2016-2017 Biologie Biotech2 TD 4 : Contrôle génétique Exercice 1 : La figure 1 présente un schéma simple suivant lequel trois protéines régulatrices de l’expression génique pourraient être utilisées pendant le développement pour créer huit types cellulaires différents. 1) Combien de types cellulaires différents pourriez-vous créer, en utilisant les mêmes règles, avec quatre protéines régulatrices de l’expression génique différentes ? Figure 1 : Une illustration du contrôle génique combinatoire appliqué au développement. Dans ce schéma simple et idéalisé, une « décision » de synthétiser une nouvelle protéine régulatrice de l’expression génique (symboles numérotés) est prise après chaque division cellulaire. Dans le schéma, la cellule de droite est poussée à synthétiser une nouvelle protéine régulatrice. Chaque protéine régulatrice de l’expression génique est supposée rester active après son induction, ce qui permet d’élaborer différentes combinaisons de protéines régulatrices. Dans cet exemple, huit types cellulaires différents ont été créés. MyoD est une protéine régulatrice qui induit l’expression de gènes muscle-spécifiques dans les fibroblastes. 2) De quelle manière cette observation cadre-t-elle avec le schéma de la figure 1. 1 2016-2017 Biologie Biotech2 Exercice 2 : La protéine codée par le gène even-skipped (eve) de la drosophile est un régulateur transcriptionnel nécessaire à la segmentation correcte au milieu du corps. Il apparait environ 2 heures après la fécondation, à un niveau uniforme dans tous les noyaux embryonnaires. Peu de temps après, il forme un profil de sept bandes le long de l’embryon. Chaque bande est sous le contrôle d’un module séparé dans le promoteur, qui fournit des sites de liaison à la fois aux répresseurs et aux activateurs de la transcription de eve. Dans le cas de la bande 2, il y a de multiples sites de liaison chevauchants pour des activateurs et des répresseurs (Figure 1). Deux activateurs, hunchback (hb) et bicoid (bcd), et deux répresseurs, giant (gt) et Krüppel (Kr), sont nécessaires pour observer le profil normal. Les sites de liaison de ces protéines ont été localisés sur le segment de 670 nucléotides montré dans la figure 1. ; la délétion de ce segment en amont abolit l’expression de eve dans la bande 2. Figure 1 : Sites de liaison des répresseurs et activateurs de la bande 2 de eve. Les profils d’expression de hunchback, bicoid, giant et Krüppel dans l’embryon sont présentés dans la figure 2. Il semble que l’expression de eve dans la bande 2 se produise seulement dans la région de l’embryon qui exprime les deux activateurs mais aucun répresseur : une règle assez simple. Figure 2 : Expression des répresseurs et activateurs de la bande 2 de eve chez l’embryon de drosophile. 2 2016-2017 Biologie Biotech2 Pour vérifier que cette règle est correcte, vous construisez un gène rapporteur βgalactosidase sous le contrôle d’un segment de 5 kb présent en amont du promoteur de eve. (Ce segment inclut aussi les éléments de contrôle des bandes 3 et 7). En plus de l’élément en amont normal, vous construisez trois versions mutantes dans lesquelles plusieurs des sites de liaison dans le segment de contrôle de la bande 2 de eve ont été délétés. (Notez cependant qu’en raison du chevauchement existant entre plusieurs sites de liaison, il n’est pas possible de déléter tous les sites d’une catégorie sans affecter certains des autres sites). Construction 1 : Délétion de tous les sites de liaison Krüppel. Construction 2 : Délétion de tous les sites de liaison giant. Construction 3 : Déletion de deux sites de liaison bicoid (indiqués par Δ dans la figure 1). Vous fabriquez des mouches contenant ces nouvelles constructions génétiques intégrées dans leurs chromosomes et déterminez dans leurs embryons les profils d’expression de la β-galactosidase, qui sont montrés dans la figure 3. Figure 3 : Expression embryonnaire de la β-galactosidase à partir de constructions portant des éléments de contrôle de la bande 2 de eve normaux ou mutés. 1) Reliez les embryons mutants aux constructions mutantes. 2) Vous avez commencé ces expériences pour tester la règle simple selon laquelle l’expression de eve dans la bande 2 se produit dans l’embryon là où les deux activateurs sont présents et les deux répresseurs, absents. Les résultats obtenus avec les embryons mutants confirment-ils cette règle ? Justifiez votre réponse. 3) Donnez une explication à l’absence d’expression de la β-galactosidase au pôle antérieur de l’embryon mutant D de la figure 3. 4) Dans le segment de contrôle de la bande 2 de eve, les sites de liaison pour les deux activateurs ne sont pas chevauchants, pas plus que les sites de liaison pour les deux répresseurs ; par contre, il est fréquent que les sites de liaison des activateurs chevauchent les sites de liaison des répresseurs. Qu’est-ce-que ce chevauchement suggère concernant le mode de contrôle génétique de eve dans la bande 2, et quelles peuvent en être les conséquences au niveau de la morphologie des bandes ? 3 2016-2017 Biologie Biotech2 Exercice 3 : Le gène Hoxb-8 est invalidé chez la souris. Les phénotypes obtenus montrent des défauts de développement des somites puis de leurs dérivés. Une fusion partielle des deux premières côtes est observée : la deuxième vertèbre thoracique (T2) prend l’identité de la première vertèbre thoracique (T1). Souvent, une modification de la première vertèbre thoracique (T1) vers une identité de 7ème vertèbre cervicale (C7) adjacente est obtenue. Ces modifications sont décelables chez ¼ des individus homozygotes. 1) Interprétez ces données et proposez une hypothèse pour expliquer pourquoi les phénotypes observés ne concernent pas tous les individus. Au sein des quatre complexes des gènes Hox des mammifères, trois présentent un gène Hox8 : Hoxb-8, Hoxc-8 et Hoxd-8. Ces trois gènes sont dits gènes paralogues. Pour aller plus loin dans la compréhension des phénotypes ci-dessus et du rôle des paralogues Hox8, des doubles invalidations (double KO), puis des triples invalidations (triple KO) de ces gènes ont été réalisées. Les phénotypes sont analysés et présentés dans le tableau cidessous : Gènes invalidés Hoxb-8 Hoxb-8 -/-, Hoxc-8 -/Hoxb-8 -/-, Hoxd-8 -/Hoxb-8 -/-, Hoxc-8 -/-, Hoxd-8 -/- Types et pourcentages des phénotypes observés Changement d’identité : Changement d’identité : Vertèbre T2 vers T1 Vertèbre T1 vers C7 27 23 80 70 79 74 100 91 2) Interprétez ces données. Ces données valident-elles votre hypothèse ? Expliquez. Exercice 4 : On étudie l’expression de deux ARNm, produits des gènes goosecoïd et siamois chez l’amphibien. Ces deux ARNm sont absents au début de la segmentation et ils apparaissent dans la zone marginale où se met en place le mésoderme à la fin de la segmentation. On réalise l’expérience suivante : des calottes animales sont isolées à mi- segmentation. Elles sont mises en cultures seules, ou en présence des protéines Nodal ou FGF. On suit l’apparition des ARNm Goosecoïd et Siamois ainsi que celles des cellules mésodermiques après 2 ou 7 heures de culture. Les résultats sont indiqués dans le tableau suivant : 2h cellules mésodermiques ARNm de Goosecoïd Calotte animale seule Absentes Calotte animale + Nodal Absentes Calotte animale + FGF Absentes Absent Absent Absent 4 2016-2017 Biologie Biotech2 ARNm de Siamois Absent Présent Absent 7h cellules mésodermiques Absentes Présentes Présentes ARNm de Goosecoïd Absent Présent Absent ARNm de Siamois Absent Présent Absent Interprétez l’expérience. Quelles hypothèses peut-on formuler sur les rôles respectifs des protéines Goosecoïd et Siamois ? Annexe 1 : Gènes impliqués dans l’induction du mésoderme. Gènes Maternel (M)/ Zygotique (Z) Type de protéine vegT M Facteur de transcription vg-1 M Protéine sécrétée wnt-11 M Protéine sécrétée β-caténine M Protéine cytoplasmique et facteur de transcription de la voie de signalisation Wnt nodal Z Protéine sécrétée FGF Z Protéine sécrétée wnt-8 Z Protéine sécrétée BMP4 Z Protéine sécrétée siamois Z Facteur de transcription noggin Z Protéine sécrétée 5 Fonction Détermination de l’endoderme Activation de l’expression des inducteurs du mésoderme Induction du mésoderme Détermination des structures dorsales Détermination des structures dorsales Induction du mésoderme Développement du mésoderme ventral Ventralisation du mésoderme Ventralisation du mésoderme Activation de gènes dorsaux Induction du mésoderme dorsal, antagoniste de BMP4 2016-2017 Biologie Biotech2 chordin Z Protéine sécrétée frizbee Z Protéine sécrétée goosecoïd Z Facteur de transcription 6 Induction du mésoderme dorsal, antagoniste de BMP4 Induction du mésoderme dorsal, antagoniste de Wnt-8 Activation de gènes dorsaux