Table des matières

A-1
VII. Annexes.
Ces notes de cours peuvent être reproduites à des fins non commerciales.
Tabledesmatières
VII.1 Réactifs et mécanismes de phosphorylation .....................................................2 VII.1.1 Phosphorylations ....................................................................................2 VII.2 Réactifs et mécanismes d’oxydation, d’époxydation, de réduction,
d’hydrogénation, de méthylation et de déméthylation. ....................................................3 VII.2.1 Oxydations et réductions de C-H activés ...............................................3 VII.2.2 Oxydations et réductions de CH non-activés .........................................6 VII.2.3 Epoxydations ..........................................................................................9 VII.2.4 Halogénations.........................................................................................10 VII.2.5 Méthylations ...........................................................................................11 VII.2.6 Déméthylations .......................................................................................13 VII.3 L’amination réductrice et la déamination oxydative ......................................15 VII.3.1 Pyridoxal et pyridoxamine, vitamines B6 ...............................................15 VII.3.2 La décarboxylation des acides aminés ...................................................16 VII.4 Biosynthèse des acides aminés non-aromatiques .............................................17 VII.4.1 Intermédiaires clés .................................................................................17 VII.4.2 Sérine, glycine, cystéine .........................................................................20 VII.4.3 Alanine, valine, leucine ..........................................................................22 VII.4.4 Lysine, thréonine, méthionine, asparagine, isoleucine ..........................23 VII.4.5 Glutamine, ornithine, arginine. ..............................................................26 VII.5 Nonclassical carbocations. .................................................................................28 VII.6 The nomenclature of polycyclic molecules. ......................................................31 A-2
VII.1 Réactifs et mécanismes de phosphorylation
VII.1.1 Phosphorylations
Les enzymes utilisent l’adénosine triphosphate (ATP) pour les phosphorylations et l’ATP
est alors convertie en adénosine diphosphate (ADP) (figure VII.1.1). La conversion de l’ATP en
ADP entraîne la phosphorylation de substrats (figure VII.1.2) tel que le géraniol pour la synthèse
d’isoprènes. Ce substrat est maintenant considéré comme ‘activé’ et, donc, la phosphorylation est
ni plus ni moins que le transfert d’énergie vers le substrat qui permet la synthèse de métabolites.
L’ADP est produit durant le processus de phosphorylation. Il se fera lui-même ‘re-phosphoryler’
dans la mitochondrie en empruntant de l’énergie (qui ulitemement provient du soleil, vous le
savez). La phosphorylation est donc une courroie de transmission d’énergie pour les êtres
vivants.
O
O
O
P
P
P
O
O
O
O
O
O
O
O
N
O
O
P
P
O
O
O
O
O
N
NH2
HO
OH
N
N
ATP
O
N
NH2
HO
OH
ADP
Figure VII.1.1
Figure VII.1.2
N
N
N
A-3
VII.2 Réactifs et mécanismes d’oxydation, d’époxydation, de réduction,
d’hydrogénation, de méthylation et de déméthylation.
VII.2.1 Oxydations et réductions de C-H activés
VII.2.1a Réductions et oxydations avec la paire NADPH / NADP+ ou NADH / NAD+
Pour les oxydations de liaisons C−H activées par un ou des atomes porteurs de paires
d’électrons non liants (ceci inclut l’oxydation d’un alcool en cétone ou aldéhyde, et l’oxydation
d’un hydrate d’aldéhyde en acide), les systèmes enzymatiques utilisent le dinucléotide
nicotinamide adénosine (« nicotinamide adenosine dinucleotide » = NAD+) ou son dérivé 2phosphate (NADP+) qui sont convertis respectivement en hydrures NADH ou NADPH. Ces
derniers sont utilisés comme réducteurs. Comme il n’est pas souvent précisé lequel de NAD+
(NADH) ou NADP+ (NADPH) est l’agent oxydant (réducteur), nous utiliserons NAD(P)+ et
NAD(P)H. Les structures de NAD(P)+ et de NAD(P)H sont données à la figure VII.2.1.
Figure VII.2.1
A-4
Les mécanismes d’oxydation par NAD(P)+ et de réduction par NAD(P)H se retrouvent au
schéma VII.2.1. Le NAD(P)H peut réduire n’importe lequel type de carbocation. Il peut aussi
réduire des phosphates (ou pyrophosphates) par réaction SN2. L’hydrogénation d’une double
liaison (ou de doubles liaisons conjuguées) fait intervenir une protonation (Markovnikov ou antiMarkovnikov car les enzymes peuvent orienter une protonation anti-Markovnikov) suivie de la
réduction du carbocation par le NAD(P)H (schéma VII.2.2). N.B. En milieu aqueux, l’oxydation
d’une liaison C−H activée par NAD(P)+ suivi de l’addition d’une molécule d’eau conduit à une
cétone si R1 et R2 sont tous deux des groupements alkyles ou aryles. Si R1 est un alkyle ou un
aryle et R2 = H, l’hydrate de l’aldéhyde formé est oxydé en acide carboxylique.
H
R2
R1 C H
XH
..
oxydation
..
X = OH, NH2
(liaison C-H activée)
C X
1
R
..
H-Enz
N
R
NAD(P)H
H
réduction
..
CH
N
R
N
R
NAD(P)H
NAD(P)+
H
R
R
NAD(P)+
C
O2(O)PO
réduction
N
R
H
2-
H
2
H
..
réduction
N
R
R CH3
N
R
NAD(P)H
NAD(P)+
Schéma VII.2.1
A-5
Schéma VII.2.2
VII.2.1b Réductions et oxydations avec la paire FADH2 / FAD
Certaines oxydations et réductions biochimiques font appel à une autre paire de molécules,
soit le FADH2 / FAD. L’acronyme anglais de FAD est ‘flavin adenine dinucleotide’ auquel on
ajoute H2 pour décrire sa forme réduite (Schéma VII.2.3). Le transfert d’hydrogène se fait
normalement de façon radicalaire, contrairement aux réductions par le NADPH, qui, lui,
transfère un hydrure (bien que le transfert d’hydrure au FAD est parfois impliqué dans certaines
oxydations). L’oxydation par le FAD est aussi radicalaire.
NH2
Me
N
N
N
N
O O O O
P
P
O
O
O
O
N
OH
HO
OH
FAD
Me
OH
O
Me
N
OH
N
Me
N
H
O
N
H
O
N
N
N
H
H
O
FADH2
Schéma VII.2.3
C’est le cas par exemple de l’oxydation des acides gras saturés en acides gras insaturés (voir
section III.2 dans les notes). La forme énol de l’acide carboxylique (ester SCoA) transfère un
électron dans le noyau FAD (schéma VII.2.4). La paire de radical-anion et radical-cation
résultant réagira très vite. Le radical anion arrache un hydrogène du radical cation de l’énolate et
A-6
après perte d’un proton, l’acide a,b-insaturé est formé. L’anion du FADH est protoné pour
donner le FADH2.
H Enz
OH
O
R
R
SCoA
O
O
N
HN
N
HN
N
H
SCoA
H
él.
O
O
R
SCoA
H
B Enz
H
N
O
FAD
N
N
radical anion
- H+
O
HN
H
N
O
HB Enz
HN
H
N
O
R
HO
N
N
O
N
SCoA
N
FADH2
Schéma VII.2.4
VII.2.2 Oxydations et réductions de CH non-activés
Le NAD(P)+ n’est pas utilisé par les enzymes pour oxyder des liaisons C−H moins activées
(liaisons C−H allyliques et benzyliques) et encore moins pour oxyder des liaisons C−H non
benzyliques ou non allyliques. Ces enzymes se servent du cytochrome P450 (Cyt) dans leur site
actif. Le cytochrome contient un « hème » contenant un ion du fer complexé aux quatre azotes
des quatre noyaux indoliques d’une porphyrine ou hémine (exemple : la protoporphyrine IX) et
coordonné à la protéine par l’ion thiolate d’une cystéine tel qu’illustré à la figure VII.2.2. Le
mécanisme d’oxydation de RH en ROH, catalytique en Fe(III), est décrit au schéma VII.2.5. Il
est tiré d’un article publié dans la revue Science en 2004 (Vol. 304, page 1653). “RH” représente
le substrat dans le site actif de l’enzyme à proximité du « hème ». Le radical ferryle est assez
A-7
réactif pour arracher un atome d’hydrogène d’un alcane. N.B. L’atome d’oxygène de l’alcool
formé provient d’une molécule d’oxygène.
Figure VII.2.2
Schéma VII.2.5
Il est à noter que «deux électrons» proviennent du système. En fait, la provenance de ces
électrons varie, bien qu’il est probable qu’ils proviennent ultimement de l’oxygène. Le porteur
d’électrons est souvent le NADPH. On peut comprendre leur nécessité en balançant l’équation
d’oxydation ci-dessus :
R-H + O2 + H2O  R-OH + HOOH.
HOOH + 2é + 2H+  2 H2O.
Comme vous observez au schéma VII.2.5 qu’il n’y a pas de formation de peroxyde, les deux
électrons sont nécessaires pour le réduire. Notez que ces équations sont un formalisme puisque le
mécanisme ne produit jamais H2O2, la réduction se faisant directement.
A-8
L’hydroperoxidation, c’est-à-dire la formation de peroxo (ROOH) dans les systèmes vivants
n’est pas bien définie, mais implique la monoréduction d’une molécule d’oxygène. Bien qu’un
électron soit nécessaire à la réduction initiale de la forme inactive du fer, cet électron est retourné
au système dès l’hydroperoxidation terminée (Schéma VII.2.6). L’intermédiaire peroxo radical
peut réagir en arrachant un hydrogène ou en addition sur une insaturation (une double liaison, par
exemple). Dans tous les cas, bien que le transport d’électrons puisse être médié par des
cofacteurs et complexe, le schéma VII.2.6 montre où les électrons se retrouvent à la fin du
processus. La plupart du temps, l’hydroperoxyde est brisé dans la transformation biosynthétique.
Dans de rares cas (voir artémisinine, par exemple), le peroxyde est conservé dans le produit
naturel.
CytFe+3(H2O)
RH
(-RH)
CytFe+3(H2O)"RH"
+e-
CytFe+2(H2O)"RH"
-eO R H
O
HO
O
Fe+3
Fe+3
S
S
R
R
R
R
R
HO
R
OH2
Fe+2
S
+H2O
plusieurs réactions possibles
R
R
O
(-H2O)
R
O
+H2O
R
R
O O
transfert d'électrons
O
Fe
R
R
peut être complexe
+3
R
O
protonation
O
S
Schéma VII.2.6
Une autre réaction possible du peroxo radical est la réduction (souvent le donneur
d’électrons est NADPH). Le peroxyde formé peut additionner sur des carbonyles (aldéhydes et
cétones) pour donner un intermédiaire hémiacétal (Schéma VII.2.7). Celui-ci subit un clivage
homolytique avec libération d’un acide carboxylique et d’un radical carbone qui réagit avec
A-9
l’oxygène sur le fer. Le résultat est la formation d’un alcool avec bris d’un lien carbone-carbone.
La déformylation du méthyle 28 du lanostérol (biosynthèse du cholestérol) utilise cette
oxydation.
Schéma VII.2.7
La formation de peroxyde d’hydrogène, H2O2, est fait par un processus similaire où deux
électrons et deux protons sont fournis à l’oxygène selon l’équation O2 + 2e- + 2H+  HOOH. Le
peroxyde d’hydrogène ainsi formé peut ensuite prendre part dans les oxydations où il est réduit
en eau par une peroxydase. Les catéchols sont oxydés en o-quinone par ce processus.
VII.2.3 Epoxydations
Bien qu’il y ait plusieurs enzymes capables d’époxyder des insaturations, la plupart
fonctionnent de la même manière, c’est-à-dire qu’un acide carboxylique à l’intérieur de l’enzyme
est oxydé en peracide et ce dernier effectue l’époxydation du substrat (schéma VII.2.6).
L’enzyme devient alors une peroxydase ou epoxydase selon le type d’oxydation qu’elle
A-10
effectuera. Bien sûr, comme toute oxydation biologique, la source ultime d’oxydant est
l’oxygène moléculaire.
Schéma VII.2.6
VII.2.4 Halogénations
L’halogénation dans les organismes marins est beaucoup plus fréquente que chez les
organismes terrestres, ce qui n’est pas surprenant puisque les chlorures et bromures, en
particulier, s’y retrouvent en grande quantité. Comment la nature fait-elle pour halogéner les
composés organiques? La réponse n’est pas aussi simple qu’on le croit. Bien que plusieurs
composés d’origine marine sont chlorés simplement par neutralisation d’un carbocation par un
ion chlorure ou bromure, la nature utilise aussi des sources d’halogénures électrophiles (Cl+ et
Br+) dans l’anabolisme de ses métabolites secondaires.
Le chlore (Cl2) se retrouve peut-être en quantité suffisante dans la mer pour répondre au
besoin des organismes, mais pas le brome ou l’iode. Par contre, certaines algues marines peuvent
accumuler le brome ou l’iode. Le peroxyde d’hydrogène (fabriqué par les peroxydases) jumeler
aux ions chlorure, bromure, ou iodure est un excellent moyen d’halogénation.
Dans ces conditions, les chlorures, bromures ou iodures peuvent être oxydés en acides
hypochlorique (HOCl), hydrobromique (HOBr) ou hydroiodique (HOI). Ces derniers peuvent
agir comme oxydants, c’est-à-dire comme source de Cl+, Br+ ou I+. La biosynthèse du nidificène
procède de cette manière (schéma VII.2.7).
A-11
Schéma VII.2.7
VII.2.5 Méthylations
L’agent de méthylation en biosynthèse est la S-adénosyle méthionine (SAM). Elle est
formée par alkylation de l’acide aminé méthionine par le fragment adénosyl de l’ATP. Il s’agit
d’une des quelques occasions ou l’ATP ne sert pas d’agent phosphorylant mais bien de source
d’adénosyle. La structure de SAM est montrée au schéma VII.2.8.
A-12
Schéma VII.2.8
SAM est une source de méthyle électrophile. Plusieurs nucléophiles peuvent réagir avec
SAM, incluant des doubles liaisons isolées, des énols ou éther d’énols, des énamines ainsi que
tous les groupements fonctionnels contenant un hétéroatomes tels les alcools, les amines, les
thiols, les pyrroles etc. Les schémas VII.2.9 et VII.2.10 en donnent quelques exemples.
Schéma VII.2.9
A-13
Schéma VII.2.10
VII.2.6 Déméthylations
Nous avons vu que les méthylations étaient fréquentes dans la biosynthèse de produits
naturels et qu’elle se faisait par l’intermédiaire du S-adénosylméthionine (SAM). La
déméthylation, c’est-à-dire le clivage d’un groupement méthyle, se produit plus rarement et
presque jamais lorsque le méthyle est attaché à un carbone. Il s’agit donc de déméthylation de
groupements méthoxy en groupements hydroxy ou bien de la déméthylation de groupements
méthylamines. La déméthylation se produit par oxydation du groupement méthyle pour former
un acétal ou un hémiaminal (schéma VII.2.11). Celui-ci s’hydrolyse instantanément avec
production de formaldéhyde. Quelques fois, l’ion oxonium peut-être intercepté par un
nucléophile, comme s’est le cas dans la biogenèse de la bulcapmine (schéma VII.2.11).
A-14
Schéma VII.2.11
Similairement, un ion iminium peut-être impliqué comme dans la synthèse de la berbérine
montrée au schéma VII.2.12.
Schéma VII.2.12
A-15
VII.3 L’amination réductrice et la déamination oxydative
VII.3.1 Pyridoxal et pyridoxamine, vitamines B6
La condensation du pyridoxamine 5-phosphate (PMP) sur une cétone (p. ex. l’acide
pyruvique) mène à une cétimine. Ce cétimine tautomérise en aldimine où les carbones respectifs
voient leur degré d’oxydation interchangé. Cet événement est provoqué par la protonation de
l’azote pyridinique tel que démontré dans le schéma V.II.4.1. L’eau hydrolyse ensuite l’aldimine
en acide amine et en pyridoxaldéhyde 5-phosphate (PLP). Toutes ces étapes sont réversibles et la
déamination oxydative procède à l’envers (dans un système enzymatique différent, mais
similaire) en commençant par la condensation de l’acide aminé (ou d’une amine quelconque) en
aldimine. Ensuite, par le chemin inverse, l’aldimine est converti en cétimine, qui lui est
hydrolysé en cétone et en PMP.
Le PLP et la PMP font partie du groupe des vitamines B6, avec le pyridoxol (ou pyridoxine)
qui est la forme réduite du PLP.
R
H2N
HO
OP +
R
CO2H
N
-H2O
H
HO
O
Me
N
Pyridoxamine 5-phosphate
(PMP)
CO2H
R
Me
N
Enz-H
OP
CO2H
HO
OP
Me
N
H
N
H
Amination
réductrice
Déamination
oxydative
R
CO2H
R
CO2H
O
HO
OP +
Me
N
Pyridoxal 5-phosphate
(PLP)
R
CO2H
N
+H2O
HO
OP
NH2
Me
N
Enz-H
N
H
HO
Me
OP
N
H
Schéma VII.3.1
Le PMP est rarement conservé dans l’organisme et c’est pourquoi un acide aminé (ou une
amine) est toujours impliqué dans une amination réductrice (pour convertir le PLP en PMP).
L’inverse est vrai pour la déamination oxydative où une cétone accompagne toujours le composé
A-16
à déaminé. Le L-glutamate et le glutamate transaminase sont la source la plus importante de
groupement amino.
Par exemple, le L-glutamate sert souvent de source de groupement amine dans l’amination
réductrice. L-Glutamate est converti en acide 2-oxoglutarique dans le processus et est recyclé
plus tard ou utilisé dans le cycle de Krebs.
VII.3.2 La décarboxylation des acides aminés
La décarboxylation est aussi une transformation fréquente qui convertit un acide aminé en
amine (Scheme V.4.2). La molécule de pyridoxal 5-phosphate est impliquée dans cette réaction.
La condensation de l’amine avec l’aldéhyde mène à l’aldimine. Cette dernière subit une
décarboxylation après protonation de l’azote pyridinique. L’aldimine résultant est protoné à la
position montrée pour donner une autre aldimine qui est hydrolysée en amine et en PLP.
Schéma V.4.2
A-17
VII.4 Biosynthèse des acides aminés non-aromatiques
VII.4.1 Intermédiaires clés
Les plantes et les bactéries fabriquent les 20 acides aminés communs. Les mammifères, par
contre, en fabriquent environ la moitié, donc une dizaine. Les voies biosynthétiques présentées
dans les sections qui suivent sont les voies que l’on retrouve chez les bactéries. Le schéma
VII.4.1 montre la ‘carte’ des voies principales ainsi que les intermédiaires principaux qui mènent
à certains acides aminés d’intérêt pour le cours. Les détails pour les voies plus complexes sont
donnés dans les sections suivantes.
De plus, les carbones du glucose ont été marqués pour permettre au lecteur de suivre les
différents carbones jusqu’aux acides aminés. Il n’est pas toujours facile de bien suivre les
carbones marqués sur le schéma VII.4.1 et les détails des sections suivantes seront souvent
nécessaires pour cela.
Il faut remarquer que l’oxaloacétate est issu (et réapprovisionné) par la carboxylation du
pyruvate. Par conséquent, les carbones 2 et 3 du pyruvate (• et *, respectivement) se retrouvent
dans l’oxaloacétate, mais le carbonyle du pyruvate (ø) est perdu et est remplacé par le méthyle
d’une molécule d’acétate durant le cycle de Kreb. Celui-ci transforme la majeure partie de
l’oxaloacétate et il est donc logique de penser que la majorité des molécules d’oxaloacétate
auront le méthyle de l’acétate (*) à cette position.
De plus, les carbones de la lysine n’ont pas été marqués sur le schéma VII.4.1 car sa
biosynthèse implique une molécule symétrique. Les marqueurs sont dispersés pendant la
biogenèse de cet acide aminé à cause d’un intermédiaire C2-symétrique (L,L-diaminopimelate)
dont les différents carbones sont homotopiques (voir schéma VII.4.6).
Le schéma VII.4.2 reprend le même schéma, mais seuls les carbones de l’acétyl-CoA ont été
marqué. On peut voir les différents fragments qui résultent de l’incorporation directe d’une
molécule acétate dans les acides aminés. Tous les autres schémas suivent l’acétate marqué
seulement.
A-18
Schéma VII.4.1
A-19
O
H2N
NH2
HO
HO
HO
OH
O
OH
OH
OH
Glucose
NH2
L-lysine
NH2
HS
O
Glycine
OH
O
Cysteine
voir Schéma VII.1.6
O
O
S
*
*
OH
OH
NH2
NH2
Methionine
OH
NH2
PO
OH
HO
OH
O
Isoleucine
O
Phosphoglyceric acid
Serine
O
*
H2N
O
OH
O
NH2
Asparagine
*
HO
O
NH2
OH
OH
NH2
O
NH2
NH2
O
HO2C
O
Alanine
x2
Pyruvic acid
Threonine
*
OH
*
OH
biotin-CO2
carboxylase
NH2
*
•
OH
OH
O
Valine
O
Leucine
O
Aspartic acid
•
OH
Acetic acid
O
HO2C
*
O
HO2C
OH
O
Oxaloacetic acid
Krebs cycle
(citric acid cycle)
*
*
•
OH
O
2-Oxoglutaric acid
( -ketoglutarate)
O
H2N
•
O
OH
NH2
Ornithine
HO2C
*
•
OH
NH2
Glutamic acid
Schéma VII.4.2
A-20
VII.4.2 Sérine, glycine, cystéine
Ces trois acides aminés sont fabriqués à partir de l’acide phosphoglycérique, dérivé du
glucose. Tous les organismes oxydent le phosphoglycérate en hydroxypyruvate (schéma
VII.4.3). Une amination réductrice avec le glutamate comme source d’amine mène à la sérine
après hydrolyse du phosphate.
La biosynthèse de la glycine implique une enzyme, la hydroxyméthyl transférase, qui
transfert le groupement –CH2OH de la sérine au co-facteur tétrahydrofolate (un dérivé de la
vitamine B). Cette opération est décrite au schéma VII.4.4. Pour ce qui est de la cystéine, sa
synthèse implique l’acétylation de l’alcool libre et, dans les plantes et les bactéries, un
déplacement nucléophile par le disulfure. Celui-ci provient de la réduction de l’anion sulfate
(Na2SO4) par 4 équivalent de NADPH (via l’ester du sulfate avec l’ATP).
Schéma VII.4.3
La structure de l’acide folique est montrée au schéma VII.4.4. Sa réduction mène à l’acide
tétrahydrofolique qui participe à la ‘déhydroxyméthylation’ de la sérine en piégeant le
formaldéhyde qui est formé. Cette ‘déhydroxyméthylation’ (ou la perte de –CH2OH) implique le
pyridoxal et passe par un mécanisme semblable à celui qui est décrit pour la décarboxylation des
acides aminés (voir annexe, section VII.3.2).
A-21
HO
N
H2N
NH2
OH
N
HN
H
N
N
O
CO2H
H
N
O
Sérine
O
CO2H
Acide folique (Vitamine B9)
2 NADPH
PLP
N
HO
H
N
H2N
OH
H
N
N
O
O
H
N
N
H
CO2H
H
N
O
PLP
Acide tétrahydrofolique
H+
N
HO
H
OH
H
O
H+
O
H
N
H2N
PLP
N
N
N
H2O
H
N
N
N
N
O
HN
Ar
OH
O
Glycine
Schéma VII.4.4
Ar
NADH
H
N
H2N
NH2
OH
O
-H2O
N
O
HO
O
H
N
H2N
H
N
OH
PLP
CO2H
N
H
N
N
O
H
N
Ar
Me
N-Méthyltétrahydrofolate
A-22
VII.4.3 Alanine, valine, leucine
L’alanine est fabriquée par simple amination réductrice impliquant le pyridoxal et l’acide
glutamique comme source d’amine. La valine implique la condensation de deux molécules de
pyruvates, catalysé par la thiamine, pour donner un intermédiaire acétolactate (schéma VII.1.5).
Celui-ci est transformé en cétoisovalérate par les transformations montrées au schéma. Le
cétoisovalérate est un intermédiaire commun aux deux acides aminés. Une amination réductrice
mène directement à la L-valine alors qu’une condensation aldolique avec l’acétyl-CoA mène,
après quelques transformations usuelles, à la L-isoleucine.
H+
O
HO
O
OH
O
OH
OH
CH2Ar
OH
N
O
O
+
H
acétolactate
S
O
Pyruvic acid
OPP
O
OH
OH
O
Cétoisovalérate
PLP
Glutamate
-H2O
tauto.
OH
HO
OH
HO
O
O
OH
*
NH2
OH
O
NADPH
•
SCoA
HO2C OH O
•
*
OH
- H2O
+ H2O
HO2C
O
•
*
OH
OH
O
Valine
NAD+
-CO2
O
*
•
O
PLP
OH
NH2
Leucine
Schéma VII.4.5
Glutamate
*
O
•
OH
A-23
VII.4.4 Lysine, thréonine, méthionine, asparagine, isoleucine
Les autres catégories biosynthétiques d’acides aminés non-aromatiques requièrent une
molécule en plus du pyruvate et/ou de l’acétate. La thréonine est une exception. Il s’agit de
l’oxaloacétate ou du -cétoglutarate, tous deux issus du cycle de Kreb. La section VII.4.4
discutera des acides aminés issus de l’oxaloacétate. Ce dernier est fabriqué initialement et
réapprovisionné par la carboxylation du pyruvate (c.f. schéma VII.4.1), entre dans le cycle de
Kreb et est reformé à la fin du cycle. Une fraction de l’oxaloacétate est détournée pour la
biogenèse d’acides aminés. L’asparagine est issue directement de l’amidation de l’acide
aspartique avec la glutamine comme source de ‘NH2’ (voir schéma VII.4.2).
La thréonine ne requiert pas d’autre molécule que l’oxaloacétate pour sa biosynthèse.
L’acide de l’aspartate est réduit en aldéhyde puis en alcool qui est phosphorylé (schéma VII.4.6).
Le pyridoxal aide à l’isomérisation de l’alcool de la position 4 à la position 3. Le mécanisme
accepté est l’élimination de l’alcool suivi d’une hydratation stéréosélective de l’alcène pour
donner la thréonine.
Cette dernière est transformée en isoleucine en y rajoutant une molécule de pyruvate. La
thiamine pyrophosphate est nécessaire pour que l’anion acyle attaque l’-cétobutyrate. Ce
dernier est issu de la thréonine par l’action du pyridoxal qui provoque une déshydratation.
L’hydrolyse du PLP et une tautomérisation mènent à l’-cétobutyrate. Après l’addition du
fragment pyruvate, un réarrangement catalysé par l’enzyme isoméroréductase de l’acide
acétohydroxybutyrate. Réduction de la cétone, élimination de l’hydroxy en position 3,
tautomérisation stéréosélective et finalement amination réductrice fournissent l’isoleucine.
L’énol du pyruvate est additionné sur l’aldéhyde issu de l’aspartate. Le reste de la
biosynthèse est mécanistiquement complexe et implique des intermédiaires cycliques.
Cependant, les transformations formelles sont simples en soi, il s’agit de la réduction de l’alcool
et de l’amination réductrice de la cétone. Il est important de noter que l’acide L,Ldiaminopimélique est C2-symétrique. Les amines et les acides carboxyliques sont donc
homotopique. Même un enzyme est incapable de les différentier. La décarboxylation d’une des
amines produira la L-lysine, peu importe lequel. Par contre, à cause de cet intermédiaire
symétrique, si un marqueur était présent (par exemple issu du marquage de l’acétate), deux
lysines seraient formées : l’une marquée, l’autre non.
A-24
Schéma VII.4.6
A-25
La biosynthèse de la méthionine (le précurseur de SAM) est intéressante. Tous les
organismes commencent par l’oxaloacétate qu’ils réduisent en alcool et estérifient avec l’acide
succinique-CoA (schéma VII.4.7). L’atome de soufre est fourni par l’acide aminé cystéine. Le
PLP aide à l’élimination du pyruvate avec la formation de l’homocystéine, la régénération du
PLP et la production d’une molécule d’ammoniac qui est séquestrée de différentes façons selon
l’organisme.
O
*
HO2C
O
PLP
OH
O
Oxaloacetic acid
*
HO2C
Glutamate
OH
NH2
Aspartic acid
1. ATP
SH
+
O
*
O
HO2C
H+
O
*
OHC
2. NADPH
OH
NH2
1. NADPH
2. Succinate-CoA
O
NH2
HO
O
OH
NH2
H
N
Cystéine
OP
HO
Enz
NH2
HO
O
S
*
PLP
HO
OH
NH2
O
H3N
N
S
O
*
OH
NH2
O
Pyr
O
PLP + NH3 + HO
O
H2O
N
HO
+
HS
*
OH
NH2
O
O
Homocystéine
Schéma VII.4.7
La conversion de l’homocystéine en méthionine peut se passer de deux façons similaires
(schéma VII.4.8). Dans certaines bactéries et chez les mammifères, le tétrahydrofolate (voir
A-26
schéma VII.4.4) transfert un groupement méthyle à un atome de cobalt (I) qui fait partie du
cofacteur cobalamine. L’enzyme responsable de la méthylation de l’homocystéine est alors
dépendant du cofacteur cobalamine. Chez les plantes, le transfert du groupement méthyle se fait
directement à partir du tétrahydrofolate. L’enzyme est alors indépendant du cofacteur
cobalamine.
Schéma VII.4.8
VII.4.5 Glutamine, ornithine, arginine.
L’-cétoglutarate, issu du cycle de Kreb (voir schéma VII.4.2) est converti en acide
glutamique par amination réductrice (schéma VII.4.9). C’est l’une des rares aminations qui
implique l’ammoniac (NH3) et qui sert à réduire la concentration d’ammoniac dans la cellule.
L’ammoniac est toxique aux cellules et sa concentration doit être régulée. La réaction principale
pour retirer l’excès d’ammoniac est la conversion de l’acide glutamique en glutamine.
L’ammoniac est transporté dans la mitochondrie où la glutamine est hydrolysée en ammoniac et
en acide glutamique. L’ammoniac est entrainé dans le cytosol par l’ornithine où elle est
ultimement rejetée hors de l’organisme sous forme d’urée (détail au schéma VII.4.9). L’ornithine
est synthétisée à partir de l’acide glutamique par N-acétylation, réduction et déacétylation.
L’arginine, quant à elle, est un produit du cycle de l’urée.
A-27
O
HO2C
•
*
O
PLP
OH
HO2C
NH3
O
Acide 2-Oxoglutarique
( -cétoglutarate)
•
*
O
Ac-CoA
HO2C
OH
•
*
NH2
Acide glutamique
Ac
OH
NH
ATP
NADPH
ADP
ATP
O
O
*
H2N
•
NH3
OH
*
PO
NH2
Glutamine
H2O
cycle de
l'urée
NH3
•
O
O
O
O
OH
•
*
H
NH2
Ac
OH
NH
PLP
Glutamate
O
O
ATP
H2N
*
ADP
H2O
•
H2N
OH
*
NH2
Ornithine
Ac
•
OH
NH
O
OP
H2N
O
O
O
H2N
N
H
•
*
H2N
NH2
Urée
OH
H2N
NH2
O
N
H
*
•
OH
NH2
PPi
NH
AMP
N
H
Arginine
Citrulline
ATP
O
NH2
H2O
O
*
•
CO2H
HO2C
Acide fumarique
OH
NH2
HO2C
HO2C
HO2C
NH2
Aspartate
HO2C
Schéma VII.4.9
O
NH2
N
H
N
H
*
•
NH2
OH
A-28
VII.5 Nonclassical carbocations.
Other reactions performed in the laboratory support the biogenetic postulates and provide
insight in both organic reaction mechanisms and theory. Let's investigate in more detail the
following rearrangement reactions. When -pinene is treated with hydrochloric acid, bornyl
chloride is produced (Scheme VII.5.1, top). When camphene is treated in the same way,
isobornyl chloride is obtained. The rates of those two reactions are thousands of times faster than
the rate of the analogous reactions on systems where rearrangement is impossible (Scheme
VII.5.1 bottom). In addition, the reactions are stereoselective in that only "endo" bornyl chloride
is produced in the first reaction, and only "exo" isobornyl chloride is obtained in the second
reaction. These results are not explained easily using "classical carbocation" chemistry (Scheme
VII.5.2 top). To explain the rate enhancement, anchimeric assistance (neighboring group
participation) by the adjacent carbon-carbon  bond must be invoked (Scheme VII.5.2 bottom).
We are used to the concept that anchimeric assistance is provided by neighboring groups that
possess free electron pairs but the idea that a -bond can lend such assistance is less apparent.
We will see how it can be demonstrated that such bonds do indeed lend anchimeric assistance.
Before we do that, the question of stereoselectivity must also be addressed. If a classical
carbocation were involved as an intermediate (Scheme VII.5.2 top), the chloride ion could come
in from any side and thus produce both endo bornyl and and exo isobornyl chloride. Such is not
the case however and to explain this result a "nonclassical" or "bridged" carbocation is proposed
(Scheme VII.5.2 bottom). Such a cation is a distinct intermediate and thus explains why the
"exo" face of the molecule is shielded from attack by the chloride ion in the case of -pinene and
the "endo" face in the case of camphene.
A-29
Scheme VII.5.1
A-30
Scheme VII.5.2
There have been questions about the existence of nonclassical cations and the participation
of -bonds. Arguments were put forth that two rapidly equilibrating classical cations could be
involved and that the stereochemical preference of the chloride ion was dictated by steric effects
(Scheme VII.5.3, top). Further evidence for the involvement of -bond participation is depicted
in Scheme VII.5.3 (bottom). Exo norbornyl brosylate (bromobenzenesulfonate) solvolyses 350
times faster than endo norbornyl brosylate and both products give rise to racemic mixtures of exo
norbornyl acetates. This can be explained by the -bond participation and the non-classical
A-31
carbocation arguments. However, rapidly equilibrating classical cations like the ones shown in
Scheme VII.5.3 (top) cannot be ruled out in this case also. Most chemists now believe in the
intermediacy of non-classical carbocations, at least in some cases, and in -bond anchimeric
assistance.
Scheme VII.5.3
VII.6 The nomenclature of polycyclic molecules.
The naming of compounds having more than one ring is difficult but essential. Trivial
names are used when one refers to a known natural product. In these cases no confusion occurs
but the name has no bearing on the structure of the compound i.e. one cannot derive the structure
from the name unless one is familiar with the compound in question. For that reason, and to
provide the scientific community with a general and universal system, the IUPAC introduced
rules for the nomenclature of organic compounds. The following is a subset of rules that apply to
polycyclic compounds. In naming a compound, or deriving its structure from the name, it is best
A-32
to follow a certain number of steps in a specific order. This procedure is detailed in Scheme
VII.6.1.
1. Determine the number of rings. This is done more simply by disconnecting bonds until no
more rings are present in the molecule. The number of rings then corresponds to the
number of disconnections.
2. Identify the main ring. This is the ring containing the most carbon atoms. The main ring
will be numbered starting from a bridgehead in the direction of the main bridge. If
unsaturations or heteroatoms are present, the numbering will proceed in the direction of
highest priority (C-S > C-O > C-N > CC > C=C > C(C)3 > C(C)2H > etc.). Bridgeheads
are carbon atoms connecting two or more rings. To assign the bridgeheads and the main
bridge, follow these rules:
3. Identify the main bridge. Bridges are unbranched chains of carbons connecting two
bridgeheads. The main bridge will have the most carbons. The other bridges will be
numbered according to their decreasing size. The main ring will be divided as
symmetrically as possible by the main bridge (e.g. [5.4.0] is correct, and not [6.3.0], for
the longicyclene example in Figure VII.6.1).
4. Assign a parent name to the molecule. This is done by counting all the carbon atoms in all
unbranched chains forming the rings. The parent name will be: #ringscyclo[bridges in
decreasing order]parent hydrocarbon. For example bicyclo[3.2.1]octane.
5. Identify all the substituents. Substituents are carbons or groups that are branched from the
main structure of ring and bridges (not contained in the parent name). Add the name of
the substituents with their number before the parent name (e.g. 2,2-dimethyl-4ethylbicyclo[3.2.1]octane).
Other examples are provided in Scheme VII.6.1 and Figure VII.6.1. -Pinene has two
bridges (see disconnections). The main ring contains 6 carbons. It will be numbered from one
bridgehead via the main bridge (3 atoms) putting the lowest number on the double bond. Two
other bridges have 1 carbon each. The parent name is thus bicyclo[3.1.1]heptane because there
are 7 carbons (see drawing) in all bridges combined. Three methyl groups, a double bond remain
to be added and they are at positions 2, 6, 6, and 2 respectively. Thus the full name becomes:
2,6,6-trimethylbicyclo[3.1.1.]hept-2-ene. Camphor has the IUPAC name 1,7,7trimethylbicyclo[2.2.1]heptan-2-one. Similarly ∆2-Carene bears the name 3,7,7trimethylbicyclo[4.1.0]hept-2-ene. Finally, the more complex longicyclene is renamed 2,6,6,9tetramethyltetracyclo[5.4.0.02,9.08,10]undecane. Notice that the highest number of carbons in a
A-33
bridge is counted first (5 and 4) and the other bridges embodied in the four carbon bridge are not
counted.
Scheme VII.6.1
Figure VII.6.1
A-34
When deriving a structure from a name, the steps are followed in the same order. First,
from the parent name are determined the number of rings. 2,6,6-Trimethylbicyclo[3.1.1.]hept-2ene has two rings (bicyclo) and 7 carbons total in the bridges (heptane) as shown in Scheme
VII.6.2. There are 3 bridges of 3, 1, and 1 carbon each. Draw two bridgehead atoms first. Then
draw the bridges with the right number of carbon, then determine what forms the main ring and
the main bridge. Number all the carbons that you can. Assign a priority to the substituents. Place
them were appropriate and number the other carbons if you can. Place the other substituents in
order of priority which will help you in numbering the rest of the carbons. Scheme VII.6.3
describes this procedure for another of the examples in Figure VII.6.1.
Scheme VII.6.2
A-35
Scheme VII.6.3
A-36