CHAPITRE 2.5.11. RÉSUMÉ A. INTRODUCTION

1006 Manuel terrestre de l’OIE 2008
CHAPITRE 2.5.11.
MORVE
RÉSUMÉ
La morve est une maladie contagieuse et mortelle des chevaux, ânes et mulets due à l’infection par
la bactérie Burkholderia mallei (sa dénomination, récemment modifiée, était Pseudomonas
pseudomallei et elle avait été antérieurement classée dans les genres Pfeifferella, Loefflerella,
Malleomyces ou Actinobacillus). La maladie entraîne la formation de nodules et d’ulcérations dans
les voies respiratoires supérieures et les poumons. Elle provoque aussi des lésions cutanées, et la
maladie est alors connue sous le nom de « farcin ». Le contrôle de la morve implique de réaliser un
test à la malléine chez les équidés qui présentent des symptômes suspects et de séparer les sujets
apparemment normaux des sujets réagissant, qui seront éliminés. La morve se transmet à l’homme
et tout matériel infecté/contaminé ou potentiellement infecté/contaminé doit être analysé dans un
laboratoire qui réponde aux exigences requises pour des agents pathogènes de classe 3.
Identification de l’agent pathogène : des frottis de lésions récentes peuvent révéler la présence
de bacilles ne prenant pas la coloration de Gram, non sporulés et non capsulés. La présence d’une
structure périphérique évoquant une capsule a été démontrée par microscopie électronique. La
bactérie est aérobie et préfère les milieux contenant du glycérol. À la différence des Pseudomonas,
et de la bactérie étroitement apparentée Burkholderia pseudomallei, Burkholderia mallei n’est pas
mobile. Le cobaye est hautement sensible à l’infection, et si c’est absolument indispensable, les
mâles peuvent être utilisés pour isoler le germe à partir d’un prélèvement très contaminé. Les kits
d’identification par tests biochimiques que l’on trouve dans le commerce manquent de sensibilité. Il
existe des tests employant des anticorps monoclonaux spécifiques, une amplification en chaîne par
polymérase (PCR) et une PCR en temps réel. Ces derniers tests ont été aussi essayés au cours de
récents foyers de morve.
Malléination et épreuves sérologiques : l’épreuve à la malléine (ou malléination) est un test
sensible et spécifique de l’hypersensibilité à Burkholderia mallei. La malléine, une fraction protéique
hydrosoluble de la bactérie, est injectée par voie sous-cutanée ou intradermo-palpébrale et peut
être aussi déposée dans l’œil. Ceci provoque, chez les animaux infectés, un œdème cutané ou un
gonflement nets de la paupière en 1 à 2 jours. La fixation du complément et la technique immuno-
enzymatique (ELISA) sont les épreuves sérologiques les plus valables et les plus fiables pour le
diagnostic. Une épreuve d’agglutination sur lame au Rose Bengale a été récemment développée en
Russie, mais elle n’a été validée actuellement que dans ce pays.
Spécifications applicables aux vaccins et aux produits biologiques à usage diagnostique : il
n'existe pas de vaccins de la morve. Un dérivé protéique purifié de la malléine peut être
actuellement acheté à l’Institut central de contrôle et de recherches vétérinaires (Central Veterinary
Control and Research Institute), 06020, Etlik, Ankara (Turquie).
A. INTRODUCTION
La morve est une maladie bactérienne des ongulés périssodactyles, c’est-à-dire d’animaux possédant un nombre
impair d’onglons, qui a un fort potentiel zoonotique et qui est connue depuis l’antiquité. Elle est la conséquence
d’une infection par la bactérie Burkholderia mallei (sa dénomination, récemment modifiée, était Pseudomonas
pseudomallei (45) et elle avait été antérieurement classée dans des genres variés comme Pfeifferella,
Loefflerella, Malleomyces ou Actinobacillus). Des cas de morve peuvent survenir également chez des félidés
sauvages vivant en liberté ou dans les parcs zoologiques. La sensibilité à la morve a été en outre démontrée chez
les camélidés, l’ours, le loup et le chien. Les carnivores peuvent se contaminer en mangeant de la viande
infectée, mais les bovins, ovins et porcins sont résistants (22). Les petits ruminants peuvent aussi être infectés au

Chapitre 2.5.11. — Morve
Manuel terrestre de l’OIE 2008 1007
contact étroit de chevaux morveux (42). Les formes aiguës de la maladie sont surtout décrites chez l’âne et le
mulet qui présentent une fièvre élevée et une atteinte respiratoire (naseaux tuméfiés, dyspnée et pneumonie) ; la
mort survient en quelques jours. Chez les chevaux, la morve s’exprime plutôt sous forme chronique, et ils peuvent
survivre plusieurs années. Les animaux atteints de formes « occultes » chroniques et infracliniques constituent de
dangereuses sources de contage du fait d’un portage permanent ou intermittent de la bactérie (42).
Chez les chevaux, les nodules inflammatoires et les ulcères se développent sur les parois nasales, et provoquent
un jetage jaune et collant. Ils s’accompagnent d’une adénite sous-maxillaire (nœuds lymphatiques durcis et
hypertrophiés). Des cicatrices en étoile apparaissent après la guérison des ulcères. La formation d’abcès
nodulaires dans les poumons s’accompagne d’une asthénie progressive, d'épisodes fébriles, de toux et de
dyspnée. Une diarrhée et une polyurie peuvent aussi apparaître. Dans la forme cutanée (« farcin »), les vaisseaux
lymphatiques sont tuméfiés (« cordes ») et des abcès nodulaires (« chancres ») de 0,5 à 2,5 cm se forment sur
leur trajet, s’ulcèrent et laissent s’écouler un pus jaune et de consistance huileuse ou « huile de farcin ». Des
nodules sont régulièrement retrouvés dans le foie et la rate. Le jetage et le pus huileux s’écoulant des voies
respiratoires et des lésions cutanées sont infectieux. La transmission, facilitée par des contacts étroits entre les
animaux, est généralement assurée par l’inhalation ou l’ingestion de matériel contaminé (par exemple aliments et
abreuvoirs infectés) et par inoculation (par l'intermédiaire d'un harnais, par exemple). La période d'incubation peut
varier de quelques jours à plusieurs mois (23, 42).
La morve est transmissible à l’homme par contact direct avec les animaux malades ou du matériel
infecté/contaminé. La mortalité dans les cas aigus non traités peut atteindre 95 % dans les 3 semaines (25). Les
malades peuvent quand même guérir s’ils sont traités rapidement et énergiquement par divers antibiotiques
systémiques (17, 33). Une forme chronique avec abcès est aussi décrite (25). Les personnes appelées à
manipuler des animaux suspects ou reconnus infectés, ou des objets souillés, doivent prendre des précautions
rigoureuses pour ne pas se contaminer ou transmettre de la bactérie à d'autres équidés Les prélèvements
destinés au laboratoire doivent être empaquetés en tenant compte des consignes de sécurité, tenus au frais et
transportés conformément au Chapitre 1.1.1., « Prélèvement et expédition des échantillons pour le diagnostic »
de ce Manuel terrestre. Toutes les manipulations de matériel potentiellement infecté/contaminé doivent être
effectuées dans un laboratoire qui réponde aux exigences de confinement pour des microbes pathogènes de
classe 3, conformément aux indications présentées dans le Chapitre 1.1.2., « Biosécurité et Biosûreté au
laboratoire de microbiologie vétérinaire et dans les animaleries », de ce Manuel terrestre.
La morve a été éradiquée de nombreux pays par des mesures associant le dépistage réglementaire et
l’élimination des animaux infectés ainsi que des mesures de restriction à l’importation. Elle persiste dans quelques
pays asiatiques, africains et sud-américains. Elle peut être considérée comme une maladie ré-émergente, qui
peut être introduite en pays indemne par des animaux de compagnie ou des chevaux de course (26).
B. TECHNIQUES DE DIAGNOSTIC
1. Identification de l’agent pathogène
Le diagnostic clinique différentiel de la morve doit être fait avec les autres infections chroniques des muqueuses
nasales ou des sinus, et avec la gourme (infection par Streptococcus equi), la lymphangite ulcéreuse
(Corynebacterium pseudotuberculosis), la pseudotuberculose (Yersinia pseudotuberculosis) et la sporotrichose
(Sporotrichium spp.). Les cas de morve doivent être clairement différentiés des cas suspects de lymphangite
épizootique (causée par Histoplasma farciminosum) avec lesquels ils présentent de nombreuses similitudes
cliniques. Chez l’homme, la morve doit être distinguée de la mélioïdose (infection par B. pseudomallei) qui est
causée par une bactérie très proche de B. mallei (22).
a) Morphologie de Burkholderia mallei
Les bactéries sont assez nombreuses dans les étalements réalisés à partir de lésions récentes, mais peu
abondantes dans les lésions plus anciennes (41). Elles peuvent être colorées au bleu de méthylène ou au
mélange de Gram. Elles sont principalement en position extracellulaire et apparaissent sous forme de
bâtonnets ne prenant pas la coloration de Gram, aux extrémités arrondies, de 2 à 5 μm de long et 0,3 à
0,8 μm de large, contenant des inclusions granulaires de tailles variées. Elles ont souvent une coloration
irrégulière, n’ont pas de capsule visible au microscope ordinaire et ne forment pas de spores. La présence
d’un revêtement ressemblant à une capsule a néanmoins été mise en évidence par microscopie
électronique. Ce revêtement est composé de sucres neutres et sert à protéger la cellule bactérienne des
facteurs défavorables du milieu. À la différence d’autres micro-organismes du groupe des Pseudomonas, et
de son proche parent Burkholderia pseudomallei, Burkholderia mallei ne possède aucun flagelle et n’est
donc pas mobile (19, 31). Il est difficile d’affirmer la présence des micro-organismes dans les coupes de
tissus, où ils peuvent avoir un aspect perlé (21). Leur aspect dépend de l’âge de la culture et du type de

Chapitre 2.5.11. — Morve
1008 Manuel terrestre de l’OIE 2008
milieu employé. Ils présentent un pléomorphisme accentué dans les vieilles cultures. Des filaments branchés
se forment à la surface des cultures en bouillon (26).
b) Caractéristiques en cultures
Il vaut mieux tenter l'isolement à partir de lésions fermées non contaminées (21). Le micro-organisme est
aérobie strict et anaérobie facultatif seulement en présence de nitrates (8, 19). Sa température optimale de
croissance est de 37 °C (20). Il pousse bien, mais lentement, sur milieu ordinaire de culture, et 72 h
d’incubation sont recommandées ; l’enrichissement en glycérol est particulièrement utile. Quelques jours
d’incubation sur gélose au glycérol permettent d’obtenir des colonies de couleur légèrement crème, lisses,
humides et visqueuses. En poursuivant l'incubation, les colonies sont plus épaisses et deviennent brun
foncé et fermes. Le germe pousse bien aussi sur gélose-pomme de terre glycérinée et en bouillon au
glycérol, à la surface duquel se forme une pellicule visqueuse. La culture est beaucoup moins luxuriante sur
gélose nutritive ordinaire, et la croissance est faible sur gélatine (34). Les cultures de B. mallei faites à partir
de prélèvements recueillis dans des conditions non stériles sont régulièrement envahies par d’autres
bactéries.
Pour éviter l’altération des caractères de la bactérie qui peuvent survenir in vitro, il faut réaliser les réactions
d'identification à partir d’isolats récents. Le lait tournesolé est légèrement acidifié par B. mallei, et peut
coaguler après une longue incubation. La bactérie réduit les nitrates. Bien que quelques auteurs aient écrit
que le glucose était le seul glucide oxydé (lentement et de manière inconstante), d’autres ont montré que si
un milieu et un indicateur appropriés étaient utilisés, le glucose et d’autres glucides comme l’arabinose, le
galactose et le mannose étaient régulièrement fermentés par B. mallei (6). L’indole n’est pas produit, le sang
de cheval n’est pas hémolysé et aucun pigment n’est diffusé dans les cultures (19). Un kit de diagnostic pour
les tests de laboratoire disponible dans le commerce (par exemple le système API [Analytical Profile Index]:
Analytab Products, BioMerieux ou Biolog [Hayward, California]) permet de confirmer facilement que la
bactérie appartient au groupe Pseudomonas. Les systèmes actuellement en vente permettent rarement
d’identifier avec certitude les espèces toujours plus nombreuses du genre Burkholderia (9). L’absence de
mobilité du germe devient alors particulièrement importante à rechercher. Il existe un bactériophage
spécifique de B. mallei (43).
Tous les milieux de culture préparés devraient être soumis à un contrôle de qualité de manière à vérifier
qu’ils permettent effectivement la croissance du micro-organisme suspect à partir d’un faible inoculum. La
souche de référence devrait être cultivée en parallèle avec les prélèvements suspects, afin de s’assurer de
la fiabilité des épreuves.
L’ajout au milieu de substances inhibant la croissance des bactéries qui prennent la coloration de Gram (par
exemple le cristal violet ou la proflavine) a prouvé son utilité lorsque les prélèvements sont contaminés, de
même qu’un pré-traitement de ces prélèvements à la pénicilline (1 000 unités/ml pendant 3 h à 37 °C) (22).
Un milieu sélectif a été élaboré (44), qui incorpore de la polymyxine E (1 000 unités), de la bacitracine
(250 unités) et de l’actidione (0,25 mg) dans de la gélose nutritive (100 ml) contenant de la glycérine (4 %),
du sérum d’âne ou de cheval (10 %), et de l’hémoglobine ovine ou de la gélose tryptone (0,1 %).
Hors de l’organisme, le micro-organisme est peu résistant à la dessiccation, à la chaleur, à la lumière ou aux
produits chimiques, de sorte qu’il a peu de chances de survivre plus de deux semaines (25). Toutefois, dans
des conditions favorables, il peut rester vivant quelques mois. Burkholderia mallei peut survivre dans l'eau
du robinet pendant au moins un mois (34). Le chlorure de benzalkonium ou « roccal » (1/2 000),
l’hypochlorite de sodium (500 ppm de chlore actif), l’iode, le chlorure de mercure en solution alcoolique, et le
permanganate de potassium se sont avérés de très puissants désinfectants de B. mallei (20). Les
désinfectants phénoliques sont moins actifs.
c) Inoculation à l’animal de Laboratoire
En cas de nécessité, le cobaye, le hamster et le chat ont été utilisés pour le diagnostic. Lorsque l’isolement
chez l’animal de laboratoire est jugé indispensable, le matériel suspect est inoculé par voie intra-péritonéale
à un cobaye mâle. Comme la sensibilité de cette technique n’est que de 20 %, il est conseillé d’inoculer au
moins cinq animaux (25). L’inoculation d’un prélèvement infecté entraînera une sévère péritonite locale et
une orchite (« signe de Strauss »). Le nombre de bactéries et leur virulence conditionnent la gravité des
lésions. Lorsque le matériel étudié est fortement contaminé, il faut faire des passages supplémentaires (11).
Le signe de Strauss n’est pas spécifique de la morve, et d’autres bactéries peuvent le provoquer. La
spécificité de la réponse obtenue doit donc être confirmée par l’examen bactériologique des testicules
infectés.
d) Confirmation par amplification en chaîne par polymérase (PCR) et PCR en temps réel
Plusieurs épreuves de PCR et de PCR en temps réel ont été proposées au cours de ces dernières années
dans le but d’identifier Burkholderia mallei (2, 13, 32, 36, 38, 39), mais seule une épreuve de chaque ont été

Chapitre 2.5.11. — Morve
Manuel terrestre de l’OIE 2008 1009
évaluées lors d’un récent foyer de morve chez le cheval (30, 37). Ce sont ces deux épreuves qui seront
décrites en détail ci-après, même si leur robustesse reste à démontrer par des essais inter-laboratoires. Les
lignes directrices et les précautions figurant au chapitre 1.1.5., « Validation et contrôle qualité des méthodes
d'amplification en chaîne par polymérase (PCR) utilisées pour le diagnostic des maladies infectieuses », de
ce Manuel Terrestre doivent être prises en compte.
• Préparation de l’ADN
Des colonies isolées sur gélose sont transférées dans 200 µl d’un tampon de lyse (5x tampon D [PCR
Optimation Kit, Invitrogen, DeShelp, Pays-Bas, dilué au 1/5 en eau ultra-pure] ; 0.5 % de Tween 20 [ICI,
American Limited, Merck, Hohenbrunn, Allemagne] ; 2 mg/ml de protéinase K [Roche Diagnostics,
Mannheim, Allemagne] ; après incubation 1 heure à 56 °C et inactivation pendant 10 min à 95 °C, 2 et 4 µl
du lysat clarifié sont utilisés comme échantillon, respectivement pour la PCR et pour la PCR en temps réel.
Quelques échantillons de tissus sont prélevés sur des chevaux (peau, foie, rate, poumon et conque
auriculaire) inactivés dans le formol (48 h, 10 % v/v) puis découpés au scalpel en petits morceaux de
0,5 × 0,5 cm (environ 500 mg). Ces échantillons sont lavés deux fois en eau dé ionisée (10 ml), incubés une
nuit en solution saline stérile à 4 °C, puis broyés au pilon dans un mortier en présence d’azote liquide.
L’ADN total est obtenu à partir de 50 mg de tissus avec le QIAamp Tissue KitTM, en suivant les instructions
du fabricant (Qiagen, Hilden, Allemagne). L’ADN est élué avec 80 µl d’H20, dont 4 µl sont utilisés comme
matrice.
• Épreuve PCR (30)
L’épreuve doit éventuellement être adaptée au protocole de PCR utilisé, avec quelques petites modifications
concernant les paramètres du cycle la concentration des produits chimiques.
Les oligonucléotides employés par les auteurs cités en référence 30 ont été choisis sur la base des
différences existantes entre les séquences fliP de B. mallei ATCC 23344T (numéros d’accès NC_006350,
NC_006351) et de B. pseudomallei K96243 (numéros d’accès NC_006348, NC_006349). Les amorces
Bma-IS407-flip-f (5’-TCA-GGT-TTG-TAT-GTC-GCT-CGG-3’) et Bma-IS407-flip-r (5’-CTA-GGT-GAA-GCT-
CTG-CGC-GAG-3’) sont employées pour amplifier un fragment de 989 pb. La PCR est réalisée avec 50 µl
de mastermix (Eppendorf, Hamburg, Allemagne) prêt à l’emploi et 15 pmol de chaque amorce. Le
thermo-cycleur est paramétré à 94 °C pour 30 s, 65 °C pour 30 s et 72 °C pour 60 s. Le cycle est repris 35
fois. Une étape finale d’élongation est ajoutée au processus (72 °C pendant 7 min). Les produits finaux sont
observés en lumière ultra-violette après électrophorèse en gel d’agarose (1 % p/v en tampon TAE) et
coloration au bromure d’éthidium. Des témoins dans lesquels l’échantillon est remplacé par de l’eau de
qualité PCR et des témoins positifs contenant l’ADN de B. mallei seront introduits dans chaque cycle pour
détecter la contamination par les amplicons des réactions précédentes ou pour détecter les échecs de
l’amplification.
La limite inférieure de détection est de 10 fg, soit l’équivalent de deux génomes.
• PCR en temps réel (37)
L’épreuve doit éventuellement être adaptée à la PCR en temps réel utilisée, avec quelques petites
modifications. C’est ainsi que les tubes du cycle doivent être choisis en fonction des recommandations du
fabricant, et qu’il faut parfois doubler la concentration des oligonucléotides ou bien modifier le type de
marquage des sondes. Les auteurs ont utilisé un système de PCR en temps réel MX3000PTM (Stratagene,
Amsterdam, Pays-Bas) et des plaques à 96 trous (ThermoFast 96 ABGeneTM, Rapidozym, Berlin,
Allemagne).
Les oligonucléotides employés par les auteurs cités en référence 37 ont été choisis sur la base des
différences existantes entre les séquences fliP de B. mallei ATCC 23344T (numéro d’accès NC_006350,
NC_006351) et de B. pseudomallei K96243 (numéros d’accès NC_006348, NC_006349). La sonde fluor
génique est synthétisée avec du 6-carboxy-fluorescéine (FAM) à l’extrémité 5’ et un black hole quencher 1
(BHQ1) à l’extrémité 3’. Les oligonucléotides utilisés sont Bma-flip-f (5’-CCC-ATT-GGC-CCT-ATC-GAA-G-
3’), Bma-flip-r (5’-GCC-CGA-CGA-GCA-CCT-GAT-T-3’) et la sonde Bma-flip (5’-6FAM-CAG-GTC-AAC-
GAG-CTT-CAC-GCG-GAT-C-BHQ1-3’).
Le mélange réactionnel de 25 µl est constitué de 12,5 µl 2× TaqManTM Universal MasterMix (Applied
Biosystems, Foster City, Etats-Unis d’Amérique), 0,1 µl de chaque amorce (10 pmol/µl), 0,1 µl de la sonde
(10 mol/µl) et 4 µl d’échantillon. Le thermo-cycleur est paramétré à 50 °C pendant 2 min ; 95 °C pendant
10 min ; 45 (50) cycles à 95 °C pendant 25 s et 63 °C pendant 1 min. Les contaminants possibles,
constitués par les produits d’amplification des réactions précédentes, sont inactivés au cours d’une étape
d’incubation initiale utilisant l’uracile N’-glycosilase.

Chapitre 2.5.11. — Morve
1010 Manuel terrestre de l’OIE 2008
Les auteurs suggèrent d’inclure un témoin interne d’inhibition constitué par un gène cible du bactériophage
lambda (Lambda-F [5’-ATG-CCA-CGT-AAG-CGA-AAC-A-3] Lambda-R [5’-GCA-TAA-ACG-AAG-CAG-TCG-
AGT-3’], Lam-YAK [5’-YAK-ACC-TTA-CCG-AAA-TCG-GTA-CGG-ATA-CCG-C-DB-3’]), qui peut être titré
pour déterminer les valeurs limites reproductibles du cycle. Toutefois, selon les prélèvements à analyser, un
gène d’expression ubiquitaire peut aussi être utilisé en plus ou de manière alternative. Des témoins dans
lesquels l’échantillon est remplacé par 4 µl d’eau de qualité PCR et des témoins positifs contenant l’ADN de
B. mallei doivent être introduits dans chaque cycle pour détecter la contamination par les amplicons ou les
échecs de l’amplification.
L’échelle linéaire de l’épreuve a été calculée de manière à couvrir toutes les concentrations, de 240 pg à
70 fg de l’ADN bactérien/réaction. La limite inférieure de détection, définie comme la plus petite quantité
d’ADN toujours détectable lors de trois cycles comportant huit mesures chacun, est de 60 fg d’ADN soit
l’équivalent de quatre génomes (au seuil de probabilité 95 %). Pour chacune des réactions respectives, la
variabilité intra-essai de l’épreuve PCR fliP pour 35 pg d’ADN/réaction est de 0,68 % (basée sur les valeurs
Ct) et elle est de 1,34 %. pour 875 fg d’ADN/réaction. La variabilité inter-essai est respectivement pour
chaque réaction de 0,89 % (basée sur les valeurs Ct) pour 35 pg d’ADN/réaction et de 2,76 % pour 875 fg
d’ADN/réaction.
e) Autres méthodes
Le génome de la souche type ATCC 23344T de Burkholderia mallei a été séquencé en 2004 (27). Plusieurs
génomes d’autres isolats l’ont été également par la suite, révélant une grande plasticité génétique. Les
passages sur différentes espèces hôtes ou sur différents milieux de culture peuvent altérer
considérablement les séquences génomiques (29). La perte, par mutation, de la capacité de produire les
LPS et/ou les polysaccharides capsulaires suite à des passages successifs de la bactérie en culture est bien
connue ; elle se traduit par une virulence réduite, voire nulle, et elle a une influence sur les réactions
sérologiques (26). Plusieurs techniques de typage moléculaire ont été développées avec succès. De simples
techniques moléculaires comme la PCR - Polymorphisme de longueur des fragments de restriction (35) et
l’électrophorèse sur gel en champ pulsé (5) peuvent être utilisées pour mieux caractériser les isolats. Le
ribotypage de 25 isolats de B. mallei faisant appel aux enzymes de restriction PstI et EcoRI en association
avec une sonde E. coli 18-mer rADN a révélé l’existence de 17 sérotypes distincts (12). Ces techniques
restent encore réservées à certains laboratoires spécialisés, parce qu’elles doivent faire appel à une
collection très importante de souches. Le typage séquentiel multiloculaire (MLST) est réalisable avec de
l’ADN purifié, ce qui évite d’avoir trop de cultures bactériennes en cours ou de devoir entretenir des souches
de collection. Une analyse basée sur des données disponibles sur internet peut même faciliter les
diagnostics (10). Aucune caractéristique spécifique des lésions causées par B. mallei ne peut être décrite au
plan anatomopathologique. Des sérums hyperimmuns de lapin spécifiques de B. mallei peuvent être utilisés
pour l’analyse immunohistochimique.
2. Malléination et épreuves sérologiques
a) La malléination (Épreuve prescrite pour les échanges internationaux)
Le dérivé protéique purifié (PPD pour Purified Protein Derivative) de la malléine, qui est disponible sur le
marché, est une solution de fractions protéiques solubles dans l’eau obtenues en traitant B. mallei par la
chaleur. L’épreuve repose sur la détection de l’hypersensibilité à la malléine des chevaux infectés. Des
résultats peu concluants peuvent être observés dans les formes cliniques avancées chez les chevaux et les
formes aiguës chez les ânes, nécessitant le recours à des méthodes de diagnostic complémentaires (1).
• Le test intradermo-palpébral
C’est l’épreuve la plus sensible, la plus fiable et la plus spécifique de détection de la morve chez les ongulés
périssodactyles (solipèdes) infectés, et il a largement supplanté les tests ophtalmiques et sous-cutanés (3).
Un volume de 0,1 ml de malléine PPD concentrée est injecté par voie intradermique dans la paupière
inférieure, et la réaction est recherchée 24 h et 48 h après. Une réaction positive est caractérisée par un
œdème marqué de la paupière, éventuellement accompagné d’un écoulement purulent du cul-de-sac
conjonctival ou de la conjonctive. Cette réaction locale est habituellement accompagnée d’une élévation de
la température. Lorsque la réaction est négative, on ne constate habituellement aucun changement, ou tout
au plus un léger gonflement de la paupière inférieure.
• Le test ophtalmique
Ce test est moins fiable que le test intradermo-palpébral. Quelques gouttes de malléine sont déposées dans
l’œil au niveau du cul-de-sac conjonctival. Chez un animal infecté, on observe habituellement un gonflement
des paupières s’étendant parfois sur la joue, éventuellement associé à un léger écoulement oculaire. La
réaction peut également se produire, mais moins marquée, sur l’œil opposé.