Etude de performance des bifidobactéries isolées d`un yaourt

République Algérienne Démocratique et Populaire
Ministère de l'enseignement supérieur et de la recherche scientifique
Université d'Oran Es-Senia
Faculté des Sciences
Département de Biologie
MEMOIRE DE MAGISTER
Option: Microbiologie Alimentaire
Thème
Etude de performance des bifidobactéries isolées
d’un yaourt fabriqué en Algérie
Présenté par
Mademoiselle ABDELMALEK ASMAA
Soutenu le: / /2008
Devant le jury:
Président
: Pr. BELKHOUDJA Moulay
Université d'Oran
Examinateur : Pr. SLIMANI Miloud
Université d'Oran
Examinateur : Dr. CHEKROUNE Abdallah
Université d'Oran
Examinateur : Dr. HADADJI Miloud
Université d'Oran
Rapporteur : Pr. BENSOLTANE Ahmed
Université d'Oran
Année universitaire
2007-2008
Remerciements
J’adresse mes sincères remerciements au Pr BENSOLTANE Ahmed
qui m’a offert par ses compétences scientifiques et pédagogiques et
ses qualités humaines, les moyens de mener à bien ce travail. Je tiens
également à le remercier pour la confiance et le soutien permanent.
J’adresse toute ma reconnaissance au Pr BELKHODJA Moulay d’avoir
accepter de présider le jury de soutenance.
Je remercie Pr SLIMANI Miloud, Dr CHEKROUN Abdallah et Dr
HADADJI Miloud d’avoir accepter de juger mon travail.
Je remercie Dr REZEILE médecin chef du laboratoire d’hygiène de la
wilaya d’Oran
de m’avoir accueilli au cours d’un stage dans son
laboratoire ainsi que tout le personnel du laboratoire.
Des remerciements chaleureux vont à ma famille.
Enfin je remercie aussi tous ceux qui ont de prés ou de loin contribué
à la réalisation de ce travail.
A ma famille
Résumé
Nous avons isolé des bifidobactéries à partir du
yaourt fabriqué et
commercialisé en Algérie.
L’étude macroscopique montre que ces bactéries forment des petites
colonies blanchâtres, l’étude microscopique
montre la présence des formes
typiques au genre Bifidobacterium, de Gram positif et ne possèdent pas de
catalase.
Les souches isolées poussent au température 37 et 45 °C et au pH 6.5 et 7.
Les souches étudiées ont montré un pouvoir acidifiant important, un taux de
croissance qui dépasse 0.4 h-1 et un temps de génération important qui confirme
ses aptitudes technologiques et ses caractères probiotiques.
L’étude de la viabilité sur milieu lait pendant 21 jours à un pH initial
égale à 4.5 a montré la résistance des souches étudiées à l’acidité et à une
température de conservation égale 4°C avec une létalité moyenne égale à 2.5
Log UFC/ml.
Le dénombrement des bifidobactéries à partir du produit commercialisé a
montré la présence d’un nombre Log 4.2 UFC/ml pour le yaourt aromatisé et un
nombre Log 5.5 UFC/ml pour le yaourt fruité.
Par contre le nombre de Strepfococcus thermophilus est supérieur à 107
pour les deux produits le jour d’expiration et le nombre de Lactobacillus
bulgaricus est supérieur à 106 pour tous les échantillons le jour d’expiration.
Les analyses microbiologiques des échantillons utilisés dans notre travail
ont démontrés qu’ils sont de bonne qualité.
Mots clés : Bifidobacterium , yaourt, probiotique, viabilité.
‫اﻟﻤــﻠـــﺨـــﺺ‬
‫ﻗﻤﻨﺎ ﺑﻌﺰل ‪ Bifidobacteria‬ﻣﻦ ﯾﺎﻏﻮرت ﻣﺼﻨﻊ و ﻣﺴﻮق ﻓﻲ اﻟﺠﺰاﺋﺮ‪ .‬اﻟﺪراﺳﺔ اﻟﻤﺎﻛﺮوﺳﻜﻮﺑﯿﺔ‬
‫ﺗﺒﯿﻦ أنّ اﻟﺒﻜﺘﯿﺮﯾﺎ اﻟﻤﻌﺰوﻟﺔ ﺗﻜﻮن ﻣﺴﺘﻌﻤﺮات ﺻﻐﯿﺮة ﺑﯿﻀﺎء اﻟﻠﻮن ‪ .‬اﻟﺪراﺳﺔ اﻟﻤﯿﻜﺮوﺳﻜﻮﺑﯿﺔ ﺗﺒﯿﻦ وﺟﻮد‬
‫أﺷﻜﺎل ﺧﺎﺻﺔ ﺑﻨﻮع ‪ Bifidobacterium‬ﻣﻮﺟﺒﺔ اﻟﻐﺮام )‪ (Gram‬ﺑﺪون ﻛﺎﺗﺎﻻز‪.‬‬
‫اﻟﺴﻼﻻت اﻟﻤﻌﺰوﻟﺔ ﺗﻨﻤﻮ ﻋﻨﺪ درﺟﺔ ﺣﺮارة ‪ 37‬و ‪ 45‬درﺟﺔ ﻣﺌﻮﯾﺔ‪ .‬اﻟﺴﻼﻻت اﻟﻤﺪروﺳﺔ‬
‫أﻇﮭﺮت ﻗﺪرة ﻋﻠﻰ ﺗﻜﻮﯾﻦ درﺟﺔ ﺣﻤﻮﺿﺔ ھﺎﻣﺔ ‪ ،‬درﺟﺔ اﻟﻨﻤﻮ ﺗﻔﻮق ‪ 0.4‬وﻗﺖ ﺗﻨﺎﺳﻞ ﻣﮭﻢ ﯾﺆﻛﺪ ﻛﻔﺎءﺗﮭﺎ‬
‫اﻟﺘﻜﻨﻮﻟﻮﺟﯿﺔ و ﻗﺪراﺗﮭﺎ اﻟﻌﻼﺟﯿﺔ‪.‬‬
‫دراﺳﺔ إﻣﻜﺎﻧﯿﺔ اﻟﻌﯿﺶ ﻓﻲ وﺳﻂ اﻟﺤﻠﯿﺐ ﻟﻤﺪّة ‪ 21‬ﯾﻮم ‪ pH‬اﺑﺘﺪاﺋﻲ ﯾﻌﺎدل ‪ ، 4.5‬أﻇﮭﺮت اﻟﺴﻼﻻت‬
‫ﻣﻊ اﻟﻤﺪروﺳﺔ ﻣﻘﺎوﻣﺔ ﻟﻠﺤﻤﻮﺿﺔ و ﻟﺪرﺟﺔ اﻟﺘﺨﺰﯾﻦ اﻟﺘﻲ ﺗﻌﺎدل ‪ 4‬درﺟﺎت ﻣﺌﻮﯾﺔ ﻣﻊ ﻧﻘﺺ ﻟﻠﺒﻜﺘﯿﺮﯾﺎ ﺑﻤﻌﺪل‬
‫‪Log 2.5ufc/ml‬‬
‫ﺗﻌﺪاد ‪ Bifidobacteria‬ﻣﺒﺎﺷﺮة ﻣﻦ اﻟﻤﻨﺘﺞ ﯾﺎﻏﻮرت اﻟﻤﺴﻮق ﺑﯿّﻨﺖ وﺟﻮد ‪Log 4.2 ufc/ml‬‬
‫ﻟﻠﯿﺎﻏﻮرت اﻟﻤﻌﻄﺮ و ‪ Log 5.5 ufc/ml‬ﻟﻠﯿﺎﻏﻮرت اﻟﻤﺜﻤﺮ ) اﻟﻔﻮاﻛﮫ (‪.‬‬
‫ﻋﻠﻰ اﻟﻌﻜﺲ ﻋﺪد ‪ Strepfococcus thermophilus‬ﯾﻔﻮق ‪ 710‬ﻟﻜﻞ ﯾﺎﻏﻮرت ﯾﻮم اﻧﺘﮭﺎء اﻟﺼﻼﺣﯿﺔ‪،‬‬
‫و ﻋﺪد ‪ Lactobacillus bulgaricus‬ﯾﻔﻮق ‪ 610‬ﻟﻜﻞ اﻟﻌﯿﻨﺎت اﻟﻤﺪروﺳﺔ ‪.‬‬
‫اﻟﺘﺤﺎﻟﯿﻞ اﻟﻤﯿﻜﺮوﺑﯿﻮﻟﻮﺟﯿﺔ ﻟﻠﻌﯿﻨﺎت اﻟﻤﺴﺘﻌﻤﻠﺔ ﻓﻲ دراﺳﺘﻨﺎ ﺑﯿّﻨﺖ اﻟﻤﻨﺘﻮج ﺟﯿﺪ اﻟﺠﻮدة ‪.‬‬
‫اﻟﻜﻠﻤﺎت اﻟﻤﻔﺘﺎﺣﯿﺔ ‪ ، Bifidobacterium :‬اﻟﯿﺎﻏﻮرت ‪ ،‬ﻗﺪرات ﻋﻼﺟﯿﺔ ‪ ،‬إﻣﻜﺎﻧﯿﺔ اﻟﻌﯿﺶ‪.‬‬
Summary
We isolated the bifidobacteria from yoghurt manufactured and marketed
in Algeria.
The macroscopic study shows that the bacteria form small white colony,
the microscopic study shows the presence of the typical forms to
Bifidobacterium genus, positive Gram and do not have catalase.
The strains push at the temperature 37 and 45 °C and to pH 6.5 and 7.
The strains show an important acidifying capacity, a growth rate exceeds 0.4 h-1
and important generation time witch confirm these technological qualification
and probiotics characters.
The viability in milks during 21 days with initial pH=4.5 shows that the
strains isolated resist to acidity and to temperature of conservation= 4°C with
rate of lethality = 2.4 Log ufc/ml.
The enumeration of bifidobacteria from marketed yoghurt showed the
presence Log 4.2 ufc/ml in aromatized yoghurt and Log 5.5 ufc/ml in fruity
yoghurt.
On the other hand the number of Strepfococcus thermophilus is higher
than 107 in all yoghurts on day of expiry and the number of Lactobacillus
bulgaricus is higher than 106 in all yoghurts on day of expiry.
The microbiological analyses of the yoghurts used in our work showed
that it is of good quality.
Key words: Bifidobacterium, yoghurt, viability, probiotic.
Liste des abreviations
ADN
Acide désoxyribonucleique.
ARN
Acide ribonucleique ribosomale.
B1
Bifidobactérie isolée du yaourt Danone aromatise.
B2
Bifidobactérie isolée du yaourt Danone fruité.
B3
Bifidobactérie isolée du yaourt Soummam aromatisé.
B4
Bifidobactérie isolée du yaourt Soummam fruité.
Bif
Bifidobacterium
C°
Degrée celsius
CO2
Gaz carbonique
CF
Coliformes fécaux
CT
Coliformes totaux
cys
Cystéine
D°
degrée dornic
E,M,P
Embden Meyerhof parnas
Fig
Figure
g/l
Gramme par litre
GT
Gélose témoin
h
Heure
Hcl
chlohydrate
Kcal
Kilocalorie
Lb
Lactobacillus
LHWO
Laboratoire d’Hygiène de la Wilaya d’Oran
NYA
National Youghurt Asotiation (Etats unies)
Ox
Oxydase
P1
Yaourt Danone aromatisé
P2
Yaourt Danone fruité
P3
Yaourt Soummam aromatisé
P4
Yaourt Soummam fruité
pH
Potentiel d’hydrogène
St
Streptococcus
Tab
Tableau
Ufc
Unité formant colonies
Liste des figures
figure1 :Schéma
du
métabolisme
complémentaire
de
Streptococcus
thermophilus et Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus dans le lait……...11
figure 2 :Procédure de fabrication du yaourt…………………………………...13
Figure 3 : Schéma simplifié décrivant les compartiments de l’appareil digestif de
l’homme et leurs microflores…………………………………………………...22
Figure 4 : la voie du fructose 6-phosphate ou bifid(us) shunt………………….30
Figure 5 : Les principaux effets bénéfiques attribués aux probiotiques……..…45
Figure6 Technique d’isolement des bifidobactéries …………………………...51
Figure 7 Tests de fermentation des sucres ……………………………………..55
Figure8Technique de dénombrement des lactobacilles et streptococcus……..58
Figure 9 Technique de recherche des coliformes fécaux et totaux…………….60
Figure 10 Recherche Staphyloccocus aureus ………………………………….61
Figure 11 Recherche d’E. coli……………………………………………….. 62
Figure 12 Recherche Salmonnelles …………………………………………...63
Figure 13 Recherche des levure et moisissures ………………………………..63
Figure 14: Aspect macroscopique de la souche B1 sur milieu
MRScys après 48 h à 37º ………………………………………………………65
Figure 15:Aspect microscopiques de la souches B1×100……………………..65
Figure 16: Aspect macroscopiques de la souche B2 sur milieu
MRScys après 48 h à 37º ………………………………………………………66
Figure 17 : Aspect microscopiques de la souche B2 ×100 ……………………66
Figure 18 : Aspect macroscopiques de la souche B3 sur milieu
MRScys après 48 h à 37º ………………………………………………………67
Figure 19 : Aspect microscopique de la souchesB2× 100 …………………….67
Figure 20: Aspect macroscopique de la souche B4 sur milieu
MRScys après 48 h à 37º ……………………………………………………...68
Figure 21 : Aspect microscopique de la souche B4 × 100 …………………...68
Figure 22 : Aspect microscopiques de la souche B2 après plusieurs
repiquages ……………………………………………………………………..69
Figure 23 : Aspect microscopique de la souche B3 après plusieurs
repiquages …………...........................................................................................69
Figure 24 : les sucres dégradés par la souche de la souche B1………………...71
Fig 25: la sensibilité des bifidobactéries a la Ery, Sulp, Pénn , Chlo,
Amp, amox …………………………………………………………………….73
Fig 26 : cinétique d’évolution de l’acidité Dornic produite par les souches B1,
B2,B3 et B4 à 42°C ………………………………………………………….. 74
Fig 27 : Variation du pH des souches B1,B2,B3 et B4 lors du suivie de l’acidité
titrable …………………………………………………………… ………...…75
Fig 28 : La survie des souches B1,B2, B3 et B4 dans milieu lait a pH 4.5
Pendant 21 jours………………………………………………………………..76
Fig 29 : Viabilité des bifidobactéries et les bactéries lactiques dans P1
Aromatisées de Danone………………………………………………………..77
Fig 30 : Viabilité des bifidobactéries et les bactéries lactiques dans P2
Fruité de Dannone……………………………………………………………..77
Fig 31 : Viabilité de bifidobactéries et les bactéries lactiques dans P3 aromatisé
de Soummam…………………………………………………………………..78
Fig 32 : Viabilité de bifidobactéries et les bactéries lactiques dans P4 fruité de
Soummam …………………………………………………………………….78
Liste des tableaux
Tableau 1 : nombre de microorganismes retrouvés dans un yaourt répondent à la
norme de qualité…………………………………………………………………6
Tableau 2 : Apports des différents yaourts pour un pot de 125 g………………15
Tableau 3 : Principales bactéries lactiques associées aux produits laitiers
fermentés et leurs rôles…………………………………………………………20
Tableau 4 : Les différentes espèces de bifidobacterium et leur origines……….25
Tableau
5 : Quelques produit laitiers commercialisés contiennent de
Bifidobacterium………………………………………………………………...33
Tableau 6 : les microorganismes considérés comme probiotiques …………...46
Tableau 7 : Différents aspects macroscopiques et microscopiques ……………64
Tableau 8 :Mise en évidence de certaines activités enzymatiques chez les
souches étudiées…………………………………………………………….
70
Tableau9 :Type fermentaire des souches des bifidobactéries…………………70
Tableau 10: Effets Température, pH, oxygène sur la croissance des
béfidobactéries………………………………………………………………….72
Tableau 11 :Résultat de l’antibiogramme des souches isolées…………………72
Tableau 12 :Taux de croissance spécifiques et temps de génération
des souches B1, B2,B3,B4……………………………………………………. 73
Tableau 13 : contrôle de qualité des yaourts utilisés ………………………….79
Sommaire
page
Introduction……………………………………………………………………3
Etude bibliographique
I- Laits fermentés et yaourt …………………………………………………4
1. Les laits fermentés……………………………………………………………4
1.1. Divers laits fermentés………………….…………………………………4
2 .Le yaourt……………………………………………………………………...5
2.1 Définition……………………………….…………………………………5
2.2. Les micro-organismes retrouvés dans le yaourt………………….………6
2.2.1 La microflore essentielle……………………………………..……….7
2.2.2 La microflore non essentielle…………………………………………7
2.2.3 La microflore contaminantes…………………………………………8
2.3 Le métabolisme et fonction des bactéries du yaourt……………………8
2.4 Procédure de fabrication du yaourt………………………………………10
2.5 Les modifications du yaourt……………………………………………..12
2.6 La composition chimique du yaourt……………………………………..14
2.6.1 Les glucides………………………………………………………….14
2.6.2 Les protéines…………………………………………………………14
2.6.3 Les lipides……………………………………………………………14
2.6.4 Les minéraux………………………………………………………...14
2.6.5 Les vitamines………………………………………………………...15
2.7 Apports nutritionnels du yaourt………………………………………….15
2.8.Les effets bénéfiques du yaourt…………………………………………16
II- Les bactéries lactiques et bifidobactéries………………………………..18
1-Les bactéries lactiques……………………………………………………….18
1.1Définition………………………………………………………………….18
1.2.Principales caractéristiques………………………………………………18
1.3.Taxonomie et classification……………………………………………....18
1.4. Bactéries lactiques et produit alimentaires fermentés…………...………19
1.4.1. Les bactéries lactiques dans les produits laitiers………………………19
2.LES BIFIDOBACTERIES…………………………………………………..21
2.1.Définition…………………………………………………………………21
2.2.Ecologique des bifidobactéries…………………………………………...21
2.3.Taxonomie et les différents espèces……………………………………..23
2.4.Caractéristiques morphologiques ,physiologiques et biochimiques des
bifidobactéries……………………………………………………………….…26
2.4.1. Morphologie……………………………………………………........26
2.4.2. Physiologies des bifidobacteries…………………………………….27
2.4.2.1 Température………………………………………………………27
2.4.2.2 L’Oxygène………………………………………………………..27
2.4.2.3 Le pH……………………………………………………………..28
2.4.2.4 la sensibilité aux antibiotiques……………………………………28
2.4.2.4 Les besoins nutritionnels des bifidobactéries…………………….29
2.4.3. Biochimie des bifidobactéries……………………………………….29
2.4.3.1 Le Métabolisme…………………………………………………..29
2.4.3.2 Métabolisme des vitamines……………………………………….31
2.4.3.3. Production des substances antimicrobiennes…………………….31
2.4.3.4 Les bifidobactéries en tant qu'agents aromatisants……………….32
2.5.L’utilisation des bifidobactéries dans les produits laitiers…………..........33
2.5.1 La viabilité des bifidobacteries dans les produits laitiers ……………35
2.6. Milieux sélectifs utilisés pour la détection des bifidobactéries dans les
produits laitiers ………………………………………………………..............36
2.7. Génétique des bifidobactéries……………………………………………39
2.7.1. Pourcentage en base cytosine guanine de l’ADN……………………39
2.7.2. Les plasmides des bifidobactéries…………………………………...39
2.7.3. L’étude de la séquence d’ADN ……………..………………………40
III-Les probiotiques et les prébiotiques ………………………………………..41
1. Définition des probiotiques ……………………………………………..41
2. Définition des prébiotiques ……………………………………………..41
3.Définition des symbiotiques ……………………………………………...42
4. les propriétés fonctionnelles des Probiotiques………………………….43
4.1. Survie des probiotiques dans le tube digestif chez l’Homme ………..43
4.2. Mécanismes d’action des probiotiques ………………………………43
5. Les probiotiques et leurs effets bénéfiques sur la santé…………………44
5.1.Les probiotiques en pathologie digestive ……………………………..44
5.2. Probiotiques et immunité……………………………………………..44
5.3 Probiotiques et maladies métaboliques……………………………….45
6. Les principales souches microbiennes à potentiel probiotique………….46
7. Effets probiotiques des bifidobactéries………………………………….47
Matériel et méthodes………………………………………………49
1.Echantillons………………………………………………………………….49
2. Milieux de cultures utilisées dans notre étude ………………………………49
2.1. Milieux de cultures pour isoler les bifidobactéries ……………………..49
2.2. Milieux de culture pour les bactéries lactiques …………………………49
2.3. Milieu lait ………………………………………………………………49
3.Isolement des bifidobactéries………………………………………………..50
3.1Purification des souches ………………………………………………….50
3.2. Pré-identification des souches …………………………………………..50
3.2.1Coloration de Gram…………………………………………………..50
3.2.2 Recherche de catalase ……………………………………………….50
3.2.3 Recherche de l’oxydase……………………………………………...52
3.2.4. L’antibiogramme ……………………………………………………52
3.3 Caractérisation des espèces………………………………………………52
3.3.1 Croissance en anaérobiose …………………………………………...52
3.3.2 Production de gaz à partir du glucose ………………………………..52
3.3.3Production d’indole ………………………………………………. 53
3.3.4 Production d’une gélatinase …. …………………………………. 53
3.3.5 Test de fermentation des sucres ………………………………… . 53
3.3.6 Coagulation du lait écrémé stérile cystéiné ……………………… 54
3.3.7 Préparation de l’innoculum………………………………………. 54
3.3.8 Effets d’oxygène, température et pH sur la croissance …………..
54
3.3.8.1 l’effet d’oxygène……………………………………………..
54
3.3.8.2 L’effet du pH ………………………………………………… 54
3.3.8.3L’effet de température ………………………………………… 54
4.Taux de croissance spécifiques et temps de génération des isolats ……….. 56
4.1 Préparation des cultures…………………………………………………56
5. Suivie de l’acidité titrable …………………………………………………. 56
5.1 Suivi du pH………………………………………………………………56
6.Résistance des souches isolé a l’acidité et la survie en milieu lait a 4°C …. 57
7. Dénombrement des Bifidobactéries et bactéries lactiques avant la date
d’expiration…………………………………………………………………... 57
8. Controle de qualité des yaourts utilisés dans notre travail ………………….59
8.1 Recherche des coliformes fécaux et totaux …………………………….59
8.2 Recherche d’E. coli ……………………………………………………59
8.3 Recherche des Staphyloccocus aureus ………………………………...61
8.4 Recherche des Salmonnelles ………………………………………… 61
8.5 Recherche des levures et moisissures …………………………………61
Résultats
1.Pré-identification des souches……………………………………………….64
1.1 Aspect macroscopiques ………………………………………………………….64
1.2 Aspect microscopiques…………………………………………………..64
2. Caractérisation du genre…………………………………………………….70
2.1 Fermentation des sucres …………………………………………………...70
2.2 Effets d’oxygène, température et pH sur la croissance ……………………71
2.3. L’antibiogramme …………………………………………………………72
2.3 Caractérisation du coagulum ……………………………………………...73
3. Taux de croissance spécifiques et temps de génération des souches ……….73
4. L’acidification du lait ……………………………………………………….74
5.La survie de bifidobatérie dans milieu lait………………………………….. 75
6. Dénombrement des bifidobactéries et les bactéries lactiques dans le produit
commercialisé…………………………………………………………………..76
7 . Contrôle de qualité des échantillons des yaourts utilisés dans notre travail ..79
Discussion
1.Les conditions et les milieux d’isolement ……………………………...80
2.Identification des souches …………………………………………………..80
3.Les aptitudes biotechnologiques ……………………………………………83
4. Dénombrement et viabilité des bifidobactéries et les bactéries lactiques dans
un yaourt fabriqué et commercialisé en Algérie……………………………….85
5. Contrôle de qualité des échantillons des yaourts utilisés
dans notre travail………………………………………………………………90
Conclusion et perspectives …………………………….................................. 92
Références bibliographiques…………………………………………………...93
Annexe
Introduction
L’histoire des laits fermentés est étroitement liée à la consommation du
lait et à sa conservation. Elle est également liée au nomadisme et aux habitudes
alimentaires des différentes régions du monde. Les produits eux-mêmes sont très
différents d’un pays à l’autre et en dehors des produits classiques, proches de
ceux que nous consommons, on peut trouver des produits pétillants, très acides
ou encore plus ou moins alcoolisés (Bourlioux ,2007).
L’industrialisation des laits fermentés n’a démarré qu’au xxe siècle. En
effet, c’est en 1919 qu’Isaac Carasso commence à produire du yaourt à
Barcelone selon des procédés industriels. De nombreuses recherches
scientifiques permettent aujourd’hui, à la fois de donner des caractéristiques de
texture ou de goût, mais surtout de justifier l’utilisation des allégations santé
pour des produits contenant des probiotiques. Que ce soit pour un produit
standard (« plaisir ») ou un produit probiotique « santé » et « plaisir ».(Pelletier
et al 2007).
Le produit yaourt est appelé aussi yoghurt, yogurt, yaourti, yourt,
yahourth, yogur or yoghourt et parfois on peut trouver le « Y » remplacée par un
« J » (Nilson, 1973).
Depuis quelques années, les produits laitiers contenant des bactéries
probiotiques ont connu un gain de popularité auprès des consommateurs. Les
bifidobactéries d’intérêt laitier sont déjà employées dans une grande variété de
produits laitiers probiotiques comme le lait, le fromage, le yaourt et la crème
glacée (Tamime et al., 1995).
Les bifidobactéries, hôtes naturels des intestins de l’homme et des
animaux à sang chaud, ont des propriétés nutritionnelles et thérapeutiques
aujourd’hui reconnues. En effet, parmi ces effets, on note le contrôle de la flore
intestinale et l’inhibition de la croissance de nombreux pathogènes et bactéries
putréfiantes, la régulation du transit intestinal, l’amélioration de l’intolérance au
lactose et des allergies alimentaires aux caséines laitières, certaines propriétés
anticancérigènes, anticholestérolémiques et antidiarrhéiques ainsi qu’une
stimulation du système immunitaire (Modler et al., 1990; Gournier-Chateau et
al., 1994; Salminen et Saxelin, 1996; Tannock, 1997).
La survie des bifidobactéries dans les produits laitiers fermentés dépend
de facteurs divers tels que la souche des bactéries utilisées, les conditions de
fermentation, la température d’entreposage et les conditions de conservation
(Shimamura et al, 1992 ; Roy , 2005).
La croissance des bifidobactéries dans le lait est souvent lente ou limitée
comparée à celle des bactéries lactiques utilisées dans les produits laitiers
fermentés, et ceci semble partiellement dû à de faibles activités protéolytiques.
En fabriquant le fromage ou le yaourt, l’addition des cultures probiotiques aux
ferments a généralement comme conséquence une croissance plus lente des
souches probiotiques comparé à si elles étaient ajoutées au lait seules ( Dave et
Shah., 1997).
L’utilisation de plus hauts niveaux d’inoculum de bifidobactéries et
l’addition de facteurs de croissance comme la source d’azote devraient améliorer
la croissance et la viabilité des bifidobactéries.
Le succès de l’incorporation des bifidobactéries dans les yaourts dépend
des souches de bifidobactéries, de l’activité des bactéries lactiques utilisées dans
la fabrication du yaourt, de la composition du yaourt, et des conditions de
fabrication.
Les changements de la composition chimique et de la texture des produits
fermentés peuvent se produire dans les yaourts et les laits fermentés à la suite de
l’incorporation des bifidobactéries, sans affecter les propriétés sensorielles
(Roy., 2005).
Notre travail est divisé en deux parties :
La première partie : une étude bibliographique qui révèle plusieurs points
sur les différents lait fermentés et le yaourt, les bactéries lactiques et les
bifidobactéries.
La deuxième partie : composé d’une méthodologies de travail, puis
résultat et discussion.
Le but de notre travail est :
1-Isoler des bifidobactéries à partir d’un yaourt fabriqué et commercialisé
en Algérie.
2- Etudier leurs caractères et aptitudes biotechnologiques.
3-Dénombrer le taux des bifidobactéries présent dans le yaourt
commercialisé avant la date d’expiration.
I-Lait fermentés et yaourt
1. Les laits fermentés :
Les laits fermentés, un aliment apprécié pour sa saveur, sont préparés
depuis une époque très lointaine en Asie centrale, dans les pays méditerranéens
et dans la plupart des régions d'élevage où ils constituent un mode de protection
et de conservation du lait grâce à l'abaissement du pH en même temps qu'ils sont
un aliment apprécié pour sa saveur. (FAO,1998 ; Mahaut et al , 2000 ).
Longtemps restés traditionnels, certains de ces produits connaissent
depuis quelques années un développement considérable grâce, d'une part, à
l'intérêt qu'y trouvent les consommateurs sur le plan organoleptique,
nutritionnel, voire thérapeutique et, d'autre part, à la mise en œuvre de procédés
de fabrication industriels et aux progrès de la distribution (FAO,1998 ; Mahaut
et al , 2000 ).
Ces produits présentent un grand intérêt dans les pays en développement
en raison de leur acidité qui en fait des aliments hygiéniques, sans inconvénients
pour les consommateurs intolérants au lactose. De plus, ils présentent une bonne
valeur nutritionnelle, des qualités organoleptiques généralement très bien
acceptées ainsi qu'une relative facilité de préparation et de distribution. Enfin,
l'attrait pour ces produits est renforcé par leur diversification et par de puissantes
campagnes publicitaires. (FAO,1998 ; Mahaut et al , 2000 ).
1.1. Divers laits fermentés :
Il existe un nombre considérable de laits fermentés qui diffèrent par leurs
origines (vache, chèvre, brebis et chamelle), leur flore totale, leur texture
(liquide, filante ou épaisse), leur acidité et leur durée de conservation qui peut
atteindre plusieurs mois (FAO ,1998 ; Chougrani et al.,2008).
Les principaux laits fermentés sont :
Lait fermenté à l’acidophile : préparé par Lactobacillus acidophilus, il est
apprécié comme aliment hygiénique
Lait fermenté au bifidobacterium seul ou associé au Lactobacillus
acidophilus ou Lactobacillus casei.
Lait fermenté alcoolisé, le Kéfir qui est originaire du Caucase préparé
avec un mélange complexe de bactéries lactiques et de levures, et le Koumis
originaire de l’Asie centrale, est fabriqué avec du lait de Jument ou de chamelle
la fermentation résulte d’une flore mixte de bactéries lactique et de levures.
Il existe Aussi le Zimne obtenu à partir de lait de brebis en Yougoslavie,
le touloum en Turquie le Leben en moyen orient et en Afrique du nord.
En chine existe le Kurut , riche en éléments nutritionnels , en vitamines ,
en une grande diversité des bactéries lactiques et en levures.( Zhang et al.,
2008).
2 .Le yaourt :
2.1 Définition :
Les yaourts sont définis comme des laits coagulés qui sont obtenus via
une acidification du milieu par l'action de microorganismes spécifiques (Rasic et
Kurmann, 1978).
Les yaourts sont fabriqués a partir de lait entier ou ses dérivés,
généralement d'origine animale (vache, chèvre, brebis, bison. etc.); cependant
certains peuples utilisent le lait d'origine végétale (soya) pour la production de
lait fermenté (FAO,1998).
La composition du lait varie généralement avec l'origine et affecte les
propriétés du yaourt. Les yaourts faits de lait de bison, de yak ont généralement
une meilleure consistance que ceux faits avec du lait de vache ou de chèvre
puisqu'on observe une variation au niveau de la structure des particules de
caséine et des globules gras (Rasic et Kurrnann, 1978).
Industriellement, on standardise le contenu protéique et la teneur en
matières grasses du lait de départ afin d'uniformiser le produit. Cette
standardisation se fait par l'addition de lait écrémé, de lactosérum, de crème
(Rasic et Kurrnann, 1978).
2.2. Les micro-organismes retrouvés dans le yaourt :
Les différents microorganismes que l'on retrouve dans le yaourt peuvent
être divisés en trois groupes : la microflore essentielle, la microflore non
essentielle et les contaminants. Et un bon yaourt doit répondre à norme de
qualité. (tableau 1) (Tamime ,1999).
Tableau 1 : nombre de microorganismes retrouvés dans un yaourt répondent à
la norme de qualité (Tamime ,1999)
Micro-organismes
Nombre
S.thermophilus × 10 ufc/ml
> 100
L. delbrueckii subsp . bulgaricus × 10 ufc/ml > 100
Coliformes (ufc/ ml)
<1
Levures (ufc/ml)
< 10
Moisissures
Absence
2.2.1 La microflore essentielle :
Composée de Strepfococcus thermophilus et Lactobacillus delbrueckii
subsp. bulgaricus et si l'une de ces bactéries est absente du milieu de
fermentation, on ne peut désigner le produit comme étant un yaourt, mais plutôt
comme étant un lait fermenté. Les streptocoques de type S. thermophilus sont
des bactéries en forme de coques disposées en chaînes, de longueurs variables
ou par paires. (Rasic et Kurmann, 1978).
La température et le milieu nutritif influencent sur la morphologie de
cette souche. La température optimale de croissance pour ce microorganisme
varie entre 40°C et 45°C. S. thermophilus possède un métabolisme de type
homofermentaire (Rasic et Kurmann, 1978).
Les lactobacilles, Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus, sont des
bactéries en forme de bâtonnets isolés ou en courtes chaînes. La température
optimale de croissance pour cette bactérie varie entre 40°C et 43°C. L.
delbrueckii subsp. Bulgaricus possède aussi un métabolisme de type
homofermentaire. (Rasic et Kurmann, 1978 ; Tamime ,1999).
Généralement, les cultures commerciales ayant une population de
bactéries lactiques mixtes utilisent un ratio S. fhermophillus : L. delbrueckii
subsp. bulgaricus se situant entre 1/l et 2/l. Le ratio est généralement ajusté
selon le type de yaourt fabriqué. (Rasic et Kurmann, 1978).
2.2.2 La microflore non essentielle :
Composée de diverses bactéries lactiques homofermentaires et
hétérofermentaires, de moisissures et de levures. On rajoute généralement ces
bactéries afin d'améliorer la qualité organoleptique ou nutritionnelle du produit.
(Tamime ,1999).
2.2.3 La microflore contaminantes :
La présence de contaminants (coliformes, lactobacilles, etc.) est peu souhaitée
puisqu'ils peuvent dégrader la qualité organoleptique du produit(Tamime ,1999).
2.3 Le métabolisme et fonction des bactéries du yaourt :
Après leur inoculation dans le lait, les bactéries du yaourt se multiplient et
transforment considérablement les caractéristiques du lait au niveau physique,
chimique, bactériologique, organoleptique, nutritionnel et physiologique.
Le lactose est le sucre le plus abondant dans le lait et celui-ci est utilisé par la
microflore essentielle du yaourt comme source de carbone et d'énergie. (Rasic et
Kurmann, 1978).
Les bactéries du yaourt sont pourvues d'une perméase qui permet le
passage du lactose a travers la membrane cellulaire. Dans la cellule, le lactose
est clivé en glucose et en galactose par une 8-galactosidase (Greenberg et
Mahoney, 1982 ; Hutkins 2001).
Le galactose n'étant pas utilisé par la plupart de ces souches est alors
relégué dans le milieu. Par la suite, le glucose est transformé en acide lactique
par la voie glycolytique Embden-Meyerhof. La souche S. thermophilus
synthétise exclusivement de I'acide lactique sous forme L(+) et cette dernière est
la plus facilement métabolisable. Par contre, L. delbrueckii subsp. bulgaricus
produit de I'acide lactique de forme D(-) (Rasic et Kurmann, 1978 ; Robinson et
al., 2002).
Lors de la production du yaourt, Streptococcus thermophilus convertit
rapidement le lactose en acide lactique. La concentration d'oxygène dans le
milieu étant très faible, mais non nulle, de I'acide formique et du CO2 sont aussi
synthétisés. Le CO2 et I'acide formique stimulent alors la croissance de
Lactobocillus delbrueckii subsp. bulgaricus. Ce dernier se développe et produit
de petits peptides et acides aminés qui, à leur tour, encouragent la croissance
continue de S. therrnophilus (Rasic et Kurmann, 1978 ; Robinson et al., 2002).
Ce métabolisme complémentaire est schématisé a la figure 1 est à noter
que la quantité d'acide lactique produite par le mélange des deux bactéries est
plus grande que la somme d'acide produite individuellement par les bactéries; on
appelle ce phénomène la synergie.(Frederickson, 1977 ; Courtin et Rul , 2003).
La croissance des deux bactéries est arrêtée lorsque la concentration
d'acide lactique totale les inhibe. De plus la présence importante de galactose
aurait un effet inhibiteur sur l'activité B-galactosidase, réduisant ainsi la
croissance de ces souches. (Rasic et Kurmann, 1978 ; Robinson et al., 2002).
Le lait possède un contenu protéique total de 3.2%, dont 80% sont sous
formes de caséines. La production bactérienne d'acide lactique se reflète par une
diminution du pH du lait; lorsque celui-ci atteint le point isoélectrique des
caséines (pH 4.61, le complexe calcium-caséinate-phosphate est déstabilisé et
un caillé se forme (Rasic et Kurmann, 1978 ; Robinson et al., 2002).
Au cours de la fermentation du lait, on observe la formation d'acide
lactique et de métabolites secondaires; ces derniers sont constitués de composés
carbonyles, d'acides gras volatils et d'alcools (Gorner et al., 1968; Schulz et al.,
1954).
Les composés carbonyles que I'on retrouve dans le yaourt sont
l'acétaldéhyde, le diacétyle, I'acétoine, l'acétone et le butanone-2. L'acétaldéhyde
est le composé impliqué principalement dans la flaveur du yaourt et cette
substance est rnétabolisée principalement par la souche L. delbrueckii su bsp.
bulgaricus (Gorner et al., 1968; Schulz et al., 1954).
L'acétaldéhyde
est
généralement
transformé
en
éthanol
par
l'alcool
déshydrogénase des bactéries lactiques, mais la plupart des souches utilisées
dans les yaourts sont dépourvues de cette enzyme, ce qui explique la quantité
importante d'acétaldéhyde que I'on retrouve dans le lait fermenté de type
yaourt.(Courtin et Rul, 2003).
L'optimum de flaveur est généralement obtenu lorsque les yaourts
contiennent d'acétaldéhyde à un pH variant entre 4.0 et 4.4. Le diacétyle et
I'acétoine sont des composés qui sont présents en très faible quantité, mais qui
contribuent au goût plaisant du yaourt. La synthèse de ces substances est
généralement associée au métabolisme de la souche S. thermophilus. Quant à
l'acétone et le bufanone-2, ces substances originent généralement du lait, mais
peuvent être produites par les bactéries du yaourt (Rasic et al, 1971).
Les acides gras volatils (acide acétique, acide propionique, acide
formique) et l'éthanol qui sont produits au cours de la fermentation
contribueraient aussi à la saveur des yaourts. (Rasic et al, 1971).
2.4 Procédure de fabrication du yaourt :
Le lait est standardisé au taux de matière grasse requis pour le produit fini
et peut être enrichi en extrait sec laitier. Il est homogénéisé pour favoriser la
dispersion de la matière grasse et traitée à 90°C pendant quelques minutes. Ce
traitement thermique entraîne notamment la destruction de germes pathogènes,
l'inactivation des enzymes, la fixation de la plus grande partie des protéines
solubles sur les molécules de caséine.(Lamoureux,2000).
figure 1 : Schéma du métabolisme complémentaire de Streptococcus thermophilus et
Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus dans le lait. (Lamoureux,2000)
Le lait est ensuite refroidi pour atteindre la température optimale de
fermentation (vers 45 °C).
L'ensemencement (taux de 5 à 10 %) se fait le plus souvent à partir d'un
levain déjà préparé en cuve. La fermentation se fait en 2 à 3 heures :
Pour les yaourts fermes, le lait ensemencé est directement mis en pots; dès
formation du caillé, ceux-ci sont stockés à 4°C, de façon à stopper
l'acidification.
Pour les yaourts brassés, le lait ensemencé fermente en tanks où il sera
brassé en fin de fermentation. Le mélange est ensuite refroidi puis mis en pot et
stocké à 4 °C, Figure 2.
Suivant le type de yaourt, l'adjonction de fruits, de sucres, d'édulcorants et
d'arômes se fait avant ou après fermentation
(Syndifrais,1997 ;Lamoureux,2000 ).
2.5 Les modifications du yaourt :
Les modifications les plus importantes ont lieu durant la fermentation,
au niveau industriel, une fermentation de 2 à 6 heures à des températures variant
entre 40°C et 46ºC est généralement suffisante pour obtenir un lait
coagulé.(Syndifrais,1997 ; Lamoureux,2000 ).
Plusieurs facteurs tels que la température de fabrication, le contenu
protéique du milieu, l'activité protéolytique des souches et l'acidité affectent les
propriétés physiques du yaourt. Les propriétés physiques telles que la fermenté,
la consistance, la viscosité sont d'ailleurs le sujet de plusieurs investigations
(Rasic et Kurmann, 1978 ; Rash,1990; Laye et al., 1993).
Standardisation du gras 0.5%-3%
Fortification des solides 12%-16%
Traitement préliminaire du lait Addition d’agent sucrant ou
d’agents stabilisateurs
Traitement thermique faible variant entre 50°C et 60°C
Homogénéisation à une pression variant
entre100Kg/cm et 200Kg/cm
Pasteurisation
85°C 30 min
90 à 95 °C 5 à 15 mn
120°C à 5 sec
Refroidissement du lait a la
température d’incubation
Préparation des
souches de yaourt
yaourt brassé
Inoculation des souches de
yaourt
Yaourt ferme
Incubation du lait inoculé à des
température variant entre 40
et 46°C pendant 2 à 6 h
Distribution dans des contenants
Addition de fruits ou de saveur synthétique
Refroidissement du lait coagulé
à des température variant
Entre 20 et 4 °C
Incubation du lait inoculé à des températures
variant entre 40 et 46 °C pendant 2 à 6 h
Distribution dans des contenants
Addition de fruits ou de saveur
Synthétique
Refroidissement du lait coagulé à
Des température variant entre 20et 4°C
Entreposage a basse température
Jusqu’à Consommation
Figure 2 :Procédure de fabrication du yaourt. (Lamoureux 2000)
Cependant les modifications peuvent aussi se poursuivre durant
l'entreposage: l'intensité des changements étant influencée par la température et
la durée. La modification majeure au cours de l'entreposage des yaourts est la
post-acidification causée principalement par L. delbrueckii subsp. Bugaricus
(Rasic et Kurmann, 1978 ; Rash,1990; Laye et al., 1993).
2.6 La composition chimique du yaourt :
2.6.1 Les glucides :
La teneur du yaourt en lactose résiduel est de l'ordre de 4,5 g pour 100 g.
La dégradation du lactose conduit à la formation de galactose, de glucose et
d'acide lactique qui passe d'un niveau pratiquement nul à un niveau de 0,8 à 1 %,
dont 50 à 100 % d'acide L+ lactique selon les ferments. Les quantités finales de
galactose sont de 1 à 1,5 %. Les concentrations en glucose et oligosaccharides
sont très faibles (Toba et al., 1983 ; Vidal- Val verde et al., 1984).
2.6.2 Les protéines :
Les bactéries lactiques produisent des enzymes qui hydrolysent
partiellement les protéines du lait , De ce fait, un yaourt contient plus de
peptides et d'acides aminés libres (Rasic et al., 1971).
2.6.3 Les lipides :
Il existe une hydrolyse très modérée des triglycérides qui n'a pas
d'incidence nutritionnelle observable ( Boccignone et al., 1984).
2.6.4 Les minéraux :
C'est surtout la richesse en calcium du yaourt et des laits fermentés qui est
à noter. La poudre de lait ajoutée au lait lors de la fabrication des yaourts
augmente en effet la teneur en calcium par rapport au lait d'origine. Un pot de
yaourt de 125 g apporte 180 à 200 mg de calcium (Dupin, 1992 ;Melton, et al.,
2003 ;Hidvegi et al., 2003).
2.6.5 Les vitamines :
La composition des vitamines du yaourt dépend principalement de celle
du lait utilisé. De plus, elle sera modulée au cours de la fermentation, dépendant
aussi des souches employées. La composition en vitamines liposolubles A et D
varie en fonction de leur teneur dans le lait utilisé (entier ou partiellement
écrémé) (Dupin, 1992).
2.7 Apports nutritionnels du yaourt :
Les apports nutritionnels du yaourt dépendent de sa composition
chimique, du lait utilisé et de procédure de production par exemple un traitement
thermique du yaourt à 70 °C pendant 10 minutes entraîne des diminutions
importantes des teneurs en vitamines du groupe B et en enzymes (De Felip et al.
,1977 ; Syndifrais, 1997 ).
Les différents apports nutritionnels sont démontrés dans le tableau 2
Tableau 2 : Apports des différents yaourts pour un pot de 125 g
(Syndifrais, 1997)
Yaourt
nature
lait
partiel
(écrémé)
Protides g
5.4
Lipides g
1.5
Glucides g
6.2
Calcium
185
mg
Kilocalories
60
Kilojoules 251
Yaourt
nature
maigre
(lait
écrémé)
Yaourt
Nature
Au lait
entier
Yaourt
Maigre
aux
fruits
Yaourt
lait partiel
(écrémé et
aux fruits)
Yaourt
Yaourt
Lait entier aromatisé
et aux
Partiel
fruits
écrémé
sucré
5.6
0.3
6.5
185
5.2
4.3
6.2
194
4.5-5
0.3
13.7
175
4.6
1.3
21.2
175
4
3.3
23.7
175
4.8
1.3
17.5
175
51
213
84
351
106
443
115
481
140
585
101
422
2.8.Les effets bénéfiques du yaourt :
Le yaourt a une valeur nutritive similaire au lait puisqu'il contient une
quantité importante de protéines, de calcium, de potassium et de phosphore, et
ce, en ne fournissant que peu de calories. De plus, le yaourt est une source
importante de vitamines A, BI et 82, mais son contenu aurait tendance à
diminuer au cours de l'entreposage du produit (Deeth et Tamime, 1981).
De plus, le transit intestinal du yaourt est deux fois plus long que celui du
lait, ce qui améliore l'absorption des nutriments. Ce produit se différencie du lait
par le fait qu'il est plus facile à digérer, tant au niveau de son contenu protéique
qu'au niveau de son contenu en carbohydrates (Deeth et Tamime. 1981 ).
La propriété bénéfique la plus reconnue dans les yaourts est celle de
permettre aux personnes intolérantes au lactose de digérer un produit laitier. Les
lactases des bactéries du yaourt hydrolysent de 20% à 30% du lactose contenu
dans le produit et continuent leur action au niveau de l'intestin. Cette propriété
réduirait les inconforts associés à une mauvaise digestion du lactose (Pulusani et
al., 1979 ; Deeth et Tamime, 1981 ; Piquet et al., 2007 ).
D'autres effets thérapeutiques ont été associés à l'absorption de yaourt,
plusieurs études ont évalué l'impact bénéfique de la consommation de yaourt sur
les désordres gastro-intestinaux (Deeth et Tamime, 1981 ;Labell,1989).
1l a aussi été rapporté que les bactéries du yaourt auraient des effets
antibactériens contre des microorganismes pathogènes. Ces effets seraient
associés à la production de bactériocines et d'acides lactiques (Pulusani et al.,
1979 ; Deeth et Tamime, 1981 ; Piquet et al., 2007 ).
Van de Water et al, (1999) ont démontré que la consommation journalière
de lait fermenté pouvait moduler le système immunitaire. En effet, la
consommation journalière de 200g de yogourt a permis de diminuer les
symptômes associés à des allergies nasales.
La composition chimique et nutritionnels du yaourt apporte des effets
bénifique sur les malades cardiovasculaires (Olga et al., 2007).
L'addition d'agents probiotiques, prébiotiques ou synbiotiques permet
d'améliorer
les
valeurs
nutritives
et
thérapeutiques
des
yaourts.
Comparativement à un yaourt traditionnel, le yaourt « Actimel Cholesterol
Control » aurait un effet hypocholesterolémique qui serait entièrement associé à
son contenu en L. acidophilus et en fructo-oligosaccharides (Schaafsma et al.,
1998 ; Roberfroid 2000 ; Simons et al., 2006 ; Fava 2006 ; Piquet et al., 2007).
Malgré le fait que la majorité des effets bénéfiques soient associés aux
agents probiotiques et prébiotiques, on utilise toujours les souches de yaourt
dans les laits fermentés. Commercialement, il est difficile de fermenter le lait en
utilisant qu'un microorganisme probiotique puisque le temps requis pour
abaisser le pH serait trop long et de plus, certaines souches probiotiques donnent
des goûts douteux aux produits. Ainsi, les bactéries du yaourt permettent de
diminuer le temps de fermentation, d'améliorer le goût, la texture et la
consistance du produit (Lamoureux, 2000).
II- BACTERIES LACTIQUES ET BIFIDOBACTERIES
1. Les bactéries lactiques
1.1 Définition :
Les bactéries lactiques sont définies comme des cellules vivantes,
procaryotes, hétérotrophes et chimio-organotrophes (requièrent des molécules
organiques complexes comme source d’énergétique) (De Roissart, 1986).
1.2 Principales caractéristiques :
Les bactéries lactiques sont un groupe de bacilles ou coccobacilles à Gram
positif qui ont moins de 55mol% de contenu G+C dans leur ADN. Elles sont
asporulées, généralement non mobiles, anaérobies mais aérotolérantes, ne
possèdent ni nitrate-réductase, ni cytochrome-oxydase. En outre, elles ne
liquéfient pas la gélatine, ne produisent pas d’indole ni d’hydrogène sulfureux et
seulement quelques espèces hydrolysent faiblement la caséine. Elles ont des
exigences nutritionnelles complexes en ce qui concerne les acides aminés, les
peptides, les vitamines, les sels, les acides gras et les glucides fermentescibles
( Dellaglio et al.,1994 ; Gonzàlez et al., 2000).
1.3 Taxonomie et classification :
Les bactéries lactiques sont un groupe de bactéries unies par une
constellation
de
caractéristiques
morphologiques,
métaboliques,
et
physiologiques. Elles appartiennent à la lignée des Firmicutes, à la classe des
Bacilli,
et
à
l’ordre
des
Lactobacillales
(Garrity
et
Holt,
2001).
Phylogénétiquement, elles appartiennent au phylum des clostridium des
bactéries Gram positif (G+C < 50mol%).
Selon Stiles et Holzapfel (1997) et Axelsson (1998), les bacteries
lactiques
englobent
les
genres
suivants :
Aerococcus,
Alloicoccus,
Carnobacterium, Dolosigranulum,, Enterococcus, Globicatella, Lactobacillus,
Lactococcus,
Lactosphaera,
Leuconostoc,
Melissococcus,
Oenococcus,
Pediococcus, Streptococcus, Tetragenecoccus, Vagococcus et Weissella.
Néomoins
c’est
surtout
Carnobacterium,
Enterococcus,
Lactococcus,
Leuconostoc, Oenococcus, Pediococcus, Streptococcus, Weissella et a grande
échelle
Lactobacillus, qui ont une certaine importance dans les aliments
(Vandamme et al., 1996).
On outre il est a signaler que le nombre d’espèces lactiques d’origine
alimentaire ne cesse d’augmenter. 2 nouvelles espèces lactiques ont été isolées
d’un milieu viande il s’agit de Lactobacillus versmoodensis (Krockel et al.,
2003) et Vagococcus carniphilus (Shewmaker et al., 2004).
1.4 Bactéries lactiques et produit alimentaires fermentés :
La plupart des aliments fermentés font intervenir des bactéries lactiques
soit en tant qu’agent principal de la fermentation, soit en tant qu’agent
secondaire, ces produits sont principalement les produits laitiers fermentées
( laits fermentés, yaourt, fromages, beurre et crème), les produits carnés,
Vinification et cidrerie et les produits végétaux. (Pilet et al., 1998).
1.4.1 Les bactéries lactiques dans les produits laitiers :
Il s’agit du domaine d’application le plus courant des fermentations
lactiques, du fait de la contamination fréquente de bactéries lactiques dans le lait
et de leur capacité à utiliser le lactose. Les ferments lactiques naturels ou
commerciaux interviennent dans l’élaboration de tous les produits laitiers
fermentés (Tableau 3 ) (Pilet et al., 1998).
Tableau 3 : Principales bactéries lactiques associées aux produits laitiers
fermentés et leurs rôles (Pilet et al., 1998)
Laits
Fermentés
Yaourt
Lb. delbrueckii subsp. Bulgaricus, St. Thermophilus
Acidification / texture / arômes (acétaldéhyde)
enrichis en
bactéries
idem yaourt + Lb. acidophilus, Bifidobacterium *ou
Lb. casei
rôle nutritionnel
Kéfir, Koumiss
Lb. brevis, Leuconostoc, Lc. lactis
Acidification / texture / arômes
lait ribot,
Lactococcus, Leuconostoc
buttermilk
texture / arômes
Lc. Lactis bv . diacetylactis
Beurre et
crème
arôme (diacétyle)
Frais ou
A pâte molle
Lc. Lactis subsp. Cremoris, lactis, diacetylactis
Acidification : formation du caillé
à pâte persillée
Leuconostoc
Formation d’ouvertures facilitant la croissance de
penicillium
Fromages
à pâte pressée
Lactobacillus, Lactococcus
Arômes au cours de la maturation
à pâte pressé
cuite
(gruyère,
emmenthal)
St. Thermophilus , Lb . helveticus, Lb.delbruckii subsp.
Lactis
Acidification: production d’acide lactique utilise par les
bactéries propioniques /protéolyse
2.LES BIFIDOBACTERIES :
2.1 Définition :
Les bifidobactéries ont été découvertes, par Tissier 1900. Ont été isolées
à partir de selles d'enfants nourris au lait maternel. Tissier avait alors décrit ces
organismes comme des bactéries anaérobies, Gram positif en forme de bâtonnet.
Ces bactéries avaient alors reçu le nom de Bacillus bifidus cornmunis. Au même
moment, en Italie, Moro découvrait des bactéries semblables qu'il a identifiées
comme des Lactobacillus (Ballongue, 1993).
2. 2 Ecologique des bifidobactéries :
Les bifidobactéries font partie de la flore prédominante de l'intestin chez
les humains et les animaux à tous les stades de vie.
La composition de la flore dominante chez l'humain change au cours des
différents stades de vie. Chez un jeune enfant nourri au lait maternel, la flore
intestinale est composée de 85-99 % de bifidobactéries et les principales espèces
retrouvées sont Bifidobacterium infants et B. bifidum. Les entérocoques, les
coliformes et les lactobacilles représentent environ 1-15% de la flore fécale alors
que les bactéroïdes et les clostridies sont absents (Rasic et Kurmann, 1983)
figure 3.
Le lait maternel contient des facteurs, tels que des oligosaccharides
comme le galactose et le N-acetyglucosamine, qui stimulent la croissance des
bifidobactéries (Bezkorovainy et Miller-Catchpole, 1989).
L'absence de ces facteurs dans les préparations de laits pourrait expliquer
la différence observée entre les flores des enfants nourris au lait maternel et ceux
nourris au lait de vache (Tamime et al., 1995).
Figure 3 : Schéma simplifié décrivant les compartiments de l’appareil digestif de
l’homme et leurs microflores (Ouwehand & Vesterlund ,2003).
La flore des enfants sevrés représente une transition entre la flore infantile
et la flore adulte. Plusieurs espèces telles que les bactéroïdes, les eubactéries, les
fusobactéries et les clostridies apparaissent dans la flore fécale. Les
bifidobactéries deviennent moins prédominantes (Rasic et Kurmann, 1983).
La flore adulte devient plus complexe et la flore dominante est composée
de bactéroïdes. Bien que les bifidobactéries ne soient plus prédominantes, elles
demeurent un des groupes les plus importants de la flore intestinale. Les espèces
de bifidobactéries les plus retrouvées chez l'adulte sont Bifdobacterium
adolescentis et B. longum (Tamime et al., 1995).
Certains autres facteurs tels que l'origine ethnique de l'homme, des
troubles intestinaux et le type d'alimentation expliquent la différence de
composition de la flore intestinale observée entre individus.
2.3 Taxonomie et les différents espèces :
Pendant plusieurs années, les bifidobactéries ont été classées parmi les
bactéries du genre Lactobacillus.
C'est d'ailleurs sous ce nom que sont retrouvées les bifidobacténes dans
les quatre premières éditions du manuel Bergey 's Manual of Determinative
Bacteriology.
Après 1965, suite à I'apparition des nouvelles technologies génétiques,
deux équipes de recherche (Sebald et al., 1965 ; Werner et al., 1966) ont
démontré, grâce au pourcentage G+C, que les bifidobactéries étaient différentes
des lactobacilles, des corynébactéries ainsi que des propionibactéries.
Ces équipes ont démontré que le pourcentage de G+C était de 60.1%
pour les bifidobactéries alors qu'il était de 67.6% pour les propionibactéries, de
54.7% pour les corynébactéries et se situait entre 33 et 49% pour les
1actobacilleses (Sebald et al., 1965; Werner et al., 1966).
À partir de 1974, le genre Bifidobacterium a été reconnu par les éditeurs
du manuel Bergey's Manual of Deteminative Bacteriology et à ce moment là, le
genre Bifidobacterium était composé de 11 espèces. Selon Crociani et al
(1996)les bifidobactéries sont répertoriées de 32 espèces, 12 seraient d'origine
humaine, 3 proviendraient de l'abeille, 14 seraient d'origine animale à sang
chaud et 2 proviendraient des eaux usés.
On outre les espèces de bifidobactéries ne cesse d’augmenter, l’équipe de
Crociani et al (1996)) ont pu isolé une nouvelle éspèce Bifidobacterium Iactis à
partir des produits laitiers.
Selon Euzéby (2007), le nombre d'espèces citées est de 35 et le nombre
de sous-espèces est de 6.
Et selon, http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Taxonomy/Browser/wwwtax.cgi
il y aurait 32 espèces et 9 sous-espèces,
Bifidobacterium denticolens et
Bifidobacterium inopinatum, isolés de caries dentaires chez l'homme, ne sont
plus considérés comme des espèces du genre Bifidobacterium. Bifidobacterium
denticolens a été transféré
dans le genre Parascardovia et l'espèce
Bifidobacterium inopinatum dans le genre Scardovia.
Les différentes espèces de bifidobacterium et leur origines selon Vanden
broek et al., (2005) sont mentionnées au tableau 4 .
Tableau 4 : Les différentes espèces de bifidobacterium et leur origines (Vanden
broek et al., 2005)
Espèce
Source et Reference
B. adolescentis
Selles des adultes et caries dentaire Reuter (1963)
B. angulatum
Selles des adultes Scardovi and Crociani (1974)
B. animalis
B. asteroides
Selles des rats, poulet, lapins Scardovi and Trovatelli
(1974)
Les abeilles Scardovi and Trovatelli (1969)
B. bifidum
Selles des adultes et des enfants Orla-Jensen (1924)
B. boum
Selles des porc Scardovi et al. (1979)
B. breve
B. catenulatum
Selles des enfants Reuter (1963)
Selles des enfants et adultes Scardovi and Crociani (1974)
B. choerinum
Selles des porc Scardovi et al. (1979)
B. coryneforme
Les abeilles Biavati et al. (1982)
B. cuniculi
Selles des lapins Scardovi et al. (1979)
B. denticolens
Caries dentaires humaines Crociani et al. (1996)
B. dentium
Caries dentaire humaines, selles des adultes Scardovi and
Crociani (1974)
B. gallicum
Selles des adultes Lauer (1990)
B. gallinarium
Selles des Poulets Watabe et al. (1983)
B. infantis
Selles des enfants Reuter (1963)
B. inopinatum
Caries dentaire humaine Crociani et al. (1996)
B. lactis
Lait fermenté Meile et al. (1997)
B. longum
B. magnum
Selles des enfants et des adultes Reuter (1963)
Selles des lapins Scardovi and Zani (1974)
B. merycicum
eaux usées Biavati and Mattarelli (1991)
B. pseudolongum
subsp.globosum
B. pseudolongum subsp
pseudolongum
B. psychraerophilum
Selles des rat , Mitsuoka (1969);
Selles des bovins, ovins, eaux usées Biaviti et al., 1982
Yaeshima et al. (1992)
B. pullorum
Selles des poulet Trovatelli et al. (1974)
B. ruminantium
Selles des bovins Biavati and Mattarelli (1991)
B. saeculare
Selles des lapins Biavati et al. (1991)
B. scardovii
Selles des adultes Hoyles et al. (2002)
B. subtile
B. suis
Eaux usées Biavati et al. (1982)
Selles des porc Matteuzzi et al. (1971)
B. thermacidophilum
Selles de porc Dong et al. (2000)
B. thermacidophilum ssp
B. thermophilum
Selles de porc et poulet Mitsuoka (1969)
caecum de porc Simpson et al. (2004)
2.4.Caractéristiques morphologiques ,physiologiques et biochimiques des
bifidobactéries :
2.4.1. Morphologie :
Les bifidobactéries sont des bactéries non mobiles et non-sporulantes.
sont Gram-positif. Elles sont souvent retrouvées sous forme de Y ou V.
Leurs extrémités sont effilées, bifurqués ou spatulées elles peuvent se
présenter aussi sous forme de cocoides ou sous formes de petites bacilles
réguliers ( Rasic et Kurmann, 1983 ; Scardovi, 1986 ; gavini et al ., 1990).
Les cellules de certaines espèces peuvent présenter des structures
semblables à des membranes enroulées en hélice ou en cercle se répartissant
dans le cytoplasme et qui peuvent être colorés au bleu de méthylène.
Les colonies des bifidobactéries sont d’apparence très variable, selon les
souches elles formes des colonies lissent, muqueuses de contours réguliers.
( Scardovi, 1986).
2.4.2. Physiologies des bifidobacteries :
2.4.2.1 Température :
Les espèces de bifidobactéries d’origine humaine montre une croissance à
une température varie entre 36° et 38ºC par contre les espèces d’origine
animales peuvent se croître a des température plus élevée qui varie entre 41º et
43°C (Scardovi, 1986 ; Martin et chou, 1992).
L’espèce B.thermacidophilum pousse a une température plus élevée égale
49.5ºC (Dong et al., 2000).
Au dessous de 20ºC la croissance des bifidobactéries n’est plus détectable
avec l’exception de B.psychroaerophilum qui a une faible croissance a 8ºC
(Simpson et al., 2003).
2.4.2.2 L’Oxygène :
Les bifidobactéries sont des microorganismes anaérobies strictes
(Scardovi 1984), mais la sensibilité à l’oxygène varie entre les espèces (De
Vries et Stouthamer 1967).
Les espèces qui tolèrent l’oxygène ( ex : B. lactis, B. aerophilum et B.
psychroaerophilum) présentent une faible activité catalytique qui élimine les
traces du super oxyde d’hydrogène formées (H2O2) ou par le fait que le NADH
oxydase de ces souches ne forme pas de H2O2, alors l’accumulation d’H2O2
inhibe l’activité de F6PPK.
Pour les souches extrêmement sensibles à l’oxygène, n’accumulent pas
l’H2O2 et l’oxygène bloque la multiplication bactérienne par l’intermédiaire d’un
potentiel d’oxydoréduction trop élevé (Scardovi, 1986 ; Romond et al., 1992 ;
Shimamura et al., 1992, Ventura et al., 2004).
2.4.2.3 Le pH :
Les bifidobactéries sont considérées comme des microorganismes
acidophiles, mais elles ne supportent pas les pH trop bas > 4 et les pH basiques
< 9 (Biaviti et al., 1992). A l’exception l’espèce B.animalis supp lactis résiste à
un pH =3.7 (Meile et al., 1997).
La production maximale d’acide lactique et acétique chez les
bifidobactéries exige un pH optimal initial proche de la neutralité qui varie entre
6-7(Collins et Hall, 1984 ; Scardovi , 1986).
2.4.2.4 la sensibilité aux antibiotiques :
Les bifidobacteries sont généralement sensible aux antibiotiques du
spectre Gram positif( macrolides, bacitracine, erythromcine, lincomicine,
novobicine et vancomicine ) aussi aux beta-lactamine( penicilline, ampicicilline,
amoxicilline, piperacilline et ticarcilline) ( Delagdo et al.,2005 ; Moubarek et
al., 2005 ; Zhou et al., 2005 ; Masco et al., 2006 ; Ammor et al., 2007).
La sensibilité des bifidobacteries au tetracycline est variables selon les
éspèces ( Delagdo et al.,2005; Masco et al., 2006 ; Ammor et al., 2007).
Beaucoup d’espèces des bifidobactrie sont résistante aux antibiotiques du
spectre Gram négatif (acide fusidique, acide nalidixique et polymixine) et les
aminoglycosides (neomycine, gentamicine, kanamicine et streptomicine) (
Charteris et al., 1998 ; Delagdo et al.,2005; Moubarek et al., 2005 ; Zhou et al.,
2005 ; Masco et al., 2006 ; Ammor et al., 2007).
2.4.2.4 Les besoins nutritionnels des bifidobacteries :
En générale les bifidobactéries sont capables d’utiliser les sels
d’ammonium comme seul source d’azote par contre d’autres éspèces comme
B.magnum, B. cuniculi et B. choerinum exigent la présence d’azote organique
(Hassinen et al., 1951).
L’activité des enzymes comme le glutamate dehydrogénase et le
glutamine synthétase permet l’assimilation d’ammonium. Ces deux enzymes
sont isolés et caractérisé a partir de B.breve , B. pseudolongum et B.bifidum
(Ballongue,1993).
Aussi la croissance des bifidobactéries est stimulées par la présence
d’ions, vitamines et par d’autres facteurs qui sont métabolisés par l’hôte ou par
les microorganismes du tractus gastro-intestinale comme la thréonine, extrait de
levure, cystéine, dextrine, maltose et β-glycerophosphate
et les facteurs
bifidogènes qui sont des substances qui se trouve dans le laits maternel ces
facteurs incluent N- acetyl glycosamine, fructooligosaccharides, lactoferine,
lactulose, lactitol, oligoholosides et les polyholosides (Modler et al., 1994).
2.4.3. Biochimie des bifidobacteries :
2.4.3.1 Le Métabolisme :
La majorité des bifidobactéries utilisent le lactose, le glucose, le galactose,
le sucrose et le fructose comme sources de carbone. L'ammoniac est la seule
source d'azote utilisée par la majorité des espèces de bifidobactéries
Contrairement aux autres bactéries lactiques qui dégradent le glucose via le
système glycolytique ou encore par la voie des hexoses monophosphates, les
bifidobactéries dégradent le glucose par la voie du fhctose-6-phosphate. La
dégradation du glucose par cette voie est rendue possible grâce à l'enzyme
fructose-6-phosphate phosphocétolase, qui est particulière aux bifidobactéries et
qui scinde le fructose-6-phosphate en acétylphosphate et en érythrose-4phosphate (Rasic et Kurmann, 1983).
Une étude faite sur 22 souches de bifidobactéries d'origine humaine a
démontré que toutes les souches testées possédaient les activités α et
β
galactosidases et une activité α-glucosidase (Desjardins et al., 1990).
La voie métabolique du fructose-6-phosphate phosphocétolase produit de
l'acide lactique et de l'acide acétique comme métabolites primaires en proportion
de 2/ 3 figure 4 (Scardovi et Trovatelli .,1965 ; DeVries et al., 1967).
Fig.4 la voie du fructose 6-phosphate ou bifid(us) shunt
(Scardovi et Trovatelli .,1965 ; De Vries et al.,1967).
Toutefois, certaines souches de bifidobactéries vont produire plus d'acide
acétique et moins d'acide lactique. Le surplus d'acide acétique formé provient
d'une autre voie métabolique des bifidobactéries qui convertit le pyruvate en
acide formique et en acétate plutôt qu'en acide lactique. Par la suite, une partie
de l'acide acétique est transformé en éthanol (De Vries et Stouthamer, 1968;
Lauer et KandIer,1976).
2.4.3.2 Métabolisme des vitamines :
Les bifidobactéries sont capables de produire des vitamines tels que
thiamine (B1), l’acide folique (B9) et l’acide nicotinique (Tamura 1983 ;
Deguchi et al., 1985). Les espèces B.breve et B.infantis excrète un taux trop
élevé de l’acide nicotinique et le biotine, de même B.bifidum et B.infantis
possèdent une bonne production des vitamines B1 et B9 ( Tamura ,1983).
2.4.3.3 Production des substances antimicrobiennes :
Malgré la grande utilisation des bifidobactérie dans la production des
aliments fonctionnels les études sur son pouvoir antimicrobien est un peu
restreint (Ventura et al.,2004).
Chartensis et al.,(1998) ont testé la sensibilité de 16 souche de
bifidobactéries aux antibiotique la plupart montraient une résistance aux
cefoxitine, aztreoname, kanamycine, amikacine, gentamicine, acide fusidique,
polymyxine
B
et
une
sensibilité
aux
penecilline,
chloramphenicole,
eythromycin, bacitracine et rifampicine.
L’activité antimicrobienne du genre Bifidobacterium a été détectée en
premier lieu par tissier (1900), il a pu dériver plusieurs types des effets
antagonistes de B.bifidum contre E.coli.
Récemment d’autres études décrive l’activité antagoniste ou l’activité
antimicrobienne spécifique des bifidobacteries liées a la production des acides
lactique et acétique ou a la production des bactériocines (Gibson et Wang
1994 ; Yildirim et johnson 1998 ; Yildirim et al.1999 ; Abd El-Salam et al .,
2004 ; Bevilacqua et al., 2003 ; Cheikhyoussef et al., 2007 ; Cheikhyoussef et
al. , 2008).
2.4.3.4 Les bifidobactéries en tant qu'agents aromatisants :
Certaines études ont mis en évidence le rôle des bifidobactéries en tant
qu'agents aromatisants. Dés 1968, l'équipe de Schuler-Malyoth et al., avait
déterminé que les produits laitiers contenants des bifidobactéries avaient un goût
et un arôme typiques qui étaient distincts des saveurs habituellement produites
par les bactéries lactiques .
Depuis cette étude, grâce aux développements des technologies
permettant d'identifier et de quantifier les composés volatils, certaines études ont
été faites afin de déterminer quels composés aromatiques, résultant du
métabolisme des bifidobactéries, étaient responsables du goût particulier des
produits faits avec celles-ci. (Lamoureux, 2000).
Ainsi, Yuguchi et al., (1989), ont évalué la capacité, de cinq souches de
Bifidobacteriun, de Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus ou de
Streptococcus thermophilus, en monoculture ou en culture mixte, à produire des
composés volatils. IL a été constaté que les espèces Bifidobacterium Iongum, B.
bifidum et B. breve produisaient de petites quantités de composés aromatique tel
l'acétaldéhyde, le diacétyle, le 2-butanone et le sulfure de diméthyle.
2.5. L’utilisation des bifidobactéries dans les produits laitiers :
Bien que les bifidobactéries fassent déjà partie de la flore intestinale
indigène chez l'humain, un apport quotidien de bifidobactéries peut être
nécessaire pour stimuler ou suppléer la population déjà existante. L'ingestion de
bifidobactéries permet aussi de remplacer la flore qui est détruite par des
infections ou encore par la prise d'antibiotiques (Piquet et al., 2007).
L'incorporation des bifidobactéries s'est faite pour la première fois par
Mayer, en 1948 en Allemagne. Bifidobacterim bifidum a été incorporé à de la
nourriture pour bébé qui était prescrite à des enfants ayant des carences
nutritionnelles. Par la suite, en 1968, l'équipe de Schuler-Malyoth a démontré
que les bifidobactéries pouvaient être cultivées dans les produits laitiers (Rasic
et Kurman, 1983).
Aujourd'hui, plus de 100 types de produits contenant des bifidobactéries
sont retrouvés sur le marché à travers le monde mais plus particulièrement au
Japon et en Europe (Hugues et Hoover, 1991 ; Fuller, 1992 ; Tharmaraj, 2003 ).
Tableau 5.
Tableau 5 : Quelques produit laitiers commercialisés contiennent de Bifidobacterium
spp dans different pays (Lourens-Hattingh and Viljoen 2001)
produit
pays
culture
Acidophilus bifidus yogurt
Allemagne
A + B + yaourt culture
LC 1
Australie
L. acidophilus +C +B+ yogurt culture
Bifidus yaourt
Plusieurs pays
B. longum + yogurt culture
Bifighurt
Allemagne
B. bifidum or B. longum + yogurt culture
Biobest
Allemagne
B. longum + S. thermophilus
Yoplus
Australie
Bioghurt
Allemagne
Philus
Suède
B. bifidum or B. longum + yogurt culture
A + B + C + yogurt culture
A + B + S. thermophilus
BA live
Grande Bretagne A + B + yogurt culture
Vaalia
Australie
Lactobacillus +B+ yogurt culture
Kyr Italy
Italie
Ofilus
France
A + B + yogurt culture
A + B + S. thermophilus
Biodynamic yogurt
Australie
BIO
France
Biogarde
Allemagne
A + B + C + yogurt culture
A + B + yogurt culture
A + B + S. thermophilus
Mil-Mil
Cultura
Japon
A + B + yogurt culture
Danemark
A + B + yogurt culture
AKTIFIT plus
Suisse
A + B + L. casei + S. thermophilus
Ski-Divine
Australie
ZabAdy
Egypte
A + B + yogurt culture
B. bifidum + yogurt culture
A = L. acidophilus; B = Bifidobacterium spp.; C = L. casei.
En Algérie quatre fabricants réclame la présence de Bifidobacterium spp
dans leur produit commercialisé sur le marché : Danone Djurjura bioactivia ,
Soummam Acti+, Trèfle probiotic et Djugurta biofide.
2.5.1 La viabilité des bifidobacteries dans les produits laitiers :
Pour que l'apport de bifidobactéries soit efficace, certaines conditions
doivent être observées. En premier lieu, la consommation de produits contenant
des bifidobactéries doit se faire sur une base régulière et ceux-ci doivent
contenir un minimum de 106 UFC/g de produit au moment de la consommation.
Les espèces de bifidobactéries utilisées doivent survivre au passage de la
barrière gastrique (Tamime et al., 1995).
De plus, la survie des bifidobactéries dans les produits laitiers doit être
assurée jusqu'à la consommation du produit par le consommateur. Ainsi, la
viabilité des bifidobactéries dépend de plusieurs facteurs parmi lesquels on
retrouve le degré d'acidification, l'espèce utilisée, les conditions de
fermentations, la température d'entreposage, la post-acidifïcation et les méthodes
de conservation (Kneifel et al.,1993).
Actuellement, les bifidobacténes sont incorporées aux produits laitiers de
deux façons. Les bifidobactéries peuvent être ajoutées aux produits laitiers déjà
fermentés ou encore elles peuvent être ajoutés aux bactéries lactiques lors de
I'ensemencement (Roy, 2005).
Lorsqu'elles sont ajoutées au moment de la fabrication du produit, les
bifidobactéries sont utilisées en monoculture ou encore en culture mixte avec
des bactéries lactiques (Patel et al., 1991).
Les espèces de bifidobactéries les plus utilisées dans le domaine laitier
sont Bifidobacterium adolescentis, B. bifidum, B. breve, B. longum, B. animalis ,
B.lactis et B. infantis ( Roy , 2005).
2.6.Milieux sélectifs utilisés pour la détection des bifidobactéries dans les
produits laitiers :
Les premiers milieux de cultures permettant la numération des
bifidobactéries servaient à isoler les bifidobactéries provenant du tractus
intestinal ou encore des selles humaines. À la suite de la découverte des
propriétés bénéfiques des bifidobactéries, celles-ci ont été incorporées aux
produits laitiers.
On retrouve sur le marché plusieurs produits dont la survie des
microorganismes est quelquefois à mettre en doute puisque le suivi de la
viabilité des probiotiques a souvent été négligé. Un produit peut être considéré
de qualité lorsque le fabricant est capable de déterminer la viabilité des souches
et la nature de ces dernières. II a été difficile de mettre au point des milieux
sélectifs pour les bifidobactéries puisqu'elles ont des exigences nutritionnelles
élevées et réclament des conditions de croissance anaérobie.(Lamoureux, 2000).
Depuis quelques années, des progrès importants ont été faits pour mettre
au point des milieux afin d'isoler et de différencier les bifidobactéries. Selon
Shah (1997), les conditions anaérobies sont essentielles pour l'isolation et
l'énumération des bifidobactéries. Aussi suggère d'incuber les bifidobactéries
sous atmosphères modifiées et composées de 10% CO2 et 90% N2 à 37OC
pendant 48 heures.
De plus, selon ce même auteur, il est préférable de réduire le potentiel
rédox des milieux de culture en utilisant des nutriments tels que la cystéine, la
cystine, les sels métalliques, l'acide ascorbique et le sulfate de sodium (Shah,
1997).
Les différents milieux sélectifs qui ont été développés au cours des années
sont basés sur la résistance des bifidobactéries à des agents antibiotiques
et bactériostatiques, Les bifidobactéries sont résistantes à plusieurs antibiotiques
tels que le sulfate de kanamycine, le sulfate de néomycine et le sulfate de
paramomycine (Rasic et Kurmann,1983). Scardovi (1986) a aussi rapporté que
les bifidobactéries étaient résistantes a la polymixine, la gentamycine, et à la
streptomycine.
Certains agents bactériostatiques tels que le chIorure de lithium, I'acide
nalixidique, le propionate de sodium, l'azide de sodium et l'acide ascorbique
peuvent aussi être utilisés car ils n'ont pas d'effet sur les bifidobacténes (Rasic et
Kurmann, 1983).
Les premiers milieux développés, utilisaient l'acide ascorbique et I'azide
de sodium (Ballongue, 1993). Matteuzzi et al., (1983) ont développé un milieu
contenant 80 µg de kanamycine par millilitre de milieu de culture.
Les milieux de culture développés, contiennent souvent un mélange de
différents agents sélectifs. Ainsi le milieu NPNL-aga développé par Teraguchi et
al., (1978) contient du chlorure de lithium, de l'acide nalidixique, du sulfate de
néomycine, du sulfate de paramomycine ainsi que de la néomycine et de la
kanamycine. La récupération des bifidobactéries avec ce milieu serait de 90%
(Rasic et Sad, 1990).
Dans une étude, menée par Rasic et Sad (1990) sur les différents milieux
de culture sélectifs les auteurs recommandent l'utilisation du milieu NPNL-agar
pour l'isolement des bifidobactéries dans les produits laitiers.
Dans une autre étude faite sur les différents milieux de cultures, Shah
(1997) conseille l'utilisation des milieux NPNLagar, NPNL-agar modifié, des
milieux Rogosa-agar modifié et le milieu de Garches contenant du chlorure de
lithium (milieu MGLP agar) ou du chlorure de lithium et de la pénicilline G
potassium (MGLP agar) ainsi que les milieux MRS/TPY+ dicloxacilline et MRS
+ sulfate de néomycine, acide nalixidique et chlorure de lithium, lors de
l'isolement des bifidobactéries en présence des bactéries lactiques.
L'équipe de Sonoike et al., (1986) a développé un milieu de culture
contenant des galacto-oligosaccharides comme source de carbone. Ce milieu
permettait la numération de 22 espèces de bifidobactéries alors que les espèces
Streptoccocus et Lactobacillus ne pouvaient croître.
Wijsrnan et al., (1989) ont eux aussi développé un milieux contenant des
galacto-oligosaccharides et une solution de NPNL. Ce milieu a semblé
souhaitable pour la numération des bifidobactéries dans les produits laitiers.
Dans cette même étude, les galacto-oligosaccharides ont été remplacés par
I'arabinose pour la numération de Bifidobacterim lonum et B. adolescentis.
L'équipe de Roy et al., (1997) a mis au point un milieu sélectif composé
de Columbia Agar Base (CAB). de raffinose, de chlorure de lithium, de
propionate de sodium et le pH est ajusté à 5.1 pour suivre la viabilité des
bifidobactéries dans un fromage frais.
Tabasco et al (2007) ont élaboré un milieu sélectif composé de MRS agar
modifier a base de raffinose, de chlorure de lithium qui a permis de dénombrer
Bifidobacterium lactis a partir des yaourt.
Le pH est aussi utilisé comme moyen sélectif pour empêcher la croissance
des bactéries lactiques sur les milieux servant à dénombrer les bifidobactéries.
Ainsi, Beerens (1990) a proposé un milieu sélectif dans lequel est ajouté de
l'acide propionique et où le pH est ajusté à 5.
L’équipe de Roy et al., (1998) a élaboré un milieu sélectif composé de
Columbia agar a base, de raffinose, de chlorure de lithium, de propionate de
sodium et où le pH est ajusté à 5 Le milieu a permis le décompte des
bifidobactéries dans un fromage frais contenant des lactocoques.
2.7. Génétique des bifidobactéries :
2.7.1. Pourcentage en base cytosine guanine de l’ADN :
Les bifidobactéries ont un pourcentage en base G+C plus élevé que la
plupart des autres espèces bactériennes (Delcenserie et al., 2002) . Ce taux est en
générale supérieur à 55% par apport aux bases A+T.
Les bifidobactéries sont classer en trois groupes : le premier regroupe les
riches en G+C dont le pourcentage est de 55-67% , le deuxième regroupe les
pauvre en G+C dont le pourcentage est de 45% et les bifidobacteries ayant un
pourcentage de G+C intermédiaire 55% (Delcenserie et al., 2002).
7.2. les plasmides des bifidobactéries :
L'intérêt pour les plasmides des bifidobactéries s'est manifesté en 1982, le
groupe de Sgorbati a analysé 1 461 isolats représentant 24 différentes espèces du
genre Bifidobacterium pour la présence d'ADN plasmidique. Environ 20% des
isolats portaient des plasmides. Cependant, ces souches se regroupaient dans
seulement 4 espèces : B.longum, B. globosum, B. asteroides et B. indicum.
Plusieurs profils plasmidiques ont été établis mais aucun phénotype n'a pu
être corrélé avec la présence des plasmides (Sgorbati et al., 1982).
Dans une autre étude, un total de 42 souches de B. breve ont été isolées de
fèces humaines et la présence de plasmides a été observée chez 40% d'entre eux
(Iwata et Morishita, 1989). Cinq profils plasmidiques différents ont été mis en
évidence chez cette espèce bactérienne (Iwata et Morishita, 1989).
2.7.3. l’étude de la séquence d’ADN :
L’étude de la séquence de l’ADN est un moyen pour pouvoir identifier
une espèce bactérienne, mais aussi pour pouvoir étudier le lien de parenté entre
des souches appartenant à une même espèce. En ce qui concerne les
bifidobactéries certaines régions du génome ont particulièrement été étudiées
(Delcenserie et al., 2002).
L’étude de la séquence ADN a permet l’analyse du gène codant pour
l’ARN ribosomal 16S est un moyen utile pour identifier des relations
phylogéniques entre les espèces (Mangin et al., 1999) .
III-LES PROBIOTIQUES ET LES PREBIOTIQUES
1. Définition des probiotiques :
La notion de '' probiotiques'' a été développée grâce aux travaux de
Metchnikoff (1907) qui avait constaté que les paysans bulgares, grands
consommateurs de laits fermentés, vivaient très vieux et en bonne santé. Ainsi,
Metchnikoff avait proposé l’ingestion de bactéries vivantes, particulièrement des
bactéries lactiques, pour réduire les désordres intestinaux et améliorer l’hygiène
digestive, et donc augmenter l’espérance de vie (Gournier-Château et al., 1994).
Le terme probiotique dérive des deux mots grecs '' pros'' et '' bios'' qui
signifient littéralement ''pour la vie''. Ce terme a été introduit pour la première
fois par Lilly et Stillwell (1965) pour décrire des substances produites par un
microorganisme et stimulant la croissance d’autres microorganismes.
Depuis, plusieurs définitions ont été données aux probiotiques
dépendamment de leurs effets sur la santé et selon la définition adoptée par le
groupe de travail mixte formé par l’Organisation des Nations Unies (ONU) pour
l’agriculture et l’alimentation et l’Organisation Mondiale pour la Santé (OMS)
(Report of FAO/WHO, 2002), les probiotiques sont « des microorganismes
vivants administrés en quantités adéquates et qui sont bénéfiques pour la santé
de l’hôte ».
2. Définition des prébiotiques :
Les prébiotiques sont des substances fermentescibles il s’agit souvent de
petits sucres comme les fructo- et galacto-oligosaccharides, ou encore des fibres,
de l’inuline, du lactulose constituant une source d’énergie métabolisable par la
flore intestinale, ou une partie de celle-ci (idéalement les bactéries de la flore
dont on souhaite favoriser la prolifération et/ou l’activité) ou encore utilisable
par les probiotiques administrés par voie exogène (orale) (Roberfroid ,2007).
Certains composants de la microflore intestinale, particulièrement les
bifidobactéries, sont capables de fermenter des substances essentiellement non
digestibles (hydrates de carbone) dans le colon grâce à son pouvoir
saccharolytique important (Kaplan et al., 2000). Cette propriété permet
d’augmenter la croissance ou l’activité des microorganismes spécifiques du
tractus gastro-intestinal en influençant positivement la santé de l’hôte.
Les effets bénéfiques générés par ces interactions ont permis le
développement du nouveau concept « prébiotiques » (Roberfroid ,2007).
3. Définition des symbiotiques :
Un symbiotique est un mélange de probiotiques et de prébiotiques qui
affecte positivement l’hôte en améliorant la survie et l’implantation d’espèces
microbiennes vivantes apportées sous forme de suppléments alimentaires dans le
tractus gastro-intestinal, et, par conséquent, la santé et le bien-être de l’hôte
(Isolauri et al., 2002).
Le terme symbiotique évoque la propriété de synergie et est réservé
uniquement aux produits contenant les probiotiques et les prébiotiques au même
temps. Dans ces produits, les prébiotiques stimulent sélectivement la croissance
des probiotiques. Par exemple, un produit contenant l’oligofructose et une
bifidobactérie probiotique est considéré comme un symbiotique. Cependant,
lorsque un Lactobacillus probiotique est associé à l’oligofructose, la
combinaison ne forme pas un symbiotique (Schrezenmeir & De-Vrese, 2001).
Cette différence serait due au fait que les bifidobactéries produisent une
grande quantité de ß-fructosidases, enzymes capables de dégrader sélectivement
la liaison entre les fructoses présents dans l’oligofructose (Schrezenmeir &
Vrese, 2001).
4. les propriétés fonctionnelles des Probiotiques :
4.1. Survie des probiotiques dans le tube digestif chez l’Homme :
Pour pouvoir exercer leur effet biologique, les probiotiques, ingères
oralement, doivent atteindre l’intestin grêle et le colon vivants et en quantité
suffisante.
Cela suppose qu’ils puissent résister à un certain nombre de barrières
physiologiques à la colonisation bactérienne digestive, parmi lesquelles la
sécrétion d’acide gastrique, les acides biliaires, les peptides antimicrobiens du
mucus et ceux secrétés par certaines cellules intestinales (immunoglobulines
a sécrétoires, lactoferrine, lysozyme, etc.) ( Dann et Eckmann ,2007; Wehkamp
et al., 2007) .
Un des premiers critères de sélection des probiotiques sera donc leur
survie dans le tube digestif et leur capacité a coloniser le colon, certes de
manière transitoire, mais suffisamment longtemps pour pouvoir y exercer leur
action. Ce processus de sélection a été à l’origine du développement de
méthodes spécifiques d’étude de la survie des probiotiques chez l’Homme
(Flourie et Nancey 2007).
4.2. Mécanismes d’action des probiotiques :
Les
mécanismes
d’action
des
probiotiques
sont
encore
très
incomplètement connus. Il est par ailleurs vraisemblable qu’ils varient en
fonction du (ou des) probiotique utilise, et peut-être de la dose administrée.
Les effets des probiotiques résultent essentiellement de leurs interactions
avec le contenu digestif d’une part, à la fois avec les nutriments présents dans la
lumière intestinale et avec les composants de la flore endogène, et avec le
contenant d’autre part, principalement les cellules épithéliales intestinales et les
cellules immunocompétentes (Backhed et al., 2005).
5. Les probiotiques et leurs effets bénéfiques sur la santé :
Plusieurs effets bénéfiques sur la santé ont été associés à la consommation
des probiotiques :
5.1.Les probiotiques en pathologie digestive :
L’utilisation des probiotiques en thérapeutique a naturellement concerné
en premier lieu les maladies de l’appareil digestif, et en particulier les maladies
de l’intestin grêle et du colon ; les travaux en pathologie digestive ont utilisé soit
des « probiotiques-aliments » (c’est le cas des produits laitiers fermentes), ou,
plus souvent, des « probiotiques-medicaments ». Plusieurs études ont montré
effets thérapeutique des probiotiques
sur les
diarrhée aigue infectieuse et
diarrhée compliquant l’antibiothérapie (De-Vrese et Marteau, 2007) sur les
maladies inflammatoires chroniques intestinales (Barnich et al., 2007).
Des
travaux de plus en plus nombreux suggèrent un intérêt pour les probiotiques
dans le traitement de l’infection à H. pylori (Goldman et al., 2006 ; LesbrosPantoflickova et al., 2007 ; Falagas et al., 2008 ).
5.2. Probiotiques et immunité :
De façon générale, très peu de données sont disponibles concernant les
effets des probiotiques sur l’activité du système immunitaire in vivo chez
l’Homme. La plupart des travaux sont expérimentaux, in vitro ou in vivo chez
l’animal, et suggèrent que certains probiotiques ont la capacité d’augmenter ou
de moduler la réponse inflammatoire et immunitaire (Matsuzaki et al., 2007) .
En clinique humaine, quelques études suggèrent que les probiotiques
pourraient avoir une place dans la prévention et/ou le traitement de l’allergie
(Ouwehand ,2007).
5.3 Probiotiques et maladies métaboliques :
Peu de travaux ont été consacres a l’intérêt éventuel des probiotiques en
prévention ou dans la prise en charge thérapeutique du diabète, des
hyperlipémies ou de l’obésité (Piquet et al., 2007).
La Figure 5 illustre la diversité des effets bénéfiques sur la santé documentés et
rapportés dans la bibliographie.
Figure 5 : Les principaux effets bénéfiques attribués aux probiotiques
(Mercenier et al., 2002).
6. Les principales souches microbiennes à potentiel probiotique :
Les souches ou espèces probiotiques sont des composants normaux de la
flore intestinale (Dunne et al., 2001). En alimentation humaine, les genres
microbiens les plus utilisés comme probiotiques sont Lactobacillus ,
Bifidobacterium et Streptococcus (Berg, 1998 ). Par contre, en alimentation
animale de nombreux genres bactériens et fongiques sont utilisés, comme
Lactobacillus , Bifidobacterium , Bacillus , Streptococcus , Pediococcus ,
Enterococcus, Propionibacterium , Saccharomyces , Aspergillus et Torulopsis
(Tannock, 1997).
En général, les souches probiotiques sont sélectionnées prioritairement
pour leurs effets bénéfiques et leur sécurité d’utilisation. Le Tableau6 rapporte
les microorganismes considérés comme probiotiques( Holzapfel et al., 2001).
Tableau 6 : les microorganismes considérés comme probiotiques
( Holzapfel et al., 1998 ; Holzapfel et al., 2001 )
Les éspèces de
Lactobacillus
L. acidophilus
L. amylovorus
L. casei
L. crispatus
L. delbrueckii
subsp. Bulgaricus
L. gallinarum
L. gasseri
L. johnsonii
L. paracasei
L. plantarum
L. reuteri
L. rhamnosus
Les éspeces de
Bifidobacterium
B. adolescentis
B. animalis
B. bifidum
B. breve
B. infantis
B. lactis
B. longum
Autre bactéries lactiques
Enterococcus faecalis
Enterococcus faecium
Lactococcus lactis4
Leuconstoc mesenteroides
Pediococcus acidilactici4
Sporolactobacillus
inulinus2
Streptococcus
thermophilus4
Autre bacteries non
lactiques
Bacillus cereus var.
toyoi
Escherichia coli
strain nissle
Propionibacterium
freudenreichii
Saccharomyces
cerevisiae
Saccharomyces
boulardii
7. Effets probiotiques des bifidobactéries :
Plusieurs rôles sont attribués à la présence des bifidobactéries. Un des
rôles les plus importants des bifidobactéries, est l'adhésion de celles-ci aux
cellules épithéliales de l'intestin ce qui permet de créer une niche écologique et
ainsi d'empêcher l'invasion de bactéries pathogènes.
Certaines études ont été faites sur l'effet de l'administration de comprimés
de bifidobactéries à des gens ayant la diarrhée et il a été remarqué que l'ingestion
de ces comprimés aidait à diminuer les symptômes.
L'équipe de Tojo et al., (1987) avait remarqué que les personnes atteintes
d'entérites causées par Campylobacter guérissaient plus vite lorsque des
comprimés contenant Bifidobacterium breve leur étaient administrés.
Romond et Romond (1989) ont aussi constaté l'effet positif de
l'administration d'un lait fermenté avec B. longum sur la disparition d'un
rotavirus. Il a aussi été remarqué que les bifidobactéries ont un rôle nutritionel
car elles produisent des vitamines du groupe B, des acides aminés tels que la
valine, l'alanine, l'acide aspartique et la thréonine (Rasic et Kurxnann, 1983).
IL est aussi reconnu que les bifidobactéries ont un effet probiotique qui
est imputable à leur métabolisme. Ainsi, il a été reconnu que la présence de
bifidobactéries chez l'humain diminuait l'intolérance au lactose puisque les
bifidobactéries métabolisent le lactose. De plus, la teneur en lactose des produits
laitiers fermentés par des bifidobactéries est moins importante que les produits
fermentés sans bifidobactéries ce qui rend ces produits attrayants pour les gens
soufrants d'intolérance au lactose. Ainsi, il a été remarqué par Blanchette et al.,
(1996) que la teneur en lactose d'un fromage fait avec B.infanti.s était 40%
moins importante que pour le fromage sans bifidobactéries, après une journée
d'entreposage.
Le même phénomène a été observé par l'équipe de Roy et al., (1997) dans
le cas de yaourts contenants des bifidobactéries et ceux sans bifidobactéries.
La présence des bifidobactéries permet aussi de réduire le niveau de
cholestérol sérique. Les bifidobactéries aident a la déconjugation des acides
biliaires, la réduction des nitrosamides et I'inhibition de la réduction des nitrates
(Nagengast et al., 1988 ; Roberfroid, 2000).
Plusieurs études ont aussi noté que les bifidobactéries pouvaient avoir un
effet anticancérigène. Ainsi, certains auteurs ont suggéré que le risque du cancer
pouvait être réduit en abaissant le pH de l'intestin car cet abaissement
empêcherait la colonisation de l'intestin par les bactéries putréfiantes et aurait
pour conséquence la réduction de composés potentiellement carcinogènes tels
que les produits phénolés (Modler et al., 1990). Or, comme les bifidobactéries
produisent de l'acide acétique et de I'acide lactique, il y a un abaissement du pH
intestinal (Modler et al., 1990).
Matériels et méthodes
1. Echantillons :
La source dans notre étude été un yaourt fabriqué et commercialisé
en Algérie a base de Bifidobactéries plus les bactéries classiques d’un yaourt
Streptococcus thermophilus et Lactobacillus bulgaricus.
Les prélèvements sont faites au hasard à partir du produit commercialisé,
transporté à la condition de froid jusqu'à laboratoire.
Les deux marques étudier :
Danone Bioactivia aromatisé et au préparation de fruit fraise
Soummam acti + et acti + a base de fruit fraise.
2. Milieux de cultures utilisées dans notre étude :
2.1. Milieux de cultures pour isoler les bifidobactéries :
On a utilisé le MRS+0.05% cys Hcl (MRS ;De man et al., 1960)
MRS- Raffinose modifier ( Tabasco et al., 2007)
2.2. Milieux de culture pour les bactéries lactiques :
M17 (Tersaghi et sandine., 1975) pour Streptococcus thermophilus
MRS (MRS ;De man et al., 1960)acidifié pour Lactobacillus bulgaricus
2.3. Milieu lait :
On a utilise milieu lait (lait écrémé) UHT candia silhouette et lait écrémé
préparé au laboratoire pour déterminer l’activités biotechnologiques des
souches.
3. Isolement des bifidobactéries :
A partir de chaque échantillons on a pris 1 ml de yaourt , et nous avons
réalisé des dilutions décimales dans la solution Ringer ¼ + 0.05% cys Hcl pour
1 litre.
100 µl des dilutions 10ˉ4 , 10ˉ5 , 10ˉ6 sont ensemencés sur milieu MRSRaffinose ,3 boites pour chaque dilution. L’incubation est faites dans une jarre a
37ºC pendant 72h en utilisant le système anaerocult + bougie pour créer
l’anaérobiose. figure 6.
3.1 Purification des souches :
A partir des colonies obtenues des purifications sont faites sur milieu
MRS cys et sur milieu MRS – raffinose modifié
3.2. Pré-identification des souches :
A partir des boites nous avons effectué les test suivant :
3.2.1Coloration de Gram :
On prépare un frottis fixés à partir des colonies, on ajoute quelques
gouttes de violet de gentiane et on laisse agir pendant 1 minute après on le jette
et on recouvert la lame avec Lugol pendant 30secondes. On décolore avec
l’alcool 90°, puis on ajoute quelques gouttes de Fuschine pour 1 minute.la lame
est lavée à l’eau distillée. (Marchal et al., 1991)
3.2.2 Recherche de catalase :
Sur une lame on dépose une goutte d’eau oxygénée à 10 volumes puis on
ajoute un peu de culture prélevé des boites, une résultat est considérés positifs
par un dégagement de bulles gazeuses. (Marchal et al., 1991)
3.2.3 Recherche de l’oxydase :
Sur une lame on dépose un disque d’oxydase et un goutte d’eau distillé,
un peu de culture est prélevé et déposer sur le disque. Résultat positif se
manifeste par une coloration rose violette. (Marchal et al., 1991).
3.2.4. L’antibiogramme :
la sensibilité et la résistance des souches de bifidobacteries a été réalisé
par la technique de diffusion sur milieu MRS cys solide en utilisant des disques
des antibiotiques suivants : acide nalidixique , ampicilline, Amoxicilline,
Gentamicine,
chloramphénicol,
Pénicilline,
néomycine,
Erythromycine ,
Paramomycine, rifampicine, Sulphamethoxazole, vancomycine. Les boites sont
incubées en anaérobiose à 37°C pendant 48h. La lecture s’effectue par la mesure
de la zone d’inhibition.
3.3. Caractérisation des éspèces :
Protocole d’identification classique des Bifidobacteries : (Beerens, 1990,
Crociani et al., 1996) le milieu utilisé été MRScys .
3.3.1 Croissance en anaérobiose :
Ensemencement en surface de Bifidobacteries sur boite pétri coulées en
MRScys gélosé incubation en anaérobiose à 37ºC /48h (Beerens, 1990, Crociani
et al., 1996).
3.3.2 Production de gaz à partir du glucose :
Les Bifidobactéries ont été ensemencées dans le bouillon MRSc contenant
la cloche de Durham recouvert d’une couche d’huile de vaseline et incubé en
anaérobiose à 37ºC/48h (Beerens, 1990, Crociani et al., 1996).
3.3.3Production d’indole :
Une colonies d’une culture de Bifidobactéries est inoculé dans un tube
d’eau peptonée exempte d’indole additionnée d’huile de vaseline et incubé en
anaérobiose à 37ºC/48h. la recherche d’indole à été effectué à l’aide du réactif
Kovacs (Beerens, 1990, Crociani et al., 1996).
3.3.4 Production d’une gélatinase :
Des tubes de gélatine nutritive sont ensemencés par piqûres centrales puis
recouvertes d’huile de vaseline. L’incubation est effectué à 37°C/48h la lecture
se fait par la diffusion d’un pigment noir ou non (Beerens, 1990, Crociani et al.,
1996).
3.3.5 Test de fermentation des sucres :
Un tube de 10 ml de milieu MRSc a été ensemencé avec une colonie de
bifidobactérie et incubé en anaérobiose à 37ºC/48h. on a procédé une
centrifugation 3000g/15 mn.
Le culot une fois récupéré est rincé 3 fois à l’eau physiologique puis une
suspension épaisse est réalisée avec 20 gouttes d’eau physiologiques (Collins et
Hall 1984).
Le milieu MRSc sans sucre additionné d’indicateur de pH pourpre de
Bromocrésol à raison de 0.0004% et auquel on ajoute les sucres testés à une
concentration finale de 2% puis le milieu est ensemencées avec 1% de la
suspension bactérienne.
Les cultures sont incubées en anaérobiose en présence d’huile de vaseline
stérile à 37°C/48h. figure 7.
La fermentation d’un sucre donné par la souche bactérienne testée se
traduit par la formation d’acide qui se manifeste par le virage de la coloration
rouge en jaune.
3.3.6 Coagulation du lait écrémé stérile cystéiné :
1 ml de suspension épaisse de bifidobactéries est inoculé dans lait écrémé
stérile et additionné de 0.05% de cystéine chlohydratée. L’incubation se fait en
anaérobiose à 37ºC/48h.
3.3.7 Préparation de l’innoculum :
Une culture pure de 24h de chaque souche de bifidobactéries est inoculé
dans du lait écrémé avec 0.05% de cystéine chlohydratée et 0.5 % d’extrait de
levure (Frank et al., 1993), incubé à 37ºC jusqu'à coagulation .
3.3.8 Effets d’oxygène, température et pH sur la croissance :
3.3.8.1 L’effet d’oxygène :
Ensemencement en surface de Bifidobactéries sur boite pétri coulées en
MRSc gélosé incubation en aérobiose à 37ºC /48h.
3.3.8.2 L’effet du pH :
Les souches de bifidobactéries sont ensemencées sur milieu MRS cys
gélosé a pH =7 et pH= 3 incubées en anaérobiose a 37ºC 48h.
3.3.8.3 L’effet de température :
Les souches de bifidobactéries sont ensemencées sur milieu MRS cys
gélosé, les boites sont incubées en anaérobiose pendant 48h à 37° et 45ºC.
4. Taux de croissance spécifiques et temps de génération des isolats :
4.1 Préparation des cultures :
Le lait écrémé UHT est inoculé avec 1% d’innoculum.Le dénombrement
est fait en d’incubation à 37°C pendant 6 h sur milieu MRS cys en anaérobiose
(jarre+anaerocult+bougie) pendant 72h.
µ = (Log Xt – Log X0)/ (Tt –T0).
dont Xt et X0 sont le nombre ufc/ml dans les temps Tt et T0.
Le taux de génération est calculé selon (Shin et al., 2000) : Tg= Ln(2/µ).
5. Suivie de l’acidité titrable :
Les souches de bifidobactéries B1,B2 ,B3 et B4 , ont été inoculé dans des
flacon de 250ml avec une concentration de 5% d’inoculum .A partir des flacon
de 250 ml on a préparé des tubes de 10 ml
pour suivre l’acidité titrable
pendant 6 h d’incubation a 42 ºC .
Le titrage s’effectue à l’aide d’une burette avec de la soude dornic sous
agitation, on a utilisé le phénophtaleine comme indicateur. Le résultat est
considéré positive quand le virement de la couleur blanche du lait au rose dure
quelques secondes.
Les résultats sont exprimés en degrée dornic n×10
n : volume de la soude dornic
1 D° dornic=0.1 g d’acide lactique
L’acidité titrable été suivie en milieu lait écrémé +0.05% cystéine Hcl.
5.1 Suivi du pH :
L’acidité développée dans le lait est suivie aussi par la mesure du pH.
6. Résistance des souches isolé a l’acidité et la survie en milieu lait a 4°C:
Dans des flacons Duran 200 ml on a inoculé le lait écrémé avec une
concentration finale de 10 de notre souche isolé a partir de yaourt Danone
Djurdjra bioactivia B1et B2 et de la souche isolé a partir de yaourt Soummam
acti+ B3 et B4.
Les flacons sont ensuite conservé a 4º C pendant 21 jours avec un pH
initial 4.5 ajusté avec l’acide lactique (Jayamanne et Adams. 2006).
Durant cette période un dénombrement été fait 0,7, 14 et 21 jour .
7. Dénombrement des Bifidobactéries et bactéries lactiques avant la date
d’expiration :
Pour suivre la viabilité des Bifidobactéries dans le yaourt commercialisé
on a utilisé le Soummam acti + aromatisé , acti+ a base de fraise et Danone Bioactivia aromatisé , Bio-activia fruité fraise, les échantillons ont été pris du
marché au hasard, transporté au condition de froid jusqu'au laboratoire est
conservé a 4ºC.
Le suivi du pH et le dénombrement été fait avant 15, 7 jours et le jour
même de la date d’expiration.
On a effectué des dilutions en solution Ringer ¼ + 0.05% cys Hcl pour 1
litre pour les bifidobactéries et en solution Ringer¼ pour les bactéries lactiques,
100 µl des dilutions sont ensemencés sur : (figure 8)
1. Milieu MRS-Raffinose pour le dénombrement des bifidobactéries
l’incubation est faites dans une jarre a 42ºC pendant 72h en utilisant
l’anaerocult+ bougie pour créer l’anaérobiose.
2. Milieu M17 pour le dénombrement des sterptococcus l’incubation est faites
a 44ºC pendant 48h .
3. Milieu MRS acidifie pour le dénombrement des lactobacillus l’incubation est
faites a 42ºC pendant 48h en anaérobiose.
8 Contrôle de qualité des yaourts utilisés dans notre travail :
On a fait les étapes suivies au laboratoire d’hygiène de la wilaya d’Oran.
8.1. Recherche des coliformes fécaux et totaux :
On procède à la recherche et le dénombrement des coliformes en utilisant
le milieu de culture Désoxycholate.
La lecture des résultats se fait après 24h, résultat positif se manifeste par
la présence des colonies rondes ou ovales qui se situent entre les deux couches
du milieu gélosé.
8.2. Recherche d’E. coli :
Les milieux utilisés sont le VBL (Bouillon lactosé au vert brillant) et
EPEI (Eau peptonée à l’exemple d’indole) avec cloche de Durham. L’incubation
se fait à 44°C pendant 24h. Résultat positif se manifeste par la présence de gaz
dans la cloche de durham.
8.3.Recherche des Staphylococcus aureus :
le milieu utilisé pour la recherche des Staphylococcus aureus est le milieu
Chapman solide, l’incubation est faites à 37°C pendant 48h.
8.4. Recherche des Salmonelles :
La première étape dites « pré enrichissement » se fait avec l’eau peptonée
tamponée , la deuxième étape est faites sur milieu SFB l’incubation des deux
étapes est faites 37°C pendant 24h.
Puis l’isolement se fait sur milieu SS (salmonella schigella), l’incubation
à 37°C pendant 48h.
Résultat positif se manifeste par un centre noir entouré d’un anneau.
8.5. Recherche des levures et moisissures :
Le milieu utiliser est le Sabouraud+chloramphénicol, les boites sont
laissées a température ambiante pendant 5 jours, résultat positifs se manifestent
par l’apparition des petites colonies pour les levures et un mycélium pour les
moisissures.
Résultats
1. Pré-identification des souches :
1.1 Aspect macroscopiques :
Les colonies des bifidobactéries développées sur le milieu MRS-raffinose
modifiée sont de type punctiforme, de coloration blanchâtre, de contour régulier.
Figures 14,16,18,20.
1.2 Aspect microscopiques :
L’observation microscopique après la coloration de Gram des frottis
réalisés à partir des colonies apparues, révèle la présence des bactéries gram
positif, des bacilles en formes Y et V ou incurvés avec des extrémités bifurqués.
Sont isolés ou en amas et un changement de formes après plusieurs repiquage ce
polymorphisme
cellulaire
est
typique
aux
bifidobactéries.
figures 15,17,19,21,22,23.
Tableau 7 : Différents aspects macroscopiques et microscopiques
Souches Aspect macroscopique
B1
Petites colonies, blanchâtre
à surface
lisse et contour régulier
B2
Petites colonies, blanchâtre
à surface
lisse et contour régulier
B3
Petites colonies blanchâtres
à contour régulier
B4
Petites colonies blanchâtres
à contour régulier
Aspect microscopique
Bâtonnets sous formes Y et V
Gram
+
Bâtonnets sous formes Y et V
+
Bâtonnets à contour ondulés et
des extrémités bifurquées
Bâtonnets à contour ondulés et
des extrémités bifurquées
+
+
Fig 14: Aspect macroscopique de la souche B1 sur milieu MRScys après 48 h à
37º
Fig 15: Aspect microscopique de la souche B1×100
Fig 16: Aspect macroscopique de la souche B2 sur milieu MRScys après 48 h à
37º
Fig 17 : Aspect microscopique de la souche B2 ×100
Fig 18 : Aspect macroscopique de la souche B3 sur milieu MRScys après 48 h à
37º
Fig 19 : Aspect microscopique de la souche B2×100
Fig 20: Aspect macroscopique de la souche B4 sur milieu MRScys après 48 h à
37º
Fig 21 : Aspect microscopique de la souche B4×100
Fig 22 : Aspect microscopique de la souche B2 ×100
après plusieurs repiquages
Fig 23 : Aspect microscopique de la souche B3×100
après plusieurs repiquages
2. Caractérisation du genre:
Toutes les souches se développent en milieu anaérobiose, ne produisent
pas de gaz à partir du glucose, absence d’une activité urée indole et gélétinase
aussi. Les résultat sont inscris au tableau suivant :
Tableau 8 : Mise en évidence de certaines activités enzymatiques chez les
souches étudiées.
Test
B1 B2 B3 B4
Production du gaz
-
-
-
-
Uréase
Indole
-
-
-
-
Gélatinase
-
-
-
-
2.1 Fermentation des sucres :
Les profils fermentaires ont été définit après 48h d’incubation en
anaérobiose toutes les souches fermentent le glucose, le galactose, le fructose et
le lactose.
Tableau 9 : type fermentaire des souches de bifidobactéries
Sucre
Ara
Dex
Lac Gal
Glu Mal
Man
Mant Raf
Sor
Sal
Sach Thre
Xyl Fru
B1
+
+
+
+
+
+
-
-
+
+
+
+
-
+
+
B2
+
+
+
+
+
+
-
-
+
+
+
+
-
+
+
B3
ND ND +
+
+
ND ND ND
+
ND ND ND
ND
+
+
B4
ND ND +
+
+
ND ND ND
+
ND ND ND
ND
+
+
souche
Ara :Arabinose ; Dex :Dextrine ; Lac :Lactose ; Gal :Galactose ; Glu : Glucose ;
Mal :Maltose ; Man : Mannose ; Mant : Mannitol ; Raf :Raffinose ; Sor : Sorbitol ;
Sal : Salicine ; Sach : Saccharose ;Thre : Tréhalose ;Xyl : Xylose ; Fru :Fructose.
Les souches B1 et B2 fermentent le raffinose, saccharose, maltriose,
maltose et la dextrine ces critères suggère de les classer parmis l’espèce
Bififidobacterium animalis .
Fig 24 : les sucres dégradés par la souche B1
De
gauche
à
droite
Témoin,
Xylose,
Glucose,
Lactose,
Arabinose,
Dextrine,
Saccharose,Salicine, Galactose, Raffinose, Maltose, Sorbitol,Mannose, Mannitol, Tréhalose.
Les souches B3 et B4 fermentent les sucres qui déterminent le genre
Bifidobacterium spp. (Tableau 9).
2.2 Effets d’oxygène, température et pH sur la croissance :
Aucune croissance était observé en aérobiose pour toute les souches et au
pH=3, par contre la croissance est normale aux autre condition pH=7, T= 37 et
44ºC les résultats sont mentionnées au tableau 10.
Tableau 10: effets Température, pH, oxygène sur la croissance des béfidobactéries
Souche
Température pH
Aérobiose
37°C 45°C 3 7
+
+
- +
-
B1
B2
+
+
-
+
-
B3
+
+
-
+
-
B4
+
+
-
+
-
+ présence de croissance
- Absence de croissance
2.3. L’antibiogramme :
Les résultats de l’antibiogramme montre la sensibilité des souches au
chloramphénicol , Pénicilline, Amoxicilline, Ampicilline, Erythromycine,
Sulphamethoxazole figure 25 et la résistance aux autres antibiotiques testés, les
résultats sont mentionnées au tableau 11.
Tableau 11 : Résultat de l’antibiogramme des souches isolées
Antibiotique
Dose (µ.I)
B1
B2
B3
B4
Acide nalidixique
30
R
R
R
R
Amoxicilline
25
S
S
S
S
Ampicilline
10
S
S
S
S
chloramphénicol
30
S
S
S
S
Néomycine
30
R
R
R
R
Gentamicine
10
R
R
R
R
Paramomycine
30
R
R
R
R
Rifampicine
30
R
R
R
R
Streptomycine
10
R
R
R
R
Vancomycine
30
R
R
R
R
Erythromycine
15
S
S
S
S
Sulphamethoxazole
75
S
S
S
S
Pénicilline
10
S
S
S
S
S : sensibilité
R : résistance
Fig :25 la sensibilité des bifidobactéries au 1- Erythromycine,2-Sulphamethoxazole,3Pénicilline,4- chloramphénicol,5- Ampicilline, 6- Amoxicilline.
2.3 Caractérisation du coagulum :
Le genre Bifidobacterium forme un coagulum visqueux avec la formation
des grumeaux sur la paroi du tube après agitation.
3. Taux de croissance spécifiques et temps de génération des souches :
Après le dénombrement des colonies acquises on a calculé les le taux de
croissance et le temps de génération des deux souches étudiées dont la première
B1 et B2 isolée du produit Danone Bioactivia et la deuxième B3 et B4 isolée du
produit Soummam Acti+ (tableau 11).
Tableau 12 : Taux de croissance spécifiques et temps de génération
des souches B1,B2, B3,B4
Souches
µ (hˉ¹)
Tg
B1
B2
B3
0.45
0.40
0.35
1,54
1.50
1.45
B4
0.38
1.48
4. L’acidification du lait :
Les résultat montrent que les souches B1, B2,B3 et B4 ont un pouvoir
acidifiant cela est constaté a partir d’acidité titrable acquise et du pH observé
après 6h d’incubation a 42°C les résultat sont représentés dans les figure
suivantes 26 et 27.
La production d’acide entre les quatre souche est peut proche, elle atteint
30 D° après 3 h d’incubation et entre 40 et 47 D° après 6 h d’incubation pour
les quatre souches B1,B2, B3 et B4 en milieu lait écrémé + 0.05% cystéine
Hcl.
Fig 26: cinétique d’évolution de l’acidité Dornic produite par les souches à
42°C
La fermentation du lait provoque un abaissement de pH qui est
proportionnelle à l’acidité produite .Le pH varie de 6 à 5.2 en milieu lait
écrémé+ cystéine Hcl.. figure 27.
fig 27 :Variation du pH des souches
lors du suivie de
l’acidité titrable.
5. La survie des bifidobatéries dans milieu lait :
Le suivie de la viabilité des souches B1,B2,B3 et B4 dans milieu lait
pendant 21 jours avec un pH 4.5 ajustés avec l’acide lactique est conservé a 4°C
montre la résistance des souches isolées B1 , B2, B3 et B4 à l’acidité et au froid
avec un nombre initial supérieur a 10 8 et un nombre finale supérieur à 105. les
souches B1 et B2 garde un nombre de 6.7 Log ufc/ml et les souches B3 et B4
gardent un nombre de 5.8 Log ufc/ml. Les résultats sont représentés dans la
figure 28.
Fig 28 : La survie des souches
dans milieu lait à
pH 4.5 Pendant 21 jours
6. Dénombrement des bifidobactéries et les bactéries lactiques dans le
produit commercialisé :
Les résultat obtenus montrent la présence d’un nombre élevée des
Streptococcus et Lactobacillus dans les quatre produits étudier P1,P2,P3 et P4
des deux marques Dannone et Soummam avec un nombre supérieur à 107 de
Streptococcus et un nombre supérieur à 10 6 de lactobacillus
à la date
d’expiration .
Le nombre des bifidobactéries :
Yaourt aromatisé P1 de Dannone : le nombre varie entre 2×106 le jour de
d’échantillonnage et de 2.5× 104 le jour d’expiration Fig 29.
Yaourt fruité P2 de Danone : On a observé un nombre un peut plus élevée
qui varie entre 3.1×107 le jour d’échantillonnage et 5.5×105 le jour d’expiration
Fig 30.
Yaourt aromatisé P3 de Soummam : le nombre varie entre 2.4×105 le
jour de d’échantillonnage et de 10 4 le jour d’expiration Fig 31.
Yaourt fruité P4 de Soummam : le nombre varie entre 2×106 le jour de
d’échantillonnage et de 4 × 105 le jour d’expiration Fig 32.
Le pH varie entre 4.5 et 3.9 pour les deux produits.
Les résultats sont représentés dans les figures suivantes :
Fig 29 : Viabilité des bifidobactéries et les bactéries
lactiques
dans P1
Aromatisées de Danone.
Fig 30 : Viabilité des bifidobactéries et les bactéries
lactiques
dans P2
Fruité de Dannone.
Fig 31 : Viabilité des bifidobactéries et les bactéries
lactiques
dans P3
aromatisé de Soummam.
Fig 32 : Viabilité des bifidobactéries et les bactéries
lactiques
dans P4 fruité de Soummam
7 . Contrôle de qualité des échantillons des yaourts utilisés dans notre
travail :
Les analyses microbiologiques des échantillons utilisés dans notre
travail
ont
démontrés
l’absences
des
d’E.coli ,
Staphylococcus
aureus, Salmonelles, des coliformes fécaux et totaux et des moisissures . La
présence des levures a été détectée dans quelques échantillons, mais le nombre
est négligeable qui n’a pas d’influence sur la qualité microbiologique et même
organoleptique du yaourt. Les résultats sont mentionnés au tableau 12.
Tableau 12 : contrôle de qualité des yaourts utilisés
Produit
Danone
Danone
Soummam
Soummam
aromatisé
fruité
aromatisé
fruité
d’E. coli
Absence
Absence
Absence
Absence
Staphylococcus
Absence
Absence
Absence
Absence
Salmonelles
Absence
Absence
Absence
Absence
Coliformes fécaux
Absence
Absence
Absence
Absence
Micro-organisme
aureus
et totaux
levure
moisissure
Présence
présence
présence
présence
de quelque
de quelque
de quelque
de quelque
colonies
colonies
colonies
colonies
Absence
Absence
Absence
Absence
Discussion
1. Les conditions et les milieux d’isolement :
Deux facteurs sont très importants lors de l'isolement des Bifidobactéries,
Le premier de ces facteurs est l'obtention des conditions anaérobies et le second
est un milieu de culture adéquat ( Rasic et Sad 1990).
Les conditions anaérobies sont facilement obtenues depuis l'apparition
des hottes anaérobies qui ont des atmosphères modifiées composées de 10% de
CO2 et de 90% de N2. Ou l’utilisation des anaerocult ou les gas pack (Shah,
1997 ; Scardovi, 1986). Dans notre travail l’anaérobiose est assurée par
l’utilisation des anaerocult plus bougie pour assurer les conditions citées au
dessus.
De plus, les milieux de culture contiennent généralement des suppléments
tels que la cystéine, la cystine, chlorure de lithium , des sels métalliques, l'acide
ascorbique et le sulfite de sodium qui réduisent le potentiel redox (Shah, 1997).
Le milieu utilisé été le MRS modifié a base de raffinose, La propriété de
ce milieu repose sur ces élément chimique, la cystéine-Hcl qui joue un agent
réducteurs du potentiel d’oxydoréduction, chlorure de lithium comme agent
inhibiteur des lactobacillus et le raffinose comme source d’énergie (Tabasco et
al., 2007).
2. Identification des souches :
L’identification des souches basées sur des aspects morphologiques,
macroscopiques et microscopiques.
Les bifidobactéries qui poussent
sur les milieux MRS-cys et MRS-
Raffinose formes de petites colonies dépourvues de toute activité catalase et
oxydase confirme l’anaérobiose des souches isolées (B1,B2,B3,B4) Ces résultat
sont aussi obtenus par Tabasco (2007).
Microscopiquement sont des Gram+ de forme bifide qui est la forme
typique au bifidobactéries (Scardovi, 1986 ;Beerens, 1990 ;Tabak et al.,2007
Tabasco et al, 2007).
L’observation microscopiques des bifidobactéries cultivé sur milieu MRSraffinose représente des forme Y et V plus que les bifidobactéries cultivées sur
milieu MRS cys, on a observé aussi un pléomorphisme après plusieurs
repiquage. Ce pléomorphisme observé chez les bifidobacteries est souvent
associé à la composition du milieu de culture aussi la morphologie cellulaire des
bifidobactéries est influencées par la nature de la source de carbone (Tamime et
al., 1995 ; Bensoltane , 1997).
Les souches appartenant au genre bifidobactéries ne forment pas d’indole,
ne possèdent pas une activité uréique et ne liquéfient pas la gélatine (Mitsuoka,
1984).Ces caractères biochimiques n’ont pas été constatés chez les souche
retenues.
Les quatre souches isolées (B1,B2,B3,B4) résistent à l’acide nalidixique,
Néomycine,
Gentamicine,
Paramomycine,
Rifampicine,
Streptomycine,
Vancomycine. Ces antibiotiques sont utilisés comme agents sélectifs dans les
milieux pour l’isolement et le dénombrement des bifidobactéries (Ventoura,
2004).
La résistance des bifidobactéries aux antibiotiques cités au dessus est
signalés par plusieurs auteurs (Charteris et al., 1998 ; Delagdo et al.,2005;
Moubarek et al., 2005 ; Zhou et al., 2005 ; Masco et al., 2006 ; Ammor et al. ,
2007 ; D'Aimmo et al., 2007).
Les bifidobacteries sont généralement sensibles aux antibiotiques betalactamine( penicilline, ampicicilline, amoxicilline, piperacilline et ticarcilline) (
Delagdo et al.,2005 ; Moubarek et al., 2005 ; Zhou et al., 2005 ; Masco et al.,
2006 ; Ammor et al., 2007 ; D'Aimmo et al., 2007 ; Ouoba et al ., 2008 ).
Les bifidobacteries sont aussi sensible à la chloramphénicol ( Delcenserie
et al., 2002 ; D'Aimmo et al., 2007 ; Ouoba et al ., 2008 ). Cette sensibilité été
observé chez les souches isolées.
La différenciation des espèces de bifidobactéries repose sur la
fermentation des carbohydrates. La souche NCC 2705 de bifidobacterium
longum possède des gènes codant pour des enzymes ( fumarase, oxoglutarate
déhydrogénase et le maltate déhydrogénase) qui permettent la dégradation de
plusieurs sucres comme arabinose, xylose, ribose, cellobiose, melibiose,
maltose, raffinose, et mannose (Schell et al., 2002).
Les souches B1 et B2 fermentent dextrine, glucose, le maltose, le
maltotriose, le raffinose et le saccharose.
La caractérisation biochimique , fermentation des sucres dextrine,glucose,
le maltose, le maltotriose, le raffinose et le saccharose , la croissance a
température 44º des souches B1 et B2 nous a mené a l’identifier comme
Bifidobacterium animalis. L’espèce prédominante dans les produits probiotiques
commercialisés selon fasoli et al (2003).
Le fabricant du yaourt dont ont à isolé B1 et B2 Danone réclame la
présence du Bifidobacterium animalis subsp. Lactis.
Les caractérisation morphologique, macroscopique, microscopique et
biochimiques des souches B3 et B4 permette les identifier comme
Bifidobacterium spp.
Les bifidobactéries sont généralement sensible a des pH inférieurs à 4.6
(boylyston et al., 2004). Cependant les souches de Bifidobacterium animalis
montrent une résistance au pH acide que d’autres espèces appartenant au genre
de Bifidobacterium (Jayamanne et Adams,2006).
Les bifidobactéries préfèrent les milieux neutres ou légèrement acides a
des pH compris entre 5 et 8 (Rommond et al, 1992 ; Wang et Gibson, 1993 ;
Akalin et al.,2004 ; Collado et al., 2006). Pour les souches B1, B2,B3 et B4 ont
montré une croissance a un pH égale à 7 et une absence de croissance a un pH
égale 3.
La température d’incubation agit sur la croissance des bifidobactéries, les
espèces d’origine humaine montre une croissance à une température varie entre
36° et 38ºC par contre les espèces d’origine animales peuvent se croître à des
température plus élevée qui varie entre 41º et 43°C (Scardovi, 1986 ; Martin et
chou, 1992). Les souches B1, B2,B3 et B4 ont montré une croissance a la
température 37 °C comme a la température 45°C.
3. Les aptitudes biotechnologiques :
Les deux souches B1et B2 atteignent un taux de croissance de 0.46hˉ¹, B3
et B4 atteint un taux de 0.4 hˉ¹ , ce taux de croissance était observé chez
plusieurs espèces de bifidobactéries (B.lactis , B. longum, B.bifidum, B.breve)
sélectionnées comme probiotiques (Martinez-Villaluenga et Gomez, 2007).
La composition du lait utilisé influence sur la croissance et aux taux
d’acidité produite par les bifidobactéries ( Abu Tarabush et al., 1998 ; Hadadji et
Bensoltane 2006).
La fermentation du lait par les bifidobactéries conduit à la production
d’une acidité titrable qui détermine les propriétés technologiques de ces
bactéries. En revanche la production de l’acidité dépend de plusieurs paramètres
tels que la température d’incubation, l’état physiologique des bactéries, la
concentration de l’inoculum et le lait utilisé (Hadadji, 2007).
La production d’acide entre les quatre souches est peut proche, elle atteint
30 D° après 3 h d’incubation et entre 40 et 47 D° après 6 h d’incubation pour
les quatre souches B1,B2, B3 et B4 en milieu lait écrémé + 0.05% cystéine Hcl.
L’acidité titrable des souches B1 et B2 atteint plus de 45 ºD dans le lait
partiellement écrémé+cys , la souche B4 et B4 aussi montre un pouvoir
acidifiant au
lait écrémé+cys qui dépasse aussi les 45 °D après 6 heures
d’incubation a 42 °C.
Nous avons remarqué que les souches B1,B2, B3 et B4 gardent un
nombre de 105 ufc/ml pendant 21 jours à 4°C avec un nombre >108 le jour
d’ensemencement et un pH égale a 4.5.
Les souches B1 et B2 garde un nombre de 6.2 Log ufc/ml et les souches
B3 et B4 gardent un nombre de 5.4 Log ufc/ml.
Ces résultats montrent la résistante des deux souches étudiées à l’acidité
et au frois et confirment ces aptitudes technologiques sont obtenus aussi par
Jayamanne et Adams (2006).
La résistance des bifidobactéries à l’acidité est importante pour avoir de
bon effet thérapeutique et pour garder sa viabilité dans les produits fermentés
(Takiguchi et Suzuki, 2000).
Matsumoto et al, (2004) ont étudié la résistance à l’acidité chez 17
espèces
de bifidobacterium en utilisant le HCL comme agent acidifiant,
l’espèce la plus résistante a été Bifidobacterium animalis subsp. Lactis.
Jayamanne et Adams (2006), ont utilisé l’acide lactique pour étudier la
résistance
des
B.bifidum,
B.longum,
B.infantis,
B.adolescentis
et
Bifidobacterium animalis subsp. Lactis et ont pu constaté que cette dernière
possèdent une résistance plus élevée par apport aux autres espèces.
4. Dénombrement et viabilité des bifidobactéries et les bactéries lactique
dans un yaourt fabriqué et commercialisé en Algérie :
Les produits laitiers fermentés y incluent le yaourt contient plusieurs
souches de bactéries probiotiques, les plus dominants sont les lactobacillus
acidophilus, L.casei, L.bulgaricus et Bifidobacterium lactis ( Fasoli et al .,
2003 ; Gueimonde et al ., 2004 ; Masco et al., 2005 ; Yeung et al., 2002).
La présence de ces multiples espèces rendent le dénombrement des
bactéries lactiques et les bifidobactéries difficile, pour cela plusieurs milieu sont
proposés pour le dénombrement des bifidobactéries (Chartiers et al., 1997 ;
Shah, 200 ; Roy, 2001 ; Coeuret et al., 2003) et d’autres milieux ont démontré
une performance analytique ,tous ces milieux proposées exigent l’utilisation des
antibiotiques.(Payne Moris et bers, 1999 ; Talwalker et Kailasapathy, 2004 ;
Masco et al ., 2005 ; Van de casteele et al., 2006) Aussi l’utilisation du MRScys présente une croissance optimal des bifidobactéries pur mais il n’est pas
sélective (Roy, 2001 ; Leuschner et al,. 2003).
Pour cela on a utilisé le milieu MRS-Raffinose pour le dénombrement des
bifidobacteries a partir du yaourt. Il est composé de raffinose comme source de
carbohydrates et 0.05% de chlorure de lithium pour inhiber les lactobacillus , il
ne contient pas d’antibiotiques et sa sélectivité pour le dénombrement des
B.lactis dépasse les 98% (Tabasco et al., 2007).
Les colonies de Bifidobactéries apparaissent petites, les colonies de
lactobacillus sont lenticulaire, et les colonies de streptococcus sont un peux plus
grande.
Un probiotique doit survivre tout au long du passage gastrique, pour avoir
des bienfaits sur la santé humaine (Kailasapaty et Rybeka, 1997).
Cependant certaines études ont montré que le consommation de
probiotiques non-viables peut aussi engendrer des effets bénéfiques sur le
système immunitaire (Ouwehand et Salminen, 1998; Salminen et al., 1999 ;
(Pessi et al, 1999).
Dans de tels cas, il suffit alors d’obtenir de grandes concentrations des
souches probiotiques dans le yaourt durant la période initiale de production sans
nécessairement conserver une bonne viabilité durant le stockage. Mais d’autres
études ont démontrés que la condition pour avoir de bienfaits thérapeutiques est
la présence d’un nombre important des bactéries probiotiques viable dans les
produits consommés (Gueimonde, 2004).
Un produit probiotique efficace doit obtenir au minimum 107 ufc/ml de
L.acidophilus et de 106 ufc/ml de bifidobacteries le jour d’expiration
(Jayamanne et Adams 2006),
La stabilité physique et génétique des cellules ainsi que toutes les
propriétés nécessaires pour exercer leurs bienfaits sur la santé doivent également
être assurées. De plus, ces souches devraient être viables sans se multiplier pour
ne pas provoquer d’effet indésirable sur le goût ou l’arôme du produit ni
augmenter l’acidité (Mattila-Sandholm et al., 2002).
Dans les produits étudier (yaourt Danone BioActivia et yaourt Soummam
Acti+) le nombre de bifidobactéries varie entre 104 et 105 le jour d’expiration.
Yaourt aromatisé P1 de Dannone : le nombre varie entre Log 6.2 le jour
de d’échantillonnage et de Log 4.2 le jour d’expiration.
Yaourt fruité P2 de Dannone : On a observé un nombre un peut plus
élevée
qui varie entre Log 7.1 le jour d’échantillonnage avant 15 jours
d’expiration et de Log 5.3 le jour d’expiration.
Yaourt aromatisé P3 de Soummam : le nombre varie entre Log 5.3 le
jour d’échantillonnage et de Log 4.2 le jour d’expiration.
Yaourt fruité P4 de Soummam : le nombre varie entre Log 6.5 le jour
d’échantillonnage et de Log 5.4 le jour d’expiration.
Le nombre de streptoccocus et supérieur à 10 7 pour les quatre produits
étudier.
Le nombre de lactobacillus et supérieur a 10 6 pour les quatre produits
aussi.
Au japon Fermented Milk and Lactic acid Beverages réclame la viabilité
d’un nombre supérieur à 106 ufc/ml des bifidobactéries dans les laits fermentés
(Lourens Hattingh et Viljoen, 2001).
Aux états unies The national youghurt asotiation (NYA) réclame la
présence d’un nombre supérieur a 106 ufc/ml de bifidobactéries (NYA , 2003)
mais Ibrahim et Carr (2006) ont démontré
que la plupart des produits
probiotique commercialisé au Carolina du nord contient un nombre inférieur a
104 ufc/ml de Bifidobacterium.
En Algérie aucune réclamation n’est faites pour le nombre des bactéries
probiotique viable dans les produits commercialisé.
Le nombre de streptococcus est de log 7 ufc/ml le jours d’expiration pour
les quatre produits aromatisé et fruité le nombre de lactobacillus est de < log
6.5 ufc/ml le nombre de ces deux bactéries a été aussi observé par Ibrahim et
Carr (2006).
Plusieurs facteurs influencent la viabilité des bactéries probiotiques ces
facteurs regroupent : l’acidité du produit, acidité produisait durant le stockage ou
post acidification le degré d’oxygène dans le produit, la sensibilité aux
substances antimicrobiennes produisait par les bactéries lactiques (Gilliland et
al., 2002).
La souche isolées du même produit qui était B3 a montré une résistance a
l’acidité et un degré de survie important au milieu lait pendant 21jours. ce
comportement n’est observé lors du dénombrement à partir du produit
commercialisé peut être expliqué comme suit :
1-Dans notre étude les échantillons ont
été prélevés du produit
commercialisé et non pas d’usine directement c'est-à-dire les conditions de
stockage ne sont pas connues ou plus précisément les bonnes conditions ne sont
pas assurées avant d’effectuer le prélèvement.
2-Le taux d’inoculum utilisé n’est pas connu aussi, le moment
d’ensemencement et la procédure de fabrication n’est pas connue aussi.
3-Un autre facteur est le comportement des bifidobacterium en culture
pure est différent a celui en culture mixte.
Les associations des bactéries lactiques et bifidobactéries sont rédies par
des interactions négatives de compétition, ou interaction positives (Juillard et
Richard, 1994).
Les bifidobactéries sont anaérobiques et généralement considérées plus
sensibles que L.bulgaricus contre les effets d’oxygène (Talwalkar et
Kailsasapathy, 2003).
Pour De Vuyst (2000) la viabilité des bifidobactéries est du a l’interaction
des bactéries probiotiques et à la stabilité de culture, le degré de l’inoculum et
les conditions du processus technologique.
La différence du nombre de bifidobacterium entre le produit aromatisé et
le produit fruité dont le dernier le nombre été un peut élevé nous mène a mettre
en évidence d’une relation symbiotique entre les bifidobacterium et les élément
ajoutés au yaourt (fruit) .Ce phénomène été observé par plusieurs auteurs
(Hopkins et al., 1998 ; Lamoureux et al., 2002 ; Gueimonde et al., 2004 ;
Martinez-Villaluenga et Gomez, 2007).
La viabilité des bifidobactéries en présence des fibre alimentaire est
l’objectifs des travaux récent tel que le travail Sendra et al 2008 montre la
capacité des L. acidophilus et B. bifidum de survivre durant le stockage en
présence des orange et citron.
Les bifidobactéries associent aux bactéries lactiques diminuent lentement
le pH du lait par apport aux autres associations. Ceci peut être due à la
croissance lente des bifidobactéries dans le milieu lait, par insuffisance des
substances azotés facilement assimilable (Haddaji et bensoltane, 2006 ; Mahi et
al., 2006).
Dans notre étude le pH des échantillons étudier durant les quinze jours
avant l’expiration n’a pas beaucoup diminués, le jour de l’échantillonnage le
pH= 4.5 et le jour d’expiration le pH= 3.9.
La présence de Bifidobacterium ou bien l’acide acétique a un effet
marginale sur lactobacillus et/ou Streptococcus, de ce fait les associations de
Bifidobacterium avec lactobacillus et/ou Streptococcus peut donner un produit
doux a longue durée de conservation aussi l’acidification lente de ces culture
mixtes offre des avantages d’une faible acidification, plus encore ces cultures
donnent un produit réduit en acide lactique qui rend le produit facilement
assimilable. (Hadaji 2007 ; Chekroun et Bensoltane, 2007).
Les interactions possibles entre bactéries lactiques et probiotiques
devraient également être prises en compte pour sélectionner la meilleure
combinaison de souches afin d’optimiser le procédé et la survie cellulaire dans
le produit entreposé (Vinderola et al.,2002).
5. Contrôle de qualité des échantillons des yaourts utilisés dans notre
travail :
Un yaourt de bonne qualité doit répondre aux norme, l’application de
bonnes pratiques d’hygiènes à tous les stades de la vie d’un produit alimentaire
(Jouve , 1998).
Dans notre travail on a analysé la qualité microbiologique des
yaourts. Les résultats obtenus on démontrés la présence d’un nombre important
des bactéries lactiques, l’absence de toute bactérie pathogène tel que d’E. coli ,
Staphylococcus aureus, Salmonelles et de coliformes fécaux et totaux et la
présence de quelque colonies de levure qui n’influence pas sur la qualité du
produits. Ces résultat sont similaires aux normes de qualité utilisé au laboratoire
d’hygienne de la wilaya d’Oran et aux études de Tamime (1975, 1999).
Conclusion
Dans notre étude nous avons isolées des bifidobactéries à partir des
yaourts fabriqués et commercialisés en Algérie.
L’exigence de ce genre nous a mené à utiliser plusieurs milieux de culture
comme MRS cys, MRS raffinose.
L’étude macroscopique montre que ces bactéries forment de petites
colonies blanchâtre, l’étude microscopique
montre la présence des formes
typiques au genre Bifidobacterium, sont de Gram positif, ne possèdent pas de
catalase.
Le profil fermentaire nous a permis a confirmé le genre de
Bifidobacterium et a identifié B.animalis .
L’étude physiologique réalisé dans le but de connaître les conditions
optimales de la croissance des bifidobactéries a montré une croissance des
souches isolées à température 37°C et 45°C, aussi la croissance des
bifidobactéries est influencé par le pH initial du milieu ceci a été observé avec le
pH=3 qui a inhibé complètement la croissance des bifidobactéries par contre le
pH=7 ou = 6.5 favorise la croissance des bifidobactéries.
Les souches étudier ont montré un pouvoir acidifiant important, un taux
de croissance qui dépasse 0.4 et un temps de génération (dans lait UHT +
0.05% de cysteine + 0.5% d’extrait de levure) important qui confirme ces
aptitudes technologique.
La survie de bifidobactérie est un critère important pour la sélectionné
autant probiotique, l’étude de la survie sur milieu lait pendant 21 jours a un pH
initial égale a 4.5 a montré la résistance des souches étudié à l’acidité et à une
température de conservation égale 4°C. Les souches B1, B2, B3 et B4 ont
montré une résistance à l’acidité et au froid avec un nombre initial supérieur à
108 et un nombre finale supérieur à 105. Les souches B1 et B2 garde un nombre
de 6.7 Log ufc/ml et les souches B3 et B4 gardent un nombre de 5.8 Log ufc/ml.
Le dénombrement des bifidobactéries à partir du produit commercialisé a
montré la présence d’un nombre > 104 pour le produit aromatisé et un nombre >
105 pour le produit fruité.
Par contre le nombre de Strepfococcus thermophilus est supérieur a 107
pour les deux produits le jour d’expiration et Lactobacillus
bulgaricus est
supérieur a 106 pour les deux produits le jour d’expiration.
Les analyses microbiologiques des échantillons utilisés dans notre travail
ont démontrés l’absences des d’E. coli , Staphylococcus aureus, Salmonelles et
de coliformes fécaux et totaux . La présence des levures et moisissures a été
détecté dans quelques échantillons, mais le nombre est négligeable qui n’a pas
d’influence sur la qualité microbiologique et même organoleptique du yaourt. Il
est de bonne qualité.
Les perspectives :
Le but de notre travail était la mise en évidence des bifidobactéries et
étudier ses performances à partir des yaourts probiotiques fabriqués et
commercialisés en Algérie .Cela nous a permis de conclure avec ces
perspectives :
1-L’identification génétique des bifidobactéries isolées du yaourt
Algérien.
2-Etudier le potentiel probiotique des bifidobactéries isolées :
In vitro : Les interactions avec d’autres bactéries pathogène.
In vivo : Sa résistance au passage gastrique chez des personnes sains et/ou
malades en étudiant les modifications de la flore intestinale avant, durant et
après la consommation du yaourt probiotique.
Abd El-Salam, M.H., Saleh, F. A., Kholif. A. M., El-Sayed, E. M., Abdou, S.
M., El-Shibiny,S.,(2004). Isolation and characterization of bacteriocins
produced by Bifidobacterium lactis BB-12 and Bifidobacterium longum
BB-46. 9th Egyptian conference for dairy science and technology, Cairo,
Egypt, 9-11 .
Abu -Tarabush , H.M. , Al-Dagal, M.M and Al-Royly, M.A.(1998).Growth,
Viability, and Proteolytic activity of Bifidobacteria in Whole Camel milk.
Journal of Dairy Sciences. 81, 354-361.
Akalin, A.S., Fenderya,S and Akbulut, N.(2004).Viability and activity of
bifidobacteria in yoghurt containing fructooligosaccharides during
refrigerated storage. International Journal of food Science.39:613-621.
Ammor Mohammed Salim , Ana Belen Florez,Baltasar Mayo.(2007).
Antibiotic resistance in non-enterococcal lactic acid bacteria and
bifidobacteria. Journal of Food Microbiology 24:559–570.
Axelsson (1998). Lactic acid bacteria: classification and physiology.p1-72
In:Salminen S, Won Wright (ed). Lactic acid bacteria Microbiology and
functional aspects. 2nd ed.: Marcel Dekker Inc, New York.
Backhed F, Ley RE, Sonnenburg JL, et al. (2005). Hostbacterial mutualism in
the human intestine. Journal of Appl Science 307:1915-1920.
Ballongue ,J., Grill J.P.et Baratte-eulooge, P.(1993). Action sur la flore
intestinale de laits fermentés au Bifidobacterium. Laits 73 : 249-256.
Barnich N, Darfeuille-Michaud A (2007). Adherent invasive Escherichia coli
and Crohn’s disease. Curr Opin Gastroenterol 23: 16-20.
Beerens,H.(1990).An
elective
and
selective
isolation
medium
for
Bifidobacterium spp. Letters in Applied Microbioiogy. 11: 155-157.
Bensoltane A.(1997). Etude bibliographique sur la caractérisation de
Bifidobacterium sp .annales de l’université d’Oran. 5-31.
Bensoltane A ,YagoubiA , Mahi M and Chiriguene A. (2004).characterization
of lactic acid bacteria isolated from traditional Algerian butter. Egypt.
Journal Applied sciences; 19 :(11B), 604-614.
Berg R. D., 1998. Probiotics, prebiotics or ‘’conbiotics’’. Trends in
Microbiology, 6, 89-92.
Bevilacqua, L., Ovidi, M., Mattia, E.D., Trovatelli, L.D., Canganella, F.,
(2003). Screening of Bifidobacterium strains isolated from human faeces
for antagonistic activities against potentially bacterial pathogens.
Microbiological Research 158, 179–185.
Bezkorovainy, A. et Miller-Catchpole, R.(1989). Biochemistry and physiology
of bifidobacteria. In Étude de I’impact de l'ajout des bifidobactéries sur
les cinétiques de fermentation des bactéries lactiques mésophiles utilisées
dans la production de fromage frais ; Martine Baron, Mémoire (M-Sc.)
l'Université Laval Canada .
Biavati. B., Soni,T., Mattarelli,P. et Trovaletti.L.D.(1992). Survival of
bifidobacteria from human habitat in acidified milk. Microbiologica.
15(2): 197-200.
Blanchette, L., Roy, D. Bélanger, G., et Gauthier, F. S.(1996). Production of
cottage cheese using dressing fermented by bifidobacteria. J. Dairy Sci.
79:8-15.
Boccignone M. Brigidi R. Sarra. C (1984). Studi effettuati sulla composizione
in trigliceridi ed acidi grassi liberi nello yoghurt preparato da latte
vaccino. pecorino e caprino. Ann Fac Med Vet (Turin) 28.223-233.
Bourlioux Pierre (2007). Histoire des laits fermentés .International Journal of
Dairy Technology Volume 42, Supplement 2 : Pages 9-14.
Boylston T.D., Vinderola C.G., Ghoddusi H.B., Reinheimer J.A.(2004).
Incorporation of bifidobacteria into cheeses: challenges and rewards. Int.
Dairy J. 14 :375–387.
Charteris, W.P., Kelly, P.M., Morelli, L. and Collins, J.K.(1998).
Development and application of an in vitro methodology to determine the
transit
tolerance
of
potentially
probiotic
Lactobacillus
and
Bifidobacterium species in the upper human gastrointestinal tract. Journ
Appl Microbiol 84, 759–768.
Charteris, W. P., Kelly, P. M., Morelli, L., & Collins, J. K. (1997). Selective
detection, enumeration and identification of potentially probiotic
Lactobacillus and Bifidobacterium species in mixed bacterial populations.
International Journal of Food Microbiology, 35, 1–27.
Cheikhyoussef, A., Pogori, N., Zhang, H., (2007).Study of the inhibition
effects of Bifidobacterium supernatants towards growth of Bacillus cereus
and Escherichia coli.International Journal of Dairy Science 2, 116-125.
Cheikhyoussef Ahmad , Natascha Pogori , Wei Chena and Hao
Zhang(2008). Antimicrobial proteinaceous compounds obtained from
bifidobacteria: from production to their application. International Journal
of Food Microbiology, In press.
Chekroun.
A
and
Bensoltane.A.(2007).Nutritional
characterization
of
fermented cow’s milk at 45 °C by lactobacillus acidophilus associated
with bifidobacteria. Egypt of appl sci 22(12a):190-200.
Chougrani.Fadela,Cheriguene.Abderrahim , and Bensoltane.Ahmed.(2008).
Use of lactic strains isolated from Algerian ewe’s milk in the
manufactured of a natural yogurt. African Journal of Biotechnology, vol 7
(8),pp 1181-1186.
Coeuret, V., Dubernet, S., Bernardeau, M., Gueguen, M., & Vernoux, J.P.
(2003). Isolation, characterisation and identification of lactobacilli
focusing mainly on cheeses and other dairy products. Le Lait, 83, 269–
306.
Collado,M.C.,Moreno,Y.,Cobo,JM.,andHernandez,M.(2006).
Microbiological evaluation and molecular charterization of bifidobacteria
strains
in
commercial
fermented
milks.European
food
research
technological.222: 112-117.
Collins EB., Hall BJ. (1984). Growth of bifidobacteria milk and preparation of
Bifidobacterium infantis for a dietary adjunct. Journal of Dairy Sciences
67(7):1376–80.
Courtin P, Rul F.(2003).Interactions between microorganisms in simple
ecosystem: yogurt bacteria as a study model. Lait 84:125-134.
Crociani, F., Biavati, B., Alessandrini, A., Chiarini, C, et Scardovi, V.
(1996).Bifidobacterium
inopatum
sp.
nov.
and
Bifidobacterium
denticolens sp nov., two new species isolated from human dental caries.
Int. J. Syst. Bacteriol 46:564-571.
D'Aimmo Maria Rosaria , Monica Modesto, Bruno Biavati.(2007).
Antibiotic resistance of lactic acid bacteria and Bifidobacterium spp.
isolated from dairy and pharmaceutical products. International Journal of
Food Microbiology 115 : 35–42
Dann SM, Eckmann L (2007). Innate immune defenses in the intestinal tract.
Curr Opin Gastroenterol 23: 115-120.
Dave R. I. and Shah N. P. (1997). Viability of yoghurt and probiotic bacteria
in yoghurts made from commercial starter cultures. Int. Dairy J, 7: 31–41.
Deeth,H ,C. et Tamime,A.Y.(1981). Yogurt : Nutritive and therapeutic aspects.
Journal of Food Protection. 44(1): 78-86.
De Felip G. Croci L. Gizzarelli S (1977). Ricerche su alcune idrolasi e
vitamine dei gruppo B nello yogurt in relazione al trattamento termico. Ig
Mod 70. 288-297.
Deguchi, Y., Morishita, T., & Mutai, M. (1985). Comparative studies on
synthesis of water soluble vitamins among human species of
bifidobacteria. Agricultural and Biological Chemistry, 49, 13–19.
Delcenserie V, China B, Gavini F, Beerens H, Daube G.(2002). Proposition
pour un nouveau standard indicateur de la contamination d’origine fécale
dans les aliments : le genre Bifidobacterium.Ann Méd Vét, 146, 279-293.
Delgado S., Florez A.B. and Mayo B. (2005). Antibiotic susceptibility of
Lactobacillus
and
Bifidobacterium
species
from
the
human
gastrointestinal tract. Curr. Microbiol, 50: 202–207.
Dellaglio,F., DeRoissart,H., Torianni,S., Curk,MC , Janssens,D.(1994).
Caractéristiques générales des bactéries lactiques,p25-116 In Ecosystème
microbien d’un atelier fermier de salaison identification et propriétés des
bactéries lactiques thèse de doctorat université de Rennes France .
De Man, J.C., Rogosa, M. and Sharpe, M.E. (1960). A medium for the
cultivation of lactobacilli. Journal of Applied Bacteriology 23, 130–135.
De Roissart,H. (1986) .Bactéries lactiques,p : 443.In Ecosystème microbien
d’un atelier fermier de salaison identification et propriétés des bactéries
lactiques thèse de doctorat université de Rennes France .
Desjardins,M.-L., Roy,D. et Goulet,J. (1990). Growth of bifidobacteria and
their enzyme profiles. Journal of Dairy Science.; 73(2): 299-307.
De Vrese M, Marteau PR (2007). Probiotics and prebiotics : effects on
diarrhoea. Journal of Nutrition 137(suppl 2): S803-S811.
De Vries,W. et Stouthamer,A.H.(1967). Pathway of glucose fermentation in
relation to the taxonomy of bifidobacteria. J.Bacteriol., 93:574-576.
De Vries,W. et Stouthamer,A.H.(1968). Fermentation of glucose, lactose.
galactose, mannitol and xylose by bifidobacteria. Journal of Bacteriology,
96(2): 472-478.
De Vuyst. 2000. Technology aspects related to the application of functional
starter cultures. Foof Technol. Biotechnol. 38(2): 105-112.
Dong, X., Xin, Y., Jian, W., Liu, X. and Ling, D. (2000). Bifidobacterium
thermacidophilum sp. nov., isolated from an anaerobic digester.
International Journal Systimatic Evol Microbiolg,. 50, 119–125.
Dunne, C.L., L.M. O'Mahony, G. Thornton, D. Morrissey, S. O'Halloran,
M. Feeney, S. Flynn, G. Fitzgerald, C. Daly, B. Kiely, G. O'Sullivan,
F. Shanahan and J.K. Collins, (2001). In vitro selection criteria for
probiotic bacteria of human origin: correlation with in vivo findings. Am.
J. Clin. Nutr., 73: 386- 392.
Dupin H (1992). Apports nutritionnels conseillés pour la population française.
In : Tech & Doc. Lavoisier, Paris, France.
Euzéby J.P. (2007). List of prokaryotic names with standing in nomenclatures,
list of genera included in families. Update: September 04, 2007.
http://www.bacterio.cict.fr/classifgenerafamilies.html#Bifidobacteriaceae.
Date de visite du site vendredi 07 septembre 2007, 16h: 32min.
Falagas Matthew E. ,Petros I. Rafailidis , Gregory C. Makris (2008).
Bacterial interference for the prevention and treatment of infections,
International Journal of Antimicrobial Agents.In press.
FAO, 1998 / archives de document de la FAO, le lait et les produits laitiers dans
la nutrition humaine.www.fao.org.
FAO/WHO (2002) Report of a Joint FAO-WHO Working Group on Drafting
Guidelines for the Evaluation of Probiotics in Food. ftp://ftp.fao.
org/es/esn/ food/wgreport2. pdf.
Fasoli S., Marzotto M., Rizzotti L., Rossi F., Dellaglio F.and Torriani
S.(2003). Bacterial composition of commercial probiotic products as
evaluated by PCR-DGGE analysis. International. Journal of. Food.
Microbiology, 82: 59–70.
Fava F, Lovegrove JA, Gitau R, et al. (2006). The gut microbiota and lipid
metabolism: implications for human, health and coronary heart disease.
Curr Med Chem 13: 3004-3021.
Frank AMK, Kegma F, and Weerkamp HA. (1993). Growth and survival of
Bifidobacteria in milk.Neth. Milk. Dairy . journal 47: 151-164.
Frederickson AG.1977.Behavior of mixed cultures of microorganismes. Annu
Rev Microbiol.31:63-87.
Flourie B, Nancey S (2007). Propriétés fonctionnelles des probiotiques. Cah
Nutr Diet 42(3 Hors-série 2): 2S 38-44.
Fuller R , (1992). Probiotics in human medicine.Gut.32: 439-442.
Garrity,GM., Holt, JG.2001.”Taxonomic outline of the archaea and Bacteria”p
155-166. In Ecosystème microbien d’un atelier fermier de salaison
identification et propriétés des bactéries lactiques thèse de doctorat
université de Rennes France .
Gavini F, Pourcher A.M, Bahaka D, Freney J, Romond C, and Izard D
(1990) . Le genre Bifidobacterium .classification, identification, aspect
critiques, Méd. Mal infect.20: 53-62.
Gibson G.R. and Wang X. (1994). Enrichment of Bifidobacteria from Human
Gut Contents by Oligofructose using Continuous Culture.
FEMS
Microbiol. Lett., 118: 121-128.
Gilliland S.E., S.S. Reilly, G.B. Kim, and H.S. Kim (2002). Viability During
Storage of Selected Probiotic Lactobacilli and Bifidobacteria in a Yogurtlike Product. Food Microbiology and Safety, Vol. 67, Nr. 8, 3091- 3095.
Goldman, B.S., Domingo A. Barrado, B.S., Norma Balcarce, M.D., Eduardo
Cueto Rua, Ph.D., Masaru Oshiro, M.D.d, María L. Calcagno, B.S.,
Mariana Janjetic, B.S., Julián Fuda, Ricardo Weill, B.S., María J.
Salgueiro, B.S., Mauro E. Valencia, Ph.D., Marcela B. Zubillaga,
Ph.D., and José R. Boccio, Ph.D.(2006). Effect of a probiotic food as an
adjuvant to triple therapy for eradication of Helicobacter pylori infection
in children, Nutrition 22 :984–988.
Gonzàlaz,CJ.,Encinas,JP.,Garcia-Lopez,ML.,Otero,A.(2000).
Characterization and identification of lacic acid bacteriafrom fresh water
fishes. Food Microbiol 17:383-391.
Gorner.F., Palo,V. et Bertan,M.(1968).Changes of the content of volatile
substances during ripening of yoghurt. Milchwissenschaft.; 23(2) : 94100.
Gournier-Chateau N, Larpent JP, Castellanos MI, Larpent JL (1994). Les
probiotiques en alimentation animale et humaine. Lavoisier, Technique et
Documentation (ed). Paris, France, 1-192.
Greenberg,N.A. et Mahoney,R.R. (1982). Production and characterization of
B-galactosidase from Streptococcus therrnophilus. Journal of Food
Science.47: 1824-1835.
Gueimonde, M., Delgado, S., Mayo, B., Ruas-Madiedo, P., Margolles, A.
and De los Reyes-Gavilan, C.G. (2004). Viability and diversity of
probiotic Lactobacillus and Bifidobacterium populations included in
commercial fermented milks. Food Research International 37, 839–850.
Hadadji M. (2007).Caractérisation biochimique, et microbiologique des
bifidobactéries et leurs utilisations en biotechnologie. Thèse de doctorat
d’état Es-Sciences, département de biologie, faculté des sciences,
Université d’ Oran, Algérie.
Hadaji M, and Bensoltane A (2006). Growth and lactic acid production by
Bifidobacterium longum and Lactobacillus acidophilus in goat’s milk.
AJB Vol. 5/(6), 505-509.
Hassinen, J. B., G. T. Durbin, R. M. Tomarelli, and F. W. Bemhart. (1951).
The minimal nutritional requirement of Lactobacillus bifidus. Journal.
Bacteaiology. 62:771-776.
Hidvegi E, Arato A, Cserhati E, Hovath C, Szabo A .(2003). Shight decrease
in bone mineralization in cow milk sensitive children. Journal pediatric
gastroenlogy nutrition.36: 44-9.
Holzapfel, W. H., Haberer, O., Snel, J., Schillinger, U., & Huis in’t Veld, J.
H. J. (1998). Overview of gut flora and probiotics. International Journal
of Food Microbiology, 41, 85–101.
Holzapfel. Wilhelm Hl, Petra Haberer, Rolf Geisen, Johanna Björkroth,
and Ulrich Schillinger(2001). Taxonomy and important features of
probiotic microorganisms in food and nutrition. American Journal of
Clinical Nutrition,73(suppl):365S–373S.
Hopkins, M.J., Cummings, J.H. and Macfarlane, G.T. (1998). Inter-species
differences in maximum specific growth rates and cell yields of
bifidobacteria cultured on oligosaccharides and other simple carbohydrate
sources, Journal Appllied Microbiology. 85, 381–386.
Hughes, D. B., and D. G. Hoover. (1991). Bifidobacteria-their potential for use
in American dairy products. Food Technol. 45(4):75.
Hutkins RW.2001.Metabolism of starter culture.In: Marth EH, Steele TL,
editors Applied dairy microbiology.2nd New york,NY: Marcel Dekker,
Inc, p207-241.
Ibrahim. S. A and J P Carr.(2006). Viability of bifidobacteria in commercial
yogurt products in North Carolina during refrigerated
storage.
International Journal of Dairy Technology, Vol 59, No 4 November;272277.
Isolauri E, Rautava S, Kalliomaki M, Kirjavainen P, Salminen S. (2002).
Role of probiotics In Probiotic research: learn from the evidence Allergy,
57: 1076–1077.
Iwata
M. and
Morishita T.(1989). The
presence of plasmids
Bifidobacterium breve. Lett. Appl. Microbiol. 9: 165–168.
in
Jayamanne, V. S., & Adams, M. R. (2006). Determination of survival, identity
and stress resistance of probiotic bifidobacteria in bioyoghurts. Letters in
Applied Microbiology, 42, 189–194.
Jouve J.L.(1996). La qualité microbiologique des aliments maîtrise et critères,
2 ème édition. Polytechnica, Paris.P 18.
Juillard V , et Richard J, (1994). Mixed culture in milk of proteinase-positive
and proteinase negative variant of lactococcus lactis subsp. Lactis
Influence of initial percentage of proteinase positive cells on the growth
parameters of each strain and on the rate of acidification. Lait 74: 3-17.
Kailasapathy, K. and Rybka, S. (1997). L. acidophilus and Bifidobacterium
spp. their therapeutic potential and survival in yoghurt. Aust J Dairy
Technol 52, 28–35.
Kaplan H. and Hutkins R.(2000). Fermentation of fructooligosaccharides by
lactic acid bacteria and bifidobacteria. Applied Environnent Microbiology
66: 2682–2684.
Kneifel, W., Jaros, D., et Erhard, F. (1993).Microflora and acidification
properties of yogurt and yogurt-related products fermented with
commercially available starter cultures. Int. J. Food Microbiol. 18: 179189.
Krockel,L.,Schilinger,U.,Franz,CM.,Bantleon,A.,Ludwig,W.(2003).
Lactobacillus versmoldensis sp.nov., isolated from raw fermented sausage
Int.J.Syst.Evol.Microbiol.53:513-517.
Labell,F.(1989). Yogurt cultures offer health benefits(1989). Biotechnology to
transform the yogurt of the future. Food Processing.: 50: 130-138.
Lamoureux .L.(2000).Exploitation de l’activité B-galactosidase de cultures de
bifidobactéries en vue d’enrichir des produits laitiers en galactooligoshacharides ; Mémoire M.Sc. l'université Laval Canada.
Lamoureux L., Roy D., Gauthier S.F.,(2002). Production of oligosaccharides
in yogurt containing bifidobacteria and yogurt cultures. J. Dairy Sci. 85:
1058–1069.
Lauer. E, Kandler.O, (1976). Mechanismus der Variation der Verhâltnisses
AcetaVLactat bei der Verqârunq von Glucose durch Bifidobakterien. Arch
Mikrobiol ,10: 271-277.
Laye,l ., Karleskind,D. et MorrC.V.(1993).Chernical, microbiological and
sensory properties of plain nonfat yogurt. Journal of Food Science.;
58(5): 991-1000.
Lesbros-Pantoflickova.D, Corthesy-Theulaz I, BlumAL (2007). Helicobacter
pylori and probiotics. Journal of nutrition 137(suppl 2): S812-S818.
Leuschner, R. G. K., Bew, J., Simpson, P., Ross, P. R., & Stanton, C. (2003).
A collaborative study of method for the enumeration of probiotic
bifidobacteria
in
animal
feed.
International
Journal
of
Food
Microbiology, 83, 161–170.
Lilly,D.M. et Stillwell,R.H.(1965). Probiotics : Growth-promoting factors
produced by microorganisms. Science.; 147: 747-748.
Lourens-Hattingh A, Viljoen BC.(2001). Review: Yoghurt as probiotic carrier
food. Int Dairy J 11: 1-17.
Mahaut M, Jeatet R, Schck P , Brule G (2000). Les produits industriels
laitiers, Ed Tec et Doc , France, p : 1-46.
Mahi M, Yagoubi A, Rouissat L , Tabak S, Medouakh L and Bensoltane A
(2006). Growth, viability and acidifying activity of bifidobacteria in
goat’s milk. Egypt. J. App Sci. 21: (3), 248-261.
Mangin I , Bouhnik Y, Bisetti N, Descaris B (1999). Molecular monitoring of
human intestinal bifidobacterium strain diversity .Res Microbiol, 150:
343-350.
Marchal N , Bourdon J, and Richard C.L (1991). Les milieux de culture pour
l’isolement et l’identification biochimique des bactéries. Ed.Doin P.65149.
Martin J.H, et Chou K.M , (1992). Selection des bifidobacteria for use as
Dietary adjuncts in cultured dairy food: I-Tolerance to pH of yoghurt
Cultured. Dairy product J 27(4) : 21-26.
Martinez-Villaluenga Cristina, Rosario Gomez ;(2007).Characterization of
bifidobacteria as starters in fermented milk containing raffinose family of
oligosaccharides from lupin as prebiotic .International Dairy Journal, 17:
116–122.
Masco, L., Van Hoorde, K., De Brandt, E., Swings, J., & Huys, G. (2006).
Antimicrobial sysceptibility of Bifidobacterium strains from humans,
animals and probiotic products. Journal of Antimicrobial Chemotherapy,
58, 85–94.
Masco, L., Huys, G., de Brandt, E., Temmerman, R., & Swings, J. (2005).
Culture-dependent and culture-independent qualitative analysis of
probiotic products claimed to contain bifidobacteria. International
Journal of Food Microbiology, 102, 221–230.
Matsumoto, M., Ohishi, H. and Benno, Y. (2004). H+-ATPase activity in
Bifidobacterium with special reference to acid tolerance. International
Journal Food Microbiology 93, 109–113.
Matsuzaki T, Takagi A, Ikemura H, et al. (2007). Intestinal microflora:
probiotics and autoimmunity. Journal Nutrition 137(suppl 2): S798-802.
Matteuzzi, D., Crociani, F., & Brigidi, P. (1983). Antimicrobial susceptibility
of Bifidobacterium. Annales de Microbiologie (Paris), 134A, 339–349.
Mattila-Sandholm T, Myllarinen P, Crittenden R, Mogensen G, Fonden R,
Saarela M (2002). Technological challenges for future probiotic foods.
Int. Dairy J. 12:173-182.
Meile L., Ludwig W., Rueger U., Gut C., Kaufmann P., Dasen G., Wenger
S. and Teuber M. (1997). Bifidobacterium lactis sp.nov., a moderately
oxygen tolerant species isolated from fermented milk. System. Appl.
Microbiol., 20: 57-64.
Melton ,LJ., Crowson,CS, O’Fallon,WM, Wahner, HW and Riggs, BL,
2003.Relative contributions of bone density,bone turnover and clinical
risk factors to long-term fracture prediction. Journal Bone and Mineral
Research.18:p312-318.
Mercenier A ,Pavan M and Pot B. (2002). Probiotics as biotherapeutic agents:
Present knowledge and future prospect. Current pharmaceutical
design.8:99-110.
Metchnikoff E. (1907). Lactic acid as inhibiting intestinal putrefaction. In: The
prolongation of life: Optimistic studies. W. Heinemann, London: 161-183.
Mitsuoka T.(1984).Taxonomy and ecology of Bifidobacteria. Bifidobacteria
flora.3, 11-28.
Modler, H.W. (1994). Bifidodogenic Factors-Sources, Metabolism and
Applications . Int. Dairy J., 4: 383-407.
Modler HW, McKellar RC, Yaguchi M (1990) Bifidobacteria and bifidogenic
factors. Can. Inst. Food Sci. Technol. J. 23:29-41.
Moubareck, C., Gavini, F., Vaugien, L., Butel, M.J., Doucet-Populaire, F.,
(2005). Antimicrobial susceptibility of bifidobacteria. Journal of
Antimicrobial Chemotherapy 55, 38–44.
Nagengast, F. M., Hectors, M. P. C., Buys, W. A. M., et van Tongeren, J. H.
M.(1988). Inhibition of secondary bile acid formation in large intestine by
lactufose in healthy subjects of two different age group. Eur. J. Clin.
Inves. 18:51-61.
Nilson, (1973). yoghurt - a review of the product and its manufacture .
International Journal of Dairy Technology 28 (3), 149–163.
NYA National Yoghurt Association. (2003) USA Available website at
www.aboutyoghurt.com.
Olga Cueva, Kayanush J. Aryana (2007). Quality attributes of a heart healthy
yogurt. Society of Food Science and Technology ,21:512-519.
Ouoba Labia Irene Ivette , Vicki Lei , Lars B Jensen.(2008). Resistance of
potential probiotic lactic acid bacteria and bifidobacteria of African and
European origin to antimicrobials: Determination and transferability of
the resistance genes to other bacteria. International Journal of Food
Microbiology 121: 217–224.
Ouwehand AC, Salminen SJ (1998). The health effects of cultured milk
products with viable and non-viable bacteria. Int. Dairy J. 8:749-758.
Ouwehand. A.C .(2007). Antiallergic effects of probiotics. J Nutr 137(suppl 2):
S794-S797.
Patel, J. R., Dave, R. I., Sannabhadti, S. S., et Dave, J. M.(1991). Use of
bifidobacteria in fermented dairy products. Indian Daj.man.43 : 181-185.
Payne, J. F., Morris, A. E. J., & Beers, P. (1999). Evaluation of selective
media for the enumeration of Bifidobacterium sp. in milk. Journal of
Applied Microbiology, 86, 353–358.
Pelletier Jean-François , Jean-Michel Faurie, Alan François and Philippe
Teissier (2007). Lait fermenté : la technologie au service du goût,
International Journal of Dairy Technology, Volume 42, Supplement 2,
Pages 15-20.
Pessi T, Sutas Y, Saxelin M, Kallioinen H, Isolauri E. (1999)
Antiproliferative effects of homogenates derived from five strains five of
candidate probiotic bacteria. Appl environ Microbio, 65 : 4725-4728.
Picard.C , J. Fioramonti_, A. Francois, T. Robinson, F. Neant & C.
Matuchansky.(2005). bifidobacteria as probiotic agents – physiological
effects and clinical benefits. Aliment Pharmacol Ther .22: 495–512.
Pilet M.F , C Magras et M Federighi (1998).Bactéries lactiques. p :235-237
In Sutra ,L., Jouve,JL Manuel de bactériologie alimentaire polythechnica
,Paris.
Piquet M.-A, R. Gloro, A.-M. Justum , J.-M. Reimund
(2007).Les
probiotiques, des outils thérapeutiques pour moduler les effets biologiques
de la flore intestinale : une introduction. Springer Obes . 2: 227–233.
Pulusani SR, Rao DR, Sunki GR (1979). Antimicrobial activity of lactic
cultures: partial purification and characterization of antimicrobial
compound(s) produced by Streptococcus thermophilus. J Food Sei 44
p575-578.
Rash,K. 1990.Compositional elements affecfing flavor of cultured dairy foods.
Journal of Dairy Science. 73(12): 3651 -3656.
Rasic J, Curcic R, Stojsavljevic T, Obradovic B (1971) .A study on the amino
acids of yoghurt. Milchwissenschaft 26, 496-499.
Rasic,J
.Li.
et
Kurmann,J.A.1978.
Yoghurt,
Scientific
grounds,
technology,manufacture and preparations.In exploitation de l’activitéBgalactosidasede culture de bifidobacteries en vue d’enrichir des produits
laitiers en galacto-oligosacharides .
Rasic,
J.Lj.
et
Kurmann,J.A.(1983).
Bifidobacteria
ant
their
role.
Microbiological, nutritional-physiological, medical and technological
aspects and bibliography. Birkhauser Verlag, Basel, Suisse.
Rasic, J. Lj. et Sad, N. (1990).Culture media for detection and enurneration of
bifidobacteria in fermented miks products. Bull. IDF (International Daky
Federation),252:24-34.
Roberfroid M (2007). Prebiotics: the concept revisited. Journal of Nutrition
137(suppl 2): S830-837.
Roberfroid MB (2000). Prebiotics and probiotics: are they functional foods.
Am J Clin Nutr 71(suppl): S16-S27.
Robinson RK , Tamime AY , Wszolek M.2002. Microbiology of fermented
milks. In : Robinson RK , editor. Dairy microbiology handbook ; the
microbiology of milk and milk products.third edition.New York:John
Wiley and Sons, Inc.p 367-430.
Romond M.B, Romond C, and Izard D in Hermier J, Lenoir J et Weber F
(1992). Les groupes microbiens d’interet laitiers. Ed Tec Et Doc .Paris.
61-80.
Romond, A. F. et Romond, M. B.(1989). Intérêt de l'apport d'un lait fermenté à
Bifidobacterium longum dans les diarrhées à rotavirus du nourrisson.
Bifdobacterim et santé; 1989 Juin 8-1989 Juin 9; Faculté de médecine,
Paris, France. Ludres, France: Association pour la recherche sur les
bifidobactéries et les bactéries anaérobies, 145- 152.
Roy,D. (2005 ).Technological aspects related to the use of bifidobacteria in
dairy products, Lait ;85: 39–56.
Roy, D., Mainville, I., et Mondou, F.(1998). Selective enumeration and
survival of bifidobacteria in fiesh cheese. Int. Dair J. 7:785-793.
Roy,D., Mainville,l. et Mondou.F. (1997). Bifidobacteria and their role in
yoghurt related products. Micro ecology and Therapy,; 26: 167-180.
Roy D (2001). Media for the isolation and enumeration of bifidobacteria in
dairy products. International Journal of Food Microbiology 69:167–182.
Salminen S, Ouwehand AC, Benno Y, Lee YK (1999). Probiotics: How
should they be defined? Trends Food Sci. Technol. 10:107-110.
Salminen S, Saxelin M (1996). Comparison of successful probiotic strains.
Nutr. Tod. Sup. 31:32- 34.
Scardovi, V. (1986) Genus Bifidobacterium. In Bergey’s Manual of Systematic
Bacteriology, Vol. 2 ed. Sneath, P.H.A., Mair, N.S., Sharpe, M.E. and
Holt, J.G. pp. 1418–1434. Baltimore, MD: Williams and Wilkins.
Scardovi, V. (1984). Genus Bifidobacterium. Orla-Jensen. In Bergey’s Manual
of Systematic Bacteriology, Vol. 1. ed. Kreig, N.R. and Holt, J.G. pp.
1418–1434. Baltimore, MD: Williams and Wilkins.
Scardovi, V. and Trovatelli, L.D. (1965). The fructose-6-phosphateshunt as
peculiar pattern of hexose degradation in the genus Bifidobacterium.
Annali di Microbiologia 15, 19-29.
Schaafsma,G., Meuling,W.J.A., Van Dokkum.W. et Bouley,C.(1998). Effects
of a milk product, fermented by Lactobacillus acidophilus and with
fructooligosaccharides added, on blood lipids in male volunteers.
European Journal of Clinical Nutrition. 52(6): 436-440.
Schell ma , karmirantzou M, Snel b, Vilanova D, Berger B, Pessi G, Wahlen
MC, Desiere F, Bork P, Delly M, Primore RD, Arigoni F., (2002).The
genom sequence of Bifidobacterium longum reflects its adaptation to the
human gastrointestinal tract.Proc natl acad sci usa 99: 14422-14427.
Schrezenmeir, J., & de Vrese, M. (2001). Probiotics, prebiotics and synbioticsapproaching a definition. American Journal of Clinical Nutrition, 73,
361S–364S.
Schulz,M.E., Voss,E., et Kley,W.(1954). Studies on the adaptability of the
acetaldehyd colour reaction for testing yoghurt. Milchwissenschaft. 9:361-369.
Sebald, M; Gasser, F, et Werner, H.(1965). DNA base composition and
classification. Application to group of bifidobacteria and to related genera.
Ann. Institut de Pasteurl09:SS 1-269.
Sendra Esther ,Patricia Fayos, Yolanda Lario, Juana Fernandez-Lopez,
Estrella
Sayas-Barbera
,
Jose
Angel
Perez-Alvarez.
(2008).
Incorporation of citrus fibers in fermented milk containing probiotic
bacteria. Food Microbiology .25: 13–21.
Sgorbati, B., V. Scardovi et D. J. Leblanc. (1982). Plasmid in the genus
Bifidobacterium. J. Gen. Microbiol. 128 : 2121-2131.
Shah, N.P., (1997). Isolation and enumeration of bifidobacteria in fermented
milk products: a review. Milchwissenschaft 52, 72–76.
Shah NP. (2000). Probiotic bacteria: Selective enumeration and survival in
dairy foods. Journal of Dairy Sciences 83(4):894–907.
Shewmaker,PL., Steigerwalt,AG., Morey, RE., Carvalho, MDG., Elliot,JA.,
Joyce, K., Barret, TJ.(2004). Vagococcus carniphilus sp.nov., isolated
from ground beef. Int.J.Syst.Evol.Microbiol 54:1505-1510.
Shimamura S., Abe F., Ishibashi N., Miyakawa H., Yaeshima T., Araya T.,
Tomita M.,(1992). Relationship between oxygen sensitivity and oxygen
metabolism of Bifidobacterium species, J. Dairy Sci. 75 ; 3296–3306.
Shin, H., Lee, J., Pestka, J.J. and Ustunol, Z. (2000). Viability of
bifidobacteria in commercial dairy products during refrigerated storage. J
Food Prot 63, 327–331.
Simons LA, Amansec SG, Conway P .(2006). Effect of Lactobacillus fermentum
on serum lipids in subjects with elevated serum cholesterol. Nutr Metab
Cardiovasc Dis 16: 531-535.
Simpson P.J., Stanton C., Fitzgerald G.F. and Ross R.P. 2003. Genomic
diversity and relatedness of bifidobacteria isolated from a porcine cecum.
J. Bacteriol. 185: 2571–2581.
Sonoike, K., Mada, M., et Mutai, M. (1986).Selective agar medium for
counting viable cells of bifidobacteria in fermented rnilk. J. Food Hyg.
Soc. Jap. 27:238-244 .
Stiles,ME., Holzapfel ,(1997). Lactic acid bacteria of foods and their current
taxonomy. Int .J.Food Microbiol.36:1-29.
Syndifrais Mission scientifique (1997).Yaourts, laits fermentés , Lait 77, 321358.
Tabak S, L Medouakh , M Adda, A Chekroun , K Krantar and Bensoltane
A (2007). Interaction between Helicobacter Pylori responsible for
diseases gastro duodenales and Bifidobacteria. Egypt of appl sci 22(12a)
73.
Tabasco.R, T. Paarup, C. Janer, C. Pelaez, T. Requena (2007). Selective
enumeration and identification of mixed cultures of Streptococcus
thermophilus, Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus, L. acidophilus,
L. paracasei subsp. paracasei and Bifidobacterium lactis in fermented
milk. International Dairy Journal .23:250-255.
Takiguchi, R. and Suzuki, Y. (2000). Survival of lactic acid bacteria in
simulated digestive juice. J Intest Microbiol 14, 11–18.
Talwalkar, A. and Kailasapathy, K. (2003). Metabolic and biochemical
responses of probiotic bacteria to oxygen. J Dairy Sci 86, 2537–2546.
Talwalkar, A., & Kailasapathy, K. (2004). Comparison of selective and
differential media for the accurate enumeration of strains of Lactobacillus
acidophilus, Bifidobacterium spp. and Lactobacillus casei complex from
commercial yoghurts. International Dairy Journal, 14, 143–149.
Tamime, A. Y., & Robinson, R. K. (1999). Yogurt science and technology.
(2nd ed.). Cambridge: Woodhead Publishing Ltd., p. 619.
Tamime,A.Y., Marshall,V.M.E. et Robinson,R.K.(1995). Microbiological and
technological aspects of rnilks fermented by bifidobacteria. Journal of
Dairy Research, 62(1): 151 -1 87.
Tamime A. Y. (1975). yoghurt - a review of the product and its manufacture.
International Journal of Dairy Technology ,28 (3), 149–163.
Tamura,Z.(1983). Nutriology of bifidobacteria. Bifidobacteria and Microflora.
2(1): 3-1 6.
Taniguchi M, Kotani N, Kobayashi T (1987). High-concentration cultivation
of Bifidobacterium longum in fermenter with cross-flow filtration. Appl.
Microbiol. Biotechnol. 25:438-441.
Tannock, G.W., (1997). Probiotic properties of lactic-acid bacteria: plenty of
scope for fundamental R & D. Trends Biotechnol, 15, 270-74.
Teraguchi, S., Uehara, M., Ogasa, K., Mitsuoka, T., (1978). Enumeration of
bifidobacteria in dairy products. Japonese. Journal of Bacteriology. 33,
753–761.
Tersaghi B. E. and Sandine W. E. (1975). Improved medium for lactic
streptococci and their bacteriophage. Appl. Environ. Microbiol., 29: 807813.
Tharmaraj, N., Shah, N.P.,(2003). Selective enumeration of Lactobacillus
delbrueckii ssp. bulgaricus, Streptococcus thermophilus, Lactobacillus
acidophilus,
Bifidobacteria,
Lactobacillus
casei,
Lactobacillus
rhamnosus, and Propionibacteria. J. Dairy Sci. 86, 2288–2296.
Tissier, H. (1900). Recherches sur la flore intestinale des nourrissons (Etat
normal et pathologique). Thesis, ed. Georges Carre´ et C.Maud,
University of Paris (medecine)[Fr], Paris, France, pp. 253.
Toba,T., Tomita,Y., Itoh,T. et Adachi,S.1981. B-galactosidase of lactic acid
bacteria : Characterization by oligosaccharides formed during hydrolysis of
lactose. Journal of Dairy Science. 64(2): 185-1 92.
Tojo, M., Oikawa, T., Morikawa, Y., Ymashita, S., Iwata, S., Satoh, J.,
Hanada, J., et Tanaka, R.(1987). The effects of Bifidobacterium breve
administration on Campylobacter enteritis. Acta Paediatr.Jpn, 29:160167.
Vandamme P., Pot B., Gillis M., de Vos P., Kersters K. and Swings J.(1996).
Polyphasic taxonomy, a consensus approach to bacterial systematics.
Microbiology Revues . 60: 407–38.
Vanden broek
B Hinz S.W.A, Beldman .G , Doeswijk-voragen C.H.L,
Vinchen J.P Voragen A.G.J (2005). Glycosyl hydrolases from
bifidobacterium adolescentis dsm, lait 87: 125-133.
Van de Casteele, S., Vanheuverzwijn, T., Ruyssen, T., Van Assche,
P.,Swings, J., & Huys, G. (2006). Evaluation of culture media for
selective
enumeration
of
probiotic
strains
of
lactobacilli
and
bifidobacteria
in
combination
with yoghurt or cheese
starters.
International Dairy Journal, 16, 1470–1476.
Van de Water,J., Keen,C.L. et Gershwin,M.E.(1999). The influence of
chronic yogurt consumption on immunity. Journal of Nutrition. 1999;
129: 1492-1495.
Ventura Marco., Douwe van Sinderen., Gerald Fitzgerald., and Ralf Zink
(2004). Insights into the taxonomy, genetics and physiology of
bifidobacteria. Antonie van Leeuwenhoek 86: 205–223
Vidal-Valverde C, Martin-Villa C, Herranz J (1984). Determination of
soluble
carbohydrates
in
yogurts
by
high
performance
liquid
chromatography. J Dairy Sci 67, 759-763.
Vinderola CG, Mocchiutti P, Reinheimer JA (2002). Interactions among
lactic acid starter and probiotic bacteria used for fermented dairy products.
J. Dairy Sci. 85:721-729.
Wehkamp J, Schauber J, Stange EF (2007). Defensins and cathelicidins in
gastrointestinal infections. Curr Opin Gastroenterol 23: 32-38.
Werner, H., Gasser, F, et Sebald, M.(1966). DNA-Basenbestimmungen an 28
Bifidus Sthunen und Ansthmen Morphologish Ahnlicher GaMinger. Zbl.
Bak. 1.Brig. 198S :504-516.
Wijsman MR, Hereijgers JLPM, Groote JMFH (1989). Selective
enumeration of Bifidobacteria in fermented dairy products. Neth Milk
Dairy J 43, 395-405.
Yeung, P. S. M., Sanders, M. E., Kitts, C. L., Cano, R., & Tong, P. S. (2002).
Species-specific identification of commercial probiotic strains.
Journal of Dairy Science, 85, 1039–1051.
Yildirim, Z., Johnson, M.G., 1998. Characterization and antimicrobial
spectrum of bifidocin B, a bacteriocin produced by Bifidobacterium
bifidum NCFB 1454. Journal of Food Protection 61, 47-51.
Yildirim, Z., Winters, D.K., Johnson, M.G., 1999. Purification, amino acid
sequence and mode of action of bifidocin B produced by Bifidobacterium
bifidum NCFB 1454.Journal of Applied Microbiology 86, 45-54.
Yuguchi, H., Hiramatsu, A., Doi, K., Idach, et Okogoni, S. (1989).Studies on
the flavor of yogurt fermented with Bifidobacteria: Signifiame of volatils
components and organic acids in the sensory acceptance of yogurt. Jpn J.
Zootech Sci.; 60:734-741.
Zhang Heping, Jie Xu , Junguo Wang , Menghebilige , Tiansong Sun ,
Haiping Li , Mingruo Guo (2008). A survey on chemical and
microbiological composition of kurut, naturally fermented yak milk from
Qinghai in China, Food Control 19 :578–586.
Zhou. J.S, C.J. Pillidge, P.K. Gopal, H.S. Gill (2005). Antibiotic susceptibility
profiles of new probiotic Lactobacillus and Bifidobacterium strains ;
International Journal of Food Microbiology 98 (2005) 211 – 217.
Composition des milieux des cultures utilisées dans notre étude :
Milieu MRS (De Man Rogosa., 1960)
Polypeptone
10g
Extrait de levure
4g
Extrait de viande
8g
Acétate de sodium
5g
Citrate de sodium
2g
Glucose
20g
KH2PO4
2g
MgSO4.7H2O
0.2g
MnSO4.4H2O
0.05g
Tween 80
1ml
Eau distillée
1000 ml
Pour milieu gélosé ajouté 20 g d’Agar
Avec un pH= 6.8 + 0.5 Chlohydrate de cystéine pour les Bifidobacterium et pH=
5.2 pour les lactobacillus
Autoclavage à 120 °C pendant 20 minutes.
Milieu MRS-Raff modifiée ( Tabasco et al ., 2007)
Polypeptone
10g
Extrait de levure
4g
Acétate de sodium
5g
Citrate de sodium
2g
Rafinose
15g
Chlohydrate de cystéine
0.5g
Chlorure de lithium
0.3g
KH2PO4
2g
MgSO4.7H2O
0.2g
MnSO4.4H2O
0.05g
Tween 80
1 ml
Eau distillée
1000 ml
Pour milieu gélosé ajouté 20 g d’Agar agar
pH= 6.8
Autoclavage à 120 °C pendant 20 minutes
Milieu M17 (Terzaghi et sadina., 1975)
Peptone trypsique de caseine
10g
Peptone pepsique de viande
2.5g
Peptone de soja
5g
Extrait de levure
2.5g
Extrait de viande
5g
MgSO4.7H2O
0.25g
Lactose
5g
Acide ascorbique
0.50
Agar
Eau distillée
20g
1000 ml
pH=6.9 autoclavage à 120°C pendant 20 minutes.
Lait écrémé UHT Candia silhouette
Eau
Poudre de lait écrémé
Vitamines C E B1 B6 B9 D
Vitamine E 0.13 mg/100ml
Vitamine B1 0.05 mg/100ml
Vitamine B6 0.03 mg/100 ml
Vitamine B9 7µg/100ml
Lait écrémé préparé
Poudre de lait écrémé 10g
Extrait de levure
Eau distillé
0.5g
100 ml
pH= 7 autoclavage 110°C pendant 10 mn
Eau physiologique
Chlorure de sodium 8.5g
Peptone 0.5 g
Eau distillé 1000ml
pH= 7
Autoclavage à 120°C pendant 20 minutes.
Milieu Désoxycholate (Institut de pasteur Algérie)
Peptone
10g
Chlorure de Sodium
5g
Phosphate dipotassique
2g
Citrate de sodium
1g
Citrate ferrique
1g
Lactose
10g
Désoxycholate de sodium
1g
Rouge neutre
0.03g
Agar
Eau distillée
pH= 7.3
15g
1000 ml
Eau peptonée exempte d’indole (Institut de pasteur Algérie)
peptone exempte d’indole
10g
Chlorure de sodium
5g
pH= 7.2
Autoclavage à 120°C pendant 15 mn
Milieu VBL (Bouillon lactosé au vert brillant) (Institut de pasteur Algérie)
Peptone
10
Bile de bœuf
20
Lactose
10
Vert brillant
Eau distillée
0.0133
1000 ml
pH= 7.4
Milieu SS Salmonella-Shigella ( Institut de pasteur Algérie)
Peptone
5g
Extrait de viande
5g
Sels biliaires
4.2g
Citrate de sodium
10g
Thiosulfate de sodium
8.5g
Citrate de fer
2g
Lactose
10g
Rouge neutre
0.025g
Vert brillant
0.0003g
Agar
Eau distillée
pH = 7.3
15 g
1000 ml
Milieu de Chapman (Institut de pasteur Algérie)
Peptone
10g
Extrait de viande
1g
Chlorure de sodium
75g
Mannitol
10g
Rouge de phénol
0.025g
Agar
15g
Eau distillée
1000 ml
Milieu urée-indole (Institut de pasteur Algérie)
Tryptophane
3g
Phosphate monopotassique
1g
Phosphate dipotassique
1g
Chlorure de sodium
5g
Urée
20g
Alcool à 95°
10 ml
Rouge de phénol
25 mg
Eau distillée
1000 ml
Réactif Kovacs (Institut de pasteur Algérie)
Diméthyl-amino-4-benzaldéhyde 50g
Acide chlorydrique pur
250 cm
Pentanol
750 cm