Évaluation du potentiel antioxydant de plantes médicinales et

République Algérienne Démocratique et Populaire
Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique
Université d’Oran Es-Sénia
Faculté des Sciences
Département de Biologie
Mémoire en vue de l’obtention du diplôme de Magister en Biologie
Option : Biochimie végétale appliquée
Thème
Évaluation du potentiel antioxydant de plantes
médicinales et analyse phytochimique.
Présenté par :
Mlle RACHED Wahiba.
Soutenu le : 08/03/2009 devant la commission du jury:
Mr
BELKHODJA Moulay
Prof. Université d’Oran
Président
Mr
CHERITI Abdelkrim
Prof. Centre Universitaire de Béchar
Examinateur
Mme BENNACEUR Malika
M.C. Université d’Oran
Examinatrice
Mr
Prof. Université d’Oran
Rapporteur
MAROUF Abderrazak
Année universitaire : 2008 – 2009
Remerciements
Ce travail a été réalisé au Laboratoire de Biochimie Végétale et des Substances
Naturelles (Département de Biologie, Faculté des Sciences, Université d’Oran, EsSénia), sous la direction de Monsieur Abderrazak MAROUF, Maitre de conférences, à
j'exprime mes profonds remerciements et ma vive reconnaissance pour son attention,
sa disponibilité et pour le temps qu'il m’a consacré pour corriger ce manuscrit.
Je remercie Monsieur le Professeur Belkhodja Moulay d’avoir accepté d’assurer la
Présidence de jury de mon mémoire de magistère.
Je remercie également Monsieur Cheriti Abdelkrim, Professeur au centre
Universitaire de Béchar, d’avoir accepté d’examiner ce travail
Je veux témoigner mon immense gratitude à Madame Bennaceur Malika, Maître
de conférences, d’avoir accepté d’examiner ce mémoire. Je tiens à la remercier pour son
aide, sa grande disponibilité, pour ses nombreux conseils, sa bonne humeur et sa
gentillesse.
Un grand merci à mes amis et collègues du laboratoire de biochimie végétale et
des substances naturelles, en particulier : Zeghada Fatima Zohra, Fasla Nawel,
Benahmed Fatiha, Bennamar Houari, Bengag Amine, Chaib Faiza, Bouziane Belkheir,
Melliani Saliha et Bouabedallah Salima pour leurs bonnes humeurs et tous les bons
moments passés ensemble.
Je tiens vivement à remercier Madame Ighil Hariz Zohra et Madame
Bouabdallah Louiza pour leurs conseils, leurs encouragements et leur sympathie.
Mes remerciements vont à nombreuse personnes qui m’ont apporté leur aide tout
au long de ce mémoire: Tahri Amina (laboratoire d'Écopédologie), Souad (laboratoire de
Botanique), Nadia (Laboratoire d'Ecophysiologie Végétale), Khalida (LBM) et Amina
(Laboratoire de Biotechnologie).
Dédicace :
?Ç, le Tout Puissant, qui nous
Avant de dédier ce travail Je tiens d’abord à remercier ,
a permis de mener à bien ce modeste travail.
Je dédie ce travail à mes parents,
A mes grands mères et mon grand père « Haj Mkadam »
A mes sœurs : Fatima Z et Hajer,
A mes frères : A.E.Kader. et Badredine.
A mes tentes et mes cousins : Tata, Alia, Malike, Safia, Mohamed et Fati.
A mes proches amies : Souria, Fatima, Amina, Asmaa, Latifa, Asmaa et Mokhtaria.
A tous mes collègues et amis.
A notre terre sainte Palestine.
AcOEt
AcOH
AlCl3
CAT
CCM
CH2Cl2
CHCl3
AG
d
: Acétate d’éthyle
: Acide acétique
: Chlorure d’aluminium
: Catalase
: Chromatographie sur couche mince
: Dichlorométhane
: Chloroforme
: Acide gallique.
: Densité
DO
DPPH
E.O.R
EC
EtOH
fig.
GHS
GPX
GSSH
H2O2
: Densité optique
: 2,2-diphénylpicrylhydrasyl
: espèces oxygénées réactives
: Équivalent.
: Éthanol
: Figure
: Glutathion
: Gluthatiumperoxydase
: Gluthation-disulfure
: Péroxyde d'hydrogène.
: Acide sulfurique
: Chlorure d’hydrogène
: Acide formique
: Concentration nécessaire pour inhiber 50 % du radical DPPH
: Pourcentage d’inhibition
: Hydroxyde de potassium
: Méthanol
: Matière sèche
: Bicarbonate de sodium
: Nitrite de sodium
: Hydroxyde de sodium
: n-Buthanol
: Hydroxyde d’ammoniaque
: Oxygène singulet
: Radical superoxyde.
: Radical hydroxyle
: Poid par volume
: Polyéthylène glycole
: Poid moléculaire
: Cœfficient de corrélation
: Rapport frontal
: Alcool.
: Radical peroxyle.
H2SO4
HCl
HCOOH
IC50
IP
KOH
MeOH
MS
Na2CO3
NaNO2
NaOH
n-BuOH
NH4OH
1
O2
O2°OH°
p/v
PEG
PM
R2
Rf
ROH
ROO°
ROOH
: Hydroperoxyde lipidique
SbCl3
SD
SOD
TQ
UV
v/v
XO
α TH
δ
: Chlorure d’antimoine III
: Standard de déviation
: Superoxyde dismutase
: α tocophérylquinone
: Ultraviolet
: Volume par volume
: Xanthine oxydase
: α tocophérol
: Facteur de dilution
Figure 1
: Equilibre entre les oxydants et les antioxydants (état physiologique)
35
Figure 2
: Structure de la vitamine C
37
Figure 3
: Régénération de la vitamine E et de la vitamine C
37
Figure 4
: Structure de Vitamine E
38
Figure 5
: Mécanisme d’action de α tocophérol
38
Figure 6
: Structure des caroténoïdes
39
Figure 7
: Structure de base des flavonoïdes
41
Figure 8
: La relation de l’activité antioxydante- structure des flavonoïdes
41
Figure 9
: Structure de la quercétine
41
Figure 10
: Mécanisme de piégeage d’un radical par les flavonoïdes.
41
Figure 11
: Flavonoïdes et leurs mécanismes de chélation métallique proposés par Hudson 42
et Lewis (1983).
Figure 12
: Flavonoïdes et leurs sites proposés pour la chélation des ions métalliques
43
Figure 13
: Schéma générale de partage liquide –liquide
49
Figure 14
: Structure de 2-2 Diphényl-1-picrylhydrozyl libre et sa forme réduite
50
Figure 15
: Screening de l’activité antioxydante par bioautographie des extraits végétaux en 59
utilisant le DPPH comme révélateur.
Figure 16
: Screening de l’activité antioxydante par bioautographie (testée à l’aide du - 60
carotène) des extraits bruts de différentes plantes et différentes parties
Figure 17
: Plaque de CCM révélée par DPPH présentant des spots à activité antiradicalaire 64
chez les fractions issues du partage liquide-liquide de l’extrait aqueux des feuilles
de Myrtus nivellei.
Figure 18
: Courbe représentant le pourcentage d'inhibition du radical DPPH en fonction de 65
la concentration en quercétine.
Figure 19
: Courbe représentant le pourcentage d'inhibition du radical DPPH en fonction de 66
la concentration en acide ascorbique
Figure 20
: Courbe représentant le pourcentage d'inhibition du radical DPPH en fonction de 66
la concentration en BHA.
Figure 21
: Histogramme représentant les valeurs d'IC50 des extraits étudiés avec les 69
standards (Quercétine, BHA et acide ascorbique).
Figure 22
: Courbe d’étalonnage des polyphénols totaux réalisée à l’aide de l’acide 77
gallique.
Figure 23
: Courbe d’étalonnage des flavonoïdes réalisée à l’aide de la catéchine.
Figure 24
: Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en polyphénols chez 78
77
les fractions de l’extrait aqueux de Myrtus nivellei.
Figure 25
: Histogramme représentant les teneurs en flavonoïdes des extraits actifs, 78
exprimées en mg/g de l'extrait lyophilisé.
Figure 26
: Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en flavonoïdes chez 80
les fractions de l’extrait aqueux de Myrtus nivellei.
Figure 27
: Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en flavonoïdes chez 80
les fractions de l’extrait aqueux de Myrtus nivellei.
Figure 28
: Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en polyphénols dans 81
l’extrait aqueux des feuilles de Pistacia lentiscus à différentes saisons.
Figure 29
: Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en flavonoïdes chez 82
l’extrait aqueux des feuilles de Pistacia lentiscus à différentes saisons.
Figure 30
: Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en polyphénols chez 82
l’extrait aqueux des feuilles de Tetraclinis articulata à différentes saisons.
82
Figure 31
: Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en flavonoïdes chez
l’extrait aqueux des feuilles de Tetraclinis articulata à différentes saisons.
Figure 32
: Corrélation entre l’activité antioxydante des extraits actifs et la teneur en 83
polyphénols totaux.
Figure 33
: Corrélation entre l’activité antioxydante des fractions des M. nivellei et la teneur 84
en polyphénols totaux.
Figure 34
: Corrélation entre l’activité antioxydante des fractions des M. nivellei et la teneur 84
en flavonoïdes.
Figure 35
: Corrélation entre l’activité antioxydante chez Pistacia lentiscus et la teneur en 85
polyphénols.
Figure 36
: Corrélation entre l’activité antioxydante chez Pistacia lentiscus et la teneur en 85
flavonoïdes.
Figure 37
: Corrélation entre l’activité antioxydante chez Tetraclinis articulata et la teneur 86
en polyphénols.
Figure 38
: Corrélation entre l’activité antioxydante chez Tetraclinis articulata et la teneur 86
en flavonoïdes.
Photo 1
: Photographie de Pistacia lentiscus L.
5
Photo 2
: Photographie de Pistacia atlantica Desf.
5
Photo 3
: Photographie de Rhus pentaphylla L.
6
Photo 4
: Photographie de Rhus tripartitum (Ucria) DC.
6
Photo 5
: Photographie d’Ammodaucus leucotrichus Coss. et Dur.
8
Photo 6
: Photographie de Thapsia garganica L.
8
Photo 7
: Photographie de Pergularia tomentosa L.
9
Photo 8
: Photographie (de haut en bas) d’Atractylus humilis Linn., Perralderia 10
coronopifolia Cosson., Scorzonera undulata Vahl. et Warionia saharae.
Benth. & Coss.
Photo 9
: Photographie de Berberis vulgaris L.
11
Photo 10
: Photographie de Cynoglossum cheirifolium (Tourn.) L.
12
Photo 11
: Photographie de l’Atriplex halimus L.
13
Photo 12
: Photographie de Fredolia aretioides Coss. et Dur.
14
Photo 13
: Photographie de Haloxylon scoparium Pomel.
14
Photo 14
: Photographie de Cladonia rangiformis Ach.
15
Photo 15
: Photographie de Citrullus colocynthis (L.) Schrad.
16
Photo 16
: Photographie de Tetraclinis articulata (Vahl.) Master.
17
Photo 17
: Photographie de Juniperus phoenicea L.
17
Photo 18
: Photographie de Cynomorium coccineum L.
19
Photo 19
: Photographie d’Ephedra altissima Desf.
20
Photo 20
: Photographie d’Ephedra major Host.
20
Photo 21
: Photographie d’Euphorbia guyoniana Boiss et Reut.
21
Photo 22
: Photographie de Globularia alypum L.
21
Photo 23
: Photographie de Rosmarinus officinalis L.
22
Photo 24
: Photographie de Teucrium polium L.
22
Photo 25
: Photographie de Prasium majus L.
24
Photo 26
: Photographie d’Ajuga iva ssp. pseudo iva.
24
Photo
27
Photo 28
: Photographie d’Acacia raddiana Savi.
25
: Photographie de Ficus ingens Miq.
26
Photo 29
: Photographie de Myrtus nivellei Batt. et Trab.
27
Photo 30
: Photographie d’Olea Lapperrini Batt. et Trab.
27
Photo 31
: Photographie de Cedrus atlantica Manetti.
28
Photo 32
: Photographie de Cymbopogon citratus (D.D.) Stapf.
28
Photo 33
: Photographie de Zizyphus lotus L.
29
Photo 34
: Photographie de Ruta chalepensis L.
29
Photo 35
: Photographie d’Osyris quadripartita Salzm.
30
Photo 36
: Photographie de Solanum sodomaeum L. et Withania frutescens (L.) Pauquy.
31
Photo 37
: Photographie de Thymelaea hirsuta. (L.) Endl.
32
Photo 38
: Photographie de Peganum harmala L.
33
Tableau 1
: Mécanisme d’action des antioxydants d’origine enzymatique.
36
Tableau 2
: Mécanismes d’actions des caroténoïdes.
39
Tableau 3
: Plantes étudiées, leurs dates et lieux de récolte.
45
Tableau 4
: Phytoconstituants et systèmes de développement correspondants.
53
Tableau 5
: Phytoconstituants et leurs révélateurs spécifiques
53
Tableau 6
: Screening du potentiel antioxydant de 80 extraits de 53 plantes par 61
bioautographie (test antioxydant contre le DPPH et test de -carotène.).
Tableau 7
: Résultats du test antioxydant sur les fractions issues du partage liquide-
64
liquide de l’extrait aqueux des feuilles de Myrtus nivellei.
Tableau 8
: Valeurs d’IC50 et des teneurs en polyphénols et en flavonoïdes de 56 67
extraits actifs appartenant à 42 plantes.
Tableau 9
: Résultats de la séparation des acides phénoliques par CCM.
70
Tableau 10
: Résultats de la séparation des flavonoïdes des extraits actifs par CCM.
71
Tableau 11
: Résultats de la séparation des flavonoïdes des fractions de Myrtus 72
nivellei par CCM.
Tableau 12
: Résultats de la séparation des lignanes par CCM
72
Tableau 13
: Résultats de la séparation des coumarines par CCM sur gel de silice.
72
Tableau 14
: Résultats de la séparation des coumarines par CCM sur plaque de 73
cellulose.
: Résultats de la séparation des hydroxycoumarines des fractions de 74
Tableau 15
Myrtus nivellei par CCM sur plaque de cellulose.
Tableau 16
: Résultats de la séparation des anthrones et des anthranols par CCM.
74
Tableau 17
: Résultats de la séparation des glycosides cardiotoniques par CCM.
75
Tableau 18
: Résultats de la séparation des terpénoïdes par CCM
75
Tableau 19
: Résultats de la séparation des sesquiterpènes lactones par CCM.
76
Tableau 20
: Résultats de la séparation des saponines par CCM.
76
Tableau 21
: Valeurs d’IC50 et des teneurs en polyphénols et en flavonoïdes des 79
fractions issues du partage-liquide de l’extrait aqueux de Myrtus nivellei.
Tableau 22
: Valeurs d’IC50 et teneurs en polyphénols et en flavonoïdes de Pistacia 81
lentiscus et de Tetraclinis articulata.
Tableau 23
: Réactifs chimiques pour la révélation des CCM.
120
INTRODUCTION
1
CHAPITRE I: RAPPEL BOTANIQUE
1. Anacardiacées
1.1. Pistacia lentiscus L.
1.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
1.1.2. Cycle végétatif
1.1.3. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques
1.1.4. Phytochimie de la plante
1.2. Pistacia atlantica Desf.
1.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
1.2.2. Cycle végétatif
1.2.3. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques
1.2.4. Phytochimie de la plante
1.3. Rhus pentaphylla L.
1.3.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
1.3.2. Utilisations traditionnelles
1.3.3. Phytochimie de la plante
1.4. Rhus tripartitum (Ucria) DC.
1.4.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
1.4.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques
1.4.3. Phytochimie de la plante
2. Apiacées
2.1. Ammodaucus leucotrichus Coss. et Dur.
2.1.1. Description botanique répartition géographique et habitats
2.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques
2.2. Thapsia garganica L.
2.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
2.2.2. Utilisations
2.2.3. Toxicité
3. Asclépiadacées
3.1. Pergularia tomentosa L.
3.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
3.1.2. Utilisations
4. Astéracées
4.1. Atractylis humilis L.
4.1.1. Description botanique répartition géographique et habitats
4.2. Perralderia coronopifolia Cosson.
4.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
4.2.2. Toxicité
4.3. Scorzonera undulata Vahl.
4.3.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
4.4. Warionia saharae Benth. & Coss.
4.4.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
5. Berbéridacées
4
4
4
4
4
5
5
5
6
6
6
6
6
7
7
7
7
7
8
8
8
8
8
8
8
9
9
9
9
9
9
10
10
10
10
10
10
11
11
11
11
11
5.1. Berberis vulgaris L.
5.1.1. Description botanique; répartition géographique et habitats
5.1.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques
5.1.3. Données phytochimiques
6. Boraginacées
6.1. Cynoglossum cheirifolium (Tourn.) L.
6.1.1. Description botanique répartition géographique et habitats
7. Chénopodiacées
7.1. Atriplex halimus L.
7.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
7.1.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques
7.2. Fredolia aretioides Coss. et Dur.
7.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
7.2.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques
7.2.3. Phytochimie de l’espèce
7.3. Haloxylon scoparium Pomel.
7.3.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
7.3.2. Utilisations et propriétés pharmaceutiques
7.3.3. Phytochimie
8. Cladoniacées
8.1. Cladonia rangiformis Ach.
8.1. Description
9. Cucurbitacées
9.1. Citrullus colocynthis (L.) Schrad.
9.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
9.1.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques
9.1.3. Phytochimie de la plante
10. Cupressacées
10.1 Tetraclinis articulata (Vahl.) Masters
10.1.1 Description botanique, répartition géographique et habitats
10.1.2 Cycle végétatif
10.1.3 Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques
10.1.4 Phytochimie de l’espèce
10.2. Juniperus phoenicea L.
10.2.1 Description botanique, répartition géographique et habitats
10.2.2 Cycle végétatif
10.2.3 Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques
10.2.4 Phytochimie de la plante
11. Cynomoriacées
11.1. Cynomorium coccineum L.
11.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
11.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques
12. Ephedracées
12.1. Ephedra altissima Desf.
12.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
12.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques
12.2. Ephedra major Host.
12.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
12.2.3. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques
12.3. Données phytochimiques du genre Ephedra
11
11
12
12
12
12
12
13
13
13
13
13
13
14
14
14
14
14
14
15
15
15
15
15
15
15
15
16
16
16
17
17
17
17
17
18
18
18
19
19
19
19
19
19
19
19
20
20
20
20
13. Euphorbiacées
13.1. Euphorbia guyoniana Boiss et Reut.
13.1.. Description botanique, répartition géographique et habitats
14. Globulariacées:
14.1. Globularia alypum L.
14.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
14.1.2. Cycle végétatif
14.1.3. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques
14.1.4. Phytochimie
14.1.5. Toxicité
15. Lamiacées
15.1. Rosmarinus officinalis L.
15.1.1. Description botanique répartition géographique et habitats
15.1.2. Récolte
15.1.3. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques
15.1.4. Phytochimie de l’espèce
15.2. Teucrium polium L.
15.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
15.2.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques
15.2.3. Phytochimie de la plante
15.3. Prasium majus L.
15.3.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
15.4. Ajuga iva ssp pseudo-iva
15.4.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
15.4.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques
16. Fabacées
16.1. Acacia raddiana Savi.
16.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
16.1.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques
16.1.3. Autres applications
16.1.4. Phytochimie de l’espèce
17. Moracées
17.1. Ficus ingens Miq.
17.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
17.1.2. Utilisation
18. Myrtacées
18.1. Myrtus nivellei Batt. et Trab.
18.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
19. Oléacées
19.1. Olea Lapperrini Batt. et Trab.
19.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
20. Pinacées
20.1. Cedrus atlantica (Manetti)
20.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
20.1.2. Utilisations
20.1.3. Phytochimie de l’espèce
21. Poacées
21.1. Cymbopogon citratus (D.D.) Stapf.
21.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
21. 1.2. Utilisations et propriétés pharmaceutiques
20
20
20
21
21
21
21
21
21
22
22
22
22
22
23
23
23
23
23
24
24
24
24
24
24
25
25
25
25
25
26
26
26
26
26
26
26
26
27
27
27
27
27
27
28
28
28
28
28
28
21. 1.3. phytochimie
22. Rhamnacées
22.1. Zizyphus lotus L.
22.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
22.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques
22.1.3. Phytochimie de l’espèce
23. Rutacées
23.1. Ruta chalepensis L.
23.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
23.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques
23.1.3. Phytochimie de la plante
23.1.4. Toxicité de la plante
24. Santalacées
24.1. Osyris quadripartita Salzm.
24.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
24.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques
25. Solanacées
25.1. Solanum sodomaeum:
25.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats :
25.1.2. Phytochimie
25.2. Withania frutescens (L.) Pauquy
25.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats
25.2.2. Utilisation traditionnelle
26. Thymelaeacées
26.1. Thymelaea hirsuta (L.) Endl.
26.1.1. Description botanique; répartition géographique et habitats
26.1.2. Utilisations
27. Zygophyllacées
27.1. Peganum harmala L.
27.1.1. Description de l’espèce, répartition géographique et habitats
27.1.2. Utilisations médicinales et propriétés pharmaceutiques
27.1.3. Phytochimie de la plante
27.1.4. Toxicité de l’espèce
28
29
29
29
29
29
29
29
29
30
30
30
30
30
30
31
31
31
31
31
31
31
32
32
32
32
32
32
32
32
33
33
33
CHAPITRE II : LES ANTIOXYDANTS
1. Définition d’un antioxydant
2. Classification et mécanisme d’action
2.1. Capture directe des radicaux libres
2.2. Neutralisation des radicaux formés
2.2.1. Acide Ascorbique (Vitamine C)
2.2.2. Vitamine E
2.2.3. Les caroténoïdes
2.2.4. Les polyphénols
2.2.4.1. les flavonoïdes
2.2.4.1.1. Piégeage des radicaux libres
2.2.4.1.2. Inhibition de la peroxydation lipidique
2.2.4.1.3. Inhibition des enzymes
2.2.4.1.4. Chélation des ions métalliques
35
36
36
37
37
37
39
40
40
41
42
42
42
CHAPITRE III:MATÉRIEL ET MÉTHODES
1. Matériel végétal
45
2. Les méthodes d’extraction utilisées
47
2.1. Extraction sous reflux
47
2.2. Macération avec l’éthanol ou le méthanol
47
3. Essai de partage liquide -liquide
48
4. Préparation des solutions
49
5. Détermination du potentiel antioxydant
49
5.1. Détermination de l’activité antioxydante par le test au DPPH
49
5.1.1. Principe du test de DPPH
49
5.1.2. Réduction de radical libre DPPH par bioautographie
50
5.1.3. Réduction du radical libre DPPH par dosage spectrophotométrie
50
5.2. Détermination de l’activité antioxydante par test ß-carotène
52
5.2.1. Le principe de test ß-carotène
52
5.2.2. Test de ß-Carotène par bioautographie
52
6. Etudes phytochimiques
52
6.1. Identification des phytoconstituants par la chromatographie analytique sur
couche mince (CCM)
52
6.2. Dosage des polyphénols
55
6.2.1. Principe
55
6.2.2. Protocole
55
6.3. Dosages des flavonoïdes
55
7. Etude statistique
56
CHAPITRE IV: RÉSULTATS
1. Détermination du potentiel antioxydant
1.1. Détermination de l’activité antioxydante par bioautographie
1.2. Réduction du radical libre 2,2-diphényl-1-picrylhydrazyl (DPPH) par dosage
spectrophotométrique
2. Etude phytochimique par CCM
2.1. Recherche des composées phénoliques
2.1.1. Acides phénoliques
2.1.2. Flavonoïdes
2.1.3. Lignanes
2.1.4. Coumarines
2.1.5. Dérivés anthracéniques
2.1.6. Quinones libres
2.2. Glycosides cardiotoniques
2.3. Terpénoïdes
2.4. Sesquiterpènes lactones
2.5. Saponines
2.6. Alcaloïdes
3. Dosage des polyphénols et des flavonoïdes
4. Résultats du partage liquide – liquide
5. Variations saisonnières de l’activité antioxydante et teneurs en polyphénols et
flavonoïdes chez Pistacia lentiscus L. et Tetraclinis articulata Masters
6. Corrélation entre l’activité antioxydante et la teneur en polyphénols
6.1. Corrélation entre l’activité antioxydante évaluée par DPPH et la teneur en
58
58
65
69
69
69
70
72
72
74
75
75
75
76
76
76
77
79
81
83
polyphénols totaux des différents extraits testés
6.2. Corrélation entre l’activité antioxydante des fractions de Myrtus nivellei et
les teneurs en polyphénols et en flavonoïdes
6.3. Corrélation entre l’activité antioxydante chez Pistacia lentiscus et la teneur
en polyphénols à différentes saisons
6.4. Corrélation entre l’activité antioxydante chez Tetraclinis articulata et la
teneur en polyphénols à différentes saisons
83
CHAPITRE V : DISCUSSION
88
CONCLUSION ET PERSPECTIVES
97
RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES
100
ANNEXES
120
83
85
86
Résumé
La plupart des espèces végétales utilisées dans ce travail sont des plantes médicinales
utilisées largement dans la phytothérapie traditionnelle pour traiter les diverses pathologies dont le
diabète, le cancer, l’athérosclérose, les maladies cardiovasculaires et les maladies
neurodégénératives. Le stress oxydatif contribue directement à ces pathologies.
Le matériel végétal utilisé comprend plus de 80 extraits de 56 espèces récoltées de diverses
régions d’Algérie. L’étude a porté sur un screening de ces plantes pour leur activité antioxydante
évaluée in vitro par deux tests différents : action antiradicadicalaire contre le radical DPPH (2,2diphényl-1-picrylhydrazyl); action inhibitrice de l’oxydation du ß-carotène et comparée à celle
d’antioxydants authentiques pris comme référence.
Un essai de fractionnement par partage liquide-liquide par des solvants à polarité croissante
a également été entrepris dans le cas d’une plante du Tassili, Myrtus nivellei, en vue de localiser
les principes actifs responsables de l’activité antioxydante observée, très élevés dans l’extrait
aqueux de cette plante.
Deux espèces (Pistacia. lentiscus et Tetraclinis articulata) ont été étudiées pour leurs
fluctuations saisonnières de l’activité antioxydante. Celles-ci montrent une bonne corrélation avec
les teneurs en polyphénols : R2 = 0.78 et R2= 0.96, respectivement. Par contre, il n’existe aucune
corrélation entre les teneurs en flavonoïdes et l’activité antioxydante chez P. lentiscus ce qui peut
probablement s’expliquer par le fait que des composées polyphénoliques bioactifs autres que les
flavonoïdes sont responsables de l’activité observée. A l’inverse, chez T. articulata, les
flavonoïdes sont les agents antioxydants de premier ordre comme en témoigne la corrélation (R2 =
0.97) entre ces deux paramètres.
Parallèlement à cette étude biologique, un criblage phytochimique de mise en évidence des
principaux phytoconstituants du métabolisme secondaire des plantes actives a été entrepris ainsi
qu’une quantification des polyphénols totaux et des flavonoïdes.
Les résultats des tests biologiques montrent que certains extraits sont très actifs
comparativement à des substances authentiques et connues comme le BHA, antioxydant de
synthèse largement utilisé dans les industries agro-alimentaires. Ils sont, de ce fait, une source
potentielle pour l’isolement d’antioxydants naturels. C’est le cas des deux espèces de Pistacia
(lentiscus et atlantica) et de Cynomorium coccineum.
Les tests phytochimiques montrent une grande diversité dans les profils phytochimiques des
plantes étudiées avec une prédominance de polyphénols, ce qui laisse suggérer que l’activité
antioxydante enregistrée est due essentiellement à ces composés comme le montrent clairement
les corrélations statistiques. Les phytoconstituants identifiés par CCM sont principalement des
acides phénoliques, des lignanes, des flavonoïdes, furano- et pyranocoumarines, des terpénoïdes et
des sesquiterpènes lactones, des saponines et des glycosides cardiotoniques.
L’activité antioxydante observée est souvent corrélée aux teneurs en polyphénols et en
flavonoïdes.
Mots clés : Plantes médicinales, antioxydants, extrait aqueux, bioautographie, DPPH, CCM,
polyphénols, flavonoïdes, variation saisonnière.
Abstract
The most plant species used in this work are medicinal plants witch are widely used in the
traditional herbal therapy to treat diverse pathologies like diabetes, cancer, atherosclerosis,
cardiovascular and neurodegenerative diseases, in witch the oxidative stress is prominent factor.
Eighty extracts from fifty six plants harvested in different regions of Algeria were screened
for their antioxidant potential by means of 2, 2-diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH) assay and
inhibition of -carotene bleaching test and compared with authentic antioxidants taken as positive
controls
Fractionation assay by liquid liquid partitioning using solvents of increasing polarity was
also studied in the case of Tassili’s plant, Myrtus nivellei, to localising the actives principles
responsible of antioxidant activity observed very strong in aqueous extract of this species.
The study deals also the seasonal variation of the antioxidant activity of two plants: Pistacia
lentiscus and Tetraclinis articulata. Both plant’s activities showed best correlation between
polyphenolics content (R2= 0.78 and R2= 0.96, respectively). In contrary, no correlation was found
between the flavonoids content and antioxidant activity of Pistacia lentiscus witch may be
meaning that bioactive phenolic compounds other than flavonoïds were responsible of the activity
observed. In Tetraclinis articulata, the flavonoids are the most important antioxidants agents as
the correlation shown (R2 = 0.97) between these two parameters.
In parallel of this biological study, screening of secondary metabolism phytoconstituents
was undertaken with polyphenolics and flavonoids quantification.
Results of the biological tests showed that some extracts are very active comparatively with
an authentic and recognised substance like BHA, synthetic antioxidant widely used in agroalimentary industry. These extracts may be potential sources for isolation of natural antioxidant.
It’s the case of two species of Pistacia (lentiscus and atlantica) and Cynomorium coccineum.
Phytochemical tests show a big variety in the phytochimical profiles of the plants studied
with polyphenolics predominance. The principal phytoconstituents identified by TLC are phenolic
compounds as (phenolic acids, lignanes, flavonoids, furano- and pyranocoumarines), terpenoids,
sesquiterpenes lactones, cardiotonic glycosides and saponins.
Antioxidant activity observed is generally correlated with both polyphenolic and flavonoids
contents.
Keywords: medicinal plants, antioxidant, bioautography, DPPH, TLC, polyphenols, flavonoids,
seasonal variation.
:
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INTRODUCTION
Les plantes médicinales sont largement utilisées soit pour la prévention, soit pour le
traitement curatif de plusieurs maladies. Parmi les propriétés derrières ces vertus,
l’activité antioxydante tient une place de premier ordre.
Actuellement, plusieurs molécules isolées à partir des plantes médicinales sont
utilisées dans la fabrication de médicaments tels que le Taxol, un agent anticancéreux,
isolé de l'if américain ("Taxus brevifolia Nutt.", Taxacées).
Beaucoup des plantes médicinales contiennent un large spectre des substances
phytochimiques qui sont des sources des antioxydants naturels tel que α tocophérols, les
acides phénoliques, les flavonoïdes, et les tanins. Ces composées possèdent en plus de
leurs activités antioxydantes d’autres propriétés biologiques, activité anti-inflammatoire ;
antimicrobienne et anti-cancéreuse (Lee et al., 2004).
L’utilisation de ces substances naturelles ne se limite pas seulement au domaine
thérapeutique mais aussi au domaine industriel car elles sont de plus en plus préférées à
l’usage des antioxydants synthétiques tels que le BHT (Butyl-hydroxytoluène), BHA
(Butyl-hydroxyanisol) et propyl gallate (PG) (Amarowicz et al., 2000).
L’identification de nouvelles sources de substances naturelles d’intérêt est,
actuellement, l’un des domaines de recherche les plus actifs au monde. C’est aussi un
thème de recherche privilégié du Laboratoire de Biochimie Végétale et des Substances
Naturelles de l’Université d’Oran où s’est déroulé le présent travail. Ce choix est basé
d’une part, sur l’abondance de plantes médicinales en Algérie et, d’autre part, beaucoup
de ces plantes demeurent inconnues sur, aussi bien le plan phytochimique, que sur le plan
des propriétés biologiques en dépit d’une utilisation très ancienne de ces plantes dans la
pratique traditionnelle.
Notre objectif est donc d’apporter un fondement scientifique à ces utilisations
traditionnelles par des études expérimentales au laboratoire comme première étape,
partant de l’hypothèse que les vertus « médicinales » de ces plantes seraient dues
principalement à leur activité antioxydante.
Le présent travail comporte :
Un rappel des données botaniques sur les plantes testées,
Une analyse bibliographique élargie à tous les aspects inhérents à l’activité
antioxydante et à son implication dans certaines maladies,
1
INTRODUCTION
La partie expérimentale avec la description du matériel végétal et les méthodes
utilisées. Celles-ci comprennent
- Evaluation de l’activité antioxydante par deux techniques :

Bioautographie par le test de DPPH et le test du ß-carotène.

Dosage spectrophotométrique au moyen du DPPH.
- Identification de différents groupes de phytoconstituants par CCM.
- Quantification des polyphénols et des flavonoïdes.
Résultats et discussion,
Conclusion et perspectives.
2
I. RAPPEL BOTANIQUE
Nous présentons dans ce qui suit, un rappel de quelques données botaniques sur les
plantes étudiées, classées par familles.
1. Anacardiacées :
1.1. Pistacia lentiscus L. :
1.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
Cette espèce est très répandue et abondante dans tout le bassin méditerranéen à
l’exception de l’Egypte, sur tous les sols mais en stations chaudes. C’est une espèce type
de maquis et de la garrigue associée à l’olivier dans l’ouest méditerranéen, au caroubier
dans l’est.
Le lentisque est un arbuste, parfois petit arbre, dioïque, vert sombre, sempervirent de
2-3 m qui peut atteindre de 5-6 m, à branches étalées, à odeur de résine fortement âcre, à
feuilles persistantes de 4-8 folioles sans foliole terminale et dont le rachis et le pétiole
comportent une bractée en forme d’aile, verte. Son tronc a une écorce lisse grise
légèrement incisée, secrétant une résine plus épaisse que celle du P. terebinthus. Les
rameaux sont souvent un peu roses. Fleurs très petites, en châtons, à anthères rouges,
groupées en grappes spiciformes denses à l’aisselle des feuilles. Fruits globuleux de la
taille d’un pois, rouges puis noirs à maturité et dont le noyau contient une seule graine
(Quezel et Santa, 1963; Doelen et al., 1998; Dogan et al., 2003).
1.1.2. Cycle végétatif :
Feuillage permanent, fleurit le mois de Mai, les fruits sont mûrs le mois d’Août
(Chryssavgi et al., 2008).
1.1.3. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques:
Les feuilles, les branches, les gommes de Pistacia lentiscus « mastic de chio »sont
largement utilisées par les peuples méditerranéens dans le domaine alimentaire et en
médecine traditionnelle.
Le mastic a été employé en médecine pour le traitement des maladies gastrointestinales (acidité, brûlures d’estomac, dyspepsies) et pour soigner les problèmes buccogingivaux (Bellakhdar, 1997 ; Dedoussis et al., 2004).
La prise des feuilles infusées dans l’eau par voie orale est conseillée pour les
problèmes respiratoires (toux) (Said. et al., 2002). Elles sont douées de propriétés
4
I. RAPPEL BOTANIQUE
antiulcéreuse, antibactérienne (Bactérie carcinogène Heliobacter pylori qui est
responsable d’ulcère peptique) (Borrelli et al., 2000 ; Dogan et al., 2003 et Dedoussis et
al., 2004), antidiarrhéique et hépato-protectrice.
Traditionnellement, la partie aérienne de la plante a été utilisé dans le traitement de
l’hypertension et de l’eczéma et comme stimulant (Chryssavgi et al., 2008).
Les gommes ont une activité antitumorale (prévention contre leucémie et cancer de
colon) (Janson, 2006).
Le fruit contient une petite amande comestible que les romains faisaient confire au
sel comme les olives. De ce fruit, on extrayait, surtout en Italie, une huile appelée
« masticha » pour l’éclairage, la savonnerie et même l’alimentation. Le bois, surtout la
souche qui est très volumineuse, est un excellent combustible (Polunin et Huxley, 1971).
1.1.4. Phytochimie de la plante :
Les feuilles de P. lentiscus contiennent des polyphénols : acide gallique et ses
dérivés;
flavonols
glycosides
(myricétine
et
quercétine
glycosides) ;
anthocyanines (delphinidine 3-O-glucoside et cyanidine 3-O-glucoside) et une petite
quantité de catéchine (Romani et al., 2002), et de proanthocyanidines (Sanz et al., 1992).
Elles contiennent aussi des quantités importantes de tanins, des triterpénoïdes, des huiles
essentielles (monoterpènes (α-pinene, β-pinene)) et sesquiterpènes (δ-cadinène)
(Chryssavgi et al., 2008).
1.2. Pistacia atlantica Desf.:
1.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
C’est un bel arbre dioïque, à odeur résineuse poussant dans le maquis méditerranéen
et l’est méditerranéen en Grèce, à Chypre, en Turquie, en Syrie, Palestine, Crimée, dans le
Caucase, en Iran, Afghanistan et jusqu’en Inde. Mais il existe également dans le sud
d’Afrique à l’état disséminé dans l’étage aride et subaride. En Algérie, on le retrouve dans
les hauts-plateaux et l'Atlas saharien en association avec le Zizyphus lotus et le pin d'Alep.
Il peut atteindre une altitude de 2000m dans l’Atlas saharien.
Son tronc bien individualisé et à frondaison hémisphérique peut mesurer 1m de
diamètre. Les feuilles à rachis finement ailé à folioles (lancéolées) impaires 3-5 ×1-1.5cm,
obtuses au sommet. Le fruit est une drupe globuleuse, sensiblement ovoïde, de 5-6 mm,
jaune puis bleu foncé à maturité, elle contient un seul noyau osseux ne contenant qu’une
5
I. RAPPEL BOTANIQUE
seule graine. Cette espèce préfère les terrains argileux et les alluvions de plaines. (Quezel
et Santa, 1963; Seigue, 1985)
1.2.2. Cycle végétatif :
Feuillage permanent, fleurit en Mars à Avril, les fruits atteignent leur maturité à
partir de Septembre (Ozenda, 1958).
1.2.3. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques :
Cette plante est utilisée dans le traitement de l’ulcère peptique, les maladies du
système
broncho-pulmonaire
et
pour
soigner
les
problèmes
bucco-gingivaux
(Bellakhdar, 1997 ; Delazar et al., 2004). Elle comprend une activité hypoglycémiante
qui est probablement en relation avec l’activité l’inhibitrice de l’α amylase (Hamdan et
Afifi, 2004). Une étude faite par (Benhammou et al., 2008) a rapporté que les feuilles de
P. atlantica possèdent des propriétés antioxydante et antimicrobienne. Les fruits sont
utilisés comme anti-diarrhéique (Yousfi et al., 2002).
1.2.4. Phytochimie de la plante:
Cette plante est caractérisée par :
- L’abondance des flavonoïdes glycosides, de l’acide gallique et ses dérivés ainsi
que des coumarines (Umadevi et al., 1988 ; Kawashty et al., 2000;. Benhammou et al.,
2008).
- La présence de plusieurs composés des huiles essentielles comme α-pinene a été
récemment rapportée par (Delazar et al., 2004), des monoterpènes et des sesquiterpènes
comme terpinen-4-ol et elemol (Barrero et al., 2005).
1.3. Rhus pentaphylla L.:
1.3.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
Cette espèce se trouve en Afrique du nord: elle est rare en Tunisie et fréquente dans
l’ouest d’Algérie et au Maroc. On la trouve également sous diverses variétés: en Espagne,
dans la région de Malaga.
C’est un petit arbre qui peut atteindre de 5 à 6 m, mais il se présente souvent comme
un buisson de 2 à 3 m. Son enracinement est puissant. Ses rameaux sont épineux. Ses
feuilles, caduques, ne tombent qu’à la fin de l’été. Le fruit est une drupe rouge globuleuse.
6
I. RAPPEL BOTANIQUE
Il supporte tous les sols; on le retrouve sur des terrains secs et pauvres, surtout sur des
calcaires et parfois des argiles. Il demande de la chaleur, ne supporte pas l’ombre. Il est
associé, en général, au chêne-liège, thuyas et lentisque. Son bois est dure et dense : 1 à
1.18 de densité (Seigue, 1985).
1.3.2. Utilisations traditionnelles:
Au Maroc, son écorce est utilisée pour colorer les cuirs en rouge. Elle est utilisée
aussi pour tanner et préparer les peaux (Seigue, 1985).
1.3.3. Phytochimie de la plante :
Cette espèce est riche en tanins et ses racines en sont encore plus riches. Les
principaux tanins présents chez Rhus pentaphylla sont: gallotanins hydrolysables et
pentagalloyl glucose (Seigue, 1985; Niemetz et Gross, 1998, 2001; Zalacain et al.,
2003).
1.4. Rhus tripartitum (Ucria) DC.:
1.4.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
Espèce méditerranéenne caractérisée par des feuilles généralement à trois folioles en
triangles dentés, ressemblant à des feuilles d'aubépine, lancéolées 3-4 fois plus longues
que larges, profondément 2-5 dentées sur les marges. Arbuste très rameux, les rameaux
rouge brunâtres luisants et épineux à leur extrémité. Fleurs blanches. Fruits brunâtres
globuleux de 3-5 mm de diamètre. On le trouve dans les régions arides, dans tout le
Sahara (Quezel et Santa, 1963).
1.4.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques:
Les feuilles fraîches et les bourgeons peuvent être mâchés pour étancher la soif, cela
fait saliver et donne l'impression d'eau dans la bouche.
Pour les abcès dentaires : écraser des feuilles, mettre la pâte sur l'abcès pour le faire
éclater.
Les écorces sont pilées pour faire une poudre utilisée pour soigner les aphtes. Son
bois est utilisé pour faire du charbon (faire attention, car celui-ci explose dans le feu).
7
I. RAPPEL BOTANIQUE
Les écorces des racines sont utilisées pour tanner les peaux et les colorer en rouge1.
1.4.3. Phytochimie de la plante :
Cette espèce est riche en tanins comme Rhus pentaphylla surtout en tanins
hydrolysables (Niemetz et Gross, 1998, 2001; Zalacain et al., 2003).
2. Apiacées:
2.1. Ammodaucus leucotrichus Coss. et Dur.:
2.1.1. Description botanique répartition géographique et habitats:
Plante glabre, annuelle; tiges dressées, rameuses, finement striées, feuilles très
divisées, à lanières étroites, un peu charnues; ombelles à 2-4 rayons, involucre à bractées
très velus, portant de longs poils crépus, jaune roux à la base, puis blancs, et longs de 8-10
mm, plante à très forte odeur d’anis. Elle est localisée dans tous le Sahara (Ozenda,
1958).
2.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques :
Cette espèce est utilisée pour soigner les troubles gastro-intestinales (Bellakhdar,
1997).
2.2. Thapsia garganica L.:
2.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
Espèce de la région méditerranéenne très commune en Algérie, au Maroc et en
libye. Racine cylindrique grisâtre ou brunâtre, épaisse comme le poignet, marquée de
stries annulaires. Feuilles, à pétiole cylindrique strié, ont un limbe divisé trois fois en
lanières aiguës, glauques en dessous, luisantes en dessus. Les tiges, hautes de 70 cm à
1.20 m, de la grosseur de doigt, pleines, striées, se terminent par des grandes ombelles (12
à 26 cm de diamètre) hémisphériques ou globuleuses, dépourvues d’involucre et souvent
d’involucelles. Les fleurs sont jaunes à pétales peu ou pas émarginés. A maturité, les
fruits mesurent de 15-30 mm de longueur sur 12-18 mm de largeur et portant des ailes
latérales très développées, brillantes (Perrot et Paris, 1971).
Thapsia est très abondant surtout dans les endroits rocailleux.
1
http://www.sahara-nature.com/fpdf_plantes. (Consulté le 23/08/2008)
8
I. RAPPEL BOTANIQUE
2.2.2. Utilisations:
L’écorce de racine, par digestion dans l'alcool, fournit une résine utilisée surtout
comme révulsive, antirhumatismale et plus rarement comme purgatif drastique. La plante
entière est utilisée comme cataplasme contre les fluxions, les abcès, etc. (Guibert, 1865 ;
Perrot et Paris, 1971).
2.2.3. Toxicité:
Le contact avec cette plante provoque des éruptions sur le corps, accompagnées de
fièvre (Perrot et Paris, 1971).
3. Asclépiadacées:
3.1. Pergularia tomentosa L. :
3.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
C’est une espèce saharienne. Arbrisseau vivace à jeunes rameaux volubiles,
s’enroulant fréquemment autour des rameaux anciens; feuilles opposées, ovoïdes cordées
ou arrondies, en cœur à la base, couvertes ainsi que toute la plante de courts poils
verdâtres. Inflorescences corymbiformes longuement pédonculées. Fleurs longuement
pédicellées, vert brunâtre de 10-12mm, corolle à cinq lobes, pétales vert brunâtre, barbus
sur les bords, fruits portant de petites pointes (Ozenda, 1958; Quezel et Santa, 1963).
3.1.2. Utilisations:
Cette espèce est d’un usage traditionnel courant en Algérie surtout dans le sud
(Sahara) pour le traitement des hémorroïdes, des affections broncho-pulmonaires, des
troubles digestifs et rhumatisme (Goodman et Hobbs, 1988; Maiza et al., 1993).
9
I. RAPPEL BOTANIQUE
4. Astéracées:
4.1. Atractylis humilis L.:
4.1.1. Description botanique répartition géographique et habitats:
Plante à petites feuilles, lancéolées linéaires à bords épaissis en nervure marginale et
régulièrement dentés épineux. Capitules de 15 mm globuleux, fleurs du rayon, parfois
rayonnantes. Sa racine est grise, ligneuse; ses tiges sont droites, longues de 1-2 dc,
glabres; son involucre est cylindrique, court, glabre, formé d’écailles imbriquées,
tronquées au sommet et d’où part une épine droite, simple et aussi longue que l’écaille
elle-même (Quezel et Santa, 1963).
Cette plante croit dans les forêts sur les rochers et les sols pierreux.
4.2. Perralderia coronopifolia Cosson.:
4.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
Plante qui croit en abondance sur les sols rocheux dans tout le Sahara oranais et
algérien, et plus au sud jusqu’au Hoggar, commune au Sahara septentrional et occidental.
Plante à tiges de 15-40 cm, sillonnées, velues, glanduleuses et jaunâtres, brunes dans
le bas ; feuilles un peu charnues, à pubescence courte, divisées en lanières étroites, gros
capitules (10-25 mm) isolés au sommet des rameaux, à bractées linéaires aussi longues
que les fleurs, les extérieures un peu charnues et obtuses, les intérieures membraneuses et
aigues, fleurs toutes en tube ; akène portant de fins sillons longitudinaux et de longs poils
(Ozenda, 1958).
4.2.2. Toxicité:
Cette plante est très toxique, sous toutes ses formes: fraîche et sèche, jeunes ou en
fleurs. Elle détermine une intoxication mortelle, aussi bien chez les chameaux que chez
les petits ruminants (moutons, chèvres) à la dose de 1 à 2 g/Kg. du poids de l’animal. Les
symptômes comprennent une accélération de la respiration, et du pouls, une asthénie, et
après la mort, l’autopsie montre des hémorragies de l’intestin et une congestion des autres
viscères. Ces symptômes sont dus à l’acide cyanhydrique ; ce composé n’a pas été mis en
évidence dans les tissus de cette plante, il est possible qu’il soit libéré pendant la digestion
(Ozenda, 1958).
10
I. RAPPEL BOTANIQUE
4.3. Scorzonera undulata Vahl. :
4.3.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
Plante à feuilles en touffes, étroites et très longues, ondulées sur leurs bords,
glauques et portant des poils laineux très courts, entourées à la base des débris des
anciennes feuilles et naissant de souches épaisses ; tiges très courtes, portant des
pédoncules nus terminés chacun par un capitule ; capitule très gros, de 3 à 5 cm de
longueur, à grandes bractées vertes membraneuses au bord, très inégales, à longues ligules
d’un roux violacé.
S. undulata se développe particulièrement dans les régions steppiques et
présahariennes (Ozenda, 1958).
4.4. Warionia saharae Benth. & Coss.:
4.4.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
Arbuste de 5-10 dm à tronc épais, à rameaux courts portant des feuilles larges vert
sombre et glabres, sinuées, ondulées sur les bords, contenant un latex blanc et couvertes
de petites glandes qui donnent à la plante une odeur extrêmement fétide et tenace; grands
capitules (3-4 cm) à bractées très nombreuses, larges et coriaces; fleurs jaunes, toutes
tubuleuses, à corolle régulière ou terminée par deux lèvres; achaines velus surmontés
d’une longue aigrette de poils rudes.
Espèce endémique, se trouve au sud-est marocain et sud oranais (Ozenda, 1958).
5. Berbéridacées:
5.1. Berberis vulgaris L.:
5.1.1. Description botanique; répartition géographique et habitats :
C’est un arbrisseau touffu (haut 1 à 2m), à bois jaunâtre, croissant en milieux
calcaires.
Les feuilles, d’un vert gai, glabres, alternes, obovales et dentelées, sont groupées en
faisceau à l’aisselle d’un ensemble de 3 dards rigides et redoutables, de l’aisselle des
feuilles partent de petites grappes. Ses fleurs jaunes, dont les pièces sont au nombre de 6
(sauf pour le pistil) forment de courtes grappes penchées. Le fruit est une baie rouge,
comestible, à suc acide. La graine à tégument brunâtre renferme un embryon très allongé,
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I. RAPPEL BOTANIQUE
entouré d’un albumen corné. Ce végétal, hôte intermédiaire de l’agent de la Rouille du blé
(un champignon, Puccinia graminis, Uridinées) (Boullard, 2001).
5.1.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques:
Les racines de l’Epine-vinette et l’écorce de ses tiges, d’une amertume prononcée,
possèdent des propriétés toniques, cholagogues et hypertensives, antipyrétiques. On
prescrit le B. vulgaris sous forme d’infusion d’écorce. Il est employé en homéopathie.
Notons que, pure coïncidence, l’écorce interne des rameaux est de la couleur de la bile.
L’emploi de la teinture d’écorce de racines en cas d’hypertension est bien connu.
On a aussi attribué aux baies un pouvoir bactéricide, fébrifuge, anti-diarrhéique,
antihémorragique, antiseptique, vermifuge et cicatrisant pour des plaies et ulcères.
Les feuilles décoctées, on les tient pour anti-diarrhéiques et anti-malariques.
Les fruits, d’un goût acidulé, agréable, sont parfois récoltés pour la fabrication de
confitures et de sirops (Perrot et Paris, 1971 ; Boullard, 2001).
5.1.3. Données phytochimiques:
On note la présence des alcaloïdes, et notamment de berbérine (un tonique amer) et
d’oxyacanthine dans les racines et l’écorce des tiges (Perrot et Paris, 1971; Boullard ,
2001).
6. Boraginacées:
6.1. Cynoglossum cheirifolium (Tourn.) L.:
6.1.1. Description botanique répartition géographique et habitats:
Plante bisannuelle, entièrement velue blanchâtre, possède des fleurs roses ou
violacées, petites, portées par des pédoncules souvent déplacés par rapport aux bractées
Cette espèce se développe dans les régions arides et rocailleuses, au niveau des
garrigues, dans l’Ouest méditerranéen et dans toute l’Algérie (Quezel et Santa, 1963).
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I. RAPPEL BOTANIQUE
7. Chénopodiacées:
7.1. Atriplex halimus L.:
7.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats :
A. halimus est une espèce xéro-halophile avec une excellente tolérance à la
sécheresse et à la salinité, répandue au désert et dans les régions méditerranéennes, c’est
une espèce qui présente un grand polymorphisme.
Arbuste de 1-2 m, très touffu, de teinte argentée, à tiges érigées dressées, ligneuses,
à rameaux terminés par des grappes allongées et un peu ramifiées; feuilles alternes assez
grandes, 2-5 cm en général deux fois plus longues que larges; oblongues ou ovales
obtuses. Fruits entourés d’un involucre petit et lisse.
Cette espèce est très commune dans le Sahara septentrional et les montagnes du
Sahara central, dans les sols rocailleux, talus argileux et des zones un peu salées (Ozenda,
1958; Quezel et Santa, 1963 ; Ortiz-Dorda et al., 2005).
7.1.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques :
Au Sahara occidental, les cendres de l’A. halimus, reprises par l’eau, sont utilisées
dans le traitement de l’acidité gastrique, les graines sont ingérées comme vomitif
(Bellakhdar, 1997).
Les feuilles sont utilisées pour le traitement des maladies cardiovasculaires, du
diabète et de l’hypertension et même pour le rhumatisme (Said et al., 2002).
Une étude récente indique que l’A. halimus possède des propriétés antioxydante et
hypoglycémiante (Said et al. , 2007).
Les Touaregs récoltent les graines qui sont broyées et utilisées pour fabriquer des
bouillies ou des galettes. Les cendres sodées de l’A. halimus employées pour le
dégraissage des vêtements et pour la préparation de Savon et de verre. La décoction de
l’A. halimus (probablement les racines) donnerait une teinture rouge utilisée au Sahara
occidental, comme le henné, pour le coloriage des pieds et des mains (Bellakhdar, 1997).
7.2. Fredolia aretioides Coss. et Dur.:
7.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
Plante formant des touffes compactes hémisphériques pouvant dépasser 50 cm de
diamètre, constituée par des rameaux très serrés les uns contre les autres et dont les
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I. RAPPEL BOTANIQUE
interstices sont bourrés de sable ; feuilles opposées, très serrées, glauques, dures et
terminées chacune par une épine ; fleurs peu visibles, par deux ou trois sommets des
rameaux.
Elle est commune au Sud-ouest algérien, dans les régions de Beni-Ounif et Igli
surtout, plus rare vers l’est dans les régions de Laghouat, Touggourt et Biskra ; vit sur les
regs durs où il forme souvent des peuplements étendus (Ozenda, 1958, Quezel et Santa,
1963).
7.2.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques :
Cette plante et utilisée pour le rhumatisme et comme diurétique (Bellakhdar, 1997).
7.2.3. Phytochimie de l’espèce :
Elle contient des alcaloïdes et des saponines (Rameaut et al. ,1985).
7.3. Haloxylon scoparium Pomel.:
7.3.1. Description botanique, répartition géographique et habitats :
Plante très semblable aux Anabasis, mais à graines disposées horizontalement,
rarement grêles, très nombreuses, noircissant en séchant; épis floraux courts ; fruits à ailes
vivement colorées, souvent roses ou rouges ; style long. Inflorescences courtes groupées
au sommet des rameaux.
Très commun dans tout le Sahara septentrional jusqu’au Tademaït, absente au
Sahara central (Ozenda, 1958, Quezel et Santa, 1963).
7.3.2. Utilisations et propriétés pharmaceutiques:
Il a été prouvé que l’extrait aqueux de H. scoparium est doué d’une activité
anticancéreuse et d’un effet larvicide. Traditionnellement, il est utilisé pour les infections
des yeux et comme hypoglycémiant. Il est utilisé aussi pour les piqûres de scorpion
(Maiza et al., 1993; Bellakhdar , 1997; Salah et al., 2002).
7.3.3. Phytochimie:
Les espèces de genre Haloxylon contiennent des alcaloïdes ; la tryptamine et la
diptérine (alcaloïdes indoliques) sont les seuls alcaloïdes isolés de la plante (Benkrief,
1990 ; Qasheesh, 2004).
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I. RAPPEL BOTANIQUE
8. Cladoniacées:
8.1. Cladonia rangiformis Ach.:
8.1. Description:
Très abondant dans les landes et bruyères des régions septentrionales et tempérées ;
il entre dans l’alimentation des peuplades nordiques et des rennes.
Touffes grisâtres, très ramifiées, à rameaux terminaux inclinés du même coté, mais
droit dans la variété furcuta (Perrot et Paris, 1971).
9. Cucurbitacées:
9.1. Citrullus colocynthis (L.) Schrad.:
9.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
Plante vivace, herbacée, croissant dans des zones arides et sablonneuses du nord de
l’Afrique, en Iran du nord-ouest, du centre et du sud de l'Inde, en Syrie et en Egypte. Son
nom souligne la ressemblance morphologique et la coloration comparable de la
Coloquinte et du Citron. Ses feuilles, alternes, arrondies en cœur à leur base, sont
nettement échancrées en 3 ou 5 lobes. Les fleurs monogames (bisexuées), solitaires, jaune
verdâtre, à corolle rotacée, larges de 2 cm. Fruits globuleux de 8-12 cm de diamètre, à
épicarpe coriace blanchâtre ou jaunâtre et à pulpe blanchâtre très amère (Ozenda, 1958;
Quezel et Santa, 1963; Boullard, 2001).
9.1.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques:
Les péponides (fruits) sont des fébrifuges efficaces et un purgatif violent. Elle a des
propriétés anti-blennorragique, antiépileptique, diurétique et purgative ; efficace en cas
d’ascite, de goutte, de maladies articulaires et de rhumatismes ; conseillée en cataplasmes
sur les morsures d’animaux venimeux ; abortive (sous la forme d’eau de macération des
péponides). Les graines sont employées pour le traitement de diabète (hypoglycémiant) et
des maladies de foie (Debelmas et Delaveau, 1983 ; Maiza et al., 1993 ; Bllakhdar,
1997 ; Boullard, 2001 ; Said et al., 2002 ).
9.1.3. Phytochimie de la plante :
La pulpe des fruits de coloquinte est riche en cucurbitacines et des élatérines. Les
racines contiennent de l'α-élatérine et les graines renferment notamment un alcaloïde, un
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I. RAPPEL BOTANIQUE
glucoside et des saponines (Chopra et al., 1960 ; Debelmas et Delaveau, 1983 ;
Boullard, 2001).
10. Cupressacées :
10.1 Tetraclinis articulata (Vahl.) Masters :
10.1.1 Description botanique, répartition géographique et habitats :
T. articulata (Vahl.) Masters, seule espèce qui représente la tribu de Tetraclinées, est
localisée essentiellement dans l’hémisphère nord, en Afrique du nord et en Europe, en
Espagne et à l’île de Malte. C’est une espèce de lumière, bien adaptée à son milieu.
Il couvre de grandes superficies dans les basses montagnes d’Algérie. Arbre ou
arbuste persistant qui peut atteindre 15 m et un mètre de diamètre, à la couronne large et à
l'écorce brun grisâtre. Feuilles imbriquées, sur 4 rangs, squamiformes. Les feuilles des
jeunes sujets sont des aiguilles bleutées de 1-2cm de longueur. Les feuilles adultes sont
persistantes, opposées, sensiblement verticillées par quatre, enveloppant la tige et
inégales ; une paire de feuilles larges alterne avec une paire de feuilles étroites.
L’extrémité des feuilles est en forme d’écaille triangulaire et luisante. Cônes fructifères
quadrangulaires (diam : 10-12 mm), solitaires et terminaux, bruns, avec 4 écailles
ligneuses, triangulaires, avec des graines ailées. Les rameaux sont dressés et minces. Les
petites branches sont plates, vertes, articulées selon la disposition des feuilles. Elles sont
minces, flexibles, cassantes aux articulations formées entre les feuilles. Les fleurs mâles
sont groupées en chatons à l’extrémité des rameaux courts ; les fleurs femelles sont
groupées sur des rameaux latéraux. Le fruit, sensiblement globuleux est constitué de
quatre écailles ligneuses en forme de cœur, de 1 à 2cm de diamètre. La graine est petite,
avec des poches de résine et deux ailes latérales. Le tronc est droit, l’écorce gris clair, plus
sombre avec l’age et fendillée longitudinalement. Le système racinaire est développé et
puissant.
Il est peu exigeant, mais parait cependant préférer les calcaires, les argiles, les sables
meubles et les rochers siliceux. Il aime l’exposition chaude sur les basses montagnes, du
niveau de la mer à 1800 m. Il pousse tantôt à l’état pur (les plus importants peuplements
se trouvant en Oranie), tantôt en mélange avec le chêne-vert, le chêne-liège, le genévrier
de Phénicie, le pin d’Alep et l’Arganier (Quezel et Santa, 1963 ; Polunin et Huxley,
1971 ; Seigue, 1985).
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I. RAPPEL BOTANIQUE
10.1.2 Cycle végétatif :
Feuillage permanent, fleurit en automne, et la graine mure au printemps de l’année
suivante ; La dissémination se fait de septembre à Octobre (Seigue, 1985).
10.1.3 Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques :
Cette essence forestière est employée en médecine traditionnelle par les populations
locales maghrébines. Les différentes parties de l’arbre, principalement les feuilles et les
rameaux, sont utilisées dans le traitement des infections intestinales et respiratoires
(Bellakhdar et al., 1991) et aussi comme hypoglycémiantes et hypotensives (Ziyyat et
al., 1997; Bnouham et al., 2002). Elle est douée d’activités anthelminthique,
antipyrétique, antipaludéenne, antiseptique, anti-infectieuse, laxative et purgative et de
propriétés antimicrobienne et antifongique. Cette plante est utilisée pour les maladies de
la peau dont le prurit, les parasitoses, les mycoses, les infections bactériennes et piqûres
d’insectes; pathologie de la sphère bucco-dentaire (maux de dents, prévention des
épidémies) (Bellakhdar, 1997 ; Bourkhiss et al., 2007).
Traditionnellement, elle est utilisée comme insecticide (Aouinty et al., 2006). On
extrait du thuya une résine « la gomme sandaraque » qui est utilisée pour la fabrication de
vernis. Autrefois, les Egyptiens l’employaient pour embaumer les momies (Seigue, 1985).
10.1.4 Phytochimie de l’espèce :
Cette espèce est riche en tanins, huiles essentielles (bornyl acétate, α-pinene,
camphor et limonène) et diterpénoïdes (Seigue, 1985; Barrero et al.. 2003 et Bourkhiss
et al., 2007).
10.2. Juniperus phoenicea L.:
10.2.1 Description botanique, répartition géographique et habitats:
C’est un arbuste ou petit arbre monoïque de 4 à 5 m de haut, pouvant atteindre 8m
avec des rameaux épais, gris brun, couverts de feuilles en aiguilles bleutées avec des raies
blanches, squamiformes, fortement appliquées sur les rameaux, généralement en 4 rangs,
longues et larges de 1 mm environ. Les feuilles ont une extrémité obtuse et une glande
dorsale, il n’y a pas de bourgeons apparents. Le tronc est droit, l’écorce gris rose, se
détache en lanières. Le système racinaire est profond. Les fleurs mâles, petites, sont
situées à l’extrémité des rameaux. Les fleurs femelles, également petites, sont globuleuses
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I. RAPPEL BOTANIQUE
avec des écailles opposées, soudées à la base. Le fruit est formé d’écailles soudées,
opposées en croix, de 8 à 15 mm, brun rouge à maturité. Les écailles sont charnues. La
pulpe est jaune, fibreuse et résineuse. Le fruit contient de quatre à neuf graines, ovales,
aux extrémités aigues avec une enveloppe dure qui retarde la germination.
L’aire, typiquement méditerranéenne, est étendue au sud de l’Europe, à l’Afrique du
nord, à l’Asie Mineure, à la Crète et à Chypre.
L’espèce est caractérisée par sa grande résistance au vent. Elle est indifférente au
sol, supporte l’argile, les sables, les sols calcaires, les marnes, les sols volcaniques et
même les sols légèrement salés. On la trouve en Afrique du nord, en Espagne, dans la
Serra del Cabo de Gata (station la plus aride), en France, à Chypre et dans l’Atlas saharien
(Polunin et Huxley, 1971, Seigue, 1985).
10.2.2 Cycle végétatif:
Feuillage permanent, la floraison a lieu pendant le printemps et le fruit mûrit en
cours de la seconde année (Seigue, 1985).
10.2.3 Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques :
Cette espèce est très utilisée en médecine traditionnelle. Les feuilles sont utilisées
sous forme de décoction comme hypoglycémiantes, anti-diarrhéiques, antirhumatismales
et antiseptiques et pour traiter les maladies broncho-pulmonaires, urinaires et gastriques.
Les fruits peuvent guérir les ulcérations de la peau et les abcès (Le Floc’h, 1983;
Bellakhdar, 1997; Bnouham et al., 2002).
10.2.4 Phytochimie de la plante :
Cette plante est riche en polyphénols et en huiles essentielles tels que α-Pinene, ßphellandrene, α-terpinyl acetate, myrcene et diterpènes (Tabacik et Poisson 1971;
Cavaleiroa et al., 2001; Hayouni et al., 2007).
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I. RAPPEL BOTANIQUE
11. Cynomoriacées:
11.1. Cynomorium coccineum L.:
11.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
Plante parasite sur les Chenopodiacées de 40 à 80 cm, en grande partie souterraine,
rouge violacée, formée d’une tige charnue de 3 à 8 cm de diamètre portant de petites
feuilles écailleuses. On peut distinguer trois parties : un rhizome relié à la racine de
l’hôte ; une tige cylindrique ; une inflorescence terminale, émergent seule du sol, ayant la
forme d’une massue ovoïde, recouverte de très nombreuses fleurs. C’est une plante sans
chlorophylle dont les fleurs rouges, carminées, très petites et très serrées, polygames, à
une seule étamine. Périanthe constitué de 1-5 pièces très petites. Fruit constitué par de
minuscules akènes noirâtres. Il croit sur des terrais salés (Ozenda, 1958; Quezel et
Santa, 1963; Polunin et Huxley, 1971; Boullard, 2001).
11.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques:
Bellakhdar (1997) signale l’utilisation, en médecine populaire marocaine, de la
poudre de Cynomorium pour juguler les diarrhées, et de fait de sa forme évocatrice, pour
jouer le rôle d’aphrodisiaque.
12. Ephedracées :
12.1. Ephedra altissima Desf. :
12.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
Arbuste sarmenteux, à tiges grimpantes s’élevant le long des arbres; rameaux très
verts, se désarticulant facilement en séchant. Des cônes réunis en inflorescences ramifiées
et lâches, rouges ou blancs à maturité.
Cette espèce endémique est assez commune dans l’Atlas saharien et le Sahara
central (Hoggar et massifs voisins, Tefedest) (Ozenda, 1958; Quezel et Santa, 1963).
12.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques:
Cette espèce est utilisée pour l’hypertension vasculaire et pour soigner les
pathologies respiratoires, l’asthme et les bronchites (Hammiche et Maiza, 2006).
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I. RAPPEL BOTANIQUE
12.2. Ephedra major Host.:
12.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
Arbuste fortement ramifié, de 30-150 cm, à feuilles opposées petites au niveau des
nœuds, alternant d'un noeud à l'autre. Fleurs en petits cônes, les mâles et femelles étant en
général portés par des pieds différents. Cônes solitaires ou réunis en glomérules devenant
jaunes ou rouges à maturité.
Espèce saharo-arabique et méditerranéenne présente dans l'Atlas saharien, l'AntiAtlas et le Hoggar en altitude (2000 et 3000 m) sur les rochers (Ozenda, 1958; Quezel et
Santa, 1963).
12.2.3. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques:
La décoction des racines et des tiges est conseillée pour le rhumatisme et syphilis et
le jus des baies contre les affections des voies respiratoires (Chopra et al., 1960).
12.3. Données phytochimiques du genre Ephedra:
Les diverses espèces de Ephedra sont riches an alcaloïdes, surtout du genre
éphédrine (Chopra et al., 1960)
13. Euphorbiacées:
13.1. Euphorbia guyoniana Boiss et Reut. :
13.1.. Description botanique, répartition géographique et habitats :
Plante puissante, de 3-10 dm, à souche souterraine longuement traçante, à tiges
dressées non charnues très ramifiées; feuilles étroites, souvent absentes sur les rameaux
fleuris; graines sans caroncule, noirâtres et munies de côtes longitudinales grises; glandes
de la cyathe arrondies, sans pointe.
Cette espèce endémique, se développe souvent dans les dunes ensablées dans toute
la région pré-désertique et le Sahara septentrional, au sud jusqu’à El Golea et au Tademaït
(Ozenda, 1958).
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I. RAPPEL BOTANIQUE
14. Globulariacées:
14.1. Globularia alypum L.:
14.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
La globulaire (G. alypum L.) est une plante sauvage appartenant à la famille des
Globulariacées, d’un goût amère. C’est un sous-arbrisseau branchu d'origine
méditerranéenne de 60 cm à 1 m, très ramifié, à feuilles petites, alternes, coriaces et
glabres, lancéolées et souvent tridentées au sommet, tiges cassantes, dressées,
inflorescences globuleuses, odorantes, de 15 à 20 cm de diamètre, à bractées brunes,
ciliées. Fleurs bleues, calice à poil soyeux, corolle à lèvre trilobée.
On le trouve dans les régions sèches et chaudes, en Europe méridionale et en
Afrique du Nord, depuis le Maroc où il croît sur des terrains rocailleux, garrigues et dans
les forêts sèches des basses montagnes jusqu'à 2 000 m, jusqu'au Fezzan, où il pousse en
altitude. C'est également en altitude qu'on le trouve dans l'Atlas saharien et dans le
Hoggar (Ozenda, 1958; Polunin et Huxley, 1971; Debelmas et Delaveau, 1983).
14.1.2. Cycle végétatif:
Il fleurit en hiver et au printemps et la fructification a lieu en été (Polunin et
Huxley, 1971).
14.1.3. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques:
Globularia alypum L. est une plante connue pour ses utilisations en médecine
traditionnelle.
Elle
hypoglycémiante,
a
des
propriétés
anti-inflammatoire,
purgative,
antiseptique,
laxative,
antipaludique,
anthelminthique,
fébrifuge
et
cholagogue. Elle est utilisée dans le traitement du cancer, des maladies cardiovasculaires,
rénales et d’estomacs (Boukef et al., 1982; Fresquet et al., 1993; Bellakhdar, 1997;
Bnouham et al., 2002).
14.1.4. Phytochimie :
Les différentes parties de la globulaire contiennent des flavonoïdes, des glycosides
de flavone, des phényléthanoïdes et leurs glycosides, des iridoïdes et leurs glucosides,
syringine, globularine, globularicisine, globularidine, globularinine et globularimine,
globularioside, des tanins, des lignanes glycosides, de l’acide cinnamique, des stérols et
des glycosides phénylpropanoïdes (Çalis et al., 2002; Es- Safi et al., 2006) .
21
I. RAPPEL BOTANIQUE
14.1.5. Toxicité:
Cette drogue peut produire à haute dose des vertiges, oligurie, ralentissement
cardiaque, la diarrhée, colique et hypothermie (Debelmas et Delaveau, 1983; Bnouham
et al., 2002).
15. Lamiacées :
15.1. Rosmarinus officinalis L.:
15.1.1. Description botanique répartition géographique et habitats:
Le romarin est un ornement des collines, des coteaux et des basses montagnes,
surtout calcaires, originaire des régions méditerranéennes et on le trouve dans tout le sol
algérien.
Il est introduit dans les jardins pour l’ornementation, pour son odeur d’encens et de
camphre, cultivé pour ses feuilles aromatiques et pour son huile volatile, présente dans les
poils glanduleux.
C’est un arbrisseau touffu toujours vert de 0.5 à 1.5 m de hauteur. Ses tiges
ligneuses sont pourvues de feuilles persistantes, sessiles, coriaces, étroites, de 2 à 3 cm de
long, à bords enroulées, d’un vert sombre brillant à la face supérieure, blanchâtres
tomenteuses et mates à la face inférieure. Les fleurs d’une bleue pale, d’environ 1 cm,
sont réunies en petites grappes serrées à l’aisselle des feuilles ; leur corolle présente deux
lèvres, l’une à deux lobes dressées abritant les deux étamines, l’autre à trois lobes, le
médian est concave. Le fruit se compose de quatre petits akènes (tétrakène), luisants, d’un
brun foncé. A l’intérieur de chaque akène se trouve un embryon dépourvu d’albumen, à
cotylédons bombés. Toute la plante dégage une odeur agréable. En fleurs toute l’année.
Facile à cultiver, peu exigeant en sol calcaire bien exposé, le romarin convient
particulièrement pour mettre en valeur des terrains incultes et des garrigues. (Quezel et
Santa, 1963 ; Perrot et Paris, 1971 ; Sell et al., 2002):
15.1.2. Récolte:
Le romarin fleurit de janvier jusqu’à l’automne, c’est presque toute l’année que l’on
peut en faire la cueillette, toutefois la meilleure époque en vue de la distillation s’étend de
Mai à juillet et même jusqu’à septembre. La parfumerie demande toute la plante fleurie,
coupée par un temps chaud et sec (Perrot et Paris, 1971).
22
I. RAPPEL BOTANIQUE
15.1.3. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques:
Le romarin est connu pour ses propriétés antibactérienne, antimutagène et dans le
traitement des affections hépatiques, artériosclérose et anémie. Il agit sur le système
nerveux central comme stimulant. Il semblerait qu’il affermisse la mémoire défaillante et
qu’il remonte le moral des déprimés. On l’utilise en usage externe, comme cicatrisant.
L’infusion des feuilles a plusieurs actions physiologiques : stimulant général, cholagogue,
antiseptique, diurétique et emménagogue (Said et al., 2002; Oluwatuyi et al., 2004).
15.1.4. Phytochimie de l’espèce :
Le romarin et riche en tanins, dix neuf composés ont été identifiés des essences tels
que : cineole, α-pinene, camphor, camphène et ß-pinene. Des composés phénoliques tels
que l’acide carnosique, le carnosol et l’acide rosmarinique (Perrot et Paris, 1971 ;
Erkan et al. 2008).
15.2. Teucrium polium L. :
15.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
Plante méditerranéenne très velue, laineuse, à tiges nombreuses et ramifiées, à fleurs
blanches ou jaunâtres en grappes denses au sommet des rameaux; feuilles linéaires ou
lancéolées à marge en général révolutée, denticulées crénelées. Espèce très polymorphe,
suivant le degré de ramification, la couleur des fleurs.
Elle se trouve dans l’Atlas Saharien d’une part, les montagnes du Hoggar d’autre
part, plus rare au Sahara septentrional et au Tassili. Elle croit sur des lieux arides,
rocailleux, éboulis et sables (Ozenda, 1958; Quezel et Santa1963).
15.2.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques:
Plante médicinale employée pour les maux des rhumes et fièvres, utilisée dans des
bains de vapeur. Plante parfumée, possède des propriétés antiseptiques antiinflammatoires et dépuratives. En infusion, elle traite les troubles intestinaux, gastriques,
hépatiques, le diabète et les troubles de ménopause. La meilleure période de récolte des
feuilles et des tiges pour l’utilisation thérapeutique est de mois du mai à juin (Polunin et
Huxley, 1971; Bellakhdar, 1997; Ljubuncic et al., 2005, DalľAcqua et al., 2008).
23
I. RAPPEL BOTANIQUE
15.2.3. Phytochimie de la plante :
T. polium est riche en flavonoïdes (Ljubuncic et al., 2005).
15.3. Prasium majus L. :
15.3.1. Description botanique, répartition géographique et habitats :
Petit sous-arbrisseau sarmenteux, branchu, glabre, dressé, un peu tortueux à sa base,
à feuilles vertes brillantes, pétiolées, ovales dentées et des fleurs blanches ou rosâtres
solitaires, opposées, presque sessiles à l’aisselle des feuilles supérieures; le calice est
ample, surtout après la fleuraison; les graines sont brunes, remarquables par leur
enveloppe charnue. Corolle à tube court à lèvre supérieure arrondie en casque et lèvre
inférieure à trois lobes.
Il croit dans les régions arides en Méditerranée, en Corse, on le trouve encore en
Italie (Cuvier et Cuvier, 1826; Polunin et Huxley, 1971).
15.4. Ajuga iva ssp pseudo-iva:
15.4.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
Plante vivace étalée, aromatique, à odeur de musc, tiges atteignant de 5-20 cm de
long, ligneuses à la base. Bouquets de feuilles, verts grisâtres, linéaires lancéolées,
entières ou finement dentées, très hispides serrées. Fleurs roses blanches, parfois
jaunâtres, de deux à quatre à l’aisselle de chaque feuille et plus petites que les feuilles,
mais à tube plus long que le calice.
Elle croit dans les régions arides et rocailleuses et dans les bords de champs et de
murs. Elle se trouve aussi dans les régions méditerranéennes : en Europe, Chypre,
Palestine et en Afrique du Nord (Quezel et Santa, 1963; Polunin et Huxley, 1971).
15.4.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques :
Des études pharmacologiques ont montré que cette plante à des propriétés
antiulcéreuse, hypoglycémiante, anti-inflammatoire, antihelminthique, antibactérienne,
antispasmodique, diurétique, antimalarique. Elle est indiquée également pour les troubles
intestinaux, contre le froid, l'hydropisie et comme cicatrisant. (Nunez et Castro, 1993,
Hilaly et Lyoussi, 2002).
24
I. RAPPEL BOTANIQUE
16. Fabacées :
16.1. Acacia raddiana Savi.:
16.1.1. Description botanique de l’espèce, répartition géographique et habitats :
Cette plante a une aire de répartition très étendue: elle est localisée dans les régions
sahéliennes et sahariennes du continent africain, les régions arides et semi-arides, en
Tunisie, entre Gabès et Gafsa, dans le sud-ouest algérien et au Maroc. Elle est très
résistante à la sécheresse. Cette espèce constitue la source la plus importante de bois de
feu et joue un rôle important dans la restauration et la fertilité des sols. En Algérie, A.
raddiana est située sur les berges et dans les lits d’oued. Elle se rencontre sur différentes
types de sols (sableux, caillouteux …) (Ba et al., 2002 ; Chevallier et al., 2003).
C’est un arbre assez élevé qui peut atteindre de 8 à 12 m de hauteur mais le plus
souvent de 4 à 5 m, ramifié seulement à 3-4 m du sol. Ecorce noirâtre, gousses
contournées en spirales de 1-3 tours, fleurs d’un blanc sale (Riedacker, 1993). Les jeunes
semis ont des feuilles composées deux fois découpées (bipennées) mais sur des plantes
adultes les pétioles se développent et s’aplatissent et les folioles disparaissent, ces limbes
aplatis sont appelés phyllodes (Polunin et Hulxey, 1971).
16.1.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques:
Les différentes parties de la plante sont utilisées en médecine traditionnelle: pour
soigner les troubles de l’estomac et les pathologies œsophage-intestinales (diarrhée,
anthelminthiques, laxatif et purgatif), les maux de tête, les maladies de peau (Bellakhdar,
1997), les infections pulmonaires, des blessures infectées, inflammation des yeux, des
cicatrices. (Hammiche et Maiza, 2006).
Les gommes noires de l’Acacia sont utilisées contre les ulcères par voie orale et en
cataplasme contre les blessures et les brûlures. En cas de disette, les feuilles peuvent être
mangées. Les feuilles pilées et macérées sont administrées par voie orale ou en bain
comme vermifuge et fébrifuge (Chevallier et al., 2003).
16.1.3. Autres applications :
Cette espèce est principalement utilisée comme bois de feu, charbon de bois et
comme arbre fourrager. Elle occupe un rang privilégié dans la production des matériaux
de construction : poteaux, bois de traverse, perches, cadres de portes.
25
I. RAPPEL BOTANIQUE
La gomme est également utilisée pour la fabrication de l’encre (Tourneux et Yaya,
1998).
16.1.4. Phytochimie de l’espèce :
A. raddiana est riche en tanins:
- Tanins hydrolysables (ellagitanins): 3-di-O-galloyl-4,6-hexahydroxydiphenoyl-βglucopyranose.,1-O-galloyl-β-glucopyranose, 1,6-di-O-galloyl-β-glucopyranose, 1,3,6-triO-galloyl-β-glucopyranose, isorhamnetine 3-O-rutinoside, quercetine 3-O-rutinoside,
quercetine 3-O-gentiobioside, quercetine 3-O-glucosylgalactoside, quercetine 3-Oglucoside et quercetine 3-O-galactoside.
- Tanins condensées.
Elle est aussi riche en composés polyphénoliques et en flavonoïdes (El Mousallamy
et al., 2001 ; Downs et al., 2003 ; El-Sayed Saffan et El-Mousallamy, 2008).
17. Moracées :
17.1. Ficus ingens Miq.:
17.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats :
Plante à feuilles deux fois plus grandes (5-12 cm en moyenne), ovales plus ou moins
cordiformes à la base, à la plus grande largeur dans leur tiers inférieur, à limbe rubané
coriace. Fruit volumineux, piriforme, 3-8cm, glabre, petit, sec, 8-15 mm.
Espèce tropicale, elle se trouve dans les bords des oueds au Sahara central, très rare
au Hoggar (Ozenda, 1958 ; Quezel et santa, 1963).
17.1.2. Utilisation:
L’écorce de cette espèce est administrée aux vaches ayant une basse production
laitière. Le latex est employé comme désinfectant (Myburgh et al., 1994).
18. Myrtacées :
18.1. Myrtus nivellei Batt. et Trab.:
18.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats :
Arbrisseau à feuilles linéaires, opposées, lancéolées 6-8 fois plus longues que larges,
sessiles à une nervure ; fleurs isolées à l’aisselle des feuilles, à ovaire infère en cône
26
I. RAPPEL BOTANIQUE
renversé surmonté de cinq dents courtes, de cinq pétales blancs et de nombreuses
étamines, deux styles ; fruits en baies noirs.
Plante endémique du Sahara central, où il parait assez répandu dans le Hoggar, le
Tassili des Ajjer (Ozenda, 1958 ; Quezel et Santa, 1963 ; Polunin et huxley1971).
19. Oléacées :
19.1. Olea Lapperrini Batt. et Trab.:
19.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
Arbuste ou petit arbre de 1-4 m, diffère de l’olivier d’Europe par ses feuilles très
allongées, aigues à l’extrémité, 8-15 fois plus longues que larges. Ses inflorescences en
grappes axillaires lâches, à fleurs nettement pédicellées, peu fournies. Son fruit, 2-4 mm,
deux fois plus petit que l’olive et peu charnu, à noyau très fragile, membraneuse. Cette
espèce fleurit très rarement.
Cette espèce se localise dans des lieux rocailleux, lit des oueds désertiques, les zones
montagneuses Hoggar, Tefedest, Tassili n’Ajjer (Ozenda, 1958 ; Quezel et Santa, 1963).
20. Pinacées :
20.1. Cedrus atlantica Manetti:
20.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
C’est un bel arbre de l’Atlas marocain et d’Algérie où il forme de belles forêts ; et
qui peut atteindre une taille considérable de 40 et 50 à 60 m de hauteur et de 4 à 7 m de
circonférence avec des branches allongées, relevées obliquement. Les feuilles tétragones,
persistantes, aciculaires, souvent un peu incurvées, aigues, sont raides, piquantes, arquées,
d’un vert glauque au dessus, de 2 cm au plus. Les cônes murs sont ovoïdes et dressés
atteignant au plus 10 cm, à sommet ombiliqué. Les écailles, minces sur les bords, portant
deux graines.
Le Cèdre de l’Atlas se contente de sols assez pauvres ; il croit dans les régions
sèches et calcaires et les montagnes de 1400 à 2600 m (rarement au dessous) (Quezel et
Santa, 1963 ; Perrot et Paris, 1971).
Cet arbre peut vivre 2000 ans.
27
I. RAPPEL BOTANIQUE
20.1.2. Utilisations :
L’huile essentielle aromatique a des propriétés antiseptiques. L’essence est riche en
phénol. De l’écorce on extrait la cellulose et ses dérivées. Elle est utilisée dans le
traitement des bronchites, de la toux et des indigestions (Perrot et Paris, 1971; Meftah,
2001).
20.1.3. Phytochimie de l’espèce :
Les rameaux sont riches en vitamine C et en flavonoïdes. Les bourgeons sont riches
en pinène (Meftah, 2001).
21. Poacées:
21.1. Cymbopogon citratus (D.D.) Stapf.:
21.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
Cultivée en Inde, en Afrique, à Madagascar, en Amérique centrale et du sud, la
citronnelle est une plante croissant en denses touffes réunissant nombre de feuilles
rubanées, typiques de celles des Poacées et pouvant atteindre 80 cm de longueur.
Son rhizome porte un chevelu de radicelles fines et longues, peu tortueuses, à odeur
assez faible et fugace (Boullard, 2001).
21. 1.2. Utilisations et propriétés pharmaceutiques :
Cette espèce est douée de propriété analgésique, antispasmodique, expectorante et
hypotensive. Pour soigner les enfants, on utilise une tisane de racines, reconnue béchique
de qualité. Les feuilles de cette plante sont utilisées pour préparer des boissons
rafraîchissantes et digestives ; les racines sont employées en Afrique comme fébrifuge. En
thérapeutique officielle, industrielle, la citronnelle est utilisée pour réaliser l’hémisynthèse de la vitamine A (Boullard, 2001).
21. 1.3. phytochimie:
Cette espèce renferme une essence très riche en citral (50-60%), géranial et myrcène
(Boullard, 2001).
28
I. RAPPEL BOTANIQUE
22. Rhamnacées :
22.1. Zizyphus lotus L. :
22.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
Plante à branches en zigzag, fortement épineuses, à feuilles glabres, glauques,
larges, petites (15 cm), entières sur de longs rameaux flexueux d’un blanc grisâtre
persistant après la chute des feuilles ; fruit sphérique de 1 cm environ, de la grosseur d’un
pois, constituant parfois une nourriture pauvre.
Il croit dans des lieux secs, rocheux, bords des vallées du djebel, les oasis du Sahara
septentrional, plus rare au Sahara occidental et central. On le trouve aussi en
Méditerranée: En Afrique du nord et en Europe (Espagne, Sicile, Grèce, Chypre)
(Ozenda, 1958 ; Quezel et Santa, 1963).
22.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques :
Z. lotus se trouve dans la plupart des régions de l’Algérie où il est utilisé en
médecine traditionnelle dans les affections inflammatoires, les infections urinaires, les
troubles digestifs, comme hypoglycémiant, antidiarrhéique, hypotenseur et anti-ulcère
(Bnouham et al., 2002).
22.1.3. Phytochimie de l’espèce :
Des études phytochimiques de Z. lotus ont montré la présence des saponosides, des
flavonoïdes et des tanins (Borgi et Chouchane, 1990).
23. Rutacées:
23.1. Ruta chalepensis L. :
23.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
Plante à fleurs jaunes avec un feuillage léger, glanduleux et à très forte odeur fétide.
Tiges ligneuses à la base, atteignant 80 cm de haut. Feuilles d’un vert jaunâtre,
composées, découpées en folioles ovales. Fleurs petites de 5-6 mm à pétales jaunes,
frangés de longs poils dressés ressemblant à des dents. Fruit globuleux, avec 4-5 lobes
aigus réunis et non étalés.
29
I. RAPPEL BOTANIQUE
C’est une herbe à l’origine méditerranéenne qui pousse dans les régions tropicales et
tempérées sur des terrains rocailleux, talus secs et des forêts (Quezel et Santa, 1963 ;
Polunin et Hulxey, 1971).
23.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques:
R. Chalepensis est employé dans la médecine traditionnelle de beaucoup de pays
pour le traitement les diverses maladies pour leurs propriétés anthelminthiques, laxatives
et abortives. Une décoction des parties aériennes est employée comme analgésique,
antipyrétique, antirhumatismale et pour le traitement de l’arthrite, désordres menstruels et
fièvre. Elle est également utilisée dans différentes conditions comme l’hystérie,
l’épilepsie, les vertiges, la colique, les intoxications, le mal de tête, les maladies de la
peau, l’infection de l'oeil et des oreilles (Bellakhdar, 1997; Said et al., 2002; Iauk et al.,
2004).
23.1.3. Phytochimie de la plante:
Plusieurs études phytochimiques de la racine et des parties aériennes ont indiqué que
R. chalepensis est riche en alcaloïdes (arborinine, graveoline, graveolinine, dictamnine,
pteleine,
skimmianine,
isogravacridonechlorine,
maculosidine…),
furocoumarines,
coumarines (chalepensine), triterpènes, flavonoïdes, phénols, acides aminés et saponines
(Lubelen et Terem, 1988 ; Iauk et al., 2004 ; Gonzalez-Trujano et al., 2006) .
23.1.4. Toxicité de la plante:
Cette plante est réputée dangereuse, son emploi peut provoquer des gastro-entérites
douloureuses et de fortes hémorragies utérines (Debelmas et Delaveau. 1983).
24. Santalacées :
24.1. Osyris quadripartita Salzm.:
24.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats :
Cette espèce est un arbuste dioïque hemiparasitique de 2-5 m, qui se localise en
Méditerranée, dans les régions tropicales, chaudes et arides, s’étendant des îles Canaries,
Afrique du nord-ouest, généralement.
30
I. RAPPEL BOTANIQUE
La période de fleuraison dure pendant presque six mois pour les femelles et presque
toute l’année pour les males. Feuilles lancéolées aigues, (0.5-4×0.5-2 cm). Les fruits murs
sont produits tout au long de l’année, avec une crête importante en hiver et mineure au
printemps. Drupe rouge globuleuse de 6-8 mm (Quezel et Santa, 1963 ; Singh et al.,
2005) .
24.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques:
Les racines de l’O. quadripartita sont utilisées dans le traitement du cancer.
L'infusion de feuille a des propriétés émétiques (Chhabra et al., 1991 Kunwar et
Adhikari, 2004).
25. Solanacées:
25.1. Solanum sodomaeum L.:
25.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats :
S. sodomaeum est un buisson à feuilles et tiges très épineuses, atteignant 1 m de
haut, à rameaux couverts d’épines raides, pointues jaunes. Feuilles alternes vertes, glabres
en dessous, découpées en lobes profonds, nervures fortement épineuses sur les deux faces.
Fleurs grandes violettes, calice velu et épineux, corolle velue, trois fois plus longue que le
calice. Fruit de 2 cm environ, jaune brillant.
Cette espèce est répartie en Méditerranée occidentale, de l’Espagne à la Grèce, du
Maroc à la Libye (Quezel et Santa, 1963; Polunin et Huxley, 1971).
25.1.2. Phytochimie:
La plupart des espèces de la famille des Solanacées contient des alcaloïdes. Le fruit
a un contenu assez élevé en alcaloïdes glycosidiques et en saponosides dont les génines
sont la diosgénine et la gitogénine (Chopra, 1960 ; Cham et Meares, 1987).
25.2. Withania frutescens (L.) Pauquy:
25.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats:
W. frutescens L. est une espèce d’Afrique du Nord qui croit dans les régions arides,
rocailleuses et dans les haies.
31
I. RAPPEL BOTANIQUE
Calice à cinq lobes triangulaires, largement étalés sur le fruit verdâtre. Feuilles
glabrescentes, vertes et luisantes, ovales ne dépassant pas 2-3 cm (Quezel et Santa,
1963).
25.2.2. Utilisation traditionnelle:
Cette espèce est utilisée contre la dysenterie (Bellakhdar, 1997).
26. Thymelaeacées:
26.1. Thymelaea hirsuta (L.) Endl.:
26.1.1. Description botanique; répartition géographique et habitats:
Sous-arbrisseau atteignant 1 m de haut, à rameaux laineux blanchâtres, très branchu.
Feuilles persistantes très petites, de 4-6 x 2 mm, très densément imbriquées, coriaces
ovoïdes aigues, glabres en dessous. Limbe ovale triangulaire, élargi à la base, vert foncé
brillant en dessus, blanc laineux en dessus. Fleurs en glomérules de 2-5 au sommet des
rameaux, unisexuées ou hermaphrodites à calice rapidement caduc, jaunâtre, polygames.
Cette espèce abonde en Méditerranée dans les stages bioclimatiques arides. Elle
croit sur les dunes et rochers maritimes (Ozenda et Santa, 1963 ; Polunin et Huxley,
1971).
26.1.2. Utilisations :
T. hirsuta est utilisé comme purgatif. Pour les maladies de la peau, une pâte est faite
à partir des cendres mélangées avec l'eau et appliquée localement aux secteurs affectés du
derme (Polunin et Huxley, 1971 ; Said et al., 2002).
27. Zygophyllacées :
27.1. Peganum harmala L.:
27.1.1. Description de l’espèce, répartition géographique et habitats:
Espèce méditerranéenne abondante surtout dans les zones subdésertiques d’Afrique
du nord (régions semi-arides), vivace, glabre, à tiges très rameuses, atteignant 50 cm,
disparaissant l’hiver ; feuilles divisées en lanières étroites ; fleurs grandes, 2 cm, à pétales
blanc- jaunâtre ; dix à quinze étamines, à filets très élargis dans leur partie inférieure ;
ovaire globuleux à trois ou quatre loges, donnant une capsule sphérique, déprimée au
32
I. RAPPEL BOTANIQUE
sommet, entourée par les sépales persistants, et s’ouvrant en trois ou quatre valves ;
graines nombreuses, anguleuses, noires.
Plante très commune dans les sols sableux et un peu nitrés, dans tous les hautsplateaux et le Sahara septentrional ; manque au sud, sauf dans les montagnes du Sahara
central (Ozenda, 1958; Chopra et al., 1960; Quezel et Santa, 1963; Hmamouchi,
1999).
27.1.2. Utilisations médicinales et propriétés pharmaceutiques:
Les graines sont utilisées comme anthelminthique et abortive en Afrique du nord.
Elles contiennent des alcaloïdes possédant diverses activités biologiques (analgésique,
diurétique, antimicrobienne, antiproliférative et anticancéreuse). Cette plante est
employée en Algérie pour les rhumatismes, anxiété, fièvre, stérilité féminine (Debelmas
et Delaveau, 1983; Maiza et al., 1993 ; Bellekhdar, 1997 ; Prashanth et John, 1999;
Tahrouch et al., 2002; Farouk et al. 2008).
27.1.3. Phytochimie de la plante:
P. harmala est très réputée pour sa richesse exceptionnelle en alcaloïdes de type ßcarbolinique (l’harmine et l’harmaline). Les graines contiennent d’autres alcaloïdes de
même type tels que l’harmane, l’harmalol, l’harmol, l’harmalidine, ainsi que des
alcaloïdes de type quinazolinique tels que la péganine, péganol, vasicine et oxyvasicine.
Elles contiennent aussi des furanocoumarines et triterpènes pentacycliques, pigments
antraquininiques et des substances volatiles telles que la N-acétylaniline, l’aniline et
l’isoquinoline (Tahrouch et al., 2002).
27.1.4. Toxicité de l’espèce :
Lors de l’emploi de cette plante, on peut constater, outre des troubles circulatoires,
des convulsions ou des phénomènes de paralysie. Cette espèce contient des alcaloïdes
excitant le système nerveux central voire hallucinogènes (Debelmas et Delaveau, 1983).
33
Position systématique de Pistacia lentiscus L.; Pistacia atlantica Desf.; Rhus
pentaphylla L.et Rhus tripartitum (Ucria) DC. selon APGII (2005):
Embranchement: Spermaphytes.
Sous-embranchement: Angiospermes.
Classe: Eu-dicotylédones.
Sous classe: Rosidae.
Ordre: Sapindales.
Famille : Anacardiacées.
Photo 1: Photographie de Pistacia lentiscus L.
(http://floremisserghin.googlepages.com/)
Noms communs:
Nom arabe: Darw.
Nom français : lentisque.
Nom anglais : mastic tree.
Photo 2: Photographie de Pistacia atlantica Desf.
(http://www.anpe.nat.tn/arboretum/Plantes.htm).
Noms communs:
Nom arabe: betoum.
Nom français : Pistachier de l'Atlas.
Nom anglais: Atlas mastic tree.
Photo 3: Photographie de Rhus pentaphylla L.
(http://floremisserghin.googlepages.com/)
Noms communs :
Nom arabe: Tizgha
Nom français : Sumac à cinq feuilles,
Nom anglais: Sumac.
Photo 4: Photographie de Rhus tripartitum (Ucria) DC.
(http://www.sahara-nature.com)
Noms communs et synonymes:
Synonyme : Rhus oxyacantha Schousb.
Nom arabe: Djedari.
Nom français : Ebène, sumac à trois feuilles.
Nom anglais : Sumac.
Classification selon APGII (2005):
Embranchement: Spermaphytes
Sous-embranchement : Angiospermes
Classe : Eu-dicotylédones
Sous classe : Asteridae
Super-ordre : Euasterids II
Ordre: Apiales.
Famille : Apiacées
Photo 5: Photographie d’Ammodaucus leucotrichus Coss. et Dur.
(http://www.sahara-nature.com)
Noms communs et synonyme :
Synonyme : Torilis leucotrichus Coss. & Dur.
Nom arabe : kammûn es-sofi, el massoufa.
Nom Targui: akâman.
Nom Français: cumin velu, cumin du Sahara.
Nom anglais : white haired.
Photo 6: Photographie de Thapsia garganica L.
(http://www.bium.univ-paris5.fr/sbf/activ_maroc.htm)
Noms communs et synonyme:
Synonyme: Thapsia decussata Lag.
Nom arabe: Deeriass, bou-Nefa.
Nom français : Turbith bâtard, thapsia vrai.
Nom Anglais: Deadly carrot, smooth thapsia.
Place de Pergularia tomentosa L. dans la systématique selon APGII (2005) :
Embranchement : Spermaphytes
Sous-embranchement: Angiospermes
Classe : Eu-dicotylédones
Sous classe: Asteridae
Super-ordre: Euasterids I
Ordre : Gentianales
Famille : Apocynacées
Photo 7: Photographie de Pergularia tomentosa L.
(http://www.sahara-nature.com/index.php).
Noms communs et synonyme :
Synonyme : Daemie cordta (R.)Brown.
Nom arabe: Ghelga, relka.
Place d' Atractylus humulis L., Perralderia coronopifolia Coss., Scorzonera undulata
Vahl. et Warionia saharae Benth. & Coss. dans la systématique selon APGII (2005):
Embranchement: Spermaphytes
Sous-embranchement: Angiospermes
Classe: Eu-dicotylédones.
Sous classe: Asteridae
Super-ordre : Euasterids II
Ordre : Asterales.
Famille : Asteracées.
(www.josepmguasch.com/fam.html.)
(http://www.saharanature.com/index.php).
(http://www.bium.univparis5.fr/sbf/activ_tunisie.htm)
(http://www.unibonn.de/Aktuelles/Presseinformationen/2005/4
46.html)
Noms communs :
Nom arabe: guiz
Nom français: scorzonère à feuilles
ondulées
Nom anglais: viper’s grass, black salsify.
Photo 8: Photographie (de haut en bas) d’Atractylus humilis Linn., Perralderia
coronopifolia Cosson., Scorzonera undulata Vahl. et Warionia saharae. Benth. & Coss.
Place de Berberis vulgaris L. dans la systématique selon APGII (2005):
Embranchement: Spermaphytes
Sous-embranchement: Angiospermes.
Classe: Eu-dicotylédones.
Ordre: Ranunculales
Sous ordre: Ranunculinae
Famille: Berberidacées.
Photo 9: Photographie de Berberis vulgaris L.
(www.korewildfruitnursery.co.uk/photo.htm.)
Noms communs :
Nom arabe: Oud ghriss
Nom français: Epine-vinette, vinette, petite vigne, vinettier
Nom anglais: Piperidge
Place de Cynoglossum cheirifolium L. dans la systématique selon APGII (2005):
Embranchement : Spermatophyta
Sous-embranchement : Angiospermes
Classe : Eu-dicotylédones
Sous classe : Asteridae
Super-ordre: Euasterids I
Famille : Boraginacées
Photo 10: Photographie de Cynoglossum cheirifolium (Tourn.) L.
(crdp2.ac-besancon.fr/flore/flore/Boraginaceae).
Noms communs et synonyme:
Synonyme: Pardoglossum cheirifolium (L.) Barbier & Mathez
Nom arabe: Ouednine el djediane.
Place de l’Atriplex halimus, Fredolia aretioides et Haloxylon scoparium dans
la systématique selon APGII (2005):
Sous-embranchement: Angiospermes.
Classe: Eu-dicotylédones.
Sous classe: Caryophyllidées.
Ordre : Caryophyllales.
Famille : Amaranthacées.
Photo 11: Photographie de l’Atriplex halimus L.
(http://www.sahara-nature.com/index.php).
Noms communs et synonyme :
Synonyme : Chenopodium halimus Thunbeg.
Nom arabe : G’taf
Nom français : Arroche sauvage, pourpier de mer.
Nom anglais : Sea- orache, saltbushe.
Photo 12: Photographie de Fredolia aretioides Coss. et Dur.
(http://www.sahara-nature.com/).
Noms communs et synonymes :
Synonyme: Anabasis aretioides Coss. et Moq., Noea aretioides.
Nom arabe: degâa, el selig
Nom français : Choux de Bouâmama.
Photo 13: Photographie de Haloxylon scoparium Pomel.
(http://www.sahara-nature.com/).
Noms communs et synonymes :
Synonymes : Haloxylon tamariscifolium Pau, Atrophytum scoparium, Hamada
scoparia.
Nom arabe : Remt.
Nom français : Saligne à balai.
Classification (http://species.wikimedia.org/wiki/Cladonia_rangiformis):
Super règne : Eucaryotes.
Règne : Fungi.
Embranchement : Ascomycota.
Sous embranchement : Pezizomycotina.
Classe: Lecanoromycetes.
Sous classe: Lecanoromycetidae.
Ordre: Lecanorales.
Famille: Cladoniaceae.
Genre: Cladonia.
Espèce: rangiformis.
Photo 14: Photographie de Cladonia rangiformis Ach.
(http://floremisserghin.googlepages.com/)
Place de Citrullus colocynthis (L.) Schrad. dans la systématique selon APGII (2005):
Embranchement : Spermaphytes.
Sous-embranchement : Angiospermes.
Classe : Eu-dicotylédones.
Sous classe : Rosidae.
Ordre : Cucurbitales.
Famille : Cucurbitacées.
Photo 15: Photographie de Citrullus colocynthis (L.) Schrad.
(http://www.sahara-nature.com/index.php).
Noms communs et synonyme :
Synonyme: Colocynthis vulgaris L. Schrad
Nom arabe: Hadja, handal.
Nom français : Coloquinte officinale.
Position systématique de Tetraclinis articulata (Vahl) Mast. et Juniperus phoenicea L.
(Haluk et Roussel, 2000) :
Embranchement: Spermaphytes,
Sous-embranchement: Gymnospermes,
Classe: Coniferopsides,
Sous classe: Coniferiidae
Ordre : Cupressales
Famille: Cupressacées.
Photo 16: Photographie de Tetraclinis articulata (Vahl.) Master.
(http://floremisserghin.googlepages.com/)
Noms communs et synonyme:
Synonyme : Calliltris quadrivalis
Nom arabe: Aar-aar
Nom français: Thuya d’Afrique du nord, thuya de Berbérie.
Nom anglais: Sandarac gum, thyia
Photo 17: Photographie de Juniperus phoenicea L.
(http://antargrandeurnature.googlepages.com/Juniperusphoenicea)
Noms communs et synonyme:
Nom arabe: Aar-âar lahmar.
Nom français: Genévrier de Phoenicie, genévrier rouge,
Nom anglais: Phoenician juniper.
Classification (http://fr.wikipedia.org/wiki/Classification_APG_II):
Division: angiospermes
Classe: Eu-dicotylédones.
Sous classe: Rosidae.
Ordre: Santales.
Famille: Cynomoriacées.
Photo 18: Photographie de Cynomorium coccineum L.
(http://www.sahara-nature.com/index.php).
Noms communs:
Nom arabe : Tartous, zob el ard.
Nom français : Champignon de Malte, phallus de terre.
Nom anglais : Malte champignon.
Classification (http://fr.wikipedia.org/wiki/Gnetophyta):
Les deux espèces d'ephedra appartiennent à :
Embranchement: Spermaphytes,
Sous-embranchement: Gymnospermes,
Classe: Coniférinées.
Ordre: Gnétales.
Famille: Ephédracées.
Photo 19: Photographie d’Ephedra altissima Desf.
(http://floremisserghin.googlepages.com/).
Noms communs:
Nom français : Ephédra.
Nom arabe : Abassi, Belbeal.
Photo 20: Photographie d’Ephedra major Host.
(http://www.sahara-nature.com)
Noms communs et synonyme :
Synonyme : Ephedra nebrodensis Tineo.
Nom arabe: Amaya, Dil el Maïz.
Nom français : Ephédra.
Position d’Euphorbia guyoniana dans la systématique selon APGII (2003):
Embranchement: Spermatophytes.
Sous embranchement : Angiospermes.
Classe : Eu-dicotylédones.
Sous classe : Rosidées.
Ordre: Malpighiales.
Famille : Euphorbiacées.
Photo 21: Photographie d’Euphorbia guyoniana Boiss et Reut.
(http://www.sahara-nature.com/index.php).
Noms communs
Nom français : Euphorbe de Guyon.
Nom arabe : Halib el daba, ammaïa.
Place de Globularia alypum L. dans la systématique selon APGII (2005):
Sous embranchement: Angiospermae.
Classe: Eu-dicotylédones.
Sous classe: Asteridae.
Ordre: Lamiales.
Famille : Globulariacées.
Photo 22: Photographie de Globularia alypum L.
(http://www.plantencyclo.com/)
Noms communs:
Nom arabe : Tasselgha.
Nom français: Globulaire turbith, séné de Provence.
Nom anglais: Alypo globe daisy.
Classification selon APGII (2005):
Sous embranchement : Angiospermae.
Classe : Eu-dicotylédones.
Sous classe : Asteridae.
Super ordre : Lamidae.
Ordre : Lamiales.
Famille : Lamiacées.
Photo 23: Photographie de Rosmarinus officinalis L.
(http://antargrandeurnature.googlepages.com/Rosmarinusofficinalis)
Noms communs:
Nom arabe : Iazir, klil, hassalhan
Nom français : Romarin, rose marine, encensier, romarin des troubadours, herbes
aux couronnes
Nom anglais : Common rosemary
Photo 24: Photographie de Teucrium polium L.
(http://floremisserghin.googlepages.com/).
Noms communs et synonyme :
Synonyme : Ajuga chamaepitys
Nom arabe : Djaad, Goutiba, Timzourin
Nom français : Germandrée tomenteuse, Pouliot
Nom anglais : Cat tyme, hulwort, germander
Photo 25: Photographie de Prasium majus L.
Photo 26: Photographie d’Ajuga iva ssp. pseudo iva.
(http://floremisserghin.googlepages.com/).
Noms communs et synonymes (Perrot et Paris, 1971):
Synonymes : Teucrium iva L., Ajuga humilis Porta et Rigo
Nom arabe : Chendgoura
Nom français : Ivette musquée, bugle, bugle faux iva
Nom anglais : Bugle iva, herb ivy, musky bugle
Place d’Acacia raddiana Savi selon APGII (2005):
Embranchement : Spermaphytes.
Sous-embranchement : Angiospermes.
Classe : Eu-dicotylédones.
Sous classe : Rosidae.
Ordre : Fabales.
Famille : Fabacées.
Photo 27: Photographie d’Acacia raddiana Savi.
(http://www.sahara-nature.com/)
Noms communs:
Nom arabe : Talh.
Nom français : Acacia
Nom anglais : Umbrella thorn
Place de Ficus ingens Miq. dans la systématique selon PGII (2005):
Règne : Plantae.
Sous règne : Eucaryotes.
Embranchement : Spermaphytes.
Sous-embranchement : Angiospermes.
Classe : Eu-dicotylédones.
Sous classe : Rosidae.
Ordre : Rosales.
Famille Moracées.
Photo 28: Photographie de Ficus ingens Miq.
http://www.plantzafrica.com/plantefg/ficusingens
Noms communs:
Nom français : Figuier
Nom anglais: red-leaved fig tree
Place de Myrtus nivellei Batt. et Trab. dans la systématique selon APGII (2005):
Embranchement: Spermaphytes.
Sous-embranchement: Angiospermes.
Classe: Eu-dicotylédones.
Sous classe: Rosidae.
Ordre: Myrtales.
Famille Myrtacées.
Photo 29: Photographie de Myrtus nivellei Batt. et Trab.
(http://www.sahara-nature.com/)
Noms communs:
Nom arabe : Tafetest, rihan.
Nom français : Myrte du Sahara
Nom anglais : Saharan myrtle.
Place d’Olea Lapperrini Batt. et Trab. dans la systématique selon APGII (2005):
Sous-embranchement : Angiospermes.
Classe : Eu-dicotylédones.
Sous classe : Asteridae.
Super ordre : Lamidae.
Ordre : Lamiales.
Famille : Lamiacées.
Photo 30: Photographie d’Olea Lapperrini Batt. et Trab.
(http://www.sahara-nature.com/)
Noms communs:
Nom Arabe : Zitoune, aleo.
Nom Français : Olivier Laperrini.
Nom Anglais : Olive Laperrini.
Place de Cedrus atlantica dans la systématique (http://fr.wikipedia.org/wiki/Pinaceae):
Embranchement : Spermaphytes,
Sous-embranchement : Gymnospermes,
Classe : Pinopsida
Ordre : Pinales
Famille : Pinacées.
Photo 31: Photographie de Cedrus atlantica Manetti.
(http://www.plantencyclo.com/)
Noms communs et synonyme:
Synonyme : Cedrus argentea Renou.
Nom arabe et berbère : Idil, arz el Atlas, meddad.
Nom français : Cèdre de l’Atlas.
Nom anglais : Atlas cedar.
Classification de Cymbopogon citratus (D.D.) Stapf. selon APGII (2005):
Embranchement : Spermaphytes,
Sous-embranchement : Angiospermes.
Classe : Monocotylédones.
Sous classe : Commelinidae.
Ordre : Poales.
Famille : Poacées.
Photo 32: Photographie de Cymbopogon citratus (D.D.) Stapf.
(http://www.sahara-nature.com/).
Noms communs et synonyme :
Synonyme : Andropogon citratus D.C.
Nom français : Citronnelle,
Nom anglais : Lemon grass.
Place de Zizyphus lotus L. dans la systématique selon APGII (2005):
Embranchement : Spermaphytes.
Sous-embranchement : Angiospermes.
Classe : Eu-dicotylédones.
Sous classe : Rosidae.
Ordre : Rosales.
Famille Rhamnacées.
Photo 33: Photographie de Zizyphus lotus L.
(http://floremisserghin.googlepages.com/).
Noms communs :
Nom arabe : Sedra.
Nom français : Jujubier.
Classification de Ruta chalepensis L. selon APGII (2005):
Embranchement : Spermaphytes.
Sous-embranchement : Angiospermes.
Classe : Eu-dicotylédones.
Sous classe : Rosidae.
Ordre : Sapindales.
Famille : Rutacées.
Photo 34: Photographie de Ruta chalepensis L.
(http://floremisserghin.googlepages.com/)
Noms communs et synonyme :
Synonyme : Ruta angustifolia Pers.
Nom arabe : Fidjela, fidjel, aourmi.
Nom français : Rue, rue d’Alep.
Nom anglais : Rue, ruda, fringed rue, egyptian rue.
Place d’Osyris quadripartita Salzm. ex Decne Dans la systématique selon APGII
(2005):
Règne : Plantae.
Sous règne : Eucaryotes.
Embranchement : Spermaphytes.
Sous-embranchement : Angiospermes.
Classe : Eu dicotylédones.
Ordre : Santalales.
Famille : Santalacées.
Photo 35: Photographie d’Osyris quadripartita Salzm.
(http://floremisserghin.googlepages.com/)
Nom commun et synonyme :
Synonyme : Osyris lanceolata Hochst.
Nom arabe : Madjdad.
Place de Solanum sodomaeum et Withania frutescens dans la systématique selon
APGII (2005):
Règne : Plantae.
Sous-règne : Eucaryotes.
Embranchement : Spermaphytes.
Sous-embranchement : Angiospermes.
Classe : Eu-dicotylédones.
Sous classe : Asteridae.
Ordre : Solanales.
Famille : Solanacées.
Photo 36: Photographie de Solanum sodomaeum L. et Withania frutescens (L.) Pauquy.
(http://floremisserghin.googlepages.com/)
Noms communs :
Noms communs :
Nom Arabe: Teffah el ghoul, lim ennsara.
Nom arabe: Tizrhar, Bennour, Haouz.
Nom Français: Pomme de sodome.
Nom français:Coqueret.
Nom Anglais: Apple of sodom.
Place de l’espèce dans la systématique selon APGII (2005):
Règne : Plantae.
Sous règne : Eucaryotes.
Embranchement : Spermaphytes.
Sous-embranchement : Angiospermes.
Classe : Eu-dicotylédones.
Sous classe : Rosidae.
Ordre : Malvales.
Famille : Thymelaeacées.
Photo 37: Photographie de Thymelaea hirsuta. (L.) Endl.
(http://crdp2.acbesancon.fr/flore/flore/Thymelaeaceae/especes/thymelaea_hirsuta)
Noms communs et synonyme :
Synonyme : Passerina hirsuta L.
Nom arabe : Metenan.
Nom français : Passerine hirsute
Place de Peganum harmala dans la systématique selon APGII (2005):
Embranchement : Spermaphytes.
Sous-embranchement : Angiospermes.
Classe : Eu-dicotylédones.
Sous classe :
Rosidae.
Ordre : Sapindales.
Famille : Peganacées.
Photo 38: Photographie de Peganum harmala L.
(http://www.sahara-nature.com/).
Noms communs:
Nom arabe : Harmel.
Nom français : Harmel, rue sauvage.
Nom anglais : Harmal wild rue.
II. LES ANTIOXYDANTS
1. Définition d’un antioxydant:
Un antioxydant est défini comme étant une substance chimique qui présente, à des
faibles concentrations par rapport à un substrat oxydant, la capacité de ralentir ou inhiber
l’oxydation de ce dernier (lipides ou autres molécules) (Halliwell et al., 1992; Gutteridge
, 1993; Pokorny et al.,2001 et Magalha et al.,2008), et le transformer en un composé
plus stable.
Un antioxydant est caractérisé par sa grande affinité pour un radical donné
(Simonoff et Simonoff, 1991; Pelli et Marika, 2003) et peut prévenir ou réparer les
dommages oxydatifs au niveau de la cellule, en réduisant ainsi les risques des maladies
oxydatives chroniques (Dimistrios, 2006 ; Suganya et al., 2007).
L’oxygène est un élément indispensable à la vie dont le métabolisme cellulaire
aboutit à la formation continue de faibles quantités d’espèces oxygénées réactives (E.O.R)
appelés « radicaux libres» qui sont des molécules ou des atomes possédants sur leurs
couches externes un électron célibataire.
L’action des antioxydants est régie par une balance équilibrée par la production et
la destruction des E.O.R. (Fig. 1). Elles sont produites de façon permanente et contrôlée
par un système d’antioxydants enzymatiques (Dimistrios, 2006 ; Hui-Yin et al., 2007).
Les antioxydants naturels ou synthétiques présents dans les produits industriels
(huiles) sont des réducteurs capables d’interrompre la réaction de péroxydation et la
formation des peroxydes et des hydropéroxydes à partir des huiles insaturées en
particulier (Pokorny et al., 2001).
Les antioxydants d’origine naturelle semblent contribuer de manière significative à
la prévention des maladies telles que le cancer ou encore des maladies cardio-vasculaires
et neurodégénératives (Prior et Gu, 2005).
Figure 1: Equilibre entre les oxydants et les antioxydants (état physiologique)
35
II. LES ANTIOXYDANTS
2. Classification et mécanisme d’action :
Afin de prévenir l’accumulation excessive des E.O.R, la plante développe un
système de défense enzymatique et un autre non enzymatique. Cette protection est basée
sur plusieurs mécanismes d’action (Simonoff et Simonoff, 1991 ; Zhang et al., 2008):
 Capture directe des radicaux libres assurée par les enzymes antioxydantes ;
 Neutralisation des radicaux formés par les antioxydants naturels, incluant (ChaoChin et al., 2008; Magalhẵes et al., 2008) :

Piégeage des E.O.R et leur transformation en produits plus stables ;

Chélation métallique responsable de la production des E.O.R ;

Inhibition des enzymes oxydatives ;

Extinction des E.O.R.
2.1. Capture directe des radicaux libres :
Ce mécanisme représente le système de défense endogène chez l’animal et la plane ; les
enzymes intervenant dans cette opération sont regroupées dans le tableau 1.
Tableau 1 : Mécanisme d’action des antioxydants d’origine enzymatique.
Enzyme
Mécanisme d’action
Superoxyde dismutase
C’est une métalloprotéine contenant du
(SOD EC 1.15.1.1)
Références
manganèse, cuivre et de zinc.
Simonoff et
Glutathion peroxydase
Elle élimine le radical superoxyde O2•- en le
transformant en peroxyde d’hydrogène
(H2O2).
Elimination du peroxyde d’hydrogène
(GSH-Px EC1.11.1.9.)
(H2O2)
lipidique
Pokorny et
(ROOH), en association avec le glutathion
al. , 2001 ;
pour donner respectivement une molécule
Gapińska et
et
le
hydroperoxyde
d’eau et (ROH).
Catalase
(CAT EC1.11.1.6.)
Glutathion réductase
Transformation du peroxyde d’hydrogène
Simonoff,
1991 ;
al., 2008; Iriti
et Faoro-
(H2O2) en simple molécule d’eau
Water, 2008
Régénération du glutathion réduit (GHS).
Aurousseau,
2002
36
II. LES ANTIOXYDANTS
2.2. Neutralisation des radicaux formés:
Ce groupe d’antioxydants est uniquement exogène, il comprend les métabolites
secondaires d’origine végétale en particuliers : des polyphénols (flavonoïdes, acides
phénoliques, coumarines, des tannins condensés, etc.), caroténoïdes, terpénoides,
tocophérols et vitamines (C et A).
2.2.1. Acide Ascorbique (Vitamine C) :
L’acide ascorbique, appelée également vitamine C (fig. 2), est principalement
présent dans les légumes et les fruits. Il possède un effet antioxydant car il :
 Protège efficacement les protéines sans protéger les lipides (Kraus et al.,
1997).
 Intervient pour régénérer la vitamine E (Fig. 3) (Jore et Ferradine, 1988 ;
Iriti et Faoro-Water, 2008).
 Piège le superoxyde au niveau du cytoplasme (Aurousseau, 2002)
Figure 2: Structure de la vitamine C (Marc et al., 2004).
Figure 3: Régénération de la vitamine E et de la vitamine C (Pincemail et al.,
1999).
2.2.2. Vitamine E :
La vitamine E ou α tocophérol est une vitamine liposoluble membranaire,
abondante dans l’alimentation où elle se trouve en quantité importante dans les huiles
végétales, et en particulier dans le germe de blé (Simonoff et Simonoff, 1991 ; Pokorny
et al ., 2001).
37
II. LES ANTIOXYDANTS
L’α tocophérol est un donneur de H, par l’intermédiaire du radical en position 6 du
noyau chromane (Fig. 4), et permet la formation de peroxydes lipidiques (ROOH), ou de
produit stable, pendant que lui-même se transforme en quinone (α TH, α
tocophérylquinone (TQ)) (fig. 5) selon les réactions suivantes (1 et 2) (Simonoff et
Simonoff, 1991; Pokorny et al ., 2001) :
ROO° + α TH
ROOH + α T°
(1)
ROO° + α TH
ROOH + α TQ
(2)
Figure 4 : Structure de la vitamine E (Marc et al., 2004).
Par son caractère hydrophobe, la vitamine E est un antioxydant très puissant qui
peut s’insérer au sein de la membrane biologique où elle agit :
 De façon directe :
- Elle intervient dans la protection des acides gras insaturés, très sensibles
à l'oxydation du fait de leur structure.
- Elle empêche ainsi la formation des radicaux peroxyles.
- Elle participe également à la protection des structures lipidiques,
notamment celles des membranes des cellules et celles des lipoprotéines (Kraus et al.,
1997).
- Elle inhibe la peroxidation lipidique par piégeage d’oxygène singulet
(Pokorny et al ., 2001).
38
II. LES ANTIOXYDANTS
Figure 5 : Mécanisme d’action de α tocophérol (Pokorny et al., 2001) .
 De façon indirecte: du fait de leur grande affinité pour les radicaux libres,
les lipides insaturés protègent les protéines en se comportant en piège à radicaux libres,
tandis que leur régénération par la vitamine E maintient cette protection (Cheesman
,1987).
2.2.3. Les caroténoïdes:
Les caroténoïdes sont des pigments liposolubles jaunes, oranges ou rouges, dont la
structure de base est une ossature de carotène C40H56 formés de 8 unités isoprènes
(tetraterpènes) (fig. 6.). On distingue plusieurs types de caroténoïdes parmi eux : les
carotènes et les xanthophylles (Pokorny et al., 2001). Les Caroténoïdes sont des
antioxydants naturels efficaces contre les dommages oxydatifs. Leurs principaux
mécanismes d’action sont (Smirnoff, 2005 ; Chao-Chin et al., 2008):
 Piégeage de l’oxygène singulet 1O2 ;
 Inhibition de la peroxidation lipidique.
Les principales molécules caroténoïdiques ayant des activités antioxydantes sont
regroupées dans le tableau suivant :
Tableau 2 : Mécanismes d’actions des caroténoïdes.
Molécule
ß carotène
Lycopène
Lutéine
Mécanisme d’action
Références
-Piégeage de l'oxygène singulet 1O2 et bloquage des réactions en
chaînes. On estime qu’une molécule de -carotène inhibe 1000
molécules de 1O2.
-Inhibition spécifique de la surproduction de peroxyde d’hydrogène.
En présence de basses teneurs en oxygène, elle protège plus
efficacement les lipides que la vitamine E.
Le piégeur d’oxygène singulet le plus efficace est le lycopène (a
activité du ß carotène)
-Inhibe l’oxygène singulet 1O2
-Meilleur protecteur de la peroxydation lipidique suivi du lycopène et
du ß carotène
Pokorny et al.,
2001 ;
Aurousseau,
2002
Palozza et al.,
1995
Foote et al., 1970
Duklay
et
Dubuto, 2002
39
II. LES ANTIOXYDANTS
2.2.4. Les polyphénols :
Les polyphénols constituent un groupe important des métabolites secondaires, très
largement répandus dans le règne végétal. Ils sont reconnus pour leurs multiples
propriétés
biologiques :
anti-inflammatoires,
antimicrobiennes,
antifongiques,
anticancéreuses incluant l’activité antioxydante. Ce Sont des antioxydants naturels
puissants impliqués dans la défense contre les dommages oxydatifs au niveau de la cellule
car ils possèdent des structures chimiques idéales. L’activité antioxydante des
polyphénols est plus puissante que celle des tocophérols et de l’acide ascorbique (Ozsoy
et al., 2008).
Les polyphénols regroupent les principales sous-classes suivantes : les acides
phénoliques, les flavonoïdes, les tannins condensés, les stilbènes et les coumarines.
Plusieurs études ont montré qu’il existe une relation entre la structure et l’activité
antioxydante.
Les actions protectrices des polyphénols peuvent comprendre (Pokorny et al., 2001,
Magalha et al.,2008):

Inhibition des E.O.R (1O2) ;

Piégeage des radicaux libres ;

Chélation des ions métalliques responsables de la production des E.O.R ;

Inhibition des enzymes responsables de la production des E.O.R (exemple :
xanthine oxydase et cyclooxygenase).
2.2.4.1. Les flavonoïdes :
Les flavonoïdes sont des composés naturels qui constituent un groupe majeur de
polyphénols. Ils sont caractérisés par leur structure aromatique C6-C3-C6 (Fig. 7), et qui
contiennent les flavones, les flavonols, les isoflavones ; les flavonones et les chalcones.
Ces composés sont reconnus pour leurs activités antioxydantes. Ils agissent par
(Halliwell, 1994):

Piégeage direct des radicaux libres ;

Inhibition de la peroxydation lipidique ;

Inhibition des enzymes responsables de la production des E.O.R ;

Chélation des ions métalliques responsables de la production des E.O.R.
40
II. LES ANTIOXYDANTS
Figure 7: Structure de base des flavonoïdes (Pokorny et al., 2001).
Généralement
l’activité
antioxydante
des
flavonoïdes
dépend
de
(Fig.8)
(Rice-Evans et al., 1996; Pokorny et al., 2001 ; Nenadis et al., 2004) :

La structure ortho-dihydroxy sur le cycle B

La présence de la double liaison C2-C3 en conjugaison avec la fonction 4-oxo.

La présence du groupe 3-OH en combinaison avec la double liaison C2-C3.

Du nombre et de la position des groupes hydroxylés.

Glycosylation ou non des flavonoïdes. la quercétine possède les trois premiers
critères et généralement elle donne la plus forte activité que les autres flavonoïdes
(fig. 9).
2.2.4.1.1. Piégeage des radicaux libres :
Les flavonoïdes avec leur structure peuvent réagir avec les E.O.R tel que l’anion
superoxyde ; les radicaux: hydroxyle, alkoxyle et peroxyle, par le transfert d’hydrogène,
selon la réaction suivante (3):
(3)
Où R°: représente le radical libre et FL-O : un radical flavonoxy qui peut réagir avec un
autre radical et donner un composé stable (Fig. 10)
Figure 10 : Mécanisme de piégeage d’un radical par les flavonoïdes.
De nombreuses études ont montré qu’il existe des relations entre la structure
chimiques des flavonoïdes et leur capacité à piéger les radicaux libres (Pietta, 2000).
41
II. LES ANTIOXYDANTS
Ainsi la communauté scientifique conclue que les flavonoïdes les plus actifs sont
ceux qui combinent les trois critères suivants (Fig. 8):
1. La structure ortho-dihydroxy sur le cycle B (groupement catéchol)
2. La double liaison C2-C3 en conjugaison avec la fonction 4-oxo.
3. La présence du groupe 3-OH en combinaison avec la double liaison C2-C3. A titre
d’exemple, la quercétine.
2.2.4.1.2. Inhibition de la peroxydation lipidique :
Les flavonoïdes peuvent intervenir dans tous les processus de la peroxydation
lipidique par (Bors et al., 1992):
 Piégeage direct des radicaux alkoxyles et peroxyles ou interruption du processus
de propagation et arrêt de l’oxydation en chaîne.
 Régénération de α tocophérols pendant la réduction de radical α tocophéryl.
2.2.4.1.3. Inhibition des enzymes :
La xanthine oxydase (XO) catalyse l’oxydation de l’hypoxanthine et de la
xanthine en acide urique. Elle est considérée comme une source biologique importante du
radical superoxyde (4) (Pokorny et al., 2001):
(4)
Les flavonoïdes interviennent par le piégeage du radical et ou par l’inhibition de la
xanthine oxydase.
Le mécanisme d’action des flavonoïdes sur cette enzyme dépend de leur structure
chimique et surtout de la double liaison C2-C3 et le groupement hydroxyle en C5 et C7sur
le cycle B (Hanasaki et al., 1994 ; Hu et al.,1995).
2.2.4.1.4. Chélation des ions métalliques :
Les flavonoïdes sont connus de leur propriétés de la chélation des ions métalliques
tel que le fer (Fe2+) et le cuivre (Cu+) qui sont responsables de la production du radical
hydroxyle lors d’une réaction de fenton (5) et de former des complexes métalliques
stables (fig. 11) (Pokorny et al., 2001).
(5)
42
II. LES ANTIOXYDANTS
La capacité des flavonoïdes de chélation est liée à leur structure chimique (RiceEvans et al., 1996). Les sites essentiels pour la chélation des ions métalliques sont (fig.
12):
 Un noyau catéchol sur le cycle B.
 Les groupes 3-hydroxyle et 4-oxo du cycle C.
 Les groupes 4-oxo et 5-hydroxyle entre les cycles A et C.
Les flavonoïdes sont considérés comme des bons chélateurs de ces ions
métalliques (Brown, 1998).
43
Figure 6 : Structure des caroténoïdes (Smirnoff, 2005).
Figure
8:
La
relation
de
l’activité
antioxydante-
structure
(Pokorny et al., 2001 )
Figure 9 : Structure de la quercétine (Marc et al., 2004)
des
flavonoïdes
Figure 11 : Flavonoïdes et leurs mécanismes de chélation métallique proposés par Hudson et
Lewis (1983).
Figure 12: Flavonoïdes et leurs sites proposés pour la chélation des ions métalliques (VanAcker et al., 1996).
III. MATÉRIEL ET MÉTHODES
1. Matériel végétal :
Le matériel végétal étudié dans ce travail est constitué par les différentes parties de
la plante : Feuilles, fleurs, fruits, graines, tiges feuillées, thalle, écorces et racines (Tableau
3). La plupart de ces plantes ont été récoltées durant la période allant du mois de Juin 2007
au mois de Juin 2008, de différentes régions de l’Algérie (Adrar, Ain Sefra, Béchar, Bejaia,
Beni-Abbès, Beni-Saf, ES-Sénia, Ghardaïa, Mecheria, Misserghin, Oran, Ouarsenis et
Tamanrasset). L’identification botanique des plantes est effectuée par le Docteur Marouf
Abderrazak (Maître de conférences à l’université d’Oran –Algérie, laboratoire de biochimie
végétale et des substances naturelles).
Les plantes fraîches ont été séchées, soit à l’air libre, à l’ombre, soit dans une étuve à
une température de 50°C pendant 24 heures puis broyées à l’aide d’un broyeur pour obtenir
une poudre fine.
Tableau 3 : Plantes étudiées, leurs dates et lieux de récolte.
Espèce
Famille
Partie utilisée
Lieu et date de récolte
Acacia raddiana Savi.
Acacia raddiana Savi.
Ajuga iva ssp. pseudo-iva
Fabacées
Fabacées
Lamiacées
Béchar
Béchar
Méchéria
Ajuga iva ssp. pseudo-iva
Lamiacées
Méchéria
Mars 2007
Ammodocus leucotrichus Coss. et
Dur.
Ammodocus leucotrichus Coss. et
Dur.
Aristolochia baetica L.
Astragalus gombo Coss. et Dur
Apiacées
Ecorces
Feuilles
Parties
aériennes
Parties
aériennes
Parties
aériennes
Racines
Date de
récolte
Nov. 2006
Nov. 2006
Mars 2007
Beni Abbès (Marché
local)
Beni Abbès (Marché
local)
Misserghin
Béchar
Ind
Déc. 2007
Mars 2008
Méchéria
Méchéria
Es-Senia
Es-Senia
Marché local
Adrar/
Ouarsenis
Mars 2008
Mars 2008
juin 2006
Juin 2006
Ind
Jan. 2008
Juin 2008
Atractylis humilis L.
Atractylis humilis L.
Atriplex halimus L.
Atriplex halimus L.
Berberis vulgaris L.
Cassia aschrek Forssk.
Cedrus atlantica (Endlicher.)
Manetti
Citrillus colocynthis Schrad.
Citrillus colocynthis Schrad.
Cladonia rangiformis Hoffm.
Corallina officinalis L.
Cymbopogon citratus (D.D.)
Stapf.
Cynoglossum cheirifolium L.
Cynomorium coccineum L.
Deverra scoparia L.
Apiacées
Aristolochiacées
Fabacées
Ind
Astéracées
Astéracées
Chenopodiacées
Chenopodiacées
Berbéridacées
Fabacées
Pinacées
Graines
Parties
aériennes
Racines
Feuilles
Feuilles
Racines
Ecorces
Feuilles
Feuilles
Cucurbitacées
Cucurbitacées
Cladoniacées
Corallinacées
Poacées
Graines
Chaire du fruit
Thalle
Thalle
Feuilles
Ghardaïa
Ghardaïa/
Misserghin
Beni-Saf
Adrar
Nov. 2006
Nov. 2006
Dec. 2007
Juil. 2007
Mai. 2008
Borraginacées
Cynomoriacées
Feuilles
Parties
aériennes
Parties
aériennes
Misserghin
ES-Senia
Fév. 2008
Mai 2008
Béchar
Mars 2008
Apiacées
45
III. MATÉRIEL ET MÉTHODES
Suite du tableau3
Espèce
Ephedra altissima Desf.
Ephedra major Host.
Euphorbia guyoniana Boiss. et
Reuter.
Fagonia cretica L.
Ficus ingens Miq.
Ficus salicifolia Vahl.
Fredolia aretioides Coss. et Dur.
Fredolia aretioides Coss. et Dur.
Globularia alypum L.
Globularia alypum L.
Globularia alypum L.
Haloxylon scoparium Pomel.
Herniaria mauritanica Murb.
Juniperus phoenicea L.
Myrtus nivellei Batt. et Trab.
Olea lapperini Batt. et Trab.
Osyris quadripartita Salzm.
Osyris quadripartita Salzm.
Peganum harmala L.
Pergularia tomentosa L.
Perralderia coronopifolia Coss.
Perralderia coronopifolia Coss.
Pistacia atlantica L.
Pistacia lentiscus L.
Pistacia lentiscus L.
Pistacia lentiscus L.
Pistacia lentiscus L.
Prasium majus L.
Ramalina panizei De Not.
Rhus pentaphylla L.
Rhus pentaphylla L.
Rhus pentaphylla L.
Rhus tripartitum Ucria
Rhus tripartitum Ucria
Rhus tripartitum Ucria
Rosmarinus officinalis L.
Ruta chalepensis L.
Salvadora persica L.
Scorzonera undulata Vahl.
Solanum sodomaeum L.
Solenostemma argel (Del.) Hayne
Tetraclinis articulata (Vahl.)
Masters
Tetraclinis articulata (Vahl.)
Masters
Tetraclinis articulata(Vahl.)
Masters
Tetraclinis articulata (Vahl.)
Masters
Teucrium polium L.
Thapsia garganica L.
Thapsia garganica L.
Famille
Partie utilisée
Parties aériennes
Parties aériennes
Partie aérienne
Lieu et date de
récolte
Misserghin
Méchéria
Béchar
Date de
récolte
Mai 2008
Mars 2008
Mars 2008
Ephedracées
Ephedracées
Euphorbiacées
Zygophyllacées
Moracées
Moracées
Chenopodiacées
Chenopodiacées
Gobulariacées
Gobulariacées
Gobulariacées
Chenopodiacées
Caryophyllacées
Cupressacées
Myrtacées
Oleacées
Santalacées
Santalacées
Zygophyllacées
Asclepiadacées
Astéracées
Astéracées
Anacardiacées
Anacardiacées
Anacardiacées
Anacardiacées
Anacardiacées
Lamiacées
Ramalinacées
Anacardiacées
Anacardiacées
Anacardiacées
Anacardiacées
Anacardiacées
Anacardiacées
Lamiacées
Rutacées
Salvadoracées
Asteracées
Solanacées
Apocynacées
Cupressacées
Parties aériennes
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Racines
Fleurs
Racines
Feuilles
Feuilles, tiges
Parties aériennes
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Fruits immatures
Graines
Feuilles
Fleurs
Feuilles, tiges
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Thalle
Feuilles
Chaire du fruit
Graines
Feuilles
Fruits
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Racines
Graines
Feuilles
Feuilles
Misserghin
Tamanrasset
Tamanrasset
Béchar
Béchar
Bejaia
Bejaia
Misserghin
Béchar
Méchéria
Méchéria
Tamanrasset
Tamanrasset
Misserghin
Misserghin
Méchéria
Ghardaïa
Béchar
Béchar
Ouarsenis
Misserghin
Misserghin
Misserghin
Misserghin
Misserghin
Misserghin
Misserghin
Misserghin
Misserghin
Béchar
Béchar
Tamanrasset
Méchéria
Misserghin
Tamanrasset
Méchéria
Misserghin
Tamanrasset
Misserghin
Mai 2008
Avr. 2008
Avr. 2008
Mars 2008
Mars 2008
Nov. 2006
Nov. 2006
Fév. 2008
Mars 2008
Mars 2008
Mars 2008
Avr. 2008
Avr. 2008
Jan. 2008
Jan. 2008
Fév 2008
Nov. 2006
Mars 2008
Mars 2008
Juin 2008
Nov. 2007
Jan. 2008
Avr. 2008
juin 2007
Mai 2008
Janv. 2008
Nov.2007
Nov.2007
Nov.2007
Mars 2008
Mars 2008
Avr. 2008
Mars 2008
Fév. 2008
Avr. 2008
Juin 1997
2008
Avr. 2008
Nov. 2007
Cupressacées
Feuilles
Misserghin
Jan. 2008
Cupressacées
Feuilles
Misserghin
Avr. 2008
Cupressacées
Feuilles
Lamiacées
Apiacées
Apiacées
Feuilles
Feuilles
Racines
(écorces)
Misserghin
2007
Méchéria
Méchéria
Juin
Mai 2008
Mars 2008
Mars 2008
46
III. MATÉRIEL ET MÉTHODES
Suite du tableau 3
Espèce
Thapsia garganica L.
Famille
Partie utilisée
Apiacées
Lieu et date de
récolte
Méchéria
Date de
récolte
Mars 2008
Es-Sénia
Ain-Sefra
Mai 2008
Mars 2008
Thymelia hirsuta L.
Thymelia microphylla Coss.
et Dur.
Vigna radiata (L.) R. Wilcz.
Warionia saharae Benth. et
Coss.
Withania frutescens (L.)
Pauquy
Zilla macroptera Coss.
Zizyphus lotus (L.) Desf.
Zizyphus lotus (L.) Desf.
Zizyphus lotus (L.) Desf.
Zizyphus lotus (L.) Desf.
Thymeliacées
Thymeliacées
Racines (Partie
centrale)
Parties aériennes
Tiges feuillées
Fabacées
Asteracées
Plantules
Feuilles
Egypte
Ain-Séfra
Ind
Mars 2008
Solanacées
Feuilles
Misserghin
Juin 2006
Brassicacées
Rhamnacées
Rhamnacées
Rhamnacées
Rhamnacées
Béchar
Méchéria
Méchéria
Oran
Oran
Mars 2008
Mars 2008
Mars 2008
Mai 2008
Mai 2008
Zizyphus lotus (L.) Desf.
Ind : indéterminée.
Rhamnacées
Parties aériennes
Graines
Chaire du fruit
Ecorces de la racine
Partie centrale de la
racine
Feuilles
Adrar
Mai 2008
2. Les méthodes d’extraction utilisées :
2.1. Extraction sous reflux :
La poudre végétale est introduite dans un ballon à col rodé de 250 ml, puis extraite
sous reflux à l’aide d’eau distillée, dans la proportion de 10 %. L’extraction est réalisée en
trois étapes de 30 mn chacune. Après chaque étape, l’extrait est refroidi puis filtré sur
papier filtre ou sur coton. A la fin, les extraits sont réunis puis répartis dans des flacons
pour être congelés puis lyophilisés. Les extraits lyophilisés sont conservés à une
température (moins de 4°C) jusqu’à utilisation.
2.2. Macération avec l’éthanol ou le méthanol :
L’organe végétal (racines) est mis dans un Erlenmeyer ou Bécher de 1000 ml, une
quantité déterminée d’éthanol ou de méthanol est alors ajoutée. Le mélange est laissé
macéré sous agitation mécanique et à température ambiante pendant 24 ou 48 heures.
L’extrait obtenu est ensuite évaporé à l’aide d’un évaporateur rotatif jusqu’à obtention d’un
résidu sec éthanolique ou méthanolique de la plante.
NB : on a employé l’extraction sous reflux par l’eau distillée pour tous les échantillons.
Certaines plantes sont extraites par macération (parties aériennes de Cynomorium
coccineum L. et partie centrale des racines Zizyphus lotus) ou par une extraction sous reflux
47
III. MATÉRIEL ET MÉTHODES
par le méthanol (parties aériennes d’Ajuga iva ssp pseudo-iva et feuilles de Globularia
alypum L.).
3. Essai de partage liquide -liquide :
Cette méthode a été employée dans le but de séparer les composés de l’extrait aqueux
en utilisant trois solvants de différentes polarités. Ce fractionnement a été réalisé selon les
étapes suivantes (Fig. 8):
 L’extrait aqueux lyophilisé (2,5g) solubilisé dans 150 ml d’eau distillé est mis dans
une ampoule à décanter.
 On ajoute 150 ml de chloroforme (d=1,4) avec agitation et on le laisse décanter
jusqu’à séparation nette en deux phases. La phase chloroformique (phase inférieure) est
alors soutirée et la phase aqueuse restante est mélangée de nouveau à 150 ml de
chloroforme. Cette opération est répétée trois fois.
 Les fractions chloroformiques sont réunies.
 La phase aqueuse restante est reprise successivement, avec l’acétate d’éthyle
(d=0.9) puis avec le n-butanol (d=0.8) en suivant les mêmes étapes que précédemment.
 Les différentes phases organiques sont alors évaporées à l’aide d’un évaporateur
rotatif (Büchi Rotavapor ; Max. 65°C) tandis que la phase aqueuse est lyophilisée.
Cette opération de partage ne concerne qu’un seul extrait, celui de Myrtus nivellei ayant
donné une bonne activité antioxydante.
La figure 13 résume les étapes de partage liquide–liquide de polarité croissante.
48
III. MATÉRIEL ET MÉTHODES
Figure 13 : Schéma générale de partage liquide –liquide.
4. Préparation des solutions :
La poudre lyophilisée ou évaporée des extraits est pesée et dissoute dans le
méthanol afin d’avoir des solutions méthanoliques d’une concentration de 2mg/ml pour
tous les échantillons.
5. Détermination du potentiel antioxydant:
5.1. Détermination de l’activité antioxydante par le test au DPPH :
5.1.1. Principe du test de DPPH :
L’activité antiradicalaire des extraits a été testée par l’utilisation du radical DPPH
(méthode de Blois (1958) avec quelques modifications). Le DPPH, 2,2’- Diphényl-1picrylhydrazyl (Sigma, C18H12N5O6 ; PM=394.33), est un radical libre stable soluble
dans le méthanol (ou l’éthanol). D’une couleur violette intense, il présente un maximum
absorbance à 517 nm. Lorsque une molécule antioxydante réduit le radical DPPH, la
couleur violette disparaît rapidement pour donner une couleur jaune pale), selon la réaction
suivante (Pokorny et al., 2001 ; Roginsky et Lissi, 2005) :
DPPH°+ (AH) n-----DPPH-H+ (A°) n
49
III. MATÉRIEL ET MÉTHODES
Où (AH) n : représente une molécule capable de réduire (céder un atome d’hydrogène au
radical DPPH°) le radical DPPH° violet au DPPH-H (DPPH réduit) d’une couleur jaune
pale (Fig. 14).
Le test peut s’effectuer par :
 bioautographie sur des plaques CCM en utilisant le DPPH comme pulvérisateur
(identification qualitative) ;
 ou par un dosage spectrophotométrie (test quantitatif).
Figure 14 : Structure de 2-2 Diphényl-1-picrylhydrozyl libre et sa forme réduite (Dangles
et al., 2000)..
5.1.2. Réduction de radical libre DPPH par bioautographie :
Les extraits aqueux ont été déposés à la même concentration (50 µg) sur des plaques
de couche mince de gel de silice F254 (Merck) sur support d’aluminium, puis séparés à
l’aide du système de solvants suivant : Chloroforme-acide acétique-acide formique-eau
distillée (100 :11 : 11 :26). Après développement et séchage ; les plaques sont pulvérisées à
l’aide d’une solution de DPPH à 0.2 % dans le méthanol. Les plaques sont examinées après
30 mn à l’œil nue (Domınguez et al., 2005).
5.1.3. Réduction du radical libre DPPH par dosage spectrophotométrie:
Cette méthode concerne uniquement les extraits ayant montré une activité
antiradicalaire par bioautographie. L’activité antioxydante des extraits in vitro a été testée
selon la méthode de Blois, (1958) avec quelques modifications. Le test est effectué selon
les étapes suivantes :
50
III. MATÉRIEL ET MÉTHODES

Préparation de la solution de DPPH :
Le DPPH a été solubilisé dans le méthanol absolu pour avoir une solution d’une
concentration de 6.10-5M.
 Préparation des extraits :
Les extraits aqueux lyophilisés dissous dans le méthanol à une concentration de 2
mg/ml, ont été dilués à différentes concentrations croissantes (10-20-30-40-50 µg / ml).
 Détermination du potentiel antioxydant :
La détermination de pouvoir antioxydant est basée sur la réaction entre l’oxydant et
l'antioxydant. Le spectrophotomètre est calibré à l’aide d’un blanc constitué de méthanol
pur à une longueur d’onde de 517 nm ;
50 µl l‘extrait dilué dans le méthanol.
+
1950 µl de la solution de DPPH (6.10-5 M).
Vortexer le mélange et laisser reposer à la température ambiante
et à l’obscurité pendant 60mn.
La lecture de la densité optique (DO) est effectuée à la longueur d’onde
λ =517nm
L’acide ascorbique, la quercétine ainsi que le BHA (Butyl-hydroxyanisole) sont utilisés
comme témoins positifs.
 Le pourcentage d’inhibition de l’extrait est calculé selon l’équation suivante :
IP = A témoin (-) - A extrait/ A témoin (-) × 100.
Où A témoin (-) : Absorbance du témoin négatif ; ce dernier contient du DPPH et
du méthanol sans extrait.
A extrait : Absorbance en présence de l’extrait.
Les résultats sont exprimés par la moyenne de trois mesures ± standard de
déviation.
51
III. MATÉRIEL ET MÉTHODES
Le pourcentage d’inhibition est finalement exprimé sous forme d’IC5O
(concentration permettant d’obtenir 50 % d’inhibition). Celle-ci est calculée à partir d’une
droite de régression établie à l’aide des pourcentages d’inhibition (IP) enregistrés en
fonction de la concentration de l'extrait.
5.2. Détermination de l’activité antioxydante par test au ß-carotène :
5.2.1. Le principe de test au ß-carotène :
Le béta-carotène ou provitamine A (Sigma, PM=563.89), est un précurseur de la
vitamine A, ayant une propriété antioxydante (Pelli et Lyly, 2003). Le principe de ce test
est basé sur l’inhibition de l’oxydation de bêta carotène (Pokorny et al., 2001).
5.2.2. Test au ß-Carotène par bioautographie :
Les plaques CCM ont été préparées de la même manière que pour le test DPPH,
ensuite on pulvérise la plaque de façon homogène par la solution de ß-Carotène dissout
dans le chloroforme à 0.05 % (p/v), La plaque est ensuite laissée à la lumière de jour
jusqu’à l’apparition des taches de décoloration. Les bandes ayant une activité apparaissent
en jaune sur fond blanc (Domınguez et al., 2005).
6. Etudes phytochimiques :
6.1. Identification des phytoconstituants par la chromatographie analytique sur
couche mince (CCM) :
 Principe :
L’identification des phytoconstituants des extraits actifs est faite sur plaques de
couche mince en phase normale où la phase stationnaire utilisée est le gel de silice non
hydraté (Silicagel 60 F254, 0.25mm d’épaisseur) sur un support en aluminium (Merck), la
phase mobile est constituée d’un mélange des solvants située au fond de la cuve. Les
systèmes employés diffèrent d’une identification à l’autre (Tableau 4). Après le dépôt des
extraits sur plaque CCM et séchage à l’aide d’un sèche cheveux, la plaque est trempée dans
un système adéquat dans la cuve qui doit être préalablement saturée par les vapeurs de la
phase mobile. Le développement se fait par l’effet de capillarité. A la fin de la séparation,
les plaques sont séchées et on procède à la détection des produits, principalement par :
 la visualisation sous UV à254 nm et à 365nm avant révélation ;
 la pulvérisation d’un révélateur approprié (Tableau 5);
52
III. MATÉRIEL ET MÉTHODES
 L'Observation sous UV et/ou au visible, selon les réactifs.
Tableau 4 : Phytoconstituants et systèmes de développement correspondants (Wagner et
Bladt, 1996)
Phytoconstituant
Système d'élution
Flavonoïdes
Acides Phénoliques
Terpènoides
Glycosides cardiotoniques
Sesquiterpènes lactones
Alcaloïdes
Saponines
Coumarines
AcOEt-HCOOH-AcOH-H2O (100 :11 :11 :26).
Benzène- AcOH (9 :1).
AcOEt-HCOOH-AcOH-H2O (100 :11 :11 :26).
AcOEt – MeOH -H2O (100 :13.5 :10)
AcOEt-HCOOH-AcOH-H2O (100 :11 :11 :26).
CH2Cl2- MeOH – NH4OH (95 :5 :0.5)
CHCl3- MeOH -H2O (64 :40 :8).
-AcOEt-HCOOH-ACOH-H2O (100 :11 :11 :26) .
-ACOH 10% (H2O).
AcOEt-HCOOH-AcOH-H2O (100 :11 :11 :26).
AcOEt-MeOH-H2O (100 :17 :13)
CHCl3-MeOH-H2O (70 :30 :4)
Dérivés anthracéniques
Quinones
Lignanes
Tableau 5 : Phytoconstituants et leurs révélateurs spécifiques (Wagner et Bladt, 1996)
Suite du tableau 5
Phytoconstituant
Acides Phénoliques**
Alcaloïdes
Coumarines (gel de
cellulose)
Coumarines
Dérivés anthracéniques
Révélateur et mode de
révélation
Follin- Ciocalteu*1.
Pulvériser et noter les
spots après 2mn mettre la
plaque dans une cuve
remplie d’une solution
d’ammoniaque jusqu’à ce
que le fond jaune se
décolore.
-Dragendorff ;
KOH *2.
Pulvériser les plaques et
les chauffer au pistolet
thermique jusqu’à
l’apparition des couleurs.
KOH ;
Pulvériser et chauffer par
un pistolet thermique.
Evaluation
Avant révélation
Après révélation
-Sous UV à 254 nm :
donne une extinction.
-Sous UV à 365 nm:
Fluorescence bleue, bleu
verdâtre,
-Au visible : donne
une Couleur bleue
noire.
-Sous UV à 254nm : donne
une extinction.
-Sous UV à 365 nm: une
fluorescence bleue, bleue
verte, violette ou jaune.
Au visible: une
couleur brune ou
orange brunâtre
apparaît
immédiatement après
la révélation.
-
Toute une fluorescence
sous UV à 365 nm
-A254 nm: présente une
extinction.
-A365nm: présente une
fluorescence bleue intense,
(1), jaune, brune, bleue ou
bleu-verdâtre (2).
-A 254 nm: présente une
extinction.
-A 365 nm: présente une
fluorescence jaune ou rouge
brunâtre.
A365nm:
Intensification de la
fluorescence
-Au visible donne
une couleur rouge.
-A365nm : donne une
fluorescence rouge.
53
III. MATÉRIEL ET MÉTHODES
Phytoconstituant
Révélateur et mode de
révélation
Flavonoïdes
Neu *3;
Pulvériser et chauffer la
plaque à l’aide d’un sèche
cheveux.
Glycosides
cardiotoniques
Chlorure d’antimoine III
(SbCl3)*4.
Pulvériser et chauffer
pendant 8-10mn à110°C au
pistolet thermique.
Lignanes
-vanilline H2SO4 ;
Quinones libres
KOH
Saponines
Komarowsky ;
Pulvériser et chauffer la
plaque par un pistolet
thermique.
Sesquiterpènes
lactones
Zimmermann.
Pulvériser la plaque avec la
solution A puis B.
Terpénoïdes
Anisaldehyde
Evaluation
Avant révélation
Après révélation
-Sous UV à 254
nm :
donne une
extinction - Sous
UV à 365 nm:
fluorescence jaune
à jaune verdâtre.
-Sous UV à
254nm : une légère
extinction.
-Sous UV à 365
nm: pas de
fluorescence.
-Sous UV à 365 nm:
fluorescence jaune
orange à orange et jaune
vert à jaune.
-Sous UV254 :
présente une
extinction.
-A 365 nm:
présente une
fluorescence
Sous UV254 :
présente une
extinction.
-A 365 nm:
présente une
fluorescence
-Sous UV à 254nm:
donne une
extinction.
-Sous UV à365 nm:
pas de fluorescence
-Sous UV à
254nm : donne une
extinction.
-Sous UVà365 nm:
pas de fluorescence.
-Sous UV à
254nm : donne une
extinction
-Au visible : donne une
couleur verte, violette ou
brune.
-Sous UV365nm : la
fluorescence est variable
selon les composés :
Au visible donne une
couleur violette
rougeâtre.
A365nm : donne une
fluorescence rouge
-Au visible donne une
couleur rouge
-Au visible donne une
couleur brune grisâtre.
-Au visible : donne une
couleur violette grisâtre.
-A 365 nm donne une
extinction.
-Au visible : donne une
Couleur violette.
*1 : Réactif de Follin-Ciocalteu peut révéler aussi guanine et donne au visible une couleur bleu- verdâtre,
*2 : les anthrones et les anthranols présentent une coloration jaune intense par KOH, les acides phénoliques
apparaissent bleu ou bleu vert (ex : acide caféique et acide chlorogénique) et les coumarines donnent une
couleur bleue intense, *3: Réactif de Neu révèle les flavonoïdes, les coumarines, les acides phénoliques et
certains terpénoides, *4 : Réactif de Chlorure d’antimoineIII colore aussi les di et triterpènes en rouge à
bleu, (1) : coumarines simples, (2) : furano et pyranocoumarines, ** : Fry, 1988.
NB : les CCM se font sur gel de silice 60F254 sauf mention contraire.
54
III. MATÉRIEL ET MÉTHODES
6.2. Dosage des polyphénols :
6.2.1. Principe:
La teneur en polyphénols totaux est estimée par la méthode de Folin–Ciocalteu (Singleton
et Rossi, 1965) avec quelques modifications mineures. Cette méthode est basée sur la
réaction d’oxydoréduction entre des phénols présents dans les extraits et le réactif de Folin–
Ciocalteu (Merck). Ce dernier oxyde les phénols en ions phénolates et transformé en un
complexe molybdotungstique. Cette coloration est dosée par spectrophotométrie à une
longueur d’onde λ=765nm. L'absorbance est proportionnelle à la quantité de phénols
presents (Ribéreau-Gayon, 1968).
6.2.2. Protocole :
Le dosage est réalisé selon le protocole suivant :
 100 µl d’extrait sont ajoutés à 500 µl de réactif de Folin-Ciocalteu dilué (1/10
dissout dans l'eau distillée). Le mélange est agité par vortex et laissé à l’obscurité
pendant 5 mn et à température ambiante.
 Ensuite 1.5 ml de carbonate de sodium saturé (2 %, dissout dans l'eau distillée) sont
additionnés avec agitation.
 Après incubation pendant une heure, la lecture de l’absorbance est effectuée au
spectrophotomètre UV-Visible (8500 P Double-BEAM spectrophotometer)
à 765nm.
Les quantités de polyphénols totaux sont exprimées en mg d’équivalents d’acide
gallique par gramme d’extrait lyophilisé (mg AG/g MS) à partir d’une courbe d’étalonnage
linéaire (y = ax + b) préparée à l’aide d’acide gallique à différentes concentrations (4,769,52-14,2-19 et 23,8 µg /ml) dans les mêmes conditions que l'échantillon.
6.3. Dosages des flavonoïdes:
 Protocole :
L‘essai spectrophotomètre pour la détermination quantitative des flavonoïdes des
extraits a été effectuée selon la méthode colorimétrique décrite par (Kim et al., 2003) avec
quelques modifications. Le dosage est réalisé selon les étapes suivantes:
 A 500 µl d’extrait, on ajoute 1500 µl d’eau distillée.
 À temps Zéro, 150 µl de NaNo2 5% (dissout dans l'eau distillée) sont ajoutés.
55
III. MATÉRIEL ET MÉTHODES
 Après 5 mn, 150 µl d'une solution d'AlCl3 à 10% (dissout dans le MeOH) sont
additionnés.
 Après 11 mn, 500 µl de NaOH (1M, dissout dans l'eau distillée)) sont ajoutés. Le
mélange est agité au Vortex,
 La lecture de l’absorbance est effectuée immédiatement à 510 nm.
Une gamme d’étalon est réalisée avec la catéchine (Fluka) (5-10-15 et 25 µg/ml).
Les résultats sont exprimées en mg d’équivalents de catéchine par gramme d’extrait
lyophilisé (mg EC/ g d’extrait lyophilisé).
7. Etude statistique :
L’analyse statistique a été réalisée par logiciel Microsoft Excel 2003. Toutes les
expériences ont été faites en triples. Les résultats ont été représentés par la moyenne avec
son standard de déviation calculée sur la moyenne de trois répétitions pour l'activité
antioxydante et pour le dosage des polyphénols et des flavonoïdes.
Les données expérimentales sont présentées sous forme d'histogramme pour l'activité
et sous forme des courbes pour les étalons et l'activité antioxydante.
Le coefficient de corrélation R2 entre les densités optiques et les concentrations pour
les étalons est calculé à l'aide du logiciel Microsoft Excel 2003.
56
IV. RÉSULTATS
1. Détermination du potentiel antioxydant:
1.1. Détermination de l’activité antioxydante par bioautographie :
Le test de l’activité antioxydante est effectué par deux méthodes :
-
Test de DPPH ;
-
Test de -carotène.
 Test de DPPH :
Les chromatogrammes des différents extraits révélés par DPPH présentent des
bandes jaunes sur un fond violet ce qui indique que ces substances sont capables de
réduire le radical DPPH.
Certains de ces produits apparaissent instantanément, par contre, les autres produits
apparaissent après 30 mn (fig.15).
Parmi les 80 extraits testés, 53 ont manifesté la capacité de réduire le radical DPPH.
Les résultats obtenus avec les différents extraits sont regroupés dans le tableau 6.
58
IV. RÉSULTATS
Figure 15: Screening de l’activité antioxydante par bioautographie des extraits végétaux en utilisant le DPPH
comme révélateur: 1: A. raddiana (écorces), 2: A. raddiana (feuilles), 3: G. alypum (fleurs), 4: G. alypum (racines), 5 :
A. halimus (racines), 6 : A. halimus (feuilles), 7 : P. lentiscus, 8: T. articulata, 9 :C. officinalis, 10 : P. tomentosa,11: R.
pentaphylla (feuilles), 12: C. rangiformis, 13: C. colocynthis (graines), 14 : W. frutescens,15: S. sodomaeum, 16: A.
leucotrichus (parties aériennes), 17: A.. baetica, 18: R. panizei, 19: O. quadripartita (feuilles), 20: C. aschrek, 21: R.
pentaphylla (chaire de fruit), 22: R. pentaphylla (graines), 23: O. quadripartita (fruits immatures), 24: G. alypum
(feuilles), 25: A. iva, 26: A. leucotrichus (racines), 27: B. vulgaris, 28: C. colocynthis (chaire de fruit), 29: C.
cheirifolium, 30: R. chalepensis, 31: W. saharae, 32: P. harmala, 33: A.. gombo, 34: A. humilis (feuilles), 35: A.
humilis (racines), 36: D. scoparia, 37: E. major,38: F. ingens, 39: F. salicifolia, 40: F. aretioides (feuilles), 41: F.
aretioides (racines), 42: H. scoparium, 43: H. moritanica, 44: J. phoenicea, 45: M. nivellei, 46: O. lapperini, 47: P
coronopifolia (feuilles), 48: P coronopifolia (fleurs), 49: R. tripartitum (feuilles-Béchar), 50: R. tripartitum (fruitsBéchar), 51: R. tripartitum (feuilles-Tamanrasset), 52: S. persica, 53: S. argel, 54: T. garganica (feuilles), 55: T
garganica (parties centrals), 56: T. garganica (écorces), 57: T. microphylla, 58: Z. macroptera, 59: Z. lotus (chaire de
fruit), 60: Z. lotus (graines), 61: C. citratus, 62: T. polium, 63: Z. lotus (feuilles).
59
IV. RÉSULTATS
 Test de ß carotène :
Les résultats de la bioautographie utilisant le ß-carotène comme réactif présentent
des bandes jaunes de différents Rf sur un fond blanc (Fig. 16), suggérant que ces
substances possèdent une activité antioxydante. L’ensemble de ces résultats est récapitulé
au tableau 6.
Figure 16 : Screening de l’activité antioxydante par bioautographie (testée à l’aide du -carotène) des
extraits bruts de différentes plantes et différentes parties. 1 : A. raddiana (écorces); 2: A. raddiana
(feuilles); 3: G. alypum (fleurs); 4: G. alypum (racines) , 5 : A. halimus (racines), 6 : A. halimus (feuilles),
7 : P. lentiscus ; 8: T. articulata ; 9 :C. officinalis, 10 : P. tomentosa ;11: R. pentaphylla (feuilles) ;12: C.
rangiformis ; 13: C. colocynthis ; 14 : W. frutescens ; 15: S. sodomaeum ; 16: A. leucotrichus, 17: A..
gombo, 18: A. humilis (feuilles), 19: A. humilis (racines), 20: D. scoparia, 21: E. major,22: F. ingens, 23:
F. salicifolia, 24: F. aretioides (feuilles), 25: F. aretioides (racines), 26: H. scoparium, 27: H. moritanica,
28: J. phoenicea, 29: M. nivellei, 30: O. lapperini, 31: P coronopifolia (feuilles), 32: P coronopifolia
(fleurs), 33: R. tripartitum (feuilles-Béchar), 34 : E. altissima, 35 : G. alypum, 36 : T. hirsuta.
60
IV. RÉSULTATS
Tableau 6 : Screening du potentiel antioxydant de 80 extraits de 56 plantes par bioautographie
(test antioxydant contre le DPPH et test de -carotène.). Tous les extraits ont été obtenus par
extraction aqueuse puis lyophilisés, sauf mention contraire.
Espèces
Parties de la
plante
Nombre des spots actifs
Rf des spots actifs
Test DPPH
Test ßcarotène
Test DPPH
Test ßcarotène
Acacia raddiana
Ecorces
2
2
0.86 ; 0.74
0.88 ; 0.76
Acacia raddiana
Feuilles
1
1
0.00
0.00
Ajuga iva
1
1
0.48
0.49
Ammodaucus
leucotrichus
Astragalus gombo
Parties
aériennes
Parties
aériennes
Feuilles
1
1
0.2
0.2
-
1
-
0.33
Atractylis humilis
Racines
1
2
0.4 ; 0.18
Atriplex halimus
Feuilles
-
-
0.44, 0.00
(ins)
-
Berberis vulgaris
Ecorces
3
3
Cedrus atlantica
Feuilles
1
-
0.63 ;
0.57 ; 0.32.
0.08
0.63, 0.57,
0.30.
-
Citrillus colocynthis
Graines
1
-
0.00
-
Citrillus colocynthis
1
-
0.1
-
Cladonia rangiformis
Chaire du
fruit
Thalle
1
1
0.93 ins
0.93
Cymbopogon citratus
Feuilles
-
-
-
-
Cynoglossum
cheirifolium
Cynomorium
coccineum (EtOH)
Feuilles
1
-
0.025
-
Parties
aériennes
3
2
0.15, 0.00.
Cynomorium
coccineum
Ephedra altissima
Parties
aériennes
Feuilles
-
-
0.95 ins ;
0.75 ins ;
0.36
-
1
1
0.00 ins
0.03
Ephedra major
Feuilles
2
1
0.00
Euphorbia guyoniana
Racines
1
1
0.12, 0.00
(ins)
0.47
Ficus ingens
Feuilles
3
2
0.41 ; 0.08
Fredolia aretioides
Racines
2
1
Globularia alypum
Fleurs
2
2
Globularia alypum
Racines
2
2
Globularia alypum
Feuilles
5
2
Globularia alypum
(MeOH)
Feuilles
1
3
0.44, 0.12,
0.00
0.48, 0.00
(ins)
0.35, 0.00
(ins).
0.35, 0.00
(ins).
0.61 ; 0.26
; 0.20; 0.1 ;
; 0.00 ins.
0.61 ins
-
-
0.4
0.42.
0.25 ; 0.23
0.26 ; 0.22
0.61, 0.00.
0.57 ; 0.4 ;
0.17.
61
IV. RÉSULTATS
Suite du tableau 6
Espèces
Parties de la
plante
Nombre des spots actifs
Rf des spots actifs
Test DPPH
Test carotène
Test DPPH
Test carotène
0.5
0.43
0.31.
0.17
Haloxylon scoparium
Parties
aériennes
2
3
0.38, 0.37
(ins)
Herniaria moritanica
-
1
-
Juniperus phoenicea
Parties
aériennes
Feuilles
2
2
Myrtus nivellei
Feuilles
4
3
Olea lapperini
Feuilles
1
2
0.91. 0.00
(ins)
0.88, 0.52,
0.38, 0.00
(ins)
0.59 (ins)
Osyris quadripartita
Feuilles
5
2
Osyris quadripartita
1
1
Peganum harmala
Fruits
immatures
Graines
2
1
Pergularia tomentosa
Feuilles
2
2
Perralderia
coronopifolia
Pistacia atlantica
(Mai)
Fleurs
1
1
Feuilles
5
4
0.93 ; 0.69 ;
0.64 ; 0.41 ;
0.32 (ins)
Pistacia lentiscus
(Juin)
Feuilles
5
5
Prasium majus
Rhus pentaphylla
Feuilles
Feuilles
1
3
1
3
Rhus pentaphylla
1
-
Rhus pentaphylla
Rhus tripartitum*
Chaire de
fruit
Graines
Feuilles
0.82 ; 0.46 ;
0.37
; 0.20 ; 0.14
(ins)
0.34 ins
0.38 ; 0.25 ;
0.00 (ins).
0.087 ins
1
2
1
2
Rhus tripartitum*
Rhus tripartitum**
Fruits
Feuilles
1
1
1
0.85 ; 0.69 ;
0.59 ; 0.29 ;
0.01 (ins)
0.00 (ins).
0.58 ; 0.07
(ins).
0.82 ; 0.37
ins
0.8 (ins)
0.1 ins
0.43, 0.00
(ins)
0.00 (ins)
0.00 (ins)
0.88
0.00
0.55
0.4
0.03 (ins).
0.57
0.3
0.8 ; 0.36
0.00
0.53.
0.82 ; 0.37
0.83
0.85
0.56
0.35
0.28
0.84 ; 0.47 ;
0.39 ; 0.20 ;
0.15
0.33
0.39 ; 0.27 ;
0.00
0.96
0.41
0.00
0.4
0.00
62
IV. RÉSULTATS
Suite du tableau 6:
Espèces
Parties de la
plante
Test DPPH
Test -carotène
Test DPPH
Test -carotène
Rosmarinus
officinalis
Feuilles
4
4
0.98 ins, 0.78
0.72 ins, 0.5
ins
Ruta
chalepensis
Scorzonera
undulata
Solanum
sodomaeum
Tetraclinis
articulata
(Juin)
Teucrium
polium
Thapsia
garganica
Thapsia
garganica
Thymelia
hirsuta
Feuilles
1
1
0.37 ins
0.87
0.62
0.45
0.4 (ins)
0.35
Racines
2
-
Graines
1
1
0.21 ; 0.13
(ins)
0.3 ins
Feuilles
2
2
0.84 ; 0.00
(ins).
0.85 ; 0.00
Feuilles
1
2
0.36 ins
Feuilles
1
1
0.62 (ins)
0.25
0.00 (ins)
0.56 ins
Racines
(écorces)
Parties
aériennes
2
1
0.95 ins
3
1
Feuilles
1
1
0.83, 0.00
(ins).
0.52 ins
0.29
0.00 ins
0.44 ins
Feuilles
1
-
0.00 ins
-
Ecorces de la
racine
Partie centrale
de la racine
Feuilles
1
1
0.064 ins
0.00
1
1
0.064 ins
0.00
1
2
0.38 ins
0.27 ins, 0.00.
Warionia
saharae
Withania
frutescens
Zizyphus lotus
Zizyphus lotus
(MeOH)
Zizyphus lotus
Nombre des spots actifs
Rf des spots actifs
0.51
0.03 ins
0.41.
-: Résultats négatifs, ins : les spots apparaissent instantanément, (ins) : Instantanément pour tous
les spots, *: Prélèvement réalisé à Béchar, **: Prélèvement réalisé à Tamanrasset.
NB: Les extraits non mentionnés dans le tableau 6 n’ont pas donné des résultats avec le
radical DPPH et même avec le test carotène.
63
IV. RÉSULTATS
Les constituants à activité antioxydante de quatre fractions issues de partage liquideliquide de l'extrait aqueux des feuilles de Myrtus nivellei sont repérés par leur coloration
jaune sur un fond violet. Ainsi, les fractions acétate d’éthyle et n-butanol présentent le
plus grand nombre de bandes actives comme le montre la figure 17, tableau 7.
Figure 17: Plaque de CCM révélée par DPPH présentant des spots à activité antiradicalaire chez
les fractions issues du partage liquide-liquide de l’extrait aqueux des feuilles de Myrtus nivellei.
a : fraction chloroformique ; b : fraction acétate d’éthyle ; c : fraction n-butanolique ; d : fraction
aqueuse.
Tableau 7 : Résultats du test antioxydant sur les fractions issues du partage liquide-liquide
de l’extrait aqueux des feuilles de Myrtus nivellei.
Fraction
Nombre des spots actifs
Test DPPH
Test ß-carotène
Chloroformique
Acétate d’éthyle
1
6
1
4
n- butanolique
6
2
Aqueuse
1
-
Rf des spots actifs
Test DPPH
Test ß-carotène
0.93 ins.
0.9 ; 0.72 ; 0.5 ;
0.37 ; 0.2 ; 0.08
(ins).
0.87 ; 0.6 ; 0.69 ;
0.56 ; 0.5;0.00
(ins)
0.08 ins.
0.87 ins.
0.83 ; 0.56 ;
0.45 ; 0.38 (ins).
0.38 ; 0.00 (ins).
-
64
IV. RÉSULTATS
1.2. Réduction du radical libre 2,2-diphényl-1-picrylhydrazyl (DPPH) par dosage
spectrophotométrique:
 Résultats du test antioxydant sur les extraits végétaux actifs testés par
bioautographie:
L’activité antioxydante mise en évidence par le test DPPH sur les extraits concernés
exprimée par leur IC50, et qui est déterminée graphiquement à partir des droites
représentant les pourcentages d’inhibition en fonction des concentrations croissantes
représentant la moyenne de trois tests séparés. Les résultats sont regroupés dans le
tableau 8.
La valeur d’IC50 exprime la concentration de l’extrait nécessaire pour diminuer
l’absorbance du DPPH de 50 % (inhibition de DPPH à 50 %).
Les valeurs d’IC50 des extraits ont été comparées aux IC50 de substances de
références qui sont : La quercétine, l’acide ascorbique et le BHA et qui ont montré
Pourcentage d'inhibition (%)
respectivement une IC50 de 1.667 ; 2.668 ; 4.158 µg/ml (fig. 18, 19 et 20).
y = 6,7797x + 38,684
2
R = 0,8471
120,00
100,00
80,00
60,00
40,00
20,00
0,00
0
2
4
6
8
10
12
Concentration (µg/ml)
Figure 18 : Courbe représentant le pourcentage d'inhibition du radical DPPH en fonction
de la concentration en quercétine.
65
Pourcentage d'inhibition (%)
IV. RÉSULTATS
y = 7,8909x + 28,945
R2 = 0,9119
120,00
100,00
80,00
60,00
40,00
20,00
0,00
0
2
4
6
8
Concentration (µg/ml)
10
12
Figure 19 : Courbe représentant le pourcentage d'inhibition du radical DPPH en fonction de la
Pourcentage d'inhibition (%)
concentration en acide ascorbique.
y = 5,0767x + 28,927
2
R = 0,8915
90,00
80,00
70,00
60,00
50,00
40,00
30,00
20,00
10,00
0,00
0
2
4
6
8
Concentration (µg/ml)
10
12
Figure 20 : Courbe représentant le pourcentage d'inhibition du radical DPPH en fonction
de la concentration en BHA.
Les IC 50 des extraits actifs sont représentés dans le tableau 8
66
IV. RÉSULTATS
Tableau 8 : Valeurs d’IC50 et des teneurs en polyphénols et en flavonoïdes de 56 extraits
actifs appartenant à 42 plantes.
Espèces
Partie
utilisée
IC50
Acacia raddiana
Acacia raddiana
Ajuga iva
Ecorces
Feuilles
Parties
aériennes
Parties
aériennes
Racines
Feuilles
Ecorces
Feuilles
Graines
Chaire du
fruit
Thalle
Ammodaucus
leucotrichus
Atractylis humilis
Atriplex halimus
Berberis vulgaris
Cedrus atlantica
Citrillus colocynthis
Citrillus colocynthis
Cladonia
rangiformis
Cymbopogon
citratus
Cynoglossum
cheirifolium
Cynomorium
coccineum
Cynomorium
coccineum (EtOH)
Ephedra altissima
Ephedra major
Euphorbia
guyoniana
Ficus ingens
Fredolia aretioides
Globularia alypum
Globularia alypum
Globularia alypum
Globularia alypum
µg/ml
Teneur en polyphénols
(mg d’acide gallique/g de
l’extrait lyophilisé)
Teneur en flavonoïdes
(mg de catéchine/g de
l’extrait lyophilisé)
7,36 ± 0,19
17,11 ± 1,55
358,49 ± 10,21
266,82 ± 9,14
72,34 ± 6,26
61,38 ± 4,92
115,36 ± 11,28
21,52 ± 2,02
17,23 ± 0,87
45,73 ± 1,07
46,77 ± 5,84
15,48 ± 0,68
74,30 ± 0,46
30,12 ± 6,9
40,33 ± 0,20
24,83 ± 1,99
118,93 ± 25,61
349,49 ± 57,45
63,91 ± 5,00
16,50 ± 0,89
121,76 ± 8,82
97,09 ± 3,29
37,42 ± 2,22
32,24 ± 5,22
16,83 ± 3,66
16,41 ± 2,24
23,92 ± 0,63
27,60 ± 1,67
12,44 ± 0,06
11,37 ± 0,71
214,08 ± 83,05
36,76 ± 2,24
10,09 ± 0,20
Feuilles
136,78 ± 13,13
62,99 ± 3,93
34,49 ± 4,80
Feuilles
80,32 ± 1,57
48,38 ± 1,24
17,47 ± 0,90
Parties
aériennes
Parties
aériennes
Feuilles
Feuilles
Feuilles
13,47 ± 2,26
75,69 ± 3,65
39,19 ± 2,07
4,09 ± 0,61
406,38 ± 1,99
109,47 ± 33,79
12,01 ± 0,23
30,83 ± 0,48
44,00 ± 2,11
107,18 ± 1,39
130,15 ± 7,51
54,90 ± 3,46
41,27 ± 2,23
21,69 ± 1,09
21,49 ± 1,34
Feuilles
Racines
Fleurs
Racines
Feuilles
Feuilles
46,79 ± 0,21
53,79 ± 0,63
25,50 ± 1,32
19,40 ± 0,12
24,43 ± 0,85
16,23 ± 0,24
115,06 ± 8,95
110,92 ± 6,34
103,75 ± 7,91
210,79 ± 9,22
112,01 ± 6,16
147,16 ± 3,40
37,29 ± 4,46
16,98 ± 3,14
40,87 ± 0,50
66,82 ± 6,56
42,31 ± 4,35
99,64 ± 12,60
Feuilles,
tiges
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Fruits
immatures
54,53 ± 0,90
163,16 ± 7,05
38,90 ± 7,42
21,98 ± 0,57
4,90 ± 0,52
28,85 ± 1,26
4,80 ± 0,53
39,20 ± 1,30
199,66 ± 7,32
242,68 ± 9,79
172,95 ± 7,26
438,99 ± 7,52
109,49 ± 11,07
48,54 ± 10,65
28,53 ± 4,51
72,94 ± 9,44
72,09 ± 1,60
16,95 ± 1,93
(MeOH)
Haloxylon scoparium
Juniperus phoenicea
Myrtus nivellei
Olea lapperini
Osyris quadripartita
Osyris quadripartita
67
IV. RÉSULTATS
Suite du tableau 8:
Espèces
Partie
utilisée
IC50
µg/ml
Teneur en polyphénols
(mg d’acide gallique/g
de l’extrait lyophilisé)
Teneur en flavonoïdes
(mg de catéchine/g de
l’extrait lyophilisé)
Peganum harmala
Pergularia tomentosa
Perralderia
coronopifolia
Pistacia atlantica
Pistacia lentiscus (juin)
Prasium majus
Graines
Feuilles
Fleurs
111,33 ± 13,48
183,45 ± 85,71
56,65 ± 1,49
72,78 ± 2,51
42,46 ± 3,09
99,35 ± 5,85
15,24 ± 1,76
11,80 ± 0,48
29,80 ± 5,33
Feuilles
Feuilles
Feuilles
2,90 ± 0,07
4,47 ± 0,07
64,47 ± 4,32
391,93 ± 28,04
349,84 ± 21,79
71,39 ± 2,71
59,27 ± 0,78
54,24 ± 4,82
32,34 ± 6,75
Rhus pentaphylla
Rhus pentaphylla
Rhus pentaphylla
Rhus tripartitum*
Rhus tripartitum*
Rhus tripartitum **
Rosmarinus officinalis
Ruta chalepensis
Scorzonera undulata
Solanum sodomaeum
Tetraclinis articulata
(juin)
Teucrium polium
Thapsia garganica
Thapsia garganica
Thymelia hirsuta
Warionia saharae
Withania frutescens
Zizyphus lotus
Zizyphus lotus
(MeOH)
Zizyphus lotus
Témoins positifs
Quercétine
Acide ascorbique
BHA
Feuilles
Chaire du fruit
Graines
Feuilles
Fruits
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Graines
Feuilles
18,99 ± 4,14
99,38 ± 13,85
194,15 ± 12,26
38,61 ± 0,25
34,74 ± 0,64
47,95 ± 0,37
13,24 ± 0,70
61,41 ± 9,38
95,72 ± 4,46
83,85 ± 1,35
13,52 ± 1,23
94,22 ± 7,22
39,29 ± 3,06
47,33 ± 3,03
108,84 ± 4,19
145,55 ± 3,85
99,57 ± 3,08
168,19 ± 12,51
66,95 ± 6,84
57,54 ± 9,94
39,55 ± 0,69
163,69 ± 3,20
35,55 ± 0,72
11,52 ± 1,20
11,52 ± 0,24
11,86 ± 0,53
20,20 ± 0,06
14,31 ± 0,82
116,98 ± 17,00
16,69 ± 0,23
30,25 ± 0,094
17,11 ± 1,98
48,73 ± 1,71
Feuilles
Feuilles
Ecorce
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Ecorce
Partie centrale
26,47 ± 1,08
90,72 ± 0,98
78,52 ± 1,15
32,27 ± 1,65
51,03 ± 4,13
42,59 ± 3,94
9,14 ± 0,72
13,37 ± 0,46
81,22 ± 2,41
47,64 ± 1,43
95,88 ± 1,09
77,91 ± 1,85
56,34 ± 3,13
48,29 ± 3,55
192,09 ± 8,50
98,76 ± 9,46
79,64 ± 1,58
18,13 ± 0,47
23,98 ± 7,65
40,82 ± 4,51
19,31 ± 0,39
18,79 ± 0,62
68,64 ± 4,91
32,64 ± 2,01
Feuilles
12,29 ± 0,29
158,16 ± 5,32
54,75 ± 2,79
1,66 ± 0,21
2,66 ± 0,07
4,15 ± 0,25
Les résultats sont exprimés en moyenne ± standard de déviation, n=3 pour chaque concentration, *:
Prélèvement réalisé à Béchar, **: Prélèvement réalisé à Tamanrasset.
NB : Tous les extraits ont été obtenus par extraction aqueuse puis lyophilisés, sauf
mention contraire.
68
IV. RÉSULTATS
IC50 (µg/ml)
600
400
200
0
1 3
5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37 39 41 43 45 47 49 51 53 55 57 59
IC50 (µg/ml)
Figure 21: Histogramme représentant les valeurs d'IC50 des extraits étudiés avec les standards
(Quercétine, BHA et acide ascorbique).
1: Quercétine, 2: acide ascorbique, 3: P. atlantica, 4: C. coccineum (EtOH), 5: BHA, 6: P. lentiscus (juin), 7:
O.quadripartita, 8: M. nivellei, 9: A. raddiana (écorces), 10: Z. lotus (écorces), 11: E. altissima, 12: Z. lotus
(feuilles), 13: R. officinalis, 14: Z. lotus (partie centrale), 15: C. coccineum, 16: T. articulata (juin), 17: G. alypum
(feuilles-MeoH), 18: A. raddiana (feuilles), 19: R. pentaphylla (feuilles), 20: G. alypum (racines), 21: J.
phoenicea, 22: G. alypum (feuilles), 23: C. atlantica, 24: G. alypum (fleurs), 25: T. polium, 26: O. lapperini, 27: A.
halimus (feuilles), 28: E. major, 29: T. hirsuta, 30: R. tripartitum (fruits-Béchar), 31: R. tripartitum (feuillesBéchar), 32: O.quadripartita (fruits immatures), 33: B. vulgaris, 34: W. frutescens, 35: E. guyoniana, 36: A.
leucotrichus, 37: F. ingens, 38: R. tripartitum (feuilles- Tamanrasset), 39: W. saharae, 40: F. aretioides, 41: H.
scoparium, 42: P. coronopifolia, 43: R. chalepensis, 44: P. majus, 45: A. humilis, 46: T. garganica (écorces), 47:
C. cheirifolium, 48: S. sodomaeum, 49: T. garganica (feuilles), 50: S. undulata, 51:R. pentaphylla (chaire de
fruits), 52: P. harmala, 53: C. colocynthis (graines), 54: C. citratus, 55: P. tomentosa, 56: R. pentaphylla (graines),
57: C. rangiformis, 58: C. colocynthis (chaire de fruits), 59 : A. iva.
2. Etude phytochimique par CCM :
Les résultats du screening phytochimique par CCM des différents extraits (aqueux ;
éthanoliques et méthanoliques) et les fractions de Myrtus nivellei, sont résumés dans les
tableaux 9-20.
La CCM a permis de donner des informations sur les constituants majoritaires de
l’extrait par la fluorescence ; coloration après révélation ; le nombre de constituants de
chaque extrait et leur facteur de rétention (Rf).
L’absence de certains composés dans les extraits étudiés pourrait s’expliquer par
leur présence en faible teneur.
2.1. Recherche des composées phénoliques:
2.1.1. Acides phénoliques :
La révélation des chromatogrammes des différents extraits par le réactif de FolinCiocalteu montre la présence de l’acide cinnamique et l’acide férulique dans l’extrait
69
IV. RÉSULTATS
aqueux de l’écorce d’Acacia raddiana et Thapsia garganica respectivement. Ce résultat
n’exclut pas la présence d’acides phénoliques autres que ceux utilisés comme témoin dans
notre expérience : acide caféique, acide cinnamique, acide férulique, acide sinapique.
Tableau 9: Résultats de la séparation des acides phénoliques par CCM.
Espèces
Partie utilisée
Acacia raddiana Ecorce des rameaux
Thapsia garganica Ecorce de racines
Témoins
Acide cinnamique
Acide férulique
Rf Observations
0.97
Bleu noir
0.38
Bleu noir
0.97
0.38
Bleu noir
Bleu noir
2.1.2. Flavonoïdes :
Le chromatogramme des extraits testés révélé par le réactif du Neu présente des
constituants de différentes fluorescences ce qui explique la présence de différents types
des flavonoïdes. Les produits colorés en jaune sont probablement des flavonoïdes à base
de rutine. Les constituants qui donnent une couleur jaune orange sont des flavonols et
ceux présentant une fluorescence jaune verte, des flavonols à base de Kaemphérol. La
fluorescence orange est due à des flavones à base de lutéoline et ses glycosides (Wagner
et Bladt, 1996). L’intensité de coloration des produits séparés est proportionnelle à leur
concentration. Les résultats de la séparation des flavonoïdes sont regroupés dans le
tableau 10.
70
IV. RÉSULTATS
Tableau 10: Résultats de la séparation par CCM des flavonoïdes des extraits actifs.
Espèces
Parties
utilisée
Rf
Observations après
révélation
Acacia raddiana
Ajuga iva
Ammodaucus leucotrichus
Atractylis humilis
Atriplex halimus
Berberis vulgaris
Citrillus colocynthis
Citrillus colocynthis
Cladonia rangiformis
Cynoglossum cheirifolium
Cynomorium coccineum
(EtOH)
Osyris quadripartita
Osyris quadripartita
Euphorbia guyoniana
Ecorces
Parties aériennes
Parties aériennes
Racines
Feuilles
Ecorces
Graines
Chaire du fruit
Thalle
Feuilles
Parties aériennes
0.86, 0.76, 0.2.
0.61, 0.52, 0.26
0.28.
0.70, 0.52, 0.23, 0.02.
0.02.
0.71, 0.58, 0.29, 0.26, 0.14.
0.35.
0.7.
0.89, 0.77.
0.52, 0.26
0.73.
3F, 3F, 3F
3Fo, 3Fo, 3Fo
3Fo.
3Fjv, 3Fo, 3Fo, 3Fji.
3Fjp
3Fj, 3Fj, 3F, 3Fv, 3Fv
3Fo
3Fo
3Fj, 3Fbv
3Fj, 3Fv
3Fjv
Feuilles
Fruits immatures
Feuilles
0.15.
0.35.
0.62.
3Foi.
3Fo.
3Fjv.
Feuilles
0.62.
3Fj.
Globularia alypum
Globularia alypum
Globularia alypum
Myrtus nivellei
Olea lapperini
Peganum harmala
Pergularia tomentosa
Pistacia atlantica
Fleurs
Racines
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Graines
Feuilles
Feuilles
3Fo, 3Fo, 3Fo.
3Fo.
3Fo, 3Fo
3Fo, 3Fo.
3Fj, 3Fj, 3Fv, 3Fv.
3Fv
3Fj
3Fjv, 3Fjv, 3Fj, 3Fjv, 3Fj
Pistacia lentiscus
Prasium majus
Feuilles
Feuilles
0.52, 0.36, 0.3.
0.26.
0.73, 0.32.
0.66, 0.48.
0.68, 0.61, 0.42, 0.36.
0.14.
0.51.
0.81 ; 0.74 ; 0.67 ; 0.54 ;
0.42
0.84, 0.61, 0.5, 0.4, 0.00.
0.44
Rhus pentaphylla
Feuilles
Globularia alypum (MeOH)
3Fbv, 3FJ, 3Fo, 3Fo, 3Fo
3Fj
0.61, 0.52, 0.48, 0.41, 0.36,
3Fj, 3F, 3Fo, 3Fj, 3Fj,
0.31
3Fj.
Rhus tripartitum*
Feuilles
0.5.
3Fjv
Rhus tripartitum **
Feuilles
0.5.
3Fjv
Rosmarinus officinalis
feuilles
0.35
3Fj
Ruta chalepensis
Feuilles
0.4.
3Fo
Teucrium polium
Feuilles
0.25, 0.11, 0.05.
3Fj, 3Fj, 3Fj
Thapsia garganica
Feuilles
0.73 ; 0.64.
3Fjv, 3Fjo
Thymelia hirsuta
Feuilles
0.89
3Fj
Warionia saharae
Feuilles
0.49
3Fo
Zizyphus lotus
Feuilles
0.38 ; 0.29 ; 0.12 ; 0.06 ;
3Fj, 3Fj, 3Fj, 3Fo, 3Fj.
0.03
L’observation des flavonoïdes est effectuée avant et après leur révélation sous UV à365 nm,
*: Prélèvement réalisé à Béchar,**: Prélèvement réalisé à Tamanrasset, F : fluorescence, Fj :
fluorescence jaune, Fjp : fluorescence jaune pale, Fji : fluorescence jaune intense, Fjv :
fluorescence jaune verte, Fo : fluorescence orange, Foi : fluorescence orange intence, Fv :
fluorescence verte, Fb : fluorescence bleu, Fbv : fluorescence bleu verte.
71
IV. RÉSULTATS
NB : Tous les extraits ont été obtenus par extraction aqueuse puis lyophilisés, sauf
mention contraire.
On note que la plus forte concentration des flavonoïdes se trouve dans la fraction
acétate d’éthyle (tableau 11).
Tableau 11: Résultats de la séparation des flavonoïdes des fractions de Myrtus nivellei
par CCM.
Fraction
Chloroformique
Acétate d’éthyle
Rf
0.94
0.62, 0.5, 0.42.
Observations
3Fji
3Fo, 3Fo, 3Fjo.
2.1.3. Lignanes :
Les lignanes sont présents uniquement chez G. alypum et O. quadripartita
(tableau 12).
Tableau 12: Résultats de la séparation des lignanes par CCM
Espèces
Partie utilisée Rf Observations
Globularia alypum
Racines
0.8
3Fr
Osyris quadripartita
Feuilles
0.82
3Fr
2.1.4. Coumarines :
La recherche des coumarines est effectuée sur plaques de silice et plaques de
cellulose. Les constituants des extraits qui donnent une fluorescence bleue à 365 nm après
révélation par KOH sont des furano- et pyranocoumarines (tableau13). Toute fluorescence
détectée à 365 nm sur plaque de cellulose révèle la présence d’hydroxycoumarines
(tableau 14).
Tableau 13: Résultats de la séparation des coumarines par CCM sur gel de silice.
Espèces
Partie utilisée
Rf
Observations
Acacia raddiana
Ecorces
0.73 ;
3Fb
Berberis vulgaris
Ecorces
0.32
3Fb
Cladonia rangiformis
Thalle
0.73
3Fb
72
IV. RÉSULTATS
Tableau 14: Résultats de la séparation des coumarines par CCM sur plaque de cellulose.
Espèces
Acacia raddiana
Parties
utilisée
Ecorces
Ajuga iva
Ammodaucus leucotrichus
Atractylis humilis
Berberis vulgaris
Cedrus atlantica
Cymbopogon citratus
Parties aériennes
Parties aériennes
Racines
Ecorces
Feuilles
Feuilles
Cynoglossum cheirifolium
Feuilles
Cynomorium coccineum
Cynomorium coccineum (EtOH)
Ephedra altissima
Ephedra major
Euphorbia guyoniana
Ficus ingens
Fredolia aretioides
Globularia alypum (MeOH)
Parties aériennes
Parties aériennes
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Racines
Feuilles
Globularia alypum
Globularia alypum
Haloxylon scoparium
Myrtus nivellei
Olea lapperini
Osyris quadripartita
Fleurs
Racines
Feuilles, tiges
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Osyris quadripartita
Peganum harmala
Perralderia coronopifolia
Fruits immatures
Graines
Fleurs
Pistacia atlantica
Feuilles
Pistacia lentiscus
Prasium majus
Rhus pentaphylla
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Rhus tripartitum*
Rhus tripartitum **
Rosmarinus officinalis
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Ruta chalepensis
Feuilles
Scorzonera undulata
Feuilles
Solanum sodomaeum
Graines
Rf
Observations
0.57, 0.47, 0.38,
0.03, 0.02.
0.66, 0.26
0.06
0.77, 0.33, 0.1.
0.25, 0.21.
0.37, 0.27
0.56, 0.43, 0.27,
0.06.
0.72, 0.63, 0.42,
0.33
0.53, 0.43, 0.27.
0.38, 0.35.
0.72, 0.46.
0.77, 0.68, 0.48.
0.31
0.81, 0.7, 0.28.
0.64, 0.52, 0.45.
0.67, 0.17, 0.12.
3Fj, 3Fo, 3Fj, 3Fj,
3Fj.
3Fv, 3Fjo.
3Fj.
3Fvc, 3Fj, 3Fo.
3Fo, 3Fji.
3Fo, 3Fo.
3Fj, 3Fbl, 3Fv, 3Fbl.
0.62, 0.06
0.62, 0.41.
0.72, 0.65, 0.38.
0.3, 0.2.
0.7, 0.41, 0.08.
0.74, 0.59, 0.5,
0.37
0.4
0.38, 0.32.
0.8, 0.68, 0.62,
0.48, 0.35.
0.72, 0.53, 0.46,
0.37.
0.66, 0.42, 0.24.
0.66, 0.26, 0.2.
0.64, 0.29, 0.2,
0.13.
0.29, 0.18.
0.28, 0.18.
0.63, 0.58, 0.45,
0.33, 0.15.
0.48, 0.29, 0.21,
0.1.
0.68, 0.51, 0.38,
0.26, 0.21.
0.02.
3Fjv, 3Fjo.
3Fjv, 3Fbl.
3Fj, 3Fj, 3Fj.
3Fj, 3Fj.
3Fb, 3Fo, 3Fj.
3Fbl, 3Fv, 3Fo, 3Fo,
3Fj.
3Fj.
3Fb, 3Fvio.
3Fbl.
3Fbl, 3Fb, 3Fv, 3Fb.
3Fj, 3Fv, 3Fv.
3F, 3Fj.
3Fvio, 3Fbl.
3Fvio, 3Fvio, 3Fbl.
3Fj.
3Fv, 3Fv, 3Fjo.
3Fvio, 3Fb, 3Fbl.
3Fv, 3Fv, 3Fj.
3Fjo, 3Fjo, 3Fjo,
3Fjo.
3Fjo, 3Fo, 3Fj.
3Fv, 3Fj, 3Fj.
3Fbl, 3Fv, 3Fo, 3Fj.
3Fo, 3Fj.
3Fj, 3Fj.
3Fv, 3Fv, 3Fv, 3Fb,
3Fo.
3Fj, 3Fj, 3Fb, 3Fv.
3Fv, 3Fvio, 3Fv,
3Fb, 3Fv.
3Fbl.
73
IV. RÉSULTATS
Suite du tableau 14:
Espèces
Parties
utilisée
Rf
Observations
Tetraclinis articulata
Teucrium polium
Thapsia garganica
Thapsia garganica
feuilles
Feuilles
Feuilles
Ecorce de racines
0.37, 0.28.
0.77, 0.66, 0.39.
Thymelia hirsuta
Warionia saharae
Withania frutescens
Zizyphus lotus
Feuilles
Feuilles
Feuilles
Feuilles
3Fo, 3Fj.
3Fbl, 3Fbl, 3Fo.
3Fj, 3Fbl, 3Fbl.
3Fb, 3Fb, 3Fb, 3Fb, 3Fb,
3Fb.
3Fv, 3Fvio, 3Fv, 3Fvio.
3Fv, 3Fb, 3Fj.
3Fjp.
3Fj.
0.63, 0.53, 0.46, 0.36,
0.00.
0.62, 0.53, 0.25, 0.13.
0.37, 0.2, 0.13.
0.6.
0.41.
*: Prélèvement réalisé à Béchar,**: Prélèvement réalisé à Tamanrasset, F : fluorescence, Fj :
fluorescence jaune, Fjp : fluorescence jaune pale, Fji : fluorescence jaune intense, Fjv : fluorescence
jaune verte, Fo : fluorescence orange, Foi : fluorescence orange intence, Fv : fluorescence verte, Fb :
fluorescence bleu, Fbv : fluorescence bleu verte. Fvc : fluorescence verte claire, Fbl : fluorescence
blanche, Fvio : fluorescence violette.
Toutes les fractions de Myrtus nivellei contiennent des hydroxycoumarines, réparties
comme suit (tableau 15) :
Tableau 15: Résultats de la séparation des hydroxycoumarines des fractions de Myrtus
nivellei par CCM sur plaque de cellulose.
Fraction
Rf
Observations
Chloroformique
0.00
3Fo.
Acétate d’éthyle 0.6, 0.26, 0.2, 0.00. 3Fvio, 3Fj, 3Fj 3Fo.
n-Butanol
0.27, 0.2.
3Fo, 3Fo.
Aqueuse
0.81.
3Fv.
2.1.5. Dérivés anthracéniques :
L’absence de la couleur rouge au visible après révélation par KOH signifie
l’absence des anthraquinones. Par contre, on note la présence des anthrones et des
anthranols qui donnent une fluorescence jaune (tableau 16).
Tableau 16: Résultats de la séparation des anthrones et des anthranols par CCM.
Espèces
Partie utilisée
Rf
Observations
Osyris quadripartita
Feuilles
0.42
3Fj
Rhus pentaphylla
Feuilles
0.61
3Fj
74
IV. RÉSULTATS
2.1.6. Quinones libres :
Les quinones semblent absentes de nos extraits.
2.2. Glycosides cardiotoniques :
A 254 et à 365 nm, les produits des extraits donnent une extinction, après révélation
avec le réactif Chlorure d’antimoine III, les mêmes bandes apparaissent colorées en jaune
ou orange sous UV à 365 nm et donnent une coloration brunâtre au visible sauf la tache
de Globularia alypum (racines) qui se colore en violet (tableau 17).
Tableau 17: Résultats de la séparation des glycosides cardiotoniques par CCM.
Espèces
Partie utilisée
Rf
Observations
Acacia raddiana
Ecorces
0.87
3Fj
Acacia raddiana
Feuilles
0.24
3Fj
Globularia alypum
Racines
0.6
3Fj
Myrtus nivellei
Feuilles
0.02
3Fo
Olea lapperini
Feuilles
0.49
3Fo
Rhus tripartitum*
Fruits
0.91
3Fj
Rosmarinus officinalis
Feuilles
0.07
3Fo
* Prélèvement réalisé à Béchar. F : fluorescence, Fj : fluorescence jaune, Fo :
fluorescence orange
2.3. Terpénoïdes :
À 254 et à 365 nm, les produits terpénoïdiques donnent une extinction, la révélation
par le réactif anisaldéhyde a donné des taches brunes ou violettes. Les produits qui
apparaissent violets appartiennent au groupe des triterpènes (Wagner et Bladt, 1996). La
faible fluorescence pourrait s’expliquer par la faible quantité de ces substances chez
Myrtus nivellei et Olea lapperini (tableau 18).
Tableau18 : Résultats de la séparation des terpénoïdes par CCM
Espèces
Partie utilisée
Rf
Observations
Myrtus nivellei
Feuilles
0.51
Voilette faible.
Olea lapperini
Feuilles
0.51
Violette faible.
Feuilles
0.63 Violette très intense.
Rosmarinus officinalis
75
IV. RÉSULTATS
2.4. Sesquiterpènes lactones :
La révélation par Zimmerman donne au visible une couleur brune grisâtre avec les
extraits aqueux d’Acacia raddiana, Pistacia lentiscus et Osyris quadripartita (tableau 19).
Tableau 19: Résultats de la séparation des sesquiterpènes lactones par CCM.
Espèces
Partie utilisée
Rf
Observations
Acacia raddiana
Ecorces
0.88
Pistacia lentiscus
Feuilles
0.24 ; 0.32 ; 0.87. brune grisâtre
Osyris quadripartita
Feuilles
0.00
brune grisâtre
brune grisâtre
2.5. Saponines :
La révélation par le réactif de Komarowsky a montré l’existence des saponines dans
les extraits suivants : feuilles, fleurs et racines de Globularia alypum ainsi que l’extrait
aqueux de Cynomorium coccineum. La couleur violette indique la présence des
triterpénoïdes à base d’oléananes (tableau 20).
Tableau 20 : Résultats de la séparation des saponines par CCM.
Espèces
Partie utilisée
Cynomorium coccineum Parties aériennes
Rf
Observation
0.11
brune grisâtre
(ETOH)
Globularia alypum
Fleur
0.83
brune grisâtre
Globularia alypum
Racines
0.84
brune grisâtre
Globularia alypum
Feuilles
0.63
brune grisâtre
Ecorce
0.02
violette faible
(MeOH)
Zizyphus lotus
2.6. Alcaloïdes :
Les alcaloïdes sont mis en évidence par le réactif de Dragendorff qui donne une
couleur brune ou orange brunâtre au visible immédiatement après pulvérisation. On note
l’absence de cette coloration donc tous les extraits étudiés ne contiennent pas des
alcaloïdes.
76
IV. RÉSULTATS
3. Dosage des polyphénols et des flavonoïdes:
Les teneurs en polyphénols des extraits aqueux et de l’extrait éthanolique de
Cynomorium coccineum, des extraits méthanoliques des racines de Zizyphus lotus et des
feuilles de Globularia alypum ont été obtenues à partir d’une courbe d’étalonnage (y =
80,466x-0,0151, R2 = 0,99) établie avec des concentrations croissantes en acide gallique
(Fig. 22). Elles sont exprimées en mg d’équivalents d’acide gallique par gramme de
Absorbance à 765 nm,
l’extrait lyophilisé.
Courbe d'étalonnage de l'acide gallique
y = 80,466x - 0,0151
R2 = 0,9987
2
1,5
1
0,5
0
0
0,005
0,01
0,015
0,02
0,025
Concentration du l'acide gallique en mg/ml
Figure 22 : Courbe d’étalonnage des polyphénols totaux réalisée à l’aide de l’acide gallique.
La teneur en flavonoïdes est obtenue à partir d’une courbe d’étalonnage (y = 0,067x0,1791, R2 = 0,97) établie avec des concentrations croissantes en catéchine (Fig. 23). Elle
est exprimée en mg d’équivalents de catéchine par gramme d’extrait lyophilisé.
Absorbance à 510 nm
Courbe d'étalonnage de catéchine
y = 0,067x - 0,1791
R2 = 0,9767
2
1,5
1
0,5
0
0
5
10
15
20
25
30
Concentration de catéchine en µg/ml
Figure 23: Courbe d’étalonnage des flavonoïdes réalisée à l’aide de la catéchine.
77
IV. RÉSULTATS
Osyris quadripartita présente la teneur la plus élevée en polyphénols (fig. 24), alors
qu’en contenu flavonoïdiques, Rosmarinus officinalis et l’écorce d’Acacia raddiana ont
les teneurs les plus importantes (fig. 25).
Teneurs en polyphénols (mg /g)
500
400
300
200
100
0
1
3 5
7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37 39 41 43 45 47 49 51 53 55
Teneurs en polyphénols (mg /g)
Figure 24: Histogramme représentant les teneurs en polyphénols totaux des extraits actifs,
exprimées en mg/g de l'extrait lyophilisé.
1: O.quadripartita (feuilles), 2: C. coccineum (EtOH), 3: P. atlantica, 4: P. lentiscus, 5: A. raddiana
(écorces),6 : M. nivellei, 7: G. alypum (racines), 8: J. phoenicea, 9: Z. lotus (écorces), 10: O. lapperini, 11:
R. officinalis, 12: T. articulata (juin),13: H. scoparium, 14: Z. lotus (feuilles), 15: G. alypum (feuillesMeoH), 16: R. tripartitum (fruits-Béchar), 17: E. major, 18: B. vulgaris, 19:F. ingens, 20: G. alypum
(feuilles), 21: F. aretioides, 22: O.quadripartita (fruits immatures), 23: R. tripartitum (feuilles- Béchar),
24: E. altissima, 25: G. alypum (fleurs), 26: R. tripartitum (feuilles- Tamanrasset), 27: P. coronopifolia, 28:
Z. lotus (partie centrale), 29: C. atlantica, 30: T. garganica (écorces), 31: R. pentaphylla (feuilles), 32: T.
polium, 33: T. hirsuta, 34: C. coccineum, 35: A. raddiana (feuilles), 36: P. harmala, 37: P. majus, 38: R.
chalepensis, 39: A. humilis, 40: C. citratus, 41: Ajuga iva, 42: S. undulata, 43: W. saharae, 44: E.
guyoniana, 45: C. cheirifolium, 46: A. leucotrichus, 47: W. frutescens, 48: T. garganica (feuilles), 49: R.
pentaphylla (graines), 50: P. tomentosa, 51: S. sodomaeum, 52: R. pentaphylla (chaire de fruits), 53: C.
colocynthis (graines), 54: C. rangiformis, 55: C. colocynthis (chaire de fruits), 56: A. halimus.
78
IV. RÉSULTATS
T eneurs en flavonoides mg /g
200
150
100
50
0
1
4
7
10 13 16 19 22 25 28 31 34 37 40 43 46 49 52 55
T eneurs en flavonoides mg /g
Figure 25: Histogramme représentant les teneurs en flavonoïdes des extraits actifs,
exprimées en mg/g de l'extrait lyophilisé.
1: R. officinalis, 2: A. raddiana (écorces), 3: C. coccineum (EtOH), 4: G. alypum (feuilles-MeoH), 5: T.
polium, 6: O. lapperini, 7: O.quadripartita (feuilles), 8: Z. lotus (écorces), 9: G. alypum (racines), 10: P.
atlantica, 11: Z. lotus (feuilles), 12: P. lentiscus (juin), 13: T. articulata (juin), 14: J. phoenicea, 15: G.
alypum (feuilles), 16: E. altissima, 17: G. alypum (fleurs), 18: T. hirsuta, 19: C. coccineum, 20: H.
scoparium, 21: F. ingens, 22: R. pentaphylla (feuilles), 23: C. citratus, 24: Z. lotus (partie centrale), 25: P.
majus, 26: S. undulata, 27: P. coronopifolia, 28: M. nivellei, 29: C. atlantica, 30: T. garganica (écorces), 31:
B. vulgaris, 32: A. raddiana (feuilles), 33: E. major, 34: E. guyoniana, 35: R. tripartitum (fruits-Béchar), 36:
W. saharae, 37: W. frutescens, 38: T. garganica (feuilles), 39: C. cheirifolium, 40: A. iva, 41: S.
sodomaeum, 42:F. aretioides, 43: O.quadripartita (fruits immatures), 44: A. humilis, 45: R. chalepensis, 46:
A. halimus, 47: A. leucotrichus, 48: P. harmala, 49: R. tripartitum (feuilles- Tamanrasset), 50: C.
colocynthis (graines), 51: R. tripartitum (feuilles- Béchar), 52: P. tomentosa, 53: R. pentaphylla (chaire de
fruits), 54: R. pentaphylla (graines), 55:C. colocynthis (chaire de fruits), 56: C. rangiformis.
4. Résultats du partage liquide – liquide :
Les résultats du dosage de l’activité anti-radicalaire et des teneurs en polyphénols et
en flavonoïdes à partir de l’extrait aqueux de Myrtus nivellei sont indiqués dans le tableau
21.
Tableau 21: Valeurs d’IC50 et des teneurs en polyphénols et en flavonoïdes des fractions
issues du partage-liquide de l’extrait aqueux de Myrtus nivellei.
Fraction
IC50
µg / ml
Q-P-T
mg d’acide gallique /g d’extrait
lyophilisé
Q -Fl
mg de catéchine /g d’extrait
lyophilisé
Chloroformique
Acétate d’éthyle
n -butanolique
aqueuse
53,50 ± 2,05
3,08 ± 0,40
4,40 ± 0,43
64,84 ± 5,09
81,700±2,445
521,220±6,167
393,410±15,679
35,441±0,830
25,122±1,368
74,159±2,735
66,022±1,804
13,641±0,233
Les résultats sont exprimés en moyenne ± SD, n=3 pour chaque concentration.
79
IV. RÉSULTATS
Les résultats obtenus ont montré que l’activité antioxydante de même que les
teneurs en polyphénols et en flavonoïdes de la fraction acétate d’éthyle sont les plus
élevées, suivies de la fraction butanolique (fig. 26 ; 27).
600
521,22
500
IC50 et teneurs en
polyphénols
393,41
400
300
200
100
3,08
81,7
53,50
4,40
64,84
35,44
0
Acétate d’éthyle n -butanolique Chloroformique
aqueuse
Myrtus nivellei
IC50 (µg/ml)
Q-P-T (mg EAG/g MS)
Figure 26 : Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en polyphénols chez les
fractions de l’extrait aqueux de Myrtus nivellei.
90
74,15
IC50 et teneurs en flavonoides
80
66,02
70
60
64,84
53,50
50
40
25,12
30
20
10
13,64
4,40
3,08
0
Acétate d’éthyle
n -butanolique
Chloroformique
aqueuse
nivellei
IC50 (µg/ml)Myrtus
Q -F (mg
EC/g MS)
Figure 27 : Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en flavonoïdes chez
les fractions de l’extrait aqueux de Myrtus nivellei.
80
IV. RÉSULTATS
5. Variations saisonnières de l’activité antioxydante et teneurs en polyphénols et
flavonoïdes chez Pistacia lentiscus L. et Tetraclinis articulata Masters.:
Les variations saisonnières de l’activité antioxydante et de la teneur en constituants
polyphénoliques
et flavonoïdiques dans les extraits aqueux des feuilles de Pistacia
lentiscus (fig. 28 ; 29) et de Tetraclinis articulata (fig. 30 ; 31) ont été évaluées. Les
résultats obtenus sont rassemblés dans le tableau 22.
Tableau 22 : Valeurs d’IC50 et teneurs en polyphénols et en flavonoïdes de Pistacia
lentiscus et de Tetraclinis articulata.
Plante
Mois, année
IC50
Teneur en polyphénols
Teneur en
(µg/ml)
totaux (mg/g).
flavonoïdes (mg/g).
Pistacia
Juin 2007
4,472±0,071
349,843±21,796
54,244±4,824
lentiscus
Novembre
5,4±0,092
348,539±20,878
54,971±0,830
Janvier 2008
4,035±0,077
365,502±13,748
58,299±2,279
Avril 2008
5,626±0,142
344,624±12,852
58,414±2,353
Tetraclinis
Juin 2007
13,527±1,233
163,691±3,208
48,736±1,714
articulata
Novembre
12,796±1,045
155,166±3,637
56,501±7,831
Janvier 2008
29,860±1,455
111,103±6,248
27,392±4,133
Avril 2008
9,519±0,521
206,187±16,612
65,184±7,242
2007
2007
Les résultats sont exprimés en moyenne ± SD, n=3 pour chaque concentration.
IC50 et teneurs en
polyphénols
400
365,50
349,84
348,53
344,62
300
200
100
4,03
4,47
5,4
5,62
0
Janvier
Juin
Novembre
Avril
Pistacia lentiscus
IC50 (µg/g)
Q-P-T (mg/g)
Figure 28 : Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en polyphénols dans
l’extrait aqueux des feuilles de Pistacia lentiscus à différentes saisons.
81
IC50 et teneurs en flavonoides
IV. RÉSULTATS
70
60
50
40
30
20
10
0
54,24
58,29
5,4
4,47
4,03
Janvier
58,41
54,97
5,62
Juin
Novembre
Pistacia lentiscus
IC50 (µg/g)
Avril
Q-F (mg/g)
Figure 29 : Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en flavonoïdes chez
l’extrait aqueux des feuilles de Pistacia lentiscus à différentes saisons.
IC50 et teneurs en
polyphénols
250
206,18
163,69
155,16
200
111,10
150
100
50
12,79
9,51
13,52
29,86
0
Avril
Novembre
Juin
janvier
Tetraclinis articulata
IC50 (µg/ml)
Q-P-T (mg /g )
Figure 30 : Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en polyphénols chez
IC50 et teneurs en
flavonoides
l’extrait aqueux des feuilles de Tetraclinis articulata à différentes saisons.
80
70
60
50
40
30
20
10
0
65,18
56,50
48,73
29,86
9,51
Avril
12,79
Novembre
27,39
13,52
Juin
janvier
Tetraclinis articulata
IC50 (µg/ml)
Q-F (mg /g )
Figure 31 : Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en flavonoïdes chez
l’extrait aqueux des feuilles de Tetraclinis articulata à différentes saisons.
82
IV. RÉSULTATS
6. Corrélation entre l’activité antioxydante et la teneur en polyphénols :
6.1. Corrélation entre l’activité antioxydante évaluée par DPPH et la teneur en
polyphénols totaux des différents extraits testés :
Selon la figure 32, on constate qu’il y’a une corrélation entre l’activité antioxydante
des extraits actifs et les teneurs en polyphénols totaux.
0,4
1/IC50 (1/µg/ml)
2
R = 0,7918
0,3
0,2
0,1
0
-0,1
0
100
200
300
400
500
Teneurs en polyphénols (mg EAG/gMS)
Figure 32: Corrélation entre l’activité antioxydante des extraits actifs et la teneur en
polyphénols totaux.
6.2.Corrélation entre l’activité antioxydante des fractions de Myrtus nivellei et les
teneurs en polyphénols et en flavonoïdes:
Les figure 33 et 34, indiquent qu’il existe une bonne corrélation entre l’activité
antioxydante et les teneurs en polyphénols totaux et en flavonoïdes où R2 = 0.99 ;
R2= 0.95 respectivement.
83
1/IC50 (1/µg/ml)
IV. RÉSULTATS
2
R = 0,9935
a
0,350
0,300
0,250
0,200
0,150
0,100
0,050
0,000
b
d
0
c
100
200
300
400
500
600
Teneurs des polyphénols totaux (mg/g)
Figure 33: Corrélation entre l’activité antioxydante des fractions des M. nivellei et la teneur en
polyphénols totaux. a : Fraction acétate d’éthyle, b : Fraction n-butanolique, c : Fraction
chloroformique, d : Fraction aqueuse.
2
R = 0,9567
1/IC50 (1/µg/ml)
0,350
a
0,300
0,250
b
0,200
0,150
0,100
0,050
0,000
-0,050 0
c
d
10
20
30
40
50
60
70
80
Teneurs des flavonoides (mg /g)
Figure 34: Corrélation entre l’activité antioxydante des fractions des M. nivellei et la teneur en
flavonoïdes. a : Fraction acétate d’éthyle, b : Fraction n-butanolique, c : Fraction
chloroformique, d : fraction aqueuse.
84
IV. RÉSULTATS
6.3. Corrélation entre l’activité antioxydante chez Pistacia lentiscus et la teneur en
polyphénols à différentes saisons:
Selon la figure 35, on note qu’il y’a une corrélation entre l’activité antioxydante de
l’extrait aqueux des feuilles de Pistacia lentiscus et les teneurs en polyphénols totaux à
différentes saisons.
Par contre, la corrélation entre l’activité antioxydante de cet extrait et les teneurs en
flavonoïdes à différentes saisons est considérée comme nulle (fig. 36).
1/IC50 (1/µg/ml)
0,300
2
0,250
R = 0,7855
2
1
0,200
0,150
4
3
345
350
0,100
0,050
0,000
340
355
360
365
370
Teneurs en polyphénols totaux (mg /g)
Figure 35 : Corrélation entre l’activité antioxydante chez Pistacia lentiscus et la teneur en
polyphénols. 1 : Prélèvement en Janvier 2008, 2 : Prélèvement en Juin 2007, 3 : Prélèvement en
Novembre 2007, 4 : Prélèvement en Avril 2008
1/IC50 (1/µg/ml)
0,300
R2 = 0,0039
2
0,250
1
0,200
3
0,150
4
0,100
0,050
0,000
54
55
56
57
58
59
Teneur en flavonoides (mg /g)
Figure 36 : Corrélation entre l’activité antioxydante chez Pistacia lentiscus et la teneur en
flavonoïdes. 1 : Prélèvement en Janvier 2008, 2 : Prélèvement en Juin 2007, 3 : Prélèvement en
Novembre 2007, 4 : Prélèvement en Avril 2008.
85
IV. RÉSULTATS
6.4. Corrélation entre l’activité antioxydante chez Tetraclinis articulata et la teneur
en polyphénols à différentes saisons:
On remarque qu’il y’a une corrélation entre l’activité antioxydante de l’extrait
aqueux des feuilles de Tetraclinis articulata et les teneurs en polyphénols totaux et en
flavonoïdes à différentes saisons avec des R2 correspondant respectivement à 0.96 ; 0.97
(fig. 37 et 38).
1/IC50 (1/µg/ml)
R2 = 0,9639
0,120
0,100
0,080
0,060
0,040
0,020
0,000
1
2
3
4
0
50
100
150
200
250
Teneur en polyphénols totaux (mg EAG/g MS)
Figure 37 : Corrélation entre l’activité antioxydante chez Tetraclinis articulata et la teneur en
polyphénols. 1 : Prélèvement en Avril 2008, 2 : Prélèvement en Novembre 2007, 3 : Prélèvement
en Juin 2007, 4 : Prélèvement en Janvier 2008.
1/IC50 (1/µg/ml)
R2 = 0,9712
0,120
0,100
0,080
0,060
0,040
0,020
0,000
1
2
3
4
0
10
20
30
40
50
60
70
Teneur en flavonoides (mg/g)
Figure 38 : Corrélation entre l’activité antioxydante chez Tetraclinis articulata et la teneur en
flavonoïdes. 1 : Prélèvement en Avril 2008, 2 : Prélèvement en Novembre 2007, 3 : Prélèvement
en Juin 2007, 4 : Prélèvement en Janvier 2008.
86
IV. RÉSULTATS
87
V. DISCUSSION
L’activité antioxydante des différents extraits a été étudiée dans le but d’évaluer leur
potentiel pharmacologique, tandis que l’analyse phytochimique a été étudiée pour mieux
connaître les constituants de ces extraits et, notamment, ceux responsables de l’activité
biologique.
Un screening a été réalisé par bioautographie et par dosage spectrophotométrique
visant à détecter l’activité antioxydante présente chez quelques extraits végétaux.
Le test antioxydant au DPPH réalisé par bioautographie a donné plusieurs taches
montrant l’activité anti-radicalaire de certains extraits aqueux, extraits méthanoliques de
Zizyphus lotus et Globularia alypum ; extrait éthanolique de Cynomorium coccineum et
les fractions acétate d'éthyle, aqueuse, chloroformique et butanolique de Myrtus nivellei.
Les extraits aqueux des feuilles de Pistacia lentiscus, Pistacia atlantica, Osyris
quadripartita, Myrtus nivellei, Globularia alypum (feuilles et racines), Acacia raddiana
(écorce), l’extrait éthanolique des parties aériennes de Cynomorium coccineum; la fraction
acétate d’éthyle et la fraction butanolique des feuilles de Myrtus nivellei présentent le plus
de bandes actives. L’activité antioxydante enregistrée est la résultante de la somme des
activités des différents constituants de l’extrait. Dans ce même contexte, il a été démontré que
la capacité antioxydante de l’huile essentielle de Rosmarinus officinalis résulte de la
coopération de leurs composés (Wang et al., 2008).
Ce test a montré aussi qu’une ou plusieurs taches parmi les plus actives apparaissent
immédiatement après la révélation par DPPH ; tel est le cas de l’écorce et des feuilles de
Zizyphus lotus qui présente une seule bande active et qui apparaît immédiatement. Le
composé majeur peut aussi constituer une contribution significative du potentiel
antioxydant de l’extrait (Djeridane et al., 2006 ; Wang et al., 2008).
Lors de cette étude qui a porté sur 80 extraits de 56 plantes algériennes (76 extraits
aqueux, extraits méthnoliques d’Ajuga iva, des feuilles de Globularia alypum et des
racines de Zizyphus lotus, l’extrait éthanolique de Cynomorium coccineum) et dont
beaucoup sont réputées de médicinales, 53 extraits de 40 plantes appartenant à 26 familles
se sont révélés actifs par bioautographie. Cette activité peut être expliquée par la présence
des polyphénols dont l’activité antioxydante est bien établie. En effet, plusieurs études ont
rapporté que l’activité antioxydante des plantes qui ont des propriétés thérapeutiques est
due à la présence de substances naturelles principalement des polyphénols (Rice-Evans et
al., 1997; Pokorny et al., 2001 ; Virgili et Scaccini, 2001).
88
V. DISCUSSION
Pour le test au ß carotène , le potentiel antioxydant est mis en évidence aussi par
l’apparition de plusieurs spots actifs comme Pistacia lentiscus L. qui a montré le plus
grand nombre de bandes (5 produits actifs) ce qui explique que cet extrait a un bon
pouvoir antioxydant. Cette activité a été déjà étudiée par Ljubuncic et al. (2005);
Chryssavgi et al. (2008); Atmani et al. (2009) avec les extraits aqueux, méthanolique et
chloroformique.
La réduction du DPPH par dosage spectrophotométrique a mis en évidence 56
extraits actifs issus de 42 plantes parmi lesquels l’extrait aqueux de P. atlantica; l’extrait
éthanolique de C. coccineum; les feuilles de P. lentiscus L.; O. quadripartita; M. nivellei;
les extraits aqueux des écorces d’A. raddiana et de Z. lotus qui présentent des valeurs
d’IC50 les plus faibles, allant de 2,90 à 9,14 µg/ml., ce qui démontre que l’activité
antioxydante est plus forte chez ces plantes.
De tous ces extraits, c’est P. atlantica qui présente la plus grande capacité
antiradicalaire due à sa richesse en composés polyphénoliques. Ce résultat concorde avec
celui de Benhammou et al. (2008) qui montre que l’activité de piégeage de l’anion
superoxyde de l’extrait éthanolique des deux espèces, P. atlantica et P. lentiscus est liée à
la quantité et à la qualité des composés polyphénoliques. Ces auteurs montrent aussi que
l’activité de l’extrait éthanolique de P. atlantica est plus élevée par rapport à celle de
l’extrait de P. lentiscus. L’activité la plus faible a été observée chez A. iva. Ce dernier
résultat est en accord avec celui de Saadaoui et al. (2006) avec l’extrait méthanolique.
Notons que tous les extraits révélés actifs par bioautographie, sont aussi par dosage
spectrophotométrique du DPPH. Ce dernier est encore plus sensible puisqu’il a permis de
mettre en évidence l’activité antioxydante dans 56 extraits contre 53 et 47 révélés par
bioautographie utilisant le DPPH et le - carotène, respectivement.
Des études phytochimiques ont montré que les parties aériennes de P. lentiscus sont
riches en flavonoïdes antioxydants comme myricétine et glycosides de quercétine
(Romani et al., 2002. Barotto et al., 2003) et que les feuilles de cette même plante
contiennent l’acide gallique. Par ailleurs, une étude réalisée par Ljubuncic et al. (2005)
montre également que les feuilles de P. lentiscus présente l’activité antioxydante (évaluée
par le test de TBARS) la plus forte (10µg/ml) lors d’un screening de plusieurs plantes.
89
V. DISCUSSION
Le suivi des variations saisonnières de l’activité antioxydante chez P. lentiscus
révèle que l’extrait aqueux de cette espèce (prélèvement de janvier) donne une IC50
inférieure à celle du BHA, antioxydant de synthèse largement utilisé dans les industries
agro-alimentaires. Il en est de même de l’extrait aqueux de P. atlantica. Ce résultat est
étayé par ceux trouvés avec l’extrait méthanolique d’une espèce voisine, P. terebinthus
qui présente une activité antioxydante plus forte que celle de l’alpha-tocophérol
(antioxydant naturel) et ceux des fractions aqueuses de P. lentiscus issues du partage
liquide-liquide contre l’hexane et le chloroforme qui ont donné des IC50 inférieures à
celles du BHA et de l’alpha-tocophérol (Topçu et al., 2007; Atmani et al., 2009).
De même, l’extrait éthanolique de C. coccineum présente une activité très proche de
celle du BHA (IC50 = 4,09 et 4,15 µg/ml, respectivement). Cette activité est aussi plus
élevée que celle trouvée dans l’extrait aqueux. Ce résultat peut être expliqué par la faible
teneur en polyphénols et flavonoïdes dans l’extrait aqueux qui serait due à la faible
solubilisation de ces constituants dans l’eau (Tachakittirungro et al., 2007 ; Yen et al.,
2008).
L’extrait méthanolique des feuilles de G. alypum possède un effet antioxydant plus
élevé que celui des extraits aqueux des autres parties.
Pour une même plante, l’activité antioxydante est très variable d’un organe à un
autre. Ainsi, chez les racines de G. alypum, l’activité est plus élevée par rapport à celle
des feuilles et des fleurs. De même, l’activité des feuilles de R. penthaphyla est cinq fois
plus forte que dans les fruits et neuf fois que dans les graines. Pour Z. lotus, les écorces
présentent une activité plus élevée que dans les feuilles et les racines. Les activités
antioxydantes de l’écorce d’A. raddiana et des feuilles d’O. quadripartita sont
respectivement deux fois plus forte que dans les feuilles et neuf fois plus que dans les
fruits.
Cette activité antioxydante, différente selon les espèces et selon les organes d’une
même espèce serait directement liée à leur composition différente en composés
polyphénoliques comme le montrent les résultats de Wojdyło et al. (2007).
La capacité antiradicalaire des extraits de fruits et de graines est faible et serait
expliquée par la faiblesse en composés polyphénoliques de ces organes. Cette faiblesse est
compensée par leur teneur élevée en substances glucidiques qui contribuent pour une part
importante aux extraits (Maisuthisakul et al., 2007). Par contre, les écorces présentent
une activité plus grande par rapport aux autres parties à cause de leur richesse en tanins et
90
V. DISCUSSION
procyanidines. Des résultats similaires ont été trouvés par (Souza et al., 2008) avec
différentes espèces.
Par ailleurs, nos résultats montrent que les feuilles de R. tripartitum récoltée dans
deux régions différentes, possèdent des valeurs d’IC50 différentes. On peut suggérer que le
pouvoir antioxydant observé est du à la différence dans la constitution chimique de ces
plantes, elle-même variable en fonction des conditions du biotope. En accord avec ce
résultat, il a été trouvé que la capacité antioxydante de Retama raetam et de Rosmarinus
officinalis de différentes régions sont variables (Saadaoui et al., 2006 ; Celiktas et al.,
2007) et que la quantité des composés bioactifs de la même plante dépend de plusieurs
facteurs parmi eux le facteur de la région géographique qui, associé aux conditions
climatiques comme la température et l’altitude, influent sur la composition chimique des
constituants actifs et sur la capacité antioxydante des plantes (Khadri et al., 2008 ;
Kusznierewicz et al., 2008).
Il faut noter que le potentiel antioxydant des extraits dépend non seulement de la
concentration des polyphénols mais aussi de leur structure ; c’est le concept de la
« relation structure-activité ». Ceci est illustré par la présence de mêmes quantités de
polyphénols chez l’écorce d’A. raddiana riche en tannins condensés antioxydants (Downs
et al., 2003) et P. harmala mais la valeur d’IC50 d’A. raddiana est 6.5 fois plus faible que
celle des graines de P. harmala. Il a été démontré aussi que la capacité antioxydante de
quelques espèces d'olive dépend de la qualité ainsi que de la quantité des composés
phénoliques (Boskou et al., 2006).
Le dosage spectrophotométrique du DPPH a montré que l’extrait aqueux et toutes
les fractions de M. nivellei sont actifs et capables de réduire le radical DPPH. Classée par
ordre décroissant, cette activité est comme suit : ACOEt > BuOH > CHCl3 > H2O.
L’activité de l’extrait aqueux initial se situe entre celles du BuOH et du CHCl3. Ces
derniers résultats sont comparables à ceux trouvés chez Cuscuta chinensis (Yen et al.,
2008). La valeur d’IC50 d’ACOEt est inférieure à celle du BHA. Cette différence de
l’activité dans ces extraits est expliquée par la différence dans les proportions des
polyphénols et des flavonoïdes étant donné la polarité différente de cet extractant.
91
V. DISCUSSION
L’ensemble de ces résultats donne une justification scientifique à l’utilisation
traditionnelle des plantes médicinales étudiées dans le traitement de maladies telles que le
diabète ; les maladies cardiovasculaires et le cancer. Parmi les plantes ayant une propriété
antioxydante et qui sont reconnues plantes antidiabétiques : Ajuga iva, Citrillus
colocynthis, Fredolia aretioides, Globularia alypum, Haloxylon scoparium, Juniperus
phoenicea, Rosmarinus officinalis, Peganum harmala, Pistacia lentiscus, Teucrium
polium, Tetraclinis articulata, Zizyphus lotus (Bnouham et al., 2002). R. officinalis est
utilisé dans le traitement des maladies cardiovasculaires (Gonzalez-Tejero et al., 2008) et
P. lentiscus, Euphorbia marginata Pursh ; G. alypum L., Osyris quadripartita Salzm. dans
le traitement du cancer (Graham et al., 2000 ; Abdelwahed et al., 2007).
Les résultats de la CCM nous informent sur la richesse de ces extraits en:
flavonoïdes; acides phénoliques; lignanes; coumarines; glycosides cardiotoniques et
sesquiterpènes.
Les extraits ayant les activités les plus fortes ont donné plusieurs taches
flavonoïdiques comme c’est le cas des extraits de Pistacia sp. Ces résultats sont en accord
avec l’étude faite par Benhammou et al. (2008) qui a montré que l’extrait éthanolique de
P. lentiscus contient des flavonols, des acides phénoliques, des flavones, des anthocyanes,
l’acide gallique et l’acide para-coumarique. L’activité antioxydante observée est donc la
résultante des activités de l’ensemble des constituants.
Les composés phénoliques sont des constituants très importants de la plante à cause
de leur capacité de piégeage des radicaux libres et de leur forte inhibition de la
peroxydation lipidique (Pokorny et al., 2001). Les flavonoïdes sont le principal groupe de
composés polyphénoliques qui possèdent une telle propriété (Yanishlieva-Maslarova,
2001).
Les teneurs en polyphénols totaux des extraits étudiés se situent entre 438,99 ± 7,52
chez O. quadripartita et 16,50 ± 0,89 mg d’équivalent d’acide gallique par gramme de
matière lyophilisée chez A. halimus .
Les teneurs en flavonoïdes varient entre 116,98 ± 17,00chez les feuilles de Rosmarinus
officinalis et 10,09 ± 0,20 mg d’équivalent de catéchine par gramme de matière lyophilisée
chez le thalle de Cladonia rangiformis.
Les quantités les plus élevées en polyphénols et en flavonoïdes ont été détectées
chez les feuilles d'O. quadripartita; l’extrait éthanolique de C. coccineum; les feuilles de
92
V. DISCUSSION
P. atlantica et de P. lentiscus; l’écorce d’Acacia raddiana; les feuilles de M. nivellei ; les
racines de G. alypum ; l’écorce de Z. lotus; les feuilles de J. phoenicea; d’Olea lapperini,
de R. officinalis; T. articulata; d’H. scoparium et de Z. lotus. Ces mêmes plantes ayant
une forte activité antioxydante.
La quantité la plus faible en polyphénols a été trouvée chez A. halimus; la chaire des
fruits et les graines de C. colocynthis; le thalle de C. rangiformis; la chaire des fruits et les
graines de R. pentaphylla; les graines de Solanum sodomaeum; les feuilles de Pergularia
tomentosa; les fruits d’Ammodocus leucotrichus; les feuilles de Thapsia garganica, de
Withania frutescens, de Cynoglossum cheirifolium; d’A. iva et de R. tripartitum ainsi que
la phase aqueuse de M. nivellei. Ces plantes ont démontré une activité antioxydante plus
faible par rapport aux autres plantes. En accord avec Boskou et al. (2006) ; Djeridane et
al. (2006) ; Wojdyło et al. (2007) ; Biglari et al. (2008) et Yen et al. (2008), ces résultats
suggèrent que la capacité antioxydante des plantes est liée à leur contenu en polyphénols
et en flavonoïdes.
On remarque aussi que la teneur des polyphénols est différente d’une partie de la
plante à une autre. Tel est le cas de G. alypum ; R. pentaphylla et Z. lotus. La teneur en
principes actifs d’une plante varie avec l’organe (Perrot et Paris, 1971).
Chez P. lentiscus et P. atlantica, récoltés à Misserghin le mois de juin 2007 et à
Ouarsenis le mois de Juin 2008, respectivement, l’IC50 est de 2,90 ± 0,07 et. 4,47 ± 0,07.
Ces résultats montrent une légère différence dans l’activité et même dans la teneur en
polyphénols.
On remarque que les extraits qui possèdent les forts taux de polyphénols,
contiennent aussi des hautes teneurs en flavonoïdes. Ces derniers seraient donc les
principaux représentants du pool polyphénolique. A titre d’exemple, la quantité des
polyphénols et des flavonoïdes chez R. officinalis est respectivement de 168,19 ± 12,51 et
116,98 ± 17,00 mg/g. Ces résultats sont assez comparables à ceux trouvés par Chen et al.
(2007) avec le même type d’extrait (185.04 et 141.2 mg/g).
Quelques composés polyphénoliques comme les flavonoïdes sont doués d’activités
anti-carcinogénique et anti-mutagénique (Chung et al., 1998; Kaur et al., 1998). Ces
activités pourraient être liées à l’activité antioxydante et peuvent jouer un rôle important
dans la prévention et traitement du cancer (Chung et al. 1998).
93
V. DISCUSSION
En ce qui concerne la variation saisonnière et d’après nos résultats, la plus forte
accumulation des polyphénols a été trouvée durant l’hiver (Janvier) chez Pistacia
lentiscus et le printemps (Avril) chez Tetraclinis articulata. Aux mêmes périodes, on
observe les plus fortes activités antioxydantes. Les valeurs d’IC50 variant entre 4,03 ± 0,07
et 5,62 ± 0,14 µg/ml chez P. lentiscus, et de 9,51 ± 0,52 et 29,86 ± 1,45 µg/ml chez
T. articulata. La capacité de piégeage du radical DPPH par l’extrait des feuilles de
P. lentiscus et de T. articulata durant les différentes saisons est due à leur richesse en
constituants actifs comme les polyphénols et les flavonoïdes. Ce résultat est en accord
avec ceux de Chryssavgi et al. (2008) travaillant sur les extraits méthanoliques de
P. lentiscus L. et de Myrtus communis L. et Tsai et al. (2008) sur l’extrait aqueux des
feuilles de Pennisetum purpureum. Dans le même contexte, Ijaz Hussain et al. (2008) a
démontré que la teneur de même que la composition chimique des huiles essentielles des
parties aériennes d’Ocimum basilicum L. fluctuent selon les saisons.
Il est bien établi que le profil phytochimique d’une plante est directement lié aux
conditions de l’environnement tels que le climat, la localisation géographique, la
température, la photopériode, le stade végétatif, etc. Ces facteurs influent sur les voies de
synthèse des composés actifs de la plante (Tsai et al., 2008). De ces différences naissent
des changements sur le potentiel antioxydant de la plante. En accord avec ce principe, nos
résultats montrent qu’il existe une corrélation entre l’activité antioxydante et la teneur en
polyphénols (R2 = 0.79). Cette corrélation explique que les extraits à hautes teneurs en
polyphénols donnent une IC50 faible. Cette corrélation entre les teneurs en polyphénols
avec le potentiel antiradicalaire a été par ailleurs démontrée par Cai et al. (2004);
S´anchez et al. (2007) ; Wojdyło et al. (2007); Li et al. (2008); Soobrattee et al. (2008);
Yen et al. (2008).
L’activité antioxydante des fractions issues du partage liquide-liquide de l’extrait
aqueux de M. nivellei montre également une bonne corrélation linéaire avec leurs teneurs
en polyphénols totaux (R2 = 0,99). La corrélation également observée avec les flavonoïdes
(R2 = 0,95) laisse suggérer que ces derniers sont des contributeurs majeurs dans l’activité
antioxydante.
Une bonne corrélation existe également entre les teneurs en polyphénols et les
fluctuations saisonnières des activités antioxydantes chez les deux espèces étudiées,
P. lentiscus et T. articulata : R2 = 0.78 et R2= 0.96, respectivement. Par contre, il n’existe
94
V. DISCUSSION
aucune corrélation entre les teneurs en flavonoïdes et l’activité antioxydante chez
P. lentiscus ce qui peut probablement s’expliquer par le fait que des composées
polyphénoliques bioactifs autres que les flavonoïdes sont responsables de l’activité
observée ; cette plante étant connue par sa richesse en acide gallique, entre autres
(Dedoussis et al., 2004 ;Abdelwahed et al., 2007, Benhammou et al., 2008). A
l’inverse, chez T. articulata, les flavonoïdes sont les agents antioxydants de premier ordre
comme en témoigne la corrélation (R2 = 0.97) entre ces deux paramètres.
95
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ANNEXES

Composition des réactifs
Tableau 23: réactifs chimiques pour la révélation des CCM.
Réactif
Substance révélée
Mode de préparation
Neu
flavonoïdes
FollinCiocalteu
Acides phénoliques
libres
Préparation d’une solution contient de (5 :4) de 2aminoéthyldiphényl borinate (2 % p/v dans
méthanol) et de PEG4000 (5% p/v dans éthanol).
Dans un Ballon à fond rond de 1litre, placer 700ml
d’eau déminéralisée. 100 g de tungstate de Sodium,
25 g d’acide phosphomolybdique, 100ml d’acide
chlorhydrique et 50 ml d’acide orthophosphorique à
85%.Bouillir sous reflux pendant 10h, refroidir puis
ajouter 150g de sulfate de lithium. Ajouter quelques
gouttes de Brome liquide jusqu’à ce que le réactif
soit jaune (non vert). Eliminer le Brome en excès
par ébullition sous hotte (flacon ouvert). Ajuster le
volume à1L de l’eau déminéralisée.
Komarowsky
Saponines
Dragendorff
Alcaloïdes
Vanilline
sulfurique
Lignanes
Anisaldéhyde
Triterpènes
Zimmermann
Sesquiterpènes
lactones
KOH
SbCl3
DPPH
b- carotène
Anthraquinones
Coumarines
Quinones
Glycosides
cardiotoniques
antioxydants
antioxydants
Mélanger (5 :1, v/v) de ρ-hydroxybenzaldéhyde
(2%p/v dans Méthanol) et H2SO4 50% dans éthanol.
Préparation de solution d’acide d’iodobismuthate de
potassium constitue de deux solutions :
Solution A : contient de 10ml d’acide acétique
glacial, 40ml d’eau et 0.85g de nitrate.
(Chauffer et filtrer si nécessaire).
Solution B : contient de 20ml d’eau distillée et 8g
d’iodure de potassium.
Mélanger 5ml de solution A et 5ml de solution B
avec 20ml d’acide acétique glacial et 100ml d’eau
distillée.
Conserver à l’abri de la lumière.
Mélanger un volume égal d’une solution
éthanolique de vanilline à 1% et une solution
aqueuse d’acide perchlorique à 3%. Vaporiser le
mélange sur la plaque puis une solution éthanolique
d’acide sulfurique à 10%.
Préparer une solution de p anisaldéhyde à 0.5 %
dans un mélange de CH3OH, AcOH, H2SO4 (85 :
10 : 5).
A : 10g de nitrobenzène + 90 ml de toluène.
B : 6g de NaOH + 25 ml H2O +45 ml méthanol.
KOH 5-10 % dans l’éthanol.
Préparer une solution de chlorure d’antimoine de
20% dans CHCl3 ou EtOH.
2, 2 diphényl 1 picrylhydrazyle en solution
méthanolique à 0, 2 % (p / v).
b- carotène en solution chloroformique à 0.05 %
120
ANNEXES
 Expression des résultats des polyphénols totaux :
On prend comme un exemple d'Osyris quadripartita Salzm. (feuilles) (Présente la
plus forte teneur en polyphénols) qui présente une DO de 1,667
D’après la courbe d’étalonnage on a l’équation suivante :
y = 80,466x – 0,0151
x = (y + 0,0151)/80,466 avec y = DO
x = (1,667+0,0151)/80,466
= 0,0209 mg/ml
On divise cette valeur par 1/21 qui correspond au facteur de dilution de notre
échantillon (δ = 100 µL (volume déposé de l’échantillon) / 2100 µL (volume réactionnel)
= 1/21)
Donc x’= x /1/21 = 0,0209 × 21 = 0,438 mg/ml
La solution mère d'O. quadripartita Salzm. (feuilles) est à 2 mg/ml
La valeur de l'absorbance obtenue à partir de cette solution est supérieur à 2 donc on a fait
une dilution de 2 fois et on a obtenu une A=1,66.
On a 0,438 mg/ml
x’’
10-3 g/ml
1g
x’’= 0,438 1/ 10-3
= 438 mg/g
Donc d'O. quadripartita Salzm. (feuilles) contient 438mg de polyphénols totaux par
g de poudre lyophilisée.
 Expression des résultats des flavonoïdes:
On prend l’exemple Globularia alypum (racines) qui présente une DO de 1,42
D’après la courbe d’étalonnage on a l’équation suivante :
y = 0,067x – 0,1791
x = (y + 0,1791) / 0,067 avec y = DO= 1,42.
x = (1,42 + 0,1791) / 0,067
= 23, 867 µg/ml
On divise cette valeur par 5,6 qui correspond au facteur de dilution de notre
échantillon (δ = 500 µL (volume déposé de l’échantillon) / 2800 µl (volume réactionnel)
= 1/5,6)
Donc x’= x × 5,6 = 23, 867 × 5,6 = 133,655µg/ml
121
ANNEXES
La solution mère de Globularia alypum (racines) est à 2 mg/ml
On a 133,655 10-6g/ml
x’’
2 10-3 g/ml
1g
x’’= 133,655 10-3 / 2 g
= 66,82 mg
Donc l'extrait aqueux des racines de Globularia alypum contient 66,82 mg de
flavonoïdes par g de poudre lyophilisée.
122