FACULTE DES SCIENCES RABAT THESE DE

N° d’ordre : 2317
UNIVERSITE MOHAMMED V-AGDAL
FACULTE DES SCIENCES
RABAT
THESE DE DOCTORAT ES-SCIENCES
(DOCTORAT D’ETAT)
Présentée par
LAARABI SAID
Discipline: Biologie
Spécialité: Physiologie végétale
EFFET DES CONDITIONS STRESSANTES AERIENNES ET
SOUTERRAINES SUR L'IMPEDANCE ELECTRIQUE
FOLIAIRE DE JEUNES PLANTES
Soutenue le 16 novembre 2006, devant le jury
B. CHLYAH
Professeur à la Faculté des Sciences de Rabat-Agdal
K. EL KINANI
Professeur à la Faculté des Sciences de Rabat-Agdal
A. ETTOUHAMI
Professeur à la Faculté des Sciences de Rabat-Agdal
M. BEKKALI
Professeur à la Faculté des Sciences Aïn Chock de Casablanca
J. A. FERNANDEZ
Professeur à la Faculté des Sciences de Malaga
Président
Examinateur
Examinateur
Examinateur
Examinateur
Faculté des Sciences, 4 Avenue Ibn Battouta B.P 1014 RP, Rabat – Maroc
Tel +212 (0) 37 77 18 34/35/38, Fax : +212 (0) 37 77 42 61, http://www.fsr.ac.ma
Dédicaces
Je dédie ce travail :
A ma femme Samira
A ma fille Mariam
A mon fils Mahdi
A toute ma famille
A ma belle famille
A tous les amis
TABLE DES MATIERES
Avant-propos
Abréviations
Préface ……………………………………………………………………………………….1
I. ANALYSE BIBLIOGRAPHIQUE…..……………….…………………….. 4
I .1 GENESE ET CARACTERISTIQUES DES SIGNAUX ELECTRIQUES…………… 4
I.2. MOYENS ET MECANISMES DE L’ABSORPTION DES ELEMENTS
MINERAUX………………………………………………………………………. 5
I.3. L’EAU, LA PLANTE ET LA BIOELECTRICITE……………………………..…...…13
I.4. MESURE DE L’IMPEDANCE……………………………………………..………..…..21
I.5. INSTRUMENTS DE MESURE………………………………………………...…...….. 24
II. MATERIEL ET METHODES …………………………………………….…… 27
II.1. MATERIEL BIOLOGIQUE …..………………………….………………………….…. 27
II.2. CONDITIONS DE CULTURE ………………………………………...………..………. 27
II.2.1. Culture en hydroponie (aquiculture) ……………………………………….….. 27
II.2.2. Culture sur sable…………………………………………………………………. 28
II.2.3. Application de conditions atmosphériques particulières ……………………... 28
II.2.3.1. Variation de l’humidité relative de l’air (HRA) …………………………….. 28
II.2.3.2. Variation de l'agitation de l'air (AA)………………………………………… 30
II.2.4. Application de conditions souterraines particulières.……..…………………... 31
II.3. MESURE DE L’IMPEDANCE……………………………………………………….. 31
II.3.1. Appareillage, obtention et traitement des résultats…………………….…… 31
II.3.2. Mesures …………………………………………………………………………33
II.4. EVALUATION DE LA CROISSANCE………………………………………….….. 35
II.5. CALCUL STATISTIQUE…………………………………………………………….. 35
III. RESULTATS………………………………...……………………………….…... 36
III.1. ANALYSE SPECTROMETRIQUE, IN VIVO, DE L'IMPEDANCE DES
ORGANES AERIENS DE CERTAINES PLANTES MONO- ET
DICOTYLEDONES…………………………………. ……………………….….…. 37
III.1.1. Comparaisons électrospectromètriques entre les espèces testées……….…. 38
III.1.2. Comparaisons électrospectromètriques entre les organes aériens
d'une même espèce………………………………………………………….…. 42
III.1.3. Comparaisons électrospectromètriques entre les organes opposés
d'une même plante…………………………………….………………………. 43
III.1.4. Comparaisons électrospectromètriques en fonction de l'âge.…………….... 44
III.2. ANALYSE SPECTROMETRIQUE, IN VIVO, DE L'IMPEDANCE DE LA
PREMIERE FEUILLE DE MAÏS EN FONCTION DES CONDITIONS
HYDRIQUES DU SOL ET DE L’ATMOSPHERE………..……………….…….. 49
III.2.1. Apport d'eau et impédance électrique en air calme….…………………..… 50
III.2.2. Apport d'eau et impédance électrique en air agité ou fortement
humide………………………………………………........................................ 52
III.3. EFFET DES CONDITIONS STRESSANTES SOUTERRAINES SUR
L’IMPEDANCE ELECTRIQUE FOLIAIRE CHEZ LES JEUNES PLANTES
DE MAÏS………………………………………………………………………….…..…. 57
III.3.1. Effet de la concentration en éléments nutritifs sur les paramètres
électriques de l’impédance……………………………………….………………. 59
III.3.2. Effet du stress osmotique (PEG200)……………………………………………. 61
III.3.3. Effet du stress salin (NaCl)……………………………………………………… 63
III.3.4. Effet du stress acide (CH 3COOH)……………………………….……………… 65
III.3.5. Effet du KCN, un inhibiteur du métabolisme………………………………….. 66
III.3.6. Comparaison de l’effet des différents facteurs stressants utilisés…………….. 67
IV. DISCUSSION ………………………………………………………….……….…….. 68
V. CONCLUSION ET PERSPECTIVES……..……………………………………….….75
VI. REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES……………………………………………..78
VII. ANNEXES……………………………………………………………………………. 85
Avant propos
Le présent travail qui relève du domaine de diagnostic foliaire par des méthodes électriques a
été réalisé au Laboratoire de physiologie végétale de la Faculté des Sciences de l’Université
MohammedV de Rabat-Agdal, sous la direction du Professeur Khalifa El KINANI.
Les aspects physiques et informatiques ont été co-encadrés par les Professeurs Aziz
ETTOUHAMI et Mohammed LIMOURI du Laboratoire de conception et système du
département de physique de la même Faculté.
Je voudrais exprimer ma profonde reconnaissance à Monsieur le Professeur Khalifa El
KINANI qui m’a proposé le thème de ce travail auquel il a apporté un intérêt constant. J’ai
beaucoup appris avec lui aussi bien sur les plans théorique et pratique que sur le plan humain.
Je voudrais remercier les Professeurs Aziz ETTOUHAMI et Mohammed LIMOURI qui nous
ont aidé à mettre sur pied un système de mesure des paramètres électriques et d’exploitation
des données recueillies.
Je voudrais aussi exprimer ma sincère gratitude à Madame Bouchra CHLYAH Professeur à la
Faculté des Sciences de Rabat qui a toujours été présente aussi bien dans la rédaction des
articles qui constituent la base de cette thèse que dans la rédaction de la thèse elle même. La
vivacité de son esprit critique et sa riche expérience en matière de formation de jeunes
chercheurs m’ont servi comme phare de sécurité. Je la remercie vivement pour avoir accepté de
présider le jury qui évalue le présent travail.
Le Professeur Aziz Ettouhami du département de physique de notre Faculté continue comme
toujours à m’apporter aide et assistance dans l’élaboration du présent travail. Qu’il trouve ici
ma profonde reconnaissance et mes sincères remerciements.
Le Professeur Mohammed Limouri du même département de physique et co-encadrant de mon
travail ne peut, pour des raisons de santé, assister au premier couronnement de cette
coopération entre les départements de biologie et de physique qui est la soutenance d’une thèse.
Que le Professeur Mohammed Limouri trouve ici aussi mes sincères remerciements et mes
souhaits de prompt rétablissement.
Le Professeur Mohammed Bekkali de la Faculté des Sciences de Aïn Chock de Casablanca,
malgré l’éloignement et ses nombreuses occupations a tenu à nous rencontrer plusieurs fois
pour mieux présenter le présent travail et à apporter les éléments qui y manquaient. Je lui
apporte ici ma profonde reconnaissance et mes sincères remerciements.
De même pour le Professeur José Antonio Fernandez de la Faculté des Sciences de Malaga qui,
dans un premier temps m’a autorisé à travailler dans son Laboratoire et où j’ai appris d’autres
méthodes d’électrophysiologie, et, dans un deuxième temps, n’a pas hésité à lire ma thèse, à
nous envoyer un rapport pertinent sur cette thèse et à venir enfin faire part du jury qui évalue
l’apport scientifique de cette thèse. Que Monsieur le Professeur José Antonio Fernandez trouve
ici ma profonde reconnaissance et mes sincères remerciements. J’espère que ces premières
ébauches de coopérations seront utiles pour nos deux pays.
Je voudrais aussi exprimer mes remerciements à tout le personnel- enseignants et personnel
administratif- du Laboratoire de physiologie végétale de notre Faculté qui m’a toujours apporté
l’aide et le soutien moral nécessaires pour l’élaboration de ce travail.
Ce dernier n’aurait pu être mené à bien sans l’appui financier du Programme d’Appui à la
Recherche Scientifique (PARS. Agro 106) du Ministère marocain de l’Education Nationale et
de l’Enseignement Supérieur. Je tiens ici à remercier les équipes scientifique et administrative
qui nous ont accordé leur aide et assistance désintéressées.
7
Abréviations
AA : air agité
ABA : acide abscissique
AIA : acide indolacétique
APG : acide phosphoglycérique
ATP : adénosine triphosphate
ATPase : adénosine triphosphatase
CCCP : carboxyle cyanide-m-chlorophényle hydrazone
CH3COOH : Acide acétique
-CN : cyanure
Cp : capacité parallèle
CSB : courbe spectrométrique de bioimpédance
CRM : capacité de rétention maximale
DCCD: dicyclocarbodiimide
DES: diethyle stilbestrol
FC : fréquence caractéristique
Fig. : figure
Flle : feuille
HR : humidité relative
HRA : humidité relative de l'air élevée
Hyd : hydroponie
IV : indice de vigueur
Hyp : hypocotyle
Hz : Hertz
KHz : Kilo Hertz
K: Kilo Ohm
MHz : Méga Hertz
1,0N : une dose normale
NaCl : Chlorure de sodium
nF : nano Farad
PEG : polyéthylène glycol
PEP : phosphoenolpyruvate
PEP-carboxylase : phosphoenolpyruvate-carboxylase
pH : potentiel hydrogène
PHA : Potentiel hydrique de l’Atmosphère
Rp : résistance parallèle
Tabl. : tableau
Z : impédance complexe du circuit ; impédance (résistance ohmique + résistance capacitive).
Zi : partie imaginaire
Zr : partie réelle
mol : micromole
: fréquence de la mesure
8
Préface
Déterminer les besoins d’un semis de façon rapide et fiable est toujours un souhait à réaliser
pour les agronomes et les exploitants agricoles. Le dignostic est d’autant plus intéressant que la
plante cultivée est plus jeune. Dans ces conditions et en cas du besoin, le recours à des mesures
adéquates peut être rentable. Actuellement bon nombre de laboratoires travaille sur la
possibilité d’utiliser les signaux électriques pour diagnostiquer l’état physiologique des
végétaux. C’est ainsi que sur des organes ou des morceaux d’organes détachés de la plante
mère on mesure des paramètres électriques tels que l’impédance ou les potentiels d’action ou
de repos .
Dans le présent travail on mesure in vivo l’impédance des organes aériens de jeunes plantes
cultivées et qui ont été soumises à des conditions stressantes aériennes et souterraines.
Ce travail, faisant l’objet d’une thèse de Doctorat d’Etat, a été réalisé au Laboratoire de
physiologie végétale de la Faculté des Sciences de l’Université Mohammed V de Rabat-Agdal,
sous la direction du professeur Khalifa El Kinani. Les aspects physique et informatique ont été
co-encadrés par les professeurs Aziz Ettouhami et Mohammed Limouri du Laboratoire
« conception et système » de la faculté des Sciences de Rabat-Agdal. C’est donc une
coopération entre les départements de Biologie et de Physique.
Le travail a été rendu possible grâce à un financement du Ministère de l’Enseignement
Supérieur et de la Recherche Scientifique dans le cadre du Programme d’Appui à la Recherche
Scientifique (PARS). Notre projet est identifié « PARS Agro 106 ».
1
Ce travail a servi de base pour les publications suivantes :
Publications dans des revues à comité de lecture :
-Laarabi S., El Kinani Kh., Ettouhami A. et Limouri M. (2005a) Impédance in vivo des
organes aériens de certaines plantes mono- et dicotylédones. C. R. Biologies, 328, 253-262.
-Laarabi S., El Kinani Kh., Ettouhami A. et Limouri M. (2005b) Analyse spectrométrique,
in vivo, de l'impédance de la première feuille de Maïs (Zea mays L.) en fonction des conditions
hydriques du sol et de l’atmosphère. C. R. Biologies 328, 493-503.
-Laarabi S., El Kinani Kh., Ettouhami A. et Limouri M. [en préparation] Effet des
conditions stressantes souterraines sur l’impédance électrique foliaire chez les jeunes plantes de
Maïs (Zea mays L.).
Communications
-Laarabi S., El Kinani Kh., Ettouhami A., Limouri M. et Essaid A. Diagnostic foliaire par
des méthodes de biophysique. Poster et communication publiée dans le document du
« Colloque international de Biotechnologie: quelles opportunités pour le Maroc? », tenu à
Rabat du 3 au 5 juin, 2002.
2
I. ANALYSE BIBLIOGRAPHIQUE
I.1. GENESE ET CARACTERISTIQUES DES SIGNAUX
ELECTRIQUES……………………………..……………………………… 4
I.2. MOYENS ET MECANISMES DE L’ABSORPTION DES
ELEMENTS MINERAUX…………………………………….……………. 5
I.3. L’EAU, LA PLANTE ET LA BIOELECTRICITE………………….. 13
I.4. MESURE DE L’IMPEDANCE………………………………………... 21
I.5. INSTRUMENTS DE MESURE……………………………………….. 24
3
I. ANALYSE BIBLIOGRAPHIQUE:
I.1. Genèse et caractéristiques des signaux électriques:
Les premiers exemples de signaux électriques chez les plantes ont été identifiés et décrits déjà
en 1873 par John Burdon-Sanderson. Les signaux sont à distance et ils peuvent dépasser les
dimensions assez grandes d’une plante monocellulaire. John Burdon-Sanderson un
électrophysiologiste de
l'Université Collège de Londres, étudia, sur demande de Charles
Darwin, les mécanismes des mouvements rapides pour piéger les insectes chez les feuilles de
Dionea muscipula, une plante carnivore, appelée communément gobe-mouche. Darwin pensait
que ces mécanismes pouvaient être semblables à ceux des réflexes nerveux des animaux. Il a
été remarqué ensuite que les signaux électriques à longue distance et au sein d’une même
plante sont impliqués, aussi bien, dans les mouvements des feuilles des plantes sensitives au
toucher comme le Mimosa pudica, que dans les mouvements de piégeage des insectes par les
tentacules foliaires de diverses espèces de plantes carnivores (les Droséracées).
Cependant beaucoup de phytobiologistes étaient peu disposés à considérer l'idée que les
plantes peuvent utiliser les signaux électriques à longue distance dans une large gamme de
phénomènes de coordination outre que ceux mentionnés ci-dessus. Pour cela ils avançaient
plusieurs arguments :
a- les plantes et les animaux sont différents.
b- les plantes chez qui on a observé les signaux électriques constituent un cas particulier : elles
sont excitables donc différents des plantes ordinaires.
c- les difficultés d'identification de phénomènes physiologiques dans lesquels le courant
électrique interne semblerait être impliqué.
4
Malgré ces réticences, beaucoup d’essais ont été réalisés depuis 1878, date de publication du
travail de Kunkel (cité par Meylan, 1971) qui considérait que dans la plante, les courants d’eau
constituent les forces électromotrices qui créent les biopotentiels.
Aujourd’hui, il devient de plus en plus évident qu’au niveau cellulaire, les plantes et les
animaux ont beaucoup en commun. Les organes d’une plante, à différents degrés, sont
excitables. Toute action externe, mécanique, thermique ou chimique amène la plante à émettre
un signal électrique qui se propage à travers les tissus et qui, enregistré, a l’allure d’un potentiel
d’action. L'implication des signaux électriques à grande distance dans de nombreuses formes
des phénomènes de coordination chez les plantes semble s’imposer (Thain et Wildon, 1992).
Cependant lorsqu’on parle de propriétés électriques chez les végétaux, on pense surtout aux
ions avec leurs aux charges électriques, absorbés et accumulés dans les différents tissus par ces
organismes vivants.
I.2. Moyens et mécanismes de l’absorption des éléments minéraux par les plantes :
Pour bien croître, mieux se développer et assurer un bon rendement, les végétaux doivent avoir
à leur disposition, outre la lumière et une température adéquate, de grandes quantités d’eau et
d’éléments minéraux. Depuis toujours les biologistes et les agronomes s’efforcent de
déterminer les quantités optimales pour rentabiliser les mesures agronomiques entreprises dans
le domaine de la nutrition hydrique et minérale.
La dernière mesure est onéreuse même dans les pays producteurs d’énormes rendement
agricoles. Elle doit ensuite être équilibrée qualitativement et quantitativement. Les différents
éléments nutritifs ne sont pas absorbés dans les mêmes proportions. Ainsi Bieleski et Ferguson
(1983) ont observé que l’absorption des éléments minéraux nutritifs par Actinida chinensis, une
plante grimpante et volubile, s’est faite dans les proportions suivantes par comparaison à la
solution nutritive externe :
5
Teneur en éléments minéraux dans les tissus (feuilles et fruits) d’ Actinidia chinensis *
et dans le sol sur lequel il a poussé** (Bieleski et Ferguson, 1983).
N
170
1-3
K
80
1-2
Tissu (a)
Solution du sol
(Extraction, b)
a/b
57-170 40-80
P
Ca
9
28
0,0005-0,002 0,5-1,5
4500-18000
19-56
Mg
14
2-4
3,5-7
* en mole/kg de matière fraîche
** en mole/l d’extraction
A la lumière des données du tableau ci-dessus, on peut faire les remarques suivantes :
- quantitativement les éléments minéraux sont absorbés différemment. C’est ce qu’on appelle
l’absorption sélective.
- Après la mise en contact des racines de la plante ici testée avec la solution du sol
l’accumulation des éléments minéraux ne s’est pas faite spontanément.
Dans deux solutions inertes de différentes concentrations l’écoulement passif prend fin lorsque
les concentrations s’équilibrent. Chez la plante, avec le temps et l’âge, l’absorption continue
même si la concentration de certains éléments nutritifs à l’intérieur dépasse celle à l’extérieur.
L’absorption s’est donc faite contre le gradient de concentration. Elle utilise l’énergie
métabolique.
Ces mouvements ioniques, ayant lieu dans un milieu aqueux et n’étant autres que des
mouvements de charges électriques, participent largement dans l’électrogenèse des potentiels
diffusionnel et transmembranaire lesquels, comme courant électrique, mesurés entre deux
points donnés doivent, selon la loi d’Ohm, traverser une résistance. Arrivées aux membranes
cellulaires qui sont nombreuses (plasmiques, mitochondriales, chloroplastiques, etc.), les
charges sont spontanément séparées et déposées de part et d’autre des membranes qui forment
donc un condensateur virtuel avec une capacité électrique.
6
Ces paramètres électriques sont liés entre eux par les équations suivantes :
* Capacité (C) :
Q = C.E / F
(1),
où Q : quantité de charges électriques en équivalent.cm2
C : capacité membranaire en Farad
E : différence de potentiel en Volts
F : nombre de Farad
* Différence de potentiel membranaire (Em) :
Em = [R.T / F] . [Ln (Pk.Cko + PNa.CNao + P Cl.CCl i) / (Pk.Cki + PNa.CNai + PCl .CClo)]
(2),
Où R : Constante des gaz parfaits, soit 1,987 cal.mol-1 = 8,315 joules.mol-1
T : Température absolue en degré Kelvin
F : Nombre (constante) de Faraday = 96489 coulombs, c’est la charge électrique portée par
une mole et dont l’équivalent calorifique est 23,06 cal.mol -1
Ln : Logarithme népérien, soit 2,303 log10
Pk : Coefficient de perméabilité de l’ion K+ (de même pour le sodium Na+ et le Chlore Cl-)
Cko, i : concentration externe (o) et interne (i) du K+ .
* Conductance (G):
G = F2 (ΦKin + ΦNain ) / R . T ,
(3)
où ΦKin : Flux entrant du potassium (K+ )
R, T, F ont leur signification habituelle, ci-dessus indiquée.
* Résistance électrique (Re):
Re = 1 / G
(4)
* Impédance électrique (somme des résistances ohmique et capacitaire) :
Nous reviendrons, plus loin, sur cet élément lorsque nous aborderons la question de mesure
des paramètres électriques chez les végétaux.
7
Nous remarquons que dans l’expression de Goldman(2) seuls trois ions sont mentionnés. C’est
qu’avant on considérait que seuls ces ions sont décisifs dans la genèse des potentiels
électriques.
Les expériences menées avec un pH de la solution externe, contrôlé et croissant, montrent une
nette influence de ce facteur sur la différence de potentiel transmembranaire ou le potentiel
d’action (Kitasato,1968; Slayman, 1970; El Kinani,1973). Il est intéressant de noter que le
maximum de l’action est observé avec des pH acides, entre 3 et 4,5. Or, l’acide indol-3acétique favorise la croissance par l’extrusion vers la paroi squelettique de protons qui font
relâcher la trame moléculaire de cette paroi et la rendent élastique. L’élongation cellulaire est
accompagnée par une baisse du pH du milieu jusqu’à 4,5 (Mazliak, 1982).
Dans la formule de Goldman manquent aussi des cations bivalents tels que le Mg2+ et Ca 2+ ,
dont on connaît le rôle dans la vie d’un végétal. Le premier entre dans la structure de la
chlorophylle et le second cimente la paroi squelettique des cellules végétales. Les deux
éléments chimiques jouent aussi d’autres rôles.
Depuis le début du 20ème siècle, on sait qu’une cellule est plus excitable dans un milieu pauvre
que dans un milieu riche en calcium. Cet effet est expliqué par l’interaction des ions Ca 2+ avec
les charges négatives des phospholipides membranaires (Dubois et al., 1999). D’après ces
auteurs le lien du Ca 2+ avec les phospholipides entraîne une diminution de la probabilité
d’ouverture des canaux sensibles au potentiel.
El Kinani (1973) note que l’amplitude du potentiel d’action diminue chez les feuilles des
plantes cultivées sur des doses faibles ou fortes (extrêmales) de la solution de Knop que chez
les feuilles cultivées sur doses moyennes de cette solution nutritive et qui assurent une
meilleure croissance des plantes. Il a noté aussi que le rapport K/Ca chez les plantes cultivées
8
sur des doses optimales est plus élevé que chez les plantes cultivées sur des doses stressantes.
C’est la diminution du Ca2+ qui a causé l’augmentation de ce rapport.
Pour un organisme vivant la synthèse et la consommation de l’énergie sont très variables. Le
mouvement des ions l’est aussi. On doit s’attendre donc, à des valeurs différentes lorsqu’on
mesure les paramètres électriques sous différentes conditions.
On se pose la question : quelles sont les forces motrices et quels chemins empruntent les ions
pour arriver à l’intérieur de la plante, de la cellule ?
Chez les végétaux, celle-ci est limitée par deux membranes. L’une, externe, de nature chimique
pectocellulosique, appelée paroi squelettique. La deuxième, appelée membrane plasmique est
de nature lipoprotéïque.
La paroi squelettique est constituée de cellulose, d’hémicellulose et de pectines qui ne sont
autres que des acides polyuronique qui, grâce à leur groupement carboxylique (-CHOO(-)) se
lient aux ions, de la solution nutritive, portant une charge positive. Ils jouent le rôle
d’échangeurs de cations et augmentent la concentration des substances positivement chargées.
Ces substances accumulées dans l’espace libre (Moorby, 1981; cité par Polevoï, 1989) sont
transportées ensuite à l’intérieur de la cellule et des organites intracellulaires en passant à
travers la membrane plasmique. Cette dernière, de nature lipoprotéique, est tapissée de pores,
eux-mêmes de nature protéique et appelés canaux ioniques. Ce sont des voies de passage des
ions.
Les canaux sont nombreux et spécifiques. On les classe d’après leur sélectivité ionique, leur
système d’activation ou leur gènes responsables.
Le canal qui facilite le passage d’un ion est dit perméable et l’ion considéré est un ion
perméant.
9
Si on prend un organe végétal telle que la feuille, grossièrement, elle comprend l’épiderme, le
mésophylle (partie synthétisante) et un réseau de vaisseaux de distribution. Les canaux qui se
trouvent dans ces différentes parties, même s’ils conduisent le même élément chimique comme
le potassium K+ , par exemple, se caractérisent par des propriétés et des structures moléculaires
différentes (Dubois et al., 1999; Shabala et al., 2002; Pilot et al., 2003).
Le potassium, élément le plus abondant dans la majorité des plantes cultivées (Marschner,
1995), est conduit par une grande variété de canaux, et de transporteurs codés par 75 gènes
(Shabala, 2003). Ils sont modulés par le potentiel membranaire et ce lorsqu’il y a déplacement
de charges électriques ou changement de structure à l’intérieur (au sein) du canal. Ces canaux
sont aussi activés par des ions tels que le calcium et le sodium ou inhibés par l’ATP (on les
écrit K Ca, KNa et KATP ). Ils sont, en fin, sensibles aux facteurs environnementaux telles que la
lumière, la température, la sécheresse et la salinité.
L’ouverture et la fermeture de ces canaux dépendent aussi des ions imperméants qui ne peuvent
passer par le canal. Elles dépendent aussi des récepteurs membranaires qui, parfois, jouent le
rôle de canaux ou sont couplés à des protéïnes G qui régulent directement ou indirectement
l’ouverture des canaux. La protéïne, armature du canal, elle-même, constitue dans certaines
conditions une barrière au passage des ions. En effet le polypeptide qui constitue cette protéine
contient un segment comportant une suite d’acides aminés portant une charge positive. Ce
segment interagit avec l’extrémité N de la protéine et forme une boucle qui obstrue le canal et
l’inactive. L’obsturation peut aussi être due à l’extrémité C.
Ayant passé par les canaux ioniques grâce, en grande partie, aux potentiels électrochimiques,
les éléments minéraux sont pris et redistribués aux différents organites par des transporteurs
intracytoplasmiques. Ces substances chimiques qui fixent les éléments minéraux et les
relâchent aux lieux et moments opportuns jouent en quelque sorte, le rôle d’enzymes
transporteurs. On les trouve sur les membranes plasmiques et les membranes des autres
10
organites. Dans une revue bibliographique, Shabala (2003) dresse une liste des transporteurs de
K+ . Il y indique aussi la fonction et le site de ces transporteurs dans les feuilles de différentes
espèces végétales.
Le transport via les canaux se fait dans les deux sens : de l’extérieur vers l’intérieur de la
cellule et ses organites ou de l’intérieur vers l’extérieur. Ainsi on trouve, par exemple, les
canaux sélectifs rectifiants du K+ vers l’intérieur ( in ward-KIR) et vers l’extérieur ( out wardKOR).
Il existe aussi des canaux que nous appelons mixtes qui sont non sélectifs (NSCC : nonselective cation channel) et qui laissent passer les ions K +, Na+ , Ca2+ et Mg2+ dans les deux sens.
Dans l’organisme vivant beaucoup de réactions biochimiques sont accompagnées d’un
dégagement d’hydrogène. L’accumulation de cet élément risque d’entraîner une acidification
du milieu cellulaire qui doit être neutre à légèrement acide. L’hydrogène en excès est évacué
hors de la cellule. Ce travail est accompli par une enzyme qui joue le rôle de pompe à protons
et appelée H +- ATPase. Le mouvement des ions H + crée une différence de potentiel de pH
(ΔpH) et une différence de potentiel électrochimique (ΔΨ) qui constituent non seulement la
force électromotrice pour le drainage des ions H+ mais aussi la source d’énergie pour le
transport de solutés par l’intermédiaire des canaux ioniques et des transporteurs secondaires
(Michelet et Boutry, 1995).
Les H +-ATP-ases génèrent un courant sortant hyperpolarisant. De ce fait les cellules végétales
ont généralement un potentiel de repos beaucoup plus négatif (-100 à -200mV) que le potentiel
d’ équilibre des ion K+. Cette négativité crée le gradient de concentration des ions K+ qui
entrent dans les cellules par des canaux K + rectifiants entrants.
Le potentiel chimique ou protonique ΔpH et le potentiel électrique ΔΨservent comme bases
énergétiques pour le symport (ensemble et dans le même sens) d’ions, d’anions, d’hexoses,
11
d’acides aminés (dans le cas de ΔpH) ou pour l’
absorption de K+, Mg2+ , Ca2+ , Mn2+, etc., (dans
le cas de ΔΨ).
L’absorption des éléments minéraux peut se faire aussi par les transports actif et passif agissant
simultanément. C’est le cas de la pinocytose, un phénomène qui commence par une
invagination de la membrane plasmique suivi d’un remplissage de cette invagination par la
solution ambiante. Viennent après un étranglement et un détachement de la vésicule qui va
fusionner d’habitude avec une autre membrane pour constituer une vésicule de digestion. Le
contenu cellulaire se trouve ainsi enrichi d’une certaine quantité d’éléments minéraux qui vont
sans doute changer les rapports ioniques.
Bien qu’observé depuis longtemps par de nombreux chercheurs (Levis, 1931; cité par De
Robertis et al., 1970) la pinocytose reste un phénomène mal étudié. On ne connaît ni la quantité
d’éléments minéraux concernés, ni le moment, ni les conditions environnementales qui
favorisent l’avènement du phénomène.
Dans le même ordre d’idées, malgré l’existence d’une régulation pour harmoniser les
phénomènes physiologiques, la plante se trouve désarmée quand elle pousse dans un milieu
contenant des quantités excessives de certains éléments minéraux : l’absorption continue à
avoir lieu même s’il y a toxicité provoquée par le déséquilibre des rapports ioniques. Ce
déséquilibre et l’état physiologique de la plante provoquent une baisse de l’excitabilité et par
conséquent une baisse de certains paramètres électriques, en l’occurrence l’amplitude du
potentiel d’action enregistré comme signal électrique (El Kinani, 1973).
Donc, les canaux ioniques, les transporteurs, les pompes ioniques (K + / Ca2+ -ATPases, H+ ATPase, potentiels électrochimiques) et les mécanismes de la pinocytose constituent les
instruments de transport des éléments minéraux de la solution nutritive externe vers l’intérieur
de la plante.
12
Ce transport est rendu possible par la présence d’eau. Ici aussi interviennent des forces
physico-chimiques, biologiques et agronomiques. L’eau qui coûte cher, doit être bien gérée
pour assurer le meilleur rendement. Son efficacité dépend du volume mis à la disposition de la
plante, aussi bien dans l’air que dans le sol.
I.3. L’eau, la plante et la bioélectricité :
Des graines conservées pour être semées ou consommées contiennent à peu prés 15% d’eau de
leur poids sec. Trempées dans l’eau pour être semées elles absorbent l’eau dont la teneur atteint
au bout d’une à 3 heures les 70 à 80% du poids sec des graines. Dans ces conditions celles-ci
germent et donnent un nouveau végétal. De quoi s’agit-il ? L’eau a facilité le mouvement et le
métabolisme des substances de réserve contenues dans les graines. Les réactions biochimiques
nécessaires à la croissance et au maintien en vie de la plante ne peuvent avoir lieu que dans un
milieu aqueux. Dans la photosynthèse, ce phénomène par lequel la plante produit la matière
organique et l’oxygène, l’eau, grâce à la lumière et la chlorophylle, constitue la matière
première qui va réduire le gaz carbonique.
Tout en croissant le végétal a toujours besoin de grandes quantités d’eau car celle-ci outre sa
participation au métabolisme pourrait, grâce à sa capacité calorifique et sa chaleur de
vaporisation élevées, emmagasiner de grandes quantités d’énergie. Dans ce cas-là l’eau est
donc un protecteur du végétal, comme des autres organismes vivants, contre les fluctuations de
température. Elle leur évite les chocs thermiques momentanés et leur permet de réguler leur
régime thermique.
La quantité des éléments minéraux nutritifs drainés par l’eau et introduite dans la plante est
proportionnelle à leur concentration dans le sol (Gunar et al., 1973).
La quantité d’eau absorbée par la plante évolue corrélativement avec la quantité d’engrais
apportée sous la plante et atteint un maximum avec la dose minérale optimale, assurant le
meilleur rendement en matière sèche et diminue lorsque la dose d’engrais devient toxique.
13
Cette dernière dose exerce une pression osmotique qui retient l’eau et rend difficile son
absorption. Cet état de faits est confirmé par l’utilisation d’un agent osmotique le polygluquine
pour imiter les pressions osmotiques développées par des doses croissantes de la solution
nutritive de Knop.
Les doses extrêmes de 0,1 et 4,0 fois la concentration de cette solution nutritive font diminuer
la teneur en eau des feuilles, l’accumulation de la matière sèche (= croissance) et l’excitabilité
exprimée par une diminution de la vitesse de montée du potentiel d’action. Ce dernier
paramètre de la bioélectricité est mieux exprimé lorsque l’humidité relative de l’air (HR)
commence à diminuer (El Kinani, 1973).
La conductance, comme paramètre bioélectrique, ou l’inverse de la résistance (1/Re) diminue
avec l’augmentation de la pression osmotique (Gunar et al, 1974). Ainsi la plante est
confrontée à un premier obstacle, souterrain, l’empêchant d’absorber la quantité nécessaire
d’eau, mais favorisant une forte accumulation d’éléments minéraux, accumulation qui devient
toxique et diminue la croissance. Les paramètres électriques sus-indiqués, diminuent aussi avec
l’augmentation de la pression osmotique de la solution nutritive et la forte accumulation des
éléments minéraux.
La partie aérienne de la plante affronte, elle, d’autres facteurs stressants, influençant son régime
hydrique et ce, même, lorsque les conditions nutritives, souterraines, sont favorables à son
développement normal. La transpiration, dont l’un des rôles premiers est l’approvisionnement
de la plante en eau et en éléments minéraux, est fortement dépendant des conditions
environnementales telles que la lumière, la température, l’humidité relative de l’air, et la vitesse
du mouvement de l’air. Ajoutés à la structure anatomique de la feuille (stomates et cuticule),
lesquels favorisent l’évaporation, donc une perte d’eau, à la suite de quoi le potentiel hydrique
dans les cellules baisse c’est à dire que la force de succion augmente, ce qui entraîne une
14
absorption de l’eau à partir du xylème des nervures foliaire ceci génère instantanément un
écoulement de la sève, dans les vaisseaux conducteurs, à partir des racines vers les feuilles.
Les conditions environnementales, ci-dessus rappelées, sont en perpétuel changement et
l’évaporation l’est de même.
Nobel (1970), se basant sur les potentiels hydriques de l’atmosphère et de la plante a calculé
que les feuilles d’un végétal ne peuvent perdre de l’eau que lorsque l’humidité relative de l’air
(HRA) est égale ou dépasse les 99,6%. Or, toujours d’après cet auteur, même au cours des
pluies diluviennes l’HRA dépasse rarement les 99%. D’où l’évidence de l’intervention du
mécanisme de la régulation stomatique lors de la variation de l’HRA.
Ce dernier paramètre du potentiel hydrique, intervenant surtout dans les phénomènes de la
transpiration, doit influencer la vie des végétaux.
Le potentiel hydrique de l’atmosphère peut être calculé en appliquant la formule suivante :
Φwv = RT/V w . Ln (HRA/100)
Le potentiel hydrique de l’atmosphère est exprimé en grandes valeurs négatives, car des
diminutions minimes de l’HRA correspondent à de grandes augmentations de ces valeurs. A
20°C la constante des gaz parfaits R est égale à 8,3143 j/mole.°k et le volume V de vapeur
d’eau à 17,984 cm 3/mole. Donc à 20°C :
RT/V = (8,3143.293,16)/17,984 = 135,5j/ cm 3=1355bars
A 100% d’HRA, Ln (100/100) = Ln (1) = o, c'est-à-dire que le potentiel hydrique de
l’atmosphère est nul.
A 99%, Φwv = 1335. Ln(99/100) = -13,6 bars et de là, on obtient les valeurs suivantes négatives
en bars d’une atmosphère devenant de plus en plus sèche :
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Potentiel hydrique de l’Atmosphère (PHA) et Humidité Relative
de l’Air (HRA) correspondante :
HRA
90
80
70
60
50
40
30
20
10
PHA -142 -300 -480 -690 -936 -1240 -1635 -2170 -3120
Ainsi la force motrice du flux hydrique du sol vers l’atmosphère, en traversant la plante, peut
atteindre plusieurs centaines d’atmosphères et les végétaux se dessècheraient rapidement s’il
n’y a pas la régulation de la transpiration.
Le problème qui se pose donc consiste non seulement à apporter de l’eau aux végétaux mais il
conviendrait aussi de les aider à mieux lutter contre ce qu’on pourrait appeler la sécheresse
atmosphérique quasi permanente.
Dans ces conditions il serait utile de mentionner certains résultats des recherches concernant
l’impact de l’HRA sur les phénomènes physiologiques.
Utilisant des paramètres de la transpiration, telles que son intensité et sa productivité, Polevoï
(1989) conclue que seulement 2,2% du flux hydrique traversant la plante est utilisé pour la
synthèse des substances constituant l’organisme végétal, les 97,8% restant sont consommés
dans l’évaporation.
Bien que toutes les parties supérieures d’une plante peuvent évaporer de l’eau, la transpiration,
comme on le sait, est effectuée par les feuilles et essentiellement par les stomates, ces pores qui
tapissent les surfaces foliaires.
Ainsi par leur mouvement d’ouverture et de fermeture les stomates participent au métabolisme
et agissent sur les phénomènes électriques de la plante par les mouvements des ions et de leurs
charges électriques.
L’ouverture et la fermeture des stomates dépendent de plusieurs facteurs externes et internes.
Parmi les facteurs externes les plus importants sont l’HRA, le niveau d’apport d’eau, la lumière
et la température. Quant aux facteurs internes tels que la concentration en CO 2, l’état de
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l’hydratation de la plante, la composition et la proportion ionique, les phytohormones sont
intensément étudiés actuellement. L’âge des feuilles et leur stade de développement influencent
aussi le comportement des stomates.
Avec les progrès techniques et le développement des appareils de mesure, le métabolisme de la
plante est pris en considération pour mieux expliquer les mécanismes intervenant dans le
comportement des stomates.
Ainsi, les processus physiologiques de production d’énergie que sont la glycolyse et le cycle de
Krebs (chaîne respiratoire) ont pour but la transformation de substances chimiques, dont
certaines tout en étant sur la voie d’être transformées jouent d’autres rôles dans la cellule
végétale. C’est le cas du malate que l’on retrouve dans ces processus et qui joue un rôle
important dans le comportement des cellules stomatiques, et par conséquent dans le régime
hydrique des végétaux. Se basant sur des données bibliographiques dont les travaux de Raschke
et Resemann (1986), Polevoï (1989) donne le schéma suivant de l’osmorégulation des
mouvements stomatiques :
Paroi
Squelettique
CO2
cytoplasme
glucose
PEPc
H+
malate
K+
K+
17
Vacuole
L’ouverture des stomates dépend de la sortie des ions H+ des cellules stomatiques. Ce
processus est lié à l’activation des pompes-H+ du plasmalemme en réponse à l’action de
facteurs internes ou externes.
La sortie des ions H+ est couplée à l’entrée des ions K+ dans la cellule puis dans sa vacuole. Le
potassium provient de l’espace libre et des cellules avoisinantes. Le transport des ions K+ dans
la vacuole est couplé à son tour à l’entrée de deux types d’anion : les ions Cl- et le malate.
La forte sortie des ions H + induite par la lumière provoque une augmentation du pH
cytoplasmique jusqu’à 7,2 et plus, ce qui favorise l’activité de la phosphoenolpyruvatecarboxylase (PEP-carboxylase) dont l’optimum d’activité est observé à un pH : 7,5 à 8,0. Cette
enzyme accélère la carboxylation du phosphoenolpyruvate formé à partir du glucose après
dégradation de l’amidon, ce qui entraîne une augmentation de la teneur en malate dans les
cellules stomatiques.
La teneur en malate est régularisé par une liaison inverse et négative entre la quantité du malate
synthétisé et l’activité de la PEP-carboxylase, la valeur du pH cytoplasmique et l’existence du
CO2 pour la carboxylation du PEP et la formation du malate qui expliquent la sensibilité des
cellules stomatiques aux concentrations du CO2 dans les tissus.
L’augmentation dans les vacuoles des cellules stomatiques de la teneur en éléments
osmotiquement actifs (K +, malate, Cl-) entraîne un flux hydrique dans les vacuoles, une
augmentation de la pression de turgescence, une tension inverse des parties élastiques de la
paroi squelettique et, par conséquent, l’ouverture des ostioles. Les cytokinines peuvent aussi
prendre part dans la régulation du comportement des stomates, elles favorisent l’absorption du
K+ et activent ainsi les H+, K+ -ATPases du plasmalemme.
18
Lorsque les ostioles se referment la teneur en K+ , Cl- et malate dans les cellules stomatiques
diminue. Ce processus est régulé par le CO2 et l’acide abscissique. Avec de hautes
concentrations de CO2 respiratoire, le milieu intérieur des stomates devient acide ce qui
entraîne une diminution dans l’activité de la PEP-6-carboxylase. L’acide abscissique, dont la
teneur augmente avec le déficit hydrique, cause la fermeture des ostioles et perturbe l’échange
H+ /K+ dans les cellules stomatiques.
L’amidon, le glucose, le fructose-1,6-diphosphate et l’APG sont produits lors des réactions
sombres de la photosynthèse, dans le cycle de Calvin, surtout. Or, la régulation de ce cycle se
fait par l’intermédiaire de la ribulose-1,5-diphosphate-carboxylase et de la fructose-1,6diphosphatase, enzyme dont l’activité est contrôlée par la concentration en Mg 2+ du stroma. A
l’obscurité le pH et la concentration en Mg 2+ diminuent ce qui a pour conséquence d’inhiber
l’activité catalytique de ces deux enzymes et donc de stopper le cycle de Calvin (Berkaloff et
al., 1981).
Vers la moitié des années 70 du dernier siècle, on commençait à supposer que les acides
organiques étaient, entre autres, un des facteurs jouant un rôle dans le mouvement des stomates
(Mansfield et Jones, 1971). Les différentes hypothèses qui existaient concernent l’acide
glycolique, l’acide abscissique, les cations et le CO 2. Discutant toutes ces théories, Louguet
(1974) se posait à juste raison la question de savoir si l’accumulation de ces substances dans la
plante constitue la cause ou les conséquences du mouvement stomatique.
Les handicaps des mesures agronomiques rappelées ci-dessus à savoir une humidité et une
nutrition minérale insuffisantes ou excessives sont considérés parmi les conditions stressantes
que peuvent subir un semis. Les conditions stressantes- assez nombreuses- peuvent être de
longue ou de courte durée.
Dans le 1er cas, lorsque les conditions stressantes ne sont pas destructives, la plante peut
s’adapter et acquérir une nouvelle anatomie et une nouvelle physiologie. Son rendement, par
19
conséquent et dans la plupart des cas, diminue. Dans le 2 ème cas, lorsque les conditions de
stressantes sont destructives et ceci peut se passer aussi au début du 1er cas, la plante selon
Polevoï (1989) réagit par :
1. une augmentation de la perméabilité membranaire et une dépolarisation de son potentiel
électrique.
2. un influx du Ca2+ dans le cytoplasme. Ces ions viennent de la paroi squelettique et des
compartiments internes : vacuole, mitochondries, etc.
3. une acidification du cytoplasme.
4. un montage de microfilaments.
5. une accélération de l’absorption de O 2, de la consommation de l’ATP et de la libération
de radicaux libres.
6. une augmentation des processus hydrolitiques.
7. une activation de la synthèse de protéïnes du stress.
8. une activation de la pompe à protons.
9. une activation de la teneur en éthylène et en acide abscissique. Ces deux substances
arrêtent le métabolisme et l’acide abscissique.
Nous avons rappelé plus haut qu’El Kinani (1973) avait observé que la conductance et les
paramètres de la réaction bioélectrique enregistrée, après excitation, sous forme de potentiel
d’action dépendent de l’apport des éléments minéraux et de l’état hydrique du sol et de
l’atmosphère.
Travaillant sur le Maïs, Fromm et Fei (1998) ont constaté que, dans des conditions de
sécheresse, l’absorption du CO2 et la transpiration diminuent. Ils ont observé aussi que le stress
20
hydrique créé autour des racines, induit une propagation dépolarisante du potentiel électrique
de surface.
L’impédance, un autre paramètre électrique, est intensément étudiée actuellement chez les
organismes vivants.
I.4. Mesure de l’impédance :
Comme nous venons de le voir, les paramètres des potentiels électriques, ci-dessus signalés,
dépendent des courants hydroioniques lesquels sont fonction des structures, de l'état
physiologique des organismes considérés et des conditions environnantes. Parmi les structures
il s'agit surtout des membranes cellulaires qui enveloppent le contenu cellulaire ou limitent des
organites, tels que les chloroplastes ou les mitochondries, lieux de processus biochimiques
intenses. Un échange ionique presque permanent s'opère entre l'intérieur et l'extérieur de ces
organites, sur les membranes desquels il y a une forte accumulation d'ions et de charges
électriques. C'est pour cette raison que les membranes sont considérées comme des
condensateurs (Taylor, 1965). D'un point de vue chimique les membranes cellulaires sont
constituées en grande partie par des lipides et des protéines. Les résidus d'acides gras
constituant les lipides sont apolaires et ont une faible constante diélectrique. Ils sont considérés
comme de mauvais conducteurs. Les membranes ont, par conséquent, des résistances et des
capacités électriques assez élevées (Lehninger, 1972). L’ensemble de ces deux paramètres
constitue l’impédance (résistance ohmique + résistance capacitive).
Pour évaluer l’ordre de grandeur de ces deux paramètres, et leur somme, plusieurs schémas de
mesure équivalents ont été proposés. Dans ces schémas, le passage du courant électrique
continu à travers un système biologique, comme dans le cas des électrolytes, fait naître le
phénomène de polarisation, c'est à dire la formation de charges électriques supplémentaires à
cause de l'accumulation d'ions de signes opposés. Une nouvelle redistribution des charges
électriques accompagne aussi leur accumulation. La quantité électrique accumulée dépend de la
21
capacité statique et de la capacité de polarisation. Ce dernier phénomène rend difficile la
mesure de la capacité, surtout lorsqu'on utilise un courant continu qui, outre la polarisation,
entraîne une désintégration du protoplasme. Cet endommagement des cellules fait augmenter
leur conductance.
Le courant alternatif, par contre, élimine l’effet de polarisation. On l'utilise en introduisant,
aussi dans le schéma équivalent de mesure, une deuxième résistance appelée impédance
capacitive. Dans ces conditions et contrairement aux simples électrolytes, la conductance se
trouve dépendante de la fréquence. Elle augmente jusqu'à une valeur maximale avec
l'augmentation de la fréquence. Au-delà de cette fréquence, appelée fréquence caractéristique
(FC), la conductance diminue.
Cette méthode de mesure avec utilisation du courant alternatif et d’une résistance capacitive
dans le circuit de mesure a révélé aussi que la résistance change avec l’état physiologique du
matériel biologique testé. Elle diminue fortement dès l’apparition des premiers signes de la
mort.
Comme nous l’avons rappelé plus haut, la somme des valeurs des résistances d’un système
biologique est appelée impédance. En électrotechnique on comprend par impédance un
ensemble composé d’une résistance ohmique et d’une réactance. La dernière englobe les
résistances capacitives et inductives. Comme dans les systèmes biologiques l’induction n’est
pas observée, l’impédance constitue la somme géométrique des résistances ohmique et
capacitive.
Voulant expliquer le phénomène d’un point de vue biologique, certains chercheurs ( Repo et
al., 2000) considèrent que les propriétés du courant qui passe à travers les espaces
apoplastiques (espace de circulation en dehors du cytoplasme cellulaire, et notamment dans les
espaces intercellulaire et dans les parois squelettiques des cellules) et symplastique (espace
22
constitué par les cytoplasmes de l’ensemble des cellules liés par des plasmodesmes) du tissu
testé dépendent de la fréquence du courant et des propriétés du tissu.
Comme les membranes cellulaires ont une impédance électrique élevée aux faibles fréquences
le courant circule dans l’espace apoplastique lequel détermine l’impédance électrique totale.
Dans l’espace apoplastique les ions sont les moyens de transport du courant. Quand la
fréquence est grande l’impédance diminue et l’espace symplastique devient conducteur. Les
résistances apoplastique et symplastique forment alors un circuit parallèle.
Pour caractériser la conductance électrique par des cellules vivantes on recourt à des schémas
équivalents c’est à dire à des combinaisons de résistances ohmique et capacitive qui, à première
vue, peuvent modéliser les paramètres électriques cellulaires.
L’expérience a montré que les cellules vivantes et les tissus se caractérisent par une variation
de l’impédance lorsqu’on détermine celle-ci à différentes fréquences du courant alternatif. Il est
démontré que, dans ces conditions de mesure, on observe une variation des deux composantes
de l’impédance, l’active et la réactive. Dans un tel système, si on désigne par Z l’impédance du
circuit, ses composantes, appelées aussi et respectivement résistance réelle et résistance
imaginaire et dépendantes de la fréquence du courant, sont fonction l’une de l’autre. Si Zi et la
partie imaginaire et Zr la partie réelle, on a :
Zi = f(Zr).
C’est cette fonction qui fait ressortir ce que l’on a appelé plus haut fréquence caractéristique
(FC) qui marque le sommet d’une parabole. Dans la partie « Matériel et méthodes » page 32
nous nous arrêtons sur le calcul de ces composantes. La courbe obtenue à différentes
fréquences est appelée aussi spectre d’impédance.
Aussi, lorsqu'on entreprend des mesures par contact et en basses fréquences, outre la
polarisation des électrodes (Schwan, 1954), on ne touche que les membranes externes. En
hautes fréquences, ce sont les structures fortement enclavées dans les cellules de l'organisme
23
testé qui sont concernées. Ainsi se sont développées les idées de mesures tomographiques afin
d'évaluer, à l'instar des techniques du scanner, les propriétés électriques de différents
compartiments. Pour ce faire, des systèmes multi-électrodes ont été développés (Harker et
Maindonald, 1994).
Ainsi des mesures de l’impédance électrique ont été élaborées et utilisées pour estimer et
évaluer la présence de virus (Greenham et al., 1978), le statut nutritionnel (Greenham et al.,
1982), l’état sanitaire général de la plante( Mc Dougall et al., 1987), l’endommagement des
fruits (Cox et al., 1993), l’intensité du gel (Repo et al., 1994), la variation structurale des
cellules suivant l’induction de l’éthylène par les courants électriques (Inaba et al., 1995), la
viabilité des cellules au cours de la congélation croissante (Privé et Zhang, 1996), la maturité
des fruits (Harker et Maindonald, 1994; Omoaka et al., 1998), la sensibilité à la salinité
(Mancuso et Maindonald, 1996), la capacité de l’enracinement des boutures (Mancuso, 1999).
I.5. Instruments de mesure :
La résistance électrique des cellules végétales, entant que tissus, varie entre 50.10 3 et 500.103
ohm.cm2 (Clarkson, 1974). Ceci suppose que les appareils de mesures doivent avoir une
impédance d’entrée très grande donc des courants d’entrée très faible (10-4 à 10-14 A) (Meylan,
1971).
Dans les études récentes, pour la mesure de l’impédance on a utilisé des appareils tels que
l’HP4284A ou l’HP16048 (Zhang et Willison, 1992b ; Repo et al., 1994 ; Omaoka et al., 1998 ;
Mancuso, 1999 ; Väinölä et Repo, 2000). Les mesures ont été faites entre 42 et 62 fréquences
différentes et allant de 20 Hz à 1MHz.
Un problème, non moins important, concerne les électrodes pour capter le signal électrique.
Les deux types d’électrodes destinés à être introduits dans les cellules géantes ou à être posés
en surfaces et proposés par Osterhout et Harris en 1928 (cités par Meylan, 1971) ne cessent
d’être améliorés.
24
On doit utiliser des électrodes impolarisables (non ionisables), réversibles, isoélectriques, dont
la symétrie élimine par compensation la force électromotrice propre (Meylan, 1971). Les
électrodes couramment utilisées sont ceux du type Ag-Ag/Cl ou ceux au calomel. Cependant,
Zhang et Willison (1992b) et Omaoka et al. (1998) ont utilisé des électrodes en cuivre.
Les mesures des propriétés électriques qui ont fait l’objet des publications que nous avons
citées ont été faites sur des organes, dans la plupart des cas, détachés de la plante-mère (Repo et
al., 1994 ; Privé et Zhang, 1996 ; Mancuso et Maindonald, 1996 ; Mancuso, 1999).
Il est établi aujourd’hui que toute action mécanique (blessures ou excisions), thermique ou
chimique que subit un organisme vivant l’excite et stimule chez lui un nouveau courant hydroionique de durée plus ou moins longue. Ceci entraîne des changements électrophysiologiques
dans l’organisme testé (Jaffe, 1980; Bacic et Delmer, 1981).
Profitant des facilités qu’offrent les progrès technologiques, nous nous sommes proposés de
mesurer in vivo l’impédance d’organes de jeunes plantes grâce à l’utilisation d’électrodes
autocollantes qui minimisent l’action mécanique. Nous nous sommes proposés aussi de
mesurer l’impédance chez des plantes cultivées dans des conditions stressantes en matière
d’apport d’éléments nutritifs et aussi en fonction des conditions hydriques du sol et de
l’atmosphère. Nous espérons comparer nos résultats avec ceux obtenus par El Kinani (1973)
qui a mesuré les paramètres de la réaction bioélectrique de la feuille de blé, cultivé aussi, dans
des conditions stressantes analogues.
25
II. MATERIEL ET METHODES
II.1. MATERIEL BIOLOGIQUE ……………………………………….. 27
II.2. CONDITIONS DE CULTURE …………………………………….. 27
II.2.1. Culture en hydroponie (aquiculture) …………………………….. 27
II.2.2. Culture sur sable…………………………………………………… 28
II.2.3. Application de conditions atmosphériques particulières ……….. 28
II.2.3.1. Variation de l’humidité relative de l’air (HRA) …………………. 28
II.2.3.2. Variation de l'agitation de l'air (AA)……………………………... 30
II.2.4. Application de conditions souterraines particulières.……..…….. 31
II.3. MESURE DE L’IMPEDANCE………………………………………31
II.3.1. Appareillage, obtention et traitement des résultats……………… 31
II.3.2. Mesures ………………………………………………………...……33
II.4. EVALUATION DE LA CROISSANCE…………………………….35
II.5. CALCUL STATISTIQUE……………………………………………35
26
II. MATERIEL ET METHODES :
II .1. Matériel biologique :
Les plantes qui ont servi dans cette étude sont le Potiron (Cucurbita maxima L.), le Tournesol
(Helianthus annuus L.), la variété Doukalia du Maïs (Zea mays L.) -largement propagé et
appréciée par les agriculteurs pour sa rusticité et son adaptation à la sécheresse- cultivés en
salle de culture et l'Oseille (Rumex sp.) acheté sur le marché.
II.2. Conditions de culture :
Dans la salle de culture la photopériode est de 12h par 24h. L'intensité lumineuse de 10000 Lux
(125 mol/m2/s) (George, 1993) est assurée par un ensemble de lampes incandescentes et
fluorescentes. Ce mode d’illumination électrique, réchauffant, ne laisse pas l’humidité relative
dépasser les 50 à 60%. A l’aide d’un climatiseur, la température est maintenue à 22°C le jour et
15°C la nuit.
Les graines devant être semées sont rincées massivement à l’eau du robinet. Elles sont ensuite
maintenues pendant une heure dans l’eau pour imbibition après quoi elles sont mises à germer
dans une bassine de faible profondeur entre deux couches de papier filtre mouillées et
recouvertes par une plaque de verre. Après trois jours, la plaque et le papier filtre supérieur sont
enlevés pour laisser les plantes prendre un port droit.
II.2.1. Culture en hydroponie (aquiculture) :
Huit jours après le semis, les plants en bon état et de tailles semblables sont repiqués dans des
pots pourvus de couvercles percés de six trous dont un central servant à l'aération, les cinq
autres trous servent à contenir les plantes qui y sont maintenues à l’aide du coton. Seules les
racines sont plongées dans la solution nutritive de Knop, dont la constitution, légèrement
modifiée, est la suivante (g/l ou par Kg de sable inerte):
Constituants
KNO3 KH 2PO4 MgSO 4 KCl
Quantités
0,134
0,143
0,286
Ca(NO3 )2 H2BO3 MnSO 4 ZnSO4 CuSO4 Na 2EDTA FeSO 4.7H2O
0,071 0,286
27
0,005
0,001
0,001
0,001
0,019
0,014
Une telle concentration est désignée, dans le présent travail, par dose normale (Kn). Pour
étudier l’effet de la concentration sur l’impédance (résistance et capacité) nous avons cultivé
les plantes sur Kn/10, Kn, 2xKn et 4xKn.
II.2.2. Culture sur sable :
Les graines mises à germer sont repiquées à raison de 10 graines par pot dès que la radicule
perce les enveloppes. Quatre jours plus tard, 5 plantules montrant une croissance normale sont
laissées se développer, les autres sont éliminées. L'humidité du sable (Annexe I) est calculée
sur la base de sa Capacité de Rétention Maximale (CRM) (Laarabi, 1996). Dans des essais
préliminaires, nous avons constaté que 20 et 80% de la CRM étaient défavorables pour le
développement des plantes. Nous avons retenu donc 40 et 60%. Le niveau d'humidité est
maintenu constant par pesée quotidienne de chaque pot et par un apport d'eau distillée,
équivalent aux pertes de poids mesurés. Avant d'être mis dans les pots, le sable est mélangé à la
solution nutritive, dont le volume est calculé en tenant compte de la quantité de sable mise dans
le pot de culture et du niveau d’humidité désiré.
Le jour de l'imbibition des graines est considéré comme premier jour de la vie de nos plants.
Les mesures sont faites sur les plantes entières, âgées de 14 jours ou toutes les semaines à partir
de cet âge lorsqu'on veut suivre l'évolution des paramètres électriques en fonction de l'âge.
II.2.3. Application de conditions atmosphériques particulières :
II.2.3.1. Variation de l’humidité relative de l’air (HRA) :
Pour élever l’humidité relative de l’air, nous avons construit l’enceinte hygrométrique suivante:
Les parois internes d’une chambre de test en bois de 0,55 x 0,55 x 0,35 m 3 sont tapissées par
une bande d’éponge synthétique de 1cm d’épaisseur, recouverte par 2 couches de gaze et
alimentée continuellement par un filet d’eau du robinet. L’excès d’eau d’imbibition de cette
bande est recueilli sur un fond métallique muni d’un orifice pour évacuation.
28
La chambre de test est dépourvue de couvercle (voir figure1). Les plantes qui s’y trouvent
reçoivent donc le même éclairement que celles qui sont à l’extérieur et qui servent de témoin.
La température à l’intérieur de l’enceinte -aussi- ne subit pas de changement. L’éponge et les
deux couches de gaze permettant une notable évaporation, l’humidité relative de l’air augmente
de 20 à 30% par rapport à l’extérieur de l’enceinte en régime diurne. En lumière éteinte
l’humidité relative de l’air devient presque saturante. Dans notre étude les plantes ont subi
l’effet de l’élévation de l’humidité relative en régime continu (jour et nuit) pendant 48 heures
avant la mesure des paramètres de l’impédance électrique. Ensuite elles sont laissées croître
jusqu’à l’âge de 23 jours sous ce régime continu de l’élévation de l’humidité relative.
(2)
(1)
(3)
Figure 1. Vue d’ensemble d'un essai.
1- Chambre de test pour abriter les plantes soumises à un niveau
élevé d'Humidité Relative de l'Air (HRA) ou à une ventilation.
2- Plantes témoins. 3- Hygro-thermographe.
29
II.2.3.2. Variation de l'agitation de l'air (AA) :
A l’aide d’un ventilateur placé à 10 cm de la paroi de la chambre de test décrite plus haut, nous
avons crée un flux d’air qui atteint les feuilles des plantes en pots placés au milieu de la
chambre de test. La paroi de cette chambre qui se trouve devant le ventilateur et celle qui lui est
opposée sont percées de trous de 3,5 cm de diamètre permettant une circulation dans un sens
unique du courant éolien traversant la chambre de test (voir figure 2). Dans nos
expérimentations les plantes étaient soumises à la ventilation en régime continu (jour et nuit)
pendant 48heures avant la mesure des paramètres de l’impédance électrique. Puis elles sont
laissées continuer leur croissance sous ce régime continu de ventilation jusqu’à l’âge de 23
jours.
6
Figure 2. Dispositifs de culture des plantes et de mesure de leurs paramètres électriques.
1-Ventilateur. 2- Chambre de test. 3- Pot de culture. 4- Appareil de mesure de bioimpédance.
5- PC pour l'acquisition et l'exploitation de données. 6- Orifices permettant le passage du flux éolien.
30
II.2.4. Application de conditions souterraines particulières :
Pour étudier l’effet d'un inhibiteur du métabolisme (KCN) et de divers autres facteurs du milieu
extérieur sur les paramètres électriques de l’impédance (capacité et résistance) divers
traitements ont été envisagés. Des plantes de Maïs sont cultivées en hydroponie avec une dose
normale (Kn) de la solution de Knop. Au 14 ème jour on mesure l’impédance de la 1ère feuille.
Cette mesure sert de témoin. Juste après, et sans enlever les électrodes, on ajoute dans chaque
pot de culture (de volume 720ml) 10ml de l’une ou l’autre des solutions suivantes :
Cyanure (KCN) - 10mM
Acide acétique (CH3 COOH) - 1%
Polyéthylène glycol 200 (PEG 200) - (2%)
Chlorure de sodium (NaCl) - 10mM
Une heure plus tard on mesure l’impédance des feuilles chez qui on a déjà mesuré ce
paramètre avant le traitement.
II.3. Mesure de l’impédance :
II.3.1. Appareillage, obtention et traitement des résultats :
La plante est modélisée comme une résistance en série ou en parallèle avec un condensateur
(figure 3).
Rp
Rs
C
Figure 3 : Schéma électrique équivalent à celui de la plante.
Rs: représente la résistance série de la plante; Rp : sa résistance parallèle et C : sa capacité.
31
Ce modèle, appelé simple, donne des informations sur les changements que peut subir un essai
comprenant un témoin et différents traitements, et ce par les variations des valeurs des éléments
constituant le schéma; en revanche, le modèle appelé double, comprenant une capacité
supplémentaire en série, caractérise des tissus morts et ceux ayant subi des dommages mineurs
(Zhang et Willison, 1992a; Zhang et al.,1993).
Le système proposé comporte une injection électrique. La caractérisation de la zone ciblée se
fait à l'aide de l'impédance complexe Z du circuit, qui comporte une résistance et une réactance.
Ces composantes respectivement appelées aussi résistance réelle et résistance imaginaire
dépendent de la fréquence du courant alternatif et sont fonction l'une de l'autre.
La fonction Zi = f (Zr) fait ressortir ce que l'on appelle une fréquence caractéristique (FC)
marquant le sommet d'une parabole. Les résistances, réelle(Zr) et imaginaire(Zi), sont calculées
par les formules suivantes :
Résistance réelle :
Zr () = Rs+ [Rp/ (1+ (CRp) 2)]
2
Résistance imaginaire : Zi () = CRp / (1+ (CRp) 2)
En effet :
D’après Laarabi et al. (2002; 2005a, b) l’impédance équivalente du circuit de la figure 3 est :
Z = Rs+ [(Rp/jC)/ (Rp+ (1/jC))]
= Rs+ [Rp/ (1+jRpC)]
= Rs+ [Rp (1-jRpC)/ (1+Rp2C22)]
= [Rs+ (Rp/ (1+Rp 2C22))]-[jRp2C/ (1+Rp2C 22)]
= Zr+Zi, où :
Zr = [Rs+ (Rp/ (1+Rp 2C22))] et Zi = [Rp2C/ (1+Rp 2C22)]
Pour les faibles fréquences (<100KHz), Rs est négligeable devant [Rp/(1+Rp2C22)] ;par
conséquent ZrRp/ (1+ (RpC) 2 ), où :
32
Rp: résistance mesurée de la plante
C : capacité mesurée de la plante
: fréquence de la mesure
L'appareil de mesure est un LCZ meter 2345. Il est calibré par l'utilisation de la correction du
circuit open/short pour éliminer l'impédance de polarisation de l'interface des électrodes. La
capacité et la résistance sont mesurées dans une gamme de fréquences de 40Hz à 100KHz (34
fréquences). Les mesures sont saisies automatiquement dans un PC relié à l'appareil de mesure
par une interface GBIP (IEEE 488), que nous avons programmé (un logiciel de commande et
de traitement est développé pour cette étude (Annexe II)) pour balayer la gamme de fréquence
lorsqu'on injecte un signal électrique d’amplitude 1V généré par le LCZ meter. Pour capter le
signal électrique émis par la plante, nous avons utilisé des électrodes autocollantes utilisées en
électrocardiologie et jetables après leur première utilisation. Nous les avons découpées dans
des électrodes de marque Schiller Ag. L’endroit servant à la connection avec le LCZ meter est
laissé intact. L’électrode ainsi obtenue ressemble à une râpe à fromage de 1cm2 de surface. La
manche sert à la connection par l’intermédiaire de fils livrés avec le LCZ meter. Pour une
feuille de graminée, par exemple, l’électrode est placée parallèlement à la nervure centrale. La
manche et les fils de connection vont vers le sommet de la feuille. La surface des premières
feuilles de toutes les plantes testées est supérieure à 1cm2. Ces feuilles ne présentent pas, à l’œil
nu, de signes de vieillesse, qui se caractérisent, comme on le sait, par un desséchement.
II.3.2. Mesures :
Le jour de l'imbibition des graines est considéré comme premier jour de la vie de nos plants.
Les mesures sont faites sur les plantes entières, âgées de 14 jours ou toutes les semaines à partir
de cet âge lorsqu'on veut suivre l'évolution des paramètres électriques en fonction de l'âge.
33
L'organe végétal (cotylédon, feuille ou tige) est placé entre les deux électrodes. Pour la feuille,
par exemple, une électrode est placée sur la face supérieure et la deuxième au même endroit,
mais sur la face inférieure (fig. 4). La différence de dimensions entre les organes opposés chez
une même plante est connue (Güven et Desbies, 1978). Nous avons opté pour la désignation
"Grand, G" ou "Petit, P" pour en faire la différence.
4
5
1
11
3
2
LCZ
meter
10
6
7
9
PC
8
Figure 3. Schéma de mesure de l'impédance électrique de la première feuille de Maïs.
1- face supérieure de la première feuille. 2- face inférieure de la première feuille. 3- partie autocollante de l’électrode.
4- zone de connection de l’électrode. 5- fils reliant les 2 électrodes à l'appareil de mesure. 6- LCZ meter. 7- interface IEEE488.
8- PC. 9- pot de culture. 10- épicotyle. 11- deuxième feuille.
34
II.4. Evaluation de la croissance :
Les plantes qui ont servi aux mesures des paramètres électriques de l’impédance sous les
différentes conditions sont laissées continuer leur développement soit en présence de l'humidité
relative élevée ou du vent soit dans leurs conditions anciennes de culture (pour les plantes
cultivées à différentes doses de la solution de Knop) soit dans les nouvelles conditions de
culture (en présence de KCN, d’acide acétique, de polyéthylène glycol 200 ou de NaCl) jusqu’à
l’âge de 23 jours. les différentes conditions sont laissées pour continuer leurs développements.
A cet âge nous avons mesuré, à l’aide d’une règle graduée, la plus grande longueur (L) et la
plus grande largeur (l) de la deuxième feuille étant donné sa forme ellipsoïdale. La croissance
de la plante est évaluée sur la base de l’indice de vigueur (IV) de la 2 ème feuille que nous avons
défini comme étant le produit de la plus grande longueur (L) par la plus grande largeur (l) :
IV(cm2)=L x l.
II.5. Calcul statistique :
Les données que nous avons présentées sont sous forme de moyenne ± l’écartype (à l’aide d’un
logiciel statistique SPSS) qui sont calculés sur la base du nombre de répétitions (n) que nous
avons pu faire ((n 3) pour chaque échantillon) sans que les mesures soient trop étalées dans le
temps (chaque balayage des 34 fréquences dure environ 2 min).
35
III. RESULTATS
III.1. ANALYSE SPECTROMETRIQUE, IN VIVO, DE L'IMPEDANCE
DES ORGANES AERIENS DE CERTAINES PLANTES MONO- ET
DICOTYLEDONES……………………………………………………... ………….37
III.2. ANALYSE SPECTROMETRIQUE, IN VIVO, DE L'IMPEDANCE
DE LA PREMIERE FEUILLE DE MAÏS EN FONCTION DES
CONDITIONS HYDRIQUES DU SOL ET DE L’ATMOSPHERE…. 49
III.3. EFFET DES CONDITIONS STRESSANTES SOUTERRAINES SUR
L’IMPEDANCE ELECTRIQUE FOLIAIRE CHEZ DE JEUNES
PLANTES DE MAÏS …………………………………………………….……….. 58
36
III.1. ANALYSE SPECTROMETRIQUE, IN VIVO, DE L'IMPEDANCE
DES ORGANES AERIENS DE CERTAINES PLANTES MONO- ET
DICOTYLEDONES.
III.1.1. Comparaisons électrospectromètriques entre les espèces testées ……. 38
III.1.2. Comparaisons électrospectromètriques entre les organes aériens
d'une même espèce …………………………………………………………….…. 42
III.1.3. Comparaisons électrospectromètriques entre les organes opposés
d'une même plante…………………………………………………….…………. 43
III.1.4. Comparaisons électrospectromètriques en fonction de l'âge …….….... 44
37
Cette première partie représente les résultats préliminaires qui nous ont permis de choisir
l’organe reflétant le mieux l’état physiologique de la plante. Le choix de l’espèce, de son
organe et de son âge seront justifiés plus loin.
Nous avons vérifié la reproductibilité des mesures en utilisant des résistances et des capacités
connues. Les résultats exposés ci-dessous représentent la moyenne des mesures faites sur 3
plantes.
Ces résultats nous permettent de procéder à des comparaisons électrospectromètriques entre les
espèces testées, entre les organes d'une même plante, entre les organes opposés d'une même
plante et entre les différents âges des différentes espèces.
III.1.1. Comparaisons électrospectromètriques entre les espèces testées :
Les mesures sont faites sur la tige et la première feuille chez le Tournesol, le Potiron et le Maïs
âgés de 14 jours.
Les résultats de mesure sont présentés sur les figures 5, 6 et 7 sous forme de courbes
spectrométriques. Sur ces courbes chaque point est calculé en fonction de la fréquence de
mesure, de la résistance parallèle (Rp) et de la capacité parallèle (Cp) mesurées. Les paramètres
électriques mesurés, exprimés sous forme de courbes et caractérisant les tissus, font ressortir la
grande différence structurale qui existe entre la feuille et la tige et ce, indépendamment de
l'espèce testée. De plus, une nette différence dans l’amplitude existe aussi entre les courbes
spectrométriques de bioimpédance (CSB) des feuilles dicotylédones d'une part (fig. 5, 6) et
celles de l'espèce monocotylédone de l'autre (fig. 7).
Les CSB de la tige du Potiron (fig. 5) et du Maïs (fig. 7), par comparaison à celle du Tournesol
(fig. 6), accusent une certaine irrégularité aux environs de la fréquence caractéristique (sommet
de la courbe). Nous pensons que cette irrégularité est due au facteur "âge" étudié plus loin.
38
En comparant les paramètres des impédances des feuilles des différentes espèces testées nous
constatons que la feuille du Maïs accuse la plus grande capacité (ou accumulation de charges
électriques) et la plus grande résistance (figure 5, 6 et 7).
Le Tournesol et le Potiron sont des plantes en C 3 chez qui la fixation du gaz carbonique (CO2)
aboutit à la formation de l'acide phosphoglycérique. Le Maïs, lui, est une plante en C 4 chez qui
cette première étape de fixation de CO2 aboutit à la formation d'acides dicarboxyliques
(oxaloacétique, malique, aspartique). Les données de l'impédance de la feuille de Maïs nous ont
incités à mesurer celle d'une plante se distinguant par une grande teneur en acides, en
l'occurrence l'Oseille.
feuille
12000
FC=700Hz; Cp=2,98nf; Rp=30,7k
hypocotyle
10000
Zi(ohm)
8000
6000
4000
FC=6200Hz; Cp=2,58nf; Rp=5,44K
2000
0
0
10000
20000
30000
40000
50000
Zr(ohm)
Figure 5 : Impédance de l'hypocotyle et de la première feuille de potiron âgé de 14 jours.
39
feuilleG
60000
hypocotyle
FC=800Hz; Cp=0,88nf; Rp=125,5K
50000
Zi(ohm)
40000
30000
20000
FC=800Hz; Cp=5,74nf; Rp=16,7k
10000
0
0
50000
100000
150000
200000
Zr(ohm)
Figure 6 : Impédance de l'hypocotyle et de la première feuille (G) du tournesol âgé de 14 jours.
40
feuille
épicotyle
120000
FC=700Hz; Cp=0,50nf; Rp=240k
100000
Zi(ohm)
80000
60000
FC=80Hz; Cp=12,36nf; Rp=143,6ok
40000
20000
0
0
100000
200000
300000
400000
Zr(ohm)
Figure 7 : Impédance de l'épicotyle et de la première feuille de maïs âgé de 14 jours.
41
Les données du tableau I montrent que la plus grande condensation de charges électriques se
trouve dans les feuilles d'Oseille, la résistance électrique des feuilles de cette plante est
intermédiaire entre celle du Maïs d'une part et celles du Potiron et du Tournesol d'autre part.
III.1.2. Comparaisons électrospectromètriques entre les organes aériens d'une même
espèce :
Les rôles des différents organes d'une plante étant différents, leur anatomie et leur physiologie
doivent l'être aussi. Ceci se reflète sur les valeurs de l'impédance de ces organes(Figures 5,6 et7).
Dans nos expériences, la résistance de la tige est de 7,5 - 5,6 et 1,8 fois plus grande que chez les
feuilles, respectivement du Tournesol, du Potiron et du Maïs ( tableau I ).
Tableau I : Impédance de la tige (Hyp) et de la première feuille (Flle) du Tournesol, du
Potiron , du Maïs et de l'Oseille: Le tournesol, le potiron et le maïs sont âgés de 14 jours.
L'âge de l'Oseille n'est pas connu (voir texte).
-FC : fréquence caractéristique.
-Cp : capacité électrique parallèle mesurée.
-Rp : résistance électrique parallèle mesurée.
Tournesol
Potiron
Maïs
Oseille
FC(Hz)
Hyp
Flle
800
800
700
6200
700
80
Cp(nF)
Hyp
Flle
0,88
5,74
2,98
2,58
0,50
12,36
Rp(k)
Hyp
Flle
125,50
16,70
30,70
5,44
240,00 143,60
100
18,00
49,40
Zr()
Hyp
100.10 3
22.103
210.10 3
Zi()
Hyp
550.10 3
11.103
100.10 3
Zr()
Flle
15.10 3
4.10 3
80.10 3
Zi()
Flle
6647
2250
71.10 3
Les capacités de l'hypocotyle et de la feuille, chez le Potiron, sont à peu près les mêmes. Cette
plante appartient à la famille des Cucurbitacées qui se distinguent par une tige rampante. Par
contre chez le Maïs et le Tournesol qui ont un port droit, les capacités sont respectivement 24,6 et
6,5 fois plus grandes chez les feuilles que chez l'hypocotyle et l'épicotyle.
42
III.1.3. Comparaisons électrospectromètriques entre les organes opposés d'une même
Plante :
Morphologiquement, au cours des premiers stades de croissance, le Tournesol se distingue par
deux cotylédons opposés se transformant en feuilles photosynthétisantes et une première paire de
"vraies" feuilles aussi opposées. Le Potiron, lui, a une paire de cotylédons photosynthétisants et
une vraie feuille. Les paramètres de l'impédance de ces organes sont portés sur le tableau II.
Tableau II: Capacité et résistance des organes opposés chez le Tournesol et le Potiron (âgés
de 14jours): G-grand; P-petit.
Cp(nF)
Tournesol
Potiron
cotylédon
G
P
4,53
1,87
7,37
8,42
Rp(k)
Feuille
G
P
5,74
5,20
2,58
cotylédon
G
P
6,76
23,70
6,28
3,50
feuille
G
P
16,70 19,00
5,44
Chez le tournesol, les paramètres de l'impédance des feuilles opposées se rapprochent alors que
ceux des cotylédons sont très éloignés. Ainsi, le rapport de capacité du grand cotylédon au plus
petit est de 2,42. Pour les feuilles ce rapport est de 1,10. Pour la résistance (les rapports du plus
petit au plus grand), ces rapports sont de l'ordre de 3,50 et de 1,14, respectivement pour les
cotylédons et la feuille.
Les données du tableau II nous renseignent aussi sur le sens de l'évolution des grandeurs que
peuvent avoir les paramètres de l'impédance des organes opposés : aux plus petites valeurs de la
capacité d'un organe donné correspondent les plus grandes valeurs de résistance.
La capacité des cotylédons du Potiron est plus élevée que celle du Tournesol, mais dans ce cas,
c'est le plus petit cotylédon qui montre la plus grande capacité.
La capacité et la résistance de la première feuille du Potiron âgé de 14 jours sont en deçà de celles
du Tournesol du même âge.
43
Ainsi, comparées horizontalement ou verticalement, les données du tableau II montrent une
différence aussi bien entre les organes opposés d'une même plante qu'entre les organes
correspondants des deux plantes comparées. Ceci laisse penser que les paramètres de l'impédance
sont liés à la spécificité du matériel testé. Or, la spécificité biologique est imposée par le
programme génétique qui se déroule dans le temps entraînant des changements de structure et de
métabolisme qui peuvent influencer à leur tour les valeurs de l'impédance.
III.1.4. Comparaisons électrospectromètriques en fonction de l'âge :
Nous avons réalisé des mesures d'impédance toutes les semaines sur les feuilles des trois plantes
testées. Cet organe est commun et constitue le lieu de phénomènes physiologiques intensifs, telles
que la photosynthèse, la transpiration, etc.
Les figures 8, 9 et10 montrent les impédances des 3 plantes pendant la première période de
croissance (14-42 jours). Nous remarquons que toutes les CBS ont une allure parabolique. Cette
allure typique se perd chez le Tournesol à l’âge de 28 jours et chez le Maïs à l’âge de 35 jours.
L'élément le plus remarquable est le renversement de la courbe de spectrométrie de la feuille du
Tournesol âgé de 28 jours. Les perturbations de cette courbe, aux environs de la fréquence
caractéristique, commencent déjà à l'âge de 21 jours avec une forte chute de la résistance: de
16,70Kà 2,38K(tableau III). Chez la deuxième dicotylédone, le Potiron, les perturbations de
la courbe commencent aussi à l'âge de 21 jours mais cette fois avec une forte augmentation de la
résistance. Chez le Maïs on observe aussi une importante chute de l'impédance au 21ème jour, mais
la courbe reste typique et continue à l'être, même au 28ème jour. Nous remarquons aussi qu'à la
plus forte fréquence caractéristique correspond la plus petite résistance et c'est à ce moment que
commencent les perturbations de la courbe. Les plus petites valeurs de capacité sont observées
chez le Potiron, les plus grandes chez le Maïs.
44
14jours
a
Zi(Kohm)
10
Fc=800Hz; Cp=5,74nF; Rp=16,7K
5
0
0
10
20
30
40
Zr(Kohm)
21jours
Zi(Kohm )
b
Fc=300Hz; Cp=8,30nF; Rp=30,30K
15
10
5
0
0
10
20
30
40
50
Zr(Kohm)
Zi(o hm)
c
28jours
400
300
200
100
0
0
1000
2000
3000
4000
Zi(ohm)
Zr(ohm)
400
300
200
100
0
d
35jours
0
1000 2000 3000 4000
Zr(ohm)
Zi(ohm)
e
42jours
800
600
400
200
0
0
1000
2000
3000
4000
Zr(ohm)
Figure 8 (a, b, c, d et e) : Evolution de l’impédance de la première feuille de Tournesol en fonction de l’âge.
Zi : partie imaginaire ; Zr : partie réelle ; FC : fréquence caractéristique ; Rp : résistance parallèle ; C : capacité parallèle.
45
14jours
a
3
2
Zi(Kohm)
Fc=6200Hz;Cp=2,58nF;Rp=5,44K
1
0
0
2
4
6
8
Zr(Kohm)
21jours
b
Fc=300Hz;Cp=8,30nF;Rp=30,30K
Zi(Kohm)
15
10
5
0
0
10
20
30
40
50
Zr(Kohm)
28jours
c
Fc=600Hz;Cp=8,90nF;Rp=16,40K
Zi(Kohm)
8
6
4
2
0
0
5
10
15
20
25
Zr(Kohm)
35jours
Zi(Kohm)
d
2 Fc=8000Hz; Cp=2,34nF; Rp=4,23K
1,5
1
0,5
0
0
2
4
6
8
Zr(Kohm)
Zi(Kohm)
e
42jours
Fc=400Hz; Cp=5,70nF; Rp=34,40K
15
10
5
0
0
10
20
30
40
50
Zr(Kohm)
Figure 9 (a, b, c, d, et e) : Evolution de l’impédance de la première feuille de Potiron en fonction de l’âge.
Zi : partie imaginaire ; Zr : partie réelle ; FC : fréquence caractéristique ; Rp : résistance parallèle ; C : capacité parallèle.
46
a
Fc=80Hz;Cp=12,36nF;Rp=143,60K
80
Zi (Koh m)
14jours
60
40
20
0
0
50
100
150
Zr(Kohm)
21jours
b
Zi(ohm)
150
Fc=1000Hz;Cp=5,84nF;Rp=53K 
100
50
0
0
50
100
Zr(Mohm)
28jours
c
Z i(Moh m)
20000
Fc=1000Hz;Cp=6,12nF;Rp=51K
15000
10000
5000
0
0
50
100
150
Zr(Mohm)
Figure 10 (a, b, c, d et e) : Evolution de l’impédance de la première feuille de Maïs en fonction de l’âge.
Zi : partie imaginaire ; Zr : partie réelle ; FC : fréquence caractéristique ; Rp : résistance parallèle ; C : capacité parallèle.
47
Tableau III: Evolution, en fonction de l'âge, des paramètres de l'impédance de la
première feuille du Potiron, du Tournesol et du Maïs.
Age
(jours)
14
21
28
35
42
Tournesol
Fc(Hz) Cp(nF) Rp(K)
800
4500
5,74
5,90
16,70
2,38
Fc(Hz)
Potiron
Cp(nF)
Rp(K)
2,58
8,30
8,90
2,34
5,70
5,44
30,30
16,40
4,23
34,4
6200
300
600
8000
400
Fc(Hz)
Maïs
Cp(nF)
80
1000
1000
12,36
5,84
6,12
Rp(K)
143,60
53,00
51,00
Comme nous l’avons indiqué plus haut (section III.1.1), les feuilles de Maïs, par comparaison
aux feuilles des autres espèces testées, se distinguent par les plus grandes capacités et les plus
grandes résistances électriques. Pour cette raison ainsi que pour son importance dans
l’agriculture marocaine, le Maïs a été choisi comme matériel végétal. Nous avons choisi, pour
les expériences qui suivent, le Maïs dont les feuilles sont alternes, c’est à dire disposées les
unes après les autres, la première, étant la plus âgée, se trouve en bas de la tige.
48
III.2. ANALYSE SPECTROMETRIQUE, IN VIVO, DE L'IMPEDANCE DE
LA PREMIERE FEUILLE DE MAÏS EN FONCTION DES CONDITIONS
HYDRIQUES DU SOL ET DE L’ATMOSPHERE.
III.2.1. Impédance électrique en fonction de l’apport d'eau en air calme….. 50
III.2.2. Impédance électrique en fonction de l’apport d'eau en air agité
ou fortement humide.............................................................................. 52
49
Nous mesurons l'impédance électrique de la première feuille de Maïs âgé de 14 jours, cultivé avec
trois niveaux différents d'apport d'eau au sol et soumis à trois conditions atmosphériques
différentes: un air calme, un air agité et un air fortement humide. L'humidité du sol (40%, 60% de
la CRM) ou le substrat liquide constituent donc un fond commun pour les trois facteurs
atmosphériques. Cependant, une première analyse des résultats nous a amenés à distinguer deux
cas:
-
la culture en air calme, sans intervention externe et,
-
la culture en air de régime hydrique modifié.
Les résultats exposés ci-dessous représentent la moyenne des mesures faites sur 3 plantes.
III.2.1. Impédance électrique en fonction de l’apport d'eau en air calme :
Les résultats des mesures spectrométriques sont présentés sous forme de courbes sur la figure11.
On y remarque que si les courbes des plantes cultivées sur substrat solide se rapprochent, elles
s'éloignent fortement de celle des plantes cultivées en hydroponie. Le mode de culture (substrat
solide ou liquide) qui donne de tels résultats serait, probablement, la cause de cette différence dans
la représentation spectrométrique. Ceci résulte de la différence dans les valeurs des paramètres de
l'impédance (Tableau IV). En effet, les plantes cultivées en hydroponie ont la plus grande
résistance (170 Kohm) et la plus petite capacité ou accumulation de charges électriques (5,67 nF).
50
1 N ; h y d r o p o n ie
1N ; 60% C R M
1N ; 40% C R M
120000
100000
Z i(Mohm)
80000
60000
40000
20000
0
0
100
200
300
400
Z r(M o h m )
Figure 11. Effet du mode de culture sur l'impédance de la première feuille de Maïs cultivé en
hydroponie ou sur sable à 60 et 40 % de la Capacité de Rétention Maximale (CRM).
Tableau IV. Variation des paramètres de l'impédance de la première feuille
de Maïs âgé de 14 jours en fonction du mode de culture.
C- capacité électrique parallèle, Rp- résistance électrique parallèle,
CRM- capacité de rétention maximale
40% CRM
60% CRM
Hydroponie
C (nF)
10,95
13,93
5,67
Rp (Kohm)
97,67
116,20
170,00
Dans le prochain paragraphe nous étudierons les paramètres de l’impédance foliaire en agissant
sur les facteurs qui influencent le courant hydroionique
51
III.2.2. Impédance électrique en fonction de l’apport d'eau en air agité ou fortement
humide :
En comparant l'effet de l'air agité (AA) à celui de l'air à humidité relative élevée (HRAE), nous
avons constaté une ressemblance dans l'aspect des courbes spectrométriques de l'impédance. Aussi
nous regroupons sur le tableau V et la fig. 12 (a, b, c, d, e, f) - l'ensemble des résultats concernant
ce paragraphe. Il devient alors aisé de faire les constatations suivantes:
1°/ La similitude de l'effet des deux facteurs - AA et HRAE - (comparaison horizontale).
2°/ L'action de ces deux facteurs dépend du niveau d'humidité du milieu où poussent les racines
(comparaison verticale):
-
avec une basse humidité du sol (40% et 60% de la CRM) les deux facteurs paraissent comme
des stimulants de la croissance foliaire.
-
Avec une humidité élevée (hydroponie) il y a reversement de la situation, et les deux facteurs
deviennent inhibiteurs.
Tableau V. Variation des paramètres de l'impédance de la première feuille de Maïs âgé de 14 jours et
de l'indice de vigueur (IV) de la deuxième feuille des mêmes plantes âgées de 23 jours en fonction de
l’apport d’eau, de l'agitation de l'air ambiant et de son humidité relative.
C- capacité électrique parallèle, Rp- résistance électrique parallèle, FC- fréquence caractéristique,
CRM- capacité de rétention maximale, HRAE- humidité relative de l'air élevée.
40% CRM
40% CRM
40% CRM
60% CRM
60% CRM
60% CRM
(témoin)
(vent)
(HRAE)
(témoin)
(vent)
(HRAE)
(témoin)
(vent)
(HRAE)
IV (cm2 )
25,61
23,13
21,96
23,04
22,00
21,80
19,25
17,86
17,82
C (nF)
10,95
7,03
6,73
13,93
11,93
7,96
5,67
11,02
10,52
Rp (Kohm)
97,67
92,27
167,33
116,20
13,57
34,00
170,00
60,27
29,77
600,00
800,00
600,00
400,00 2000,00 1000,00 500,00 1000,00 1000,00
FC (Hz)
52
Hydroponie Hydroponie
Hydroponie
Air Agité
Humidité Relative de l’Air
40%;Air Agité48h
40%;Air Calme
50000
40%;HRAE48h
40%;sans HRAE
100000
80000
Zi(Mohm)
Zi(Mohm)
40000
30000
20000
10000
0
60000
40000
20000
0
0
100
Zr(Mohm)
200
0
(a)
(d)
60%;HRAE48h
60%;sans HRAE
60%;Air Agité48h
60%;Air Calme
30000
20000
Zi(Mohm)
Zi(Mohm)
25000
15000
10000
5000
0
0
100 200
Zr(Mohm)
30000
25000
20000
15000
10000
5000
0
0
300
200
300
(e)
hyd;Air Agité48h
hyd;Air Calme
Zi(Mohm)
100000
80000
60000
40000
20000
0
200
Zr(Mohm)
hyd;HRAE48h
hyd;sans HRAE
120000
120000
Zi(Mohm)
100
Zr(Mohm)
(b)
0
200
400
Zr(Mohm)
100000
80000
60000
40000
20000
0
0
400
200
400
Zr(Mohm)
(c)
(f)
Figure 12 : (a) Effet de l'Air Agité sur l'impédance de la première feuille de Maïs cultivé sur sable à 40% de la capacité de rétent ion maximale
(CRM). (b) Effet de l'Air Agité sur l'impédance de la première feuille de Maïs cultivé sur sable à 60 % de la capacité de rétention maximale
(CRM). (c) Effet de l'Air Agité sur l'impédance de la première feuille de Maïs cultivé en hydroponie (hyd). (d) Effet de l'Humidité Relative de
l'Air élevée (HRAE) sur l'impédance de la première feuille de Maïs cultivé sur sable à 40 % de la capacité de rétention maximale (CRM). (e)
Effet de l'Humidité Relative de l'Air élevée (HRAE) sur l'impédance de la première feuille de Maïs cultivé sur sable à 60 % de la capacité de
rétention maximale (CRM). (f) Effet de l'Humidité Relative de l'Air élevée (HRAE) sur l'impédance de la première feuille de Maïs cultivé en
hydroponie (hyd).
53
L'analyse détaillée des valeurs des paramètres de l'impédance va apporter quelques
éclaircissements.
Les variations des paramètres de l'impédance, de la fréquence caractéristique et de l'indice de
vigueur sont portés sur le tableau V et la figure 13.
Les données concernant l’IV du tableau V nous montrent que l’IV diminuent chez les plantes
soumises à l’action du vent (AA) ou à l’action de l’humidité relative de l’air élevée (HRAE). Ces
facteurs atmosphériques testés inhibent la croissance foliaire et ce, quelle que soit l'humidité du
"sol". La capacité ou accumulation de charges électriques est inhibée chez les plantes cultivées sur
substrat solide comparativement au témoin. Elle est, par contre, stimulée chez les plantes cultivées
en hydroponie et soumises à l'air agité ou à une humidité relative élevée (fig. 13). Les deux
derniers facteurs, environnementaux, inhibent Rp chez les plantes cultivées en hydroponie ou à
une humidité équivalente à 60 % de la capacité de rétention maximale du sol (CRM). A 40% et
avec l'air agité Rp est légèrement diminuée. Elle est fortement augmentée lorsque l'humidité
relative de l'air est élevée. C'est ce paramètre, Rp de l’impédance, qui est donc responsable de ce
que nous avons appelé plus haut (p. 52)"un renversement de situation". En effet, en air calme,
chez les plantes cultivées en hydroponie, Rp est de l'ordre de 170 Kohm. Elle est de 116,20 et de
97,67 Kohm, respectivement chez les plantules cultivées à 60 % et 40 % de la CRM du sable.
L'action du facteur "air ambiant" n'est pas la même en passant d'une humidité du sol à l'autre sur la
capacité électrique. Ainsi en air agité, ce sont les plantes cultivées à 40 % de la CRM qui voient
leur capacité électrique chuter, tandis qu'en humidité relative élevée ce sont celles cultivées à 60
% de la CRM. Ceci suppose que ce ne sont pas les mêmes structures, ni le même échange
d'éléments chimiques qui sont mis en jeu dans chacun des cas.
54
IV (cm2)
IV(cm2)
Figure 13. Relation entre les paramètres de l'impédance (Capacité, Résistance et Fréquence) de la première feuille
de Maïs âgé de 14 jours et l'indice de vigueur (IV) de la deuxième feuille des mêmes plantes âgées de 23 jours en
fonction du mode de culture (Hydoponie, 60 % et 40 % de la Capacité de Rétention Maximale -CRM-), de
l'agitation de l'air ambiant (Vent) et de son humidité relative (HRAE).
55
En matière de Rp, ce sont les plantes dont le système racinaire pousse dans un milieu fortement
dilué qui voient chuter leur résistance électrique foliaire. Ainsi ces expériences nous ont permis de
constater les faits suivants:
-
La résistance électrique du matériel végétal testé constitue, le paramètre essentiel des
coordonnées d'une courbe spectrométrique d'impédance.
-
L’impédance capacitive augmente lorsque la culture est en hydroponie et menée dans des
conditions stressantes de l'air ambiant.
-
En air agité ou avec une humidité relative élevée, la courbe spectrométrique d'impédance est à
une faible amplitude lorsque la concentration des éléments minéraux mis à la disposition de la
plante est diluée ( à 60% de la CRM ou en hydroponie).
-
La réponse de la plante par des signaux électriques telles que Cp ou Rp à une condition
quelconque de culture ou à un stress donné est spécifique. Pour les deux facteurs stressants
testés dans ce travail, la représentation spectrométrique tend à se généraliser et prend la même
allure. Elle reflète l’action inhibitrice d’un facteur sur l’état physiologique de la plante.
-
L'action prolongée de l'air agité ou de l’humidité relative élevée diminue la croissance foliaire
du Maïs exprimée par l'indice de vigueur.
Les deux derniers facteurs, l’air agité et l’humidité relative de l’air fortement élevée, agissant sur
la partie aérienne de la plante ont fait diminuer la croissance et les paramètres de l’impédance
électrique foliaire. La croissance d’un végétal dépend aussi du milieu où pousse et se développe le
système racinaire. Dans plusieurs cas ce milieu peut constituer un facteur limitant pour le
rendement du végétal. Dans la partie qui suit nous étudions l’effet contraignant du milieu où se
développe l’appareil racinaire souterrain de la plante sur l’impédance électrique foliaire.
56
III.3. EFFET DES CONDITIONS STRESSANTES SOUTERRAINES SUR
L’IMPEDANCE ELECTRIQUE FOLIAIRE CHEZ LES JEUNES PLANTES
DE MAÏS.
III.3.1. Effet de la concentration en éléments nutritifs sur les paramètres
électriques de l’impédance……………………………………………. 59
III.3.2. Effet du stress osmotique (PEG200)…………………………………. 61
III.3.3. Effet du stress salin (NaCl)…………………………………………… 63
III.3.4. Effet du stress acide (CH3 COOH)…………………………………… 65
III.3.5. Effet du KCN, un inhibiteur du métabolisme………………………. 66
III.3.6. Comparaison de l’effet des différents facteurs stressants utilisés….. 67
57
Parmi les facteurs naturels qui peuvent constituer un frein à une meilleure croissance des racines
nous citerons la salinité et l’acidité. Le premier phénomène est le résultat de l’existence d’un excès
d’ions nocifs tels que le Na+ , le Cl-, le SO42 -, etc. Le deuxième est crée par une forte teneur,
toujours dans le sol, de protons H+ et d’alluminium Al 3+. Ces 2 ions font baisser drastiquement le
pH, alors que la plante est habituée à un pH neutre à légèrement acide. Le sodium (Na+ ) ainsi que
les autres ions contenus dans les engrais (N P K) peuvent devenir dangereux quand ils sont en
grande quantité dans le sol. Outre l’action nocive, sur les organites cellulaires après leur
absorption, ils créent une pression osmotique qui retient l’eau et l’empêche d’être absorbée par les
racines.
Dans le présent travail nous créons ces facteurs en appliquant des doses croissantes d’éléments
minéraux (différentes concentrations de la solution de Knop : Kn/10, Kn, 2xKn et 4xKn), ou en
ajoutant à la solution nutritive (Kn) un osmolysant (le PEG 200) ou un sel (le NaCl) ou un acide
(le CH3COOH). Nous étudions l’effet de ces substances sur les paramètres de l’impédance et sur
la croissance foliaire, toujours chez les jeunes plantes de Maïs.
Nous vérifions, enfin, le lien qui existe entre le métabolisme et les paramètres électriques mesurés
en utilisant un inhibiteur du transport des protons, la cyanure (KCN).
La marche à suivre est décrite dans les protocoles expérimentaux de la section II (Matériel et
méthodes).
Pour chaque type d'essais soumis à un stress donné, nous présentons les mesures de l'impédance et
de la croissance foliaire.
58
III.3.1. Effet de la concentration en éléments nutritifs sur les paramètres électriques de
l’impédance :
La figure 14 nous montre les variations de l'impédance électrique spectroscopique en fonction du
niveau nutritionnel. La courbe de spectrométrie de bioimpédance (CSB) obtenue à la
concentration (2xKn) a la plus haute amplitude. Elle est suivie respectivement et de façon
régressive par celles de Kn, Kn/10 et 4xKn.
K n /1 0 ( n = 5 )
K n(n=5)
2x Kn(n=5)
4x Kn(n=4)
120000
2xKn
100000
Kn
Zi(Mohm)
80000
Kn/10
60000
40000
20000
4xKn
0
0
100
200
300
400
500
Z r (M o h m )
Figure 14. Impédance de la première feuille de Maïs en fonction de la concentration de la
solution nutritive de Knop. (culture en hydroponie, n- nombre de répétition).
59
Les résultats des mesures enregistrés dans le tableau VI montrent que la capacité augmente de
façon linéaire de 5,1 nF à 8,11 nF et parallèlement à l'augmentation de la concentration de la
solution nutritive, alors que la résistance décrit une courbe en cloche avec un maximum de 281K
à 2xKn et un minimum de 87 Kà 4xKn.
Tableau VI. Capacité, résistance et indice de vigueur des feuilles de Maïs en fonction de la
concentration de la solution nutritive de Knop. Les paramètres électriques sont mesurés
chez la 1ère feuille âgée de 14 jours, l’indice de vigueur chez la 2ème feuille âgée de 23 jours.
(Kn/10)
(Kn)
(2xKn)
(4xKn)
C (nF) à FC
5,10,9 (n=5)
5,671,57 (n=5)
6,310,52 (n=5)
8,111,41(n=4)
Rp (K) à FC
16730,6 (n=5)
17076,07 (n=5)
28195,09 (n=5)
8716,84 (n=4)
IV (cm 2)
10,401,64 (n=5)
19,251,64 (n=5)
18,091,75 (n=5)
10,890,98 (n=4)
En matière de croissance foliaire, la meilleure est assurée par les 2 concentrations Kn et 2xKn (tab.
VI). Ces 2 doses se trouvent donc équilibrées et nous les prenons comme étalon pour les
comparaisons qui vont suivre dans ce travail.
Gunar et al. (1973) ont constaté aussi que les concentrations qui assurent une meilleure croissance
en hauteur et une meilleure accumulation de la matière sèche sont respectivement Kn et 2xKn) chez
le Blé.
Un pouvoir desséchant est créé lorsque la concentration de la solution nutritive est excessivement
élevée. C’est ce que certains auteurs appellent « la sécheresse physiologique » créée par ce
phénomène osmotique. La dose 4xKn développe une pression osmotique de l’ordre de 1,81 atm
60
alors que la pression osmotique de la dose normale n’est que de 0,30 atm (El Kinani, 1973). Les
feuilles de blé poussant sur 4xKn sont moins hydratées que celles poussant sur Kn ou 2xKn (Gunar
et al., 1973) et contiennent beaucoup plus d’éléments minéraux.
Dans les paragraphes suivants nous étudions l’effet de stress osmotique sur l’impédance et la
croissance foliaires. Séparément, dans 2 essais, nous créons cet effet à l’aide de deux substances : le
polyéthylène glycol (PEG200) qui agit en dehors de la salinité et le chlorure de sodium (NaCl) qui
est considéré comme l’élément principal de la salinité des sols. Ses ions sont nocifs, destructifs.
III.3.2. Effet du stress osmotique (PEG200) :
Les résultats des mesures de l’impédance et de la croissance foliaires des plantes dont le système
racinaire a été soumis à différents stressants sont portés sur le tableau VII(a, b, c et d). Ceux
concernant l’effet osmotique dû au PEG sont portés sur le tableau VIIa et représentés
graphiquement par la figure 15. Comme on peut le constater, la pression osmotique créée dans le
milieu où vivent les racines a provoqué une augmentation de la capacité de 44,89 % et une
diminution de la résistance de 34, 49 %.
Tableau VIIa: Effets de PEG sur les paramètres de
l’impédance et la croissance foliaires chez le Maïs.
C- capacité et Rp- résistance mesurées à la fréquence caractéristique.
IV- indice de vigueur.
(Avant) avant le traitement ; (Après) après le traitement d’une heure.
(_)diminution ; (+)augmentation.
PEG 200 (2%)
Avant
Après
1h
Variation
(%)
C(nF)
14,86
21,53
+44,89
Rp(K)
112,40
73,63
-34,49
IV(cm2)
19,25
11,90
-38,18
61
Zi(ohm)
PEG200
Témoin
25000
20000
15000
10000
5000
0
0
100
200
Zr(ohm)
Figure 15. Effet osmotique sur l'impédance de la 1
de Maïs âgée de 14 jours.
ère
feuille
Utilisant du mannitol pour élever la pression osmotique du milieu extérieur, Kiyosawa et Ogata
(1987) ont observé une diminution de la perméabilité membranaire à l’eau chez les cellules
internodales de Chara. Dans ces conditions et selon ces auteurs, la résistance électrique
membranaire apparente n’a pas augmenté.
La pression osmotique du milieu extérieur fait diminuer la teneur en eau chez la plante toute entière
(Slayter, 1967). Ceci entraîne donc, une diminution de la mobilité des éléments nutritifs.
Il y a aussi diminution du volume du milieu aqueux où se passent les réactions biochimiques qui
assurent le meilleur développement de la plante.
Dans nos essais, les plantes ayants subi le choc osmotique, bien que restant vivantes, accusent un
retard dans leur croissance par comparaison aux plantes cultivées sur la même dose nutritive (Kn) de
Knop mais sans PEG 200 (tabl. VI et VIIa (p. 60 et 61)).
62
Plusieurs chercheurs utilisent le NaCl pour étudier l’effet osmotique. Cependant, cette
substance pénètre facilement dans la plante et engendre des effets néfastes que nous allons
discuter dans le paragraphe suivant.
III.3.3. Effet du stress salin (NaCl) :
Dans nos essais l’utilisation du NaCl a aussi provoqué une augmentation de la capacité et une
diminution de la résistance, respectivement de 43, 29% et de 36,24 % (tabl. VIIb et figure 16).
Tableau VIIb: Effets du NaCl sur les paramètres de
l’impédance et la croissance foliaires chez le Maïs.
C- capacité et Rp- résistance mesurées à la fréquence caractéristique.
IV- indice de vigueur.
(Avant) avant le traitement ; (Après) après le traitement d’une heure.
(-) diminution ; (+) augmentation..
NaCl (10mM)
Avant
Après
1h
Variation
(%)
C(nF)
11,99
17,18
+43,29
Rp(K)
93,90
59,87
-36,24
IV(cm2)
19,25
11,13
-42,18
NaCL
Témoin
Zi(ohm)
25000
20000
15000
10000
5000
0
0
50
100
150
Zr(ohm)
Figure 16. Effet du NaCl sur l'impédance de la 1
de Maïs âgée de 14 jours.
63
ère
feuille
Ces résultats peuvent être expliqués par la retranslocation des ions via le phloème. Cette
retranslocation est considérée comme un mécanisme potentiellement important pour prévenir
l'accumulation des sels dans les feuilles complètement dilatées (Gouia et al., 1994; Jeschke et al.,
1995). Une retranslocation des ions chez le Mais -plante type C4- est plus importante que chez les
plantes en C3 (Lohaus et al., 2000). Ces auteurs ont conclu que le transport par le phloème joue un
rôle important dans le contrôle de teneur en ions Na+ et Cl- dans les feuilles.
Dans nos essais le NaCl a, approximativement, le même effet que le PEG (tabl.VIIa, p. 61) sur la
croissance foliaire et rappelle l’effet négatif des concentrations extrêmes (Kn/10 et 4xKn) de
nutrition minérale (tabl. VI, p.60).
Les ions H + ont un rôle prépondérant dans la régulation des phénomènes osmotiques et électriques
des végétaux (Brummer et al., 1984 ; Franchisse et al., 1988). Dans le paragraphe suivant nous
étudions l’effet de ces ions quant ils sont en excès dans le milieu extérieur.
III.3.4. Effet du stress acide (CH3COOH) :
Les valeurs des paramètres de l’impédance de la première feuille de Maïs mesurés in vivo après un
séjour des racines pendant une heure dans le milieu nutritif auquel on a ajouté de l’acide acétique
(CH3COOH) sont portés sur le tableau VIIc. Ces données montrent qu’avec l’acide acétique la
capacité a augmenté plus qu’avec le PEG 200 ou le NaCl, avec comme conséquence la plus faible
diminution de la résistance ( tabl. VIIa et VIIb (p. 61 et 63)). Ceci n’a pas empêché la mort des
plantes six jours après le traitement. En effet celles-ci ne sont pas habituées au pH, acide,
nouvellement créé. La figure 17 représente graphiquement l’effet de l’excès des ions H+ sur
l’impédance spectrométrique des feuilles de Maïs.
64
Tableau VIIc: Effets du CH 3COOH sur les paramètres de
l’impédance et la croissance foliaires chez le Maïs.
C- capacité et Rp- résistance mesurées à la fréquence caractéristique.
IV- indice de vigueur.
(Avant) avant le traitement ; (Après) après le traitement d’une heure.
(-) diminution ; (+) augmentation..
CH3COOH (1%)
Avant
C(nF)
Rp(K)
IV(cm2 )
Après
1h
Variation
(%)
11,79
17,39
+47,50
77,20
54,50
-29,40
19,25
Mort
après 6 j
CH3COOH
Témoin
Zi(Mohm)
20000
15000
10000
5000
0
0
50
100
Zr(Mohm)
150
ère
Figure17. Effet du CH 3COOH sur l’impédance de la 1
de Maïs âgé de 14 jours.
feuille
Si l’excès des protons est néfaste pour la vie des végétaux (tabl. VIIc), l’inhibition de leur transport comme nous le verrons dans le prochain paragraphe- n’en est pas moins dangereux, même si les
plantes vivent dans des conditions proches de la normale.
65
III.3.5. Effet du KCN, un inhibiteur du métabolisme.
Le KCN est un inhibiteur du transport d’électrons et de protons dans les chaînes de photosynthèse
et de respiration. C’est peut être cette action sur les 2 fronts du métabolisme qui a fait augmenter la
capacité de 120 % et diminuer la résistance de 80 %. C’est peut être aussi cette action vigoureuse
du KCN menant à la mort des plantes qui a entraîné de telles variations dans les paramètres de
l’impédance (fig. 18 ; tab. VIId )
Tableau VIId: Effets du KCN sur les paramètres de
l’impédance et la croissance foliaires chez le Maïs.
C- capacité et Rp- résistance mesurées à la fréquence caractéristique.
IV- indice de vigueur.
(Avant) avant le traitement ; (Après) après le traitement d’une heure.
(-) diminution ; (+) augmentation.
KCN (10 mM)
Avant
C(nF)
Rp(K)
IV(cm2)
Après
1h
Variation
(%)
6,97
15,34
+120,08
101,07
19,35
-80,85
19,25
Mort
après 3 j
KCN
Zi(Mohm)
Témoin
40000
30000
20000
10000
0
0
100
200
Zr(Mohm)
Figure 18. Effet du KCN sur l'impédance de la 1ère feuille
de Maïs âgée de 14 jours.
66
III.3.6. Comparaison de l’effet des différents facteurs stressants utilisés :
Les tableaux VII (a, b, c et d)) nous montre que les stressants utilisés dans la présente étude
mènent à un ralentissement ou mettent fin à la croissance foliaire et provoquent chez cet organe, la
feuille, une diminution de la résistance et une augmentation de la capacité. L’augmentation très
marquée (120 %) de la capacité est observée avec l’utilisation du KCN. Ce poison, inhibiteur du
métabolisme, a fait diminuer la résistance de 80 % et fait périr les plantes 3 jours après son
application. L’acide acétique a les effets moins forts mais similaires : les plantes sont mortes six
jours après l’application du CH 3COOH. Le PEG 200 et le NaCl ont des actions proches sur les
valeurs de la capacité et la résistance, augmentant la première et diminuant la deuxième ; mais les
plantes sont quand même restées en vie. Le PEG pourrait agir sur la croissance et les paramètres de
l'impédance par l’intermédiaire de la transpiration qui est sous la dépendance de canaux ioniques
K+ voltage dépendant qui sont actifs durant les mouvements des stomates (Majore et al. 2002). Le
gène du canal K + (KZM1) du Maïs s’exprime, essentiellement, durant le développement foliaire
(Philippar et al 2003). Ces auteurs ont conclu que la transition source-puits et les changements
journaliers montrent que ce canal joue un rôle capital dans l'homéostasie de K + dans les feuilles de
Maïs. Quant au NaCl il affecterait la croissance et les paramètres de l'impédance par les
changements négatifs dans l'activité enzymatique (Roxas et al., 2000), la synthèse protéique
Mattioni et al., 1997; Ashraf et Oleary, 1999; Simon-Sarkadi et al., 2002) ou dans la perméabilité
cellulaire (Tang et al., 1999).
67
DISCUSSION :
Tout échantillon, soumis au test, n'est pas homogène. Outre la spécificité structurelle et
métabolique des espèces testées, le tissu sur lequel sont appliquées les électrodes est constitué de
cellules de différentes spécialités, c'est ce qui se manifeste par la grande différence entre les
courbes de spectrométries de bioimpédance (CSB) de la tige et de la feuille et ce, indépendamment
de l'espèce considérée. Nos mesures ont montré une différence entre les CSB des plantes
dicotylédones et celle de la monocotylédone étudiée. Ces résultats montrent qu'il y a une relation
évidente entre les paramètres électriques mesurés et la spécificité - dans le sens structure et
métabolisme - de l'espèce testée, comme l'avait déjà mentionnée Blinks (Blinks, 1940). En effet,
les plantes en C4 se distinguent par une forte synthèse d'acides dicarboxyliques qui ont deux
constantes de dissociation. En plus de cette distinction métabolique, les plantes en C 4 sont
pourvues d'un nombre de plasmodesmes beaucoup plus important que les plantes en C3 (Botha,
1992). Ces structures, outre la communication entre cellules voisines servent aussi au transport des
acides organiques entre les tissus photosynthétisant chez les plantes en C4 ce qui pourrait, aussi,
influencer les paramètres de l'impédance, ici plus importants que chez les plantes en C 3.
Nous avons observé une augmentation dans la résistance électrique de la tige par rapport à celle
des feuilles. Cette augmentation peut être due au fait que l'hypocotyle et l'épicotyle servant comme
organes de support et de conduction des différentes sèves doivent avoir un métabolisme moins
intense que celui des autres organes testés où l'hydrolyse de substances de réserves, la respiration
et la photosynthèse sont plus importantes. De plus la tige tend à une lignification, tout ceci
concourt à l'augmentation de sa résistance électrique.
68
Nos mesures nous ont permis de constater des différences entre les capacités et les résistances
électriques des organes opposés (feuilles ou cotylédons) qui se ressemblent sur le plan
morphologique. Ceci implique qu'on doit considérer avec prudence les données avancées
concernant un organe dont on sait qu'il a son opposé sur la même plante ou bien, lorsqu'on veut
analyser une feuille trifoliolée, l'analyse de chaque foliole devient nécessaire. L'inhibition d'un
organe par son opposé et le caractère hormonal que peut avoir cette inhibition ont été relatés
(Güven et Desbies, 1978). Cette
inhibition, comme dans le domaine des phénomènes de
corrélation peut être aussi de caractère trophique, structurel et spécifique. Son étude approfondie et
systématique consistant en ablations et analyses biochimiques est rendue nécessaire eu égard à nos
données.
Les CSB de la feuille sont influencées par l'âge. Ceci peut être dû au fait que - dans le temps - les
feuilles subissent des changements quantitatifs et qualitatifs modulés par des facteurs exogènes et
endogènes. En effet, les stades de développement entraînent des changements dans le métabolisme
et la structure et, par conséquent, doivent influencer les valeurs de l'impédance. La fréquence
caractéristique telle que nous l'avons vue dans ce travail est spécifique pour chaque période et pour
chaque espèce testée. L'idéal serait de déterminer l'âge dont la fréquence caractéristique (avec
capacité et résistance) servirait comme indice pour décrire un état physiologique donné.
Dans le présent travail, la mesure de l'Indice de Vigueur (IV) s'est avérée de grande utilité. Les
plantes soumises à un air agité ou à une humidité relative de l'air élevée connaissent une chute de
leur IV et aussi une baisse dans les coordonnées de la représentation spectrométrique de
l'impédance. L'IV peut être considéré comme un indicateur de la croissance foliaire. Il est inhibé
en même temps que la résistance électrique élément essentiel dans la représentation graphique de
la spectrométrie d'impédance.
69
Ceci nous a poussés à considérer que les deux facteurs de l'air ambiant testés sont stressants et
ont conduit à une réaction générale rappelée par Polevoï (1989) et qui se traduit par une
inhibition de la croissance et des propriétés électriques que nous avons mesurées. Ces propriétés
sont affectées par la teneur en eau et par la propriété des espèces chimiques (Tiitta et al., 2003).
Polevoï (1989) note, en effet, que les premières réactions des plantes aux stressants ont un
caractère général et comprennent une augmentation de la perméabilité membranaire avec un flux
de Ca2+ , une acidification du cytoplasme, une forte dépense d'ATP, une activation des pompes à
protons, une forte synthèse d'ABA et d'éthylène, un ralentissement des processus de division
cellulaire et de croissance, etc.
Lorsque la plante est exposée à un air agité, elle procède à la fermeture des stomates pour
diminuer les pertes d'eau. Les stomates se ferment aussi lorsque la teneur en eau de la feuille
atteint la saturation. Dans ces deux cas un déficit dans les échanges gazeux a lieu et la
photosynthèse se voit diminuer. Le transport des électrons est inhibé. Le rapport ATP/NADPH
diminue aussi. La croissance est freinée (Passioura, 1988; Hartung et Jescke, 1999; Dodd et al.,
1996).
En hydroponie l'absorption des éléments minéraux et la croissance sont plus intenses que dans les
cultures sur substrat solide même si dans ce dernier cas la concentration en éléments minéraux est
plus importante (Zhurbitsky, 1968). C'est ce qui explique, peut être, cette grande différence que
nous observons dans la représentation spectrométrique d'impédance des différentes cultures en air
calme (fig.11). Ceci explique aussi l'augmentation de la capacité ou accumulation des charges
électriques même lorsque l'humidité relative de l'air est élevée, c'est à dire lorsque la vitesse du
courant hydroionique dans le système sol-plante-air est ralentie (fig.13). Peut être, c'est aussi
l'influence de la pression osmotique plus élevée dans le substrat solide. En effet; en hydroponie le
système racinaire est stimulé par la disponibilité en nutriments, les hormones ou la variation du
70
pH. Ceci génère des signaux électriques, à partir des racines jusqu’aux feuilles, qui font changer la
transpiration et la photosynthèse ( Fromm et Eschrich, 1993 ; Koziolek et al., 2003).
Dans les conditions, où l'air ambiant devient plus hostile, sec ou fortement humide, l'action de
chaque stressant dépend du régime hydrique précédant son avènement. Ainsi chaque "semis" (40
ou 60 % de la CRM ou l'hydroponie) se distingue par une caractéristique:
-
L'IV le moins touché se trouve chez les plantes cultivées à 60% de la CRM.
-
Rp la moins affectée se trouve chez les plantes cultivées à 40% de la CRM.
-
C la plus élevée se trouve chez les plantes cultivées en hydroponie.
Ceci est peut être le résultat du fait que le métabolisme et les structures cellulaires sont fonctions
de la quantité d'eau que reçoit la plante (Tiitta et al., 2003). En effet, les paramètres de l’impédance
des feuilles ont une variation saisonnière (Moncuso, 1999a). La résistance intracellulaire a diminué
durant l’hiver comme résultat de l’augmentation du contenu électrolytique et de la diminution de la
concentration du sucre cellulaire, alors que la résistance extracellulaire des feuilles a augmenté en
automne et en hiver (Repo et al., 1994).
Cependant, dans les 4 cas de figures (fig.12 (b, c, e, f), p.53), c'est la similitude, ou l'aspect général
de la représentation spectrométrique qui est frappante. Cette similitude fait ressortir, surtout, la
réaction négative de l'ambiance créée par l'air agité et l'humidité relative élevée.
Nous avons rappelé plus haut que Repo et al. (1997) et Mancuso (1999) ont observé des variations
saisonnières des paramètres de l’impédance chez Salix avec une augmentation de la résistance
extracellulaire durant la période automne-hiver. Selon ces auteurs, cette période de l’année est plus
arrosée et entraîne par conséquent une dilution de la composition ionique du sol.
Certains auteurs (Priestley, 1977 ; Zhang et Willison, 1992a ; Repo et al., 1994) lient
l’augmentation de la résistance à l’augmentation de la teneur en sucre, comme moyen
d’acclimatation.
71
Cependant, dans une étude précédente Laarabi (1996) a constaté que la plus forte teneur en sucres
réducteurs se trouve chez les feuilles de plantules de Blé cultivé sur Kn/10 et la plus faible chez
celles cultivées sur 2xKn de la solution de Knop, quant à la teneur en sucres simples et en amidon,
elle dépend fortement de l’humidité du sol et de l’atmosphère (Laarabi, 1996).
Etudiant l’accumulation des éléments minéraux par les feuilles de Blé en fonction de la
concentration de la solution nutritive, Gunar et al., (1973) ont constaté que les concentrations qui
assurent une meilleure croissance en hauteur et une meilleure accumulation de la matière sèche
(respectivement Kn et 2xKn ) entraînent une diminution de la teneur en Ca2+ dans les feuilles et
une forte augmentation du rapport K +/Ca2+ .
Le calcium en excès, comme on le sait, inhibe la phosphorylation oxydative, la
photophosphorylation et la croissance dépendante de l’acide indolacétique (AIA).
Tout ceci, ajouté au pouvoir desséchant du calcium fait que cet élément minéral, nécessaire en
petite quantité, peut perturber plusieurs propriétés physiologiques entre autres les propriétés
électriques.
Le fait que la perméabilité membranaire à l’eau a diminué lorsqu’on a utilisé le mannitol comme
osmolysant (Kiyosawa et Ogata, 1987) laisse supposer qu’il peut y avoir une accumulation de
charges électriques ce qui fait augmenter la capacité et par-là même diminuer la résistance, étant
donné que les deux paramètres sont liés.
L’existence du NaCl dans le sol a toujours occupé les agro-biologistes à cause de son action
négative sur le rendement des plantes cultivées. Chez les plantes non tolérantes aux sels, le NaCl,
en particulier, facilite l’accumulation d’éléments minéraux dans la plante, diminue la teneur en eau
de celle-ci et par conséquent baisse l’hydratation des protéines, augmente la viscosité et diminue
l’activité enzymatique (Slayter, 1967). Selon Oknina (1953) le NaCl provoque la destruction du
contenu cellulaire.
72
Tous ces facteurs réunis : déséquilibre ionique, déshydratation, action négative sur le métabolisme,
pouvoir destructif envers le contenu cellulaire font que les plantes soumises au stress salin
prennent un aspect chétif et accusent une baisse de leur résistance électrique.
La forte concentration en ions H+ doit avoir créé un gradient électrochimique transmembranaire
élevé des H+ ce qui augmente l’influx net de ces ions à travers la membrane plasmique.
Cette augmentation entraîne une modification de l’entrée passive des protons et de la force
électromotrice de la pompe à H + (Johannes et Felle, 1987). La diminution de la résistance observée
lors de l’acidification pourrait s’expliquer par l’activation de la pompe à protons due aux charges
acides (Bates et Goldsmith, 1983; Bates, et al., 1984) qui provoquerait un efflux de H+ qui est lié
au mécanisme du cotransport H+ -hexose forcé par l’extrusion active de H+ (Novacky, 1978).
La même inhibition a été observée avec l’application d’un inhibiteur de l’ATPase, le CCCP
(carboxyle cyanide-m-chlorophényle hydrazone) (Wang et al., 1994). L’inhibition de la synthèse
d’ATP par KCN influence probablement une pompe H +-ATPase consommant l’ATP néosynthétisé
(via le respiration) et qui est inhibée par le DES (diethyle stilbestrol), un inhibiteur de l’ATPase
(Wang et al., 1994). L’arrêt de cette pompe, ATP-dépendante, donne lieu à des conductances
passives dissipant un gradient électrochimique transmembranaire symbolisé par les résistances;
quant aux générateurs, ils symbolisent le système des pompes actives maintenant le gradient
électrochimique (Julien et al. 1991). Ces auteurs considèrent, en terme de diagramme électrique
équivalent, que les membranes biologiques peuvent être représentées principalement par des
résistances et des générateurs en parallèle.
La diminution de la résistance lors de l’inhibition de la synthèse d’ATP par CN -, CCCP ou DCCD
(dicyclocarbodiimide) pourrait être due à la conduction passive des ions qui malgré leur influx
élevé, la conductivité électrique reste retardée. Ce qui entraîne l’augmentation de la capacité.
73
L’action de ces inhibiteurs sur les phénomènes électriques a été observée dans l’étude de
l’inhibition de la dépolarisation de la membrane vacuolaire de Beta vulgaris par le DCCD (Miller
et al., 1984). Le potentiel de membrane des cellules-H a été largement polarisé par l’addition du
NaCN, du CCCP et du DCCD (Takeda et al., 1983). Ces auteurs supposent que la présence de CNdans le milieu altère le mode de réponse du potentiel de membrane aux ions K+ . Les aspects
thermodynamique, cinétique et biochimique du transport de K+ peuvent être expliqué par un cotransport K +/ H +, comme il a été proposé pour Neurospora crassa (Rodriguez-Navarroet al., 1986)
ou par une K+ -ATPase, comme il a été suggéré pour Escherichia coli et le Saccharomyces
cervisiae (Villalobo, 1982 ; Epstein et al., 1984) ou supposé l’être pour les racines de Maïs
(Kochian et al., 1989). Ces aspects du transport du K+ peuvent aussi être expliqués par un potentiel
de membrane négatif généré par l’extrusion de proton via l’H+-ATPase (Marrè, 1977 ; Bellando et
al., 1979 ; Behl et Raschke, 1987) et pourrait impliquer les canaux K+ transportant un courant
entrant de K+ (Ketchum, 1989 ; Schroeder et Fang, 1991).
74
CONCLUSION ET PERSPECTIVES :
Notre méthode de mesure de l'impédance chez des espèces végétales largement cultivées s'est
montrée prometteuse. Elle confirme la différence qui existe entre les organes d'une même
plante comme celle qui existe entre les espèces. La fiabilité de la méthode, par conséquent,
pourrait être prise en considération surtout, lorsque la méthode de captage du signal électrique
serait améliorée. En effet la façon de poser les électrodes autocollantes pourrait être plus ou
moins traumatisante et dépend du manipulateur. L'intervention de ce dernier sur la plante pour
prendre des mesures in vivo doit être réduite au minimum eu égard à la labilité des organites
cellulaires.
Le diagnostic effectué sur un semis pour s'informer sur son état physiologique - ou
pathologique - doit être rapide, peu onéreux et fiable.
Nous attirons l'attention plus particulièrement sur la rapidité de l'analyse car la physiologie
change au cours de la journée. Notre première étude avec la méthode que nous avons utilisée
rappelle en quelque sorte le danger que peut présenter un travail précipité.
La différence d'impédance chez deux organes opposés et apparemment les mêmes suggère
l'approfondissement et la systématisation des recherches dans ce domaine de diagnostic foliaire
pour mieux comprendre certains problèmes théoriques et essayer de trouver des solutions aux
problèmes pratiques.
Le métabolisme dépend du contenu en eau et de la quantité d’eau que potentiellement peut
recevoir la plante.
Ces premiers résultats sur la réaction des plantes aux conditions hydriques paraissent
prometteurs. Nous suggérons l’approfondissement et la systématisation des recherches dans ce
domaine car ces techniques permettent probablement de dégager des concepts sur les
75
mécanismes d’adaptation au stress. Il serait important de comprendre ces mécanismes pour
améliorer la culture du maïs dans des conditions de stress hydrique.
Eu égard à nos données la technique testée pourrait servir comme outil pour sélectionner les
espèces tolérantes à la sécheresse.
En cas de disponibilité d'eau pour l'irrigation cette méthode pourrait servir aussi comme outil
pour déterminer la quantité d'eau nécessaire à apporter afin d'assurer un meilleur
développement des plantes.
Dans nos manipulations nous avons soumis nos plantes à une intoxication par éléments
minéraux et à des déficits hydrique et énergétique. Nous remarquons que les réponses ou
signaux électriques des plantes soumises à ces conditions stressantes souterraines ressemblent
aux signaux des plantes cultivées dans des conditions stressantes aériennes (LAARABI et al.,
2005). Ces signaux se caractérisent par une courbe électrospectromètrique de faible amplitude,
par une baisse de la résistance et une augmentation de la capacité. En conséquence de cause
nous pouvons dire que, dans les conditions ne favorisant pas la meilleure croissance et le
meilleur développement, les phénomènes électriques se distinguent par une impédance de
faible valeur absolue et ce à l’instar d’autres phénomènes physiologiques telles que la
photosynthèse ou la transpiration qui baissent dans les conditions défavorables à la croissance.
Le fait que la fréquence caractéristique, cette fréquence qui marque le fléchissement de la
courbe électrospectromètrique et au delà de laquelle la conductance change selon les conditions
auxquelles est soumise la plante, témoigne de la labilité et de la dynamique membranaire face
aux différents stressants.
76
Ce travail ouvre le champ à d’autres investigations pour manipuler d’autres espèces botaniques,
soumises à différentes conditions environnementales, et pour compléter cette étude par des
études biochimiques et de potentiel de membrane afin d’établir une banque de données basée
sur les caractéristiques électrophysiologiques, structurales et biochimiques de chaque espèce
étudiée. Ceci va permettre aux praticiens d’agir au moment opportun pour décider sur le
devenir d’une culture donnée.
77
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Annexe I
Caractéristiques du sable du Bureau de
Recherche et de Participations Minières
(B.R.P.M.)
constituants proportions
Si
95-98
FeO
0,070
Ti
0,010
Al
0,200
CaO
0,050
MgO
0,020
Na2O
0,010
K2O
0,070
Cr
20 ppm
85
ANNEXE II
#include"c:\cec488\c\ieee-cpp.h"
#include<stdio.h>
#include<conio.h>
#include<stdlib.h>
#include<string.h>
#include<dos.h>
void main()
{ int status=0,len,i;
int retard=1000;
char r[100],fiche1[12];
char r1[100];
char *x;
char ch[40];
float capa[40],resist[40];
int num_pt=0;
long freq;
long freq_min[4]={40,100,1000,10000};
long freq_max[4]={100,1000,10000,110000};
int freq_inc[4]={10,100,1000,10000};
long frequence[40];
FILE *fp;
clrscr();
printf("\ndonner le nom du fichier o— les mesures seront enregistr‚es:");
scanf("%s",fiche1);
fp=fopen(fiche1,"w");
//initialize(2,0);
// send(2,"CK 1",&status);
for (int k=0;k<4;k++)
{
for (freq=freq_min[k];freq<freq_max[k];freq+=freq_inc[k])
{
frequence[num_pt]=freq;
ltoa(freq,ch,10);
strcpy(x,"FR ");
strcat(x,ch);
printf("\n%10s",x);
send(2,x,&status);
delay(retard);
//mesure de la capacit‚
send(2,"DA 2",&status); delay(retard);
send(2,"?DT",&status); delay(retard);
enter(r,25,&len,2,&status);delay(retard);
printf(" capacit‚=%s ",r);
//capa[num_pt]=r;
//mesure de la r‚sistance
send(2,x,&status);
delay(retard);
send(2,"DA 3",&status); delay(retard);
send(2,"?DT",&status); delay(retard);
enter(r1,25,&len,2,&status);delay(retard);
printf(" r‚sistance=%s ",r1);
//resist[num_pt]=r1;
//‚criture sur le fichier
//fprintf(fp,"\n%10d %8.5f %10.2f",frequence[num_pt],capa[num_pt],resist[num_pt]);
fprintf(fp,"\n%10ld %s %s",frequence[num_pt],r,r1);
num_pt++;
//for(int j=0;j<32000;j++)for (int i=0;i<10;i++);
}
}
fclose(fp);
getche();
}
86
ANNEE : 2006
DOCTORAT D’ETAT
N° d’ordre :2317
Titre de la thèse:
EFFET DES CONDITIONS STRESSANTES AERIENNES ET SOUTERRAINES SUR
L'IMPEDANCE ELECTRIQUE FOLIAIRE DE JEUNES PLANTES
NOM PRENOM: LAARABI SAID
SPECIALITE: Physiologie végétale
RESUME :
L’impédance des organes aériens de jeunes plantes mono- et dicotylédones est mesurée in
vivo. Cette méthode s’est montrée prometteuse.
L’impédance de feuilles opposées ou des cotylédons d’une même plante ne sont pas les
mêmes.
Au-delà d’un âge de 21 jours la courbe spectrométrique de bioimpédance du Tournesol n’est
plus typique.
Pour le Maïs -cultivé dans des conditions environnementales variables- l’amplitude de cette
courbe est d’autant plus élevée que les conditions de croissance végétale sont optimales
(apport d’eau et nutrition minérale équilibrés). Elle est inhibée avec des conditions stressantes
tels que le vent, l’humidité relative de l’air fortement élevée, le manque d’eau, la salinité, etc.
La résistance et la capacité électriques, éléments constitutifs de l’impédance, sont les éléments
de variabilité de cet indice physiologique. La capacité ou accumulation de charges électriques
augmente et la résistance diminue lorsque le milieu est fortement acide ou, d’une façon
générale, inhibant pour la croissance.
MOTS-CLEFS : impédance, résistance, capacité, feuille, cotylédons.
87