Chapitre 2.5.1.
publicité
SECTION 2.5. MALADIES DES ÉQUIDES DE LA LISTE B CHAPITRE 2.5.1. MÉTRITE CONTAGIEUSE ÉQUINE RÉSUMÉ La métrite contagieuse équine est une inflammation de l’endomètre des juments causée par Taylorella equigenitalis, qui résulte habituellement en une infertilité temporaire. C’est une infection non systémique dont les effets se limitent à l’appareil reproducteur de la jument. Les principaux signes cliniques vont d’une légère à une copieuse décharge vaginale mucopurulente et d’une cervicite ou d’une vaginite. La guérison se produit sans séquelle; par contre l’état de porteur asymptomatique prolongé est établi chez une bonne proportion de femelles infectées. T. equigenitalis est le plus souvent transmise lors d’un contact sexuel avec un étalon porteur. Ceuxci sont toujours asymptomatiques et les sites principaux de colonisation de T. equigenitalis se retrouvent au niveau des membranes urogénitales (fosse urétrale, sinus urétral, urètre et feuillet pénien). Une hygiène inadéquate pendant le nettoyage ou l’examen génital des chevaux peut aussi être responsable de la transmission de l’infection. Les sites de persistance de T. equigenitalis chez la jument sont les membranes urogénitales, principalement la fosse et le sinus clitoridiens et moins fréquemment l’utérus. Les poulains nés de juments porteuses peuvent aussi devenir porteurs. Le microorganisme peut infecter les équidés autres que les chevaux, par exemple les ânes. Le nettoyage et la désinfection combinés à des traitements locaux et systémiques aux antibiotiques peuvent éliminer T. equigenitalis. La vaccination s’est révélée inefficace. Le principal moyen de contrôle demeure la prévention de la transmission en s’assurant que les étalons et les juments sont indemnes de la bactérie T. equigenitalis avant l’accouplement. La détection de l’état de porteur repose sur la culture et l’identification adéquate de T. equigenitalis provenant d’écouvillons urogénitaux de juments et d’étalons. Les anticorps sériques anti-T. equigenitalis peuvent être détectés chez les juments pendant 3 à 7 semaines après l’infection. Ils peuvent être également mis en évidence chez une jument porteuse occasionnelle mais jamais chez un étalon. La sérologie est utile dans la détection des infections récentes chez la jument, mais pas lors d’infections chroniques ; par contre l’emphase concernant le contrôle de la maladie devrait être mise sur la détection des porteurs par culture. Identification de l’agent pathogène : les écouvillons doivent être transportés au laboratoire avec précaution pour éviter une perte de viabilité de la bactérie. L’écouvillon doit être plongé dans du milieu Amies au charbon puis transporté au laboratoire au plus tard 48 h suivant sa collecte, de préférence dans des conditions de température contrôlée. La croissance de T. equigenitalis prendra probablement au moins 72 h, elle peut même demander jusqu’à 14 jours. Habituellement, elle ne prend que 6 jours à 37°C sur un milieu enrichi de sang chauffé et sous une atmosphère de 5 à 10 % de CO2. Un temps d’incubation d’au moins 7 jours est conseillé avant de certifier que les cultures sont négatives à T. equigenitalis. Après 72 h sous des conditions de culture appropriées, les colonies peuvent être petites – de 2 à 3 mm de diamètre – brillantes à opaques, de grise à jaunâtre, lisses à contour régulier. T. equigenitalis est une bactérie à Gram négatif, petit bâtonnet coccoïde, souvent pléomorphique et de coloration bipolaire. Elle produit une catalase, une 730 Manuel terrestre de l’OIE 2005 Chapitre 2.5.1. — Métrite contagieuse équine phosphatase, et est fortement positive au test à l’oxydase. Cependant, la bactérie est biochimiquement inerte aux autres tests et son identification finale dépend de la caractérisation antigénique de l’isolat à l’aide d’anticorps spécifiques. La croissance fastidieuse de T. equigenitalis rend ce microorganisme difficile à isoler. Le testage des étalons avant la période de reproduction ou la détection de l’état de porteur a été utilisé comme examen complémentaire à la culture. Récemment, une autre espèce de Taylorella, T. asinigenitalis, a été isolée d’un âne mâle aux États-Unis d’Amérique (USA). Cette nouvelle bactérie n’entraîne pas de maladie mais réside dans l’appareil génital des ânes mâle et peut être transmise aux autres ânes et chevaux durant la reproduction. Une trousse de diagnostic d’agglutination au latex basée sur les anticorps dirigés contre la bactérie T. equigenitalis entière tuée peut être utilisée. Sa spécificité pour le microorganisme et la preuve qu’elle ne réagit pas avec d’autres bactéries Gram négatives, oxydase et catalase positives qui pourraient être cultivées du tractus urogénital des chevaux sont essentielles. Des anticorps monoclonaux ont été développés et peuvent être utilisés avec succès pour identifier T. equigenitalis et le distinguer des souches de T. asinigenitalis. Épreuves sérologiques : aucune épreuve sérologique décrite jusqu’à présent ne peut détecter seule et efficacement l’infection dans un but de diagnostic et de contrôle de l’infection. Cependant, les épreuves sérologiques peuvent être utilisées comme complément à la culture de T. equigenitalis pour le criblage des juments récemment accouplées à un étalon porteur. Par contre la sérologie ne doit pas être utilisée comme substitut à la culture. Spécifications applicables aux vaccins et aux produits biologiques à usage diagnostique : Il n’existe pas de vaccins efficaces protégeant conte la métrite contagieuse équine ou prévenant la colonisation par T. equigenitalis. A. INTRODUCTION La métrite contagieuse équine a été premièrement décrite au Royaume-Uni (RU) en 1977 (11), ensuite elle a été diagnostiquée partout dans le monde. Elle a été à l’origine observée comme une infection caractérisée par une décharge vaginale mucopurulente provenant de l’inflammation de l’endomètre, et causant une infertilité temporaire. La nature fastidieuse et la croissance lente de la bactérie, Taylorella equigenitalis, a entraîné bien des difficultés lors des tentatives initiales de culture (21), mais la maladie a été reproduite par épreuve expérimentale au niveau de la région clitoridienne avec un isolat bactérien recueilli au laboratoire (20, 22, 26). Sous des conditions de culture appropriées, T. equigenitalis peut être isolée d’une décharge vaginale infectée. Les juments peuvent manifester plus d’un épisode de la maladie dans une courte période de temps (31). Les anticorps sériques persistent de 3 à 7 semaines après l’infection, mais souvent ils ne sont pas détectables chez la jument avant 15 à 21 jours après la guérison d’une infection aiguë (13). La plupart des juments guérissent sans complication, mais certaines peuvent devenir des porteuses de T. equigenitalis et ce, pour plusieurs mois (20). La colonisation par T. equigenitalis est efficacement démontrée par une culture d’écouvillons de la fosse et des sinus clitoridiens, mais la bactérie peut être isolée en culture pure du cervix et de l’endomètre des juments (20). L’état de porteur n’affecte pas toujours la conception (32), et dans ces cas la gestation se poursuit et le poulain s’infecte lors de la naissance au passage dans la voie géniale ; il devient alors un porteur asymptomatique pour de nombreuses années (29). Plusieurs primo-infections à T. equigenitalis chez la jument sont subcliniques, et une jument qui retourne en chaleur prématurément après un accouplement avec un étalon porteur possible est un fréquent indicateur d’infection. Les juments et étalons porteurs sont des réservoirs de T. equigenitalis, mais les étalons, car ils se reproduisent avec plusieurs juments, sont les principaux vecteurs de la transmission. Les membranes urogénitales des étalons deviennent contaminées pendant le coït, entraînant un état de porteur qui peut persister pour plusieurs mois ou plusieurs années (24). Un examen non-hygiénique des juments et des lavages non-sanitaires du pénis des étalons peut également contribuer à la transmission du microorganisme. La bactérie T. equigenitalis n’est présente dans aucun autre site du cheval. La plupart des femelles porteuses de T. equigenitalis le sont dans la région clitoridienne. La persistance à long terme du microorganisme dans l’utérus n’est pas la règle, mais il existe des juments porteuses où la bactérie est retrouvée à cet endroit. Pour détecter ces porteurs de T. equigenitalis, des écouvillons du cervix et de l’endomètre devraient être pratiqués de façon routinière en plus des échantillons de la région clitoridienne chez toutes les juments. Taylorella equigenitalis peut très rarement causer des avortements chez la jument. Manuel terrestre de l’OIE 2005 731 Chapitre 2.5.1. — Métrite contagieuse équine B. TECHNIQUES DE DIAGNOSTIC L’infection et la vaccination ne protègent pas totalement (14). La non-persistance des anticorps entraîne un contrôle de l’infection qui dépend de la prévention de la transmission via la détection de T. equigenitalis dans les écouvillons des membranes urogénitales. Malgré les difficultés liées à la culture de T. equigenitalis, le criblage des juments et des étalons avant et pendant leur séjour à la station de reproduction a éliminé, avec succès, la maladie des chevaux de race pure dans les pays ayant un code volontaire d’action. Plusieurs de ces codes sont basés sur celui du « UK’s Horserace Betting Levy Board’s Code of Practice » qui est largement adopté par plusieurs pays (15). Ce code est révisé annuellement et modifié si nécessaire ; les recommandations-clés de ce code sont résumées dans les paragraphes suivants. Au début de la saison de reproduction, des écouvillons sont pratiqués, à 2 occasions à moins de 7 jours d’intervalle, sur tous les étalons, y compris ceux qui sont à leur première saison. Ces écouvillons proviennent de l’urètre, de la fosse urétrale, du feuillet pénien et du fluide pré-éjaculatoire. Les juments sont classées selon le degré de risque qu’elles représentent, et la fréquence de l’échantillonnage est modifiée en conséquence. Les juments à haut risque sont définies comme suit : (a) celles desquelles T. equigenitalis a été isolée (le statut de haut risque demeurera jusqu’à ce que 3 paires d’écouvillons négatifs aient été recueillies à 3 périodes d’œstrus différentes en 2 ans); (b) juments qui ont visité des écuries où T equigenitalis a été isolée dans les 12 mois précédents ; (c) les juments qui arrivent du Canada, de France, d’Allemagne, d’Irlande, d’Italie, du Royaume-Uni, et des États-Unis et qui ont eu un accouplement pendant la dernière saison de reproduction avec des étalons résidents à l’extérieur de ces pays d) toutes les juments qui ont été dans les pays autres que le Canada, la France, l’Allemagne, l’Irlande, l’Italie, le Royaume-Uni, et les États-Unis depuis les 12 derniers mois. Les juments à faible risque sont toutes les juments qui ne sont pas définies comme étant à risque élevé. Les étalons à risque élevé sont définis comme suit : (a) les étalons qui n’ont jamais été utilisés pour la reproduction ; (b) les étalons où T. equigenitalis a été isolée (le statut à risque élevé demeurera jusqu’à ce qu’un traitement ait été administré et que les écouvillons requis soient devenus négatifs) ; (c) les étalons qui ont visité des écuries où T. equigenitalis a été isolée dans les 12 mois précédents; (d) les étalons qui se sont accouplés à une jument qui n’a pas eu d’écouvillon négatif selon le code de pratique. Les étalons à faible risque sont tous les étalons qui ne sont pas définis comme étant à risque élevé. Il existe un problème potentiel sérieux de métrite contagieuse équine dans ce groupe de chevaux. Les résultats des tests de laboratoire pour T. equigenitalis devraient être entrés sur un certificat officiel approuvé, et celui-ci envoyé aux vétérinaires et aux managers de la station qui supervisent la reproduction des étalons de l’écurie. Le certificat devrait contenir le nom de l’animal, les sites et la date de l’écouvillonnage, le nom du vétérinaire en charge de la prise des écouvillons, les détails sur le test en laboratoire, la date où les écouvillons ont été reçus et cultivés au laboratoire, et le résultat soit positif ou négatif de chaque écouvillon, ou bien si la culture était contaminée par d’autres bactéries à tel point que le laboratoire ne peut émettre de rapport et demande alors un nouvel échantillonnage. Les difficultés de culture de T. equigenitalis dues à sa croissance lente exigent l’usage d’un système de contrôle de qualité qui devrait être approuvé avant qu’un laboratoire ne soit autorisé à tester officiellement pour la métrite contagieuse équine et à émettre des certificats des résultats obtenus. Les contrôles de qualité devraient être faits par un laboratoire de microbiologie expérimenté, fiable, impartial et autorisé en la matière ; il ne devrait pas être impliqué dans les tests de routine de la métrite contagieuse équine. À intervalle de 6 mois, des écouvillons inoculés de cultures mixtes et désignés pour vérifier la capacité d’un laboratoire à cultiver et identifier T. equigenitalis avec contaminants, devraient être envoyés aux laboratoires souhaitant participer à ce test. De plus, les procédures pour rapporter les résultats devraient être évaluées. Une liste des laboratoires qui réussissent avec succès les contrôles de qualité devrait être publiée dans un journal vétérinaire largement lu par les vétérinaires nationaux. Les vétérinaires et managers des écuries de reproduction qui supervisent la saison de reproduction ne devraient accepter que les certificats provenant de ces laboratoires certifiés. Toutes les juments ayant un exsudat vaginal anormal ou ayant un retour en chaleur prématuré, devraient être examinées et considérées comme infectées par T. equigenitalis jusqu’à ce que les résultats du laboratoire prouvent le contraire. Les autres agents étiologiques possibles d’endométrite sont Pseudomonas aeruginosa, Streptococcus zooepidemicus et certains types capsulaires de Klebsiella pneumoniae. Des écouvillons doivent être analysés pour ces bactéries, et un effort diagnostic devrait être fait pour cultiver et identifier K. pneumoniae et P. aeruginosa afin d’établir un diagnostic différentiel. Si des porteurs de T. equigenitalis sont détectés, le microorganisme peut être éliminé par un traitement systémique aux antibiotiques combiné à une désinfection des membranes génitales exposées (1). Une attention particulière devrait être portée au nettoyage de la fosse et des sinus clitoridiens de la jument ou la colonisation par T. equigenitalis est fréquente chez les animaux porteurs. Un traitement peut prendre plusieurs semaines et peut même devoir être répété avant que des écouvillonnages intensifs s’avèrent négatifs à la croissance du microorganisme T. equigenitalis (12). Un nombre significatif de juments porteuses peuvent être réfractaires à 732 Manuel terrestre de l’OIE 2005 Chapitre 2.5.1. — Métrite contagieuse équine plusieurs séries de traitements. Dans ce cas, un recours à la chirurgie ou à l’ablation des sinus clitoridiens permet l’élimination permanente de l’état de porteur chez ces animaux. Des mesures de contrôle pour les pays considérés exempts de l’infection par T. equigenitalis devraient être basées sur le criblage des animaux avant leur importation et/ou pendant une quarantaine post-importation. Des écouvillons devraient être alors testés selon le protocole décrit ci-haut pour les populations en période de reproduction. 1. Identification de l’agent pathogène (épreuve prescrite pour les échanges internationaux) Plusieurs bactéries commensales peuvent être présentes sur les membranes urogénitales des chevaux qui peuvent interférer avec la culture de T. equigenitalis. Certaines bactéries peuvent être présentes en petit nombre, mais croître dans l’écouvillon avant sa culture et ceci nuit à la croissance de T. equigenitalis. Les écouvillons doivent être placés dans un milieu de transport contenant du charbon actif, tel le milieu Amies, qui absorbe les sous-produits inhibiteurs du métabolisme bactérien (27). Le nombre de T. equigenitalis décline dans les écouvillons avec le temps, et ceci d’autant plus que la température est élevée (23). Les écouvillons doivent être gardés réfrigérés durant le transport et devraient arriver au laboratoire au plus tard 24 à 48 h après leur récolte. Les cultures négatives provenant d’écouvillons ensemencés plus de 48 h après leur collecte ne sont pas fiables. Tout traitement aux antibiotiques devrait cesser au moins 7 jours avant l’écouvillonnage. La présence des antibiotiques peut endommager T. equigenitalis, qui peut alors persister dans les membranes urogénitales mais sans pousser sur milieu au laboratoire. Chaque écouvillon doit être inoculé sur une gélose « chocolat » 5 % (v/v), produite en chauffant un milieu liquide contenant du sang entre 70 et 80°C pendant 12 min. Après refroidissement entre 45 et 50°C, le triméthoprime (1 µg/ml), la clindamycine (5 µg/ml), et l’amphotéricine B (5 µg/ml), sont ajoutés au milieu de culture Timoney et al. (30). La thymidine, qui inactive le triméthoprime, est présente dans le milieu de culture peptoné, il est alors important d’ajouter 5 % de sang hémolysé de cheval à ce milieu. Le sang hémolysé de cheval contient une phosphorylase qui inactivera la thymidine, permettant alors au triméthoprime d’exercer son effet sélectif. C’est le milieu de préférence pour isoler T. equigenitalis ; ce milieu a été utilisé avec succès pour isoler 2 biotypes de cet agent pathogène et pour éliminer la croissance de plusieurs bactéries commensales. Étant donné que des inhibiteurs peuvent prévenir l’isolement de certaines souches de T. equigenitalis, les écouvillons devraient aussi être inoculés sur des géloses au sang chocolat 5 % contenant une riche base peptonée additionnée de cystéine (0,83 mM), de sulfite de sodium (1,59 mM) et un fongicide (5 µg/ml d’amphotéricine B). T. equigenitalis va croître sur géloses au sang, mais la bactérie est plus tolérante aux conditions adverses si elle pousse sur géloses chocolat tel que décrit ci-dessus. Certains fournisseurs1 produisent une base d’agar peptoné qui supporte, contrôle de qualité à l’appui, la croissance de T. equigenitalis. La qualité de l’agar commercial devrait être confirmée par les utilisateurs au laboratoire. Une importante caractéristique de tout bon agar pour T. equigenitalis est l’absence de sucres fermentables. Ceux-ci ne favorisent pas la croissance de T. equigenitalis, mais leur fermentation par d’autres bactéries inhibe la croissance de T. equigenitalis (4, 14). Un troisième milieu de culture contenant du sulfate de streptomycine (200 µg/ml) est parfois utilisé étant donné que certains isolats de T. equigenitalis sont résistants à cette concentration d’antibiotique. Celle-ci est utilisée afin de réduire la croissance de bactéries qui pourraient nuire à la croissance de petites quantités de T. equigenitalis (27). Cependant, un biotype sensible à la streptomycine est maintenant la souche la plus communément isolée et elle ne sera pas détectée sur ce milieu ; il devrait, par conséquent, être seulement utilisé en association avec le milieu sans streptomycine. La croissance d’autres bactéries, par exemple Proteus mirabilis, peut être cependant si intense que le laboratoire devrait émettre un rapport avec mention d’envahissement de contaminants. À ce moment, d’autres écouvillons devraient être recueillis dans l’espoir que le problème ne se reproduira pas. Tout milieu de culture préparé devrait passer un contrôle de qualité prouvant sa capacité à supporter la croissance du microorganisme provenant d’un petit inoculum avant son utilisation pour des échantillons suspects. La souche de référence de T. equigenitalis doit aussi être cultivée en parallèle avec l’échantillon à tester pour garantir que les conditions de culture sont optimales pour l’isolement du microorganisme. La croissance lente de T. equigenitalis rend son isolement difficile. Le test de reproduction pour les étalons pour la détection des porteurs sains a été utilisé pour augmenter la sensibilité et servir comme test d’appoint à l’examen de la culture de la jument. Le nombre de Taylorella retrouvé sur les étalons sains est très faible et peut passer inaperçu avec des écouvillons mis en culture mais les bactéries peuvent êtres détectées après multiplication chez la jument qui vient d’être saillie. L’usage de ce test après l’accouplement comme moyen de diagnostic peut être très important dans les pays qui sont considérés comme indemnes de la métrite contagieuse équine. 1 Par exemple, Mast Diagnostics, Mast House, Derby Road, Bootle, Merseyside L20 1EA, Royaume-Uni, and Lab M, Tomley House, Wash Lane, Bury BL9 6AU, Royaume-Uni. Manuel terrestre de l’OIE 2005 733 Chapitre 2.5.1. — Métrite contagieuse équine Occasionnellement, les membranes urogénitales seront colonisées de façon permanente par une autre bactérie qui interfère avec le diagnostic, et il sera alors nécessaire de tenter son élimination par des lavages et un traitement aux antibiotiques. L’écouvillonnage de T. equigenitalis ne devrait pas être pratiqué au cours des 7 jours suivant l’arrêt du traitement. L’utilisation du milieu de Timoney (30), décrit ci-dessus devrait permettre de surmonter cette difficulté dans la plupart des cas. Il est important que chaque jour des plaques additionnelles de géloses soient ensemencées avec une culture de T. equigenitalis pour vérifier que chaque lot de milieu supporte sa croissance. Les géloses doivent être incubées entre 35 et 37°C dans une atmosphère contenant 5 à 10 % (v/v) de CO2 ou en utilisant une chandelle dans une jarre. Au moins 72 h sont normalement requises avant que les colonies de T. equigenitalis deviennent visibles, après ce laps de temps des inspections journalières sont recommandées. La détection visuelle des colonies peut prendre jusqu’à 14 jours (33). Une incubation standard d’au moins 7 jours est recommandée avant de certifier les cultures négatives pour T. equigenitalis. Les géloses devraient être examinées pour les contaminants après les dernières 24 h d’incubation. Les colonies de T. equigenitalis peuvent être de 2 à 3 mm de diamètre, lisses avec un contour régulier, brillantes et de couleur jaunâtre à grise. Les laboratoires devraient prendre en considération que certains pays requièrent un temps d’incubation plus long comme procédure standard et ils devraient alors s’assurer des exigences particulières à l’importation ou indiquer la période d’incubation sur laquelle repose leur jugement. T. equigenitalis est une bactérie à Gram négatif, non mobile, bâtonnet ou coccobacille souvent pléomorphique (près de 6 µm de longueur) et peut montrer une coloration bipolaire. La bactérie est catalase positive, phosphatase positive, et fortement oxydase positive (voir réf. 5 pour les méthodes d’examen de catalase, phosphatase et de l’oxydase). Cependant, elle est inerte dans les autres tests biochimiques. Si un microorganisme à croissance lente est isolé et qu’il correspond à la description adéquate de morphologie cellulaire et qu’il est fortement oxydase positive, il devrait être testé pour sa réactivité avec des antisérums spécifiques anti- T. equigenitalis. Une variété d’épreuves sérologiques de complexité variable a été développée allant de l’agglutination sur lame à l’immunofluorescence directe ou indirecte. Chaque méthode a ses avantages et ses inconvénients. Un inconvénient de l’épreuve d’agglutination est qu’occasionnellement survient une auto-agglutination des isolats : la culture dans un incubateur à CO2, au lieu d’une jarre avec chandelle, peut réduire l’auto-agglutination (28). Il a été suggéré que l’immunofluorescence pourrait être utilisée pour identifier les isolats auto-agglutinants, certains laboratoires ont rapporté des réactions croisées avec Mannheimia haemolytica mais ceci est très rare. Si une réaction croisée est suspectée, il peut être nécessaire de répéter l’épreuve en utilisant du sérum absorbé (28). L’épreuve d’immunofluorescence peut être améliorée en utilisant des anticorps monoclonaux, qui sont maintenant disponibles2. Les antisérums sont produits par vaccination d’un lapin avec T. equigenitalis tué. Un certain nombre de protocoles d’immunisation différents peuvent être employés, comme ceux utilisés pour produire les antisérums pour le typage d’Escherichia coli (25), et ceux utilisés pour l’immunisation à l’aide d’un adjuvant, comme l’adjuvant incomplet de Freund. Des anticorps monoclonaux sont commercialement disponibles et donnent un moyen hautement spécifique pour identifier T. equigenitalis. Une souche standard, comme celle du NCTC 111843, devrait être utilisée pour l’immunisation. Cependant, la considération la plus importante est la spécificité de l’antisérum produit. Il devrait agglutiner T. equigenitalis, mais il ne devrait pas agglutiner d’autres bactéries qui pourraient l’être et pourraient être retrouvées sur les membranes urogénitales du cheval, et ce même si elles le sont rarement. En particulier, il ne devrait pas agglutiner aucune bactérie à Gram-négatif et oxydase positive telle Mannheimia haemolytica, Actinobacillus equuli, Bordetella bronchiseptica (lesquelles sont étroitement apparentées à T. equigenitalis voir réf. 8), et Pseudomonas aeruginosa. Récemment une autre espèce de Taylorella, T. asinigenitalis, a été isolée d’un âne mâle aux USA (16). Cette nouvelle bactérie ne provoque pas de maladie mais réside dans le tractus génital des ânes mâles et peut être transmise aux ânesses et aux juments lors de l’accouplement. De plus, l’apparence des colonies, les caractéristiques de la culture et les résultats des tests biochimiques sont similaires à ceux de T. equigenitalis. Il existe également une réaction croisée sérologique entre les 2 bactéries. Au « National Veterinary Services Laboratories (NVSL) » à Ames, en Iowa, USA4, et au « Veterinary Laboratories Agency (VLA) », Bury St Edmunds, au Royaume-Uni, la différenciation entre T. asinigenitalis et T. equigenitalis est possible en utilisant une amplification en chaîne par polymérase (PCR). Une trousse de diagnostic d’agglutination au latex pour l’identification antigénique de T. equigenitalis peut être achetée5 ; elle est basée sur des anticorps polyclonaux produits par des méthodes similaires à celles décrites plus haut. Ceci est utilisé couramment par les laboratoires pratiquant des tests de routine pour la confirmation de 2 3 4 5 734 Institut Pourquier, 326 rue de la Galera, Parc Euromedicine, 34090 Montpelier, France. E-mail: [email protected] Disponible à la National Collection of Type Cultures, Colindale, London, Royaume-Uni. Pour plus d’informations contacter le NVSL à NVSL, P.O. Box 844, Ames, Iowa 50010, USA. E-mail: [email protected] or the VLA at VLA, Rougham Hill, Bury St Edmunds, IP33 2RX, UK. E-mail: [email protected] Mono Tayl, Il peut être obtenu chez Bionor, Stromdaljordet 4, Postboks 1868, Gulset, N-3701 Skein, Norvège. Manuel terrestre de l’OIE 2005 Chapitre 2.5.1. — Métrite contagieuse équine l’identité des colonies poussant sur milieu sélectif et qui donnent des réactions biochimiques concordantes avec T. equigenitalis. Comme T. equigenitalis est une bactérie antigéniquement et relativement distincte, et que les rares anticorps causant des réactions croisées sont aisément absorbés pendant la production des réactifs, l’épreuve s’est révélée hautement spécifique et sensible. Par contre, il devrait être mentionné qu’elle ne pourra peut-être pas différencier les souches de T. equigenitalis de celles de T. asinigenitalis. Une méthode PCR a été utilisée pour détecter T. equigenitalis et a été comparée à la méthode de culture aux Pays-Bas et au Japon (2, 6, 9). Dans ces études, un taux plus élevé de détection par PCR a été trouvé comparé à la culture, même parmi les chevaux importés d’une source sans preuve précédente d’infection ou de maladie clinique due à T. equigenitalis. Les auteurs proposent que l’état de porteur soit plus répandu que précédemment rapporté, et que les récentes découvertes concernant les variations génétiques des souches (7, 17) puissent être liées à des différences de pouvoir pathogène. La PCR a aussi été utilisée au Royaume-Uni (10). Elle était hautement spécifique et était capable de détecter un petit nombre de T. equigenitalis malgré la présence d’un grand nombre de bactéries provenant de la flore normale d’un échantillon du tractus urogénital équin. Récemment au Japon, l’application de la PCR dans l’éradication de la métrite contagieuse équine a été évaluée. Il a été démontré que la PCR était plus sensible que la culture pour la détection de T. equigenitalis provenant d’écouvillons génitaux de chevaux (2, 3, 18, 19). Cette technique prometteuse a besoin d’être plus profondément évaluée. 2. Épreuves sérologiques Aucune épreuve sérologique décrite jusqu’à maintenant ne détecte l’infection, par elle-même, de façon fiable pour le diagnostic et le contrôle. Cependant, le test de fixation du complément a été utilisé avec succès comme épreuve adjointe à la culture pour T. equigenitalis dans le criblage des juments, 20 jours ou plus après l’accouplement avec un étalon porteur. C. SPÉCIFICATIONS APPLICABLES AUX VACCINS ET AUX PRODUITS BIOLOGIQUES À USAGE DIAGNOSTIQUE Aucun vaccin efficace protégeant contre la métrite contagieuse équine ou prévenant la colonisation par T. equigenitalis n’est disponible. RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES 1. ANON (1979). Report of an International CEM meeting. Vet. Rec., 105, 337–338. 2. ANZAI T., EGUCHI M., SEKIZAKI T., KAMADA M., YAMAMOTO K. & OKUDA T. (1999). Development of a PCR test for rapid diagnosis of contagious equine metritis. J. Vet. Med. Sci., 61, 1287–1292. 3. ANZAI T., WADA R., OKUDA T. & AOKI T. (2002). Evaluation of the field application of PCR in the eradication of contagious equine metritis from Japan. J. Vet. Med. Sci., 64, 999–1002. 4. ATHERTON J.G. (1983). Evaluation of selective supplements used in media for the isolation of the causative organism of contagious equine metritis. Vet. Rec., 113, 299–300. 5. BARROW G.I. & FELTHAM R.K.A. (1993). Cowan and Steels’s Manual for the Identification of Medical Bacteria, Third Edition. Cambridge University Press, Cambridge, UK. 6. BLEUMINK-PLUYM N.M.C., HOUWERS D.J., PARLEVLIET J.M. & COLENBRANDER B. (1993). PCR-based detection of CEM agent. Vet. Rec., 133, 375–376. 7. BLEUMINK-PLUYM N.M.C., TER LAAK E.A. & VAN DER ZEIJST B.A.M. (1990). Epidemiologic study of Taylorella equigenitalis strains by field inversion gel electrophoresis of genomic restriction endonuclease fragments. J. Clin. Microbiol., 28, 2012–2016. 8. BLEUMINK-PLUYM N.M.C., VAN DIJK L., VAN VLIET A.H., VAN DER GIESSEN J.W. & VAN DER ZEIJST B.A. (1993). Phylogenetic position of Taylorella equigenitalis determined by analysis of amplified 16S ribosomal DNA sequences. Int. J. Syst. Bacteriol., 43, 618–621. Manuel terrestre de l’OIE 2005 735 Chapitre 2.5.1. — Métrite contagieuse équine 9. BLEUMINK-PLUYM N.M.C., WERDLER M.E.B., HOUWERS D.J., PARLEVLIET J.M., COLENBRANDER B. & VAN DER ZEIJST B.A.M. (1994). Development and evaluation of PCR test for detection of Taylorella equigenitalis. J. Clin. Microbiol., 32, 893–896. 10. CHANTER N., VIGANO F., COLLIN N.C. & MUMFORD J.A. (1998). Use of a PCR assay for Taylorella equigenitalis applied to samples from the United Kingdom. Vet. Rec., 143, 225–227. 11. CROWHURST R.C. (1977). Genital infection in mares. Vet. Rec., 100, 476. 12. CROWHURST R.C., SIMPSON D.J., GREENWOOD R.E.S. & ELLIS D.R. (1979). Contagious equine metritis. Vet. Rec., 104, 465. 13. DAWSON F.L.M., BENSEN J.A. & CROXTON-SMITH P. (1978). The course of serum antibody development in two ponies experimentally infected with contagious metritis. Equine Vet. J., 10, 145–147. 14. FERNIE, BATTY I., WALKER P.D., PLATT H., MACKINTOSH M.E. & SIMPSON D.J. (1980). Observations on vaccine and post-infection immunity in contagious equine metritis. Res. Vet. Sci., 28, 362–367. 15. HORSERACE BETTING LEVY BOARD (2005). Code of Practice on Contagious Equine Metritis, Equine Viral Arteritis, Equine Herpesvirus, and Guidelines on Strangles. Horserace Betting Levy Board, London, UK. http://www.hblb.org.uk/hblbweb.nsf/Codes %20of %20Practice %202005.pdf 16. JANG S.S., DONAHUE J.M., ARATA A.B., GORIS J., HANSEN L.M., EARLEY D.L., VANDAMME P.A., TIMONEY P.J. & HIRSH D.C. (2001). Taylorella asinigenitalis sp. nov., a bacterium isolated from the genital tract of male donkeys (Equus asinus). Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 51, 971–976. 17. LAPAN G., AWAD-MASALMEH M., HARTIG A. & SILBER R. (1991). Investigations on Taylorella equigenitalis; cell wall proteins, DNA fingerprints, plasmids, adhesion and cytotoxicity. J. Vet. Med. [B], 38, 589–598. 18. MISEREZ R., FREY J., KRAWINKLER M. & NICOLET J. (1996). Identifikation und Diagnostik von Taylorella equigenitalis mittels einer DNA-Amplifikationsmethode (PCR). Schweiz. Arch. Tierheilk., 138, 115–120. 19. MOORE J.E., BUCKLEY T.C., MILLAR B.C., GIBSON P., CANNON G., EGAN C., COSGROVE H., STANBRIDGE S., ANZAI T., MATSUDA M. & MURPHY P.G. (2001). Molecular surveillance of the incidence of Taylorella equigenitalis and Pseudomonas aeruginosa from horses in Ireland by sequence-specific PCR. Equine Vet. J., 33, 319–322. 20. PLATT H., ATHERTON J.G., DAWSON F.L.M. & DURRANT D.S. (1978). Developments in contagious equine metritis. Vet. Rec., 102, 19. 21. PLATT H., ATHERTON J.G., SIMPSON D.J., TAYLOR C.E.D., ROSENTHAL R.O., BROWN D.F.J. & WREGHITT T.G. (1977). Genital infection in mares. Vet. Rec., 101, 20. 22 ROGERSON B.A., CONDRON R.J., BAKER J. & CRAVEN J.A. (1984). Experimental infection of mares with Haemophilus equigenitalis. Aust. Vet. J., 61, 392–395. 23. SAHU S.P., DARDIRI A.H., ROMMEL F.A. & PIERSON R.E. (1979). Survival of contagious equine metritis bacteria in transport media. Am. J. Vet. Res., 40, 1040–1042. 24. SCHLUTER H., KULLER H., FREIDREICH U., SELBITZ H., MARWITZ T., BEYER C. & ULLRICH E. (1991). Epizootiology and treatment of contagious equine metritis (CEM), with particular reference to the treatment of infected stallions. Prakt. Tierarzt., 72, 503–511. 25. SOJKA W.J. (1965). Escherichia coli in Domestic Animals and Poultry. Commonwealth Review Series No.7. 26. SWANEY L.M. & SAHU S.P. (1978). CEM: bacteriological methods. Vet. Rec., 102, 43. 27. SWERCZEK T.W. (1978). Inhibition of the CEM organism by the normal flora of the reproductive tract. Vet. Rec., 103, 125. 28. TER LAAK E.A. & WAGENAARS C.M.F. (1990). Autoagglutination and the specificity of the indirect fluorescent antibody test applied to the identification of Taylorella equigenitalis. Res. Vet. Sci., 49, 117–119. 736 Manuel terrestre de l’OIE 2005 Chapitre 2.5.1. — Métrite contagieuse équine 29. TIMONEY P.J. & POWELL D.G. (1982). Isolation of the contagious equine metritis organism from colts and fillies in the United Kingdom and Ireland. Vet. Rec., 111, 478–482. 30. TIMONEY P.J., SHIN S.J. & JACOBSON R.H. (1982). Improved selective medium for isolation of the contagious equine metritis organism. Vet. Rec., 111,107–108. 31. TIMONEY P.J., WARD J. & KELLY P. (1977). A contagious genital infection of mares. Vet. Rec., 101, 103. 32. TIMONEY P.J., WARD J. & MCARDLE J.F. (1978). CEM and the foaling mare. Vet. Rec., 102, 246–247. 33. WARD J., HOURIGAN M., MCGUIRK J. & GOGARTY A. (1984). Incubation times for primary isolation of contagious equine metritis organism. Vet. Rec., 114, 298. * ** NB : Il existe des Laboratoires de référence de l’OIE pour la métrite contagieuse équine (se reporter à la liste de la partie 3 de ce Manuel terrestre ou consulter le site internet de l’OIE pour une liste actualisée : www.oie.int). Manuel terrestre de l’OIE 2005 737
