anesthésie des grands animaux - Direction des services vétérinaires

Direction des services vétérinaires
ANESTHÉSIE DES GRANDS ANIMAUX
Anne-Marie Catudal et Daphnée Veilleux-Lemieux
TABLE DES MATIÈRES
1. Introduction
2. Buts de l’anesthésie générale
3. Physiologie et effets de la douleur
4. Prémédication
5. Induction
6. Maintien
7. Anesthésiques locaux
8. Bloqueurs neuromusculaires
9. Suivi (monitoring)
a. Importance
b. Phases anesthésiques
c. Paramètres physiologiques suivis
d. Compilation des données physiologiques
10. Fluidothérapie
11. Réveil
12. Complications possibles et actions à prendre
Anne-Marie Catudal et Daphnée Veilleux-Lemieux
1. Introduction
« There are no safe anesthetics agents, there are no safe anesthetic proceedings, there are only
safe anesthesists »
- Robert Smith
Aucun agent anesthésique n’est complètement sécuritaire, aucun protocole anesthésique n’est
parfait et applicable à toutes situations. En bref, toute anesthésie est risquée. Cependant,
lorsque l’on connait les effets des différentes drogues et que l’on sait détecter un problème, la
plupart des situations peuvent être contrôlées facilement.
Cette formation a pour but de vous remémorer les bases de l’anesthésie générale, de vous
permettre d’être à l’aise lorsque vous anesthésiez un animal « de grande taille » et peut-être de
vous apprendre quelques concepts nouveaux !
2. Buts de l’anesthésie générale
Ce que l’on veut atteindre lors d’une anesthésie générale est de déprimer le système nerveux
central, afin d’obtenir une perte de conscience de l’animal. Cette dépression est RÉVERSIBLE et
CONTRÔLÉE. Lors de chirurgie, le plan anesthésique se doit d’être plus profond pour fournir
immobilité, relaxation, inconscience et perte de perception de douleur, tout en maintenant les
fonctions vitales. Donc on cherche à avoir une contention chimique et une inconscience de
l’animal vis-à-vis des manipulations et de la douleur.
Le but de cette formation n’est pas de faire de vous des spécialistes en neuroanatomie et en
physiologie de la douleur. Nous n’allons donc que survoler les mécanismes nerveux impliqués
dans la douleur.
3. Physiologie et effets de la douleur
Lorsqu’un stimulus douloureux survient, une cascade d’événements nerveux s’en suit. Au niveau
de l’organe atteint, que ce soit la peau, les viscères ou une articulation par exemple, des
récepteurs spécifiques de la nociception s’activent. Certains organes en sont très concentrés,
comme la peau, d’autres dépourvus, comme le cerveau. Ces « nocicepteurs » perçoivent donc le
stimulus mécanique, chimique ou thermique et un signal nerveux est envoyé par le nerf
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périphérique jusqu’à la moelle épinière, puis voyage jusqu’au cortex, ou la douleur proprement
dite est alors perçue. Un influx nerveux de type rétrocontrôle est retourné à la moelle épinière
afin de modulée la douleur.
Durant l’anesthésie générale, la perception de la douleur au niveau du cerveau est bloquée,
mais la douleur est tout de même présente. Tout animal anesthésié n’est donc pas
nécessairement analgésié. C’est entre autres pour cette raison que l’on demande qu’un
analgésique soit administré AVANT la procédure chirurgicale.
La douleur amène un état de stress. Ce stress entraine des changements au niveau des
hormones sanguines ainsi qu’une diminution de l’immunité, une perte d’appétit, une fonte
musculaire… La douleur augmente aussi le risque de complications majeures en période
postopératoire (insuffisance cardiovasculaire, insuffisance respiratoire et même la mort). De
plus, les résultats des protocoles de recherche sont modulés par tout biais externe ou interne.
Ces biais incluent le stress, des changements au niveau du système immunitaire, de l’appétit,
etc. Il faut donc que l’anesthésie ET la douleur aient le moins d’impact possible sur les résultats
expérimentaux.
4. Prémédication
La prémédication n’est habituellement pas utilisée chez les rongeurs et autres petites espèces,
mais est souvent préférable, voire indispensable chez les espèces de plus grande taille.
Contention : il est important que les animaux soient faciles à manipuler. La kétamine est le plus
souvent utilisée pour obtenir une contention chimique sécuritaire pour l’animal et le
manipulateur. Elle nous permet entre autres de poser un cathéter IV plus facilement.
Sédation : le contrôle du stress et de l’appréhension est important avant l’induction de
l’anesthésie. On veut un animal calme, et éviter tout effet néfaste possible du stress lors de
l’anesthésie.
Analgésie : comme on veut administrer un analgésique en période préopératoire, la
prémédication est un excellent moment pour le faire. Les opioïdes sont de bons candidats pour
cela, puisqu’ils ont en plus un effet sédatif.
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Myorelaxation : pour certaines manipulation, il peut être utile de relaxer les muscles
(radiographies, procédures orthopédiques…)
Diminuer la quantité d’agents anesthésiques utilisés : les molécules utilisées ont un effet
synergique ou additif, permettant de diminuer la dose de chacun. La dose de l’agent utilisé en
maintien pourra aussi être diminuée, ce qui permet de réduire certains de ses effets
secondaires. Il est donc plus sécuritaire d’utiliser un cocktail de différentes drogues et d’utiliser
moins d’isoflurane pour le maintien, que d’être obligé de garder l’animal sous 3% d’isoflurane
pendant toute la procédure.
Exemple
de
molécules
fréquemment
utilisées
en
prémix :
acépromazine
(sédatif,
antidysrythmique, antiémétique), diazépam et midazolam (anxiolytiques et myorelaxants),
opioïdes de puissance différente : morphine < butorphanol < hydromorphone < buprénorphine
< fentanyl (analgésiques, sédatifs), xylazine (sédatif, analgésique de courte durée, myorelaxant),
AINS (analgésiques, carprofen et meloxicam ont peu d’effets sur l’hémostase), glycopyrrolate
ou
atropine
(antibradydysrythmiques,
antisialagogues,
bronchodilatateurs),
kétamine
(analgésique, anesthésique dissociatif).
Plusieurs facteurs sont à considérer lors du choix de la ou des molécules utilisées en
prémédication : le risque anesthésique (âge de l’animal, état de chair, maladie), le type de
chirurgie ou de procédure effectuée, le niveau de douleur anticipée, le niveau de relaxation
musculaire requis, ainsi que l’espèce. Par exemple, la kétamine seule est très utilisée chez les
primates, car l’effet hypotenseur et cardiodépresseur est beaucoup moindre que lorsqu’elle est
utilisée en combinaison.
5. Induction
L’induction permet d’atteindre un niveau d’inconscience rapidement. Elle peut être faite à l’aide
de molécules injectables ou volatiles : thiopental, pentobarbital, propofol, kétamine, telazol ou
isoflurane. Le choix de la molécule va dépendre de l’état du patient (rarement instable dans nos
conditions) et de l’espèce. Avec la plupart de ces agents, une dépression respiratoire est à
prévoir : il est possible qu’une période d’apnée survienne. Afin de limiter les conséquences
d’une apnée, il est avantageux de préoxygéner le patient avant l’induction (environ 5 minutes).
Une intubation rapide nous permet également d’avoir accès aux voies respiratoires en cas
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d’apnée transitoire. C’est pourquoi même dans le cas d’une anesthésie aux injectables, il est
toujours préférable d’intuber l’animal. De plus, si la taille du tube endotrachéal est adéquate (le
plus grand possible sans créer de friction) et si le ballonnet est gonflé correctement, les risques
d’aspiration de salive ou de contenu digestif durant l’anesthésie sont prévenus. La taille de la
trachée peut être palpée pour estimer la grosseur de tube à utiliser; 3 grosseurs de tube
peuvent être préparées, puis au moment de l’intubation, le bon tube est choisi. Il est bon de
tester le ballonnet pour des fuites avant de débuter les procédures. Il suffit de gonfler le
ballonnet de tous les tubes choisis avant la prémédication par exemple. De cette façon, les
ballonnets qui ne fuient pas seront encore bien gonflés au moment de l’induction et cela nous
permet de choisir des tubes en bon état.
Pour prévenir les laryngospasmes chez le chat, le furet, le lapin, le porc et le primate, de la
lidocaïne peut être aspergée sur les aryténoïdes. Elle agit en quelques minutes seulement, et
l’effet dure environ 1 heure. Il est préférable de mesurer le volume dans une seringue plutôt
que d’utiliser un pulvérisateur, surtout chez les petits animaux, pour éviter de surdoser. Si
possible, retirer l’aiguille avant d’asperger (plus sécuritaire, car risque de lacération des tissus,
ou que l’aiguille se détache et se loge dans la trachée).
Espèce
Lidocaine 2%
Chat, porc et primate
0,1 ml
Furet
0,05 ml
Lapin
0,05-0,1 ml
La longueur du tube doit également être adéquate. Un tube trop long dans l’animal pourrait se
loger dans une bronche et entrainer la ventilation d’un seul poumon. L’auscultation des 2 côtés
du thorax permet de confirmer le bon placement du tube. Un tube trop long hors de l’animal
augmente l’espace mort et la résistance à la respiration. Généralement, le tube ne devrait pas
être plus long que la distance entre le bout du museau et la pointe de l’épaule. S’il est trop long,
il est possible de le couper.
La plupart des espèces s’intube facilement en position sternale. La technique est un peu plus
difficile chez le porc, et il faut souvent y aller à l’aveugle chez le lapin. Peu importe l’espèce,
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l’intubation doit être faite doucement pour ne pas créer de trauma aux différentes structures
anatomiques. Une irritation des muqueuses respiratoires peut entrainer une réponse
inflammatoire locale importante et compromettre le passage de l’air au moment du réveil.
6. Maintien
Les mêmes drogues mentionnées à l’induction peuvent être utilisées pour le maintien de
l’anesthésie générale. Les méthodes d’administration de drogues en continue (constant rate
infusion « CRI ») sont plus fiables que des bolus répétés de kétamine-xylazine par exemple, car
un contrôle et un ajustement de la dose peut être fait plus rapidement. C’est encore plus vrai de
l’anesthésie gazeuse, où l’ajustement de la profondeur d’anesthésie est quasi-immédiate. Cette
méthode est donc à prioriser.
Si l’anesthésie gazeuse est choisie, il est important de vérifier la machine avant la procédure,
pour s’assurer qu’il n’y a pas de fuites et que la quantité d’isoflurane et d’oxygène est suffisante.
Contrairement à ce que l’on peut penser, il ne sert à rien de délivrer un très grand volume d’O 2
durant l’anesthésie. Les poumons n’ont seulement qu’une certaine capacité, et tout l’excédent
fourni est perdu. De plus, la quantité d’isoflurane totale vaporisée sera plus importante si le
débit d’O 2 est grand, puisqu’il s’agit d’un pourcentage. En maintenant un chat de 4 kg à 1,5-2
L/min, de l’oxygène ET de l’isoflurane sont gaspillé. Règle générale, 130 ml/kg /min sont
suffisants lors de ventilation spontanée, et 150 ml/kg/min lors de ventilation assistée. Donc le
même chat en ventilation spontanée pourrait recevoir 500 ml/min et serait suffisamment
oxygéné !
Le maintien par agent injectables est à considérer si des raisons expérimentales le requièrent.
Lorsque l’anesthésie par injectable est choisie, il est préférable d’avoir à portée de main des
drogues antagonisant les agents anesthésiques. C’est le seul moyen permettant de stopper
l’anesthésie si des complications surviennent.
Le protocole expérimental nous incitera à choisir une forme d’anesthésie plutôt qu’une autre.
Exemples de l’effet de l’anesthésie sur la recherche : l’isoflurane modifie glycémie, l’isoflurane
semble protéger contre les dommages de reperfusion rénale, l’isoflurane cause une suppression
de l’activité électrique de l’EEG, tandis que la kétamine entraine une hausse de l’amplitude de
l’EEG (activité convulsion-like). Les agents anesthésiques (surtout volatils) diminuent la
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perfusion rénale, augmentent la sécrétion d’aldostérone et d’ADH. La kétamine est éliminée par
les reins, donc déconseillée lors de maladie rénale, l’isoflurane et les opioides sont préférables
lors de maladie hépatique. Diminution de la production d’anticorps, qui peut se prolonger sur
plusieurs jours post-anesthésie.
7. Anesthésiques locaux
Les anesthésiques locaux soulagent la douleur en empêchant les stimuli douloureux d’atteindre
le système nerveux central (cerveau et moelle épinière). Contrairement aux opioïdes et aux AINS
dont on a déjà parlé, ils suppriment totalement la douleur au lieu de la diminuer et de la rendre
plus tolérable. Cependant, leur utilité est limitée parce qu’ils doivent atteindre les récepteurs de
douleur qui sont activés ou les nerfs qui les relient au cerveau ou à la moelle épinière. L’un des
avantages de ces substances est qu’elles sont actives localement et qu’elles ont peu d’effets
systémiques, ce qui permet de soulager une douleur locale sans agir sur les autres systèmes
physiologiques et, par conséquent, sans influencer les résultats de l’expérience.
Les anesthésiques locaux sont principalement employés pour soulager la douleur au niveau de la
peau. L’infiltration de ces substances dans les rebords d’une plaie permet d’obtenir un
soulagement dont la durée peut aller jusqu’à six heures après une intervention chirurgicale,
c’est-à-dire pendant la période où la douleur aiguë produite par les lésions chirurgicales est la
plus forte et où l’effet anesthésiant est le plus nécessaire. On infiltre parfois des anesthésiques
locaux autour des nerfs lorsque cela est possible. Par exemple, on peut bloquer le passage de
l’influx dans les nerfs intercostaux pour soulager la douleur consécutive à une thoracotomie et
ainsi faciliter la respiration.
Les effets des anesthésiques locaux durent jusqu’à six heures, selon le médicament employé.
Ces effets sont prolongés si la préparation contient de l’épinéphrine. L’application topique d’un
anesthésique local peut produire un effet pendant moins d’une heure. Les anesthésiques locaux
peuvent être administrés par différentes voies selon les objectifs recherchés. L’infiltration locale
permet de bloquer les récepteurs de la peau et des tissus sous-jacents ou d’empêcher le
passage de l’influx dans les nerfs qui traversent la région. Dans ce dernier cas, on obtient une
anesthésie (et une paralysie) dans un site autre que celui de l’injection. L’application topique sur
des muqueuses ou des structures sous-cutanées permet de bloquer efficacement les récepteurs
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à ces endroits. Par exemple, on emploie des anesthésiques en aérosol pour bloquer les
récepteurs des cordes vocales et empêcher le spasme pendant l’intubation endotrachéale.
Administrées dans l’espace épidural ou sous-arachnoïdien, ces substances empêchent le
passage de tout influx dans les nerfs, ce qui entraîne la disparition des sensations et la perte des
fonctions motrices. Les anesthésiques locaux sont mal absorbés par la peau saine. Cependant la
peau absorbe bien une préparation qui est un mélange de prilocaïne et de lidocaïne, bien que
l’absorption soit relativement lente et l’anesthésie limitée à une profondeur d’environ cinq
millimètres sous la peau. Cela peut suffire à anesthésier les récepteurs cutanés. Ces produits
donnent de bons résultats lorsqu’on les applique sur l’oreille d’un lapin au niveau de l’artère ou
de la veine et qu’on enveloppe le tout dans un pansement occlusif pendant 30 minutes avant de
procéder à l’injection ou à la prise de sang.
8. Bloqueurs neuromusculaires
Les bloqueurs neuromusculaires ont plusieurs indications : faciliter l'intubation trachéale,
diminuer le tonus musculaire pour faciliter une intervention chirurgicale, faciliter la ventilation
mécanique,
supprimer
les
contractures
musculaires.
On
emploie
les
bloqueurs
neuromusculaires comme produits d'appoint à l'anesthésie pour accentuer la myorelaxation
pendant l'intervention chirurgicale (ex. chirurgie oculaire) ou pour pouvoir maîtriser la
respiration. Ces substances paralysent les muscles squelettiques, donc la contraction volontaire
devient impossible. Mais surtout, elles paralysent les muscles respiratoires et des muscles
effecteurs de certains réflexes dont on se sert pour évaluer la profondeur de l'anesthésie.
L'absence d'activité des muscles respiratoires rend nécessaire l'emploi d'un respirateur artificiel.
Lorsque les réflexes ont disparu, il devient difficile de vérifier la profondeur de l'anesthésie.
Le principal désavantage de l'emploi de ces produits est qu'ils provoquent une paralysie sans
entraîner une perte de conscience ni soulager la douleur, et que leurs effets peuvent se
prolonger après l'anesthésie. L'animal peut donc sembler être anesthésié (aucune réponse aux
stimuli douloureux), alors qu'en réalité il ne peut réagir parce que ses muscles sont paralysés. IL
EST IMPÉRATIF que l’animal soit bien anesthésié avant l’administration de ces substances.
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9. Suivi (monitoring)
a. Importance
Comme mentionné en introduction, l’anesthésie générale n’est pas sans risque, même sur un
patient en bonne santé, et elle ne doit pas être prise à la légère. Des perturbations de
l’homéostasie peuvent survenir, et les conséquences peuvent être de courte durée ou avoir
un effet à long terme. Inutile de mentionner que la mort durant ou après l’anesthésie est
aussi possible… Mais, avec un bon suivi du patient, la plupart des complications peuvent être
identifiées et traitées. Même si l’examen physique de l’animal est la base, les appareils de
surveillance anesthésiques sont essentiels pour un suivi précis de l’état du patient. . Un
patient anesthésié ne doit jamais être laissé sans surveillance, même pour de courts
instants.
b. Phases anesthésiques
L’anesthésie se divise en 4 niveaux. Le niveau 1 représente la période entre l’induction et la
perte de conscience. Le niveau 2 est aussi appelé « délirium », les centres volontaires sont
abolis et le patient peut vocaliser, faire des mouvements incontrôlés ou encore vomir (d’où
l’importance du jeûne chez la plupart des espèces). Il faut passer cette phase le plus
rapidement possible. Le niveau 3 est le niveau recherché lorsque des procédures sont
effectuées. Il se divise lui-même en 4 plans anesthésiques. Le premier plan représente une
anesthésie légère, où la respiration est régulière mais certains réflexes sont toujours
présents. Le 2e plan correspond au « plan chirurgical »; les réflexes ont disparu chez la
plupart des espèces et la respiration est toujours régulière. Le 3e plan est l’anesthésie
profonde, où la respiration devient de plus en plus superficielle suite à l’arrêt progressif des
muscles intercostaux. Le plan 4 est atteint lorsque tous les muscles respiratoires cessent de
fonctionner. Le niveau 4 représente l’arrêt respiratoire et cardiaque. La mort est imminente
et il est impératif d’agir avant de se rendre à ce niveau !
c. Paramètres physiologiques suivis
i) Réflexes
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Les réflexes sont vérifiés pour s’assurer que la profondeur de l’anesthésie est adéquate. Il est
préférable d’évaluer plusieurs réflexes, car leur fiabilité varie selon l’espèce ou les drogues
utilisées. Il est primordial que l’animal soit suffisamment anesthésié avant et durant toute
procédure chirurgicale.
Palpébral : fermeture des paupières lorsque le canthus médial ou latéral de l’œil est touché
délicatement. Ce réflexe tend à disparaitre avec l’approfondissement de l’anesthésie, et est
absent en plan chirurgical. PAS FIABLE si la kétamine est le principal agent utilisé. PEU FIABLE
chez le porc.
Cornéen : fermeture des paupières lorsque la cornée est effleurée avec un coton-tige. PEU
FIABLE chez le porc. Doit rester présent chez le lapin, sinon c’est signe que l’anesthésie est
trop profonde.
Basculement du globe oculaire : la pupille est centrée dans l’ouverture palpébrale chez
l’animal éveillé; au fur et à mesure que la profondeur de l’anesthésie augmente, une rotation
du globe oculaire s’effectue ventro-médialement et la cornée est cachée par la membrane
nictitante. Si la profondeur d’anesthésie augmente encore pour atteindre un niveau
dangereusement bas, l’œil redevient central.
Réflexe de retrait : après pincement des orteils, le membre se rétracte, signe que
l’anesthésie est trop légère pour une chirurgie.
Tonus mandibulaire : l’évaluation du tonus mandibulaire doit être fait en tout début de
procédure, avant les stimuli, afin d’avoir une valeur de référence. La facilité d’ouverture de la
gueule est variable d’un animal à l’autre, et d’autres raisons que l’anesthésie légère peuvent
entrainer un tonus fort (ex. problème articulaire). Normalement, une laxité de la mâchoire
devrait s’observer avec une anesthésie de plus en plus profonde.
Tonus anal : l’anus est généralement lâche lors d’anesthésie générale adéquate.
Mouvements spontanés : du pédalage, des clignements des yeux ou des mouvements
respiratoires exagérés peuvent survenir en réponse un stimulus nociceptif si le plan
anesthésique est trop léger.
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ii) Température
Il est important d’avoir un suivi de la température de tout animal anesthésié. La majorité des
agents anesthésiques favorise l’hypothermie en réduisant le métabolisme de base; de plus,
les pertes de chaleur sont nombreuses en chirurgie. En général, une température au-delà de
36°C est considérée correcte et a comme seul effet des frissonnements au réveil, qui
augmentent la consommation d’oxygène. Une diminution de la température corporelle joue
sur la perfusion des tissus et la clairance des agents anesthésiques est ralentie, ce qui
augmente la durée de la période de réveil. De plus, une bradycardie peut survenir, ce qui
diminue d’avantage la perfusion des tissus. Il est primordial de prévenir les pertes de chaleur
au maximum, en minimisant la taille de la zone rasée et la quantité d’antiseptiques utilisés
par exemple. Un réchauffement artificiel est presque toujours nécessaire, et peut être
effectué en augmentant la température ambiante, avec des tapis chauffants, des bouillottes,
des fluides IV et de lavage chauffés. Il faut poursuivre le suivi de la température au réveil, et
réchauffer l’animal au besoin : des bouillottes, couvertures et séchoirs sont généralement
utilisés. L’administration d’O 2 aide aussi. L’hyperthermie est beaucoup plus rare; il faut alors
refroidir le patient…
iii) Système cardiopulmonaire
Ensemble, les systèmes respiratoire et cardiovasculaire regroupent tous les autres
paramètres qui sont suivis. L’anesthésie générale entraine une dépression de ces systèmes; il
faut les observer afin de s’assurer que la profondeur de l’anesthésie est correcte et que les
tissus sont adéquatement perfusés.
Au niveau du système respiratoire, 2 éléments doivent être évalués : la ventilation
(suffisamment d’air se rend jusqu’aux alvéoles pulmonaires) et l’oxygénation (transfert de
l’oxygène dans le sang). La ventilation est évaluée par la fréquence respiratoire et le volume
inspiratoire, ou l’amplitude respiratoire. L’oxygénation est évaluée par la couleur des
muqueuses. L’oxymètre de pouls (qui mesure la saturation de l’hémoglobine en O 2 du sang
artériel) et le capnomètre (qui mesure le CO 2 expiré, normale entre 35 et 45 mmHg) évaluent
aussi la fonction respiratoire. Une valeur de 93-100% est attendue à l’oxymètre de pouls chez
les animaux supplémentés en O 2 , et des complications peuvent survenir si la valeur descend
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sous 90%. Selon l’emplacement de la sonde, la valeur peut être erronée; il est bon de bouger
la sonde lorsque la valeur descend, et d’observer les autres paramètres. Les gaz sanguins
peuvent être très utiles en clinique pour évaluer directement le contenu du sang en oxygène
et autres paramètres du métabolisme, mais nous n’avons pas l’équipement ici pour faire ce
genre de suivi. Note : si l’animal n’est pas sur ventilateur, il est bénéfique de le « bagguer »
régulièrement, afin d’offrir un bon volume respiratoire et éviter le collapse de certaines
alvéoles. En effet, comme l’amplitude respiratoire est souvent diminuée lors d’anesthésie,
les respirations spontanées ne sont pas suffisantes pour remplir tout le volume pulmonaire,
et les alvéoles situées loin dans l’arbre pulmonaire demeurent fermées. Si elles ne sont pas
remplies d’air pour une longue période, elles resteront fermées même au réveil de l’animal
(atélectasie). On peut « bagguer » par exemple aux 15 minutes, en fermant la valve de
sécurité et en pressant le ballon; ne pas dépasser 15 mmHg et ROUVRIR la valve après !!
Le suivi physique du système cardiovasculaire se fait de plusieurs façons : TRC (indice
qualitatif de la perfusion périphérique; difficile à évaluer si les muqueuses sont foncées ou
lors de vasoconstriction), le pouls périphérique (force qualitative du pouls; représente la
différence entre la pression systolique et diastolique : le pouls peut être faible lors de
vasodilatation, mais la pression systolique adéquate; à l’inverse, le pouls peut être fort, mais
pression basse), le choc précordial et l’auscultation avec stéthoscope.
Plusieurs méthodes peuvent être utilisées pour obtenir une valeur de la pression sanguine,
comme le Doppler et l’oscillométrie (technique utilisée par nos appareils de monitoring).
Dans les 2 cas, la lecture se fait au niveau des extrémités et la largeur du brassard doit faire
environ 40% de la circonférence du membre. Si le brassard est trop étroit, la pression sera
surestimée, et si le brassard est trop large, la pression sera sous-estimée. Comme on craint
plutôt l’hypotension que l’hypertension en anesthésie, on préfère prendre un brassard plus
grand si la taille idéale n’est pas disponible : on sera averti plus vite en cas d’hypotension.
Bien que le Doppler soit considéré plus fiable chez les chats que l’oscillométrie, il n’en
demeure pas moins que les 2 techniques ne sont pas idéales chez des petits patients avec de
petites artères. Le Doppler nous donne une valeur assez réelle de la pression systolique, la
pression diastolique peut être mesurée plus difficilement et on doit estimer la pression
moyenne. L’oscillométrie nous donne quant à elle les 3 mesures de pression
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automatiquement (systolique, moyenne et diastolique). La pression artérielle moyenne
devrait être supérieure à 60 mmHg, que les animaux soient conscients ou non, afin d’assurer
une perfusion adéquate des organes. Lorsque la pression artérielle systolique chute sous 80,
des actions devraient être prises afin d’augmenter la pression. Même si elle est très utile, la
mesure de pression indirecte n’est qu’un reflet de la perfusion tissulaire : une bonne valeur
de pression ne nous assure pas que le débit cardiaque est adéquat et que la perfusion est
bonne ! Il est bon de mentionner que ces appareils fournissent également la fréquence
cardiaque. La pression artérielle est rarement mesurée de façon directe, car cette méthode
invasive est plus difficile à maitriser et les risques de thrombose, d’ischémie et d’infection ne
sont pas à négliger.
Bien que les dysrythmies soient détectables de d’autres manières, seul l’électrocardiographe
nous permet d’identifier la nature précise de ces anomalies. Cependant, comme on ne
mesure que le courant électrique avec l’ECG, on ne peut évaluer l’activité mécanique du
cœur et l’hémodynamie avec uniquement cette méthode comme suivi cardiovasculaire. Le
tracé de l’ECG pourrait être normal mais l’activité mécanique insuffisante pour assurer la
perfusion des tissus.
La production urinaire peut nous donner un indice sur la perfusion rénale, et donc tissulaire :
lorsque la pression est basse, la perfusion rénale est diminuée et consécutivement, la
production urinaire aussi. Le taux de production urinaire doit alors être évalué souvent, et le
cathéter urinaire doit être continuellement fonctionnel pour pouvoir s’y fier !
d.
Compilation des données physiologiques
L’importance du rapport anesthésique : le rapport fait partie du dossier de l’animal. Permet
d’avoir un visuel rapide sur l’historique de l’anesthésie. Le fait de noter périodiquement les
différents paramètres donne l’habitude d’effectuer un suivi serré du patient sous anesthésie,
et la représentation graphique des données nous permet de réfléchir sur les phénomènes
physiologiques et pharmacologiques qui surviennent. Le rapport d’anesthésie est à
compléter pour toutes les anesthésies, qu’elles soient terminales ou non.
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Fluidothérapie
Pour aider à maintenir les fonctions vitales de l’animal anesthésié, les fluides sont très utiles. Le
cathéter IV nous permet d’administrer directement les fluides dans le réseau vasculaire et
représente la 2e « ligne vitale » (avec le tube endotrachéal). Il nous permet aussi d’avoir un
accès veineux pour administrer les drogues en cas d’urgence. Pourquoi veut-on des fluides
durant une anesthésie ? Pour plusieurs raisons : pour compenser l’effet hypotenseur des agents
anesthésiques, pour maintenir le volume vasculaire circulant, le débit cardiaque, la perfusion
tissulaire et rénale, pour remplacer les pertes normales (respiration et urine), pour remplacer
les pertes lors d’hémorragie, pour compenser les pertes préexistantes (déshydratation) et pour
maintenir l’équilibre acido-basique et électrolytique. Les fluides sont toujours indiqués lors
d’anesthésie, car l’animal ne boit pas durant et après l’anesthésie, et continue de perdre de
l’eau de façon normale, et bien que le degré varie, la déshydratation est réelle.
L’organisme est constitué d’environ 70% d’eau (eau corporelle totale, varie selon l’âge et la
présence de graisse corporelle).
Eau interstitielle
(~25% du PV)
Eau corporelle
totale (~70% du
poids vif)
Eau
extracellulaire
(~30% du PV)
Eau intracellulaire
(~40% du PV)
Eau du plasma
(~5% du PV)
Volume des
globules rouges
(~5%du PV)
Volume sanguin
(~10% du PV 7.5% chez chat)
Les solutions de glucose se distribuent dans l’ETC. Les solutions cristalloïdes (saline, LRS; fluides
les plus utilisés) se distribuent dans l’eau extracellulaire. Les solutions colloïdes se distribuent
dans le volume sanguin.
Lorsque de la saline est injectée dans les veines, elle a tendance à sortir du réseau vasculaire
pour aller vers les liquides interstitiels, selon la loi de la pression osmotique. Le sang, pour
retenir l’eau dans les veines et maintenir un volume adéquat, contient des protéines : on
nomme cela pression oncotique. Les 2 types de pressions maintiennent l’équilibre hydrique de
Anne-Marie Catudal et Daphnée Veilleux-Lemieux
l’organisme. Lorsque de la saline, qui ne contient que des électrolytes et pas de grosses
molécules semblables à des protéines, est injectée dans les veines, elle « dilue » le sang. La
pression osmotique est alors plus forte que la pression oncotique et l’eau sort du sang pour
équilibrer le tout. En général, la saline demeure dans le compartiment sanguin environ 1 heure
avant de le quitter. C’est pour cette raison que les fluides de type cristalloïdes doivent être
administrés en continue durant l’anesthésie pour maintenir le volume sanguin.
Un autre point à considérer est la vitesse d’administration des fluides. En général, le débit requis
pour combler les besoins de base est de 5 à 10 ml/kg/h. Un débit trop élevé peut surcharger le
cœur et entrainer de l’œdème tissulaire, et au niveau des poumons, cet œdème peut
compromettre la respiration. De plus, lors d’une longue anesthésie, il faut être prudent de ne
pas administrer un volume total de fluides trop important, puisque presque toute l’eau injectée
sortira du sang pour se retrouver dans les tissus, et entrainer aussi de l’œdème. Si la pression
sanguine de l’animal est stable, il faut donc maintenir le débit des fluides le plus bas possible.
Dans notre situation, nous n’avons que l’examen physique de l’animal, les appareils
d’anesthésie standards et notre bon jugement pour évaluer l’état de sur ou sous-hydratation et
nous guider dans nos décisions.
10.Réveil
La phase de réveil est un moment crucial de l’anesthésie. L’animal doit retrouver le contrôle de
ses fonctions vitales et regagner l’état de conscience, le tout de manière sécuritaire. Il faut
poursuivre l’évaluation des paramètres suivant jusqu’au réveil complet (animal en position
sternale) : fréquence cardiaque, fréquence et amplitude respiratoires, qualité du pouls, couleur
des muqueuses et température corporelle. L’état de conscience doit aussi être évalué à l’aide
des différents réflexes. Pour favoriser un réveil rapide après la procédure, il faut graduellement
diminuer l’isoflurane en fin d’anesthésie. Attention de ne pas trop diminuer si la chirurgie n’est
pas terminée. En général, l’isoflurane peut être baissée à 1% vers la fin de la fermeture cutanée,
et arrêtée complètement immédiatement après le dernier point. Il faut toujours s’adapter à
chaque situation et tester la limite basse qui peut être tolérée, quitte à remonter l’isoflurane si
la diminution s’est faite trop tôt. D’autre part, puisque certains animaux se réveillent
rapidement après une légère baisse d’isoflurane, il faudra attendre avant de diminuer
Anne-Marie Catudal et Daphnée Veilleux-Lemieux
l’isoflurane dans les cas où beaucoup d’appareils doivent être débranchés ou retirés de l’animal
ou si un animal doit être déplacé, afin de permettre un réveil sécuritaire.
On dégonfle complètement le ballonnet pour extuber, sauf si suspicion de régurgitation.
L’extubation peut être faite lorsque le réflexe de déglutition apparait. Dans les cas où des
opioides ont été administrés, ou si l’isoflurane était utilisée, ce réflexe peut être retardé. On
attend alors que l’animal comment à mâcher ou qu’il lève la tête. Il faut s’assurer que la
ventilation s’effectue correctement après l’extubation, car des spasmes ou l’inflammation
peuvent compromettre le passage de l’oxygène. Bien que rare, il faut parfois réintuber (avec un
plus petit tube) pour ventiler manuellement le patient et administrer de l’O 2 le temps que la
ventilation spontanée soit rétablie.
Si l’administration de fluides a été adéquate durant la procédure et que l’état du patient le
permet, on peut les arrêter durant la phase de réveil. Il est cependant prudent de garder le
cathéter en place jusqu’à ce que l’animal soit au moins capable de se maintenir en position
sternale.
On peut arrêter la surveillance continue et replacer l’animal dans sa cage s’il est extubé, qu’il a
repris conscience et se maintient en sternal, et que sa température a atteint 37°C. Les animaux
agressifs et les PNH doivent être remis en cage le plus tôt possible, pour la sécurité de
l’anesthésiste !
11. Complications possibles et actions à prendre
Hypotension
Causes
1- Vasodilatation périphérique : ACP, isoflurane, propofol, anesthésiques locaux en épidural,
hypercapnie, hypoxémie, hyperthermie, endotoxémie, septicémie, Rx anaphylactique
2- Diminution du retour veineux : augmentation de la pression intrathoracique (ventilation
contrôlée), augmentation de la pression abdominale (insufflation pour laparoscopie),
hémorragie, changement de position, inclinaison de l’animal prononcée (>30°)
3- Baisse de la contractilité cardiaque : antibiotiques (pénicilline potassique, céphalosporine,
gentamicine), isoflurane (léger), barbiturique et propofol
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Traitement
1- Éliminer la cause
2- Diminuer la profondeur d’anesthésie (↓ l’iso, antagoniser injectables)
3- Fluides isotoniques ou colloïdes
4- Inotrope + et chronotropes + (dobutamine, dopamine, épinéphrine)
Bradycardie
Causes
1- Plan anesthésique trop profond
2- Tonus vagal excessif : intubation endotrachéale, traction sur les viscères, traction ou
pression sur le globe oculaire, opioides, anticholinestérases, atropine à très petite dose
3- Diminution du tonus sympathique : xylazine, lidocaine, bêtabloquants, barbituriques
4- Hypothermie
5- Déséquilibres électrolytiques et métaboliques
Traitement (lorsque la pression artérielle en est affectée significativement) :
1- Anticholinergiques
2- Inotropes
3- Fluides
4- Arrêt de la stimulation sur le viscère
5- Réchauffer le patient
Tachycardie
Causes
1- Physiologiques : douleur, plan anesthésique trop léger, excitation à l’induction
2- Pathologiques : hypoxémie, hypercapnie, hypotension, intubation endotrachéale, fièvre,
insuffisance cardiaque congestive
3- Médicamenteuses : atropine, kétamine, épinéphrine, dopamine, dobutamine
Traitement
1- Éliminer la cause (stimulus douloureux, hypercapnie, hypoxémie)
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2- Vérifier la profondeur d’anesthésie avec les réflexes et autres paramètres
3- Arrêter les drogues inotropes
Apnée ou bradypnée
Causes
1- Absence de stimulation si hypocapnie (hyperventilation)
2- Contrôle nerveux central inactif/déprimé sévèrement : ex. anesthésie trop profonde
3- Œdème cérébral
4- Hypothermie sévère
5- Problème métabolique sévère
Traitement
1- Diminuer l’anesthésie si possible
2- Ventiler manuellement à fréquence très lente
3- Réchauffer le patient
Tachypnée
Causes
1- Acidose respiratoire ou métabolique
2- Hypotension
3- Douleur
Traitement
1- Corriger l’hypotension
2- Cesser le stimulus douleur/donner analgésique
Respiration diaphragmatique
Causes
1- Anesthésie trop profonde
2- Lésion ME cervicale sans atteinte au nerf phrénique
Traitement
1- Diminuer l’anesthésie
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Respiration Cheyne-Stokes (périodes de ventilation normale ou d’hyperventilation suivies de
période d’hypoventilation puis d’apnée) :
Causes
1- Surdose anesthésique
2- Pression intracrânienne augmentée
3- Hypoxie sévère
4- Hypotension
5- Méningite
Traitement
1- Diminuer l’anesthésie
2- Corriger l’hypotension
Respiration agonique (respirations peu fréquentes caractérisées par des inspirations et
expirations rapides accompagnées de mouvements thoraciques et abdominaux exagérés,
ouverture de la gueule associée ou non à une contraction du diaphragme, mais ne générant pas
ou peu de mouvement d’air) :
Cause
1- Conditions terminales
Traitement
1- Tenter une réanimation cardiorespiratoire
Hypoventilation (hypercapnie – Sx cliniques : ↓ FR ou respiration superficielle et rapide,
muqueuses rouges foncées (vasodilatation imp), légère tachycardie, hypoxémie possible) :
Causes
1- Agents anesthésiques (volatils surtout)
2- Obstruction partielle des voies respiratoires
3- Restriction des mouvements de la cage thoracique (pression par chirurgien ou instruments)
4- Expansion diaphragmatique limitée (pression abdominale ↑)
5- Expansion pulmonaire limitée (effusion pleurale)
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6- Mauvais fonctionnement de l’appareil d’anesthésie : chaux à CO 2 périmée, mauvais
fonctionnement ou absence de valve unidirectionnelle, espace mort excessif (tube ET trop
long, trop long de tuyau entre le patient et la machine)
Traitement
1- Si peu sévère, assister la ventilation spontanée
2- Diminuer la profondeur anesthésique
3- Contrôler la ventilation
4- Retirer la pression thoracique ou abdominale
Cyanose
Causes
1- Tube endotrachéal mal positionné : œsophage, bronche, etc.
2- Tube endotrachéal obstrué ou plié
3- Aucune entrée d’oxygène : réservoir vide, branchement défectueux, valve collée, etc.
4- Obstruction des voies respiratoires supérieures ou intrathoracique
5- Hémorragie ou obstruction veineuse
Traitements
1- Vérifier l'apport en oxygène (cylindre vide ou branchement défectueux à la ligne centrale
d'O2)
2- Vérifier l'ajustement des débitmètres
3- Vérifier la fonctionnalité du tube endotrachéal (débranché, plié, inséré dans une bronche)
4- Administrer de l'oxygène
5- Augmenter la ventilation (fréquence et débit)
Hypoxie
Causes
1- Tube endotrachéal mal positionné : œsophage, bronche, etc.
2- Tube endotrachéal obstrué ou plié
3- Aucune entrée d’oxygène : réservoir vide, branchement défectueux, valve collée, etc.
4- Obstruction des voies respiratoires supérieures ou intrathoracique
5- Dépression respiratoire : curare, morphiniques et hypnotiques
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6- Embolie pulmonaire
Traitements
1- Vérifier le système d'anesthésie (branchement à la source d'O2, fuites, valves)
2- Vérifier l'ajustement des débitmètres
3- Augmenter la fréquence respiratoire
4- Éliminer les causes thoraciques (compression, pneumothorax, pneumonie)
Réveil inopiné du patient
Causes
1- Agents anesthésiques insuffisants (dose trop faible ou fuites de gaz)
Traitements
1- Vérifier niveau d’agent anesthésique et O 2 restant
2- Vérifier pour fuites : machine, embranchement machine-tube endotrachéal, suspecter le
ballonnet…
3- Augmenter l’anesthésie
4- Vérifier la date d’expiration des produits utilisés
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