BCPST 1 Lundi 5 janvier 2015

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BCPST 1 Lundi 5 janvier 2015
D.S. n°3 – BIOLOGIE : Eléments de correction
Quelques aspects de l’implication des membranes dans la vie cellulaire
Thème 1 : Membranes et cytosquelette
Le document 1.1 permet d’étudier une cellule de Dictyostelium (organisme unicellulaire) au repos, en comparaison
avec une cellule stimulée par l’AMPc (messager intracellulaire).
La comparaison des électronographies A et B (en haut) montre que la forme de la cellule est modifiée par la
stimulation par l’AMPc : la membrane est déformée, des expansions sont visibles notamment en haut à droite du
document, la largeur de la cellule est doublée.
En bas, le marquage fluorescent des filaments d’actine permet de repérer les zones où ils sont présents.
On constate que la cellule stimulée par l’AMPc présente une fluorescence plus importante que la cellule au repos,
localisée en périphérie (région corticale) de la cellule, dans les régions où la cellule est déformée.
Cela suggère que l’AMPc entraîne la formation de microfilaments d’actine, qui joue un rôle dans la déformation de la
membrane plasmique et la formation d’expansions cytoplasmiques.
Le graphique C montre l’évolution de la quantité de polymères d’actine au cours du temps et l’effet de l’addition
d’AMPc.
On constate que le nombre de polymères d’actine, qui était stable en A (cellule non stimulée) augmente brutalement
(x1,6) dès l’addition d’AMPc. Il y a donc une polymérisation consécutive à l’ajout d’AMPc. Ensuite, la quantité de
polymères d’actine diminue fortement pour revenir à sa quantité initiale, il y a donc dépolymérisation. On observe
ensuite à nouveau une augmentation plus lente (jusqu’à x 1,4), suivie d’une diminution plus lente.
Les microfilaments d’actine sont donc susceptibles de se polymériser et de se dépolymériser : ces structures peuvent
se réorganiser dans la cellule.
Les microfilaments d’actine résultent en effet de l’assemblage
de monomères d’actine (actine G), et cette polymérisation est
réversible.
L’AMPc déclenche une réorganisation importante de ces
éléments du cytosquelette.
En conclusion, les observations effectuées ici montrent que le réseau d’actine peut se polymériser sous l’effet d’un
signal (ici, l’AMPc), avec pour effet un changement de forme de la cellule.
Le réseau d’actine s’organiserait en une « armature » sous la membrane plasmique, capable de se réorganiser et
ainsi de participer aux changements de forme des cellules.
Le document 1.2 montre l’évolution au cours du temps de la viscosité d’un gel formé par un mélange d’actine et
d’autres protéines en présence ou non de cytochalasine.
On constate qu’en présence de cytochalasine, l’augmentation de la viscosité se fait plus lentement : elle atteint une
valeur d’environ 0,4 UA au bout de 10 min, contre 0,7 UA à 5 min en l’absence de cette substance. De plus, elle limite
cette viscosité puisque cette valeur d’environ 0,4 UA constitue un maximum.
La viscosité mettant en jeu un mélange d’actine et d’autres protéines, on peut faire l’hypothèse que cette limitation de
la viscosité correspond à un effet négatif sur l’association de l’actine avec d’autres protéines. Comment la
cytochalasine agit-elle ?
Sur le document 1.3, les têtes de myosine qui tapissent des filaments d’actine permettent de repérer les structures
déjà assemblées au début de l’expérience. On cherche à étudier l’effet de l’ajout d’actine monomérique dans le milieu
expérimental.
Le schéma d’interprétation de l’électronographie montre qu’avec la cytochalasine, il n’y a pas de modification de
l’extrémité + du microfilament d’actine, et 4 monomères d’actine sont ajoutés à l’extrémité moins.
En l’absence de cytochalasine, il n’y a pas de changement par rapport au cas précédent à l’extrémité moins, en
revanche, 8 monomères d’actine se sont ajoutés à l’extrémité + : la polymérisation accroît la longueur du
microfilament d’actine, et ce 4 fois plus vite à l’extrémité + qu’à l’extrémité -.
Ainsi, la cytochalasine interfère avec la polymérisation de l’actine en arrêtant la polymérisation à l’extrémité +, qui est
normalement l’extrémité préférentielle d’addition des monomères.
Elle n’a pas d’effet sur l’extrémité -, ce qui explique qu’elle limite la viscosité sans la supprimer complètement : il y a
bien formation de microfilaments d’actine, mais ceux-ci seront plus courts, d’où des interactions réduites avec d’autres
protéines.

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Dans le document 1.2, on nous précisait que la cytochalasine inhibe fortement certaines formes de mobilité
cellulaire : on peut en déduire que la mobilité cellulaire met en jeu des interactions entre microfilaments d’actine et
d’autres protéines, interactions qui dépendent de la polymérisation des microfilaments d’actine.
Le document 1.4 montre une région du contenu d’un mélanophore : on observe de nombreuses petites vésicules
d’environ 0,2 µm de diamètre. D’après le texte d’accompagnement, on peut penser qu’il s’agit de granules de
pigments noirs. Ces granules semblent associés à des structures filamenteuses d’orientation parallèle entre elles. Ces
structures filamenteuses doivent être des éléments du cytosquelette. Compte-tenu de l’échelle, on peut estimer leur
diamètre à environ 30 nm, ce qui est en faveur de microtubules.
Le document 1.5 permet de comparer l’aspect d’un mélanophore soumis à une augmentation ou à une diminution de
l’AMPc : on constate que sous l’effet d’une augmentation de l’AMPc, la pigmentation sombre de la cellule suit une
répartition radiale autour du noyau, alors qu’elle est concentrée autour du noyau sous l’effet d’une diminution de
l’AMPc.
On sait que ces mélanophores sont responsables de changements de coloration de la peau en réponse à un stimulus
nerveux ou hormonal par dispersion ou agrégation des granules pigmentaires qu’ils contiennent.
L’augmentation de l’AMPc entraînerait donc une dispersion radiale des granules pigmentaires, sa diminution une
agrégation des granules pigmentaires autour du noyau.
Le document 1.6 met en évidence la disposition des microtubules dans la cellule, grâce à un marquage par
immunofluorescence de la tubuline. On observe une disposition radiale des microtubules autour du noyau.
Cette disposition coïncide avec la répartition des granules de pigments lorsqu’ils sont dispersés.
Un exemple d’intégration de documents dans l’argumentation :
On peut en conclure que les microtubules interviennent dans les mouvements intracellulaires des granules
pigmentaires sous l’effet d’un stimulus – ici l’AMPc – en guidant le déplacement de ces organites.
Thème 2 : Membrane et communication
Le document 2.1 montre une cellule B d’un îlot de Langerhans, cellule du pancréas qui produit et libère de l’insuline
(hormone hypoglycémiante).
L’électronographie de la cellule entière montre la présence de nombreuses vésicules dans le cytoplasme dont le
contenu est sombre. La fonction de la cellule permet de supposer que ces vésicules contiennent de l’insuline.
Le détail de la surface cellulaire met en évidence la libération du contenu d’une vésicule associée à une déformation
de la membrane plasmique : cela suggère un phénomène d’exocytose.
On peut donc faire l’hypothèse que la sécrétion d’insuline par ces cellules s’effectue par exocytose.
Le document 2.2 met en relation la quantité d’insuline sécrétée par ces cellules cultivées in vitro et la concentration
en glucose dans le milieu de culture.
Pour une concentration de glucose de 5,6 mM, la quantité d’insuline sécrétée est d’environ 40 UA (unités arbitraires),
elle est environ multipliée par 5 lorsque la concentration en glucose est doublée. Elle augmente encore lorsque la
concentration en glucose est accrue (mais l’augmentation est moins marquée, elle semble rejoindre une valeur
maximale).
On peut cependant remarquer que le document n’indique pas combien d’essais ont été conduits pour chaque
condition, et qu’il n’y a pas de barres d’erreur sur le graphique : on ne peut que supposer que les différences sont
significatives d’une condition à l’autre.

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On peut en déduire que la teneur en glucose du milieu extracellulaire constitue un signal qui contrôle la sécrétion
d’insuline par les cellules B des îlots de Langerhans.
Or cette teneur en glucose dépend de la glycémie, liée aux apports exogènes consécutifs aux repas et à la
consommation de glucose par les différentes cellules de l’organisme.
Comment la teneur en glucose peut-elle déclencher la sécrétion d’insuline ?
Le document 2.3 compare les teneurs en ATP et ADP de cellules B cultivées in vitro dans des milieux contenant des
concentrations variables en glucose.
La concentration en ATP est significativement plus élevée (7,5 mM contre 3 mM, les barres d’erreur ne se
chevauchant pas) pour les cellules cultivées dans un milieu contenant 10 mM de glucose que pour les cellules
cultivées avec 1 mM de glucose.
Inversement, la concentration en ADP est d’environ 0,6 mM lorsque le milieu contient 10 mM de glucose, et d’environ
1.2 mM lorsque le milieu contient 1 mM de glucose.
Le troisième graphique montre que le rapport ATP/ADP est presque 5 fois plus élevé dans le milieu contenant 10 mM
de glucose.
La teneur en glucose du milieu a donc un effet marqué sur le rapport ATP/ADP des cellules.
On peut faire l’hypothèse que ces cellules peuvent dégrader le glucose (glycolyse et respiration cellulaire) pour
produire de l’ATP.
Cette augmentation de la teneur en ATP dans la cellule a-t-elle un effet sur la sécrétion d’insuline ?
Le document 2.4 montre les résultats d’une étude en patch-clamp conduite sur des canaux K
+
isolés à partir de
cellules B. Cette technique permet de mesurer un courant lié à l’ouverture de canaux ioniques dans un fragment de
membrane isolé. Ici, on compare l’ouverture de ces canaux en condition standard et si l’on augmente la concentration
intracellulaire en ATP.
Le témoin montre de nombreuses déflexions vers le haut (9 pendant la période d’enregistrement) qui correspondent à
un flux sortant d’ions : les canaux K
+
sont alors ouverts.
Lorsque la concentration en ATP est augmentée, on enregistre seulement 3 ouvertures sur la même durée.
On peut donc en déduire que ces canaux sensibles à l’ATP – donc chimio-dépendants – sont fermés en présence de
cette molécule : la fixation du ligand (l’ATP) entraîne dans ce cas une fermeture.
Le document 2.5 permet d’étudier l’effet d’une augmentation de la concentration en glucose du milieu sur le potentiel
de membrane de la cellule d’une part (graphique du haut), et sur la concentration en Ca
2+
intracellulaire d’autre part
(graphique du bas).
Une minute environ après l’augmentation de la concentration en glucose du milieu (qui passe de 3 à 15 mM), une
dépolarisation de la membrane débute, d’abord progressive puis brutale, puis on constate une succession rapide de
repolarisations et dépolarisations.
Ces dépolarisations doivent être le résultat d’une fermeture des canaux K
+
ATP dépendants étudiés dans le
document 2.4, sous l’effet d’une augmentation de la teneur en ATP consécutive à l’augmentation de la concentration
en glucose du milieu (montré par le document 2.3).
La concentration du Ca
2+
intracytoplasmique augmente brutalement à la suite de l’augmentation de la concentration
en glucose du milieu (valeurs à mentionner) puis on constate une succession d’oscillations de cette concentration. La
comparaison avec le graphique précédent montre que chaque variation suit avec un léger décalage dans le temps les
variations du potentiel de membrane.
On peut donc faire l’hypothèse que c’est la variation du potentiel de membrane qui déclenche l’augmentation de la
[Ca
2+
] intracellulaire.
D’autre part, cette variation n’existe que dans le cas où le milieu extracellulaire contient du Ca
2+
: il n’y a aucune
variation observée lorsque cette concentration est nulle.
On peut en déduire que cette augmentation de la [Ca
2+
] intracellulaire est le résultat d’une entrée d’ions Ca
2+
dans la
cellule, probablement grâce à l’ouverture de canaux Ca
2+
voltage-dépendants.
Ces hypothèses vont pouvoir être testées grâce aux résultats présentés par le document 2.6.
Les résultats expérimentaux présentés mettent en parallèle les variations du potentiel de membrane, la [Ca
2+
]
intracellulaire et la sécrétion d’insuline en l’absence et en présence de deux substances pharmacologiques : le
diaxozide qui ouvre les canaux K
+
ATP dépendants indépendamment de la teneur en ATP et le tolbutamide qui ferme
ces canaux.
Les cellules sont placées dans un milieu qui contient 15 mM de glucose : initialement on retrouve les oscillations du
potentiel de membrane et de la concentration en Ca
2+
intracellulaire comme dans le document 2.5.

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Environ 1 min après l’ajout de diaxozide dans le milieu, le potentiel de membrane diminue pour retrouver sa valeur de
repos, et environ 2,5 minutes après la [Ca
2+
] intracellulaire a retrouvé sa valeur de « repos ». La sécrétion d’insuline
diminue en même temps que la [Ca
2+
] intracellulaire.
On en déduit que l’ouverture « forcée » des canaux K
+
entraîne un retour au potentiel de repos, puis une diminution
de la [Ca
2+
] intracellulaire qui a pour conséquence une diminution de la sécrétion d’insuline.
L’ajout de tolbutamide entraîne immédiatement une dépolarisation brutale de la membrane, et 30 s plus tard
l’augmentation de la [Ca
2+
] intracellulaire qui reste très élevée et l’augmentation de la sécrétion d’insuline.
Cela confirme que la fermeture des canaux K
+
détermine la sécrétion d’insuline, par une augmentation de la [Ca
2+
]
intracellulaire.
On peut proposer une analogie avec le fonctionnement de la synapse neuro-musculaire : l’entrée de Ca
2+
dans la
terminaison synaptique déclenche l’exocytose des vésicules contenant les neurotransmetteurs. Un mécanisme
comparable pourrait être mis en jeu ici pour libérer l’insuline dans le milieu extracellulaire par exocytose.
Schéma de synthèse :