biotechnologie végétale

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BIOTECHNOLOGIE VEGETALE
Source de biomasse :
- alimentation : matière premières indispensables pour l’alimentation humaine et animale
- industries agroalimentaires : transformation de la matière première (ex : biscuiterie, industrie sucrières…)
- industries semencières dépendant de l’amélioration génétique des plantes (travail de génétique sur des graines)
- industrie de l’ornementation : utiliser les biotechnologies pour produire des plantes se prêtant à une
commercialisation augmentée et simplifiée.
- industrie papetière
- industrie des biomatériaux
Source d’énergie :
- production des arbres et la filière « bois »
- production de biocarburants : le végétale est une énergie durable
Source de molécules complexes
- substances odorantes : industrie des arômes et des parfums. Additifs alimentaires naturels
- colorants
- substances d’intérêt thérapeutique, industrie du médicament, phytothérapie.
Organismes modèles pour la génétique :
- découverte des loin de la génétique mendélienne
- découverte des transposons
- découverte de mécanismes de régulation d’expression d’un génome par des petits ARNs
Début du génie génétique : modification du génome d’une plante pour regarder son fonctionnement car ce sont des
eucaryotes et les croisements sont simples mises en place de technologie pour connaitre et modifier un génome.
Très vite : utilisation du génie génétique dans un but agronomique.
Rappel : les plantes ont 3 génomes : nucléaire (structuré comme chez l’animal avec des chromosomes),
mitochondrial et chloroplastique. Leur expression est coordonnée, il faut donc toujours prendre en compte chacun
de ces génomes et vérifier que l’on n’a pas perturbé l’équilibre qui règne.
ARABIDOPSIS THALIANA : UNE PLANTE MODELE
- diploïde : toutes les plantes ne sont pas diploïdes, beaucoup de phénomène de polyploïdie
- petit génome 115,4Mb
- 5 chromosomes
- peu de séquences répétées : ce qui est rare, même chez les plantes
- cycle de vie court (5 semaines)
- plusieurs milliers de graines avec de nombreux brassages génétiques donc beaucoup de descendants, ce qui
permet de nombreux croisements
- taille moyenne de la plante
- désavantage : petite fleur, c’est très dur d’enlever la partie mâle de la plante.
La bioinformatique permet de repérer d’éventuels gènes d’intérêt thérapeutique grâce à des algorithmes. La
difficulté est que les gènes sont morcelés (introns et exons) nécessité d’épissage artificiel grâce à l’homologie des
débuts et fins d’intron entre toutes les espèces. La bioinfo permet également de comparer plusieurs génomes.
Lorsque l’on travaille sur un génome pas entièrement séquencé : 9% sont des gènes connus, 43% des séquences sont
similaires à des protéines connues (fonction putative de la protéine, malgré l’homologie, les protéines n’ont pas
forcément la même fonction d’une plante à l’autre), 19% correspondent à une EST (Espece Sequence Tag = étiquette
de gènes exprimés) : Formation d’ADNc à partir de tous les ARNs de la plante grâce à une amorce complémentaire
de la queue poly A  connaissance de l’ADN transcrit donc exprimé et les
29% restants sont prédits par bioinformatique.
Les gênes potentiels qui s’expriment : en rouge mais au niveau du
centromère on trouve plus de couleur bleue. Sur une seconde ligne on ne
met que les EST (preuve que ce gène est transcrit) : très peu d’EST au

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niveau du centromère. Par contre, on trouve de nombreux facteurs de transcription codés par la région
centrosomique. Certaines régions codent uniquement pour de l’ADN ribosomal.
MODIFICATION DU GENOME PAR GENIE GENETIQUE
Génomique = accès à l’information génétique totale du génome (génomique structurale) mais l’expression du
génome via les gènes (génomique fonctionnelle)
Technique de l’ADN recombinant : création d’un transgène = promoteur + ORF + 3’UTR
Mais pour qu’il s’exprime dans n’importe quelle cellule il faut un promoteur spécialisé
Universalité du code génétique : choix entres les gènes des plantes ou d’autres organismes
Pour éviter le problème de l’épissage, on choisit toujours de l’ADNc
Pour modifier le génome d’une bactérie : isoler un gène muté que l’on insert dans un plasmide qui n’est pas auto-
réplicable, puis on sélectionne la bactérie capable de faire de la recombinaison homologue. On ne sait pas faire ça
chez les plantes, on ajoute de l’information ou on modifie l’expression mais on ne peut pas remplacer totalement un
gène (on commence grâce au système Cre/lox). Les plantes transgéniques sont donc des mutantes d’insertion
(même si on peut utiliser d’autres organismes que la plante pour le gène muté).
Si on insert : promoteur + ORF  pas de fin de transcription, ni poly-A sans lequel ils seront dégradés dans le noyau
(sauf un). Il faut donc rajouter ces signaux en 3’UTR fonctionnelle chez la plante.
Pour faire entrer le transgène : on fragilise les membranes mais le problème chez les végétaux est la présence de la
paroi. L’induction du transgène peut donc être directe (physique ou chimique) ou indirecte (via agrobacterium
tumefaciens).
L’intégration du transgène se fait au hasard dans le génome de la plante du transgène ou de plusieurs copies du
transgène. Problème : on ne peut pas maitriser le lieu de l’insertion du transgène (on peut mais c’est compliqué de
sélectionner le peu de plante qui ont subit la recombinaison homologue, contrairement aux bactéries où il suffit d’un
gène de sélection), ce qui peut perturber la région génique où il s’est inséré : on sélectionne les plantes qui l’ont
intégré dans une séquence qui n’a pas d’impact (séquences répétées par exemple) afin de ne pas étudier la perte de
fonction à cause du transgène mais bien l’expression de celui-ci.
TRANSGENESE DIRECTE
METHODE 1
- mélange de protoplastes (cellule sans paroi pectocellulosique grâce à des pectidases et cellulases) + ADN du
transgène dans un tampon.
- déstabilisation de la membrane plasmique pas un traitement chimique (polyéthylène glycol = PEG) ou par choc
électrique (électroporation qui modifie le potentiel de membrane)
- expression transitoire du transgène mais intégration dans le génome possible
- régénération d’une plante à partir du protoplaste transgénique, mais très difficile.
 On sait dédifférencier une cellule végétale !
problème : un protoplaste est très fragile, beaucoup meurent. La régénération à partir d’un protoplaste est très
difficile, notamment parce qu’il faut qu’elle régénère sa paroi.
Méthode utilisée comme test afin de vérifier si le gène s’exprime de façon transitoire ou pas.
METHODE 2
- bombardement de tissus végétaux (embryons, feuille…) de particules (avant on utilisait l’or) enrobées d’ADN du
transgène grâce à des canons à particules
- survie de quelques cellules (assez faible)
- expression transitoire mais intégration au génome possible
- régénération d’une plante à partir des cellules transgéniques
On utilise cette méthode pour le maïs car il n’est pas sensible à agrobacterium.

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METHODE INDIRECTE : AGROBACTERIUM TUMEFACIENS
C’est en étudiant une maladie de plante qu’à été découvert ce système : galle du collet (jonction entre la tige et ses
racines) = prolifération cellulaire indéterminée (certains l’appellent cancer végétal). Cette maladie est le résultat
d’une infection bactérienne par agrobacterium tumefaciens. Bactérie gram- qui vit dans le sol, préférentiellement
dans la rhizosphère (au contact des racines de plantes, sans végétaux la bactérie survit mais ne se divise pas).
Température de croissance optimale 28°C et à 37°C elle perd son plasmide (plasmide thermosensible) perd son
pouvoir pathogène  le plasmide contient de l’information essentielle pour la pathogénie : plasmide TI (tumor
Inducing)
Le plus simple pour muter une bactérie : grâce aux transposons (plus facile que par les mutations EMS) car on
connait le transposon donc on peut savoir où il est inséré. Si l’insertion provoque une perte de fonction de la
pathogénie : on a interrompu un gène nécessaire à la pathogénie.
Plasmide isolé puis séquencé (un peu dur car gros) :
- gènes de virulence : vir. Ce sont des opérons (polycistroniques). L’insertion
d’un transposon n’inhibe pas totalement le pouvoir pathogène (mais on considère
qu’il l’inhibe totalement)
- tDNA (transfert DNA) : qui se transfert seul dans la cellule de galle (de la
plante). Avant, on ne connaissait que les virus capables de transférer une partie de
leur génome, en règle générale, les bactéries n’en sont pas capables. C’est une région
qui possède des séquences bordantes particulières (droite et gauche) qui sont
palindromiques qui correspondent à des sites de restriction capables de rompre la
liaison phosphodiester par des protéines virD codées par les gènes vir du plasmide.
4 gènes entre ces séquences : deux (iaa) qui produisent un excès d’hormone végétale
(auxines) chez la plante, 1 gène qui entraîne une surproduction de cytokinines (ipt).
Ces gènes entraîne prolifération cellulaire indifférenciée (cal) ce sont des gènes
oncogènes. Le quatrième gène code pour la production d’opines = dérivés d’aa (arg et lys) que l’on retrouve
uniquement dans les cellules galleuses et dans certaines bactéries. Il code soit pour la nopaline synthase
(NOS) ou l’octopine synthase (OCS).
- un gène de catabolisme de l’opine non contenu dans la partie tDNA utilise l’opine produit par la plante (par le
tDNA) comme substrat carboné et azoté pour proliférer.
Cette infection se fait que sur une plante blessée car il dépend de la production d’un dérivé phénolique produit par
la plante lorsqu’elle est blessée : les phenylpropanoïdes pour se défendre des pathogènes. Par exemple,
l’acétosyringone est détectée par agrobacterium tumefaciens  chimiotactisme qui attire la bactérie au contact de
la plante (grâce aux rhizoflagelles des bactéries) cette molécule va induire l’expression des gènes vir de la bactérie.
Vir A est une protéine membranaire
qui s’auto phosphoryle suite à la
détection de phenylpropanoides.
Elle phosphoryle ensuite vir G par
transfert de son groupement
Phosphate, c’est un facteur de
transcription de l’ensemble des
protéines vir.

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FONCTION PROTEINES DE VIRULENCE
Production du tDNA = clivage de la liaison phosphodiester du plasmide grâce à virD sur un des brins du bord droit.
o il peut être transferé sous forme monobrin à la plante.
o Vir D est accroché à l’extrémité 5’ du tDNA
o Il y a une protection du tDNA par une protéine Vir E2
o Le complexe T = ADN simple brin + Vir D + Vir E2 est sortie par Vir B (système de transport) mais on ne sait pas
comment ce complexe rentre dans la cellule hôte de la plante.
 Peut être par opportunisme car on ne retrouve pas de mutant d’arabidopsis thaliana incapable de faire rentrer ce
complexe.
Les molécules Vir E2 et Vir D2 sont reconnues par la plante car elles ressemblent à des molécules normalement
adressées au noyau, il y a donc translocation active par les pores nucléaires et insertion dans le génome par
recombinaison homologue (=illégitime).
PRODUCTION D’UN PLASMIDE TI DESARME
En laboratoire, tout les gènes d’induction de la prolifération cellulaire (iaa, ipt, opine catabolisme) sont supprimés et
les gènes vir permettant le transfert du transgène sont conservés.
Problème : il est difficile d’obtenir un bon rendement avec un gros plasmide.
Solution = division du plasmide en 2 plasmides :
- mini plasmide Ti désarmé = ori T + ori T E.coli + promoteur 35S (fort et
constitutif) + ORF + 3’ UTR (queue poly A pour sortir du noyau) + gène de
sélection (antibiotique = NPT néomycine phosphotransférase II (aussi
kanamycine))
Problème : transfert de ce gène de résistance à une autre espèce.
- partie basse = plasmide helper
Gènes rapporteur d’activité facilement repérables : luciférase ; GFP
Méthode la plus utilisée sauf chez arabidopsis thaliana :
Fragment de feuilles = blessure mis en contact avec A. tumefaciens
Transfert sur un milieu de culture en agarose + minéraux en asepsie
 auxines + cytokines
 Kanamycine
 Autres antibiotiques (meurt A. tumefaciens)
Antiobiotique bactériostatique : arrête la croissance bactérienne sans tuer les bactéries.
 Il y a formation d’un cal, il y a ensuite régénération pour reformer un organisme entier par culture en agar puis en
terre.
Ensuite il y a sélection des plantes qui n’ont qu’une copie du plasmide.
TRANSFORMATION IN PLANTA VIA FLORAL DIP CHEZ A. THALIANA
On part d’une plante en début de floraison, on plonge tout la partie aérienne dans une solution bactérienne d’A.
tumefaciens.
Il y a blessures dans les fleurs qui permettent le passage de la bactérie  fécondation dans le milieu bactérien.
 Il y a production de graines transgéniques immédiatement.
Utilisation d’un autres marqueur de sélection = tolérance a un herbicide (EPSP synthétase = résistance au gluphosate
(roudup) ou PAT = glufosinate ammonium = Basta; AgrEvo = Liberty; Bayer).
Il est egalement possible d’utiliser une autre souche bactérienne : agrobacterium rhizogenes.
Obtention de plantes transgéniques composites = partie aérienne wt et racinaire transgénique.
 Il n’y a pas de formation de galle mais de cheveux racinaire anarchique. Ces racines prolifèrent sans aucun
contrôle quelque soit le milieu.
La culture de racine sans partie aérienne est possible.
MODIFICATION DE L’EXPRESSION GENIQUE CHEZ UNE PLANTE

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2 options :
- surexpression = promoteur constitutif
- Extinction = ARN interférence
 production d’un ARNm antisens : 35S + petite partie 3’ UTR de l’ORF (famille multigénique) + boucle +
même fragment antisens + 3’ UTR gène X
Il y a formation d’un ARN double brin qui est une aberration provoquant la mise en place d’un système
détruisant tout ARN ressemblant à celui-ci y compris les endogènes.
PLANTES TRANSGENIQUES RESISTANTES AUX HERBICIDES
On ne veut pas de mauvaises herbes dans un champ pour ne pas avoir de compétition pour les nutriments->
problème de rendement et utilisation d’herbicides qui peuvent être néfastes pour l’homme à certaines doses.
Résistance au glyphosate (roudup du méchant Monsanto !) :
Pour qu’une plante soit plus tolérante, il faut plus d’enzyme d’EPSP synthase pour les mêmes concentrations de
glyphosate et de PEP  synthèse d’aa aromatiques.
Plantes transgéniques avec surexpression du gene codant pour l’enzyme EPSP synthase.
On peut donc mettre moins de glyphosate ou moins régulièrement  mais et soja transgénique résistants à
l’herbicide.
RESISTANCE AUX INSECTES PHYTOPHAGES
Résistance aux insectes phytophages, sous forme larvaire (chenille) qui sont de grands destructeurs de parties
aériennes, posent un problème de rentabilité et entraine une perte de culture.
Pour lutter, les chercheurs ont découvert une bactérie : bacillus thuringiensis, gram +. On épand cette bactérie à
l’état de spore. Lorsqu’elle sporule elle produit des cristaux d’une toxine : entomotoxine qui va être toxique pour les
insectes.
c’est une famille de gènes qui codent pour ces protéines Cry (gènes Cry IA,IB, II, III…). La protoxine n’est pas toxique,
la partie N-term va être clivée dans l’intestin de l’insecte. Cette protéine entraine des problèmes neurobiologiques
qui altèrent le transit intestinal.
Si il existe une famille de gènes c’st qu’il y a eu sélection et évolution de cette protéine. Ce n’est pas la même toxine
selon la nature de l’insecte.
En utilisant des toxines, il est possible d’obtenir des phénotypes résistants.
On va directement faire produire les toxines par la plante sans passer par la bactérie. Sur des plants de tabac, les
chercheurs ont surexprimé les gènes codant pour la toxine. Mais son veut faire exprimer le gène qu’à l’endroit où les
chenilles attaquent la plante.
PRODUCTION DE PLANTES OGM DANS LE MONDE :
CONTRAINTES OGM :
- autorisation
- attention : le mais ne peut pas se croiser avec aucune flore européenne, on ne peut pas utiliser le cola qui lui
peut se croiser  il faut donc déclarer avant de faire des essais en champs couverts
En France on a testé : le tabac du sud ouest parce qu’il est très facile à transformer et que l’on connait bien dans le
monde on cultive : soja > mais > coton > colza
OBJECTIF DE L’AMELIORATION DES PLANTES
- rendement / productivité
- qualité : visuel, odorat, gout et le plus adapté possible pour un futur
- adaptation à l’environnement : abiotique = eau, acide, froid
- résistance aux maladies et parasites
- réduction des intrants
- production de bioproduits
- développement durable ?