A-1 VII. Annexes. Ces notes de cours peuvent être reproduites à des fins non commerciales. Tabledesmatières VII.1 Réactifs et mécanismes de phosphorylation .....................................................2 VII.1.1 Phosphorylations ....................................................................................2 VII.2 Réactifs et mécanismes d’oxydation, d’époxydation, de réduction, d’hydrogénation, de méthylation et de déméthylation. ....................................................3 VII.2.1 Oxydations et réductions de C-H activés ...............................................3 VII.2.2 Oxydations et réductions de CH non-activés .........................................6 VII.2.3 Epoxydations ..........................................................................................9 VII.2.4 Halogénations.........................................................................................10 VII.2.5 Méthylations ...........................................................................................11 VII.2.6 Déméthylations .......................................................................................13 VII.3 L’amination réductrice et la déamination oxydative ......................................15 VII.3.1 Pyridoxal et pyridoxamine, vitamines B6 ...............................................15 VII.3.2 La décarboxylation des acides aminés ...................................................16 VII.4 Biosynthèse des acides aminés non-aromatiques .............................................17 VII.4.1 Intermédiaires clés .................................................................................17 VII.4.2 Sérine, glycine, cystéine .........................................................................20 VII.4.3 Alanine, valine, leucine ..........................................................................22 VII.4.4 Lysine, thréonine, méthionine, asparagine, isoleucine ..........................23 VII.4.5 Glutamine, ornithine, arginine. ..............................................................26 VII.5 Nonclassical carbocations. .................................................................................28 VII.6 The nomenclature of polycyclic molecules. ......................................................31 A-2 VII.1 Réactifs et mécanismes de phosphorylation VII.1.1 Phosphorylations Les enzymes utilisent l’adénosine triphosphate (ATP) pour les phosphorylations et l’ATP est alors convertie en adénosine diphosphate (ADP) (figure VII.1.1). La conversion de l’ATP en ADP entraîne la phosphorylation de substrats (figure VII.1.2) tel que le géraniol pour la synthèse d’isoprènes. Ce substrat est maintenant considéré comme ‘activé’ et, donc, la phosphorylation est ni plus ni moins que le transfert d’énergie vers le substrat qui permet la synthèse de métabolites. L’ADP est produit durant le processus de phosphorylation. Il se fera lui-même ‘re-phosphoryler’ dans la mitochondrie en empruntant de l’énergie (qui ulitemement provient du soleil, vous le savez). La phosphorylation est donc une courroie de transmission d’énergie pour les êtres vivants. O O O P P P O O O O O O O O N O O P P O O O O O N NH2 HO OH N N ATP O N NH2 HO OH ADP Figure VII.1.1 Figure VII.1.2 N N N A-3 VII.2 Réactifs et mécanismes d’oxydation, d’époxydation, de réduction, d’hydrogénation, de méthylation et de déméthylation. VII.2.1 Oxydations et réductions de C-H activés VII.2.1a Réductions et oxydations avec la paire NADPH / NADP+ ou NADH / NAD+ Pour les oxydations de liaisons C−H activées par un ou des atomes porteurs de paires d’électrons non liants (ceci inclut l’oxydation d’un alcool en cétone ou aldéhyde, et l’oxydation d’un hydrate d’aldéhyde en acide), les systèmes enzymatiques utilisent le dinucléotide nicotinamide adénosine (« nicotinamide adenosine dinucleotide » = NAD+) ou son dérivé 2phosphate (NADP+) qui sont convertis respectivement en hydrures NADH ou NADPH. Ces derniers sont utilisés comme réducteurs. Comme il n’est pas souvent précisé lequel de NAD+ (NADH) ou NADP+ (NADPH) est l’agent oxydant (réducteur), nous utiliserons NAD(P)+ et NAD(P)H. Les structures de NAD(P)+ et de NAD(P)H sont données à la figure VII.2.1. Figure VII.2.1 A-4 Les mécanismes d’oxydation par NAD(P)+ et de réduction par NAD(P)H se retrouvent au schéma VII.2.1. Le NAD(P)H peut réduire n’importe lequel type de carbocation. Il peut aussi réduire des phosphates (ou pyrophosphates) par réaction SN2. L’hydrogénation d’une double liaison (ou de doubles liaisons conjuguées) fait intervenir une protonation (Markovnikov ou antiMarkovnikov car les enzymes peuvent orienter une protonation anti-Markovnikov) suivie de la réduction du carbocation par le NAD(P)H (schéma VII.2.2). N.B. En milieu aqueux, l’oxydation d’une liaison C−H activée par NAD(P)+ suivi de l’addition d’une molécule d’eau conduit à une cétone si R1 et R2 sont tous deux des groupements alkyles ou aryles. Si R1 est un alkyle ou un aryle et R2 = H, l’hydrate de l’aldéhyde formé est oxydé en acide carboxylique. H R2 R1 C H XH .. oxydation .. X = OH, NH2 (liaison C-H activée) C X 1 R .. H-Enz N R NAD(P)H H réduction .. CH N R N R NAD(P)H NAD(P)+ H R R NAD(P)+ C O2(O)PO réduction N R H 2- H 2 H .. réduction N R R CH3 N R NAD(P)H NAD(P)+ Schéma VII.2.1 A-5 Schéma VII.2.2 VII.2.1b Réductions et oxydations avec la paire FADH2 / FAD Certaines oxydations et réductions biochimiques font appel à une autre paire de molécules, soit le FADH2 / FAD. L’acronyme anglais de FAD est ‘flavin adenine dinucleotide’ auquel on ajoute H2 pour décrire sa forme réduite (Schéma VII.2.3). Le transfert d’hydrogène se fait normalement de façon radicalaire, contrairement aux réductions par le NADPH, qui, lui, transfère un hydrure (bien que le transfert d’hydrure au FAD est parfois impliqué dans certaines oxydations). L’oxydation par le FAD est aussi radicalaire. NH2 Me N N N N O O O O P P O O O O N OH HO OH FAD Me OH O Me N OH N Me N H O N H O N N N H H O FADH2 Schéma VII.2.3 C’est le cas par exemple de l’oxydation des acides gras saturés en acides gras insaturés (voir section III.2 dans les notes). La forme énol de l’acide carboxylique (ester SCoA) transfère un électron dans le noyau FAD (schéma VII.2.4). La paire de radical-anion et radical-cation résultant réagira très vite. Le radical anion arrache un hydrogène du radical cation de l’énolate et A-6 après perte d’un proton, l’acide a,b-insaturé est formé. L’anion du FADH est protoné pour donner le FADH2. H Enz OH O R R SCoA O O N HN N HN N H SCoA H él. O O R SCoA H B Enz H N O FAD N N radical anion - H+ O HN H N O HB Enz HN H N O R HO N N O N SCoA N FADH2 Schéma VII.2.4 VII.2.2 Oxydations et réductions de CH non-activés Le NAD(P)+ n’est pas utilisé par les enzymes pour oxyder des liaisons C−H moins activées (liaisons C−H allyliques et benzyliques) et encore moins pour oxyder des liaisons C−H non benzyliques ou non allyliques. Ces enzymes se servent du cytochrome P450 (Cyt) dans leur site actif. Le cytochrome contient un « hème » contenant un ion du fer complexé aux quatre azotes des quatre noyaux indoliques d’une porphyrine ou hémine (exemple : la protoporphyrine IX) et coordonné à la protéine par l’ion thiolate d’une cystéine tel qu’illustré à la figure VII.2.2. Le mécanisme d’oxydation de RH en ROH, catalytique en Fe(III), est décrit au schéma VII.2.5. Il est tiré d’un article publié dans la revue Science en 2004 (Vol. 304, page 1653). “RH” représente le substrat dans le site actif de l’enzyme à proximité du « hème ». Le radical ferryle est assez A-7 réactif pour arracher un atome d’hydrogène d’un alcane. N.B. L’atome d’oxygène de l’alcool formé provient d’une molécule d’oxygène. Figure VII.2.2 Schéma VII.2.5 Il est à noter que «deux électrons» proviennent du système. En fait, la provenance de ces électrons varie, bien qu’il est probable qu’ils proviennent ultimement de l’oxygène. Le porteur d’électrons est souvent le NADPH. On peut comprendre leur nécessité en balançant l’équation d’oxydation ci-dessus : R-H + O2 + H2O R-OH + HOOH. HOOH + 2é + 2H+ 2 H2O. Comme vous observez au schéma VII.2.5 qu’il n’y a pas de formation de peroxyde, les deux électrons sont nécessaires pour le réduire. Notez que ces équations sont un formalisme puisque le mécanisme ne produit jamais H2O2, la réduction se faisant directement. A-8 L’hydroperoxidation, c’est-à-dire la formation de peroxo (ROOH) dans les systèmes vivants n’est pas bien définie, mais implique la monoréduction d’une molécule d’oxygène. Bien qu’un électron soit nécessaire à la réduction initiale de la forme inactive du fer, cet électron est retourné au système dès l’hydroperoxidation terminée (Schéma VII.2.6). L’intermédiaire peroxo radical peut réagir en arrachant un hydrogène ou en addition sur une insaturation (une double liaison, par exemple). Dans tous les cas, bien que le transport d’électrons puisse être médié par des cofacteurs et complexe, le schéma VII.2.6 montre où les électrons se retrouvent à la fin du processus. La plupart du temps, l’hydroperoxyde est brisé dans la transformation biosynthétique. Dans de rares cas (voir artémisinine, par exemple), le peroxyde est conservé dans le produit naturel. CytFe+3(H2O) RH (-RH) CytFe+3(H2O)"RH" +e- CytFe+2(H2O)"RH" -eO R H O HO O Fe+3 Fe+3 S S R R R R R HO R OH2 Fe+2 S +H2O plusieurs réactions possibles R R O (-H2O) R O +H2O R R O O transfert d'électrons O Fe R R peut être complexe +3 R O protonation O S Schéma VII.2.6 Une autre réaction possible du peroxo radical est la réduction (souvent le donneur d’électrons est NADPH). Le peroxyde formé peut additionner sur des carbonyles (aldéhydes et cétones) pour donner un intermédiaire hémiacétal (Schéma VII.2.7). Celui-ci subit un clivage homolytique avec libération d’un acide carboxylique et d’un radical carbone qui réagit avec A-9 l’oxygène sur le fer. Le résultat est la formation d’un alcool avec bris d’un lien carbone-carbone. La déformylation du méthyle 28 du lanostérol (biosynthèse du cholestérol) utilise cette oxydation. Schéma VII.2.7 La formation de peroxyde d’hydrogène, H2O2, est fait par un processus similaire où deux électrons et deux protons sont fournis à l’oxygène selon l’équation O2 + 2e- + 2H+ HOOH. Le peroxyde d’hydrogène ainsi formé peut ensuite prendre part dans les oxydations où il est réduit en eau par une peroxydase. Les catéchols sont oxydés en o-quinone par ce processus. VII.2.3 Epoxydations Bien qu’il y ait plusieurs enzymes capables d’époxyder des insaturations, la plupart fonctionnent de la même manière, c’est-à-dire qu’un acide carboxylique à l’intérieur de l’enzyme est oxydé en peracide et ce dernier effectue l’époxydation du substrat (schéma VII.2.6). L’enzyme devient alors une peroxydase ou epoxydase selon le type d’oxydation qu’elle A-10 effectuera. Bien sûr, comme toute oxydation biologique, la source ultime d’oxydant est l’oxygène moléculaire. Schéma VII.2.6 VII.2.4 Halogénations L’halogénation dans les organismes marins est beaucoup plus fréquente que chez les organismes terrestres, ce qui n’est pas surprenant puisque les chlorures et bromures, en particulier, s’y retrouvent en grande quantité. Comment la nature fait-elle pour halogéner les composés organiques? La réponse n’est pas aussi simple qu’on le croit. Bien que plusieurs composés d’origine marine sont chlorés simplement par neutralisation d’un carbocation par un ion chlorure ou bromure, la nature utilise aussi des sources d’halogénures électrophiles (Cl+ et Br+) dans l’anabolisme de ses métabolites secondaires. Le chlore (Cl2) se retrouve peut-être en quantité suffisante dans la mer pour répondre au besoin des organismes, mais pas le brome ou l’iode. Par contre, certaines algues marines peuvent accumuler le brome ou l’iode. Le peroxyde d’hydrogène (fabriqué par les peroxydases) jumeler aux ions chlorure, bromure, ou iodure est un excellent moyen d’halogénation. Dans ces conditions, les chlorures, bromures ou iodures peuvent être oxydés en acides hypochlorique (HOCl), hydrobromique (HOBr) ou hydroiodique (HOI). Ces derniers peuvent agir comme oxydants, c’est-à-dire comme source de Cl+, Br+ ou I+. La biosynthèse du nidificène procède de cette manière (schéma VII.2.7). A-11 Schéma VII.2.7 VII.2.5 Méthylations L’agent de méthylation en biosynthèse est la S-adénosyle méthionine (SAM). Elle est formée par alkylation de l’acide aminé méthionine par le fragment adénosyl de l’ATP. Il s’agit d’une des quelques occasions ou l’ATP ne sert pas d’agent phosphorylant mais bien de source d’adénosyle. La structure de SAM est montrée au schéma VII.2.8. A-12 Schéma VII.2.8 SAM est une source de méthyle électrophile. Plusieurs nucléophiles peuvent réagir avec SAM, incluant des doubles liaisons isolées, des énols ou éther d’énols, des énamines ainsi que tous les groupements fonctionnels contenant un hétéroatomes tels les alcools, les amines, les thiols, les pyrroles etc. Les schémas VII.2.9 et VII.2.10 en donnent quelques exemples. Schéma VII.2.9 A-13 Schéma VII.2.10 VII.2.6 Déméthylations Nous avons vu que les méthylations étaient fréquentes dans la biosynthèse de produits naturels et qu’elle se faisait par l’intermédiaire du S-adénosylméthionine (SAM). La déméthylation, c’est-à-dire le clivage d’un groupement méthyle, se produit plus rarement et presque jamais lorsque le méthyle est attaché à un carbone. Il s’agit donc de déméthylation de groupements méthoxy en groupements hydroxy ou bien de la déméthylation de groupements méthylamines. La déméthylation se produit par oxydation du groupement méthyle pour former un acétal ou un hémiaminal (schéma VII.2.11). Celui-ci s’hydrolyse instantanément avec production de formaldéhyde. Quelques fois, l’ion oxonium peut-être intercepté par un nucléophile, comme s’est le cas dans la biogenèse de la bulcapmine (schéma VII.2.11). A-14 Schéma VII.2.11 Similairement, un ion iminium peut-être impliqué comme dans la synthèse de la berbérine montrée au schéma VII.2.12. Schéma VII.2.12 A-15 VII.3 L’amination réductrice et la déamination oxydative VII.3.1 Pyridoxal et pyridoxamine, vitamines B6 La condensation du pyridoxamine 5-phosphate (PMP) sur une cétone (p. ex. l’acide pyruvique) mène à une cétimine. Ce cétimine tautomérise en aldimine où les carbones respectifs voient leur degré d’oxydation interchangé. Cet événement est provoqué par la protonation de l’azote pyridinique tel que démontré dans le schéma V.II.4.1. L’eau hydrolyse ensuite l’aldimine en acide amine et en pyridoxaldéhyde 5-phosphate (PLP). Toutes ces étapes sont réversibles et la déamination oxydative procède à l’envers (dans un système enzymatique différent, mais similaire) en commençant par la condensation de l’acide aminé (ou d’une amine quelconque) en aldimine. Ensuite, par le chemin inverse, l’aldimine est converti en cétimine, qui lui est hydrolysé en cétone et en PMP. Le PLP et la PMP font partie du groupe des vitamines B6, avec le pyridoxol (ou pyridoxine) qui est la forme réduite du PLP. R H2N HO OP + R CO2H N -H2O H HO O Me N Pyridoxamine 5-phosphate (PMP) CO2H R Me N Enz-H OP CO2H HO OP Me N H N H Amination réductrice Déamination oxydative R CO2H R CO2H O HO OP + Me N Pyridoxal 5-phosphate (PLP) R CO2H N +H2O HO OP NH2 Me N Enz-H N H HO Me OP N H Schéma VII.3.1 Le PMP est rarement conservé dans l’organisme et c’est pourquoi un acide aminé (ou une amine) est toujours impliqué dans une amination réductrice (pour convertir le PLP en PMP). L’inverse est vrai pour la déamination oxydative où une cétone accompagne toujours le composé A-16 à déaminé. Le L-glutamate et le glutamate transaminase sont la source la plus importante de groupement amino. Par exemple, le L-glutamate sert souvent de source de groupement amine dans l’amination réductrice. L-Glutamate est converti en acide 2-oxoglutarique dans le processus et est recyclé plus tard ou utilisé dans le cycle de Krebs. VII.3.2 La décarboxylation des acides aminés La décarboxylation est aussi une transformation fréquente qui convertit un acide aminé en amine (Scheme V.4.2). La molécule de pyridoxal 5-phosphate est impliquée dans cette réaction. La condensation de l’amine avec l’aldéhyde mène à l’aldimine. Cette dernière subit une décarboxylation après protonation de l’azote pyridinique. L’aldimine résultant est protoné à la position montrée pour donner une autre aldimine qui est hydrolysée en amine et en PLP. Schéma V.4.2 A-17 VII.4 Biosynthèse des acides aminés non-aromatiques VII.4.1 Intermédiaires clés Les plantes et les bactéries fabriquent les 20 acides aminés communs. Les mammifères, par contre, en fabriquent environ la moitié, donc une dizaine. Les voies biosynthétiques présentées dans les sections qui suivent sont les voies que l’on retrouve chez les bactéries. Le schéma VII.4.1 montre la ‘carte’ des voies principales ainsi que les intermédiaires principaux qui mènent à certains acides aminés d’intérêt pour le cours. Les détails pour les voies plus complexes sont donnés dans les sections suivantes. De plus, les carbones du glucose ont été marqués pour permettre au lecteur de suivre les différents carbones jusqu’aux acides aminés. Il n’est pas toujours facile de bien suivre les carbones marqués sur le schéma VII.4.1 et les détails des sections suivantes seront souvent nécessaires pour cela. Il faut remarquer que l’oxaloacétate est issu (et réapprovisionné) par la carboxylation du pyruvate. Par conséquent, les carbones 2 et 3 du pyruvate (• et *, respectivement) se retrouvent dans l’oxaloacétate, mais le carbonyle du pyruvate (ø) est perdu et est remplacé par le méthyle d’une molécule d’acétate durant le cycle de Kreb. Celui-ci transforme la majeure partie de l’oxaloacétate et il est donc logique de penser que la majorité des molécules d’oxaloacétate auront le méthyle de l’acétate (*) à cette position. De plus, les carbones de la lysine n’ont pas été marqués sur le schéma VII.4.1 car sa biosynthèse implique une molécule symétrique. Les marqueurs sont dispersés pendant la biogenèse de cet acide aminé à cause d’un intermédiaire C2-symétrique (L,L-diaminopimelate) dont les différents carbones sont homotopiques (voir schéma VII.4.6). Le schéma VII.4.2 reprend le même schéma, mais seuls les carbones de l’acétyl-CoA ont été marqué. On peut voir les différents fragments qui résultent de l’incorporation directe d’une molécule acétate dans les acides aminés. Tous les autres schémas suivent l’acétate marqué seulement. A-18 Schéma VII.4.1 A-19 O H2N NH2 HO HO HO OH O OH OH OH Glucose NH2 L-lysine NH2 HS O Glycine OH O Cysteine voir Schéma VII.1.6 O O S * * OH OH NH2 NH2 Methionine OH NH2 PO OH HO OH O Isoleucine O Phosphoglyceric acid Serine O * H2N O OH O NH2 Asparagine * HO O NH2 OH OH NH2 O NH2 NH2 O HO2C O Alanine x2 Pyruvic acid Threonine * OH * OH biotin-CO2 carboxylase NH2 * • OH OH O Valine O Leucine O Aspartic acid • OH Acetic acid O HO2C * O HO2C OH O Oxaloacetic acid Krebs cycle (citric acid cycle) * * • OH O 2-Oxoglutaric acid ( -ketoglutarate) O H2N • O OH NH2 Ornithine HO2C * • OH NH2 Glutamic acid Schéma VII.4.2 A-20 VII.4.2 Sérine, glycine, cystéine Ces trois acides aminés sont fabriqués à partir de l’acide phosphoglycérique, dérivé du glucose. Tous les organismes oxydent le phosphoglycérate en hydroxypyruvate (schéma VII.4.3). Une amination réductrice avec le glutamate comme source d’amine mène à la sérine après hydrolyse du phosphate. La biosynthèse de la glycine implique une enzyme, la hydroxyméthyl transférase, qui transfert le groupement –CH2OH de la sérine au co-facteur tétrahydrofolate (un dérivé de la vitamine B). Cette opération est décrite au schéma VII.4.4. Pour ce qui est de la cystéine, sa synthèse implique l’acétylation de l’alcool libre et, dans les plantes et les bactéries, un déplacement nucléophile par le disulfure. Celui-ci provient de la réduction de l’anion sulfate (Na2SO4) par 4 équivalent de NADPH (via l’ester du sulfate avec l’ATP). Schéma VII.4.3 La structure de l’acide folique est montrée au schéma VII.4.4. Sa réduction mène à l’acide tétrahydrofolique qui participe à la ‘déhydroxyméthylation’ de la sérine en piégeant le formaldéhyde qui est formé. Cette ‘déhydroxyméthylation’ (ou la perte de –CH2OH) implique le pyridoxal et passe par un mécanisme semblable à celui qui est décrit pour la décarboxylation des acides aminés (voir annexe, section VII.3.2). A-21 HO N H2N NH2 OH N HN H N N O CO2H H N O Sérine O CO2H Acide folique (Vitamine B9) 2 NADPH PLP N HO H N H2N OH H N N O O H N N H CO2H H N O PLP Acide tétrahydrofolique H+ N HO H OH H O H+ O H N H2N PLP N N N H2O H N N N N O HN Ar OH O Glycine Schéma VII.4.4 Ar NADH H N H2N NH2 OH O -H2O N O HO O H N H2N H N OH PLP CO2H N H N N O H N Ar Me N-Méthyltétrahydrofolate A-22 VII.4.3 Alanine, valine, leucine L’alanine est fabriquée par simple amination réductrice impliquant le pyridoxal et l’acide glutamique comme source d’amine. La valine implique la condensation de deux molécules de pyruvates, catalysé par la thiamine, pour donner un intermédiaire acétolactate (schéma VII.1.5). Celui-ci est transformé en cétoisovalérate par les transformations montrées au schéma. Le cétoisovalérate est un intermédiaire commun aux deux acides aminés. Une amination réductrice mène directement à la L-valine alors qu’une condensation aldolique avec l’acétyl-CoA mène, après quelques transformations usuelles, à la L-isoleucine. H+ O HO O OH O OH OH CH2Ar OH N O O + H acétolactate S O Pyruvic acid OPP O OH OH O Cétoisovalérate PLP Glutamate -H2O tauto. OH HO OH HO O O OH * NH2 OH O NADPH • SCoA HO2C OH O • * OH - H2O + H2O HO2C O • * OH OH O Valine NAD+ -CO2 O * • O PLP OH NH2 Leucine Schéma VII.4.5 Glutamate * O • OH A-23 VII.4.4 Lysine, thréonine, méthionine, asparagine, isoleucine Les autres catégories biosynthétiques d’acides aminés non-aromatiques requièrent une molécule en plus du pyruvate et/ou de l’acétate. La thréonine est une exception. Il s’agit de l’oxaloacétate ou du -cétoglutarate, tous deux issus du cycle de Kreb. La section VII.4.4 discutera des acides aminés issus de l’oxaloacétate. Ce dernier est fabriqué initialement et réapprovisionné par la carboxylation du pyruvate (c.f. schéma VII.4.1), entre dans le cycle de Kreb et est reformé à la fin du cycle. Une fraction de l’oxaloacétate est détournée pour la biogenèse d’acides aminés. L’asparagine est issue directement de l’amidation de l’acide aspartique avec la glutamine comme source de ‘NH2’ (voir schéma VII.4.2). La thréonine ne requiert pas d’autre molécule que l’oxaloacétate pour sa biosynthèse. L’acide de l’aspartate est réduit en aldéhyde puis en alcool qui est phosphorylé (schéma VII.4.6). Le pyridoxal aide à l’isomérisation de l’alcool de la position 4 à la position 3. Le mécanisme accepté est l’élimination de l’alcool suivi d’une hydratation stéréosélective de l’alcène pour donner la thréonine. Cette dernière est transformée en isoleucine en y rajoutant une molécule de pyruvate. La thiamine pyrophosphate est nécessaire pour que l’anion acyle attaque l’-cétobutyrate. Ce dernier est issu de la thréonine par l’action du pyridoxal qui provoque une déshydratation. L’hydrolyse du PLP et une tautomérisation mènent à l’-cétobutyrate. Après l’addition du fragment pyruvate, un réarrangement catalysé par l’enzyme isoméroréductase de l’acide acétohydroxybutyrate. Réduction de la cétone, élimination de l’hydroxy en position 3, tautomérisation stéréosélective et finalement amination réductrice fournissent l’isoleucine. L’énol du pyruvate est additionné sur l’aldéhyde issu de l’aspartate. Le reste de la biosynthèse est mécanistiquement complexe et implique des intermédiaires cycliques. Cependant, les transformations formelles sont simples en soi, il s’agit de la réduction de l’alcool et de l’amination réductrice de la cétone. Il est important de noter que l’acide L,Ldiaminopimélique est C2-symétrique. Les amines et les acides carboxyliques sont donc homotopique. Même un enzyme est incapable de les différentier. La décarboxylation d’une des amines produira la L-lysine, peu importe lequel. Par contre, à cause de cet intermédiaire symétrique, si un marqueur était présent (par exemple issu du marquage de l’acétate), deux lysines seraient formées : l’une marquée, l’autre non. A-24 Schéma VII.4.6 A-25 La biosynthèse de la méthionine (le précurseur de SAM) est intéressante. Tous les organismes commencent par l’oxaloacétate qu’ils réduisent en alcool et estérifient avec l’acide succinique-CoA (schéma VII.4.7). L’atome de soufre est fourni par l’acide aminé cystéine. Le PLP aide à l’élimination du pyruvate avec la formation de l’homocystéine, la régénération du PLP et la production d’une molécule d’ammoniac qui est séquestrée de différentes façons selon l’organisme. O * HO2C O PLP OH O Oxaloacetic acid * HO2C Glutamate OH NH2 Aspartic acid 1. ATP SH + O * O HO2C H+ O * OHC 2. NADPH OH NH2 1. NADPH 2. Succinate-CoA O NH2 HO O OH NH2 H N Cystéine OP HO Enz NH2 HO O S * PLP HO OH NH2 O H3N N S O * OH NH2 O Pyr O PLP + NH3 + HO O H2O N HO + HS * OH NH2 O O Homocystéine Schéma VII.4.7 La conversion de l’homocystéine en méthionine peut se passer de deux façons similaires (schéma VII.4.8). Dans certaines bactéries et chez les mammifères, le tétrahydrofolate (voir A-26 schéma VII.4.4) transfert un groupement méthyle à un atome de cobalt (I) qui fait partie du cofacteur cobalamine. L’enzyme responsable de la méthylation de l’homocystéine est alors dépendant du cofacteur cobalamine. Chez les plantes, le transfert du groupement méthyle se fait directement à partir du tétrahydrofolate. L’enzyme est alors indépendant du cofacteur cobalamine. Schéma VII.4.8 VII.4.5 Glutamine, ornithine, arginine. L’-cétoglutarate, issu du cycle de Kreb (voir schéma VII.4.2) est converti en acide glutamique par amination réductrice (schéma VII.4.9). C’est l’une des rares aminations qui implique l’ammoniac (NH3) et qui sert à réduire la concentration d’ammoniac dans la cellule. L’ammoniac est toxique aux cellules et sa concentration doit être régulée. La réaction principale pour retirer l’excès d’ammoniac est la conversion de l’acide glutamique en glutamine. L’ammoniac est transporté dans la mitochondrie où la glutamine est hydrolysée en ammoniac et en acide glutamique. L’ammoniac est entrainé dans le cytosol par l’ornithine où elle est ultimement rejetée hors de l’organisme sous forme d’urée (détail au schéma VII.4.9). L’ornithine est synthétisée à partir de l’acide glutamique par N-acétylation, réduction et déacétylation. L’arginine, quant à elle, est un produit du cycle de l’urée. A-27 O HO2C • * O PLP OH HO2C NH3 O Acide 2-Oxoglutarique ( -cétoglutarate) • * O Ac-CoA HO2C OH • * NH2 Acide glutamique Ac OH NH ATP NADPH ADP ATP O O * H2N • NH3 OH * PO NH2 Glutamine H2O cycle de l'urée NH3 • O O O O OH • * H NH2 Ac OH NH PLP Glutamate O O ATP H2N * ADP H2O • H2N OH * NH2 Ornithine Ac • OH NH O OP H2N O O O H2N N H • * H2N NH2 Urée OH H2N NH2 O N H * • OH NH2 PPi NH AMP N H Arginine Citrulline ATP O NH2 H2O O * • CO2H HO2C Acide fumarique OH NH2 HO2C HO2C HO2C NH2 Aspartate HO2C Schéma VII.4.9 O NH2 N H N H * • NH2 OH A-28 VII.5 Nonclassical carbocations. Other reactions performed in the laboratory support the biogenetic postulates and provide insight in both organic reaction mechanisms and theory. Let's investigate in more detail the following rearrangement reactions. When -pinene is treated with hydrochloric acid, bornyl chloride is produced (Scheme VII.5.1, top). When camphene is treated in the same way, isobornyl chloride is obtained. The rates of those two reactions are thousands of times faster than the rate of the analogous reactions on systems where rearrangement is impossible (Scheme VII.5.1 bottom). In addition, the reactions are stereoselective in that only "endo" bornyl chloride is produced in the first reaction, and only "exo" isobornyl chloride is obtained in the second reaction. These results are not explained easily using "classical carbocation" chemistry (Scheme VII.5.2 top). To explain the rate enhancement, anchimeric assistance (neighboring group participation) by the adjacent carbon-carbon bond must be invoked (Scheme VII.5.2 bottom). We are used to the concept that anchimeric assistance is provided by neighboring groups that possess free electron pairs but the idea that a -bond can lend such assistance is less apparent. We will see how it can be demonstrated that such bonds do indeed lend anchimeric assistance. Before we do that, the question of stereoselectivity must also be addressed. If a classical carbocation were involved as an intermediate (Scheme VII.5.2 top), the chloride ion could come in from any side and thus produce both endo bornyl and and exo isobornyl chloride. Such is not the case however and to explain this result a "nonclassical" or "bridged" carbocation is proposed (Scheme VII.5.2 bottom). Such a cation is a distinct intermediate and thus explains why the "exo" face of the molecule is shielded from attack by the chloride ion in the case of -pinene and the "endo" face in the case of camphene. A-29 Scheme VII.5.1 A-30 Scheme VII.5.2 There have been questions about the existence of nonclassical cations and the participation of -bonds. Arguments were put forth that two rapidly equilibrating classical cations could be involved and that the stereochemical preference of the chloride ion was dictated by steric effects (Scheme VII.5.3, top). Further evidence for the involvement of -bond participation is depicted in Scheme VII.5.3 (bottom). Exo norbornyl brosylate (bromobenzenesulfonate) solvolyses 350 times faster than endo norbornyl brosylate and both products give rise to racemic mixtures of exo norbornyl acetates. This can be explained by the -bond participation and the non-classical A-31 carbocation arguments. However, rapidly equilibrating classical cations like the ones shown in Scheme VII.5.3 (top) cannot be ruled out in this case also. Most chemists now believe in the intermediacy of non-classical carbocations, at least in some cases, and in -bond anchimeric assistance. Scheme VII.5.3 VII.6 The nomenclature of polycyclic molecules. The naming of compounds having more than one ring is difficult but essential. Trivial names are used when one refers to a known natural product. In these cases no confusion occurs but the name has no bearing on the structure of the compound i.e. one cannot derive the structure from the name unless one is familiar with the compound in question. For that reason, and to provide the scientific community with a general and universal system, the IUPAC introduced rules for the nomenclature of organic compounds. The following is a subset of rules that apply to polycyclic compounds. In naming a compound, or deriving its structure from the name, it is best A-32 to follow a certain number of steps in a specific order. This procedure is detailed in Scheme VII.6.1. 1. Determine the number of rings. This is done more simply by disconnecting bonds until no more rings are present in the molecule. The number of rings then corresponds to the number of disconnections. 2. Identify the main ring. This is the ring containing the most carbon atoms. The main ring will be numbered starting from a bridgehead in the direction of the main bridge. If unsaturations or heteroatoms are present, the numbering will proceed in the direction of highest priority (C-S > C-O > C-N > CC > C=C > C(C)3 > C(C)2H > etc.). Bridgeheads are carbon atoms connecting two or more rings. To assign the bridgeheads and the main bridge, follow these rules: 3. Identify the main bridge. Bridges are unbranched chains of carbons connecting two bridgeheads. The main bridge will have the most carbons. The other bridges will be numbered according to their decreasing size. The main ring will be divided as symmetrically as possible by the main bridge (e.g. [5.4.0] is correct, and not [6.3.0], for the longicyclene example in Figure VII.6.1). 4. Assign a parent name to the molecule. This is done by counting all the carbon atoms in all unbranched chains forming the rings. The parent name will be: #ringscyclo[bridges in decreasing order]parent hydrocarbon. For example bicyclo[3.2.1]octane. 5. Identify all the substituents. Substituents are carbons or groups that are branched from the main structure of ring and bridges (not contained in the parent name). Add the name of the substituents with their number before the parent name (e.g. 2,2-dimethyl-4ethylbicyclo[3.2.1]octane). Other examples are provided in Scheme VII.6.1 and Figure VII.6.1. -Pinene has two bridges (see disconnections). The main ring contains 6 carbons. It will be numbered from one bridgehead via the main bridge (3 atoms) putting the lowest number on the double bond. Two other bridges have 1 carbon each. The parent name is thus bicyclo[3.1.1]heptane because there are 7 carbons (see drawing) in all bridges combined. Three methyl groups, a double bond remain to be added and they are at positions 2, 6, 6, and 2 respectively. Thus the full name becomes: 2,6,6-trimethylbicyclo[3.1.1.]hept-2-ene. Camphor has the IUPAC name 1,7,7trimethylbicyclo[2.2.1]heptan-2-one. Similarly ∆2-Carene bears the name 3,7,7trimethylbicyclo[4.1.0]hept-2-ene. Finally, the more complex longicyclene is renamed 2,6,6,9tetramethyltetracyclo[5.4.0.02,9.08,10]undecane. Notice that the highest number of carbons in a A-33 bridge is counted first (5 and 4) and the other bridges embodied in the four carbon bridge are not counted. Scheme VII.6.1 Figure VII.6.1 A-34 When deriving a structure from a name, the steps are followed in the same order. First, from the parent name are determined the number of rings. 2,6,6-Trimethylbicyclo[3.1.1.]hept-2ene has two rings (bicyclo) and 7 carbons total in the bridges (heptane) as shown in Scheme VII.6.2. There are 3 bridges of 3, 1, and 1 carbon each. Draw two bridgehead atoms first. Then draw the bridges with the right number of carbon, then determine what forms the main ring and the main bridge. Number all the carbons that you can. Assign a priority to the substituents. Place them were appropriate and number the other carbons if you can. Place the other substituents in order of priority which will help you in numbering the rest of the carbons. Scheme VII.6.3 describes this procedure for another of the examples in Figure VII.6.1. Scheme VII.6.2 A-35 Scheme VII.6.3 A-36