Encart 1 : Le système du TAP tag, principe, vecteurs et souches utilisées Le système du TAP tag est une méthode de purification par affinité. Cette méthode consiste à étiqueter une protéine dont on sait qu’elle interagit avec le complexe d’intérêt, à exprimer cette protéine dans le parasite puis, après extraction des protéines en conditions non dénaturantes, à purifier et à analyser les protéines qui lui sont associées. Nous avons choisi d'utiliser pour ce faire une étiquette particulière appelée TAP (Tandem Affinity Purification) (Rigaut et al., 1999; Puig et al., 2001). Le TAP tag est maintenant couramment utilisé chez Trypanosoma brucei et ce système a permis de purifier de nombreux complexes (pour plus de détails, voir matériel et méthodes). Différents vecteurs ont été utilisés pour permettre le marquage des protéines d'intérêt : (i) Le vecteur pTSARib TAP (figure 3.1A) : couramment utilisé au laboratoire (Walgraffe et al., 2005), il permet de fusionner l'étiquette TAP au domaine carboxyterminal (C-term) de la protéine d'intérêt. Ce vecteur contient une séquence codant pour le TAP et un gène de résistance à un antibiotique, permettant de sélectionner les parasites qui l’ont intégré suite à la transfection. Grâce à des régions d'homologie présentes dans le vecteur, la construction, après transfection, est intégrée dans le locus ribosomique du parasite et la protéine de fusion résultante est surexprimée. Ce vecteur est transfecté dans des parasites sauvages. (ii) Les vecteurs pLew82 NLS NTAP (figure 3.1B) et pLew100 NLS NTAP (figure 3.1C) permettent l'expression inductible d'une sous-unité et son étiquetage du côté de son domaine aminoterminal (N-term). Ces deux vecteurs sont des vecteurs d’expression inductible, contenant un promoteur de la polymérase T7 et une séquence de l'opérateur de l'opéron Tet bactérien sensible à la doxycycline. Ces vecteurs contiennent en outre des régions homologues aux séquences ribosomiques du parasite permettant l’insertion de la construction d’intérêt dans ces régions du génome (Wirtz et al. 1999). La séquence du TAP tag et un signal de localisation nucléaire (NLS= Nuclear Localisation Signal, Marchetti et al. 2000) ont été insérés dans les vecteurs pLew pour créer les vecteurs pLew NLS NTAP. Dans le vecteur pLew 82, le gène de résistance aux antibiotiques est sous le même promoteur que le gène d’intérêt. Les parasites sélectionnés exprimeront donc obligatoirement la protéine d’intérêt, mais à un faible taux. La doxycycline permet d’augmenter le taux d’expression. Le vecteur pLew100 quant à lui contient deux promoteurs différents, un pour le gène d’intérêt et un pour le gène de résistance. Un bruit de fond d’induction n’est donc pas obligatoire pour la sélection des parasites. En outre, le promoteur T7 responsable de l’expression du gène d’intérêt est muté, ce qui diminue le taux d’expression. Ces vecteurs sont transfectés dans la souche 29:13 (stade procyclique) (Wirtz et al. 1999) qui contient la polymérase T7 et le répresseur tétracycline. Encart 2 : L’ARNi, principes, vecteurs et souches utilisées L'ARNi consiste à produire un petit ARN double brin correspondant à une portion du gène d'intérêt. Cet ARN double brin active une machinerie enzymatique qui le clive en petits fragments de 21-23 nucléotides appelés siRNA (Small Interfering RNA). Ces siRNA induisent la dégradation de l'ARNm correspondant, empêchant ainsi l'expression du gène ciblé. Différents plasmides permettant d'induire ce "knock-down" spécifique ont donc été créés. Nous avons utilisé dans ce travail le vecteur pZJM (Wang et al. 2000) et le vecteur p2T7 tiTa 177 (Wickstead et al. 2002). Chacun d'entre eux contient deux promoteurs spécifiques de l'ARN polymérase T7, disposés tête-bêche et entre lesquels peut être inséré le fragment du gène d'intérêt. Ces promoteurs sont euxmêmes sous le contrôle de l'opérateur de l'opéron tétracycline bactérien sensible à la doxycycline (figure 3.2). Les vecteurs contenant le fragment du gène à invalider sont transfectés dans des souches de trypanosomes spécifiques qui expriment l'ARN polymérase T7 ainsi que le répresseur Tet. Lorsqu'on ajoute la doxycycline au milieu de culture contenant les parasites, la transcription de l'ARN double brin (ARNdb) s'effectue, le système d'ARNi se met en place et les transcrits du gène d'intérêt sont dégradés. Les souches de parasites utilisées sont la souche 29.13 (Wirtz et al. 1999) au stade procyclique et la souches 328.114 (Wirtz et al. 1999) au stade sanguicole. Ces deux souches de parasite expriment la polymérase T7 ainsi que le répresseur tétracycline. Le vecteur pZJM contient des régions d'homologie avec l'ADNr permettant son insertion au sein du locus ribosomique tandis que le vecteur p2T7-177 est inséré dans les minichromosomes. Ceux-ci présentent une cible clef pour des vecteurs inductibles car ils ne sont jamais transcrits (voir introduction). L'utilisation du vecteur p2T7 permet donc de diminuer le bruit de fond d'induction, fréquemment observé en absence de doxycycline avec le système d'invalidation pZJM, et qui peut être problématique lorsque le gène considéré est indispensable pour la survie du parasite. Le vecteur p2T7 n'a cependant été utilisé dans ce travail que sur des trypanosomes au stade sanguicole car, en raison des résistances spécifiques des parasites aux drogues de sélection, seule la souche 328.114 (sanguicole) était compatible avec le vecteur dont nous disposions. Tet R Prom Tet op Tet R Gène Tet op Prom Vecteur d'ARNi Prom Promoteur T7 Tet op Opérateur de l'opéron tétracycline Tet R Gène Répresseur tétracycline Gène ou morceau du gène d'intérêt Figure 3.2 : Représentation des vecteurs utilisés au cours de ce travail et permettant l'invalidation par ARNi d'un gène d'intérêt Encart 3: Analyse de l’effet de l’ARNi sur la transcription L'analyse de la quantité d'ARN au sein des cellules invalidées par ARNi a été effectuée par Northern blot. L'analyse des transcrits primaires a été effectuée en itilisant trois types de techniques (i) Les "run-on" in situ visualisés par immunofluorescence. Cette technique développée par l'équipe de Gull (Navarro et al. 2001) permet de visualiser la transcription en cours dans la cellule. Brièvement, des parasites vivants, invalidés ou non pour le gène d'intérêt, sont perméabilisés et incubés dans un milieu permettant la transcription. Ce milieu contient les différents nucléotides dont certains sont marqués avec le bromouridine triphosphate (BrUTP). Les ARN nouvellement synthétisés contiennent donc le nucléotide modifié et peuvent être visualisés par immunofluorescence à l'aide d'un anticorps dirigé contre cette molécule. Dans la suite du manuscrit, cette technique sera appelée "run-on" in vivo. (ii) Les marquages métaboliques visualisés par "dot-blot" (Ullu et al. 1990). Contrairement à la technique précédente qui donne une vision globale de la transcription par immunofluorescence, le "run-on sur dot-blot" permet de s'intéresser à la transcription primaire d'un gène particulier. Dans ce cas-ci, l'ARN est synthétisé en présence d’un nucléotide radioactif puis utilisé comme sonde pour s’hybrider à une séquence d'ADN, préalablement transférée sur un filtre de nitrocellulose par "dot-blot". (iii) Le "run-on" (Murphy et al. 1987). Cette dernière technique consiste à isoler les noyaux avant de marquer avec de la radioactivité les ARN en cours de transcription. Ces ARN seront alors utilisés comme sondes pour hybrider des séquences d'ADN, préalablement transférées par Soutern blot sur filtres de nitrocellulose. Les différentes techniques utilisées et la comparaison des résultats obtenus permettront d'avoir une idée globale des modifications de l'activité transcriptionnelle au cours de l'invalidation de chaque gène considéré.