3.1 Utilisation de l`énergie lumineuse, photosynthèse et production d

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3.1
05/02/17
Utilisation de l'énergie lumineuse, photosynthèse et production d'ATP
3.1.1 La feuille, organe clé de la photosynthèse
http://www.infovisual.info
3.1.2
Le chloroplaste organite clé de la photosynthèse
Vous mettrez en évidence les mouvements de cyclose des chloroplastes chez l'élodée et l'influence
d'un poison respiratoire sur ces mouvements. Faire vérifier.
Proposez une explication à ces mouvements (intérêt pour la plante) par un texte court.
L'observation est facilitée dans une zone voisine de la nervure (cellules ayant peu de chloroplastes)
éclairées quelques minutes sous le microscope.
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3.1.3
La phase photochimique de la photosynthèse
La cellule chlorophyllienne des végétaux verts effectue la photosynthèse grâce à l'énergie lumineuse.
3.1.3.1 Les rayonnements absorbés par les végétaux chlorophylliens (spectre d'absorption)
Séparez les différents pigments d'une solution de chlorophylle brute puis déterminez le spectre
d'absorption de cette solution brute. Présentez le résultat sous la forme de votre choix. D'après vos
résultats, quelles sont les longueurs d'ondes qui pourraient être efficaces pour la photosynthèse ?
Afin de déterminer les rayonnements absorbés, il est nécessaire:
1- d'extraire les pigments
2- de déterminer les longueurs d'ondes absorbées par ces pigments
1- L' extraction des pigments:
Les pigments concernés étant solubles dans l'alcool, l'extraction se fera dans l'alcool à 90°.
(voir physique chimie pour autres solvants (eau, lipides ...))
épinard ou autre feuilles bien vertes
Liste du matériel disponible:
mortier
1 par groupe
alcool à 90° / autre
10 ml par groupe
épinard / autre
QSP classe
bécher + gaze
1 par groupe
pipette fine pour dépôt
1 par groupe
2- La séparation des pigments, chromatographie:
(voir physique chimie pour autres solvants (alcool, mélanges ...))
s'agissant de molécules organiques, la séparation se fera dans des solvants organiques.
Liste du matériel disponible:
papier à chromatographie
1 par groupe
solvant (Ether de pétrole/Acétone/Cyclohexane : 85/10/5% )
/autre QSP classe au fond de la salle
éprouvette/chromatographie
1 par groupe
bouchon et fixation pour le papier
1 par groupe
nécessaire pour obscurité dans l'éprouvette
1 par groupe
Remarques:
limiter la durée pour ne pas monter trop haut (~30 minutes)
faire le dépôt à au moins 2 cm du bord inférieur pour pouvoir faire tremper dans le solvant sans problème
réaliser des dépôts aussi petits que possible (sécher au sèche cheveu pour éviter l'étalement)
réaliser plusieurs dépôts pour concentrer le pigment (4-5)
3- Détermination des longueurs d'ondes absorbées:
L'utilisation d'un spectroscope ou d'un spectrophotomètre permet de déterminer les longueurs d'ondes
absorbées.
Liste du matériel disponible:
spectroscopes (boites bleues PM)
autant que possible
Remarque :
Pour les nouveaux spectroscopes, diluer beaucoup (transparent à l’œil).
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3.1.3.2 Pigments, rayonnements et photosynthèse
D'après les documents proposés, quels sont les pigments efficaces pour la photosynthèse ?
Document 1: Pigments foliaires observés par chromatographie
Document 2: Spectre d'absorption des pigments foliaires obtenu par spectrophotométrie
Le spectre d’absorption est obtenu en éclairant
les cellules photosynthétique avec un éclairement
monochromatique (une seule longueur d'onde).
L'absorption est déterminée en mesurant la
quantité de rayonnement absorbée.
Principe du spectrophotomètre
(pour information, pas à commenter)
Document 3: Spectre d'action des pigments foliaires
Le spectre d'action est obtenu en éclairant les cellules
photosynthétique avec un éclairement monochromatique.
L'efficacité photosynthétique est déterminée en mesurant
soit la quantité de dioxygène produit par unité de temps soit la
quantité de dioxyde de carbone absorbée par unité de temps.
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3.1.3.3 Détermination expérimentale de l'intensité photosynthétique
Présentation du matériel :
mise en place des capteurs voir positions ci-dessous
ATTENTION : ne pas mettre dans l'eau le capteur lumière
(voir nom du capteur sur le capteur)
Présentation du logiciel :
à l'ouverture du logiciel, clic sur la fenêtre qui s'ouvre au milieu pour accéder au logiciel
O2 dissous
refuser le paramétrage (déjà fait)
CO2
refuser le paramétrage (déjà fait)
Observer les fenêtres de gauche / de droite
fenêtre de gauche à 2 onglets
onglet paramétrage
onglet données
fenêtre de droite = fenêtre d'affichage des données stockées dans la fenêtre de gauche
manipulation des axes possible
double clic sur le titre d'un axe pour adapter automatiquement l'échelle aux données
clic de part et d'autre de la barre au centre d'un axe pour déplacer le début ou la fin de cet axe
Proposez un protocole permettant de mettre en évidence l'influence de la qualité et de la quantié de
lumière sur la photosynthèse.
Le logiciel Latis-bio
Fenêtre graphique
Liste des courbes
paramétrage
de l'acquisition
Déclenchement
des mesures
Indication du temps
Axe gauche du graphique
Pour éviter d'avoir à manipuler le logiciel pendant les mesures, prévoir un temps plutôt trop long que
trop court.
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3.1.3.4 L'origine du dioxygène dégagé
D'après les documents ci dessous (Nathan spécialité) quelles sont les conditions nécessaires
au dégagement de dioxygène lors de la photosynthèse ? (type 2b).
Document 1: influence d'un accepteur d'électrons (oxalate de potassium ferrique) sur la photosynthèse.
Document 2: Origine des atomes d'oxygène des molécules de dioxygène produites
Une suspension d'algues éclairée est placée dans une eau marquée par de l'oxygène 18 (isotope radioactif
de l'oxygène = *O dans les réactions ci dessous). Le résultat de cette réaction est schématisé ci dessous:
6 CO2 + 12 H2*O C6H12O6 + 6 *O2+ 6 H2O
La même expérience est réalisée avec du CO2 marqué. Le résultat est le suivant:
6 C*O2 + 12 H2O C6H12*O6 + 6 O2+ 6 H2*O
Document 3: les conditions d'oxydation de l'eau (doc 31 à gauche, doc 32 à droite)
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3.1.4 Phase chimique de la photosynthèse
3.1.4.1 la production de matière organique
La phase chimique produit du glucose à partir de CO2 en utilisant les produits de la phase photochimique.
Mise en évidence de sucre dans la sève.
Chromatographie des glucides.
Mise en évidence de polymères du sucre (amidon).
La pomme de terre accumule des réserves sous forme de grains d'amidon (chaines de glucose) dans les
cellules de ses tubercules. Au printemps, ces réserves sont utilisées pour construire un nouveau plant de pomme
de terre. La synthèse se fait selon les réactions suivantes :
Glucose

Clucose1P

Amidon
On cherche à déterminer la localisation de l'amidon dans une cellule de tubercule de pomme de terre.
Présentez vos résultats sous la forme de votre choix puis argumentez l'affirmation suivante: « Les zones
non chlorophylliennes d’une plante se comportent comme des parties hétérotrophes d’un être autotrophe ».
Liste du matériel disponible:
Pomme de terre
scalpel
microscope
lames / lamelles
eau iodée
autres réserves
Préparation de l'échantillon à observer
1 par rangée
1 par groupe
1 par groupe
1 par classe
1 par rangée
...
Coloration de la lame (vue de dessus), coloration à l'eau
iodée (colore l'amidon en violet)
Amyloplastes de
pomme de terre
X100
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3.1.4.2 la production de matière organique (modifié de bac juin 2012)
La diminution des réserves de carburants fossiles rend nécessaire le développement de nouvelles sources
d'énergies, notamment, la production de biocarburants. Actuellement ceux-ci peuvent être produits à partir de la
culture de certaines espèces (soja, moutarde, palmier à huile, algues vertes unicellulaires).
À partir de la mise en relation des données des documents et des connaissances, montrer que
certaines molécules organiques produites lors de la photosynthèse peuvent être à l'origine des
biocarburants. Donner les arguments qui conduiraient à privilégier l'une des cultures présentées.
Document 1 : conditions de cultures d'algues vertes
Des algues vertes unicellulaires dotées de chloroplastes sont cultivées dans différents milieux. Le premier
jour (J0) et le 7e jour (J7), on mesure à l'aide d'un spectrophotomètre l'absorbance de la lumière des suspensions
d'algues.
Absorbance
A la lumière
A l'obscurité
ajout de CO2 dans l'eau Sans ajout de CO2 ajout de CO2 dans l'eau sans ajout de CO2
J0
0,05
0,05
0,05
0,05
J7
0,62
0,15
0,05
0,05
L'absorbance est la mesure de l'absorption d'un faisceau lumineux par la suspension d'algues. Cette valeur
est proportionnelle à l'abondance des algues.
Document 2 : expérience historique de Calvin ( prix NOBEL en 1961)
A l'aide d'un dispositif ingénieux appliqué à des algues vertes unicellulaires (chlorelles) cultivées en
conditions optimales pour réaliser la photosynthèse, il est possible de les mettre en contact avec du CO2 marqué
au carbone 14 pendant un temps connu (5, 10 et 30 secondes). A l'issue de ce contact, les algues sont fixées
instantanément par de l'éthanol bouillant. Les petites molécules organiques sont extraites, séparées sur une
chromatographie bidimensionnelle, la révélation par des réactifs appropriés permet de les reconnaître. Le
chromatogramme ci-dessous montre les composés radioactifs obtenus,
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Document 3 : synthèse des lipides dans les cellules chlorophylliennes
Dans le chloroplaste éclairé, de petites molécules sont d'abord produites et la synthèse d'acides gras se
réalise grâce à des acides gras synthétases (enzymes du chloroplaste). Les acides gras entrent dans la
constitution de lipides soit membranaires, soit de réserve.
Les algues unicellulaires cultivées dans des milieux appropriés accumulent de grandes quantités de lipides
de réserve. Ils sont extraits, puis leur raffinage permet de produire des biocarburants.
Document 4 : comparaison de la production de biocarburants de différentes cultures en fonction de la surface
cultivée.
Types de cultures
Biocarburants produits Uha/an
Types de surfaces utilisées
Soja
446
Surfaces agricoles
Moutarde
1300
Surfaces agricoles
Palmier à huile
5950
Surfaces agricoles
Algues vertes unicellulaires
45000 à 137000
Surfaces non agricoles
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3.2 Utilisation de l'énergie chimique, oxydation du glucose et production d'ATP
3.2.1 Fermentation/respiration et croissance cellulaire : réalisation de cultures
3.2.1.1 Cultures en milieu liquide (David)
Liste du matériel disponible:
levures
levures dans des conditions de culture variées :
lames de Malassez
microscopes
dioxygène sucre
QSP moins de 10 par zone de comptage à la fin
oui
oui
non
oui
oui
non
Faire le comptage sur cellule de malassez (lame quadrillée pour permettre un comptage) pour des
cultures réalisées dans des conditions variées.
Zone de mesure
La mesure se fait sur un parallélépipède rectangle composé de 20 cubes (4 X 5 voir zone entourée ci contre). Chaque cube a les
dimensions suivantes :
- largeur 0,2 mm
- longueur 0,25 mm
- profondeur 0,2 mm
La mesure est répétée sur 10 rectangles non contigus.
Les conditions de culture, la moyenne des 10 mesures, ainsi que la moyenne pour 1 cm3 sont notées au tableau.
3.2.1.2
Cultures sur milieu solide (élèves)
Liste du matériel disponible:
nécessaire pour cultures de levures en milieu solide dont glucose (balances, glucose, gélose 12 boites de pétri min)
salle avec gaz, pipettes.
Préparation des boites de gélose
0,2 grammes de gélose pour 50 ml d'eau
1 gramme de glucose pour 50 ml d'eau
1 cube de bouillon de boeuf par litre
0,2 grammes de levure pour 50 ml d'eau
chauffage en mélangeant
ébullition puis verser dans boite de pétri (doucement, attention à ne pas déborder ni se bruler)
Ensemencement en levures : déposer ~ 6 gouttes de la solution de levures à 0,001 g/l dans la boite
Étaler le liquide puis fermer la boite avec du scotch
3.2.1.3 Culture sur du lait, le yaourt :
Réaliser le frottis bactérien puis observer au microscope X 600 au moins. Dessiner
les bactéries observées.
Liste du matériel disponible:
- un yaourt
- bleu de méthylène (colorant)
- une lame et une lamelle
- alcool à 90°
Mise en oeuvre :
•
déposer une petite goutte de yaourt sur la lame
•
étaler la goutte avec la lamelle de manière à obtenir une couche très fine et
transparente
laisser sécher (en agitant la lame)
recouvrir d’alcool à 90° et laisser agir environ 2 minutes
laisser sécher (en agitant la lame)
recouvrir de bleu de méthylène et laisser agir environ 30 secondes
rincer délicatement à l’eau (attention à ne pas faire partir tout l’échantillon)
laisser sécher (en agitant la lame)
•
•
•
•
•
•
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3.2.2
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La fermentation, oxydation partielle de l'acide pyruvique
Mise en évidence de la fermentation :
En l'absence de dioxygène, certains êtres vivants comme la levure sont capables de récupérer l'énergie
nécessaire à leur fonctionnement par une dégradation incomplète de molécules organiques (fermentation). Cette
dégradation étant incomplète, elle produit une molécule organique qui doit être éliminée.
Certaines souches de levures respirent, d'autres fermentent, d'autres respirent et fermentent.
Vous proposerez un protocole permettant de déterminer quel type de souche est vendu au carrefour
market de saint julien.
Réaliser le protocole proposé par l'enseignant.
Faire vérifier.
Présenter les résultats obtenus sous la forme de votre choix.
Exploiter les résultats pour répondre au problème posé
Liste du matériel disponible:
sonde à éthanol / éthylomètre OU sonde à CO2
sonde à dioxygène
levures
récipients pour fermentation
solution de glucose et/ou autres substrats
1 par groupe
1 par groupe
1 par classe
1 par groupe
1 par classe
Document 1: évolution d'une culture de levures en présence de glucose.
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3.2.3 La respiration, oxydation totale de l'acide pyruvique en présence de dioxygène:
La plupart des cellules eucaryotes (y compris les cellules chlorophylliennes) respirent : à l'aide de
dioxygène, elles oxydent la matière organique en matière minérale. La prise de certains antibiotiques
(oligomycine) dirigés contre un antigène bactérien peut entraîner une fatigue générale du patient. Cet effet
secondaire est en partie lié à l'action des antibiotiques sur les mitochondries des cellules du patient.
A partir de l'exploitation des documents 1 à 3 et en utilisant vos connaissances, expliquez le rôle des
sphères pédonculées mitochondriales et proposez une hypothèse sur l'origine de la fatigue liée à la prise
d'antibiotiques.
Document 1 : Expériences sur les vésicules mitochondriales
La fragmentation des mitochondries. par les ultrasons (1), conduit à la formation spontanée de vésicules à
partir de fragments retournés de membranes internes (2). Ces vésicules présentent à leur surface des sphères
pédonculées (3). Les sphères pédonculées ne sont plus en contact avec la matrice mais avec un milieu
expérimental (4).
Ce milieu expérimental contient de l'O2. des composés réduits RH2. de l'ADP et du P (phosphate
inorganique).
Conditions
Observations
vésicules
Synthèse d'ATP et réoxydation des RH2 en R
vésicules dépourvues de sphères pédonculées
Pas de synthèse d'ATP mais réoxydation des RH2 en R.
Document 2 : Variations de la composition d'un muscle frais d'amphibien, avant et après l'effort.
Conditions témoins
Avant la contraction
(mg.g-1 de muscle frais)
Après la contraction
(mg.g-1 de muscle frais)
Glycogène
1,08
0,8
ATP
1,35
1,35
Le muscle est resté contracté pendant toute la durée de la stimulation
Glycogène
1,08
1,08
Après injection d'une forte ATP
1,35
0
dose d'oligomycine
Arrêt presque immédiat de la contraction du muscle, malgré le maintien de la
stimulation
Document 3: Electronographie d'un muscle cardiaque (X 11 700)
Myofibrilles = fibres musculaires
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3.2.4
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Étude comparée de l'efficacité énergétique de la fermentation et de la respiration
Comment peut on expliquer la différence de croissance entre les levures placées en
aérobiose (présence de dioxygène) et celles placées en anaérobiose (absence de dioxygène) ?
Document 1: croissance des levures en aérobiose / anaérobiose
Conditions
Milieu aérobie
Milieu largement anaérobie
Milieu totalement anaérobie
Durée en jours
9
19
90
Concentration en sucre (%)
5
5
5
Volume de la solution (ml)
3000
3000
3000
Sucre consommé (sur 150g)
150
145
45
Masse de levures formées (g)
1,97
1,37
0,25
Document 2: comparaison de la structure des levures en aérobiose/anaérobiose
Document 3: Consommation de dioxygène de mitochondries isolées
Des mitochondries isolées de cellules de rat sont placées dans un
bioréacteur au temps t1
au temps t2 est ajoutée une petite quantité de glucose (6C)
au temps t3 est ajoutée une petite quantité de pyruvate (3C)
la concentration de dioxygène est suivie au cours du temps
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3.3 Adaptation du métabolisme énergétique au niveau du muscle
La fibre musculaire utilise l'ATP fourni, selon les circonstances, par la fermentation lactique ou la
respiration. L'hydrolyse de l'ATP fournit l'énergie nécessaire aux glissements de protéines les unes sur les autres
qui constituent le mécanisme moléculaire à la base de la contraction musculaire.
Réaliser une dilacération de muscle et observer la structure des cellules (fibres) musculaires.
3.3.1
D'après
musculaire ?
les
documents
Mise en évidence du rôle de l'ATP
proposés
expliquez
Document 1: Effet du salyrgan ( poison bloquant
l'hydrolyse de l'ATP).
l'influence
de
l'ATP
sur
la
contraction
Document 3:
Document 2: changements de conformation des protéines
musculaires
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