infection par le virus Schmallenberg était plus élevé chez les nouveau-nés suspects ovins que chez les nouveaunés bovins et caprins. 4.2.4. Lien entre les résultats de la RT-qPCR et le score clinique du suspect clinique La variable suivante analysée a été le score clinique attribué à chaque avorton. Tableau 21 : Répartition des avortons positifs à la RT-qPCR, toutes espèces confondues, selon le score clinique Individus suspects Score clinique Total 1 malformation 2 malformations 3 malformations Non confirmés 343 (51 %) 154 (31 %) 20 (19 %) 517 Confirmés 328 (49 %) 348 (69 %) 87 (81 %) 763 671 502 107 1 280 Total Le pourcentage de nouveau-nés confirmés infectés par le virus Schmallenberg parmi les nouveau-nés suspects présentant une des trois malformations (49 %) est significativement différent respectivement des pourcentages de nouveau-nés infectés par le virus Schmallenberg parmi les nouveau-nés suspects manifestant deux malformations différentes (69 %) et les trois malformations simultanément (81 %) (χ² à 2 ddl = 72,67 et p < 0,0001) (Tableau 21). Parmi les 1 280 nouveau-nés suspects de l’étude, le taux d’infection par le virus Schmallenberg était plus élevé chez les nouveau-nés suspects présentant trois malformations que chez les nouveau-nés avec une ou deux malformations. 104 Tableau 22 : Répartition des avortons OVINS positifs à la RT-qPCR selon le score clinique Ovins suspects Score clinique Total 1 malformation 2 malformations 3 malformations Non confirmés 231 (43 %) 109 (25 %) 16 (17 %) 356 Confirmés 311 (57 %) 324 (75 %) 80 (83 %) 715 542 433 96 1 071 Total Le pourcentage d’agneaux infectés par le virus Schmallenberg parmi les agneaux suspects présentant une des trois malformations (57 %) est significativement différent respectivement des pourcentages d’agneaux infectés par le virus Schmallenberg parmi les agneaux suspects manifestant deux malformations différentes (75 %) et les trois malformations simultanément (83 %) (Test exact de Fisher = 3,32x10-13 et p = 6,39x10-11) (Tableau 22). Parmi les 1 071 agneaux suspects de l’étude, le taux d’infection par le virus Schmallenberg était plus élevé chez les agneaux suspects présentant trois malformations que chez les agneaux avec une ou deux malformations. Tableau 23 : Répartition des avortons BOVINS positifs à la RT-qPCR selon le score clinique Bovins suspects Score clinique Total 1 malformation 2 malformations 3 malformations Non confirmés 106 (89 %) 38 (66 %) 2 (33 %) 146 Confirmés 13 (11 %) 20 (34 %) 4 (67 %) 37 119 58 6 183 Total Le pourcentage de veaux infectés par le virus Schmallenberg parmi les veaux suspects présentant une des trois malformations (11 %) est significativement différent respectivement des pourcentages de veaux infectés par le virus Schmallenberg parmi les veaux suspects manifestant deux malformations différentes (34 %) et les trois malformations simultanément (67 %) (Test exact de Fisher = 2,89x10-6 et p = 2,47x10-5) (Tableau 23). Parmi les 183 veaux suspects de l’étude, le taux d’infection par le virus Schmallenberg était plus élevé chez les veaux suspects présentant trois malformations que chez les veaux avec une ou deux malformations. 105 Tableau 24 : Répartition des avortons CAPRINS positifs à la RT-qPCR selon le score clinique Score clinique Caprins suspects Total 1 malformation 2 malformations 3 malformations Non confirmés 6 (60 %) 7 (64 %) 2 (40 %) 15 Confirmés 4 (40 %) 4 (36 %) 3 (60 %) 11 15 11 5 26 Total Le pourcentage de chevreaux infectés par le virus Schmallenberg parmi les chevreaux suspects présentant une des trois malformations (40 %) est significativement différent respectivement des pourcentages de chevreaux infectés par le virus Schmallenberg parmi les chevreaux suspects manifestant deux malformations différentes (36 %) et les trois malformations simultanément (60 %) (Test exact de Fisher = 0,09 et p = 0,77) (Tableau 24). Parmi les 26 chevreaux suspects de l’étude, le taux d’infection par le virus Schmallenberg était plus élevé chez les chevreaux suspects présentant trois malformations que chez les chevreaux avec une ou deux malformations. 4.2.5. Lien entre les résultats de la RT-qPCR et la présence de signes nerveux chez l’individu suspect clinique Enfin, certains nouveau-nés souffraient de troubles nerveux. La répartition de ces nouveaunés selon leur résultat de laboratoire a été analysée chez les ovins et chez les bovins (tableau 25). Tableau 25 : Répartition des nouveau-nés ovins et bovins positifs à la RT-qPCR présentant des signes nerveux Individus suspects Signes nerveux Ovins Bovins Non confirmés 53 (62 %) 46 (92 %) Confirmés 32 (38 %) 4 (8 %) 85 50 Total Le pourcentage de nouveau-nés ovins et bovins présentant des signes nerveux et ayant une RT-qPCR positive était significativement (respectivement p = 0,029 et p = 4,46x10 -10) plus faible que ceux ayant des signes nerveux mais ayant une RT-qPCR négative. Seuls deux caprins nouveau-nés présentaient des signes nerveux ; un seul a donné des résultats positifs en RT-qPCR. 106 4.2.6. Régression logistique Le type de prélèvement, l’espèce et le score de malformations étaient significativement liés au résultat de RT-qPCR lors de l’analyse bivariée. Ces trois variables ont donc été retenues pour effectuer la régression logistique. Des données pour l’ensemble de ces trois variables ont été disponibles pour 932 avortons. La régression logistique a montré que le type de prélèvement, l’espèce et le score clinique pouvaient expliquer un résultat positif en RT-qPCR (p< 0,001). L’odds ratio du type de prélèvement (tableau 26) indique qu’il est plus probable d’obtenir un résultat positif au SBV à partir de l’encéphale (OR = 11,4, p < 0,001) ou sur du sang (OR = 2,7, p < 0,001) qu’à partir de la rate (catégorie de référence). Il est également plus probable de trouver des résultats positifs chez les ovins (OR = 8,2, p<0,001) et les caprins (OR = 4,2, p < 0,001) que chez les bovins (catégorie de référence). Les animaux avec un score 3 (OR = 3,8, p < 0,001) et 2 (OR = 2,1, p < 0,001) de malformations avaient plus de probabilités d’avoir un résultat positif que ceux avec un score 1. Les interactions entre les trois variables n’ont pas été significatives et n’ont donc pas été incluses dans le modèle. Tableau 26 : Variables significatives du modèle de régression logistique Variable Prélèvement Espèce Score Description Encéphale Sang Rate Ovin Caprin Bovin 3 2 1 OR 11,4 2,7 Réf. 8,2 4,2 Réf. 3,8 2,1 Réf. IC à 95 % [5,8-22,2[ [1,2-6,2[ p < 0,001 <0,001 [5,2-13,0[ [1,3-13,5[ < 0,001 < 0,001 [1,9-7,7[ [1,5-2,9[ < 0,001 < 0,001 Bilan Les résultats de cette étude concourent à indiquer que : Le meilleur type de prélèvement pour la détection du SBV semblerait être l’encéphale, L’espèce ovine paraitrait être la plus fréquemment atteinte, La détection du SBV serait plus fréquente chez les avortons présentant les trois types de malformations que chez ceux en présentant une ou deux. 107 V. DISCUSSION L’objectif de l’étude conduite sur les deux premiers mois de l’année 2012, était de décrire les suspicions cliniques rapportées en France ainsi que d’étudier les relations entre les résultats de laboratoire et les différentes informations disponibles sur les fiches de renseignements. Cette discussion tente de mesurer dans quelle mesure les objectifs fixés ont été atteints. Elle met ensuite en parallèle les résultats obtenus à ceux disponibles dans la littérature. Il est tout d’abord nécessaire de souligner que les fiches de renseignements n’avaient pas été créées dans le but d’effectuer une étude épidémiologique. Un questionnaire à questions fermées ou à choix multiples aurait été plus adapté, plus rapide et plus simple à remplir et aurait ainsi permis davantage de précision et une meilleure standardisation des données que les questions ouvertes. Certaines fiches étaient incomplètement ou mal renseignées, ainsi, dans certains cas, seule la mention « avorton malformé » était renseignée sans aucun détail supplémentaire. Aussi, quand les avortons étaient nés avant terme, le stade de gestation, peut être par méconnaissance, n’était le plus souvent pas précisé. Enfin, les autres informations en lien épidémiologiques (autres cas de malformations, observation de diarrhée, d’hyperthermie, de chute de production ou d’avortements dans les mois précédents) manquaient de précisions (nombre d’animaux atteints, stade de gestation lors d’avortements et recherche d’autres causes abortives) et n’ont donc pas été exploitées. De plus, quelques fiches étaient accompagnées de prélèvements de plusieurs animaux suspects, ou alors les renseignements de plusieurs avortons malformés étaient rapportés sur une même fiche. Dans ce cas, la description des signes cliniques n’était pas toujours individuelle. Soit un avorton et plusieurs animaux adultes (dont la mère de l’avorton et des animaux ayant avorté ou donné naissance à des nouveaux nés malformés) étaient prélevés. L’identification des différents animaux n’était alors pas toujours correctement rapportée et ne permettait donc pas de mettre en parallèle les résultats des avortons et de leur mère. Par ailleurs, les analyses effectuées étant financées, les déclarations des suspicions cliniques ont pu être surestimées et ainsi créer un biais de classement sur la réalisation des analyses. En effet, nous avons pu constater que des avortons sans signe clinique ou avec des symptômes autres que le syndrome arthrogrypose-hydranencéphalie (par exemple : nouveau-nés chétifs, dépilés, plantigrades, avec fentes labiales et palatines ou absence d’anus…), ont été prélevés. Nous avons dû écarter ces avortons de l’étude. Il faut donc bien souligner que le caractère déclaratif (surveillance événementielle) des suspicions repose sur la motivation tout autant des vétérinaires que des éleveurs et ne permet jamais de connaître avec exactitude la totalité des cas survenus. Enfin la durée sur laquelle porte l’étude est très courte (deux mois). Les résultats de l’étude sont donc le reflet de la situation en France seulement au cours de ces deux premiers mois de surveillance. Concernant la répartition géographique des suspicions cliniques, elle est quasi comparable à celle obtenue à la fin de la première saison (Plateforme ESA), une majorité de cas se situant dans les départements du nord-est et du centre-ouest du pays. Les suspicions cliniques ont majoritairement porté sur des agneaux. Ce constat peut en partie s’expliquer par cette courte période sur laquelle l’étude a été conduite. En effet, durant ces 108 deux premiers mois, les conséquences de l’infection survenue dès la fin de l’été et le début de l’automne 2011, ont dans un premier temps été visibles sur les agneaux. La durée de gestation étant plus longue chez les bovins, les effets sur les veaux sont apparus plus tard. Toutefois, les données et les résultats de laboratoire de toutes les suspicions cliniques rapportées ont été collectés. Ainsi, les résultats sont parfaitement précis et représentatifs de la situation en France entre janvier et début mars 2012. Suite à cette étude, un effet du type de prélèvement sur le résultat de laboratoire a été bien mis en évidence. Ainsi, les suspicions analysées par RT-qPCR à partir de prélèvements d’encéphale avaient plus de probabilités d’être positives que celles traitées à partir de sang ou de rate. Cet effet a rapidement été remarqué par le LNR au cours de la surveillance en 2012 et a entraîné la réalisation des analyses à partir des seuls prélèvements d’encéphale, dès la fin du mois de février 2012 (Note de service, 2012b). Différentes études ont appuyé cette observation, notamment Bilk et al. (2012) puis De Regge et al. (2013) ont également montré que les prélèvements de choix étaient le cerveau, et plus précisément le tronc cérébral, le placenta et le cordon ombilical. Ils permettaient une meilleure détection du virus que la rate ou le sang entre autres. De plus, l’espèce animale de l’avorton suspect s’est révélée jouer un effet sur le résultat de laboratoire. Ainsi, les résultats positifs étaient plus fréquents dans l’espèce ovine et caprine que dans l’espèce bovine. L’hypothèse de la durée de gestation plus longue chez les bovins, laissant le temps au fœtus immunocompétent d’éliminer le virus de son organisme, a été émise (Bouwstra et al., 2013 ; Wernike et al., 2014). Enfin, un effet du score de malformations sur le résultat de laboratoire a été mis en évidence. En effet, les avortons présentant deux et trois malformations étaient plus souvent positifs à la RT-qPCR que ceux n’ayant qu’une malformation. Ce constat montrerait la valeur prédictive positive des signes cliniques. Il rendrait la présence simultanée de malformations au niveau des membres (arthrogrypose), de la tête (hydranencéphalie, brachygnathie) et de la colonne vertébrale (torticolis, scoliose, cyphose) très fortement évocatrice de l’infection par le SBV et permettrait dans certains cas de s’affranchir de la confirmation biologique. 109 110 CONCLUSION L’épizootie due au virus Schmallenberg, apparue en Allemagne en 2011 s’est rapidement disséminée, grâce notamment à une population vectorielle très active, atteignant à ce jour vingt-cinq pays européens ainsi que des pays asiatiques. La maladie induite par l’infection par le SBV est asymptomatique chez la plupart des ruminants domestiques mais elle peut engendrer des malformations congénitales lors d’infection de femelles gestantes. La gravité de la maladie et l’impact économique direct ont été relativement limités et n’ont pas entraîné la prise de mesure réglementaire afin de prévenir la transmission du SBV. L’étude réalisée en France au cours des deux premiers mois de l’année 2012 a révélé que le meilleur type de prélèvement pour la détection du SBV semblerait être l’encéphale. L’espèce ovine paraitrait être la plus fréquemment atteinte et la détection du SBV serait plus fréquente chez les avortons présentant les trois types de malformations que chez ceux en présentant une ou deux. Des connaissances restent à apporter concernant la pathogénie du SBV. L’immunité naturelle semblerait protéger contre la réinfection. Des vaccins inactivés ont été développés. Cependant, le recours à la vaccination n’est pas systématique. Ainsi, le risque de persistance du SBV paraît élevé. Dans le futur, l’atteinte d’un certain équilibre enzootique est donc envisageable avec des variations saisonnières et des possibles pics épizootiques. Il est nécessaire de souligner le développement rapide de moyens opérationnels suite à l’émergence du SBV dont la mise en commun des données épidémiologiques qui a permis le suivi de l’épizootie en France via la Plateforme ESA et en Europe via l’EFSA, ainsi que la mise au point de tests diagnostiques et le partage de ceux-ci à l’échelle européenne qui ont favorisé la surveillance. A plus long terme, la surveillance épidémiologique événementielle dès l’émergence d’une nouvelle maladie, permettrait une estimation rapide des impacts économiques et commerciaux potentiels dans l’objectif d’évaluer le rapport bénéfice/risque de la mise en place de mesures de contrôle de la maladie. 111 112 Annexe 1 : Fiche de renseignement (version janvier 2012) (DGAL, 2012a) 113 Annexe 2 : Fiche de renseignement (version mars 2012) (DGAL, 2012c) 114 BIBLIOGRAPHIE ANSES (14/02/2014) In : Avis et rapport de l’Anses relatif à « l’évaluation de risques liés à la diffusion du virus Schmallenberg en France ». [https://www.anses.fr/sites/default/files/documents/SANT2013sa0047Ra.pdf]. (Consulté le 20/05/2014) BARRY G, VARELA M, RATINIER M, BLOMSTRÖM AL, CAPORALE M, SEEHUSEN F et al. (2014) The NSs protein of Schmallenberg virus counteracts the antiviral response of the cell by inhibiting its transcriptional machinery. J Gen Virol., 95, 1640-1646. BAYROU C, GARIGLIANY MM, SARLET M, SARTELET A, CASSART D, DESMECHT D (2014) Natural intrauterine infection with Schmallenberg virus in Malformed newborn calves. Emerg Infect Dis., 20, 1327-1357. BILK S, SCHULZE C, FISCHER M, BEER M, HLINAK A, HOFFMANN B. (2012) Organ distribution of Schmallenberg virus RNA in malformed newborns. Vet Microbiol., 159, 236-238. BOUWSTRA RJ, KOOI EA, DE KLUIJVER EP, VERSTRATEN ARAM, BONGERS JH, VAN MAANEN C et al. (2013) Schmallenberg virus outbreak in the Netherlands : routine diagnostics and tets results. Vet Microbiol., 165, 102-108. BREARD E, LARA E, COMTET L, VIAROUGE C, DOCEUL V, DESPRAT A et al. (2013) Validation of a commercially available indirect Elisa using a nucleocapside recombinant protein for detection of Schmallenberg virus antibodies. Plos One, 8 (1) : e53446. doi : 10.1371/journal.pone.0053446. CHAINTOUTIS SC, KIOSSIS E, GIADINIS ND, BROZOS CN, SAILLEAU C, VIAROUGE C et al. (2014) Evidence of Schmallenberg virus circulation in ruminants in Greece. Trop Anim Health Prod., 46, 251-255. CHENAIS E, STAHL K, FROSSLING J, BLOMGVIST G, NASLUND K, SVENSSON L et al. (2013) Schmallenberg virus beyond Latitude 65°N. Transbound Emerg Dis., doi : 10.1111/tbed.12195. CLAINE F, COUPEAU D, WIGGERS L, MUYLKENS B, KIRSCHVINK N. (2013) Schmallenberg virus among female lambs, Belgium, 2012. Emerg Infect Dis., 19, 1115-1117. DE REGGE N, DEBLAUWE I, DE DEKEN R, VANTIEGHEM P, MADDER M, GEYSEN D et al. (2012) Detection of Schmallenberg virus in different Culicoides spp. by real-time RT-PCR. Transbound Emerg Dis. 59, 471-475. DE REGGE N, VAN DEN BERG T, GEORGES L, CAY B. (2013) Diagnosis of Schmallenberg virus infection in malformed lambs and calves and first indications for virus clearance in the fetus. Vet Microbiol., 162, 595-600. 115 DGAL (2012a) Note de service : DGAL/SDSPA/N2012-8007 du 04 janvier 2012. [en ligne] [http://agriculture .gouv.fr/IMG/pdf/DGALN20128007Z.pdf] (Consulté le 26/01/2012) DGAL (2012b) Note de service : DGAL/SDSPA/N2012-8044 du 23 février 2012. [en ligne] [http://agriculture .gouv.fr/IMG/pdf/DGALN20128044Z.pdf] (Consulté le 17/03/2012) DGAL (2012c) Note de service : DGAL/SDSPA/N2012-8053 du 8 mars 2012. [en ligne] [http://agriculture .gouv.fr/IMG/pdf/DGALN20128053Z_cle81bf75.pdf] (Consulté le 17/03/2012) DGAL (2012d) Note de service : DGAL/SDSPA/N2012-8087 du 18 avril 2012. [en ligne] [http://agriculture .gouv.fr/IMG/pdf/DGALN20128087Z_cle8cde12.pdf] (Consulté le 03/05/2012) DOCEUL V, LARA E, SAILLEAU C, BELBIS G, RICHARDSON J, BREARD E et al. (2013) Epidemiology, molecular virology and diagnostics of Schmallenberg virus, an emerging orthobunyavirus in Europe. Vet Res., 44, 31-43. DOMINGUEZ M, HENDRIKX P, ZIENTARA S, CALAVAS D. (2012) Bilan de la surveillance de l’infection congénitale par le virus Schmallenberg (SBV) chez les petits ruminants [janvier – mai 2012]. [en ligne] (Mise à jour en juillet 2012) [http://www.plateformeesa.fr/images/documents/20120801bilansbv.pdf] (Consulté le 20/10/12) DOMINGUEZ M, HENDRIKX P, ZIENTARA S, CALAVAS D. (2013) Bilan de la surveillance de l’infection congénitale par le virus Schmallenberg (SBV) chez les bovins [janvier – août 2012]. [en ligne] (Mise à jour en juillet 2012) [http://www.plateforme-esa.fr/ images/documents/20130124_%20rapportsbv_bv.pdf] (Consulté le 16/03/13) EFSA (2012a). Scientific report of EFSA. Schmallenberg virus : analysis of the epidemiological data and impact assessment. [en ligne] [http://www.efsa.europa.eu/fr/efsajournal/doc/2768.pdf] (Consulté le 18/08/2013). EFSA (2012b). Technical report. Schmallenberg virus : analysis of the epidemiological data (November 2012). [en ligne] [http://www.efsa.europa.eu/fr/supporting/doc/360e.pdf] (Consulté le 18/08/2013). EFSA (2013). Technical report. Schmallenberg virus : analysis of the epidemiological data (may 2013). [en ligne] [http://www.efsa.europa.eu/en/search/doc/429e.pdf] (Consulté le 18/08/2013). EFSA (2014). Scientific report of EFSA. Schmallenberg virus : state of art. [en ligne] [http://www.efsa.europa.eu/fr/efsajournal/doc/3681.pdf] (Consulté le 15/06/2014). ELBERS AR, LOEFFEN WL, QUAK S, DE BOER-LUIJTZE E, VAN DER SPEK AN, BOUWSTRA R et al. (2012) Seroprevalence of Schmallenberg virus antibodies among dairy cattle, the Netherlands, winter 2011-2012. Emerg Infect Dis., 18, 1065-1071. 116 ELBERS AR, MEISWINKEL R, VAN WEEZEP E, SLOET VAN OLDDRUITENBORGH-OOSTERBAAN MM, KOOI EA. (2013) Schmallenberg virus in Culicoides spp biting midges, the Netherlands, 2011. Emerg Infect Dis., 19, 106-109. ELBERS AR, STOCKHOFE-ZURWIEDEN N, VAN DER POEL WH. (2014) Schmallenberg virus antibody persistence in adult cattle after natural infection and decay of maternal antibodies in calves. BMC Vet Res., 10, 103-106. ELLIOTT RM, BLAKGORI G, VAN KNIPPENBERG IC, KOUDRIAKOVA E, LI P, McLEES A et al. (2013) Establishment of a reverse genetics system for Schmallenberg virus, a newly emerged orthobunyavirus in Europe. J Gen Virol., 94, 851-859. FLI (2011) New Orthobunyavirus detected in cattle in Germany. In : November 2011, [en ligne], [http://www.fli.bund.de], (consulté le 18 février 2012). GACHE K, DOMINGUEZ M, TOURATIER A, HENDRIKX P (2013a) Virus Schmallenberg (SBV) : Résultats d’enquêtes sérologiques. [en ligne] (Mise à jour en juin 2013) [http://www.plateforme-esa.fr/images/documents] (Consulté le 18/09/13). GACHE K. (2013b) SBV congénital : situation épidémiologique en France (saison 2012/2013). [en ligne] (Mise à jour en octobre 2013) [http://www.plateformeesa.fr/images/documents/bilan%20sbv%20saison%20ii.pdf] (Consulté le 12/11/13). GACHE K. (2014) Surveillance de l’infection congénitale par le virus Schmallenberg – Saison III. [en ligne] (Mise à jour le 06/03/14) [http://www.plateformeesa.fr/index.php?option=com_content&view=article&id=265:surveillance-sbv-congenitalsaison-20132014 catid=84:actualitessbv&Itemid=218] (Consulté le 10/04/14). GARIGLIANY MM, BAYROU C, KLEIJNEN D, CASSART D, DESMECHT D. (2012a) Schmallenberg virus in domestic cattle, Belgium, 2012. Emerg Infect Dis., 18, 1512-1514. GARIGLIANY MM, HOFFMANN B, DIVE M, SARTELET A, BAYROU C, CASSART D et al., (2012b) Schmallenberg virus infection in calf born at term with porencephaly, Belgium. Emerg Infect Dis. 18, 1005-1006. GOLLER KV, HÖPER D, SCHIRRMEIER H, METTENLEITER TC, BEER M. (2012) Schmallenberg virus as possible ancestor of Shamonda virus. Emerg Infect Dis., 18, 1644-1646. GUBBINS S, RICHARDSON J, BAYLIS M, WILSON AJ, ABRAHANTES JC. (2014a) Modelling the continental-scale spread of Schmallenberg virus in Europe : approaches and challenges. Prev Vet Med., pii: S0167-5877(14)00058-0. doi: 10.1016/j.prevetmed.2014.02.004. GUBBINS S, TURNER J, BAYLIS M, VAN DER STEDE Y, VAN SCHAIK G, ABRAHANTES JC et al. (2014b) Inferences about the transmission of Schmallenberg virus within and between farms. Prev Vet Med., pii: S0167-5877(14)00166-4. doi: 10.1016/j.prevvetmed.2014.04.011. 117 HAHN K, HABIERSKI A, HERDER V, WOHLSEIN P, PETERS M, HANSMANN F et al. (2013) Schmallenberg virus in central nervous system of ruminants. Emerg Infect Dis., 19, 154-155. HEBERT T. (2014) Effet de l’infection par le virus Schmallenberg sur la gestation de la chèvre. Thèse Méd. Vét., Alfort. HECHINGER S, WERNIKE K, BEER M. (2013) Evaluating the protective efficacy of a trivalent vaccine containing Akabane virus, Aino virus and Chuzan virus against Schmallenberg virus infection. Vet Res., 44, 114-118. HECHINGER S, WERNIKE K, BEER M. (2014) Single immunization with an inactivated vaccine protects sheep from Schmallenberg virus infection. Vet Res. 45, 79-82. HELMER C, EIBACH R, TEGTMEYER PC, HUMANN-ZIEHANK E, GANTER M. (2013a) Survey of Schmallenberg virus (SBV) infection in German goat flocks. Epidemiol Infect., 141, 23352345. HELMER C, EIBACH R, TEGTMEYER PC, HUMANN-ZIEHANK E, RUNGE M, GANTER M. (2013b) Serosurvey of Schmallenberg virus infections in sheep and goat flocks in Lower Saxony, Germany. Trasbound Emerg Dis., doi: 10.1111/tbed.12161. HERDER V, WOHLSEIN P, PETERS M, HANSMANN F,BAUMGARTNER W. (2012) Salient lesions in domestic ruminants infected with the emerging so-called Schmallenberg virus in Germany. Vet Pathol., 49, 588-591. HOFFMANN B, SCHEUCH M, HÖPER D, JUNGBLUT R, HOLSTEG M, SCHIRRMEIER H et al. (2012) Novel Orthobunyavirus in cattle, Europe, 2011. Emerg Infect Dis., 18, 469-472. HOFFMANN B, SCHULZ C, BEER M. (2013) First detection of Schmallenberg virus RNA in bovine semen, Germany, 2012. Vet Microbiol., 167, 289-295. HUMPHRIES D, BURR P. (2012) Schmallenberg virus milk antibody ELISA. Vet Rec., 171, 511512. Institut de l’élevage (2012) Virus de Schmallenberg, quel impact dans les élevages ovins allaitants ? [en ligne] [http://www.gdma36.fr/WebGDMA.nsf/72214d261ea2639c12575c1004e0557/5cfb5d675al edec6c1257ac5005b754b/$FILE/Essentiel%20Schmallenberg%20IE%2029112012.pdf] (Consulté le 18/09/2013). KABA J, CZOPOWICZ M, WITKOWSKI L (2013) Schmallenberg virus antibodies detected in Poland. Transbound Emerg Dis., 60, 1-3. KIRKLAND PD, BARRY RD, HARPER PA, ZELSKI RZ. (1988) The development of Akabane virusinduced congenital abnormalities in cattle. Vet Rec., 122, 582-586. 118 LALOY E, BREARD E, SAILLEAU C, VIAROUGE C, DESPRAT A, ZIENTARA S et al. (2014) Schmallenberg virus infection among red deer, France, 2010-2012. Emerg Infect Dis., 20, 131-134. LARSKA M, LECHOWSKI L, GROCHOWSKA M, ZMUDZINSKI JF. (2013) Detection of the Schmallenberg virus in nulliparous Culicoides obsoletus/scoticus complex and C. punctatus— the possibility of transovarial virus transmission in the midge population and of a new vector. Vet Microbiol., 166, 467-473. LINDEN A, DESMECHT D, VOLPE R, WIRTGEN M, GREGOIRE F, PIRSON J et al. (2012) Epizootic spread of Schmallenberg virus among wild cervids, Belgium, Fall 2011. Emerg Infect Dis. 18, 2006-2008. LOEFFEN W, QUAK S, DE BOER-LUIJTZE E, HULST M, VAN DER POEL W, BOUWSTRA R et al., (2012) Development of a virus neutralization test to detect antibodies against Schmallenberg virus and serological results in suspect and infected herds. Acta Vet Scand., 54, 44-51. LUTTIKHOLT S, VELDHUIS A, VAN DEN BROM R, MOLL L, LIEVAART-PETERSON K, PEPERKAMP K et al. (2014) Risk factors for malformations and impact on reproductive performance and mortality rates of Schmallenberg virus in sheep flocks in the Netherlands. PloS One., 9 (6): e100135. doi: 10.1371/journal.pone.0100135. MARTINELLE L, DALPOZZO F, KIRSCHVINK N, DE LA GRANDIERE MA, THIRY E, SAEGERMAN C. (2012) Le virus Schmallenberg ou l’émergence du premier Orthobunyavirus du sérogroupe Simbu en Europe. Ann Méd Vét., 156, 7-24. MEROC E, POSKIN A, VAN LOO H, QUINET C, VAN DRIESSCHE E, DELOOZ L et al. (2013a) Large-scale cross-sectional serological survey of Schmallenberg virus in Belgian cattle at the end of the first vector season. Transbound Emerg Dis., 60, 4-8. MEROC E, DE REGGE N, RIOCREUX F, CAIJ AB, VAN DEN BERG T, VAN DER STEDE Y. (2013b) Distribution of Schmallenberg virus and seroprevalence in Belgian sheep and goats. Transbound Emerg Dis., doi : 10.1111/tbed.12050. OIE (2013). Fiche technique de l’OIE - Le virus de Schmallenberg. [ en ligne] (Mise à jour en octobre 2013) [http://www.oie.int/fileadmin/Home/fr/Our_scientific_expertise/docs/pdf/F_Schmallenberg _virus.pdf] (Consulté le 16/05/2014) Plateforme ESA (2012a). In : Impact du SBV en élevage. [en ligne] [http://plateformeesa.fr/index.php?option=com_content&view=category&layout=blog&id=86&Itemid=221]. (Consulté le 15/10/13). Plateforme ESA (2012b). In : Surveillance SBV (formes congénitales) sur tout le territoire. [en ligne] (Mise à jour en octobre 2012) 119 [http://plateformeesa.fr/index.php?option=com_content&view=category&layout=blog&id=84&Itemid=218&li mitstart=5]. (Consulté le 30/11/12). Plateforme ESA (2013). In : SBV congénital : Poursuite de la surveillancesur des bases allégées au 1er septembre 2013. [en ligne] (Mise à jour en septembre 2013) [http://plateformeesa.fr/index.php?option=com_content&view=category&layout=blog&id=84&Itemid=218]. (Consulté le 15/10/13). Plateforme ESA (2014). In : Surveillance du SBV congénital. [en ligne] (Mise à jour en septembre 2014) [http://plateformeesa.fr/index.php?option=com_content&view=category&layout=blog&id=85&Itemid=220]. (Consulté le 20/09/14). PONSART C, POZZI N, BREARD E, CATINOT V, VIARD G, SAILLEAU C et al. (2014) Evidence of excretion of Schmallenberg virus in bull semen. Vet Res., 45, 37-42. POSKIN A,VAN CAMPE W, MOSTIN L, CAY B, DE REGGE N (2014) Experimental Schmallenberg virus infection of pigs. Vet Microbiol., 170, 398-402. ProMED-mail (2011a) Undiagnosed illness, bovine - Germany, Netherlands. In : 15 novembre 2011, 20111115.3371 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 18 février 2012). ProMED-mail (2011b) Undiagnosed illness, bovine - Germany, Netherlands (02). In : 19 novembre 2011, 20111119.3404 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 18 février 2012). ProMED-mail (2011c) Schmallenberg virus - Europe (03) : (Netherlands, congenital malformations, ovine, bovine). In : 17 décembre 2011, 20111217.3621 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 18 février 2012). ProMED-mail (2011d) Schmallenberg virus - Europe (05) : (Netherlands, update). In : 21 décembre 2011, 20111221.3653 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 18 février 2012). ProMED-mail (2011e) Schmallenberg virus - Europe (07) : (Belgium, congenital malformations, ovine). In : 23 décembre 2011, 20111223.3665 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 18 février 2012). ProMED-mail (2011f) Schmallenberg virus - Europe (11) : (Netherlands, update). In : 31 décembre 2011, 20111231.3713 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 18 février 2012). 120 ProMED-mail (2012a) Schmallenberg virus - Europe (01) : (Netherlands, update). In : 3 janvier 2012, 20120103.0019 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 18 février 2012). ProMED-mail (2012b) Schmallenberg virus - Europe (05) : (Germany, Belgium, OIE). In : 13 janvier 2012, 20120113.1010140 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 18 février 2012). ProMED-mail (2012c) Schmallenberg virus - Europe (07) : (Update, Germany, OIE). In : 18 janvier 2012, 20120118.1014295 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 18 février 2012). ProMED-mail (2012d) Schmallenberg virus - Europe (08) : (Update). In : 19 janvier 2012, 20120119.1015883 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 18 février 2012). ProMED-mail (2012e) Schmallenberg virus - Europe (09) : (Update). In : 23 janvier 2012, 20120123.1019416 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 18 février 2012). ProMED-mail (2012f) Schmallenberg virus - Europe (10) : (Germany, update). In : 24 janvier 2012, 20120124.1020710 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 18 février 2012). ProMED-mail (2012g) Schmallenberg virus - Europe (11) : (Update, France, suspected, request for information). In : 26 janvier 2012, 20120126.1023247 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 18 février 2012). ProMED-mail (2012h) Schmallenberg virus - Europe (20) : (Italy, Luxembourg, OIE). In : 20 février 2012, 20120220.1047263 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 2 mars 2012). ProMED-mail (2012i) Schmallenberg virus - Europe (27) : (Denmark, vector, alert). In : 13 mars 2012, 20120313.1068612 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 15 mars 2012). ProMED-mail (2012j) Schmallenberg virus - Europe (28) : (Spain (Andalucia) OIE). In : 14 mars 2012, 20120314.1070877 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 15 mars 2012). ProMED-mail (2012k) Schmallenberg virus - Europe (45) : (Denmark, serological evidence). In : 5 juin 2012, 20120605.1157269 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 15 juin 2012). ProMED-mail (2012l) Schmallenberg virus - Europe (46) : (Denmark, bovine). In : 7 juin 2012, 20120607.1160256 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 15 juin 2012). 121 ProMED-mail (2012m) Schmallenberg virus - Europe (48) : (Switzerland, first case). In : 21 juillet 2012, 20120721.1210343 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 30 juillet 2012). ProMED-mail (2012n) Schmallenberg virus - Europe (60) : (Austria, UK (Wales), Belgium). In : 26 septembre 2012, 20120927.1310236 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 30 septembre 2012). ProMED-mail (2012o) Schmallenberg virus - Europe (61) : (Poland). In : 1 octobre 2012, 20121001.1318740 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 15 octobre 2012). ProMED-mail (2012p) Schmallenberg virus - Europe (62) : (Sweden (Blekinge) positive serology). In : 5 octobre 2012, 20121005.1326266 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 15 octobre 2012). ProMED-mail (2012q) Schmallenberg virus - Europe (66) : (Finland (Aland) first positive serology, Scotland ex England). In : 17 octobre 2012, 20121017.1349090 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 31 octobre 2012). ProMED-mail (2012r) Schmallenberg virus - Europe (67) : (Norway, Vector). In : 26 octobre 2012, 20121026.1366841 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 31 octobre 2012). ProMED-mail (2012s) Schmallenberg virus - Europe (69) : (Ireland (Cork) first casd). In : 31 octobre 2012, 20121031.1380923 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 31 octobre 2012). ProMED-mail (2012t) Schmallenberg virus - Europe (69) : (Ireland (Cork) first casd). In : 31 octobre 2012, 20121031.1380923 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 31 octobre 2012) ProMED-mail (2012u) Schmallenberg virus - Europe (69) : (Ireland (Cork) first casd). In : 31 octobre 2012, 20121031.1380923 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 31 octobre 2012) ProMED-mail (2013a) Schmallenberg virus - Europe (69) : (Ireland (Cork) first casd). In : 31 octobre 2012, 20121031.1380923 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 31 octobre 2012) ProMED-mail (2013b) Schmallenberg virus - Europe (69) : (Ireland (Cork) first casd). In : : 31 octobre 2012, 20121031.1380923 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 31 octobre 2012) ProMED-mail (2013c) Schmallenberg virus - Europe (69) : (Ireland (Cork) first casd). In : 31 octobre 2012, 20121031.1380923 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 31 octobre 2012) 122 ProMED-mail (2013d) Schmallenberg virus - Europe (69) : (Ireland (Cork) first casd). In : 31 octobre 2012, 20121031.1380923 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 31 octobre 2012) ProMED-mail (2013e) Schmallenberg virus - Europe (69) : (Ireland (Cork) first casd). In : 31 octobre 2012, 20121031.1380923 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 31 octobre 2012) ProMED-mail (2013f) Schmallenberg virus - Europe (69) : (Ireland (Cork) first casd). In : 31 octobre 2012, 20121031.1380923 [en ligne], ISID.[http://www.promedmail.org], (consulté le 31 octobre 2012) RASMUSSEN LD, KRISTENSEN B, KIRKEBY C, RASMUSSEN TB, BELSHAM GJ, BODKER R et al. (2012) Culicoids as vectors of Schmallenberg virus. Emerg Infect Dis. 18, 1204-1206. REUSKEN C, VAN DEN WIJNGAARD C, VAN BEEK P, BEER M, BOUWSTRA R, GODEKE GJ et al., (2012) Lack of evidence for zoonotic transmission of Schmallenberg virus. Emerg Infect Dis. 18, 1746-1754. RODRIGUEZ-PRIETO V, KUKIELKA D, MOURINO M, PARADELL H, PLAJA L, URNIZA A et al. (2014) Natural immunity of sheep and lambs against the Schmallenberg virus infection. Transbound Emerg Dis. doi: 10.1111/tbed.12256. SAEGERMAN C, MARTINELLE L, DAL POZZO F, KIRSCHVINK N (2014) Preliminary survey on the impact of Schmallenberg virus on sheep flocks in south of Belgium. Transbound Emerg Dis., 61, 469-472. SAILLEAU C, BOOGAERTS C, MEYRUEIX A, LALOY E, BREARD E, VIAROUGE C et al. (2013a) Schmallenberg virus infection in dogs, France, 2012. Emerg Infect Dis., 19, 1896-1898. SAILLEAU C, BREARD E, VIAROUGE C, DESPRAT A, DOCEUL V, LARA E et al. (2013b) Acute Schmallenberg virus infections, France, 2012. Emerg Infect Dis., 19, 321-322. SCHOLTE EJ, MARS MH, BRAKS M, DEN HARTOG W, IBANEZ-JUSTICIA A, KOOPMANS M et al. (2013) No evidence for the persistence of Schmallenberg virus in overwintering mosquitoes. Med Vet Entomol. 28, 110-115. SEEHUSEN F, HAHN K, HERDER V, WEIGAND M, HABIERSKI A, GERHAUSER I et al. (2014) Skeletal muscle hypoplasia represents the only significant lesion in peripheral organs of ruminants infected with Schmallenberg virus during gestation. J Comp Pathol. 151, 148-152. STEINRIGL A, SCHIEFER P, SCHLEICHER C, PEINHOPF W, WODAK E, BAGO Z et al. (2014) Rapid spread and association of Schmallenberg virus with ruminants abortions and foetal death in Austria in 2012/2013. Prev Vet Med., pii: S0167-5877(14)00101-9. doi: 10.1016/j.prevetmed.2014.03.006. 123 VALAS S, BAUDRY C, EHRHARDT N, LEVEN A, THIRION M, AUBERT C et al. (2014) Serosurvey of Schmallenberg virus infection in the highest goat specialized region of France. Transbound Emerg Dis., doi: 10.1111/tbed.12205. VAN DEN BROM R, LUTTIKHOLT SJ, LIEVAART-PETERSON K, PEPERKAMP NH, MARS MH, VAN DER POEL WH et al. (2012) Epizootic of ovine congenital malformations associated with Schmallenberg virus infection. Tijdschr Diergeneesk, 137, 106-111. VAN DER POEL WH (2012) Diagnostics for Schmallenberg virus. Vet Rec., 171, 294-295. VAN DER POEL VHM, PARLEVLIET JM, VERSTRATEN ERAM, KOII EA, HAKZE-VAN DER HONING R, STOCKHOFE N. (2014a) Schmallenberg virus detection in bovine semen after experimental infection of bulls. Epidemiol Infect., 142, 1495-1500. VAN DER POEL WH, CAY B, ZIENTARA S, STEINBACH F, VALARCHER JF, BOTNER A et al., (2014b) Limited interlaboratory comparison of Schmallenberg virus antibody detection in serum samples. Vet Rec., 174, 380. VAN MAANEN C, VAN DER HEIJDEN H, WELLENBERG GJ, WITTEVEEN G, LUTTIKHOLT S, BOUWSTRA R et al. (2012) Schmallenberg virus antibodies in bovine and ovine fetuses. Vet Rec., 171, 299. VARELA M, SCHNETTLER E, CAPORALE M, MURGIA C, BARRY G, McFARLANE M et al. (2013) Schmallenberg virus pathogenesis, tropism and interaction with the innate immune system of the host. Plos Pathog., 9 (1) : e1003133.doi:10.1371/journal.ppat.1003133. VELDHUIS AM, VAN SCHAIK G, VELLEMA P, ELBERS AR, BOUWSTRA R, VAN DER HEIJDEN HM et al. (2013) Schmallenberg virus epidemic in the Netherlands : spatiotemporal introduction in 2011 and seroprevalence in ruminants. Prev Vet Med., 112, 35-47. VELDHUIS AM, CARP-VAN DIJKEN S, VAN WUIJCKHUISE L, WITTEVEEN G, VAN SCHAIK G (2014) Schmallenberg virus in Dutch dairy herds : potential risk factors for high within-herd seroprevalence and malformations in calves, and its impact on productivity. Vet Microbiol., 168, 281-293. WENSMAN JJ, BLOMQVIST G, HJORT M, HOLST BS (2013) Presence of antibodies to Schmallenberg virus in a dog in Sweden. J Clin Microbiol., 51, 2802-2803. WERNIKE K, HOFFMANN B, BREARD E, BOTNER A,PONSART C, ZIENTARA S et al. (2013a) Schmallenberg virus experimental infection of sheep. Vet Microbiol., 166, 461-466. WERNIKE K, SILAGHI C, NIEDER M, PFEFFER M, BEER M. (2013b) Dynamics of Schmallenberg virus infection within a cattle herd in Germany, 2011. Epidemiol Infect., 142, 1501-1504. WERNIKE K, NIKOLIN VM, HECHINGER S, HOFFMANN B, BEER M. (2013c) Inactivated Schmallenberg virus prototype vaccines. Vaccine, 31, 3558-3563. 124 WERNIKE K, CONRATHS F, ZANELLA G, GRANZOW H, GACHE K, SCHIRRMEIER H et al. (2014a) Schmallenberg virus – Two years of experiences. Prev Vet Med. doi: 10.1016/j.prevetmed.2014.03.021 WERNIKE K, JOST H, BECKER N, SCHMIDT-CHANASIT J, BEER M (2014b) Lack of evidence for the presence of Schmallenberg virus in mosquitoes in Germany, 2011. Parasit Vectors. 7, 402-407. WERNIKE K, HOLSTEG M, SCHIRRMEIER H, HOFFMANN B, BEER M. (2014C) Natural infection of pregnant cows with Schmallenberg virus – A follow-up study. PosOne., 9 (5), e98223. doi : 10.1371/journal.pone.0098223. YANASE T, KATO T, AIZAWA M, SHUTO Y, SHIRAFUJI H, YAMAKAWA M et al. (2012) Genetic reassortment between Shatuperi and Shamonda viruses of the genus Orthobunyavirus in nature : implications for their genetic relationship to Schmallenberg virus. Arch Virol. 157, 1611-1616. 125 126 LE VIRUS SCHMALLENBERG : APPARITION ET DÉVELOPPEMENT ÉPIDÉMIOLOGIQUE EN EUROPE ET ANALYSE DES SUSPICIONS CLINIQUES RÉALISÉES PAR LES VÉTÉRINAIRES PRATICIENS FRANÇAIS EN 2012 NOM et Prénom : MAÏTIA Fabienne Résumé Un nouvel arbovirus appartenant au genre Orthobunyavirus et à la famille des Bunyaviridae, nommé virus Schmallenberg (SBV, Schmallenberg virus), a émergé en Europe, à la fin de l’été 2011. La diffusion à travers le continent a été rapide. Ce virus est à l’origine de malformations congénitales chez les ruminants domestiques. Les conséquences sanitaires et économiques sont variables mais généralement peu importantes. Cette étude propose tout d’abord un bilan des connaissances scientifiques disponibles sur le virus Schmallenberg, puis une description de l’évolution épidémiologique de l’infection des ruminants domestiques par le SBV en Europe et en France et enfin, les résultats d’une étude clinique menée avec l’ANSES laboratoire de santé animale. Trois constats ont été tirés de cette étude. Le meilleur type de prélèvement pour la détection du SBV semblerait être l’encéphale. L’espèce ovine paraîtrait être plus fréquemment atteinte que les autres espèces sensibles et la détection du SBV serait plus fréquente chez les avortons présentant trois types de malformations que chez ceux en présentant un ou deux. Mots clés : VIRUS SCHMALLENBERG / BUNYAVIRIDAE / ÉPIDÉMIOLOGIE / ÉTUDE CLINIQUE / DÉTECTION / PRÉLÈVEMENT / RUMINANTS / EUROPE / FRANCE Jury : Président : Pr. Directeur : Pr. DUFOUR Barbara Assesseur : Pr. MILLEMANN Yves Invitée : Dr. ZANELLA Gina SCHMALLENBERG VIRUS: EMERGENCE AND EPIDEMIOLOGICAL DISSEMINATION IN EUROPE AND ANALYSIS OF CLINICAL SUSPICIONS PERFORMED BY FRENCH VETERINARIANS IN 2012 NAME and first name: MAÏTIA Fabienne Summary A new arbovirus belonging to the genus Orthobunyavirus and to the Bunyaviridae family, named Schmallenberg virus (SBV), has emerged in Europe in late summer 2011. The spread accross the continent was fast. This virus is responsible for congenital malformations among domestic ruminants. The health and economic consequences are variable but generally low. In the present study, an assessment of scientific knowledge available on Schmallenberg virus is first made, followed by a description of the epidemiological evolution of the infection of domestic ruminants by SBV in Europe and in France. Finally, the results of a clinical study led with the ANSES “animal health laboratory” are presented. Three conclusions were drawn from this study. The best type of sample for SBV detection seems to be the brain. The ovine species appears to be more frequently affected than the other susceptible species and detection of SBV would be more common among aborted fetuses with three types of defects than in those presenting only one or two. Key words: SCHMALLENBERG VIRUS / BUNYAVIRIDAE / EPIDEMIOLOGY / CLINICAL STUDY / DETECTION / SAMPLE / RUMINANTS / EUROPE / FRANCE Jury: President: Pr. Director: Pr. DUFOUR Barbara Assessor: Pr. MILLEMANN Yves Guest: Dr. ZANELLA Gina