des mecanismes de virulence a l`etude clinique these
publicité
VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON Année 2015 - Thèse n° 020 INFECTIONS A CAPNOCYTOPHAGA CANIMORSUS ET CAPNOCYTOPHAGA CYNODEGMI: DES MECANISMES DE VIRULENCE A L’ETUDE CLINIQUE THESE Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I (Médecine - Pharmacie) et soutenue publiquement le 27 juillet 2015 pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire par Marjolaine RIVORY Née le 6 février 1991 à Lyon (69) 2 LISTE DES ENSEIGNANTS DU CAMPUS VÉTÉRINAIRE DE LYON Mise à jour le 09 juin 2015 Civilité M. M. Mme M. M. Mme Mme Mme M. M. Mme Mme Mme M. M. M. M. M. M. M. Mme M. M. Mme M. Mme Mme M. Mme Mme Mme M. Mme M. M. Mme M. Mme M. Mme M. Mme M. M. M. Mme M. Mme Mme Mme Mme Mme M. Mme M. M. M. M. Mme Mme Mme Mme Mme Mme M. M. M. M. Mme Mme Mme M. M. M. Mme M. Nom ALOGNINOUWA ALVES-DE-OLIVEIRA ARCANGIOLI ARTOIS BARTHELEMY BECKER BELLUCO BENAMOU-SMITH BENOIT BERNY BERTHELET BONNET-GARIN BOULOCHER BOURDOISEAU BOURGOIN BRUYERE BUFF BURONFOSSE CACHON CADORE CALLAIT-CARDINAL CAROZZO CHABANNE CHALVET-MONFRAY COMMUN DE BOYER DES ROCHES DELIGNETTE-MULLER DEMONT DESJARDINS PESSON DJELOUADJI ESCRIOU FAU FOURNEL FREYBURGER FRIKHA GILOT-FROMONT GONTHIER GRAIN GRANCHER GREZEL GUERIN HUGONNARD JUNOT KECK KODJO LAABERKI LACHERETZ LAMBERT LATTARD LE GRAND LEBLOND LEFRANC-POHL LEPAGE LOUZIER MARCHAL MOUNIER PEPIN PIN PONCE PORTIER POUZOT-NEVORET PROUILLAC REMY RENE MARTELLET ROGER SABATIER SAWAYA SCHRAMME SEGARD SERGENTET SONET THIEBAULT TORTEREAU VIGUIER VIRIEUX-WATRELOT ZENNER Prénom Théodore Laurent Marie-Anne Marc Anthony Claire Sara Agnès Etienne Philippe Marie-Anne Jeanne-Marie Caroline Gilles Gilles Pierre Samuel Thierry Thibaut Jean-Luc Marie-Pierre Claude Luc Karine Loic Alice Marie-Laure Pierre Isabelle Zorée Catherine Didier Corinne Ludovic Mohamed-Ridha Emmanuelle Alain Françoise Denis Delphine Pierre Marine Stéphane Gérard Angeli Maria-Halima Antoine Véronique Virginie Dominique Agnès Anne-Cécile Olivier Vanessa Thierry Luc Michel Didier Frédérique Karine Céline Caroline Denise Magalie Thierry Philippe Serge Serge Emilie Delphine Juliette Jean-Jacques Antonin Eric Dorothée Lionel UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP UP Unités pédagogiques Pathologie du bétail Gestion des élevages Pathologie du bétail Santé Publique et Vétérinaire Anatomie Chirurgie (ACSAI) Pathologie du bétail Pathologie morphologique et clinique des animaux Equine Biologie fonctionnelle Biologie fonctionnelle Anatomie Chirurgie (ACSAI) Biologie fonctionnelle Anatomie Chirurgie (ACSAI) Santé Publique et Vétérinaire Santé Publique et Vétérinaire Biotechnologies et pathologie de la reproduction Biotechnologies et pathologie de la reproduction Biologie fonctionnelle Anatomie Chirurgie (ACSAI) Pathologie médicale des animaux de compagnie Santé Publique et Vétérinaire Anatomie Chirurgie (ACSAI) Pathologie médicale des animaux de compagnie Biologie fonctionnelle Gestion des élevages Gestion des élevages Biologie fonctionnelle Santé Publique et Vétérinaire Equine Santé Publique et Vétérinaire Pathologie médicale des animaux de compagnie Anatomie Chirurgie (ACSAI) Pathologie morphologique et clinique des animaux Santé Publique et Vétérinaire Pathologie du bétail Santé Publique et Vétérinaire Santé Publique et Vétérinaire Gestion des élevages Gestion des élevages Santé Publique et Vétérinaire Biotechnologies et pathologie de la reproduction Pathologie médicale des animaux de compagnie Anatomie Chirurgie (ACSAI) Biologie fonctionnelle Santé Publique et Vétérinaire Santé Publique et Vétérinaire Santé Publique et Vétérinaire Gestion des élevages Biologie fonctionnelle Pathologie du bétail Santé Publique et Vétérinaire Equine Equine Biologie fonctionnelle Pathologie morphologique et clinique des animaux Gestion des élevages Santé Publique et Vétérinaire Pathologie morphologique et clinique des animaux Pathologie médicale des animaux de compagnie Anatomie Chirurgie (ACSAI) Anatomie Chirurgie (ACSAI) Biologie fonctionnelle Anatomie Chirurgie (ACSAI) Santé Publique et Vétérinaire Anatomie Chirurgie (ACSAI) Biologie fonctionnelle Anatomie Chirurgie (ACSAI) Equine Anatomie Chirurgie (ACSAI) Santé Publique et Vétérinaire Anatomie Chirurgie (ACSAI) Biologie fonctionnelle Pathologie morphologique et clinique des animaux Anatomie Chirurgie (ACSAI) Pathologie morphologique et clinique des animaux Santé Publique et Vétérinaire 3 de compagnie de compagnie de compagnie de compagnie de compagnie de compagnie Grade Professeur Maître de conférences Maître de conférences Professeur Maître de conférences Maître de conférences Maître de conférences Maître de conférences Professeur Professeur Maître de conférences Professeur Maître de conférences Professeur Maître de conférences Maître de conférences Maître de conférences Professeur Maître de conférences Professeur Maître de conférences Maître de conférences Professeur Professeur Maître de conférences Maître de conférences Professeur Professeur Maître de conférences Maître de conférences Maître de conférences Professeur Professeur Maître de conférences Maître de conférences Professeur Maître de conférences Professeur Maître de conférences Maître de conférences Professeur Maître de conférences Maître de conférences Professeur Professeur Maître de conférences Professeur Maître de conférences Maître de conférences Professeur Professeur Maître de conférences Professeur Maître de conférences Professeur Maître de conférences Professeur Maître de conférences Maître de conférences Maître de conférences Maître de conférences Maître de conférences Professeur Maître de conférences Professeur Professeur Maître de conférences Professeur associé Maître de conférences Maître de conférences Maître de conférences Maître de conférences Maître de conférences Professeur Maître de conférences Professeur Contractuel Contractuel stagiaire Contractuel Contractuel stagiaire Contractuel 4 REMERCIEMENTS À Monsieur le Professeur Tristan FERRY De la Faculté de Médecine de Lyon, Qui m’a fait l’honneur d’accepter la présidence de ce jury de thèse, Pour sa disponibilité et l’intérêt porté à ce travail, Hommages respectueux. À Madame le Docteur Maria-­‐Halima LAABERKI De Vetagro Sup, Campus vétérinaire de Lyon, Qui a accepté d’encadrer et de corriger ce travail. Pour m’avoir proposé ce sujet passionnant, Pour son aide et ses précieux conseils, Pour sa disponibilité et sa gentillesse, Qu’elle trouve ici l’expression de mon profond respect et qu’elle perçoive mes sincères remerciements. À Madame le Docteur Marine HUGONNARD De Vetagro Sup, Campus vétérinaire de Lyon, Qui a accepté d’être membre de ce jury de thèse. Sincères remerciements. 5 6 A mes parents, A Alexei et Paul, A mes frères, A ma grand-­‐mère, A toute ma famille et mes amis, Merci pour tout. 7 8 SOMMAIRE REMERCIEMENTS ............................................................................................................... 5 SOMMAIRE ........................................................................................................................ 9 Table des figures ............................................................................................................... 10 Table des tableaux ............................................................................................................ 11 Table des abréviations ...................................................................................................... 12 Introduction ...................................................................................................................... 13 1ERE PARTIE : PRESENTATION DE CAPNOCYTOPHAGA CANIMORSUS ET CAPNOCYTOPHAGA CYNODEGMI ..................................................................................................................... 14 A. Présentation du genre bactérien Capnocytophaga ................................................... 14 B. Caractéristiques culturales des bactéries appartenant au genre Capnocytophaga .... 19 C. Méthodes d’isolement et d’identification de Capnocytophaga spp. .......................... 23 D. Application des méthodes d’identification dans la détermination du portage de C. canimorsus et C. cynodegmi par les animaux domestiques ........................................................ 32 2EME PARTIE : ETUDE MOLECULAIRE DE LA VIRULENCE ET DE LA RESISTANCE ANTIBIOTIQUE CHEZ C. CANIMORSUS ET C. CYNODEGMI .................................................. 35 A. La sialidase et le complexe gpd : des facteurs de virulence ....................................... 35 B. Mécanismes d’échappement et de contrôle des réponses immunitaires de l’hôte .... 43 C. Production de β-­‐lactamases ...................................................................................... 49 3EME PARTIE : CARACTERISTIQUES DES INFECTIONS A C. CANIMORSUS ET C. CYNODEGMI .................................................................................................................. 53 A. Caractéristiques épidémiologiques ........................................................................... 53 B. Caractéristiques des infections à C. canimorsus chez l’homme .................................. 61 C. Caractéristiques cliniques des infections à C. cynodegmi .......................................... 77 D. Caractéristiques des infections à C. canimorsus et C. cynodegmi chez les animaux ... 78 E. Les moyens de prophylaxie ....................................................................................... 82 F. Rôle des partenaires de santé dans la prévention et le diagnostic des infections à C. canimorsus et C. cynodegmi ...................................................................................................... 88 CONCLUSION .................................................................................................................... 91 Références bibliographiques ............................................................................................. 93 9 TABLE DES FIGURES Figure 1: Morphologie après coloration de Gram de C. canimorsus isolée chez un lapin mordu par un chien (Gaastra, Lipman, 2010). ........................................................................ 16 Figure 2: Chromatogramme représentant la composition en acides gras de C. canimorsus obtenu par chromatographie en phase gazeuse (Dees, Powell et al., 1981). ......................... 17 Figure 3: Aspect des colonies convexes à bord étroits de C. canimorsus en culture sur une gélose chocolat, grossissement x10 (Védy, Mardelle et al., 2008). ....................................... 21 Figure 4: Aspect pléomorphe des colonies de C. canimorsus après vieillissement en culture sur une gélose chocolat, grossissement x10 (Védy, Mardelle et al., 2008). .......................... 22 Figure 5: Bacilles observés en position intracellulaire de polynucléaires neutrophiles après coloration de Wright-­‐Giemsa du frottis sanguin (Wald, Martinez et al. 2008). ..................... 24 Figure 6: Site d’intégration du transposon Tn4351 au sein d’un gène codant pour une sialidase (Mally, Shin et al., 2008). .......................................................................................... 36 Figure 7: Organisation des 13 opérons PUL chez C. canimorsus (Manfredi, Renzi et al., 2011). ................................................................................................................................................ 39 Figure 8: Importance des protéines codées par les opérons PUL au sein du surfome de C. canimorsus (Manfredi, Renzi et al., 2011). ............................................................................. 40 Figure 9: Organisation de l’opéron PUL5 de C. canimorsus (Manfredi, Renzi et al., 2011). ... 41 Figure 10: Modélisation des différentes étapes permettant l’approvisionnement de C. canimorsus en glycanes par l’intermédiaire du complexe d’approvisionnement Gpd et de la sialidase (Renzi, Manfredi et al., 2011). .................................................................................. 42 Figure 11 : Organisation du complexe de reconnaissance du LPS (Park, Song et al., 2009). .. 45 Figure 12: Morsure mineure à l’extrémité de l’index d’une patiente ayant conduit à un choc septique (Sacks, Kerr, 2012). .................................................................................................. 55 Figure 13: Pétéchies et hémorragie conjonctivale chez un patient atteint d’une OPSI due à C. canimorsus (Band, Gaieski et al., 2011). ................................................................................. 63 Figure 14: Ecchymoses envahissantes chez une patiente splénectomisée atteinte d’un sepsis sévère à C. canimorsus (Wald, Martinez et al., 2008). ............................................................ 64 Figure 15: Examen cytologique révélant de nombreuses bactéries fines en forme de bâtonnet au sein du liquide bronchique et du pus chez un chien souffrant d'une bronchite sévère à C. cynodegmi (Workman, Bailiff et al., 2008) ........................................................... 79 Figure 16: Infection à C. canimorsus chez un lapin mordu à la tête par un chien (Gaastra, Lipman, 2010) ......................................................................................................................... 80 10 TABLE DES TABLEAUX Tableau 1: Tableau récapitulatif des principales caractéristiques biochimiques de C. canimorsus et C. cynodegmi (Védy, Mardelle et al., 2008; Brenner, Hollis et al., 1989). ....... 18 Tableau 2: Caractéristiques des amorces utilisées par Suzuki et al. permettant l’amplification spécifique de C. canimorsus et C. cynodegmi (Suzuki , Kimura et al., 2010). ......................... 29 11 TABLE DES ABREVIATIONS ATCC : American type culture collection CDC : Centers for Disease Control and Prevention, Centres pour le contrôle et la prévention des maladies CIVD : coagulation intravasculaire disséminée CRP : Protéine C-­‐réactive DF : Dysgonic Fermenter LCR : liquide céphalo-­‐rachidien MAPK : Mitogen-­‐actived proteine kinase OMS : Organisation mondiale de la santé OPSI : Syndrome septique post-­‐splénectomie PCR : Polymerase chain reaction PTT : Purpura thrombotique et thrombocytopénique SPS : Polyanétholsulfonate de sodium TLR : Toll Like Receptor 12 INTRODUCTION D’après l’Organisation mondiale de la santé, les zoonoses sont des affections transmises de l’animal à l’homme et inversement. Les animaux peuvent donc être porteurs de microorganismes transmissibles à l’homme. Selon qu’ils présentent ou non des signes cliniques, les animaux seront qualifiés de porteurs cliniques ou de porteurs sains. Les microorganismes responsables de zoonoses peuvent être des virus, des champignons, des parasites, ou encore des bactéries. Les modes de transmission des zoonoses varient en fonction de la localisation des agents pathogènes chez l’animal. Les zoonoses transmises par les animaux de compagnie sont rarement connues. Néanmoins, les chiens et les chats constituent de véritables dangers pour l’homme. En effet, de nombreuses personnes sont propriétaires d’un chien ou d’un chat qu’ils considèrent comme un membre de leur famille. Des contacts étroits sont entretenus avec les animaux de compagnie qui exposent les hommes à des risques de morsures ou de griffures. Ainsi, les chiens et les chats peuvent transmettre des zoonoses bactériennes par morsure. Les principales bactéries zoonotiques transmises par morsure sont les pasteurelles. Certains pathogènes plus rares peuvent néanmoins être à l’origine d’infections sévères chez l’homme et sont d’une importance fondamentale en Santé publique. Parmi les bactéries transmises par morsure responsables de zoonoses peu communes, on distingue les espèces Capnocytophaga canimorsus et Capnocytophaga cynodegmi. Les chiens et les chats sont porteurs sains de ces bactéries au sein de leur cavité buccale et la transmission de ces agents pathogènes est responsable d’infections sévères chez l’homme. Ces agents sont rarement connus des différents acteurs impliqués dans la prévention et la gestion des zoonoses que sont les vétérinaires, les médecins, et les laboratoires de microbiologie. Ce travail a donc pour objectif de présenter les principales caractéristiques des bactéries C. canimorsus et C. cynodegmi, leur pathogénie mais aussi les formes cliniques rencontrées chez l’homme et chez l’animal. Cet ouvrage pourra servir de support de formation aux professionnels de santé afin d’approfondir leurs connaissances vis-­‐à-­‐vis de ces agents zoonotiques. Nous étudierons dans une première partie les caractéristiques morphologiques, génétiques et culturales des bactéries appartenant au genre Capnocytophaga. Dans un deuxième temps, nous présenterons les facteurs de virulence et de résistance aux antibiotiques de C. canimorsus et de C. cynodegmi. Enfin, nous verrons les caractéristiques des infections provoquées par ces agents zoonotiques chez l’homme et l’animal. 13 1ERE PARTIE : PRESENTATION DE CAPNOCYTOPHAGA CANIMORSUS ET CAPNOCYTOPHAGA CYNODEGMI A. Présentation du genre bactérien Capnocytophaga 1. Découverte du genre Capnocytophaga Les bactéries appartenant au genre Capnocytophaga ont tout d’abord été nommées Dysgonic fermenter (DF) étant données leur croissance lente et difficile en milieu de culture et leur capacité à fermenter les glucides (Lion, Escande et al., 1996). Plusieurs groupes de bactéries Dysgonic fermenter sont répertoriés aux Centres pour le contrôle et la prévention des maladies (CDC) tels que les groupes DF-­‐1, DF-­‐2 et DF-­‐2 like. En 1979, le groupe DF-­‐1 du CDC est devenu le genre Capnocytophaga. Il était alors composé des trois espèces suivantes: C. ochracea, C. sputigena, et C. gingivalis (Leadbetter, Holt et al., 1979). Le genre Capnocytophaga vient de « capno » et « cytophaga » qui font référence respectivement aux besoins en CO2 de ces bactéries et à leur mobilité par glissement. Le genre Capnocytophaga appartient à la famille des Flavobacteriaceae et au phylum des Bacteroides. En 1989, C. canimorsus et C. cynodegmi, appartenant respectivement aux groupes DF-­‐ 2 et DF-­‐2 like du CDC, ont été ajoutées au genre Capnocytophaga. En effet, ces bactéries présentaient des caractères communs avec les bactéries appartenant au genre Capnocytophaga tels que la morphologie, la composition en acides gras, la mobilité par glissement ou encore le besoin en CO2 (Brenner, Hollis et al. 1989). 2. Classification actuelle Dans la classification actuelle, le genre Capnocytophaga est composé de 8 espèces: -­‐ Capnocytophaga gingivalis -­‐ Capnocytophaga ochracea -­‐ Capnocytophaga sputigena -­‐ Capnocytophaga granulosa -­‐ Capnocytophaga haemolytica -­‐ Capnocytophaga leadbetteri -­‐ Capnocytophaga cynodegmi -­‐ Capnocytophaga canimorsus 14 Les six premières espèces appartiennent à la flore buccale humaine contrairement à C. canimorsus et C. cynodegmi qui font partie de la flore microbienne de la cavité buccale des chiens et des chats. 3. Les espèces C. canimorsus et C. cynodegmi a. Etymologie Canimorsus vient du latin « canis » signifiant chien et « morsus » signifiant morsure et cynodegmi vient du grec « kyno » signifiant chien et « degmos » signifiant morsure (Gaastra, Lipman, 2010; Workman, Bailiff et al., 2008). Ainsi, le nom attribué à ces espèces fait référence à leur mode de transmission principal correspondant aux morsures de chien (Brenner, Hollis et al., 1989). b. Souches de référence Une société privée américaine nommée « American Type Culture Collection » (ATCC) possède les souches de référence de C. canimorsus et C. cynodegmi correspondant respectivement aux souches ATCC35979 et ATCC490441. 4. Morphologie des bactéries appartenant au genre Capnocytophaga Les bactéries appartenant au genre Capnocytophaga sont des bacilles Gram négatif. Ce sont des bactéries fusiformes, non capsulées, non flagellées et mobiles par glissement (fig 1). Ces bactéries mesurent de 1 à 4 µ m de long (Brenner, Hollis et al., 1989; Lion, Escande, 1996). Quelques fois, ces bactéries ont un aspect coccoïde lors de culture sur gélose au sang (Lion, Escande, 1996). 1 Les caractéristiques des souches de référence de C. canimorsus et C. cynodegmi sont disponibles sur le site de l’ATCC aux adresses suivantes : URL : http://www.lgcstandards-­‐atcc.org/Products/All/35979.aspx URL : http://www.lgcstandards-­‐atcc.org/Products/All/49044.aspx 15 Figure 1: Morphologie après coloration de Gram de C. canimorsus isolée chez un lapin mordu par un chien (Gaastra, Lipman, 2010). 5. Composition des cellules en acides gras La composition en acides gras des cellules bactériennes peut être étudiée grâce à la chromatographie en phase gazeuse. L’acide gras majoritaire chez C. canimorsus est l’acide 13-­‐méthyltétradécanoique (i-­‐15 :0) qui représente 67% des acides gras bactériens (fig 2) (Dees, Powell et al., 1981). 16 C group 1. Additional fatty acids ch GLC group were 12:0, 3-hycid (3-OH-12:0), 14:1, 14:0, 18:2, g. 3 is the fatty acid profile of a strain of group M-5. Relatively of 16:1 (24%), 16:0 (21%), and 18: detected in this group (Table 1). ds characterizing the group were H-12:0 (4%), 14:1 (2%), 14:0 (11%), 18:0 (3%). Although there were the fatty acid profiles of M-5 and he complete absence of 2-OH-16: , and branched-chain acids in Mthis group from EF-4. Recently, sing conventional biochemical crithat M-5 is a species of Moraxhough the overall fatty acid comaxella is similar to that of M-5 ce of 3-OH-14:0, 3-OH-16:0, 17:1, of unidentified fatty acids in spe- proximately 50 to 70% of the total fatty acids (Table 1). Hov ever, the presence of i-2-OH-15:0 and i-17:1 in Ilj readily distinguished the two groups (Fig. 4). Other characteristic fatty acids Figure 2: Chromatogramme représentant la composition en acides gras de C. canimorsus obtenu par chromatographie en phase gazeuse (Dees, Powell et al., 1981). En 1981, Dees et al. ont montré qu’il est possible de distinguer C. canimorsus de quatre autres bactéries transmises par morsure de chien (dont Pasteurella multocida) à partir de la composition en acides gras bactériens 6 (Dees, Powell et al., 1981). En effet, ces bactéries 16 I 14 12 4 1i 2 11 MINUTES 16 14 12 i1 présentent des chromatogrammes permettant de les distinguer. Ainsi, il est FIG. 4. Gasspécifiques fatty chromatogram.s of esterified O I 10 MINUTES acids of (top) DF-2 strain A3626 and (bottom) IIj hromatogram of esterified fattv acids strain B9417. Analvsis iwas made on a .3 SE-30 oi aS made on a rain E8139. Analysis possible de différencier C. canimorsus et le groupe bactérien IIj (Weeksella zoohelcum) des columnn. See footnote b of Table 1 for peak identifi. See footnote b of Table I for peak cation. autres bactéries de l’étude par la présence majoritaire de l’acide 13-­‐méthyltétradécanoique. Les bactéries du groupe IIj peuvent ensuite être distinguées de C. canimorsus par la présence des acides gras 17 :0 et i-­‐2-­‐OH-­‐15 :0 qui ne sont pas retrouvés chez C. canimorsus. Cette méthode d’identification n’est pas utilisée en routine (Dees, Powell et al., 1981). 6. Caractéristiques biochimiques de C. canimorsus et C. cynodegmi Les principales caractéristiques biochimiques de C. canimorsus et C. cynodegmi sont présentées ci-­‐dessous (tab 1). Ces bactéries sont capables d’utiliser des glucides variés comme substrats. 17 Tableau 1: Tableau récapitulatif des principales caractéristiques biochimiques de C. canimorsus et C. cynodegmi (Védy, Mardelle et al., 2008; Brenner, Hollis et al., 1989). C. canimorsus C. cynodegmi Catalase + + Oxydase + + Arginine dihydrolase + + 2-­‐nitrophenyl-­‐β-­‐D-­‐galactopyranoside (bêta-­‐galactosidase) + + Uréase _ _ Nitrate réductase _ _ Indole (tryptophanase) _ _ Lysine décarboxylase _ _ Ornithine décarboxylase _ _ Glucose + + Lactose + + Maltose + + Saccharose _ + Raffinose _ + Inuline _ + Mannitol _ _ Sucrose _ + Mélibiose _ + C. canimorsus et C. cynodegmi peuvent être distinguées des autres bactéries appartenant au genre Capnocytophaga par des réactions enzymatiques catalase, oxydase et arginine dihydrolase positives (Brenner, Hollis et al., 1989; Blanchard, Boulet et al., 1996). C. cynodegmi pourra ensuite être différencié de C. canimorsus par sa capacité à fermenter le sucrose, le raffinose, le mélibiose, l’inuline et le saccharose (Védy, Mardelle et al., 2008; Brenner, Hollis et al, 1989 ; Mally, Paroz et al., 2009). 18 B. Caractéristiques culturales des bactéries appartenant au genre Capnocytophaga 1. Des germes à croissance lente et difficile Le genre Capnocytophaga appartient au groupe des HACCEK également composé des genres Haemophilus, Actinobacillus, Cardiobacterium, Eikenella et Kingella. Ces bactéries sont des bacilles Gram négatif caractérisés par une croissance lente et difficile sur les milieux de culture classiques. Une attention particulière devra être portée aux conditions de culture de ces bactéries (Védy, Mardelle et al., 2008). 2. Conditions de culture de C. canimorsus a. Caractéristiques des milieux de culture i. Nécessité de milieux de culture riches Les bactéries appartenant au genre Capnocytophaga présentent une faible croissance ou ne présentent pas de croissance sur les milieux de culture universels tels que le milieu de base GTS (Gélose Trypticase Soja). Des milieux de culture enrichis adaptés à la croissance de germes exigeants devront donc être utilisés ( Védy, Mardelle et al., 2008; de Melo Oliveira, Abels et al., 2013; Stefanopoulos, Tarantzopoulou, 2005; Brenner, Hollis et al., 1989). Afin d’obtenir des milieux de culture riches, du sang pourra être ajouté aux milieux de base car C. canimorsus nécessite beaucoup de fer exogène pour sa croissance en culture (Brenner, Hollis et al., 1989). Par exemple, du sang pourra être ajouté à la gélose Columbia (milieu de base utilisé dans de nombreux laboratoires de microbiologie): des milieux de culture riches correspondant à la gélose au sang et à la gélose chocolat seront obtenus (Biokar diagnostics, 2010). Une attention particulière devra toutefois être portée à la composition de la gélose Columbia lors de l’utilisation de géloses au sang ou de gélose chocolat (Blanchard, Boulet et al., 1996). En effet, dans une étude menée par Dusch et al., 3 souches de C. canimorsus n’ont pas présenté de croissance sur des géloses au sang et leur croissance était retardée sur des géloses chocolat (Dusch, Zbinden et al., 1995). Dusch et al. ont alors utilisé 6 nouveaux milieux commerciaux (4 géloses au sang et 2 géloses chocolat) dont la composition des milieux de base différaient des milieux initiaux. Deux géloses au sang et une gélose chocolat ont permis une meilleure croissance d’un point de vue quantitatif et qualitatif (Dusch, Zbinden et al., 1995). 19 Les résultats de cette étude montre l’importance de la composition du milieu de base utilisé. Les laboratoires devraient donc s’assurer que les géloses au sang et les géloses chocolat utilisées en routine permettent la croissance de C. canimorsus (Dusch, Zbinden et al., 1995). ii. Nécessité de milieux de culture sélectifs lors de prélèvements polymicrobiens Des milieux de culture sélectifs composés d’antibiotiques devront être utilisés pour l’isolement de Capnocytophaga spp. à partir de prélèvements polymicrobiens, provenant par exemple de la cavité orale des animaux de compagnie. Une étude menée par Ehrmann et al. a comparé la culture des espèces appartenant au genre Capnocytophaga sur 11 milieux de culture (Ehrmann, Jolivet-­‐Gougeon et al., 2013). Le milieu le plus performant pour le développement de Capnocytophaga spp. et pour l’inhibition de la croissance des autres bactéries est le milieu VCAT. Ce milieu est utilisé pour l’isolement d’autres bactéries Gram négatif très exigeantes (Neisseria pathogènes). Il correspond à une gélose Columbia additionnée de 10% de sang cuit de cheval, d’un supplément polyvitaminique, de 3.75 mg/l de colistine, 1.5 mg/l de triméthoprime, 1 mg/l de vancomycine et 0.5 mg/l d’amphotéricine B. La vancomycine et l’amphotéricine B inhibant respectivement la croissance des bactéries Gram positif et les champignons, les bactéries Gram négatif sont inhibées par la colistine et le triméthoprime vis-­‐à-­‐vis desquels Capnocytophaga spp. présentent une résistance (Sutter, Pyeatt et al., 1981 ; Jolivet-­‐Gougeon, Sixou et al., 2007; Leclerc, 2007). Le milieu VCAT est décrit comme étant essentiel pour la détection de Capnocytophaga spp. à partir de prélèvements polymicrobiens (Ehrmann, Jolivet-­‐Gougeon et al., 2013). b. Conditions atmosphériques et température du milieu d’incubation Le bactéries appartenant au genre Capnocytophaga sont des bactéries aéro-­‐anaérobie facultatives dont la croissance est favorisée par la présence d’une atmosphère enrichie en CO2 et composée de 5 à 7% de CO2 (Védy, Mardelle et al., 2008; Brenner, Hollis et al., 1989). Leur température optimale de croissance est de 37°C (Védy, Mardelle et al., 2008 ; Janda, Graves et al., 2006). 20 c. Temps d’incubation La croissance des bactéries appartenant au genre Capnocytophaga est observée entre 1 et 12 jours après l’incubation des milieux de culture (Janda, Graves et al., 2006; Morgan, 1994b; Lam, 1999; Phipps, Tamblyn et al., 2002b; Levy, Mamizuka et al., 1998). Les milieux de culture doivent être conservés suffisamment longtemps par les laboratoires de microbiologie pour que la croissance de Capnocytophaga spp. soit observée. Par conséquent, des cultures pourront être considérées à tort comme étant négatives car certains laboratoires de microbiologie éliminent les milieux de culture quelques jours après leur incubation (Gaastra, Lipman, 2010). d. Aspect des colonies en culture i. C. canimorsus En culture, les colonies de C. canimorsus peuvent prendre deux aspects : plates ou convexes. Les colonies plates présentent souvent des bords irréguliers alors que les colonies convexes ont des bords étroits (fig 3) (Védy, Mardelle et al., 2008; Brenner, Hollis et al., 1989). Figure 3: Aspect des colonies convexes à bord étroits de C. canimorsus en culture sur une gélose chocolat, grossissement x10 (Védy, Mardelle et al., 2008). Sur gélose au sang, les colonies mesurent 0,5 mm de diamètre après 18 à 24 heures d’incubation puis de 1mm à 3,5 mm de diamètre après 48 heures d’incubation (Brenner, Hollis et al.,1989). 21 En vieillissant, les colonies prennent un aspect pléomorphe, ce qui serait dû à la mobilité par glissement de C. canimorsus (fig 4) (Védy, Mardelle et al., 2008; Brenner, Hollis et al., 1989). Figure 4: Aspect pléomorphe des colonies de C. canimorsus après vieillissement en culture sur une gélose chocolat, grossissement x10 (Védy, Mardelle et al., 2008). Les colonies de C. canimorsus ne sont pas hémolytiques sur gélose au sang de lapin contrairement aux colonies de C. cynodegmi qui présentent une hémolyse de type β . Après 48 heures d’incubation, les colonies de C. canimorsus prennent souvent une coloration légèrement violette (Brenner, Hollis et al., 1989). ii. C. cynodegmi Après 18 à 24 heures d’incubation sur gélose au sang, les colonies de C. cynodegmi sont soit ponctuées et convexes avec un diamètre inférieur à 0,5mm, soit plates et irrégulières avec un diamètre compris entre 0,5mm et 1mm. Après 48 heures d’incubation, les colonies mesurent 3 à 4 mm de diamètre. C. cynodegmi présente également une mobilité par glissement et certaines colonies présentent des bords étroits, plats, qui s’étendent. Une légère coloration violette est fréquemment observée après 48 heures d’incubation (Brenner, Hollis et al., 1989). 3. Inhibiteurs de la croissance de C. canimorsus La croissance de C. canimorsus en culture est inhibée par le Polyanétholsulfonate de sodium (SPS), un anticoagulant souvent présent au sein des systèmes de culture de sang automatisés (Gaastra, Boot et al., 2009 ; Sowden, Allworth et al., 1995). 22 Le SPS inhibe également la réaction PCR (Polymerase chain reaction). En effet, chez un patient souffrant d’endocardite, l’amplification de l’ADN de C. canimorsus à partir de la valve infectée a été obtenue alors que des tentatives d’amplification de l’ADN à partir d’une culture positive de sang provenant du même patient a été négative. Cela est dû à la présence d’inhibiteurs de la réaction PCR dans les milieux de culture au sang tel que le SPS copurifié avec l’ADN lors de l’extraction de l’ADN (Wareham, Michael et al., 2006). C. Méthodes d’isolement et d’identification de Capnocytophaga spp. 1. Par analyse directe des prélèvements L’analyse des prélèvements pour le diagnostic direct de l’infection à Capnocytophaga spp. utilise différentes méthodes de colorations qui ont pour principal avantage leur mise en œuvre rapide mais qui cependant souffrent d’un manque de spécificité. a. Apport de l’analyse d’un frottis sanguin Les tests de laboratoire simples et rapides sont utiles pour l’identification des bactéries. L’analyse d’un frottis sanguin est indiquée chez des patients présentant un syndrome fébrile après une morsure de chien. En effet, il est possible de mettre en évidence des bacilles Gram négatif au sein des polynucléaires neutrophiles lors de sepsis à C. canimorsus : des colorations de Gram ou de Wright-­‐Giemsa pourront être réalisées (fig 5) (Morgan, 1994b; Tay, Mills et al., 2012; Ndon, 1992; Jones, Hamilton et al., 2011; Wald, Martinez et al., 2008 ; Dudley, Czarnecki et al., 2006). 23 Figure 5: Bacilles observés en position intracellulaire de polynucléaires neutrophiles après coloration de Wright-­‐Giemsa du frottis sanguin (Wald, Martinez et al. 2008). L’avantage de la réalisation d’un frottis sanguin est qu’il permet un diagnostic précoce et la mise en place rapide d’une antibiothérapie ciblée. Le diagnostic peut ensuite être confirmé par mise en culture des prélèvements ou par identification moléculaire (Ndon, 1992). Toutefois, des erreurs de diagnostic peuvent être réalisées. Chez une patiente présentant un sepsis sévère par exemple, l’observation de bacilles Gram négatif mobiles par glissement lors de l’examen du frottis sanguin a conduit à suspecter une infection méningococcique. C. canimorsus a été isolé 5 jours après l’admission de la patiente et l’infection a été confirmée par séquençage du gène codant pour l’ARN ribosomique 16S (O’Rourke, Rothwell, 2011). Enfin, les agents de coloration peuvent être contaminés ce qui nécessite d’être vigilant lors de l’interprétation des résultats (Morgan, 1994a). b. Coloration de Gram du Buffy coat ou couche leuco-­‐plaquettaire La culture à partir de prélèvements sanguins étant lente, un diagnostic provisoire peut être établi rapidement par analyse d’une coloration de Gram du Buffy coat. Le Buffy coat, encore appelée couche leuco-­‐plaquettaire, correspond à un anneau mesurant environ 1 millimètre composé de leucocytes et de plaquettes obtenu après centrifugation ou sédimentation d’un échantillon sanguin (Mellor, Bhandari et al., 1997). 24 Des colorations de Gram de la couche leuco-­‐plaquettaire pourront être réalisées et permettront de suspecter une infection à C. canimorsus par observation de bacilles Gram négatif en position intracellulaire des polynucléaires neutrophiles (Morgan, 1994a). c. Coloration de Gram des liquides biologiques Une coloration de Gram des liquides biologiques et des tissus peut être utile pour la mise en place d’un diagnostic précoce. Par exemple, une coloration de Gram du liquide céphalo-­‐rachidien (LCR) peut être réalisée lors de méningites (Phipps, Tamblyn et al., 2002; de Boer, Lambregts et al., 2007). Une étude menée par de Boer et al. a montré qu’une coloration de Gram du LCR permet de mettre en évidence des bacilles Gram négatif dans 65% des cas de méningites à C. canimorsus (de Boer, Lambregts et al., 2007). Toutefois, une coloration de Gram du liquide céphalo-­‐rachidien peut conduire en un diagnostic erroné. En effet, l’observation de bacilles Gram négatif après coloration de Gram du LCR chez un patient a conduit à suspecter une méningite à Haemophilus. C. canimorsus a ensuite été isolé par mise en culture du LCR (Risi, Spangler, 2006). 2. Par des méthodes conventionnelles a. Présentation des méthodes conventionnelles Les méthodes conventionnelles consistent en l’isolement de la bactérie par culture bactérienne puis en l’identification par des méthodes phénotypiques. Les caractéristiques culturales et phénotypiques de C. canimorsus et C. cynodegmi ont été présentées précédemment (cf. tableau 1). b. Prélèvements réalisables Le choix des prélèvements dépend des formes cliniques rencontrées chez l’homme lors d’infections à C. canimorsus. Des prélèvements de LCR, de sang total, de liquide synovial, de suc gastrique, de liquide d’épanchement péritonéal, et des biopsies de la muqueuse gastro-­‐ intestinales pourront être réalisés (Levy, Mamizuka et al., 1998; Risi, Spangler, 2006; et al., 1998; Akhaddar, Qamouss et al., 2008 ; Wimmer, Plamenig et al., 2011 ; Gouin, Veber et al., 2004). Dans une étude menée par Brenner et al., 88% des souches de C. canimorsus étaient isolées à partir de prélèvements sanguins contre 5% à partir du LCR, 2% à partir de plaies ou de la cavité buccale des chiens, et 5% à partir d’autres sources (cornée, pétéchie, valve cardiaque, glande surrénale) (Brenner, Hollis et al., 1989). 25 Toutes les souches isolées à partir de sang ou de LCR avaient été prélevées chez des patients septicémiques. Les prélèvements sanguins sont donc à privilégier lors de sepsis à C. canimorsus (Brenner, Hollis et al., 1989). Au contraire, les prélèvements réalisés au site d’inoculation des bactéries ne permettent pas toujours l’identification de l’agent étiologique. En effet, dans une étude menée par Janda et al., des prélèvements sanguins et des prélèvements locaux ont été réalisés chez 60 patients parmi lesquels 6 présentaient une cellulite à l’admission : C. canimorsus a pu être isolée à partir des hémocultures alors qu’elle n’a pas été isolée à partir des prélèvements locaux (Janda, Graves et al., 2006; Védy, Mardelle et al., 2008). c. Limites des méthodes conventionnelles i. Pour l’isolement et l’identification de Capnocytophaga spp. Les méthodes conventionnelles utilisées en routine présentent des limites pour l’isolement et l’identification de Capnocytophaga spp. (Jensen, Dargis et al., 2013). Une étude réalisée par le laboratoire de référence de Californie met en évidence la difficulté d’isolement et d’identification de Capnocytophaga spp. par les laboratoires d’analyse (Janda, Graves et al., 2006). Ce laboratoire reçoit des prélèvements envoyés par des laboratoires de microbiologie afin d’identifier ou de confirmer l’identification de C. canimorsus. Seulement 32% des isolats étaient correctement identifiés, alors que 55% des souches n’avaient pu être identifiées et 13% des souches étaient mal identifiées (Janda, Graves et al., 2006). Plusieurs causes sont avancées afin d’expliquer ce défaut d’identification : des conditions de cultures non appropriées ainsi qu’un défaut d’utilisation ou d’adéquation des tests phénotypiques (souvent commerciaux). Cette étude illustre les carences possibles des laboratoires d’analyse pour l’isolement et l’identification de C. canimorsus suggérant que la fréquence des infections à C. canimorsus soit sous-­‐estimée (Janda, Graves et al., 2006). De plus, la croissance de C. canimorsus étant lente in vitro et l’évolution des septicémies rapidement fatales, l’étiologie est parfois connue plusieurs jours après le décès du patient (Gouin, Veber et al., 2004). 26 ii. Cas des prélèvements polymicrobiens La croissance en culture de C. canimorsus peut être inhibée en présence de microorganismes à croissance plus rapide (Pasteurella spp. par exemple). Or, les prélèvements réalisés suite à des morsures de chiens et de chats sont souvent polymicrobiens avec en moyenne 5 bactéries isolées par culture (aérobies ou anaérobies) (Griego, Rosen et al., 1995; Talan, Citron et al., 1999). Les pasteurelles sont les bactéries les plus fréquemment isolées suite à des morsures de chiens ou de chats et elles sont associées à d’autres bactéries plus rares telles que C. canimorsus. Il existe donc un risque de manquer C. canimorsus et C. cynodegmi lors de prélèvements polymicrobiens (plaies de morsure par exemple) (Talan, Citron et al., 1999 ; Védy, Mardelle et al., 2008; van Duijkeren, van Mourik et al., 2006). 3. Par des méthodes de biologie moléculaire Comme vu précédemment, l’isolement et l’identification de Capnocytophaga spp. par des méthodes conventionnelles présente de nombreuses limites. Ainsi, des méthodes d’identification par biologie moléculaire ont été développées et constituent désormais les méthodes de référence. a. Présentation des méthodes de biologie moléculaires L’identification de Capnocytophaga spp. par séquençage du gène codant pour l’ARN ribosomique 16S est considéré comme le « gold standard » (Tang, Ellis et al., 1998). Le séquençage du gène codant pour l’ARN ribosomique 16S est permis par l’utilisation d’un couple d’amorces permettant l’amplification d’une séquence connue d’ADN, les amorces étant placées en amont de la région à séquencer. La séquence obtenue est ensuite comparée à une banque de données. Les résultats se présentent sous la forme de pourcentages d’homologies entre la séquence obtenue et les séquences présentes dans la base de données (Boisset, 2008). b. Performances des méthodes de biologie moléculaire i. Identification plus performante de C. canimorsus Dans une étude menée par de Melo Oliveira et al., les méthodes conventionnelles ont été comparées avec les méthodes de biologie moléculaires pour l’identification de 158 bacilles Gram négatif à croissance lente et difficile (de Melo Oliveira , Abels et al., 2013). 27 L’identification moléculaire a permis d’identifier l’espèce de 148 isolats (94%), le genre de 9 isolats (5%) et la famille de 1 isolat (moins de 1%). L’identification phénotypique a permis d’identifier l’espèce de 64 isolats (40%), le genre de 21 isolats (13%) mais 73 isolats n’ont pas été identifiés ou ont été mal identifiés : l’identification moléculaire apparaît donc comme étant nettement plus performante pour l’identification des bacilles Gram négatif à croissance lente et difficile tels que Capnocytophaga spp. (de Melo Oliveira , Abels et al., 2013). Ces résultats ont été confirmés dans plusieurs cas cliniques rapportant des infections à C. canimorsus. Par exemple, chez un patient présentant une ténosynovite aigue, les cultures aérobies et anaérobies sont restées négatives mais Capnocytophaga spp. a été identifié par séquençage du gène codant pour l’ARN ribosomique 16S (Akhaddar, Qamouss et al., 2008). Les différences de performance observées ont des conséquences pour la santé humaine sachant que les méthodes de recherche hospitalière sont souvent basées sur des cultures bactériennes et présentent donc un risque d’erreur pour le diagnostic d’infections à C. canimorsus (Dilegge, Edgcomb et al., 2011). Par conséquent, le développement de méthodes de biologie moléculaire permettrait d’améliorer la fréquence avec laquelle ces bactéries sont mises en évidence (Jensen, Dargis et al., 2013; Clarridge, 2004). ii. Distinction de C. canimorsus et C. cynodegmi grâce à des amorces spécifiques Il a été rapporté que des souches de C. canimorsus et de C. cynodegmi n’ont pas pu être distinguées par séquençage du gène codant pour l’ARN ribosomique 16S (Mally , Paroz et al. 2009). Ainsi, une méthode spécifique permettant l’identification et la distinction de ces espèces a été développée. Pour cela, des amorces nommées CaL2 et AS1 créées spécifiquement pour l’étude par Suzuki et al., et d’autres amorces nommées CaR et CyR définies dans une autre étude ont été utilisées. Les caractéristiques des amorces sont présentées dans le tableau ci-­‐dessous (tab 2). 28 Tableau 2: Caractéristiques des amorces utilisées par Suzuki et al. permettant l’amplification 174 M. Suzuki et al. / Veterinary Microbiology 144 (2010) 172–176 spécifique de C. canimorsus et C. cynodegmi (Suzuki , Kimura et al., 2010). Table 2 Primers used in this study. Primer name Sense or antisense Sequence Target length Location at L14637 or L14638a CaL2 AS1 CaRb CyRb Sense (20 bp) Antisense (22 bp) Antisense (19 bp) Antisense (19 bp) 50 -GTAGAGTGCTTCGGCACTTG-30 50 -GTGATGCCACCAAACAATACTA-30 50 -GCCGATGCTTATTCATACA-30 50 -GCCGATGCTTATTCGTATG-30 124 bp 427 bp 427 bp 71–90 (L14637) 194–173 (L14637) 497–479 (L14637) 495–477 (L14638) a b GenBank accession numbers of 16S rRNA gene of C. canimorsus (L14637) and C. cynodegmi (L14638). Prepared according to Kikuchi et al. (2005). Table 3 Le using couple d’amorces CaL2-­‐AS1 des séquences cibles retrouvées Prefecture sterile cotton-tipped applicatorspermet (BD BBL d’amplifier The sensitivity of the PCR with three pairs of primers. Culture Swab Plus; Nippon Becton Dickinson, Tokyo, chez C. canimorsus et C. cynodegmi. Le couple d’amorces CaL2-­‐CaR permet d’amplifier Japan) were suspended in heart infusion broth (BD 100 pg 10 pg 1 pg 100 fg 10 fg Bioscience, CA, USA)l’ADN and cultured 24 h at 35 8C alors in an que The spécifiquement de C. forcanimorsus le amount couple d’amorces CaL2–CyR permet of DNA of C. canimorsus aerobic atmosphere of 5% CO2. Bacterial cells were CaL2–AS1 + + + " " l’amplification de C. andcynodegmi. est spécifique CaL2–caRCette + méthode + + " " et collected from the spécifique culture brothde by l’ADN centrifugation then resuspended 200 ml of distilledet water by The of DNA of C. cynodegmi sensible pour in l’identification la followed différenciation de amount C. canimorsus et de C. cynodegmi heating at 95 8C for 15 min. After centrifuging at 14,000 ! g CaL2–AS1 + + + " " (Suzuki Kimura et al., containing 2010). bacterial DNA were CaL2–cyR + + + + " for 5 min,,the supernatants collected and used for PCR amplification. l fg " " " " 3. Results iii. combination with d three reverse m primers (Fig. 1 and Identification rapide par les méthodes e biologie oléculaire Table 1). When the CaL2–AS1 primer pair was used for La PCR et le séquençage du gène codant pour amplification, l’ADN ribosomal 16S sbuccalis ont très utiles pour Leptotrichia gave an unexpected 3.1. Specificity and sensitivity of PCR product (Table 1); however, the size of the product was l’identification des bactéries à croissance lente et difficile car ces méthodes permettent une totally different from that of the specific amplicons. We determined the specificity and sensitivity of the PCR identification bactéries aux méthodes classiques où un different délai est The sensitivity of the PCR with three pairs of performed with rapide different des combinations of contrairement primers for primers was then determined using known amounts of discriminatory amplification of the 16S rRNA gene of C. DNA purified from C. canimorsus or C. cynodegmi culture. It canimorsus and C. cynodegmi. The CaL2–AS1 primer pair could amplify target sequences from the DNA derived un diagnostic précoce, la mise en place d’un mesure où the une identification rapide permet from both C. canimorsus and C. cynodegmi. Specific traitement adapté et ainsi un but meilleur pronostic (Janda, Graves et al., 2006). amplification of C. canimorsus DNA not C. cynodegmi DNA was achieved by the CaL2–CaR, whereas the DNA fragment of C. cynodegmi alone was amplified by the PCR quant à la qualité des prélèvements et using the CaL2–CyR primeriv.pair Une (Fig. 1moindre and Tableexigence 1). Amplification of other bacterial DNA, including five species aux conditions environnementales of the genus Capnocytophaga isolated from human oral cavity was observed using the CaL2 forward primer in à croissance fastidieuse sont sensibles aux Les not bactéries anaérobies et les bactéries nécessaire pour les résultats de laboratoire : ceci constitue un avantage majeur dans la conditions environnementales lors du transport, du stockage et de la mise en culture des échantillons. Ainsi, une vigilance particulière devra être portée sur les conditions de transport, de stockage et de mise en culture des échantillons de façon à optimiser la croissance de ces bactéries en culture. Au contraire, les techniques de biologie moléculaire sont moins exigeantes quant à la qualité des prélèvements et aux conditions expérimentales car les méthodes de biologie moléculaire ne nécessitent pas que les bactéries soient vivantes. 29 Ainsi, des prélèvements non utilisables pour la réalisation de cultures pourront être utilisées pour une identification par des méthodes de biologie moléculaire. Cet avantage peut être illustré par un cas clinique où les prélèvements sanguins réalisés en vue de la recherche de l’agent étiologique par hémoculture ont été collectés avec une technique inappropriée et ont été rejetés par le laboratoire de microbiologie. Toutefois, une PCR et un séquençage du gène codant pour l’ARN ribosomique 16S ont pu être réalisés à partir de ces échantillons sanguins et ils ont permis de confirmer une infection à C. canimorsus (Wald, Martinez et al., 2008). c. Limites des méthodes de biologie moléculaire La difficulté à identifier C. canimorsus à partir de prélèvements polymicrobiens est aussi rencontrée avec les méthodes de biologie moléculaire. En effet, dans une étude menée par Jensen et al. portant sur l’utilité de la PCR et du séquençage de l’ADN ribosomique 16S pour le diagnostic de routine des infections bactériennes, l’ADN bactérien a été amplifié à partir de 26% des échantillons et l’identification bactérienne a été obtenue pour 80% des échantillons à PCR positive (Jensen, Dargis et al., 2013). Parmi les échantillons pour lesquels l’identification n’a pas été possible, 15% étaient polymicrobiens. Ainsi, l’identification bactérienne pourra échouée dans les cas où les prélèvements seront polymicrobiens (Jensen, Dargis et al., 2013). 4. Utilisation d’automates Afin d’identifier C. canimorsus et C. cynodegmi, les laboratoires d’analyse peuvent également utiliser des automates. Les automates présentent l’avantage de permettre une identification rapide des bactéries par rapport aux méthodes conventionnelles. a. Les automates BacT/ALERT et BACTEC Les systèmes automatisés BacT/ALERT et BACTEC peuvent être utilisés pour monitorer la croissance de bactéries responsables de sepsis tel que C. canimorsus (Endimiani, Tamborini et al., 2002). Les automates BacT/ALERT et BACTEC possèdent respectivement des capteurs colorimétrique et fluorimétrique repérant les changements de couleur ou de fluorescence d’un senseur suite à l’émission de CO2 par les bactéries. Des milieux spécifiques et des algorithmes sont utilisés afin de diminuer le temps nécessaire pour distinguer les bactéries par les automates (BD BACTEC, 2001 ; bioMérieux, a). 30 Ainsi, des flacons de culture BacT/ALERT FAN ont été créés : ces flacons sont composés de charbons activés qui permettent d’améliorer la détection des microorganismes (bioMérieux, a). Bourbeau et al. ont montré que 98% des isolats sont détectés en moins de 72 heures par l’automate BacT/ALERT lors de l’utilisation des flacons BacT/ALERT FAN (Bourbeau, Pohlman, 2001). Dans un cas clinique publié dans la littérature, l’utilisation des milieux de culture BACTEC a permis d’isoler C. canimorsus entre 3 et 6 jours après l’incubation des milieux de culture (Pers, Tvedegaard et al., 2007). b. Les automates VITEK-­‐2 et la méthode de spectrométrie de masse MALDI-­‐TOF La spectrométrie de masse MALDI-­‐TOF est une méthode d’identification bactérienne permettant d’identifier les molécules bactériennes par l’analyse de leur masse et de la charge de leurs ions. Cette méthode présente l’avantage de fournir une identification rapide (quelques minutes) et peu coûteuse. VITEK-­‐2 est une plateforme automatisée permettant l’identification phénotypique des bactéries et la réalisation d’antibiogramme (bioMérieux, b). Zangenah et al. ont étudié l’identification par l’automate VITEK2 et par la méthode de spectrométrie de masse MALDI-­‐TOF de 6 souches de C. canimorsus et 14 souches de C. cynodegmi (Zangenah, Ozenci et al., 2012). Ces 20 souches avaient préalablement été identifiées par séquençage du gène codant pour l’ARN ribosomique 16S en utilisant les amorces spécifiques pour l’identification de C. canimorsus et C. cynodegmi définies par Suzuki et al. (Zangenah, Ozenci et al., 2012 ; Suzuki , Kimura et al., 2010). L’automate VITEK-­‐2 a permis d’identifier 10 souches sur 20 de Capnocytophaga spp., et a duré en moyenne 6 heures. L’analyse MALDI-­‐TOF a permis d’identifier toutes les souches de C. canimorsus et 13 souches sur 14 de C. cynodegmi et a duré environ 10 min par échantillon : l’analyse MALDI-­‐ TOF est donc une méthode plus rapide et plus fiable que VITEK-­‐2 pour l’identification de C. canimorsus et C. cynodegmi. Ainsi, l’analyse MALDI-­‐TOF est une méthode qui devrait être développée dans le futur (Zangenah, Ozenci et al., 2012). 31 D. Application des méthodes d’identification dans la détermination du portage de C. canimorsus et C. cynodegmi par les animaux domestiques a. Par des méthodes conventionnelles Une étude réalisée en 1978 par Bailie et al. sur 50 chiens a révélé que C. canimorsus est présente dans la salive de 8% des animaux prélevés (Bailie, Stowe et al., 1978). Quelques années plus tard, en 1989, Westwell et al. ont étudié le portage de C. canimorsus chez 180 chiens, 249 chats, 12 moutons, et 15 bovins. Le niveau de portage obtenu chez les chiens est plus élevé que dans l’étude précédente. Les bovins et les moutons semblent également porteurs de C. canimorsus. En effet, les niveaux de portage obtenus de C. canimorsus étaient de 24% chez les chiens, 17% chez les chats, 25% chez les moutons et 33% chez les bovins (Westwell, Kerr et al., 1989). Puis, en 1995, Blanche et al. ont étudié le portage de C. canimorsus au camp militaire de Cambrai (Blanche, Bloch et al., 1998). Au total, 90 chiens, 120 chats, 35 hamsters et 100 hommes ont été testés. Les résultats ont montré que 25.5% des chiens et 15% des chats étaient porteurs. Les niveaux de portage sont donc les mêmes pour les chiens et les chats que ceux obtenus dans l’étude menée par Westwell et al. En revanche, les hamsters et les hommes ne semblent pas être porteurs de la bactérie car C. canimorsus n’a pas été isolée à partir de la cavité buccale des hamsters et des humains (Blanche, Bloch et al., 1998). Enfin, deux études réalisées en 2009 et 2011 menées respectivement par Mally et al. et par Dilegge et al. ont évalué le portage de C. canimorsus et de C. cynodegmi au sein de la cavité buccale des chiens et des chats. Les bactéries ont été isolées en culture puis l’identification a été réalisée en associant les caractéristiques phénotypiques des bactéries et un séquençage du gène codant pour l’ARN ribosomique 16S. L’étude menée par Mally et al. portait sur l’évaluation du portage de C. canimorsus chez des chiens en Suisse. C. canimorsus a été retrouvé dans la salive de 61 chiens sur 106, ce qui représente un niveau de portage de 58% (Mally, Paroz et al., 2009). L’étude réalisée par Dilegge et al. s’est intéressée à la présence des bactéries appartenant au genre Capnocytophaga au sein de la plaque dentaire des chiens. C. canimorsus a été retrouvé dans 21,7% des échantillons et C. cynodegmi a été retrouvé dans 11,7% des échantillons (Dilegge, Edgcomb et al., 2011). 32 Les niveaux de portage obtenus sont équivalents aux résultats précédents pour l’étude de Dilegge et al. mais ils sont plus élevés dans l’étude de Mally. Toutefois, les niveaux de portage obtenus sont plus faibles que lorsqu’une identification par des méthodes de biologie moléculaire seule est réalisée car elle n’est pas soumise aux difficultés d’isolement rencontrées lors de la mise en culture des bactéries. b. Par des techniques de biologie moléculaire Les niveaux de portage de C. canimorsus et de C. cynodegmi obtenus par des méthodes de biologie moléculaire sont plus élevés que ceux obtenus par les méthodes conventionnelles. En effet, dans une étude menée par van Dam et al. évaluant la présence de C. canimorsus et C. cynodegmi au sein de la flore buccale de 53 chiens grâce à une PCR en temps réel ciblant le gène rpoB (codant pour une sous-­‐unité de l’ARN polymérase bactérienne), les niveaux de portage de C. canimorsus et de C. cynodegmi étaient respectivement de 73% et de 96% (van Dam, van Weert et al., 2009). Une autre étude réalisée en 2010 par Suzuki et al. au Japon s’est intéressée à la présence de C. canimorsus et de C. cynodegmi chez les chiens et les chats grâce à des méthodes de biologie moléculaire (Suzuki, Kimura et al., 2010). C. canimorsus était présente chez 74% des chiens et 57% des chats alors que C. cynodegmi était retrouvée chez 86% des chiens et 84% des chats (Suzuki, Kimura et al., 2010). Les plus forts niveaux de portage obtenus par les méthodes de biologie moléculaire sont dus au fait que les méthodes de biologie moléculaire sont plus sensibles que les méthodes conventionnelles pour lesquelles l’isolement en culture et l’identification grâce aux caractéristiques phénotypiques des bactéries sont difficiles (Suzuki, Kimura et al., 2010). Les niveaux de portage de C. canimorsus et de C. cynodegmi obtenus par les méthodes de biologie moléculaire confirment que les chiens et les chats sont les sources d’infection et que la transmission de ces bactéries à l’homme se fait par la salive des chiens et des chats. Le plus fort niveau de portage de C. cynodegmi par rapport à C. canimorsus est en contraste avec les études précédentes. Cela pourrait être dû au fait que l’isolement et l’identification par les méthodes conventionnelles de détection sont plus difficiles pour C. cynodegmi que pour C. canimorsus (van Dam, van Weert et al., 2009; Suzuki, Kimura et al., 2010). 33 c. Caractéristiques des animaux porteurs Aucune relation entre le portage de C. canimorsus et l’âge, la race, le sexe, le mode de vie, le mode d’alimentation, ou la santé dentaire des chiens n’a été établie (van Dam, van Weert et al., 2009; Blanche, Bloch et al., 1998). Les animaux de compagnie sont des porteurs sains et ils constituent le réservoir de C. canimorsus et de C. cynodegmi (Lappin, 2005). 34 2EME PARTIE : ETUDE MOLECULAIRE DE LA VIRULENCE ET DE LA RESISTANCE ANTIBIOTIQUE CHEZ C. CANIMORUSUS ET C. CYNODEGMI C. canimorsus est une espèce pathogène responsable d’infections systémiques sévères chez l’homme (Janda, Graves et al., 2006; Blanche, Bloch et al., 1998). C. cynodegmi est moins pathogène et provoque majoritairement des infections localisées (Brenner, Hollis et al., 1989; Pers, Gahrn-­‐Hansen et al., 2007; Sarma, Mohanty, 2001). Les facteurs de virulence expliquant la pathogénicité de C. canimorsus sont présentés dans cette partie. L’étude des facteurs de virulence de C. canimorsus a notamment été permise par le développement de nombreux outils génétiques par l’équipe de Guy Cornelis tels que la transposition (insertion aléatoire d’un transposon dans le génome) ou encore la mutagénèse dirigée par échange allélique de gène (Mally, Cornelis, 2008). A. La sialidase et le complexe Gpd : des facteurs de virulence 1. Importance de la sialidase pour la nutrition de C. canimorsus a. Rôle biologique des acides sialiques cibles des sialidases Les sialidases, aussi appelées neuramidases, sont des enzymes qui clivent les acides sialiques ou acides N-­‐acétylneuraminiques. Les acides sialiques sont des glucides composés d’un squelette à neuf atomes de carbone, chargés négativement, retrouvés en position externe des membranes cellulaires et dans les sécrétions buccales, respiratoires, intestinales et vaginales. Les acides sialiques ont de nombreuses fonctions physiologiques et immunologiques (protection des protéines par rapport aux protéases). Ces acides sont fréquemment la cible de microorganismes (Lewis, Lewis, 2012). b. Mise en évidence in vitro de l’existence d’une sialidase à la surface de C. canimorsus Le mode de nutrition de C. canimorsus a été étudié grâce à la souche Cc5, isolée chez un patient septicémique (Shin, Mally et al., 2007). Mally et al. ont montré que la croissance de C. canimorsus est dépendante de l’activité d’une sialidase (Mally, Shin et al., 2008). 35 En effet, Mally et al. ont isolé un clone incapable de croître en présence de macrophages murins. Ce clone est obtenu par intégration du transposon Tn4351 provenant de Bacteroides fragilis au sein d’un gène codant pour une sialidase. Le gène muté obtenu est noté siaC sur la figure suivante (fig 6). Les souches sauvages sont capables de cliver un acide N-­‐acétylneuraminique contrairement à la souche mutante Tn (Mally, Shin et al., 2008). Figure 6: Site d’intégration du transposon Tn4351 au sein d’un gène codant pour une sialidase (Mally, Shin et al., 2008). Par immunofluorescence indirecte, la sialidase a été localisée à la surface bactérienne de C. canimorsus. La sialidase n’étant pas retrouvée dans le surnageant d’une culture de macrophages murins infectés par C. canimorsus indique que la sialidase puisse être fortement associée à la membrane externe. Ainsi, C. canimorsus est capable de se Figure 2. Identification of the Tn integration site and analysis of mRNA present in wt C. canimorsus 5. (A) Amino acid sequence canimorsus sialidase showing the signal peptide (italics) and the BNR/asp repeats (Ser/Thr-X-Asp-X-Gly-X-Thr-Trp/Phe) of bacterial sialidases développer en présence de macrophages grâce à une sialidase présente à la surface des Domain predictions were analyzed by InterProScan [42]. The residues conserved in sialidases at the C-terminus are underlined and the tyrosin bold [43]. The Tn4351 integration site in SiaC at amino acid 77 is indicated, boxed in grey and bold. (B) Genetic locus of the sialidase gen (CAPCA_MM1) and putative N-acyl-glucosamine epimerase encoding gene (CAPCA_MM downstream coding sequence (CAPCA_MM3). (C) Reverse transcription performed on total RNA with specific primers (5129 or 5132) followed transcripts present in wt Cc5 (cDNA). PCR reactions were also performed using genomic DNA (gDNA) as template instead of cD to identify positive control. As a control, reverse transcription was performed without reverse transcriptase in a parallel assay and used as template subsequent PCR reaction c. (-RT). Rôle de la sialidase de C. canimorsus doi:10.1371/journal.ppat.1000164.g002 bactéries (Mally, Shin et agntR-like l., 2008). including its upstream genes, gene Mally et al. ont montré que C. canimorsus nécessite un contact étroit avec des cellules mutant (Fig. 3B). Using a sarcosyl extraction method, SiaCFL and (CMP-Neu5Ac, Cytidine-59-monophospho-N-acetylneu SiaC were found to be associated with the outer membrane acid) restored growth of siaC in presence of J774.1. In c de mammifères afin de se développer (Mally, Shin et al., 2008). En effet, la croissance de C. Y488C (Fig. 3C), whereas SiaCD1–21 was only detected in total cells growth could be restored by the addition of purified recom (Fig. 3B). Indirect immunofluorescence using en polyclonal anti-SiaC canimorsus en culture est observée présence de macrophages murins (lignée J774.1) SiaC or neuraminidase/sialidase NanH from Clostridium p serum on paraformaldehyde fixed but unpermeabilized bacteria to the culture medium, but not by the addition of the cata alors qu’aucune croissance n’est notée en absence des macrophages. De plus, la croissance confirmed that SiaC is exposed on the bacterial surface unless the inactive SiaCY488C (Fig. 4A). This suggested that rem signal peptide is removed (Fig. 3D). Although it is surface exposed, terminal sialic acids from glycoconjugates is required t de canimorsus en culture avec des ofmacrophages inhibée par l’ajout Indeed, d’un N-acetyl gluco no C. SiaC could be detected in the supernatant infected J774.1 murins otherest carbohydrates accessible. cultures, indicating that it is tightly associated with the outer (GlcNAc) and N-acetyl galactosamine (GalNAc), common système qui empêche le contact les macrophages et les bactéries. Ces membraneTranswell (Fig. 3C). Hence, surface-localized sialidase entre is required hydrate moieties of glycoconjugates, allowed growth of siaC for growth of Cc5 at the expense of mammalian cells. presence of macrophages 4B). Notably, addition of résultats suggèrent que C. canimorsus nécessite un contact étroit avec les (Fig. cellules de (Glc), galactose (Gal), mannose (Man) or sialyl-lacto Growth is sustained N-acetyl aglucosamine (GlcNAc) not restore growth mammifères pour sa by croissance fin de s’approvisionner en acetylneuraminosyl-D-lactose) nutriments présents à la could surface and N-acetyl galactosamine (GalNAc) but not by sialic bacteria (Fig. 4C). As galactose (Gal) is a common sugar pr GlcNAc in glycan molecules, we next tested addition of N des cellules (Mally, Shin et al., 2008). acids lactosamine (LacNAc), a disaccharide consisting of b Since sialidases cleave terminal sialic acid from glycoconjugates, tested whether the addition of sialic acids could restore b(1R4) GlcNAc. LacNAc also restored the growth defect we first indicating the presence of an active b-galactosidase r growth of siaC. Addition of neither sialic acid (Neu5Ac, N-Acetylmonosaccharides Gal and GlcNAc in wt and siaC Cc5 (Fi 2,3-dehydro-2-deoxyneuraminic acid) nor its activated form PLoS Pathogens | www.plospathogens.org 36 3 September 2008 | Volume 4 | Issue 9 | e Les acides sialiques étant présents en position terminale des glycoconjugués à la surface des cellules, la sialidase permettrait le retrait de l’acide sialique terminal afin de rendre accessible d’autres glucides à C. canimorsus. En effet, les souches de C. canimorsus présentant une mutation dans le gène codant pour une sialidase (souche notée siaC) ne se développent pas en culture avec des macrophages murins lorsqu’on ajoute de l’acide sialique. Par contre, la croissance de siaC est observée en présence d’un recombinant purifié de sialidase C (Mally, Shin et al., 2008). d. Inhibition de la sialidase de C. canimorsus L’acide N-­‐acétyl-­‐2,3-­‐déhydro-­‐2-­‐déoxyneuraminique est un inhibiteur de nombreuses neuramidases virales et bactériennes. L’ajout de cet inhibiteur limite la croissance de C. canimorsus en culture avec des macrophages murins : la sialidase de C. canimorsus est donc inhibée par l’acide N-­‐acétyl-­‐2,3-­‐déhydro-­‐2-­‐déoxyneuraminique (Mally, Shin et al., 2008). e. Habitat de C. canimorsus et importance de la sialidase L’expression d’une sialidase est une caractéristique commune à C. canimorsus et C. cynodegmi. En effet, dans une étude réalisée par Mally et al. à partir de 106 chiens, toutes les souches isolées de C. canimorsus et C. cynodegmi possédaient une sialidase (Mally, Paroz et al., 2009). La production d’une sialidase est également rencontrée chez la souche de référence de C. cynodegmi (Mally, Paroz et al., 2009). La sialidase pourrait être une enzyme essentielle pour le métabolisme de C. canimorsus et C. cynodegmi au sein de leur environnement : elle permettrait le commensalisme en libérant des glucides aux bactéries à partir des cellules de la muqueuse buccale (Mally, Shin et al., 2008; Mally, Paroz et al., 2009). 2. Rôle de protéines de surface a. Mise en évidence de l’implication d’autres protéines de surface i. Implication de lipoprotéines En plus de la sialidase, des protéines de surface pourraient participer à l’approvisionnement en nutriments. Afin de mettre en évidence les protéines impliquées, le génome de la souche Cc5 a été séquencé. Les résultats ont révélé que le génome de C. canimorsus code pour de nombreuses lipoprotéines (8,5% des séquences codées), ce qui est caractéristique des bactéries appartenant au phylum des Bacteroides. 37 Par conséquent, Manfredi et al. se sont intéressés à un groupe de lipoprotéines présent au niveau de la membrane externe correspondant au système d’approvisionnement en glycanes des Bacteroides (Manfredi, Pagni et al., 2011). ii. Système d’approvisionnement en glycanes des Bacteroides Le génome des Bacteroides comporte de nombreux opérons PUL (Polysaccharides utilisation loci) regroupant des gènes codant pour des protéines permettant l’approvisionnement en polysaccharides. Les opérons PUL sont caractérisés par la présence d’une paire de gènes homologues aux gènes susC et susD (Reeves, D'Elia et al., 1996; Martens, Chiang et al., 2008). Ces gènes codent pour des protéines intervenant dans la liaison au substrat (glycoprotéines). Ce dernier est ensuite transféré dans le périplasme via une porine codée par le gène susC. Les gènes susC et susD sont habituellement associés à des gènes codant pour des enzymes permettant d’obtenir des monosaccharides intracellulaires tels que les gènes susA, susB et susG (Sonnenburg, Zheng et al., 2010). L’enzyme SusG permet la libération d’oligosaccharides à partir du substrat. Après leur transfert dans le périplasme, les oligosaccharides sont lysés en monosaccharides par les enzymes codées par les gènes susA et susB. Les monosaccharides sont ensuite transportés dans le cytosol (Cho, Salyers, 2001). iii. Système d’approvisionnement de C. canimorsus Le génome de C. canimorsus est composé de 13 opérons PUL, ce qui représente un faible nombre par rapport à d’autres bactéries appartenant au groupe des Bacteroides (88 PUL chez B. thetaiotaomicron). Le faible nombre d’opérons PUL signifie que C. canimorsus a peu de substrats différents : cela pourrait correspondre à une adaptation à la flore orale des animaux de compagnie au sein de laquelle C. canimorsus aurait peu de substrats différents (Martens, Chiang et al., 2008). C. canimorsus est capable d’utiliser des glucides comme source de nutriments. En effet, parmi les 13 opérons PUL, 6 opérons codent pour des glycosidases (PUL 3, 5, 7, 9, 11 et 12) et 4 opérons codent pour des protéines de liaison aux glucides (gène homologue de susD, PUL 5, 9 et 12) (fig 7). Les opérons PUL pourraient également coder pour des enzymes permettant l’approvisionnement d’une autre source de nutriments telles que les protéines. En effet, trois opérons coderaient pour des protéases (PUL 2, 4 et 9) et deux opérons pour des protéines de liaison de protéines (PUL 2 et 3) (fig 7) (Manfredi, Renzi et al., 2011). 38 Un opéron (PUL 9) pourrait également coder pour une enzyme ayant une activité à la fois glycolytique et protéolytique (Manfredi, Renzi et al., 2011). Sus-like systems of C. canimorsus 1051 Fig. 1. The 13 PULs of Cc5. The 13 PULs identified by the presence of susC-like and susD-like genes. The graphics is scaled in Kbp. Putative functions are colour coded as indicated in the key. The black arrows show the range of the deletion in the various knockout mutants engineered. Dots and waves give indications concerning the cellular localization of the protein. Figure 7: Organisation des 13 opérons PUL chez C. canimorsus (Manfredi, Renzi et al., 2011). in the mouse. To our knowledge, this is the first report of a 2000). A key feature of this starch utilization system (Sus) foraging system specialized in glycoprotein is the co-ordinated action several gene b. ofImportance de products ce système multiprotein d’approvisionnement deglycosylation and import that could be a virulence factor. involved in substrate binding and degradation. Interesti. are Importance clé ingly, some of the Sus components predicted to bepour la nutrition de C. canimorsus lipoproteinsL’ensemble des protéines exprimées en surface correspond au surfome ou protéome and have been shown to be surface exposed (Shipman et al., 1999; Martens et al., 2008). Subsequent Results de s urface. L e s urfome d e C . c animorsus e st c omposé de 75 protéines. microbial genome sequencing projects revealed the The genome of Cc5 contains 13 PULs presence of many polysaccharide utilization loci (PULs) Les produits d’au moins douze opérons PUL ont été détectés au sein du protéome de encoding ‘Sus-like systems’ in the genome of B. thetaioWe sequenced and annotated the genome of Cc5 taomicron andde other Bacteroidetes (Xu et al., (GenBank: CP002113) and found it encodes a high surface C. saccharolytic canimorsus parmi lesquels huit opérons représentent plus de that la moitié des 2003; Martens et al., 2008; 2009). Sus-like systems target number of putative lipoproteins (8% of the total coding protéines. protéines permettant en glycanes une all major classes ofLes host and dietary glycans (Bjursell etl’approvisionnement al., sequences) (P. Manfredi, M. Pagniont & G.R.donc Cornelis, manu2006). Thus, PUL-mediated glycan catabolism is an script in preparation). Since C. canimorsus can harvest importance majeure dans la biologie de C. canimorsus (Manfredi, Renzi et al., 2011). important component in gut colonization and ecology. glycan moieties from mammalian surface glycoproteins Au ein dsaprophytic u surfome, les protéines prédominantes ont codées par particular les opérons PUL to1, a 5group The genome of ssome Bacteroidetes, such as (Mally etsal., 2008), we paid attention Flavobacterium johnsoniae also contains high numbers of archetypal outer membrane (OM) lipoproteins that are et 9 tandis que les protéines minoritaires sont codées par les opérons PUL 2, 3, 6, 10, 11 et of PULs (McBride et al., 2009), indicating that Sus-like conserved in every Bacteroidetes glycan foraging system systems are 8a). hallmark of the Bacteroidetes phylum rather (Reeves et al., 1997). The two most conserved proteins 12 (fig than of commensal Bacteroides only. The objective of the associated with these systems are SusC and SusD homo was to identify the C. canimorsus genes present work logues. SusC resembles a TonB-dependent transporter involved in deglycosylation of animal cell glycoproteins. To and is essential for energy-dependent import of starch this end, we determined the genome sequence and the oligosaccharides into the periplasm (Reeves et al., 1996), composition of the surface proteome of C. canimorsus 5 while SusD is an a-helical starch-binding lipoprotein. In (Cc5), a strain that was isolated from a fatal human sepsilico screens, using Hidden Markov Models based on 39 ticaemia. In the Cc5 genome, we identified 13 putative susD and susC homologues identified 13 hypothetical surface exposed polysaccharide utilization systems. PULs (see experimental procedures for full method Through systematic deletion mutagenesis of the 13 PULs, description), which could encode surface feeding machinwe identified one that was essential for glycoprotein degeries (Fig. 1). This number of PULs is significant but Discussion The genome of Cc5 was fou high proportion of predicted several other members of t Analysis of the Cc5 surface contrast to what is seen in P number of these lipoproteins abundance of these surface ex to the fact that C. canimorsus w mammalian glycoproteins (Ma Figure 8: Importance des protéines codées par les opérons PUL au sein du surfome de C. canimorsus (Manfredi, Renzi et al., 2011). Une délétion indépendante des 13 opérons PUL a révélé que 6 opérons (PUL 1, 2, 5, 6, 9 et 11) contribuent à la croissance de C. canimorsus sur des cellules de mammifères. En effet, la délétion de ces opérons entraîne une diminution de la croissance de C. canimorsus, avec un effet plus marqué en cas de délétion de l’opéron PUL5 (Manfredi, Renzi et al., 2011). ii. Genetic Importance particulière e lthe ’opéron UL5 Fig. 2. and functional distributiondof surfomePof Cc5. Fifty-nine surface-exposed proteins are encoded by only 34 loci, Les protéines codées PUL5 form représentent 12% du surfome de C. suggesting thatpar mostl’opéron of these proteins functional complexes. In agreement with this, these loci include eight out of the 13 PULs identified joue in the genome. Proteins quantified by la MS/MS canimorsus. Cet opéron donc un rôle were majeur dans nutrition de C. canimorsus peptide intensity. Percentage the surface proteome encoded (Manfredi, Renzi et A.al., 2011; Rof enzi, Manfredi et al., 2011). by the 37 loci (including 3 ribosomal contaminant loci). Fig. 3. Contribution of the differen B. Functional distribution of surface protein highlighting the L’opéron PUL5 est composé de cinq gènes nommés gpdC, gpdD, gpdG, gpdE et gpdF, cells and to fetuin deglycosylation. predominance of PUL-encoded feeding complexes at the bacterial A. Growth in the presence of cells: surface (53.5%). Ccan_21630, which be an endonuclease, gpd signifiant « glycoprotein deglycosylation » could (Renzi, Manfredi et al., 2011). Ces gènes strains were inoculated on HEK 293 and the putative cytolysin Ccan_00790 accounted for 11% and of 0.2, with (grey) or witho 13% of the totalGpdD, surfomeGpdG, respectively. Other surfacequi proteins codent pour les lipoprotéines GpdE et GpdF font have partie du infection protéome de N-acetylglucosamine (GlcNAc) [0.00 been pooled in the miscellaneous group. grown for 23 h (n = 3). Cell division surface (fig 9) (Manfredi, Renzi et al., 2011). forming unit counts at t0h and t23h. T animal model for C. canimorsus (Mally et al., 2008). We DPUL5 mutant with the pPM4 plasm also included in this study, the siaC mutant known to Ccan_08700–8730 is included (righ assessed by t-test of wt versus DPU persist less than wt (Mally et al., 2008). As shown in deletants versus DPUL deletants su Fig. 4, in each experiment, only one out of five mice black. Stars indicate error probabilit cleared wt Cc5 bacteria after 28 days. In contrast, four ***P < 0.001. B. Deglycosylation of fetuin. Top, an mice cleared the siaC mutant and three mice cleared the staining with the Sambucus nigra le DPUL5 mutant. In competition with wt bacteria however, sialic acid a-2,6 linked to galactose all mice cleared the DPUL5 mutant bacteria. No significant and, to a lesser extent, to sialic acid residues; bottom, staining with Datu variation in PMNs counts from tissue cage fluids (TCFs) recognizes terminal galactose b-1,4 was observed among the four set of mice used for single C. SNA and DSA lectins specificity infections or in the competition assay. We infer from all (right) glycan moieties. The red arro cleavage site on an archetypal N-gl these data that PUL5 contributes to the survival in mice N-acetylgalactosamine; Gal, galacto and hence that PUL5 represents N-Acetylneuraminic or sialic acid; M 40 a fitness factor during infections. Ser, serine; Thr, threonine. © 2011 Blackwell Publishing Ltd, Molecular Microbiology, 81, 1050–1060 N-linked Glycoprotein Deglycosylation Comp Figure 9: Organisation de l’opéron PUL5 de C. canimorsus (Manfredi, Renzi et al., 2011). Le complexe GpdDEF permettrait la liaison des glycoprotéines à la surface bactérienne (fig 10A). La protéine GpdG serait une glycosidase qui cliverait les glycoprotéines en oligosaccharides après leur liaison à la surface bactérienne (fig 10A). Enfin, la protéine GpdC, homologue de la protéine susC, est une porine qui importerait les oligosaccharides dans le périplasme après son clivage (fig 10B). Les oligosaccharides sont ensuite lysés en monosaccharides (fig 10D) puis sont transportés jusqu’au cytosol (Renzi, Manfredi et al., 2011). La sialidase était considérée comme étant une lipoprotéine enchâssée dans la membrane externe (Mally, Paroz et al., 2009). Toutefois, l’analyse du protéome de surface n’a pas permis de détecter cette enzyme à la surface bactérienne (Manfredi, Renzi et al., 2011). La sialidase pourrait donc être présente dans le périplasme où elle coopérerait avec le complexe Gpd : le complexe Gpd permettrait le transfert des substrats au sein du périplasme et la sialidase retirerait ensuite le résidu terminal d’acide sialique de l’oligosaccharide transféré (fig 10C) (Renzi, Manfredi et al., 2011; Manfredi, Renzi et al., 2011). Figure 1. Genetic analysis of the PUL5 locus. (A). Schematic representation of the PUL5 putative operon (top: new gene designation; belo gene codes derived from the annotation of the genome (Manfredi et al. submitted). (B). Growth of the various individual gpd knockout (black) a 41 complemented (grey) mutants on HEK293 cells (moi = 0.2; 23 hours growth). (C). Glycosylation state of fetuin samples incubated for 2 hours in t presence of the different strains, monitored by staining with SNA that recognizes terminal sialic acid (2–6) linked to Gal or to GalNAc. (D). Weste blot analysis with anti-fetuin antibodies of fetuin samples incubated as in (C). doi:10.1371/journal.ppat.1002118.g001 Our data demonstrate that PUL-encoded lipoproteins are surface-exposed. Prolipoproteins are exported through the Sec To our knowledge, the Gpd system is the first Sus-like system devoted to foraging N-linked glycoproteins. It contributes to Figure 9. Functional model of complex N-linked glycan moieties deglycosylation processing by C. canimorsus. Individual glycan processing steps are illustrated. (A) The glycan moiety is bound at the bacterial surface by the Gpd complex. (B) The glycan mopiety is endo-cleaved by GpdG and imported into the periplasm trough the GpdC pore. (C) Terminal sialic acid is cleaved by sialidase (SiaC). (D) The glycan is further Figure 10: différentes étapes permettant l’approvisionnement de C. processed by theModélisation sequencial activity des of several periplasmic exoglycosidases. doi:10.1371/journal.ppat.1002118.g009 canimorsus en glycanes par l’intermédiaire du complexe d’approvisionnement Gpd et de la sialidase (Renzi, M| anfredi et al., 2011). PLoS Pathogens www.plospathogens.org 12 June 2011 | Volume 7 | Issue 6 | e1002118 Le complexe d’approvisionnement en glycanes de C. canimorsus évoque fortement le complexe d’approvionnement des Bacteroides (Cho, Salyers, 2001). 3. Des facteurs de virulence a. Survie dans un modèle d’infection tissulaire murin Mally et al. ont réalisé un modèle d’infection tissulaire en plaçant des bactéries de la souche Cc5 et des bactéries mutées pour le gène siaC à l’intérieur de cages implantées en sous-­‐cutané chez cinq souris (Mally, Shin et al., 2008). Les bactéries sauvages ont été capables de survivre pendant 27 jours chez 3 souris sur 5. En revanche, les bactéries mutées n’étaient plus détectées dès le deuxième jour chez toutes les souris: la sialidase permet donc la survie de C. canimorsus dans ce modèle d’infection et pourraient ainsi constituer un facteur de virulence (Mally, Shin et al., 2008). Manfredi et al. ont également montré que l’opéron PUL5 participe à la survie de C. canimorsus dans ce modèle d’infection tissulaire (Manfredi, Renzi et al., 2011). 42 b. Déglycosylation des immunoglobulines IgG Dans une étude menée par Manfredi et al., il a été montré que le complexe codé par l’opéron PUL5 permet la déglycosylation des immunoglobulines G humaines (IgG) grâce à la protéine GpdG (Manfredi, Renzi et al., 2011). L’activité enzymatique dirigée contre les IgGs a aussi été observée chez Streptococcus pyogenes et été relevée comme étant un facteur de virulence participant au développement d’une infection généralisée (Collin, Olsén, 2001). De telles conclusions pourraient être extrapolées à C. canimorsus. B. Mécanismes d’échappement et de contrôle des réponses immunitaires de l’hôte C. canimorsus est capable de contrôler mais aussi d’échapper aux réponses immunitaires innée et adaptative de l’hôte. Les mécanismes d’échappement et de contrôle sont présentés ci-­‐dessous (Shin, Mally et al. 2007). 1. Absence de réponse pro-­‐inflammatoire forte induite par C. canimorsus et régulation de la réponse pro-­‐inflammatoire C. canimorsus n’active pas les signaux cellulaires conduisant à la production de cytokines pro-­‐inflammatoires, de chimiokines et d’oxyde nitrique (NO) nécessaires à la mise en place d’une forte réponse inflammatoire. De plus, C. canimorsus est capable de contrôler la réponse pro-­‐inflammatoire induite par elle-­‐même ou par d’autres bactéries (Shin, Mally et al., 2007). a. Faible production de cytokines Les bactéries Gram négatif sont caractérisées par une forte induction de la production de cytokines pro-­‐inflammatoires (IL-­‐1 β , IL-­‐6) par rapport aux bactéries Gram-­‐positif, ce qui expliquerait en partie que les infections soient plus aigues et sévères. Néanmoins, C. canimorsus se distingue des autres bactéries Gram négatif par une faible induction de la production de cytokines (Frieling, Mulder et al., 1997). La faible production de cytokines induite par C. canimorsus est observée en culture avec des macrophages murins et des monocytes humains. En effet, des macrophages murins infectés avec 10 souches différentes de C. canimorsus ont montré une libération négligeable du facteur de nécrose tumorale TNF-­‐α et de l’interleukine IL–1a (Shin, Mally et al., 2007). 43 De même, des macrophages infectés avec des souches Cc5 vivantes et tuées par la chaleur (heat-­‐killed=HK) ont libéré une quantité minime d’interleukine pro inflammatoire IL-­‐ 6 et d’interleukine anti-­‐inflammatoire IL-­‐10. La pré-­‐induction des macrophages avec l’interféron IFN-­‐γ (augmente la réceptivité des cellules aux stimuli inflammatoires) ne conduit pas à une libération significative d’IL-­‐1a, IL-­‐6, ou de TNF-­‐α (Nathan, Murray et al., 1983; Shin, Mally et al., 2007). Les mêmes observations sont faites en culture avec des monocytes humains (Shin, Mally et al., 2007). b. Absence de libération de NO Normalement, les macrophages libèrent du NO (activité bactéricide) suite à leur stimulation par le LPS des bactéries Gram négatif. Cependant, l’incubation de certaines souches de C. canimorsus n’entraine pas cette libération de NO par les macrophages (Shin, Mally et al., 2007). De plus, une étude menée par Mally et al. a montré que seulement 6.5% des souches canines empêchent la libération de NO contre 25% des souches issues d’isolats cliniques: cette propriété serait donc plus fréquente chez les souches responsables d’infections humaines (Mally, Paroz et al., 2009). Cette observation est renforcée par le fait que cette propriété n’est pas observée pour C. cynodegmi. Toutefois, cette hypothèse reste fragile, le nombre de souches issues d’infections humaines étant faible au sein de l’étude (8 isolats cliniques) (Mally, Paroz et al., 2009). c. Régulation de la réponse pro-­‐inflammatoire C. canimorsus est capable d’inhiber la réponse pro-­‐inflammatoire induite par d’autres bactéries en antagonisant l’activation du TLR4. En effet, les souches Cc5 vivantes peuvent empêcher la libération de TNF-­‐α et de NO induite par des bactéries Yersinia enterocolitica tuées par la chaleur. C. canimorsus est également capable de réguler le niveau d’expression de molécules clés pour le déclenchement d’une réponse pro-­‐inflammatoire. En effet, les souches Cc5 vivantes peuvent diminuer l’expression de TLR4 et conduire à la déphosphorylation et donc à l’inhibition des MAPK p38 (Mitogen-­‐actived proteine kinase). Les MAPK p38 sont des molécules clés car elles jouent un rôle essentiel pour la production de cytokines, la phagocytose et la régulation de l’expression de CD14, TLR2, et de TLR4 (Shin, Mally et al., 2007). 44 d. Rôle du LPS de C. canimorsus i. Notes introductives Les TLR (Toll Like Receptor) sont une famille de 13 molécules présentes à la surface des cellules reconnaissant des motifs moléculaires associés aux pathogènes (PAMPs). La LETTERS stimulation des TLR active un ensemble de facteurs de transcription nommé NF-­‐ΚB (Nuclear Factor Kappa B) conduisant ensuite à la production de cytokines pro-­‐inflammatoires (Kawai, Akira, 2007; Takeda, 2004; Oeckinghaus, Ghosh, 2009). Les TLR 2, 4 et 5 sont respectivement les récepteurs du peptidoglycane, du lipopolysaccharide (LPS) et de la flagelline (flagelles sis of lipopolysaccharide recognition -2 complex bactériennes) (Kawai, Akira 2007; Lien, Means et al., 2000). Le LPS est présent au niveau de la membrane externe des bactéries Gram négatif. Il est composé du lipide A, du noyau oligosaccharidique (core) et de l’antigène O. Le LPS est reconnu par les molécules TLR4 et MD-­‐2 (Myeloid differenciation factor-­‐2), le MD-­‐2 étant un 1 Ho Min Kimcofacteur essentiel pour l’activation des cellules exprimant le TLR4 (Tissieres, Dunn-­‐Siegrist , Byong-Seok Choi1, Hayyoung Lee3 & Jie-Oh Lee1,2 et al., 2008 ; Shimazu, Akashi et al., 1999). L’association du LPS à ces molécules conduit à la complexe TLR4/MD-­‐2/LPS (Hailman, Lichenstein 7,14,15 derivatives of LPS can abolish their endotoxic potency et .al., ve bacteria is formation a well- d’un The1994). lack Deux of a high-resolution structure is in part responsible incomplete response1. Toll-like complexes TLR4/MD-­‐2/LPS s’associent symétriquement de façon à for former un dimère : le understanding of the basis of receptor specificity and of the activation actor 2 (MD-2) form complexe final est composé de deux molécules de LPS, deux molécules de MD-­‐2 et deux mechanism. We have therefore determined the crystal structure of the ttern’ in structurally molécules d e TLR4, qui seront nommées LR4 (fig 11) (Park, Song et al., 2009). TLR4–MD-2–LPS complexTat 3.1et ÅTLR4* resolution. gand specificity and The receptor multimer is composed of two copies of the TLR4– TLR4–MD-2–LPS MD-2–LPS complex arranged in a symmetrical fashion (Fig. 1a). LPS binding induced mer composed of two nged symmetrically. Dimerization interface a ocket in MD-2 and MD-2 multimer. Five of the TLR4* Primary e the pocket and the interface of MD-2, forming a d phenylalanines of localized structural interface by making F E rison with the strucG MD-2 indicates that D C hosphorylated glucoH I B A TLR4 nt area2,3. This strucMD-2* PS to contribute to interactions with a LR4 and MD-2. The markable versatility b TLR4 TLR4* Central ployed by the TLR nst diverse microbial Figure 11 : Organisation du complexe de reconnaissance du LPS (Park, Song et al., 2009). ng bacteria are an early m to counteract further hock syndrome if the rolled. LPS is a glyconegative bacteria. It is N-term 10 7 45 18 1 1 Le lipide A du LPS est suffisant pour la liaison et la stimulation du TLR4 (Park, Lee, 2013). Les éléments clés pour l’activation du récepteur sont les phosphates présents en position 1 et 4’ (charges négatives) au sein du squelette du lipide A qui établissent des intéractions de charge avec des acides aminés chargés positivement au niveau du domaine LRR (Leucine-­‐Rich Repeat) du TLR4 et du MD-­‐2. Le phosphate 1 est lié à trois protéines du complexe TLR4/TLR4*/MD-­‐2 alors que le phosphate 4’ est lié à 2 protéines : le phosphate 1 semble donc être plus important pour la formation d’un complexe hexamèrique LPS/TLR4/MD-­‐2 stable (Coats, Berezow et al., 2011). ii. Défaut de stimulation du récepteur TLR4 par C. canimorsus Shin et al. ont montré que les macrophages ne déclenchent pas de réponse proinflammatoire car C. canimorsus ne stimule pas le récepteur TLR4 (Shin, Mally et al., 2007). Afin de mettre cela en évidence, Shin et al. ont étudié l’activation du NF-­‐ΚB par C. canimorsus dans des cellules transfectées avec un plasmide d’expression du TLR4. Les résultats ont montré que le TLR4 n’est pas capable d’activer le NF-­‐ΚB en présence de bactéries Cc5 vivantes ou tuées par la chaleur. Etant donné que le LPS de C. canimorsus n’interagit pas avec le TLR4, le lipide A pourrait avoir une structure différente des autres bactéries Gram négatif permettant d’échapper passivement à la réponse inflammatoire (Shin, Mally et al., 2007). iii. Faible endotoxicité du LPS de C. canimorsus Des expériences réalisées par Ittig et al. ont montré que le LPS de C. canimorsus est 100 fois moins endotoxique que le LPS de Escherichia coli 0111 en présence du TLR4 humain (Ittig, Lindner et al,. 2012). La faible endotoxicité du LPS est due à des particularités structurales du lipide A (Ittig, Lindner et al., 2012). En effet, C. canimorsus possède un lipide A penta-­‐acylé typiquement associé à une faible endotoxicité par rapport aux lipides A hexa-­‐ acylés. La faible endotoxicité du lipide A de C. canimorsus serait également due à l’absence de phosphate 4’ et à la neutralisation de la charge négative du phosphate 1 par un groupement éthanolamine (Rietschel, Kirikae et al., 1994 ; Ittig, Lindner et al,. 2012). En réalité, Ittig et al ont montré que le LPS de C. canimorsus nécessite un seuil de concentration élevé pour l’expression de l’endotoxicité : cela pourrait correspondre à une adaptation de C. canimorsus au commensalisme de la flore buccale des animaux domestiques (Ittig, Lindner et al,. 2012). 46 Au cours des infections, cette caractéristique permet l’échappement initial de C. canimorsus à la réponse immunitaire de l’hôte. Puis, à de fortes concentrations, le LPS de C. canimorsus active le TLR4 de façon comparable au LPS de E. coli, ce qui expliquerait le développement de sepsis sévères lorsque le LPS est présent à des concentrations plus élevées (Ittig, Lindner et al,. 2012). 2. Résistance à la destruction médiée par le complément et à la phagocytose a. Résistance à la destruction médiée par le complément i. Notes introductives sur le système du complément Le système du complément est composé de protéines sériques parmi lesquelles on distingue le facteur C3b. Ce facteur participe à la formation d’une C5 convertase qui permet de cliver le facteur C5 en facteurs C5a et C5b. Le facteur C5b est ensuite nécessaire à la formation du complexe d’attaque membranaire (C5bC6C7C8C9, noté CAM) conduisant à la lyse des bactéries par formation de pores membranaires (Mayer, 2015). ii. Résistance au complément La résistance au complément est une propriété commune aux souches de C. canimorsus. En effet, les souches Cc5, Cc11 et Cc12 présentent une résistance à la destruction médiée par le complément. La résistance au complément est probablement due à un manque d’insertion du CAM. En effet, très peu voire aucun complexe C5b-­‐C9 n’a été détecté à la surface de C. canimorsus par cytométrie de flux (Meyer, Shin et al., 2008). b. Résistance à la phagocytose Meyer et al. ont comparé la résistance à la phagocytose de C. canimorsus et de Yersinia enterocolitica utilisée comme souche de référence (Meyer, Shin et al., 2008). Y. enterocolitica présente une résistance permise par un système de sécrétion de type III au rôle anti-­‐phagocytaire (Coburn, Sekirov et al., 2007). Les résultats ont montré que C. canimorsus est autant voire plus résistante à la phagocytose par les phagocytes mononuclés humains que Y. enterocolitica (Meyer, Shin et al., 2008). La résistance à la phagocytose a été confirmée par une analyse par vidéo-­‐microscopie de la culture de C. canimorsus avec des macrophages murins: les résultats ont montré que les bactéries interagissant avec les macrophages ne sont pas internalisées. L’ajout de cytochalasine D, un inhibiteur de la phagocytose, a un faible effet sur la croissance bactérienne ce qui confirme qu’il y a un faible taux de phagocytose (Shin, Mally et al., 2007). 47 L’inhibition de la phagocytose augmente avec la multiplicité d’infection (ratio entre le nombre de bactéries et le nombre de macrophages en culture). En effet, lorsque la multiplicité d’infection augmente (de 1 à 50) lors d’infections de macrophages murins par C. canimorsus, on observe une diminution dose-­‐dépendante de la phagocytose de C. canimorsus par les macrophages (Meyer, Shin et al., 2008). c. Probable implication du LPS de C. canimorsus dans la résistance au complément et à la phagocytose i. Identification du gène impliqué dans la résistance au complément et à la phagocytose Parmi les mutants obtenus par transposition (Tn4351) de la souche Cc5 par l’équipe de Guy Cornelis, le clone Y1C12 présente un taux de survie fortement diminué en culture avec du sérum humain (Meyer, Shin et al., 2008). En revanche, les clones survivent lors de l’inactivation du sérum par la chaleur, ce qui signifie que la destruction est médiée par le complément (anticorps spécifiques de C. canimorsus présents dans le sérum humain activant la voie classique du complément). Meyer et al. ont montré que les mutants Y1C12 sont détruits par le complément car ils autorisent le dépôt de davantage de CAM par rapport aux souches sauvages. Enfin, les clones Y1C12 sont environ deux fois plus sensibles à la phagocytose par les granulocytes humains que les souches sauvages (Meyer, Shin et al., 2008). ii. Altération d’une glycosyltransférase La sensibilité à la phagocytose et à la destruction médiée par le complément des clones Y1C12 résulterait de l’altération d’un gène codant pour une glycosyltransférase. Les glycosyltransférases sont des enzymes impliquées dans la formation de structures polysaccharidiques notamment retrouvées dans le LPS. La structure manquante chez les clones Y1C12 peut être purifiée par les procédures classiques de purification du LPS ce qui indique qu’elle correspond probablement à une structure lipopolysaccharidique. Il existe donc une structure polysaccharidique, correspondant probablement au LPS, qui protège C. canimorsus du dépôt du CAM et de la phagocytose (Meyer, Shin et al., 2008). 48 3. Inhibition de la mort des bactéries phagocytées Une étude réalisée par Meyer et al. montre que les bactéries appartenant à la souche Cc5 sont capables d’inhiber la mort des bactéries Escherichia coli phagocytées par les macrophages (Meyer, Shin et al., 2008). En effet, lors de pré-­‐infection de macrophages murins avec des bactéries Cc5, la phagocytose de E. coli par les macrophages n’est pas modifiée mais le nombre de bactéries tuées par les macrophages diminue lorsque le temps de pré-­‐infection augmente. Cela est dû à la production d’un facteur qui empêche les macrophages de tuer les bactéries phagocytées. Le facteur soluble inhibe également la mort des bactéries C. canimorsus phagocytées. En effet, un prétraitement des macrophages avec le facteur soluble permet de diminuer le nombre de Cc5 tuées d’environ 20% à moins de 5%. Cette propriété n’est pas observée pour toutes les souches de C. canimorsus. Parmi les 10 souches testées, seulement 6 (Cc5, Cc7, Cc9, Cc12, Cc13 et Cc14) sont capables d’empêcher les macrophages murins de tuer E. coli (Meyer, Shin et al., 2008). C. canimorsus est donc adaptée à son biotope grâce à des mécanismes lui permettant de réguler ou d’échapper aux réponses immunitaires de l’hôte (activité antibactérienne de la salive, macrophages résidents au niveau des muqueuses) (Meyer, Shin et al., 2008). Lors d’infections chez l’homme, ces mécanismes permettraient à C. canimorsus de se multiplier jusqu’au développement d’un sepsis sévère. C. canimorsus pourrait également exprimer des facteurs de virulence telles que des cytotoxines qui participeraient à sa pathogénicité au cours des infections. En effet, Fischer et al. ont montré que C. canimorsus présente une cytotoxicité en culture avec des macrophages murins probablement due à la production d’une cytotoxine (Fischer, Weyant et al., 1995). Toutefois, cette cytotoxicité est controversée car elle n’a pas été observée dans une étude de Shin et al. chez les dix souches de C. canimorsus étudiées (Shin, Mally et al., 2007). C. Production de β-­‐lactamases Dans le cas d’infection à C. canimorsus, une antibiothérapie sera mise en place. La sensibilité aux antibiotiques de C. canimorsus sera présentée dans la troisième partie. Quelques résistances aux antibiotiques sont rapportées parmi lesquelles on distingue la production de β-­‐lactamases. 49 1. Les β-­‐lactamases Les β-­‐lactamases sont une famille d'enzymes responsables de la résistance des bactéries vis-­‐à-­‐vis de certains antibiotiques appartenant à la famille des β-­‐lactamines. Chez les bactéries Gram négatif pathogènes, la production de β-­‐lactamases est le principal facteur de résistance aux β-­‐lactamines. Les pénicillines, les céphalosporines et des antibiotiques apparentés (les monobactames et les carbapénèmes) possèdent un élément commun dans leur structure moléculaire, un cycle à quatre atomes, nommé le β-­‐lactame. Les β-­‐lactamases hydrolysent ce cycle, et désactivent ainsi les propriétés antibiotiques de ces molécules (Gupta, 2007; Philippon, 2005). 2. Mise en évidence de la production de β-­‐lactamases chez Capnocytophaga spp. a. Etude de Roscoe et al. Les antibiotiques appartenant à la famille des β-­‐lactamines étaient considérés comme étant efficaces lors d’infections à Capnocytophaga spp. L’efficacité de ces antibiotiques a été remise en cause suite à l’isolement de souches productrices de β-­‐lactamases chez deux patients, nommées Van 1 et Van 2 (Roscoe, Zemcov et al., 1992). Roscoe et al. se sont alors intéressés à la sensibilité aux β-­‐lactamines de 19 souches de Capnocytophaga spp. dont les souches Van 1 et Van 2. La production de β-­‐lactamases par ces souches a été étudiée grâce au test à la nitrocéfine (Roscoe, Zemcov et al., 1992). Le test à la nitrocéfine est le test le plus sensible pour la mise en évidence de la plupart des β-­‐lactamases. C’est un test chromogénique basé sur le changement de couleur de la nitrocéfine lors de l’hydrolyse par des β-­‐lactamases (Livermore, Brown, 2001). Les résultats ont montré que 30% des souches étaient productrices de β-­‐lactamases : il existe donc une part importante de souches productrices de β-­‐lactamases (Roscoe, Zemcov et al., 1992). 3. Pluralité des β-­‐lactamases a. Van 1 et Van 2 Même si les β-­‐lactamases produites par les souches Van 1 et Van 2 présentent des similarités (point isoélectrique, concentration minimale inhibitrice), ces enzymes diffèrent par leurs substrats et par les conditions nécessaires pour extraire les enzymes. Les bactéries appartenant au genre Capnocytophaga produisent donc au minimum deux types différents de β-­‐lactamases (Roscoe, Zemcov et al., 1992). 50 La localisation du gène codant pour ces β-­‐lactamases n’est pas déterminée. L’enzyme issue de la souche Van2 semble être une céphalosporinase de faible efficacité (Roscoe, Zemcov et al., 1992). b. β-­‐lactamase membranaire La production d’une β-­‐lactamase membranaire a été mise en évidence par Foweraker et al. chez la souche IC 5/21, prélevée chez un patient neutropénique. Cette enzyme confère une résistance aux céphalosporines large spectre et aux pénicillines. Foweraker et al. se sont demandés si cette β-­‐lactamase membranaire correspondait à une variation d’une enzyme connue chez une bactérie Gram négatif ou si elle a été acquise à partir d’une bactérie Gram positive. Des études supplémentaires sont nécessaires pour déterminer la localisation du gène (chromosomique ou plasmidique) (Foweraker, Hawkey et al., 1990). 4. Proportion de souches productrices de β-­‐lactamases Dans l’étude réalisée par Roscoe et al. en 1992, la proportion de souches productrices de β-­‐lactamases était de 30% (Roscoe, Zemcov et al., 1992). Dans certains cas, la proportion de souches productrices de β-­‐lactamases peut-­‐être plus élevée. Par exemple, chez des enfants hospitalisés au service d’oncologie pédiatrique de l’hôpital Sud (Rennes, France), la proportions de souches productrices de β-­‐lactamases a été estimé à 70% sur une période de 10 ans (1993–2002) (Jolivet-­‐Gougeon, Tamanai-­‐Shacoori et al. 2005; Jolivet-­‐Gougeon, Sixou et al., 2007). La forte proportion de souches productrices de β-­‐lactamases pourrait résulter de la réalisation de traitements antibiotiques antérieurs avec des β-­‐lactamines conduisant à la sélection de souches productrices de β-­‐lactamases. Cependant, l’émergence de souches résistantes pourrait découler de transfert horizontal des gènes de résistances (Guiney, Hasegawa et al., 1984). 51 5. Inhibiteurs des β-­‐lactamases L'acide clavulanique2, produit naturel par Streptomyces clavuligerus, est un inhibiteur d'un certain nombre de β-­‐lactamases: il est donc parfois administré en association avec des β-­‐lactamines, pour bloquer l'action des enzymes de résistance. Le tazobactam3 est également un inhibiteur puissant de β-­‐lactamases. Il permet notamment d’inhiber les enzymes codées par des plasmides, responsables de la résistance à de nombreuses β-­‐lactamines. Cet inhibiteur est utilisé en association avec la pipéracilline, antibiotique appartenant à la famille des β-­‐lactamines. 2 Les caractéristiques de l’acide clavulanique sont disponibles sur le site du Vidal (dictionnaire des médicaments humains) à l’adresse suivante : URL : http://www.vidal.fr/substances/4375/acide_clavulanique/ 3 Les caractéristiques du tazobactam sont disponibles sur le site du Vidal (dictionnaire des médicaments humains) à l’adresse suivante : URL : https://www.vidal.fr/substances/7022/tazobactam/ 52 3EME PARTIE : CARACTERISTIQUES DES INFECTIONS A C. CANIMORSUS ET C. CYNODEGMI A. Caractéristiques épidémiologiques 1. Prévalence des infections à C. canimorsus et C. cynodegmi La prévalence des infections à C. canimorsus est faible. Dans une étude recensant les cas d’infections survenus au Danemark de 1982 à 1995, la prévalence des infections était de 0,5 cas par million d'habitant et par an (Pers, Gahrn-­‐Hansen et al., 1996). Plus récemment, aux Pays-­‐Bas, la prévalence des infections a été estimée à 0,67 cas par million d’habitant et par an (van Dam, Jansz, 2011). La prévalence des infections à C. cynodegmi n’a pas été chiffrée mais ces infections sont rares par rapport à C. canimorsus (van Dam, Jansz, 2011). Du fait, notamment, de la difficulté d’isolement et d’identification de ces bactéries, il est probable que la prévalence des infections à C. canimorsus et C. cynodegmi soit sous-­‐ estimée (Gaastra, Lipman, 2010). Toutefois, bien que la prévalence des infections à C. canimorsus soit faible, les infections sont souvent graves et rapidement fatales d’où l’importance de la connaissance de cette zoonose (Weese, Fulford, 2011). Les infections rencontrées chez l’homme sont rares par rapport aux forts niveaux de portage de C. canimorsus chez les animaux de compagnie. Le faible taux d’infections à C. canimorsus pourrait être expliqué par une population bactérienne hétérogène composée de souches « communes » qui se comporteraient comme des agents opportunistes et par des agents plus agressifs qui pourraient infecter même les patients non immunodéprimés (Mally, Paroz et al., 2009). La plupart des souches de C. canimorsus rencontrées chez les chiens ne possèderaient donc pas tous les facteurs de virulence présentés dans la partie précédente (2ième partie) (Meyer, Shin et al., 2008). 2. Répartition géographique et Historique Le premier cas clinique dû à un bacille Gram négatif non identifié appartenant probablement au groupe DF-­‐2 a été décrit en 1976 par Bobo et al. (Bobo, Newton, 1976). Depuis 1976, plus de 200 cas d’infections humaines ont été décrits à travers le monde (Gaastra, Lipman, 2010). 53 Les infections à C. canimorsus et C. cynodegmi ont été décrites dans de nombreux pays tels que les Etats-­‐Unis, la France, l’Australie, le Danemark, les Pays-­‐Bas mais elles surviennent probablement dans le monde entier (Blanche, Bloch et al., 1998; O’Rourke, Rothwell, 2011; Pers, Gahrn-­‐Hansen et al., 1996; van Dam, Jansz, 2011; Weese, Fulford, 2011). 3. Modes de transmission Etant données que C. canimorsus et C. cynodegmi appartiennent à la flore buccale des chiens et des chats, la transmission se fait par leur salive (Broughton, Verger et al., 2010). Toutefois, le contact avec un chien ou un chat n’a pas pu être déterminé pour certains cas cliniques (Nadler, Larkin et al., 1996). Il a été estimé que la transmission se fait par morsure dans 54% des cas, par griffure dans 8.5% des cas et par contact étroit avec des animaux dans 27% des cas. Dans 10.5% des cas, l’origine de l’infection est inconnue (Lion, Escande et al., 1996). a. Morsures i. Animaux réservoir Ces agents pathogènes sont majoritairement transmis par morsures de chiens et minoritairement par morsures de chats (Akhaddar, Qamouss et al., 2008; Tuzio, Edwards et al., 2005; Lion, Escande et al., 1996). Les morsures permettent la pénétration tissulaire de C. canimorsus à partir de la cavité buccale de l’animal mordeur (Leclerc, 2007). La transmission n’est pas nécessairement suivie d’une infection (Gaastra, Lipman, 2010). Pour deux cas d’infections à C. canimorsus, une morsure de chauve-­‐souris et une morsure d’araignée ont été rapportées dans l’anamnèse. Cependant, des données supplémentaires sont nécessaires afin de savoir si les chauve-­‐souris et/ou les arthropodes, tels que les araignées ou certains insectes, sont porteurs de la bactérie (van Dam, Jansz, 2011). Ce mode de transmission constitue un véritable risque dans la mesure où des millions de personnes sont mordues chaque année à travers le monde. Il a été évalué qu’un américain sur 2 est mordu au moins une fois dans sa vie et 90% de ces morsures sont provoquées par des chiens et des chats (Angulo, Glaser et al., 1995). 54 ii. Risque particulier des morsures mineures Les morsures mineures peuvent être responsables d’infections sévères: aucune morsure ne doit être considérée comme inoffensive (Morgan, 1994b; Verstraete, 1997; Sacks, Kerr, 2012; O’Rourke, Rothwell, 2011; Leclerc, 2007). Par exemple, une patiente a développé un choc septique à C. canimorsus après une morsure mineure de chien. La morsure se traduisait par une simple ponction cutanée au niveau de l’index (fig 12) (Sacks, Kerr, 2012). Figure 12: Morsure mineure à l’extrémité de l’index d’une patiente ayant conduit à un choc septique à C. canimorsus (Sacks, Kerr, 2012). Le danger des morsures mineures est dû au fait que ces morsures paraissent bénignes. Par conséquent, aucun soin n’est mis en place, ce qui peut conduire au développement d’infections sévères (Angulo, Glaser et al., 1995 ; Shin, Mally et al., 2009) De plus, les morsures mineures peuvent conduire à un diagnostic erroné ou tardif. En effet, les morsures mineures sont rarement mentionnées aux médecins lors de la prise des commémoratifs et de l’anamnèse. Ceci est problématique car cela retarde la mise en place d’un traitement ciblé précoce (Sacks, Kerr, 2012). 55 b. Griffures de chat Des cas d’infections à C. canimorsus ont été décrits suite à des griffures de chats. Les griffes seraient contaminées lors du toilettage. Une autre hypothèse serait que les bactéries coloniseraient la peau des patients entretenant un contact étroit avec des animaux porteurs. Les bactéries seraient ensuite introduites au sein de l’organisme par le biais des griffures (Akhaddar, Qamouss et al., 2008). c. Léchage de plaies par des animaux La transmission de C. canimorsus peut se faire par léchage de plaies par des chiens. Le risque d’infection est présent même lorsque les plaies sont mineures. Des infections sévères peuvent se développer (Jones, Hamilton et al., 2011; Wald, Martinez et al., 2008). Un choc septique ayant rapidement évolué vers la mort a notamment été décrit chez un patient présentant plusieurs coupures et griffures qui avaient été léchées par le chiot du patient (Dudley, Czarnecki et al., 2006). Même si les propriétaires n’autorisent pas leurs animaux à les lécher, tout contact avec leur salive doit être évité, notamment au cours des soins prodigués aux animaux. En effet, un cas de sepsis a été décrit chez un patient splénectomisé présentant des lésions cutanées au niveau des mains. La transmission au patient a eu lieu lors de l’administration d’un antibiotique au fond de la bouche de son chien (Gouin, Veber et al., 2004). d. Contact avec des animaux de compagnie Parfois, seul un simple contact avec un animal de compagnie est rapporté dans l’anamnèse (Levy, Mamizuka et al., 1998; Kok, Wolfhagen et al., 1999). e. Transmission iatrogène Deux cas d’infections probablement iatrogènes ont été décrits. Le premier cas concerne un patient ayant développé une endophtalmie à C. canimorsus à la suite d’une opération de la cataracte. La bactérie n’a pas été isolée à partir de la cavité du chien du patient. Les médecins ont alors évoqué la possibilité que la bactérie ait pu être introduite dans la salle d’opération par l’intermédiaire du personnel médical (Phipps, Tamblyn et al., 2002a). 56 Le second cas correspond à une méningite à C. canimorsus transmise lors de la réalisation d’un myélogramme. La bactérie n’ayant pas été isolée à partir du liquide de contraste, une contamination à partir du personnel médical ou de la patiente a été envisagée. En effet, la patiente, le radiologue et des membres du personnel médical étaient propriétaires de chiens. L’hypothèse la plus probable est que C. canimorsus aurait colonisée la peau de la patiente et aurait été introduite au niveau des méninges lors de la ponction lombaire. Toutefois, le radiologue et les techniciens étant eux-­‐mêmes propriétaires de chiens, une colonisation cutanée, oropharyngée ou une infection du tractus respiratoire d’un membre du personnel médical pourrait être la source de la contamination. Les méningites suite à la réalisation de myélogrammes sont rares et sont principalement dues à des streptocoques. Néanmoins, ce cas illustre la nécessité de suspecter C. canimorsus comme agent étiologique (Risi, Spangler, 2006). f. Transmission professionnelle Une infection oculaire chronique à C. canimorsus a été rapportée chez un vétérinaire. Son oeil avait été touché par une dent cariée lors de son extraction chez un chien présentant une gingivite sévère (de Smet, Chan et al., 1990). g. Transmission par morsure d’insecte C. canimorsus pourrait être transmise par morsure d’insecte. En effet, Tuuminen et al. ont rapporté un cas d’infection à C. canimorsus chez un homme après avoir été mordu par un insecte nommé grand charançon du Pin (Hylobius abietis) (Tuuminen, Viiri et al., 2014). Le grand charançon du pin est un insecte qui ravage les plantations de conifères: le patient était exposé à cet insecte car il travaillait dans une scierie. Le patient n’a pas présenté de contacts direct ou indirect avec des chiens ou des chats, ce qui suggère que cette bactérie a été transmise lors de la morsure par l’insecte (Tuuminen, Viiri et al., 2014) 4. Typologie des patients Les infections à C. canimorsus et C. cynodegmi touchent spécifiquement les personnes d’âge moyen à avancé. L’âge moyen des patients varie de 57.5 ans à 60 ans (Pers, Gahrn-­‐ Hansen et al., 1996; Janda, Graves et al., 2006, van Dam, Jansz, 2011). 57 Les hommes sont majoritairement touchés avec un ratio homme/femme variant de 1,33 à 2,9 (Pers, Gahrn-­‐Hansen et al., 1996; Lion, Escande et al., 1996, Janda, Graves et al., 2006; van Dam, Jansz, 2011). La prépondérance des infections chez l’homme serait due à un plus fort risque de morsures par des chiens des hommes par rapport aux femmes (van Dam, Jansz, 2011). 5. Facteurs de risque a. Possession d’un animal de compagnie Etant donné que la transmission de C. canimorsus et C. cynodegmi se fait par les animaux, la possession d’un animal de compagnie est un facteur de risque (Akhaddar, Qamouss et al., 2008; Gouin, Veber et al., 2004; Wald, Martinez et al., 2008). L’augmentation du nombre d’animaux de compagnie contribuera probablement à l’augmentation de la prévalence des infections à C. canimorsus et à C. cynodegmi dans le futur (Janda, Graves et al., 2006). b. Activités professionnelles Les personnes présentant un contact étroit avec les animaux au sein de leur profession présentent un risque accru d’infections à C. canimorsus et C. cynodegmi. C’est notamment le cas des animaliers, des vétérinaires, des maîtres-­‐chiens ou encore des éleveurs (Gaastra, Lipman, 2010; Mani, Maguire, 2009). c. Age Les infections à C. canimorsus et à C. cynodegmi touchent spécifiquement les personnes d’âge moyen à âgé: la baisse de l’immunité associée au vieillissement est un facteur de risque (Pers, Gahrn-­‐Hansen et al., 1996; Janda, Graves et al., 2006, van Dam, Jansz, 2011; van Dam, Jansz, 2011). L’augmentation de l’espérance de vie participera probablement à une augmentation de ces infections zoonotiques (Mani, Maguire, 2009). d. Prédispositions médicales Les infections à C. canimorsus et C. cynodegmi peuvent être rencontrées chez des personnes saines. En effet, dans une étude recensant les cas de sepsis survenus au Danemark, 28% des patients étaient en bonne santé (Brichacek, Blake et al., 2012; Wimmer, Plamenig et al., 2011; Risi, Spangler, 2006; Bryson, Neilly et al., 2003; O’Rourke, Rothwell, 2011; Verstraete, 1997; Kok, Wolfhagen et al., 1999; Pers, Gahrn-­‐Hansen et al., 1996). 58 Toutefois, de nombreuses affections favorisent une infection à C. canimorsus ou C. cynodegmi dont les principales sont présentées ci-­‐dessous. i. L’alcoolisme Des cas de sepsis, de méningites et d’endocardites ont été décrits chez des patients alcooliques (Levy, Mamizuka et al., 1998 ; Wareham, Michael et al., 2006). L’alcoolisme favorise les infections en altérant l’immunité de l’hôte (immunité cellulaire notamment) (Mani, Maguire, 2009). L’éthylisme chronique conduit à une altération de l’immunité même lorsque le parenchyme hépatique est encore sain (Ruscher, Grandjean et al., 1986). ii. L’hyposplénisme et la splénectomie L’hyposplénisme et la splénectomie sont des facteurs de risque d’infection à C. canimorsus et C. cynodegmi (Christou, 2011; Mani, Maguire 2009). En effet, la rate est un organe lymphoïde secondaire participant à la lutte contre les infections. Les bactéries encapsulées par exemple sont éliminées essentiellement par la rate. L’hyposplénie et la splénectomie exposent donc les patients à un risque infectieux augmenté, en particulier vis-­‐ à-­‐vis des bactéries encapsulées telles que Streptococcus pneumoniae, Haemophilus influenza et Neisseria meningitidis (Di Sabatino, Carsetti et al., 2011; Vinuesa, De Lucas et al., 2001; Wald, Martinez et al., 2008). La pathologie la plus redoutée chez les patients splénectomisés est le syndrome septique post-­‐splénectomie (OPSI), pouvant survenir des dizaines d’années après la splénectomie (Dahyot-­‐Fizelier, Debaene et al., 2013; Band, Gaieski et al., 2011). C. canimorsus doit faire partie du diagnostic différentiel en cas d’OPSI (Wald, Martinez, Moll 2008 ; (Mellor et al. 1997). En effet, même si C. canimorsus n’est pas encapsulée, cette bactérie peut être extrêmement pathogène chez les patients splénectomisés (Morgan, 1994b; Sacks, Kerr, 2012; Sowden, Allworth et al., 1995; Ndon, 1992; Tay, Mills et al., 2012). L’association fréquente d’infections systémiques à C. canimorsus et d’une asplénie suggère que la rate joue un rôle important dans l’élimination de cette bactérie (Stefanopoulos, Tarantzopoulou, 2005). 59 iii. Les maladies immunitaires Les maladies auto-­‐immunes sont associées à des anomalies immunologiques qui favorisent les infections à C. canimorsus (Akhaddar, Qamouss et al., 2008). Des infections ont notamment été rencontrées chez des patients souffrant d’un lupus érythémateux systémique ou d’une affection oculaire auto-­‐immune nommée maladie de Grave (Akhaddar, Qamouss et al., 2008; Janda, Graves et al., 2006). iv. Les maladies endocriniennes Le diabète et l’hyperadrénocorticisme sont des facteurs de risque d’infections à C. canimorsus (Nadler, Larkin et al. 1996; Mani, Maguire, 2009). En effet, les affections endocriniennes sont responsables d’une altération de l’immunité de l’hôte favorisant le développement de C. canimorsus ( Mani, Maguire, 2009; Geerlings, Hoepelman, 1999). v. L’immunodéficience acquise Les personnes atteintes de l’immunodéficience acquise présentent un risque accru d’infection à C. canimorsus. Un cas a été décrit chez une personne présentant une co-­‐ infection HIV/hépatite C (Rougemont, Ratib et al., 2013). vi. Les affections tumorales Les tumeurs malignes sont des facteurs de risque dans la mesure où elles altèrent l’immunité de l’hôte (Mani, Maguire 2009). Des cas ont notamment été décrits chez des patients souffrant d’un lymphome de Hodgkin et d’un cancer de l’ovaire (Janda, Graves et al., 2006). vii. Surcharge en fer Une surcharge en fer sérique est un facteur de risque d’infection à C. canimorsus. En effet, les systèmes bactériostatiques et bactéricides plasmatiques ne sont plus efficaces en cas de surcharge en fer sérique (Bullen, Ward, Rogers 1991). De plus, C. canimorsus nécessite de grandes quantités de fer exogène pour sa croissance. Ainsi, une surcharge en fer sérique pourrait contribuer au développement d’infections sévères chez l’homme. Une surcharge en fer peut être rencontrée lors d’hémochromatose ou de transfusions sanguines répétées (Fischer, Weyant et al., 1995). 60 Un cas d’infection opportuniste a notamment été décrit chez un patient atteint d’un syndrome lymphoprolifératif et d’un syndrome myélodysplasique à l’origine d’une anémie réfractaire ayant conduit à de nombreuses transfusions. Le patient était sous traitement immunosuppresseur mais il ne présentait pas d’autre infection opportuniste. L’infection à C. canimorsus aurait été facilitée par une surcharge en fer sérique à 6000µg/l (v.u : 30-­‐233µg/l) secondaire aux nombreuses transfusions réalisées (Akiyama, Nakamura et al., 1992). B. Caractéristiques des infections à C. canimorsus chez l’homme 1. Durée d’incubation Lors d’infections à C. canimorsus, la durée d’incubation varie de 24 heures à 8 jours (O’Rourke, Rothwell 2011; Pers, Gahrn-­‐Hansen, Frederiksen, 1996). En général, les patients sont rapidement hospitalisés après l’apparition des symptômes. Toutefois, l’hospitalisation peut avoir lieu plusieurs mois après l’inoculation des bactéries car l’infection peut se traduire par des symptômes frustres évoluant pendant plusieurs mois (Hayani, Higginson et al., 2009). Cette longue durée d’incubation peut être un facteur d’orientation diagnostic. En effet, lors de pasteurellose (principale infection développée suite à des morsures de chien), les signes cliniques apparaissent quelques heures après l’inoculation des bactéries. Un temps d’incubation de quelques jours sera donc en faveur d’une infection à C. canimorsus (Leclerc, 2007). Toutefois, lorsque les symptômes apparaissent plusieurs jours après une situation à risque de transmission (morsure de chien par exemple), les patients oublient souvent de la mentionner lors du recueil de l’anamnèse par les médecins. Cela peut donc conduire à une perte d’information et à une suspicion retardée d’infection à C. canimorsus (Gaastra, Lipman, 2010). 2. Signes cliniques lors d’infection à C. canimorsus a. Signes locaux au niveau des plaies de morsure La plaie de morsure peut ne pas présenter d’inflammation (Mellor, Bhandari et al., 1997; Pers, Gahrn-­‐Hansen et al., 1996). Chez un patient ayant développé un choc septique par exemple, la plaie est restée propre sans suintement, inflammation ou adénopathie périphérique régionale (Védy, Mardelle et al., 2008). 61 Toutefois, la plaie de morsure peut présenter une inflammation, une douleur ou un œdème. Une lymphangite et une adénopathie régionale peuvent aussi être associées (Lappin, 2005; Pers, Gahrn-­‐Hansen et al., 1996; Janda, Graves et al., 2006; Blanchard, Boulet et al., 1996; Hawkins, Wilson et al., 2011). b. Symptômes généraux Lors de leur admission à l’hôpital, les patients présentent généralement un ou plusieurs symptômes parmi ceux listés ci-­‐dessous. i. Hyperthermie A l’admission, les patients sont fréquemment en hyperthermie (75% à 85% des cas). L’hyperthermie peut être majeure et atteindre 41°C (Wimmer, Plamenig et al., 2011; Sacks, Kerr, 2012; O’Rourke, Rothwell, 2011 ; Kok, Wolfhagen et al., 1999; Verstraete, 1997; Lappin, 2005 ; Leclerc, 2007; Blanchard, Boulet et al., 1996). Des frissons sont aussi souvent présents (50% des cas) (Pers, Gahrn-­‐Hansen et al., 1996; Janda, Graves et al., 2006). De la sudation et des bouffées de chaleur peuvent également être observées à l’admission (Sowden, Allworth et al., 1995; Risi, Spangler, 2006; Rougemont, Ratib et al., 2013). ii. Symptômes digestifs Des symptômes digestifs sont souvent décrits dans la littérature (Jones, Hamilton et al., 2011; Rougemont, Ratib et al., 2013; Brichacek, Blake et al., 2012; Verstraete, 1997; Sacks, Kerr, 2012). Une douleur abdominale et de la diarrhée sont observées dans 21 à 25 % des cas. Des vomissement sont présents dans 18% des cas (Pers, Gahrn-­‐Hansen et al., 1996; Janda, Graves et al., 2006). Un méléna et une hématémèse peuvent également être rapportés (Védy, Mardelle et al., 2008; Kok, Wolfhagen et al., 1999). Les symptômes digestifs peuvent conduire à un diagnostic retardé ou erroné (Leclerc, 2007). Par exemple, en cas de diarrhée aqueuse, les médecins s’orienteront davantage vers une infection due à des germes entériques invasifs (O’Rourke, Rothwell, 2011; Hayani, Higginson et al., 2009). 62 iii. Manifestations cutanées Les manifestations cutanées sont fréquentes lors d’infections à C. canimorsus. Dans une étude analysant 12 cas d’infections à C. canimorsus, des manifestations cutanées étaient présentes dans 50% des cas (purpura dans 37% des cas, gangrène symétrique dans 15% des cas et érythème maculopapuleux dans 13% des cas). Des pétéchies étaient également souvent observées (Lion, Escande, Burdin 1996). Dans la littérature, des manifestations cutanées sont fréquemment décrites (Pers, Gahrn-­‐Hansen et al., 1996; Jones, Hamilton et al., 2011). Une hémorragie conjonctivale, un purpura pétéchial au niveau du visage, du cuir chevelu et du front ont par exemple été observés chez un patient (fig 13) (Band, Gaieski et al., 2011). Figure 13: Pétéchies et hémorragie conjonctivale chez un patient atteint d’une OPSI due à C. canimorsus (Band, Gaieski et al., 2011). 63 Une patiente a quant à elle présenté des ecchymoses envahissantes (fig 14) (Wald, Martinez et al., 2008). Figure 14: Ecchymoses envahissantes chez une patiente splénectomisée atteinte d’un sepsis sévère à C. canimorsus (Wald, Martinez et al., 2008). iv. Douleurs Les douleurs peuvent se manifester sous forme de myalgies (33% des cas), de maux de tête (18% des cas) ou encore de cervicalgie (Pers, Gahrn-­‐Hansen et al., 1996; Janda, Graves et al., 2006; O’Rourke, Rothwell, 2011). v. Etat de confusion, malaise et état léthargique Un état de confusion intermittent ou permanent est décrit dans 12% des cas (Janda, Graves et al., 2006; Brichacek, Blake et al., 2012; Hawkins, Wilson, McWilliams 2011; Risi, Spangler, 2006). Les malaises sont peu fréquents et rapportés chez moins de 10% des patients (Janda, Graves et al., 2006; Lappin, 2005; Hayani, Higginson et al. 2009; Leclerc 2007). Enfin, un état léthargique peut être présent à l’admission des patients (Risi, Spangler, 2006; O’Rourke, Rothwell, 2011; Hayani, Higginson et al., 2009). 64 vi. Bilan Les symptômes présents à l’admission des patients à l’hôpital ne sont pas spécifiques (Leclerc, 2007). Par conséquent, l’anamnèse devra être prise de façon rigoureuse afin d’orienter le diagnostic vers une infection à C. canimorsus (Dudley, Czarnecki et al., 2006). 3. Modifications biologiques lors d’infections à C. canimorsus Les patients ne présentent pas nécessairement de modifications biologiques. Toutefois, la numération et formule sanguine, les temps de coagulation ainsi que les paramètres biochimiques peuvent être modifiés (Blanchard, Boulet et al., 1996). a. Modifications de la numération et formule sanguine i. Thrombopénie La réalisation d’une numération et formule sanguine chez les patients septicémiques révèle souvent une thrombopénie pouvant être sévère. La thrombopénie peut s’aggraver au cours de l’hospitalisation (Bryson, Neilly et al., 2003; O’Rourke, Rothwell, 2011; Mellor, Bhandari et al., 1997; Band, Gaieski et al., 2011; Cheng, Nack et al., 1999; Hawkins, Wilson et al., 2011). ii. Anémie Une anémie peut être mise en évidence lors de la réalisation d’une numération et formule sanguine (Bryson, Neilly et al., 2003; Kok, Wolfhagen et al., 1999). Une anémie hémolytique microangiopathique pourra être observée dans les cas de purpura fulminans et se traduira par la présence de schizocytes (globules rouges fragmentés) à l’examen du frottis sanguin (Bryson, Neilly et al., 2003). iii. Modifications de la lignée blanche Des cas de leucopénies sont rapportés (Bryson, Neilly et al., 2003). Toutefois, les modifications de la lignée blanche ne permettent pas d’orienter le diagnostic sachant que des cas de leucocytose sont aussi décrits (Wimmer, Plamenig et al., 2011; Kok, Wolfhagen et al., 1999; Band, Gaieski et al., 2011). 65 b. Modifications biochimiques Une augmentation de la protéine C-­‐réactive (CRP), marqueur précoce d’une réponse inflammatoire, est souvent observée lors de la réalisation d’un bilan biochimique (Védy, Mardelle et al., 2008; O’Rourke, Rothwell 2011; Hawkins, Wilson et al., 2011). Une augmentation de la CRP peut ensuite être observée au cours de l’hospitalisation. Par exemple, chez une patiente ayant développé un sepsis sévère, la CRP a augmenté de 38 mg/l à 340 mg/l (v.u. < 5 mg/l) entre l’admission et le lendemain de l’admission. Une augmentation de la CRP est de mauvais pronostic car elle témoigne d’une aggravation de la réponse inflammatoire systémique (O’Rourke, Rothwell, 2011). On peut également observer une augmentation des paramètres rénaux (l’urée et la créatinine) chez des patients présentant une insuffisance rénale secondaire au choc septique (O’Rourke, Rothwell, 2011). Enfin, une diminution du taux de fibrinogène et une augmentation des produits de dégradation de la fibrine peuvent être rapportés lors de coagulation intravasculaire disséminée (Mellor, Bhandari et al., 1997). c. Modifications des temps de coagulation Des coagulopathies sont fréquemment rencontrées lors d’infections systémiques à C. canimorsus. Celles-­‐ci sont révélées par une augmentation des temps de coagulation tels que les temps de prothrombine et de thromboplastine partielle activée (Bryson, Neilly et al., 2003; Mellor, Bhandari et al., 1997; Band, Gaieski et al., 2011; Clark, 1999). d. Caractéristiques du liquide céphalo-­‐rachidien lors de méningite Lors de méningite, des modifications du liquide céphalo-­‐rachidien sont rapportées. Une augmentation du nombre de leucocytes majoritairement constitué de polynucléaires (pourcentage de polynucléaires variant de 58% à 99%) est fréquemment notée lors de méningites à C. canimorsus (Pers, Gahrn-­‐Hansen et al., 1996; Risi, Spangler 2006; Drouet, Smati et al., 2006; Gibou, Kassiotis et al., 2008). Une protéinorachie élevée et une glycorachie basse sont également décrites avec un nombre de protéines allant de 0,62 à 5 g/l (v.u. 0,2g/l) et un taux de glucose pouvant être nul (v.u. 0,45 à 0,8 g/l) (Pers, Gahrn-­‐Hansen et al., 1996; Risi, Spangler 2006; Drouet, Smati et al., 2006). 66 4. Formes cliniques lors d’infections à C. canimorsus Dans une étude analysant les infections à C. canimorsus survenues chez l’homme jusqu’en 1996, l’infection était systémique dans 94% des cas et localisée dans 6% des cas. Les infections localisées étaient donc rares et elles correspondaient à des infections oculaires (Lion, Escande, Burdin 1996). Depuis 1996, des infections localisées touchant d’autres organes ont été décrits (Akhaddar, Qamouss et al., 2008). a. Sepsis et sepsis sévère Le sepsis est la forme clinique la plus fréquemment rencontrée lors d’infections systémiques à C. canimorsus. Lion et al. ont estimé que 97% des infections systémiques correspondent à un sepsis (Lion, Escande et al., 1996). Le sepsis est un syndrome de réponse inflammatoire systémique (SIRS) associé à la présence d’agents infectieux dans la circulation sanguine. Le sepsis évolue ensuite en sepsis sévère suite à la défaillance de un ou plusieurs organes (Levy, Fink et al., 2003). Le sepsis est associé dans 13% des cas à des méningites et dans 11% des cas à des atteintes cardiaques (Levy, Mamizuka et al., 1998; Lion, Escande et al., 1996). Les cas de sepsis sévères ont présenté des complications telles que une coagulation intravasculaire disséminée (CIVD) dans 34% des cas, un choc septique dans 29% des cas, une insuffisance rénale aigue dans 27% des cas et un syndrome de détresse respiratoire dans 17% des cas (Lion, Escande et al., 1996; Wald, Martinez, Moll, 2008). b. Choc septique De nombreux cas de chocs septiques à C. canimorsus ont été décrits dans la littérature (Lion, Escande et al., 1996; Sacks, Kerr 2012; Védy, Mardelle et al., 2008; Mellor, Bhandari et al., 1997; O’Rourke, Rothwell, 2011). Le choc septique correspond à un sepsis sévère compliqué d'une hypotension persistante réfractaire au remplissage vasculaire, nécessitant l’utilisation de substances vasoactives. Chez les patients en état de choc septique, le collapsus cardiovasculaire se traduit par un effondrement de la pression artérielle. Une tachycardie, une acidose métabolique marquée et une tachypnée sont associées à l’hypotension. Une modification du statut mental peut également être associée à l’hypotension (O’Rourke, Rothwell, 2011; Mellor, Bhandari et al., 1997; Védy, Mardelle et al., 2008 ; Band, Gaieski et al., 2011). 67 L’hypotension peut être aggravée par un état de déshydratation important chez des patients présentant des signes digestifs (O’Rourke, Rothwell, 2011). Le choc septique peut être associé à diverses complications également rencontrées lors de sepsis sévère (CIVD, purpura fulminans, insuffisance rénale aigue, défaillance respiratoire aigue) (Band, Gaieski et al., 2011; Védy, Mardelle et al., 2008; Mellor, Bhandari et al., 1997). Le taux de létalité est élevé et est lié aux défaillances organiques, le pronostic dépendant du nombre d'organes atteints (Band, Gaieski et al., 2011). c. Coagulation intravasculaire disséminée et ses formes cliniques i. CIVD Une CIVD est rencontrée dans un tiers des cas de sepsis à C. canimorsus. Ainsi, de nombreux cas de CIVD ont été rapportés dans la littérature (Lion, Escande et al., 1996; Pers, Gahrn-­‐Hansen et al., 1996; Bryson, Neilly et al., 2003; Mellor, bhandari et al., 1997; O’Rourke, Rothwell, 2011, Sowden, Allworth, Davis B 1995). Une CIVD est un syndrome secondaire à l’activation systémique et excessive de la coagulation se traduisant par des anomalies biologiques pouvant être associées à des signes cliniques. Lors de sepsis et de CIVD dus à des bactéries Gram négatif, le LPS et le TNF-­‐α ont un rôle prédominant dans la genèse de la CIVD. En effet, il a été montré expérimentalement que l'injection de LPS induit une sécrétion de TNF-­‐α (van der Poll, Büller et al., 1990). Celui-­‐ci va entraîner l'augmentation de l'expression du facteur tissulaire par les monocytes et par l'endothélium qui conduit à l’activation de la voie extrinsèque de la coagulation. Le LPS peut aussi activer directement la voie intrinsèque de la coagulation. Le TNF-­‐α participe ensuite à l’entretien de la CIVD par divers mécanismes telle qu’une diminution des inhibiteurs de la coagulation (Marret, Samama, 1998). Le TNF-­‐α joue donc un rôle prédominant dans la pathogénèse d’une CIVD. Or, il a été montré que C. canimorsus inhibe la libération de TNF-­‐α (cf. Partie 2. B. d.). Des études supplémentaires sont nécessaires pour déterminer le mécanisme responsable du développement d’une CIVD lors d’infections à C. canimorsus. Le LPS pourrait par exemple intervenir en activant le système de la coagulation par une autre voie que le TNF-­‐α. 68 Concernant les anomalies biologiques, une thrombopénie, une coagulopathie et une diminution de la concentration en fibrinogène sont rencontrées lors de CIVD. Les signes cliniques correspondent à des manifestations hémorragiques ou thrombotiques. Le purpura fulminans est une forme clinique spécifique de CIVD pour laquelle les manifestations thrombotiques prédominent (Sofiene, Hamed, 2003). La présence d’une CIVD chez des patients est de mauvais pronostic. En effet, dans une étude de cas conduite par le laboratoire de référence de Californie, tous les patients ayant développé une CIVD lors d’infections à C. canimorsus sont décédés (Janda, Graves et al., 2006). ii. Purpura fulminans Le purpura fulminans correspond à l'association d'un sepsis sévère, d'une coagulation intravasculaire disséminée et de lésions purpuriques (hémorragies interstitielles cutanées). Le purpura fulminans est souvent associé à un état de choc septique (Mellor, Bhandari et al., 1997; Morgan, 1994b; Bryson, Neilly et al., 2003). A l’admission, il sera possible de mettre en évidence des lésions hémorragiques telles que de l’épistaxis et des pétéchies (O’Rourke, Rothwell, 2011). Le purpura fulminans conduit ensuite à des lésions ischémiques, notamment au niveau des extrémités tels que les doigts, les orteils et le nez (Bryson, Neilly et al., 2003; Tay, Mills et al., 2012; Mellor, Bhandari et al., 1997; Morgan, 1994b). d. Défaillance multiviscérale Comme mentionné ci-­‐dessus, le sepsis sévère et le choc septique sont associés à des défaillances d’organes tels qu’un dysfonctionnement cérébral, une insuffisance rénale aigue ou encore une défaillance respiratoire aigue. i. Dysfonctionnement cérébral Ce dysfonctionnement se traduit par une diminution des capacités cérébrales et par un état comateux des patients. Le dysfonctionnement cérébral serait dû au bas débit systémique. La récupération d’une activité cérébrale est possible (Morgan, 1994b). 69 ii. Insuffisance rénale De nombreux cas d’insuffisance rénale aigue sont rapportés dans la littérature lors de sepsis sévère ou de choc septique à C. canimorsus. L’insuffisance rénale aigue se manifeste par une oligurie ou une anurie. Elle est objectivée lors d’un examen biochimique par une augmentation des paramètres rénaux (Bryson et al. 2003; Mellor, Bhandari et al., 1997; Kok, Wolfhagen et al., 1999; Sowden, Allworth et al., 1995; Leclerc, 2007). L’insuffisance rénale aigue peut être aggravée par une déshydratation secondaire à des symptômes digestifs (O’Rourke, Rothwell 201h1). Enfin, l’insuffisance rénale aigue peut faire partie d’un syndrome hémolytique et urémique. iii. Syndrome de détresse respiratoire Le syndrome de détresse respiratoire aigue est une complication décrite lors de sepsis à C. canimorsus (Sowden, Allworth et al., 1995; Dudley, Czarnecki et al., 2006; Jones, Hamilton et al., 2011). Les patients peuvent développer un syndrome de détresse respiratoire aigue malgré la mise en place d’une oxygénothérapie (Dudley, Czarneckis et al., 2006). e. Microangiopathies thrombotiques Les microangiopathies thrombotiques sont des affections dues à des lésions touchant l’endothélium des petites artérioles et des capillaires artériolaires qui conduisent à la formation de thrombus. Elles regroupent un ensemble de pathologies distinctes caractérisées par l’association d’une anémie hémolytique mécanique, d’une thrombopénie périphérique de consommation, d’une hyperthermie et de défaillances organiques (coppo., 2011; Tobé, Franssen et al., 1999). Deux formes de microangiopathies thrombotiques sont présentées ci-­‐dessous. i. Purpura thrombotique thrombocytopénique Le purpura thrombotique thrombocytopénique (PTT) est une forme grave de microangiopathie thrombotique. Comme mentionné ci-­‐dessus, on observera une thrombopénie périphérique de consommation, une anémie hémolytique (fragmentation des hématies dans les vaisseaux lésés), de l’hyperthermie et un purpura. 70 Des occlusions thrombotiques microvasculaires pourront toucher le cerveau, les reins et d’autres organes et seront ainsi responsables de signes neurologiques centraux ou d’une atteinte rénale par exemple (Droz, Nochy et al., 2000; Kok, Wolfhagen et al., 1999; Brichacek, Blake et al., 2012). Contrairement à une CIVD, les tests de coagulation sont habituellement normaux (Kok, Wolfhagen et al., 1999). Même si beaucoup de PTT sont idiopathiques, des cytotoxines bactériennes peuvent être responsables de PTT. Le principal agent responsable de PTT est Escherichia coli vérotoxique qui produit une toxine Shiga like. Les cytotoxines produites par C. canimorsus pourraient être des agents responsables de PTT (Brichacek, Blake et al., 2012; Kok, Wolfhagen et al., 1999). Toutefois, la production de cytotoxines par C. canimorsus étant contestée, des investigations supplémentaires sont nécessaires pour déterminer la physiopathologie du PTT lors d’infections à C. canimorsus. ii. Syndrome hémolytique et urémique C. canimorsus est responsable d’une autre forme de microangiopathie thrombotique qu’est le syndrome hémolytique et urémique. Il est caractérisé par l’association d’une anémie hémolytique, d’une thrombopénie de consommation et d’une insuffisance rénale (coppo., 2011; Tobé, Franssen et al., 1999). Un cas a notamment été décrit chez un patient mordu par son chien. Ainsi, lorsqu’une insuffisance rénale aigue est associée à un sepsis à C. canimorsus, un syndrome hémolytique et urémique sous-­‐jacent doit être envisagé (Tobé, Franssen et al., 1999). f. Méningite C. canimorsus peut être un agent de méningite. Les méningites à C. canimorsus ne sont pas nécessairement associées à un sepsis (Meyer, Samuelsson et al., 2004; Risi, Spangler, 2006; Drouet et al. 2006; Drouet, Smati et al., 2006Gibou, Kassiotis et al., 2008; Lion, Escande et al., 1996). Les méningites sans sepsis associé sont de bon pronostic: une guérison sans séquelle est obtenue la plupart du temps (Risi, Spangler, 2006; Janda, Graves et al., 2006). En revanche, le pronostic est sombre lorsque les méningites sont associées à des facteurs pronostiques négatifs (sepsis sévère, CIVD) (Janda, Graves et al., 2006). 71 Les méningites dues à C. canimorsus ne sont pas différenciables cliniquement des autres méningites bactériennes (Drouet, Smati et al., 2006). Le tableau clinique peut par exemple orienter vers une méningite à Listeria monocytogenes (Gibou, Kassiotis et al., 2008). g. Affections cardiovasculaires i. Endocardite Les endocardites à C. canimorsus sont peu fréquentes (Hayani, Higginson et al., 2009; Lion, Escande et al., 1996; Sandoe, 2004). Un souffle cardiaque et une hyperthermie, symptômes habituellement rencontrés lors d’endocardite, ne sont pas toujours présents lors d’endocardite à C. canimorsus (Sandoe, 2004; Hayani, Higginson et al., 2009; Wareham, Michael et al., 2006). Dans la littérature, les endocardites touchaient notamment les valves aortique et tricuspide. Des complications telles que des abcès valvulaires para aortique ou un œdème pulmonaire ont été rapportées (Hayani, Higginson et al., 2009; Wareham, Michael et al., 2006; Coutance, Labombarda et al., 2009 ; Nelson, Westfal ,2008). Dans une étude menée par Sandoe sur 12 cas d’endocardites à C. canimorsus, des facteurs de risque cardiaques étaient rapportés dans un tiers des cas. Les patients étaient en en bonne santé dans 42% des cas. Les présentations subaiguës de la maladie étaient fréquentes et 25% des patients sont décédés (Sandoe, 2004). ii. Aortite Un seul cas d’aortite infectieuse à C. canimorsus est survenu chez une patiente présentant une co-­‐infection HIV/hépatite C, qui avait subi un remplacement de la valve aortique et de l’aorte ascendante. L’aortite infectieuse a été mise en évidence grâce à un scanner thoraco-­‐abdominal. Le diagnostic a été confirmé par une hémoculture positive à C. canimorsus (Rougemont, Ratib et al., 2013). iii. Anévrisme mycotique C. canimorsus a été responsable d’un seul cas d’anévrisme mycotique chez un patient après une morsure de chien. La paroi aortique impliquée a été excisée de façon à avoir des parois artérielles macroscopiquement saines. Une coloration de Gram et une mise en culture des tissus réséqués n’ont pas révélé de bactéries. Une analyse moléculaire a ensuite permis de mettre en évidence C. canimorsus (Chu, Howden et al., 2005). 72 Affections de l’appareil locomoteur h. i. Arthrite Des cas d’arthrite ont été décrits comme complication de sepsis à C. canimorsus (Lion, Escande et al., 1996). Les arthrites peuvent aussi être secondaires à des arthroplasties. Celles-­‐ci sont rares et le plus souvent dues à Staphylococcus spp. (Noelle Larson, Razonable et al., 2008). Un cas d’arthrite à C. canimorsus secondaire à une arthroplastie bilatérale des genoux a été décrit. Le patient a été présenté pour une douleur des genoux 5 ans après l’intervention d’arthroplastie. Une culture réalisée à partir du liquide synovial et des tissus en périphérie de la prothèse a permis d’isoler un bacille gram négatif, catalase et oxydase positifs. Un séquençage du gène codant pour l’ARN ribosomique 16S a ensuite permis d’identifier C. canimorsus (Noelle Larson, Razonable, Hanssen 2008). ii. Ostéomyélite C. canimorsus et C. cynodegmi peuvent être responsables d’ostéomyélite (Piau, Arvieux et al., 2013). Par exemple, une ostéomyélite et une spondylodiscite ont été rapportées chez un homme après une morsure de chien. Le patient a ressenti une douleur en région lombaire le cinquième jour d’hospitalisation. Une imagerie par résonnance magnétique a permis de mettre en évidence une ostéomyélite vertébrale en L4-­‐L5 ainsi qu’une discite. Les hémocultures ont été positives pour C. canimorsus. La récupération du patient a été totale (Nelson, Westfal, 2008). i. Infection pulmonaire Une infection pulmonaire a été décrite chez un patient ayant développé un sepsis associé à une méningite. Cependant, C. canimorsus n’a pas été isolé à partir des prélèvements respiratoires (Levy et al. 1998). j. Lésions cutanées ischémiques Comme mentionné précédemment, les manifestations cutanées sont souvent présentes à l’admission des patients. L’évolution de ces atteintes cutanées peut conduire à l’apparition de lésions ischémiques. Une telle évolution a été observée chez une patiente ayant développé un purpura fulminans associé à des pétéchies sur le visage, la poitrine et l’abdomen. Les lésions pétéchiales ont entre autre conduit à une nécrose des extrémités des doigts et des orteils (O’Rourke, Rothwell, 2011). 73 Une gangrène au niveau du nez a également été décrite chez un patient ayant développé un purpura fulminans après avoir été mordu par un chien au niveau de la joue (Morgan, 1994b). Les lésions ischémiques sont également rencontrées lors de PTT (nécrose d’une oreille et de plusieurs doigts chez un patient) (Kok, Wolfhagen et al., 1999). Les lésions ischémiques conduisent souvent à des amputations. Jones et al. précisent que C. canimorsus doit être inclus dans le diagnostic différentiel lors de nécrose cutanée aigue, en particulier chez des patients immunodéprimés et lorsqu’une morsure est rapportée dans l’anamnèse. En effet, une patiente ayant développé un sepsis sévère a présenté initialement un érythème extensif non douloureux au niveau de l’abdomen, des jambes et du visage puis une nécrose cutanée aigue. Les lésions ressemblaient au pyoderma gangrinosum (dermatose neutrophile inflammatoire stérile). Toutefois, les lésions cutanées sont peu douloureuses lors d’infections à C. canimorsus contrairement au pyoderma gangrinosum (Jones, Hamilton et al., 2011). k. Infections oculaires i. Kératite Plusieurs cas de kératites à C. canimorsus sont rapportés dans la littérature. Un vétérinaire a notamment présenté une kératite chronique après lacération de la cornée par une dent de chien. Les bactéries Staphylococcus spp. puis Clostridium perfringens ont été suspectées. Une antibiothérapie locale a été initiée. Toutefois, deux mois plus tard, le patient a présenté une dégradation de la vision avec apparition d’un hypopion au niveau de la chambre antérieure de l’œil. Le traitement a été modifié suite à l’isolement de C. canimorsus, ce qui a permis une amélioration de l’acuité visuelle (de Smet, Chan et al., 1990). Plusieurs infections oculaires ont été transmises par contact avec les animaux de compagnie. Les bactéries sont déposées sur le pelage des chiens et des chats lors de leurs toilettes. Le contact étroit des propriétaires avec leurs animaux domestiques permet ensuite la contamination de l’oeil (Paton, Ormerod et al., 1988). 74 ii. Endophtalmie Une endophtalmie est une infection des tissus oculaires internes. Un patient a présenté une endophtalmie à C. canimorsus suite à une opération de la cataracte. Des prélèvements intraoculaires ont été réalisés et ont permis d’identifier C. canimorsus. Le patient a présenté des séquelles (perte importante de vision) (Phipps, Tamblyn et al., 2002a). l. Ténosynovites Un cas de ténosynovite aigue dû à C. canimorsus ou C. cynodegmi a été rapporté. A l’admission, la patiente présentait une tuméfaction douloureuse de la cheville évoluant depuis 3 semaines. Un abcès sous-­‐cutané est apparu face externe de la cheville quelques jours plus tard. Une bonne évolution a été observée suite à la mise en place d’une antibiothérapie associée à une intervention chirurgicale. Une guérison a été obtenu après 6 mois de traitement (Akhaddar, Qamouss et al., 2008) . m. Granulome intestinal Wimmer et al. recommandent d’inclure Capnocytophaga spp. dans le diagnostic différentiel des maladies granulomateuses du tractus gastro-­‐intestinal. En effet, un cas de granulome duodénal a été décrit chez une patiente. Celle-­‐ci avait été admise à l’hôpital pour des nausées, des vomissements et une douleur abdominale évoluant depuis 5 jours. Une endoscopie digestive et un examen d’imagerie par résonnance magnétique ont révélé une inflammation granulomateuse sévère du duodénum associée à des ulcérations de la muqueuse et des épaississements diffus de la paroi intestinale. Ces lésions évoquaient fortement la maladie de Crohn mais l’histologie de la muqueuse duodénale n’était pas en faveur de cette maladie. Une origine infectieuse a alors été recherchée. Des cultures réalisées à partir de biopsies et de suc gastrique ont permis d’identifier Capnocytophaga spp (Wimmer, Plamenig et al., 2011). n. Chorioamnionite, naissance prématurée et infection néonatale Capnocytophaga spp. est une cause inhabituelle de chorioamnionite, de naissance prématurée et d’infection néonatale. Lopez et al. ont rapporté 5 cas d’infections à Capnocytophaga spp. chez des enfants prématurés (Lopez, Raymond et al., 2010). 75 Parmi ceux-­‐ci, un cas est dû à Capnocytophaga sputigena, bactérie commensale de la cavité orale des humains. Cette bactérie est responsable d’infections chez l’homme après dissémination à partir de la cavité buccale. Ainsi, on peut légitimement concevoir que C. canimorsus puisse être responsable de chorioamnionite, de naissance prématurée et d’infections néonatales lors de la transmission de C. canimorsus à des femmes enceintes (Lopez, Raymond et al., 2010). 5. Caractéristiques nécropsiques Les manifestations cliniques étant pléomorphes, les lésions observées au cours d’un examen nécropsique peuvent être extrêmement variées. Malgré de nombreux cas d’infections à C. canimorsus rapportés dans la littérature et un taux de létalité élevé, peu de patients sont autopsiés. Les lésions observées à l’autopsie ont été décrites chez un patient décédé moins de quatre heures après avoir développé un choc septique. Celui-­‐ci a présenté un état de détresse respiratoire aigue. L’autopsie a alors révélé des poumons congestionnés, des épanchements pleuraux bilatéraux, des pétéchies cutanées disséminées au niveau des jambes et une adénopathie généralisée. Différents prélèvements ont été mis en culture (sang, nœuds lymphatiques, poumons, cerveau, foie) et ont permis d’isoler C. canimorsus. Les infections à C. canimorsus font partie du diagnostic différentiel des infections à Pasteurella multocida. En effet, cette bactérie est transmise par morsure et elle peut aussi être responsable d’un sepsis, d’une CIVD et d’un syndrome de détresse respiratoire aigue (Dudley, Czarnecki et al., 2006). 6. Taux de létalité Lors de sepsis à C. canimorsus, le taux de létalité est de 30% à 33%. Le taux de létalité sera plus faible lors d’infections sans sepsis. En effet, il varie de 5 à 25% selon le type d’infection. Par exemple, les méningites sont de bon pronostic, le taux de létalité est de 5%. En revanche, les endocardites sont de moins bon pronostic et ont un taux de létalité de 25% (Sandoe, 2004 ; Gibou, Kassiotis et al., 2008; Janda, Graves et al., 2006 ; Pers, Gahrn-­‐Hansen et al., 1996 ; Lion, Escande et al., 1996 ). 76 Dans une étude plus récente réalisée aux Pays-­‐Bas (2003-­‐2005), le taux de létalité était seulement de 13%. Ce faible taux de létalité est en contraste avec les taux précédents. Cela serait dû au fait que peu de patients présentaient de facteurs de risques médicaux dans l’étude. Une autre hypothèse pourrait être que les équipements dans les hôpitaux ont été améliorés, étant donnée que cette étude est relativement récente (van Dam, Jansz, 2011). Les cas de létalité sont rencontrés aussi bien chez les personnes immunodéprimées que chez les personnes en bonne santé. Le décès des malades peut survenir très rapidement dans les heures qui suivent l’infection, même chez des personnes immunocompétentes (Lappin, 2005). C. Caractéristiques cliniques des infections à C. cynodegmi 1. Infections rencontrées chez l’homme a. Infections localisées Les infections dues à C. cynodegmi sont le plus souvent localisées contrairement aux infections à C. canimorsus qui sont le plus souvent systémiques. Ainsi, C. cynodegmi est considérée comme étant moins pathogène que C. canimorsus (Fischer, Weyant et al., 1995). La rareté des cas rapportés pourrait notamment être due à la difficulté à cultiver et à identifier cette bactérie (Pers, Gahrn-­‐Hansen et al., 2007 ; Brenner, Hollis et al., 1989). b. Infections systémiques C. cynodegmi est rarement responsable d’infections systémiques. Un cas de péritonite primitive a néanmoins été décrit chez un patient atteint d’une insuffisance rénale terminale traitée par dialyse péritonéale. Le patient a été admis aux urgences pour une fièvre et une douleur abdominale aigue. Des examens sanguins ont révélé un profil inflammatoire (augmentation de la CRP et leucocytose). Des bacilles Gram négatif ont été isolés à partir du liquide péritonéal et du sang prélevés respectivement 5 et 7 jours après l’admission du patient. La mise en place d’une antibiothérapie par voie systémique (céfuroxime, gentamicine, métronidazole) a permis une guérison rapide du patient. Celui-­‐ci a probablement été infecté par contamination de son cathéter de dialyse par les sécrétions du chat de son voisin (Pers, Gahrn-­‐Hansen et al., 2007). Toutefois, la contamination par ce chat est remise en question car le patient n’avait pas de contact proche avec le chat (Broughton, Verger et al., 2010). 77 Un autre cas d’infection systémique a été observé chez un homme mordu par un chien errant. La plaie a été nettoyée après la morsure. Le patient a néanmoins présenté une hyperthermie, des expectorations purulentes et des douleurs au niveau des jambes. A l’admission, le patient était parasthénique, polypnéique, hypotendu avec des signes d’infection pulmonaire. Il présentait également une cellulite au niveau de la cheville et au tiers inférieur de la jambe gauche avec des sécrétions purulentes au niveau de la plaie de morsure ainsi qu’une adénopathie régionale (Sarma, Mohanty, 2001). D. Caractéristiques des infections à C. canimorsus et C. cynodegmi chez les animaux 1. Chez les chiens a. Infection à C. canimorsus Une infection à C. canimorsus s’est développée chez un chien après une morsure de chien au niveau de la tête. Des prélèvements ont été réalisés à partir de la plaie de morsure infectée. L’infection était polymicrobienne, C. canimorsus ayant été isolée avec d’autres bactéries en milieu de culture (Meyers, Schoeman et al., 2008). b. Infection à C. cynodegmi Une infection à C. cynodegmi a été décrite par Workman et al. chez un rottweiler de 4 ans (Workman, Bailiff et al., 2008). Le chien a initialement présenté une détresse respiratoire et une bronchite sévère. Le patient a été placé sous antibiothérapie et corticothérapie. Il a été admis 6 mois plus tard pour de nouveaux épisodes de dyspnée. Une lobectomie des lobes droits moyen et caudal et du lobe accessoire a été réalisée. Un corps étranger d’origine végétale localisé au sein d’un abcès était présent dans le lobe accessoire. Une analyse cytologique réalisée à partir du liquide bronchique et du pus a permis de mettre en évidence des neutrophiles dégénérés avec un grand nombre de bactéries en forme de baguette en position intracellulaire mais aussi extracellulaire (fig 15). 78 Figure 15: Examen cytologique révélant de nombreuses bactéries fines en forme de bâtonnet au sein du liquide bronchique et du pus chez un chien souffrant d’une bronchite sévère à C. cynodegmi (Workman, Bailiff et al., 2008) Des cultures réalisées à partir de biopsies pulmonaires et un séquençage du gène codant pour l’ARN ribosomique 16S ont permis d’isoler et d’identifier C. cynodegmi. Les bactéries provenaient probablement de la cavité orale du chien. Elles auraient été transportées jusqu’aux poumons par l’intermédiaire du corps étranger. Le chien présentait des facteurs de risque tels que une immunosuppression secondaire à une corticothérapie prolongée ainsi qu’une altération des mécanismes de défense respiratoires (bronchites et de bronchiectasies chroniques) (Workman, Bailiff et al., 2008). 2. Chez les chats Un chat a présenté une rhinite et une sinusite chroniques à Capnocytophaga spp.. La souche isolée était très proche de C. canimorsus et C. cynodegmi. En effet, un séquençage du gène codant pour l’ARN ribosomique 16S à montrer une correspondance de 97% avec les séquences de C. canimorsus et C. cynodegmi (Frey, Pressler et al., 2003). 79 Un autre cas d’infection à C. cynodegmi a été rapporté chez un chat de 10 ans atteint d’un carcinome pulmonaire. Une bronchoscopie a été réalisée et C. cynodegmi a été isolée à partir du liquide de lavage. Le patient était immunosupprimé à cause de son carcinome pulmonaire donc l’infection à C. cynodegmi est probablement opportuniste. La bactérie provenait probablement de la flore buccale du chat (Forman, Johnson et al., 2005). 3. Chez les lapins a. Cas clinique Une infection à C. canimorsus a été observée chez un lapin domestique de 2 ans suite à une morsure de chien au niveau de la tête. Le lapin a été emmené chez un vétérinaire deux jours après la morsure car la plaie était suintante (fig 16). Figure 16: Infection à C. canimorsus chez un lapin mordu à la tête par un chien (Gaastra, Lipman, 2010) Un écouvillonnage réalisé au niveau de l’abcès a permis d’identifier Capnocytophaga spp. par identification biochimique après isolement des bactéries en culture. Une analyse moléculaire a ensuite permis d’identifier C. canimorsus. Un curetage chirurgical de l’abcès et une antibiothérapie par voie orale à base de doxycycline ont conduit à la guérison complète (van Duijkeren, van Mourik et al., 2006). 80 b. Infection expérimentale Une infection expérimentale à C. canimorsus a été réalisée chez des lapins. Lorsque l’inoculum bactérien a été administré par voie intraveineuse, tous les lapins ont développé un sepsis et sont morts en 24 heures. En revanche, lorsque l’inoculum a été administré par voies intrapéritonéale, intramusculaire ou sous-­‐cutanée, certains lapins ont survécu plus de 24 heures et ont présenté une CIVD, une thrombopénie, et une augmentation des temps de prothrombine et de thromboplastine partielle activée. Une hypotension, une diathèse hémorragique, une défaillance rénale, des lésions purpuriques, des pétéchies et une gangrène cutanée ont également été rapportées. Les caractéristiques cliniques et biologiques des infections à C. canimorsus réalisées expérimentalement chez des lapins sont similaires à celles observées chez l’homme (Piccininno, Palliola et al., 1984). 4. Rareté des infections chez les animaux Les infections sont rares chez les animaux par rapport aux infections humaines. Une première explication pourrait être due à un défaut d’isolement de C. canimorsus étant donnée sa croissance lente et fastidieuse en culture (van Duijkeren, van Mourik et al., 2006). De plus, les infections suite aux morsures de chien sont souvent polymicrobiennes. Elles associent des bactéries appartenant à la flore cutanée de la personne mordue et des bactéries provenant de la salive de l’animal mordeur. Ainsi, C. canimorsus pourrait ne pas présenter de croissance et/ou son identification pourrait être difficile lors d’infections mixtes (Murphy, 2008). Les causes présentées précédemment permettent d’expliquer que les infections sont sous-­‐estimées aussi bien chez l’homme que chez l’animal. Les infections sont probablement encore plus sous-­‐estimées chez l’animal. En effet, lors d’infections chez les animaux, ces derniers ne sont pas toujours présentés à un vétérinaire et des prélèvements sont rarement réalisés pour identifier l’agent étiologique. De plus, l’homme pourrait être un hôte plus sensible à l’infection par C. canimorsus expliquant que l’on ne décrive ces infections quasi-­‐ exclusivement que chez l’homme (van Duijkeren, van Mourik et al., 2006; Gaastra, Lipman 2010). 81 E. Les moyens de prophylaxie 1. Traitement local Toute morsure doit être considérée comme potentiellement dangereuse. Les plaies de morsure doivent donc être correctement nettoyées et une prophylaxie adaptée devra être mise en place (Mellor, Bhandari et al., 1997). Chez des personnes présentant des morsures ou des griffures, le traitement consiste tout d’abord en la réalisation de soins locaux. Les soins locaux devraient toujours être associés à une surveillance médicale et éventuellement à une antibiothérapie préventive dans la mesure où la réalisation de soins locaux n’empêche pas le développement d’une infection systémique. Un patient a notamment développé un syndrome fébrile et une endocardite après avoir été mordu par son chien et ce malgré avoir nettoyé et protégé la plaie de morsure par un pansement. Le patient n’a par ailleurs pas consulté de médecin ni réalisé une antibiothérapie préventive. La plaie était entièrement cicatrisée à l’admission à l’hôpital (Wareham, Michael et al., 2006). Inversement, dans le cas où une antibiothérapie est mise en place, des soins locaux doivent toujours être réalisés. La mise en place d’une antibiothérapie ne dispense de la réalisation d’un nettoyage et d’une désinfection de la plaie (Gaastra, Lipman, 2010). La désinfection d’une plaie de morsure doit également être immédiate après la morsure. En effet, un cas de sepsis a été rapporté chez un patient après une morsure de chien survenue 5 jours auparavant, la plaie n’ayant été désinfectée que 48 heures après la morsure (Quilichini, Zanlucca et al., 1998). 2. Antibiothérapie Le traitement nécessite la mise en place d’une antibiothérapie par voie parentérale dans la majorité des cas. Dans le cas d’infections systémiques, la sévérité des infections et le taux de létalité élevé nécessitent la mise en place d’une antibiothérapie précoce (Bryson, Neilly et al., 2003). Afin de mettre en place une antibiothérapie précoce et ciblée, les commémoratifs et l’anamnèse seront indispensables pour suspecter une infection à C. canimorsus ou C. cynodegmi. En effet, les bactéries appartenant au genre Capnocytophaga possédant une croissance lente et difficile, ces agents pathogènes devront être suspectés avant que ces bactéries soient isolées en culture (Mellor, Bhandari et al., 1997). 82 L’antibiothérapie pourrait également être mise en place de façon préventive lors de situations à risque de transmission de Capnocytophaga spp., telle que des morsures, chez des patients présentant des facteurs de risque (Sacks, Kerr, 2012). Nous allons présenter ci-­‐dessous l’activité des différentes familles d’antibiotiques vis-­‐ à-­‐vis de Capnocytophaga spp. a. Outils d’études de l’activité des antibiotiques Afin d’évaluer la sensibilité in vitro d’une bactérie à un antibiotique, la concentration minimale inhibitrice (CMI) pourra être évaluée. La CMI correspond à la plus petite concentration d'antibiotique inhibant la croissance d'une souche bactérienne après 16 à 24 heures de culture à 37°C. Un antibiotique est considéré comme étant résistant si la CMI est supérieure aux concentrations administrées en antibiothérapie (in vivo). Au contraire, un antibiotique est considéré comme étant sensible si la CMI est fortement inférieure aux concentrations in vivo. Enfin, si les valeurs de la CMI et de la concentration in vivo sont proches, la souche sera qualifiée d’intermédiaire vis-­‐à-­‐vis de l’antibiotique. La CMI caractérise l'effet bactériostatique d'un antibiotique. Un autre outil permettant d’étudier la bactéricidie des souches est la concentration minimale bactéricide (CMB). La CMB correspond à la plus petite concentration d'antibiotique permettant de réduire par 1000 l'inoculum initial après 16 à 24 heures d’incubation à 37°C. Pour qu’un antibiotique soit bactéricide, il faut que les valeurs des CMB et CMI soient proches (Darbas, 2007). Enfin, le ratio CMB/CMI permet de caractériser l’activité d’un antibiotique par rapport à une bactérie donnée. Si le ratio CMB/CMI est inférieur ou égal à 4, alors l’antibiotique est bactéricide. Si le ratio CMB/CMI est compris entre 4 et 32, alors l’antibiotique est bactériostatique. Enfin, si le ratio CMB/CMI est strictement supérieur à 32, la bactérie est tolérante à l’antibiotique (Forlenza, Newman et al., 1981). b. Famille des β-­‐lactamines Capnocytophaga spp. est habituellement sensible aux céphalosporines à large spectre et lors de l’association d’une β-­‐lactamine avec un inhibiteur des β-­‐lactamases (amoxicilline/acide clavulanique, pipéracilline/tazobactam) (Lappin, 2005; Roscoe, Zemcov et al., 1992; Jolivet-­‐Gougeon, Sixou et al., 2007; Pers, Tvedegaard et al., 2007; Arlet, Sanson-­‐Le Pors et al., 1987). 83 Capnocytophaga spp. est également sensible aux antibiotiques appartenant à la classe des carbapénèmes tels que le méropénème ou l’imipénème/cilastine (inhibiteur de l’enzyme déshydropeptidase-­‐I dégradant l’imipénème) (Akhaddar, Qamouss et al., 2008; Pers, Tvedegaard et al., 2007; O’Rourke, Rothwell, 2011; Arlet, Sanson-­‐Le Pors et al., 1987; Arlet, Sanson-­‐Le Pors et al., 1987). En revanche, Capnocytophaga spp. présente une sensibilité variable pour certaines β-­‐ lactamines. En effet, les pénicillines et les céphalosporines de première et deuxième génération ne sont pas toujours efficaces (Roscoe, Zemcov et al., 1992; Jolivet-­‐Gougeon, Sixou et al., 2007). Parmi les céphalosporines de deuxième génération par exemple, la céfoxitine est efficace contre Capnocytophaga spp. mais pas le céfamandole (Sutter, Pyeatt et al., 1981 ; Arlet, Sanson-­‐Le Pors et al., 1987 ; Forlenza, Newman et al., 1981). L’activité variable de certaines β-­‐lactamines est à relier à la production de β-­‐lactamases par certaines souches de Capnocytophaga spp. (cf. Partie 2. C.) Enfin, Capnocytophaga spp. est résistant à l’aztréonam, antibiotique appartenant à la classe des monobactames (Leclerc, 2007). Lorsque les souches sont sensibles aux pénicillines, il faudra privilégier ces antibiotiques. En effet, Forlenza et al. ont étudié les CMB et CMI d’antibiotiques vis-­‐à-­‐vis de 13 souches et les résultats ont révélé que la pénicilline, l’ampicilline et la carbénicilline (pénicilline à large spectre) sont les antibiotiques les plus efficaces lors d’infections à Capnocytophaga spp. : ces antibiotiques sont bactéricides pour 90% des souches à des concentrations inférieures ou égales à 1 μg/ml (Forlenza, Newman et al., 1981). Toutefois, chez des patients présentant une allergie aux pénicillines, d’autres molécules pourront être utilisées. Chez une patiente ayant développé un choc septique à C. canimorsus suite à une morsure de chien, un traitement antibiotique associant la pipéracilline et la ciprofloxacine (famille des fluoroquinolones) a été initié. La patiente a guéri de façon surprenante. Un relais avec de la clindamycine par voie orale a été réalisé au domicile de la patiente (Sacks, Kerr, 2012). c. Famille des quinolones La sensibilité de Capnocytophaga spp. aux quinolones est variable (Jolivet-­‐Gougeon, Sixou et al., 2007). En effet, de nombreuses études ont montré que ces bactéries sont sensibles aux quinolones (Roscoe, Zemcov et al., 1992). 84 Toutefois, des cas de résistances à certaines quinolones ont été rapportés (acide nalidixique par exemple, quinolone de 1ère génération) (Sutter, Pyeatt et al., 1981). En revanche, les fluoroquinolones sont habituellement efficaces contre Capnocytophaga spp. (Arlet, Sanson-­‐Le Pors et al., 1987; Akhaddar, Qamouss et al., 2008). d. Famille des tétracyclines De nombreuses études ont révélé que Capnocytophaga spp. est sensible aux tétracyclines (Jolivet-­‐Gougeon, Sixou et al., 2007; Akhaddar, Qamouss et al., 2008; Pers, Tvedegaard et al., 2007; Sutter, Pyeatt, Kwok 1981). Forlenza et al. ont montré que les tétracyclines ont un ratio CMB/CMI inférieur à 4: les tétracyclines sont donc bactéricides vis-­‐à-­‐vis de Capnocytophaga spp. (Forlenza, Newman et al., 1981). e. Famille des macrolides Capnocytophaga spp. est sensible à l’érythromycine (Leclerc, 2007; Sutter, Pyeatt et al., 1981). Une évaluation des CMB et CMI réalisée par Forlenza et al. a permis de montrer que l’érythromycine est bactéricide. Il figure parmi les antibiotiques de choix avec les pénicillines lors d’infections à Capnocytophaga spp. (Forlenza, Newman et al., 1981). Toutefois, la sensibilité à l’érythromycine pourrait être variable. En effet, une souche de C. cynodegmi serait résistante à l’érythromycine (Pers, Tvedegaard et al., 2007; Jolivet-­‐ Gougeon, Sixou et al., 2007). f. Famille des aminosides Capnocytophaga spp. possède une résistante naturelle aux aminosides (Leclerc, 2007; Forlenza, Newman et al., 1981; Sutter, Pyeatt et al., 1981). La mise en place d’un traitement constitué de gentamicine chez un patient septicémique n’a pas montré d’effet thérapeutique (Pers, Tvedegaard et al., 2007). g. Famille des lincosamides La clindamycine est classiquement sensible à Capnocytophaga spp. (Akhaddar, Qamouss et al., 2008; Roscoe, Zemcov et al., 1992; Jolivet-­‐Gougeon, Sixou et al., 2007; Leclerc, 2007; Sutter, Pyeatt et al., 1981). Forlenza et al. ont montré que la clindamycine est un antibiotique de choix lors d’infections à Capnocytophaga spp. (Forlenza, Newman et al., 1981). 85 h. Famille des phénicolés Capnocytophaga spp. est sensible au chloramphénicol (Jolivet-­‐Gougeon, Sixou et al., 2007; Roscoe, Zemcov et al., 1992; Leclerc, 2007; Sutter, Pyeatt et al., 1981). Forlenza et al. ont montré que le chloramphénicol est bactéricide mais cet antibiotique est interdit en France depuis 1994 (Forlenza, Newman et al., 1981). i. Famille des sulfamides et triméthoprime Capnocytophaga spp. possède une résistance naturelle au triméthoprime (Jolivet-­‐ Gougeon, Sixou et al., 2007; Leclerc, 2007). j. Famille des nitro-­‐5-­‐imidazolés La sensibilité au métronidazole est variable (Jolivet-­‐Gougeon, Sixou et al., 2007). En effet, certains auteurs rapportent que Capnocytophaga spp. possède une résistante naturelle au métronidazole (Leclerc, 2007). En revanche, une étude de la sensibilité in vitro de 27 souches appartenant au genre Capnocytophaga menée par Sutter et al. a révélé que la plupart des souches sont sensibles au métronidazole (Sutter, Pyeatt et al., 1981). k. Famille des glycopeptides La sensibilité de Capnocytophaga spp. varie en fonction des souches pour la vancomycine et la bacitracine (Jolivet-­‐Gougeon et al. 2007; Sutter, Pyeatt et al., 1981). l. Famille des polypeptides La plupart des souches sont résistantes à la polymyxine et à la colistine (Jolivet-­‐ Gougeon, Sixou et al., 2007). Une étude de la sensibilité in vitro de 27 souches appartenant au genre Capnocytophaga spp. réalisée par Sutter et al. a montré que toutes les souches étaient résistantes à la colistine (Sutter, Pyeatt et al., 1981). m. Antibiotiques locaux Capnocytophaga spp. est habituellement sensible à la rifamycine (famille des ansamycines) : cet antibiotique peut être utilisé pour le traitement des kératites à Capnocytophaga spp. (Akhaddar, Qamouss et al., 2008 ; Pers, Tvedegaard et al., 2007). La plupart des souches sont résistantes à l’acide fusidique (Leclerc, 2007). 86 n. Bilan Capnocytophaga spp. est généralement sensible à des antibiotiques facilement accessibles (Leclerc, 2007). La faible occurrence de ces infections pourrait donc en partie résulter de la sensibilité de ces bactéries aux antibiotiques habituellement prescrits en prophylaxie lors de morsures (Blanchard, Boulet et al., 1996). 3. Chirurgie Des interventions chirurgicales font parfois partie du traitement. Des amputations seront notamment nécessaires lors de nécroses ischémiques des extrémités secondaires à une CIVD ou à un purpura fulminans (Bryson, Neilly et al., 2003; Mellor, Bhandari et al., 1997). Des cas de nécroses des doigts, du nez, des orteils, ou des jambes ont été décrits (Morgan, 1994b; Bryson, Neilly et al., 2003; O’Rourke, Rothwell, 2011). Une amputation de l’extrémité des orteils a notamment été réalisée chez une patiente ayant présenté une nécrose des extrémités (O’Rourke, Rothwell, 2011). Les amputations pourront être majeures lorsque les lésions sont étendues : une amputation de six doigts et de deux jambes à leur tiers moyen a été réalisée chez un patient atteint d’un choc septique à C. canimorsus associé à un purpura fulminans (Védy, Mardelle et al., 2008). 4. Soins intensifs Chez des patients en état de choc septique, le recours à des soins intensifs est nécessaire. La prise en charge dépendra des formes cliniques et des modifications biologiques présentées par le patient. Lors de détresse respiratoire par exemple, les patients pourront être placés sous ventilation assistée (Mellor, Bhandari et al., 1997; Band, Gaieski et al., 2011). Une fluidothérapie associant des cristalloïdes et éventuellement des colloïdes pourra être mise en place pour lutter contre l’hypotension (O’Rourke, Rothwell 2011; Band, Gaieski et al., 2011). 5. Prophylaxie défensive Le respect des mesures d’hygiène basique est fondamental pour la prévention des infections à C. canimorsus et C. cynodegmi. Pers et al. rappellent par exemple la nécessité de se laver les mains après avoir caressé un animal. Ces mesures d’hygiène doivent être respectées encore plus rigoureusement par les personnes immunodéprimées (Pers, Gahrn-­‐ Hansen et al., 2007). 87 Ainsi, afin de diminuer les risques, des recommandations ont été établies par différents auteurs et par différentes organisations telles que l’association américaine de médecine vétérinaire (AVMA) ou le CDC (Elad, 2013; Steele, 2008). Une antibioprophylaxie pourra également être mise en place dans le cas de situations à risque. Dans le cas de morsures notamment, l’utilisation d’une association amoxicilline/acide clavulanique est un choix judicieux car il permet une protection vis a vis des germes transmis par morsure (Morgan, 1994b). Dans plusieurs pays, un traitement antibiotique systémique est recommandé pour tous les patients après une morsure de chien, y compris chez les personnes immunocompétentes (Gaastra, Lipman, 2010). En France, l’antibiothérapie n’est pas systématique et est réservée aux personnes immunodéprimées. Enfin, un moyen de prophylaxie pourrait consister à dépister C. canimorsus chez les chiens dans les foyers d’individus à haut risque. L’objectif serait de traiter les animaux porteurs de C. canimorsus. Toutefois, sachant qu’il existe une forte proportion de chiens positifs à C. canimorsus testés par PCR, il est fortement probable que les chiens dans les foyers à haut risque seront positifs. Ainsi, l’utilité du traitement des animaux porteurs est incertaine dans la mesure où les chiens peuvent être à nouveau colonisés par C. canimorsus après un contact avec d’autres chiens porteurs sains (Gaastra, Lipman 2010). Aucun vaccin n’est disponible pour la prévention des infections à C. canimorsus et C. cynodegmi. La mise au point d’un vaccin pourrait constituer un moyen de prévention efficace. F. Rôle des partenaires de santé dans la prévention et le diagnostic des infections à C. canimorsus et C. cynodegmi 1. La possession d’un animal de compagnie : un facteur de risque ? La possession d’un animal de compagnie procure de nombreux bénéfices aux propriétaires aussi bien psychologiques (réduction du stress, augmentation des contacts entre humains, contribution au bien-­‐être) que physiques (augmentation de l’activité quotidienne) (O’Haire, 2010; Serpell, 1991). La possession d’un animal de compagnie aurait également des effets bénéfiques sur des troubles de santé mineurs (maux de tète, fatigue générale,…) voire majeures (prévention de maladies cardio-­‐vasculaires) (Serpell, 1991). 88 Toutefois, la possession d’un animal de compagnie constitue un véritable facteur de risque d’infections à C. canimorsus et à C. cynodegmi. Le risque de développer une infection est particulièrement élevé chez les personnes immunodéprimées. Or, des milliers de personnes sont immunodéprimées en France et il est estimé que 30 à 40% de ces personnes possèdent un animal de compagnie (Angulo, Glaser et al., 1995). Ainsi, la question du rapport bénéfice/risque chez ces personnes possédant des animaux est soulevée (Elad, 2013). La collaboration entre le propriétaire, le médecin et le vétérinaire est fondamentale pour évaluer le risque potentiel associé aux animaux de compagnie. Les partenaires de santé doivent jouer un véritable rôle d’information dans la mesure où les propriétaires ont une image positive de leurs animaux et ont des difficultés à voir leur animal comme un danger pour leur santé (Steele, 2008). Un manque de communication entre ces trois acteurs résultera souvent en une mauvaise information du propriétaire et à des recommandations injustifiées d’abandon de l’animal (Angulo, Glaser et al., 1995). 2. Rôle insuffisant dans la prévention des zoonoses des professionnels de santé Actuellement, les vétérinaires et les médecins jouent un rôle insuffisant dans la prévention des affections zoonotiques. Ceci a été montré par une étude réalisée aux Etats-­‐ Unis par Grant et al. à partir des résultats de questionnaires envoyés à des vétérinaires et à des médecins portant sur les risques et la prévention des zoonoses chez les patients immunodéprimés (Grant, Olsen,1999). Les résultats des questionnaires ont montré que les vétérinaires et les médecins jouent un rôle insuffisant pour la prévention des zoonoses car ils ne maîtrisent pas suffisamment les modes de transmission, de prévention et les risques associés aux agents zoonotiques. Cela est également dû à un manque de communication des vétérinaires et des médecins à propos des zoonoses avec leurs patients. De cette étude, il apparaît que les médecins pensent que la prévention des zoonoses correspond davantage au rôle des vétérinaires (Grant, Olsen,1999). 89 3. Rôle fondamental des partenaires de santé Les partenaires de santé impliqués dans la gestion des infections à C. canimorsus et à C. cynodegmi sont les vétérinaires, les médecins, et les laboratoires de microbiologie (Grant, Olsen ,1999; Angulo, Glaser et al., 1995). Ces différents acteurs doivent agir de façon conjointe de façon à former un réseau de santé efficace. Pour cela, les vétérinaires et les médecins doivent se familiariser davantage avec les maladies zoonotiques afin de maîtriser les caractéristiques épidémiologiques de ces maladies, les modalités de mise en évidence des agents étiologiques ainsi que les formes cliniques rencontrées chez l’homme et chez l’animal (Tuzio, Edwards et al., 2005). Le vétérinaire et les médecins de famille doivent être capables d’informer les propriétaires des conditions à risque de transmission de la bactérie ainsi que des signes cliniques qui doivent alerter le propriétaire. Ils devront également informer les propriétaires des facteurs prédisposant une infection à Capnocytophaga spp.. Très peu de vétérinaires et de médecins interrogent les propriétaires pour savoir s’il y a des personnes immunodéprimées au sein de leur famille alors que cela devrait être une question systématique (Angulo, Glaser et al., 1995). Dans le cas où le propriétaire informe le vétérinaire ou le médecin de facteurs de risque d’infection à C. canimorsus, les vétérinaires et les médecins devront soulever les bénéfices et les risques de la possession d’un animal de compagnie. Les vétérinaires et les médecins devront donner des conseils aux propriétaires pour la gestion de leur animal lors de la vie quotidienne (Tuzio, Edwards et al., 2005). Ensuite, les vétérinaires et les médecins doivent être capables de renseigner les laboratoires de microbiologie sur les modalités de mise en évidence de ces bactéries dans le cas où leur implication est suspectée (Morgan, 1994b; Tuzio, Edwards et al., 2005). Enfin, face à des formes cliniques chez l’homme, les médecins devront veiller en une prise consciencieuse des commémoratifs et de l’anamnèse afin de suspecter de façon précoce une infection à C. canimorsus. Ensuite, une collaboration entre les cliniciens et les microbiologistes est nécessaire afin que ces germes soient recherchés (Cheng, Nack et al., 1999). 90 CONCLUSION Ce manuscrit fait une revue des bactéries du genre Capnocytophaga avec une emphase sur les espèces C. canimorsus et C. cynodegmi. Ces dernières sont des bactéries commensales appartenant à la flore buccale des animaux de compagnie. Des études expérimentales ont permis de mettre en évidence que ces bactéries ont développé des mécanismes d’adaptation au commensalisme. Elles possèdent notamment des systèmes d’approvisionnement en glycanes et une sialidase permettant leur nutrition à partir de la muqueuse buccale. Elles ont également mis en place des mécanismes d’échappement aux réponses immunitaires de l’hôte. Lors d’infection, ces mécanismes agissent tels des facteurs de virulence autorisant la multiplication des bactéries au sein de l’organisme. C. canimorsus est l’agent le plus pathogène responsable essentiellement d’infections systémiques, contrairement à C. cynodegmi qui provoque surtout des infections localisées. Ces agents zoonotiques sont majoritairement transmis à l’homme par morsures de chien. L’occurrence des infections chez l’homme est faible par rapport aux niveaux de portage élevés (jusqu’à plus de 80%) chez les animaux de compagnie. Cette apparente contradiction pourrait s’expliquer par exemple par la variabilité d’expression de facteurs de virulence entre souche bactérienne. Bien que l’occurrence de ces infections soit faible, ces bactéries ont une importance en Santé Publique car elles sont responsables d’infections très sévères associées à un taux de létalité élevé. Une suspicion souvent tardive de ces infections et la difficulté d’isoler ces bactéries empêchent l’initiation précoce d’un traitement ciblé. Une meilleure connaissance de ces infections est nécessaire pour la mise en place d’un réseau de santé efficace pour la prévention et la gestion de ces infections. 91 92 REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES AKHADDAR A., QAMOUSS O., BELHACHMI A., ELASRI A., OKACHA N., ELMOSTARCHID B., BOUCETTA M. (2008). Ténosynovite aiguë de la cheville due à Capnocytophaga cynodegmi/canimorsus identifié par séquençage du gène 16S ARNr. Rev. Rhum. Ed. Fr. 75, (12), 1290‑2. AKIYAMA H., NAKAMURA N., NAGASAKA S., SAKAMAKI H., ONOZAWA Y. (1992). Opportunistic Capnocytophaga canimorsus infection. The Lancet. 339, (8788), 308–9. ANGULO F.J., GLASER C.A., JURANEK D.D., LAPPIN M.R., REGNERY R.L. (1995). Caring for pets of immunocompromised persons. Can. Vet. J. 36, (4), 217. BAILIE W. E., STOWE E. C., SCHMITT A. M. (1978). Aerobic bacterial flora of oral and nasal fluids of canines with reference to bacteria associated with bites. J. Clin. Microbiol. 7, (2), 223–31. BAND R. A., GAIESKI D. F., GOYAL M., PERRONE J. (2011). A 52-­‐Year-­‐Old Man with Malaise and a Petechial Rash. J. Emerg. Med. 41, (1), 39‑42. BD BACTEC (2001). Automated blood culture BACTEC 9240/9120/9050 [Fiche technique]. BIOKAR DIAGNOSTICS (Dernière consultation le 6 mars 2015). Site de Solabia. URL: http://www.solabia.fr/solabia/produitsDiagnostic.nsf/0/25A17819FA32E270C1257497003DD75 B/$file/FT_BK019_v5.pdf BIOMERIEUX (a) (Dernière consultation le 14 juin 2015). Site de Biomérieux, BacT/ALERT® 3D 60 : L'engagement de bioMérieux en hémoculture fondé sur une innovation permanente. URL : http://www.biomerieux.ch/servlet/srt/bio/switzerland/dynPage?open=SWT_NWS_RLS&doc=SWT_N WS_RLS_G_PRS_RLS_16&crptprm=ZmlsdGVyPQ== BIOMERIEUX (b) (Dernière consultation le 6 juin 2015). Site de Biomérieux, spectrométrie de masse MALDI-­‐TOF. URL : http://www.biomerieux.com/fr/spectrometrie-­‐de-­‐masse-­‐maldi-­‐tof BLANCHARD G., BOULET E., MARTRES P., TESTART F., TROUILLE G., THIBAULT M. (1996). Infections à Capnocytophaga canimorsus: à propos de trois cas. Med. Mal. Infect. 26, 596-­‐8. BLANCHE P., BLOCH E., SICARD D. (1998). Capnocytophaga canimorsus in the oral flora of dogs and cats. J. Infect. 36, (1), 134. 93 BLOCH E., BLANCHE P., TELDIEM J., TELDIEM S., SICARD D. (1996). Fréquence du portage de Capnocytophaga canimorsus chez nos amis chats, chiens et hamsters. Rev. Med. Interne. 17, 456. BOBO R.A., NEWTON M.T. (1976). A previously undescribed Gram-­‐negative bacillus causing septicemia and meningitis. Am. J. Clin. Pathol., (65), 564‑9. BOISSET S. (2008). Outils diagnostiques moléculaires. Laboratoire de Bactériologie, Centre de Biologie et de Pathologie Est [Document de formation]. URL: http://spiral.univ-­‐ lyon1.fr/files_m/M6576/WEB/02-­‐praticien_des_formation_continue/05-­‐infections-­‐et-­‐cancers/outils-­‐ diagno-­‐molecul.pdf BOURBEAU P.P., POHLAN J.K. (2001). Three days of incubation may be sufficient for routine blood cultures with BacT/ALERT® FAN® blood culture bottles. J. Clin. Microbiol. 39, (6), 2079-­‐82. BRENNER D. J., HOLLIS D. G., FANNING G. R., WEAVER R. E. (1989). Capnocytophaga canimorsus sp. nov. (formerly CDC group DF-­‐2), a cause of septicemia following dog bite, and C. cynodegmi sp. nov., a cause of localized wound infection following dog bite. J. Clin. Microbiol. 27, (2), 231–5. BRICHACEK M., BLAKE P., KAO R. (2012). Capnocytophaga canimorsus infection presenting with complete splenic infarction and thrombotic thrombocytopenic purpura: a case report. BMC Res. Notes. 5, (1), 695. BROUGHTON A., VERGER C., GOFFIN E. (2010). Pets-­‐Related Peritonitis in Peritoneal Dialysis: Companion Animals or Trojan Horses? Semin. Dial. 23, (3), 306‑16. BRYSON M. S., NEILLY I., RODGER S. et SOUTAR R. L. (2003). Purpura fulminans associated with Capnocytophaga canimorsus infection. Br. J. Haematol. 121, (1), 1. BULLEN J. J., WARD C. G., ROGERS H. J. (1991). The critical role of iron in some clinical infections. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 10, (8), 613-­‐7. CHENG A., NACK Z., GRAVES S., MCDONALD M. (1999). Knowing where to look: Meningococcal septicaemia following a dog bite. Em. Med. 11, (3), 185-­‐7. CHO K. H., SALYERS A. A. (2001). Biochemical Analysis of Interactions between Outer Membrane Proteins That Contribute to Starch Utilization by Bacteroides thetaiotaomicron. J. Bacteriol. 183, (24), 7224‑30. 94 CHRISTOU L. (2011). The global burden of bacterial and viral zoonotic infections. Clin. Microbiol. Infect. 17, (3), 326‑30. CHU P., HOWDEN B. P., JONES S., FELL G., ROBERTS A. K., (2005). Once bitten, twice shy: an unusual case report of a mycotic aortic aneurysm. ANZ J. Surg. 75, (11), 1024–6. CLARK J. (1999). Life-­‐threatening Capnocytophaga canimorsus infection after dog bite. J. R. Soc Med. 92, (3), 138. CLARRIDGE J. E. (2004). Impact of 16S rRNA Gene Sequence Analysis for Identification of Bacteria on Clinical Microbiology and Infectious Diseases. Clin. Microbiol. Rev. 17, (4), 840‑62. COATS S.R., BEREZOW A.B., TO T.T., JAIN S., BAINBRIDGE B.W., BANANI K.P. et al. (2011). The Lipid A Phosphate Position Determines Differential Host Toll-­‐Like Receptor 4 Responses to Phylogenetically Related Symbiotic and Pathogenic Bacteria. Infect. Immun. 79, (1), 203‑10. COBURN B., SEKIROV I., FINLAY B. B. (2007). Type III Secretion Systems and Disease. Clin. Microbiol. Rev. 20, (4), 535‑49. COLE J.R., WANG Q., CARDENAS E., FISH J., CHAI B., FARRIS R.J. et al. (2009). The Ribosomal Database Project: improved alignments and new tools for rRNA analysis. Nucleic Acids Res. 37, D141‑5. COLLIN M., OLSÉN A. (2001). EndoS, a novel secreted protein from Streptococcus pyogenes with endoglycosidase activity on human IgG. EMBO J. 20, (12), 3046–55. COPPO P. (2011). Microangiopathies thrombotiques: de la physiopathologie aux applications thérapeutiques. In: Actualités néphrologiques Jean Hamburger -­‐ Hôpital Necker 2011, Médecine Sciences Publications/Lavoisier, Paris, 109-­‐25. DARBAS H., 2007. (Dernière consultation le 18 mars 2015). Evaluation des examens complémentaires de bactériologie dans le diagnostic, le suivi, le traitement et le suivi d'une maladie infectieuse. Site de la Faculté de médecine Montpellier-­‐Nîmes. URL: http://www.med.univ-­‐ montp1.fr/enseignement/cycle_1/PCEM2/mod-­‐ base/MB7_Bio_Med/Ressources_locales/BACTERIO/B5-­‐Examens_complementaires.pdf DAHYOT-­‐FIZELIER C., DEBAENE B., MIMOZ O., (2013). Gestion du risque infectieux chez le splénectomisé. Annales françaises d’anesthésie et de réanimation. 32, (4), 251-­‐6. 95 DE MELO OLIVEIRA M.G., ABELS S., ZBINDEN R., BLOEMBERG G.V. et ZBINDEN A. (2013). Accurate identification of fastidious Gram-­‐negative rods: integration of both conventional phenotypic methods and 16S rRNA gene analysis. BMC Microbiol. 13, (1), 162. DE SMET M.D., CHAN C., NUSSENBLATT R.B., PALESTINE A.G. (1990). Capnocytophaga canimorsus as the cause of a chronic corneal infection. Am. J. Ophtalmol. 109, (2), 240–2. DEES S.B., POWELL J., MOSS W., HOLLIS D.G. et WEAVER R.E. (1981). Cellular fatty acid composition of organisms frequently associated with human infections resulting from dog bites: Pasteurella multocida and groups EF-­‐ 4, lIj, M-­‐5, and DF-­‐2. J. Clin. Microbiol. 14, 612‑6. DI SABATINO A., CARSETTI R., CORAZZA G.R. (2011). Post-­‐splenectomy and hyposplenic states. The Lancet. 378, 86‑97. DILEGGE S.K., EDGCOMB V.P., LEADBETTER E.R. (2011). Presence of the oral bacterium Capnocytophaga canimorsus in the tooth plaque of canines. Vet. Microbiol. 149,437‑445. DROUET A., SMATI S., FERRER M.-­‐H., MARTINEZ J.-­‐Y., GUILLOTON L., FELTEN D. (2006) Méningite à Capnocytophaga canimorsus sans notion de morsure de chien. La Presse Médicale. 35, (3), 418-­‐2. DROZ D., NOCHY D., NOEL L.-­‐H., HEUDES D., NABARRA B., HILL G. (2000). Microangiopathies thrombotiques: lésions rénales et extrarénales. In: Actualités néphrologiques Jean Hamburger -­‐ Hôpital Necker 2000, Médecine Sciences Publications/Lavoisier, Paris, 171-­‐97. DUDLEY M. H., CZARNECKI L. A., WELLS M. A. (2006). Fatal Capnocytophaga Infection Associated with Splenectomy. J. Forensic Sci. 51, (3), 664‑6. DUSCH H., ZBINDEN R., VON GRAEVENITZ A. (1995). Growth differences of Capnocytophaga canimorsus strains and some other fastidious organisms on various Columbia-­‐based blood agar media. Zbl. Bakt. 282, (4), 362-­‐6. EHRMANN E., JOLIVET-­‐GOUGEON A., BONNAURE-­‐MALLET M., FOSSE T., (2013). Antibiotic content of selective culture media for isolation of Capnocytophaga species from oral polymicrobial samples. Lett. App. Microbiol. 57, 303-­‐9. ELAD D. (2013). Immunocompromised patients and their pets: Still best friends? Vet. J., 1-­‐8. 96 ENDIMIANI A., TAMBORINI A., LUZZARO F., LOMBARDI G. et TONIOLO A. (2002). Epidemiology of bloodstream infections and time to detection of positive blood cultures: an evaluation of the automated BacT/Alert and Bactec 9240 systems. New Microbiol. 25, (1), 9-­‐16. FISCHER L. J., WEYANT R. S., WHITE E. H., QUINN F. D. (1995). Intracellular multiplication and toxic destruction of cultured macrophages by Capnocytophaga canimorsus. Infect. Immun. 63, (9), 3484-­‐ 90. FORLENZA S. W., NEWMAN M. G., HORIKOSHI A. L., BLACHMAN U. (1981). Antimicrobial susceptibility of Capnocytophaga. Antimicrob. Agents Chemother. 19, (1), 144-­‐6. FORMAN M., JOHNSON L., JANG S., FOLEY J. (2005). Lower respiratory tract infection due to in a cat with pulmonary carcinoma. J. Feline Med. Surg. 7, (4), 227‑31. FOWERAKER J. E., HAWKEY P. M., HERITAGE J., VAN LANDUYT H. W. (1990). Novel beta-­‐lactamase from Capnocytophaga sp.. Antimicrob. Agents Chemother. 34, (8), 1501-­‐4. FREY E., PRESSLER B., GUY J., PITULLE C., BREITSCHWERDT E. (2003). Capnocytophaga sp. isolated from a cat with chronic sinusitis and rhinitis. J. Clin. Microbiol. 41, (11), 5321‑4. FRIELING J. T., MULDER J. A., HENDRIKS T., CURFS J. H., VAN DER LINDEN C. J., SAUERWEIN, R. W., (1997). Differential induction of pro-­‐and anti-­‐inflammatory cytokines in whole blood by bacteria: effects of antibiotic treatment. Antimicrob. Agents Chemother. 41, (7), 1439-­‐43. GAASTRA W., BOOT R., HO H.T.K., LIPMAN L.J.A. (2009). Rat bite fever. Vet. Microbiol. 133, 211‑28. GAASTRA W., LIPMAN L.J.A., (2010). Capnocytophaga canimorsus. Vet. Microbiol. 140, 339‑46. GEERLINGS S. E., HOEPELMAN A. I.M. (1999). Immune dysfunction in patients with diabetes mellitus (DM). FEMS Immunol. Med. Microbiol. 26, 259-­‐65. GIBOU D., KASSIOTIS P., POUËDRAS P., AMBROSELLI C., COCHERY T., TATTEVIN P. (2008) Méningites à Capnocytophaga canimorsus. Méd. Mal. Infect. 38, (1), 32‑3. GOUIN P., VEBER B., COLLANGE O., FREBOURG N., DUREUIL B. (2004). Un choc septique d’étiologie inhabituelle : Capnocytophaga canimorsus. Le chien est-­‐il toujours le meilleur ami de l’homme ? Annales Françaises d’Anesthésie et de Réanimation. 23, (12), 1185‑8. 97 GRANT S., OLSEN C. W. (1999). Preventing zoonotic diseases in immunocompromised persons: the role of physicians and veterinarians. Emerg. Infect. Dis. 5, (1), 159. GRIEGO R. D., ROSEN T., ORENGO I. F., WOLF J. E. (1995). Dog, cat, and human bites: a review. J. Am. Acad. Dermatol. 33, (6), 1019-­‐29. GUINEY D.G., HASEGAWA P., DAVIS C.E. (1984). Plasmid transfer from Escherichia coli to Bacteroides fragilis: differential expression of antibiotic resistance phenotypes. Proc. Natl. Acad. Sci. 81, (22), 7203-­‐6. GUPTA V. (2007). An update on newer beta-­‐lactamases. Indian J. Med. Res. 126, (5), 417. HAILMAN E., LICHENSTEIN H.S., WURFEL M.M., MILLER D.S., JOHNSON D.A., KELLEY M. et al. (1994). Lipopolysaccharide (LPS)-­‐binding protein accelerates the binding of LPS to CD14. J. Exp. Med. 179, (1), 269-­‐77. HAWKINS J., WILSON A., MCWILLIAMS E. (2011). « Biting the hand that feeds »: fever and altered sensorium following a dog bite. BMJ Case Rep. 2011, 1-­‐3. HAYANI O., HIGGINSON L. A. J., TOYE B., BURWASH I. G. (2009). Man’s best friend? Infective endocarditis due to Capnocytophaga canimorsus. Can. J. Cardiol. 25, (4), e130-­‐2. ITTIG S., LINDNER B., STENTA M., MANFREDI P., ZDOROVENKO E., KNIREL Y. A. et al. (2012). The Lipopolysaccharide from Capnocytophaga canimorsus Reveals an Unexpected Role of the Core-­‐ Oligosaccharide in MD-­‐2 Binding. PLoS Pathog. 8, (5), 1-­‐18. JANDA J. Michael, GRAVES M.H., LINDQUIST D., PROBERT W.S. (2006). Diagnosing Capnocytophaga canimorsus infections. Emerg. Infect. Dis. 12, (2), 340. JENSEN K.H., DARGIS R., CHRISTENSEN J.J., KEMP M. (2013). Ribosomal PCR and DNA sequencing for detection and identification of bacteria: experience from 6 years of routine analyses of patient samples. APMIS., 1-­‐8. JOLIVET-­‐GOUGEON A., SIXOU J.-­‐L., TAMANAI-­‐SHACOORI Z., BONNAURE-­‐MALLET M. (2007). Antimicrobial treatment of Capnocytophaga infections. Int. J. Antimicrob. Agents. 29, (4), 367‑73. 98 JOLIVET-­‐GOUGEON A., TAMANAI-­‐SHACOORI Z., DESBORDES L., GANDEMER V., SIXOU J.-­‐L., MORVAN-­‐ GRAVELINE N. et al. (2005). Prevalence of oropharyngeal beta-­‐lactamase-­‐producing Capnocytophaga spp. in pediatric oncology patients over a ten-­‐year period. BMC Infect. Dis. 5, (1), 32. JONES G., HAMILTON D., CRAIK K., BAYATA Z., CONNOR M. (2011). Sound bites. J. Infect. 63, (6), 502-­‐ 3. KAWAI T., AKIRA S. (2007). Signaling to NF-­‐κB by Toll-­‐like receptors. Trends Mol. Med. 13, (11), 460‑9. KOK R.H.J., WOLFHAGEN M.J.H.M., MOOI B.M., OFFERMAN J.J.G. (1999). A patient with thrombotic thrombocytopenic purpura caused by Capnocytophaga canimorsus septicemia. Clin. Microbiol. Infect. 5, (5), 297-­‐8. LAPPIN M.R. (2005). General concepts in zoonotic disease control. Vet. Clin. North. Am. Small. Anim. Pract. 35, (1), 1‑20. LEADBETTER E.R., HOLT S.C., SOCRANSKY S.S. (1979). Capnocytophaga: new genus of gram-­‐negative gliding bacteria. General characteristics, taxonomic considerations and significance. Arch. Microbiol., (122), 9‑16. LECLERC C. (2007). Choc septique à Capnocytophaga canimorsus. Annales Françaises d’Anesthésie et de Réanimation. 26, (6), 616‑7. LEVY C., MAMIZUKA E.M., ZAPATA C., FERNANDEZ H. (1998). Septicémie et méningite à Capnocytophaga canimorsus. Med. Mal. Infect. 28, (2), 216-­‐7. LEVY M.M., FINK M.P., MARSHALL J.C., ABRAHAM E., ANGUS D., COOK D. et al. (2003). International Sepsis Definitions Conference. Intensive Care Med. 29, (4), 530‑8. LEWIS A. L., LEWIS W. G. (2012). Host sialoglycans and bacterial sialidases: a mucosal perspective: Mucosal sialoglycans and bacterial sialidases. Cell. Microbiol. 14, (8), 1174‑82. LIEN E., MEANS T. K., HEINE H., YOSHIMURA A., KUSUMOTO S., FUKASE K. et al. (2000). Toll-­‐like receptor 4 imparts ligand-­‐specific recognition of bacterial lipopolysaccharide. J. Clin. Invest. 105, (4), 497-­‐504. 99 LION C., ESCANDE F., BURDIN J. C. (1996). Capnocytophaga canimorsus infections in human: review of the literature and cases report. Eur. J. Epidemiol. 12, (5), 521-­‐33. LIVERMORE D.M., BROWN D.F.J. (2001). Detection of β-­‐lactamase-­‐mediated resistance. J. Antimicrob. Chemother. 48, (1 supp), 59-­‐64. LOPEZ E., RAYMOND J., PATKAI J., EL AYOUBI M., SCHMITZ T., MORIETTE G. et al. (2010). Capnocytophaga species and preterm birth: case series and review of the litterature: Capnocytophaga sp. and preterm birth. Clin. Microbiol. Infect. 16, (10), 1539-­‐43. MALLY M., CORNELIS G. R. (2008). Genetic Tools for Studying Capnocytophaga canimorsus. Appl. Environ. Microbiol. 74, (20), 6369‑77. MALLY M., PAROZ C., SHIN H., MEYER S., SOUSSOULA L.V., SCHMIEDIGER U. et al. (2009). Prevalence of Capnocytophaga canimorsus in dogs and occurrence of potential virulence factors. Microbes Infect. 11, (4), 509‑14. MALLY M., SHIN H., PAROZ C., LANDMANN R., CORNELIS G.R. (2008). Capnocytophaga canimorsus: A Human Pathogen Feeding at the Surface of Epithelial Cells and Phagocytes. PLoS Pathog. 4, (9), 1-­‐11. MANFREDI P., PAGNI M., CORNELIS G.R. (2011). Complete Genome Sequence of the Dog Commensal and Human Pathogen Capnocytophaga canimorsus Strain 5. J. Bacteriol. 193, 19, 5558‑9. MANFREDI P., RENZI F., MALLY M., SAUTEUR L., SCHMALER M., MOES S. et al. (2011). The genome and surface proteome of Capnocytophaga canimorsus reveal a key role of glycan foraging systems in host glycoproteins deglycosylation: Sus-­‐like systems of C. canimorsus. Mol. Microbiol. 81, (4), 1050‑60. MANI I., MAGUIRE J.H. (2009). Small Animal Zoonoses and Immuncompromised Pet Owners. Top. Companion Anim. Med. 24, (4), 164‑74. MARRET E., SAMAMA M., 1998. (Dernière consultation le 17 mars 2015). Thrombopénies en réanimation. Site de la société française d’anesthésie et de réanimation. URL : http://www.sfar.org/acta/dossier/archives/ca98/html/ca98_35/98_035.htm MARTENS E. C., CHIANG H. C., GORDON J. I. (2008). Mucosal Glycan Foraging Enhances Fitness and Transmission of a Saccharolytic Human Gut Bacterial Symbiont. Cell Host Microbe. 4, (5), 447‑57. 100 MAYER G. (dernière consultation le 9 mars 2015). Complement. Site de l’Université de médecine de Caroline du Sud. URL : http://www.microbiologybook.org/ghaffar/complement.htm. MELLOR D.J., BHANDARI S., KERR K., BODENHAM A.R. (1997). Man’s best friend: life threatening sepsis after minor dog bite. BMJ. 314, (7074), 123. MEYER C.N., SAMUELSSON I.S., GALLE M., BANGSBORG J.M. (2004). Adult bacterial meningitis: aetiology, penicillin susceptibility, risk factors, prognostic factors and guidelines for empirical antibiotic treatment. Clin. Microbiol. Infect. 10, (8), 709-­‐17. MEYER S., SHIN H., CORNELIS G.R. (2008). Capnocytophaga canimorsus resists phagocytosis by macrophages and blocks the ability of macrophages to kill other bacteria. Immunobiology. 213, 805‑14. MEYERS B., SCHOEMAN J.P., GODDARD A., PICARD J. (2008). The bacteriology and antimicrobial susceptibility of infected and non-­‐infected dog bite wounds: Fifty cases. Vet. Microbiol. 127, 360‑8. MORGAN M. (1994a). Capnocytophaga canimorsus in peripheral blood smear. J. Clin. Pathol. 47, 681-­‐ 2. MORGAN M. (1994b). Purpura fulminans following a dog bite. Postgrad. Med. J. 70, (826), 595. MURPHY E. (2008). Microbiology of animal bites. Clin. Microbiol. Newsletter. 30, (7), 47-­‐50. NADLER J.P., LARKIN J.A., SABA S., SINNOTT J.T. (1996). Sepsis and meningitis caused by Capnocytophaga canimorsus in an immunocompetent host: Case report and review of microbiology. Antimicrobics and Infectious Diseases Newsletter. 15, (3), 25-­‐6. NATHAN C.F., MURRAY H.W., WIEBE M.E., RUBIN B.Y. (1983). Identification of interferon-­‐gamma as the lymphokine that activates human macrophage oxidative metabolism and antimicrobial activity. J. Exp. Med. 158, (3), 670-­‐89. NDON J.A. (1992). Capnocytophaga canimorsus septicemia caused by a dog bite in a hairy cell leukemia patient. J. Clin. Microbiol. 30, (1), 211-­‐3. NELSON M.J., WESTFAL R.E. (2008). Case Report: Vertebral Osteomyelitis/Discitis as a Complication of Capnocytophaga canimorsus Bacteremia. J. Emerg. Med. 35, (3), 269‑71. 101 NOELLE LARSON A., RAZONABLE R.R., HANSSEN A.D. (2008). Case Report: Capnocytophaga canimorsus A Novel Pathogen for Joint Arthroplasty. Clin. Orthop. Relat. Res. 467, (6), 1634-8. O’HAIRE M. (2010). Companion animals and human health: Benefits, challenges, and the road ahead. J. Vet. Behav. 5, (5), 226‑34. O’ROURKE G.A., ROTHWELL R. (2011). Capnocytophaga canimorsus a cause of septicaemia following a dog bite: A case review. Australian Critical Care. 24, (2), 93‑9. OECKINGHAUS A., GHOSH S. (2009). The NF-­‐ B Family of Transcription Factors and Its Regulation. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 1, (4), 1-­‐14. PARK B.S., LEE J.-­‐O. (2013). Recognition of lipopolysaccharide pattern by TLR4 complexes. Exp. Mol. Med. 45, (12), 1-­‐9. PARK B.S., SONG D.H., KIM H.M., CHOI B.-­‐S., LEE H., LEE J.-­‐O. (2009). The structural basis of lipopolysaccharide recognition by the TLR4–MD-­‐2 complex. Nature. 458, (7242), 1191‑5. PATON B.G., ORMEROD L.D., PEPPE J., KENYON K.R. (1988). Evidence for a feline reservoir for dysgonic fermenter 2 keratitis. J. Clin. Microbiol. 26, (11), 2439-­‐40. PERS C., TVEDEGAARD E., CHRISTENSEN J.J., BANGSBORG J. (2007). Capnocytophaga cynodegmi Peritonitis in a Peritoneal Dialysis Patient. J. Clin. Microbiol. 45, (11), 3844‑46. PERS C., GAHRN-­‐HANSEN B., FREDERIKSEN W. (1996). Capnocytophaga canimorsus septicemia in Denmark, 1982–1995: review of 39 cases. Clin. Infect. Dis. 23, (1), 71-­‐5. Philippon A., 2005. (Dernière consultation le 10 mars 2015). Site personnel du Professeur A. Philippon, Université Paris V -­‐ Faculté de Médecine Descartes, Service de Bactériologie. URL : http://www.microbes-­‐edu.org/mecanisme/bla/generalites.html PHIPPS S. E., TAMBLYN D. M., BADENOCH P. R., (2002a). Capnocytophaga canimorsus endophthalmitis following cataract surgery. Clin. Experiment. Ophthalmol. 30, (5), 375-­‐7. PHIPPS S. E., TAMBLYN D. M., BADENOCH P. R. (2002b). Capnocytophaga keratitis. Clin. Experiment. Ophthalmol. 30, (5), 375-­‐7. 102 PIAU C., ARVIEUX C., BONNAURE-­‐MALLET M., JOLIVET-­‐GOUGEON A. (2013). Capnocytophaga spp. involvement in bone infections: a review. Int. J. Antimicrob Agents. 41, (6), 509‑15. PICCININNO G., PALLIOLA E, SALA V. (1984). Clinical and anatomohistological features of experimental infection by DF-­‐2 in rabbits. Path. Res. Pract. 179, 95-­‐100. QUILICHINI R., ZANLUCCA S., BAUME D., PICHOT DE CHAMPFLEURY M., SANSOT D. et DELBEKE E. (1998). Attention, chien méchant! Un syndrome ≪ressemblant≫ au purpura thrombotique thrombocytopénique associé à une septicémie à Capnocytophaga canimorsus. Rev. Med. Int. 19, (6), 451-­‐2. REEVES A.R., D’ELIA J.N., FRIAS J., SALYERS A.A. (1996). A Bacteroides thetaiotaomicron outer membrane protein that is essential for utilization of maltooligosaccharides and starch. J. Bacteriol. 178, (3), 823-­‐30. RENZI F., MANFREDI P., MALLY M., MOES S., JENÖ P., CORNELIS G.R. (2011). The N-­‐glycan Glycoprotein Deglycosylation Complex (Gpd) from Capnocytophaga canimorsus Deglycosylates Human IgG. PLoS Pathog. 7, (6), 1-­‐17. RIETSCHEL E. T., KIRIKAE T., SCHADE F. U., MAMAT U., SCHMIDT G., LOPPNOW H. et al. (1994). Bacterial endotoxin: molecular relationships of structure to activity and function. FASEB J. 8, (2), 217-­‐ 25. RISI G. F., SPANGLER C. A. (2006). Capnocytophaga canimorsus meningitis after routine myelography: A sentinel event identifies multiple opportunities for improvement of standard practices in radiology. Am. J. Infect. Control. 34, (8), 540‑2. ROSCOE D. L., ZEMCOV S. J., THORNBER D., WISE R., CLARKE A. M. (1992). Antimicrobial susceptibilities and β-­‐lactamase characterization of Capnocytophaga species. Antimicrob. Agents Chemother. 36, (10), 2197–2200. ROUGEMONT M., RATIB O., WINTSCH J., SCHRENZEL J., HIRSCHEL B. (2013). Capnocytophaga canimorsus Prosthetic Aortitis in an HIV-­‐Positive Woman. J. Clin. Microbiol. 51, (8), 2769‑71. RUMMENS J. L., GORDTS B., VAN LANDUYT H. W. (1986). In vitro susceptibility of Capnocytophaga species to 29 antimicrobial agents. Antimicrob. Agents Chemother. 30, (5), 739-­‐42. 103 RUSCHER H., GRANDJEAN P., MICHEL A., LANG J.M., BATZENSCHLAGER A., SCHIEBER, J.P. (1986). Altérations immunitaires chez les éthyliques chroniques selon le degré de leur atteinte hépatique. Rev. Méd. Interne. 7, (5), 522‑4. SACKS R., KERR K. (2012). A 42-­‐Year-­‐Old Woman with Septic Shock: An Unexpected Source. J. Emerg. Med. 42, (3), 275‑8. SANDOE J.A.T. (2004). Capnocytophaga canimorsus endocarditis. J. Med. Microbiol. 53, (3), 245‑8. SARMA P.S., MOHANTY S. (2001). Capnocytophaga cynodegmi Cellulitis, Bacteremia, and Pneumonitis in a Diabetic Man. J. Clin. Microbiol. 39, (5), 2028‑9. SERPELL J. (1991). Beneficial effects of pet ownership on some aspects of human health and behaviour. J. R. Soc. Med. 84, (12), 717-­‐20. SHIMAZU R., AKASHI S., OGATA H., NAGAI Y., FUKUDOME K., MIYAKE K. et al. (1999). MD-­‐2, a molecule that confers lipopolysaccharide responsiveness on Toll-­‐like receptor 4. J. Exp. Med. 189, (11), 1777-­‐82. SHIN H., MALLY M., MEYER S., FIECHTER C., PAROZ C., ZAEHRINGER U. et al. (2009). Resistance of Capnocytophaga canimorsus to Killing by Human Complement and Polymorphonuclear Leukocytes. Infect. Immun. 77, (6), 2262‑71. SHIN H., MALLY M., KUHN M., PAROZ C., CORNELIS G. R. (2007). Escape from immune surveillance by Capnocytophaga canimorsus. J. Infect. Dis. 195, (3), 375-­‐86. SOFIENE M., HAMED C. (2003). XXIIe conférence de consensus en réanimation et médecine d’urgence sur les Coagulations Intravasculaires Disséminées en réanimation: définition, classification et traitement, jeudi 10 octobre 2002, Faculté de Médecine de Lille. Sommaire-­‐n 39-­‐Vol X. 2003. pp. 58. SONNENBURG E.D., ZHENG H., JOGLEKAR P., HIGGINBOTTOM S.K., FIRBANK S.J., BOLAM D.N. et al. (2010). Specificity of Polysaccharide Use in Intestinal Bacteroides Species Determines Diet-­‐Induced Microbiota Alterations. Cell. 141, (7), 1241‑52. SOWDEN D., ALLWORTH A., DAVIS B. L. (1995). Capnocytophaga canimorsus sepsis: poor growth using an automated blood culture system. Clinical Microbiology Newsletter. 17, (12), 94-­‐6. 104 STEELE R. W. (2008). Should immunocompromised patients have pets? Ochsner J. 8, (3), 134-­‐9. STEFANOPOULOS P.K., TARANTZOPOULOU A.D. (2005). Facial bite wounds: management update Intern. J. Oral Maxillofac. Surg. 34, (5), 464‑72. SUTTER V.L., PYEATT D., KWOK Y.Y. (1981)In vitro susceptibility of Capnocytophaga strains to 18 antimicrobial agents. Antimicrob. Agents Chemother 20, (2), 270-­‐1. SUZUKI M., KIMURA M., IMAOKA K., YAMADA A. (2010). Prevalence of Capnocytophaga canimorsus and Capnocytophaga cynodegmi in dogs and cats determined by using a newly established species-­‐ specific PCR. Vet. Microbiol. 144, 172‑6. TAKEDA K. (2004). Toll-­‐like receptors in innate immunity. Int. Immunol. 17, (1), 1‑14. TALAN D.A., CITRON D.M., ABRAHAMIAN F.M., MORAN G.J., GOLDSTEIN E.J.C. (1999) Bacteriologic analysis of infected dog and cat bites. N. Engl. J. Med. 340, (2), 85-­‐92. TANG Y.-­‐W., ELLIS N.M., HOPKINS M.K., SMITH D.H., DODGE D.E., PERSING D.H. (1998) Comparison of phenotypic and genotypic techniques for identification of unusual aerobic pathogenic gram-­‐negative bacilli. J. Clin. Microbiol. 36, (12), 3674–3679. TAY H.S., MILLS A., BAIN B.J. (2012). Diagnosis from a blood film following dog-­‐bite. Am. J. Hematol. 87, (9), 915. TISSIERES P., DUNN-­‐SIEGRIST I., SCHAPPI M., ELSON G., COMTE R., NOBRE V. et al. (2008). Soluble MD-­‐2 is an acute-­‐phase protein and an opsonin for Gram-­‐negative bacteria. Blood. 111, (4), 2122‑31. TOBÉ T.J.M., FRANSSEN C.F.M., ZIJLSTRA J.G., DE JONG P. E., STEGEMAN C. A. (1999). Hemolytic uremic syndrome due to Capnocytophaga canimorsus bacteremia after a dog bite. Am. J. Kidney Dis. 33, (6), 19-­‐21. TUUMINEN T., VIIRI H., VUORINEN S. (2014). Capnocytophaga canimorsus that caused sepsis in an immunosufficient man was transmitted by large pine weevil, Hylobius abietis. J. Clin. Microbiol. 52, 2716-­‐7. 105 TUZIO H., EDWARDS D., ELSTON T., JARBOE L., KUDRAK S., RICHARDS J., RODAN I. (2005). Feline zoonoses guidelines from the American Association of Feline Practitioners. J. F. Med. Surg. 7, (4), 243‑74. VAN DAM A. P., JANSZ A. (2011). Capnocytophaga canimorsus infections in The Netherlands: a nationwide survey. Clin. Microbiol. Infect. 17, (2), 312‑5. VAN DAM A. P., VAN WEERT A., HARMANUS C., HOVIUS K. E., CLAAS E. C. J., REUBSAET F. A. G. (2009). Molecular Characterization of Capnocytophaga canimorsus and Other Canine Capnocytophaga spp. and Assessment by PCR of Their Frequencies in Dogs. J. Clin. Microbiol. 47, (10), 3218‑25. VAN DER POLL T., BÜLLER H.R., TEN CATE H., WORTEL C.H., BAUER K.A., VAN DEVENTER, S.J.H. et al. (1990). Activation of coagulation after administration of tumor necrosis factor to normal subjects. N. Engl. J. Med. 322, (23), 1622‑7. VAN DUIJKEREN E., VAN MOURIK C., BROEKHUIZEN M., LEUVEN M., GAASTRA W., HOUWERS Dirk, (2006). First documented Capnocytophaga canimorsus infection in a species other than humans. Vet. Microbiol. 118, 148‑50. VEDY S., MARDELLE V., RAGOT C., HANCE P., GARNOTEL E., CHARDON H. et al. (2008). Capnocytophaga canimorsus, mise à jour sur un pathogène rare: à propos d’une observation clinique. Revue Francophone des Laboratoires. 2008, (401), 69-­‐76. VINUESA C.G., DE LUCAS C., COOK M.C. (2001). Clinical implications of the specialised B cell response to polysaccharide encapsulated pathogens. Postgrad. Med. J. 77, (911), 562-­‐9. WALD K., MARTINEZ A., MOLL S. (2008). Capnocytophaga canimorsus infection with fulminant sepsis in an asplenic patient: Diagnosis by review of peripheral blood smear. Am. J. Hematol. 83, (11), 879. WAREHAM D.W, MICHAEL J.S, WARWICK S., WHITLOCK P., WOOD A., DAS S.S (2006). The dangers of dog bites. J. Clin. Pathol. 60, (3), 328‑9. WEESE J. S., FULFORD M. B. (2011). Bacterial diseases. In: Companion animal zoonoses. Blackwell, 2011. 106 WESTWELL A.J., KERR K., SPENCER M.B., HUTCHINSON D.N. (1989). DF-­‐2 infection. BMJ. 298, (6666), 116. WIMMER B., PLAMENIG D., GILG M. M., FORTUNAT W., LANGNER C. (2011). Granulomatous duodenitis mimicking Crohnʼs disease caused by Capnocytophaga sp. Inflamm. Bowel Dis. 17, (6), 31‑2. WORKMAN H.C., BAILIFF N.L., JANG S.S., ZINKL J.G. (2008). Capnocytophaga cynodegmi in a Rottweiler Dog with Severe Bronchitis and Foreign-­‐Body Pneumonia. Journal of Clinical Microbiology. 46, (12), 4099‑103. ZANGENAH S., OZENCI V., BORANG S., BERGMAN P. (2012). Identification of blood and wound isolates of C. canimorsus and C. cynodegmi using VITEK2 and MALDI-­‐TOF. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 31, 2631–2637. 107 108 109 RIVORY MARJOLAINE TITRE : INFECTIONS A CAPNOCYTOPHAGA CANIMORSUS ET CAPNOCYTOPHAGA CYNODEGMI: DES MECANISMES DE VIRULENCE A L’ETUDE CLINIQUE Thèse d’Etat de Doctorat Vétérinaire : Lyon, 27 juillet 2015 RESUME : Ce travail bibliographique présente les caractéristiques des infections à Capnocytophaga canimorsus et Capnocytophaga cynodegmi chez l’homme et chez l’animal. Ces bactéries appartiennent à la flore buccale des chiens et des chats. Elles sont essentiellement transmises à l’homme par morsures de chiens. C. canimorsus est l’agent le plus pathogène, responsable d’infections systémiques chez l’homme conduisant à la mort chez près d’un patient sur trois. Ainsi, même si ces zoonoses sont rares, elles présentent une importance réelle en Santé Publique étant donnée la sévérité des infections chez l’homme. Ce travail pourra servir de support de formation pour le personnel médical afin d’approfondir leurs connaissances vis-à-vis de ces agents zoonotiques. En effet, une meilleure connaissance de ces infections est nécessaire pour la mise en place d’un réseau de santé efficace pour la prévention et la gestion de ces infections. MOTS CLES : - Zoonoses - Capnocytophaga - Carnivores domestiques - Morsures - Santé Publique JURY : Président : Monsieur le Professeur T. Ferry 1er Assesseur : 2ème Assesseur : Madame le Docteur M.H. Laaberki Madame le Docteur M. Hugonnard DATE DE SOUTENANCE : 27 juillet 2015 ADRESSE DE L’AUTEUR : 16 rue de Verdun 69290 Craponne
