Thèse Alex CHIMIER

ÉCOLE NATIONALE VETERINAIRE D’ALFORT
Année 2006
CONTRIBUTION A L’ETUDE DE LA PREVALENCE
DE L’INFECTION A ANAPLASMA
PHAGOCYTOPHILUM DANS LA FAUNE SAUVAGE
EN FRANCE
THESE
Pour le
DOCTORAT VETERINAIRE
Présentée et soutenue publiquement devant
LA FACULTE DE MEDECINE DE CRETEIL
Le 30 novembre 2006
par
Alex, Marie Edith CHIMIER
Né le 13 août 1981 à Chartres (Eure-et-Loir)
JURY
Président : M.
Professeur à la Faculté de Médecine de CRETEIL
Membres
Directeur : Henri-Jean BOULOUIS
Professeur à l’ENVA
Assesseur : Renaud MAILLARD
Maître de conférences à l’ENVA
Remerciements
A Monsieur le professeur
Professeur à la faculté de médecine de Créteil
Qui m’a fait l’honneur d’accepter la présidence de mon jury de thèse
Hommage respectueux
A Monsieur le professeur HenriHenri-Jean BOULOUIS
BOULOUIS
Mon directeur de thèse
Pour ses conseils avisés lors de la réalisation de ce travail et son humour
sans égal lors de ses cours
Sincère reconnaissance
A Monsieur le Docteur Renaud MAILLARD
Pour avoir accepté de participer à mon jury de thèse et pour la qualité de
son enseignement clinique sur les animaux de rente
Profonde gratitude
A Monsieur le Docteur
Docteur Guy JONCOUR
Sans toi, je n’aurais jamais choisi ce sujet pour ma thèse.
A l’irréductible Loup blanc que tu es.
Profond respect et amitiés
A la SNGTV, la FDC et les laboratoires mécènes
L’argent étant toujours le nerf de la guerre,
Sans votre soutien cette étude expérimentale n’aurait vu le jour
Remerciements sincères
A tous les enseignants de l’Ecole d’Alfort.
A tous
tous les enseignants que j’ai eus
eus dans ma vie
(y compris mes professeurs de musique Mme Billard, M. Mounier…)
Parce que vous faites un travail extraordinaire auprès de vos élèves, dans
des conditions qui ne sont pas toujours idéales.
Parce que vous jouez un rôle fondamental dans notre société.
Profond respect et profonde reconnaissance.
Remerciements
A…
-Toi,
Toi, Seigneur,
Seigneur sans qui je ne serais pas.
Tu es toujours là quand il faut.
-Toi,
Toi, Mémé,
Mémé pour tes qualités exceptionnelles de grand-mère.
-Vous
Vous deux, Maman et Papa,
Papa à qui je dois d’être devenu ce que je suis. Vous m’avez
supporté malgré mes exigences. Vous avez su m’élever dans l’Amour, la simplicité, la joie de
vivre et le respect. Vous m’avez appris à savourer les petits bonheurs, à savoir être heureux.
Je vous en suis éternellement reconnaissant.
Merci aussi Papa d’être venu m’aider pour « la chasse à la souris ».
- Vous, JeanJean-Charles et Elie, mes deux grands frères préférés, mes complices. Vous m’avez
accompagné dans mes bêtises comme dans mes exploits. Vous m’avez aussi enseigné l’art de
la discussion, l’écoute et la tolérance dans notre vie de couple (Vive la colocation !)
Toi, Virginie,
Virginie qui est venu compléter le trio avec brio !
-Vous,
Vous, Jennifer et Sulyvan,
Sulyvan que je considère un peu comme mes frère et sœur, même si le
destin en a décidé autrement. Vous m’avez appris à développer mon sens de la
communication et de l’éducation.
-Toute
Toute ma famille : tantes, oncles, cousines, cousin,…
Vous avez toujours illustré qu’une famille unie ça existe malgré les difficultés, même si elle
est nombreuse et qu’on ne se voit pas tous aussi souvent qu’on le souhaiterait.
-T
Toi, Tante Guite,
Guite en particulier, qui sais toujours être présente et bienveillante.
-Toi,
Toi, mon cher et international Herbert.
Herbert Viel Glück Maestro et attention avec les jolies
mademoiselles…
-Vous,
Vous, qui m’avez guidé ou tout simplement accompagné sur mon petit bonhomme de
chemin : Denise, toute la famille de Courcel, Clémence, Olivier et Grégoire, Laurent, Lionel
et Mariannick, et tout le groupe Tibériade, Jean-Marie et les musiciens de Beauce (spéciale
dédicace pour les Maisons, Solène,…). Votre attention et votre jovialité m’ont
définitivement touché.
-Vous,
Vous, tous mes amis.
amis Ceux de mon groupe de clinique (j’ai nommé : Aude, Aurélie, Béatrice,
Claire, Camille, Dorothée, Eléonor, Marie-Aude, Sabine, Stéphanie, Vanessa et Bogdan.). A
la communauté chrétienne d’Alfort
d’Alfort et ses membres invétérés ( Marie-Bé, Marie-Aude, Una,
Johanna, Lucile, Mica, Camille, Jean, Kartooch, et notre hyper-méga-giga-Ancien Vincent)
A mon Ancienne Hélène, ma co-poulotte Séverine, nos parents de clinique Claire et Nico,
Gishlaine, Jean Michel, Antoine, Mattieu et Marie-Astrid, Christophe et Danielle, Mélo,
Hélène, Laura, Ben, Gaëlle, Stéphane, Amélie, Guillaume, Crô, Marianne, Marie, Laeti,
François, Alexis, les 2 Claire,... A toute ma promo.
promo
Pour ces merveilleuses années passées en votre compagnie à Alfort.
-Vous,
ous, mes amis JMJistes et Galilléens (Elsa, Camille, Christian, Florence, Guillaume,
Hermione, Jean, Joan et Sophie, Lourdes, Marianne, Patrick, Patricia, Tiana, Sandrine et
Roll, Fabienne, Gérald, Ellen). Vous êtes une bouffée d’oxygène. J’ai passé avec vous des
moments extraordinaires, qui resteront gravés dans mon cœur.
-Vous, tous les membres de Chartres Handisport et Loisirs.
Vous rendez la vie plus humaine.
-Vous
Vous,
Vous le personnel du Zoodyssée et vous Philippe Nicollet et Cyril Maingourd du LDV 79,
pour votre accueil chaleureux et votre aide.
-Vous,
Vous, tous les vétérinaires et éleveurs que j’ai rencontrés. Vous m’avez conforté dans mon
choix professionnel et ma vision du métier.
-Vous,
Vous, enfin, toutes les bêtes.
bêtes
De Saturnin le canneton à la vache Anémone en passant par Gros Pépère le lapin.
De la perruche callopsitte Kiki à la chienne Roxane en passant par le chat Filou.
Vous qui avez suscité ma vocation et sans qui, l’Art Vétérinaire ne serait rien.
A tous ceux que j’ai assistés à la naissance, que j’ai soignés, que j’ai opérés et même que j’ai
euthanasiés. A mes futurs patients et à leurs maîtres.
-Toi,
Toi, celle que je ne connais pas, mais qui j’en suis sûr me comblera…
A vous tous, je dédie cette thèse. Mille mercis d’être.
Je vous aime.
Table des matières
Introduction .............................................................................................................................. 5
I. Une bactérie nommée Anaplasma phagocytophilum .......................................................... 7
1.
Une appellation qui a varié au fil du temps.................................................................... 7
2.
Les caractéristiques de la bactérie .................................................................................. 9
3.
La transmission de l’agent pathogène .......................................................................... 11
4.
L’étiopathogénie de l’infection .................................................................................... 17
5.
Les espèces infectées.................................................................................................... 19
II. Présence de la bactérie chez le chevreuil......................................................................... 23
1.
Méthodes de détection de la bactérie et/ou de son passage.......................................... 25
2.
Données bibliographiques ............................................................................................ 28
3.
Etude nationale SNGTV/FNC 2005-2006 ................................................................... 33
4.
Discussion .................................................................................................................... 42
III. Prévalence de l’infection chez les micromammifères ................................................... 45
1.
Données bibliographiques ............................................................................................ 46
2.
Investigations en milieu clos : étude au Zoodyssée de Chizé ...................................... 48
3.
Discussion .................................................................................................................... 53
Conclusion............................................................................................................................... 57
Bibliographie........................................................................................................................... 61
Annexes ................................................................................................................................... 67
1
2
Préambule
Quand je suis entré dans cette merveilleuse Ecole
d’Alfort, à vrai dire, je ne savais rien sur ce qui m’attendait, à
part que j’allais y passer un certain temps. Si j’étais convaincu
d’une chose, c’était que j’allais devenir vétérinaire. Mais de ma
future profession, je n’entrevoyais qu’un aspect : soigner des
animaux. Tout au long de ma scolarité et de mes
enseignements cliniques, j’y ai découvert un rôle et une valeur
supérieurs (à mon humble avis) : être utile à l’Homme ; c’est-àdire aider et accompagner maîtres et éleveurs du mieux que je
le pourrais.
« Le seul animal sauvage que je connaisse, c’est l’Homme »
Dr Michel Klein
3
4
Introduction
L’infection à Anaplasma phagocytophilum, ou la bactérie elle même, sont des sujets
d’intérêt (international) grandissant, comme le montrent le nombre de publications. Bien que la
bactérie soit connue depuis 1932 (GORDON et al), les études publiées dans la presse scientifique
sont rares jusqu’à l’année 1994, date à laquelle le premier cas humain est diagnostiqué. Malgré des
connaissances qui progressent, la bactérie demeure moins étudiée sur le plan de la faune sauvage,
pour des raisons d’approche évidentes. Suite à un stage effectué chez Guy JONCOUR, coordinateur
national SNGTV1 de plusieurs études sur Anaplasma phagocytophilum, il nous a été proposé de
participer à une étude de la bactérie chez les chevreuils tués lors de la saison de chasse 2005-2006.
A celle-ci s’est greffée une autre étude de prévalence chez des micromammifères à piéger dans un
parc animalier des Deux-Sèvres. Comme ce travail répondait à notre exigence de vouloir soutenir
notre thèse avant la fin de l’année 2006, c’est avec joie que nous avons accepté. Ce travail incluant
une partie expérimentale, nous a semblé plus intéressant qu’un travail bibliographique pur. Aussi,
l’objectif de ce présent document est d’approfondir les connaissances sur la présence et la
prévalence de l’infection à Anaplasma phagocytophilum dans la faune sauvage en France.
Tout d’abord, nous étudierons la bactérie en question et ses caractéristiques, ce qui nous
permettra de mieux comprendre l’infection et ses mécanismes et ainsi d’aborder plus sereinement
les deux études expérimentales qui suivent.
Ensuite, nous développerons l’étude soutenue par la SNGTV et la FNC2 sur le chevreuil, qui
correspond à une enquête sur la présence de la bactérie dans 23 départements français encore
« indemnes ». Les résultats obtenus seront comparés avec les données publiées avant d’être
discutés.
Enfin, nous présenterons la deuxième étude expérimentale, réalisée en milieu clos (parc
animalier), qui avait pour objectif de connaître la prévalence de l’infection chez les
micromammifères sauvages. En reprenant le même schéma que celui de l’étude précédente, les
résultats obtenus seront discutés à la lumière des données bibliographiques existantes.
1
2
Société Nationale des Groupements Techniques Vétérinaires.
Fédération Nationale des Chasseurs.
5
6
I. Une bactérie nommée Anaplasma
phagocytophilum
1. Une appellation qui a varié au fil du temps
Comme de nombreux agents infectieux, cette bactérie n’a pas toujours répondu au nom
d’Anaplasma phagocytophilum. L’excellente bibliographie et le dictionnaire de bactériologie du Pr.
EUZEBY (2005) permettent de retracer l’évolution du nom de la bactérie et de sa classification. Ces
changements ont été liés à une connaissance plus approfondie du germe.
La bactérie a été découverte en 1932, chez des ovins écossais, par GORDON et al et une
description plus détaillée sera faite en 1949. Elle est alors nommée Rickettsia phagocytophila ovis.
Plus tard, le germe est classé dans le genre Ehrlichia, et les Approved Lists of Bacterial Names
conservent la dénomination d’Ehrlichia phagocytophila même si certains l’appellent aussi
Cytoecetes phagocytophila.
Aux Etats-Unis, en 1969, GRIBBLE étudie et rapporte l’existence d’une maladie mortelle
atteignant des chevaux dans la « Sacramento Valley » en Californie. Cette maladie est causée par
une bactérie de type Ehrlichia sp. Dans sa description clinique de la maladie, GRIBBLE précise que
les symptômes sont observés au printemps et en hiver. Un diagnostic direct sur frottis sanguin
révèle la présence de morulas dans les granulocytes, ce qui amène l’auteur à appeler cette maladie
« ehrlichiose granulocytaire équine ». Bien que la taxonomie de l’agent de la maladie ne soit pas
clairement définie, LEWIS et ses collègues (1975) nomment cet agent pathogène Ehrlichia equi,
alors que les Approved Lists of Bacterial Names conservent le terme d’Ehrlichia phagocytophila
jusqu’en 1988, date à laquelle le nom donné par LEWIS est adopté.
En 1994, CHEN et al mettent en évidence chez un patient américain, atteint de troubles
respiratoires importants, une bactérie intracytoplasmique responsable de la formation de morulas
dans les granulocytes spléniques. C’est le premier cas d’ehrlichiose granulocytaire humaine (EGH).
Différentes études (dont celles de WEISBURG et al, 1991 et de SUMNER et al, 1997)
révèlent alors qu’en réalité Ehrlichia phagocytophila, Ehrlichia equi et l’agent de l’EGH sont très
ressemblants sur le plan de la génétique. Ces études ont pour support le séquençage des ARN
ribosomaux16 S des bactéries, ainsi que le séquençage de gènes possédant de nombreux allèles
(comme groESL, gltA, ou encore ankA). De plus, ces germes bactériens possèdent des
caractéristiques biologiques et étiopathogéniques qui ne sont pas tant éloignées, même si des
7
différences existent. C’est cette proximité phylogénétique qui est à l’origine de la proposition de
DUMLER et de ses collaborateurs (2001) : réorganiser la classification des genres dans les familles
des Rickettsciaceae et Anaplasmataceae. Ils proposent un système de classification taxonomique
fondé sur le séquençage des ARN ribosomaux16 S et du gène groESL. Les pourcentages
d’homologie entre Ehrlichia phagocytophila, Ehrlichia equi, l’agent de l’EGH, et les autres espèces
d’Anaplasma sont d’au moins 98,2%. Aussi, DUMLER et al proposent de regrouper ces trois
premières bactéries dans la même espèce Anaplasma phagocytophila qui deviendra Anaplasma
phagocytophilum1, tout en introduisant une notion de variants. En effet, si les trois bactéries
semblent très proches, elles ne sont pas identiques, en particulier par rapport aux espèces infectées,
à la répartition géographique et à leur pouvoir pathogène.
La classification de la bactérie semble se stabiliser suite au recours au séquençage de gènes.
Cependant une autre étude, d’INOKUMA et al (2001), remet en cause le regroupement de toutes
ces bactéries dans le genre Anaplasma. L’étude est fondée sur le niveau de similitude entre les
séquences nucléotidique de gltA de différentes Ehrlichiae, le séquençage des gènes gltA2, et le
pourcentage de G+C. Elles rappelle aussi que les tropismes des bactéries sont différents : le
« groupe Anaplasma »3 infecte de façon majoritaire les érythrocytes chez les ruminants, tandis que
l’ancien « groupe Ehrlichia » infecte des cellules de la lignée blanche.
Afin de faciliter la compréhension, nous utiliserons lorsque ce sera nécessaire, la
dénomination reprise par EUZEBY (2005) : Anaplasma phagocytophilum biovar Phagocytophilum,
Anaplasma phagocytophilum biovar Equi, Anaplasma phagocytophilum biovar EGH.
1
La terminaison a été modifiée pour des raisons de déclinaison latine.
Le gène gltA est responsable de la synthèse de l’enzyme citrate synthétase.
3
Le « groupe Anaplasma » contient A. marginale et A. centrale.
A. marginale existe en France, en particulier chez les bovins : elle infecte les hématies, et possède le même vecteur
Ixodes ricinus. C’est une infection sporadique à déclaration obligatoire en direction départementale des services
vétérinaires.
2
8
2. Les caractéristiques de la bactérie
La bactérie est un germe intracellulaire stricte, qui infecte les cellules de la lignée
myéloblastique des mammifères. Elle affectionne tout particulièrement les granulocytes
neutrophiles et, dans une moindre mesure, les granulocytes éosinophiles. Elle n’a pas de tropisme
pour les macrophages.
L’examen au microscope optique de cellules blanches d’un animal infecté, a permis d’établir les
premières caractéristiques de ces bactéries. Ce sont des bactéries qui ne prennent pas la coloration
de Gram (dites Gram négatives). Elles sont petites et leur morphologie varie de la forme ellipsoïde
(alors appelés « corps initiaux ») à coccoïde.
Sur des lames colorées par la méthode May-Grunwald Giemsa, on observe des bactéries isolées
(« corps initiaux denses » ou « corps élémentaires ») ou regroupées sous forme d’inclusions
(appelées morula, à cause de leur ressemblance avec une petite mûre), ou encore clairsemées dans
le cytoplasme (SELLS et al, 1976), comme on peut le voir sur la figure 1.
Figure 1 : Schéma des trois répartitions possibles d’Anaplasma phagocytophilum dans les
granulocytes infectés.
La microscopie électronique a permis de préciser l’ultrastructure des bactéries. Les particules
bactériennes sont enfermées dans des vacuoles. Le diamètre des bactéries observées est en moyenne
de 0,4 à 0,5 µm. Les variations de longueur sont plus importantes, certaines bactéries mesurant plus
9
de 2 µm. C’est cette technologie qui a permis d’affirmer que les morulas observées au microscope
optique sont en réalité des agglomérations de corps élémentaires ou de corps réticulés.
Sur le plan génétique et génomique, les connaissances progressent rapidement. Le génome de la
souche HZ d’Anaplasma phagocytophilum a été séquencé entièrement. Il est constitué de 1 471 282
paires de bases, avec un pourcentage de bases G+C de 41,63%. Au total, cette souche regroupe
1409 gènes, dont 1369 gènes codants pour des protéines. (The Institute of Genomic Research, 2006)
La culture de la bactérie est réalisable, même si elle est fastidieuse (elle nécessite un laboratoire
de sécurité biologique de niveau 31 de type NSB3 et peut prendre plusieurs semaines). Anaplasma
phagocytophilum peut être cultivée in vitro dans des cellules embryonnaires d’Ixodes scapularis2 et
aussi dans des cellules de lignée HL603 (EUZEBY, 2005). Les cellules de cette lignée sont
fréquemment utilisées en recherche, car on peut orienter leur différenciation. En effet, si on les
expose à des agents inducteurs particuliers4, elles s’engagent dans la voie monocytique jusqu’à
constituer des macrophages matures. On peut aussi engager la différenciation dans la voie
granulocytaire en utilisant d’autres agents inducteurs5. Une étude américaine de HEIMER et al
(1997) a démontré la capacité d’Anaplasma phagocytophilum (biovar Equi et EGH) à pousser dans
des granulocytes matures ou immatures, mais pas dans des macrophages. Cette étude a aussi montré
que la croissance bactérienne était plus importante et plus pérenne dans les granulocytes matures
que dans les cellules immatures. Ces données de recherche fondamentale -l’infection des
granulocytes mais pas des macrophages- corroborent celles observées sur le terrain lors de cas
cliniques.
Après avoir décrit les caractéristiques biologiques d’Anaplasma phagocytophilum, attardonsnous sur quelques aspects de sa génétique, pour essayer de comprendre les mécanismes fins de
l’étiopathogénie.
La réponse immunitaire de l’hôte vis-à-vis du germe bactérien est liée à la présence d’une
protéine majeure de membrane. Cette protéine polymorphe a un poids moléculaire d’environ 44
kDa. Une protéine semblable est présente chez tous les représentants de la famille des
1
Ces laboratoires à confinement fixé par l’arrêté du 13 août 1996 sont qualifiés de L3 ou encore NSB3.
Cellules IDE8.
3
Cellules humaines provenant d’une lignée de promyélocytes leucémiques.
4
Esters de phorbols ou vitamine D3.
5
Diméthylsulfoxyde, acide rétinoïque, ou encore butyrate de sodium.
2
10
Anaplasmataceae. Les trois gènes responsables de la synthèse de cette protéine sont : Msp21, P44,
et omp-1. Ces trois gènes ne sont pas exprimés de la même façon au sein de la famille des
Anaplasmataceae. En effet, omp-1 est codant chez Ehrlichia spp., Msp2 chez Anaplasma marginale
et P44 ou Msp2 chez Anaplasma phagocytophilum. LIN et al (2004) ont aussi démontré que le ratio
d’expression de P44 par rapport à Msp2 varie dans une même souche d’Anaplasma
phagocytophilum en fonction des différents hôtes infectés (mammifère animal, tique, homme) et de
la position géographique. Ce caractère codant ou non des gènes Msp2, P44 et omp-1 serait corrélé à
la réponse immunitaire de l’hôte. Ceci ajouté au polymorphisme génétique serait à l’origine de la
persistance de l’agent pathogène chez les hôtes (mammifères et tiques) par échappement à la
réponse immunitaire.
SCORPIO et ses collègues (2004) ont aussi démontré qu’il existe des variations dans
l’expression du gène Msp2, et cela en dehors de toute pression de sélection2. Ceci a conduit les
auteurs à proposer d’autres fonctions que l’échappement immunitaire pour Msp2. Ainsi, cette
protéine majeure interviendrait dans l’adhésion aux granulocytes3, et dans d’autres interactions avec
celui-ci, qui restent à explorer.
Attardons nous maintenant sur les modalités de transmission d’Anaplasma phagocytophilum
d’un animal à un autre.
3. La transmission de l’agent pathogène
Comme nous l’avons dit précédemment, Anaplasma phagocytophilum infecte uniquement des
cellules de la lignée blanche, et tout particulièrement des granulocytes neutrophiles. L’infection à
Anaplasma phagocytophilum est encore couramment appelée ehrlichiose, bien que le terme ne soit
plus tout à fait exact. La bactérie ne peut traverser seule la barrière cutanée, elle pénètre dans
l’organisme par le biais d’un vecteur. Actuellement, on sait que le vecteur principal est un
arthropode : la tique. On a aussi observé d’autres mécanismes de transmission de l’agent
infectieux, par exemple par des Tabanidés, mais cette transmission est beaucoup plus anecdotique.
Même si cela n’a pas été démontré formellement, on ne peut pas non plus exclure une infection
directe par l’intermédiaire de sang contaminé.
Les tiques les plus connues pour transmettre l’infection sont celles du genre Ixodes. En fonction
de la localisation géographique, les espèces varient, comme le montre le tableau 1.
1
Major surface protein.
Ils ont comparé les bactéries issues de passages successifs - longs ou courts- sur culture cellulaire.
3
D’où sa qualification d’adhésine.
2
11
Tableau 1: Répartition géographique des différentes espèces de tiques vectrices d’A.
phagocytophilum.
Localisation géographique
Espèce(s) concernée(s)
Europe
Ecosse,
France,
Suède,
•
Suisse…
Ixodes ricinus
+ + + (ALBERDI et al,
1998)
Royaume Uni
•
Ixodes trianguliceps (BOWN et al, 2003)
Portugal
•
Ixodes ventalloi (SANTOS et al, 2004)
Autriche
•
Dermacentor reticulatus (SIXL et al, 2003)
Tunisie Maroc
•
Ixodes ricinus (SARIH et al, 2005)
•
Hyalomma detritum (SARIH et al, 2005)
•
Ixodes scapularis+ + +(TELFORD et al,
Etats-Unis
Tout le territoire
Côte Ouest
1996)
•
Ixodes pacificus+ + + (HOLDEN et al,
2003)
•
Dermacentor variabilis (HOLDEN et al,
2003)
Sibérie de l’Ouest, Russie
•
Ixodes persulcatus (RAR et al, 2005)
Chine
•
Ixodes persulcatus (CAO et al, 2000)
Le cycle biologique des tiques est bien connu. Pour le décrire, nous nous appuierons sur les
descriptions faites par BUSSIERAS et CHERMETTE (1991).
Nous insisterons tout
particulièrement sur le genre Ixodes, et en particulier Ixodes ricinus, principal agent de transmission
d’Anaplasma phagocytophilum.
La
tique
est
un
arthropode
parasite
appartenant
au
sous-embranchement
des
CHELICERATES, au groupe des Arachnides, et à l’ordre des Acariens. Elle est classée dans le
sous-ordre des Ixodides.
Comme tout arthropode, la croissance de la tique est inféodée à différentes mues, à cause de la
cuticule rigide en chitine. On observe trois stades larvaires, séparés par deux mues, dans le cycle
évolutif du parasite : larve, nymphe puis adulte. Chaque stade est facilement distinguable à l’œil
nu, comme on peut le voir sur la figure 2.
12
Figure 2 : Les différents stades de tiques
Ixodes est une tique dure1, parasite strictement hématophage à tous stades : larve, nymphe,
adulte (sauf le mâle d’Ixodes ricinus qui ne se nourrit pas). Le parasite est dit intermittent, car il
n’est fixé à son hôte que lors du repas sanguin, le reste du temps il est libre dans le milieu extérieur.
On parle de tique exophile, car lors de ce temps libre, elle se fixe à l’affût sur des végétaux. Le
genre Ixodes est télotrope2, ce qui signifie qu’habituellement, larves et nymphes se nourrissent sur
tout vertébré terrestre disponible, tandis que les adultes se nourrissent majoritairement sur des
grands mammifères.
• Fixation de la tique :
Une fois sur son hôte, la tique va se fixer dans une zone plus ou moins glabre où la peau est
fine. Ainsi elle affectionne tout particulièrement les oreilles et leur base, le pourtour des yeux, l’ars,
la région inguinale, le scrotum ou la mamelle, l’extrémité des membres. La tique se fixe alors à
l’aide de ses chélicères, avant de sécréter une salive qui pré-digère les tissus de l’hôte. Ensuite, son
hypostome pénètre dans les tissus, le rostre est alors fixé. Cette fixation est renforcée par un cément,
produit par une salive spéciale secrétée par la tique. On parle de morsure de tique. Le repas sanguin,
1
Par opposition aux tiques dites molles.
La plupart des Dermacentor et Hyalomma sont ditropes : larves et nymphes se nourrissent sur des petits mammifères,
oiseaux ou reptiles, et les adultes se nourrissent sur des grands mammifères.
2
13
appelé aussi buvée sanguine s’ensuit. Il est facilité par l’injection d’une salive aux propriétés
anticoagulantes. On observe deux phases : un gorgement lent1, puis un gorgement rapide2. Après
avoir absorbé du sang, la tique concentre celui-ci et rejette dans l’hôte de la salive et des déchets
métaboliques. C’est à cette occasion que la tique peut aussi injecter des agents pathogènes
(protozoaires, bactéries, virus). Lors du repas sanguin, larves et nymphes ne prélèvent que peu de
sang, tandis que la tique femelle peut doubler de longueur et décupler son poids. La buvée sanguine
peut durer de trois à quinze jours. Chaque stade du parasite n’effectue qu’un seul et unique repas
sanguin. Si les mâles du genre Ixodes ne se nourrissent pas, des mâles d’autres genres prennent des
repas sanguins plus courts, et peuvent se nourrir plusieurs fois. Après le repas sanguin, la tique
excrète une autre salive particulière, qui va affaiblir le cément et permettre à l’acarien de quitter son
hôte.
• Description du cycle évolutif :
Le cycle d’Ixodes est triphasique, ce qui signifie que trois hôtes sont nécessaires à son bon
déroulement, comme schématisé sur la figure 3. Chaque stade ira se fixer sur un hôte différent.
1
2
Cette phase débute en général dans les 24 heures qui suivent la fixation.
Lors de cette deuxième phase, la tique peut ingérer jusqu’à plusieurs millilitres de sang.
14
Figure 3 : cycle évolutif d’Ixodes.
Source : http://www.tiques.fr
L’éclosion d’un œuf de tique1 libère une larve. Cette larve grimpe sur un végétal (brin d’herbe,
petite branche…) pour s’y fixer et attendre le passage d’un vertébré (le plus souvent un
mammifère). Lorsque celui-ci vient à passer, elle se décroche de son affût et se laisse tomber sur
son hôte. Elle se fixe alors par ses pattes puis par son rostre, et prend son repas sanguin. Ce dernier
dure quelques jours, après quoi la larve se décroche et se laisse tomber sur le sol. Arrive alors la
première mue, qui la transforme en nymphe.
Cette nymphe va à son tour grimper sur une plante, attendre le passage d’un hôte favorable pour
se mettre à table, prendre son repas sanguin, se décrocher et se laisser tomber au sol. Cette fois-ci, la
deuxième mue transforme la nymphe en adulte (mâle ou femelle).
Cet adulte va lui aussi grimper au sommet d’une plante (il peut monter plus haut que les stades
précédents : jusqu’à 1m50, car il est plus fort) et attendre un dernier hôte. Lorsque celui-ci passe à
proximité, la tique se laisse tomber dessus.
1
Après une incubation durant de 2 à 36 semaines.
15
Par le jeu des phéromones, cette tique adulte peut rencontrer un partenaire du sexe opposé pour
s’accoupler. La fécondation s’effectue le plus souvent sur l’hôte, et rarement au sol. Si c’est une
tique mâle, il ne va pas effectuer de repas sanguin. Si c’est une femelle, elle se fixe sur l’hôte pour
le dernier repas sanguin. Une fois gorgée, elle se laisse choir au sol, puis recherche un lieu sombre
et abrité pour pondre. La ponte intervient après une semaine de repos, et dure plusieurs semaines,
jusqu’à ce que mort s’ensuive pour la femelle. Les œufs, au nombre de 500 à 7000, sont enduit
d’une cire imperméable, et restent agglutinés.
Ce cycle est long (de quelques mois à trois ou quatre ans), mais les périodes de vie parasitaire
sont relativement courtes (de l’ordre de quelques semaines).
La période de plus grande activité des tiques correspond à des conditions climatiques douces
et humides. En France, on observe deux pics d’activité : au printemps et à l’automne. D’après
JONCOUR et COLLIN (2003), les tiques ne se mettent pas à l’affût au-delà de 23°C, et
l’hygrométrie minimale nécessaire est de 75%. Ceci explique que les localisations préférentielles
des tiques sont les haies, les talus, les bordures de bois et l’ombre des arbres. En dehors des
périodes d’activité, la tique reste à l’abri (sous un tas de feuilles mortes, par exemple).
• Anaplasma phagocytophilum chez la tique
Anaplasma phagocytophilum infecte uniquement des mammifères, les animaux domestiques et
sauvages servant de réservoirs de germes. La transmission de la bactérie entre les animaux
s’effectue par le biais du vecteur qu’est la tique. Chez les tiques, il n’existe pas de transmission
transovarienne de la bactérie, mais une transmission transstadiale. Pour qu’une morsure de tique
soit infectante (vis-à-vis d’Anaplasma phagocytophilum), il faut que la tique reste fixée sur son hôte
plus de 24 heures. Et le nombre de bactérie qui est inoculé est directement proportionnel à la durée
de l’attachement.
On observe, chez la tique contaminée, la multiplication de la bactérie lors de la mue larvaire et
lors des différents gorgements de la tique. Les tiques jouent donc un rôle d’amplification.
Cependant, ce ne sont pas des réservoirs, car elles ne permettent pas la survie de la bactérie (pas de
transmission transovarienne). Chez les tiques contaminées, Anaplasma phagocytophilum est
16
localisée dans les cellules de glandes salivaires. Ceci explique que la transmission de l’agent
pathogène à son hôte ne nécessite pas une fixation très longue1.
Enfin, les larves, nymphes et adultes ont une aire d’activité réduite dans l’espace, et plutôt
verticale (déplacements sur les végétaux pour se mettre à l’affût). La dissémination horizontale est
réalisée par les hôtes des tiques, et elle est restreinte au territoire vital de l’hôte dans son biotope.
Ceci explique la forte densité de tiques infestées sur les chemins ou sur les coulées de gibier.
Il convient aussi d’ajouter que les tiques peuvent transmettre conjointement d’autres agents
pathogènes. Ces germes sont alors soit d’autres bactéries (Ehrlichia chaffeensis,
Borrelia
burgdorferi, Bartonella spp.,…), soit des virus (virus de la Méningo-Encéphalite à Tique,…), soit
des protozoaires (Babesia spp.,…)
4. L’étiopathogénie de l’infection
Les recherches sur les mécanismes de la pathogénie de l’infection à Anaplasma
phagocytophilum se multiplient, aussi les connaissances dans ce domaine s’affinent.
Après avoir pénétré dans l’organisme hôte, grâce au concours de la tique, la bactérie se retrouve
dans la circulation sanguine périphérique. Les germes bactériens sont alors essentiellement détectés
par les granulocytes neutrophiles. Ceux-ci, avec les monocytes macrophages, constituent les
cellules effectrices primaires des défenses antimicrobiennes : ils appartiennent à la réponse
immunitaire non spécifique. La bactérie se retrouve enfermée dans une vacuole cytoplasmique2,
suite à sa phagocytose par le granulocyte. Habituellement, cette vacuole d’endocytose est amenée à
fusionner avec les lysosomes3 du granulocyte. Or dans le cas de l’infection à Anaplasma
phagocytophilum, GOKCE et al (1999) ont démontré que cette bactérie inhibe la fusion entre le
phagosome et le lysosome. Cette inhibition est un processus bactérien actif, qui n’est pas dû à un
dysfonctionnement lysosomal. En effet, ces auteurs ont prouvé que lors d’infection, la production
d’enzymes lysosomales n’est pas affectée, et que ces enzymes fonctionnelles sont retrouvées dans le
sérum à des taux élevés. Cependant, ils ont aussi observé que cette inhibition est facilement levée
par utilisation d’oxytétracycline4. Ceci suggère qu’après son entrée dans la cellule, la bactérie libère
1
Une durée d’attachement de 30 heures en moyenne suffit pour transmettre l’infection.
La vacuole d’endocytose est aussi appelée « vacuole parasitophore ».
3
Ces lysosomes contiennent de nombreuses enzymes (lysozymes : protéases, défensines, et autre facteurs inducteurs de
perméabilité) et agents super-oxydants (par l’activité de NADPH oxydase et myéloperoxidase), qui détruisent en
général les antigènes phagocytés.
4
Cet antibiotique inhibe la synthèse de protéines bactériennes en empêchant la liaison amino-acyl ARNt à l’unité 30S
des ribosomes.
2
17
en continu une substance inhibant la fusion phagosome-lysosome. Cette protéine peut, soit être
sécrétée, soit être un constituant de la paroi bactérienne.
D’autres fonctions des granulocytes neutrophiles se dégradent aussi. WOLDEHIWET (1987) a
démontré que dès le début de l’infection, la capacité à la phagocytose, à la diapédèse et à se
débarrasser de Staphylococcus aureus sont diminuées.
A l’abri dans sa vacuole d’endocytose, la bactérie peut alors se multiplier. Les morulas, visibles
par microscopie optique correspondent à des micro-colonies.
La phase exponentielle de la
multiplication d’Anaplasma phagocytophilum débute entre 48 et 72 heures après l’entrée dans le
granulocyte neutrophile. Et le nombre maximal de bactéries est obtenu après 5 à 7 jours de culture.
Or les granulocytes neutrophiles sont des cellules à courte durée de vie normalement, et possèdent
un taux élevé d’apoptose1 spontanée. Leur durée de demi-vie dans la circulation sanguine est de 6 à
12 heures (2 à 3 jours dans les tissus). Cette durée de demi-vie peut être considérablement
augmentée in vitro (par l’usage de cytokines) et in vivo lors de l’inflammation. Ces conditions
restent tout de même peu compatibles avec la multiplication d’Anaplasma phagocytophilum. En
réalité, des études menées in vitro et in vivo (SCAIFE et al, 2003) démontrent que la bactérie
retarde l’apoptose des granulocytes neutrophiles, ce qui permet sa multiplication. L’ajout
d’oxytétracycline ne permet pas de lever ce retardement des mécanismes apoptotiques (YOSHIIE et
al, 2000), ce qui suggère que la synthèse de protéines nouvelles ou la multiplication bactérienne
n’en sont pas la cause. Cette cause serait à rechercher du côté de la pénétration de la bactérie et de
son attachement à des protéines membranaires des granulocytes. Il faut cependant préciser que
l’infection des granulocytes n’est pas indispensable pour retarder leur apoptose. Chez des bactéries
non infectantes2, YOSHIIE et al (2000) ont décelé l’existence d’une activité anti-apoptotique,
même si elle est plus faible que chez les bactéries infectantes.
Après multiplication, les bactéries sont libérées dans le compartiment extracellulaire,
vraisemblablement suite à une exocytose ou à la mort de la cellule : c’est la phase de bactériémie,
pendant laquelle on peut retrouver Anaplasma phagocytophilum dans le sérum. Si la bactérie ne
pénètre pas dans un nouveau granulocyte neutrophile dans les 3 heures, elle perd son pouvoir
infectant.
Anaplasma phagocytophilum appartient au groupe des bactéries à Gram négatif, mais
différentes études semblent montrer qu’elle ne possède pas un lipo-polysaccharide comme
Escherichia coli par exemple. Malgré tout, des protéines synthétisées par Anaplasma
1
L’apoptose correspond à un ensemble de mécanismes programmés qui aboutissent à la mort de la cellule. On parle
encore de « suicide cellulaire ».
2
La bactérie perd son pouvoir pathogène en 3 heures après avoir quitté la cellule.
18
phagocytophilum, en particulier des protéines membranaires, stimulent la synthèse de cytokines
pro-inflammatoires (TNF α, IL-6,…) à l’origine des symptômes observés.
Dans de nombreux cas, l’infection à Anaplasma phagocytophilum est inapparente ou
subclinique. Dans les cas cliniques, les périodes d’incubation sont de 10 à 15 jours. Le premier
symptôme est la fièvre, de durée variable, qui s’explique par la libération de cytokines proinflammatoires suite à l’infection. Lors de cette période fébrile, 90% des granulocytes observés
présentent des morulas, chiffre effondré par la suite. On observe aussi une anorexie, associée à une
perte de poids. Le malade est plus ou moins léthargique, et peut présenter des douleurs articulaires
ou musculaires et/ou des œdèmes des membres. On constate aussi chez plusieurs espèces un
syndrome pseudo-grippal, avec en particulier des difficultés respiratoires.
On observe une thrombocytopénie et une leucopénie sévère, due à une lymphocytopénie
précoce, et à une neutropénie prolongée. D’après WOLDEHIWET (1991), la lymphocytopénie
concerne les lymphocytes T1 et les lymphocytes B. Elle apparaît 6 jours après le début de
l’infection, ce qui coïncide avec la période de bactériémie. Dans son étude, on observe une
normalisation des taux de lymphocytes dans les 13 à 16 jours après l’infection. En ce qui concerne
Anaplasma phagocytophilum biovar EGH, on observe aussi une augmentation modérée des
enzymes hépatiques. Tout ceci conduit à une immunodépression favorisant les infections
concomitantes.
Les autres symptômes, spécifiques à chaque espèce, seront repris dans le paragraphe suivant.
5. Les espèces infectées
De nombreux mammifères sont sensibles à cette bactérie. Le tableau 2 fait la synthèse des
espèces affectées par les différents biovar d’Anaplasma phagocytophilum, et rappelle les différents
synonymes de la maladie. Les noms des espèces sauvages sont rapportés dans le tableau 3, avec leur
répartition géographique. Il convient de souligner que cette infection touche aussi l’homme : c’est
une zoonose, classée « mineure » par l’InVS (Institut de Veille Sanitaire Français). C’est la
découverte de cet aspect zoonotique de la maladie -particulièrement grave pour les personnes
jeunes, âgées ou immunodéprimées- qui a stimulé les recherches scientifiques concernant
Anaplasma phagocytophilum.
1
La diminution des LT concerne en particulier les CD4+ (auxiliaires), les CD8+ (cytotoxiques) et les CD5+.
19
Tableau 2 : Les différents mammifères affectés par Anaplasma phagocytophila et les synonymes de
la maladie.
Agent responsable
Mammifères
affectés
Anaplasma phagocytophilum • Ovins
biovar Phagocytophilum
Nom de la maladie
(si spécifique)
• fièvre-à-tiques 1, Belar Joa2( ?)
• fièvre des pâturages, maladie
• Bovins
des gros pâturons,
Ehrlichiose
granulocytaire bovine (EGB)
• Caprins
• Cervidés sauvages
• Rongeurs (Muridae)
Anaplasma phagocytophilum • Equidés
Ehrlichiose granulocytaire équine,
biovar Equi
anaplasmose
granulocytaire
équine
Anaplasma phagocytophilum • Homme
Ehrlichiose
biovar EGH
humaine,
• Cervidés sauvages
granulocytaire
anaplasmose
granulocytaire humaine
• Rongeurs (Muridae)
• Cheval
• Chien
En l’état des connaissances actuelles, les principales espèces sauvages pouvant être infectées
par Anaplasma phagocytophilum sont des micromammifères rongeurs, de la famille des Muridae en
particulier et des cervidés sauvages. La notion de réservoir sera rediscutée à la fin de la troisième
partie de cette thèse.
Ajoutons qu’une espèce est qualifiée de réceptive à un agent pathogène lorsqu’elle peut être
infectée par celui-ci. Si en plus elle présente les symptômes d’une maladie suite à cette infection,
elle est qualifiée de sensible à l’agent pathogène en question.
1
De l’anglais « Tick-Born Fever ».
On suspecte fortement que la bactérie soit l’agent responsable de la Belar Joa (maladie basque) même si ce n’est pas
encore démontré (RAZIMBAUD, 2006).
2
20
Tableau 3 : Répartition géographique des espèces sauvages réceptives.
Localisation Espèce de micromammifère
Europe
Espèce de grand mammifère
Apodemus sylvaticus
Capreolus capreolus
Apodemus flavicollis
Rupicapra rupicapra
Clethrionomys glareolus
Cervus elaphus
Sorex araneus
Etats Unis
Peromyscus leucopus
Odocoileus virginianus
Neotoma fuscipes
Cervus elaphus
Tamias striatus
Alces alces
Clethrionomys gapperi
Si le tableau clinique le plus communément observé chez les espèces sensibles est celui
décrit précédemment, on peut relever des symptômes particuliers à certaines espèces. Cette synthèse
est présentée dans le tableau 4.
Tableau 4 : Particularités cliniques chez certaines espèces.
Espèce
Particularités cliniques
Bovin
- incubation de 4 à 17 jours
(JONCOUR et - fièvre élevée (39,5 à 42,0°C) à durée variable
COLLIN, 2003)
- chute de production laitière, souvent brutale
- syndrome grippal estival
- œdème froid du tarso-métatarse (10 % des cas), et troubles locomoteurs
- avortements
- infection in utero donnant naissance à des veaux infectés
- infertilité mâle
Ovins
- incubation de 3 à 6 jours
(RAZIMBAUD, - fièvre élevée pouvant dépasser 41°C, durant 2 à 3 semaines
2006)
- avortements
- infertilité mâle
- porteurs plus longtemps que les bovins (jusqu’à 2 ans)
Equidés
- incubation de 10 à 20 jours.
(MADIGAN et - fièvre de 37,8 à 41,6°C
GRIBBLE
- ataxie
1987)
- oedèmes des membres et troubles locomoteurs
21
- ictère
- pétéchies
- adénopathies
- symptômes durant 1 à 3 semaines, plus marqués chez équidés > 4 ans
Chien
- fièvre aiguë
(DAVOUST,
- apathie
2003)
- splénomégalie
- difficultés locomotrices
- diarrhée dans quelques cas
- déficit proprioceptif
- augmentation de l’activité des transaminases hépatiques
- dans des cas graves : hémorragies et état de choc
Chat
- fièvre
(DAVOUST,
- tachypnée
2003)
Homme
- incubation de 5 à 21 jours
(BROUQUI,
- syndrome
2003)
d’arthralgies, de myalgies et de céphalées
pseudo
grippal
estival
(mai
ou
octobre)
composé
- toux sèche (plus de 30% des patients) et pneumopathie interstitielle
(clinique et radiologique)
- éruptions érythémateuses à pustuleuses (dans 11% des cas)
- augmentation modérée des enzymes hépatiques
- durée de la maladie de quelques jours (jusqu’à 60 si pas de traitement)
Dans ce tableau 4, n’apparaissent aucune donnée clinique sur des espèces sauvages, et ce
pour des raisons d’approche évidentes. Leur mode de vie ne permet pas d’avoir autant de données
scientifiques que lors d’infection des animaux domestiques. Pourtant, la faune sauvage est aussi
parasitée par les tiques, et de ce fait par Anaplasma phagocytophilum. Nous allons donc étudier plus
en détails l’infection des animaux sauvages, ainsi que les moyens d’investigation.
22
II. Présence de la bactérie chez le chevreuil
Figure 4 : Dessin de chevreuil.
Figure 5 : Rappel sur la position taxonomique du Chevreuil.
Classe : Mammalia
Sous-classe : Theria
Ordre : Artiodactyla
Sous-ordre : Ruminantia
Famille : Cervidae
Sous-famille : Capreolinae
Genre : Capreolus
Espèce : capreolus
23
Le chevreuil (représenté sur la figure 4) est le plus petit représentant des cervidés européens,
mais fait partie en France du grand gibier. Sa position taxonomique est rappelée sur la figure 5. Il
mesure 70 cm au garrot en moyenne, pour un poids moyen de 27 kg. L’effectif national est de
l’ordre de 1.500.000 animaux, avec une progression de plus de 6 % de la population sur les 20
dernières années. A tel point que l’on observe des phénomènes de saturation dans certaines zones
géographiques. De manière globale, le chevreuil est bien réparti sur toute la France, avec des
populations très présentes au Nord-Est et au Sud-Est. Sur le plan alimentaire, le chevreuil fait partie
des herbivores sélectifs : il consomme prioritairement des végétaux ligneux et semi- ligneux (lierre,
ronces, framboisiers…). Il est plus actif à la tombée de la nuit et au lever du jour. Sur le plan de la
reproduction, le rut a lieu en fin d’été entre la mi-juillet et fin août. La gestation dure environ neuf
mois et demi avec une hypobiose de quatre mois et demi, la gestation vraie durant cinq mois. La
mise bas se produit entre le 15 mai et le 15 juin et la chevrette (figure 6) donne fréquemment
naissance à deux faons. Les chevrillards quitteront leur mère vers l’âge de 9-10 mois.
L’organisation sociale du chevreuil est centrée autour de la cellule familiale : la mère et ses jeunes
de l’année, voire des jeunes des années passées si la population est très dense. Afin de réguler les
populations, le chevreuil est soumis à un plan de chasse obligatoire (Article 17 de la loi du 29
décembre 1978 – JO du 30 décembre 1978), ce qui aboutit à un prélèvement annuel d’environ 450
000 chevreuils. C’est donc un gros gibier intéressant pour effectuer des études sur la faune sauvage,
puisqu’il est présent sur quasiment tout le territoire français, et qu’il est prélevé en nombre suffisant
et de façon contrôlée.
Avant de présenter les différentes études sur le chevreuil qui ont été réalisées, il m’a paru
important de refaire le point sur les techniques de laboratoire qui permettent de mettre en évidence
l’infection –contemporaine au prélèvement, ou passée- à Anaplasma phagocytophilum. Ces tests
présentés dans le paragraphe1.) ne sont pas spécifiques au chevreuil, mais sont utilisés pour maintes
espèces, y compris pour l’homme.
24
Figure 6 : Dessin de chevrette.
1. Méthodes de détection de la bactérie et/ou de son passage
Méthode directe1 :
-l’examen cytohématologique (nécessite de travailler avec du sang non coagulé, sang
collecté sur EDTA ou sur tube hépariné). Après réalisation d’un frottis sanguin coloré au May
Grünwald Giemsa, on peut observer la présence de morulas dans le cytoplasme des granulocytes.
La sensibilité du test est dépendante de l’opérateur, et varie au cours du temps. En effet, comme
nous l’avons dit précédemment, on observe des morulas dans 90% des granulocytes au cours du pic
d’hyperthermie, mais cette observation devient difficile dans les 3 jours après l’infection. Cette
méthode est donc recommandée dans la période fébrile (dans les 48 heures après l’infection). C’est
une méthode rapide et la moins onéreuse.
-Bactériologie par la technique de PCR (Polymerase Chain Reaction). On cherche à mettre
en évidence la présence d’ADN bactérien dans du sang (Buffy-coat ou sang total) ou des tissus (rate
en particulier, ou tiques). Différentes techniques ont été mises au point. Le principe général reste
cependant le même : on extrait l’ADN du prélèvement, on amplifie la séquence d’ADN recherché
par utilisation de sondes moléculaires spécifiques, puis on révèle le produit de l’amplification. Cette
1
L’examen de laboratoire est qualifié de direct lorsque la présence de la bactérie, de ses antigènes ou de son génome
sont mises en évidence.
25
technique permet la détection de très faible quantité d’agent pathogène, car l’ADN présent est
amplifié. C’est donc un test très spécifique, et avec une bonne sensibilité. On peut l’utiliser lors de
la période fébrile, jusque dans les 15 jours qui suivent l’infection si on travaille à partir du sang, et
plus longtemps si on travaille à partir d’organes. C’est une méthode rapide mais onéreuse.
-Culture cellulaire. Cette technique existe mais n’est pas utilisée en routine. En effet, la
culture est difficile à mettre en œuvre (car elle nécessite des conditions particulière, avec
notamment l’utilisation d’un laboratoire de type L3), et requiert des lignées cellulaires de type
spécialisées (par exemple, des cellules de lignée HL 60). Cette technique est donc presque
exclusivement utilisée en recherche.
Méthode indirecte1 :
-Sérologie par Immunofluorescence Indirecte (IFI) (travail sur sérum provenant de
sang prélevé sur tube sec). L’utilisation de cette technique permet de mettre en évidence le passage
de la bactérie : on recherche, dans le sérum, la présence d’anticorps dirigés spécifiquement contre
Anaplasma phagocytophilum. Cette technique nécessite un taux d’anticorps suffisamment élevé
chez l’individu. Elle donnera donc obligatoirement un résultat négatif juste après l’infection et très
longtemps après celle-ci (dans la mesure ou il n’y a pas de nouvelle inoculation). Aussi, un résultat
positif permet seulement d’affirmer que la bactérie a été présente à un moment donné dans le passé.
Par contre un résultat négatif ne permet en aucun cas d’affirmer que l’animal n’est pas infecté, ni de
certifier qu’il n’a jamais été en contact avec elle. C’est une méthode qui n’a pas un coût prohibitif,
qui nécessite un peu de temps (utilisation de réactifs successifs et de lavages avant lecture). De plus,
elle possède une bonne spécificité et sensibilité, même si inférieures à celle de la PCR.
1
L’examen de laboratoire est qualifié d’indirect lorsque l’on révèle une preuve du passage de la bactérie, mais pas la
présence de cette bactérie elle-même au moment du prélèvement.
26
Tableau 5 : Comparaison des analyses de laboratoire et de leurs caractéristiques.
Méthode
Prélèvement
Période
Sensibilité
Spécificité
d’efficacité
Durée de
Coût
l’analyse
(moyennes obtenues à
partir des tarifs des
(après
LDV 14, LDV 22 et
inoculation)
Frottis de sang frais ou
Cytohématologie
J0- J4
conservé sur EDTA,
LDV 79)
+ ou ++
+++
quelques minutes
12,5 €
dépend de
frottis d’organe frais
Modéré
l’opérateur (20
(rate…)
à 80 %)
Sérologie
Sérum
J20- J120
++
+++
par IFI
Quelques heures à
Modéré
une journée
17,5 €
Quelques heures à
Elévé
une journée
31,3 €
PCR
Sang, organe, tique
J0- J5
+++
++++
J15
Source : d’après JONCOUR et COLLIN (2003) et comm. pers.
27
2. Données bibliographiques
Les premières études s’intéressant à la prévalence de l’infection à Anaplasma
phagocytophilum dans la faune sauvage ont eu lieu aux Etats-Unis. Ces études ont été
réalisées sur des animaux constituant le grand gibier, comme le cerf de Virginie (Odocoileus
virginianus), le wapiti (Cervus elaphus) et l’élan (Alces alces). En Suisse, LIZ et al (2000) ont
étudié l’infection chez le chevreuil (Capreolus capreolus) ou encore le chamois (Rupicapra
rupicapra). Ces espèces ont été choisies à cause de la taille de leur population, et donc du taux
de chasse élevé. Ces espèces sont aussi des réservoirs au sens épidémiologique du terme.
Ainsi, d’après le glossaire d’épidémiologie animale de TOMA et al (1991) un réservoir est
défini comme « espèce(s), milieu(x), ou mécanisme(s) permettant la survie d’un agent
pathogène considéré en tant qu’espèce ». La compétence du réservoir correspond à sa
capacité à être infecté et à retransmettre l’agent pathogène à un autre individu. Celle du
chevreuil reste encore contestée, notamment en ce qui concerne la capacité à être à l’origine
de tiques infectantes. Les partisans de cette incompétence s’appuient en particulier sur
l’incompétence du chevreuil vis à vis de la borréliose de Lyme, démontrée par JAENSON et
al (1992). Un autre argument expliquant que le chevreuil est un cul-de-sac épidémiologique,
est que cette espèce est très majoritairement infestée par des tiques adultes. Or même si
ces adultes s’infectent, ils ne le transmettront sans doute pas (une seule buvée sanguine par
stade et pas de transmission transovarienne de la bactérie). De plus WILSON et al (1990)
ont prouvé que la densité de chevreuils est corrélée positivement avec le nombre de larves et
nymphes de tiques fixées sur des micromammifères. En somme, le grand gibier ruminant (en
particulier le chevreuil), même s’il n’est pas un bon réservoir, est un animal très intéressant à
étudier sur le plan de l’infection à Anaplasma phagocytophilum, d’autant qu’il peut servir de
bio-indicateur pour l’infection humaine EGH.
BELONGIA et al (1997) ont étudié la prévalence de la bactérie chez le cerf de
Virginie, dans le Wisconsin et l’Iowa. Ils ont recherché l’agent de l’ehrlichiose granulocytaire
humaine (EGH) par technique de PCR sur sang total, et le passage d’Anaplasma
phagocytophilum biovar equi par immunofluorescence indirecte. Ils ont travaillé par IFI sur
217 sérums venant du Wisconsin (dont 30 inexploitables) et 60 sérums venant de l’Iowa. Des
anticorps étaient présents dans 14 des 187 sérums du Wisconsin, et aucun des 60 sérums
provenant de l’Iowa ne s’est révélé positif par cette même technique. La technique de PCR a
28
permis de révéler 27 sangs positifs sur 181 (15%). Ces chercheurs rapportent que Ixodes
ricinus n’est pas présente dans l’Iowa, où les animaux ont été prélevés. Ceci permis
d’expliquer l’absence de traces de la présence ou du passage d’Anaplasma phagocytophila
dans cet Etat. Par contre, ils signalent aussi que le Wisconsin correspond à une zone où ont été
diagnostiqués un certain nombre de cas humains d’EGH. Ceci permet d’insister sur le fait que
les artiodactyles grand gibier peuvent être sentinelle de l’infection humaine à Anaplasma
phagocytophilum.
Cette étude permet aussi de rappeler l’interprétation des résultats obtenus par les
techniques d’immunofluorescence indirecte sur sérum et de PCR. La première technique, IFI,
permet de mettre en évidence la présence d’anticorps IgG anti- Anaplasma phagocytophilum.
Un résultat positif signifie donc que l’organisme hôte a été infecté précédemment par cette
bactérie et que son système immunitaire a réagit en synthétisant des anticorps. Cette réponse
humorale met un certain temps à s’établir (15 jours à 3 semaines), ce qui signifie qu’un
animal contrôlé positif en IFI peut être porteur de la bactérie s’il a été infecté dans les 15
derniers jours, alors qu’il n’a pas encore fabriqué d’anticorps. Et cette réponse humorale
persiste pendant un certain temps, même après que l’organisme a éliminé la bactérie (les
anticorps sont détectables jusqu’à 4 mois après infection, chez les bovins, d’après le
laboratoire départemental d’analyse des Côtes d’Armor (LDA 22)) ce qui signifie qu’un
animal révélé positif par la technique IFI a été infecté par la bactérie dans les mois précédents.
Ce qui ne veut pas forcément dire qu’il est encore infecté : il peut avoir éliminé la bactérie
tandis que des anticorps persistent. De plus, pour que la synthèse d’anticorps anti- Anaplasma
phagocytophilum, il faut que le système immunitaire soit fonctionnel, et pas trop sollicité : les
auteurs précisent qu’une coinfection (Maladie de Lyme, babésiose,…) peut cacher la réponse
humorale.
La technique de PCR, quant à elle, met en évidence l’ADN bactérien (dans l’étude de
Belongia et al, c’est le gène codant pour l’ARN ribosomal 16 S qui était recherché), la
bactérie étant morte ou vivante. Or quand la bactérie est morte, elle est très rapidement
éliminée par l’organisme (par le système des macrophages en particulier).Un résultat positif
en PCR signifie donc que la bactérie est présente chez l’animal au moment du prélèvement,
donc que l’animal est infecté. Ici, une coinfection n’interfère pas avec l’analyse.
Cette étude, et d’autres ayant eu lieu dans le Wisconsin (MASSUNG et al en 1998, et
WILSON et al en 1990) révèlent une séroprévalence entre 8 et 60% chez les cerfs de Virginie,
et de 15 à 64 % par PCR sur sang. Une étude effectuée chez ce même gibier dans le Maryland
par WALLS et al en 1998 relève une prévalence de 25 % par IFI et 9,4 % par PCR sanguine.
29
Plus près de nous, en Europe, quelques rares études ont été effectuées. Ainsi, au
Royaume Uni, ALBERDI et al (2000), ont étudié la prévalence de l’infection chez le
chevreuil. Ils ont étudié des prélèvements de sang et de rate provenant de chevreuils tués à la
chasse. Ces auteurs ont effectué ces recherches à partir de 9 sites de prélèvements. En
moyenne, 58 % des 102 plasma ou sérums étaient positifs par IFI. Les analyses PCR ont
révélé une positivité de 38% sur 84 prélèvements de sang et 29 % sur 82 rates. Cette étude
confirme aussi la corrélation positive entre la distribution d’Anaplasma phagocytophilum dans
les populations de chevreuils et la distribution des sites ayant une haute densité de tiques
Ixodes ricinus. Les auteurs ont aussi montré que l’infection sanguine des chevreuils par la
bactérie coïncide avec l’infestation des chevreuils par les tiques, de mars à novembre.
Toujours en Europe (géographique), LIZ et ses collègues ont étudié en 2002 la
prévalence de l’infection chez le grand gibier en Suisse. Ils se sont intéressés au Chevreuil et
au Chamois. Ils ont obtenu les résultats regroupés dans le tableau 6 suivant.
Tableau 6 : Prévalence de l’infection à Anaplasma phagocytophilum chez le Chevreuil et
le Chamois en Suisse (d’après LIZ et al, 2002).
Positifs en IFI
sur sérums
Positifs en PCR
sur sang total
Chevreuil
60,9 % (81 / 133)
18,4 % (19 / 103)
Chamois
28,2 % (11 / 39)
0 % (0 / 24)
Les auteurs expliquent les différences de prévalences entre chamois et chevreuils par
l’altitude de leurs biotopes respectifs. En effet, en Suisse, les populations de tiques diminuent
rapidement à partir de 1000 m d’altitude, pour disparaître complètement au delà de 1500 m.
Les chamois vivent quant à eux, au dessus de 3500 m d’altitude, d’où ils descendent en hiver
pour atteindre les zones forestières au dessous de 1500 m d’altitude, et au dessous de 1800 m
d’altitude les mois d’été.
En Autriche aussi, des études sérologiques de prévalence chez le chevreuil ont été
réalisées. L’une d’elle rapporte une séroprévalence de 74% (PETROVEC et al, International
Conference on Rickettsiae and Rickettsial Disease, 2002), tandis que l’autre plus récente
30
(POLIN et al, 2004) a publié un taux de séroprévalence de 43 % (52 / 121). Ce dernier
résultat se rapproche de celui de 42 % obtenu lors d’une étude sur le chevreuil en République
Tchèque (PETROVEC et al, International Conference on Rickettsiae and Rickettsial Disease,
2002). L’étude de POLIN et al (2004), a montré aussi qu’il n’y avait pas de différence
significative entre les prévalences d’infection chez les mâles et les femelles.
Enfin, une étude française sur Anaplasma phagocytophilum a eu lieu de 1999 à 2003,
sous la houlette du vétérinaire coordinateur Guy JONCOUR, et du collectif URGTV Bretagne
(JONCOUR, 2003). Un volet de cette étude était consacré à l’infection de la faune sauvage
française par la bactérie. L’objectif de l’étude était d’acquérir de meilleures connaissances
sur cette maladie afin de lutter plus efficacement, à termes, contre l’infection chez les bovins.
Lors de sa troisième phase (de 2002 à 2003), l’étude s’est intéressée entre autres au chevreuil
qui apparaissait comme grand réservoir potentiel. Sur 103 chevreuils prélevés, 83 sérums et
53 rates associées étaient exploitables et ont été analysées. Ces prélèvements ont été effectués
du 10 novembre 2002 au 28 février 2003. Les sérums ont été testés par technique IFI
(recherche des IgG dirigées contre Anaplasma phagocytophilum), et
les rates ont été
analysées par la technique de PCR.
Les résultats1 sont résumés dans le tableau 7.
Tableau 7 : Résultats des analyses effectuées sur chevreuils en Bretagne de novembre 2002 à
février 2003 (d’après JONCOUR G. 2003).
Département
Positifs en IFI
sur sérums
Positifs en PCR
Sur rate
22
70,4 % ( 38 / 54 )
34,2 % ( 13 / 38 )
29
(6/8)
(4/7)
56
81,8 % ( 18 / 22 )
(3/7)
35
(1/1)
(0/0)
Total
74,1 % ( 63 / 85 )
37,7 % ( 20 / 53 )
1
Les pourcentages apparaissant dans le tableau ne sont exprimés que lorsque les échantillons testés sont
supérieurs à 10.
31
Rétrospectivement, lors de ces cinq années de l’étude (1999 à 2003), les auteurs
décrivent un total de 230 chevreuils séropositifs sur les 306 testés, ce qui correspond à une
séroprévalence de 75% (230 / 306) pour l’Ouest de la France. La troisième partie de
l’étude (novembre 2002 à février 2003) décrit une prévalence de 38 % par PCR sur rate
en Bretagne. Les taux d’infection à Anaplasma phagocytophilum observés sont plus élevés
que ceux de nos voisins suisses, anglo-saxons et américains.
En guise de synthèse, les données disponibles de prévalence de l’infection à
Anaplasma phagocytophilum chez le chevreuil sont regroupées dans le tableau 8. Il convient
de ne pas oublier que la répartition des populations de chevreuils n’est pas homogène au sein
des différents pays cités. Aussi, les valeurs chiffrées affichées dans ce tableau ne sont pas à
prendre au sens strict comme une séroprévalence nationale, mais plutôt comme des données
d’études réalisées dans ces pays respectifs. Ceci est d’autant plus vrai que le nombre d’études
de séroprévalence est plus ou moins important dans les différents pays cités.
Tableau 8 : Synthèse des séroprévalences de l’infection à Anaplasma phagocytophilum chez
les ruminants grand gibier dans différents pays (d’après WALLS et al (1998), BELONGIA et
al (1997), ALBERDI et al (2000), LIZ et al (2002), POLIN et al (2004), PETROVEC et al
(2002), JONCOUR (2003)).
Localisation
Etats Unis
Royaume Uni
Prévalence
Prévalence
par sérologie
par PCR
8 à 60 %
9 à 64 % (sang)
58 %
38 % (sang),
29 % (rate)
Suisse
Autriche
61 %
18 %
43 % à 74 %
République Tchèque
42 %
France
75 %
32
38 %
3. Etude nationale SNGTV/FNC 2005-2006
Objectifs de l’étude :
L’objectif initial principal de l’étude était d’enquêter sur la présence ou l’absence
d’infection animale à Anaplasma phagocytophilum dans les départements de France
métropolitaine où la bactérie n’avait pas encore été détectée au 17 novembre 2005.
Cette étude avait aussi pour but de démontrer qu’un réseau d’investigation vétérinaire
étendu, de niveau national -et pluridisciplinaire- pouvait mener à terme à des études
scientifiques concernant la santé publique.
Les données de cette étude étaient aussi susceptibles d’être utilisées ultérieurement
pour la réalisation de cartes indiquant la répartition de cet agent potentiel de zoonose.
Enfin, les sérums collectés en sérothèque pourraient être utilisés pour d’autres
recherches : Pestiviroses, Coxiellose, Chlamydiose, Néosporose…
Protocole :
• Zone de l’étude :
L’étude concernait un total de 23 départements de France métropolitaine à tester.
21 départements où la bactérie (ou son passage) n’a été détectée chez aucune espèce, et 2
départements où Anaplasma phagocytophilum (ou son passage) n’a été mise en évidence que
chez l’Homme. Pour plus de détails, se reporter au protocole complet de l’étude, qui figure en
annexe 1.
Le tableau 9 liste les départements à tester, tandis que la figure 7 indique les
départements où des cas d’infection à Anaplasma phagocytophilum ont été détectés au 17
novembre 2005.
33
Figure 7
: Présence d’Anaplasma phagocytophilum en France, de 1991 à novembre 2005
95
Côtes d’Armor :
92
62
2 premiers troupeaux
59
80
60
76
50
29
14
56
27 78
61
22
35
53
44
55
77
72
45
41
36
86
23
18
58
(nb dépt, espèce concernée)
68
70
25
21
90
71
39
03
01
69
16
63
42
38
19
24
15
43
33 46
07 26
46
47
12 48
40
82
30 84
32
81
34
31
13
64
65
11
09
66
17
67
88
52
89
Légende:
57
54
10
37
79
08
51
28
49
85
02
74
87
58, Bovin
2, Homme
12, Equin
2, Ongulé sauvage
22, Aucune détection
73
05
04
06
83
2B
2A
34
Source: JONCOUR G.
(Paris inclus)
Tableau 9 : Liste des 23 départements français inclus dans l’enquête.
Code administratif
Département
02
Aisne
2A
Corse du Sud
2B
Haute Corse
04
Alpes de Haute Provence
05
Hautes Alpes
07
Ardèche
10
Aube
11
Aude
16
Charente
26
Drôme
30
Gard
32
Gers
34
Hérault
37
Indre et Loire
40
Landes
48
Lozère
55
Meuse
66
Pyrénées Orientales
67
Bas Rhin
68
Haut Rhin
70
Haute Saône
92
Hauts-de-Seine
95
Val d’Oise
35
•
Animaux prélevés:
Le chevreuil est connu pour être réceptif à l’infection par Anaplasma phagocytophilum,
et c’est un représentant de la faune sauvage qui est présent sur l’ensemble du territoire national
(sauf exceptions). C’est donc un des grands gibiers les plus prélevés. De plus, c’est un animal qui
possède un territoire vital relativement petit, de 1 à 2 km² (soit l’équivalent de 10 à 20 ha)
[données fournies par l’Office national de chasse et de la faune sauvage et par G. JONCOUR,
Comm. Pers.] qui est plus ou moins grand en fonction de l’environnement et de la saison, en
raison de la recherche de nourriture. En effet, en milieu forestier, le domaine vital sera petit, tandis
qu’en milieu agricole, il sera plus étendu ; et en hiver le domaine vital est plus étendu qu’en été.
Enfin, il vit souvent en sympatrie avec les ovins et les bovins, à l’herbage. Toutes ces
caractéristiques font du chevreuil (Capreolus capreolus) un animal de choix pour l’étude de la
présence d’Anaplasma phagocytophilum dans la faune sauvage française. A défaut, d’autres
artiodactyles sauvages peuvent être prélevés : le cerf élaphe (Cervus elaphus), le daim (Dama
dama), l’isard-chamois (Rupicapra rupicapra), le mouflon (Ovis sp.), le bouquetin (Capra
ibex). Ces trois dernières espèces peuvent être intéressantes, car elle vivent généralement au
dessus de 700 m d’altitude, limite supérieure de la répartition d’Ixodes ricinus. Sont inclus dans
l’étude, les artiodactyles autres que le sanglier (Sus scrofa), même exotiques, des collections
privées ou publiques.
•
Moyens humains et financiers, calendrier :
Afin de mener à bien cette étude d’envergure nationale, il nous fallait nous appuyer sur
des réseaux nationaux : le réseau des vétérinaires praticiens, avec en particulier la SNGTV
(Société Nationale des Groupements Techniques Vétérinaires, qui correspond à la représentation
technique professionnelle des vétérinaires exerçant en productions animales) et la Fédération
nationale des Chasseurs et tous ses adhérents. Dans le cadre de cette collaboration, une
convention a été rédigée. Celle-ci est consultable en annexe 5. D’autres organismes nous ont
aidé, tout particulièrement l’ONCFS (Office National de la Chasse et de la Faune Sauvage). Cet
établissement public national, à caractère administratif, sous la double tutelle des ministres
chargés de la chasse et de l'agriculture, est implanté dans tous les départements métropolitains et
d'outre-mer. Il contribue à la définition, à la mise en œuvre et au contrôle des mesures de gestion,
en particulier par la chasse, destinées à préserver la faune sauvage et ses habitats et compatibles
avec les autres activités humaines. Son réseau SAGIR est le système de surveillance sanitaire de
la faune sauvage nationale. Son premier objectif est la mise en évidence des principales causes
de mortalité de la faune (épizooties, intoxications,...) afin de proposer des mesures pour les
36
éliminer ou en réduire l’impact. Il débouche sur une meilleure connaissance de la pathologie de
la faune sauvage et de son impact sur les populations.
Les prélèvements ont été acheminés vers le Laboratoire Départemental d’Analyses
vétérinaire des Cotes d’Armor (LDA 22), où ils ont été stockés et traités.
Pour plus de détails, consulter le protocole complet qui figure en annexe 1.
Le financement des analyses et autres frais inhérents à l’étude a été réalisé par la
SNGTV, la FNC/FDC ainsi que quelques laboratoires pharmaceutiques.
La durée de l’étude s’est étendue initialement sur la saison de chasse 2005/20061,
exception faite pour les prélèvements du réseau SAGIR (animaux morts, ou trouvés accidentés).
Les prélèvements ont été effectués : soit par un vétérinaire s’il était présent juste après la
mort de l’animal, ou si on lui présentait l’animal, soit par un technicien (appelé ITD2 pour
l’ONCFS ou la FNC), soit par un chasseur.
•
Protocole de prélèvement :
Les prélèvements devaient être effectués le plus tôt possible après la mort de l’animal. Ils
sont indiqués par ordre d’importance dans le tableau 10.
Tableau 10 : Prélèvements demandés, conditionnements et analyses envisagées.
Conditionnement Prélèvement
Destination
5mL de sang total, sur tube sec Un tube testé en IFI pour A.
Tubes n° 1
et n° 2
stérile
phagocytophilum,
si possible, centrifuger avant L’autre utilisé pour des analyses
envoi au LDA22
complémentaires
Border
(BVD
D.,
MD,
Coxiellose,
Néosporose…)
Les tiques fixées sur l’animal, PCR pour rechercher
Tube n° 3
Tubes n° 4
et n° 5
dans tube rempli d’alcool à 70° A. phagocytophilum
Deux lanières de rate :
Un tube testé en PCR pour
1cm x0,5cm x4cm
rechercher A. phagocytophilum,
dans tube rempli d’alcool à 70° l’autre tube stocké en vu d’autres
recherches
1
2
La période de chasse varie selon les départements. Elle se termine en général entre fin janvier et fin février.
Intervenant Technique Départemental.
37
Le matériel nécessaire aux prélèvements figurant dans le tableau 11, pouvait être récupéré
chez un vétérinaire, ou dans un LDA.
Tableau 11 : Matériel requis pour effectuer les prélèvements.
- 1 scalpel ou couteau de chasse, une paire de gants d’examen
- 1 à 2 seringues de 20 ml. Avec aiguille
- 2 tubes secs stériles (rouge) : sang
- 3 tubes secs préalablement remplis d’alcool à 70° : 2 lamelles de rate (1 x 0.5 x 4cm) et les
tiques présentes.
•
Taille de l’échantillon :
Si l’objectif de l’étude avait été de déterminer une prévalence dans les départements
testés, la taille de l’échantillon à prélever aurait été déterminée comme suit. Tout d’abord, nous
aurions fixé une valeur de précision relative souhaitée. Afin de limiter au maximum la taille de
l’échantillon à prélever, pour des raisons financières, nous aurions choisi une précision relative
de 100 %. D’après la bibliographie, en particulier l’étude française (JONCOUR 2003), la
prévalence de l’infection à Anaplasma phagocytophilum chez le chevreuil est proche de 75 %.
L’utilisation du Tableau III.4 (p.136) du livre d’épidémiologie appliquée de TOMA et al (2001)
permet de définir une taille d’échantillon minimale de 8 individus à prélever (en considérant la
population de chevreuils infinie, le taux de sondage étant largement inférieur à 10 %), ce pour
une précision relative de 100 %.
L’objectif principal de l’étude étant de nature plus qualitative que quantitative (définir si
le département est infecté et non pas établir une prévalence), et les moyens financiers étant
limités, nous avions fixé le nombre d’échantillons à 4 animaux par départements. Afin
d’obtenir un résultat exact au sens épidémiologique, les animaux devaient être prélevés de
façon la plus homogène possible sur tout le département.
Réalisation du projet :
Une fois le projet établi, l’étude a débuté par la rédaction d’un protocole détaillé (annexe
1). Celui-ci contient des fiches qui étaient destinées aux préleveurs : une fiche de commémoratifs
(annexe 2) et une fiche de réalisation des prélèvements - avec explications pour la dissection
jugulaire et splénique - (annexe 3). Une lettre d’information destinée aux Fédérations
Départementales des Chasseurs (FDC) a également été rédigée (annexe 4). Celle-ci a été
38
distribuée par le biais de la Fédération Nationale des Chasseurs et du réseau SAGIR. De son
côté, la FNC a aussi rédigé une lettre à l’intention de ses FDC (annexe 6). Cette première phase
de travail s’est achevée début septembre 2005. A partir de là, les acteurs locaux ont reçu
l’ensemble des dossiers et informations vers la fin du même mois. Après cela, chaque FDC
sollicitée a été recontactée (par messages électroniques et téléphoniques) afin de confirmer la
bonne réception des dossiers. Cette prise de contact a aussi permis de s’assurer de la bonne
compréhension du protocole par ces acteurs locaux, et de les mobiliser à participer à notre étude,
bien que les plans de chasse soient en cours. Bien entendu, nous restions à disposition des
chasseurs, vétérinaires, ou autres interlocuteurs intéressés par l’étude, de manière à pouvoir leur
fournir des renseignements supplémentaires, de répondre à leurs interrogations ou problèmes
éventuels. Après réceptions des résultats par le laboratoire (cf. infra) les données ont été
compilées au format informatique puis discutées.
Techniques du laboratoire :
Tous les prélèvements ont été traités au laboratoire départemental d’analyse des Côtes
d’Armor (LDA 22).
Les sérums ont été analysés par immuno-fluorescence indirecte. Le seuil de dilution
retenu pour la positivité était le 1/80ème. Peu de réactions croisées sont rencontrées avec la
technique utilisée. Cependant, celles-ci existent avec certaines souches d’Ehrlichia ruminantium,
mais jamais avec Ehrlichia chaffeensis, Coxiella burnetti, ni avec Chlamydophila abortus. La
technique utilisée au LDA 22 permet de détecter des anticorps jusqu’à quatre mois après
infection.
Les échantillons de rates ont été analysés par la technique de PCR. Le LDA utilise pour
cela un kit spécifique d’Anaplasma phagocytophilum, qui a été développé par la société
Adiagène® spécialement pour l’étude URGTV 1999-2003. C’est un test PCR simple, utilisant un
seul couple d’amorces issu des travaux de MASSUNG et al (1998).
Les responsables du service immunologie du LDA 22 n’ont pas fourni plus de détails,
quant aux protocoles utilisés pour ces analyses.
Un exemple de compte rendu qui nous a été envoyé par le LDA 22 est consultable en
annexe 7.
39
Résultats :
Quatre départements nous ont fait parvenir des prélèvements, et ce grâce à une
excellente motivation au niveau local. Ces départements sont : l’Aube (10), la Charente (16),
les Hautes-Alpes (05) et l’Isère (38). Les prélèvements se répartissent de la façon suivante : 5
en provenance de Charente, 4 en provenance de l’Aube, 9 en provenance de l’Isère (une bonne
part provient ici du réseau SAGIR) et 5 en provenance des Hautes-Alpes. Soit un total de 23
animaux testés. L’ensemble des résultats est rapporté dans le tableau 12.
Hormis les prélèvements des Hautes-Alpes, tous les animaux qui ont été prélevés sont des
chevreuils (Capreolus capreolus), 13 adultes et 1 jeune, répartis en 5 mâles et 9 femelles -dont
une gestante-. Le sexe et l’âge des animaux n’étaient pas spécifiés pour 4 individus de ces trois
départements, ni pour les 5 individus des Hautes-Alpes. Dans ce dernier département, des
chevreuils et des chamois (Rupicapra rupicapra) ont été prélevés. Par contre, la répartition des
espèces ne figure pas dans les commémoratifs.
Dans l’Aube, tous les chevreuils (4/4) sont positifs par test sérologique sur sang (par la
technique d’immunofluorescence indirecte) et par PCR sur la rate.
En Charente, tous les chevreuils (5/5) sont positifs sur le sang (4 testés par IFI et 1 par
PCR, car le sang n’était pas centrifugeable), et 3 chevreuils sur 4 sont positifs sur rate par
PCR (1 non testé en PCR sur rate).
Dans l’Isère, tous les chevreuils testés en IFI sur sang sont positifs (2/2), et 6
chevreuils sur 9 sont positifs par PCR sur rate.
Dans les Hautes Alpes, 4 chevreuils et/ou chamois sur 4 sont négatifs en PCR sur
rate, et un test PCR sur rate (chevreuil ou chamois) est inexploitable car inhibé.
Si on ne tient pas compte des Hautes Alpes (on ne sait combien de prélèvements
proviennent de chamois et combien de chevreuils),
sur l’ensemble des chevreuils testés,
100% des sérums (10/10) étaient positifs, et 78 % des rates et sang (14/18) étaient positifs en
PCR.
Parmi les chevreuils positifs en IFI sur sang, 90 % (9/10) sont aussi positifs en PCR sur
rate.
40
Tableau 12 : Résultats des analyses sur les 23 chevreuils et chamois.
Code postal
Ville
Lieu-dit
Réception
au LDA 22
le
Espèce
Genre
IFI sur
sang
PCR sur
rate
PCR sur
Sang
NT
NT
NT
NT
NT
P
P
P
N
N
N
N
Inhibé
P
P
P
NT
NT
NT
NT
NT
NT
NT
NT
P
P
NT
NT
P
NT
N
P
NT
P
P
NT
P
P
P
P
NT
NT
05
05
05
05
05
10
10140 MESNIL ST PERE
10200 MEURVILLE
19 05 2006
19 05 2006
19 05 2006
19 05 2006
19 05 2006
09 02 2006
09 02 2006
01 02 2006
Chevreuil (Capreolus capreolus)
Chevreuil (Capreolus capreolus)
Chevreuil (Capreolus capreolus)
10310 CLAIRVAUX
23 01 2006
Chevreuil (Capreolus capreolus)
Lumerac
11 02 2006
12 02 2006
Chevreuil (Capreolus capreolus)
Chevreuil (Capreolus capreolus)
16250 LA TACHE
La brousse
01 03 2006
Chevreuil (Capreolus capreolus)
16330 BOIXE
16330 BOIXE
St MARCEL BEL
38080
ACCUEIL
St MARCEL BEL
38080
ACCUEIL
38114 ALLEMONT
St PIERRE DE
38380
CHARTREUSE
38570 THEYS
GRESSE EN
38650
VERCORS
GRESSE EN
38650
VERCORS
GRESSE EN
38651
VERCORS
38930 LE PERCY
Maine de boixe
St amant
01 03 2006
01 03 2006
Chevreuil (Capreolus capreolus)
Chevreuil (Capreolus capreolus)
F adulte
gestante
F adulte
F adulte
Bois du Cumon
01 02 2006
Chevreuil (Capreolus capreolus)
F adulte
P
P
NT
Bois du Cumon
01 02 2006
Chevreuil (Capreolus capreolus)
F adulte
P
P
NT
21 04 2006
Chevreuil (Capreolus capreolus)
M adulte
NT
P
NT
18 05 2006
Chevreuil (Capreolus capreolus)
F adulte
NT
P
NT
21 04 2006
Chevreuil (Capreolus capreolus)
M adulte
NT
N
NT
21 04 2006
Chevreuil (Capreolus capreolus)
F adulte
NT
P
NT
21 04 2006
Chevreuil (Capreolus capreolus)
M jeune
NT
P
NT
21 04 2006
Chevreuil (Capreolus capreolus)
M adulte
NT
N
NT
21 04 2006
Chevreuil (Capreolus capreolus)
F adulte
NT
N
NT
16
16
Chevreuil (Capreolus capreolus)
ou chamois (Rupicapra
rupicapra)
F adulte
M adulte
26 kg
Note : les abréviations utilisées sont les suivantes: F pour femelle, M pour mâle, P pour positif, N pour négatif et NT pour non testé.
41
4. Discussion
Tout d’abord, il nous a été nécessaire, pour mener à bien cette enquête qui s’inscrit
dans une évaluation nationale, de nous appuyer sur des structures de même échelle. En effet,
la Fédération Nationale des Chasseurs et la Société Nationale des Groupements Techniques
Vétérinaires nous ont permis, en plus de leur participation financière, de relayer l’information
auprès des hommes de terrain (vétérinaires et chasseurs). L’Office National de la Chasse et de
la Faune Sauvage nous a aussi aidé dans ce sens grâce à son réseau SAGIR.
Beaucoup de départements contactés parmi les 23 ont répondu qu’ils étaient intéressés
par cette étude, et acceptaient de participer…pour la prochaine saison de chasse (c’est à dire
2006-2007). Mais seuls quatre départements nous ont envoyé des prélèvements. En effet, le
dossier de l’étude leur est parvenu tardivement, alors que leur plan de chasse était déjà établi,
et que la majorité des réunions avec les chasseurs avait déjà été réalisée. Ceci est lié à un
contre temps afin d’obtenir tous les accords de soutien financiers. D’autre part, l’implication
des diverses structures mettait en œuvre des intervenants relativement hétérogènes en termes
d’objectifs (coordinateur SNGTV, vétérinaires membres des GTV départementaux, réseau
SAGIR, ONCFS, Pôle sanitaire de la FNC, chasseurs et FDCs). Le protocole de l’étude était
finalisé, avant l’été 2005, mais il nous aura fallu attendre le mois de Novembre pour que
soient obtenus tous les accords de participation aux frais de l’étude, et pour que tous les
protagonistes reçoivent l’information. Il est prévu que l’étude soit reconduite pour la
prochaine saison de chasse (2006-2007), sur les départements restés « indemnes ».
Comme nous l’avons évoqué dans la sous partie précédente, cette étude ne nous fourni
que des résultats qualitatifs, de présence de la bactérie dans un département. Si nous avions eu
plus de moyens financiers, il aurait été intéressant d’augmenter la taille de nos échantillons
par départements. Ce qui nous aurait permis d’établir un taux de prévalence, et de déterminer
si la prévalence était significativement différente ou non entre les différents départements.
Même si les pourcentages ne sont pas interprétables, au vu du nombre de résultats (100% de
positifs en IFI et 78 % en PCR), on peut supposer que la prévalence de l’infection chez le
chevreuils est au moins de l’ordre des 75 % trouvée dans l’Ouest (JONCOUR 2003), si on ne
tient pas compte des résultats fournis par les Hautes-Alpes (les commémoratifs ne précisent
pas si les prélèvements proviennent de chevreuils ou de chamois). L’absence de résultats
positifs dans ce département peut-être liée à l’altitude, mais c’est impossible à vérifier car
nous ne disposons pas du lieu de capture, ni de l’espèce. En effet, l’étude de LIZ et al (2003)
rapporte que le chevreuil est plus infesté par les tiques que le chamois (p<0,000001). Ces
42
mêmes auteurs ont aussi montré que les chevreuils abattus dans les régions situées en dessous
de 1000 mètres d’altitude sont significativement plus infestés par des tiques que ceux abattus
à des altitudes supérieures (p<0,015).
On peut aussi remarquer que l’utilisation des délimitations départementales pour
définir les zones étudiées n’était pas forcément la plus judicieuse. En effet, la répartition
géographique des populations de chevreuils ne correspond pas à ces délimitations
administratives. Par exemple, le département de l’Aube ne possède pas une répartition
homogène de ses chevreuils : l’ouest du département qui est une zone de plaine comporte
beaucoup moins de chevreuils que l’est qui est une zone forestière. Cependant la zone d’étude
par départements se justifie pleinement par l’objectif initialement affiché : établir le statut
épidémiologique (infecté ou non) des départements encore « indemne » de l’infection à
Anaplasma phagocytophilum.
Finalement, cette étude a tout de même permis d’approfondir la répartition de la
bactérie en France (voir la carte de présence mise à jour au 1er juin 2006 en annexe 8). Même
si la quantité de prélèvements reçus a été faible par rapport à celle escomptée, l’étude devrait
se poursuivre lors de la saison de chasse prochaine. Cette étude devrait aussi permettre de
fournir des données destinées à réaliser une localisation géographique précise des foyers
d’infections à Anaplasma phagocytophilum. C’est pour cette dernière raison, que nous avons
demandé aux préleveurs de localiser l’endroit d’abattage le plus précisément possible (nom du
lieu-dit, hameau, village, code postal : voir feuille de commémoratifs en annexe 2).
Un des intérêts de cette étude est qu’elle confirme la forte infection par Anaplasma
phagocytophilum des chevreuils en France. Or le chevreuil porte des tiques adultes le plus
souvent. Les larves et les nymphes de tiques, quant à elles, se nourrissent préférentiellement
du sang de micromammifères sauvages (rongeurs). Ces derniers sont donc de meilleurs
réservoirs, et non pas des culs-de-sac épidémiologiques. C’est une des raisons qui nous a
conduit à réaliser l’étude développée dans la partie suivante.
43
44
III. Prévalence de l’infection chez les
micromammifères
Figure 8 : Dessin de mulot sylvestre.
Figure 9 : Dessin de campagnol roussâtre.
Figure 10 : Rappel sur la position taxonomique des principaux micromammifères étudiés.
Campagnol roussâtre
Mulot sylvestre
Classe : Mammalia
Classe : Mammalia
Ordre : Rodentia
Ordre : Rodentia
Famille : Muridae
Famille : Muridae
Genre : Apodemus
Genre : Clethrionomys
Espèce : sylvaticus
Espèce : glareolus
45
La position taxonomique des petits mammifères recherchés, mulots sylvestres (figure 8) et
campagnol roussâtres (figure 9), a été rappelée dans la figure 10. Ceux-ci mesurent en moyenne 10
cm, queue non comprise (celle-ci est plus courte chez le campagnol). Ils habitent des milieux variés,
tels que la forêt, les sous-bois, les haies, les talus, les prairies et les jardins. Ils ont une activité
principalement nocturne. Leur régime se compose de graines (sauvages ou issues de l’agriculture),
de baies, de plantes, de fruits secs et même de vers de terre et escargots. Le domaine vital de ces
petits mammifères varie selon le couvert : il est plus restreint en forêt que dans les champs ou
prairies. En forêt, il est en moyenne de 0,2 ha pour les femelles et de 0,6 ha pour les mâles. La
densité des animaux est très variable : de 1 à 100 individus par hectare. Celle-ci est à relier à trois
facteurs essentiels : présence de nourriture, couvert végétal et pression de prédation. La période de
reproduction s’étend principalement d’avril à octobre, mais peut s’étaler sur toute l’année si le
temps est clément. La gestation dure 18 à 20 jours en moyenne, par contre, le nombre de portées et
de petits par an est variable selon les espèces (1 à 2 portées annuelles de 4 à 7 petits pour le mulot
sylvestre, 4 à 5 portées annuelles de 4 à 5 petits pour le campagnol roussâtre). Enfin, l’espérance de
vie maximale de ces animaux est de 18 mois.
1. Données bibliographiques
Les petits mammifères sauvages sont des hôtes de prédilection pour les stades immatures de
tiques (en particulier Ixodes scapularis aux Etats-Unis, et Ixodes ricinus en Europe). Ils représentent
donc des réservoirs naturels potentiels pour Anaplasma phagocytophilum.
Le nombre d’études traitant de l’infection des micromammifères sauvages par Anaplasma
phagocytophilum est relativement faible. Une des premières études dans ce sens a été effectuée aux
Etats Unis. En effet, WALLS et al (1997) ont piégé des rongeurs dans la périphérie de Minnéapolis
et St Paul afin de tester le sang et le sérum de ces animaux par rapport à la bactérie d’intérêt. Les
micromammifères récoltés appartiennent aux espèces suivantes : Peromyscus leucopus, Tamias
striatus, Clethrionomys gapperi, Blarina brevicauda, et Sorex cireneus. Ces espèces ne sont pas
présentes en Europe, mais permettent d’avoir une idée de la présence de la bactérie chez les
micromammifères sauvages. Les auteurs ont testé 190 animaux. Par la technique de PCR, 10,5%
(20 / 190) de ces animaux sont positifs. Parmi les sérums P. leucopus, 10,1%
(12 / 119)
contiennent des anticorps anti-Anaplasma phagocytophilum.
Dans le Nord-Ouest du Royaume-Uni, OGDEN et al (1998) ont recherché la présence de la
bactérie chez des tiques ixodidées et des rongeurs. L’étude a montré que 20% (5 / 25) des tiques
46
Ixodes trianguliceps (adultes gorgées) prélevées sur 5 Clethrionomys glareolus et 8 Apodemus
sylvaticus étaient positives en PCR pour Anaplasma phagocytophilum. Le sang d’un Clethrionomys
glareolus était également positif (il portait une tique infectée). Par contre, aucune des 365 larves
Ixodes ricinus qui se sont gorgées avec succès sur 40 Clethrionomys glareolus et Apodemus
sylvaticus capturés, n’est devenue positive. Ceci suggère qu’aucun de ces rongeurs n’était infecté
par Anaplasma phagocytophilum.
En 2000, LIZ et al, ont étudié la prévalence de l’infection chez les petits mammifères de
différentes zones de la Suisse. Au total, 201 mammifères représentant 5 espèces ont été piégés : le
mulot sylvestre (Apodemus sylvaticus), le mulot à collier (Apodemus flavicollis), le campagnol
souterrain (Pitymys subterraneus), le campagnol roussâtre (Clethrionomys glareolus) et une espèce
insectivore, la musaraigne carrelet (Sorex araneus). Dans ces micromammifères, 116 possédaient
des tiques Ixodes ricinus fixées (exclusivement des larves, sauf 3 Apodemus sylvaticus avec des
nymphes). Les analyses PCR de cette étude ont permis de démontrer que la prévalence de
l’infection à Anaplasma phagocytophilum est significativement plus élevée chez Clethrionomys
glareolus (15 / 78 soit 19%) que chez Apodemus sylvaticus (2 / 48 soit 4,2 %, avec p=0,01) ou
chez Apodemus flavicollis (2 / 69 soit 2,9 %, avec p=0,001). Par l’étude de l’infection des tiques,
les auteurs ont aussi démontré que la prévalence des hôtes hébergeant des tiques infectées est
significativement supérieure chez Clethrionomys glareolus (33,3%) que chez Apodemus sylvaticus
(7,4 % ; avec p<0,05). Les auteurs ont aussi rapporté que lors d’analyses de tissus de
micromammifères par la technique de PCR, les différents organes prélevés apparaissent plus
ou moins infectés. Le sang est le moins souvent infecté (7 / 20 soit 35 % des cas), peut-être parce
que la bactériémie est brève. Par contre, la rate et les oreilles (circulation périphérique) sont les
échantillons les plus souvent infectés (14 / 20 soit 70 %). Cette constatation est à relativiser, car
les échantillons sont petits et la sensibilité de la PCR sur différents types de prélèvements est
difficilement comparable.
En France, les seules données sur des petits mammifères sauvages proviennent du volet faune
sauvage d’une étude sur l’ehrlichiose granulocytaire bovine (JONCOUR et al, 2003). Dans cette
étude, 128 mulots sylvestres (Apodemus sylvaticus) ont été piégés dans les Côtes-d’Armor et dans
le Finistère. Le sang collecté sur anticoagulant (EDTA) et les rates de 74 % de ces animaux1 (95 /
128) ont été analysés par PCR. Tous les résultats se sont révélés négatifs.
1
Les mulots ayant été parasités par des tiques ont été choisis en priorité, les micromammifères ont été répartis en lots de
5 pour l’analyse.
47
2. Investigations en milieu clos : étude au Zoodyssée de Chizé
Objectifs de l’étude :
Dans cette étude très localisée, l’objectif était de rechercher la prévalence de l’infection à
Anaplasma phagocytophilum dans la faune sauvage de proximité (petits mammifères sauvages)
sachant qu’il y avait eu des cas cliniques d’animaux dans la zone étudiée.
Protocole et résultats du piégeage :
• Zone de l’étude :
Pourquoi avoir choisi le Zoodyssée, parc zoologique, comme lieu d’enquête sur la présence
d’Anaplasma phagocytophilum chez les petits mammifères sauvages?
Ce site, anciennement baptisé Zoorama, est un parc à vocation pédagogique, qui se situe au cœur
de la forêt de Chizé dans le département des Deux-Sèvres (79) (cf. site Internet :
http://www.zoodyssee.org ). Dans ce parc de 25 hectares vivent et se reproduisent près de 500
animaux appartenant à 67 espèces différentes. Les animaux présents appartiennent essentiellement à
ceux de la faune européenne (Loups, lynx, ratons laveurs, rapaces, loutres, chevreuils, cerfs,
sangliers, aurochs, bisons d’Europe, baudets du Poitou, moutons d’Ouessant…).
En février 2002, des prélèvements sanguins sont effectués dans le cadre d’une translocation de
chevreuils de la forêt de Chizé par l’ONCFS1. Les sérums obtenus sont analysés par technique IFI2
à l’AFSSA3 (LERPAS) de Nancy. 15 sérums sur 20 (75%) présentent des anticorps à Anaplasma
phagocytophilum, ce qui marque la présence de la bactérie dans cette zone géographique.
En mai 2003, un vétérinaire (Groupe vétérinaire de CHICHE / 79) établit, plus d’un an après les
résultats positifs des sérologies sur le lot de chevreuils, le premier diagnostic d’ Ehrlichiose
Granulocytaire Bovine dans le département, à Chiché.
1
Office National de la Chasse et de la Faune Sauvage.
Immuno Fluorescence Indirecte.
3
Agence Française de Sécurité Sanitaire des Aliments (Laboratoire d’Etude de la Rage et de Pathologie des Animaux
Sauvages).
2
48
Le 21 avril 2005, un jeune chevreuil meurt au Zoodyssée. Le vétérinaire traitant (Dr C.
UBERTI, qui est aussi adhérent à la FDC de Charente) fait parvenir le cadavre au LDV 79 où P.
NICOLLET (docteur en médecine vétérinaire et directeur adjoint du LDV 79) diagnostique postmortem une entérotoxémie colibacillaire. On note la présence de tiques très nombreuses sur le corps
de l’animal. A l’autopsie, l’animal présente des lésions d’entérite, d’ascite, et une splénomégalie.
Des examens complémentaires mettent en évidence la présence de morulas dans des leucocytes
spléniques. Toutes ces informations apparaissent sur le rapport d’autopsie effectué au LDV 79,
consultable en annexe 9.
Fin avril de la même année, un jeune baudet du Poitou femelle -nommée Résine- tombe malade.
Le vétérinaire attitré aux animaux de rente domestiques, F-X MARTIN est appelé à son chevet.
Elle présente une hyperthermie ainsi qu’une asthénie et des signes d’essoufflement. Un premier
traitement antibiotique au ceftiofur (EXCENEL ND) sur quatre jours est prescrit. Au troisième jour
de traitement, l’animalier le rappelle car l’état de Résine ne s’est pas amélioré. Il lui signale alors la
mortalité récente du jeune chevreuil et les conclusions du diagnostic de laboratoire. Suspectant une
« ehrlichiose », le vétérinaire effectue les prélèvements sanguins adaptés et un traitement de
première intention. Suite à des tests sérologiques et à une PCR, le diagnostic d’infection à
Anaplasma phagocytophilum est établi. La guérison survient après le deuxième jour de traitement à
l’oxytétracycline à 10%, à la dose de 1ml par kg / j, administré par voie intraveineuse.
Le Zoodyssée apparaît donc un lieu privilégié pour l’étude de l’infection à Anaplasma
phagocytophilum, de par son biotope et son historique de cas cliniques.
•
Animaux prélevés, moyens humains et calendrier :
Notre objectif, établi avec Guy JONCOUR, était de capturer une soixantaine de
micromammifères, vivant autour de deux enclos : celui des chevreuils, et celui des Baudets du
Poitou (cf. commémoratifs précédents).
Les micromammifères recherchés étaient des mulots, souris, ou campagnols. Les
musaraignes ont toutes été relâchées, à cause de leur régime insectivore bénéfique. Nous
souhaitions aussi capturer quelques mammifères de plus grosse taille (rats ou loirs, dont les
animaliers nous avaient informé de la présence). Nous voulions aussi collecter les tiques présentes
sur ces rongeurs et celles à l’affût sur les végétaux environnants.
L’ensemble du piégeage de micromammifères a été effectué lors de deux campagnes :
-
du 1er au 6 novembre 2005
-
du 2 au 10 avril 2006.
49
Après accord de la part de la SNGTV et FNC, une partie des fonds accordés pour l’étude
précédente a été utilisée pour couvrir les frais d’analyse de cette étude sur les micromammifères.
•
Protocole de piégeage et prélèvements :
Vincent BRETAGNOLLE travaillant au CNRS-CEBAS de Chizé a mis à notre disposition
204 pièges en tôle galvanisée ou aluminium de type INRA. Dominique GUERINEAU, du
Zoodyssée nous a prêté deux pièges à loirs et nous disposions aussi de deux ratières personnelles
à trappe.
L’ensemble des pièges a été disposé autour de deux enclos: une moitié autour de l’enclos
des chevreuils, et l’autre moitié autour de l’enclos des Baudets du Poitou (se reporter à l’annexe 10
pour le plan des enclos et la répartition des pièges). Le premier enclos étant plus petit, les pièges
étaient placés tous les 2 mètres, et autour du second enclos, tous les 3 mètres. La densité des pièges
était volontairement augmentée autour des points d’affourragement des animaux.
Les pièges, appâtés avec un mélange de flocons d’avoine, de sardines en boîte de
conserves et d’huile d’arachide1, étaient tendus chaque soir, vers 17h00. L’appât n’était pas
destiné à attirer les micromammifères dans les pièges (leur curiosité suffit pour cela), mais bien à
les maintenir en vie toute la nuit2, afin de pouvoir prélever le sang le lendemain. Les pièges
n’étaient pas tendus la journée, car les rongeurs recherchés ont une activité essentiellement
nocturne. De plus, en journée, les visiteurs auraient fait fuir les micromammifères, voire déclenché
les pièges. Le lendemain matin, les pièges étaient relevés vers 9h00. L’état des pièges était noté.
Lorsque le piège contenait un rongeur, celui-ci était assommé, puis euthanasié par la technique de
dislocation cervicale. Ensuite, le sang était collecté par ponction cardiaque (environ100 à 500
µL) au moyen d’une seringue à insuline (à usage unique) et stocké dans un tube contenant de
l’EDTA3. Après dissection, chaque rate était prélevée et conservée dans un tube rempli d’alcool à
70°. Après cela, les cadavres étaient stockés individuellement au congélateur, ce qui permettait
de récolter le jour suivant les éventuelles tiques qu’ils portaient. Ces ectoparasites étaient eux aussi
conservés dans de l’alcool à 70°. L’ensemble des prélèvements était identifié de manière indélébile.
Les cadavres ont été stockés au congélateur, dans la perspective de recherches futures.
Dans le but d’effectuer des captures de tiques libres dans le milieu extérieur, nous avons
prospecté autour des enclos avec la méthode dite « du drapeau ». Cette technique consiste à
1
D’après les recommandations de M. PASCAL, section faune sauvage de l’INRA.
En effet, les rongeurs ont un métabolisme très actif, qui est amplifié par le stress lié à la capture. Sans l’apport
énergétique de l’appât, les rongeurs sont retrouvés morts le lendemain.
3
Les tubes ont été fournis gracieusement par la société Kitvia®, le reste du petit matériel a été financé par la SNGTV et
la FNC.
22
50
traîner un tissu blanc de type feutrine, de dimension 1mx1,5m, sur la végétation et sur le sol. Toutes
les dizaines de mètres, le tissu est retourné pour rechercher les différents stades larvaires de tiques
qui se sont fixés dessus. Les tiques ainsi récoltées devaient être conservées dans des tubes d’alcool à
70°.
•
Résultats :
Les deux campagnes ont permis de capturer du sang et des rates de 62 rongeurs : 60 mulots
sylvestres (Apodemus sylvaticus) et 2 campagnols roussâtres (Clethrionomys glareolus).
Les prises étaient réparties comme suit : 31 mulots et 1 campagnol autour de l’enclos des
Baudets du Poitou, et 29 mulots et 1 campagnol autour de l’enclos des chevreuils. (Le détail des
relevés de pièges figure en annexe 11).
Les espèces non visées par le protocole initial ont été relâchées : musaraignes (Crocidura
suaveolens), oiseaux [Mésanges bleues (Parus caeruleus), Sitelles torchepot (Sitta europaea), etc]
et un crapaud commun (Buffo buffo)…
Nous n’avons pas réussi à capturer de rat [noir (Rattus rattus) ou gris (Rattus norvegicus)] ni
de loir gris (Glis glis).
Au total, 15 des rongeurs se sont révélés porteurs de tiques Ixodes ricinus de différents
stades (larves et nymphes le plus souvent, ainsi qu’une tique adulte).
Tous les essais de capture de tiques libres, par la technique dite « du drapeau », se sont
révélés infructueux.
Protocole et résultats des analyses de laboratoire :
Recherche d’ADN par la technique de PCR dans les sangs, rates et tiques.
•
Le laboratoire : tous les prélèvements de cette étude ont été analysés au laboratoire
départemental vétérinaire des Deux-Sèvres (LDV 79).
•
L’échantillonnage s’est effectué de la façon suivante : chaque rate a été analysée de façon
individuelle ; les sangs en trop petite quantité pour être analysés seuls ont été regroupés en lots1
(soit 9 regroupements de sangs), les autres ont été analysés de façon individuelle (31) en particulier
les sangs des deux mulots retrouvés positifs sur rate2 ; enfin les tiques ont été regroupées en lots3.
1
Ces lots sont encore appelés « pools ».
Ce choix a permis de ne pas perdre de sensibilité sur le test.
3
Les regroupements ont été effectués selon les recommandations du kit Adiagene®.
2
51
•
La technique utilisée est celle de la PCR en temps réel. Dans cette technique, la quantité
d’ADN amplifiée est visualisée sur un écran au fur et à mesure, ce qui rend la quantification de
l’ADN initial possible. Le résultat positif ou négatif est donné par une valeur spécifique : le C(t) (de
l’anglais « Cycle treshold »). Cette valeur correspond au nombre de cycles de PCR nécessaires pour
atteindre un niveau de fluorescence défini par l’utilisateur. Ce niveau traduit le seuil à partir duquel
un échantillon est considéré comme positif. Donc la valeur du C(t) est inversement proportionnelle à
la charge bactérienne (plus le C(t) est faible, plus la quantité d’ADN au départ était importante).
•
Le protocole : l’extraction de l’ADN à partir des prélèvements a été réalisée à l’aide du kit
QIAamp DNA mini® de l’entreprise Qiagen©. Pour plus d’informations, le protocole détaillé est
consultable sur le site http://www.qiagen.com . Le reste de la technique de PCR en temps réel
utilisé par le laboratoire départemental des Deux-Sèvres a été développé à partir de celle mise au
point par PUSTERLA et al (1999). Les amorces et la sonde PCR diffèrent légèrement, ainsi que le
protocole de thermocyclage. En effet, la dénaturation de l ‘ADN cible dure 10 minutes à 95°C.
Après cette étape, l’amplification (45 cycles) est effectuée dans les conditions suivantes : 15
secondes à 94 °C puis 1 minute à 60°C.
•
Résultats : Le tableau des résultats individuels figure en annexe 12. L’ensemble des sangs
s’est révélé négatif en PCR. Deux rates de mulots ont été détectées positives individuellement en
PCR : un des prélèvements provenait de l’enclos des chevreuils et l’autre de l’enclos des baudets du
Poitou. Ces deux rates provenaient de rongeurs capturés en avril. Le seuil de positivité était
comparable au témoin positif issu du mélange des ADN des sangs du baudet et du chevreuil du
Zoodysée. Le seul lot de tiques positif contient les tiques retrouvées sur le mulot positif de
l’enclos des chevreuils. Sur l’autre mulot retrouvé positif, aucune tique n’avait été décelée. Une
synthèse des résultats est présentée dans le tableau 13 :
Tableau 13 : Résultats obtenus au Zoodyssée.
Enclos des
chevreuils
Enclos des
baudets
Nombre de
captures
Nombre de rongeurs
positifs
30
1 mulot
(29 mulots et 1 campagnol)
(PCR rate + PCR tiques fixées)
32
1 mulot
(31 mulots et 1 campagnol)
(PCR rate)
52
Ces résultats nous renseignent sur la prévalence de l’infection à Anaplasma
phagocytophilum dans la population des micromammifères. En effet, si on se réfère à la zone de
l’enclos des Baudets, on obtient une prévalence de 3,2 % (1 / 31) chez les mulots. Si on
s’intéresse uniquement à la zone de l’enclos des chevreuils, on obtient une prévalence de 3,4 % (1
/ 29) chez les mulots. En considérant les deux enclos, qui sont séparés d’environ 600 mètres (donc
pour lesquels le territoire vital des micromammifères capturés se chevauchent), on observe une
prévalence de 3,3 % chez les mulots (2 / 60). Le nombre de campagnols capturés (2) ne permet
pas de donner une prévalence de l’infection dans cette espèce.
3. Discussion
Les objectifs de notre étude ont été atteints, puisque nous projetions de capturer une soixantaine
de micromammifères, alors que nous en avons capturé 62. Cependant, une capture plus importante
de campagnols nous aurait aussi permis d’effectuer des comparaisons entre les taux de prévalences
chez différentes espèces de rongeurs (la majorité des animaux capturés étaient des mulots
sylvestres : 60 / 62) et de confirmer l’existence ou non de différences significatives. Ce choix de 60
individus à tester a été fixé en fonction des moyens financiers obtenus pour l’étude. La prévalence
attendue étant au minimum de l’ordre de 4 % (pour le mulot sylvestre, LIZ 2000), il aurait
idéalement fallu prélever 125 individus, pour obtenir une précision relative de 90 % (TOMA et al,
2001). Cela dit, la taille de notre échantillon reste de l’ordre de ceux utilisés par LIZ et al en Suisse
(2000) : ils avait capturé 78 campagnols roussâtres, 48 mulots sylvestres et 69 mulots à collier.
Notre étude fournit donc un ordre de grandeur de prévalence de l’infection chez les
micromammifères sauvages.
Sur le plan technique, le test de laboratoire que nous avons utilisé (la PCR), est celui qui fournit
actuellement les meilleures caractéristiques intrinsèques (voir tableau 5) : très bonne sensibilité et
spécificité excellente. L’ensemble des analyses a été effectué dans un seul site : le laboratoire
départemental vétérinaire des Deux Sèvres. De plus, toutes les analyses ont été effectuées en même
temps. Ceci nous garantit une bonne homogénéité des résultats. De plus, le témoin positif pour la
PCR a été développé à partir de l’ADN bactérien extrait du sang du chevreuil (mort) et du baudet
(malade) suite à une infection par Anaplasma phagocytophilum.
53
En ce qui concerne les résultats, on ne peut pas dire que ceux-ci soient exacts au sens
épidémiologique du terme. En effet, le choix des micromammifères parmi l’ensemble de la
population n’est pas complètement aléatoire, car nous nous sommes focalisés sur les enclos des
chevreuils et des Baudets du Poitou.
La prévalence de l’infection à Anaplasma phagocytophilum observée chez les mulots du
Zoodysée est donc de 3,3 %. Cette valeur est proche de celle obtenue chez nos homologues
helvétiques (4,2% ; LIZ et al en 2000). Notre étude s’est déroulée dans un lieu où la présence de la
bactérie était connue depuis peu, tout comme l’étude suisse a été réalisée dans des régions où l’EGB
était enzootique. Il serait intéressant que d’autres études françaises confirment ces résultats. Nous
n’avons capturé que 2 campagnols roussâtres, ce qui ne permet pas de tirer de conclusions quant à
la prévalence de l’infection dans cette espèce. Mais on peut supposer que nous aurions obtenu une
prévalence plus élevée. En effet, LIZ et al (2000) ont démontré que la prévalence de l’infection à
Anaplasma phagocytophilum chez le campagnol roussâtre est significativement plus élevée que la
prévalence chez le mulot sylvestre (avec p=0,01).
Un deuxième point intéressant à souligner est que toutes les PCR effectuées sur les sangs des
micromammifères se sont révélées négatives, tandis que deux PCR de rates sur ces mêmes animaux
se sont révélées positives. Ceci est en faveur d’une bactériémie très rapide et/ou d’un portage
chronique de la bactérie dans la rate. Il eût été intéressant d’avoir aussi les sérologies de ces
mulots, afin de savoir s’ils possédaient ou non des anticorps IgG anti-Anaplasma phagocytophilum.
Cette constatation confirme celle de LIZ et al en Suisse : les auteurs avaient décrit que les
prélèvements de sang étaient moins souvent infectés que les prélèvements de rates ou d’oreilles par
la technique de la PCR. De même, nous aurions pu analyser les oreilles de nos mulots positifs afin
de voir si la bactérie était aussi retrouvée dans le sang périphérique. En effet, les tiques positives
récoltées sur un des mulots positifs ont été infectées de deux façons possibles : soit en se gorgeant
sur ce mulot (ce qui implique que la bactérie était présente dans le sang périphérique), soit elles
étaient infectées au stade précédent (ce sont alors des nymphes ou adultes).
Dans le cadre d’une recherche par PCR d’Anaplasma phagocytophilum chez des
micromammifères sauvages, il est donc préférable de prélever en priorité la rate et une oreille,
organes dans lesquels on retrouve le plus d’ADN bactérien.
Il est admis que les mulots et campagnols sont d’importants hôtes pour les larves et dans une
moindre mesure, nymphes d’Ixodes ricinus. Il est aussi rapporté que les micromammifères
n’hébergent que très rarement des adultes de tiques. Or dans notre étude, nous avons récolté
sensiblement le même nombre de nymphes et de larves d’Ixodes ricinus. Nous avons aussi prélevé
une tique adulte (femelle gorgée) fixée au niveau de la tête d’un mulot, entre l’œil et la base de
54
l’oreille droite. G. Joncour a fait ce type d’observation à 4 reprises pour 132 mulots capturés en
2003 (Comm. Pers.).
Ce travail de recherche sur l’étude d’ Anaplasma phagocytophilum dans la faune sauvage en
France, nous a permis d’explorer différents aspects de l’infection. Ainsi, la première étude sur les
chevreuils répondait à une démarche qualitative : nous souhaitions savoir si la bactérie était présente
ou non dans des départements où sa présence n’avait jamais été mise en évidence. La deuxième
étude, qui a été réalisée dans un milieu où la présence de la bactérie était connue, relevait d’une
démarche de quantification : nous souhaitions connaître la prévalence de la bactérie chez les
micromammifères. A ce stade, il nous a semblé important de réaliser une synthèse sur la notion de
réservoir et de sentinelle ou bio-indicateur.
La définition de réservoir (préalablement citée dans la deuxième partie de cette thèse1) nous
permet d’affirmer que les tiques ne sont pas des réservoirs, car l’absence de transmission
transovarienne empêche toute survie de la bactérie au delà du stade adulte. Ceci explique le faible
taux (quelques pourcents) de tiques porteuses.
Les micromammifères, par contre, sont des hôtes importants de la bactérie et permettent sa
survie. Comme l’ont démontré plusieurs études, ce sont des réservoirs naturels à Anaplasma
phagocytophilum. La faible prévalence rencontrée chez ces animaux s’explique par le faible taux
de tiques porteuses et par le fait que les tiques qui s’y fixent sont majoritairement des larves (donc
non infectées, car il n’y a pas de transmission transovarienne) voire des nymphes. Parmi ces
micromammifères, certaines espèces apparaissent de meilleurs réservoirs que d’autres, car plus
infectées (exemple : Clethrionomys glareolus vs Apodemus sylvaticus). Il se peut très bien que
d’autres petits mammifères participent à la survie de la bactérie dans l’environnement, mais ne
soient pas encore connus comme tels.
1
Cf. page 30
55
Enfin, les cervidés sauvages (en particulier le chevreuil) sont souvent cités comme réservoirs,
comme nous l’avons vu précédemment. Or, ce terme est inapproprié dans le cas précis. En effet,
les chevreuils et autres cervidés sont essentiellement parasités par des tiques de stade adulte, moins
souvent par des nymphes. La bactérie peut donc se multiplier chez son hôte, mais celui ci restera un
cul-de-sac épidémiologique pour elle, car les tiques adultes meurent après leur unique buvée
sanguine. Pour citer ARTOIS et al (2003), « le chevreuil ne joue pas de rôle épidémiologique dans
le cycle de transmission, il est victime mais pas vecteur, ni réservoir d’infection ; sa place dans le
cycle épidémiologique est identique à celle de l’homme ». Ces auteurs, comme G. JONCOUR
(Comm. Pers.), ajoutent que si un marqueur d’infection existe (anticorps, ou détection de l’ADN
bactérien par PCR), le chevreuil peut être utilisé comme traceur du risque infectieux. Il est alors
qualifié de sentinelle ou bio-indicateur vis-à-vis d’autres espèces, comme l’homme ou le bovin.
La prévalence de l’infection chez le chevreuil est alors un « indicateur de l’exposition dont la
localisation géographique précise permet l’analyse géographique et temporelle du risque
infectieux », toujours d’après les mêmes auteurs. Le chevreuil est une sentinelle d’autant plus
intéressante que TATE et al (2005) ont montré que l’exposition répétée de cet animal à la bactérie
induit une réponse sérologique relativement longue. La réalisation de cartes géographiques de la
prévalence de l’infection à Anaplasma phagocytophilum serait donc un outil de santé publique à
développer.
56
Conclusion
Nous avons d’abord étudié les différentes caractéristiques d’Anaplasma phagocytophilum. Cette
bactérie, transmise par les tiques, infecte les granulocytes neutrophiles et provoque ainsi une
dépression immunitaire. Puis nous nous sommes penchés sur ses hôtes de prédilection naturels.
Pour cela, nous avons d’abord réalisé une étude visant la mise en évidence de l’infection chez des
ruminants sauvages (essentiellement des chevreuils) tués lors de la saison de chasse 2005/2006.
Cette étude soutenue par la SNGTV et la FNC a été réalisée dans les départements français qui
n’étaient pas encore connus pour « héberger » de cette bactérie. Sur les 4 départements nous ayant
fourni des prélèvements (Aube, Charente, Isère, Hautes-Alpes), les trois premiers se sont révélés
infectés par la bactérie (grâce à des tests IFI et PCR), tandis que le dernier n’a pas fourni de résultat
positif. La deuxième étude expérimentale, quant à elle, s’est intéressée à la prévalence de l’infection
chez des micromammifères sauvages (mulots, campagnols) présents dans un parc animalier des
Deux-Sèvres. En ce lieu, la présence de cette bactérie avait été mise en évidence par PCR suite à la
découverte d’un jeune chevreuil mort puis d’un baudet du Poitou atteint d’ « ehrlichiose ». Nous y
avons capturé 62 rongeurs (dont 60 mulots). Les rates de 2 de ces mulots se sont révélées positives.
La prévalence est donc de 3,3 % dans cette espèce, ce qui confirme les données observées en Suisse
dans des zones où l’ehrlichiose granulocytaire bovine est enzootique. L’ensemble de ce travail nous
a permis de nous familiariser avec l’épidémiologie, les protocoles de terrain, les contacts avec
diverses catégories socio- professionnelles, dont les vétérinaires de laboratoire et de terrain.
Il nous a aussi permis d’insister encore une fois sur le rôle de réservoir et de sentinelle que
peuvent jouer certaines espèces sauvages, de la place des vétérinaires travaillant en réseaux, en
équipes multidisciplinaires, quand il s’agit d’améliorer des connaissances en santé animale et
publique : l’infection à Anaplasma phagocytophilum est en effet une zoonose. Cette bactérie a été
décelée dans 77 départements de France métropolitaine. Aussi, il paraît essentiel de sensibiliser la
population sur la possibilité d’infection humaine, notamment dans biotopes favorables aux tiques.
Les tiques peuvent aussi transmettre d’autres maladies à l’homme (comme la borréliose de Lyme, la
Méningo-encéphalite à tiques,…). Et comme le dit si bien l’adage latin « bis repetita placent », on
peut donc réitérer des conseils simples de prévention vis-à-vis des tiques. Ces conseils sont
rapportés sur la page suivante.
57
58
Conduite à tenir afin d’éviter les morsures de tiques et les
maladies transmises par celles-ci :
Si possible, porter des vêtements longs lors de sorties en forêt pendant la
période d’activité maximale des tiques (printemps et automne).
Pour les travailleurs exposés et les chasseurs, mettre des guêtres.
Après une sortie en forêt, inspecter son corps, celui de son(ses) enfant(s) et
de son(ses) chien(s) en recherchant d’éventuelles tiques.
En cas de morsure de tique :
1-retirer la tique (de préférence avec un instrument de type Tire
Tic® ou O’Tom®, voire avec une pince à épiler. Il faut attraper
le corps de la tique sans le presser trop fort, puis tourner dans le
sens inverse des aiguilles d’une montre : la tique se « dévisse ».
Ne pas utiliser d’éther ou autre produit qui stresse la tique, et
favorise le relarguage d’agent infectieux)
2-désinfecter avec de l’alcool à 70°
3-noter la date du retrait de la tique (à communiquer à votre
médecin si une consultation s’ensuit)
4-surveiller des symptômes éventuels dans les 10 jours suivants :
« auréole rouge autour du point de morsure », fièvre, voire
syndrome grippal. Dès le moindre symptôme, consulter votre
médecin.
59
60
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65
66
Annexes
67
68
Annexe 1 : Protocole détaillé de l’étude SNGTV/FNC
PROTOCOLE d’enquête sur la prévalence nationale de l’ehrlichiose granulocytaire bovine
(EGB) dans 23 départements français : par sérologie et/ou PCR sur prélèvements sanguins et
rate de petits ruminants sauvages.
L’ehrlichiose granulocytaire bovine à Anaplasma phagocytophilum est une zoonose émergente, infectieuse,
inoculable, non contagieuse évoluant sous forme aiguë ou inapparente et selon un tableau épidémiologique
sporadique ou anadémique, en foyers. Les troupeaux affectés exploitent des biotopes favorables à Ixodes
ricinus.
Largement méconnue, sous-évaluée et sous-diagnostiquée en France, sa méconnaissance, en « humaine », est
comparable à celle constatée chez les vétérinaires. Ce réseau sanitaire a pourtant bénéficié d’informations
larges depuis 1999 (URGTVB-SNGTV).
La vache est une espèce sentinelle pour l'homme, en terme d’EGB : par visualisation biologique de la
présence (effective ou récemment passée) d’une rickettsie, Anaplasma phagocytophilum dans les foyers
identifiés, petite bactérie intracellulaire stricte, pathogène et très ubiquiste.Tout comme son vecteur
biologique principal et réservoir, une tique du genre Ixodes ricinus est susceptible de parasiter un grand
nombre d’espèces.
Les révélateurs sont l’ examen clinique, la cyto-hématologie, la sérologie spécifique par IfI ou la PCR.
L’étude épidémiologique 1999-2003 réalisée par l’Union Régionale des Groupements Techniques
Vétérinaires de Bretagne (URGTV B) a mis en évidence le rôle important joué par le chevreuil (Capreolus
capreolus) dans cette entité pathologique. Sinon en termes de réservoir ou de vecteur biologique. Plutôt en
tant qu’espèce-hôte permanent et véhicule de dissémination passive des tiques : elles, vecteurs actifs et
réservoirs de l’agent pathogène étudié (seules les larves et nymphes gorgées, tout comme les femelles I.
ricinus non gorgées sont des stases « infectantes » : il n’y a pas de transmission trans-ovarienne).
Le volet Faune Sauvage de cette étude a conclu à des séroprévalences positives de 70 à 75%, spécifiques "A.
phagoytophilum" par Immunofluorescence Indirecte (IfI) -et pour 400 animaux testés-, de 1999 à 2003. Ce
pourcentage régional est confirmé au niveau national.
Le chevreuil espèce commensale des animaux de rente, en contact permanent avec ces ectoparasites, peut
être une sentinelle pour la vache.
Cette espèce sauvage, de répartition géographique étendue sur tout le territoire national, en expansion et dont
le petit territoire vital moyen peut être estimé à 1 km2 constitue un cul de sac épidémiologique pour le
« parasite » (tout comme en termes de borréliose de Lyme Bibliographie).
Il ne joue pas un rôle de vecteur de la maladie mais peut « servir » de révélateur biologique d’utilisation
aisée.
L’étude URGTV B, initiée par les vétérinaires de terrain, dans l’Ouest, a permis de localiser (1999-2005),
par extension, 74 départements où une « trace » biologique de l’agent pathogène a pu être visualisée, et
grâce aux Laboratoires de développement et d’analyses Départementaux (LDA22, surtout, LDA14, LDV54
et LDV79).
Elle se prolonge actuellement (2005) par une enquête nationale sur cas cliniques confirmés par le laboratoire
de diagnostic de référence, le Laboratoire de Développement et d’Analyses des Côtes d’Armor (LDA22).
Sous l’égide de la Société Nationale des GTV (SNGTV) :
ces investigations démontrent l’efficacité de ces réseaux conduits par un comité scientifique de pilotage
pluridisciplinaire associant, en particulier, des vétérinaires et des médecins.
En effet, l’EGB est une zoonose infectieuse, mais non contagieuse, de mammifère à mammifère.
69
Principe :
Il nous paraît pertinent, opportun et intéressant d’utiliser, en priorité, cette espèce en tant qu’indicateur
biologique de présence, dans le cadre du prolongement de l’enquête de prévalence qualitative nationale,
dans les Départements français où la présence d’ A. phagocytophilum n’a pas encore été prouvée. D’autres
biotopes peuvent être aussi étudiés grâce à d’autres espèces plus spécifiques de ces milieux.
En effet,
•
•
•
•
la séropositivité (IFI), associée à une PCR positive sur buffy coat et sur les tiques (I. ricinus) prélevés
sur une chevrette accidentée (Plourin-les-Morlaix, 29N, août 2000) a permis d’identifier la présence
en FINISTERE (29), près de deux ans (juin 2002) avant la découverte de foyers sur bovins
d’élevage. En décembre 2001, un Cerf élaphe (Cervus elaphus) sur 9, en ranching (Guerlesquin-29)
s’est révélé positif.
En décembre 2001, 20 sérums sur 20 chevreuils prélevés en 4 massifs distincts d’ ILLE-ETVILAINE (35) sont positifs en IFI. En février 2002, 6 cerfs en ranching, d’un lot de 10 étaient aussi
positifs, en lisière de Forêt de Paimpont. Le premier diagnostic sur bovin date d’avril 2002.
De même, les DEUX-SEVRES (79) ont été déclarés « infectés » grâce à des sérologies positives sur
chevreuils de translocation (ONCFS-LERPAS, Forêt de C.) en février 2002 , un an avant
l’identification d’un foyer bovin à Chiché, en 2003.
En MARNE (51), 30 sangs positifs en IFI dans un lot de 40 chevreuils de translocation (ONCFS,
« Réserve de Trois Fontaines ») ont permis d’en prouver la présence (février 2002). A février 2004,
il n’a pas encore été possible d’identifier la rickettsie chez d’autres mammifères, dans ce
département.
Département
1ière identif. FS
1ière identif. Bovin ou …
29
août 2000
juin 2002
35
décembre 2001
avril 2002
79 (ONCFS/LERPAS)
février 2002
mai 2003
51 (ONCFS)
février 2002
Aucune
Les Cervidés en général, et en particulier le chevreuil, et, par extension, les Artiodactyles
(Sanglier [Sus scrofa] excepté) sont donc de très bonnes sentinelles pour les autres espèces
sensibles, domestiques. Et pour l’Homme.
Objectifs :
• Sur la base de coordonnées topographiques précises du lieu de capture de l’animal (
Fiche N° 1 :
feuille de commémoratifs), il peut être intéressant de prendre en compte les résultats positifs et négatifs
à l’analyse dans des Départements jusqu’à présent indemnes, afin d’obtenir des cartes géographiques
de haute définition à l’échelon national.
• Mieux connaître la répartition géographique de cet agent pathogène zoonotique potentiel.
• Valider un type d’enquête visant à déterminer des prévalences qualitatives dans les départements
« indemnes » à février 2005. Par des outils simples et une méthodologie mettant à contribution des éléments
« indicateurs biologiques de présence » au sein de la faune sauvage.
• Compléter l’enquête épidémiologique URGTV Bretagne- SNGTV en cours depuis 1999. Ce sondage,
essentiellement sérologique, et visant les Départements jusque là indemnes par manque de résultats de
laboratoire positifs, permettra d’identifier sans aucun doute de nouveaux Départements « infecté s ».
• En s’articulant sur le réseau des praticiens, parfois amenés à prendre en soin des petits Cervidés
70
• malades ou blessés, dans le cadre de leur exercice de soins à la faune sauvage ( Réseau Français des
Vétérinaires Praticiens de Faune Sauvage [RFVPFS] et autres, dont la section SNGTV-FS), les Vétérinaires
chasseurs des départements retenus, en contact avec les Fédérations Départementales des Chasseurs, ceux
investis dans le fonctionnement de la Fédération Nationale des Chasseurs (DMV Charlotte DUNOYER et
Pierre MENEZ) et, pour les Cervidés malades relevant du Bureau Sanitaire de l’ONCFS, sur le réseau
SAGIR / DMV Jean-Roch GAILLET et ses partenaires, dont le GEEFSM et l’AFSSA- LERPAS, l’enquête
visera à mieux faire connaître ces « outils » et à démontrer qu’un réseau d’investigation vétérinaire
étendu, national -et pluridisciplinaire- peut mener à terme des investigations à connotation
scientifique, concernant une Maladie Vectorielle à Tiques (MVT) et, plus généralement, la Santé Publique.
• Contribuer à une évaluation de l’impact potentiel de l’agent Anaplasma phagocytophilum sur la santé de
cette faune sauvage (effet immunodépressif induit et pouvoir abortif avérés de l’infection à A.
phagocytophilum dans d’autres espèces, surtout domestiques). En particulier concernant la « MAC » et les
constats fréquents -au moins dans l’Ouest (G. Joncour. comm. pers.)- de naissances d’automne tardives
chez le chevreuil : celles-ci peuvent laisser supposer des troubles de reproduction chez les chevrettes.
• Obtenir enfin une banque de sérums représentative et utilisable dans le cadre d’autres recherches
(Pestiviroses / Border Disease.-BVD, Coxiellose/fièvre Q, Chlamydophilose /C. abortus., Néosporose, …).
En outre une partie du prélèvement splénique sera dédiée aux recherches associées, par biologie
moléculaire (PCR), d’hémoparasites du genre Babesia ou autres.
Moyens humains et techniques :
• Comité scientifique de pilotage : Pr Claude Chastel (Doyen honoraire UER Brest), Jean-Claude George
(médecin généraliste en Meuse), Jeanne Brugère-Picoux (ENVA), François Moutou (AFSSA), Marie-Eve
Terrier (AFSSA-LERPAS Nancy) sous réserves, Claude Guiraud (GEEFSM), Dominique Gauthier
(GEEFSM), Eric Collin (Comm. épidémiologie SNGTV), Philippe Camuset (SNGTV), Guy Joncour
(URGTVB et Section Faune Sauvage / Comm. Environnement SNGTV) coordinateur, Jean-François Labbé
(URGTVB), Jacques Devos (SNGTV), Nathalie Vassallo / Rosine Danguy-des-Déserts / Pascale Lamanda
(LDA22), François Lamarque (ONCFS), Jean-Roch Gaillet-Jean Hars / Sagir-ONCFS, Pr Marc Artois
(ENVL, sous réserves), Pr H-J Boulouis (ENVA), Didier FATOSME (Janssen Santé Animale), Charlotte
Dunoyer et Philippe Vuillaume (UNFDC. Réseau sanitaire).
• La Fédération Nationale des Chasseurs / pôle-relais maladies et intoxications de la faune sauvage, les
Délégations Régionales et Départementales, les membres du réseau ONCFS-SAGIR, des Départements
concernés,
• Les consœurs et confrères collaborateurs et chargés de prélèvements pour les Départements retenus, des
GTV régionaux et départementaux (ou non), ainsi que les Laboratoires Départementaux Vétérinaires
(LDA/LDV) volontaires, déjà impliqués dans « Sagir », souvent.
• La SNGTV, maître d’œuvre, le réseau RFVPFS, Le GEEFSM,
• Un étudiant d’ENV, Alex Chimier, centralisation-compilation et « pré-traitement » des données - Thèse
de Doctorat Vétérinaire. Etude statistique. Au 1ier Trim. 2006.
• Laboratoires de référence destinataires :
Le LDA22 recevra l’ensemble des prélèvements biologiques et les conditionnera accompagnés d’une feuille
de commémoratifs (fdc) (Fiche N°1) N. Vassallo / R. Danguy-des-Déserts / Service d’Immunologie sérologies spécifiques A. phagocytophilum par IfI centrifugation du tube « sec » et mise en banque,
stockage des ectoparasites (I. ricinus) si prélevés, stockage et traitement du tissu splénique (rate / PCR).
Envoi de ceux-ci, éventuellement, vers d’autres laboratoires partenaires (ex. : Pr Henri-Jean Boulouis /
ENVA sonde PCR multi- spécifique).
71
De nombreuses séances de battues ont lieu le Dimanche. Les prélèvements seront réalisés,
préférentiellement, par un vétérinaire, volontaire dépendant ou non de l’équipe de chasse-battue, le plus
proche du site, à défaut d’un confrère référent pour le Département ou d’un Technicien habilité. Dans la
mesure du possible, faire transiter l’animal à contrôler par le Cabinet du vétérinaire. A charge, pour les
Fédérations (Nationale et Départementale) d’informer leurs adhérents.
Moyens financiers :
Un budget global incluant les frais pour une réunion au LDA22 de préparation, au second semestre 2005,
de collecte et d’envoi des prélèvements, des frais de dossier et coordination URGTV-SNGTV, une bourse de
thèse ( 6 500 eu) et le coût des analyses (non comptés les conditionnements annexes et les envois demandés
au LDA22 et PCRs éventuelles sur tiques) (4 500 eu) : Soit un budget global prévisionnel de 11 000 euro
HT.
Nota : le stockage-congélation des échantillons qui ne seraient pas analysés par insuffisance budgétaire aura
de toute façon un coût. Nous sommes actuellement en contact étroit avec l’Union Nationale des Fédérations
Départementales des Chasseurs (DMV Pierre MENEZ et Charlotte DUNOYER) et les Fédérations
Régionales et Départementales : ces prélèvements concerneront surtout des animaux des plans de chasse (
pas le réseau SAGIR, dans un premier temps).
Protocole :
Durée de l’étude : la saison de chasse 2005-2006.
Prélèvements biologiques : dans l’ordre d’importance : (Fiche N°2 : protocole de prélèvement sanguin sur
cadavre frais par dissection de la zone jugulaire).
• Tube n°1 et n°2 : Deux tubes de sang total de 5 ml. à « bouchon rouge » (si possible). Bien pleins. Si on
y associe d’autres investigations du type « BVD-MD », « Border D. », Coxiellose, Néosporose,…). Idéal, si
possibilité locale : centrifugation et envoi des sérums au LDA22.
• Tube n°3 : les tiques ectoparasites dans alcool à 70° ( PCR) identification. (Fiche N°2 :
oreilles, nuque rétro-auriculaire, fanon, cuisses-intérieur, scrotum, flancs
Attention : des mélophages du genre Lipoptena cervi, sont souvent nombreux sur les Cervidés. Et
confondus avec des tiques (Ixodes). Ils ressemblent aux mélophages du mouton, Melophagus ovinus.
• Prélèvement n° 4 : la rate. Découper deux lanières de rate de 1cm. x 0,5cm. x 4cm.
Dans deux tubes
de « 5 ml. à bouchon rouge », n° 4 et n° 5. Rajouter de l’alcool à 70°, en vidant l’air « sous le bouchon » à
l’aiguille et seringue montée, en aspirant.
Bien identifier tous les tubes. Les joindre à la Fiche N°1 , avant envoi au Laboratoire / LDA22
Liste des départements où devront s’effectuer les prélèvements biologiques (= ceux où pas de « POS » Bovins, Equidés, Chevreuil. Même Lama [Lama glama] ou Chiroptères ….) :
02, (2A,) 2B, 04, 05, 07, 10, 11, 16, 26, 30, 32, 34, 37, 40, 48, 66, 68, 70, 92 et 95 21 Départements + les deux
où des cas humains ont été diagnostiqués, Meuse (55) et Bas-Rhin (67). Soit 23 à tester. (voir Carte).
72
Taille de l’échantillon attendue en vue d’analyses IfI : Quatre analyses par IfI et par Département, 100 tubes n°1 et n°2. Un maximum de n° 3, 4 et 5.
On peut estimer la nécessité de tester 8 animaux par Département, soit environ 180 Cervidés, en fonction
d’hémolyses fréquentes dans ces types de prélèvements in Natura, et de pollutions bactériennes et fungiques
inhérentes à divers modes de prélèvements sanguins. Un petit échantillon de 4 animaux rend difficile une
interprétation épidémiologique sur une population donnée : des contraintes budgétaires nous y contraignent
et ce choix ne grève pas nos objectifs ci-dessus. Tout complément financier permettrait un accroissement
des tailles d’échantillon.
Une répartition homogène sur tout le Département est un élément important à prendre en compte.
Discussion : Critères d’inclusion, d’exclusion.
Zone d’étude : le territoire national des 23 départements signalés plus haut.
Les espèces à prélever : d’abord, en priorité,
• le chevreuil (Capreolus capreolus), des plans de chasse et inclus dans les animaux répertoriés par
fiches Sagir (Réseau national, fiches 2002 : 555 chevreuils et 82 « autres ruminants », fiches
2003 : 488 chevreuils et 86 « autres ruminants »), puis le cerf élaphe (Cervus elaphus), de plans de
chasse, capture « administrative »-translocations ou en ranching, le daim (Dama dama).
• l’isard-chamois (Rupicapra rupicapra), le mouflon (Ovis sp.) ou le bouquetin (Capra ibex),
Nota : ces trois espèces vivent généralement à plus de 700 mètres d’altitude, limite supérieure de la
répartition altitudinale d’Ixodes ricinus). Il serait donc intéressant de les tester, également.
• Sont inclus les Artiodactyles autres que le Sanglier (Sus scrofa), même exotiques, des collections
privées ou publiques (parcs de vision, safari-parcs, parcs zoologiques, et autres zoos. Nota : Le Lama
[Lama glama] est sensible à l’EGB).
• Concernant la Corse (2A/2B), des informations issues des milieux cynégétiques indiquent une
présence non anecdotique de tiques sur les sangliers chassés. Afin de réaliser les objectifs, des
prélèvements du même type seront donc effectués sur 2 x 4 animaux de chasse et envoyés, selon le
même protocole, au LDA22 (en indiquant « Sanglier », aux commémoratifs, à la case « Autre »).
• Sont exclus tous les prélèvements effectués dans les autres Départements non cités plus haut et les
envois dont les commémoratifs ne seraient pas transmis à la Coordination (fax. 02 96 45 91 58)
Nota : la congélation-conservation permettra des analyses complémentaires, dans l’attente de financements
complémentaires.
Callac, le 10 mai 2005, revu le 17 novembre 2005
Guy JONCOUR Coordinateur de l’étude nationale SNGTV sur l’Ehrlichiose Granulocytaire Bovine (EGB).
[email protected]
http://www.zoopole.com/ispaia/urgtvbretagne2003.htm.
73
74
Annexe 2 : Fiche de commémoratifs.
FICHE N° 1 du protocole
Nom……………….
Votre envoi au LDA22 : colis résistant aux
chocs (normes) et identifié avec la mention suivante :
ETUDE Ehrlichiose Faune sauvage - SNGTV. LDA
des Côtes d’Armor. Zoopôle.
7rue du Sabot. B.P. 54. 22440 PLOUFRAGAN.
Prénom……………………Adresse……………
Tubes n° 1 et n°2 (Sang total)
Tél.……………………… Fax ……………….
1 tube sec n°1 (ou sérum)
1 tube sec n°2 (ou sérum)
COORDONNEES :
Responsable de battue ou « Inventeur »……
Ville………………. Code Postal………………
Tube n° 3 (Tiques) avec alcool à 70°
Vétérinaire « préleveur » (ou Tampon)
Nom…….
1 tube n°3
Adresse………………….………………………
Tubes n° 4 et n°5 (Rate : 1 x 0,5 x 4 cm)
avec alcool à 70°
…………………………………………………..
1 tube n° 4
1 tube n° 5
-les tubes n°1 et n°2 sont :
centrifugés et décantés*
juste décantés
Facturation des prélèvements par un vétérinaire
GTV
Dr J-F LABBE, Trésorier SNGTV, Groupe Vétérinaire
de Broons, BP 28. 2250 Broons.
* A minima, laisser coaguler à température ambiante
avant envoi, si centrifugation impossible
ANIMAL PRELEVE
Espèce :
Chevreuil,
Cerf,
Cerf sika,
Daim, Autre
Chamois,
Isard,
Mouflon,
Bouquetin.
Sexe:
Âge :
Mâle,
Femelle
Jeune (moins d’un an),
Adulte (plus d’un an).
Poids, éventuellement :
Conditions de capture :
Plan de chasse, Translocation, Police sanitaire (cerfs / ranching)
Accident routier,
Pathologie
(si
oui,
laquelle ?
et
fiche
Sagir
-copie
éventuelle)……………………………………………………………………………………………….
Date de la collecte :
Lieu de la collecte : (si possible [ ?] « latitude et longitude » ou coordonnées
GPS / UTM. Ou les plus précises possibles… )
Lieu-dit le plus proche :
Bois :
Commune :
Département :
Code postal :…………..
75
76
Annexe 3 : Fiche d’aide à la réalisation des prélèvements sur
cadavres frais (jugulaire, rate et tiques). FICHE N° 2 du protocole
1) Zone de ponction jugulaire après dissection d’un
rabat cutané. Encolure gauche, ici.
Position idéale : tête pendante et corps de
Tête
l’animal
sur une surface plane ou pentue. Ou animal pendu, tête
en bas... Ponction très proche de l’entrée de la poitrine.
2) Les deux zones de prélèvement : gouttière jugulaire
et zone rétro-costale gauche avec localisation de la rate,
sous-costale, attenante au diaphragme et en avant de la
panse (rumen).
3) Détail : position de la rate, sous-costale gauche
(l’abord rétro-costal est possible. Ici, forte hémorragie :
le rumen est rompu  choc de collision routière, cause
de la mort).
4) Rate discoïde disséquée (déplétion). Pièces d’un et
deux euro, comparatives.
Matériel nécessaire aux prélèvements sur un animal :
- 1 scalpel ou couteau de chasse, une paire de gants
- 1 à 2 seringues de 20 ml. Avec aiguille
- 2 tubes secs (rouge ) : sang
- 3 tubes secs préalablement remplis d’alcool à 70° :
2 lamelles de rate (1 x 0.5 x 4cm) et les tiques présentes.
5) Zones préférentielles d’implantation des tiques.
77
78
Annexe 4 : Lettre d’information à l’intention des Fédérations
Départementales de Chasse.
•
Le point sur l’ehrlichiose :
L’ehrlichiose est une maladie causée par une bactérie (Anaplasma phagocytophilum), qui
infecte les globules blancs, et donc affaiblit les défenses immunitaires. Elle est transmise par les
Tiques (Ixodes ricinus). Les grands ruminants (bovins), les équidés, les petits ongulés
domestiques (ovins, caprins) et sauvages (chevreuil, cerf élaphe, isard, chamois, mouflon,
bouquetin), les chiens, les chevaux, mais aussi l’homme sont des hôtes possibles : c’est une
zoonose non contagieuse d’animal à animal ou d’animal à l’homme, mais via les morsures de
tiques.
•
Le principe de l’étude à réaliser sur la saison de chasse 2005-2006 :
Lors des actions de chasse, de soins ou de captures, essentiellement, du sang de Chevreuil, des
tiques, et des lambeaux de rate de l’animal seront prélevés selon un protocole à respecter, dans
le cadre des divers réseaux départementaux concernés (GTV, Fédérations départementales,
réseau ONCFS-SAGIR). Puis acheminés au Laboratoire de référence, afin d’y être stockés puis
analysés.
•
Objectifs de l’étude :
Cette étude, dont le maître d’œuvre est la société nationale des groupements Techniques
vétérinaires (SNGTV), associée à la fédération nationale des chasseurs (FNC), essentiellement,
vise en premier lieu à mieux connaître la répartition géographique fine de l’ehrlichiose en
France. Elle permettra aussi d’évaluer l’impact de cette bactérie sur la santé de la faune sauvage,
et en particulier d’apprécier les relations éventuelles entre l’ehrlichiose et des pathologies du
Chevreuil mal cernées.
Dans un premier temps, nous nous limitons à 4 prélèvements sanguins exploitables (sérologie)
par Département couplés à des prélèvements de lambeaux de rates. Soit environ 8 animaux à
prélever parmi les espèces d’ongulés citées plus haut, sanglier exclu.
•
Où sont envoyés les prélèvements ?
En cas d’impossibilité de réalisation par un vétérinaire de proximité ou participant à l’action de
chasse, les prélèvements seront identifiés, et envoyés le plus rapidement, accompagnés de la
feuille de commémoratifs au Laboratoire Départemental d’Analyse des Côtes d’Armor, avec la
mention : ETUDE Ehrlichiose Faune sauvage - SNGTV.
LDA des Côtes d’Armor. Zoopôle.
7 rue du Sabot.
B.P. 54. 22440 PLOUFRAGAN.
La feuille de commémoratifs sera, avant l’envoi, faxée au coordinateur, au 02 96 45 91 58.
•
Ce qui est attendu des FRC et FDC :
Il est important que les Fédérations contactées diffusent l’information au sein des différentes
sociétés de chasse et en particulier des responsables des Plans de Chasse, afin que nous
puissions obtenir suffisamment de prélèvements.
•
Qui fera les prélèvements ?
En cas de non disponibilité d’un vétérinaire « de proximité », un technicien cynégétique ou, à
défaut, un responsable de l’action de chasse effectuera les prélèvements (voir fiche « pièces
anatomiques »). Matériel à demander au Cabinet Vétérinaire le plus proche : ciseau, scalpel, gants,
2 seringues montées de 20 ml., 5 tubes secs de vacutainer (dont trois avec alcool à 70°).
79
80
Annexe 5 : Convention SNGTV/ FNC
CONVENTION DE RECHERCHE DANS LE CADRE
D’UNE THESE VETERINAIRE SUR L’EHRLICHIOSE
1 : Contexte de l’étude
L’ehrlichiose est une maladie causée par une bactérie (Anaplasma phagocytophilum), qui infecte les globules
blancs, et donc affaiblit les défenses immunitaires. Elle est transmise par les Tiques (Ixodes ricinus). Les
grands ruminants (bovins), les équidés, les petits ongulés domestiques (ovins, caprins) et sauvages
(chevreuil, cerf élaphe, isard, chamois, mouflon, bouquetin), les chiens, les chevaux, mais aussi l’homme
sont des hôtes possibles : c’est une maladie non contagieuse d’animal à animal ou d’animal à l’homme,
qui se transmet via les morsures de tiques : une maladie vectorielle à tiques.
L’étude URGTV B, initiée par les vétérinaires de terrain, dans l’Ouest, a permis de localiser (19992005), 65 départements où une « trace » biologique de l’agent pathogène a pu être visualisée.
Elle se prolonge actuellement (2005-2006) par une enquête nationale sur cas cliniques confirmés par les
laboratoires de diagnostic de référence, le Laboratoire de Développement et d’Analyses des Côtes
d’Armor (LDA22) et le LDV des Deux-Sèvres (LDV79).
L’ubiquité de son vecteur principal (la tique) n’a d’égale que celle de l’agent pathogène, A. phagocytophilum présent chez de nombreuses
espèces et dans la majorité des départements français.
Ainsi, à ce jour, 76 départements sont concernés, dont 58 à foyers « bovins », 12 « équins », 3 à foyers sur « chevreuil », un sur « isard » et 2 chez
l’Homme.
2 : Présentation de l’étude
Cette nouvelle étude, dont le maître d’œuvre est la société nationale des Groupements Techniques
Vétérinaires (SNGTV), vise en premier lieu à mieux connaître la répartition géographique fine de
l’ehrlichiose en France et à améliorer les connaissances sur l’épidémiologie de la maladie.
Une étude épidémiologique, sur les vecteurs, en particulier, et les petits réservoirs sauvages et les bioindicateurs (« marqueurs »), cul-de-sac épidémiologiques pour cette zoonose mineure, constitués par les
Artiodactyles sauvages -le Chevreuil (Capreolus capreolus) en particulier- a été jugée pertinente par la
Société Nationale des Groupements Techniques Vétérinaires (SNGTV), à l’initiative du Dr
JONCOUR, coordinateur de cette étude.
Ce travail constitue la base de la réalisation d’une Thèse pour l’obtention du titre de Docteur
Vétérinaire, de la part du stagiaire, Alex CHIMIER, sur le « rôle de bio-indicateur du Chevreuil
(Capreolus capreolus) pour les animaux domestiques, dont ceux de rente, au niveau national »
(2005-2006).
2 champs d’investigation sont envisagés :
- Le parc ZOODYSSEE de CHIZE au sein duquel des investigations seront menées sur les milieux, les
tiques et les petits mammifères, dans l’environnement immédiat des enclos de chevreuils et de baudets
du Poitou (en fonction de manifestations pathologiques sur les deux espèces et où le Chevreuil a permis
un diagnostic sur un jeune baudet).
81
- Les chevreuils tirés à la chasse ou repérés par le réseau SAGIR, sur lesquels des analyses seront
pratiquées à partir de sang, rates et tiques prélevés sur les animaux , avec la collaboration technique et
financière des Fédérations Départementales des Chasseurs
3 : Eléments de protocole
Zoodyssée de Chizé (79)
En ce qui concerne l’étude des vecteurs (tiques, par collecte) et des réservoirs (milieux, tiques, petits
mammifères), sont prévus :
collecte de micromammifères (rats, souris, surmulots) : piégeage de micromammifères aux
abords des enclos, avec des pièges à petits mammifères et des ratières. Objectif : collecte d’environ 30
animaux par enclos et en lisière
collecte de tiques : récolte de tiques au drapeau (1 semaine au Printemps). Objectif : 100 à 200
tiques par enclos.
La proximité, aux frontières orientales des Deux-Sèvres (79), de trois Départements jusqu’à présent
« indemnes », la Charente (16), l’Indre-et-Loire (37) et la Vienne (86) serait un facteur susceptible de
sensibiliser Vétérinaires et Médecins à des investigations cliniques ciblées sur cet agent vectorisé par
Ixodes ricinus, en raison du caractère pionnier de ce type d’étude.
Nota : ces prélèvements seront traités au LDV 79 (DMV Philippe Nicollet).
Fédérations de Chasseurs
Lors des actions de chasse, du sang de chevreuil, essentiellement, des tiques et la rate de l’animal seront
prélevés selon un protocole à respecter, dans le cadre des Plans de Chasse et dans le cadre du Réseau
SAGIR des Départements concernés.
Les prélèvements peuvent aussi porter sur le cerf élaphe sauvage, l’isard, le chamois, le mouflon, le
bouquetin ou le daim.
23 Départements concernés (où il n’existe actuellement pas de connaissance sur la prévalence de
l’ehrlichiose) : 02, 2A, 2B, 04, 05, 07, 10, 11, 16, 26, 30, 32, 34, 37, 40, 48, 55, 66, 67, 68, 70, 92, 95.
8 animaux à prélever par département, dans l’objectif d’obtenir au moins 4 prélèvements sanguins
exploitables.
Les vétérinaires correspondants des GTV sont sollicités pour effectuer l’ensemble de ces prélèvements
et les envoyer au Laboratoire Vétérinaire Départemental (LDA 22).
Ces opérations étant obligatoirement dépendantes des dates de chasse, seule une amorce de ce
protocole pourra être entrepris dans le cadre de la thèse vétérinaire d’Alex Chimier, nécessitant une
poursuite des investigations à la saison de chasse 2006-2007.
4 : Convention FNC-SNGTV
Entre la Fédération Nationale des Chasseurs (FNC), siégeant 13, rue du Général Leclerc, 92136 ISSY
les MOULINEAUX Cedex d’une part,
et la Société Nationale des Groupements Techniques Vétérinaires (SNGTV), siégeant 5 rue Moufle,
75011 PARIS d’autre part,
Il est convenu ce qui suit :
- La SNGTV est maître d’œuvre de la thèse vétérinaire d’Alex CHIMIER sur le « rôle de bioindicateur du Chevreuil (Capreolus capreolus) pour les animaux domestiques, dont ceux de
rente, au niveau national ». Le coordinateur de ces travaux, reconnu par les deux parties est le Dr
Guy JONCOUR. La thèse se déroule sur la période 2005-2006.
82
- La FNC, par l’intermédiaire de son Pôle-Relais « Maladies et Intoxications de la Faune Sauvage » est
partenaire de cette recherche et s’engage à sensibiliser les Fédérations Départementales des Chasseurs
des 23 départements concernés, afin qu’elles acceptent de mettre en œuvre la recherche de chevreuils à
des fins de prélèvements et qu’elles acceptent de participer financièrement au projet, en prenant en
charge les frais d’analyses engagés au titre de cette thèse dans leur département, à concurrence de 196 €
par Fédération.
- Le Pôle-Relais « Maladies et Intoxications de la Faune Sauvage » de la FNC participe financièrement
à la thèse vétérinaire en prenant en charge une partie de la coordination et les frais d’analyses engagés
par la mise en œuvre du protocole au Zoodyssée de Chizé, à concurrence de 3500 €.
- Le Pôle-Relais règlera à la SNGTV sa participation sur présentation d’une facture globale de la
SNGTV, accompagnée des différents justificatifs (frais d’analyses, etc …)
-
La FNC fait partie du Comité de pilotage mis en place pour la durée de cette thèse vétérinaire.
- Toute communication, même partielle, sur les résultats de cette thèse ne pourra se faire sans
l’accord écrit de la FNC et devra mentionner la participation de la FNC . Il en sera de même
concernant la SNGTV .
Dr Pierre MENEZ
Dr Christophe BRARD
Président du Pôle-Relais
Président de la SNGTV
« Maladies et Intoxications
de la Faune Sauvage »
FNC
Signature
Signature
Lu et approuvé
Lu et Approuvé
83
84
Annexe 6 : Lettre d’information des FDC par la FNC
Issy les Moulineaux, le 6 décembre 2005
Pôle-Relais Maladies et Intoxications de la Faune Sauvage
Présidents des FDC concernées
Objet : Recherches sur l’Ehrlichiose
chez les petits ruminants sauvages :
sollicitation des Fédérations de Chasseurs
Monsieur le Président,
Le Pôle-relais Maladies et Intoxications de la Faune Sauvage a été sollicité dernièrement pour soutenir
un protocole de recherche sur l'Ehrlichiose chez le chevreuil (ou autre ruminant sauvage : cerf élaphe,
daim, isard-chamois, mouflon, bouquetin).
Peut-être avez-vous déjà été contacté pour ce projet.
Ce programme est le prolongement d'une première recherche menée en 1999-2003 en Bretagne, par un
vétérinaire : le Docteur Guy JONCOUR.
Son objectif est d'établir la cartographie de l'Ehrlichiose en France.
Cette affection bactérienne, transmise par les tiques, est commune à différents mammifères et notamment aux
bovins et aux chevreuils. Chez les bovins, elle touche essentiellement les vaches laitières et se traduit surtout par
une forte et longue chute de la production laitière. Chez les ruminants sauvages, la maladie ne semble pas très
pathogène. Toutefois, certains s'interrogent sur l'affaiblissement qu'elle pourrait provoquer chez ces animaux,
favorisant ainsi l'apparition d'autres maladies et sur l’effet négatif éventuel de cette infection en matière de
fertilité.
Enfin, il faut signaler que la maladie peut être transmise à l'homme (toujours par les tiques). Les cas humains
détectés sont très peu nombreux aujourd'hui. Mais la situation est sous surveillance.
Aujourd'hui, le chevreuil (et les autres ruminants sauvages) est plus considéré comme un indicateur
biologique de la présence de cette maladie que comme un vecteur ou un réservoir.
Il se débarrasse en effet assez vite du pathogène et ne constitue donc pas un réservoir propice à la réinfestation
des tiques (les réservoirs pour les tiques sont les petits mammifères).
Dans les zones déjà explorées, il s’est avéré que le chevreuil était positif à l’Ehrlichiose avant que les bovins ne le
soient, d’où son rôle d’indicateur biologique.
Le projet de recherche élaboré par le Dr Guy JONCOUR est de déterminer, par des prélèvements sanguins, de
rates et de tiques sur ruminants sauvages, la présence ou non de la bactérie dans les différents départements de
France.
Tous les départements ne sont pas à tester, dans la mesure où, parallèlement à cette recherche, il existe également
une surveillance sérologique des vaches laitières qui manifestent des symptômes d'ehrlichiose, contribuant aussi à
déterminer la présence de la maladie dans certains départements.
85
23 départements, dont le vôtre, sont concernés par le protocole du Dr Guy JONCOUR.
Le Pôle-Relais Maladies de la FNC a examiné avec attention ce projet et a choisi de le soutenir, dans le cadre
d'une Convention qui, notamment, donnera un droit de regard sur la communication et la publication des
résultats.
Il est en effet important que ces programmes de recherche sanitaire soient maîtrisés quant à l'utilisation qui
pourrait être faite des données, ultérieurement.
En dehors du soutien de la FNC (qui se traduit notamment par la participation financière du Pôlerelais à hauteur de 3500 €), celui des Fédérations des départements concernés est également sollicité de
2 manières :
- diffuser l’information et sensibiliser les associations ou sociétés de chasse pour la fourniture de prélèvements
sur ruminants sauvages tirés à la chasse, ou ramassés dans le cadre du Réseau SAGIR, ou accidentés (2 tubes de
sang + 2 lamelles de rate + tiques, ces prélèvements étant à répéter sur 8 ongulés (sanglier exclu) par
département)
- participation financière aux frais d'analyse (196 € par Fédération départementale).
Bien entendu, le soutien du projet par le Pôle-relais Maladies de la FNC, ne vous lie pas à ce
programme. Votre Fédération reste souveraine dans sa décision d'y participer ou non.
L'objectif de notre Pôle-Relais est avant tout d'apporter une certaine expertise vis-à-vis de la pertinence des
programmes proposés, tant dans le domaine scientifique qu'au regard des intérêts des chasseurs dans ce domaine
sanitaire, souvent à "double tranchant".
Un étudiant en thèse vétérinaire est chargé de mener à bien ce programme. Il sera votre contact :
Alex CHIMIER, tel : 06 33 60 67 07
Important à noter : le protocole prévoit que ces prélèvements soient effectués par un vétérinaire dans la mesure
du possible. Soit les équipes de chasse volontaires pour cette étude disposent de vétérinaires-chasseurs, soit elles
font appel à des vétérinaires locaux.
Attention ! L’acte des vétérinaires pour ces prélèvements serait à rétribuer SAUF s’il s’agit d’un vétérinaire
adhérent au Groupement Technique Vétérinaire (GTV). En effet, pour ces derniers, le Dr Guy JONCOUR a pu
obtenir une subvention.
Pour votre département, le vétérinaire du GTV est : ………………………………….
Une note technique élaborée par le Dr JONCOUR et Alex CHIMIER est jointe à notre lettre vous permettant
de connaître l'ensemble des détails.
La mise en place de cette étude et notamment de son financement a pris un temps important, ce qui amène
Messieurs JONCOUR et CHIMIER à entreprendre cette campagne de prélèvements, à un moment déjà avancé
de la période de chasse. Nous sommes conscients que cela vous rendra la tâche plus difficile.
Nous espérons néanmoins que, pour les Fédérations qui accepteront de participer à l’étude, les choses se
passeront au mieux.
Nous restons à votre disposition pour tout complément d’information et vous prions, Monsieur le Président, de
recevoir l’expression de nos meilleures salutations,
Pierre MENEZ
Président du Pôle-Relais Maladies de la FNC
p/o Charlotte DUNOYER
86
Annexe 7 : Exemple de compte rendu d’analyse.
87
88
Annexe 8 : Carte de présence d’Anaplasma phagocytophilum en France, au 1er juin 2006.
Présence de l’agent de l’ ehrlichiose en France, de 1991 au 01 06 2006
Côtes d’Armor :
2 premiers troupeaux
62
59
29
14
27 78
61
35
02
60
22
56
53
44
49
85
79
08
55
51
77
28
45
37
36
18
58
03
Enquête « piroplasmose »
(Babesia) 1987-1989
68
70
21
71
90
25
39
01
69
63
16
42
38
19
24
15
43
33 46
07 26
46
47
12 48
40
82
30 84
32
81
34
31
13
64
11
65
09
66
87
67
88
52
89
41
86
57
54
10
72
23
17
77 départements
80
76
50
59 / Bovins
2 / Homme (55-67)
12 / Cheval
4 / Ongulées sauvages
74
73
05
04
06
83
2B
L’hostis 94
2A
Source : Guy JONCOUR
89
90
Annexe 9 : Rapport d’autopsie du chevreuil mort au Zoodyssée
Propriétaire :
Vétérinaire préleveur :
ZOODYSSEE
Virollet
/
79360 VILLIERS EN BOIS
-
Date de réception labo : 21/04/05
-
N° de cheptel : /
-
Référence labo : 7973-01
-
Nature du prélèvement :
1 chevreuil mâle d’un an
AUTOPSIE
EXAMEN EXTERNE :
-
1 brocard reçu mort en état de conservation correcte
Bon état d’engraissement
Présence importante de tiques
EXAMEN CAVITE GENERALE :
-
Tissu sous-cutané et muscles : RAS
Ascite, présence de liquide rosé dans la cavité abdominale
APPAREIL DIGESTIF :
Cavité buccale et œsophage : RAS
Estomac : Réplétion correcte, muqueuse normale
(Pré)-Estomacs – Caillette : RAS
Intestins : Entérocolite hémorragique,
muqueuse et contenu fortement hémorragique
Foie : friable, présence de quelques abcès de 2 à 3 mm de diamètre à l’intérieur du
parenchyme
91
APPAREIL RESPIRATOIRE :
Cavités nasales : RAS
Trachée : RAS
Poumons : RAS
APPAREIL CIRCULATOIRE ET HEMATO – LYMPHOPOIETIQUE :
Cœur : RAS
Rate : Splénomégalie,
rate de couleur noirâtre,
fortement hémorragique
ganglions : ganglions mésentériques hémorragiques
PARASITISME :
Examen macroscopique : négatif
Examen microscopique direct : absence d’œufs et d’ookystes
AUTRES OBSERVATIONS
-
Frottis sanguin : présence de morulas d’Ehrlichia dans plusieurs monocytes
-
Ehrlichiose monocytaire
Envoi de la rate à AFSSA Maisons Alfort pour rechercher la Tularémie.
CONCLUSION
Scepticémie Colibacilaire d’origine intestinale.
Ehrlichiose (action immunodepressive des Ehrlichia)..
Niort, le 5 décembre 2006
P/O le Directeur du Laboratoire,
Dr Philippe NICOLLET
Mme Marie–Alice BITAT M. Francis BERNARD
92
Annexe 10 : situation des enclos (chevreuils et baudets) et position des pièges.
93
87
Source : d’après un prospectus du Zoodyssée
94
Annexe 11 : Relevé du piégeage au Zoodysée.
Pour faciliter la lecture, seules les données concernant les pièges fermés avec capture
apparaissent ici.
Légende : Enclos I=chevreuil, II=baudets du Poitou
Etat du piège: F=fermé, R=renversé
Captures du 5 novembre 2005
Captures du 2 novembre 2005
n°
état du
enclos
piège
piège
n° capture
Espèce
I
45
F
1
MULOT
I
46
F
2
MULOT
n°
état du
piège
piège
enclos
n°
état du
enclos
piège
piège
n° capture
Espèce
I
51
R
13
MULOT
Pas de capture ce jour autour de l’enclos des
Baudets.
n° capture
Espèce
II
4
F
3
MULOT
II
22
F
4
MULOT
II
37
F
5
MULOT
II
41
F
6
MULOT
II
44
F
7
MULOT
II
56
F
8
MULOT
Captures du 4 avril 2006
n°
état du
enclos
piège
piège
n° capture
Espèce
I
17
F
14
MULOT
I
19
F
15
MULOT
I
53
F
16
MULOT
n°
état du
enclos
piège
piège
n° capture
Espèce
Espèce
II
31
F
17
MULOT
Crapaud
II
40
F
18
MULOT
II
50
F
19
MULOT
Captures du 3 novembre 2005
n°
état du
enclos
piège
piège
I
76
F
n° capture
Pas de capture ce jour autour de l’enclos des
Baudets.
Captures du 5 avril 2006
Captures du 4 novembre 2005
n°
état du
enclos
piège
piège
I
2
F
I
12
F
9
MULOT
I
43
F
10
MULOT
I
71
F
11
MULOT
n° capture
Espèce
musaraigne
n°
état du
enclos
piège
piège
n° capture
Espèce
II
56
F
12
MULOT
95
n°
état du
enclos
piège
piège
n° capture
Espèce
I
4
F
20
MULOT
I
9
F
21
MULOT
I
13
F
22
MULOT
I
22
F
23
MULOT
I
26
F
24
MULOT
I
55
F
25
MULOT
I
59
F
26
MULOT
I
84
F
27
MULOT
I
92
F
28
MULOT
I
100
F
29
MULOT
n°
état du
enclos
piège
piège
n° capture
Espèce
II
3
F
30
MULOT
II
27
F
31
MULOT
II
28
F
32
MULOT
II
34
F
33
MULOT
II
48
F
34
MULOT
II
83
F
35
MULOT
Captures du 9 avril 2006
Captures du 6 avril 2006
n°
état du
enclos
piège
piège
n° capture
Espèce
I
98
F
36
MULOT
Captures du 7 avril 2006
enclos
état du
piège
piège
n° capture
état du
n°
enclos
piège
piège
capture
Espèce
I
1
F
48
MULOT
n°
état du
n°
enclos
piège
piège
capture
Espèce
II
32
F
49
MULOT
II
39
F
50
MULOT
II
51
F
51
MULOT
Captures du 10 avril 2006
Pas de capture ce jour autour de l’enclos des
baudets.
n°
n°
Espèce
n°
état du
n°
enclos
piège
piège
capture
Espèce
I
12
F
52
MULOT
I
14
F
53
MULOT
I
36
F
I
86
F
54
CAMPAGNOL
I
96
F
55
MULOT
n°
état du
n°
enclos
piège
piège
capture
Espèce
II
3
F
56
MULOT
II
8
F
57
MULOT
II
63
F
58
MULOT
II
72
F
59
MULOT
II
89
F
60
MULOT
II
90
F
61
MULOT
II
91
F
62
MULOT
sitelle torchepot
rouge
I
87
F
n°
état du
enclos
piège
piège
II
23
F
gorge
n° capture
Espèce
sitelle torchepot
Captures du 8 avril 2006
n°
état du
enclos
piège
piège
n° capture
Espèce
I
24
F
37
MULOT
I
77
F
38
MULOT
I
82
F
39
MULOT
I
92
F
40
MULOT
I
98
F
41
MULOT
n°
état du
n°
enclos
piège
piège
capture
Espèce
II
31
F
42
MULOT
II
58
F
43
MULOT
II
59
F
44
CAMPAGNOL
II
71
F
45
MULOT
II
73
F
46
MULOT
II
80
F
47
MULOT
II
96
F
mésange
charbonnière
96
Annexe 12 : Résultats d’analyse des prélèvements du Zoodysée.
Well
Dye
Content
Description
C(t)
Interprétation
A1
FAM
Sample
T+ EHRL
30.03
POSITIF
B1
FAM
Blank
T- EHRL
>45
NEGATIF
D1
FAM
Sample
RATE1
>45
Négatif
E1
FAM
Sample
R2
>45
Négatif
F1
FAM
Sample
R3
>45
Négatif
G1
FAM
Sample
R4
>45
Négatif
H1
FAM
Sample
R5
>45
Négatif
A2
FAM
Sample
R6
>45
Négatif
B2
FAM
Sample
R7
>45
Négatif
C2
FAM
Sample
R8
>45
Négatif
D2
FAM
Sample
R9
>45
Négatif
E2
FAM
Sample
R10
>45
Négatif
F2
FAM
Sample
R11
>45
Négatif
G2
FAM
Sample
R12
>45
Négatif
H2
FAM
Sample
R13
>45
Négatif
A3
FAM
Sample
R14
>45
Négatif
B3
FAM
Sample
R15
>45
Négatif
C3
FAM
Sample
R16
>45
Négatif
D3
FAM
Sample
R17
32.24
POSITIF
E3
FAM
Sample
R18
>45
Négatif
F3
FAM
Sample
R19
>45
Négatif
G3
FAM
Sample
R20
33.06
POSITIF
H3
FAM
Sample
R21
>45
Négatif
A4
FAM
Sample
R22
>45
Négatif
B4
FAM
Sample
R23
>45
Négatif
C4
FAM
Sample
R24
>45
Négatif
D4
FAM
Sample
R25
>45
Négatif
E4
FAM
Sample
R26
>45
Négatif
F4
FAM
Sample
R27
>45
Négatif
G4
FAM
Sample
R28
>45
Négatif
H4
FAM
Sample
R29
>45
Négatif
A5
FAM
Sample
R30
>45
Négatif
B5
FAM
Sample
R31
>45
Négatif
C5
FAM
Sample
R32
>45
Négatif
D5
FAM
Sample
R33
>45
Négatif
E5
FAM
Sample
R34
>45
Négatif
F5
FAM
Sample
R35
>45
Négatif
97
G5
FAM
Sample
R36
>45
Négatif
H5
FAM
Sample
R37
>45
Négatif
A6
FAM
Sample
R38
>45
Négatif
B6
FAM
Sample
R39
>45
Négatif
C6
FAM
Sample
R40
>45
Négatif
D6
FAM
Sample
R41
>45
Négatif
E6
FAM
Sample
R42
>45
Négatif
F6
FAM
Sample
R43
>45
Négatif
G6
FAM
Sample
R44
>45
Négatif
H6
FAM
Sample
R45
>45
Négatif
A7
FAM
Sample
R46
>45
Négatif
B7
FAM
Sample
R47
>45
Négatif
C7
FAM
Sample
R48
>45
Négatif
D7
FAM
Sample
R49
>45
Négatif
E7
FAM
Sample
R50
>45
Négatif
F7
FAM
Sample
R51
>45
Négatif
G7
FAM
Sample
R52
>45
Négatif
H7
FAM
Sample
R53
>45
Négatif
A8
FAM
Sample
R54
>45
Négatif
B8
FAM
Sample
R55
>45
Négatif
C8
FAM
Sample
R56
>45
Négatif
D8
FAM
Sample
R57
>45
Négatif
E8
FAM
Sample
R58
>45
Négatif
F8
FAM
Sample
R59
>45
Négatif
G8
FAM
Sample
R60
>45
Négatif
H8
FAM
Sample
R61
>45
Négatif
A9
FAM
Sample
R62
>45
Négatif
C9
FAM
Sample
SANG1
>45
Négatif
D9
FAM
Sample
S2
>45
Négatif
E9
FAM
Sample
S3
>45
Négatif
F9
FAM
Sample
S4
>45
Négatif
G9
FAM
Sample
S5
>45
Négatif
H9
FAM
Sample
S6
>45
Négatif
A10
FAM
Sample
S7
>45
Négatif
B10
FAM
Sample
S8
>45
Négatif
C10
FAM
Sample
S9
>45
Négatif
D10
FAM
Sample
S10
>45
Négatif
E10
FAM
Sample
S11
>45
Négatif
F10
FAM
Sample
S12
>45
Négatif
G10
FAM
Sample
S13
>45
Négatif
98
H10
FAM
Sample
S14
>45
Négatif
A11
FAM
Sample
S15
>45
Négatif
B11
FAM
Sample
S16
>45
Négatif
C11
FAM
Sample
S17
>45
Négatif
D11
FAM
Sample
S18
>45
Négatif
E11
FAM
Sample
S19
>45
Négatif
F11
FAM
Sample
S20
>45
Négatif
G11
FAM
Sample
S21
>45
Négatif
H11
FAM
Sample
S22
>45
Négatif
A12
FAM
Sample
S23
>45
Négatif
B12
FAM
Sample
S24
>45
Négatif
C12
FAM
Sample
S25
>45
Négatif
D12
FAM
Sample
S26
>45
Négatif
E12
FAM
Sample
S27
>45
Négatif
F12
FAM
Sample
S28
>45
Négatif
G12
FAM
Sample
S29
>45
Négatif
H12
FAM
Sample
S30
>45
Négatif
D1
FAM
Sample
S31
>45
Négatif
E1
FAM
Sample
S32
>45
Négatif
F1
FAM
Sample
S33
>45
Négatif
G1
FAM
Sample
S34
>45
Négatif
H1
FAM
Sample
S35
>45
Négatif
A2
FAM
Sample
S36
>45
Négatif
B2
FAM
Sample
S37
>45
Négatif
C2
FAM
Sample
S38
>45
Négatif
D2
FAM
Sample
S39
>45
Négatif
E2
FAM
Sample
S40
>45
Négatif
G2
FAM
Sample
TIQUES1
>45
Négatif
H2
FAM
Sample
T2
>45
Négatif
A3
FAM
Sample
T3
>45
Négatif
B3
FAM
Sample
T4
>45
Négatif
C3
FAM
Sample
T5
38.98
POSITIF
D3
FAM
Sample
T6
>45
négatif
E3
FAM
Sample
T7
>45
négatif
F3
FAM
Sample
T8
>45
négatif
99
Échantillonnage :
S=sang, T=tique, R=rate. Les numéros utilisés sont ceux de l’identification des
prélèvements (ordre de capture : se reporter à l’annexe 11)
• Pool Sang total n°1 = S1 = Sang total n°4 + sang total n°5
S21 = 37
S22 = 38+39
S2 = 7+9+11+12
S23 = 40
S3 = 14+15
S24 = 41
S4 = 16
S25 = 42
S5 = 17
S26 = 43
S6 = 18
S27 = 44+46+55
S7 = 19+21
S28 = 45
S8 = 20
S29 = 47
S9 = 22+23+31
S30 = 48
S10 = 24
S31 = 49
S11 = 25
S32 = 50
S12 = 26
S33 = 51+57+61+62
S13 = 27
S34 = 52
S14 = 28
S35 = 53
S15 = 29
S36 = 54
S16 = 30
S37 = 56
S17 = 32+35
S38 = 58
S18 = 33
S39 = 59
S19 = 34
S40 = 60
S20 = 36
• Pool Tiques n°1 = T1 = Tiques n°1
T2 = 2
T3 = 3+4+5
T4 = 7+8+9+11
T5 = 12+20+23+24
T6 = 26+29+30
T7 = 31+34+39+43
T8 = 45+46+49
• Pas de Pools de rates = individuelles
100
Source : LDV des Deux-Sèvres.
Contribution à l’étude de la prévalence de l’infection à
Anaplasma phagocytophilum
dans la faune sauvage en France
NOM et Prénom : CHIMIER Alex
Résumé
L’infection à Anaplasma phagocytophilum, anciennement appelée ehrlichiose, reste encore
peu étudiée actuellement en ce qui concerne la faune sauvage. Ce travail rapporte les résultats
de deux études expérimentales que nous avons réalisées. La première concernait les
départements français où la bactérie n’avait pas été détectée : des prélèvements de chevreuils
tués lors de la saison de chasse 2005/2006 ont été analysés par sérologie et PCR. Sur les 4
départements ayant participé à l’enquête, la présence de bactérie a été démontrée dans 3
départements. La seconde étude concernait des micromammifères (mulots et campagnols)
piégés dans un parc animalier des Deux-Sèvres connu pour ses antécédents vis-à-vis de la
bactérie. Là, 62 micromammifères ont été capturés et après analyse PCR de rates, 2 des 60
mulots se sont révélés positifs, de même qu’un lot de tiques fixé sur un de ces deux mulots.
Nous avons ainsi obtenu une prévalence de 3,3 % chez le mulot.
Mots clés :
ANAPLASMA PHAGOCYTOPHILUM
CHEVREUIL
PREVALENCE
MICROMAMMIFERE
SEROLOGIE
TIQUE
PCR
DEUX-SEVRES
FAUNE SAUVAGE
FRANCE
Jury :
Président : Pr……………
Directeur : Pr. Henri-Jean BOULOUIS
Assesseur : Dr. Renaud MAILLARD
Adresse de l’auteur :
M. Alex CHIMIER
7 rue de la croix brûlard
28700 Saint SYMPHORIEN le Château
101
Contribution of the study of Anaplasma phagocytophilum
infection’s prevalence among wildlife in France
SURNAME: CHIMIER
Given name: Alex
Summary
Anaplasma phagocytophilum infection, formerly named ehrlichiosis, is actually very little
documented in wildlife.
This work gives the results of two experimental studies that we realized. The first one concerned
different French departments where the bacteria wasn’t known: samples of roe deer during the
2005/2006 hunting season tested by serology and PCR. The bacteria was detected in three out of the
four departments which have participated in the survey. The second one deals with small wild
mammals (wood mouse and bank vole) which were captured in a zoological park in Deux-Sèvres
(France). This park was well known for Anaplasma phagocytophilum infection. 62 small wild
mammals where captured. 2 out of 60 wood mouse were positives by PCR on spleen and ticks
which was fixed on one of these two positive wood mouse too. So we obtained here the prevalence
of 3,3% in wood mouse.
Keywords
ANAPLASMA PHAGOCYTOPHILUM
ROE DEER
PREVALENCE
SMALL WILD MAMMALS
SEROLOGY
TICK
PCR
DEUX-SEVRES
WILDLIFE
FRANCE
Jury :
President : Pr……………..
Director : Pr. Henri-Jean BOULOUIS
Assessor : Dr. Renaud MAILLARD
Author’s address:
Mr. Alex CHIMIER
7 rue de la croix brûlard
28700 Saint SYMPHORIEN le Château
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