PRISE EN CHARGE DES JEUNES MAMMIFÈRES DE LA FAUNE

ÉCOLE NATIONALE VÉTÉRINAIRE D’ALFORT
Année 2013
PRISE EN CHARGE DES JEUNES MAMMIFÈRES
DE LA FAUNE SAUVAGE EUROPÉENNE
DANS LES CENTRES DE SOINS FRANÇAIS
THÈSE
Pour le
DOCTORAT VÉTÉRINAIRE
Présentée et soutenue publiquement devant
LA FACULTÉ DE MÉDECINE DE CRÉTEIL
le……………
par
Cécile LE BARZIC
Née le 12 Janvier 1988 à Seclin (Nord)
JURY
Président : Pr.
Professeur à la Faculté de Médecine de CRÉTEIL
Membres
Directeur : M. Pascal ARNÉ
Maître de conférences à l’École Nationale Vétérinaire d’Alfort
Assesseur : Mme Caroline GILBERT
Maître de conférences à l’École Nationale Vétérinaire d’Alfort
LISTE DES MEMBRES DU CORPS ENSEIGNANT
Directeur : M. le Professeur GOGNY Marc
Directeurs honoraires : MM. les Professeurs : COTARD Jean-Pierre, MORAILLON Robert, PARODI André-Laurent, PILET Charles, TOMA Bernard
Professeurs honoraires : Mme et MM. : BENET Jean-Jacques, BRUGERE Henri, BRUGERE-PICOUX Jeanne, BUSSIERAS Jean, CERF Olivier, CLERC Bernard,
CRESPEAU François, DEPUTTE Bertrand, MOUTHON Gilbert, MILHAUD Guy, POUCHELON Jean-Louis, ROZIER Jacques
DEPARTEMENT D’ELEVAGE ET DE PATHOLOGIE DES EQUIDES ET DES CARNIVORES (DEPEC)
Chef du département : M. POLACK Bruno, Maître de conférences - Adjoint : M. BLOT Stéphane, Professeur
UNITE DE CARDIOLOGIE
DISCIPLINE : NUTRITION-ALIMENTATION
- Mme CHETBOUL Valérie, Professeur *
- M. PARAGON Bernard, Professeur
- Mme GKOUNI Vassiliki, Praticien hospitalier
DISCIPLINE : OPHTALMOLOGIE
- Mme CHAHORY Sabine, Maître de conférences
UNITE DE CLINIQUE EQUINE
- M. AUDIGIE Fabrice, Professeur
- M. DENOIX Jean-Marie, Professeur
UNITE DE PARASITOLOGIE ET MALADIES PARASITAIRES
- Mme DUMAS Isabelle, Maître de conférences contractuel
- M. BENSIGNOR Emmanuel, Professeur contractuel
- Mme GIRAUDET Aude, Praticien hospitalier *
- M. BLAGA Radu Gheorghe, Maître de conférences (rattaché au DPASP)
- M. LECHARTIER Antoine, Maître de conférences contractuel
- M. CHERMETTE René, Professeur *
- Mme MESPOULHES-RIVIERE Céline, Praticien hospitalier
- M. GUILLOT Jacques, Professeur
- Mme TRACHSEL Dagmar, Maître de conférences contractuel
- Mme MARIGNAC Geneviève, Maître de conférences
- M. POLACK Bruno, Maître de conférences
UNITE D’IMAGERIE MEDICALE
- Mme BEDU-LEPERLIER Anne-Sophie, Maître de conférences contractuel UNITE DE PATHOLOGIE CHIRURGICALE
- Mme STAMBOULI Fouzia, Praticien hospitalier
- M. FAYOLLE Pascal, Professeur
- M. MAILHAC Jean-Marie, Maître de conférences
- M. MOISSONNIER Pierre, Professeur*
UNITE DE MEDECINE
- Mme BENCHEKROUN Ghita, Maître de conférences contractuel
- M. NIEBAUER Gert, Professeur contractuel
- M. BLOT Stéphane, Professeur*
- Mme RAVARY-PLUMIOEN Bérangère, Maître de conférences (rattachée au
- Mme MAUREY-GUENEC Christelle, Maître de conférences
DPASP)
- Mme VIATEAU-DUVAL Véronique, Professeur
- M. ZILBERSTEIN Luca, Maître de conférences
UNITE DE MEDECINE DE L’ELEVAGE ET DU SPORT
- Mme CLERO Delphine, Maître de conférences contractuel
- M. GRANDJEAN Dominique, Professeur *
DISCIPLINE : URGENCE SOINS INTENSIFS
- Mme YAGUIYAN-COLLIARD Laurence, Maître de conférences contractuel - Vacant
DEPARTEMENT DES PRODUCTIONS ANIMALES ET DE LA SANTE PUBLIQUE (DPASP)
Chef du département : M. MILLEMANN Yves, Professeur - Adjoint : Mme DUFOUR Barbara, Professeur
UNITE D’HYGIENE ET INDUSTRIE DES ALIMENTS D’ORIGINE UNITE DE REPRODUCTION ANIMALE
- Mme CONSTANT Fabienne, Maître de conférences
ANIMALE
- M. AUGUSTIN Jean-Christophe, Maître de conférences
- M. DESBOIS Christophe, Maître de conférences (rattaché au DEPEC)
- M. BOLNOT François, Maître de conférences *
- M. FONTBONNE Alain, Maître de conférences (rattaché au DEPEC)
- M. CARLIER Vincent, Professeur
- Mme MASSE-MOREL Gaëlle, Maître de conférences contractuel
- Mme COLMIN Catherine, Maître de conférences
- M. MAUFFRE Vincent, Assistant d’enseignement et de recherche contractuel
- M. NUDELMANN Nicolas, Maître de conférences (rattaché au DEPEC)
- M. REMY Dominique, Maître de conférences*
UNITE DES MALADIES CONTAGIEUSES
- Mme DUFOUR Barbara, Professeur*
- Mme HADDAD/HOANG-XUAN Nadia, Professeur
UNITE DE ZOOTECHNIE, ECONOMIE RURALE
- Mme PRAUD Anne, Maître de conférences
- M. ARNE Pascal, Maître de conférences*
- Mme RIVIERE Julie, Maître de conférences contractuel
- M. BOSSE Philippe, Professeur
- M. COURREAU Jean-François, Professeur
UNITE DE PATHOLOGIE MEDICALE DU BETAIL ET DES - Mme GRIMARD-BALLIF Bénédicte, Professeur
- Mme LEROY-BARASSIN Isabelle, Maître de conférences
ANIMAUX DE BASSE-COUR
- M. ADJOU Karim, Maître de conférences *
- M. PONTER Andrew, Professeur
- M. BELBIS Guillaume, Assistant d’enseignement et de recherche contractuel
- M. HESKIA Bernard, Professeur contractuel
- M. MILLEMANN Yves, Professeur
DEPARTEMENT DES SCIENCES BIOLOGIQUES ET PHARMACEUTIQUES (DSBP)
Chef du département : Mme COMBRISSON Hélène, Professeur - Adjoint : Mme LE PODER Sophie, Maître de conférences
UNITE D’ANATOMIE DES ANIMAUX DOMESTIQUES
UNITE D’HISTOLOGIE, ANATOMIE PATHOLOGIQUE
- M. CHATEAU Henry, Maître de conférences*
- Mme CORDONNIER-LEFORT Nathalie, Maître de conférences*
- Mme CREVIER-DENOIX Nathalie, Professeur
- M. FONTAINE Jean-Jacques, Professeur
- M. DEGUEURCE Christophe, Professeur
- Mme LALOY Eve, Maître de conférences contractuel
- Mme ROBERT Céline, Maître de conférences
- M. REYES GOMEZ Edouard, Assistant d’enseignement et de recherche
contractuel
DISCIPLINE : ANGLAIS
UNITE DE PATHOLOGIE GENERALE MICROBIOLOGIE,
- Mme CONAN Muriel, Professeur certifié
IMMUNOLOGIE
- M. BOULOUIS Henri-Jean, Professeur
UNITE DE BIOCHIMIE
- Mme LE ROUX Delphine, Maître de conférences
- M. BELLIER Sylvain, Maître de conférences*
- Mme QUINTIN-COLONNA Françoise, Professeur*
- M. MICHAUX Jean-Michel, Maître de conférences
DISCIPLINE : BIOSTATISTIQUES
- M. DESQUILBET Loïc, Maître de conférences
DISCIPLINE : EDUCATION PHYSIQUE ET SPORTIVE
- M. PHILIPS Pascal, Professeur certifié
DISCIPLINE : ETHOLOGIE
- Mme GILBERT Caroline, Maître de conférences
UNITE DE GENETIQUE MEDICALE ET MOLECULAIRE
- Mme ABITBOL Marie, Maître de conférences
- M. PANTHIER Jean-Jacques, Professeur*
UNITE DE PHARMACIE ET TOXICOLOGIE
- Mme ENRIQUEZ Brigitte, Professeur
- M. PERROT Sébastien, Maître de conférences
- M. TISSIER Renaud, Maître de conférences*
UNITE DE PHYSIOLOGIE ET THERAPEUTIQUE
- Mme COMBRISSON Hélène, Professeur
- Mme PILOT-STORCK Fanny, Maître de conférences
- M. TIRET Laurent, Maître de conférences*
UNITE DE VIROLOGIE
- M. ELOIT Marc, Professeur
- Mme LE PODER Sophie, Maître de conférences *
* responsable d’unité
REMERCIEMENTS
Au professeur de la faculté de Médecine de Créteil,
Qui m’a fait l’honneur d’accepter la présidence de mon jury de thèse,
Hommage respectueux.
Au Docteur Pascal Arné,
Maître de conférences à l’École Nationale Vétérinaire d’Alfort
Pour m’avoir suivie tout au long de ce projet, pour toutes ses corrections et tous ses conseils,
et pour son implication dans ce travail,
Sincères remerciements.
Au Docteur Caroline Gilbert,
Maître de conférences à l’École Nationale Vétérinaire d’Alfort
Pour avoir accepté de prendre part à ce travail et pour sa relecture attentive,
Sincères remerciements.
Au personnel de la bibliothèque,
Pour sa disponibilité et sa gentillesse.
~Maman, je crois que c’est toi qui as semé la graine de l’amour de la Nature en moi. Alors que je n’étais pas
plus haute que trois pommes, tu m’as fait découvrir la beauté des toiles d’araignées après la pluie, des étoiles
qui s’allument dans le ciel d’été, des rouges-gorges qui cherchent leur nourriture dans la neige et des fleurs
des rosiers miniatures. Aujourd’hui, j’essaie (du mieux que je le puis !) d’aider cette Nature à rester aussi belle,
pour que tous les enfants à venir puissent être aussi émerveillés que moi lorsqu’ils poseront leurs yeux sur
Elle. C’est grâce à toi que j’en suis là, toi qui m’as appris qu’il faut travailler dur pour avoir ce qu’on veut, et qui
m’as toujours empêchée de baisser les bras. Merci du fond du cœur. J’espère te voir encore longtemps dans
ce jardin que tu aimes tant. J’espère que tu es fière de moi.
~Papa, depuis que je suis toute petite, tu t’es sué sang et eau pour faire de moi ta petite princesse, pour me
protéger contre toutes les difficultés de la vie, pour être sûr que je ne manque de rien. Tu m’as enseigné que
rien n’est jamais acquis, et qu’on peut toujours faire mieux (« Peut mieux faire ! »). C’est grâce à toi si j’ai pu
arriver là où j’en suis aujourd’hui. Tu as fait de ton mieux pour être le meilleur des pères, et je ne pourrai
jamais te remercier suffisamment pour ça. J’espère que tu es fier de moi (« Best of the best ! »).
~Anthony, merci de me rendre heureuse depuis huit ans. Toutes les épreuves que nous avons traversées
nous ont rendus plus forts. Tu as fait de moi une personne bien meilleure que je ne l’étais au départ. J’espère
te rendre heureux à mes côtés comme tu le mérites. « Together, we will live forever ».
~A mes frères, merci pour toutes ces années, pour toutes ces passions et ces fou-rires partagés. Merci de
m’avoir protégée durant tout ce temps et d’avoir été des modèles pour moi. Gwénaël, quand je n’y croyais
plus, tu n’as cessé de me dire que j’avais la force en moi (« Never give up ! »). Tu es un grand-frère
incroyable. Gaël, merci d’avoir été là dans les moments les plus difficiles de ma vie et de ne m’avoir jamais
jugée. J’espère quand même te voir revenir un jour en France ! Yves, tout ce qui a pu se dire ou se faire par le
passé m’est égal désormais, la vie est bien trop courte pour ne pas savoir pardonner. La Meute est à nouveau
complète avec toi, elle n’a jamais été aussi forte. J’espère rattraper tout le temps perdu auprès de vous. Je
vous souhaite tout le bonheur du monde, à toi, à Laetitia, à mon petit Maël et au prochain bout de chou à
venir. J’espère que vous êtes fiers de moi.
~Mamie, j’imagine que tu me regardes de là où tu es, j’aime à me dire que tu veilles sur moi et que tu guides
mes pas. J’espère que tu es fière de moi.
~Aux amis qui ont traversé ma vie : Cindy, Adeline et Célia, Diana et Dimitri, Kamil, Rémi, Lucile et
Anne-Sophie, mes mamans de clinique, l’équipe du Québec 2012, mes filles de cliniques, mes cointernes, merci à tous et à toutes. Chacun de vous a une place particulière dans mon cœur. Vous m’avez
connue à différentes étapes de mon parcours, et me voilà à un tournant majeur du chemin qui mène vers mes
rêves. L’aventure ne fait en réalité que commencer. Merci d’avoir contribué à me faire avancer, chacun à votre
manière. Merci pour les discussions à la limite du philosophique avec la plupart d’entre vous, je pense qu’elles
ont chacune contribué à nous faire grandir ! Maïté, tu resteras pour toujours un modèle de courage pour moi.
J’espère que tu veilles sur moi de là où tu es.
~Au personnel du CEDAF : Florine, Anna, Gilbert et Marion, M. Courreau et M. Arné, merci pour m’avoir
initiée à la gestion de la faune sauvage, pour tous ces moments et ces connaissances partagées. Vous
m’avez fait découvrir un aspect de ce métier qui me tient vraiment à cœur, merci d’avoir allumé la flamme en
moi.
~Aux animaux qui m’ont accompagnée : Kung-fu, Faline, Le Chat, Kenshin, Tyrannosaure, Séphrénia,
Timcampy, Titania, Carbuncle, Sly, Rei et Asuka, Cracotte, vous avez tous contribué à égayer mes
journées et à effacer mes moments de tristesse. Vous avez renforcé ma vocation. Chacun de vous a une
place toute particulière dans mon cœur. Merci.
~À tous les bébés du CEDAF dont je me suis occupé. Parfois, on se demande « à quoi bon ? », et parfois,
on sait. Merci d’avoir apporté cette réponse si simple toutes les fois où la fatigue me faisait douter du bienfondé de ce travail. Je suis très heureuse d’avoir pu conduire certains d’entre vous jusqu’à la liberté. J’espère
que vous ferez de beaux bébés, mais essayez de bien vous en occuper et d’éviter qu’ils ne finissent dans mon
centre de soins, je ne serai jamais une aussi bonne maman que vous !
TABLE DES MATIÈRES
Liste des figures ....................................................................................................................................................................................16
Liste des tableaux ..................................................................................................................................................................................20
Liste des abréviations ............................................................................................................................................................................21
Liste des noms latins des espèces et sous espèces animales citées dans le texte ..............................................................................22
Introduction ............................................................................................................................................................................................23
PREMIÈRE PARTIE : Généralites sur la prise en charge d’un mammifère juvénile dans les centres de soins ...................................25
I- Règlementation régissant les centres de soins .............................................................................................................................27
A-
Textes de lois encadrant les centres de soins ...................................................................................................................27
B-
Animaux dont la détention est autorisée dans un centre de soins ..................................................................................28
II-
Prise en charge générale d’un juvénile dans un centre de soins .........................................................................................30
A-
Gestion immédiate du jeune à son arrivée .........................................................................................................................30
1.
Entretien téléphonique préalable ......................................................................................................................................30
2.
Accueil de l’animal ............................................................................................................................................................31
3.
Cas urgents ......................................................................................................................................................................33
4.
Alimentation ......................................................................................................................................................................34
a.
Choix de l’aliment ........................................................................................................................................................34
b.
Choix du matériel d’alimentation .................................................................................................................................34
c.
Fréquence des repas et quantité à distribuer ..............................................................................................................35
5.
B-
Habitat et hygiène .............................................................................................................................................................35
Suivi du jeune jusqu’au relâcher ............................................................................................................................................36
1.
Sevrage ............................................................................................................................................................................36
2.
Pathologies fréquentes .....................................................................................................................................................37
a.
Troubles d’origine alimentaire .....................................................................................................................................37
Anorexie .................................................................................................................................................................37
Constipation ...........................................................................................................................................................37
Diarrhée .................................................................................................................................................................37
Météorisation..........................................................................................................................................................37
b.
Maladies systémiques .................................................................................................................................................38
Bronchopneumonie par fausse déglutition .............................................................................................................38
Diarrhée d’origine infectieuse.................................................................................................................................38
c.
Parasitisme..................................................................................................................................................................38
d.
Imprégnation ...............................................................................................................................................................39
3.
Réhabilitation ....................................................................................................................................................................40
a.
Préparation au relâcher ...............................................................................................................................................40
b.
Choix du site et du moment du relâcher......................................................................................................................41
c.
Méthodes de relâcher..................................................................................................................................................42
Le « soft-release » .................................................................................................................................................42
Le « hard-release » ................................................................................................................................................42
DEUXIÈME PARTIE : Prise en charge spécifique des jeunes mammifères dans les centres de soins ................................................45
~1~
CHAPITRE 1 : Hérisson d’Europe (Erinaceus europaeus)....................................................................................................................47
I- Biologie du Hérisson d’Europe ........................................................................................................................................................49
A-
Présentation de l’espèce ................................................................................................................................................49
B-
Rythme de vie, habitat et particularités comportementales .............................................................................................50
1.
Rythme de vie .................................................................................................................................................................50
a. Annuel ..........................................................................................................................................................................50
b. Journalier .....................................................................................................................................................................51
2.
Habitat et mode de regroupement ................................................................................................................................51
3.
Particularités comportementales ...................................................................................................................................52
C-
Régime alimentaire en milieu naturel ...........................................................................................................................52
D-
Reproduction et comportement parental ......................................................................................................................53
1.
Appareils reproducteurs .................................................................................................................................................53
2.
Œstrus et accouplement ................................................................................................................................................53
3.
Gestation et mise-bas ....................................................................................................................................................54
4.
Croissance des jeunes ...................................................................................................................................................54
5.
Dispersion et maturité sexuelle .....................................................................................................................................54
II- Prise en charge du jeune hérisson dans un centre de soins ......................................................................................................55
A-
Gestion immédiate du jeune à son arrivée ...................................................................................................................55
1.
Entretien téléphonique préalable ......................................................................................................................................55
2.
Accueil de l’animal ............................................................................................................................................................56
a. Accueil général ...........................................................................................................................................................56
b. Diagnose de l’âge .......................................................................................................................................................56
c. Diagnose du sexe .......................................................................................................................................................58
d. Moyen d’identification .................................................................................................................................................58
3.
Cas urgents ......................................................................................................................................................................58
4.
Alimentation ......................................................................................................................................................................59
a. Choix de l’aliment .........................................................................................................................................................59
b. Choix du matériel d’alimentation ..................................................................................................................................60
c. Fréquence des repas et quantité à distribuer ...............................................................................................................60
5.
Habitat et hygiène .............................................................................................................................................................61
a. Habitat ..........................................................................................................................................................................61
b. Hygiène ........................................................................................................................................................................62
B-
Suivi du jeune jusqu’au relâcher ............................................................................................................................................63
1.
Sevrage ............................................................................................................................................................................63
2.
Pathologies fréquentes .....................................................................................................................................................64
a. Troubles d’origine alimentaire ......................................................................................................................................64
Anorexie ....................................................................................................................................................................64
Constipation ...............................................................................................................................................................64
Diarrhée .....................................................................................................................................................................64
Météorisation .............................................................................................................................................................65
b. Maladies systémiques ..................................................................................................................................................65
~2~
Bronchopneumonie par fausse déglutition ................................................................................................................65
Diarrhée d’origine infectieuse ....................................................................................................................................65
c. Parasitisme ...................................................................................................................................................................66
Ectoparasites .............................................................................................................................................................66
Endoparasites ............................................................................................................................................................66
d. Contacts avec l’homme et conséquences comportementales .....................................................................................67
e. Autres troubles .............................................................................................................................................................67
Déficience en thiamine ..............................................................................................................................................67
Hernie ombilicale .......................................................................................................................................................68
Irritation de l’anus ......................................................................................................................................................68
Prolapsus rectal .........................................................................................................................................................68
3.
Réhabilitation ....................................................................................................................................................................68
a. Préparation au relâcher ................................................................................................................................................68
b. Choix du site et du moment du relâcher .......................................................................................................................69
c. Méthodes de relâcher ...................................................................................................................................................69
Le « soft-release » .....................................................................................................................................................69
Le « hard-release » ...................................................................................................................................................70
CHAPITRE 2 : Pipistrelle commune (Pipistrellus pipistrellus) et autres chiroptères..............................................................................73
I- Biologie de la pipistrelle commune .................................................................................................................................................75
A-
Présentation de l’espèce ......................................................................................................................................................75
B-
Rythme de vie, habitat et particularités comportementales .............................................................................................76
1.
Rythme de vie et mode de regroupement ....................................................................................................................76
a. Annuel ..........................................................................................................................................................................76
b. Journalier .....................................................................................................................................................................77
2.
Habitat .............................................................................................................................................................................77
3.
Particularités comportementales ...................................................................................................................................78
C-
Régime alimentaire en milieu naturel ...........................................................................................................................78
D-
Reproduction et comportement parental ......................................................................................................................79
1.
Appareils reproducteurs ...................................................................................................................................................79
2.
Œstrus et accouplement ...................................................................................................................................................79
3.
Gestation et mise-bas .......................................................................................................................................................79
4.
Croissance des jeunes .....................................................................................................................................................80
5.
Dispersion et maturité sexuelle ........................................................................................................................................81
II- Prise en charge du jeune chiroptère dans un centre de soins ...................................................................................................82
A-
Gestion immédiate du jeune à son arrivée ...................................................................................................................82
1.
Entretien téléphonique préalable ......................................................................................................................................82
2.
Accueil de l’animal ............................................................................................................................................................83
a. Accueil général ...........................................................................................................................................................83
b. Diagnose de l’âge .......................................................................................................................................................83
c. Moyen d’identification .................................................................................................................................................84
3.
Cas urgents ......................................................................................................................................................................84
~3~
4.
Alimentation ......................................................................................................................................................................84
a. Choix de l’aliment .........................................................................................................................................................85
b. Choix du matériel d’alimentation ..................................................................................................................................86
c. Fréquence des repas et quantité à distribuer ...............................................................................................................86
5.
Habitat et hygiène .............................................................................................................................................................86
a. Habitat ..........................................................................................................................................................................86
b. Hygiène ........................................................................................................................................................................87
B-
Suivi du jeune jusqu’au relâcher ............................................................................................................................................87
1.
Sevrage ............................................................................................................................................................................87
2.
Pathologies fréquentes .....................................................................................................................................................88
a. Troubles d’origine alimentaire ......................................................................................................................................88
Anorexie ....................................................................................................................................................................88
Diarrhée .....................................................................................................................................................................88
Hyperparathyroïdisme secondaire d’origine alimentaire ...........................................................................................88
Météorisation .............................................................................................................................................................88
b. Maladies systémiques ..................................................................................................................................................88
Alopécie .....................................................................................................................................................................88
Bronchopneumonie par fausse déglutition ................................................................................................................89
Emphysème sous-cutané ..........................................................................................................................................89
c. Parasitisme ...................................................................................................................................................................89
Ectoparasites .............................................................................................................................................................89
Endoparasites ............................................................................................................................................................90
d. Contacts avec l’homme et conséquences comportementales .....................................................................................90
e. Autres troubles .............................................................................................................................................................90
Déchirure de la membrane alaire ..............................................................................................................................90
Fracture du membre antérieur ...................................................................................................................................91
Infection cutanée de la membrane alaire ..................................................................................................................91
3.
Réhabilitation ....................................................................................................................................................................92
a. Préparation au relâcher ................................................................................................................................................92
b. Choix du site et du moment du relâcher .......................................................................................................................92
c. Méthodes de relâcher ...................................................................................................................................................92
Le « soft-release » .....................................................................................................................................................92
Le « hard-release » ...................................................................................................................................................93
CHAPITRE 3 : Renard roux (Vulpes vulpes) .........................................................................................................................................95
I- Biologie du renard roux ....................................................................................................................................................................97
A-
Présentation de l’espèce ......................................................................................................................................................97
B-
Rythme de vie et habitat .....................................................................................................................................................98
1.
Rythme de vie .................................................................................................................................................................98
a. Annuel ..........................................................................................................................................................................98
b. Journalier .....................................................................................................................................................................98
2.
Habitat et mode de regroupement ................................................................................................................................99
~4~
C-
Régime alimentaire en milieu naturel .........................................................................................................................100
D-
Reproduction et comportement parental ....................................................................................................................101
1.
Appareils reproducteurs .................................................................................................................................................101
2.
Œstrus et accouplement .................................................................................................................................................102
3.
Gestation et mise-bas .....................................................................................................................................................102
4.
Croissance des jeunes ...................................................................................................................................................103
5.
Dispersion et maturité sexuelle ......................................................................................................................................104
II- Prise en charge du jeune renard dans un centre de soins........................................................................................................105
A-
Gestion immédiate du jeune à son arrivée .................................................................................................................105
1.
Entretien téléphonique préalable ....................................................................................................................................105
2.
Accueil de l’animal ..........................................................................................................................................................106
a. Accueil général .........................................................................................................................................................106
b. Diagnose de l’âge .....................................................................................................................................................106
c. Diagnose du sexe .....................................................................................................................................................108
d. Moyen d’identification ...............................................................................................................................................108
3.
Cas urgents ....................................................................................................................................................................108
4.
Alimentation ....................................................................................................................................................................108
a. Choix de l’aliment .......................................................................................................................................................108
b. Choix du matériel d’alimentation ................................................................................................................................109
c. Fréquence des repas et quantité à distribuer .............................................................................................................109
5.
Habitat et hygiène ...........................................................................................................................................................109
a. Habitat ........................................................................................................................................................................109
b. Hygiène ......................................................................................................................................................................109
B-
Suivi du jeune jusqu’au relâcher ..........................................................................................................................................110
1.
Sevrage ..........................................................................................................................................................................110
2.
Pathologies fréquentes ...................................................................................................................................................110
a. Troubles d’origine alimentaire ....................................................................................................................................110
Anorexie ..................................................................................................................................................................110
Diarrhée ...................................................................................................................................................................110
Météorisation ...........................................................................................................................................................110
b. Maladies systémiques ................................................................................................................................................111
Bronchopneumonie par fausse déglutition ..............................................................................................................111
Ictère........................................................................................................................................................................111
Hépatite de Rubarth ................................................................................................................................................111
Leptospirose ............................................................................................................................................................111
Maladie de Carré .....................................................................................................................................................112
c. Parasitisme .................................................................................................................................................................112
Ectoparasites ...........................................................................................................................................................112
Endoparasites ..........................................................................................................................................................113
d. Contacts avec l’homme et conséquences comportementales ...................................................................................113
e. Autre trouble ...............................................................................................................................................................113
~5~
Hydrocéphalie ..........................................................................................................................................................113
3.
Réhabilitation ..................................................................................................................................................................113
a. Préparation au relâcher ..............................................................................................................................................113
b. Choix du site et du moment du relâcher .....................................................................................................................114
c. Méthodes de relâcher .................................................................................................................................................114
Le « soft-release » ...................................................................................................................................................114
Le « hard-release » ................................................................................................................................................115
CHAPITRE 4 : Fouine (Martes foina) et autres petits mustélidés........................................................................................................117
I- Biologie des petits mustélidés .......................................................................................................................................................119
A-
Présentation de l’espèce ....................................................................................................................................................119
B-
Rythme de vie, habitat et particularités comportementales ...........................................................................................120
1.
Rythme de vie ...............................................................................................................................................................120
a. Annuel ........................................................................................................................................................................120
b. Journalier ...................................................................................................................................................................121
2.
Habitat et mode de regroupement ..............................................................................................................................121
C-
Régime alimentaire en milieu naturel .........................................................................................................................121
D-
Reproduction et comportement parental ....................................................................................................................122
1.
Appareils reproducteurs .................................................................................................................................................122
2.
Œstrus et accouplement .................................................................................................................................................122
3.
Gestation et mise-bas .....................................................................................................................................................123
4.
Croissance des jeunes ...................................................................................................................................................123
5.
Dispersion et maturité sexuelle ......................................................................................................................................124
II- Prise en charge du jeune mustélidé dans un centre de soins ..................................................................................................125
A-
Gestion immédiate du jeune à son arrivée .......................................................................................................................125
1.
Entretien téléphonique préalable ....................................................................................................................................125
2.
Accueil de l’animal ..........................................................................................................................................................125
a. Accueil général .........................................................................................................................................................125
b. Diagnose de l’âge .....................................................................................................................................................126
c. Diagnose du sexe .....................................................................................................................................................127
d. Moyen d’identification ...............................................................................................................................................127
3.
Cas urgents ....................................................................................................................................................................127
4.
Alimentation ....................................................................................................................................................................127
a. Choix de l’aliment .......................................................................................................................................................127
b. Choix du matériel d’alimentation ................................................................................................................................128
c. Fréquence des repas et quantité à distribuer .............................................................................................................128
5.
Habitat et hygiène ...........................................................................................................................................................128
a. Habitat ........................................................................................................................................................................128
b. Hygiène ......................................................................................................................................................................129
B-
Suivi du jeune jusqu’au relâcher ..........................................................................................................................................129
1.
Sevrage ..........................................................................................................................................................................129
2.
Pathologies fréquentes ...................................................................................................................................................129
~6~
a. Troubles d’origine alimentaire ....................................................................................................................................129
Anorexie ..................................................................................................................................................................129
b. Maladies systémiques ................................................................................................................................................130
Bronchopneumonie par fausse déglutition ..............................................................................................................130
Maladie aléoutienne ................................................................................................................................................130
c. Parasitisme .................................................................................................................................................................130
Ectoparasites ...........................................................................................................................................................130
Endoparasites ..........................................................................................................................................................130
d. Contacts avec l’homme et conséquences comportementales ...................................................................................130
e. Autre trouble ...............................................................................................................................................................131
Prédation .................................................................................................................................................................131
3.
Réhabilitation ..................................................................................................................................................................131
a. Préparation au relâcher ..............................................................................................................................................131
b. Choix du site et du moment du relâcher .....................................................................................................................131
c. Méthodes de relâcher .................................................................................................................................................131
Le « soft-release » ...................................................................................................................................................132
Le « hard-release » .................................................................................................................................................132
CHAPITRE 5 : Blaireau européen (Meles meles)................................................................................................................................135
I- Biologie du blaireau européen ......................................................................................................................................................137
A-
Particularités d’espèce .......................................................................................................................................................137
B-
Rythme de vie et habitat ...................................................................................................................................................138
1.
Rythme de vie ...............................................................................................................................................................138
a. Annuel ........................................................................................................................................................................138
b. Journalier ...................................................................................................................................................................138
2.
Habitat et mode de regroupement ..............................................................................................................................138
C-
Régime alimentaire en milieu naturel .........................................................................................................................139
D-
Reproduction et comportement parental ....................................................................................................................140
1.
Appareils reproducteurs .................................................................................................................................................140
2.
Œstrus et accouplement .................................................................................................................................................141
3.
Gestation et mise-bas .....................................................................................................................................................141
4.
Croissance des jeunes ...................................................................................................................................................142
5.
Dispersion et maturité sexuelle ......................................................................................................................................142
II- Prise en charge du jeune blaireau dans un centre de soins .....................................................................................................143
A-
Gestion immédiate du jeune à son arrivée .................................................................................................................143
1.
Entretien téléphonique préalable ....................................................................................................................................143
2.
Accueil de l’animal ..........................................................................................................................................................143
a. Accueil général .........................................................................................................................................................143
b. Diagnose de l’âge .....................................................................................................................................................144
c. Diagnose du sexe .....................................................................................................................................................145
d. Moyen d’identification ...............................................................................................................................................145
3.
Cas urgents ....................................................................................................................................................................145
~7~
4.
Alimentation ....................................................................................................................................................................145
a. Choix de l’aliment .......................................................................................................................................................145
b. Choix du matériel d’alimentation ................................................................................................................................146
c. Fréquence des repas et quantité à distribuer .............................................................................................................146
5.
Habitat et hygiène ...........................................................................................................................................................147
a. Habitat ........................................................................................................................................................................147
b. Hygiène ......................................................................................................................................................................147
B-
Suivi du jeune jusqu’au relâcher ..........................................................................................................................................147
1.
Sevrage ..........................................................................................................................................................................147
2.
Pathologies fréquentes ...................................................................................................................................................148
a. Troubles d’origine alimentaire ....................................................................................................................................148
..................................................................................................................................................................148
.............................................................................................................................................................148
...................................................................................................................................................................148
b. Maladies systémiques ................................................................................................................................................148
...................................................................................................................................................................148
..............................................................................................................149
..................................................................................................................................149
c. Parasitisme .................................................................................................................................................................149
d. Contacts avec l’homme et conséquences comportementales ...................................................................................149
e. Autre trouble ...............................................................................................................................................................150
....................................................................................................................................................150
3.
Réhabilitation ..................................................................................................................................................................150
a. Préparation au relâcher ..............................................................................................................................................150
b. Choix du site et du moment du relâcher .....................................................................................................................150
c. Méthodes de relâcher .................................................................................................................................................150
soft-release » ...................................................................................................................................................150
hard-release » .................................................................................................................................................151
CHAPITRE 6 : Chevreuil (Capreolus capreolus) et autres cervidés....................................................................................................153
I- Biologie du Chevreuil et du Cerf Élaphe ......................................................................................................................................155
A-
Présentation de l’espèce ....................................................................................................................................................155
B-
Habitat et rythme de vie ....................................................................................................................................................157
1.
Habitat et mode de regroupement ..............................................................................................................................157
2.
Rythme de vie ...............................................................................................................................................................158
a. Annuel ........................................................................................................................................................................158
b. Journalier ...................................................................................................................................................................159
C-
Régime alimentaire en milieu naturel .........................................................................................................................160
D-
Reproduction et comportement parental ....................................................................................................................160
1.
Appareils reproducteurs ...............................................................................................................................................160
2.
Œstrus et accouplement (DRION, 2003) ....................................................................................................................161
3.
Gestation et mise-bas ..................................................................................................................................................162
~8~
4.
Croissance des jeunes .................................................................................................................................................163
5.
Dispersion et maturité sexuelle ...................................................................................................................................164
II- Prise en charge du jeune cervidé dans un centre de soins ......................................................................................................165
A-
Gestion immédiate du jeune à son arrivée .................................................................................................................165
1.
Entretien téléphonique préalable ....................................................................................................................................165
2.
Accueil de l’animal ..........................................................................................................................................................165
a. Accueil général .........................................................................................................................................................165
b. Diagnose de l’âge .....................................................................................................................................................166
3.
Cas urgents ....................................................................................................................................................................167
4.
Alimentation ....................................................................................................................................................................168
a. Choix de l’aliment .......................................................................................................................................................168
b. Choix du matériel d’alimentation ................................................................................................................................169
5.
Habitat et hygiène ...........................................................................................................................................................170
a. Habitat ........................................................................................................................................................................170
b. Hygiène ......................................................................................................................................................................170
B-
Suivi du jeune jusqu’au relâcher ..........................................................................................................................................171
1.
Sevrage ..........................................................................................................................................................................171
2.
Pathologies fréquentes ...................................................................................................................................................171
a. Troubles d’origine alimentaire ....................................................................................................................................171
Anorexie ..................................................................................................................................................................171
Constipation .............................................................................................................................................................171
Diarrhée ...................................................................................................................................................................171
Météorisation ...........................................................................................................................................................172
b. Maladies systémiques ................................................................................................................................................172
Bronchopneumonie par fausse déglutition ..............................................................................................................172
Diarrhée d’origine infectieuse ..................................................................................................................................172
Entérotoxémie .........................................................................................................................................................172
c. Parasitisme .................................................................................................................................................................173
Ectoparasites ...........................................................................................................................................................173
Endoparasites ..........................................................................................................................................................173
d. Contacts avec l’homme et conséquences comportementales ...................................................................................173
e. Autres troubles ...........................................................................................................................................................173
Intoxications .............................................................................................................................................................173
Castration ................................................................................................................................................................173
3.
Réhabilitation ..................................................................................................................................................................174
a. Préparation au relâcher ..............................................................................................................................................174
b. Choix du site et du moment du relâcher .....................................................................................................................174
c. Méthodes de relâcher .................................................................................................................................................174
Le « soft-release » ...................................................................................................................................................174
Le « hard-release » .................................................................................................................................................174
CHAPITRE 7 : Sanglier (Sus scrofa) ...................................................................................................................................................177
~9~
I- Biologie du sanglier ........................................................................................................................................................................179
A-
Particularités d’espèce .......................................................................................................................................................179
B-
Rythme de vie, habitat et particularités comportementales ...........................................................................................180
1.
Rythme de vie ...............................................................................................................................................................180
a. Annuel ........................................................................................................................................................................180
b. Journalier ...................................................................................................................................................................180
2.
Habitat et mode de regroupement ..............................................................................................................................180
3.
Particularités comportementales .................................................................................................................................181
C-
Régime alimentaire en milieu naturel .........................................................................................................................182
D-
Reproduction et comportement parental ....................................................................................................................182
1.
Appareils reproducteurs .................................................................................................................................................182
2.
Œstrus et accouplement .................................................................................................................................................182
3.
Gestation et mise-bas .....................................................................................................................................................183
4.
Croissance des jeunes ...................................................................................................................................................183
5.
Dispersion et maturité sexuelle ......................................................................................................................................184
II- Prise en charge du jeune sanglier dans un centre de soins .....................................................................................................185
A-
Gestion immédiate du jeune à son arrivée .................................................................................................................185
1.
Entretien téléphonique préalable ....................................................................................................................................185
2.
Accueil de l’animal ..........................................................................................................................................................185
a. Accueil général .........................................................................................................................................................185
b. Diagnose de l’âge .....................................................................................................................................................186
c. Diagnose du sexe .....................................................................................................................................................187
d. Moyen d’identification ...............................................................................................................................................187
3.
Cas urgents ....................................................................................................................................................................187
4.
Alimentation ....................................................................................................................................................................187
5.
Habitat et hygiène ...........................................................................................................................................................188
a. Habitat .......................................................................................................................................................................188
b. Hygiène ......................................................................................................................................................................188
B-
Suivi du jeune jusqu’au relâcher ..........................................................................................................................................189
1.
Sevrage ..........................................................................................................................................................................189
2.
Pathologies fréquentes ...................................................................................................................................................189
a. Maladies systémiques ................................................................................................................................................189
Bronchopneumonie par fausse déglutition ..............................................................................................................189
Circovirus porcin ......................................................................................................................................................189
Diarrhée d’origine infectieuse ..................................................................................................................................189
Maladie d’Aujeszky ..................................................................................................................................................190
Pasteurellose ...........................................................................................................................................................190
Peste porcine classique ...........................................................................................................................................190
b. Parasitisme .................................................................................................................................................................190
Ectoparasites ...........................................................................................................................................................190
Endoparasites ..........................................................................................................................................................191
~ 10 ~
c. Contacts avec l’homme et conséquences comportementales ....................................................................................191
d. Autre trouble ...............................................................................................................................................................191
Accidents de la voie publique ..................................................................................................................................191
3.
Réhabilitation ..................................................................................................................................................................192
a. Préparation au relâcher ..............................................................................................................................................192
b. Choix du site et du moment du relâcher .....................................................................................................................192
c. Méthodes de relâcher .................................................................................................................................................192
Le « soft-release » ...................................................................................................................................................192
Le « hard-release » .................................................................................................................................................192
CHAPITRE 8: Écureuil roux (Sciurus vulgaris) ....................................................................................................................................195
I- Biologie de l’Écureuil roux .............................................................................................................................................................197
A-
Présentation de l’espèce ....................................................................................................................................................197
B-
Rythme de vie, habitat et particularités comportementales ...........................................................................................198
1.
Rythme de vie ...............................................................................................................................................................198
a. Annuel ........................................................................................................................................................................198
b. Journalier ...................................................................................................................................................................198
2.
Habitat et mode de regroupement ..............................................................................................................................198
3.
Particularités comportementales .................................................................................................................................199
C-
Régime alimentaire en milieu naturel .........................................................................................................................199
D-
Reproduction et comportement parental ....................................................................................................................200
1.
Appareils reproducteurs .................................................................................................................................................200
2.
Œstrus et accouplement .................................................................................................................................................201
3.
Gestation et mise-bas .....................................................................................................................................................201
4.
Croissance des jeunes ...................................................................................................................................................202
5.
Dispersion et maturité sexuelle ......................................................................................................................................202
II- Prise en charge du jeune écureuil dans un centre de soins .....................................................................................................203
A-
Gestion immédiate du jeune à son arrivée .................................................................................................................203
1.
Entretien téléphonique préalable ....................................................................................................................................203
2.
Accueil de l’animal ..........................................................................................................................................................204
a. Accueil général .........................................................................................................................................................204
b. Diagnose de l’âge .....................................................................................................................................................204
c. Diagnose du sexe .....................................................................................................................................................206
d. Moyen d’identification ...............................................................................................................................................206
3.
Cas urgents ....................................................................................................................................................................206
4.
Alimentation ....................................................................................................................................................................206
a. Choix de l’aliment .......................................................................................................................................................207
b. Choix du matériel d’alimentation ................................................................................................................................207
c. Fréquence des repas et quantité à distribuer .............................................................................................................208
5.
Habitat et hygiène ...........................................................................................................................................................208
a. Habitat ........................................................................................................................................................................208
b. Hygiène ......................................................................................................................................................................208
~ 11 ~
B-
Suivi du jeune jusqu’au relâcher ..........................................................................................................................................209
1.
Sevrage ..........................................................................................................................................................................209
2.
Pathologies fréquentes ...................................................................................................................................................210
a. Troubles d’origine alimentaire ....................................................................................................................................210
Anorexie ..................................................................................................................................................................210
Diarrhée ...................................................................................................................................................................210
Météorisation ...........................................................................................................................................................210
b. Maladie systémique ....................................................................................................................................................211
Bronchopneumonie par fausse déglutition ..............................................................................................................211
c. Parasitisme .................................................................................................................................................................211
Ectoparasites ...........................................................................................................................................................211
Endoparasites ..........................................................................................................................................................211
d. Contacts avec l’homme et conséquences comportementales ...................................................................................211
e. Autres troubles ...........................................................................................................................................................212
Auto-fellation ............................................................................................................................................................212
Maladies peu fréquentes mais zoonotiques ............................................................................................................212
3.
Réhabilitation ..................................................................................................................................................................212
a. Préparation au relâcher ..............................................................................................................................................212
b. Choix du site et du moment du relâcher .....................................................................................................................212
c. Méthodes de relâcher .................................................................................................................................................213
Le « soft-release » ...................................................................................................................................................213
Le « hard-release » .................................................................................................................................................213
CHAPITRE 9 : Lapin de garenne (Oryctolagus cuniculus) ..................................................................................................................215
I- Biologie du lapin de garenne .........................................................................................................................................................217
A-
Présentation de l’espèce ....................................................................................................................................................217
B-
Rythme de vie, habitat et particularités comportementales ...........................................................................................218
1.
Rythme de vie ...............................................................................................................................................................218
a. Annuel ........................................................................................................................................................................218
b. Journalier ...................................................................................................................................................................218
2.
Habitat et mode de regroupement ..............................................................................................................................219
3.
Particularités comportementales .................................................................................................................................219
C-
Régime alimentaire en milieu naturel .........................................................................................................................220
D-
Reproduction et comportement parental ....................................................................................................................220
1.
Appareils reproducteurs .................................................................................................................................................220
2.
Œstrus et accouplement .................................................................................................................................................220
3.
Gestation et mise-bas .....................................................................................................................................................221
4.
Croissance des jeunes ...................................................................................................................................................221
5.
Dispersion et maturité sexuelle ......................................................................................................................................223
II- Prise en charge du jeune lapin dans un centre de soins ..........................................................................................................224
A-
Gestion immédiate du jeune à son arrivée .................................................................................................................224
1.
Entretien téléphonique préalable ....................................................................................................................................224
~ 12 ~
2.
Accueil de l’animal ..........................................................................................................................................................224
a. Accueil général .........................................................................................................................................................224
b. Diagnose de l’âge .....................................................................................................................................................225
c. Diagnose du sexe .....................................................................................................................................................225
d. Moyen d’identification ...............................................................................................................................................226
3.
Cas urgents ....................................................................................................................................................................226
4.
Alimentation ....................................................................................................................................................................226
a. Choix de l’aliment .......................................................................................................................................................226
b. Choix du matériel d’alimentation ................................................................................................................................227
c. Fréquence des repas et quantité à distribuer .............................................................................................................227
5.
Habitat et hygiène ...........................................................................................................................................................228
a. Habitat ........................................................................................................................................................................228
b. Hygiène ......................................................................................................................................................................228
B-
Suivi du jeune jusqu’au relâcher ..........................................................................................................................................228
1.
Sevrage ..........................................................................................................................................................................228
2.
Pathologies fréquentes ...................................................................................................................................................228
a. Trouble d’origine alimentaire ......................................................................................................................................228
Anorexie ..................................................................................................................................................................228
b. Maladies systémiques ................................................................................................................................................229
Bronchopneumonie par fausse déglutition ..............................................................................................................229
Diarrhée ...................................................................................................................................................................229
Maladie virale hémorragique du lapin (VHD) ...........................................................................................................229
Myxomatose ............................................................................................................................................................230
c. Parasitisme .................................................................................................................................................................230
Ectoparasites ...........................................................................................................................................................230
Endoparasites ..........................................................................................................................................................231
d. Contacts avec l’homme et conséquences comportementales ...................................................................................231
e. Autres troubles ...........................................................................................................................................................231
Fracture de la colonne vertébrale ............................................................................................................................231
Autres maladies pouvant être zoonotiques .............................................................................................................231
3.
Réhabilitation ..................................................................................................................................................................232
a. Préparation au relâcher ..............................................................................................................................................232
b. Choix du site et du moment du relâcher .....................................................................................................................232
c. Méthodes de relâcher .................................................................................................................................................232
Le « soft-release » ...................................................................................................................................................232
Le « hard-release » .................................................................................................................................................233
CHAPITRE 10 : Lièvre d’Europe (Lepus europaeus) ..........................................................................................................................235
I- Biologie du lièvre d’Europe............................................................................................................................................................237
A-
Particularités d’espèce .......................................................................................................................................................237
B-
Rythme de vie, habitat et particularités comportementales ...........................................................................................238
1.
Rythme de vie ...............................................................................................................................................................238
~ 13 ~
a. Annuel ........................................................................................................................................................................238
b. Journalier ...................................................................................................................................................................238
2.
Habitat et mode de regroupement ..............................................................................................................................238
3.
Particularités comportementales .................................................................................................................................239
C-
Régime alimentaire en milieu naturel .........................................................................................................................239
D-
Reproduction et comportement parental ....................................................................................................................239
1.
Appareils reproducteurs .................................................................................................................................................239
2.
Œstrus et accouplement .................................................................................................................................................240
3.
Gestation et mise-bas .....................................................................................................................................................240
4.
Croissance des jeunes ...................................................................................................................................................241
5.
Dispersion et maturité sexuelle ......................................................................................................................................241
II- Prise en charge du jeune lièvre dans un centre de soins .........................................................................................................242
A-
Gestion immédiate du jeune à son arrivée .................................................................................................................242
1.
Entretien téléphonique préalable ....................................................................................................................................242
2.
Accueil de l’animal ..........................................................................................................................................................242
a; Accueil général .........................................................................................................................................................242
b. Diagnose de l’âge .....................................................................................................................................................243
c. Diagnose du sexe .....................................................................................................................................................244
d. Moyen d’identification ...............................................................................................................................................244
3.
Cas urgents ....................................................................................................................................................................244
4.
Alimentation ....................................................................................................................................................................244
a. Choix de l’aliment .......................................................................................................................................................245
b. Choix du matériel d’alimentation ................................................................................................................................245
c. Fréquence des repas et quantité à distribuer .............................................................................................................245
5.
Habitat et hygiène ...........................................................................................................................................................246
a. Habitat ........................................................................................................................................................................246
b. Hygiène ......................................................................................................................................................................246
B-
Suivi du jeune jusqu’au relâcher ..........................................................................................................................................246
1.
Sevrage ..........................................................................................................................................................................246
2.
Pathologies fréquentes ...................................................................................................................................................246
a. Trouble d’origine alimentaire ......................................................................................................................................246
Constipation .............................................................................................................................................................246
b. Maladies systémiques ................................................................................................................................................246
Bronchopneumonie par fausse déglutition ..............................................................................................................247
Diarrhée ...................................................................................................................................................................247
European Brown Hare Syndrom (EBHS) ................................................................................................................247
c. Parasitisme .................................................................................................................................................................247
Endoparasites ..........................................................................................................................................................247
d. Contacts avec l’homme et conséquences comportementales ...................................................................................248
e. Autres troubles ...........................................................................................................................................................248
Fracture de la colonne vertébrale ............................................................................................................................248
~ 14 ~
3.
Réhabilitation ..................................................................................................................................................................248
a. Préparation au relâcher ..............................................................................................................................................248
b. Choix du site et du moment du relâcher .....................................................................................................................248
c. Méthodes de relâcher .................................................................................................................................................248
Le « soft-release » ...................................................................................................................................................248
Le « hard-release » .................................................................................................................................................249
Conclusion ...........................................................................................................................................................................................251
Bibliographie ........................................................................................................................................................................................253
Annexes ...............................................................................................................................................................................................258
~ 15 ~
LISTE DES FIGURES
Figure 1 : Carrière d’un animal recueilli dans un centre de soins (ARNÉ, 2011a) ................................................................................28
Figure 2 : Animaux dont la détention est autorisée (en vert), autorisée de manière exceptionnelle (en orange) ou interdite (en
rouge) dans un centre de soins (ARNÉ, 2011b) .........................................................................................................................29
Figure 3 : Hérissons adultes recueillis au centre de soins de l’Ecole ONIRIS (photo personnelle).......................................................49
Figure 4 : Rythme annuel des hérissons d’Europe (PAGE, 2001) ........................................................................................................50
Figure 5 : Mère allaitant ses petits au centre de soins (FÜRST) ...........................................................................................................54
Figure 6 : Motifs d’admission des juvéniles de hérisson au CEDAF en 2012 (figure personnelle, à partir des données du CEDAF) ..55
Figure 7 : Courbe approximative de croissance du hérisson juvénile (figure personnelle, à partir des données du CEDAF) ..............56
Figure 8 : Hérisson âgé de 1 jour (FÜRST) ...........................................................................................................................................57
Figure 9 : Les muscles peauciers et orbicularis sont fonctionnels rapidement (les hérissons sur ces photos sont âgés de 3
semaines environ) (photos personnelles) ...................................................................................................................................57
Figure 10 : À 3 semaines, les hérissons ont une apparence d’adulte miniature (photos personnelles) ................................................57
Figure 11 : Diagnose du sexe chez les juvéniles de hérisson : femelle à gauche, mâle à droite (photos personnelles) .....................58
Figure 12 : Marquage des juvéniles de hérisson grâce à du vernis à ongles (photo personnelle) ........................................................58
Figure 13 : Jeunes hérissons nourris à la seringue (photos personnelles) ...........................................................................................60
Figure 14 : Contention des jeunes hérissons pour le toilettage (photos personnelles) .........................................................................62
Figure 15 : Selles vertes émises de manière physiologique lorsque le juvénile est nourri par du lait uniquement (photo
personnelle) ................................................................................................................................................................................62
Figure 16 : Jeunes hérissons lapant le Fortol® dans une gamelle laissée à disposition (photo personnelle) ......................................63
Figure 17 : Jeunes hérissons en sevrage nourris avec de la pâté pour carnivores (photo personnelle) ..............................................63
Figure 18 : Diarrhée suite à une coccidiose chez un hérisson juvénile (FÜRST)..................................................................................67
Figure 19 : Hérisson en enclos de réhabilitation (BRILLI) .....................................................................................................................69
Figure 20 : Schéma bilan de la prise en charge d’un juvénile de hérisson (figure personnelle)............................................................71
Figure 21 : Anatomie des chiroptères (ROUTH, 2003)..........................................................................................................................75
Figure 22 : Pipistrelle accueillie au CEDAF (taille de l’avant-bras symbolisée par la flèche verte) (FÜRST) ........................................76
Figure 23 : Rythme annuel des chauves-souris (LUNDBERG, 1985 ; DELNATTE, 1987 ; DUQUET, 1995 ; GERELL & LETARD,
1999 ; DANCRAY-MEROP, 2005 et NABET, 2005) ...................................................................................................................76
Figure 24 : Abris occupés par les pipistrelles (BROSSET, 1966)..........................................................................................................78
Figure 25: Contention d’un microchiroptère (ROUTH, 2005) ................................................................................................................83
Figure 26 : Articulation d’une juvénile (à gauche) laissant apercevoir les cartilages de croissance par transillumination, et à droite
articulation d’une adulte (ROUTH, 2005) ....................................................................................................................................84
Figure 27 : Pipistrelle nourrie à la pince (FÜRST) .................................................................................................................................87
Figure 28 : Ectoparasites chez une pipistrelle (ROUTH, 2005) .............................................................................................................89
Figure 29 : Pipistrelle adulte anesthésiée (FÜRST) ..............................................................................................................................90
Figure 30 : Système de « hard-release » pour les juvéniles (STOCKER, 2005) ...................................................................................93
Figure 31 : Schéma bilan de la prise en charge d’un juvénile de pipistrelle (figure personnelle) ..........................................................94
~ 16 ~
Figure 32 : Renarde en volière de réhabilitation (FÜRST) ....................................................................................................................97
Figure 33 : Rythme annuel des renards (BROS, 1987 et ARTOIS & LE GALL, 1988) .........................................................................98
Figure 34 : Renard roux se reposant dans un gîte diurne à l’air libre (photo personnelle) ....................................................................99
Figure 35 : Mulotage chez un renard adulte (ARTOIS & LE GALL, 1988) ..........................................................................................101
Figure 36 : Proies consommées par le renardeau en fonction de son âge (ARTOIS & LE GALL, 1988) ...........................................103
Figure 37 : Poids et longueur du corps comme moyen de diagnose de l’âge (ARTOIS & LE GALL, 1988) .......................................106
Figure 38 : Renards nouveau-nés (BRASH, 2003) .............................................................................................................................107
Figure 39 : Renardeau de 15 jours environ (FÜRST) ..........................................................................................................................107
Figure 40 : Renardeau de 3-4 semaines à l’entrée du terrier (ARTOIS & LE GALL, 1988) ................................................................107
Figure 41 : Renardeau de 5 semaines recueilli au CEDAF (photo personnelle) .................................................................................107
Figure 42 : Renardeau gardé au chaud par le biais de couvertures polaires (FÜRST) ......................................................................109
Figure 43 : Renard atteint de gale sarcoptique (LE LOC’H) ................................................................................................................112
Figure 44 : Renardeau en volière extérieure (FÜRST) ........................................................................................................................114
Figure 45 : Schéma bilan de la prise en charge d’un juvénile de renard roux (figure personnelle) .....................................................116
Figure 46 : Fouine (à gauche, ONCFS), Vison d’Europe (au centre, ONCFS) et Belette (à droite, COOPER, 2003) ........................119
Figure 47 : Martre (à gauche, photo personnelle), Hermine (au centre gauche, ONCFS), Vison d’Amérique (au centre droit,
COOPER, 2003) et Putois (à droite, COOPER, 2003) .............................................................................................................119
Figure 48 : Rythme annuel de la fouine (BARRAQUAND, 2010) ........................................................................................................120
Figure 49 : Jeune fouine âgée de 2 semaines (LANSZKI et al., 2010) ...............................................................................................126
Figure 50 : Jeune fouine âgée de 10 semaines (LANSZKI et al., 2010) .............................................................................................126
Figure 51 : Jeune fouine promenée en laisse (FÜRST) ......................................................................................................................131
Figure 52 : Relâcher d’une jeune fouine par la méthode du « hard-release » (photo personnelle).....................................................132
Figure 53 : Schéma bilan de la prise en charge d’un juvénile de fouine (figure personnelle) .............................................................134
Figure 54 : Blaireau femelle recueillie au CEDAF (COMBET, 2009)...................................................................................................137
Figure 55 : Rythme annuel du blaireau (DO LINH SAN, 2006) ...........................................................................................................138
Figure 56 : Terrier de blaireau situé sur une pente (DO LINH SAN, 2006) .........................................................................................139
Figure 57 : Régime alimentaire annuel en France (DO LINH SAN, 2006) ..........................................................................................140
Figure 58 : Organes génitaux externes : mâle à gauche, femelle à droite (DO LINH SAN, 2006) ......................................................141
Figure 59 : Nouveau-né blaireautin (DO LINH SAN, 2006) .................................................................................................................144
Figure 60 : Blaireautin âgé de deux semaines (DO LINH SAN, 2006) ................................................................................................144
Figure 61 : Blaireautin âgé d’un mois (DO LINH SAN, 2006) ..............................................................................................................144
Figure 62 : Position du blaireautin au cours du nourrissage (PLASS, 2002).......................................................................................146
Figure 63 : Schéma bilan de la prise en charge d’un blaireautin (figure personnelle) .........................................................................152
Figure 64 : Chevreuil mâle adulte (ONCFS) ........................................................................................................................................155
Figure 65: Bois de chevreuil mâle adulte (photo personnelle).............................................................................................................155
Figure 66 : Cerf (à gauche) et biche (à droite) de cerf élaphe (photos personnelles) .........................................................................156
Figure 67 : Bois de cerf élaphe mâle adulte (Parc animalier de Sainte-Croix) ....................................................................................156
Figure 68 : Cerfs élaphes mâles en lisière de forêt (photo personnelle) .............................................................................................158
Figure 69 : Cycle annuel des bois du chevreuil (BOISAUBERT, 1988) ..............................................................................................158
Figure 70 : Bois en velours, chute des velours et chute des bois chez le cerf élaphe mâle (photos personnelles) ............................159
Figure 71 : Brame du cerf (Parc animalier de Sainte-Croix) ................................................................................................................161
~ 17 ~
Figure 72 : Aplatissement au sol d’un faon de daim suite à l’entrée de visiteurs dans l’enclos au Parc animalier de Sainte-Croix
(photo personnelle) ...................................................................................................................................................................163
Figure 73 : Position vacillante mais debout d’un jeune daim après la naissance (photo personnelle) ................................................163
Figure 74 : Position lovée des très jeunes cervidés (ici, un faon de Daim) (photo personnelle) .........................................................166
Figure 75 : Faon de plus de 2 mois (photo personnelle) .....................................................................................................................167
Figure 76 : Fluidothérapie intra-veineuse (veine céphalique à gauche (photo personnelle), jugulaire à droite (FÜRST)) chez un
chevreuil juvénile.......................................................................................................................................................................167
Figure 77 : Biberonnage d’un jeune chevreuil (FÜRST) ......................................................................................................................169
Figure 78 : Schéma bilan de la prise en charge d’un jeune chevreuil (figure personnelle) .................................................................175
Figure 79 : Schéma bilan de la prise en charge d’un jeune cerf (figure personnelle)..........................................................................176
Figure 80 : Sanglier mâle adulte (photo personnelle) ..........................................................................................................................179
Figure 81 : Rythme annuel du sanglier (MEYER, 1987 ; SNETHLAGE, 2001 ; BARBIER, 2002 et PINET, 2005) ............................180
Figure 82 : Femelle adulte dans sa bauge (photo personnelle) ..........................................................................................................181
Figure 83 : Sanglier adulte dans sa souille (photo personnelle) ..........................................................................................................181
Figure 84 : Marcassin de 3 mois environ (FÜRST) .............................................................................................................................186
Figure 85 : Sanglier de plus d’un an (photo personnelle) ....................................................................................................................186
Figure 86 : Marcassin se nourrissant seul (FÜRST)............................................................................................................................188
Figure 87 : Schéma bilan de la prise en charge d’un marcassin (figure personnelle) .........................................................................193
Figure 88 : Écureuil juvénile en dernière phase de réhabilitation (COURREAU) ................................................................................197
Figure 89 : Rythme annuel des écureuils roux (VAUBOURDOLLE, 2002) .........................................................................................198
Figure 90 : Évolution de la technique de consommation des fruits avec l’âge (BICHET, 1985)..........................................................200
Figure 91 : Courbe approximative de croissance de l’écureuil juvénile (figure personnelle à partir des données du CEDAF) ...........204
Figure 92 : Nouveau-né écureuil (FÜRST) ..........................................................................................................................................205
Figure 93 : Même écureuil 15 jours plus tard (FÜRST) .......................................................................................................................205
Figure 94 : Écureuil juvénile d’au moins un mois (FÜRST) .................................................................................................................205
Figure 95 : Incisives supérieures sorties chez un écureuil juvénile de 6 semaines au moins (FÜRST)..............................................205
Figure 96 : Diagnose du sexe (mâle à gauche, femelle à droite) chez les juvéniles d’écureuils (HUMBERT) ...................................206
Figure 97 : Jeune écureuil s’agrippant à la tétine pour boire (FÜRST) ...............................................................................................207
Figure 98 : Stimulation de l’élimination post-repas (FÜRST)...............................................................................................................208
Figure 99 : Jeune écureuil en cours de sevrage (FÜRST) ..................................................................................................................209
Figure 100 : Jeune écureuil en volière extérieure (COURREAU)........................................................................................................209
Figure 101 : Soft-release d’un écureuil roux (à gauche) et station d’alimentation (à droite) (HUMBERT) ..........................................213
Figure 102 : Schéma bilan de la prise en charge d’un juvénile écureuil (figure personnelle)..............................................................214
Figure 103 : Lapin de garenne adulte (ONCFS) ..................................................................................................................................217
Figure 104 : Rythme annuel des lapins (DAVID, 1999) .......................................................................................................................218
Figure 105 : Lapereau de trois semaines environ (FÜRST) ................................................................................................................225
Figure 106 : Sexage chez les lapins : femelle à gauche, mâle à droite (QUINTON, 2009) ................................................................225
Figure 107 : Lapereaux non sevrés nourris au biberon (photo personnelle à gauche, FÜRST à droite) ............................................227
Figure 108 : Lapereau dont le sevrage peut être commencé (FÜRST)...............................................................................................228
Figure 109 : Contention du lapin (QUINTON, 2009)............................................................................................................................231
Figure 110 : Lapereaux en réhabilitation en volière intérieure (photo personnelle à gauche) et extérieure (FÜRST à droite) ...........232
~ 18 ~
Figure 111 : Schéma de construction d’une garenne artificielle (LETTY, 2006) .................................................................................233
Figure 112 : Schéma bilan de la prise en charge d’un lapereau (figure personnelle) .........................................................................234
Figure 113 : Lièvre adulte (ONCFS) ....................................................................................................................................................237
Figure 114 : Rythme annuel du lièvre (GRANDIERE, 2008) ...............................................................................................................238
Figure 115 : Mesure de la longueur du crâne (BRAY et al., 2002) ......................................................................................................243
Figure 116 : Détermination de l’âge du levraut en fonction de la longueur du crâne (à gauche) et vérification de l’adéquation de la
longueur du crâne et du poids mesurés (à droite) (BRAY, 2002) .............................................................................................243
Figure 117 : Jeune levraut (FÜRST)....................................................................................................................................................244
Figure 118 : Schéma bilan de la prise en charge d’un levraut (figure personnelle).............................................................................250
~ 19 ~
LISTE DES TABLEAUX
Tableau 1 : Diagnose d’âge des jeunes hérissons (PAGE, 2001).........................................................................................................57
Tableau 2 : Composition moyenne de lait de différentes espèces et produits de substitution (LANDES, 1998 et STOCKER, 2005) ..59
Tableau 3 : Fréquence des repas et quantité à distribuer (BEXTON & ROBINSON, 2003) .................................................................61
Tableau 4 : Diagnose d’âge des jeunes pipistrelles (RAKHMATULINA, 1971 ; KUNZ & STERN, 1995 ; BARNARD, 1997 ;
ROUTH, 2003 et MITCHELL-JONES & MCLEISH, 2004) ..........................................................................................................84
Tableau 5 : Composition moyenne du lait de différentes espèces et produits de substitution (KUNZ & STERN, 1995 et
STOCKER, 2005) ........................................................................................................................................................................85
Tableau 6 : Fréquence des repas et quantité à distribuer (BARNARD, 1997) ......................................................................................86
Tableau 7 : Diagnose d’âge des jeunes renards (BROS, 1987 ; HARRIS & MACDONALD, 1988 et BRASH, 2003) ........................107
Tableau 8 : Composition moyenne du lait de différentes espèces et produits de substitution (STOCKER, 2005) .............................108
Tableau 9 : Fréquence des repas et quantité à distribuer (STOCKER, 2005) ....................................................................................109
Tableau 10 : Diagnose d’âge des jeunes fouines (LIBOIS & WAECHTER, 1991) ..............................................................................126
Tableau 11 : Composition moyenne du lait de différentes espèces et produits de substitution (STOCKER, 2005) ...........................128
Tableau 12 : Fréquence des repas et quantité à distribuer (STOCKER, 2005) ..................................................................................128
Tableau 13 : Diagnose d’âge des blaireautins (DO LINH SAN, 2006) ................................................................................................144
Tableau 14 : Composition moyenne du lait de différentes espèces et produits de substitution (STOCKER, 2005) ...........................145
Tableau 15 : Fréquence des repas et quantité à distribuer (SWWR, 2003) ........................................................................................146
Tableau 16 : Critères de détermination de l’âge chez le faon de chevreuil (JULIEN et al, 1992 et BOISAUBERT, 1988) .................166
Tableau 17 : Diagnose d’âge des jeunes cerfs élaphes (FICHANT, 2003) .........................................................................................167
Tableau 18 : Composition moyenne de lait de différentes espèces et produits de substitution (FICHANT, 2003 et PINTER, 1963) .168
Tableau 19 : Fréquence des repas et quantités à distribuer chez le chevreuil (WALLACH et al., 2007 et PLASS, 2002) .................169
Tableau 20 : Fréquence des repas et quantités à distribuer chez le cerf élaphe (ARMAN et al., 1974) .............................................170
Tableau 21 : Diagnose d’âge des jeunes sangliers (MEYER, 1987 ; TITEUX, 1993 et PINET, 2005) ...............................................186
Tableau 22 : Composition moyenne du lait de différentes espèces et produits de substitution (MEYER, 1987, et STOCKER,
2005) .........................................................................................................................................................................................187
Tableau 23 : Diagnose d’âge des jeunes (EIBL EIBESFELDT, 1951 ; CEDAF) .................................................................................205
Tableau 24 : Composition moyenne de lait de différentes espèces et produits de substitution (SAINSBURY, 2003 et STOCKER,
2005) .........................................................................................................................................................................................207
Tableau 25 : Fréquence des repas et quantité à distribuer (STOCKER, 2005 ; CEDAF) ...................................................................208
Tableau 26 : Diagnose d’âge des lapereaux (SNVIMA, 1987) ............................................................................................................225
Tableau 27 : Composition moyenne du lait de différentes espèces et produits de substitution (STOCKER, 2005) ...........................226
Tableau 28 : Fréquence des repas et quantité à distribuer (STOCKER, 2005) ..................................................................................227
Tableau 29 : Diagnose d’âge des jeunes (GRANDIERE, 2008)..........................................................................................................244
Tableau 30 : Composition moyenne du lait de différentes espèces et produits de substitution (CASIEZ, 1987 et STOCKER,
2005) .........................................................................................................................................................................................245
Tableau 31 : Fréquence des repas et quantité à distribuer (HARCOURT-BROWN, 2003) ................................................................245
~ 20 ~
LISTE DES ABRÉVIATIONS
bpm : Battements par minute
CEDAF : Centre d’accueil de la faune sauvage d’Alfort
CMV : Complément minéral et vitaminique
DDT : Direction départementale du territoire
Ig G : Immunoglobulines de type G
JORF: Journal Officiel de la République française
GMQ: Gain moyen quotidien
ONCFS : Office national de la Chasse et de la Faune Sauvage
SNVIMA : Syndicat National des Vétérinaires Inspecteurs du Ministère de l’Agriculture
UICN : Union Internationale pour la Conservation de la Nature
UV : Ultra-violets
~ 21 ~
LISTE DES NOMS LATINS DES ESPÈCES ET SOUS-ESPÈCES ANIMALES
CITÉES DANS LE TEXTE
Aigle de Bonelli (Aquila fasciata)
Aigle royal (Aquila chrysaetos)
Autour des palombes (Accipiter gentilis)
Bec-croisé (Loxia curvirostra)
Belette (Mustela nivalis)
Blaireau européen (Meles meles)
Buse variable (Buteo buteo)
Campagnol roussâtre (Clethrionomys glareolus)
Casse-noix (Nucifraga caryocatactes)
Cerf élaphe (Cervus elaphus)
Cerf sika (Cervus nippon)
Chat forestier (Felis silvestris)
Chevreuil (Capreolus capreolus)
Chien (Canis lupus familiaris)
Daim (Dama dama)
Écureuil de Corée (Tamia sibiricus)
Écureuil gris (Sciurus carolinensis)
Écureuil de Pallas (Callosciurus erythraeus)
Écureuil roux (Sciurus vulgaris)
Faucon crécerelle (Falco tinnunculus)
Fouine (Martes foina)
Hérisson d’Europe (Erinaceus europaeus)
Hermine (Mustela erminea)
Hibou Grand Duc (Bubo bubo)
Lapin de garenne (Oryctolagus cuniculus)
Lièvre d’Europe (Lepus europaeus)
Loup (Canis lupus)
Lynx boréal (Lynx lynx)
Marmotte (Marmota marmota)
Martre (Martes martes)
Mulot (Apodemus sylvaticus)
Musaraigne carrelet (Sorex araneus)
Ours brun (Ursus arctos)
Pic épeiche (Dendrocops major)
Pipistrelle commune (Pipistrellus pipistrellus)
Putois (Mustela putorius)
Ragondin (Myocastor coypus)
Renard roux (Vulpes vulpes)
Sanglier (Sus scrofa)
Souris (Mus musculus)
Taupe d’Europe (Talpa europaena)
Vison d’Europe (Mustela lutreola)
Vison d’Amérique (Neovison vison)
~ 22 ~
INTRODUCTION
Les mammifères représentent une part non négligeable de la totalité des animaux reçus en centre de
sauvegarde en France : en 2012, le CEDAF (Centre d’accueil de la faune sauvage d’Alfort) a ainsi reçu 1885
animaux dont 12 % étaient des mammifères. Les juvéniles de ces espèces peuvent être retrouvés dans la
nature durant une grande partie de l’année, et leur prise en charge est toute particulière puisqu’il s’agit, en
centre de sauvegarde, de se substituer aux parents autant que possible afin de les élever pour les rendre
autonomes et de les réhabiliter à la vie sauvage.
Cette thèse est destinée aux centres de sauvegarde ainsi qu’aux vétérinaires praticiens pouvant être
sollicités par des découvreurs bien intentionnés, et se veut la plus pratique possible sur la prise en charge des
juvéniles de ces animaux, depuis le moment où le découvreur rencontre l’animal jusqu’à son relâcher.
Une première partie sera consacrée aux généralités concernant la prise en charge de juvéniles de
mammifères en centre de sauvegarde, la seconde partie présentera la prise en charge spécifique des dix
espèces de mammifères les plus rencontrées en centre de sauvegarde selon CAVIGNAUX & JALLU (2008), à
savoir le hérisson d’Europe (Erinaceus europaeus), la pipistrelle commune (Pipistrellus pipistrellus), le renard
roux (Vulpes vulpes), la fouine (Martes foina) et les autres petits mustélidés, le blaireau européen (Meles
meles), le chevreuil (Capreolus capreolus) et le cerf élaphe (Cervus elaphus), le sanglier (Sus scrofa),
l’écureuil roux (Sciurus vulgaris), le lapin de garenne (Oryctolagus cuniculus) et le lièvre d’Europe (Lepus
europaeus). Les pinnipèdes, les cétacés et le lynx boréal (Lynx lynx) sont volontairement exclus de cette
étude compte-tenu de la particularité de leur prise en charge et des locaux spécifiques nécessaires à leur
réhabilitation. De la même manière, les micromammifères tels que la musaraigne par exemple ne seront pas
étudiés ici compte-tenu de la rareté de leur prise en charge en France.
~ 23 ~
~ 24 ~
PREMIÈRE PARTIE
GÉNÉRALITÉS SUR LA PRISE EN CHARGE D’UN
MAMMIFÈRE JUVÉNILE DANS LES CENTRES DE SOINS
~ 25 ~
~ 26 ~
I- RÈGLEMENTATION RÉGISSANT LES CENTRES DE SOINS
A- TEXTES DE LOIS ENCADRANT LES CENTRES DE SOINS
Dans la règlementation française, les animaux sauvages sont dénommés « animaux non
domestiques », et donc définis par opposition aux animaux domestiques dans l’instruction NP/94/6 du 28
octobre 1994 : « Les articles R211-5 et R213-5 du code rural considèrent comme appartenant à des
espèces non domestiques, les animaux n’ayant pas subi de modification par sélection de la part de
l’homme. A l’opposé les espèces domestiques ont fait l’objet d’une pression de sélection continue et
constante. Cette pression de sélection a abouti à la formation d’un groupe d’animaux qui a acquis des
caractères stables, génétiquement héritables ». Par ailleurs, elle protège les espèces sauvages d’un
éventuel changement de statut au contact de l’Homme en précisant que « le fait qu’un animal d’espèce
non domestique soit né libre ou captif et le temps qu’il a passé en captivité sont sans influence sur son
caractère non domestique : tout au plus peut-on parler d’un animal d’espèce sauvage apprivoisé ou tenu
en captivité (article 276 du code rural et articles 511-1 et R653-1, R654-1 et R655-1 du code pénal) ».
Enfin, l’annexe de cette instruction donne la liste évolutive des « espèces, races et variétés d’animaux
domestiques au sens des articles R211-5 et R213-5 du code rural ». Un animal n’appartenant pas à
cette liste est donc considéré comme étant un animal sauvage.
La détention des animaux sauvages (ou non domestiques) en captivité est désormais régie par
le Code de l’environnement (articles L413-1 à L413-5, articles R413-1 à R413-50 ainsi que ses textes
d’application). Cet encadrement législatif est fondé sur des objectifs précis qui incluent la préservation
de la biodiversité, un certain nombre de pré-requis relatifs à la sécurité, la santé et la compétence des
personnes en charge de ces animaux impliquant la présence d’au moins un capacitaire (titulaire d’un
certificat de capacité valide qui est personnel, incessible, défini pour un nombre déterminé d’espèces
dûment répertoriées), ainsi que des garanties portant sur la qualité des établissements détenteurs , qui
doivent obligatoirement disposer d’une autorisation d’ouverture conditionnée par la présence
d’installations conformes et adaptées pour recevoir et héberger les espèces pour lesquelles le
capacitaire a été reconnu compétent. Au sein des structures habilitées, la législation française distingue
les élevages d’agréments et les établissements d’élevage, lesquels se déclinent en parcs zoologiques et
aquariums, animaleries, lieux de détention de rapaces pour le vol et enfin centres de soins pour les
animaux de la faune, qui sont, d’après l’arrêté du 10 août 2004 encadrant ces élevages, « une catégorie
particulière d’établissements d’élevage dont l’objectif est de dispenser des soins aux animaux blessés
recueillis dans le milieu naturel ».
~ 27 ~
L’activité des établissements pratiquant des soins sur les animaux de la faune sauvage est
réglementée au niveau national par l’arrêté du 11 septembre 1992 (consolidé au 21 septembre 2000).
Cet arrêté stipule un certain nombre de dispositions auxquelles tout établissement doit se conformer en
vertu de son article 1 er s’il veut pouvoir « héberger, soigner et entretenir les animaux de la faune
sauvage momentanément incapables de pourvoir à leur survie dans le milieu naturel ».
B- ANIMAUX DONT LA DÉTENTION EST AUTORISÉE DANS UN CENTRE DE SOINS
Le caractère « momentané » de l’incapacité à survivre dans le milieu naturel tel qu’énoncé dans
le premier article de l’arrêté du 11 septembre 1992 délimite le cadre réglementaire de la détention des
animaux sauvages dans les centres de soins français. L’article 2 (modifié par l’ordonnance n°2000-914
du 18 septembre 2000 (article 11 JORF 21 septembre 2000)) précise par ailleurs que « tout animal de la
faune sauvage recueilli dans un établissement visé à l’article premier doit y être traité e n vue de son
insertion ou de sa réinsertion dans le milieu naturel » : c’est cette finalité qui constitue la spécificité des
centres de soins et fonde leur existence (Figure 1).
Figure 1 : Carrière d’un animal recueilli dans un centre de soins (ARNÉ, 2011a)
Par conséquent, dès l’admission au centre de soins, des connaissances fines sur la biologie et
l’écologie de l’espèce considérée sont nécessaires de manière à pouvoir évaluer correctement la
probabilité de survie de l’animal pris en charge dans le milieu naturel après réhabilitation. Si la
réinsertion en nature n’est pas possible (lésion impliquant une incapacité à se déplacer correctement, à
chasser, à se nourrir…), une euthanasie règlementaire devra alors être réalisée.
~ 28 ~
Concrètement, les animaux dont la détention est autorisée dans un centre de soins sont les
suivants (Figure 2) :
Figure 2 : Animaux dont la détention est autorisée (en vert), autorisée de manière
exceptionnelle (en orange) ou interdite (en rouge) dans un centre de soins (ARNÉ, 2011b)
Ainsi, ne peuvent être détenus dans ces établissements que les animaux sauvages en cours de
traitement ou en phase de réhabilitation. Les animaux réhabilités (et donc aptes à être relâchés) doivent
donc être remis en liberté dans les plus brefs délais. La circulaire du 12 juillet 2004 prévoit cependant
une dérogation pour des individus « pilotes » (dûment identifiés et répertoriés) dont le rôle peut être
d’optimiser la procédure de réhabilitation d’autres individus (juvéniles bénéficiant de la présence de
parents adoptifs ou tuteurs par exemple). Légalement, aucun animal ne doit naître dans le centre de
soins (à l’exception des centres de reproduction (Figure 2) qui mettent en œuvre des programmes
d’élevages dûment agréés) et un individu non réhabilitable ou non traité ne peut donc être conservé.
En outre, toutes les espèces ne peuvent pas être reçues dans un centre de soins donné :
l’article 6 régit ce principe en précisant qu’« il est interdit à l’établissement de conserver les animaux
pour les soins ou la rééducation desquels il n’est pas équipé ». Dans le cas où le centre de soins
considéré n’est pas habilité ou équipé pour l’espèce reçue, l’animal peut néanmoins éviter l’euthanasie
en étant transféré dans un centre de sauvegarde adapté: citons par exemple le Centre Athénas (Jura)
qui est l’unique centre français équipé pour la réhabilitation du lynx boréal (Lynx lynx).
~ 29 ~
II- PRISE EN CHARGE GÉNÉRALE D’UN JUVÉNILE DANS UN CENTRE DE
SOINS
La maîtrise d’un minimum de connaissances sur la biologie et l’écologie des espèces prises en
charge est indispensable si l’on veut mener à bien les soins et la réhabilitation d’un individ u juvénile.
Pour chaque espèce ou groupe d’espèces présenté dans ce document figurera un récapitulatif des
éléments utiles à connaître dans ces différents domaines.
A- GESTION IMMÉDIATE DU JEUNE À SON ARRIVÉE
1. ENTRETIEN TÉLÉPHONIQUE PRÉALABLE
Chaque prise en charge est permise, à l’origine, par la présence du découvreur qui, fortuitement ou
non, a été amené à ramasser l’individu sauvage juvénile. Légalement parlant, le découvreur devrait
systématiquement prévenir le centre de soins le plus proche de la découverte car la capture ou la détention
même transitoire des animaux sauvages par les particuliers ne sont pas autorisées. Néanmoins, l’instruction
PN/S2 n°933 du 14 mai 1993 précise qu’ « en cas d’urgence et en l’absence de meilleure solution, le transport
sans formalité est admis s’il est effectué dans les plus brefs délais et par l’itinéraire le plus direct » vers une
structure apte à la prise en charge de l’animal : le fait de prévenir le responsable du centre de soins, le
vétérinaire (dont les coordonnées sont généralement plus faciles à trouver que celles du centre de soins le
plus proche, et qui peut servir de relais), la DDT (Direction Départementale des Territoires) ou encore
l’ONCFS (Office National de la Chasse et de la Faune Sauvage) avant le transport de l’animal vers le centre
de soins ou le vétérinaire exonère le particulier concerné de tout soupçon de braconnage en cas de contrôle
de gendarmerie.
De plus, cette discussion téléphonique, si elle intervient au moment de la découverte, peut être très
utile pour délivrer des conseils pertinents afin d’assurer la sécurité du découvreur et le bien-être de l’animal.
Dans un premier temps, il est essentiel de déterminer avec le découvreur si l’animal est bien en détresse ou
non et si en conséquence le prélèvement de celui-ci est justifié :
-
si le juvénile trouvé est peu réactif (peu ou pas de vocalises, n’essaie pas de se déplacer), qu’il
est froid, ou qu’une blessure est découverte, des soins sont nécessaires et il doit être conduit
chez un vétérinaire ou dans un centre de soins ;
-
dans le cas où l’individu juvénile ne présente aucun de ces signes, il peut néanmoins être en
danger potentiel : citons l’exemple d’un petit découvert à proximité d’une route, la circulation
pouvant mettre sa vie en péril. Auquel cas, il ne nécessite pas de soins particuliers et peut
~ 30 ~
simplement être déplacé en lieu sûr, loin de la route tout en restant dans le périmètre de la
découverte ;
-
enfin, certains individus juvéniles semblent en détresse sans l’être réellement. Citons l’exemple
des juvéniles de cervidés qui sont généralement retrouvés seuls au milieu d’une clairière, cachés
dans les hautes herbes et restant immobiles par réflexe, cet isolement apparent pouvant être
interprété à tort comme étant un signe d’abandon par la mère. Bien souvent, dans ce cas, après
vérification rapide de l’état du petit, celui-ci s’avère ne pas être en détresse (la mère se trouve
généralement à proximité et reste cachée pour des questions de sécurité), et il ne nécessite pas
d’être ramassé. De la même manière, des renardeaux peuvent paraître abandonnés s’ils sont
découverts au moment d’un changement de tanière : la mère ne pouvant transporter les petits
qu’un par un, elle doit obligatoirement laisser les autres derrière elle de manière transitoire !
Dans les deux premiers cas de figure, l’animal doit être attrapé pour être mis en lieu sûr ou rapporté
dans une structure ad hoc. L’appel téléphonique peut en premier lieu permettre de réaliser une diagnose
globale de l’espèce (juvénile de cervidé, juvénile de mustélidé…), afin d’éviter de prendre des risques
inconsidérés s’il s’agit d’une espèce présentant des risques de morsures ou de griffures. Dans le cas
d’espèces pouvant être dangereuses, il est impératif de dissuader le découvreur de toucher à l’animal,
intervention requérant l’intervention d’un spécialiste. Par contre s’il s’agit d’une espèce ne présentant pas de
danger particulier, le découvreur n’étant pas forcément familier avec la façon d’attraper un animal sauvage,
l’interlocuteur avisé peut prodiguer assez facilement des conseils indispensables sur la capture et la
contention : si l’animal ne bouge pas, la capture n’est pas une urgence et on peut conseiller au découvreur
d’aller chercher le matériel nécessaire pour opérer en toute sécurité. Par exemple, dans le cas des jeunes
cervidés dont les pattes sont très fragiles, l’idéal est de placer une serviette sur l’animal avant de l’attraper, ce
qui permet d’éviter que le découvreur ne se blesse et de blesser le faon. Pour le transport, une boîte de
transport pour chat ou chien en fonction de la taille de l’animal est idéale.
2. ACCUEIL DE L’ANIMAL
Une fois le découvreur arrivé au centre de soins, il s’agit en premier lieu de recueillir le plus
précisément possible l’anamnèse (heure et conditions de la découverte, évolution de l’animal depuis,
traitements éventuels prodigués par un vétérinaire, soins apportés par le découvreur) ainsi que les
commémoratifs (localisation géographique du lieu de découverte, type de nourriture apportée et fréquence
des nourrissages). Les coordonnées précises du découvreur (nom, prénom, adresse postale, numéro de
téléphone, adresse électronique) doivent impérativement être enregistrées (Annexe 1).
~ 31 ~
Puis, un examen clinique le plus complet possible (incluant systématiquement une pesée à
l’admission et une diagnose du sexe et de l’âge) avec une contention adaptée à l’espèce considérée doit être
réalisé de manière à orienter la conduite à tenir entre remise en nature immédiate si possible, euthanasie
immédiate ou prise en charge (au centre de soins d’accueil, ou transfert vers un établissement adapté).
Lorsque le découvreur arrive sans prévenir après avoir ramassé un juvénile qui n’était pas en détresse
ou qui ne nécessitait pas de soins après examen, on peut le questionner dès l’arrivée sur le contexte de la
découverte, et si elle a eu lieu moins de 24 h avant et que le site de la découverte est sans danger objectif, on
peut lui conseiller de remettre l’animal à l’endroit exact où il l’a trouvé. Des soins de support (fluidothérapie
sous-cutanée ou par voie orale) peuvent être administrés si nécessaires avant transfert. Eventuellement, de la
nourriture appropriée peut être laissée à disposition à proximité de l’animal sur le lieu de la découverte.
La décision d’euthanasie doit être prise au cas par cas suivant la probabilité de survie dans le milieu
naturel, en fonction de la lésion et de l’espèce considérée (deux espèces différentes souffrant d’une même
lésion pouvant avoir une probabilité de survie totalement différente) et des moyens disponibles sur le centre.
Citons plusieurs exemples où l’euthanasie doit être envisagée (ARNÉ, 2011a) :
-
lorsque l’animal souffre d’une douleur ou d’une détresse majeure, il est éthiquement
compréhensible de vouloir « abréger ses souffrances » pour raisons médicales. En pratique, elle
doit être mise en œuvre systématiquement en cas de lésion sévère de la colonne vertébrale avec
déplacement ou en cas de perte de deux membres ou plus ;
-
lorsque la prise en charge de l’animal impliquerait de lui infliger des processus douloureux
majeurs. Par exemple, réhabiliter une jeune femelle de mammifère présentant une fracture
pelvienne la prédispose à une mort par dystocie : un tel individu ne devrait pas être pris en charge
dans un centre de soins ;
-
lorsque l’animal présente des lésions qui rendent son relâcher impossible, la loi impose de ne pas
le garder puisque les centres de soins ne peuvent détenir que des animaux sauvages en transit,
et uniquement si ceux-ci nécessitent des soins ou sont en phase de réhabilitation ;
-
lorsqu’il s’agit d’un cervidé mâle ne pouvant être immédiatement remis en liberté, pour des raisons
de sécurité publique.
Si l’animal peut effectivement être pris en charge dans le centre de soins, la diagnose de l’âge est
fondamentale chez un jeune puisqu’elle conditionnera l’alimentation et les soins à lui apporter :
-
dans le cas d’un juvénile dépendant, avant le sevrage, il s’agit davantage d’élevage que de
réhabilitation au départ car l’autonomie alimentaire ainsi que l’état de développement restent
encore à acquérir. Les soins quotidiens à dispenser sont beaucoup plus nombreux et
chronophages ;
~ 32 ~
-
dans le cas d’un juvénile sevré, il s’agira d’évaluer rapidement s’il est autonome sur le plan
alimentaire de manière à ne pas le nourrir à la main, ce qui diffèrerait d’autant la phase de
réhabilitation et donc le relâcher. La découverte de l’environnement ainsi que l’aptitude à la
chasse chez les prédateurs sont à acquérir, tandis que le développement musculaire et moteur
ainsi que la coordination ne sont qu’à améliorer.
Enfin, s’il s’agit d’un groupe de juvéniles de même espèce, l’identification individuelle obligatoire de
chaque animal dans un centre de soins impose d’user d’un moyen de reconnaissance pour permettre une
différenciation simple et rapide des individus, surtout s’ils sont laissés ensemble ou intentionnellement
regroupés. La solution de facilité peut être d’isoler les individus, néanmoins afin d’éviter l’attachement à
l’Homme et permettre que l’empreinte filiale se réalise entre individus de même espèce, il est souvent
nécessaire de les garder groupés. Une solution des plus simples consiste à réaliser des coupes limitées de
poils (régulièrement afin de les entretenir) sur le dos des individus. Dans le cas particulier des hérissons, du
vernis à ongles de couleur peut être utilisé pour marquer les piquants.
3. CAS URGENTS (FOWLER, 1979)
Les situations d’urgences classiques sont d’abord la détresse respiratoire potentiellement responsable
d’une anoxie (qui peut être gérée par une mise en couveuse sous dioxygène après s’être assuré que les voies
respiratoires ne sont pas obstruées), les hémorragies (les saignements externes sont visibles et nécessitent
une compression ou une ligature), l’hypothermie (parfois associée à une hémorragie interne), la dénutrition
sévère et enfin le choc, pouvant également être consécutif à une hémorragie (auquel cas, une réhydratation
parentérale est nécessaire).
Plus généralement, les juvéniles souffrent généralement de stress, de dénutrition et de froid à leur
arrivée. Réchauffer le petit sera donc primordial, sans oublier de contrôler systématiquement l’existence d’une
éventuelle déshydratation qui sera à corriger par voie orale ou parentérale suivant son degré de gravité, car se
contenter de réchauffer l’animal peut aggraver le déficit hydrique. Jusqu’à un âge qui varie en fonction de
l’espèce, le très jeune animal doit être maintenu à une température ambiante adéquate (en général autour
d’une trentaine de degrés Celsius minimum), par le biais d’une lampe infrarouge ou d’une bouillote. Il est
essentiel de réaliser un gradient de température (en orientant obliquement la lampe infrarouge ou en donnant
la possibilité à l’animal de s’éloigner de la bouillotte) dans la boîte pour que le juvénile puisse « choisir la zone
thermique » qui lui convient le mieux et éviter tout risque de brûlure.
~ 33 ~
4. ALIMENTATION
Il est essentiel de réaliser une fiche individuelle (annexe 2) sur laquelle reporter l’heure des repas, les
quantités distribuées et effectivement consommées (refus alimentaire, régurgitations), mais aussi le poids
(idéalement mesuré chaque jour, à heure fixe, laquelle peut varier selon qu’il s’agisse d’un animal diurne ou
nocturne), ce qui permet de réaliser un suivi de la croissance : on doit normalement observer une prise de
poids régulière, conforme aux gains moyens quotidiens (GMQ) enregistrées chez l’espèce concernée
(disponibilité des données critique). Bien souvent, dans le cadre de l’élevage à la main, les GMQ obtenus
s’avèrent inférieurs aux GMQ obtenus sur les juvéniles élevés par leurs parents.
a. CHOIX DE L’ALIMENT
En cas de déshydratation importante constatée à l’arrivée, le jeune peut être réhydraté par voie intraveineuse ou intra-osseuse en prenant garde à réchauffer le soluté (préférentiellement un mélange
isovolumique de chlorure de sodium à 0,9 % et de glucose 5 % pour lutter contre le choc hypovolémique).
Tout animal sauvage recueilli, même sans signe de déshydratation évidente, devrait être considéré à son
arrivée comme étant déshydraté à 5 %. Dans ce cas, la réhydratation peut être réalisée par voie souscutanée.
Par la suite, durant les premières 24 à 48 h suivant son admission, il est préférable d’utiliser des
réhydratants oraux tels que Biodiet® (Pfizer Santé Animale) qui associe dextrose et glycine (composants
énergétiques) et divers électrolytes (pour compenser le déficit électrolytique), ce qui permet de préparer la
transition avec le nouveau type d’aliment qui sera adopté dans la suite du programme. Chaque fois que cela
est possible, on privilégiera une présentation sous forme de poudre qui présente l’avantage d’être plus facile à
conserver et d’éviter ainsi le gaspillage. D’après STOCKER (2005), les deux premiers repas peuvent être
entièrement constitués de Biodiet®, suivis par l’administration d’un mélange composé successivement de 25
% de l’aliment cible et 75 % de Biodiet®, puis 50-50 %, et enfin 25 % de Biodiet® dans 75 % d’aliment.
L’aliment utilisé dépend de l’espèce et de l’âge de l’animal pris en charge. Dans le cas d’un
mammifère non sevré, un lacto-remplaceur de composition la plus proche possible du lait maternel doit être
sélectionné. S’il est déjà sevré, il faut choisir des aliments les plus proches possibles de ceux entrant dans son
régime naturel.
b. CHOIX DU MATÉRIEL D’ALIMENTATION
La nourriture sera administrée par le biais d’un biberon pour les mammifères de taille moyenne tels
que les blaireaux ou les cervidés, et par une seringue pour les mammifères de plus petite taille. Durant les
repas, il faut veiller à bien tenir le bébé verticalement pour éviter les fausses déglutitions. Après chaque repas,
tout le matériel doit être nettoyé a minima à l’eau très chaude et régulièrement désinfecté.
~ 34 ~
c. FRÉQUENCE DES REPAS ET QUANTITÉ À DISTRIBUER
La fréquence des repas et la quantité à distribuer dépendent de l’espèce et de l’âge. En règle
générale, plus les petits sont jeunes et plus les repas doivent être fréquents, compte-tenu du fait que leurs
réserves glycogéniques sont quasi inexistantes et que leur volume stomacal est réduit (FOWLER, 1979).
L’alimentation à la main constitue assurément la tâche la plus chronophage de l’élevage des jeunes, et
nécessite la présence de bénévoles dévoués et expérimentés prêts à assurer les repas nocturnes pour les
individus les plus jeunes. Par la suite, les repas peuvent être plus copieux et moins fréquents. Des
recommandations pour les principales espèces rencontrées en centre de soins seront rapportées dans les
parties spécifiques.
5. HABITAT ET HYGIÈNE
L’arrêté du 11 septembre 1992 stipule dans son article 6 que « les animaux [doivent être] placés dans
des installations compatibles avec leurs impératifs biologiques, et notamment leurs aptitudes, leurs mœurs,
l’état de santé et leurs capacités physiques ». La prise en charge des animaux est en règle générale
individuelle, néanmoins s’il s’agit d’une espèce sociale, le regroupement d’individus du même âge, même
provenant de portées différentes, est recommandé. On réalisera cependant une surveillance individuelle
préalable de trois à quatre jours au minimum, complétée le cas échéant par des examens complémentaires
ciblés (parasitologie) pour éviter tout risque de contamination après mélange : il est précisé à l’article 8 de
l’arrêté que « les installations d’isolement provisoire ou permanent [doivent être] en nombre suffisant. Elles
accueillent en particulier les spécimens affaiblis ou dont l’état sanitaire est incertain, ou pouvant être
dangereux pour les autres animaux. Elles sont isolées les unes des autres afin d’éviter tout contact direct
entre ces animaux ». Cette surveillance doit être poursuivie après constitution du groupe afin de détecter
d’éventuelles disharmonies, bagarres ou problèmes de dominance.
L’annexe de cet arrêté préconise en outre certaines mesures spécifiques propres aux individus
juvéniles. Ainsi, « les petites espèces terrestres (écureuils [Sciurus vulgaris], hérissons [Erinaceus europaeus],
fouines [Martes foina], renards [Vulpes vulpes], etc.) doivent être hébergées dans un local calme et d’un
nettoyage aisé ; le logement de ces jeunes animaux doit permettre d’obtenir une température stabilisable à
plus ou moins 2°C près. Les artiodactyles doivent être hébergés dans un enclos équipé d’un abri ». Des
recommandations détaillées par espèce concernant l’habitat seront répertoriées plus tard dans les parties
correspondantes.
Par ailleurs, l’article 10 stipule que « les animaux reçoivent les soins de propreté et d’hygiène
conformes à leurs besoins ». Chez les petits de mammifères en particulier, la miction et la défécation, non
~ 35 ~
spontanées au départ, sont stimulées par la mère. En son absence, elles devront donc être induites avant
et/ou après chacun des repas selon l’espèce considérée par stimulation de la région ano-génitale avec un
essuie-tout humide, pour mimer l’action produite par la langue de la mère. Ceci doit être réalisé jusqu’à un âge
propre à chaque espèce.
B- SUIVI DU JEUNE JUSQU’AU RELÂCHER
1. SEVRAGE
Chez les mammifères, le sevrage stricto sensu correspond à l’arrêt de l’alimentation lactée. Il
intervient à un âge plus ou moins défini pour chaque espèce dans la nature, et peut souvent être avancé dans
le cadre de l’élevage à la main. Par extension, dans la langue française, ce terme correspond également à la
période de préparation à l’arrêt complet de l’alimentation lactée : on commence par réduire la fréquence des
biberons, en introduisant progressivement une alimentation solide adaptée, d’abord en toutes petites portions,
puis en quantités croissantes, qui sert avant tout à préparer le tube digestif (muqueuses, enzymes) à
l’ingestion d’aliments solides plutôt qu’à nourrir le jeune à proprement parler, fonction dévolue au lait. Dès lors
que celle-ci est proposée, de l’eau potable doit absolument être mise à disposition dans la cage. Par la suite,
le lacto-remplaceur peut lui aussi être laissé à disposition dans une gamelle, jusqu’à ne plus mettre que les
gamelles d’eau potable et d’aliment solide. Le renouvellement des gamelles doit être au moins
biquotidien pour des raisons hygiéniques, les contaminations pouvant être particulièrement préjudiciables à
cet âge, et afin de stimuler la prise alimentaire, la dessiccation des aliments pouvant réduire leur appétence.
Le contenu des gamelles laissées à disposition est encadré par l’article 10 de l’arrêté du 11 septembre 1992,
selon lequel « les animaux reçoivent une nourriture équilibrée conforme aux besoins de leur espèce,
suffisamment abondante. Lorsque les animaux n’ont pas accès à un plan d’eau ou à un cours d’eau,
l’abreuvement est assuré par une eau claire et saine, renouvelée, protégée du gel et constamment accessible
».
Cette étape est particulièrement critique dans le cas de regroupements d’animaux. En effet, il faut
s’assurer que tous les individus du groupe sont capables de s’alimenter seuls : l’observation discrète des
animaux ainsi que la pesée de l’aliment et des différents individus sont essentielles au moment du sevrage
afin de repérer tout animal ayant du retard sur les autres membres du groupe.
~ 36 ~
2. PATHOLOGIES FRÉQUENTES
a. TROUBLES D’ORIGINE ALIMENTAIRE
 Anorexie
Lorsque le petit en âge de s’alimenter seul ne mange pas ou plus, on peut lui proposer un repas riche
en énergie, appétant et adapté aux besoins de son espèce (de type Fortol® (MSD Santé Animale), Hill’s a/d
(Hill’s Prescription Diet) ou Carnivore/Herbivore Care® (Oxbow Animal Health) pour les mammifères), en le
laissant à sa disposition dans un premier temps. S’il refuse toujours de s’alimenter au bout de quelques
heures, on peut lui administrer directement per os à la seringue. Lorsque cette dernière méthode est difficile à
réaliser, un sondage œsophagien (par pose d’une sonde naso-œsophagienne ou d’œsophagostomie suivant
le cas) peut être préconisé, et dans ce cas il faut repérer la longueur de sonde nécessaire préalablement à
l’intubation. Plus l’animal est petit et affaibli, plus le volume du bolus doit être réduit et la fréquence des
gavages augmentée. La complication principale du gavage est la bronchopneumonie par fausse déglutition
(voir plus loin).
 Constipation
Lorsque le jeune mammifère n’arrive pas à déféquer, on peut administrer per os de l’huile de paraffine
à raison de 1 mL / kg, ou dans les cas extrêmes, en lavement par voie rectale.
 Diarrhée
Ce problème touche fréquemment les jeunes mammifères en début d’élevage, suite à une mauvaise
transition entre le lait maternel et le lait de substitution. Toute diarrhée associée à une hyperthermie ne doit
pas être considérée comme une diarrhée d’origine alimentaire et nécessitera l’administration d’antibiotiques
(voir plus loin). KIRKWOOD (1988) préconise de réaliser un examen coprologique afin d’éliminer toute
hypothèse infectieuse ou parasitaire.
Il conseille d’arrêter les repas lactés pendant quelques heures, et de remplacer ceux-ci par des
réhydratants oraux de type Biodiet®. Une fois la diarrhée stoppée, les repas lactés peuvent être repris en
mélangeant le lait au réhydratant et en réaugmentant la proportion de poudre lactée très progressivement.
 Météorisation
Ce problème intervient généralement chez les jeunes mammifères suite à un changement alimentaire
brutal, sans transition, à des repas trop volumineux ou à un défaut de toilettage périnéal. Il se présente sous la
forme d’un gonflement abdominal lié à la présence de gaz en quantité importante dans le tube digestif.
~ 37 ~
Du métoclopramide (Emeprid® (CEVA Santé Animale)) à la dose de 0,2 à 1 mg/kg peut être
préconisé chez certaines espèces (CARPENTER, 2012). Tout changement de régime alimentaire significatif
doit être réalisé très progressivement et les petits doivent être toilettés avant et/ou après le repas selon
l’espèce considérée pour stimuler la miction et la défécation.
b. MALADIES SYSTÉMIQUES
 Bronchopneumonie par fausse déglutition
Ce trouble est susceptible d’arriver lorsqu’on ne laisse pas au petit le temps d’avaler l’aliment à son
rythme et/ou qu’il n’est pas tenu droit. Une dyspnée intense d’apparition brutale est alors notée avec
respiration bouche ouverte, et un claquement peut éventuellement être entendu à l’expiration.
STOCKER (2005) préconise l’administration d’antibiotiques à large spectre qui peuvent varier selon
les espèces. Le pronostic demeure réservé.
 Diarrhée d’origine infectieuse
Lorsque l’examen clinique montre une hyperthermie en association avec un examen coprologique
révélant la présence de bactéries comme les salmonelles ou certains coliformes pathogènes, il s’agit d’une
diarrhée d’origine infectieuse. Des fèces de couleur anormale, contenant du mucus, des fausses membranes
ou même de l’hématochézie (sang en nature dans les selles) peuvent apparaître. La salmonellose est une
zoonose associée à un risque de contagion modéré pouvant être transmise par contact avec les déjections.
L’antibiotique à administrer est choisi en fonction des germes impliqués et des résultats de
l’antibiogrammme d’une part et de l’espèce de mammifère considérée d’autre part.
c. PARASITISME
Les juvéniles sont souvent plus sensibles aux parasites que les adultes. Ils peuvent présenter à la fois
des ectoparasites (puces, acariens, champignons) responsables de lésions cutanées ou cutanéo-muqueuses,
et des endoparasites (helminthes et protozoaires) bien souvent intestinaux et responsables de diarrhées. Ces
maladies étant contagieuses, le risque de contamination d’un animal à l’autre de manière directe ou indirecte
est très présent et l’hygiène est donc primordiale. Certaines maladies parasitaires étant en plus zoonotiques
(gale, teigne…), des précautions doivent être prises lors des manipulations étant donné qu’à défaut, tout jeune
mammifère doit être considéré comme contaminé par le biais de sa mère sur le plan parasitaire. Des
précisions seront déclinées dans les parties spécifiques.
L’endectocide ivermectine (Ivomec® (Merial)) a l’avantage de présenter un large spectre d’activité
(acariens, insectes, nématodes, mais pas d’activité sur les plathelminthes). Néanmoins, l’écotoxicité induite
vis-à-vis des insectes non-cibles doit faire réfléchir à une utilisation ciblée de cet antiparasitaire, et ce d’autant
~ 38 ~
plus que les animaux sont destinés à être remis dans le milieu naturel, étant donné que son emploi nécessite
généralement plusieurs administrations à quelques semaines d’intervalle pour être efficace.
d. IMPRÉGNATION
Le phénomène d’empreinte, ou imprégnation, étudié expérimentalement chez les oiseaux par Lorenz,
existe aussi chez les mammifères nidifuges. Ce terme regroupe les phénomènes d’attachement qui
s’expriment ensuite dans le développement de préférences filiales et sexuelles (CAMPAN & SCAPINI, 2002) :
-
l’empreinte filiale attache le jeune à sa mère et réciproquement. Elle est définie comme « le
processus de développement par lequel le comportement social d’un jeune animal se restreint à
un objet particulier ou une classe d’objets ». Ce phénomène a surtout été étudié chez les oiseaux
nidifuges, et se traduit peu de temps après l’éclosion par un comportement d’approche et de suivi
de l’objet le plus visible dans l’environnement proche, à savoir les parents ou la fratrie à l’état
naturel. Deux caractéristiques de ce phénomène sont importantes à prendre en compte si l’on
souhaite élever des jeunes animaux sauvages à la main. Premièrement, l’imprégnation se produit
durant une période critique peu documentée chez les mammifères dont le moment et la durée
sont très variables d’une espèce à l’autre : si le petit n’est en contact qu’avec des humains durant
cette période, il risque de s’attacher à l’Homme plutôt qu’à des membres de son espèce. Enfin, ce
phénomène est supposé être irréversible : néanmoins cette caractéristique est actuellement
remise en cause. En effet la période critique serait plutôt une période dite « sensible » durant
laquelle les apprentissages sont plus faciles à réaliser, rendant l’acquisition d’expériences du
même ordre plus difficile par la suite mais non impossible. Par conséquent, l’attachement à
l’Homme n’est pas irréversible mais interfère potentiellement avec l’attachement aux membres de
sa propre espèce ;
-
l’empreinte sexuelle fixe les caractéristiques du partenaire sexuel. C’est un phénomène
sensiblement différent de l’empreinte filiale qui intervient plus tard, après une période d’exposition
beaucoup plus longue.
LLEWELLYN (2003) a décrit les différents comportements manifestés par un individu imprégné. Dans
le cas d’un individu juvénile, étant donné que seul le phénomène d’empreinte filiale a eu lieu, on notera surtout
un prolongement du comportement infantile avec de nombreuses vocalisations et un quémandage intempestif.
Les comportements sexuels, agressifs, de toilettage ou les tentatives de nourrissage dirigées vers le soigneur
sont plutôt exprimés par les individus imprégnés au stade adulte chez qui le phénomène d’empreinte sexuelle
a également eu lieu.
~ 39 ~
Néanmoins, un individu juvénile en détresse, même durant cette phase cruciale, nécessite d’être pris
en charge sous peine de devoir être euthanasié. Ainsi, des précautions s’imposent :
-
rapporter les petits aux parents, sur le lieu de la découverte, dès lors que la situation s’avère possible ;
-
utiliser des parents adoptifs de la même espèce (individus pilotes ou couple sauvage à condition de
leur apporter un complément d’alimentation) ;
-
faire des regroupements entre individus de même espèce et de même âge ;
-
éviter au maximum les contacts avec l’Homme ;
-
utiliser des poupées ou marionnettes au moment du nourrissage, celles-ci étant le plus proche
possible du phénotype adulte de l’espèce concernée ;
-
arrêter l’élevage à la main dès que le petit se nourrit seul, et le placer dans le local de réhabilitation
pour la préparation au relâcher.
3. RÉHABILITATION
a. PRÉPARATION AU RELÂCHER
La phase de réhabilitation suit la phase d’élevage, une fois que les juvéniles ont atteint un état de
développement (dont l’âge peut varier suivant la qualité de la prise en charge en captivité) leur permettant
d’avoir acquis les compétences essentielles que sont l’autonomie alimentaire et un état de forme physique
suffisant pour survivre seul dans la nature.
Le but de cette étape est de préparer les animaux à la vie sauvage : par conséquent, les petits sont
placés dans des enclos extérieurs où la nourriture est apportée tous les jours, et « les contacts doivent être
[désormais] limités à l’indispensable » (annexe de l’arrêté du 11 septembre 1992) afin de supprimer tout
attachement à l’Homme ayant pu se constituer au cours de la première phase. En particulier, pour les
mammifères, l’annexe prévoit que « les parois des locaux de détention doivent être opaques ». Par ailleurs,
l’article 7 de l’arrêté préconise que « les installations [soient] conçues de façon à ne pas être la cause
d’accidents pour les animaux. En particulier, les clôtures ne présentent ni aspérité ni saillie et les grillages sont
tendus de façon à ne pas constituer de piège. L’usage de fer barbelé est interdit. Le sol et les parois des
installations réservées aux animaux sont renouvelés ou désinfectés périodiquement. Toutes dispositions sont
prises pour éviter la dissémination des maladies. Les sols non renouvelables, les caniveaux et les conduites
d’évacuation sont réalisés avec des matériaux qui permettent la désinfection et avec une pente suffisante pour
l’écoulement des liquides. Les installations sont convenablement aérées et ventilées. Locaux et installations
sont protégés contre les insectes et les rongeurs indésirables par la mise en place de dispositifs ou de
~ 40 ~
moyens appropriés ». D’un point de vue pratique, LLEWELLYN (2003) conseille que l’enclos de réhabilitation
présente les caractéristiques suivantes :
-
l’enclos de réhabilitation doit être de taille adéquate pour l’espèce considérée, avec suffisamment de
place pour que l’animal puisse se remettre en condition physique ; il doit ainsi contenir des perchoirs,
de quoi grimper et creuser selon le cas ;
-
il doit de plus être suffisamment sûr pour éviter les fuites : pour les mammifères qui creusent, le
périmètre de l’enclos peut être enterré ;
-
il doit également contenir une zone d’abri où l’animal peut se soustraire à la vue de l’observateur
(perchoir en hauteur, tuyau, petite cabane…) et être doté d’un dispositif pour surveiller les animaux
discrètement : idéalement, un système de vidéo-surveillance, sinon, un volet rabattable permettant
d’observer sans être vu (même si le patient détecte la présence de l’observateur) ;
-
l’enclos doit fournir un accès à l’eau pour toutes les espèces aquatiques ;
-
il convient d’éviter la surpopulation dans l’enclos de réhabilitation, car elle est source de stress et par
conséquent affecte les chances de survie dans le milieu naturel.
A l’issue de cette étape, il faut réaliser une évaluation des compétences indispensables à la vie
sauvage. Selon WALRAVEN (1994), pour pouvoir être relâché, un animal sauvage doit remplir les critères
suivants :
-
être capable de reconnaître, d’attraper, de manipuler, de consommer et de digérer son régime
alimentaire naturel (l’aptitude à la chasse est ainsi à vérifier pour les individus qui utilisent ce moyen
pour se nourrir) ;
-
être capable de se déplacer de manière normale et avoir un développement musculaire suffisant pour
la recherche de nourriture ;
-
avoir la vue, l’odorat et l’ouïe non altérés ;
-
avoir un poids suffisant pour son âge, son sexe et l’époque de l’année ;
-
avoir une fourrure suffisamment développée ;
-
faire preuve d’une certaine méfiance à l’égard des humains et des animaux domestiques. Les
individus imprégnés ne doivent pas être relâchés car ils présentent un danger envers l’Homme et ses
conspécifiques.
Si toutes ces conditions sont remplies, alors l’individu peut être relâché.
b. CHOIX DU SITE ET DU MOMENT DU RELÂCHER
Le site de relâcher est choisi selon plusieurs critères :
-
le biotope sélectionné doit être favorable à l’espèce considérée ;
-
il doit se situer à plus de 2 km d’une autoroute ;
-
il doit présenter des ressources alimentaires suffisantes pour l’espèce considérée.
~ 41 ~
Le moment du relâcher est un autre paramètre important à prendre en compte : il dépend de l’âge de
l’animal et du problème pour lequel il a été admis au centre de soins. Dans le cas des individus élevés à la
main, le temps passé au centre de soins est en général assez long. Il est donc préférable d’effectuer le
relâcher au moment où les jeunes de l’espèce se dispersent (le plus souvent l’été) car les comportements de
défense du territoire (pour les espèces territoriales) sont alors plus réduits, et c’est à ce moment que les
ressources sont le plus disponibles.
c. MÉTHODES DE RELÂCHER
 Le « soft-release »
Cette méthode consiste en une réintroduction progressive à la vie sauvage, la nourriture étant
apportée jusqu’à ce que les individus deviennent indépendants. C’est cette technique qui doit légalement être
adoptée dans le cas des animaux élevés à la main : en effet, l’arrêté du 11 septembre 1992 stipule que « la
phase de préparation à l’insertion des jeunes dans la nature doit être conduite dans un milieu caractéristique
de l’espèce considérée ».
Cette méthode permet de réaliser la phase de préparation au relâcher sur le site même où il se
produira. L’idéal est de fabriquer des enclos démontables, afin de pouvoir les déplacer sur les lieux de
relâcher adaptés aux différentes espèces. Dès la mise en place de l’enclos de réhabilitation, LLEWELLYN
(2003) conseille d’apporter une alimentation qui soit la plus similaire possible à celle que les animaux
rencontreront dans la nature : il préconise ainsi de ramasser les animaux accidentés sur la voie publique de
manière à nourrir les carnivores, de placer des pièges pour récupérer les insectes (pièges à UV, parapluie
retourné sous un buisson que l’on secoue, boîte de conserve enterrée, l’ouverture étant située au niveau du
sol, etc.) pour les insectivores. L’enclos doit être le plus naturel possible, contenant des grosses branches qui
accueillent les insectes par exemple. La nourriture est apportée par le biais d’une trappe, sans qu’il n’y ait à
aucun moment de contact entre les candidats au relâcher et l’Homme. Eventuellement, on peut regrouper les
juvéniles avec des individus adultes et sub-adultes de la même espèce en cours de réhabilitation afin qu’ils
leur enseignent les techniques de chasse.
La trappe de relâcher doit être située au sol pour les mammifères. Elle peut être ouverte dès lors qu’ils
mangent seuls et qu’ils présentent une taille et un poids conformes à leur espèce, de préférence la nuit pour
éviter tout stress. La nourriture continue d’être apportée dans l’enclos par la suite, jusqu’à ce que les individus
ne reviennent plus.
 Le « hard-release »
Ce type de relâcher consiste à replacer l’animal sans adaptation préalable dans un biotope favorable
à son espèce. Cette méthode de relâcher est souvent peu applicable au cas des juvéniles qui, n’étant pas
~ 42 ~
encore autonomes, nécessitent généralement d’être élevés à la main et donc de rester un certain temps au
centre de soins, et elle n’est d’ailleurs pas conforme à la réglementation française. Elle s’applique surtout au
cas des animaux qui ont été prélevés sans justification réelle, dans l’espoir que leurs parents soient encore à
proximité, ce qui constitue la méthode de relâcher la moins traumatisante pour l’animal. Dans ce cas de figure,
l’animal doit être resté moins de 24 h au centre de soins et le lieu de la découverte doit avoir été noté
précisément.
Avec ce type de relâcher, il faut veiller à ce que le transport soit le moins stressant possible (pas de
long trajet, attention au claquement des portières…) puis déposer les animaux dans un abri protégé. Il faut
néanmoins éviter de relâcher trop d’animaux sur un même site, sous peine de rompre l’équilibre entre les
proies et les prédateurs, de voir se développer des conflits entre les membres de l’espèce considérée voire
avec d’autres espèces, de diminuer les chances de survie des individus relâchés car les ressources
alimentaires ne seront pas suffisantes, et enfin d’avoir un effet délétère sur la biodiversité. Il peut être ainsi
envisageable de contacter les associations naturalistes locales qui, de par leur connaissance fine du biotope,
sont susceptibles d’apporter des conseils précieux.
~ 43 ~
CONCLUSION INTERMÉDIAIRE :
La prise en charge des individus juvéniles de la faune sauvage est originale par rapport à celle
des adultes dans la mesure où la phase de réhabilitation est toujours précédée d’une phase d’élevage
plus ou moins longue. Mener les individus juvéniles jusqu’au relâcher est ainsi l’une des activités les
plus chronophages au sein du centre de sauvegarde, ce qui explique en partie pourquoi la phase de tri à
l’arrivée est aussi primordiale : les animaux qui n’étaient pas réellement en détresse doivent être remis
en place le plus rapidement possible sur le lieu de la découverte, et les individus dont le pronostic de
relâcher est désespéré devront être euthanasiés, afin de se concentrer sur les juvéniles ayant une réelle
chance de survie une fois relâchés.
Les deux phases (élevage et réhabilitation) de la prise en charge de ces individus peuvent être
critiques. En effet, de nombreux problèmes peuvent subvenir, en particulier au cours de l’élevage, les
principaux étant d’origine infectieuse et comportementale. L’attachement à l’Homme peut ainsi
compromettre l’insertion future de l’animal dans son milieu naturel, qui est pourtant une obligation
légale ! Une fois tous ces écueils évités, le juvénile doit encore avoir acquis un certain nombre de
compétences tant physiologiques que comportementales qui le rendent apte à la vie sauvage en
particulier doit être impérativement maîtrisée la capacité à se nourrir seul. Si ces critères sont remplis, le
moment et le site du relâcher, le plus souvent par la technique du « soft-release » (imposée par la
réglementation française), devront être préalablement étudiés en tenant compte de la biologie et de
l’écologie de l’espèce considérée.
Ainsi, il est primordial d’étudier les particularités propres aux espèces de mammifères les plus
rencontrées dans les centres de sauvegarde si l’on veut pouvoir mener à bien leur élevage, leur
réhabilitation et leur relâcher.
~ 44 ~
DEUXIÈME PARTIE
PRISE EN CHARGE SPÉCIFIQUE DES JEUNES
MAMMIFÈRES DANS LES CENTRES DE SOINS
~ 45 ~
~ 46 ~
CHAPITRE 1
HÉRISSON D’EUROPE (ERINACEUS EUROPAEUS)
~ 47 ~
~ 48 ~
I- BIOLOGIE DU HÉRISSON D’EUROPE
A- PRÉSENTATION DE L’ESPÈCE
Le hérisson d’Europe (Erinaceus europaeus) est un mammifère facilement reconnaissable (Figure 3)
grâce aux quelques 7000 piquants qui recouvrent la face dorsale du corps et qui s’assombrissent avec l’âge.
Renouvelés tous les 12 à 18 mois, ils mesurent de 2 à 3 cm de longueur, sont orientés en tous sens et
entrecroisés. Le reste de la fourrure est brunâtre (même s’il existe des individus « blonds » ou au contraire
bruns foncés) et le museau est pointu. Un hérisson adulte mesure de 20 à 30 cm de longueur, pour une
hauteur maximale de 12 à 15 cm. Le poids d’un individu varie selon l’âge, le sexe, l’état de santé de l’animal
ainsi que la saison en relation avec la quantité de nourriture disponible. En Europe continentale, il varie
généralement entre 800 et 1500 g (PAGE, 2001). La stratégie de défense caractéristique du hérisson face à
un danger est permise par la contraction volontaire de certains muscles : le muscle orbicularis lui permet de se
rouler en boule (il agit comme le cordon d’un sac pour fermer l’ouverture du dessous), combiné à l’action des
muscles peauciers qui mobilisent les piquants.
Figure 3 : Hérissons adultes recueillis au centre de soins de l’Ecole ONIRIS (photo personnelle)
En France, il est présent partout, à l’exception des îles d’Ouessant, d’Yeu et de Sein. On ne le
retrouve que rarement au-dessus de 1000 m d’altitude.
Selon l’arrêté du 23 avril 2007, en France, il s’agit d’une espèce de mammifère terrestre protégée sur
l’ensemble du territoire. D’après l’UICN, son statut de conservation est de préoccupation mineure. D’après
CAVIGNAUX & JALLU (2008), ils représentent 37,6% des mammifères terrestres reçus dans les centres de
soins.
~ 49 ~
B- RYTHME DE VIE, HABITAT ET PARTICULARITÉS COMPORTEMENTALES
1. RYTHME DE VIE
a. ANNUEL
L’activité du hérisson d’Europe varie au cours de l’année comme le montre la Figure 4 suivante :
Figure 4 : Rythme annuel des hérissons d’Europe (PAGE, 2001)
HIBERNATION
J
F
ORGA*
M
A
REPRODUCTION
M
J
J
PRÉ-HIBERNATION
A
S
O
N
D
PAGE (2001) rapporte qu’à la sortie de l’hibernation, au printemps, les hérissons s’organisent
spatialement et socialement durant un mois, ce qui implique une hyperactivité de tous les individus (recherche
de nourriture, exploration de la région, création de contacts…).
En règle générale, la période de reproduction s’étale de fin avril à fin août mais peut s’étendre de mars
jusqu’en septembre. Durant cette période, seuls les adultes non reproducteurs continuent à vagabonder, les
reproducteurs se cantonnant à un domaine vital.
De septembre à début novembre, les jeunes de l’année se dispersent et toute la population s’alimente
de manière intense pour se préparer à l’hibernation. En conséquence, les hérissons présentent de nombreux
déplacements d’exploration et construisent des nids temporaires. Fin novembre, sur une courte période, se
met en place la pré-hibernation vraie : les proies sont plus rares et les hérissons, qui vont parfois jusqu’à
migrer vers des sites plus favorables, cherchent l’endroit définitif où ils établiront leur nid d’hiver. Ce peut être
un renfoncement de terrain ou un lieu à l’abri d’un talus, sous des branches ou des grosses racines, dans une
pile de bois ou éventuellement dans un terrier de lapin de garenne. Une fois le lieu trouvé, le hérisson forme
un tas de feuilles mortes sur 50 cm de hauteur qu’il creuse ensuite en effectuant des mouvements de rotation.
Le tout aboutit au tassement de cette litière organique, garantissant ainsi une bonne isolation : la température
dans le nid reste varie ainsi entre 1 et 5°C, qu’il fasse plus froid à l’extérieur (jusqu’à -10°C) ou au contraire
plus chaud (ce qui pourrait le réveiller inutilement).
L’hibernation dure de trois à cinq mois, le plus souvent de décembre à mars (mais parfois jusqu’en
avril ou en mai) : c’est un mécanisme d’adaptation du hérisson face à la disparition des ressources trophiques
et à l’arrivée du froid, qui associe sommeil léthargique (néanmoins entrecoupé de réveils spontanés) et
hypothermie. Sa fréquence cardiaque passe de 120 bpm à 20 bpm en moyenne, sa fréquence respiratoire
peut descendre si bas qu’elle peut aller jusqu’à s’interrompre pendant plusieurs minutes, et sa température
corporelle va chuter de 35-36°C à moins de 10°C, jusqu’à idéalement 4°C (température optimale qui permet
*Organisation
~ 50 ~
de perdre le moins d’énergie possible, mais sous laquelle la thermorégulation se réactive, induisant une phase
de réveil).
Plusieurs facteurs agissent sur l’entrée en hibernation mais c’est la température extérieure qui joue le rôle le
plus déterminant : en France, un hérisson peut commencer à hiberner dès que la température ambiante
descend sous les 13°C, en passant d’abord par une phase intermédiaire avant de sombrer plus
profondément. La diminution de la photopériode ainsi que l’augmentation du taux d’insuline joueraient
également un rôle dans l’entrée en hibernation. A ce stade en effet, la glycémie est divisée par deux, pour être
de nouveau divisée par deux pendant le sommeil hivernal et n’augmenter qu’au réveil.
La longueur de l’hibernation est inversement proportionnelle à la concentration plasmatique en testostérone
(ainsi les femelles, tout comme les mâles castrés, se réveillent plus tard), et dépend de la fréquence des
réveils spontanés et de la masse corporelle atteinte avant hibernation (les hérissons ayant un poids inférieur à
450 g ont peu de chances de se réveiller au printemps suivant). Ce sont surtout les réserves adipeuses de
l’animal qui sont importantes puisqu’elles constituent la principale source d’énergie, celle-ci se déclinant en
deux catégories distinctes. La graisse blanche sous-cutanée et mésentérique peut représenter jusqu’à 1/3 du
poids de l’animal en début d’hiver et est utilisée pendant les phases d’hypothermies profondes. La graisse
brune sous-cutanée, localisée en région scapulaire et représentant jusqu’à 3 % du corps de l’animal, est
employée sélectivement pendant les phases sporadiques de réveil, lesquelles sont les plus énergétivores
(représentant jusqu’à 85 % de l’énergie totale consommée pendant l’hibernation) permettant à l’animal de se
réchauffer en trois ou quatre heures avant de se rendormir. La qualité de l’isolation du nid est donc
primordiale.
b. JOURNALIER
Selon PAGE (2001), c’est un animal crépusculaire voire nocturne, qui ne sort la journée que s’il est
affamé ou malade. Il est surtout actif en début de nuit, d’autant plus si les températures baissent fortement la
nuit ou si la nourriture est rare : c’est durant cette période qu’il recherche sa nourriture, activité qui représente
jusqu’à 20 % de son temps total. Sur une journée, 75 % du temps est consacré au repos.
2. HABITAT ET MODE DE REGROUPEMENT
PAGE (2001) rapporte que le domaine vital du hérisson d’Europe, qui correspond à l’ensemble du
domaine fréquenté régulièrement par l’animal pour couvrir ses besoins physiologiques sans être sa propriété
exclusive, recouvre deux zones : une zone d’hivernage, et une zone d’estivage. Elles sont établies en fonction
de l’existence d’abris surtout pour la zone d’hivernage, et de ressources alimentaires suffisantes pour la zone
d’estivage. La zone d’hivernage correspond ainsi à des lisières de forêts ou des sous-bois, la présence
~ 51 ~
d’arbres caducifoliés étant indispensable à la présence du hérisson : ils fournissent en effet le matériel
nécessaire à la construction des nids pour la mise-bas et l’hibernation. C’est la raison pour laquelle on le
retrouve peu en altitude, dès lors que les conifères deviennent prédominants. La zone d’estivage associe
plutôt des prairies buissonnantes, des terres cultivées de manière extensive, mais aussi de plus en plus la
périphérie des agglomérations. A la belle saison, chaque hérisson aménage plusieurs nids sur son domaine
vital, dont un principal avec un nombre variable de nids secondaires.
Plusieurs individus voisins peuvent utiliser le même nid, mais jamais simultanément. Le domaine vital,
auquel les animaux sont fidèles, n’est ainsi pas défendu face aux incursions des congénères, contrairement
au territoire qui est la zone défendue par les femelles suitées, plusieurs territoires ne pouvant pas se
chevaucher.
Parmi leurs rares prédateurs naturels on compte des rapaces de grande taille (surtout le hibou grand
duc et l’aigle royal) mais on ne connaît pas vraiment la proportion de hérissons déjà morts avant d’être
consommés. Les mammifères poussés par la faim tels que le blaireau d’Europe ou le renard roux peuvent
occasionnellement consommer des hérissons.
3. PARTICULARITÉS COMPORTEMENTALES
Selon PAGE (2001), les hérissons peuvent nager et traverser les cours d’eau sans difficulté (même s’il
arrive qu’ils tombent dans les piscines sans pouvoir en sortir…), grimper les escaliers et les redescendre en se
roulant en boule (les piquants amortissant la chute), et leurs griffes leur permettent de creuser très facilement.
La vue n’est pas leur sens le plus développé : MORRIS (1985) a suivi par radio-tracking un hérisson
aveugle qui menait une vie très active sur un très large domaine vital. Leur odorat est par contre beaucoup
plus fin, ce qui pourrait expliquer le phénomène très particulier d’autolubrification (toilettage compulsif par
léchage) que manifestent certains individus en présence d’éléments particuliers tels que la colle, la fumée de
cigarette, les mégots, les couvertures de laine, le cuir, le bois vernis, le papier journal, la sueur humaine, les
excréments de chien, certaines fleurs, etc.
C- RÉGIME ALIMENTAIRE EN MILIEU NATUREL
PAGE (2001) rapporte que le hérisson d’Europe consomme ce qu’il trouve à ras du sol, en explorant
pendant plusieurs heures une surface restreinte de quelques mètres carrés, et si les proies se font plus rares,
il peut parcourir plusieurs centaines de mètres. Il est aussi capable de soulever certains éléments tels que des
petites bûches ou des pierres.
~ 52 ~
Classé parmi les « insectivores », son alimentation est plutôt omnivore avec une prédominance pour
les aliments d’origine animale :
-
surtout des invertébrés : coléoptères (scarabées, hannetons, charançons, gros bousiers), larves
de lépidoptères et de diptères, d’hyménoptères ; des gastéropodes (limaces et escargots) ; des
lombrics et quelques arachnides ;
-
vertébrés : batraciens, reptiles, petits oiseaux et mammifères (parfois sous forme de charogne) ;
-
végétaux : graminées, fruits et graines tombées au sol ;
-
champignons.
Il reste cependant opportuniste et près des agglomérations, on le trouve de plus en plus autour des
décharges publiques ou près des poubelles où il consomme ce qu’il trouve.
D- REPRODUCTION ET COMPORTEMENT PARENTAL
1. APPAREILS REPRODUCTEURS
Chez les mâles, le pénis est souvent bien visible, le fourreau s’ouvrant vers le milieu de la face
ventrale de l’abdomen. Les testicules sont en position intra-abdominale et la spermatogénèse n’a lieu que de
février à septembre dans l’hémisphère Nord.
La femelle (comme le mâle !) possède cinq paires de mamelles : une paire thoracique et quatre paires
abdominales. L’utérus est bipartite et la vulve se situe à environ un centimètre de l’anus. Le placenta est
discoïde et hémo-chorial (CARTER & ENDERS, 2010) : comme chez l’homme, 100% des immunoglobulines
maternelles de type G passent dans le sang du fœtus via le placenta.
2. ŒSTRUS ET ACCOUPLEMENT
L’ovulation est spontanée. Pendant la période de reproduction, chaque femelle défend son territoire.
Les mâles ont un domaine vital très étendu, pouvant englober plusieurs territoires de femelles. La parade
précédant l’accouplement peut durer des heures, puis si le coït est permis par la femelle, celle-ci rabat ses
piquants, le mâle lui mordant une zone près du cou pour s’agripper. Après éjaculation, une sorte de gomme
obture les voies génitales de la femelle, ce qui l’empêche d’être fécondée par d’autres partenaires.
La femelle hérisson présente deux œstrus : un premier mi-mai ou juin, et un second fin juin/début
juillet, rendant possible la production d’une voire deux portées successives.
~ 53 ~
3. GESTATION ET MISE -BAS
La durée de la gestation est discutée, mais les plus récentes études l’évaluent entre 35 et 40 jours
(REEVE, 1994). Quatre à cinq jours avant la mise-bas, la femelle construit un grand nid dans un endroit retiré
avec des feuilles et de l’herbe.
La mère s’occupe seule des 2 à 5 petits que compte sa portée (Figure 5).
Figure 5 : Mère allaitant ses petits au centre de soins (FÜRST)
4. CROISSANCE DES JEUNES
Le hérisson est une espèce nidicole : les nouveau-nés sont nus, roses, aveugles et sourds. La peau
de leur dos est gonflée d’eau et constitue un rembourrage cutané englobant les premiers piquants, ce qui
permet de ne pas blesser la mère lors de la mise-bas. Des piquants blancs percent la peau du dos à une
heure de vie, puis le deuxième manteau de piquants bruns (plus serrés et plus petits que les piquants adultes)
apparaît vers 36h de vie. Par la suite, autour de deux semaines, les yeux puis les oreilles s’ouvrent et les
petits commencent à se déplacer. A trois semaines les premières dents apparaissent et ils prennent
l’apparence d’adultes miniatures. Le sevrage a lieu à huit semaines.
5. DISPERSION ET MATURITÉ SEXUELLE
La mère chasse ses petits sevrés qui se dispersent. C’est une phase de grande fragilité pour les
jeunes encore inexpérimentés. Les chances de survie des portées tardives sont ainsi réduites, car les jeunes
n’ont que peu de temps pour accumuler des réserves graisseuses vitales avant l’hibernation, même si, d’après
BUNNELL (2009), ces petits auraient un taux de croissance plus élevés que ceux nés en juin.
La maturité sexuelle est acquise à l’âge d’un an, mais une femelle ne pourrait pas élever de portée
viable avant sa deuxième année.
~ 54 ~
II- PRISE EN CHARGE DU JEUNE HÉRISSON DANS UN CENTRE DE SOINS
À NOTER :
Dans ce chapitre ne seront abordées que les particularités de la prise en charge spécifique des
juvéniles de hérisson d’Europe. Afin de compléter vos connaissances, il est conseillé de se reporter à la
première partie sur la prise en charge générale d’un juvénile de mammifère.
A- GESTION IMMÉDIATE DU JEUNE À SON ARRIVÉE
1. ENTRETIEN TÉLÉPHONIQUE PRÉALABLE
Comme pour tout animal sauvage, l’important est de déterminer si le juvénile de hérisson est en
détresse ou non. Hormis les signes de détresse généraux rapportés dans la première partie, un individu errant
seul en plein jour est bien souvent en détresse puisqu’il s’agit d’un animal nocturne : de plus, ces individus
errants sont souvent à la merci des parasites (notamment de certains diptères) et des prédateurs tels que les
animaux domestiques des découvreurs, et bien souvent des corvidés. Les individus dont le nid a été détruit et
dont la mère ne revient pas s’occuper sont également en détresse. En 2012, 69 juvéniles de hérisson ont été
admis au CEDAF : plus de la moitié ont été trouvés errant en plein jour (Figure 6). Les autres motifs
d’admission sont les dénichages (la mère ne revenant plus suite à la destruction du nid et laissant un ou la
totalité de ses petits derrière elle) et la prédation, le plus souvent par le chien ou le chat du découvreur.
Figure 6 : Motifs d’admission des juvéniles de hérisson au CEDAF en 2012 (figure personnelle, à partir des données du CEDAF)
Dans le cas où le jeune trouvé fait moins de 250 g, il est important de conseiller au découvreur de vérifier si la
mère n’est pas loin et qu’il n’y a pas le cas échéant d’autres petits en détresse, de manière à replacer le petit,
dont l’état général a été évalué, directement sur le lieu de découverte.
La diagnose d’espèce ne pose pas de problème, les découvreurs reconnaissant facilement cette
espèce aux piquants caractéristiques. Néanmoins, la discussion téléphonique est très utile pour conseiller sur
la contention si l’animal doit être pris en charge : les piquants des individus juvéniles ne sont pas plus doux
que ceux des adultes et peuvent provoquer des blessures si la personne essaie de les prendre à mains nues.
~ 55 ~
L’idéal est de les attraper avec des gants ou une serviette en plaçant ses mains en coupe pour éviter toute
blessure si l’animal se met en boule. Pour le transport, ils peuvent être placés dans une boîte de transport
pour chat idéalement, dans une boîte en carton à défaut, et avec une bouillotte à disposition s’il s’agit
d’individus très jeunes.
2. ACCUEIL DE L’ANIMAL
a. ACCUEIL GÉNÉRAL
Une fois le découvreur arrivé au centre de soins, les informations générales répertoriées dans la
première partie sont à recueillir. Puis, un examen clinique le plus complet possible doit être réalisé de manière
à orienter la conduite à tenir entre remise en nature immédiate si possible, euthanasie immédiate ou prise en
charge au centre de soins.
L’heure de la découverte est un élément particulièrement intéressant en termes de pronostic car un
animal errant en plein jour est probablement très affaibli, et bien souvent fortement parasité par les asticots de
diptères. De la même manière, les soins prodigués sont importants à considérer : l’administration de certains
types de lait peut par exemple compromettre les chances de survie de l’animal. Certains anti-parasitaires
externes tels que le fipronil (Frontline® (Merial Santé Animale)) sont également toxiques pour les individus les
plus jeunes. Les très jeunes individus sont souvent moins craintifs et se déroulent facilement ; pour les
individus plus âgés toutefois, l’examen clinique nécessitera une anesthésie gazeuse si l’on veut qu’il soit
complet.
b. DIAGNOSE DE L’ÂGE
Une diagnose de l’âge est indispensable puisqu’elle conditionnera l’alimentation et les soins à
apporter au jeune animal. La pesée est un élément objectif à prendre en compte absolument (Figure 7),
néanmoins elle ne permet pas à elle seule une diagnose d’âge fiable : en effet, un individu fortement dénutri
peut alors paraître plus jeune qu’il n’est réellement.
Figure 7 : Courbe approximative de croissance du hérisson juvénile (figure personnelle, à partir des données du CEDAF)
~ 56 ~
Elle doit être couplée avec les caractéristiques anatomiques et physiologiques rapportées dans le Tableau 1 :
Tableau 1 : Diagnose d’âge des jeunes hérissons (PAGE, 2001)
Poids
Caractéristiques
Âge
Les piquants blancs percent à une heure de vie, puis les piquants bruns plus petits et plus resserrés
sont visibles à partir de 36 heures. Ils sont aveugles et sourds et ne peuvent que ramper.
Figure 8 : Hérisson âgé de 1 jour (FÜRST)
7-25 g
< 1 semaine
Ils commencent à se rouler en boule et à souffler pour se manifester. Les poils commencent à pousser,
surtout sur le museau, vers 10 jours.
Figure 9 : Les muscles peauciers et orbicularis sont fonctionnels rapidement (les
hérissons sur ces photos sont âgés de 3 semaines environ) (photos personnelles)
25–60 g
55–85 g
1 semaine
Les yeux s’ouvrent entre 12 et 20 jours, puis c’est le tour des oreilles. Les piquants blancs sont
devenus minoritaires. Ils commencent à marcher avec leurs pattes antérieures.
2 semaines
La troisième génération de piquants apparaît et ils prennent l’apparence d’adultes miniatures. Ils
commencent à se déplacer et les premières incisives supérieures étant apparues, ils se mettent à se
nourrir d’aliments solides.
Figure 10 : À 3 semaines, les hérissons ont une apparence d’adulte miniature (photos personnelles)
85–130 g
3 semaines
130-170 g
4 semaines
200 g
5 semaines
250-300 g
350 g
6-7 semaines
La dentition définitive apparaît et les juvéniles arrêtent de boire le lait maternel. SEVRAGE
~ 57 ~
8 semaines
c. DIAGNOSE DU SEXE
La diagnose du sexe se fait en déroulant l’animal et en observant son abdomen (Figure 11 : Diagnose
du sexe chez les juvéniles de hérisson : femelle à gauche, mâle à droite (photos personnelles)). Chez les mâles, le pénis
est souvent bien visible, le fourreau s’ouvrant vers le milieu de la face ventrale de l’abdomen. Pour la femelle,
la vulve se situe à proximité de l’anus.
Figure 11 : Diagnose du sexe chez les juvéniles de hérisson :
femelle à gauche, mâle à droite (photos personnelles)
d. MOYEN D’IDENTIFICATION
Lorsqu’il s’agit d’une portée ou lors de regroupement, un marquage à l’aide de vernis à ongles de
différentes couleurs sur les piquants du dos (Figure 12) permet une différenciation facile et rapide des
individus. Ce marquage est à renouveler régulièrement compte-tenu du changement de piquants si l’on veut
pouvoir continuer à identifier les animaux.
Figure 12 : Marquage des juvéniles de hérisson grâce à du vernis à ongles (photo personnelle)
3. CAS URGENTS
Pour les juvéniles de hérisson, les cas urgents sont les mêmes que ceux présentés dans la première
partie.
~ 58 ~
4. ALIMENTATION
Il est essentiel de réaliser une fiche individuelle (Annexe 2) sur laquelle reporter l’heure des repas et la
quantité prise, mais aussi le poids (idéalement mesuré chaque jour au même moment de la journée, pouvant
être aussi bien le matin ou le soir au départ mais plutôt le soir lorsqu’ils sont plus grands), ce qui permet de
réaliser le suivi de la croissance du petit hérisson. Au CEDAF, les juvéniles prennent en moyenne 5 g par jour
jusqu’à un poids d’environ 100 g, puis en moyenne 10 g par jour.
a. CHOIX DE L’ALIMENT
Comme tout animal sauvage recueilli, même sans signe de déshydratation évidente, un juvénile de
hérisson devrait être considéré à son arrivée comme étant déshydraté à 5% et devrait donc recevoir une
réhydratation par voie sous-cutanée puis une réhydratation par voie orale servant de transition avec le lait
utilisé par la suite si l’animal a moins de 8 semaines. Plusieurs lacto-remplaceurs peuvent être utilisés
(Tableau 2) :
Tableau 2 : Composition moyenne de lait de différentes espèces et produits de substitution (LANDES, 1998 et STOCKER, 2005)
Type de lait (pour 100 g)
Matière sèche (g)
Protéines (g)
Lipides (g)
Lactose (g)
Hérisson
45,2
16
25,5
0,07
Vache
13
3-3,5
3,5-4
4,5-5
Brebis
19
5,5-6
7-7,5
4,5-5
Chèvre
12,86
3,71
4,09
4,2
Fortol® (MSD Santé Animale)
14,3
8
5,3
5
Babycat milk® (Royal Canin)
97
32
37,8
18
Babycat milk® dilué de moitié
48,5
16
18,9
9
Esbilac® (Pet Ag)
97
32,2
41,7
15,3
Esbilac® dilué de moitié
48,5
16,1
20,85
7,65
Le choix d’un lacto-remplaceur est compliqué étant donné que le lait de hérissonne est très concentré,
avec de fortes teneurs en protéines et en lipides mais surtout très pauvre en lactose : peu de lactoremplaceurs ont en effet une quantité de lactose aussi faible. Les petits hérissons ne disposant pas de
lactase, la présence de lactose même en faible quantité dans le lacto-remplaceur employé peut facilement
induire une dysbiose. Aucun lacto-remplaceur n’étant aussi riche en lipides que le lait de hérissonne, il faudra
compenser en nourrissant les petits fréquemment.
Pour STOCKER (2005), le lait Esbilac® (Pet Ag) est considéré comme étant le meilleur compromis :
sa teneur en lactose peut cependant être la source de problèmes digestifs. Plus pauvre en lipides que le lait
~ 59 ~
maternel, il doit être administré en plus grande quantité pour compenser le déficit en matière utile. Le CEDAF
utilise quant à lui le Babycat milk® (Royal Canin). Sinon, on peut recourir au Fortol® (MSD Santé Animale) qui
présente l’avantage de pouvoir être conservé facilement en congelant le restant de la bouteille. Le lait de
vache est à proscrire. De même, tout changement de lait est formellement déconseillé car les risques de
diarrhée sont alors importants, sauf en cas d’intolérance au produit d’allaitement initial, auquel cas la transition
peut s’effectuer avec du Biodiet® (Pfizer Santé Animale).
b. CHOIX DU MATÉRIEL D’ALIMENTATION
Il est préférable d’utiliser une seringue de 1 à 2 mL avec une tétine pour nouveau-nés (kit pour
chatons) placée à l’extrémité, car plus la seringue est grosse, plus la force de succion à apporter est élevée,
ce qui fatigue le petit avant qu’il ait fini de boire sa buvée (en particulier, proscrire les biberons de poupée).
L’inconvénient est qu’il faut remplir la seringue très fréquemment (Figure 13). Les petits s’habituent
rapidement à la taille de la tétine. Il faut donc éviter d’en changer sous peine de risquer de les voir refuser de
s’alimenter. Si elle est trop usée, il est conseillé de la ramollir en la plaçant dans de l’eau bouillante avant le
premier repas. Il ne faut pas agrandir le trou de la tétine : le flux pourrait alors être trop important et il y a des
risques de bronchopneumonie par fausse déglutition. De la même manière, durant les repas, il faut veiller à
tenir le bébé bien verticalement pour éviter ce problème.
Figure 13 : Jeunes hérissons nourris à la seringue (photos personnelles)
Après chaque repas, tout le matériel doit être nettoyé a minima à l’eau très chaude et régulièrement
désinfecté.
c. FRÉQUENCE DES REPAS ET QUANTITÉ À DISTRIBUER
La fréquence des repas et la quantité de lait à administrer dépend de l’âge de l’animal (Tableau 3) :
~ 60 ~
Tableau 3 : Fréquence des repas et quantité à distribuer (BEXTON & ROBINSON, 2003)
Âge
Fréquence
Quantité par repas
Remarques éventuelles
< 1 semaine
Toutes les 2-3 h
2 mL
1-2 semaines
Toutes les 3-4 h
3-5 mL
2-3 semaines
Toutes les 4 h
6-10 mL
Arrêt du repas nocturne lorsqu’ils ont ouvert les yeux
3-4 semaines
Toutes les 4 h
6-10 mL
Laisser une gamelle à disposition (voir « Sevrage » plus loin)
S’il prend du poids tous les jours, pause de 6h la nuit
Comme expliqué plus haut, la fréquence des repas est assez élevée pour pallier le manque d’énergie
du lacto-remplaceur comparé au lait de hérissonne. Un biberon nocturne est donc nécessaire dans les
premiers temps : d’expérience au CEDAF, c’est un biberon primordial dont l’arrêt trop précoce induit une perte
de poids majeure. En pratique, le biberon nocturne peut être arrêté lorsque le petit a ouvert les yeux, autour
de 80 g : si suite à cela il perd du poids, alors on essaye d’augmenter les quantités administrées en journée,
ou alors on rétablit le biberon nocturne.
En termes de quantité, au CEDAF, les petits mangent ad libitum avec néanmoins un seuil minimal de
30 mL / 100 g / j.
5. HABITAT ET HYGIÈNE
a. HABITAT
Pour des raisons comportementales, afin que la reconnaissance sociale et les liens se réalisent entre
individus de même espèce, les juvéniles d’une même portée sont gardés ensemble, et lorsqu’il s’agit
d’individus isolés, après une surveillance individuelle de quelques jours, on peut effectuer des regroupements
de même âge. Au CEDAF, une vérification clinique de 2 à 3 jours est effectuée, période pendant laquelle on
recherche une éventuelle infestation par des parasites, puis les animaux sont regroupés en lots comptant
jusqu’à 5 individus.
Comme précisé plus haut, les jeunes hérissons étant très sensibles à l’hypothermie, la première
priorité est de les placer à proximité d’une source de chaleur. La température au nid doit être de 35°C jusqu’à
quatre semaines. Pour cela, on peut placer le petit dans un carton deux fois plus grand que la bouillotte pour
qu’il puisse se positionner comme il le souhaite, mais aussi pour qu’un gradient de température soit possible
par rapport à la source de chaleur et qu’il puisse choisir la température qui lui convient. Au CEDAF, on utilise
un tapis chauffant réglable fixé à 36°C sur lequel on pose une boîte de transport pour rongeurs remplie de
papier absorbant pour reproduire un « nid ». La pièce doit être chauffée à une température stable de 20°C.
~ 61 ~
b. HYGIÈNE
Comme précisé dans la première partie, les mictions et les défécations doivent être induites avant
chaque repas par stimulation de la région ano-génitale avec un essuie-tout humide et tiède, afin de mimer
l’action produite par la langue de la mère. En général, après quelques secondes d’une stimulation douce,
miction et défécation se déclenchent. Il faut néanmoins poursuivre la stimulation jusqu’à la fin, afin d’obtenir la
vidange de la vessie et du rectum. Pour les maintenir convenablement durant ce toilettage, il est conseillé de
rabattre les piquants de la nuque vers l’arrière (Figure 14).
Figure 14 : Contention des jeunes hérissons pour le toilettage (photos personnelles)
En pratique au CEDAF, ces mesures hygiéniques sont arrêtées lorsque les individus lapent le lait seul, en
général autour de trois à quatre semaines.
Lorsque le juvénile ne reçoit que du lait, les selles sont molles et vert clair de manière physiologique
(Figure 15).
Figure 15 : Selles vertes émises de manière physiologique lorsque
le juvénile est nourri par du lait uniquement (photo personnelle)
~ 62 ~
B- SUIVI DU JEUNE JUSQU’AU RELÂCHER
1. SEVRAGE
Le sevrage peut commencer à partir du moment où les petits sont capables de laper leur ration lactée
seuls, en général vers 4 semaines d’âge (Figure 16). Au CEDAF, on laisse le lait à disposition lorsque les
individus pèsent autour de 100 g. On place alors les petits dans une cage pour rongeurs de faible dimension,
en recouvrant le fond de papier absorbant et en plaçant des serviettes sur tout le tour de la partie grillagée afin
d’éviter les courants d’air. Une moustiquaire peut être placée sur le plafond pour éviter l’entrée des mouches.
Figure 16 : Jeunes hérissons lapant le Fortol® dans une gamelle laissée à disposition (photo personnelle)
A partir de ce moment, il faut réduire au maximum le nourrissage à la main et favoriser la prise
alimentaire spontanée. Lorsque les premières dents apparaissent, aux alentours de 125 g, on peut apporter
une alimentation semi-liquide (aliment pour petit carnivore en croissance, de préférence, d’après l’expérience
du CEDAF, des croquettes humidifiées (Baby cat 34® (Royal Canin)) par de l’eau ou du lait) et en laissant une
gamelle d’eau potable à disposition dans une gamelle stable (Figure 17). L’alimentation est alors fournie ad
libitum, deux fois par jour au minimum pour des raisons sanitaires et d’appétence.
Figure 17 : Jeunes hérissons en sevrage nourris avec de la pâté pour carnivores (photo personnelle)
~ 63 ~
Le changement d’alimentation provoquera un passage des fèces de la couleur verte à la couleur
marron. De 6 à 7 semaines, on diminue progressivement la quantité de lait apportée jusqu’à arrêter la
distribution des repas lactés à 8 semaines.
2. PATHOLOGIES FRÉQUENTES
a. TROUBLES D’ORIGINE ALIMENTAIRE
 Anorexie
Lorsque le petit en âge de s’alimenter seul ne mange pas ou plus, on peut lui proposer un repas riche
en énergie, appétant et adapté aux besoins de son espèce de type Fortol® (MSD Santé Animale) ou du Hill’s
a/d® (Hill’s Prescription Diet), en le laissant à sa disposition dans un premier temps. En pratique, au CEDAF,
on commence par de la pâté Junior Whiskas® puis on teste différents types d’aliments tels que des fruits non
acides (banane, poire) afin d’identifier ce que l’individu préfère. S’il refuse toujours de s’alimenter au bout de
quelques heures, on peut lui administrer directement l’aliment per os à la seringue, en respectant la quantité
de 30 mL / 100 g / j minimum, comme pour les repas lactés.
Au CEDAF, il arrive que les individus en âge de se rouler en boule refusent de manger seuls mais
aussi de se dérouler en la présence d’un soigneur. Ces individus sont malheureusement condamnés, car la
seule possibilité de les dérouler est de les anesthésier, ce qui rend le gavage impossible.
 Constipation
Lorsque le petit n’arrive pas à déféquer, on peut administrer per os de l’huile de paraffine à raison de 1
mL / kg ou dans les cas extrêmes, en lavement par voie rectale. En pratique, au CEDAF, les juvéniles de
hérisson sont très rarement constipés.
 Diarrhée
Les diarrhées des petits hérissons surviennent en général en début d’élevage suite à une mauvaise
transition entre le lait maternel et le lait de substitution : elles peuvent alors se résoudre spontanément.
KIRKWOOD (1988) préconise néanmoins de réaliser un examen coprologique afin d’éliminer toute hypothèse
infectieuse ou parasitaire.
Il conseille d’arrêter les repas lactés pendant quelques heures, et de remplacer ceux-ci par des
réhydratants oraux de type Biodiet®. Une fois la diarrhée stoppée, les repas lactés peuvent être repris en
mélangeant le lait au réhydratant et en réaugmentant la proportion de poudre lactée très progressivement.
~ 64 ~
 Météorisation
Ce problème intervient généralement chez les jeunes mammifères suite à un changement alimentaire
sans transition, à des repas trop volumineux ou à un défaut de toilettage. Il se présente sous la forme d’un
gonflement abdominal lié à la présence de gaz en quantité importante dans le tube digestif.
Du métoclopramide (Emeprid® (CEVA Santé Animale)) peut être administré à la dose de 0,2 à 0,5 mg
/ kg per os ou par voie sous-cutanée (CARPENTER, 2012). Tout changement alimentaire significatif doit être
réalisé très progressivement et les petits doivent être toilettés avant le repas pour stimuler la miction et la
défécation. Au CEDAF, ce problème est géré comme lors d’une diarrhée : le lait est stoppé pour une journée
et remplacé par de l’eau sucrée (à raison de 5 g de saccharose dans 100 mL d’eau) à laquelle on ajoute du
charbon actif (Carbolevure® (Pierre Fabre Santé)). Le pronostic est souvent très réservé.
b.
MALADIES SYSTÉMIQUES
 Bronchopneumonie par fausse déglutition
Ce trouble est susceptible d’arriver lorsqu’on ne laisse pas au petit le temps d’avaler l’aliment à son
rythme et qu’il n’est pas tenu droit. Une dyspnée intense d’apparition brutale est alors notée avec respiration
bouche ouverte, et un claquement peut éventuellement être entendu à l’expiration.
STOCKER (2005) préconise l’administration d’amoxicilline (Suramox® (Virbac)) injectable à raison de
15 mg / kg deux fois par jour pendant au moins une semaine, ou bien l’association sulfadoxine triméthoprime
(Borgal® (Virbac)) à raison de 30 mg / kg par voie sous-cutanée ou intra-musculaire, deux fois par jour
pendant au moins une semaine (CARPENTER, 2012). On peut également placer l’animal en cage à
dioxygène. Le pronostic demeure réservé.
 Diarrhée d’origine infectieuse
Lorsque l’examen clinique montre une hyperthermie en association avec un examen coprologique
révélant la présence de bactéries comme les salmonelles ou certains coliformes pathogènes, il s’agit d’une
diarrhée d’origine infectieuse. Des fèces très nauséabondes, avec du mucus ou de l’hématochézie peuvent
apparaître. La salmonellose est une zoonose associée à un risque de contagion modéré pouvant être
transmise par contact avec les déjections : il est donc conseillé de porter des gants en cas de suspicion de
cette maladie.
Au CEDAF, en fonction de l’étiologie suspectée ou déterminée par examen complémentaire, on peut
traiter le hérisson avec du métronidazole (Flagyl® (Sanofi Aventis)) à raison de 20 mg / kg par voie orale deux
fois par jour pendant au moins une semaine ou de l’enrofloxacine (Baytril® (Bayer Santé Animale)) à la dose
de 2,5 à 20 mg/kg (CARPENTER, 2012), la voie orale étant privilégiée (si une administration par voie
parentérale doit être réalisée, éviter la voie intra-musculaire et diluer pour une administration sous-cutanée).
~ 65 ~
c. PARASITISME
 Ectoparasites
Les puces peuvent être supprimées avec du fipronil (Frontline® (Merial)) en spray, en respectant la
dose suivant le poids de l’animal. Néanmoins en pratique, au CEDAF, le fipronil n’est pas utilisé tant que
l’animal pèse moins de 500 g. WEBER (1978) recommande de se vaporiser les gants avant d’étaler le produit
sur le pelage du petit plutôt que d’appliquer directement le spray sur le jeune hérisson, pour éviter de lui faire
peur.
Les jeunes hérissons sont beaucoup plus souvent infestés par des tiques. L’étiquage manuel est
préconisé, et lorsqu’il s’agit d’une infestation massive, on peut utiliser de l’ivermectine (Ivomec® (Merial)) à la
dose de 0,2 à 0,5 mg / kg par voie orale ou sous-cutanée.
Contre la gale, l’ivermectine (Ivomec® (Merial)) peut là encore être utilisée, à la même posologie à 15
jours d’intervalle, en répétant le traitement au moins trois fois. La gale est une zoonose associée à un risque
de contagion modérée pouvant être transmise par contact cutané.
Les jeunes hérissons sont parfois infestés par les asticots de diptères se localisant principalement
dans les oreilles, les yeux et au bord de l’anus, les œufs (formant des grappes jaunes) étant pondus plutôt
près des aisselles, dans le cou et sur l’abdomen. Il faut les retirer à la pince, voire avec un coton-tige s’ils sont
près des yeux et une brosse à dents pour enlever ceux situés dans les piquants. On désinfecte ensuite avec
un antiseptique tel que la chlorhexidine diluée. Dans les cas les plus extrêmes, le CEDAF met en place une
antibiothérapie à base d’enrofloxacine (Baytril® (Bayer Santé Animale)) à la dose de 2,5 à 20 mg/kg par voie
orale de préférence pour lutter contre les surinfections bactériennes.
Enfin, les hérissons peuvent souffrir de teigne : le diagnostic est posé en cas de visualisation de poil
teigneux sur un trichogramme (à condition de prélever les poils émettant une fluorescence à la lampe de
Wood). Une moquette peut éventuellement être employée pour ensemencer une boîte de culture
mycologique. L’animal est alors isolé des autres pendant 35 jours, puis un traitement à base de bains
d’énilconazole (Imaveral® (Janssen Santé Animale)) quotidiens est recommandé (CARPENTER, 2012).
L’environnement doit également être traité par pulvérisations d’énilconazole (Clinafarm® (Janssen Santé
Animale)). La dermatophytose est une zoonose associée à un risque de contagion important transmise par
contact cutané direct.
 Endoparasites
Les hérissons sont fréquemment infestés par des nématodes à tropisme pulmonaire, mais la
nécessaire ingestion de gastéropodes (hôtes intermédiaires) et la durée de la période pré-patente impliquent
que les jeunes animaux ne peuvent théoriquement pas être atteints. En pratique, les capillaires sont parfois
vus en coproscopie chez les juvéniles et induisent une toux et des troubles respiratoires. La contamination
~ 66 ~
pourrait se faire par voie placentaire. Au CEDAF, en cas de toux, une coproscopie est réalisée pour
rechercher les capillaires, et un traitement à base de lévamisole 1 % (Levisole® (Noé)) à raison de 10 mg / kg
par voie sous-cutanée (à J0, J2 puis J14) et de nébulisations (mélange de NaCl 0,9% et de gomenol) est
entrepris. Dans les cas extrêmes, l’association sulfadoxine triméthoprime (Borgal® (Virbac)) à raison de 30 mg
/ kg deux fois par jour pendant au moins une semaine est employée pour lutter contre les surinfections
bactériennes.
La protozoose la plus fréquente est la coccidiose, qui provoque l’apparition d’une diarrhée verdâtre
(Figure 18) et dont le diagnostic est aisé par examen coproscopique.
Figure 18 : Diarrhée suite à une coccidiose chez un hérisson juvénile (FÜRST)
En cas de confirmation d’une coccidiose, un traitement à base de sulfaguanidine et de sulfadimidine
(Sulfalutyl® (Laboratoire TVM)) peut être administré à raison de 100 à 200 mg / kg par voie orale une fois par
jour pendant trois jours (CARPENTER, 2012).
d. CONTACTS AVEC L’HOMME ET CONSÉQUENCES COMPORTEMENTALES
Le hérisson étant une espèce nidicole, le phénomène d’imprégnation n’existe pas. Peu d’informations
sont disponibles concernant les conséquences comportementales de contacts répétés avec l’homme.
Néanmoins, d’après l’expérience du CEDAF, la plupart des juvéniles élevés à la main retournent à la vie
sauvage sans problème, et ne sont pas davantage la cible des prédateurs.
e. AUTRES TROUBLES
 Déficience en thiamine
Cette déficience apparaît lorsque l’alimentation est faite à partir de lait congelé dans lequel la vitamine
B1 ou thiamine a été détruite. Elle provoque en général un défaut de croissance, une apathie, une parésie
voire une paralysie postérieure.
~ 67 ~
Il faut donc éviter de donner du lait congelé, et dans ce cas, supplémenter le régime en vitamine B1
(Corebral® (Vétoquinol Santé Animale)) à raison de 300 mg par jour. Ce problème est très peu rencontré au
CEDAF puisque le lait n’est pas congelé et jeté au fur et à mesure.
 Hernie ombilicale
Cette affection peut se résoudre seule ou nécessiter une intervention chirurgicale. C’est un problème
qui n’est pas rapporté au CEDAF.
 Irritation de l’anus
En général, l’irritation est causée par l’urine et les fèces. Dans ce cas, il est nécessaire d’appliquer de
la vaseline sur le pourtour de l’anus avant le toilettage.
 Prolapsus rectal
Ce problème est peu rapporté dans la littérature concernant les juvéniles de hérisson, néanmoins il
est régulièrement rencontré au CEDAF. On réalise alors une anesthésie générale pour nettoyer et réduire
doucement le prolapsus à l’aide d’un thermomètre, puis on réalise une suture en bourse. En post-opératoire,
on administre de l’huile de paraffine à raison de 1 mL / kg tout en surveillant l’état des fèces, qui doivent avoir
une consistance normale (ni diarrhée ni constipation), et on administre des anti-parasitaires internes pour
éviter le ténesme.
3. RÉHABILITATION
a. PRÉPARATION AU RELÂCHER
Pour pouvoir être relâché, un hérisson doit présenter les caractéristiques rapportées dans la première
partie par WALRAVEN (1994), auxquelles s’ajoutent d’autres éléments :
-
concernant le régime alimentaire naturel, on peut proposer des insectes ainsi que des escargots
vivants dans l’environnement du juvénile afin de vérifier s’il est capable de les consommer ;
-
pour pouvoir être relâché avant l’automne, il doit faire un poids supérieur à 600 g. Si cette
condition n’est pas remplie, alors l’animal restera tout l’hiver au centre de soins, sans hibernation,
dans une cage avec un régime adapté ;
-
il doit être capable de se rouler en boule, ce qui constitue son principal moyen de défense.
Lorsque la nourriture est distribuée ad libitum, il peut arriver que certains individus deviennent
~ 68 ~
obèses et ne puissent plus se mettre en boule, auquel cas, une restriction alimentaire s’impose
jusqu’à obtention d’un animal pouvant former une boule complète.
Si tous ces éléments sont réunis, alors on peut envisager le relâcher de l’individu.
b. CHOIX DU SITE ET DU MOMENT DU RELÂCHER
Le site du relâcher doit être un lieu connu pour être habité par d’autres hérissons (puisqu’ils ne
défendent pas leur domaine vital), avec des arbres feuillus, des haies pour construire des nids, et des prairies,
à l’écart des grandes routes. Le lieu de relâcher n’a pas forcément à être celui de la découverte, sauf s’il s’agit
d’un « hard-release » où l’animal relâché a été recueilli par un découvreur alors qu’il n’était pas en détresse
(voir plus loin): MORRIS (1992) a montré que les hérissons ne semblent pas vouloir retourner sur le lieu où ils
ont été prélevés comme le feraient d’autres espèces.
Idéalement, le relâcher devrait plutôt avoir lieu avant l’hiver car les chances de survie sont meilleures :
en effet, au printemps, les meilleures places sont souvent occupées et il peut y avoir des difficultés
d’adaptation. Ne doivent donc être gardés l’hiver pour un relâcher au printemps que les individus trop jeunes,
faibles ou malades dont les chances de survie seraient nulles dans la nature.
c. MÉTHODES DE RELÂCHER
 Le « soft-release »
L’idéal est de réfléchir au lieu de relâcher dès le départ afin d’y construire l’enclos extérieur. On place
une clôture de 50 cm de haut environ et enterrée dans le sol à 10 - 15 cm avec des planches en bois, un
grillage très fin ou des pieux de palissade mi-ronds pour délimiter un espace de 4 m² minimum. S’il s’agit d’un
regroupement d’individus relâchés ensemble, alors l’enclos peut mesurer jusqu’à 50 m². La clôture doit être
fermée en haut par une planche dépassant à l’intérieur pour éviter toute fuite. La maisonnette doit être
construite avec une entrée en labyrinthe pour protéger les petits et leur nourriture des prédateurs éventuels
(chats…). Du foin, du papier, du journal et des morceaux de tissus peuvent être fournis pour aider à la
construction du nid. Au CEDAF, le nid n’est fait que pour dormir et est rempli en partie de feuilles (sans les
branches) (Figure 19) : d’autres feuilles sont mises à disposition dans l’enclos pour stimuler l’individu à
terminer son nid tout seul, et les gamelles sont protégées à l’extérieur du nid.
Figure 19 : Hérisson en enclos de réhabilitation (BRILLI)
~ 69 ~
Les petits sont déposés dans cet enclos lorsqu’ils pèsent autour de 400 g (6 à 8 semaines). L’objectif,
à ce stade, est d’encourager le fouissement et la recherche de nourriture, en leur apportant des repas
consistants (aliment croissance progressivement changé en aliment adulte, en ajoutant éventuellement de la
pâtée pour oiseaux insectivores voire des vers de farine). Chaque jour, il faut jeter les restes de nourriture de
la veille. Cette période de semi-liberté peut durer jusqu’à trois semaines, durant lesquelles on vérifiera que
l’animal ne sort bien que la nuit pour se nourrir.
Suite à cette période de semi-liberté, au crépuscule, on peut soit démonter l’enclos directement, soit
simplement laisser la porte ouverte. On peut laisser le nid et les gamelles jusqu’à ce que le hérisson ne
revienne plus.
MORRIS (1992) a montré qu’en moins de deux semaines, les hérissons sont capables d’appréhender
la géographie du lieu de relâcher, de construire des nids (et s’ils s’en éloignent, de le retrouver) et de
s’intégrer aux hérissons sauvages locaux. Par contre, ils perdent du poids de manière significative, surtout
durant la première semaine où ils passent plus de temps à explorer leur environnement qu’à chercher leur
nourriture. Néanmoins, cette perte d’état corporel est à relativiser étant donné le surpoids dont souffrent
généralement les animaux élevés en captivité, d’autant plus que dans l’étude, il n’y a pas eu d’augmentation
du temps passé à la recherche de nourriture compensatoire. Dès le départ, la plupart des animaux délaissent
la nourriture laissée à leur disposition dans les jours qui suivent leur relâcher.
 Le « hard-release »
Ce type de relâcher est peu recommandé chez les juvéniles de hérissons qui sont généralement
hospitalisés durant une assez longue période. Néanmoins si l’animal est resté moins de 24 h au centre de
soins et qu’il s’agit de la méthode choisie, il faut le remettre en liberté au crépuscule en veillant à ce que le
transport soit le moins stressant possible (pas de long trajet, attention au claquement des portières…) puis le
déposer dans un nid de feuillage, dans un abri protégé, sur le site précis de la découverte.
~ 70 ~
Figure 20 : Schéma bilan de la prise en charge d’un juvénile de hérisson (figure personnelle)
Cage de transport pour rongeurs à 35°C sur tapis chauffant
Stimulation des mictions et des défécations
Cage pour rongeurs
Gamelles de nourriture et d’eau à disposition
changées deux fois par jour
2 mL / 2-3 h
3-5 mL / 3-4 h
6-10 mL / 4 h
Arrêt
du lait
Arrêt du repas
nocturne
~ 71 ~
« SOFT-RELEASE »
Diminution progressive du lait
~ 72 ~
CHAPITRE 2
PIPISTRELLE COMMUNE (PIPISTRELLUS PIPISTRELLUS)
ET AUTRES CHIROPTÈRES
~ 73 ~
~ 74 ~
I- BIOLOGIE DE LA PIPISTRELLE COMMUNE
A- PRÉSENTATION DE L’ESPÈCE
La pipistrelle commune et les chauves-souris en général appartiennent à l’ordre des Chiroptères,
ordre qui regroupe les seuls mammifères capables de voler. Toutes les espèces rencontrées en France sont
des microchiroptères, chauves-souris insectivores capables d’écholocation.
Figure 21 : Anatomie des chiroptères (ROUTH, 2003)
NABET (2005) décrit les chauves-souris européennes comme étant des animaux de petite taille dont
le corps s’apparente à celui d’une souris, avec une fourrure douce et souple s’étendant sur tout l’animal à
l’exception des ailes (Figure 21). Le membre antérieur est en effet complètement modifié par rapport aux
autres mammifères : l’articulation de l’épaule consiste en une arthrodie responsable des mouvements de
rame. L’ulna est complètement atrophié, par contre les métacarpiens 2 à 5 ainsi que les doigts sont très longs.
Seul le premier doigt a conservé une taille normale et reste doté d’une griffe, qui permet à la chauve-souris de
grimper et de se suspendre. Le membre postérieur est lui aussi modifié, le talon étant dirigé vers l’avant et les
doigts vers l’arrière. L’accrochage sur les parois ne demande aucun effort musculaire. Pattes antérieures et
postérieures sont reliées par le patagium, qui est une fine membrane glabre située entre les doigts simplement
constituée de deux épaisseurs de peau séparées par des faisceaux vasculo-nerveux ainsi que de petits
muscles servant à la tendre. Le patagium, également appelé membrane alaire, est très souple et résistant et
peut se reconstituer spontanément suite à une lésion. Il inclut également la queue. Les oreilles portent en
avant du pavillon un lobe de peau, le tragus, qui sert à capter les signaux de retour lors d’écholocation, et dont
la morphologie très complexe et variable selon les espèces en fait un critère utile de diagnose (chez la
pipistrelle commune, il est de forme arrondie).
~ 75 ~
La pipistrelle commune, à l’âge adulte, pèse entre 3,5 et 8 g et a une envergure de 18 à 24 cm : c’est
la plus petite des chauves-souris en Europe. PERRET (2003) la décrit comme étant uniformément brune sur le
dos, la partie ventrale étant un peu plus claire. La longueur du corps (tête comprise) ne dépasse pas 5 cm et
son avant-bras (mesuré du coude au poignet, aile repliée, Figure 22) mesure entre 28 et 35 mm à l’âge adulte.
Figure 22 : Pipistrelle accueillie au CEDAF (taille de l’avant-bras symbolisée par la flèche verte) (FÜRST)
PERRET (2003) précise qu’on retrouve la pipistrelle commune partout en France et en Europe.
Selon l’arrêté du 23 avril 2007, en France, tous les chiroptères (dont la pipistrelle commune) sont des
espèces de mammifères terrestres protégées sur l’ensemble du territoire. D’après l’UICN, le statut de
conservation de la pipistrelle commune est de préoccupation mineure. Les chiroptères représentent 13 % des
mammifères terrestres reçus dans les centres de soins, la majorité étant représentée par des pipistrelles
communes (CAVIGNAUX & JALLU, 2008).
B- RYTHME DE VIE, HABITAT ET PARTICULARITÉS COMPORTEMENTALES
1. RYTHME DE VIE ET MODE DE REGROUPEMENT
a. ANNUEL
Figure 23 : Rythme annuel des chauves-souris (LUNDBERG, 1985 ; DELNATTE, 1987 ; DUQUET, 1995 ; GERELL &
LETARD, 1999 ; DANCRAY-MEROP, 2005 et NABET, 2005)
HIBERNATION
J
F
M
GESTATION
A
M
J
ELEVAGE
REPRO*
J
S
A
O
HIBERNATION
N
D
NABET (2005) indique que l’automne est la période des accouplements (Figure 23), période qui dure
jusqu’au début de l’hiver. En parallèle, les pipistrelles se préparent à l’hibernation en augmentant leur prise
alimentaire jusqu’à atteindre un poids plus élevé de 30 %, par formation de graisse brune. Puis, la diminution
de la température extérieure sous 10°C induit le début de l’hibernation, qui durera selon DUQUET (1995) de
*Reproduction
~ 76 ~
fin octobre jusqu’au mois de mars. D’après LETARD (1999), les femelles entrent en hibernation avant les
mâles. La fréquence cardiaque diminue alors jusqu’à quelques dizaines de battements par minute et la
fréquence respiratoire décroît fortement : des apnées de 90 min ont ainsi pu être notées. DELNATTE (1987)
rapporte que lorsque la température extérieure descend sous le seuil optimum d’hibernation, qui est propre à
chaque espèce, l’animal se réveille et cherche un autre gîte. La pipistrelle hiberne en se plaçant tête en bas
dans des constructions humaines de type clochers en général : selon NABET (2005), la présence d’eau et une
hygrométrie d’au moins 75 % sont nécessaires à la conservation des membranes alaires et à la prise de
boisson durant les réveils qui auront lieu tout au long de l’hiver. LETARD (1999) relate que les réveils sont
toujours volontaires et qu’ils sont très coûteux en énergie.
A la sortie de l’hibernation, au printemps, les femelles sont fécondées et entrent en gestation. Selon
GERELL & LUNDBERG (1985), elles forment à la fin du printemps de larges colonies de plusieurs centaines
d’individus, tandis que les mâles organisent des territoires autour de leur gîte diurne. DANCRAY-MEROP
(2005) précise même que la ségrégation sexuelle est totale : les mâles vivent seuls de leur côté ou en petites
colonies. Après avoir mis bas début juillet et élevé leurs petits durant l’été, les femelles rejoignent les mâles
isolés pour constituer des harems : les femelles juvéniles rejoindront les harems dès leur premier automne,
contrairement aux mâles immatures qui attendront l’été suivant.
b. JOURNALIER
LETARD (1999) rapporte que les chiroptères sont essentiellement nocturnes. Ils passent la majorité
de leur temps à l’abri, n’en sortant que pour chasser. Gîtes diurne et nocturne sont séparés : l’abri diurne ne
sert qu’à se protéger des intempéries, des changements de température et des prédateurs. Selon ROUTH
(2003), les chauves-souris, qui sont hétérothermes, entrent en torpeur durant les pauses diurnes, ce qui leur
permet d’économiser leurs réserves énergétiques. Pendant les deux heures qui suivent la tombée de la nuit,
les chauves-souris sortent de leur gîte diurne pour chasser. L’activité diminue ensuite très fortement et est
suivie d’une phase de repos dans le gîte nocturne. Avant le lever du soleil et le retour au gîte diurne se
déroule une nouvelle phase de chasse active.
2. HABITAT
LETARD (1999) distingue trois grands types de gîtes diurnes chez les chauves-souris : les gîtes
rupestres et souterrains (failles de cavernes, sous-amoncellement de rochers…), les gîtes dans les
constructions humaines (poutres, tuiles, derrière les volets…) et enfin les gîtes en végétation ouverte (sous les
racines, sous l’écorce d’un tronc, dans une branche creuse ou une cavité…). La pipistrelle commune est dite
anthropophile, ce qui signifie qu’elle habite à proximité des constructions et loge dans les fentes étroites entre
~ 77 ~
les volets, dans les fissures des poutres, sous les tuiles (Figure 24), dans les greniers et les clochers
(PERRET, 2003).
Figure 24 : Abris occupés par les pipistrelles (BROSSET, 1966)
Sous les tuiles
Fissures dans
Sous les
les murs
planchers
MITCHELL-JONES & MCLEISH (2004) relatent qu’une maternité de chiroptères dérangée dans son
gîte nocturne peut le déserter et abandonner les jeunes.
3. PARTICULARITÉS COMPORTEMENTALES
Comme précisé au début de ce chapitre, les microchiroptères sont capables d’écholocation. NABET
(2005) explique ce phénomène dans sa thèse : les pipistrelles émettent des ultrasons par la bouche et les
échos sont perçus par les oreilles. La chauve-souris en déduit la distance à laquelle se trouve sa cible via le
décalage temporel entre émission et réception ; dans le cas d’une cible mouvante comme un insecte, elle est
aussi capable d’évaluer la vitesse de son déplacement. L’amplitude de l’écho, quant à elle, lui permet de
déduire la taille de la proie. Au départ, lorsque la proie est éloignée, la chauve-souris émet des harmoniques
inférieures qui sont moins amorties dans l’air, et au fur et à mesure de son rapprochement, elle augmente les
harmoniques supérieures afin d’accroître la précision du signal pour capturer sa proie. Il en va de même pour
l’homme : capturer une chauve-souris en parfaite santé relève du défi puisqu’elles sont capables de nous
localiser à chaque instant.
C- RÉGIME ALIMENTAIRE EN MILIEU NATUREL
NABET (2005) explique que les chauves-souris de nos régions sont toutes insectivores, et
consomment entre un quart et un tiers de leur poids toutes les nuits. Les pipistrelles sont les premières
~ 78 ~
chauves-souris à quitter leur gîte diurne au crépuscule avec les sérotines. PERRET (2003) décrit leur mode de
chasse : en général elles forment des petits groupes et volent entre 2 et 5 m de haut, de manière
papillonnante et acrobatique. Elles repèrent les insectes par écholocation puis consomment surtout des
diptères qu’elles attrapent au vol ; pour les insectes plus gros tels que les lépidoptères ou les coléoptères,
elles se servent de leur uropatagium comme d’une épuisette. Les ailes et les pattes ne sont pas consommées.
D- REPRODUCTION ET COMPORTEMENT PARENTAL
1. APPAREILS REPRODUCTEURS
MITCHELL-JONES & MCLEISH (2004) indiquent que le sexage est très facile : en effet le mâle
dispose d’un pénis bien visible, les testicules quant à eux descendraient en position scrotale au moment de la
saison de reproduction et remonteraient par la suite.
La femelle dispose d’une paire de mamelles thoraciques. L’utérus est bipartite et la placentation
discoïde et hémochoriale, ce qui signifie que 100 % des anticorps maternels passent la barrière placentaire.
2. ŒSTRUS ET ACCOUPLEMENT
LETARD (1999) relate que la période d’accouplement commence à la fin de l’été et prend fin au début
de l’hiver. Parfois, étant donné que les femelles entrent en hibernation avant les mâles, l’accouplement se
produit alors que la femelle est déjà en phase de torpeur. Selon GERELL & LUNDBERG (1985), la plupart des
accouplements ont lieu dans le gîte diurne. MITCHELL-JONES & MCLEISH (2004) précisent que
l’accouplement s’accompagne en général de fortes vocalisations, le mâle mordant la femelle à la nuque.
Toujours selon GERELL & LUNDBERG (1985), chez la femelle se formerait suite à l’accouplement un
bouchon muqueux vaginal qui empêcherait tout autre accouplement.
Le sperme est stocké dans les voies génitales femelles durant toute l’hibernation. Au printemps, lors
du réveil, la reprise du métabolisme induit l’ovulation et la fécondation a lieu.
3. GESTATION ET MISE-BAS
A partir du mois d’avril, les femelles pipistrelles se regroupent pour former des maternités de 200 à
1000 individus (PERRET, 2003).
RACEY (1969) rapporte que la gestation chez la pipistrelle est connue pour durer 44 jours mais qu’elle
peut être rallongée en fonction des conditions météorologiques et du manque de nourriture : en cas de froid
intense et de pénurie en nourriture, les mères gestantes restent en torpeur et le développement du fœtus se
ralentit. RACEY & SWIFT (1981) constatent même que la durée de la gestation peut varier de 10 jours d’une
année sur l’autre, et ce pour une même colonie. Selon ROUTH (2003), à partir de la seconde moitié de la
~ 79 ~
gestation, afin de conserver un métabolisme suffisamment élevé, les femelles deviennent homéothermes et
régulent complètement leur température. C’est à partir de cette période qu’un diagnostic de gestation peut être
posé par palpation abdominale selon MITCHELL-JONES & MCLEISH (2004).
D’après PERRET (2003), la période des naissances s’étale sur quelques jours à quelques semaines,
de fin juin à début juillet. La mise-bas a en général lieu le jour : la femelle concernée s’écarte alors des autres
et prend une position caractéristique à l’horizontale, les pattes postérieures légèrement écartées, ce qui a pour
effet d’étendre l’uropatagium formant une poche qui recueillera le nouveau-né. La pipistrelle donne en général
naissance à des jumeaux, ou bien à un seul petit.
MITCHELL-JONES & MCLEISH (2004) relatent que pendant les jours suivant la parturition, la vulve
peut apparaître œdématiée et érythémateuse. Par la suite, les mamelles conservent leur grande taille, ce qui
permet de distinguer les femelles ayant déjà mis bas.
4. CROISSANCE DES JEUNES
Selon ROUTH (2003), les femelles redeviennent hétérothermes durant la lactation. DANCRAYMEROP (2005) rapporte que les petits tètent tant que leur envergure reste inférieure à celle des adultes
puisqu’ils sont dépendants de leur mère ne sachant pas encore voler pour chasser. KUNZ & STERN (1995)
précisent que les femelles allaitent le petit jusqu’à ce que son envergure atteigne 90 % de celle des adultes, et
que son poids représente 70 % de celui d’un adulte. Selon HUGUES & al. (1989), les femelles n’allaitent que
leur propre petit : durant les dix premiers jours de la lactation, elles l’encouragent à venir boire, l’acceptent ou
lui sont, dans de rares cas, indifférentes. Par contre, elles ignorent totalement les petits des autres, et sont
parfois même agressives avec eux. Par la suite, elles encouragent de moins en moins leur progéniture et sont
plutôt indifférentes à son égard, comme pour les autres. Néanmoins, les comportements agressifs ne
s’expriment que vis à vis des autres jeunes. Ainsi, l’adoption croisée par des parents captifs n’est que
rarement couronnée de succès.
Les petits naissent nus et aveugles (NABET, 2005) et pèsent environ 1,1 g (RAKHMATULINA, 1971).
Ils sont très actifs et grimpent directement vers les tétines auxquelles ils s’accrochent avec leur bouche.
N’étant pas capables de maintenir leur température corporelle, la mère les protègent de son aile. Au bout de
quelques jours, le petit est capable de se suspendre aux parois du gîte et les poils apparaissent rapidement.
Les yeux et les oreilles s’ouvrent en une à deux semaines. Selon PERRET (2003), les juvéniles sont capables
de voler dès l’âge de 3-4 semaines. A cet âge, d’après MITCHELL-JONES & MCLEISH (2004), les os ne sont
pas encore totalement ossifiés et les cartilages de croissance sont visibles par transillumination (voir plus loin).
A cette période, ils n’ont pas encore atteint leur taille adulte et il est donc possible qu’ils soient plus petits et
que la longueur de leur avant-bras soit plus courte. C’est à ce moment-là que débute le sevrage et la
consommation des premiers aliments solides. A 30 jours, le système d’écholocation devient aussi performant
~ 80 ~
que celui de l’adulte. PERRET (2003) rapporte que le sevrage a lieu entre 45 et 62 jours. Selon MITCHELLJONES & MCLEISH (2004), les os sont complètement ossifiés à l’automne, entre 60 et 75 jours de vie. C’est
aussi à cette période qu’ils muent : leur fourrure foncée, frisée et mate devient claire, lisse et brillante.
5. DISPERSION ET MATURITÉ SEXUELLE
Selon NABET (2005), la dispersion a lieu à la fin de l’été, lorsque les petits ont acquis une certaine
autonomie de vol, ce qui arrive à l’âge de deux mois d’après DUQUET (2005). Jusqu’à la fin de leur première
année, leur membrane alaire est douce, propre et foncée.
PERRET (2003) relate que les femelles deviennent matures sexuellement à un an alors que les mâles
ne le sont qu’à deux ans.
~ 81 ~
II- PRISE EN CHARGE DU JEUNE CHIROPTÈRE DANS UN CENTRE DE SOINS
À NOTER :
III-
Dans ce chapitre ne seront abordées que les particularités de la prise en charge spécifique des
juvéniles de chiroptère. Afin de compléter vos connaissances, il est conseillé de se reporter à la
IV-première partie sur la prise en charge générale d’un juvénile de mammifère.
A- GESTION IMMÉDIATE DU JEUNE À SON ARRIVÉE
1. ENTRETIEN TÉLÉPHONIQUE PRÉALABLE
Comme pour tout animal sauvage, la première question à se poser consiste à déterminer si le juvénile
de chauve-souris est effectivement en détresse ou non. Hormis les signes de détresse généraux rapportés
dans la première partie, un individu retrouvé en plein jour est bien souvent en détresse puisqu’il s’agit d’un
animal nocturne : de plus, ces individus sont souvent à la merci des parasites (notamment des mouches) et
des prédateurs tels que les animaux domestiques des découvreurs. En 2012, 5 juvéniles de chauve-souris ont
été admis au CEDAF, et toutes ont été retrouvées en plein jour. Il est néanmoins important de conseiller au
découvreur de vérifier si la mère n’est pas dans les environs de manière à replacer le petit, dont l’état général
a été évalué, directement sur le lieu de découverte. La tâche peut être délicate compte-tenu du fait qu’il ne
faut pas rentrer dans un gîte de reproduction de chauve-souris, sous peine de déranger les mères et de
potentiellement leur faire abandonner leurs petits.
La diagnose d’espèce s’avère parfaitement illusoire pour le non spécialiste : l’important est de
reconnaître qu’il s’agit d’une chauve-souris, ce qui est relativement facile pour le découvreur. La discussion
téléphonique peut alors s’orienter sur les modalités pratiques de contention si l’animal doit être pris en
charge : le risque principal est lié à la morsure, qui peut être évitée en plaçant un linge sur l’animal avant de
l’attraper. Pour le transport, une boîte de transport pour NAC ou une simple boîte à chaussures peuvent être
utilisées, mais il faut absolument veiller à placer une feuille de papier absorbant à laquelle l’animal peut
s’accrocher. Pour les individus les plus jeunes, une bouillotte peut être laissée à disposition.
~ 82 ~
2. ACCUEIL DE L’ANIMAL
a. ACCUEIL GÉNÉRAL
Une fois le découvreur arrivé au centre de soins, les informations générales répertoriées dans la
première partie sont à recueillir. Puis, un examen clinique le plus complet possible doit être réalisé de manière
à orienter la conduite à tenir entre remise en nature immédiate si possible, euthanasie immédiate ou prise en
charge au centre de soins.
L’heure de la découverte est un élément particulièrement intéressant en termes de pronostic car un
animal errant en plein jour est probablement débilité et bien souvent fortement parasité par les mouches. Afin
d’examiner les ailes dans de bonnes conditions, MITCHELL-JONES & MCLEISH (2004) préconisent de placer
la pipistrelle dans une de ses mains en plaçant simplement ses doigts par-dessus son corps, sans serrer
(Figure 25), de manière à pouvoir examiner les ailes de l’autre main.
Figure 25: Contention d’un microchiroptère (ROUTH, 2005)
L’examen doit obligatoirement être fait avec des gants (plutôt des gants en cuir et a minima des gants en
latex) pour prévenir tout risque de morsure. Selon ROUTH (2003), bien que le risque puisse varier selon le
contexte, le lyssavirus de type 2 a pu être isolé chez certaines espèces de chauves-souris insectivores
européennes tels que la sérotine. La vaccination du manipulateur contre le virus rabique devrait constituer un
prérequis pour manipuler des chiroptères. En outre, des lunettes-loupes peuvent être utilisées pour examiner
en détail les individus de ces espèces de petite taille.
b. DIAGNOSE DE L ’ÂGE
Une diagnose de l’âge est indispensable puisqu’elle conditionnera l’alimentation et les soins à
apporter au jeune animal. Selon MITCHELL-JONES & MCLEISH (2004), la pesée est peu informative dans ce
but étant donné que même le poids des individus adultes est très faible (situé entre 3,5 et 8 g), et que celui-ci
~ 83 ~
peut grandement varier sur 24h suivant le niveau d’activité. Elle est à coupler avec les caractéristiques
anatomiques et physiologiques rapportées dans le Erreur ! Source du renvoi introuvable. :
Tableau 4 : Diagnose d’âge des jeunes pipistrelles (RAKHMATULINA, 1971 ; KUNZ & STERN, 1995 ; BARNARD, 1997 ;
ROUTH, 2003 et MITCHELL-JONES & MCLEISH, 2004)
Poids
1,1 g
Caractéristiques
Age
Nu et aveugle
Nouveau-né
Essaie de se suspendre. Apparition des poils.
Quelques jours
Ouverture des yeux et des oreilles.
1-2 semaines
Premières tentatives de vol. Taille proche de celle des adultes (avant-bras un peu plus court) mais
pelage frisé et foncé. Cartilages de croissance encore visibles par transillumination (Figure 26).
Consommation des premiers aliments solides. Développement de l’écholocalisation.
Figure 26 : Articulation d’une juvénile (à gauche) laissant apercevoir les cartilages de
croissance par transillumination, et à droite articulation d’une adulte (ROUTH, 2005)
3-4 semaines
SEVRAGE
1,5-2 mois
c. MOYEN D’IDENTIFICATION
Si plusieurs jeunes sont apportés ensemble ou s’il s’agit d’un regroupement, il est nécessaire
d’individualiser chaque pensionnaire. Chez les jeunes chauve-souris, le plus simple est d’effectuer des coupes
régulières et raisonnées de poils permettant de distinguer chaque individu.
3. CAS URGENTS
Pour les juvéniles de chauve-souris, les cas urgents sont les mêmes que ceux présentés dans la
première partie.
4. ALIMENTATION
Il est essentiel de réaliser une fiche individuelle (Annexe 2) sur laquelle reporter l’heure des repas et la
quantité prise, mais aussi le poids (idéalement mesuré chaque jour au même moment de la journée, plutôt le
~ 84 ~
matin à jeun), ce qui permet de réaliser le suivi de la croissance du petit chiroptère : chez les jeunes
pipistrelles, on doit constater une prise de poids d’environ 0,04 g par jour (RAKHMATULINA, 1971) voire plus
selon l’âge du jeune.
a. CHOIX DE L’ALIMENT
Comme tout animal sauvage recueilli, même sans signe de déshydratation évidente, un juvénile de
pipistrelle devrait être considéré à son arrivée comme étant déshydraté à 5 % et devrait donc recevoir une
réhydratation par voie sous-cutanée puis par voie orale servant de transition avec le lait utilisé par la suite. La
composition du lait de Pipistrellus pipistrellus n’a pas été étudiée, néanmoins KUNZ & STERN (1995) rapporte
que le lait des microchiroptères est assez riche en matière utile. Pour avoir un ordre d’idée, la composition du
lait du vespertilion brun (Myotis lucifugus), espèce nord-américaine appartenant elle aussi aux Vespertilionidae
et pesant à peu près le même poids que la pipistrelle commune, est rapportée dans le Tableau 5 ci-dessous.
Concernant le lacto-remplaceur, plusieurs choix sont possibles :
Tableau 5 : Composition moyenne du lait de différentes espèces et produits de substitution
(KUNZ & STERN, 1995 et STOCKER, 2005)
Type de lait (pour 100 g)
Matière sèche (g)
Protéines (g)
Lipides (g)
Lactose (g)
Myotis lucifugus
27,1
8,5
15,8
4
Vache
13
3-3,5
3,5-4
4,5-5
Brebis
19
5,5-6
7-7,5
4,5-5
Chèvre
12,86
3,71
4,09
4,2
Chienne
25
10-11
9-10
3-5
Chatte
20
9-10
4-5
4-5
Fortol® (MSD Santé Animale)
14,3
8
5,3
5
Babycat milk® (Royal Canin)
97
32
37,8
18
Babycat milk® dilué de moitié
48,5
16
18,9
9
Esbilac® (Pet Ag)
97
32,2
41,7
15,3
Esbilac® dilué de moitié
48,5
16,1
20,85
7,65
Zoologic 33/40® (Pet Ag)
100
34
42,9
15,6
STOCKER (2005) conseille d’utiliser l’Esbilac® en mélangeant une dose d’eau bouillante tiédie à une
dose de poudre. Néanmoins, BARNARD (1995) conseille de n’utiliser la formule Esbilac® que si elle est
composée de matières grasses d’origine végétale, car d’après son expérience, la nouvelle formulation induirait
des météorisations importantes. Elle préconise plutôt d’utiliser le lait en poudre Zoologic 33/40®, tout comme
JACQUES & GUIRAUD (2008). Ces derniers auteurs recommandent en outre d’administrer une solution
polyvitaminée et des acides gras essentiels une fois par semaine, ainsi qu’un peu de poudre calcique deux
fois par semaine.
~ 85 ~
b. CHOIX DU MATÉRIEL D’ALIMENTATION
Pendant les repas, il est important de tenir les petits la tête vers le haut pour éviter tout risque de
fausse déglutition. BARNARD (1997) recommande de bien réchauffer le petit dans ses mains avant de le
nourrir, pour le sortir de sa torpeur.
Compte-tenu de la petite taille des individus, STOCKER (2005) préconise l’utilisation d’un pinceau
trempé dans le lait et de laisser le petit laper le lait qui en coule. JACQUES et GUIRAUD (2008) précisent qu’il
est possible d’utiliser une seringue à insuline en poussant le lait très doucement, ou bien une éponge imbibée
de lait qu’on présente au petit.
c. FRÉQUENCE DES REPAS ET QUANTITÉ À DISTRIBUER
Tableau 6 : Fréquence des repas et quantité à distribuer (BARNARD, 1997)
Poids
Fréquence
Quantité par repas
Remarques
<4g
Toutes les 2-3 h
0,05 mL/g
De 6 h à minuit, et un repas à 3 h
>4g
Toutes les 3 h
0,05 mL/g
Arrêt du repas nocturne
STOCKER (2005) préconise des repas nettement moins fréquents : 8 repas par jour tant que le petit
n’a pas développé sa fourrure, puis 4 repas par jour ensuite.
5. HABITAT ET HYGIÈNE
a. HABITAT
JACQUES & GUIRAUD (2008) conseillent de placer les individus dans des contenants de type
aquarium dont l’intérieur est tapissé d’un linge (idéalement un vieux T-shirt, l’utilisation des serviettes éponges
n’étant pas conseillée par MILLER (2000) car les chiroptères peuvent, selon lui, rester coincés dans les
mailles du tissu) pour qu’ils puissent grimper et s’accrocher. Les juvéniles doivent être gardés à une
température ambiante de 32-38°C : selon MILLER (2000), l’idéal est d’utiliser un tapis-chauffant placé sur un
côté de l’aquarium, ou bien une lampe infra-rouge à l’extérieur, afin de créer un gradient de température.
Selon MITCHELL-JONES & MCLEISH (2004), la dessiccation est délétère pour la membrane alaire, tout
comme une humidité excessive qui peut favoriser le développement d’une infection bactérienne ou fongique.
Les pipistrelles sont moins sujettes à la dessiccation, néanmoins dans l’idéal il faut fournir une source
d’humidité, par le biais d’une éponge humide placée au fond de la cage par exemple. Enfin, MARTIN (1984)
préconise de placer une peluche jouant le rôle de mère de substitution dans la cage.
~ 86 ~
b. HYGIÈNE
STOCKER (2005) préconise de ne nettoyer les juvéniles que si du lacto-remplaceur est venu souiller
la fourrure : dans ce cas, il ne faut jamais baigner les petits mais plutôt essuyer le lait dès qu’il s’est déposé
avec un essuie-tout légèrement imbibé d’eau, car les petits sont très sensibles à l’hypothermie.
BARNARD (1997) conseille après chaque repas, comme pour tous les petits mammifères, d’utiliser un
coton-tige humidifié par de l’eau tiède pour masser la zone ano-génitale : il ne faut pas s’inquiéter si le petit
n’émet pas des selles (normalement noires et fermes) après chaque repas. En outre, pendant la période de
transition avec le nouveau lait, il est normal que les selles soient de couleur crème pendant un jour ou deux.
B- SUIVI DU JEUNE JUSQU’AU RELÂCHER
1. SEVRAGE
Selon MITCHELL-JONES & MCLEISH (2004), compte-tenu du fait que les juvéniles grossissent
généralement moins vite en captivité, le début du sevrage ne doit pas être conditionné par l’âge mais par la
perte des cartilages de croissance et les tentatives de premier vol. A partir de ce moment, la partie interne de
vers de farine ou ténébrions meuniers (Tenebrio molitor) débarrassés de leur cuticule peut être mélangée au
lait pour habituer les petits à la nourriture solide. Si la transition se passe sans problème, les vers de farine
peuvent alors être donnés seuls . JACQUES & GUIRAUD (2008) préconisent de décapiter les vers et de
presser leur contenu dans la bouche de la pipistrelle, à la pince. Une fois que cette étape est franchie, les vers
peuvent être fournis entiers à la chauve-souris, toujours en utilisant la pince (Figure 27). L’ultime étape
consiste à laisser les vers à disposition dans une petite coupelle. A ce moment-là, JACQUES & GUIRAUD
(2008) recommandent de les distribuer en deux repas par jour, idéalement 4 vers le matin juste avant le lever
du soleil, et 4 vers juste après la tombée de la nuit pour une pipistrelle.
Figure 27 : Pipistrelle nourrie à la pince (FÜRST)
Outre les vers de farine, on peut également utiliser des larves de teignes de ruches (Galleria
mellonella), voire d’autres insectes récoltés au moyen de pièges lumineux (MITCHELL-JONES & MCLEISH
~ 87 ~
(2004)). Par contre ce régime peut être carencé ; il convient de complémenter les chauves-souris en vitamines
et en minéraux, notamment en vitamine C qu’elles ne sont pas capables de synthétiser. L’idéal est de
complémenter la nourriture de la pipistrelle mais aussi la nourriture des vers de farine (STOCKER, 2005) via
des compléments alimentaires enrichis également en calcium.
L’eau doit être accessible en permanence, mais en ne laissant que quelques millimètres de
profondeur dans une coupelle basse afin d’éviter les noyades.
2. PATHOLOGIES FRÉQUENTES
a. TROUBLES D’ORIGINE ALIMENTAIRE
 Anorexie
Elle n’est que peu décrite chez les pipistrelles qui semblent accepter facilement le substitut de lait
maternel. En cas d’anorexie prolongée, il est préférable d’utiliser des réhydratants oraux tels que Biodiet®
(LILLY France) afin d’assurer une meilleure transition avec le lait.
 Diarrhée
En cas de diarrhée, ROUTH (2003) préconise la réalisation d’une fluidothérapie par voie sous-cutanée
ou par voie orale, en association avec l’administration d’une goutte de pansement digestif de type gel à base
de kaolin et de pectine tel que Kaodyn® (Fidavet).
 Hyperparathyroïdisme secondaire d’origine alimentaire
D’après ROUTH (1991), cette pathologie est décrite chez les pipistrelles et survient en cas
d’alimentation trop pauvre en calcium. L’administration d’un CMV riche en calcium pourrait contribuer à une
normalisation de l’état du squelette dans les cas bénins.
 Météorisation
ROUTH (1991) précise que la météorisation se produit lorsque la température ambiante est trop
basse, ce qui provoque une fermentation délétère dans le tube digestif. Il faut alors diminuer la quantité de lait
apportée au profit d’un réhydratant oral tel que Biodiet®, puis l’alimentation lactée peut être reprise
progressivement.
b.
MALADIES SYSTÉMIQUES
 Alopécie
STOCKER (2005) décrit le développement fréquent de plages alopéciques chez les pipistrelles,
notamment chez les juvéniles, sans qu’aucune cause n’ait pu être identifiée. Un déséquilibre en vitamines et
~ 88 ~
en minéraux d’origine alimentaire, ou bien une origine traumatique (par frottements) sont suspectés. Souvent
l’arrêt de toute manipulation du petit chiroptère permet la résolution spontanée du problème.
 Bronchopneumonie par fausse déglutition
Ce trouble est susceptible d’arriver lorsqu’on ne laisse pas au petit le temps d’avaler le lait à son
rythme et qu’il n’est pas tenu droit. Une dyspnée est alors notée avec respiration bouche ouverte, et un
claquement peut éventuellement être entendu à l’expiration.
STOCKER (2005) préconise l’administration d’amoxicilline (Suramox® (Virbac)) injectable à la dose
de 20 mg/kg deux fois par jour pendant au moins une semaine ou d’un mélange de sulfamide et triméthoprime
(Septotryl® (Vetoquinol)) à la dose de 15 à 30 mg/kg deux fois par jour par voie intra-musculaire pendant au
moins une semaine (CARPENTER, 2012). On peut également placer l’animal en cage à dioxygène. Le
pronostic reste réservé.
 Emphysème sous-cutané
Selon STOCKER (2005), ce phénomène se manifeste par la présence de bulles d’air sous la peau,
parfois de taille impressionnante. Il s’agit alors de bien désinfecter la zone, puis de ponctionner l’air à l’aide
d’une seringue à insuline. Une antibiothérapie est conseillée à base de clindamycine (Antirobe® (Pfizer Santé
Animale)) à raison de 7,5 mg / kg par voie sous-cutanée deux fois par jour pendant au moins une semaine)
Des récidives sont possibles et il faudra alors ponctionner de nouveau.
c. PARASITISME
 Ectoparasites
MITCHELL-JONES & MCLEISH (2004) rapportent que les chiroptères peuvent héberger des acariens
(notamment des tiques) qu’on peut retrouver partout sur leur corps, et notamment sur la membrane alaire
(Figure 28).
Figure 28 : Ectoparasites chez une pipistrelle (ROUTH, 2005)
~ 89 ~
Des puces (Siphonaptera, Ischnopsyllidae) sont également décrites chez la pipistrelle. Les auteurs
préconisent de les retirer à la pince ou avec un petit pinceau. De son côté, STOCKER (2005) recommande
l’utilisation d’ivermectine (Ivomec® (Merial Santé Animale)) dilué dans du propylène glycol, en proportions
respectives 1:9 pour administration sous-cutanée ou per os, à la dose de 0,02 mL / 10 g.
 Endoparasites
MITCHELL-JONES & MCLEISH (2004) rapportent que la plupart des endoparasites sont plutôt
sanguins et leur présence peut être objectivée par frottis (trypanosomes, agents de la malaria ou de la
babésiose). Des coccidies sont rapportées mais ont peu été étudiées.
d. CONTACTS AVEC L’HOMME ET CONSÉQUENCES COMPORTEMENTALES
La pipistrelle étant une espèce nidicole, le phénomène d’imprégnation n’existe pas. Peu d’informations
sont actuellement disponibles concernant les conséquences comportementales de contacts répétés avec
l’homme : il est donc recommandé de limiter le contact au strict minimum avec les individus juvéniles.
e. AUTRES TROUBLES
 Déchirure de la membrane alaire
STOCKER (2005) rapporte que ces déchirures sont fréquentes. Parfois, il ne s’agit que de petits trous
qui guérissent spontanément en quelques jours. Il arrive que malgré ces déchirures, les chiroptères puissent
tout de même voler : il est donc conseillé de les tester en vol avant de réaliser toute suture nécessitant une
anesthésie générale (Figure 29).
Figure 29 : Pipistrelle adulte anesthésiée (FÜRST)
Bien souvent, les marges de la plaie s’enroulent sur elles-mêmes, rendant difficile l’apposition des bords.
STOCKER (2005) propose une technique pour résoudre ce problème :
-
il conseille d’utiliser un ruban adhésif à usage vétérinaire, la face adhésive placée vers le haut afin d’y
appliquer la partie proximale de la déchirure : celle-ci est entièrement déroulée jusqu’à voir apparaître
~ 90 ~
la véritable marge. La partie distale de la déchirure est alors déroulée de la même manière pour
laisser apparaître la marge distale, puis on la scotche en la superposant de quelques millimètres sur
la marge proximale ;
-
de la super-glue est alors appliquée entre la superposition des deux marges. Puis, une incision avec
une lame 15 est pratiquée en ligne centrale, afin d’inciser les deux épaisseurs de la membrane alaire,
sans inciser le scotch. Face à nous, le morceau déchiré de la partie distale est donc libre et peut être
retiré. Un pansement de type Tegaderm® est alors apposé sur l’incision ;
-
ensuite, on retourne la chauve-souris, et on retire le ruban adhésif, ce qui a pour effet de retirer en
même temps le morceau déchiré de la partie proximale. On place alors un autre Tegaderm® ;
-
un traitement antibiotique est alors mis en place (avec de l’amoxicilline, de préférence du Clamoxyl®
(GlaxoSmithKline) à raison de 40 - 50 mg / kg deux fois par jour) et le Tegaderm® est retiré sous 10
jours.
 Fracture du membre antérieur
STOCKER (2005) indique que les fractures des membres antérieurs sont fréquentes compte tenu de
leur grande fragilité. Elles sont souvent visibles par transillumination :
-
de petites longueurs de papier adhésif à usage vétérinaire peuvent être utilisées, sans jamais
remonter jusqu’aux articulations au risque de voir se développer une ankylose néfaste pour la chasse
par la suite ;
-
de la super-glue peut également être utilisée, après réduction de la fracture, en en déposant un peu
sur la membrane alaire entre l’os cassé et le segment osseux plus distal de manière à replier l’aile sur
elle-même, l’os non cassé servant de tuteur. L’adhésif doit rester en place pendant 4 à 6 semaines.
Les fractures étant pratiquement toujours ouvertes, les antibiotiques pouvant être utilisés sont la lincomycine
(Lincocin® (Pfizer Santé Animale)) et la clindamycine (Antirobe® (Pfizer Santé Animale) à raison de 10 mg /
kg par voie orale deux fois par jour).
 Infection cutanée de la membrane alaire
STOCKER (2005) rapporte qu’en captivité, en général lorsque les ailes sont peu utilisées et que
l’environnement est trop humide, la membrane alaire peut devenir collante et malodorante suite à une
infection bactérienne ou fongique. Dans ce cas, il préconise de laver celle-ci au sérum physiologique tiédi et
de bien contrôler l’hygrométrie dans l’aquarium.
~ 91 ~
3. RÉHABILITATION
a. PRÉPARATION AU RELÂCHER
Pour pouvoir être relâchée, une pipistrelle doit présenter les caractéristiques rapportées dans la
première partie par WALRAVEN (1994), et en particulier, celle-ci doit subir une rééducation (voire une
éducation !) au vol et à la chasse avant toute tentative de relâcher. Pour cela, il faut mettre en place une
volière extérieure. JACQUES & GUIRAUD (2008) préconisent l’utilisation d’une tente de type moustiquaire,
tout comme MILLER (2000) pour des raisons de commodité : les dimensions doivent être de 2,5 x 2,5 x 3 m
avec un système de double porte pour éviter toute échappée non souhaitée. Néanmoins, ce système offre peu
de protection si des prédateurs logent non loin. MILLER (2000) et STOCKER (2005) recommandent plutôt la
construction d’une double volière, la cage extérieure étant faite de grillage pour éviter l’entrée des prédateurs,
et la cage intérieure mesurant 5 x 2,5 x 2,5 m. Cette dernière est recouverte d’un filet fin (interstice de 6 mm)
sur trois côtés, le quatrième côté étant recouvert d’un filet suffisamment large pour laisser entrer les insectes
mais pas trop pour éviter toute fuite des pipistrelles. Pour attirer les proies, une à deux lampes UV peuvent
être placées au centre de la cage intérieure. Des perchoirs et des boîtes sont placées au plafond, des
gamelles suffisamment profondes pour éviter la sortie des vers (mais pas trop pour que les pipistrelles
puissent en sortir !) accrochées sur les murs, et des écuelles avec un très faible niveau d’eau sont déposées
au sol. Une fois les pipistrelles habituées à ce nouveau lieu, la quantité de vers déposés dans les gamelles est
diminuée pour les encourager à chasser.
b. CHOIX DU SITE ET DU MOMENT DU RELÂCHER
Le site du relâcher doit être un lieu connu pour être un gîte de pipistrelle. Idéalement, le relâcher
devrait avoir lieu au crépuscule, en ayant pris soin, selon MITCHELL-JONES & MCLEISH (2004), de
réchauffer le chiroptère au préalable afin de le sortir de sa torpeur.
c. MÉTHODES DE RELÂCHER
 Le « soft-release »
Pour les pipistrelles, la méthode du « soft-release » correspond à celle décrite plus haut dans la partie
sur la préparation au relâcher, puis une fois que l’aptitude à chasser a pu être vérifiée, la trappe de la cage
intérieure peut être laissée ouverte le jour (période durant laquelle la prédation est moindre) afin de laisser
l’opportunité aux chauves-souris de sortir par les interstices du grillage de la cage extérieure (et de rentrer tant
qu’elles le souhaitent pour se nourrir). Un apport alimentaire est assuré jusqu’à ce que les pipistrelles ne
reviennent plus dans la volière.
~ 92 ~
 Le « hard-release »
Il s’agit du mode de relâcher préconisé par STOCKER (2005) si la pipistrelle juvénile est restée très
peu de temps au centre de soins et que le lieu de la découverte a été noté avec précision. Bien souvent,
déposer le petit ne suffit pas car la mère ne le retrouve pas, et d’après son expérience, les jeunes sont
souvent retrouvés morts. Il conseille de fabriquer une « pancarte » verticale de 50 x 20 cm et de 5 cm
d’épaisseur, placée à bonne hauteur dans du sol meuble, près de la colonie identifiée (Figure 30). L’idéal est
de placer les petits dessus juste avant le crépuscule, lorsque les conditions météorologiques le permettent.
Les mères quittant la colonie dès le début du crépuscule, avec un peu de chance, la mère concernée entendra
les cris de détresse et viendra le chercher. Si le petit est toujours présent une heure plus tard, il faudra le
rapporter au centre de soins. MITCHELL-JONES & MCLEISH (2004) préconisent d’essayer de replacer le
petit deux à trois nuits de suite.
Figure 30 : Système de « hard-release » pour les juvéniles (STOCKER, 2005)
En cas d’échec, ils préconisent de vérifier si des adultes viennent effectivement dans le gîte considéré
et de réessayer de replacer les petits dès que le gîte est de nouveau occupé. Sinon, le petit devra être relâché
par la technique du « soft-release ».
~ 93 ~
Figure 31 : Schéma bilan de la prise en charge d’un juvénile de pipistrelle (figure personnelle)
Double volière extérieure
Aquarium avec un linge, entre 32 et 38°C, avec une éponge humide
Apprentissage de la chasse
« SOFT-RELEASE »
Stimulation des mictions et des défécations
Repas toutes les 2 à 3 h : 0,05 mL / g
Arrêt du repas
nocturne
Intérieur des VF*
VF* entiers à
VF* entiers à
dans le lait
la pince
disposition
Nus et aveugles
Ouverture
Taille adulte
puis
des yeux et
mais pelage
Premières
apparition des poils
des oreilles
frisé foncé
tentatives de vol
* VF = Vers de farine
~ 94 ~
CHAPITRE 3
RENARD ROUX (VULPES VULPES)
~ 95 ~
~ 96 ~
I- BIOLOGIE DU RENARD ROUX
A- PRÉSENTATION DE L’ESPÈCE
Le renard roux (Vulpes vulpes) est un canidé facilement reconnaissable à son pelage roux
flamboyant, comme son nom l’indique. Néanmoins, la partie ventrale de son corps est blanche et l’extrémité
des pattes et des oreilles est noire (Figure 32). Selon LEFORT (2000), il mesure entre 35 et 40 cm au garrot
soit une taille intermédiaire entre celle d’un chien et celle d’un chat. La longueur du corps varie entre 60 à 70
cm auquel il faut rajouter 30 à 40 cm d’une queue touffue et blanche à son extrémité. A distance, le
dimorphisme sexuel est peu important : on constate une différence de poids d’un kilogramme environ entre les
mâles (7 kg en moyenne) et les femelles (6 kg en moyenne).
Figure 32 : Renarde en volière de réhabilitation (FÜRST)
Selon LEFORT (2000), le renard roux est retrouvé à peu près partout en France, jusqu’à 2500 m
d’altitude environ, et notamment en région urbaine, dans l’agglomération parisienne par exemple. Néanmoins,
on le croise rarement dans les grandes forêts comme celle des Landes de Gascogne, dans les marais et dans
les terres de grandes cultures (Beauce).
Selon l’arrêté du 26 juin 1987, en France, il s’agit d’une espèce de gibier sédentaire dont la chasse est
autorisée. L’arrêté du 2 août 2012 le classe même parmi les espèces susceptibles d’être classées nuisibles,
ce qui implique que la décision appartient au préfet à l’échelle de chaque département. D’après l’UICN, son
statut de conservation est de préoccupation mineure. Ils représentent 6,3 % des mammifères terrestres reçus
dans les centres de soins (CAVIGNAUX & JALLU, 2008).
~ 97 ~
B- RYTHME DE VIE ET HABITAT
1. RYTHME DE VIE
a. ANNUEL
Comme pour la plupart des espèces, le rythme de vie annuel est conditionné par la reproduction
(Figure 33) :
Figure 33 : Rythme annuel des renards (BROS, 1987 et ARTOIS & LE GALL, 1988)
REPRODUCTION
J
F
M
ÉLEVAGE DES JUVÉNILES
A
M
J
J
DISPERSION
A
S
O
N
D
GUITTON (2003) rapporte ainsi que dans nos régions, la période de rut se déroule de janvier à février,
la gestation aboutissant à des mises-bas groupées, en général mi-mars. Les jeunes sont ensuite élevés
durant tout le printemps et l’été jusqu’à leur dispersion en automne.
LEFORT (2000) précise que les individus adoptent leur pelage d’hiver, plus épais, dès la fin de l’été.
Ils muent de nouveau au printemps et perdent leurs poils par plaques de taille parfois impressionnante, ce qui
leur donne un aspect mité à ne pas confondre avec une pathologie dermatologique de type gale sarcoptique.
b. JOURNALIER
Les renards roux sont plutôt des individus nocturnes, et le jour est en général consacré aux phases de
repos dans les gîtes diurnes. Néanmoins, leur activité varie suivant la période de l’année : selon ARTOIS & LE
GALL (1988), les phases d’activité sont à 71 % nocturnes l’hiver, alors qu’elles se répartissent à peu près
équitablement entre la nuit (52 %) et le jour pendant l’été. L’hiver, les renards sont surtout actifs en début de
nuit, cette activité étant en diminution progressive jusqu’au matin. Au printemps par contre, trois phases
d’activité sont à noter la nuit : au crépuscule, aux alentours de 22 h et à l’aube.
~ 98 ~
2. HABITAT ET MODE DE REGROUPEMENT
ARTOIS & LE GALL (1988) rapportent qu’on retrouve plutôt les renards dans les régions de bocage,
en lisière de forêt, sur les taillis, près des haies et dans les petits bois enclavés par des terres agricoles.
Néanmoins, il existe des populations de renards dits « suburbains » en périphérie des villes, voire dans les
villes elles-mêmes. GUITTON (2003) indique qu’en milieu rural, les renards passent la majeure partie de leur
temps dans des gîtes diurnes, qui sont des espaces abrités en milieu boisé ou dans les broussailles, à l’air
libre (Figure 34).
Figure 34 : Renard roux se reposant dans un gîte diurne à l’air libre (photo personnelle)
Dans les zones urbaines, ces gîtes diurnes sont plutôt des terrains vagues, des zones pavillonnaires,
boisées ou broussailleuses. Les renards utilisent également un terrier, mais celui-ci ne sert pratiquement qu’au
moment de l’élevage des petits. Selon BRASH (2003), en milieu rural, le domaine vital d’un individu atteint
souvent plusieurs centaines d’hectares, contre environ 30 hectares en ville.
Le mode de regroupement des renards est variable en fonction de leur milieu de vie. MOREAU (1998)
rapporte qu’en zone de montagnes, où l’espace vital est vaste compte-tenu de ressources alimentaires plus
faibles, on retrouve des individus solitaires. Dans les zones rurales, en milieu ouvert ou semi-ouvert, les
renards sont généralement en couple et élèvent leurs petits de l’année sur un territoire qu’ils défendent vis-àvis des autres individus. Enfin, dans les milieux urbains ou péri-urbains, les ressources alimentaires étant
plutôt abondantes, des groupes hiérarchisés se mettent en place : en général, il s’agit d’un couple initial qui
restera dominant et de femelles dominées, en général filles de précédentes portées. Bien souvent, ces
femelles ne se reproduisent pas et aident à l’élevage des petits. Selon BROS (1987), l’adoption d’un
renardeau par une autre famille est donc aisée.
Peu de prédateurs s’attaquent aux renards : selon ARTOIS & LE GALL (1988) il s’agit du lynx boréal
et du hibou grand duc, auquel LEFORT (2000) rajoute le loup et l’aigle royal. Néanmoins, ces prélèvements
seraient anecdotiques pour LEFORT (2000).
~ 99 ~
C- RÉGIME ALIMENTAIRE EN MILIEU NATUREL
ARTOIS & LE GALL (1988) le qualifie de « prédateur généraliste » : son régime alimentaire est en
effet très varié, et bien que classé comme “carnivore”, il est en pratique plutôt omnivore. Il ressort des
différentes études relatives à son régime alimentaire les éléments suivants :
-
les mammifères sont les principales sources de nourriture du renard. On retrouve surtout des lapins,
des lièvres (plutôt les juvéniles, ou les adultes tués sur les routes), des petits rongeurs et des
ragondins. Les ongulés sont plutôt consommés à l’état de cadavre (cerfs, chevreuils et sangliers
blessés à la chasse ou percutés par des voitures) et en général lorsqu’il s’agit de nourrir une
progéniture, les proies de grande taille étant plus nutritives et rentables sur le plan énergétique à
rapporter qu’une multitude de petites proies. Les insectivores (taupes, musaraignes) sont très peu
consommés et seulement en cas de disette. Néanmoins on peut retrouver beaucoup de cadavres de
ces animaux aux alentours du terrier car ils servent à l’apprentissage du jeu pour les petits.
-
les oiseaux sont moins consommés que les mammifères et sont représentés surtout par les espèces
nichant au sol ou bien les oisillons prenant leur premier envol.
-
les reptiles et amphibiens sont des proies très minoritaires, sauf les amphibiens en zone humide.
-
les poissons sont régulièrement retrouvés dans les estomacs des renards vivant en zone côtière ou
près des décharges. Néanmoins, ils ne pêchent pas ou exceptionnellement et récupèrent plutôt les
poissons abandonnés par les pêcheurs.
-
les invertébrés consommés sont des insectes (coléoptères, orthoptères, lépidoptères) et lombrics.
-
les végétaux ingérés concernent surtout les fruits et les baies, qui sont par conséquent consommés en
été et à l’automne mais peu au printemps.
-
les déchets ménagers peuvent représenter une part non négligeable du régime chez les renards
citadins, allant jusqu’à représenter 60 % de l’alimentation totale.
S’ils ne sont pas contraints, comme expliqué plus haut, de rapporter de grosses proies pour leurs petits, les
renards chassent en général des proies de petite taille comme les lagomorphes et les rongeurs (PAIN, 2011).
Leur technique de chasse pour ce type de proie est très particulière et est appelée « mulotage » : le renard
effectue un bond vertical caractéristique et se laisse tomber sur sa cible (Figure 35). L’intégrité des membres
antérieurs est donc essentielle à la chasse et donc à la survie, des renards. Pour chasser, MOREAU (1998)
rapporte que l’ouïe semble être le sens le plus utile, l’odorat servant surtout au dernier moment précédent la
capture pour orienter le mouvement. Les jeunes individus pratiqueraient très tôt cette technique sur les
insectes.
~ 100 ~
Figure 35 : Mulotage chez un renard adulte (ARTOIS & LE GALL, 1988)
LEFORT (2000) rapporte que les renards stockent leur nourriture, généralement en l’enfouissant sous
de la terre et des feuilles. Ce comportement est même décrit chez les juvéniles dès les premiers mois de vie,
néanmoins avec peu de succès. Contrairement aux écureuils, les renards se rappellent parfaitement des
endroits où ils ont stocké leur nourriture et réutilisent ces ressources.
D- REPRODUCTION ET COMPORTEMENT PARENTAL
1. APPAREILS REPRODUCTEURS
D’après BROS (1987), le sexage chez le renard est relativement aisé. Chez le mâle, les testicules
sont descendus en position scrotale dès la naissance. Le pénis se situe sous l’abdomen, en arrière de
l’ombilic, et dispose d’un os pénien de 6 cm environ.
Chez la femelle, l’utérus est de type bicorne. Elle possède 4 paires de mamelles réparties en deux
rangées médioventrales, de la région inguinale à la région axillaire. La placentation est en tout point
comparable à celle de la chienne : zonaire, endothéliochoriale et déciduale. Ainsi, 5 à 10 % des anticorps
maternels passent la barrière placentaire, ce qui explique que la prise de colostrum est indispensable.
~ 101 ~
2. ŒSTRUS ET ACCOUPLEMENT
Selon PAIN (2011), même si les prémices d’accouplements sont observables dès le mois de
décembre, les véritables accouplements fécondants n’ont lieu qu’en janvier et février. LEFORT (2000)
rapporte que les femelles sont monœstriennes : l’entrée en œstrus dépend de la durée d’éclairement
journalier et la renarde n’est réceptive que sur une courte période d’un à six jours (trois en moyenne).
L’ovulation, spontanée d’après BROS (1987), a lieu au cours du deuxième jour de réceptivité, puis la
fécondation se produit un à quelques jours plus tard.
Comme chez le chien, après l’accouplement, les renards restent fixés l’un à l’autre durant plusieurs
minutes voire plus d’une heure. Une femelle pouvant s’accoupler avec plusieurs mâles, les petits d’une même
portée peuvent avoir plusieurs pères. Selon GUITTON (2003), le mâle s’accouple le plus souvent avec une
seule femelle, néanmoins, une deuxième femelle est parfois fécondée. La gestation de la femelle
subordonnée n’arrive généralement pas à son terme.
3. GESTATION ET MISE-BAS
D’après PAIN (2011), la gestation dure entre 52 et 53 jours. Durant la deuxième moitié de celle-ci, la
femelle choisit un terrier dans lequel elle se rendra de plus en plus souvent avant d’y mettre bas. En général, il
est situé à flanc de talus et orienté vers le sud, à l’abri des vents dominants. Il peut s’agir d’un terrier emprunté
à un blaireau (avec lequel elle cohabite) ou à une marmotte en région montagneuse, ou bien encore la
renarde peut choisir d’agrandir un terrier de lapin : les terriers ont alors en général plusieurs entrées et
disposent de galeries de 30 cm de diamètre environ, débouchant sur de plus larges chambres. La renarde
peut en dernier recours creuser un terrier par elle-même, mais en général il ne comporte alors qu’une seule
galerie et une seule chambre. Pour les renards urbains, les cabanes de jardin, les caves ou les tas de bois
peuvent remplacer les terriers creusés au moment de la mise-bas. Selon BROS (1987), la femelle n’utilise pas
de litière mais s’arrache les poils du ventre de façon à dégager ses mamelles et à en garnir le lieu où les petits
naîtront.
La mise-bas survient généralement dans le terrier, durant la deuxième quinzaine de mars. Les
renardes mettent en général au monde 3 à 6 petits en fonction de la disponibilité des ressources alimentaires
et de la densité de population. Selon BROS (1987), dès la fin de la mise-bas, la femelle lèche ses petits pour
déclencher l’élimination du méconium, coupe le cordon ombilical si besoin et ingère les placentas.
Comme précisé précédemment, selon les modes de regroupement, plusieurs portées peuvent naître
dans le même terrier et être élevées ensemble.
~ 102 ~
4. CROISSANCE DES JEUNES
PAIN (2011) rapporte que le renard est une espèce nidicole : à la naissance, les petits sont sourds et
aveugles. Leur pelage est court et de couleur gris-noir, à l’exception de l’extrémité de la queue qui est déjà
blanche. Jusqu’à 15 jours, les renardeaux ne sont pas capables de réguler leur température corporelle
(BRASH, 2003) : la mère ne quitte pas le terrier et reste auprès d’eux pour les allaiter, d’abord en position
couchée. Les autres individus de la famille (père ou fille de l’année précédente) viennent la nourrir pendant ce
temps. Les paupières s’ouvrent à 15 jours environ.
A trois semaines, selon BROS (1987), les premières dents déciduales apparaissent. La mère se
permet de quitter le terrier pour chasser, mais y retourne très fréquemment pour allaiter les renardeaux. Elle
commence en outre à leur régurgiter des aliments. A quatre semaines, ils commencent à jouer à l’entrée du
terrier et à consommer les proies que leur mère leur apporte, de préférence des lagomorphes ou des oiseaux
(Figure 36). Une hiérarchie s’établit entre tous les frères et sœurs de la portée.
Figure 36 : Proies consommées par le renardeau en fonction de son âge (ARTOIS & LE GALL, 1988)
A partir de la cinquième semaine, courant mai, la fourrure change de couleur pour devenir
progressivement rousse dès 6 semaines. Ils restent dépendants de leur mère, qui continue à les allaiter et à
leur apporter des proies, mais ils commencent à réaliser des bonds de capture et à s’attaquer aux insectes. A
partir de la neuvième semaine, ils accompagnent les adultes au cours de leurs sorties nocturnes. Selon
MOREAU (1998), c’est à ce moment au plus tard que le sevrage complet a lieu. D’après BROS (1987),
différentes études convergent pour affirmer que le sevrage a définitivement lieu un peu plus tôt, lorsque les
petits pèsent entre 1,5 et 2 kg.
~ 103 ~
Entre 10 et 12 semaines, au mois de juin, ils s’éloignent de plus en plus du terrier pour explorer les
alentours : c’est à cette période qu’ils sont le plus vulnérables, notamment vis-à-vis des voitures. La dentition
définitive commence à se mettre en place à la onzième semaine.
Pendant l’été, alors qu’ils sont âgés de trois mois environ, les renardeaux chassent par eux-mêmes
mais continuent de consommer de temps en temps les proies capturées par les adultes du territoire où ils
vivent encore. Chaque renardeau consomme alors environ 3 kg de viande par semaine, voire jusqu’à 900 g
par jour. La dentition définitive est complètement mise en place en septembre, à la 25ème semaine de vie.
5. DISPERSION ET MATURITÉ SEXUELLE
La dispersion des renardeaux a généralement lieu à l’automne, lorsqu’ils sont complètement
indépendants (LEFORT, 2000).
A la fin de l’automne, vers 10 mois selon BROS (1987), ils atteignent la taille adulte. C’est aussi à cet
âge qu’ils acquièrent la maturité sexuelle d’après PAIN (2011). Néanmoins, les femelles sont rarement mères
la première année : soit elles ne s’accouplent pas, soit elles ne mènent pas leur gestation à terme. En général,
elles secondent leur mère dans l’élevage de sa portée suivante.
BROS (1987) rapporte que les ¾ des renardeaux disparaissent avant la nouvelle saison de
reproduction, les principales causes de mortalité étant liées à l’homme (chasse, accidents de voiture…).
~ 104 ~
II- PRISE EN CHARGE DU JEUNE RENARD DANS UN CENTRE DE SOINS
À NOTER :
III-
Dans ce chapitre ne seront abordées que les particularités de la prise en charge spécifique des
juvéniles de renard roux. Afin de compléter vos connaissances, il est conseillé de se reporter à la
IV-première partie sur la prise en charge générale d’un juvénile de mammifère.
A- GESTION IMMÉDIATE DU JEUNE À SON ARRIVÉE
1. ENTRETIEN TÉLÉPHONIQUE PRÉALABLE
Comme pour tout animal sauvage, la première question à se poser consiste à déterminer si le
renardeau est en détresse ou non. En effet, comme expliqué dans les parties précédentes, la mère part
chasser en laissant ses petits seuls au terrier, mais revient régulièrement les nourrir. De la même manière, elle
peut être en phase de déménagement vers un terrier secondaire et, ne pouvant transporter les petits qu’un
par un dans sa gueule, laisse les autres au terrier le temps de faire le trajet : un renardeau retrouvé endormi à
l’entrée d’un terrier avec des cadavres d’animaux éparpillés tout autour n’est a priori pas abandonné s’il ne
présente aucun des signes de détresse généraux rapportés dans la première partie. Dans ce cas, la
discussion téléphonique peut permettre de conseiller le découvreur sur la non nécessité de prélever l’animal.
Si le petit a vraisemblablement l’air abandonné (pas de restes de cadavres autour de l’entrée du terrier,
semblant perdu et criant à l’aide) et qu’il a plus de 6 semaines (pelage couleur chamois), HARRIS &
MACDONALD (1988) préconisent de conseiller au découvreur de ne toujours pas y toucher et d’apporter de la
nourriture à proximité de l’entrée du terrier (viande avec les os, cadavres d’oiseaux ou d’autres animaux tués
sur les routes, restes de table…). Il est alors vivement conseillé de repasser le lendemain : si le petit est
retrouvé déshydraté et affaibli, alors il conviendra de le ramener au centre de soins (COMBET, 2010).
En 2012, 6 renardeaux ont été admis au CEDAF : la moitié d’entre eux ont été retrouvés errants à
proximité d’une route, et l’autre moitié souffrait d’un abattement majeur des suites d’un probable traumatisme
ayant induit des lésions neurologiques.
La diagnose d’espèce ne pose pas de problème, si ce n’est dans le cas d’individus très jeunes pour
lesquels le pelage noir peut laisser supposer au découvreur qu’il s’agit d’une portée de chiots. Néanmoins la
discussion téléphonique est très utile pour prodiguer des conseils sur la contention si l’animal doit être pris en
charge : le risque principal concerne la morsure et l’idéal consiste à attraper le petit avec des gants ou une
serviette épaisse a minima. Pour le transfert, une cage de transport pour chat ou chien selon l’âge et donc la
taille de l’individu est idéale. Pour les plus jeunes individus, une bouillotte peut être gardée à proximité de
l’animal durant son acheminement jusqu’au centre de soins ou le vétérinaire le plus proche.
~ 105 ~
2. ACCUEIL DE L’ANIMAL
a. ACCUEIL GÉNÉRAL
Une fois le découvreur arrivé au centre de soins, les informations générales répertoriées dans la
première partie sont à recueillir. Puis, un examen clinique le plus complet possible doit être réalisé de manière
à orienter la conduite à tenir entre remise en nature immédiate si possible, euthanasie immédiate ou prise en
charge au centre de soins.
Les circonstances de la découverte sont un élément particulièrement intéressant à considérer car un
animal retrouvé près d’une route a pu être victime d’un accident de la voie publique, ce qui peut engendrer
des lésions graves et un mauvais pronostic de relâcher. Si l’animal n’est pas vraiment en détresse après
examen, selon HARRIS & MACDONALD (1988), il convient de le replacer à l’endroit précis où il a été trouvé,
vers minuit (car il y a moins de gens, moins de chiens, et moins de circulation) : ses cris de détresse devraient
faire venir la mère qui le ramènera au terrier; si la mère est morte, un autre membre de la famille pourrait le
prendre en charge. ROBERTSON & HARRIS (1995a et b) rapportent que les renardeaux directement replacés
sur le site exact de leur découverte ont une médiane de survie de 18 mois, ce qui est relativement long par
rapport aux résultats obtenus suite à une réhabilitation.
b. DIAGNOSE DE L ’ÂGE
Une diagnose de l’âge est indispensable puisqu’elle conditionnera l’alimentation et les soins à
apporter au jeune animal. La pesée est un élément objectif à prendre en compte absolument (Figure 37),
néanmoins elle ne permet pas à elle seule une diagnose d’âge fiable : en effet, un individu fortement dénutri
peut alors paraître « plus jeune » sur ce seul critère qu’il n’est réellement.
Figure 37 : Poids et longueur du corps comme moyen de diagnose de l’âge (ARTOIS & LE GALL, 1988)
Selon PAIN (2011), la méthode décrite par JOHNSON et al. en 1975 consistant à mesurer la longueur
du pied postérieur (du calcanéum à l’extrémité des doigts) est la plus fiable, du moins avant 80 jours d’âge.
Néanmoins, ces valeurs ont été obtenues aux Etats-Unis d’Amérique et n’ont jamais été étalonnées en
France. Cette mesure ainsi que la pesée sont à combiner avec les caractéristiques anatomiques et
physiologiques rapportées dans le Tableau 7.
~ 106 ~
Tableau 7 : Diagnose d’âge des jeunes renards (BROS, 1987 ; HARRIS & MACDONALD, 1988 et BRASH, 2003)
L. du pied
Poids
Caractéristiques
Âge
Les yeux et les oreilles (en position latérale) sont fermés. La fourrure est brun chocolat.
Figure 38 : Renards nouveau-nés (BRASH, 2003)
3 cm
100 g
1-2 jours
La thermorégulation est acquise. Les paupières s’ouvrent sur des yeux bleus.
Figure 39 : Renardeau de 15 jours environ (FÜRST)
5 cm
550 -
2 semaines
600 g
1 kg
Les oreilles commencent à se redresser. Le pelage sur la tête devient clair. Les
premières dents déciduales apparaissent, et ils commencent à consommer de la
nourriture solide.
Figure 40 : Renardeau de 3-4 semaines à l’entrée du terrier (ARTOIS & LE GALL, 1988)
6 à 7 cm
3–4
semaines
La tête devient entièrement rousse et les yeux sont bruns.
Figure 41 : Renardeau de 5 semaines recueilli au CEDAF (photo personnelle)
8 cm
9 cm
5 semaines
1,4 à
Le pelage devient couleur chamois. Les premières expressions du mulotage
1,5 kg
apparaissent.
10 cm
12 cm
13 cm
La fourrure est complètement rousse. La dentition déciduale est complète.
2 kg
SEVRAGE. Sorties nocturnes avec la mère.
Eruption de la dentition définitive.
6 semaines
7 semaines
2 mois
10 semaines
~ 107 ~
c. DIAGNOSE DU SEXE
Selon BROS (1987), la diagnose du sexe est possible dès la naissance : le fourreau du petit mâle est
bien visible sous l’ombilic, et les testicules sont déjà descendus en position scrotale.
d. MOYEN D’IDENTIFICATION
Si plusieurs jeunes sont apportés ensemble ou s’il s’agit d’un regroupement, il est nécessaire
d’individualiser chaque pensionnaire. Chez les renardeaux, le plus simple est d’effectuer des coupes
régulières et raisonnées de poils, différentes selon les individus.
3. CAS URGENTS
Pour les renardeaux, les cas urgents sont les mêmes que ceux présentés dans la première partie.
4. ALIMENTATION
Il est essentiel de réaliser une fiche individuelle (annexe 2) sur laquelle reporter l’heure des repas et la
quantité prise, mais aussi le poids (idéalement mesuré chaque jour au même moment de la journée, le mieux
étant avant le premier repas du matin), ce qui permet de réaliser le suivi de la croissance du renardeau. On
doit constater une prise de poids d’environ 50 g par jour jusqu’à la dixième semaine (BROS, 1987).
a. CHOIX DE L’ALIMENT
Comme pour tout animal sauvage recueilli, même sans signe de déshydratation évidente, un
renardeau doit être considéré à son arrivée comme étant déshydraté à 5 % et devrait donc recevoir une
réhydratation par voie sous-cutanée puis une réhydratation par voie orale servant de transition avec le lait
utilisé par la suite si l’animal n’est pas encore sevré. Plusieurs lacto-remplaceurs peuvent être utilisés
(Tableau 8).
Tableau 8 : Composition moyenne du lait de différentes espèces et produits de substitution (STOCKER, 2005)
Type de lait (pour 100 g)
Matière sèche (g)
Protéines (g)
Lipides (g)
Lactose (g)
Renarde
18,2
6,3
6,3
4,6
Vache
13
3-3,5
3,5-4
4,5-5
Brebis
19
5,5-6
7-7,5
4,5-5
Chèvre
12,86
3,71
4,09
4,2
Fortol® (MSD Santé Animale)
14,3
8
5,3
5
Babycat milk® (Royal Canin)
97
32
37,8
18
Babycat milk® dilué de moitié
48,5
16
18,9
9
Esbilac® (Pet Ag)
97
32,2
41,7
15,3
Esbilac® dilué de moitié
48,5
16,1
20,85
7,65
~ 108 ~
Le renard étant un canidé, la plupart des auteurs recommandent d’utiliser un lait maternisé pour chiot,
et STOCKER (2005) préconise l’utilisation d’Esbilac®.
b. CHOIX DU MATÉRIEL D’ALIMENTATION
STOCKER (2005) recommande d’utiliser un biberon pour chiot inclus dans les kits de lait maternisé
jusqu’à 10 jours d’âge, puis de passer à un format plus grand de type biberon pour bébé. Après chaque repas,
tout le matériel doit être nettoyé a minima à l’eau très chaude et régulièrement désinfecté.
c. FRÉQUENCE DES REPAS ET QUANTITÉ À DISTRIBUER
La fréquence des repas et la quantité de lait à administrer dépend de l’âge de l’animal (Tableau 9).
Tableau 9 : Fréquence des repas et quantité à distribuer (STOCKER, 2005)
Âge
Fréquence
Quantité par repas
Remarques
< 1 semaine
Toutes les 3 h
Ad libitum
Toutes les 4 h la nuit
10 jours
Toutes les 4 h
Ad libitum
Dernier repas à 22 h, premier repas à 6 h
> 18 jours
4 fois par jour
Ad libitum
5. HABITAT ET HYGIÈNE
a. HABITAT
Selon BRASH (2003), pendant les dix premiers jours, les renardeaux doivent être gardés séparément
pour éviter toute propagation de maladie. Il faut les maintenir au chaud (Figure 42), idéalement dans une
couveuse, pendant les 15 premiers jours de vie tant qu’ils ne régulent pas leur température corporelle. Par la
suite, on peut les regrouper par âge jusqu’à former des groupes de 6 au maximum. STOCKER (2005)
préconise de leur apporter une peluche comme substitut de mère.
Figure 42 : Renardeau gardé au chaud par le biais de couvertures polaires (FÜRST)
b. HYGIÈNE
BRASH (2008) préconise de stimuler la miction et la défécation après chaque repas en massant la
région péri-anale à l’aide d’un linge humide et tiède.
~ 109 ~
B- SUIVI DU JEUNE JUSQU’AU RELÂCHER
1. SEVRAGE
STOCKER (2005) préconise de placer très rapidement du lait dans une coupelle pour encourager le
petit à laper. Il conseille de commencer à apporter de la nourriture solide vers 3 semaines, et notamment des
croquettes pour chiot de bonne qualité. Il recommande d’arrêter les biberons à partir de la 5 ème semaine et tout
apport de lait une semaine plus tard. Il suggère de passer ensuite le renardeau sur proies entières et
nourriture pour chien adulte dès 8 semaines.
2. PATHOLOGIES FRÉQUENTES
a. TROUBLES D’ORIGINE ALIMENTAIRE
 Anorexie
Elle n’est que peu décrite chez les renardeaux qui semblent accepter facilement le substitut de lait
maternel. En cas d’anorexie prolongée, il est préférable d’utiliser des réhydratants oraux tels que Biodiet® afin
d’assurer une meilleure transition avec le lait.
 Diarrhée
Les diarrhées des renardeaux surviennent en général en début d’élevage suite à une mauvaise
transition entre le lait maternel et le lait de substitution : elles peuvent alors se résoudre spontanément.
KIRKWOOD (1988) préconise néanmoins de réaliser un examen coprologique afin d’éliminer toute hypothèse
infectieuse ou parasitaire.
Une fluidothérapie par voie sous-cutanée ou orale peut être réalisée selon le degré de déshydratation,
en parallèle avec l’administration d’un pansement digestif à base de kaolin et de pectine. Les repas lactés
peuvent être arrêtés pendant quelques heures et remplacés par des réhydratants oraux de type Biodiet®. Une
fois la diarrhée stoppée, les repas lactés peuvent être repris en mélangeant le lait au réhydratant et en
réaugmentant la proportion de poudre lactée très progressivement.
 Météorisation
Ce problème intervient généralement chez les jeunes mammifères suite à un changement alimentaire
sans transition, à des repas trop volumineux ou à un défaut de toilettage. Il se présente sous la forme d’un
gonflement abdominal lié à la présence de gaz en quantité importante dans le tube digestif.
~ 110 ~
Il faut alors diminuer la quantité de lait apportée au profit d’un réhydratant oral tel que Biodiet®, puis
l’alimentation lactée peut être reprise très progressivement. Tout changement alimentaire significatif doit être
réalisé très progressivement et les petits doivent être toilettés avant le repas pour stimuler la miction et la
défécation. Du métoclopramide (Emeprid® (CEVA Santé Animale)) peut être administré à la dose de 0,3 à 0,5
mg / kg per os ou par voie sous-cutanée.
b.
MALADIES SYSTÉMIQUES
 Bronchopneumonie par fausse déglutition
Ce trouble est susceptible d’arriver lorsqu’on ne laisse pas au petit le temps d’avaler l’aliment à son
rythme et qu’il n’est pas tenu droit. Une dyspnée intense d’apparition brutale est alors notée avec respiration
bouche ouverte, et un claquement peut éventuellement être entendu à l’expiration.
STOCKER (2005) préconise l’administration d’amoxicilline (Suramox® (Virbac)) injectable à raison de
20 mg / kg deux fois par jour pendant au moins une semaine ou bien d’un mélange de sulfadoxine et
triméthoprime (Septotryl® (Vétoquinol)) à la dose de 15 à 30 mg / kg deux fois par jour par voie intramusculaire pendant au moins une semaine (CARPENTER, 2012). Le pronostic demeure réservé.
 Ictère
STOCKER (2005) rapporte que les renards présentant un ictère à l’admission sont beaucoup plus
souvent victime d’une hémorragie interne plutôt que de l’hépatite de Rubarth ou d’une leptospirose. L’origine
d’un possible saignement doit alors être recherchée, mais le pronostic est sombre s’il s’agit effectivement
d’une hémorragie interne.
 Hépatite de Rubarth
Selon STOCKER (2005), l’hépatite de Rubarth induit en général un ictère combiné à des signes
neurologiques. Il préconise de réaliser une prise de sang à l’arrivée en cas de suspicion afin de confirmer
l’ictère, puis de mettre en place une fluidothérapie. Cette maladie peut être fatale, en particulier chez les
jeunes individus. Après l’épisode clinique, l’œdème cornéen se manifeste sous la forme caractéristique d’un
« œil bleu » qui s’estompe en général avec le temps.
 Leptospirose
STOCKER (2005) rapporte que les renards peuvent être atteints de leptospirose, qui se caractérise là
encore par un ictère. Des analyses sanguines peuvent confirmer la présence des leptospires. Il s’agit d’une
zoonose pouvant être transmise par contact cutanéo-muqueux, même à travers une peau saine.
~ 111 ~
 Maladie de Carré
LEFORT (2000) indique que les renardeaux peuvent souffrir de la maladie de Carré, qui est
principalement responsable d’une encéphalite, de signes respiratoires (toux et sécrétions oculo-nasales mucopurulentes) ainsi que de signes digestifs (vomissements, diarrhée et anorexie). Des soins de support sont
possibles mais la maladie étant virale, le pronostic demeure sombre en cas d’infection. C’est une maladie
fortement contagieuse entre renards, transmise par aérosol ou contact avec les déjections.
c. PARASITISME
 Ectoparasites
Selon STOCKER (2005), les renardeaux seraient assez fréquemment atteints de gale sarcoptique.
Cette maladie est due à un acarien Sarcoptes scabiei qui provoque l’apparition de plages alopéciques de taille
importante associée à un prurit majeur, d’abord à la base de la queue, sur les membres postérieurs puis
s’étendant sur le tronc et la tête (Figure 43). Le renard peut ainsi perdre 50 % de son poids et présenter des
lésions croûteuses très étendues sur le pelage, voire même jusqu’aux yeux. Sans traitement, le renard peut
mourir en l’espace de quelques mois.
Figure 43 : Renard atteint de gale sarcoptique (LE LOC’H)
En ce qui concerne le traitement, STOCKER (2005) adopte la stratégie suivante combinant différents
éléments :
-
traitement de l’agent causal par injection ou administration par voie orale d’ivermectine (Ivomec®
(Merial Santé Animale)) à raison de 200 µg / kg ;
-
traitement de la pyodermite secondaire par association d’une antibiothérapie (amoxicilline (Suramox®
(Virbac)) entre 15 et 30 mg / kg deux fois par jour pendant au moins une semaine) et d’une
corticothérapie (dexaméthasone (Dexazone® (Virbac)) entre 1 et 5 mg / kg suivant l’intensité de
l’atteinte) ;
-
administration quotidienne d’acides gras essentiels.
Il s’agit d’une zoonose associée à un risque de contagion moyen pouvant être transmise par contact cutané
direct.
~ 112 ~
 Endoparasites
Selon PAIN (2011), les renardeaux sont porteurs de divers nématodes (notamment Toxocara canis et
Uncinaria stenocephala), cestodes (divers Taenia, E. multilocularis) et trématodes (A. alata). Attention, E.
multilocularis est responsable de l’échinococcose alvéolaire qui est une zoonose potentiellement grave
associée à un risque de contagion moyen pouvant être transmise par contamination oro-fécale. Il est ainsi
recommandé de porter un équipement de protection pour toute manipulation d’un renard ou d’éléments ayant
été en contact avec lui : idéalement, gants en latex portés par-dessus des gants de fouille ainsi qu’un tablier et
une blouse à laver suite aux manipulations.
BRASH (2003) préconise un traitement systématique à base de praziquantel (Droncit® (Bayer)) à
raison de 5 mg / kg en une prise.
d. CONTACTS AVEC L’HOMME ET CONSÉQUENCES COMPORTEMENTALES
Le renard étant une espèce nidicole, le phénomène d’imprégnation n’existe pas. Peu d’informations
sont disponibles concernant les conséquences comportementales de contacts répétés avec l’homme. Une fois
sevrés, BRASH (2008) préconise de restreindre les pesées à un rythme hebdomadaire voire moins souvent
encore afin de limiter les manipulations.
.
e. AUTRE TROUBLE
 Hydrocéphalie
D’après BRASH (2003), environ un renardeau recueilli sur 50 souffre d’hydrocéphalie, cette incidence
relativement élevée pouvant s’expliquer par le fait que la mère identifie ce juvénile comme étant anormal et
l’abandonne. Les signes cliniques sont neurologiques : on peut constater un comportement anormal, une
incapacité à se nourrir, des tremblements et des crises convulsives parfois associées à un bombement de la
boîte crânienne. L’euthanasie est recommandée.
3. RÉHABILITATION
a. PRÉPARATION AU RELÂCHER
Pour pouvoir être relâché, un renardeau doit présenter les caractéristiques rapportées dans la
première partie par WALRAVEN (1994), auxquelles s’ajoutent d’autres éléments :
-
il ne doit pas présenter de fracture sur un membre, sous peine d’être incapable de chasser ;
-
une femelle ayant été présentée pour une fracture du bassin ne peut être relâchée sous peine de
risquer la mort par dystocie ;
-
la dentition doit être complète et en bon état.
~ 113 ~
Si tous ces éléments sont réunis, alors on peut envisager le relâcher de l’individu.
Avant de relâcher l’animal, il s’agit de le rendre de plus en plus autonome, et ceci passe par le
sevrage et la mise en enclos extérieur. ROBERTSON & HARRIS (1995 a et b) préconisent ainsi de les y
placer dès l’âge de 6 semaines, en petit groupe (deux mâles pour trois femelles pour limiter toute compétition
alimentaire). BRASH (2003) recommande l’utilisation d’une volière (espace confiné) extérieure faite d’un
grillage d’au moins 2 m de hauteur, fermée en haut (pour éviter qu’il n’y grimpe et se sauve) et recouverte de
béton au sol (pour éviter qu’il ne creuse). Il conseille de placer une plate-forme surélevée pour servir de dortoir
(Figure 44), avec un abri pour qu’il puisse se cacher. On peut ajouter de la même manière de larges branches
de feuillus. Au sol, du simple papier journal peut servir de litière. A l’intérieur, il faut vérifier l’absence de tout
élément métallique qui pourrait être mâché et induire des lésions dentaires dans une tentative de fuite.
Figure 44 : Renardeau en volière extérieure (FÜRST)
On fournira 350 à 550 g de nourriture par animal, dans des gamelles lourdes pour éviter qu’elles ne
soient renversées : des souris et des poussins de préférence, de la nourriture pour chien de bonne qualité à
défaut. De l’eau fraîche est laissée à disposition (BRASH, 2003).
b. CHOIX DU SITE ET DU MOMENT DU RELÂCHER
Le site du relâcher doit être un lieu connu pour être habité par d’autres renards, de préférence en
lisière de forêt et loin d’une route. ROBERTSON & HARRIS (1995 a et b) préconisent d’effectuer le relâcher à
la fin de l’été / début de l’automne puisqu’il s’agit du moment où se produit la dispersion des juvéniles.
c. MÉTHODES DE RELÂCHER
 Le « soft-release »
Pour cette technique, ROBERTSON & HARRIS (1995 a et b) préconisent de fabriquer sur le site de
relâcher un enclos de 30 x 30 m qu’on remplira de branches d’arbres feuillues pour permettre aux petits de se
cacher. Ils conseillent de les laisser à l’intérieur 3 à 4 semaines et de les nourrir comme dans les volières
extérieures du centre de réhabilitation. Puis, à la fin du mois de juin, la porte est ouverte (de préférence la nuit)
et la nourriture est encore fournie jusqu’à la fin de l’été. Cette technique permet d’éviter le stress alimentaire et
~ 114 ~
les renardeaux peuvent, comme à l’état naturel, explorer divers chemins en revenant à un point connu pour
disposer de ressources alimentaires, avant de se disperser définitivement. Dans les travaux de ROBERTSON
& HARRIS (1995 a et b), la nourriture a été fournie jusqu’à une semaine après l’ouverture de la porte de
l’enclos : la plupart des renardeaux revenaient régulièrement autour de celui-ci durant les 10 jours suivants
pour y manger et y avoir des interactions sociales, néanmoins, après la douzième nuit, ils en étaient tous
partis définitivement.
 Le « hard-release »
Ce type de relâcher est peu recommandé chez les juvéniles qui sont généralement hospitalisés durant
une assez longue période. Néanmoins si l’animal est resté très peu de temps au centre de soins, que le lieu
précis de la découverte a été noté et qu’il s’agit de la méthode choisie, il convient de le remettre en liberté la
nuit, de préférence avec d’autres individus (ROBERTSON & HARRIS, 1995 a et b).
Dans leurs études publiées en 1995, ROBERTSON & HARRIS (a et b) rapportent que les renardeaux
élevés à la main et relâchés par le biais du « hard release » ont une médiane de survie d’environ 100 jours : la
plupart des individus meurent d’accident de la voie publique, bien souvent rapidement après le relâcher
compte-tenu de leur grande naïveté par rapport à ces dangers (ils n’évitent pas les routes et ne fuient pas les
voitures en allant vers les bas-côtés). Néanmoins, ils sont capables de chasser diverses proies en quantité
normale (comme en témoigne l’évaluation du contenu stomacal des individus décédés), et ce dès la première
semaine ayant suivi le relâcher, même en l’absence d’apprentissage de la chasse pendant leur séjour au
centre de soins. Trois femelles sur cinq sont même parvenues à être gestantes puis en lactation. Les
renardeaux relâchés étaient plus maigres que leurs alter ego sauvages du même âge, mais reprenaient du
poids à partir de la troisième semaine après le relâcher. ROBERTSON & HARRIS (1995 a et b) ont deux
hypothèses pour expliquer ce problème : d’une part une compétition alimentaire entre les renardeaux dans
l’enclos avant le relâcher associée à un stress lié à la captivité (nombre d’individus par enclos excessif dans
leur étude, impliquant une compétition accrue et donc un retard de croissance), et d’autre part une période
d’errance suite au relâcher par « hard-release ». En effet, cette période de 17 jours en moyenne était
responsable d’une dépense d’énergie plus importante, et leur faisait par ailleurs traverser davantage de
routes, induisant de plus grands risques d’accidents de la voie publique. Puis elle était suivie d’une phase de
stabilisation relative, durant laquelle les animaux se sédentarisaient dans une zone donnée riche en
ressources alimentaires. En temps normal, les individus sauvages essaient plusieurs chemins avant de se
disperser, revenant toujours à leur terrier entre deux essais, là où la nourriture est connue pour y être
abondante. Avec le « hard-release », les renardeaux ne disposaient pas de cette “zone refuge” vers laquelle
se rabattre : c’est certainement cette phase d’errance qui est à l’origine de la médiane de survie relativement
courte.
~ 115 ~
Cage intérieure au chaud
Stimulation des mictions et
Volière extérieure en groupe de 6 individus maximum
des défécations
3h
6h
4h
Lait à dispo
Arrêt du
repas
Croquettes adulte et proies entières
Pâté chiot
nocturne
~ 116 ~
« SOFT-RELEASE »
Figure 45 : Schéma bilan de la prise en charge d’un juvénile de renard roux (figure personnelle)
CHAPITRE 4
FOUINE (MARTES FOINA) ET AUTRES PETITS MUSTÉLIDÉS
~ 117 ~
~ 118 ~
I- BIOLOGIE DES PETITS MUSTÉLIDÉS
A- PRÉSENTATION DE L’ESPÈCE
La fouine (Martes foina) fait partie des mustélidés, et plus particulièrement des mustélinés qui
regroupent également la martre (Martes martes), la belette (Mustela nivalis), l’hermine (Mustela erminea), le
putois (Mustela putorius) et le vison d’Europe (Mustela lutreola) (Figure 46 et Figure 47). Ces animaux ont en
commun un corps très allongé (40 à 50 cm tête comprise chez la fouine, 40 à 52 cm pour les martres d’après
BARRAQUAND (2010) auquel il faut rajouter environ 25 cm de queue, celle-ci étant plus courte chez la
femelle). Leur tête est toujours conique et longue et ils portent de petites oreilles rondes. Les femelles sont
généralement moins lourdes que les mâles : ainsi, chez la fouine, elles pèsent entre 1,1 et 1,5 kg contre 1,7 et
2,1 kg chez les mâles ; chez la martre qui est plus légère, les femelles pèsent entre 0,8 et 1,4 kg contre 1,2 à
1,6 kg chez les mâles. Fouine et martre se ressemblent beaucoup morphologiquement : globalement chez ces
deux espèces le pelage est marron, avec une tache sur le plastron blanche chez la fouine et jaune-orangée
chez la martre. En revanche, chez cette dernière, les coussinets des membres antérieurs portent des poils
alors que ce n’est pas le cas chez la fouine. Chez ces deux espèces, le premier doigt des antérieurs et des
postérieurs est partiellement opposable aux autres doigts, ce qui les rend particulièrement agiles. Les autres
espèces de mustélinés sont plus facilement différenciables : la belette est de très petite taille (20 cm de
longueur environ pour une centaine de grammes), l’hermine possède un pelage blanc sur tout l’abdomen
(d’extension variable suivant la saison) et l’extrémité de sa queue est noire, le putois possède un masque
facial facilement reconnaissable, le vison d’Europe n’a pas de masque mais une tâche blanche sur la lèvre
supérieure, contrairement au vison d’Amérique qui est uniformément brun.
Figure 46 : Fouine (à gauche, ONCFS), Vison d’Europe (au centre, ONCFS) et Belette (à droite, COOPER, 2003)
Figure 47 : Martre (à gauche, photo personnelle), Hermine (au centre gauche, ONCFS),
Vison d’Amérique (au centre droit, COOPER, 2003) et Putois (à droite, COOPER, 2003)
~ 119 ~
BARRAQUAND (2010) rapporte qu’on retrouve la fouine partout en France (sauf en Corse), jusqu’à
2400 m d’altitude dans les Alpes et jusqu’à 2000 m dans les Pyrénées. La martre elle aussi est présente
partout en France et notamment dans les Vosges du fait de sa préférence pour les milieux forestiers.
Les mustélinés ne sont pas tous égaux devant la loi française. En effet, en France, seul le vison
d’Europe est classé parmi les espèces de mammifères terrestres protégées sur l’ensemble du territoire selon
l’arrêté du 23 avril 2007. De leur côté, la fouine, la martre, la belette, l’hermine et le putois sont classés,
d’après l’arrêté du 26 juin 1987, parmi les espèces de gibier dont la chasse est autorisée. L’arrêté du 2 août
2012 classe même la fouine, la martre, la belette et le putois parmi les espèces susceptibles d’être classées
nuisibles, ce qui implique que la décision de les classer effectivement parmi les nuisibles ou non revient au
préfet, à l’échelle de chaque département. D’après l’UICN, le statut de conservation de la fouine est de
préoccupation mineure, tout comme celui de la martre, de la belette, de l’hermine et du putois. Par contre, le
vison d’Europe est, à l’état sauvage, classé parmi les espèces menacées en danger critique d’extinction du
fait de l’occupation de plus en plus importante de sa niche écologique par le vison d’Amérique, ce qui explique
son statut d’espèce intégralement protégée dans la législation française. D’après CAVIGNAUX & JALLU
(2008), les fouines représentent 4,9 % des mammifères terrestres reçus dans les centres de soins.
B- RYTHME DE VIE ET HABITAT
1. RYTHME DE VIE
a. ANNUEL
Figure 48 : Rythme annuel de la fouine (BARRAQUAND, 2010)
GESTATION
J
F
NAISSANCES
M
A
ÉLEVAGE
M
REPRO*
J
J
OVO-IMPLANTATION DIFFÉRÉE
A
S
O
N
D
Comme pour la plupart des espèces de mammifères , l’année est rythmée par la reproduction chez les
mustélidés (Figure 48). BARRAQUAND (2010) rapporte que les accouplements ont lieu en juillet chez la
fouine, mais suite au phénomène d’ovo-implantation différée, la gestation véritable ne démarre qu’en janvier et
les petits naissent au mois de mars ou d’avril. Le reste du printemps est dédié à l’élevage des jeunes. Les
mustélidés muent deux fois par an : une fois au début du printemps et une seconde fois à l’automne (CABRIT,
1984). L’hermine peut ainsi devenir entièrement blanche à l’exception de l’extrémité de la queue qui reste
noire l’hiver.
*Reproduction
~ 120 ~
b. JOURNALIER
La fouine et la martre sont essentiellement nocturnes et plutôt actives pendant la première moitié de
nuit, quand les proies sont plus disponibles. Par contre, les nuits étant plus courtes l’été, elles deviennent
également crépusculaires et la martre peut même être observée en journée (BARRAQUAND, 2010).
2. HABITAT ET MODE DE REGROUPEMENT
Fouine et martre sont en réalité faciles à discerner car on ne les retrouve généralement pas dans le
même milieu. BARRAQUAND (2010) précise que la fouine est principalement anthropophile : elle est surtout
retrouvée à proximité des habitations humaines, près des résidences, des chantiers ou des immeubles
abandonnés. Elle choisit en général des gîtes se situant à couvert et proches du sol (buissons, ronces, arbres,
amas de blocs de pierres, terriers), en évitant de préférence les zones enneigées ou trop froides. Pour la
mise-bas et l’élevage des petits, un gîte unique est conservé au cours du temps, alors que celui-ci ne cesse
de changer pendant le reste de l’année. De son côté, la martre est beaucoup plus inféodée aux milieux
boisés, et notamment aux forêts de conifères. L’hiver, elle gite au niveau du sol, sous la neige ou sous de
petits arbres. L’été, ses capacités arboricoles lui permettent de nicher dans les arbres. Le domaine vital des
fouines et des martres s’étale en général sur plusieurs dizaines d’hectares, ceux des mâles étant plus étendus
que ceux des femelles.
Ce sont des individus solitaires en dehors des périodes de reproduction. Le plus souvent, le domaine
vital d’un mâle chevauche celui des femelles (un mâle pour plusieurs femelles chez la martre, un mâle pour
une seule femelle chez la fouine). Hors période de reproduction, les mustélidés sont territoriaux : les domaines
vitaux d’individus de même sexe ne peuvent se chevaucher : seuls les immatures sont tolérés.
Selon COMBET (2009), seul l’aigle royal est réellement un prédateur régulier pour la fouine. Le hibou
Grand Duc, l’aigle de Bonelli et le renard roux ne sont que des prédateurs anecdotiques, responsables
principalement de prélèvements sur les juvéniles.
C- RÉGIME ALIMENTAIRE EN MILIEU NATUREL
BARRAQUAND (2010) rapporte que fouine et martre consomment essentiellement des petits
mammifères, des oiseaux et des fruits. Pour les martres, 80 % des petits mammifères consommés sont
représentés par les rongeurs (les écureuils étant leur proie favorite), surtout à la fin de l’automne, le reste étant
composé de lagomorphes, de chiroptères et de charognes de mammifères plus grands. Durant l’été et au
début de l’automne, ce sont les fruits qui représentent la plus grande part de l’alimentation. Les oiseaux
constituent une source complémentaire de proies dans leur régime alimentaire. Dans le cas des fouines,
~ 121 ~
lorsqu’elles vivent loin des habitations humaines, leur régime est relativement semblable à celui des martres,
même si POSLUSZNY et al. (2007) rapportent qu’elles consomment essentiellement des fruits et en second
lieu des insectes, des rongeurs et des oiseaux. Néanmoins, la grande majorité des fouines est anthropophile :
celles-ci se nourrissent alors plutôt de fruits, de volailles et de déchets de cuisine. CABRIT (1984) rapporte
que la fouine consommerait environ 10 % de son poids chaque jour.
La martre parcourt parfois de longues distances pour trouver sa nourriture, notamment lorsqu’il s’agit
d’individus mâles. La fouine, elle, reste à proximité des lieux qu’elle sait riches en ressources, tels que des
poulaillers ou des vergers. Leur technique de chasse s’apparente à celle du chat, néanmoins elle ne comporte
que des phases rapides. Lorsque la proie est de petite taille (< 10 g), elle est consommée sur place, alors
qu’elle est rapportée au gîte si elle est plus grosse : une mise en réserve est décrite chez ces espèces.
D- REPRODUCTION ET COMPORTEMENT PARENTAL
1. APPAREILS REPRODUCTEURS
Chez les mâles, les testicules sont en position extra-abdominale toute l’année. Néanmoins, ils
augmentent de taille au début de la période de reproduction et perdent ensuite jusqu’à 13 fois leur volume à la
fin de l’été. Ils disposent d’un os pénien, bien plus long chez la fouine (5 cm environ) que chez la martre (3 cm
environ) (BARRAQUAND, 2010).
Chez la femelle, l’utérus est bipartite. Le placenta est zonaire et endothélio-chorial : 5 à 10 % des
anticorps maternels passent la barrière placentaire, ce qui souligne l’importance de la prise colostrale à la
naissance. Fouine et martre possèdent deux paires de mamelles, alors que les autres mustélidés en
possèdent généralement davantage (CABRIT, 1984).
2. ŒSTRUS ET ACCOUPLEMENT
L’organisation de la période de reproduction n’est pas la même selon les espèces de petits
mustélidés. AMSTISLAVSKY & TERNOVSKAYA (2000) relatent ainsi que chez le vison d’Europe, l’œstrus
dure entre 1 et 10 jours et se répète deux à trois fois durant la saison de reproduction tant que la femelle n’est
pas fécondée : c’est une espèce poly-œstrienne. Au contraire, chez l’hermine, l’œstrus n’a lieu qu’une seule
fois par an (espèce mono-œstrienne) mais peut durer deux voire trois mois, jusqu’à ce que la femelle soit
fécondée. BARRAQUAND (2010) rapporte que chez la fouine et la martre, les femelles sont plutôt poly-
~ 122 ~
œstriennes : elles sont en chaleurs pendant 1 à 2 jours, et celles-ci se répètent deux à trois fois à intervalles
d’une à deux semaines en l’absence de fécondation. CABRIT (1984) émet l’hypothèse que l’ovulation est
induite par le coït, mais ce fait n’a été prouvé que chez le vison.
La parade nuptiale est initiée par la femelle et peut durer une heure à plusieurs jours. Au cours de
celle-ci, la femelle fuit constamment le mâle, qui finit par l’attraper au cou par morsure et par la traîner jusqu’à
l’endroit où se produit le coït. L’accouplement peut être renouvelé plusieurs fois, impliquant un seul ou
plusieurs mâles successivement.
3. GESTATION ET MISE-BAS
Certaines espèces parmi les petits mustélidés, tels le vison d’Europe, la belette et le putois,
connaissent une gestation classique suite à la fécondation (AMSTISLAVSKY & TERNOVSKAYA, 2000). Au
contraire, la martre, la fouine et l’hermine connaissent le phénomène d’ovo-implantation différée. Après la
fécondation, l’œuf se segmente jusqu’au stade blastocyste puis demeure à l’état libre dans l’utérus, sans
évoluer pendant plusieurs mois (jusqu’à 9 chez l’hermine !) correspondant à la diapause embryonnaire. C’est
l’augmentation de la photopériode qui induit l’implantation. Chez la fouine, BARRAQUAND (2010) rapporte
que l’activité lutéale reprend au mois de janvier, ce qui déclenche la véritable gestation, d’une durée de 56
jours. Les petits constituant des portées de trois individus en moyenne naissent ainsi au début du printemps,
entre mars et avril. Chez la martre, DUQUET (1995) rapporte que la gestation est différée de 7,5 mois et que
la gestation vraie dure 36 jours.
4. CROISSANCE DES JEUNES
BARRAQUAND (2010) signale que la fouine comme la martre sont des animaux nidicoles : les petits
naissent aveugles et partiellement recouverts de poils. Selon LIBOIS & WAECHTER (1991), ils pèsent environ
30 g et mesurent 12 à 15 cm de long. Leur pelage est gris souris, sauf le ventre qui reste gris clair. Les
premières dents lactéales apparaissent à trois semaines. Le pelage devient brun à un mois, puis les paupières
s’ouvrent sur des yeux bleus au cours de la 5ème semaine. A partir de la sixième semaine, la mère commence
à rapporter des proies de ses sorties nocturnes et les petits commencent progressivement à les consommer.
Les yeux deviennent noirs durant la 7ème semaine, et ils s’aventurent pour la première fois hors du gîte autour
de la 8ème semaine. C’est durant la 9ème semaine au plus tard que le sevrage est terminé. Les canines
définitives sortent, et les petits arborent désormais leur bavette blanche. Ils sont alors capables de consommer
des proies entières. La taille adulte est atteinte aux alentours de 3,5 mois. C’est aussi à cet âge que leur
dentition définitive est complète.
~ 123 ~
5. DISPERSION ET MATURITÉ SEXUELLE
Différents auteurs rapportent que chez la fouine et la martre, l’émancipation a lieu entre 5 et 6 mois, et
parfois même plus tard (LIBOIS & WAECHTER, 1991). BARRAQUAND (2010) indique que la maturité
sexuelle chez les mâles est acquise à la fin de la deuxième année. Chez les femelles, elle est généralement
atteinte au cours de la troisième année, mais environ 15 à 50 % des femelles sont nubiles dès leur deuxième
année. L’hermine est particulièrement précoce : AMSTISLAVSKY & TERNOVSKAYA (2000) précisent que la
maturation sexuelle chez la femelle peut avoir lieu dès le 20 ème jour de vie, soit bien avant le sevrage ! La
femelle poursuit alors sa croissance pendant la gestation, et la mise-bas n’a lieu qu’une fois la taille adulte
atteinte.
LEGER & STEIMER (2005) rapporte que la mortalité chez les fouines est très importante, 50 % des
individus n’atteignant pas l’âge d’un an.
~ 124 ~
II- PRISE EN CHARGE DU JEUNE MUSTÉLIDÉ DANS UN CENTRE DE SOINS
À NOTER :
Dans ce chapitre ne seront abordées que les particularités de la prise en charge spécifique des
III-juvéniles de mustélidés. Afin de compléter vos connaissances, il est conseillé de se reporter à la
première partie sur la prise en charge générale d’un juvénile de mammifère.
A- GESTION IMMÉDIATE DU JEUNE À SON ARRIVÉE
1. ENTRETIEN TÉLÉPHONIQUE PRÉALABLE
Comme pour tout animal sauvage, la première question à se poser consiste à déterminer si le juvénile
de mustélidé est en détresse ou non. Hormis les signes de détresse généraux rapportés dans la première
partie, un individu errant près d’une route est bien souvent en détresse, car il est plus souvent susceptible
d’avoir été victime d’un accident de la voie publique. Au CEDAF, en 2012, 5 juvéniles de mustélidés ont été
admis : 3 fouines dont deux ont été retrouvées errant près d’une route, tout comme les deux jeunes belettes
admises cette année-là. Il est néanmoins primordial de conseiller au découvreur de vérifier si la mère n’est pas
à proximité de manière à replacer le petit, dont l’état général a été sommairement évalué, directement sur le
lieu de découverte.
A ce stade, une diagnose précise d’espèce n’est pas indispensable : il suffit de savoir qu’il s’agit d’un
juvénile de mustélidé pour prévenir le découvreur que la morsure de ces animaux peut potentiellement être
très douloureuse. L’idéal est donc d’être muni de gants ou d’une serviette épaisse pour attraper le juvénile si
celui-ci nécessite d’être pris en charge. Pour l’acheminement proprement dit, une cage de transport pour chat
ou petit chien est idéale. Pour les individus les plus jeunes, une bouillotte doit être ajoutée à proximité de
l’animal afin de lutter contre l’hypothermie.
2. ACCUEIL DE L’ANIMAL
a. ACCUEIL GÉNÉRAL
Une fois le découvreur arrivé au centre de soins, les informations générales répertoriées dans la
première partie sont à recueillir. Puis, un examen clinique le plus complet possible doit être réalisé de manière
à orienter la conduite à tenir entre remise en nature immédiate si possible, euthanasie immédiate ou prise en
charge au centre de soins.
Le lieu précis de la découverte est un élément particulièrement intéressant en terme de pronostic car
les animaux retrouvés au bord de la route peuvent avoir été victimes d’un accident de la voie publique,
contrairement à un animal trouvé en pleine forêt qui a plus de chance d’avoir été prélevé sans que cela se
justifie.
~ 125 ~
COMBET (2009) préconise ainsi de replacer le petit et de revenir le lendemain voir si la mère est
venue le récupérer : si ce n’est pas le cas, alors il convient de le prendre en charge au centre de soins. Si le
ou les petits sont déjà sevrés, le mieux est de leur apporter de la nourriture à proximité du lieu de la
découverte en ayant le moins de contact possible avec eux. On peut arrêter de leur en fournir lorsqu’ils ont 6
mois environ. Par contre, si la prise en charge de l’animal est justifiée, un examen clinique le plus complet
possible doit être réalisé pour mettre en évidence d’éventuelles urgences vitales ou cas rédhibitoires (voir
première partie).
b. DIAGNOSE DE L ’ÂGE
Une diagnose de l’âge est indispensable puisqu’elle conditionnera l’alimentation et les soins à
apporter au jeune animal. La pesée est un élément objectif à prendre en compte absolument, néanmoins elle
ne permet pas à elle seule une diagnose d’âge fiable : en effet, un individu fortement dénutri peut alors
paraître plus jeune qu’il n’est réellement sur la base de ce seul critère. Le poids doit donc être combiné avec
les caractéristiques anatomiques et physiologiques rapportées dans le Tableau 10.
Tableau 10 : Diagnose d’âge des jeunes fouines (LIBOIS & WAECHTER, 1991)
Poids
Caractéristiques
Âge
Paupières fermées, pelage gris souris (Figure 49) et ventre gris clair. 12 à 15 cm de long.
Figure 49 : Jeune fouine âgée de 2 semaines (LANSZKI et al., 2010)
30 g
280 g
< 3 semaines
Eruption des premières dents lactéales et apparition du pelage brun.
3 - 4 semaines
Ouverture des paupières sur des yeux bleus.
5 semaines
Yeux noirs, mouvements coordonnés
7 semaines
Eruption des canines définitives, bavette blanche. SEVRAGE
9 semaines
Sautent, se dressent sur les postérieurs (Figure 50).
Figure 50 : Jeune fouine âgée de 10 semaines (LANSZKI et al., 2010)
900 g
1500 g
10-11 semaines
Dentition complète, taille adulte
16-17 semaines
~ 126 ~
c. DIAGNOSE DU SEXE
Celle-ci est assez aisée puisque BARRAQUAND (2010) spécifie que les mâles disposent d’un os
pénien. Le fourreau s’ouvre au milieu de l’abdomen, contrairement à la vulve dont l’ouverture se situe à
proximité de l’anus.
d. MOYEN D’IDENTIFICATION
Si plusieurs jeunes sont apportés ensemble ou s’il s’agit d’un regroupement, il est nécessaire
d’individualiser chaque pensionnaire. Chez les jeunes mustélidés, le plus simple est d’effectuer des coupes
régulières et raisonnées de poils, différentes selon les individus.
3. CAS URGENTS
Pour les juvéniles de mustélidés, les cas urgents sont les mêmes que ceux présentés dans la
première partie.
3. ALIMENTATION
Il est essentiel de réaliser une fiche individuelle (Annexe 2) sur laquelle reporter l’heure des repas et la
quantité prise, mais aussi le poids (idéalement mesuré chaque jour au même moment de la journée, plutôt le
soir puisqu’il s’agit d’une espèce nocturne), ce qui permet de réaliser le suivi de la croissance du jeune
mustélidé. On doit constater une prise de poids régulière.
a. CHOIX DE L’ALIMENT
Comme pour tout animal sauvage recueilli, même sans signe de déshydratation évidente, un jeune
mustélidé doit être considéré à son arrivée comme étant déshydraté à 5 % et devrait donc recevoir une
réhydratation par voie sous-cutanée puis une réhydratation par voie orale servant de transition avec le lait
utilisé par la suite si l’animal n’est pas encore sevré. Plusieurs lacto-remplaceurs peuvent être utilisés : la
composition du lait de la fouine ou de la martre n’est pas disponible, néanmoins STOCKER (2005) rapporte la
composition de celui du furet (Mustela putorius furo), du vison (Mustela lutreola) et de l’hermine (Mustela
herminea) (Tableau 11) :
~ 127 ~
Tableau 11 : Composition moyenne du lait de différentes espèces et produits de substitution (STOCKER, 2005)
Type de lait (pour 100 g)
Matière sèche (g)
Protéines (g)
Lipides (g)
Lactose (g)
Furet
23,5
6
8
3,8
Vison
21,7
5,6
7,2
4,6
Hermine
23,5
6
8
3,8
Vache
13
3-3,5
3,5-4
4,5-5
Brebis
19
5,5-6
7-7,5
4,5-5
Chèvre
12,86
3,71
4,09
4,2
Fortol® (MSD Santé Animale)
14,3
8
5,3
5
Babycat milk® (Royal Canin)
97
32
37,8
18
Babycat milk® dilué de moitié
48,5
16
18,9
9
Esbilac® (Pet Ag)
97
32,2
41,7
15,3
Esbilac® dilué de moitié
48,5
16,1
20,85
7,65
Le lait de mustélidé est ainsi plus riche en matière sèche, en protéines et en lipides que le lait de
ruminants, mais plus pauvre en lactose, ce qui peut être une source de dysbiose : le lait de vache est donc
contre-indiqué. STOCKER (2005) préconise l’utilisation d’Esbilac®.
b. CHOIX DU MATÉRIEL D’ALIMENTATION
STOCKER (2005) préconise d’utiliser les kits fournis avec le lait maternisé pour chatons pour les
petites espèces telles que la belette et l’hermine, alors que des biberons pour chiots peuvent être utilisés pour
les autres espèces. Après chaque repas, tout le matériel doit être nettoyé a minima à l’eau très chaude et
régulièrement désinfecté.
c. FRÉQUENCE DES REPAS ET QUANTITÉ À DISTRIBUER
Tableau 12 : Fréquence des repas et quantité à distribuer (STOCKER, 2005)
Age
Fréquence
Quantité par repas
Remarques
< 5 semaines
4 ou 5 fois par jour
Ad libitum
15 mL par repas à 5 semaines d’âge
5. HABITAT ET HYGIÈNE
a. HABITAT
Lorsqu’ils sont très jeunes, les petits peuvent être placés dans une boîte en carton sous laquelle est
placée une bouillotte. La caisse doit être environ deux fois plus grande que la bouillotte pour créer un gradient
~ 128 ~
de température. Par la suite, les petits peuvent être placés dans une cage de chatterie : COMBET (2009)
préconise d’utiliser une litière de paille.
b. HYGIÈNE
La miction et la défécation peuvent être stimulées en massant la région ano-génitale via un tissu
imbibé d’eau tiède (JACQUES, 2008).
B- SUIVI DU JEUNE JUSQU’AU RELÂCHER
1. SEVRAGE
JACQUES & GUIRAUD (2008) préconisent de commencer le sevrage des jeunes fouines à partir de
la sixième semaine, néanmoins STOCKER (2005) indique qu’on peut le commencer avant même l’ouverture
des paupières. L’idéal est de débuter en leur faisant laper le lait dans une coupelle, puis on peut y ajouter
progressivement des croquettes pour furet de bonne qualité mixées, ce qui facilite la transition vers
l’alimentation carnée. Ensuite, on laisse des croquettes à disposition et on ajoute des souris coupées en
morceaux (celles-ci sont moins carencées en calcium que les poussins). COMBET (2009) préconise
également d’apporter divers fruits pour se rapprocher de la variété de leur régime alimentaire à l’état naturel.
Par la suite, on peut leur fournir des souris entières, voire même des rats. En parallèle, on diminue
progressivement la quantité de lait mise à disposition jusqu’à ne plus en donner du tout à l’âge de 10
semaines.
La qualité de la contention est essentielle chez les individus sevrés pour intervenir en sécurité : les
morsures sont très douloureuses et les gants en cuir sont parfois insuffisants. STOCKER (2005) préconise
l’utilisation d’un filet, ou d’un balai pour maîtriser la tête avant d’attraper l’animal par la peau du cou. Au
CEDAF, les fouines dont la contention est difficile sont attrapées avec une pince à chats. STOCKER (2005)
recommande également de museler l’animal avant tout examen.
2. PATHOLOGIES FRÉQUENTES
a. TROUBLES D’ORIGINE ALIMENTAIRE
 Anorexie
Elle n’est que peu décrite chez les jeunes fouines qui semblent accepter facilement le substitut de lait
maternel. En cas d’anorexie prolongée, il est préférable d’utiliser des réhydratants oraux tels que Biodiet® afin
d’assurer une meilleure transition avec le lait. Les deux premiers repas peuvent être entièrement constitués de
Biodiet®, puis 25 % de lait et 75 % de Biodiet®, puis 50-50 %, puis 25 % de Biodiet® avec 75 % de lait.
~ 129 ~
b.
MALADIES SYSTÉMIQUES
 Bronchopneumonie par fausse déglutition
Ce trouble est susceptible d’arriver lorsqu’on ne laisse pas au petit le temps d’avaler l’aliment à son
rythme et qu’il n’est pas tenu droit. Une dyspnée est alors notée avec respiration bouche ouverte, et un
claquement peut éventuellement être entendu à l’expiration.
STOCKER (2005) préconise l’administration d’amoxicilline injectable (Suramox® (Virbac)) à la dose
de 20 mg / kg deux fois par jour pendant au moins une semaine, ou d’un mélange de sulfaxodine et
triméthoprime (Septotryl® (Virbac)) à la dose de 15 à 30 mg / kg deux fois par jour par voie intra-musculaire
pendant au moins une semaine (CARPENTER, 2012). Le pronostic demeure réservé.
 Maladie aléoutienne
Cette maladie est due à un Parvovirus. La réalisation d’une quarantaine stricte des individus dès leur
admission, en particulier s’il s’agit de putois ou de visons, en association avec un test sérologique pour doser
les anticorps dirigés contre le parvovirus est formellement recommandée. Elle induit une fière récurrente, une
perte de poids, une parésie des postérieurs et la mort. Il n’y a pas de traitement spécifique (STOCKER, 2005).
c. PARASITISME
 Ectoparasites
Comme toutes les espèces sauvages, les petits mustélidés sont souvent porteurs de puces
(Ctenocephalides felis). CARPENTER (2012) indique que l’association imidaclopride et moxidectine
(Advocate® (Bayer Santé Animale)) peut être utilisée à la dose de 10 mg / kg d’imidaclopride chez les
mustélidés.
 Endoparasites
STOCKER (2005) rapporte que les individus peuvent être atteints par les ascaris habituellement
rencontrés chez les carnivores. Le traitement est réalisé à base d’ivermectine (Ivomec® (Merial Santé
Animale)) à la dose de 0,05 mg / kg.
d. CONTACTS AVEC L’HOMME ET CONSÉQUENCES COMPORTEMENTALES
Il faut penser à limiter au maximum tout contact, car ces animaux s’apprivoisent et se familiarisent à
l’Homme très facilement. En particulier, une seule personne devrait s’occuper des petits afin qu’ils continuent
à avoir peur de l’Homme. COOPER (2003) recommande de les élever en groupe idéalement, ou à défaut, de
les mettre au contact d’un furet sain voire d’un chaton pour encourager l’expression de comportements
normaux.
~ 130 ~
e. AUTRE TROUBLE
 Prédation
Les juvéniles de mustélidés sont fréquemment victimes de chats. Les morsures peuvent être traitées
via une injection d’amoxicilline (Suramox® (Virbac)) à la dose de 20 mg / kg deux fois par jour pendant au
moins une semaine.
3. RÉHABILITATION
a. PRÉPARATION AU RELÂCHER
Quinze jours après qu’ils ont commencé à manger seuls, MARTIN (1984) préconise de les placer en
volière extérieure. STOCKER (2005) rapporte que l’enclos doit être suffisamment haut et fermé par un plafond
pour éviter toute tentative de fuite, car ce sont de bons grimpeurs. Leur capacité à creuser aisément nécessite
en outre d’utiliser un sol bétonné ou d’enfoncer le grillage dans le sol. JACQUES (2008) préconise l’utilisation
d’une cabane en bois agrémentée d’étagères et d’un caisson doublé de laine de roche pour que le petit puisse
s’y reposer. Quinze jours plus tard, on peut commencer à « promener » la jeune fouine ou martre (Figure 51)
afin de lui faire prendre conscience de son environnement, comme elle le ferait avec sa mère.
Figure 51 : Jeune fouine promenée en laisse (FÜRST)
Pour pouvoir être relâché, un juvénile de mustélidé doit présenter les caractéristiques rapportées dans
la première partie par WALRAVEN (1994), auxquelles s’ajoute chez les mustélidés l’intégrité des glandes
anales qui, selon COOPER (2003), jouent un rôle important dans la communication. Si tous ces éléments sont
réunis, alors on peut envisager de relâcher l’individu.
b. CHOIX DU SITE ET DU MOMENT DU RELÂCHER
Idéalement, les fouines juvéniles devraient être relâchées à la fin de l’été ou au début de l’automne
puisqu’il s’agit de la période de dispersion des juvéniles. Les juvéniles de mustélidés devraient être relâchés
de préférence en milieu boisé.
~ 131 ~
c. MÉTHODES DE RELÂCHER
 Le « soft-release »
La solution idéale consiste à construire la volière de réhabilitation extérieure sur le site du relâcher,
dans laquelle les animaux resteront environ 1 mois et demi. Par la suite, la porte de la volière peut être
ouverte et la nourriture apportée de plus en plus épisodiquement, afin que les animaux puissent explorer
l’environnement en ayant un endroit identifié pour être une source d’alimentation en cas de besoin.
Dans leur étude, LANSZKI & al. (2010) ont recueilli une jeune fouine en avril, puis au cours de sa
réhabilitation, lui ont permis l’accès au jardin plusieurs heures par jour. L’été suivant, ayant atteint sa taille
adulte, elle passait de plus en plus de temps hors de la vue des auteurs, parfois en ne revenant pas de la nuit.
A la fin, elle ne revenait même plus chercher sa nourriture mais avait élu domicile dans le grenier des auteurs.
L’analyse de ses fèces a pu montrer que pendant l’automne et l’hiver qui a suivi, elle a consommé
principalement des aliments faciles d’accès, tels que les fruits (pommes, raisins et des prunes) mais aussi des
graines et des ordures ménagères. Elle consommait aussi beaucoup de petits rongeurs. Son régime était ainsi
un peu moins varié que les fouines sauvages, étant donné qu’elle ne consommait que peu d’oiseaux et
d’insectes. Néanmoins, sans avoir « appris » à chasser, elle a été capable de chasser des proies toute seule.
 Le « hard-release »
Ce type de relâcher est peu recommandé dès lors que l’animal est resté hospitalisé. Néanmoins si
l’animal est resté très peu de temps au centre de soins et qu’il s’agit de la méthode choisie, il faut le remettre
en liberté en veillant à ce que le transport soit le moins stressant possible (pas de long trajet, attention au
claquement des portières…) puis le déposer sur le site précis de la découverte (Figure 52).
Figure 52 : Relâcher d’une jeune fouine par la méthode du « hard-release » (photo personnelle)
STOCKER (2005) préconise d’effectuer le relâcher à l’endroit où le petit a été découvert, plutôt la nuit
étant donné leurs mœurs, en vérifiant bien que l’endroit est sûr et adapté. Pour la martre, il doit s’agir d’une
forêt. MARAN & al. (2009) ont réalisé une étude dans le cadre de réhabilitation du vison d’Europe qui est en
danger d’extinction, en réintroduisant une population élevée en captivité. Le relâcher est mis en œuvre via
~ 132 ~
cette technique, en réduisant auparavant tout contact avec l’homme et en s’assurant de leur capacité à nager.
Les résultats ont montré que les plus forts taux de mortalité ont été enregistrés durant les deux premiers mois,
les individus étant considérés comme adaptés à la vie sauvage après 1,5 mois. Les femelles étaient
visiblement davantage retrouvées mortes que les mâles, l’hypothèse retenue étant leur plus faible poids.
L’auteur préconise donc, en conclusion, de réaliser un soft-release en gardant les animaux dans un enclos de
relâcher pendant cette période.
~ 133 ~
Figure 53 : Schéma bilan de la prise en charge d’un juvénile de fouine (figure personnelle)
Ouverture des
brun
paupières
(yeux bleus)
Yeux
noirs
Carton avec papier absorbant et bouillotte
Cage pour chat
Stimulation des mictions et défécations
Gamelles à disposition
Bavette blanche
Volière extérieure
Lait à disposition
Croquettes mixées diluées
Souris coupées puis souris entières
4 à 5 fois par jour ad libitum
~ 134 ~
« SOFT-RELEASE »
Pelage
CHAPITRE 5
BLAIREAU EUROPÉEN (MELES MELES)
~ 135 ~
~ 136 ~
I- BIOLOGIE DU BLAIREAU EUROPÉEN
A- PARTICULARITÉS D’ESPÈCE
Le blaireau européen (Meles meles) est le représentant le plus imposant de la famille des mustélidés
en Europe. Il a une morphologie caractéristique qui le rend difficile à confondre avec une autre espèce : trapu,
avec des membres courts et une petite tête, la longueur totale de corps d’un adulte varie entre 60 et 90 cm du
bout du museau jusqu’à la base de la queue (DO LINH SAN, 2006), pour une hauteur au garrot de 30 cm
environ. Le poids d’un individu adulte oscille entre 6 et 18 kg, un pic étant atteint à l’automne par accumulation
de graisse avant l’hiver, puis il perd en moyenne la moitié de son poids entre la fin de l’automne et le
printemps. Sa fourrure, dans des tons allant du noir au blanc, présente un masque caractéristique (Figure 54).
Il est plantigrade.
Figure 54 : Blaireau femelle recueillie au CEDAF (COMBET, 2009)
En France, d’après DO LINH SAN (2006), c’est la sous-espèce Meles meles meles qu’on retrouve
principalement, avec potentiellement M. m. marianensis dans le sud de la France. On peut l’observer partout
sauf en Corse et dans les îles de l’Atlantique. On estime en général la population française à 150 000
individus, mais d’après la fédération nationale des chasseurs ce chiffre serait sous-estimé et s’élèverait plutôt
au-dessus de 200 000 individus.
Selon l’arrêté du 26 juin 1987, en France, il s’agit d’une espèce de gibier dont la chasse est autorisée.
D’après l’UICN, son statut de conservation est de préoccupation mineure. Ils représentent 1,1 % des
mammifères terrestres reçus dans les centres de soins (CAVIGNAUX & JALLU, 2008).
~ 137 ~
B- RYTHME DE VIE ET HABITAT
1. RYTHME DE VIE
a. ANNUEL
Figure 55 : Rythme annuel du blaireau (DO LINH SAN, 2006)
MISE-BAS
J
F
REPRODUCTION
M
A
M
J
J
A
GESTATION
S
O
N
D
Là encore, l’activité annuelle des blaireaux est rythmée par la reproduction (Figure 55). DO LINH SAN
(2006) rapporte que les blaireaux peuvent s’accoupler toute l’année, néanmoins le phénomène d’ovoimplantation différée permet de synchroniser les gestations et les mises-bas se concentrent au mois de février.
b. JOURNALIER
C’est au cours de la nuit que les sorties du terrier sont les plus fréquentes et les plus longues, ce qui
fait du blaireau européen un animal principalement nocturne. Deux tiers de la photopériode est ainsi consacré
au repos, le reste du temps correspondant aux interactions sociales. Ces constatations sont toutefois à
moduler suivant la saison, le blaireau réduisant considérablement ses sorties par temps froid, et donc
notamment l’hiver, où il connaît une réduction modérée de son métabolisme avec une baisse de température
corporelle de 2 à 3°C, mais sans entrer en hibernation.
2. HABITAT ET MODE DE REGROUPEMENT
Le blaireau européen est un animal vivant dans un terrier, de préférence situé dans une zone boisée
(même s’il possède une grande faculté d’adaptation), ce qui lui permet de le quitter et de le regagner de
manière discrète tout au long de l’année. Ces terriers sont principalement construits dans un sol de terre fine à
texture sableuse et/ou limoneuse, les galeries étant creusées sous des racines d’arbre ou des rochers pour
éviter les risques d’effondrement. La plupart d’entre eux sont situés sur des terrains en pente (Figure 56), ce
qui facilite le drainage de l’eau et l’évacuation des déblais lors du creusement. Plusieurs types de terriers sont
~ 138 ~
construits, en fonction de leur utilisation permanente ou non, et comportent en général un nombre assez élevé
d’entrées (jusqu’à plusieurs dizaines) masquées par des cônes de déblais. Chaque unité sociale ne comporte
qu’un terrier principal avec éventuellement un terrier annexe. Ceux-ci sont parfois partagés avec les renards
de manière pacifique.
Figure 56 : Terrier de blaireau situé sur une pente (DO LINH SAN, 2006)
Concernant la structure sociale, on retrouve fréquemment des groupes de 5 à 12 individus, en général
multi-mâles multi-femelles (avec une prédominance des femelles) avec des jeunes lorsque l’habitat est riche
et la densité de population grande. D’après DO LINH SAN (2006) cependant, la structure sociale de base
chez le blaireau serait a priori la vie solitaire, avec un comportement de marquage (via les glandes odorantes
situées dans sa poche sous-caudale) notable en février et mars.
C- RÉGIME ALIMENTAIRE EN MILIEU NATUREL
Le blaireau est omnivore : sa morphologie n’étant pas adaptée à la poursuite des proies, il se rabat
donc sur des animaux ne se déplaçant pas rapidement et complète son régime par un grand nombre de
végétaux. La source alimentaire principale est représentée par les vers de terre (Figure 57) : ils sont présents
dans la grande majorité des fèces et constituent une proportion très importante du régime alimentaire surtout
au printemps (DO LINH SAN, 2006).
Lorsque les lombricidés sont inaccessibles ou lorsque des ressources sont plus facilement
accessibles et ponctuellement abondantes, les blaireaux les remplacent par des insectes (coléoptères,
~ 139 ~
hyménoptères, orthoptères principalement) au printemps et en été, du maïs surtout en fin d’été et automne (ce
qui leur permet de reconstituer les réserves énergétiques nécessaires), d’autres céréales l’été, des fruits
divers suivant les périodes de production, des micromammifères (dans des proportions toujours modestes
puisque c’est un médiocre chasseur) évoluant dans les terriers l’hiver, et en France, un nombre non
négligeable d’amphibiens.
Figure 57 : Régime alimentaire annuel en France (DO LINH SAN, 2006)
Les hérissons (Erinaceus europaeus) ne sont que très rarement consommés, tout comme les
mollusques, les reptiles et les oiseaux. Le fouissement du sol le pousse parfois à découvrir puis à consommer
des tubercules, des bulbes et des champignons. En milieu urbain, on peut le voir exploiter des produits
maraîchers et des ordures ménagères. Certaines études signalent même qu’il peut être charognard à
l’occasion.
Selon HENRY (1983), la ration quotidienne nécessaire aux blaireaux vivant en milieu forestier varie
entre 400 et 650 g suivant la période de l’année, avec une ration plus réduite durant la période froide.
D- REPRODUCTION ET COMPORTEMENT PARENTAL
1. APPAREILS REPRODUCTEURS
Chez le mâle, les testicules sont extra-abdominaux (Figure 58) et d’une taille à peu près constante
tout au long de l’année (DO LINH SAN, 2006). Il dispose d’un os pénien.
Chez la femelle, l’utérus est bipartite. La placentation endothélio-choriale est zonaire : ainsi, 5 à 10 %
des anticorps maternels traversent la barrière placentaire, ce qui implique que la prise de colostrum sera très
importante. Elle possède trois paires de mamelles (deux abdominales et une inguinale).
~ 140 ~
Figure 58 : Organes génitaux externes : mâle à gauche, femelle à droite (DO LINH SAN, 2006)
2. ŒSTRUS ET ACCOUPLEMENT
L’œstrus est induit par le coït et s’étale sur 4 à 6 jours (MONTAGNER, 1989). Plusieurs coïts (réalisés
à l’extérieur du terrier), de 10 à 90 min en moyenne, sont nécessaires pour obtenir une fécondation. En
pratique, lorsqu’un groupe de blaireaux est constitué, plusieurs couples sont reproducteurs et bien souvent les
accouplements s’effectuent entre membres de groupes différents.
Les blaireaux peuvent s’accoupler toute l’année mais trois pics d’activité sexuelle sont notés : de mijanvier à mi-mars (où les femelles matures de deux ans et plus connaissent leur période d’ovulation principale,
correspondant éventuellement à un œstrus post-partum), de mars à mai (où les jeunes femelles qui atteignent
la maturité sexuelle connaissent leur premier œstrus) et enfin de juillet à octobre s’étale une dernière période
de reproduction nettement moins intense pour les premières ovulations tardives, les femelles matures ayant
perdu leurs blastocystes ou les blairelles fécondées en début d’année qui connaissent un deuxième œstrus.
Les femelles présentent ainsi une polyœstrie, ce qui implique que les blaireautins d’une même portée
peuvent avoir été conçus par différents mâles à des dates différentes.
3. GESTATION ET MISE-BAS
Les accouplements s’étalant tout au long de l’année, on pourrait s’attendre à des naissances étalées,
mais elles restent synchronisées grâce au phénomène d’ovo-implantation différée : une fois les zygotes
arrivés au stade de blastocystes, ceux-ci suspendent leur développement et demeurent libres dans l’utérus
durant un à onze mois suivant la date d’accouplement. Puis ils s’implantent dans la muqueuse utérine le plus
souvent entre mi-décembre et mi-janvier et la mise-bas a lieu en moyenne 45 jours plus tard. La nidation est
~ 141 ~
en effet déclenchée par l’allongement de la durée de la nuit et l’abaissement progressif de la température
moyenne de l’été à l’hiver. Durant la véritable gestation, la femelle prépare une chambre de mise bas dans le
terrier principal et renouvelle la litière afin qu’elle soit sèche et propre.
Les femelles mettent bas une seule portée par an comportant dans la majeure partie des cas deux à
trois blaireautins, et plus rarement quatre, principalement en février.
4. CROISSANCE DES JEUNES
A la naissance, les blaireautins pèsent entre 75 et 132 g suivant le nombre de jeunes dans la portée.
Ils mesurent 18 cm au maximum (DUFAURE, 1982). Cette espèce étant nidicole, les petits naissent aveugles
et sourds et leur léger duvet soyeux de poils grisâtres et blancs ne leur permet pas de réguler leur température
corporelle : en restant constamment auprès d’eux, la mère maintient une température au nid entre 18 et 20°C.
Avant chaque tétée, la mère stimule la miction et l’émission des fèces en léchant la zone ano-génitale des
petits. Le masque facial devient reconnaissable au bout de quelques jours. A deux semaines, fin février, le
pelage devient beaucoup plus dense et commence à s’obscurcir. Les premières dents de lait apparaissent
entre 4 et 6 semaines, moment à partir duquel la mère régurgite de la nourriture à leur intention. A cette
période également les yeux s’ouvrent et les pavillons des oreilles se décollent. Les bandes noires et blanches
sur la tête deviennent bien visibles. Pendant ce temps, le mâle reste au terrier lorsque la femelle en sort pour
se nourrir, mais les petits peuvent aussi être gardés par des femelles subordonnées.
Entre deux et trois mois, de mi-avril à mi-mai, s’effectuent les premières sorties en surface en
compagnie de leur mère. A partir de cette période, le mâle n’a plus aucun rôle dans l’éducation des jeunes. A
4 mois, mi-juin, les jeunes sont sevrés et possèdent leur dentition définitive fonctionnelle. Ils ne suivent plus
systématiquement leur mère pendant les sorties nocturnes. A la fin de leur premier automne, les jeunes ont
pratiquement atteint la taille adulte.
5. DISPERSION ET MATURITÉ SEXUELLE
Les mâles atteignent la maturité sexuelle en moyenne entre 12 et 15 mois, alors que les femelles sont
nubiles en moyenne entre 13 et 14 mois.
Les mâles se dispersent seuls, tandis que les femelles le font en coalition de deux à trois individus.
~ 142 ~
II- PRISE EN CHARGE DU JEUNE BLAIREAU DANS UN CENTRE DE SOINS
À NOTER :
III-
Dans ce chapitre ne seront abordées que les particularités de la prise en charge spécifique des
juvéniles de blaireau européen. Afin de compléter vos connaissances, il est conseillé de se reporter à la
première partie sur la prise en charge générale d’un juvénile de mammifère.
A- GESTION IMMÉDIATE DU JEUNE À SON ARRIVÉE
1. ENTRETIEN TÉLÉPHONIQUE PRÉALABLE
Comme pour tout animal sauvage, la première question à se poser consiste à déterminer si le juvénile
de blaireau est en détresse ou non. Hormis les signes de détresse généraux rapportés dans la première
partie, un individu errant seul en plein jour est bien souvent en détresse puisqu’il s’agit d’un animal nocturne.
La grande majorité des blaireautins recueillis le sont à l’âge de 8 à 10 semaines, ce qui correspond aux
premières sorties hors du terrier avec leur mère : ils peuvent s’être perdus, ou leur mère peut avoir été tuée.
Néanmoins, il est primordial de conseiller au découvreur de vérifier si la mère n’est pas loin de manière à
replacer le petit, dont l’état général a été évalué, directement sur le lieu de découverte.
La diagnose d’espèce n’est pas essentielle à ce stade, l’important est de faire comprendre au
découvreur qu’il s’agit d’un juvénile de mustélidé et qu’il peut potentiellement entraîner des blessures par
morsure. La discussion téléphonique est très utile pour conseiller sur la contention si l’animal doit être pris en
charge : l’idéal est de l’attraper avec des gants ou une serviette en plaçant ses mains en coupe pour éviter de
lui faire peur. Pour le transport, une boîte de transport pour chat ou chien suivant l’âge de l’animal peut être
utilisée. S’il s’agit d’individus très jeunes, il faut placer des bouillotes à proximité de l’animal pour éviter toute
hypothermie.
2. ACCUEIL DE L’ANIMAL
a. ACCUEIL GÉNÉRAL
Une fois le découvreur arrivé au centre de soins, les informations générales répertoriées dans la
première partie sont à recueillir. Puis, un examen clinique le plus complet possible doit être réalisé de manière
à orienter la conduite à tenir entre remise en nature immédiate si possible, euthanasie immédiate ou prise en
charge au centre de soins.
L’heure de la découverte est un élément particulièrement intéressant en termes de pronostic car un
animal errant en plein jour est probablement débilité, et bien souvent fortement parasité par les mouches.
~ 143 ~
b. DIAGNOSE DE L’ÂGE
Une diagnose de l’âge est indispensable puisqu’elle conditionnera l’alimentation et les soins à
apporter au jeune animal. La pesée est un élément objectif à prendre en compte absolument, néanmoins elle
ne permet pas à elle seule une diagnose d’âge fiable : en effet, un individu fortement dénutri peut alors
paraître plus jeune qu’il n’est réellement. Elle est à combiner avec les caractéristiques anatomiques et
physiologiques rapportées dans le Tableau 13.
Tableau 13 : Diagnose d’âge des blaireautins (DO LINH SAN, 2006)
Période de l’année
Poids
Caractéristiques
Âge
Duvet discret, éventuellement le masque facial présent, yeux et oreilles
fermés, 20 cm de long au maximum
Figure 59 : Nouveau-né blaireautin (DO LINH SAN, 2006)
Février
Quelques
75 - 132 g
jours
Pelage beaucoup plus dense commençant à s’obscurcir
Figure 60 : Blaireautin âgé de deux semaines (DO LINH SAN, 2006)
Fin février
2 semaines
Premières dents de lait, ouverture des yeux et décollement des
pavillons auriculaires, bandes noires et blanches bien visibles
Figure 61 : Blaireautin âgé d’un mois (DO LINH SAN, 2006)
Mars
1 kg
Mi-avril à mi-mai
2.5 - 3.5 kg
Mi-juin
Automne
12 kg
4à6
semaines
Premières sorties
2 à 3 mois
Dentition définitive fonctionnelle. SEVRAGE
4 mois
Taille adulte
8 mois
~ 144 ~
c. DIAGNOSE DU SEXE
La diagnose du sexe est permise par la présence d’un os pénien chez le mâle. En outre, le fourreau
s’ouvre vers le milieu de l’abdomen, contrairement à la vulve qui se situe à proximité de l’anus.
d. MOYEN D’IDENTIFICATION
Si plusieurs jeunes sont apportés ensemble ou s’il s’agit d’un regroupement, il est nécessaire
d’individualiser chaque pensionnaire. Chez les jeunes blaireaux, le plus simple est d’effectuer des coupes
régulières et raisonnées de poils, différentes selon les individus.
3. CAS URGENTS
Les cas urgents sont les mêmes que ceux présentés dans la première partie.
3. ALIMENTATION
Il est essentiel de réaliser une fiche individuelle (Annexe 2) sur laquelle reporter l’heure des repas et la
quantité prise, mais aussi le poids (idéalement mesuré chaque jour au même moment de la journée, plutôt le
matin avant le premier repas), ce qui permet de réaliser le suivi de la croissance du blaireautin. On doit
constater une prise de poids régulière.
a. CHOIX DE L’ALIMENT
Comme pour tout animal sauvage recueilli, même sans signe de déshydratation évidente, un
blaireautin doit être considéré à son arrivée comme étant déshydraté à 5 % et devrait donc recevoir une
réhydratation par voie sous-cutanée puis une réhydratation par voie orale servant de transition avec le lait
utilisé par la suite si l’animal n’est pas encore sevré. Plusieurs lacto-remplaceurs peuvent être utilisés
(Tableau 14).
Tableau 14 : Composition moyenne du lait de différentes espèces et produits de substitution (STOCKER, 2005)
Type de lait (pour 100 g)
Matière sèche (g)
Protéines (g)
Lipides (g)
Lactose (g)
Blaireau
18.6
7,2
6,3
3,5
Vache
13
3-3,5
3,5-4
4,5-5
Brebis
19
5,5-6
7-7,5
4,5-5
Chèvre
12,86
3,71
4,09
4,2
Fortol® (MSD Santé Animale)
14,3
8
5,3
5
Babycat milk® (Royal Canin)
97
32
37,8
18
Babycat milk® dilué de moitié
48,5
16
18,9
9
Esbilac® (Pet Ag)
97
32,2
41,7
15,3
Esbilac® dilué de moitié
48,5
16,1
20,85
7,65
~ 145 ~
Le lait Esbilac® est considéré comme étant le meilleur compromis, sinon, on peut avoir recours à du
lait pour chaton ou de chèvre. Par contre le lait de vache n’est pas recommandé. Le SWWR (2003) conseille
d’ajouter quelques gouttes de vitamines au premier biberon de la journée.
b. CHOIX DU MATÉRIEL D’ALIMENTATION
Si l’animal pèse moins de 400 g, il est préférable d’utiliser une seringue de 1 mL avec une tétine pour
nouveau-nés placée à l’extrémité (kit pour chatons), car plus la seringue est grosse, plus la force de succion à
apporter est élevée, ce qui fatigue le blaireautin avant qu’il ait fini de boire sa ration (SWWR, 2003).
L’inconvénient dans ce cas est qu’il faut la remplir très souvent. Au-delà de ce poids, on peut utiliser des
seringues plus grosses voire des biberons (kit pour chiots).
Les blaireautins s’habituent à la taille de la tétine, donc il faut éviter d’en changer sous peine de
risquer de les voir refuser de s’alimenter. Si elle est trop usée, il est conseillé de la ramollir en la plaçant dans
de l’eau bouillante avant le premier repas.
De manière physiologique, au cours des repas, les petits massent les mamelles de la mère pour faire
monter le lait. En élevage à la main, il est en général bien plus facile de les nourrir lorsqu’ils sont en position
plutôt verticale, leurs antérieurs agrippés à un support (Figure 62). Il ne faut pas hésiter à leur masser
doucement le dos en fin de repas pour faire ressortir l’air qu’ils avalent au cours du repas.
Figure 62 : Position du blaireautin au cours du nourrissage (PLASS, 2002)
c. FRÉQUENCE DES REPAS ET QUANTITÉ À DISTRIBUER
Tableau 15 : Fréquence des repas et quantité à distribuer (SWWR, 2003)
Age
< 2 jours
Poids > 500g
Fréquence
Quantité par repas
Toutes les heures
Ad libitum
Toutes les 3h
Ad libitum
15 mL par repas environ
Toutes les 6 h
Ad libitum
Jusqu’à 100 mL par repas à partir d’un kg
~ 146 ~
Remarques
5. HABITAT ET HYGIÈNE
a. HABITAT
Comme précisé plus haut, les blaireautins souffrant généralement de froid, la première priorité est de
les placer à la chaleur avec de préférence une bouillotte. On peut installer le blaireautin dans un carton, de
taille suffisante pour qu’il puisse se positionner comme il le souhaite, mais aussi pour qu’un gradient de
température soit possible par rapport à la source de chaleur et qu’il puisse choisir la température qui lui
convient. Pour éviter les pertes de chaleur, on peut y ajouter des serviettes, du journal froissé (facile à
changer) ou mieux des couvertures en polaire (qui permettent à l’humidité des déjections de passer au travers
et de garder le jeune au sec). Le blaireautin doit être gardé à 35°C s’il n’a encore que du duvet, à 32°C tant
que ses yeux sont fermés, et à 30°C une fois les yeux ouverts.
b. HYGIÈNE
L’émission d’urine ou de fèces doit être enregistrée quotidiennement sur la fiche de suivi des repas
car il est en effet souvent nécessaire de les stimuler juste avant (en frottant légèrement, à l’aide d’un essuietout mouillé d’eau tiède, la zone ano-génitale) pour qu’ils boivent par la suite. Les fèces normales sont marron
foncées, mais avec les repas constitués de lait seuls, elles peuvent devenir molles et jaunes. En général, la
stimulation provoque la vidange des glandes anales de manière physiologique. Lorsqu’ils sont plus âgés, il est
inutile de placer une litière car ils mettent du sable partout en essayant de creuser : utiliser de préférence du
journal froissé.
B- SUIVI DU JEUNE JUSQU’AU RELÂCHER
1. SEVRAGE
En général à partir du mois d’avril, soit entre 8 et 10 semaines, les blaireautins commencent à
s’intéresser à la nourriture solide. Il faut veiller à bien noter sur la fiche de suivi les quantités consommées et si
les animaux sont regroupés, ils doivent être pesés régulièrement (un jour sur deux par exemple pour diminuer
progressivement les contacts) pour être sûr qu’ils aient tous accès à la nourriture. Dans un premier temps, on
peut leur proposer de la nourriture pour chiot, de la viande hachée, voire des poussins. Les aliments doivent
être proposés de préférence le soir et en cas de refus, il peut ne s’agir que d’un manque d’appétence et il faut
~ 147 ~
essayer autre chose. Pendant ce temps, la fréquence des repas lactés doit être diminuée progressivement
jusqu’à arriver à deux par jour vers 12 semaines d’âge.
Si les animaux sont recueillis au mois de juin, ils sont a priori déjà sevrés et on peut directement leur
proposer de la nourriture solide uniquement, sauf si l’animal est dénutri ou malade, auquel cas les repas
lactés peuvent permettre de mieux contrôler sa prise de nourriture. A cet âge, ils commencent à établir la
hiérarchie entre eux et peuvent donc devenir agressifs et mordre. La contention est donc très importante et il
ne faut pas hésiter à utiliser un lasso pour chiens car leurs dents transpercent les gants.
2. PATHOLOGIES FRÉQUENTES
a. TROUBLES D’ORIGINE ALIMENTAIRE
 Anorexie
Lorsque le blaireautin refuse de s’alimenter, on peut lui proposer de l’a/d. En cas d’anorexie
prolongée, il est préférable d’utiliser des réhydratants oraux tels que Biodiet® afin d’assurer une meilleure
transition avec le lait. Les deux premiers repas peuvent être entièrement constitués de Biodiet®, puis 25 % de
lait et 75 % de Biodiet®, puis 50-50 %, puis 25 % de Biodiet® avec 75 % de lait.
 Constipation
Une constipation peut être observée chez les très jeunes blaireaux. Dans ce cas, le SWWR (2003)
préconise d’ajouter un peu de sucre dans le repas pour ses propriétés laxatives et de diluer légèrement le lait.
 Diarrhée
Si l’animal n’est pas sevré, le SWWR (2003) recommande de remplacer les repas lactés par un
réhydratant oral (Biodiet®) pendant 24 h, puis de réaliser une transition avec le lait à raison de 50 % de lait et
50 % de réhydratant le lendemain avant de repasser à du lait seul deux jours plus tard. Sur les petits sevrés,
on peut fluidifier le régime en association avec une réhydratation orale.
b.
MALADIES SYSTÉMIQUES
 Alopécie
L’étiologie de l’alopécie n’est pas complètement expliquée. On suspecte le stress plutôt qu’une origine
alimentaire, car des cas d’alopécie complète, sans modification du régime mais avec changement
d’environnement, sont décrits.
~ 148 ~
Le SWWR (2003) rapporte que le problème se résout spontanément en général. On prendra garde
dans ce cas aux risques d’hypothermie accrus ainsi qu’aux risques de brûlures par les bouillottes ou les
lampes infra-rouges.
 Bronchopneumonie par fausse déglutition
Ce trouble est susceptible d’arriver lorsqu’on ne laisse pas au petit le temps d’avaler l’aliment à son
rythme et qu’il n’est pas tenu droit. Une dyspnée intense d’apparition brutale est alors notée avec respiration
bouche ouverte, et un claquement peut éventuellement être entendu à l’expiration.
STOCKER (2005) préconise l’administration d’amoxicilline injectable (Suramox® (Virbac)) à la dose
de 20 mg / kg deux fois par jour pendant au moins une semaine, ou d’un mélange de sulfadoxine et
triméthoprime (Septotryl® (Vetoquinol)) à la dose de 15 à 30 mg / kg deux fois par jour par voie intramusculaire pendant au moins une semaine (CARPENTER, 2012). Le pronostic demeure réservé.
 Autres maladies systémiques
Une vaccination contre la parvovirose et la maladie de Carré, via des vaccins inactivés, peut-être
envisagée.
c. PARASITISME
D’après le SWWR (2003), on peut réaliser un déparasitage systématique à l’arrivée par retrait des
tiques au tire-tique et en utilisant du fipronil (Frontline® (Merial)) en spray, actif contre les puces et les tiques,
et ce dès deux jours d’âge.
d. CONTACTS AVEC L’HOMME ET CONSÉQUENCES COMPORTEMENTALES
De préférence, il faut placer les blaireautins le plus tôt possible en groupe étant donné le caractère
social de cette espèce et le fait qu’ils seront souvent gardés un long moment avant le relâcher. Si le blaireautin
est seul, il aura besoin d’un contact humain (avec une seule personne pour éviter une trop forte habituation à
l’Homme, et jusqu’au mois d’août au grand maximum) et il est recommandé d’ajouter une peluche ou
d’entourer la bouillotte d’une serviette pour lui servir de « compagnie » quand le soigneur qui s’occupe de lui
n’est pas là.
~ 149 ~
e. AUTRE TROUBLE
 Plaies de morsure
Il s’agit de morsures le plus souvent provoquées par des mises en contact entre animaux d’âge
différents.
Le SWWR (2003) recommande de « flusher » les plaies à l’aide d’une solution antiseptique diluée,
préférentiellement de la chlorhexidine (Hibitan®) ou de la povidone iodée (Vétédine® (Vétoquinol)). Une
antibiothérapie est alors préconisée.
3. RÉHABILITATION
a. PRÉPARATION AU RELÂCHER
Pour pouvoir être relâché, un blaireautin doit présenter les caractéristiques rapportées dans la
première partie par WALRAVEN (1994).
b. CHOIX DU SITE ET DU MOMENT DU RELÂCHER
L’idéal est de relâcher les blaireautins au crépuscule, au début de l’automne, au moment où les
individus se dispersent. Le site du relâcher doit être situé dans une zone boisée.
c. MÉTHODES DE RELÂCHER
 Le « soft-release »
Le SWWR (2003) rapporte que cette méthode est plus avantageuse dans le cas des animaux élevés
à la main, car elle leur permet de s’habituer à leur environnement et à la recherche de nourriture, tout en étant
sûr au départ qu’ils pourront se nourrir via la nourriture apportée par l’humain.
1) Mai : Il faut idéalement commencer par constituer un groupe de 5 à 12 petits, avec un peu plus de
femelles que de mâles, comme dans les conditions de vie normales, de préférence vers 3-4 mois
d’âge. Réaliser un groupe avec des animaux d’âge divers peut avoir des avantages comme des
inconvénients : d’un côté les adultes peuvent servir de « mentors » aux plus jeunes, mais de
l’autre les mâles adultes peuvent attaquer les plus petits. On place le groupe dans un enclos
(idéalement de 30 m²) loin de toute activité humaine, en limitant au maximum le contact humain,
ce qui permet de consolider le groupe social. Ils peuvent ainsi commencer à creuser un terrier. La
nourriture est apportée au crépuscule, de manière irrégulière, en l’éparpillant sous des pierres
pour éviter qu’elle ne soit consommée par les oiseaux ou les rongeurs.
2) Juin : On peut commencer à les « promener » hors de l’enclos la nuit, comme le ferait la mère.
~ 150 ~
3) Juillet : On les laisse sortir la nuit comme bon leur semble en fabriquant une ouverture dans
l’enclos à 60 cm de hauteur avec une rampe faite de planches qui y conduit, ce qui dissuade les
blaireaux sauvages de rentrer mais qui peut être enseignée aux blaireautins réhabilités.
4) Mi-août : Lorsque les petits commencent à tester l’enclos et essaient de s’en échapper, le temps
du relâcher est venu. Il faut d’abord trouver un lieu loin des routes, et sans blaireaux, et connaître
la raison de leur absence (manque de nourriture ?). Au mieux un terrier abandonné y est présent,
sinon on peut en aménager un artificiel. L’emménagement sur le site a lieu de préférence à la fin
de l’été. En général, ils se nourrissent seuls à partir de ce moment.
5) Automne : L’activité des animaux commençant à diminuer, on peut effectuer le relâcher complet,
ce qui permet d’éviter que des animaux d’autres groupes viennent errer sur les lieux et venir
perturber le groupe réhabilité. On peut continuer à leur apporter de la nourriture de temps à
autres, jusqu’à ce qu’elle ne soit plus consommée (en général vers un an d’âge, fin d’hiver / début
du printemps suivant).
 Le « hard-release »
Ce type de relâcher est peu recommandé chez les juvéniles de mammifères qui sont généralement
hospitalisés durant une assez longue période. Néanmoins si l’animal est resté très peu de temps au centre de
soins et qu’il s’agit de la méthode choisie, il faut le remettre en liberté au crépuscule en veillant à ce que le
transport soit le moins stressant possible (pas de long trajet, attention au claquement des portières…) puis le
déposer dans un nid de feuillage, dans un abri protégé, sur le site de la découverte.
~ 151 ~
Figure 63 : Schéma bilan de la prise en charge d’un blaireautin (figure personnelle)
Nid (papier absorbant)
et bouillottes
Cage pour chien
Stimulation des
Chauffée à 30°C
Enclos extérieur
mictions / défécations
« SOFT
RELEASE »
Arrêt
6 fois / jour
4 fois / jour
2 fois / jour
Ad libitum
Ad libitum
Ad libitum
du lait
Alimentation solide à disposition
~ 152 ~
CHAPITRE 6
CHEVREUIL (CAPREOLUS CAPREOLUS) ET AUTRES CERVIDÉS
~ 153 ~
~ 154 ~
I- BIOLOGIE DU CHEVREUIL ET DU CERF ÉLAPHE
A- PRÉSENTATION DE L’ESPÈCE
Les cervidés les plus communs en Europe sont le cerf élaphe (Cervus elaphus) et le chevreuil
(Capreolus capreolus). Le daim (Dama dama) ainsi que le cerf Sika (Cervus nippon) sont des espèces
introduites avant le Moyen-Âge que l’on ne trouve plus que rarement à l’état sauvage en France.
Les cervidés sont des artiodactyles ruminants portant des bois.
Chez le chevreuil, seul le mâle exhibe des bois de petite taille, ce qui facilite la diagnose du sexe. Hormis les
bois lorsqu’ils sont portés, mâle et femelles sont similaires sur le plan morphologique: BOISAUBERT (1988)
les décrit comme faisant 60 à 80 cm au garrot pour une longueur d’un mètre à 1,25 m. Ils pèsent en moyenne
entre 20 et 25 kg, mais suivant l’abondance des richesses naturelles et de la densité de population, on
retrouve des extrêmes allant de 18 à 36 kg. Ils arborent une robe rousse (Figure 64).
Figure 64 : Chevreuil mâle adulte (ONCFS)
Les bois s’implantent sur l’os frontal, qui présente deux apophyses (ou pivots) sur lesquelles ils se
développent. La partie la plus proximale du bois est formée du merrain (Figure 65), généralement recouvert
d’excroissances diverses (les pierrures). Puis il se ramifie aux 2/3 de sa hauteur pour former les andouillers, le
premier partant vers l’avant, le second vers l’arrière (fourche) se terminant par une pointe dressée vers le
haut.
Figure 65: Bois de chevreuil mâle adulte (photo personnelle)
Fourche
Premier andouiller
Merrain avec pierrures
~ 155 ~
Chez le cerf élaphe, les mâles sont plus grands et plus lourds que les femelles : FICHANT (2003) rapporte
qu’ils mesurent environ 1,15 m au garrot (contre 1 m chez les femelles) pour 1,15 m de longueur, avec un
poids moyen de 130 à 300 kg pour les mâles et 90 à 140 kg pour les femelles (Figure 66).
Figure 66 : Cerf (à gauche) et biche (à droite) de cerf élaphe (photos personnelles)
Là encore, seuls les mâles portent des bois, mais leur structure est beaucoup plus complexe que chez le
chevreuil. Lors de la première tête, la première année où ils produisent des bois, seules des dagues pouvant
éventuellement porter des andouillers sont présentes, expliquant la dénomination de « daguet » conférée à ce
jeune mâle. Ce n’est qu’à la deuxième tête que se forment les merrains, qui se ramifient bien davantage que
chez le chevreuil (Figure 67).
Figure 67 : Bois de cerf élaphe mâle adulte (Parc animalier de Sainte-Croix)
Le chevreuil est largement présent en France, excepté en Corse. Dans la partie méridionale, il se
localise principalement dans les massifs montagneux jusqu’à la limite supérieure de la forêt, l’enneigement
~ 156 ~
constituant un frein à son extension. Le cerf élaphe est présent dans tous les grands massifs forestiers, en
moyenne montagne également voire parfois même en haute montagne (Savoie).
Selon l’arrêté du 26 juin 1987, en France, le chevreuil, le cerf élaphe, le cerf sika et le daim sont
considérés comme des espèces de gibier dont la chasse est autorisée. D’après l’UICN, leur statut de
conservation est de préoccupation mineure. Le chevreuil est le principal cervidé rencontré en centre de soins
(avec le cerf élaphe) et représente 11,3 % des mammifères terrestres reçus (CAVIGNAUX & JALLU (2008)).
Nous étudierons donc le chevreuil et le cerf élaphe.
B- HABITAT ET RYTHME DE VIE
1. HABITAT ET MODE DE REGROUPEMENT
Les chevreuils vivent principalement dans les massifs forestiers de feuillus exploités par l’homme,
dont le renouvellement fréquent et régulier assure la ressource alimentaire, mais parfois aussi aux lisières
forêt-culture (BOISAUBERT, 1988). Dans la Somme et l’Aisne, on a identifié une population de chevreuils dits
de plaine qui constituent des groupes importants en automne et en hiver, par juxtaposition de plusieurs
familles mère-jeunes associées à un ou plusieurs mâles. Dans la nature, le chevreuil exploiterait un territoire
de 10 à 20 hectares environ (KOSSAK, 1981). Leurs prédateurs naturels sont le chien (Canis lupus familiaris),
le lynx boréal, le loup, et peut être le renard, ces derniers ne pouvant s’attaquer qu’à de jeunes chevreuils
sans doute très difficiles à capturer.
Différents types d’association (BOISAUBERT, 1988) existent : les chevreuils sont souvent solitaires,
mais on retrouve des associations mère-jeune, ou bien des groupes labiles souvent constitués d’individus non
forestiers en période hivernale. Les chevreuils communiquent entre eux par des cris ressemblant à des
aboiements de chien en cas de perturbation de leur milieu (intrusion d’un homme ou d’un congénère sur leur
terrain), répétés une dizaine de fois de suite. Un autre moyen de communication olfactive intra-spécifique est
le marquage permis par les glandes situées à la base de ses bois : ce marquage permet aux mâles d’affirmer
leur rang social et de baliser l’endroit où ils vivent. Il renseigne les congénères sur la position et le statut
physiologique de chacun.
Les biches de cerf élaphe (FICHANT, 2003), accompagnées de leur descendance, occupent toute
l’année les grands massifs forestiers, alors que les mâles fréquentent les lisières et les boqueteaux
périphériques (Figure 68) : les hardes de mâles de plus de cinq ans sont situées hors du massif alors que
celles des mâles plus jeunes (incluant parfois des daguets) se localisent entre la lisière et l’intérieur du massif.
~ 157 ~
Pendant la période de reproduction, un mâle boisé est intégré à une harde de femelles. Les hardes de
femelles sont constituées des juxtapositions de trios mère/faon/jeune de l’année précédente, et sont dirigées
par une femelle adulte. Chez les hardes de mâles, on ne distingue pas de chef apparent.
Figure 68 : Cerfs élaphes mâles en lisière de forêt (photo personnelle)
Le cerf a pour prédateurs le lynx, le loup et l’ours brun lesquels ont essentiellement une fonction
écologique en éliminant les sujets déficients, blessés ou malades, notamment les faons. Les loups solitaires
chassent les jeunes l’été, mais attaquent les adultes lorsqu’ils sont en meute, l’hiver. L’ours étant
essentiellement végétarien, il prélève très rarement du cerf.
2. RYTHME DE VIE
a. ANNUEL
Les cervidés présentent deux mues, une au printemps et une à l’automne. Le chevreuil et le cerf
élaphe sont ainsi roux l’été, et plutôt gris foncé l’hiver avec un pelage plus épais.
L’année se voit rythmée par le cycle des bois (Figure 69), lui-même fonction de la testostéronémie.
Celle-ci est en effet maximale au moment du développement de la nouvelle tête, et son effondrement induit la
chute des bois.
Figure 69 : Cycle annuel des bois du chevreuil (BOISAUBERT, 1988)
Croissance
J
F
Chute du velours
M
A
Minéralisation
M
J
Rut
J
A
Chute des bois
S
O
N
D
Chaque année, les chevreuils mâles (brocards) perdent leurs bois entre octobre et décembre. Puis
s’ensuit une nouvelle croissance qui dure deux à trois mois et s’achève en janvier/février : après la chute, au
~ 158 ~
sommet du pivot subsiste une surface sanguinolente qui cicatrise rapidement et se recouvre d’un bourrelet.
Un nouvel os sans cavité médullaire se forme alors sous une peau recouverte de poils très fins et très serrés,
le velours. Les futurs bois poussent alors de 2 à 4 mm par jour, croissance qui ralentit à partir de l’émergence
du premier andouiller. Une fois la pousse terminée commence la phase de minéralisation : 40 jours plus tard à
la fin de l’hiver, le brocard fraye ses bois, c’est-à-dire qu’il les frotte contre des branches pour en retirer le
velours, en général au début du printemps. La minéralisation se poursuit jusqu’au rut en juillet-août. A la fin du
rut, les tissus centraux du bois totalement minéralisé meurent, et apparaît une zone de disjonction à la partie
supérieure du pivot où s’effectuera la rupture d’avec le bois, entraînant sa chute.
Le cerf renouvelle ses bois suivant le même modèle (Figure 70) mais décalé dans le temps : la chute
des bois ne commence que mi-février, la croissance de la nouvelle tête aboutissant à la chute des velours en
juillet-août. Le rut ne commence que mi-septembre et les dernières fécondations sont notées jusque fin
novembre.
Figure 70 : Bois en velours, chute des velours et chute des bois chez le cerf élaphe mâle (photos personnelles)
A partir de deux à trois semaines avant la fraye des velours, et ce jusqu’à la fin du rut, le brocard manifeste un
comportement de marquage territorial : dans une zone définie d’environ 40 hectares, il ne tolère plus la
présence d’autres mâles et délimite cette superficie par des signaux visuels et olfactifs, des frottis (avec les
glandes situées à la base de ses bois) et des grattis (avec ses pieds). La fréquence des frottis suit
l’augmentation plasmatique de la concentration en testostérone, en revanche les grattis apparaissent plus
tard, en mars.
b. JOURNALIER
BOISAUBERT (1988) rapporte 6 à 12 phases d’alimentation chez le chevreuil. Elles sont suivies de
périodes de rumination qui additionnées aux précédentes occupent 7 à 8 h du cycle journalier. Les périodes
d’activité les plus importantes ont lieu au lever du jour et au coucher du soleil (en période de jour long, on peut
trouver un regain d’activité en milieu de journée). Les périodes de repos durent 3 à 4 h et sont réparties en
trois phases principales, deux le jour et une nocturne.
Des pics d’activité similaires à l’aube et au crépuscule sont décrits chez les cerfs. La journée débute
par l’une des 4 à 5 phases d’alimentation quotidiennes qui dure deux heures (FICHANT, 2003). Elles
~ 159 ~
alternent avec des périodes de rumination et de repos. La phase d’alimentation vespérale peut parfois
débuter plus tôt ou se prolonger après le crépuscule selon la saison (plutôt la nuit l’été, une fois la chaleur et
les insectes disparus ou l’hiver quand les animaux doivent reconstituer leurs réserves). Les phases de repos
sont peu exprimées, représentant une heure par jour avec des phases de sommeil profond limitées à
quelques minutes et ne concernant pas tous les animaux en même temps. Ces phases sont beaucoup plus
fréquentes le jour que la nuit.
C- RÉGIME ALIMENTAIRE EN MILIEU NATUREL
Le nombre élevé de repas quotidiens chez le chevreuil peut s’expliquer par la petite taille de son
rumen proportionnellement à sa taille (BOISAUBERT, 1988). Il fait ainsi partie des espèces sélectives
(contrairement au cerf) car pour optimiser la prise alimentaire, il sélectionne avec soin ses aliments écartant
notamment les plantes potentiellement vulnérantes ou toxiques. Un adulte de 25 kg consomme entre 3 et 4 kg
de masse végétale par jour (soit entre 400 à 500 g de matière sèche quotidienne). Son régime est varié et
dépend de la saison : les feuilles d’essences ligneuses et herbacées (ronce (Rubus fructicosus), lierre (Hedera
helix)) associées aux pétioles de chêne (Quercus spp.), de charme (Carpinus spp.) et d’orme (Ulmus spp.)
sont toujours retrouvées de manière prépondérante, mais en automne il complète son régime par les grains
issus des terres agricoles et les champignons. L’hiver, ils consomment davantage de feuilles mortes.
FICHANT (2003) décrit le régime du cerf élaphe comme constitué essentiellement de plantes
herbacées et de végétaux ligneux, mais celui-ci s’adapte au milieu dans lequel il se trouve. Ainsi dans les
forêts clairsemées, les ¾ de son régime sont constitués de plantes herbacées, alors qu’il consomme
davantage de bourgeons, de rameaux, de feuilles et de fruits dans les forêts plus denses. L’hiver, il s’attaque
aussi aux écorces. Une biche pourra consommer 2 à 3 kg de matière sèche par jour (soit 8 à 15 kg de matière
brute), et un cerf jusqu’à 4,5 kg de matière sèche.
D- REPRODUCTION ET COMPORTEMENT PARENTAL
1. APPAREILS REPRODUCTEURS
Chez le chevreuil, d’après BOISAUBERT (1988), il est relativement aisé de différencier mâle et
femelle adultes et ce même à distance, puisque seuls les mâles (les brocards) portent des bois. A l’automne,
lorsque leurs bois sont tombés, on peut toujours les différencier car le mâle est en général plus trapu, surtout
~ 160 ~
sur l’avant-main. La tache blanche au niveau de l’arrière train (aussi appelée miroir) en hiver est en forme de
cœur chez la femelle, et de haricot chez le mâle. La femelle possède deux mamelles inguinales.
Chez le cerf élaphe, FICHANT (2003) rapporte que mâles et femelles se différencient par les bois, les
testicules (daintiers) et la touffe de poils (pinceau) située à l’extrémité distale du fourreau. La femelle possède
un pis composé de 4 quartiers, chacun doté d’un canal lactifère.
Les cervidés étant des ruminants, les femelles possèdent un utérus bicorne à placentation syndesmochoriale oligo-cotylédonnaire. Ainsi, aucun anticorps maternel ne peut passer la barrière placentaire et la prise
de colostrum sera donc primordiale pour le transfert des immunoglobulines au faon.
2. ŒSTRUS ET ACCOUPLEMENT (DRION ET AL., 2003)
Chez le chevreuil, la femelle est de type mono-œstrienne (un seul œstrus par saison de reproduction)
et le rut a lieu de mi-juillet à mi-août, période durant laquelle les femelles peuvent être fécondées. L’œstrus
dure rarement plus de 24 h. Avant l’accouplement, le mâle poursuit la femelle qui délaisse alors ses faons. De
son côté, le mâle ne se préoccupe plus de la surveillance de son territoire, ce qui induit la possibilité qu’une
femelle soit couverte par plusieurs brocards.
Chez le cerf élaphe, l’augmentation de la testostéronémie induit une augmentation de la concentration
spermatique en spermatozoïdes dès la mi-août : les mâles voient leur crinière se développer, ainsi que leur
garrot, et produisent des manifestations olfactives et surtout sonores (le brame, Figure 71). Les jeunes mâles
ne présentent ces modifications hormonales que bien plus tard, parfois mi-octobre. Les femelles sont dites
poly-œstriennes saisonnières, c’est-à-dire qu’elles présentent dès l’automne une succession de 6 à 9 cycles
de 18 à 21 jours chacun pour une période de reproduction dont la durée totale s’étend sur 4 à 5 mois.
L’œstrus lui-même durerait entre 12 h et 2 jours.
Figure 71 : Brame du cerf (Parc animalier de Sainte-Croix)
~ 161 ~
Les hardes d’été des mâles se séparent, les individus la composant se déplaçant parfois très loin pour
rejoindre les quartiers des non-boisés (de 3 à 10 km). Chaque mâle demeure seul quelques jours avant
d’intégrer une harde de biches, à l’occasion d’une recherche de nourriture. Fin août, hormis certaines femelles
plus âgées, les biches ne sont pas encore fécondables. Le mâle s’isole régulièrement pour se reposer, jusqu’à
ce que la première femelle entre en chaleurs, moment à partir duquel il va rester en permanence auprès de la
harde, la défendre contre ses rivaux et la maintenir groupée. Il reconnaît les femelles en chaleurs à leur queue
relevée de travers ou en hauteur. Il les éloigne alors de leur cellule de base par une démarche caractéristique
(coups de pieds des antérieurs sur la face externe de son arrière train, voire de son abdomen) en repoussant
le faon avec le mufle, sans utiliser la ramure. L’accouplement est bref et la femelle reprend son fourragement
pendant que le mâle se repose. La plupart des biches sont fécondées au premier cycle ovarien, mais si la
fécondation n’a pas lieu, un second cycle se développe.
3. GESTATION ET MISE -BAS
BOISAUBERT (1988) décrit la particularité de la gestation chez le chevreuil : l’ovo-implantation
différée, qui permet l’obtention des naissances au printemps, moment de l’année le plus favorable. Après la
fécondation commence la progestation qui durera 170 jours : l’œuf se développe jusqu’au stade blastocyste (1
mm) où il entre en diapause pendant 5 à 6 mois, au bout desquels il s’implante dans la paroi utérine. La
gestation réelle commence donc, si la fécondation a eu lieu à la période habituelle (en janvier) et dure 130
jours. Les mises-bas ont donc principalement lieu en mai, parfois à la fin du mois d’avril et potentiellement
jusqu’à la mi-juin. En général, les chevrettes donnent naissance à deux petits voire à un seul, mais rarement à
trois ou plus.
Chez les biches, la gestation dure 33 à 34 semaines sans qu’intervienne un phénomène d’ovoimplantation différée. La plupart des naissances ont lieu de fin mai à début juin, mais comme chez les
bichettes certains accouplements sont notés jusqu’en décembre, on peut observer des mises-bas isolées
jusqu’en août voire septembre ou début octobre. Au moment de la mise-bas, la femelle s’éloigne de la harde
et même de sa cellule de base pour rechercher une zone à l’abri du vent. Les biches donnent en général
naissance à un seul petit. Si la forêt est exploitée par l’homme, le couple biche-faon rejoint la harde dans les
jours qui suivent la mise-bas, alors qu’en l’absence de présence humaine il se passe un mois avant que le
couple mère-faon ne réintègre la harde.
~ 162 ~
4. CROISSANCE DES JEUNES
BOISAUBERT (1988) rapporte que les petits de chevreuil sont nidifuges et capables de se lever
instantanément, même s’ils restent couchés environ 20 h par jour dans les premiers temps. En effet, les
cervidés sont plutôt de type « cacheur », les jeunes restant en retrait du troupeau et le départ brutal de la
mère induisant leur aplatissement au sol en cas de danger (Figure 72).
Figure 72 : Aplatissement au sol d’un faon de daim suite à l’entrée de
visiteurs dans l’enclos au Parc animalier de Sainte-Croix (photo personnelle)
La période pendant laquelle le régime alimentaire est uniquement lacté est très brève : le faon commencerait
à brouter dès le 5ème jour, le nombre d’espèces consommées augmentant régulièrement via un comportement
exploratoire actif. Puis il commence à suivre sa mère et durant tout l’été, celle-ci manifeste un comportement
de défense du jeune très marqué et repousse tous les autres animaux, y compris les autres chevreuils. A la fin
de l’été, le pelage des petits change : alors qu’il était roux finement moucheté de blanc et de jaune durant les
trois premiers mois, il revêt une teinte uniforme. La formation des pivots commence également à cette période
et à la mi-août, souvent, deux bosses sont bien discernables sous la peau du front. Le comportement de
défense de la mère s’estompe.
A la fin de l’automne, lorsque le faon est âgé de 4 à 6 mois, l’allaitement s’arrête. Les premiers petits bois
seront frayés en novembre ou décembre et leur chute se produit en janvier-février, mais de nouveaux bois
poussent aussitôt.
Chez le cerf élaphe, en général, le faon se tient debout en une demi-heure (comme les faons de daim,
Figure 73) et la mère commence à l’allaiter en lui léchant la région ano-génitale pour stimuler la miction et la
défécation.
Figure 73 : Position vacillante mais debout d’un jeune daim après la naissance (photo personnelle)
~ 163 ~
Dès les premiers jours, le faon de cerf suit sa mère pendant sa quête de nourriture. Au moindre
danger, il s’aplatit au sol et y demeure parfaitement immobile. Sur le plan physiologique, il devient
polygastrique dès l’âge de 10 à 15 jours. A deux mois, il perd sa livrée (pelage clair teinté de jaune) pour
revêtir un pelage uniforme.
C’est à 7 mois environ que se développent les premiers bois, aux environs de janvier, et leur
croissance se termine en mai-juin. D’après ARMAN et al. (1974), c’est aussi à cette période qu’a lieu le
sevrage, mais les soins maternels se prolongent jusqu’à la troisième année de vie. Une fois que le pivot a fini
de pousser se développe la dague qui sera complète et dépouillée de velours fin septembre début octobre. La
dague tombe à deux ans pour faire place à l’édification de la seconde tête.
5. DISPERSION ET MATURITÉ SEXUELLE
Vers 10 mois, en février-mars de l’année suivante, la chevrette rejette ses faons mâles qui sont par
ailleurs chassés par le mâle territorial qui défend son secteur. Les jeunes femelles sont rejetées par leur mère
avant la mise-bas suivante. C’est à un an que les seconds bois sont dépouillés, vers avril-mai. La maturité
sexuelle est acquise à deux ans.
Les faons de cerf ne sont rejetés par leur mère qu’à l’âge de trois ans, moment à partir duquel les
jeunes femelles deviennent matures sexuellement. Les mâles, même s’ils en sont capables plus tôt, ne se
reproduisent pas avant l’âge de 6 ans compte-tenu de la compétition existant avec les mâles plus âgés.
~ 164 ~
II- PRISE EN CHARGE DU JEUNE CERVIDÉ DANS UN CENTRE DE SOINS
À NOTER :
III-
Dans ce chapitre ne seront abordées que les particularités de la prise en charge spécifique des
juvéniles de cervidé. Afin de compléter vos connaissances, il est conseillé de se reporter à la première
partie sur la prise en charge générale d’un juvénile de mammifère.
A- GESTION IMMÉDIATE DU JEUNE À SON ARRIVÉE
1. ENTRETIEN TÉLÉPHONIQUE PRÉALABLE
Comme pour tout animal sauvage, l’important est de déterminer si le juvénile de cervidé est en
détresse ou non. Hormis les signes de détresse généraux rapportés dans la première partie, il s’avère que les
jeunes cervidés sont rarement en danger. Bien souvent, la survenue des découvreurs fait fuir la mère, ce qui
induit le réflexe d’aplatissement au sol chez le petit, qui demeure immobile dans les hautes herbes. Les
découvreurs récupèrent donc en général à tort ce jeune qui n’est pas réellement en détresse : en effet sa
mère reviendra le chercher dès le départ de l’homme. En 2012, 6 juvéniles ont été recueillis au CEDAF et la
totalité d’entre eux ont ainsi été récupérés à tort. Il est donc primordial de conseiller au découvreur de vérifier
si la mère n’est pas loin de manière à replacer le petit, dont l’état général a été évalué, directement sur le lieu
de découverte.
La diagnose d’espèce à ce stade n’est pas nécessaire : l’important est que le découvreur comprenne
simplement qu’il s’agit d’un juvénile de cervidé afin que la contention soit adaptée à cette espèce pouvant être
dangereuse. En effet, le juvénile peut blesser le découvreur en donnant des coups de sabot, et une contention
non adaptée peut provoquer des blessures aux pattes du faon, qui mettraient en jeu le pronostic de relâcher
du petit. En outre, s’il s’agit d’un très jeune faon, la mère peut défendre son jeune et attaquer le découvreur si
celui-ci s’en approche trop. Si la mère est absente, l’idéal est de l’attraper avec une serviette en gardant les
pattes repliées pour éviter toute blessure et en couvrant les yeux à l’aide d’un linge. Pour le transport, il peut
être placé dans une boîte de transport pour gros chien, mais idéalement, il devrait être gardé dans les bras
pour éviter des blessures à l’intérieur de la boîte de transport.
2. ACCUEIL DE L’ANIMAL
a. ACCUEIL GÉNÉRAL
Une fois le découvreur arrivé au centre de soins, les informations générales répertoriées dans la
première partie sont à recueillir. Puis, un examen clinique le plus complet possible doit être réalisé de manière
à orienter la conduite à tenir entre remise en nature immédiate si possible, euthanasie immédiate ou prise en
charge au centre de soins.
~ 165 ~
Le lieu de la découverte est un élément particulièrement intéressant en termes de pronostic car les
animaux retrouvés au bord de la route ont souvent souffert d’un accident de la voie publique, et au contraire
un animal trouvé en pleine forêt n’était probablement pas en détresse. Un jeune mâle ne pouvant pas être
replacé tout de suite sur le lieu de la découverte est condamné : l’imprégnation est inévitable (le lien mèrejeune étant très sélectif rapidement chez les nidifuges, un jeune nidifuge exposé précocement à l’Homme
montrera des comportements sociaux modifiés et inadaptés à la vie sauvage) et une fois devenu adulte, lors
du rut, il pourrait devenir dangereux pour l’homme et doit donc être euthanasié. Enfin, tous les centres de
soins ne sont pas adaptés pour accueillir des juvéniles de cervidés en toute sécurité : il faudra donc soit
transférer l’individu juvénile, soit l’euthanasier.
b. DIAGNOSE DE L ’ÂGE
Ensuite, une diagnose de l’âge est indispensable puisqu’elle conditionnera l’alimentation et les soins à
apporter au jeune animal. La pesée est un élément objectif à prendre en compte absolument car selon
PORTIER et al. (2000), les faons de chevreuils présentent un fort taux de croissance, surtout les premiers
jours, en moyenne de 160 g/jour quel que soit le sexe. Néanmoins elle ne permet pas à elle seule une
diagnose d’âge fiable : en effet, un individu fortement dénutri peut alors paraître plus jeune qu’il n’est
réellement. Elle est à complétée avec les caractéristiques anatomiques et physiologiques rapportées dans le
Tableau 16 suivant pour les chevreuils et le Tableau 17 suivant pour les cerfs :
Tableau 16 : Critères de détermination de l’âge chez le faon de chevreuil (JULIEN et al, 1992 et BOISAUBERT, 1988)
Âge estimé
Poids
Description
Position lovée, endormi, attitude titubante s’il est manipulé. Assèchement progressif du cordon
ombilical jusqu’à tomber autour de J5. Uniquement des dents de lait. Juvénile en livrée.
< 7 jours
(fin avril à
début juin)
1-3 kg
Figure 74 : Position lovée des très jeunes cervidés (ici, un faon de Daim) (photo personnelle)
entre 1 et
1,8 kg à la
naissance
7 – 15 jours
3-4 kg
Plus éveillé en fin de la deuxième semaine. Reste immobile lorsqu’il est capturé.
15 – 21 jours
4-5 kg
Couché, fuite lente si un humain s’approche, cris de détresse, réflexe de camouflage.
21 – 28 jours
5-6 kg
Fuite rapide et silencieuse en ligne à l’approche de l’homme, peu de vocalises. Augmente
progressivement la variété de végétaux ligneux de son régime en imitant sa mère.
3 mois
Passage de la livrée au pelage uniforme.
4 mois
Développement des pivots chez le mâle.
6 mois
14-16 kg
Remplacement de la première incisive. SEVRAGE.
~ 166 ~
Tableau 17 : Diagnose d’âge des jeunes cerfs élaphes (FICHANT, 2003)
Âge estimé
Mois de l’année
(approximatif)
Naissance
Juin
1 mois
Juillet
Poids
6-9 kg
Description
Se tient debout dès la première demi-heure. Devient polygastrique
à 2 semaines sur le plan physiologique.
Commence à consommer des éléments solides
Perte de la livrée et adoption d’un pelage uniforme
Figure 75 : Faon de plus de 2 mois (photo personnelle)
2 mois
Août
7-10 mois
Janvier-Avril
35 kg
Développement des premiers bois chez le mâle. SEVRAGE.
3. CAS URGENTS
Pour les juvéniles de cervidés, les cas urgents sont les mêmes que ceux présentés dans la première
partie. Une voie veineuse peut facilement être posée sur la veine céphalique ou la veine jugulaire afin de
réaliser une fluidothérapie intra-veineuse (Figure 76) :
Figure 76 : Fluidothérapie intra-veineuse (veine céphalique à gauche (photo personnelle),
jugulaire à droite (FÜRST)) chez un chevreuil juvénile
~ 167 ~
4. ALIMENTATION
Il est important de réaliser une fiche individuelle (Annexe 2) sur laquelle reporter l’heure des repas et
la quantité prise, mais aussi le poids (idéalement mesuré chaque jour au même moment de la journée, le
mieux étant avant le premier repas du matin), ce qui permet de réaliser le suivi de la croissance du faon : on
doit constater une prise de poids d’environ 100 g par jour pour un faon de chevreuil voire plus selon l’âge du
jeune. Bien souvent, les faons élevés à la main grossissent environ deux fois moins rapidement que les faons
élevés par la mère (WALLACH et al., 2007) mais ils rattrapent leur retard par la suite.
a. CHOIX DE L’ALIMENT
Comme tout animal sauvage recueilli, même sans signe de déshydratation évidente, un juvénile de
cervidé devrait être considéré à son arrivée comme étant déshydraté à 5% et devrait donc recevoir une
réhydratation par voie sous-cutanée puis une réhydratation par voie orale servant de transition avec le lait
utilisé par la suite. D’après ARMAN et al. (1974), chez le cerf élaphe, la transition entre le colostrum et le lait
est très rapide et complète en 3 jours, élément repris par WALLACH et al. en 2007 pour le lait de chevreuil.
Donc si le faon recueilli est âgé de moins de 3 jours, il peut être utile de lui administrer du colostrum plutôt que
du lait, de préférence de chèvre ou de vache à raison de 100 à 200 mL par jour selon son poids à l’admission.
Par la suite, plusieurs lacto-remplaceurs peuvent être utilisés (Tableau 1Tableau 18):
Tableau 18 : Composition moyenne de lait de différentes espèces et produits de substitution (FICHANT, 2003 et PINTER, 1963)
Type de lait (pour 100 g)
Matière sèche (g)
Protéines (g)
Lipides (g)
Glucides (g)
Biche
22,4
10,4
9,2
2,8
Chevreuil
20,4
8,8
6,7
3,8
Vache
13
3-3,5
3,5-4
4,5-5
Brebis
19
5,5-6
7-7,5
4,5-5
Chèvre
12,86
3,71
4,09
4,2
Fortol® (MSD Santé Animale)
14,3
8
5,3
5
LambGro® (Grober Nutrition)
20
4,4
5,6
1,4
Le lait de cervidé est particulièrement concentré, plus riche en lipides et en protéines que le lait de
vache mais plus pauvre en lactose (WALLACH et al., 2007). Chez la biche, ARMAN et al. (1974) et
KRZYWINSKI et al. (1980) rapportent que le lait devient d’ailleurs de plus en plus riche en matière utile au fur
et à mesure qu’avance la lactation. Compte-tenu de cette différence de concentration en lactose, utiliser le lait
de vache tel quel n’est pas recommandé car il peut induire des diarrhées. Le diluer n’est pas une solution non
plus car en faisant cela on diminue encore plus la teneur en lipides et en protéines, ayant pour conséquence
des retards de croissance. Différents laits de substitution peuvent être utilisés mais ARMAN et al. (1974),
SEMIADI et al. (1993) et WALLACH et al. (2007) s’accordent pour dire que sont principalement à retenir le lait
~ 168 ~
de brebis et ses dérivés qui se rapprochent le plus en terme de composition du lait de cervidés : pour les
lacto-remplaceurs, la proportion à respecter est en général de 200 g de poudre pour un litre d’eau bouillante
refroidie à température corporelle. SEMIADI et al. (1993), STOCKER (2005) et WALLACH et al. (2007)
suggèrent d’ajouter des compléments (vitamines et probiotiques) à la buvée tous les jours jusqu’au sevrage.
b. CHOIX DU MATÉRIEL D’ALIMENTATION
STOCKER (2005) recommande l’utilisation de biberons et de tétines pour agneaux. En général, les
petits de cervidés sont délicats à biberonner au départ et peuvent mettre jusqu’à une semaine à accepter le
biberon (Figure 77). Dans une étude réalisée sur des daims, KRZYWINSKI et al. (1984) émettent l’hypothèse
qu’il est d’autant plus difficile de commencer le biberonnage que le cervidé est âgé. WALLACH et al. (2007)
précisent que cette étape est facilitée par une contention réduite au minimum : on place le petit debout sur ses
pattes, on fait perler le lait en plaçant la tétine dans sa bouche et on stimule la zone ano-génitale avec un linge
humide, ce qui induit miction et défécation lesquels stimulerait à leur tour la prise du biberon. Il est également
plus simple en général que cela soit toujours la même personne qui nourrisse le petit, et de garder celui-ci au
calme à l’écart des autres animaux. Après chaque repas, tout le matériel doit être nettoyé a minima à l’eau
très chaude et régulièrement désinfecté.
Figure 77 : Biberonnage d’un jeune chevreuil (FÜRST)
c. FRÉQUENCE DES REPAS ET QUANTITÉ À DISTRIBUER
La fréquence des repas et la quantité de lait à administrer dépend de l’âge de l’animal (Tableau 19 et
Tableau 20) :
Tableau 19 : Fréquence des repas et quantités à distribuer chez le chevreuil (WALLACH et al., 2007 et PLASS, 2002)
Âge
Fréquence
Quantité par repas
Remarques
< 1 semaine
Toutes les 2h
Ad libitum
Même la nuit. Refusent le biberon en général.
1-2 semaines
Toutes les 3h
Ad libitum
En moyenne 8 repas par jour
2-6 semaines
Toutes les 4h
Ad libitum
En moyenne 5 repas par jour
7-14 semaines
Toutes les 6h
Ad libitum
En moyenne 4 repas par jour
15-21 semaines
Toutes les 8h
Ad libitum
En moyenne 3 repas par jour
22-24 semaines
Toutes les 12h
Ad libitum
En moyenne 2 repas par jour
~ 169 ~
Tableau 20 : Fréquence des repas et quantités à distribuer chez le cerf élaphe (ARMAN et al., 1974)
Age
Fréquence
Quantité par repas
Remarques
< 15 jours
Toutes les 4h
Ad libitum
Même la nuit.
Suivant la prise
Toutes les 6h
Ad libitum
Pause durant la nuit
alimentaire solide
Toutes les 8h
Ad libitum
3-4 mois
1-2 fois par jour
Ad libitum
5. HABITAT ET HYGIÈNE
a. HABITAT
D’après JACQUES & GUIRAUD (2008), l’hospitalisation des faons est compliquée mais reste
possible : on peut les placer dans une cage pour chiens dont le sol est recouvert d’une bonne épaisseur de
paille ou de sciure pour éviter les glissades, en cachant la porte d’accès d’une serviette. Idéalement, on peut
construire une cage de 1,5 m x 2 m x 0,9 m et placer des bottes de foin en L (SEMIADI et al., 1993). La litière
doit être changée toutes les semaines et les zones souillées quotidiennement pour éviter les dermatites
urineuses par macération. Il faut limiter le plus possible les bruits parasites et les passages, sources de stress
intenses. Dès le départ, il faut permettre un accès à une surface herbagée.
b. HYGIÈNE
Comme expliqué plus haut, il convient de stimuler les mictions et défécations avant chaque repas.
Durant la première semaine, les fèces sont molles et jaunes puis deviennent foncées et plus dures par la
suite. Elles seront marron foncé en deux à trois semaines. La stimulation doit se poursuivre jusqu’à l’âge d’un
à deux mois, âge à partir duquel ils commencent à déféquer seuls. Après chaque repas, la Deer Industry
Association of Australia (2012) conseille de bien nettoyer le pelage et le museau pour éviter les dermatites.
~ 170 ~
B- SUIVI DU JEUNE JUSQU’AU RELÂCHER
1. SEVRAGE
WALLACH et al. (2007) rapporte que les faons de chevreuil commencent à consommer autre chose
que du lait, et notamment les déjections (PLASS, 2002) d’adultes (ce qui permettrait d’ensemencer le rumen),
dès le plus jeune âge. Selon KOSSAK (1981) les premières consommations de plantes commencent à 5 jours
de vie, et à 15 jours, ils recherchent leur nourriture avec attention et ont déjà goûté jusqu’à 14 essences
différentes. Les faons de chevreuil cessent spontanément de téter vers l’âge de 5 mois. Les faons de cerf
élaphe s’intéressent aux plantes très tôt eux aussi, vers 19 jours environ ; ils commenceraient à ruminer
véritablement vers un mois (SEMIADI et al., 1993). Ils cessent également de téter spontanément, lorsqu’ils
pèsent environ 35 kg.
Il est donc essentiel de leur organiser un accès extérieur très rapidement et STOCKER (2005)
conseille d’apporter du foin, des granulés pour chèvre et de l’herbe verte avec feuilles, trèfles et pissenlits dès
trois semaines. SEMIADI et al. (1993) préconisent de les transférer dans un petit paddock extérieur dès trois
semaines d’âge, puis dans un paddock un peu plus grand vers deux mois.
2. PATHOLOGIES FRÉQUENTES
a. TROUBLES D’ORIGINE ALIMENTAIRE
 Anorexie
L’anorexie survient souvent les premiers jours, lorsque le jeune faon n’est pas habitué à boire au
biberon.
Dans ce cas, le plus simple est de limiter la contention en laissant le petit se tenir debout, et de faire
perler le lait depuis la tétine. En cas d’impossibilité, une fluidothérapie intra-veineuse doit être envisagée, en
association avec un sondage oro-gastrique (GREEN, 2003). En cas d’anorexie prolongée, il est préférable
d’utiliser des réhydratants oraux tels que Biodiet® (Lilly France) afin d’assurer une meilleure transition avec le
lait.
 Constipation
La constipation est rarement décrite chez les faons. La Deer Industry Association of Australia (2012)
conseille d’administrer 5 mL d’huile de paraffine à la seringue en faisant attention aux fausses déglutitions.
 Diarrhée
En général, elle survient chez les individus de 4 jours environ, de manière moins grave chez ceux
ayant eu accès à des déjections d’adultes durant leur jeune âge.
~ 171 ~
Les avis divergent sur le fait de stopper l’administration de lait ou non. Selon la Deer Industry
Association of Australia (2012), il faut réduire la quantité de lait par repas de moitié, puis ajouter un repas
constitué uniquement de réhydratant (Biodiet® (Lily France)) au moins 4 h après le repas lacté afin de ne pas
interférer avec le caillé. La reprise du régime normal devrait se faire de manière progressive, sur trois jours
(SEMIADI et al., 1993).
 Météorisation
En général, les météorisations se produisent lorsque le faon boit trop et/ou trop vite. Il est conseillé
d’administrer 5 mL d’huile de paraffine à la seringue, en faisant attention aux fausses déglutitions, pour libérer
le gaz contenu dans l’estomac.
b.
MALADIES SYSTÉMIQUES
 Bronchopneumonie par fausse déglutition
Ce trouble est susceptible d’arriver lorsqu’on ne laisse pas au petit le temps d’avaler le lait à son
rythme et qu’il n’est pas tenu droit. Une dyspnée est alors notée avec respiration bouche ouverte, et un
claquement peut éventuellement être entendu au cours de la respiration.
STOCKER (2005) préconise l’administration de sulfaméthoxypyridazine triméthoprime (Septotryl®
(Vetoquinol)) à 20 mg/kg par voie intra-musculaire pendant au moins une semaine (CARPENTER, 2012). Le
pronostic reste réservé.
 Diarrhée d’origine infectieuse
Lorsque la diarrhée est d’origine infectieuse (hyperthermie (> 39,5°C) ou analyse coprologique), la
Deer Industry Association of Australia (2012) conseille d’utiliser des antibiotiques tels que la colistine en
solution buvable (Virbac) à raison de 2,5 mg / kg deux fois par jour pendant au moins une semaine. Le faon
doit concomitamment être réhydraté.
 Entérotoxémie
L’entérotoxémie est liée à la prolifération de clostridies dans le tube digestif et provoque des morts
subites. Au sevrage, il est donc conseillé de vacciner les faons avec les toxines des différentes espèces de
clostridies (C. perfringens, C. sordellii, C. septicum et C. novyi) par le biais du vaccin Miloxan® (MERIAL
Santé Animale) à raison de deux injections à 4 semaines d’intervalle, dès la deuxième semaine d’âge.
~ 172 ~
c. PARASITISME
 Ectoparasites
Les faons sont très souvent porteurs de tiques, qui peuvent être retirées manuellement à l’arrivée. En
cas d’infestation massive, SEMIADI et al. (1993) conseillent d’utiliser un anti-parasitaire externe en pour-on tel
que la deltaméthrine (Butox® (Intervet)) à raison de 75 mg par animal.
 Endoparasites
Dès trois semaines, les faons peuvent être vermifugés à l’aide d’ivermectine (Ivomec® (Merial)), à
raison de 0,2 mg/kg par voie sous-cutanée et ce toutes les trois semaines.
d. CONTACTS AVEC L’HOMME ET CONSÉQUENCES COMPORTEMENTALES
Les faons de chevreuil passant la plupart de leur temps couché seuls durant les premières semaines,
la familiarisation à l’Homme est moins fréquente et surtout réversible chez eux, contrairement aux faons de
cerfs. Le biberonnage et les soins répétés d’un jeune cerf élaphe mâle (qui deviendrait « imprégné » à
l’Homme) sont donc formellement déconseillés en centre de soins, les conséquences comportementales
risquant à l’âge adulte d’être incompatibles avec une vie sauvage (agressivité en période de reproduction et
danger pour l’Homme). Les femelles « imprégnées » sont en revanche moins agressives et donc moins
dangereuses.
e. AUTRES TROUBLES
 Intoxications
Certaines plantes comme le laurier rose (Nerium oleander), le lantana (Lantana spp.) ou le
rhododendron (Ericaceae spp.) sont toxiques pour les faons après ingestion.
 Castration
Le principal trouble reproducteur pouvant être rencontré chez les jeunes mâles est liée à la castration
lorsque ceux-ci portent déjà des pivots : la chute brutale de la testostéronémie entraîne l’arrêt du cycle annuel
des bois et le développement anarchique, sous les velours, d’une masse osseuse très importante et de forme
caractéristique appelée « mitre d’évêque ». Malgré l’habituation à l’Homme quasi systématique chez les faons
de cerf mâles, il est inenvisageable de castrer ces derniers dans le but de limiter leur dangerosité : cette
formation osseuse anarchique n’est pas compatible avec le bien être d’un cervidé mâle à l’état sauvage, et
tout faon mâle imprégné devra être euthanasié afin d’éviter tout accident.
~ 173 ~
3. RÉHABILITATION
a. PRÉPARATION AU RELÂCHER
Pour pouvoir être relâché, un juvénile de cervidé doit présenter les caractéristiques rapportées dans la
première partie par WALRAVEN (1994), auxquelles s’ajoutent d’autres éléments :
-
ne pas être imprégné : d’autant plus valable chez les mâles qui peuvent devenir dangereux au
moment du rut, n’ayant pas peur de l’homme. Les faons de chevreuil s’imprégneraient moins
facilement et surtout de manière réversible compte-tenu du fait qu’ils passent le plus clair de leur
temps couchés loin de leur mère dans leur première semaine de vie.
-
ne pas être castré : la castration entraîne le développement d’une formation osseuse anarchique sous
les bois qui n’est pas compatible avec le bien-être d’un cervidé mâle sauvage.
Si tous ces éléments sont réunis, alors on peut envisager le relâcher de l’individu.
b.
CHOIX DU SITE ET DU MOMENT DU RELÂCHER
D’après SEMIADI et al. (1993), il convient de relâcher les jeunes cervidés dans un lieu propice (plutôt
lisière de forêt, sur un massif connu pour abriter d’autres cervidés) et à un moment favorable de l’année,
idéalement après le rut pour éviter toute agression, ce qui implique de les relâcher vers 6 mois.
c. MÉTHODES DE RELÂCHER
 Le « soft-release »
A l’âge de 6 mois, on peut déplacer le jeune sur le lieu du relâcher, dans un enclos qui restera fermé
pendant quelques semaines et où la nourriture sera apportée tous les jours. Puis, la porte est ouverte : les
animaux peuvent entrer et sortir comme ils le veulent, la nourriture demeurant à disposition pendant quelques
semaines encore, jusqu’à ce que les petits ne reviennent plus. Aucune étude comparant l’efficacité de la
technique du « soft-release » par rapport à celle du « hard-release » n’a été menée, néanmoins, on peut
supposer qu’elle aura de meilleurs résultats compte-tenu d’une meilleure adaptation des animaux à leur
nouveau milieu.
 Le « hard-release »
Ce type de relâcher est peu recommandé dès lors que l’animal est resté hospitalisé. Néanmoins si
l’animal est resté très peu de temps au centre de soins et qu’il s’agit de la méthode choisie, il faut le remettre
en liberté en veillant à ce que le transport soit le moins stressant possible (pas de long trajet, attention au
claquement des portières…) puis le déposer sur le site précis de la découverte.
~ 174 ~
Paddock extérieur
avec accès à
l’extérieur
Stimulation des mictions et des défécations
Lait et aliment
Arrêt
solide
2h
du lait
Ad libitum
3h
4h
6h
8h
~ 175 ~
12 h
« SOFT-RELEASE »
Cage intérieure
ENCLOS DE RELÂCHER
Figure 78 : Schéma bilan de la prise en charge d’un jeune chevreuil (figure personnelle)
Paddock extérieur
avec accès à
l’extérieur
Stimulation des mictions et des défécations
Arrêt du
repas
Lait et aliment
nocturne
solide
4h
Ad libitum
6à8h
12 h
24 h
~ 176 ~
Arrêt
du lait
« SOFT-RELEASE »
Cage intérieure
ENCLOS DE RELÂCHER
Figure 79 : Schéma bilan de la prise en charge d’un jeune cerf (figure personnelle)
CHAPITRE 7
SANGLIER (SUS SCROFA)
~ 177 ~
~ 178 ~
I- BIOLOGIE DU SANGLIER
A- PARTICULARITÉS D’ESPÈCE
Le sanglier (Sus scrofa scrofa) est la seule espèce de suidé sauvage que l’on retrouve dans nos
contrées ; il possède un corps massif avec une grosse tête dont le museau se termine par un groin. Ses
défenses (ou canines inférieures, les supérieures étant appelées « grès ») sont très développées de part et
d’autre de sa gueule. Il possède un pelage raide, brun à noir chez l’adulte (Figure 80). Ceux-ci mesurent entre
1,1 et 1,8 m de long, pour une hauteur au garrot de 60 à 110 cm. Les adultes pèsent jusqu’à 170 kg en
France, la femelle étant plus petite que le mâle (DUQUET, 1995).
Figure 80 : Sanglier mâle adulte (photo personnelle)
Présent sur l’ensemble du territoire métropolitain, et même en Corse (où, d’après DUVAUCHELLE
(2007), il s’agirait d’une autre sous-espèce (Sus scrofa meridionalis)). Il est surtout abondant dans les
Ardennes, l’Alsace, la Lorraine, la Sologne, les massifs montagneux et les maquis de Provence et de Corse.
En altitude, on le retrouve jusqu’à la limite supérieure des forêts (DUQUET, 1995).
Selon l’arrêté du 26 juin 1987, en France, il s’agit d’une espèce de mammifère terrestre chassable sur
l’ensemble du territoire. L’arrêté du 3 avril 2012 précise même qu’il s’agit d’une espèce classée nuisible : il
appartient au préfet, au niveau de chaque département, de déterminer chaque année les périodes et
modalités de destruction de cette espèce. D’après l’UICN, son statut de conservation est de préoccupation
mineure. Ils représentent 2 % des mammifères terrestres reçus dans les centres de soins (CAVIGNAUX &
JALLU, 2008).
~ 179 ~
B- RYTHME DE VIE, HABITAT ET PARTICULARITÉS COMPORTEMENTALES
1. RYTHME DE VIE
a. ANNUEL
Figure 81 : Rythme annuel du sanglier (MEYER, 1987 ; SNETHLAGE, 2001 ; BARBIER, 2002 et PINET, 2005)
*MISE-BAS
J
F
M
ÉLEVAGE
A
M
ANOESTRUS
J
J
A
MB
S
RUT
O
N
D
Une fois encore, l’activité annuelle est régulée par la reproduction (Figure 81). La période de rut
s’étale de fin octobre à décembre voire février selon les auteurs. La gestation étant relativement longue, les
mises-bas ont généralement lieu en mars-avril (DUQUET, 1995), mais parfois dès le mois de janvier. Un
anœstrus saisonnier est décrit de mi-juin à mi-septembre : les femelles fécondées tardivement dans le
printemps peuvent ainsi mettre-bas entre fin août et fin septembre.
PINET (2005) rapporte que le sanglier mue deux fois par an : au printemps, au cours du mois de mai
(sauf les femelles suitées qui muent en juillet) qui fait disparaître les longues soies d’hiver et la bourre par
plaques, et à partir d’octobre (mue automnale) les femelles suitées étant là encore en retard.
b. JOURNALIER
Selon DUQUET (1995), les sangliers sont principalement des animaux nocturnes. Ils se dissimulent le
jour, cette phase de repos diurne correspondant à environ 50 % de leur budget-temps (BARBIER, 2002).
D’après le SNVIMA (1987), ils s’activent dès la tombée de la nuit et peuvent consacrer plus de 6 h à la
recherche de nourriture, parcourant ainsi jusqu’à 20 km en une nuit.
2. HABITAT ET MODE DE REGROUPEMENT
Les sangliers vivent dans des milieux à couvert végétal dense, comme les massifs forestiers (feuillus
et mixtes) ou le maquis méditerranéen (DUQUET, 1995). Le SNVIMA (1987) précise qu’on peut également le
retrouver dans les marécages (c’est un animal qui nage relativement bien). De jour, leurs gîtes (appelés
« bauges ») sont constitués par une petite dépression aménagée dans des fourrés épais (Figure 82).
~ 180 ~
Figure 82 : Femelle adulte dans sa bauge (photo personnelle)
DUQUET (1995) rapporte que les femelles vivent en groupes familiaux appelées « compagnies »,
constitués de deux à trois laies suivies de leurs jeunes respectifs. Chaque compagnie possède une
matriarche, considérée comme la laie meneuse, cette hiérarchie n’étant remise en cause qu’en cas de mort,
de blessure ou de changement de classe d’âge. Une fois formée, selon DUVAUCHELLE (2007), cette
compagnie reste stable jusqu’au moment du rut, où elle se disloque momentanément : les jeunes mâles
devenus pubères sont évincés et errent ainsi par petits groupes de 3 à 4 individus avant de se fixer, les mâles
adultes étant solitaires. Puis au moment des mises-bas, les femelles quittent momentanément leur
compagnie : les jeunes laies non fécondées forment alors des groupes très instables avec les juvéniles nés
plus tardivement dans l’année. Deux à trois semaines après la mise-bas, la compagnie se reforme et restera
stable jusqu’à la prochaine saison de rut, sauf perturbation extérieure. Le domaine vital d’une compagnie
représente 1000 à 2000 hectares, celui d’un mâle pouvant atteindre les 10.000 hectares.
Le SNVIMA (1987) rapporte que la prédation, très exceptionnelle, ne concerne que les marcassins et
est réalisée par les carnivores sauvages.
3. PARTICULARITÉS COMPORTEMENTALES
DUVAUCHELLE (2007) indique que les sangliers utilisent des zones humides (appelées « souille »)
dans lesquelles ils se vautrent pour éliminer les parasites externes et se rafraîchir (Figure 83).
Figure 83 : Sanglier adulte dans sa souille (photo personnelle)
~ 181 ~
C- RÉGIME ALIMENTAIRE EN MILIEU NATUREL
D’après le SNVIMA (1987), les sangliers sont des animaux omnivores et opportunistes : 70 à 80 % de
leur nourriture est composée de végétaux, dont 50 % sont représentés par les fruits forestiers (glands et
faînes, fruits sauvages, champignons, racines…). Seuls 5 % de leur alimentation est constituée de produits
animaux (invertébrés, reptiles, œufs, petits mammifères, charognes). En temps de disette (notamment en cas
de pénurie de glands et de faînes) et lorsqu’ils se trouvent en lisière de forêt, les sangliers peuvent se rabattre
sur les champs cultivés (principalement de maïs en France, mais aussi de betteraves et de pommes de terre)
et y occasionner des dégâts importants (DUVAUCHELLE, 2007).
D- REPRODUCTION ET COMPORTEMENT PARENTAL
1. APPAREILS REPRODUCTEURS
Selon le SNVIMA (1987), le sexage à distance est possible chez l’adulte étant donné que les femelles
sont nettement plus petites que les mâles, et que leurs défenses sont moins grandes. Néanmoins, chez le
jeune individu, l’examen rapproché sera nécessaire pour déterminer le sexe.
Les mâles possèdent des testicules en position périnéale (bien visibles en été chez l’adulte), ainsi
qu’un pinceau pénien (PINET, 2005).
Les femelles, quant à elles, disposent de mamelles bien visibles l’été, au nombre de 6 paires. MEYER
(1987) rapporte que l’utérus de la laie est de type bicorne, et que le placenta diffus est de type épithéliochorial : les anticorps maternels ne passent pas la barrière placentaire, ce qui implique que la prise de
colostrum sera primordiale.
2. ŒSTRUS ET ACCOUPLEMENT
Une fois la puberté atteinte, le mâle est fertile toute l’année, contrairement à la femelle qui connaît un
anoestrus saisonnier à partir du moment où la photopériode dépasse 12 h par jour (de mi-juin à mi-septembre
environ). PINET (2005) rapporte ainsi que l’activité sexuelle est induite par la diminution de la longueur du
jour, le pic étant observé d’octobre à décembre. Le SNVIMA (1987) précise que lorsque la nourriture est
~ 182 ~
disponible en abondance, la saison du rut peut commencer plus tôt, et DUQUET (1995) rapporte que les
accouplements peuvent même avoir lieu jusqu’en février.
Au sein d’une compagnie, c’est l’entrée en œstrus de la femelle dominante qui induit les chaleurs chez
les autres femelles : une jeune femelle isolée de tout groupe peut ainsi ne jamais se reproduire. Durant la
période du rut, elles présentent des cycles de 21 jours, avec un œstrus de 53 h environ.
En cas d’œstrus, la laie meneuse dépose de la salive sur certains arbres, et se frotte contre leur
écorce pour y laisser les sécrétions de ses glandes lacrymales. Les accouplements ont généralement lieu
dans les deux semaines qui suivent. Les mâles, jusque là solitaires, se rapprochent des compagnies et
éloignent les jeunes mâles pré-pubères. Après de nombreuses joutes entre mâles adultes, le vainqueur pourra
s’accoupler avec les femelles de la compagnie, surveillant cette dernière afin d’empêcher toute intrusion d’un
autre mâle (DUVAUCHELLE, 2007).
3. GESTATION ET MISE-BAS
La gestation dure entre 112 et 126 jours, avec une moyenne de 120 jours. Quelques jours avant les
mises-bas (qui sont groupées étant donné la synchronisation des chaleurs au sein d’une compagnie), chaque
femelle gestante s’isole et construit un nid appelé « chaudron » formé de branches, d’herbes et de fougères
(DUVAUCHELLE, 2007).
Lorsque les naissances sont précoces, en décembre-janvier, l’anoestrus de lactation peut se terminer
avant l’anoestrus saisonnier, ce qui permet aux femelles d’être de nouveau fécondées avant celui-ci et de
mettre bas une deuxième fois en août-septembre.
Les laies mettent au monde entre 3 et 8 marcassins, le nombre de fœtus étant corrélé au poids de la
mère. La mère ne s’occupe que très peu d’eux (en particulier, elle ne les lèche pas). TITEUX (1993) rapporte
ainsi que ce sont les petits qui rompent eux-mêmes leur cordon ombilical, et qu’ils tètent instinctivement dès
les premiers instants suivant le part. Chaque marcassin s’attribue une tétine ; les autres mamelles, non
utilisées, finiront par involuer.
4. CROISSANCE DES JEUNES
TITEUX (1993) rapporte que le sanglier est une espèce intermédiaire : la femelle construit un nid,
mais le marcassin est pratiquement entièrement poilu à la naissance et ses organes des sens sont bien
développés. Malgré la présence de poils, les petits ne sont pas encore réellement capables de
~ 183 ~
thermorégulation (les suidés ne possédant pas de tissu adipeux brun) : durant les trois à quatre premiers
jours, la mère ne quittera pas le chaudron, ou exceptionnellement pour faire ses besoins et se sustenter. Cette
période se prolonge d’autant plus que la température extérieure est basse (PINET, 2005). Durant cette phase,
les petits sont allaités 8 à 10 fois par jour, puis la laie quitte le chaudron pour des périodes de plus en plus
longues et propose à ses jeunes de l’accompagner par des grognements. Leur pelage est alors rayé de roux
longitudinalement.
Dès l’âge d’une semaine, selon SNETHLAGE (2001), les petits suivent leur mère au cours de ses
sorties. En cas de danger, celle-ci émet un grognement qui pousse les marcassins à se tapir au sol. Le
comportement de fouissage est déjà présent (TITEUX, 1993). A l’âge de 15 jours, les petits sont
complètement compétents en matière de thermorégulation et ils ingèrent leurs premiers aliments solides. C’est
à peu près à cette période que la compagnie se reforme : des adoptions spontanées sont possibles, les
femelles allaitantes du groupe étant elles-mêmes synchronisées.
TITEUX (1993) rapporte qu’entre 8 et 10 semaines, l’alimentation des marcassins devient aussi variée
que celle des adultes. Le sevrage définitif a lieu à 3 mois (DUQUET, 1995). À partir de 6 mois, les marcassins
perdent leurs rayures pour devenir entièrement roux. Les individus continuent de grossir, atteignant environ 40
kg à un an. A cet âge, ils perdent leur pelage roux pour revêtir celui des adultes et la croissance s’arrête
autour de 36 mois.
5. DISPERSION ET MATURITÉ SEXUELLE
Les femelles ne se dispersent pas et rejoignent la compagnie. Par contre, les jeunes mâles sont
évincés par les mâles adultes dès le rut suivant, vers l’âge de 8 à 10 mois environ d’après le SNVIMA (1987).
Ils constituent alors des groupes de sub-adultes demeurant à proximité des compagnies.
Chez la femelle, la maturité sexuelle est atteinte une fois le poids de 40 kg obtenu. Compte-tenu de
l’anoestrus saisonnier, en cas de ressources alimentaires très abondantes et de naissance précoce, les
femelles peuvent être pubères dès leur premier hiver, néanmoins elles deviennent plus souvent matures
l’année suivante. Le SNVIMA (1987) relate que la première mise-bas a habituellement lieu autour de 2 ans.
Chez les mâles, la maturité sexuelle est généralement obtenue entre un an et demi et deux ans
(DUVAUCHELLE, 2007).
~ 184 ~
II- PRISE EN CHARGE DU JEUNE SANGLIER DANS UN CENTRE DE SOINS
À NOTER :
Dans ce chapitre ne seront abordées que les particularités de la prise en charge spécifique des
juvéniles de sanglier. Afin de compléter vos connaissances, il est conseillé de se reporter à la première
partie sur la prise en charge générale d’un juvénile de mammifère.
A- GESTION IMMÉDIATE DU JEUNE À SON ARRIVÉE
1. ENTRETIEN TÉLÉPHONIQUE PRÉALABLE
Comme pour tout animal sauvage, la première question à poser consiste à déterminer si le juvénile
de sanglier est réellement en détresse ou non. Hormis les signes de détresse généraux rapportés dans la
première partie, un animal retrouvé errant à proximité de la route a de fortes chances d’avoir été victime d’un
accident de la voie publique, ce qui est de plus mauvais pronostic concernant le relâcher. En 2012, 2 juvéniles
ont été recueillis par le CEDAF, tous deux étaient en état de choc, probablement victimes d’un traumatisme
important, et donc d’un accident de la voie publique. Néanmoins, il est primordial de conseiller au découvreur
de vérifier si la mère n’est pas loin de manière à replacer le petit, dont l’état général a été rapidement évalué,
directement sur le lieu de découverte.
La diagnose d’espèce est aisée car le découvreur identifie généralement un juvénile de sanglier ; il
faut alors rapidement le conseiller sur la contention qui doit être adaptée à cette espèce pouvant être
dangereuse. En effet, le juvénile peut blesser le découvreur en donnant des coups de sabot, voire par
morsure. En outre, s’il s’agit d’un très jeune marcassin, la mère peut défendre son jeune et attaquer le
découvreur si celui-ci s’en approche trop. Si la mère est absente, l’idéal est de l’attraper avec une serviette en
gardant les pattes repliées pour éviter toute blessure et en couvrant les yeux à l’aide d’un linge. Pour le
transport, il peut être placé dans une boîte de transport pour gros chien.
2. ACCUEIL DE L’ANIMAL
a. ACCUEIL GÉNÉRAL
Une fois le découvreur arrivé au centre de soins, les informations générales répertoriées dans la
première partie sont à recueillir. Puis, un examen clinique le plus complet possible doit être réalisé de manière
à orienter la conduite à tenir entre remise en nature immédiate si possible, euthanasie immédiate ou prise en
charge au centre de soins.
Pour les sangliers, le lieu précis de la découverte est un élément particulièrement intéressant en terme
de pronostic car les animaux retrouvés au bord de la route peuvent avoir été victimes d’un accident de la voie
~ 185 ~
publique, au contraire un animal trouvé en pleine forêt a plus de chance d’avoir été prélevé sans que cela se
justifie. En outre, tous les centres de soins ne sont pas équipés pour accueillir des juvéniles de sangliers et
surtout pour les réhabiliter en toute sécurité : il faudra donc soit transférer l’individu juvénile, soit l’euthanasier.
Les sangliers appartenant à la liste des espèces chassables voire nuisibles selon les départements, le
relâcher d’individus dans la nature est par ailleurs controversé.
b. DIAGNOSE DE L ’ÂGE
Une diagnose de l’âge est indispensable puisqu’elle conditionnera l’alimentation et les soins à
apporter au jeune animal. La pesée est un élément objectif à prendre en compte absolument, néanmoins elle
ne permet pas à elle seule une détermination précise de l’âge : en effet, un individu fortement dénutri peut
alors paraître plus jeune qu’il n’est réellement sur la base de ce seul critère. Le poids doit donc être combiné
avec les caractéristiques anatomiques et physiologiques rapportées dans le Tableau 21. Puisque les petits
vivent dans le chaudron sans en sortir jusqu’à la première semaine, la plupart des marcassins reçus auront au
moins une semaine d’âge.
Tableau 21 : Diagnose d’âge des jeunes sangliers (MEYER, 1987 ; TITEUX, 1993 et PINET, 2005)
Poids
700 g à 1 kg
5 kg
Caractéristiques
Âge
25 cm de long, pelage rayé de roux, 3èmes incisives et canines de lait présentes.
Nouveau-né
Apparition des autres dents de lait. L’alimentation devient aussi variée que celle des adultes
1-2 mois
SEVRAGE
Figure 84 : Marcassin de 3 mois environ (FÜRST)
5 à 10 kg
20 kg
25 - 30 kg
3 mois
Apparition des premières dents définitives (PM1 et M1)
5 mois
Perte des rayures : pelage roux uniforme.
6 mois
Apparition des troisièmes incisives et des canines adultes.
7 mois
Perte du pelage roux : apparition du pelage brun adulte. Maturité sexuelle chez les femelles.
Figure 85 : Sanglier de plus d’un an (photo personnelle)
40 kg
Un an
~ 186 ~
c. DIAGNOSE DU SEXE
Les mâles possèdent un pinceau pénien au milieu de l’abdomen. Chez les femelles au contraire, la
vulve s’ouvre à proximité de l’anus (PINET, 2005).
d. MOYEN D’IDENTIFICATION
Si plusieurs jeunes sont apportés ensemble ou s’il s’agit d’un regroupement, il est nécessaire
d’individualiser chaque pensionnaire. Chez les marcassins, le plus simple est d’effectuer des coupes
régulières et raisonnées de poils, différentes selon les individus.
3. CAS URGENTS
Pour les juvéniles de sangliers, les cas urgents sont les mêmes que ceux présentés dans la première
partie.
4. ALIMENTATION
Il est essentiel de réaliser une fiche individuelle (Annexe 2) sur laquelle reporter l’heure des repas et la
quantité prise, mais aussi le poids (idéalement mesuré chaque jour au même moment de la journée, plutôt le
matin avant le premier repas), ce qui permet de réaliser le suivi de la croissance du jeune marcassin. On doit
constater une prise de poids régulière.
Comme pour tout animal sauvage recueilli, même sans signe de déshydratation évidente, un
marcassin doit être considéré à son arrivée comme étant déshydraté à 5 % et devrait donc recevoir une
réhydratation par voie sous-cutanée puis une réhydratation par voie orale. Pour les jours suivants, même si
MEYER (1987) fournit la composition du lait de la laie (Tableau 22), aucune étude n’a rapporté l’utilisation d’un
lacto-remplaceur chez le marcassin, peut-être compte-tenu du fait qu’ils commencent à ingérer des aliments
solides dès leur deuxième semaine de vie.
Tableau 22 : Composition moyenne du lait de différentes espèces et produits de substitution (MEYER, 1987, et STOCKER, 2005)
Type de lait (pour 100 g)
Matière sèche (g)
Protéines (g)
Lipides (g)
Lactose (g)
Laie
17,2
7,1
5,1
3,7
Vache
13
3-3,5
3,5-4
4,5-5
Brebis
19
5,5-6
7-7,5
4,5-5
Chèvre
12,86
3,71
4,09
4,2
Fortol® (MSD Santé Animale)
14,3
8
5,3
5
Babycat milk® (Royal Canin)
97
32
37,8
18
Babycat milk® dilué de moitié
48,5
16
18,9
9
Esbilac® (Pet Ag)
97
32,2
41,7
15,3
Esbilac® dilué de moitié
48,5
16,1
20,85
7,65
~ 187 ~
On peut donc directement fournir du lait mélangé à des graines (Figure 86), des fruits, des légumes,
des tubercules et des granulés pour porc (STOCKER, 2005) dans une gamelle.
Figure 86 : Marcassin se nourrissant seul (FÜRST)
5. HABITAT ET HYGIÈNE
a. HABITAT
MILLER (2000) recommande de placer la portée de marcassins nouveau-nés dans une cage de
dimensions 50 x 50 cm. De la paille pour la litière et une lampe infra-rouge peuvent être utilisées. Dès que les
petits sont un peu plus débrouillards, MILLER (2000) recommande de les placer dans un enclos de 3 x 4,5 m,
clôturé sur une hauteur de 2 m car ils peuvent sauter assez haut. Elle préconise pour éviter les blessures
d’enlever tout élément métallique de l’enclos qui devrait être de forme circulaire pour éviter qu’ils ne se
cognent contre les parois en courant.
b. HYGIÈNE
La mère ne procurant que très peu de soins aux marcassins, et ceux-ci étant par ailleurs relativement
matures, il n’est donc a priori pas nécessaire de stimuler la miction et la défécation.
~ 188 ~
B- SUIVI DU JEUNE JUSQU’AU RELÂCHER
1. SEVRAGE
Comme annoncé plus haut, aucune étude sur la réhabilitation des marcassins ne recommande un âge
précis pour le sevrage. Néanmoins, étant donné qu’ils commencent à consommer des aliments solides dès
leur deuxième semaine de vie, une alimentation solide mélangée à du lait peut être envisagée dès cet âge, en
diminuant progressivement la part de lait jusqu’à ne plus en donner du tout.
2. PATHOLOGIES FRÉQUENTES
a.
MALADIES SYSTÉMIQUES
 Bronchopneumonie par fausse déglutition
Ce trouble est susceptible d’arriver lorsqu’on ne laisse pas au petit le temps d’avaler le lait à son
rythme et qu’il n’est pas tenu droit. Une dyspnée est alors notée avec respiration bouche ouverte, et un
claquement peut éventuellement être entendu à l’expiration.
STOCKER (2005) préconise l’administration d’amoxicilline injectable (Suramox® (Virbac)) à la dose
de 11 à 13 mg / kg deux fois par jour pendant au moins une semaine, ou d’un mélange de sulfamide et
triméthoprime (Septotryl® (Vetoquinol)) à la dose de 5 mg / kg une fois par jour par voie intra-musculaire
pendant au moins une semaine (CARPENTER, 2012). Le pronostic demeure réservé.
 Circovirus porcin
D’après RUIZ-FONS (2008), les animaux affectés par ce virus ont entre 4 et 10 mois : ils présentent
une pâleur, un ictère, une détresse respiratoire et une diarrhée. Une mortalité plus élevée chez les marcassins
est également rapportée.
 Diarrhée d’origine infectieuse
PINET (2005) relate que les marcassins peuvent souffrir de « diarrhée blanche » ou « entérite du
marcassin ». C’est une maladie infectieuse dont l’origine est mal connue : elle se déclare le plus souvent entre
15 jours et 3 semaines de vie, en cas de mauvaise hygiène, d’épisodes climatiques humides ou froids, parfois
en liaison avec une mauvaise alimentation de la mère. Les marcassins s’amaigrissent et s’épuisent. Un
~ 189 ~
traitement antibiotique à base de colistine (Colistine® (Virbac)) à raison de 100 000 UI / kg pendant au moins
une semaine permettrait d’obtenir la guérison.
Selon le même auteur, la salmonellose frappe surtout les jeunes marcassins, qui se contaminent via
les excréments. Avant le sevrage, elle induit en général une hyperthermie suivie de la mort en 24 h. De 2 à 4
mois, l’entérite aiguë ainsi que l’anorexie qu’elle induit aboutissent à la mort en quelques jours. De 4 à 6 mois,
elle provoque une pneumonie létale en quelques jours. Le diagnostic est réalisé sur analyses de fèces.
 Maladie d’Aujeszky
D’après RUIZ-FONS (2008), les sangliers atteints par cette maladie sont susceptibles de développer
des signes nerveux. Dans son étude, des signes respiratoires viennent se surajouter aux animaux ayant reçu
un traitement immunosuppresseur : une dyspnée est donc susceptible d’apparaître chez les animaux souffrant
par ailleurs d’une pathologie sous-jacente, ce qui est relativement fréquent chez les animaux sauvages.
 Pasteurellose
PINET (2005) précise que les marcassins y sont très sensibles. Le bacille se retrouve dans les milieux
contaminés par les déjections. La maladie se déclare plutôt lorsque des facteurs environnementaux entrent en
jeu, tels que le froid ou l’humidité. Le plus fréquemment, les individus commencent par se coucher
fréquemment (signe à relativiser chez un individu juvénile) ou à se tenir le dos voûté. La respiration devient
difficile et l’issue est fatale en 7 à 8 jours. Le diagnostic se fait par analyse au laboratoire.
 Peste porcine classique
Le SNVIMA (1987) relate qu’il s’agit d’une maladie induite par un Togavirus entraînant des troubles
digestifs et respiratoires généralement mortels chez les porcs, néanmoins aucune épizootie récente n’a été
rapportée. Selon RUIZ-FONS (2008), elle induirait une mortalité élevée chez les marcassins.
b. PARASITISME
 Ectoparasites
Chez les marcassins, les tiques (Ixodes ricinus) sont fréquentes, de même que les poux
(Haematopinus suis) qui peuvent provoquer un prurit intense associé à des alopécies. La gale sarcoptique
peut déclencher des irritations importantes avec complications infectieuses pouvant conduire au cannibalisme
entre les marcassins.
~ 190 ~
L’ivermectine (Ivomec® (Merial)) est active contre tous les parasites externes, ainsi que contre tous
les nématodes. Elle peut être utilisée par voie sous-cutanée à la dose 0,3 mg / kg (CARPENTER, 2012).
 Endoparasites
PINET (2005) rapporte que les infestations par les ascaris peuvent déclencher des diarrhées ou des
complications digestives plus graves. Rapidement, la réponse immunitaire s’installe et atténue les
conséquences de l’infestation : le SNVIMA (1987) précise ainsi que les marcassins peuvent être infestés par
de nombreux ascaris sans en mourir. Des toux aiguës puis grasses, évoluant en broncho-pneumonie, peuvent
être présentes : elles correspondent à la migration larvaire. Les marcassins retrouvés en cours de sevrage
peuvent avoir été contaminés par des strongles digestifs (Oesophagostomum dentatum) sous la mère, suite à
l’allaitement ou l’ingestion de larves situées autour du mamelon. Ces parasites peuvent induire des diarrhées
sanguinolentes. L’infestation par Strongyloides ransomi donne plutôt des signes digestifs de type diarrhée
colibacillaire de couleur blanc-jaune, avec une toux lors d’expectoration des larves L4. Contre tous les
nématodes, l’ivermectine (Ivomec® (Merial)) peut être utilisée par voie sous-cutanée à la dose de 0,3 mg / kg.
Les marcassins peuvent souffrir de coccidioses à Eimeria spp., néanmoins elles restent rares. Les
symptômes sont de type diarrhéique avec hématochézie et excréments de couleur brun-jaune. Le traitement
utilise des sulfamides potentialisés (Septotryl® (Vetoquinol)) à la dose de 5 mg / kg une fois par jour par voie
intra-musculaire pendant au moins une semaine (CARPENTER, 2012).
c. CONTACTS AVEC L’HOMME ET CONSÉQUENCES COMPORTEMENTALES
Peu d’informations sont disponibles concernant ce problème. Il est donc recommandé de limiter les
contacts au strict minimum afin d’éviter l’apparition de ce phénomène.
d. AUTRE TROUBLE
 Accidents de la voie publique
Les accidents de la voie publique sont très fréquents compte-tenu du mode de vie des sangliers. Il
peut cependant être très dangereux de mettre un sanglier sevré blessé dans sa voiture pour l’apporter dans
un centre de soins : mieux vaut appeler un agent de l’ONCFS. Rappelons que les sangliers sont des animaux
dotés de défenses qui peuvent produire des dégâts considérables en cas d’attaque.
~ 191 ~
3. RÉHABILITATION
a. PRÉPARATION AU RELÂCHER
Pour pouvoir être relâché, un marcassin doit présenter les caractéristiques rapportées dans la
première partie par WALRAVEN (1994).
b. CHOIX DU SITE ET DU MOMENT DU RELÂCHER
LEAPER & al. (1999) préconise de réaliser le relâcher dans une forêt déciduale mature, laquelle peut
proposer suffisamment de cachettes et de nourriture. Les autres types d’habitat offrent moins de ressources :
les open-fields sont dépourvus d’abris, alors que les forêts de conifères apportent moins de nourriture et sont
souvent occupées par d’autres espèces exploitant les mêmes ressources. L’auteur recommande que le lieu
du relâcher soit situé loin de toute zone urbaine pour éviter les accidents de la voie publique, mais aussi loin
des cultures pour éviter les saccages (à plus de 5 km de distance).
c. MÉTHODES DE RELÂCHER
 Le « soft-release »
Aucune étude ne relève l’efficacité relative du « soft-release » par rapport au hard-release. Le principe
est de placer l’enclos de réhabilitation sur le lieu du relâcher, d’ouvrir les portes et de continuer à les nourrir
jusqu’à ce que les animaux ne reviennent plus sur le site.
 Le « hard-release »
Ce type de relâcher est peu recommandé chez les juvéniles qui sont généralement hospitalisés durant
une assez longue période. Néanmoins, le sevrage précoce possible chez les sangliers ainsi que les conditions
assez difficiles de détention en captivité se traduisent en pratique par le fait que ceux-ci restent parfois peu de
temps au centre de soins, et s’il s’agit de la méthode choisie, il faut le remettre en liberté la nuit en veillant à ce
que le transport soit le moins stressant possible (pas de long trajet, attention au claquement des portières…)
puis le déposer dans un abri protégé, sur le site précis de la découverte si celle-ci a eu lieu moins de 24 h
auparavant.
~ 192 ~
Figure 87 : Schéma bilan de la prise en charge d’un marcassin (figure personnelle)
Pelage roux
uniforme
« SOFT RELEASE »
Lampe
IR
Enclos extérieur
Alimentation solide à disposition
~ 193 ~
~ 194 ~
CHAPITRE 8
ÉCUREUIL ROUX (SCIURUS VULGARIS)
~ 195 ~
~ 196 ~
I- BIOLOGIE DE L’ÉCUREUIL ROUX
A- PRÉSENTATION DE L’ESPÈCE
L’écureuil roux (Sciurus vulgaris) est un rongeur du sous-ordre des sciuromorphes qui, comme son
nom l’indique, se reconnaît facilement à sa robe rousse flamboyante (Figure 88). VAUBOURDOLLE (2002)
relate que le corps des individus adultes mesure environ 22 cm, auquel il convient de rajouter 17 cm pour la
queue qui se replie sur le dos durant les phases de repos. Les adultes pèsent en général entre 250 et 450 g,
le mâle étant régulièrement plus lourd que la femelle, mais leur masse varie suivant l’individu, l’âge, le statut
physiologique, l’habitat et la saison. Les pattes antérieures sont très différentes des postérieures : les
premières jouent un rôle primordial dans la préhension des aliments, dans la construction du nid et dans la
locomotion, tandis que les secondes jouent le rôle de propulseur indispensable à la vie arboricole.
Figure 88 : Écureuil juvénile en dernière phase de réhabilitation (COURREAU)
En France, il est présent partout (sauf en Corse et dans les îles atlantiques (Ré, Ouessant)) bien
qu’en nette diminution, notamment dans l’Ouest du pays.
Selon l’arrêté du 23 avril 2007, en France, il s’agit d’une espèce de mammifère terrestre protégée sur
l’ensemble du territoire. D’après l’UICN, son statut de conservation est de préoccupation mineure. Selon
CAVIGNAUX & JALLU (2008), ils représentent 10,5 % des mammifères terrestres reçus dans les centres de
soins français.
~ 197 ~
B- RYTHME DE VIE, HABITAT ET PARTICULARITÉS COMPORTEMENTALES
1. RYTHME DE VIE
a. ANNUEL
L’écureuil roux est le seul rongeur de nos régions qui n’hiberne pas (VAUBOURDOLLE, 2002). En
prévision de l’hiver, il lui faut donc constituer des réserves, de septembre à novembre (Figure 89). La saison
de reproduction commence ainsi en hiver, jusqu’au début de l’été.
Figure 89 : Rythme annuel des écureuils roux (VAUBOURDOLLE, 2002)
REPRO
J
F
M
A
RESERVES
M
J
J
A
S
O
N
D
Il présente deux mues par an : la mue d’automne commence sur le dos et progresse vers la tête. La
fourrure d’hiver des écureuils est épaisse et chaude, en général d’un roux prononcé sauf sur le ventre qui
reste blanc. La mue de printemps commence en avril, de la tête vers la queue, durant laquelle on peut parfois
observer des alopécies. Sa fourrure d’été est plus légère, la queue étant moins touffue et les pinceaux aux
oreilles pratiquement inexistants.
b. JOURNALIER
L’activité quotidienne de l’écureuil est fortement influencée par la saison (VAUBOURDOLLE, 2002) :
en hiver, il n’est actif que sur une période de 4 h (le matin dès le lever du soleil) pour rechercher la nourriture
qu’il a stockée à l’automne. L’été, il est actif jusqu’à onze heures par jour, durant une première période le
matin dès l’aube et une seconde dans l’après-midi, parfois jusqu’à la tombée de la nuit. L’automne, il passe
une grande partie de son temps à constituer des réserves pour l’hiver et à cacher sa nourriture, alors qu’au
printemps, l’occupation principale est la recherche de nourriture. Cette dernière activité constitue plus de la
moitié du budget temps de l’écureuil roux.
2. HABITAT ET MODE DE REGROUPEMENT
VAUBOURDOLLE (2002) rapporte que les écureuils roux sont des rongeurs arboricoles qu’on
retrouve principalement en forêt. Ils sont solitaires, mais non territoriaux. Les chevauchements de domaines
~ 198 ~
vitaux sont donc fréquents, ce qui implique la mise en place de relations de dominance/subordination,
principalement observées entre les mâles : la dominance est en règle générale l’apanage du plus vieux et du
plus fort et se caractérise par un comportement de marquage urinaire et labial intense. N’étant pas territorial, il
ne défend pas son domaine vital, mais chaque écureuil dispose d’un espace boisé bien défini de superficie
variable : il est plus réduit en forêt de conifères (étant donné qu’il y a davantage de ressources alimentaires) et
plus étendu en forêt de feuillus, plus restreint pour les femelles par rapport aux mâles (d’autant plus en saison
de rut pour les premières), et pour les individus à faible succès reproducteur (d’autant plus pour les mâles).
Globalement, on trouve en moyenne un écureuil par hectare de forêt, mais ils sont parfois plus nombreux
dans les lieux où la forêt est morcelée.
Ils vivent dans des nids faits de branchettes, d’herbe, de mousse et recouverts de feuilles qu’ils
construisent à la cime des arbres, préférentiellement des conifères, près du tronc ou dans une enfourchure de
branche. Deux ouvertures sont placées latéralement. Plusieurs nids sont construits sur le domaine vital : le nid
principal est destiné à la naissance et à l’élevage des jeunes, et en général ils disposent de 3 à 4 nids
secondaires. La couche la plus externe du nid est composée de brindilles et de rameaux issus directement de
l’arbre sur lequel est construit le nid, la couche interne sert de liant et est constituée de mousse, de feuilles,
d’herbe, d’aiguilles de pin (Pinus spp.) entremêlées, d’écorce, de laine, de poils… l’intérieur du nid sert
souvent de garde-manger. Les nids secondaires sont construits beaucoup plus rapidement et constituent
surtout des plates-formes servant de zones de repos, principalement l’été quand il fait chaud. L’hiver en
particulier, un même nid peut être occupé par différents individus, généralement parents. La durée d’utilisation
d’un nid est en moyenne de 3 à 5 mois.
Les prédateurs habituels de l’écureuil roux sont la martre et l’autour des palombes.
3. PARTICULARITÉS COMPORTEMENTALES
La queue de l’écureuil roux est un véritable organe de communication : en fonction de sa position et
de la fréquence ou de l’amplitude de ses mouvements, l’écureuil exprime une grande variété d’émotions et
renseigne son interlocuteur sur ses intentions (VAUBOURDOLLE, 2002).
C- RÉGIME ALIMENTAIRE EN MILIEU NATUREL
L’écureuil roux est essentiellement granivore et frugivore, avec des variations saisonnières de régime
suivant la disponibilité des denrées alimentaires (VAUBOURDOLLE, 2002):
-
au printemps, il se nourrit plutôt de bourgeons, de fleurs, de cônes d’épicéas (Picea abies) et de pins
(Pinus spp.), de jeunes pousses et de feuilles. Il ronge également l’écorce des arbres pour récupérer
~ 199 ~
la sève et mange le lichen. Enfin, il peut consommer des insectes, des œufs d’oiseaux voire des
oisillons en période de disette ;
-
en été, il consomme principalement des fruits et des graines : noisettes, noix, glands, faînes ;
-
à l’automne, il consomme des graines de conifères et de feuillus mais aussi des champignons ;
-
l’hiver, il mange ce qu’il retrouve parmi toutes les denrées qu’il a stockées en automne, principalement
des graines (enterrées) et des champignons (entassés dans les fentes des arbres, ce qui leur permet
de sécher et de rester consommables). Il semble que l’écureuil ne se rappelle pas des endroits où il a
entreposé ses graines. Les graines de pins notamment sont recherchées car elles possèdent une
haute densité énergétique.
Selon SAINSBURY (2003), à l’état sauvage, les écureuils se nourriraient d’os d’animaux de temps à autre,
vraisemblablement pour assurer leur approvisionnement en calcium.
L’écureuil roux est en compétition alimentaire avec la souris, le mulot, le campagnol roussâtre, le
casse-noix, le pic épeiche et le bec-croisé.
BICHET (1985) rapporte qu’avec le temps, la technique d’ouverture des graines évolue (Figure 90) et
nécessite un apprentissage social par observation des adultes. En général, les jeunes recueillis ont ainsi des
difficultés à maîtriser ces techniques.
Figure 90 : Évolution de la technique de consommation des fruits avec l’âge (BICHET, 1985)
Jeune
Adulte
D- REPRODUCTION ET COMPORTEMENT PARENTAL (VAUBOURDOLLE, 2002)
1. APPAREILS REPRODUCTEURS
Le mâle, sexuellement inactif de fin août à novembre, présente une cryptorchidie transitoire (testicules
internalisés dans la cavité abdominale, le scrotum restant vide). Dès le mois de décembre, les gonades
~ 200 ~
retrouvent une taille normale et descendent dans le scrotum. La spermiogénèse reprend et le rut démarre, du
cœur de l’hiver jusqu’en été avec cependant une décroissance progressive de l’activité sexuelle d’avril à juillet.
L’écureuil mâle dispose d’un os pénien.
La femelle possède 4 paires de mamelles et son utérus est de type bicorne. La placentation est
discoïde et hémochoriale : 100 % des immunoglobulines maternelles passent dans le sang du fœtus par voie
placentaire.
2. ŒSTRUS ET ACCOUPLEMENT
La femelle est polyoestrienne et ne connaît pas de période de repos sexuel comme le mâle, même si
l’activité ovarienne est maximale de février à juin (diminution de juillet à novembre et augmentation
progressive de décembre à janvier). L’œstrus dure deux à trois jours et une femelle doit peser au moins 300 g
pour être cyclée.
Juste avant l’œstrus, la femelle commence à déposer des sécrétions vaginales contenues dans l’urine
ou des sécrétions labiales. Le jour de l’œstrus commence la phase de « chasse » qui recrute en moyenne
trois à quatre mâles par femelle. Pendant cette période, les mâles subordonnés ne présentent pas de
comportement de rut et ceux en rut ne sortent pas de leur domaine vital. La femelle est alors poursuivie par
les mâles, puis elle finit par accepter un mâle qui reste plus près que les autres et va même jusqu’à la
défendre face aux autres prétendants (en général, le mâle dominant par rapport aux autres). S’ensuit une
course poursuite entre le mâle et la femelle, puis le premier adopte une posture de soumission en présentant
son flanc à la seconde. En l’absence de comportement agressif de sa part, des rapprochements ont lieu
précédant la saillie. L’accouplement se produit après plusieurs heures de parade nuptiale, en général dans
l’après-midi. Le coït proprement dit dure moins d’une minute, mais peut être répété par le même mâle voire
par un autre. Après l’accouplement, en général, le mâle protège la femelle pendant environ une heure.
3. GESTATION ET MISE-BAS
La gestation dure 38 jours, pendant lesquels la femelle prépare son nid. Dans les jours qui précèdent
la mise-bas, elle finit la couche interne de celui-ci pour le rendre particulièrement moelleux. Elle met bat en
général à 2 à 5 petits.
Dans des conditions optimales, les femelles peuvent avoir deux portées : principalement en mars-avril
(portée de printemps) et en juillet (portée d’été). Les portées de printemps sont retardées voire absentes
~ 201 ~
lorsque les conditions climatiques ne sont pas favorables. En général, seules les femelles ayant mis bas
suffisamment tôt au printemps ont la possibilité de faire une nouvelle portée l’été. Statistiquement, les
individus issus des portées de printemps ont de meilleures chances de survie que les individus issus de
portée d’été.
4. CROISSANCE DES JEUNES
Les écureuils sont nidicoles : ils naissent nus, aveugles et sourds et pèsent alors environ 10 g. Il faut
attendre une semaine pour voir les premiers poils apparaître. A trois semaines, ils commencent à grimper et à
explorer leur environnement, alors que les incisives inférieures percent. C’est à un mois que les yeux s’ouvrent
et qu’ils commencent à se déplacer sur leur quatre pattes. Les premières sorties hors du nid ont lieu vers six
semaines, âge où sortent les incisives supérieures. Ils commencent alors à consommer des aliments solides
en ramassant les miettes de noix laissées par les adultes. Le pinceau des oreilles devient visible à 7
semaines. L’allaitement s’arrête par la suite entre 8 et 10 semaines, âge de l’ouverture de la première
noisette.
5. DISPERSION ET MATURITÉ SEXUELLE
La dispersion se produit vers 10 semaines d’âge environ. La mère n’hésite pas alors à mordre et à
griffer ses propres petits s’ils s’approchent d’elle. Ils recherchent ensuite un domaine vital où s’établir, lieu qui
peut être assez éloigné du lieu de naissance.
La maturité sexuelle est acquise pour les mâles et les femelles entre 9 et 18 mois selon les conditions
climatiques et alimentaires.
Seulement 25 % des nouveau-nés survivent plus d’un an.
~ 202 ~
II- PRISE EN CHARGE DU JEUNE ÉCUREUIL DANS UN CENTRE DE SOINS
À NOTER :
Dans ce chapitre ne seront abordées que les particularités de la prise en charge spécifique des
juvéniles d’écureuil roux. Afin de compléter vos connaissances, il est conseillé de se reporter à la
première partie sur la prise en charge générale d’un juvénile de mammifère.
A- GESTION IMMÉDIATE DU JEUNE À SON ARRIVÉE
1. ENTRETIEN TÉLÉPHONIQUE PRÉALABLE
Comme pour tout animal sauvage, l’important est de déterminer si le juvénile d’écureuil est en
détresse ou non. Hormis les signes de détresse généraux rapportés dans la première partie, un individu trouvé
au sol est bien souvent en détresse étant donné qu’il s’agit d’un animal arboricole. En 2012, sur les 18
juvéniles d’écureuil reçus au CEDAF, 15 ont été retrouvés au sol, le plus souvent victimes d’un élagage peu
précautionneux. La discussion téléphonique peut alors permettre de vérifier avec le découvreur que le nid
n’est pas loin : auquel cas, on peut replacer le jeune en hauteur, à une enfourchure de branches, et surveiller
la présence d’éventuels prédateurs. Si aucun nid n’est visible, alors il est conseillé de rapporter le juvénile
dans un centre de sauvegarde.
La diagnose d’espèce pose souvent peu de problème, néanmoins elle importe peu et il suffit que le
découvreur sache qu’il s’agit d’un rongeur car les précautions à prendre concernant la contention de l’animal
et son transport en découlent directement : les morsures peuvent être douloureuses et il est conseillé
d’attraper l’individu à l’aide de gants en cuir ou bien d’une serviette, et le transport ne peut se faire que dans
une cage de transport pour NAC et non pas dans une boîte en carton si l’individu est suffisamment âgé pour
en ronger les parois. Il est également conseillé de maintenir le juvénile au chaud durant le transport.
~ 203 ~
2. ACCUEIL DE L’ANIMAL
a. ACCUEIL GÉNÉRAL
Une fois le découvreur arrivé au centre de soins, les informations générales répertoriées dans la
première partie sont à recueillir. Puis, un examen clinique le plus complet possible doit être réalisé de manière
à orienter la conduite à tenir entre remise en nature immédiate si possible, euthanasie immédiate ou prise en
charge au centre de soins.
Les circonstances de la découverte sont particulièrement intéressantes à noter : si l’animal a été
retrouvé au sol, on peut suspecter une chute et donc des lésions potentiellement très graves, ce qui assombrit
le pronostic de relâcher. Il convient par ailleurs de vérifier qu’il s’agit bien d’un écureuil roux et non pas d’une
espèce exotique telle que l’écureuil de Corée, l’écureuil de Pallas ou encore l’écureuil gris qui sont des
espèces envahissantes que l’on souhaite éradiquer.
b. DIAGNOSE DE L ’ÂGE
Une diagnose de l’âge est indispensable puisqu’elle conditionnera l’alimentation et les soins à
apporter au jeune animal. La pesée est un élément objectif à prendre en compte absolument (Figure 91),
néanmoins elle ne permet pas à elle seule une diagnose d’âge fiable : en effet, un individu fortement dénutri
peut alors paraître plus jeune qu’il n’est réellement.
Figure 91 : Courbe approximative de croissance de l’écureuil juvénile (figure personnelle à partir des données du CEDAF)
Elle est à coupler avec les caractéristiques anatomiques et physiologiques rapportées dans le Tableau 23 :
~ 204 ~
Tableau 23 : Diagnose d’âge des jeunes (EIBL EIBESFELDT, 1951 ; CEDAF)
Age estimé
Poids
Description
Nu, paupières et oreilles fermées (Figure 92), réflexe de succion, de saisir et de tenir présents, se roule
en boule pour dormir. Pigmentation progressive de la partie dorsale du corps.
Figure 92 : Nouveau-né écureuil (FÜRST)
< 1 semaine
10-20
g
Les poils apparaissent (Figure 93). Premiers déplacements par reptation.
Figure 93 : Même écureuil 15 jours plus tard (FÜRST)
1–2
20 –
semaines
30 g
2–3
30 -
semaines
40 g
3–4
40 –
semaines
55 g
Queue plus velue que le corps, poil court, siffle pour se défendre.
Les oreilles se développent. Les incisives inférieures percent. La queue est plus touffue.
Ouvre les yeux et menace de la voix. Queue en S sur le dos. Se tient debout d’une démarche peu
assurée (Figure 94).
Figure 94 : Écureuil juvénile d’au moins un mois (FÜRST)
4–5
55 –
semaines
75 g
Court et bondit. Sortie des incisives supérieures (Figure 95). Position assise stable.
Figure 95 : Incisives supérieures sorties chez un écureuil juvénile de 6 semaines au moins (FÜRST)
5–6
75 –
semaines
100 g
6–7
100 –
Consommation des premiers aliments solides. Tape des postérieurs pour se défendre. Pinceaux des
semaines
135 g
oreilles visibles.
2 mois
170 g
SEVRAGE. Ouvre sa première noisette. Acquisition d’une diversité alimentaire.
~ 205 ~
c. DIAGNOSE DU SEXE
La diagnose du sexe se fait en observant l’abdomen de l’animal (Figure 96). Chez le mâle, le pénis et
l’ébauche du scrotum sont souvent bien visibles au milieu de l’abdomen. Pour la femelle, la vulve se situe
juste en avant de l’anus.
Figure 96 : Diagnose du sexe (mâle à gauche, femelle à droite) chez les juvéniles d’écureuils (HUMBERT)
d. MOYEN D’IDENTIFICATION
Lorsqu’il s’agit d’une nichée ou lors de regroupement de nichées, des coupes limitées et régulières de
poils à l’extrémité ou sur les côtés de la queue sont des moyens faciles d’identification.
3. CAS URGENTS
Pour les juvéniles d’écureuil, les cas urgents sont les mêmes que ceux présentés dans la première
partie.
4. ALIMENTATION
Il est essentiel de réaliser une fiche individuelle (Annexe 2) sur laquelle reporter l’heure des repas et la
quantité prise, mais aussi le poids (idéalement mesuré chaque jour au même moment de la journée, plutôt le
matin à jeun), ce qui permet de réaliser le suivi de la croissance du petit écureuil. Au CEDAF, les juvéniles
prennent en moyenne 2,6 g par jour d’hospitalisation.
~ 206 ~
a. CHOIX DE L’ALIMENT
Comme tout animal sauvage recueilli, même sans signe de déshydratation évidente, un juvénile
d’écureuil devrait être considéré à son arrivée comme étant déshydraté à 5 % et devrait donc recevoir une
réhydratation par voie sous-cutanée puis une réhydratation par voie orale servant de transition avec le lait
utilisé par la suite si l’animal a moins de 8 semaines. Plusieurs lacto-remplaceurs peuvent être utilisés
(Tableau 24) :
Tableau 24 : Composition moyenne de lait de différentes espèces et produits de substitution (SAINSBURY, 2003 et STOCKER, 2005)
Type de lait (pour 100 g)
Matière sèche (g)
Protéines (g)
Lipides (g)
Lactose (g)
Écureuil
39,6
7,9
26,5
4
Vache
13
3-3,5
3,5-4
4,5-5
Brebis
19
5,5-6
7-7,5
4,5-5
Chèvre
12,86
3,71
4,09
4,2
Fortol® (MSD Santé Animale)
14,3
8
5,3
5
Babycat milk® (Royal Canin)
97
32
37,8
18
Babycat milk® dilué de moitié
48,5
16
18,9
9
Esbilac® (Pet Ag)
97
32,2
41,7
15,3
Esbilac® dilué de moitié
48,5
16,1
20,85
7,65
Compte-tenu de sa très grande richesse en lipides, SAINSBURY (2003) recommande l’utilisation de substitut
de lait pour jeunes carnivores domestiques : c’est ce qu’utilise le CEDAF avec le Babycat milk® (Royal
Canin), et à défaut du Fortol® (MSD Santé Animale) qui présente l’avantage de pouvoir être conservé
facilement en congelant le restant de la bouteille. STOCKER (2005) conseille l’utilisation de lait de brebis
complémenté avec un CMV. De même, tout changement de lait est à proscrire car les risques de diarrhée sont
alors importants, sauf en cas d’intolérance au produit d’allaitement initial, auquel cas la transition peut
s’effectuer avec du Biodiet® (Pfizer Santé Animale).
b. CHOIX DU MATÉRIEL D’ALIMENTATION
STOCKER (2005) recommande l’utilisation d’une seringue de 1 mL sur laquelle on dispose une petite
tétine présente dans les kits pour chatons (Figure 97). En général, d’après JACQUES & GUIRAUD (2008), les
jeunes écureuils acceptent la seringue très rapidement et apprennent à la tenir en un jour.
Figure 97 : Jeune écureuil s’agrippant à la tétine pour boire (FÜRST)
~ 207 ~
c. FRÉQUENCE DES REPAS ET QUANTITÉ À DISTRIBUER
Tableau 25 : Fréquence des repas et quantité à distribuer (STOCKER, 2005 ; CEDAF)
Âge
Fréquence
Quantité par repas
< 1 semaine
Toutes les 2-3h
Ad libitum
1 à 2 semaines
Toutes les 3-4h
Ad libitum
2 à 6 semaines
Toutes les 4-5h à 4 fois par jour
Ad libitum
SAINSBURY (2003) préconise que chez le nouveau-né, la quantité journalière administrée soit de 3
mL au moins. Au CEDAF, la buvée minimale par repas en mL est donnée par la formule suivante : (5 x Poids
vif) / 100. L’arrêt du repas nocturne n’a lieu que lorsque le petit atteint un poids de 120 g.
5. HABITAT ET HYGIÈNE
a. HABITAT
JACQUES & GUIRAUD (2008) conseillent de maintenir le petit au chaud avec une bouillotte à 37°C
au départ. Au CEDAF, les plus jeunes animaux sont ainsi placés dans une boite de transport pour petits
rongeurs dans laquelle est placé un disque chauffant recouvert de sa housse (SnuggleSafe®). Par-dessus est
disposée une couverture propre, de préférence en tissu polaire, placée de telle sorte qu’elle dispose d’un
rabat.
Les groupes d’écureuils sont constitués de nichées pré-existantes. Avant de regrouper des individus
de même âge issus de nichées différentes, chacun doit avoir été exempt de tout signe clinique durant le mois
de quarantaine.
b. HYGIÈNE
Après chaque repas, il est nécessaire de stimuler la zone ano-génitale (Figure 98) pour induire la
miction et la défécation, et ce jusqu’à ce qu’ils le fassent par eux mêmes, à un poids de 120 g environ (6 – 7
semaines).
Figure 98 : Stimulation de l’élimination post-repas (FÜRST)
~ 208 ~
B- SUIVI DU JEUNE JUSQU’AU RELÂCHER
1. SEVRAGE
VAUBOURDOLLE (2002) préconise de débuter la procédure de sevrage plus précocément que dans
les conditions naturelles, dès trois semaines, le sevrage pouvant être complet à 40 jours. JACQUES &
GUIRAUD (2008) suggèrent de proposer des fruits tels que des noisettes décortiquées, les faînes et les noix
étant moins appréciées au départ. Au CEDAF, lorsque le juvénile pèse environ 100 g, on dépose dans la cage
une moitié de noix et de noisette dont la coque aura été préalablement retirée. Au départ, ils jouent avec, puis
y goûtent, pour enfin grignoter la noisette (Figure 99). Dès qu’ils commencent à présenter ce comportement,
on diminue progressivement les quantités de lait apportées tout en surveillant le poids. C’est à partir de ce
moment, en général vers 120 g, que l’on peut laisser une coupelle de lait à disposition dans la cage. Par la
suite sont rajoutées de la pomme, de la poire, de l’endive et des tomates. SAINSBURY (2003) recommande
d’apporter des os longs de porcs comme apport en calcium. L’eau doit alors être apportée dans la cage, de
préférence dans une coupelle, et changée tous les jours.
Figure 99 : Jeune écureuil en cours de sevrage (FÜRST)
Dès lors que l’animal devient turbulent, SAINSBURY (2003) recommande de le placer dans une cage
à barreaux en métal d’au moins 1 m de haut puisque c’est une espèce arboricole. On ajoutera avec profit une
branche d’arbre fruitier que l’écureuil puisse ronger. STOCKER (2005) préconise de placer un hamac dans la
cage. SAINSBURY (2003) propose de diminuer progressivement la température ambiante intérieure jusqu’à
atteindre la température extérieure, ainsi que de respecter l’alternance jour-nuit. Un bon moyen peut-être la
mise en volière avec une partie intérieure et une partie extérieure en libre accès : cette dernière doit être
remplie de branchages de diverses tailles et formes pour lui permettre de s’exercer (Figure 100) et de
pommes de pins.
Figure 100 : Jeune écureuil en volière extérieure (COURREAU)
~ 209 ~
2. PATHOLOGIES FRÉQUENTES
a. TROUBLES D’ORIGINE ALIMENTAIRE
 Anorexie
En pratique, au CEDAF, il est rare qu’un juvénile écureuil soit anorexique, hormis dans un contexte de
diarrhée ou de traumatisme crânien. Auquel cas, on peut lui proposer un peu de lait additionné de poudre de
noisette et d’un peu de sucre pour en augmenter l’appétence. A défaut, on peut essayer du Fortol® (MSD
Santé Animale) avec un peu de sucre dilué.
 Constipation
Lorsque le petit n’arrive pas à déféquer, on peut administrer per os de l’huile de paraffine à raison de 1
mL / kg ou dans les cas extrêmes, en lavement par voie rectale. En pratique, au CEDAF, les juvéniles
d’écureuil sont très rarement constipés.
 Diarrhée
Les diarrhées des petits écureuils surviennent fréquemment en début d’élevage suite à une mauvaise
transition entre le lait maternel et le lait de substitution : elles peuvent alors se résoudre spontanément.
KIRKWOOD (1988) préconise néanmoins de réaliser un examen coprologique afin d’éliminer toute hypothèse
infectieuse ou parasitaire.
SAINSBURY (2003) recommande de stopper les repas lactés pendant quelques heures et de
remplacer ceux-ci par des réhydratants oraux de type Biodiet®. Une fois la diarrhée stoppée, les repas lactés
peuvent être repris en mélangeant le lait au réhydratant et en réaugmentant la proportion de poudre lactée
très progressivement. Au CEDAF, lorsqu’un jeune écureuil présente de la diarrhée, on dilue ou remplace le
repas lacté par du yaourt de brebis sucré. Si la diarrhée persiste, on peut y ajouter des fèces d’écureuil adulte
sain (mélangées à de l’eau de yaourt de brebis en proportion 1/10) broyées pendant 5 à 6 jours.
 Météorisation
Ce problème intervient généralement chez les jeunes mammifères suite à un changement alimentaire
opéré sans transition, à des repas trop volumineux ou à un défaut de toilettage du périnée. Il se manifeste
sous la forme d’un gonflement abdominal lié à la présence de gaz en quantité importante dans le tube digestif.
Du métoclopramide (Emeprid® (CEVA Santé Animale)) peut être administré à la dose de 0,2 à 1 mg /
kg per os ou par voie sous-cutanée (CARPENTER, 2012) à raison de deux fois par jour. Tout changement
alimentaire significatif doit être réalisé très progressivement et les petits doivent être toilettés après le repas
pour stimuler la miction et la défécation.
~ 210 ~
b.
MALADIE SYSTÉMIQUE
 Bronchopneumonie par fausse déglutition
Ce trouble est susceptible d’arriver lorsqu’on ne laisse pas au petit le temps d’avaler l’aliment à son
rythme et qu’il n’est pas tenu droit. Une dyspnée intense d’apparition brutale est alors notée avec respiration
bouche ouverte, et un claquement peut éventuellement être entendu à l’expiration.
STOCKER (2005) préconise l’administration d’amoxicilline (Suramox® (Virbac)) injectable à la dose
de 20 mg / kg deux fois par jour pendant au moins une semaine ou du sulfadoxine triméthoprime (Septotryl®
(Vétoquinol)) à la dose de 15 à 30 mg / kg deux fois par jour par voie intra-musculaire pendant au moins une
semaine (CARPENTER, 2012). Une mise en couveuse sous dioxygène est préconisée. Le pronostic reste
réservé.
c. PARASITISME
 Ectoparasites
Les jeunes écureuils sont pratiquement toujours infestés par des puces (Monopsyllus sciurorum)
contractées au contact de leur mère ou la litière. Ils présentent aussi régulièrement des tiques (Ixodes ricinus
et I. sciuricola), et peuvent aussi être porteurs d’aoûtats, de Demodex et de poux.
De l’ivermectine (Ivomec® (Merial)) peut être administré en spot-on à raison de 1 goutte déposée sur
la peau au niveau de la nuque, deux fois à 15 jours d’intervalle. En pratique au CEDAF, les très jeunes
écureuils ne sont pas traités et les puces sont retirées manuellement.
 Endoparasites
Les écureuils peuvent présenter des cestodes et des nématodes. Une coccidiose à Eimeria sciurorum
est semble-t-il très fréquente chez les écureuils (VAUBOURDOLLE, 2002).
Concernant la coccidiose, CARPENTER (2012) conseille l’utilisation de sulfadiméthoxine (Sulfalon®
(Virbac)) à la dose de 50 mg / kg le premier jour puis 25 à 50 mg / kg une fois par jour pendant 10 à 20 jours,
par voie orale. Pour les nématodes, de l’ivermectine (Ivomec®) peut être administrée à la dose de 0,2 à 0,4
mg / kg par voie sous-cutanée tous les cinq à sept jours.
d. CONTACTS AVEC L’HOMME ET CONSÉQUENCES COMPORTEMENTALES
Peu d’informations sont disponibles concernant ce problème. JACQUES & GUIRAUD (2008)
rapportent que même très familiarisés, une fois relâchés, ils redeviennent sauvages et il devient impossible de
les approcher. D’après l’expérience du CEDAF, la plupart des juvéniles élevés à la main retournent à la vie
sauvage sans problème et ne sont pas davantage la cible des prédateurs.
~ 211 ~
e. AUTRES TROUBLES
 Allo/auto-fellation
D’après STOCKER (2005), c’est un phénomène assez fréquent chez les jeunes écureuils qui ne
trouvent rien d’autre à téter, ce qui peut à terme provoquer une inflammation importante du pénis. Lorsqu’il
s’agit des frères et sœurs infligeant ce comportement anormal au petit, il faut le séparer des autres. Mais s’il
s’agit du jeune lui-même, la solution consiste à lui fabriquer un collier élisabéthain avec du plastique ou du
carton pour limiter l’inflammation.
 Maladies peu fréquentes mais zoonotiques
Les écureuils peuvent transmettre certaines maladies à risque zoonotique variable :
-
risque de contagion important : pasteurellose (par morsure, griffure et inhalation), dermatophytose
(par contact cutané direct) ;
-
risque de contagion moyen : salmonellose (par contact avec les déjections), gale (par contact cutané
direct) ;
-
risque de contagion faible : leptospirose (par contact cutanéo-muqueux), hantavirose (par morsure,
griffure, inhalation ou ingestion de matières contaminées).
3. RÉHABILITATION
a. PRÉPARATION AU RELÂCHER
Pour pouvoir être relâché, un écureuil doit présenter les caractéristiques répertoriées dans la première
partie par WALRAVEN (1994), auxquelles s’ajoutent d’autres éléments :
-
avoir la queue intacte puisqu’elle lui sert de balancier ;
-
être capable d’ouvrir seul une noisette intacte.
Si tous ces éléments sont réunis, alors on peut envisager le relâcher de l’individu.
b. CHOIX DU SITE ET DU MOMENT DU RELÂCHER
Le RED SQUIRREL GROUP (2004) préconise de ne pas relâcher d’écureuils dans des forêts non
connues pour avoir abrité par le passé des écureuils roux. Paradoxalement, ils recommandent de ne pas en
relâcher non plus sur des terrains possédant une population d’écureuils afin d’éviter de propager des maladies
ou des parasites hébergés par les individus introduits. PEPPER & PATTERSON (1998) recommandent que le
site du relâcher soit une forêt de conifères (200 ha minimum) présentant moins de 10 % de feuillus à grandes
graines. Il faut privilégier les forêts présentant des essences diversifiées mais surtout différentes classes
d’âge. Bien entendu, il s’agit d’éviter la proximité des routes.
~ 212 ~
SAINSBURY (2003) propose de relâcher les écureuils entre les mois d’août et de novembre, étant
donné qu’il s’agit de la fin de la saison d’élevage, et que c’est l’époque de la dispersion et de la réorganisation
sociale dans cette espèce. A cette période, les arbres sont en fruits et il ne fait ni froid ni humide.
c. MÉTHODES DE RELÂCHER
 Le « soft-release »
Il est possible de poursuivre le protocole entrepris en volière mixte en ne laissant libre accès qu’à la
volière extérieure. Puis au bout de trois à quatre semaines, la porte est ouverte (Figure 101) et la nourriture
est fournie jusqu’à ce que les écureuils ne reviennent plus. En parallèle de la nourriture apportée dans la
cage, on peut ajouter des stations accrochées dans les arbres fournissant alimentation et eau.
Figure 101 : Soft-release d’un écureuil roux (à gauche) et station d’alimentation (à droite) (HUMBERT)
 Le « hard-release »
Ce type de relâcher est peu recommandé chez les juvéniles qui sont généralement hospitalisés durant
une assez longue période. Néanmoins si l’animal est resté très peu de temps au centre de soins et qu’il s’agit
de la méthode choisie, il faut le remettre en liberté dans un nid placé à environ 4 m de hauteur, en veillant à ce
que le transport soit le moins stressant possible (pas de long trajet, attention au claquement des portières…).
Dans son étude, WAUTERS et al. (1997) a ainsi placé une vingtaine de nids de 23 x 23 x 40 cm (L x l
x h) avec un trou de 6 cm de diamètre sur un côté. Chaque nid était obturé pendant une dizaine d’heures
avant de forcer les juvéniles à sortir. Des mangeoires ont été placées à proximité et approvisionnées
régulièrement. La moitié des femelles ont survécu suffisamment longtemps pour fonder une colonie stable,
contre 33 % de survie chez les mâles : certaines femelles ont ainsi survécu 5 ans (rappelons qu’en moyenne,
seulement 25 % des nouveau-nés dépassent 1 an).
~ 213 ~
Cage pour rongeur en hauteur
Cage de transport pour rongeurs à 37°C sur tapis chauffant
avec hamac
Stimulation des mictions et des défécations
Passage progressif à l’extérieur
Aliment solide à disposition
2–3h
3–4h
6h
4-5h
Lait à dispo
Arrêt du repas
nocturne
~ 214 ~
« SOFT-RELEASE »
Figure 102 : Schéma bilan de la prise en charge d’un juvénile écureuil (figure personnelle)
CHAPITRE 9
LAPIN DE GARENNE (ORYCTOLAGUS CUNICULUS)
~ 215 ~
~ 216 ~
I- BIOLOGIE DU LAPIN DE GARENNE
A- PRÉSENTATION DE L’ESPÈCE
Le lapin de garenne (Oryctolagus cuniculus) est un lagomorphe brun-gris (Figure 103), excepté sur le
ventre qui est gris clair à blanc. Selon CORDIER (2010), il pèse entre 1,1 et 1,5 kg. LACLUCHE (1999)
iindique une longueur moyenne du corps de 42 cm environ. On le distingue du lièvre (qui sera étudié plus loin)
par sa plus petite taille, ses pattes moins longues, sa tête plus ronde et ses oreilles plus courtes (7 cm
environ) dépourvues des extrémités noires caractéristiques du lièvre. Ses membres postérieurs longs et
puissants constituent une adaptation au saut. Il peut courir jusqu’à 38 km / h en cas de danger, par petits
bonds rapides en zigzagant (DUQUET, 1995).
Figure 103 : Lapin de garenne adulte (ONCFS)
En France, d’après DUQUET (1995), on le retrouve un peu partout, même sur le littoral et en Corse,
jusqu’à 1000 m d’altitude dans les Alpes, et 2000 m d’altitude dans les Pyrénées. On ne le retrouve pas ou
peu dans les régions aux hivers rigoureux, dans les zones de cultures intensives et dans les grands massifs
forestiers (Lorraine).
Selon l’arrêté du 26 juin 1987, en France, il s’agit d’une espèce de gibier sédentaire dont la chasse est
autorisée. L’arrêté du 3 avril 2012 lui confère le statut potentiel de nuisible, c’est-à-dire qu’il appartient au
préfet, à l’échelle de chaque département et pour un an, de choisir les périodes et modalités de destruction de
cette espèce. D’après l’UICN, son statut de conservation est « quasi menacé ». Ils représentent 5,3 % des
mammifères terrestres reçus dans les centres de soins (CAVIGNAUX & JALLU, 2008).
~ 217 ~
B- RYTHME DE VIE, HABITAT ET PARTICULARITÉS COMPORTEMENTALES
1. RYTHME DE VIE
a. ANNUEL
Là encore, le rythme de vie annuel chez les lapins de garenne est organisé autour de la saison de
reproduction (Figure 104).
Figure 104 : Rythme annuel des lapins (DAVID, 1999)
PÉRIODE DE REPRODUCTION
J
F
M
A
M
J
J
RÉORGANISATION
A
S
O
N
D
La période de reproduction chez les lapins est variable d’un pays à l’autre : plus on descend vers le
sud et plus elle débute tôt dans l’année. Plus que la température moyenne, ce sont la disponibilité des
ressources alimentaires et la photopériode qui joueraient un rôle dans l’entrée en saison de reproduction. En
France, DAVID (1999) rapporte qu’elle commence en toute fin d’hiver (février) et qu’elle se termine au début
de l’automne (septembre). Selon lui, dès les premières pluies d’automne, la réorganisation des groupes
sociaux se met en place : les vieilles femelles choisissent la garenne centrale pour la mise-bas, dont elles
interdisent l’accès aux jeunes femelles et aux subordonnées (celles-ci seront contraintes de mettre-bas dans
des terriers isolés, voire sur des territoires étrangers). Les vieux mâles ou ceux ayant un caractère affirmé se
lient aux premières pour former des paires reproductrices dominantes qui serviront de noyaux aux futurs
groupes. Les jeunes individus écartés de la garenne centrale se regroupent autour d’autres jeunes femelles, le
choix se portant de manière préférentielle sur les plus agressives d’entre elles. Toutes les femelles finissent
ainsi par s’intégrer, alors que quelques jeunes mâles restent solitaires et satellites aux groupes. En parallèle,
toute la colonie fait montre d’une intense activité et agrandit les garennes existantes, ou creuse de nouveaux
terriers. La nouvelle saison de reproduction ne commence que lorsque les femelles dominantes sont de
nouveau réceptives.
b. JOURNALIER
Selon DAVID (1999), les lapins de garenne sont essentiellement nocturnes. A l’échelle de la
population, la phase d’activité commence 2 h avant le crépuscule et se prolonge toute la nuit jusque 2 h après
l’aube. Le début et la fin de cette phase sont soumis aux variations saisonnières et climatiques et à la
survenue éventuelle d’un prédateur. Le reste du temps correspond à la phase de repos. A l’échelle des
individus, la journée est entrecoupée de petites phases d’activité et la nuit de petites phases de repos.
~ 218 ~
LACLUCHE (1999) indique que le budget temps individuel se répartit en 30 à 60 % du nycthémère
consacré à l’alimentation, alors que 20 % sont dévolus aux interactions sociales.
2. HABITAT ET MODE DE REGROUPEMENT
Selon CORDIER (2010), les lapins recherchent des milieux combinant zones couvertes et ouvertes et
présentant un sol suffisamment meuble et profond pour pouvoir creuser des terriers. On les retrouve ainsi
généralement dans les landes, les garrigues, les zones vallonnées et sableuses avec pâturages, dans les bois
limitrophes aux cultures et aux prairies, dans les zones de bocage… C’est sur ces terrains qu’ils creusent des
réseaux de terriers (les garennes) pouvant abriter plusieurs dizaines d’individus. En général, ils s’éloignent
rarement à plus de 100 m de celle-ci. On peut néanmoins noter des variations suivant les milieux : lorsque le
sol est sablonneux, les lapins creusent de préférence de nouveaux terriers, alors qu’ils prolongent plutôt des
garennes existantes lorsque le sol est plus dur (DAVID, 1999). Sur les pâtures bordées de terrains
broussailleux, les lapins délaissent même les garennes pour se reposer en surface.
Les lapins sont donc organisés en groupes sociaux associant plusieurs familles. Selon LACLUCHE
(1999), chaque groupe compte 2 à 5 adultes, parfois jusqu’à 10, auxquels viennent s’ajouter les jeunes de
l’année jusqu’en été. Chaque groupe familial occupe une garenne principale et des garennes satellites ;
plusieurs groupes familiaux peuvent se regrouper pour partager un même domaine vital et les mêmes zones
d’alimentation. Une partie du domaine vital constitue néanmoins un territoire et est défendue vis-à-vis des
individus des autres familles, ses limites étant matérialisées par des marquages via l’urine, les glandes anales
et la glande sous-mentonnière.
CORDIER (2010) rapporte qu’en France, les prédateurs habituels du lapin de garenne sont les petits
carnivores tels que le renard, la belette, l’hermine, le chat forestier, mais aussi les sangliers et les rapaces
(buse variable, faucon crécerelle, divers strigiformes).
3. PARTICULARITÉS COMPORTEMENTALES
Le lapin est caecotrophe, c’est-à-dire qu’il ingère un certain type de déjections qui sont issues d’une
première digestion en région caecale et qu’il récupère directement au niveau de l’anus: molles et riches en
protéines et en vitamines, elles permettent au lapin, une fois ingérées, de digérer la cellulose par effet
deuxième passage. Ce recyclage de nutriments apporte ainsi au lapin certaines vitamines et protéines qui ne
se trouvent pas dans son régime alimentaire habituel et qui auraient été perdues en l’absence de ce
comportement alimentaire particulier.
~ 219 ~
C- RÉGIME ALIMENTAIRE EN MILIEU NATUREL
Le lapin de garenne est un herbivore. Selon CORDIER (2010), il se nourrit essentiellement de
graminées et de diverses plantes herbacées. Il peut également, au besoin, manger des végétaux plus ligneux
de type ronces (Rubus spp.), ajoncs (Ulex spp.) ou bruyères (Erica spp., Caluna vulgaris).
D- REPRODUCTION ET COMPORTEMENT PARENTAL
1. APPAREILS REPRODUCTEURS
A distance, les lapins de garenne ne présentent aucun dimorphisme sexuel. Il est donc indispensable
d’examiner leurs appareils génitaux externes pour procéder au sexage.
DAVID (1999) rapporte que chez le mâle, les testicules sont en position intra-abdominale l’été et
descendent en position scrotale dès le début de l’automne, période où ils se développent. Ils atteignent leur
poids maximal au début du printemps, puis ils régressent et sont à nouveau internalisés à la fin de cette
saison. Pour déterminer s’il s’agit d’un mâle ou d’une femelle en l’absence de testicules apparents, il s’agit
d’essayer d’extérioriser le pénis. Chez la femelle, le clitoris est péniforme et aura une forme de voile de bateau
une fois extériorisé, alors que le pénis chez le mâle aura une forme de tube.
Chez les femelles, l’utérus est duplex et possède même deux cols. La placentation est discoïde et
hémochoriale, ce qui signifie que 100 % des anticorps maternels sont transmis au fœtus par voie
transplacentaire. Elles disposent enfin de deux rangées de 4 à 5 (exceptionnellement 6) mamelles, ce qui fait
que le nombre total de mamelles peut être impair.
2. ŒSTRUS ET ACCOUPLEMENT
Au cours de la saison de reproduction, à partir du début du printemps jusqu’à la fin de l’automne, les
femelles se montrent réceptives tous les 7 jours environ, en général pendant une nuit, mais parfois pendant 3
à 4 jours grand maximum. DAVID (1999) rapporte que l’ovulation est induite par le coït, ou au moins par une
forte stimulation du mâle. Les femelles vivant ensemble ont tendance à se synchroniser.
~ 220 ~
DAVID (1999) rapporte qu’une femelle réceptive peut être saillie par plusieurs mâles au cours d’une
même nuit, mais elle choisit de préférence les mâles dominants. Le coït en lui-même est très court (moins de
15 secondes) mais il est répété dix ou vingt fois d’affilée pendant quelques minutes.
3. GESTATION ET MISE-BAS
DAVID (1999) précise que la gestation dure entre 28 et 30 jours. Sur le plan comportemental, les
cycles se poursuivent : l’attraction sexuelle et la copulation sont fréquentes autour du 14 ème jour de gestation,
et restent possibles au 7ème jour et au 21ème jour. Huit à quinze jours avant la mise-bas (mais parfois
seulement la veille) la femelle commence à creuser un terrier, généralement dans la garenne principale. Trois
jours avant la parturition, elle commence à collecter de l’herbe sèche qu’elle dépose en petits fagots dans le
nid. Une fois qu’elle a accumulé suffisamment de matériau, elle creuse à l’intérieur pour y faire une cavité. 24
à 48 heures avant le part, elle arrache des touffes de poils de son abdomen, surtout autour des mamelles,
pour tapisser l’intérieur du nid.
Peu avant la mise-bas, le plus souvent peu après le lever du soleil, la femelle entre dans son nid et
donne naissance à sa portée, comptant jusqu’à 10 petits, en 10 à 15 minutes au total. Puis, la femelle
sectionne les cordons ombilicaux et dévore les placentas. Parfois, elle lèche rapidement ses petits et les
allaite pendant moins d’une minute, puis elle les recouvre de poils et de débris végétaux avant de quitter
brusquement le nid. DAVID (1999) relate qu’après chaque visite, elle referme le terrier, et dépose devant
l’entrée selles et urine. La prise de colostrum durant la première tétée est majeure : en effet, en l’absence de
celle-ci, la mortalité est bien plus élevée dans les 10 jours qui suivent (COUREAUD et al., 2000). La mise-bas
est généralement suivie d’un œstrus post-partum, le plus souvent à l’origine d’un nouveau coït et d’une
gestation. Bien souvent, la femelle est donc en gestation et en lactation de manière simultanée. Dans les
conditions optimales, les femelles mettent bas une nouvelle portée tous les mois, juste après avoir sevré la
précédente. En réalité, CORDIER (2010) rapporte que les lapines produisent 3 à 5 portées par an.
4. CROISSANCE DES JEUNES
CORDIER (2010) signale que les lapereaux naissent aveugles et nus et ne sont donc pas capables
d’assurer leur thermorégulation. Néanmoins, la mère ne s’occupe que très peu de sa progéniture : elle leur
rend visite une fois par jour, généralement en fin de nuit, juste avant le lever du soleil, reste avec eux trois à
quatre minutes au maximum pour les allaiter, puis les laisse seuls. Le lait est expulsé activement sous une
~ 221 ~
décharge d’ocytocine, ce qui permet aux petits d’absorber une grande quantité de lait en très peu de temps,
d’autant plus qu’ils sont capables d’attraper les tétines très rapidement et facilement (DAVID, 1999). HOY &
SELZER (2002) ont pu constater, à l’aide de caméras infra-rouges, qu’en réalité les femelles allaitent leurs
petits plus d’une fois par jour dans 30 % des cas. Après le départ de leur mère, les petits somnolent pendant
30 secondes puis ils urinent tous en même temps. Ils se dispersent ensuite en creusant dans la couverture
végétale du nid, sans jamais en sortir, puis finissent par se regrouper au niveau du point le plus chaud du nid
(31°C). Ils ne recommencent à s’agiter qu’une à deux heures avant l’arrivée de leur mère. Le fait qu’ils soient
découverts et groupés au moment de l’arrivée de leur mère permet une optimisation du temps de tétée. Ils
sont alors très sensibles aux odeurs, notamment celle émise par les crottes de leur mère et à une phéromone
produite dans le lait, qui leur permet de s’orienter vers les mamelles et de téter.
. A partir du 7ème jour, les lapereaux sont capables de percevoir les sons et les variations de
luminosité. Les yeux et les oreilles s’ouvrent au 10ème jour. Jusqu’à ce jour, la mère dépose des crottes dans le
nid et y repousse les matériaux dispersés.
Ils sont totalement autonomes pour leur thermorégulation vers le 13 ème jour, moment à partir duquel ils
commencent à sortir du nid pour attendre dans le couloir du terrier que la mère revienne pour la tétée. Dès la
deuxième semaine, ils commencent à mâchonner les végétaux et à ingérer les crottes que leur mère laisse au
nid, ce qui permet d’ensemencer leur flore. A partir du 18 ème jour, la mère tasse de moins en moins la terre en
refermant le nid.
A partir du début de la troisième semaine de vie, la femelle ne ferme plus le terrier et les petits
commencent à en sortir. Au départ, ils restent à l’entrée ou à proximité immédiate de celui-ci, puis ils s’en
éloignent de plus en plus, ne s’y retrouvant que pour la tétée après le coucher du soleil. En parallèle, la
production laitière de la mère diminue rapidement et les petits se mettent à consommer de manière effective
les matériaux du nid.
Aux alentours du 26ème jour – et le 28ème jour au plus tard – dans le cas où la mère est de nouveau
gestante, elle chasse ses petits, leur urine dessus, se montre agressive et les mord s’ils tentent de la téter,
alors que la veille encore elle les allaitait normalement. Elle prépare ensuite le nid pour sa portée suivante.
Dans le cas contraire, la mère est beaucoup moins agressive et le sevrage peut être décalé au 30 ème jour de
vie. DAVID (1999) rapporte que les substances aromatiques des plantes consommées par les mères sont
transmises aux petits (passage transplacentaire, par le lait, par les crottes laissées par la mère au terrier ?) ce
qui permet aux petits de savoir, dès le sevrage, quelles plantes sont consommables. Néanmoins, cette
préférence acquise s’estompe rapidement avec l’âge, et les petits apprennent vite à sélectionner les plantes
ayant la plus haute valeur nutritive.
~ 222 ~
5. DISPERSION ET MATURITÉ SEXUELLE
Après le sevrage, les petits sont donc autonomes et cherchent un nouveau terrier. Jusqu’à deux mois,
ceux d’un même groupe ont tendance à rester ensemble pour jouer, se toiletter mutuellement voire se blottir
les uns contre les autres. Dès cet âge, les mâles commencent à présenter des comportements sexuels vis-àvis des femelles et une hiérarchie s’instaure entre eux, les plus âgés dominant les plus jeunes. En général,
jusque-là, les mâles adultes sont plutôt attentionnés avec les petits et les protègent de l’agressivité des
femelles. Néanmoins, dès la maturité sexuelle atteinte vers 3-4 mois, les mâles se comportent avec eux
comme avec les adultes : ils sont agressifs envers les jeunes mâles mais acceptent volontiers les jeunes
femelles (celles nées en tout début de saison peuvent ainsi être fécondées lors de leur premier été). C’est
donc à l’intersaison de reproduction que se déroule la dispersion et ce d’autant plus pour les jeunes mâles. La
dispersion est plus importante quand la nourriture est rare et la densité de population importante, mais dans la
plupart des cas, le nouveau domaine vital est situé à moins de 100 m du terrier natal.
CORDIER (2010) indique que seuls 5 à 6 petits (sur les 15 à 25 produits tous les ans par une femelle)
parviennent à l’âge adulte du fait de la prédation et de la destruction des nids par les travaux agricoles, les
fortes précipitations… DAVID (1999) rapporte que dans les zones où la prédation est élevée, l’espérance de
vie ne dépasserait pas un an, notamment en ce qui concerne les jeunes et les subordonnés (les dominants au
contraire peuvent vivre jusqu’à 4 ans). HARCOURT-BROWN (2003) va même plus loin en relevant que 75 %
des lapereaux ne dépasseraient pas l’âge de 3 mois.
~ 223 ~
II- PRISE EN CHARGE DU JEUNE LAPIN DANS UN CENTRE DE SOINS
À NOTER :
III-
Dans ce chapitre ne seront abordées que les particularités de la prise en charge spécifique des
juvéniles de lapin de garenne. Afin de compléter vos connaissances, il est conseillé de se reporter à la
IV-première partie sur la prise en charge générale d’un juvénile de mammifère.
A- GESTION IMMÉDIATE DU JEUNE À SON ARRIVÉE
1. ENTRETIEN TÉLÉPHONIQUE PRÉALABLE
Comme pour tout animal sauvage, la première question à se poser consiste à déterminer si le
lapereau est en détresse ou non. Hormis les signes de détresse généraux rapportés dans la première partie,
un individu déniché par un prédateur (domestique ou non) est bien souvent en détresse et peut souffrir de
lésions plus ou moins graves selon les circonstances plus ou moins traumatisantes du dénichage. En 2012, 9
lapereaux ont ainsi été admis au CEDAF ; tous provenaient d’un dénichage par un animal domestique ou
sauvage dont le découvreur avait été témoin. S’il ne semble pas en détresse, il est primordial de conseiller au
découvreur de vérifier si la mère n’est pas loin de manière à replacer le jeune, dont l’état général a été évalué,
directement sur le lieu de découverte.
La différence d’espèce à ce stade entre lapereau et levraut importe peu et le découvreur identifie
souvent correctement le juvénile comme étant un lagomorphe. Peu de blessures peuvent être occasionnées
par un lagomorphe, par contre, il faut absolument conseiller le découvreur sur la contention pour ne pas
blesser l’animal : il ne faut pas les tenir par les oreilles sous peine de leur provoquer un choc vagal, et il faut
toujours maintenir une main sur les lombaires pour ne pas risquer une fracture des vertèbres (voir plus loin).
Pour le transport, une boîte de transport pour NAC est idéale. Dans le cas d’individus très jeunes, une
bouillotte doit être laissée à disposition.
2. ACCUEIL DE L’ANIMAL
a. ACCUEIL GÉNÉRAL
Une fois le découvreur arrivé au centre de soins, les informations générales répertoriées dans la
première partie sont à recueillir. Puis, un examen clinique le plus complet possible doit être réalisé de manière
à orienter la conduite à tenir entre remise en nature immédiate si possible, euthanasie immédiate ou prise en
charge au centre de soins.
A ce stade, il est primordial de différencier lapereau de levraut car la prise en charge n’est pas la
même : les lapereaux sont nidicoles, contrairement aux levrauts qui sont nidifuges et beaucoup plus
~ 224 ~
autonomes au même âge (voir partie sur la prise en charge des jeunes lièvres). Les circonstances de la
découverte sont un élément particulièrement intéressant en terme de pronostic car un animal déniché par un
prédateur est potentiellement blessé, ce qui peut avoir des conséquences néfastes sur le pronostic de
relâcher. Si l’animal peut être relâché directement, il faut s’assurer qu’il y ait bien une garenne sur le lieu de la
découverte.
b. DIAGNOSE DE L ’ÂGE
Une diagnose de l’âge est indispensable puisqu’elle conditionnera l’alimentation et les soins à
apporter au jeune animal. La pesée est un élément objectif à prendre en compte absolument, néanmoins elle
ne permet pas à elle seule une diagnose d’âge fiable : en effet, un individu fortement dénutri peut alors
paraître plus jeune qu’il n’est réellement. Elle est à combiner avec les caractéristiques physiques rapportées
dans le Tableau 26.
Tableau 26 : Diagnose d’âge des lapereaux (SNVIMA, 1987)
Poids
120 g
190 g
Caractéristiques
Nu, aveugle, incapacité à assurer sa thermorégulation.
Âge
Nouveau-né
Perçoit les sons. Les yeux et les oreilles s’ouvrent à 10 jours.
1 semaine
Totalement autonomes pour la thermorégulation. Commencent à consommer des aliments solides.
2 semaines
Premières sorties du terrier. Alimentation solide et lactée.
Figure 105 : Lapereau de trois semaines environ (FÜRST)
280 g
360 g
3 semaines
SEVRAGE
4 semaines
c. DIAGNOSE DU SEXE
Pour déterminer s’il s’agit d’un mâle ou d’une femelle en l’absence de testicules apparents, il s’agit
d’essayer d’extérioriser le pénis ou le clitoris comme indiqué plus haut (Figure 106).
Figure 106 : Sexage chez les lapins : femelle à gauche, mâle à droite (QUINTON, 2009)
~ 225 ~
d. MOYEN D’IDENTIFICATION
Si plusieurs jeunes sont apportés ensemble ou s’il s’agit d’un regroupement, il est nécessaire
d’individualiser chaque pensionnaire. Chez les lapereaux, le plus simple est d’effectuer des coupes régulières
et raisonnées de poils, différentes selon les individus.
3. CAS URGENTS
Pour les lapereaux, les cas urgents sont les mêmes que ceux présentés dans la première partie.
4. ALIMENTATION
Il est essentiel de réaliser une fiche individuelle (Annexe 2) sur laquelle reporter l’heure des repas et la
quantité prise, mais aussi le poids (idéalement mesuré chaque jour au même moment de la journée, plutôt le
matin avant le premier repas), ce qui permet de réaliser le suivi de la croissance du jeune lapereau. On doit
constater une prise de poids régulière.
a. CHOIX DE L’ALIMENT
Comme pour tout animal sauvage recueilli, même sans signe de déshydratation évidente, un lapereau
doit être considéré à son arrivée comme étant déshydraté à 5 % et devrait donc recevoir une réhydratation par
voie sous-cutanée puis une réhydratation par voie orale servant de transition avec le lait utilisé par la suite si
l’animal n’est pas encore sevré. Plusieurs lacto-remplaceurs peuvent être utilisés (Tableau 27) :
Tableau 27 : Composition moyenne du lait de différentes espèces et produits de substitution (STOCKER, 2005)
Type de lait (pour 100 g)
Matière sèche (g)
Protéines (g)
Lipides (g)
Lactose (g)
Lapine
31,2
10
15,3
1,9
Vache
13
3-3,5
3,5-4
4,5-5
Brebis
19
5,5-6
7-7,5
4,5-5
Chèvre
12,86
3,71
4,09
4,2
Fortol® (MSD Santé Animale)
14,3
8
5,3
5
Babycat milk® (Royal Canin)
97
32
37,8
18
Babycat milk® dilué de moitié
48,5
16
18,9
9
Esbilac® (Pet Ag)
97
32,2
41,7
15,3
Esbilac® dilué de moitié
48,5
16,1
20,85
7,65
~ 226 ~
Compte-tenu de la très grande richesse du lait de lapine, en matière grasse notamment, HARCOURTBROWN (2003) recommande de ne pas trop diluer l’Esbilac® (deux parts d’Esbilac® pour une part d’eau).
STOCKER (2005) propose d’ajouter un quart de cuillère à café de yaourt bio à chaque biberon afin
d’ensemencer le tractus digestif du petit avec une flore non pathogène, afin d’éviter les dysbioses.
b. CHOIX DU MATÉRIEL D’ALIMENTATION
STOCKER (2005) recommande l’utilisation de petites seringues, remplacées par des biberons pour
chiot au besoin en fonction de la croissance du lapereau (Figure 107).
Figure 107 : Lapereaux non sevrés nourris au biberon (photo personnelle à gauche, FÜRST à droite)
Après chaque repas, tout le matériel doit être nettoyé a minima à l’eau très chaude et régulièrement
désinfecté.
c. FRÉQUENCE DES REPAS ET QUANTITÉ À DISTRIBUER
Tableau 28 : Fréquence des repas et quantité à distribuer (STOCKER, 2005)
Âge
Fréquence
Quantité par repas
Remarques
< 4 jours
Toutes les 2-3 h
1-4 mL
Dernier repas à minuit, premier repas à 5 h
4-10 jours
Toutes les 4 h
4-10 mL
Dernier repas à 23 h, premier repas à 6 h
>10 jours
2-3 par jour
Ad libitum
Réduire la fréquence
Le lacto-remplaceur étant beaucoup moins riche que le lait de lapine, même en choisissant l’Esbilac®,
plusieurs repas sont nécessaires en captivité pour compenser la plus faible teneur en matière utile, et ce
même si à l’état sauvage la mère n’allaite ses petits qu’une seule fois par jour (HARCOURT-BROWN, 2003).
~ 227 ~
5. HABITAT ET HYGIÈNE
a. HABITAT
HARCOURT-BROWN (2003) préconise de maintenir les petits au chaud et au sec dans un nid fait de
papier essuie-tout froissé, le tout placé dans un carton. Des bouillottes peuvent être placées sous le nid, en
ménageant un espace sans bouillotte pour que les lapereaux puissent choisir la température qui leur convient.
b. HYGIÈNE
HARCOURT-BROWN (2003) recommande de stimuler la miction et la défécation en massant la zone
ano-génitale avec un linge imbibé d’eau tiède.
B- SUIVI DU JEUNE JUSQU’AU RELÂCHER
1. SEVRAGE
STOCKER (2005) préconise de commencer à placer le lait dans une coupelle dès 15 jours, âge
auquel la plupart des lapereaux sont apportés dans les centres de soins (Figure 108). A ce moment-là, le petit
peut être transféré dans une cage pour lapins domestiques et un biberon à eau peut être placé à disposition. Il
faut en outre placer du foin de bonne qualité au fond de la cage, auquel on peut rajouter des feuilles de
pissenlit (Taraxacum spp.), du trèfle (Trifolium spp.), ainsi qu’un mélange d’extrudés de bonne qualité pour
lapins. HARCOURT-BROWN (2003) préconise, si possible, d’ajouter des caecotrophes d’adultes dans la
cage. Des légumes ligneux tels que du céleri branche, du persil ou du fenouil peuvent être ajoutés.
Figure 108 : Lapereau dont le sevrage peut être commencé (FÜRST)
2. PATHOLOGIES FRÉQUENTES
a. TROUBLES D’ORIGINE ALIMENTAIRE
 Anorexie
Elle n’est que peu décrite chez les lapereaux qui semblent accepter facilement le substitut de lait
maternel. En cas d’anorexie prolongée, il est préférable d’utiliser des réhydratants oraux tels que Biodiet® afin
~ 228 ~
d’assurer une meilleure transition avec le lait. Les deux premiers repas peuvent être entièrement constitués de
Biodiet®, puis 25 % de lait et 75 % de Biodiet®, puis 50-50 %, puis 25 % de Biodiet® avec 75 % de lait.
b.
MALADIES SYSTÉMIQUES
 Bronchopneumonie par fausse déglutition
Ce trouble est susceptible d’arriver lorsqu’on ne laisse pas au petit le temps d’avaler l’aliment à son
rythme et qu’il n’est pas tenu droit. Une dyspnée intense d’apparition brutale est alors notée avec respiration
bouche ouverte et un claquement peut éventuellement être entendu à l’expiration.
STOCKER (2005) préconise l’administration d’un mélange de sulfamide et de triméthoprime
(Septotryl® (Virbac)) à la dose de 15 à 30 mg / kg deux fois par jour par voie intra-musculaire pendant au
moins une semaine (CARPENTER, 2012). Le pronostic demeure réservé.
 Diarrhée
Les lapins de garenne présentent relativement fréquemment des diarrhées d’adaptation : selon
CORDIER (2010), le stress de la manipulation et de la captivité associé au transport (avec potentiellement des
écarts de température ambiante), les changements alimentaires (jeûne suite au changement d’écosystème…),
le défaut d’abreuvement parfois, le fait d’être confronté à des agents pathogènes nouveaux ou d’héberger des
microorganismes pathogènes endogènes latents contribuent à provoquer un déséquilibre de la flore caecale,
puis une entérite. La mort de l’animal peut survenir en quelques jours à quelques heures. Le SNVIMA (1987)
précise que les principaux germes en cause sont les colibacilles, les pasteurelles, ainsi que les coccidies
(Eimeria spp.). La coccidiose est diagnostiquée relativement facilement par une simple coproscopie après
flottation.
Le traitement de la coccidiose préconisé par STOCKER (2005) consiste en une association de
sulfaméthoxazole et triméthoprime (Bactrim® (Roche)) à raison de 15 mg / kg par voie orale deux fois par jour
pendant au moins une semaine. Concernant l’entretien de ces animaux particulièrement sensibles au stress,
le transport doit être le plus calme et le nouvel environnement (dans le centre de soins ou au moment du
relâcher) doit fournir le plus de ressources possibles pour éviter les facteurs favorisant la diarrhée.
 Maladie virale hémorragique du lapin (VHD)
STOCKER (2005) rapporte que ce virus, très contagieux, est transmis par contact avec un individu
infecté. Les signes cliniques sont une perte d’appétit, une apathie, des signes de détresse respiratoire, une
ataxie, un jetage muqueux hémorragique, puis la mort en un à deux jours.
~ 229 ~
Aucun traitement médical n’est rapporté, ainsi, une quarantaine devrait être réalisée pour tout animal
susceptible d’être porteur de cette maladie avant de l’intégrer à un groupe de lapereaux. STOCKER (2005)
préconise la vaccination à 10 semaines.
 Myxomatose
STOCKER (2005) rapporte qu’il s’agit d’une arbovirose. Deux à huit jours après l’infection (en France,
généralement causée par des moustiques), les paupières deviennent œdématiées au point de rester fermées.
Une conjonctivite ainsi que des myxomes autour des oreilles, du cou, de la tête, du nez et de la région anogénitale sont notés. En général, les lapins continuent de se nourrir mais meurent en 11 à 18 jours. Il existe
néanmoins une forme pulmonaire contagieuse et indépendante de toute vectorisation.
STOCKER (2005) préconise un traitement à base de :
-
fluidothérapie à raison de 50 mL / kg deux fois par jour par voie sous-cutanée pendant une semaine
-
enrofloxacine (Baytril® (Bayer Santé Animale)) 5 à 10 mg / kg deux fois par jour pendant 7 jours
(CARPENTER, 2012) pour traiter les surinfections bactériennes
-
flunixine méglumine : un antiinflammatoire non stéroïdien avec une activité antalgique marquée ;
(Finadyne® (Schring-Plough)) 1 mg / kg deux fois par jour pendant 3 jours
-
vitamines et pro-biotiques.
D’après son expérience, après 19 jours de survie suite à ce traitement, les lapins sont généralement sauvés. Il
recommande en outre de vacciner tout lapereau de 10 semaines. On peut en outre prévenir la maladie en
plaçant des moustiquaires pour protéger les individus contre les insectes.
c. PARASITISME
 Ectoparasites
HARCOURT-BROWN (2003) rapporte que les lapins sont fréquemment infestés par des puces
(Spilopsyllus cuniculi), qui se localisent de manière préférentielle dans les oreilles. Leur cycle suit celui de la
femelle, et les puces adultes pondent généralement dans le nid et infestent les petits. L’imidaclopride
(Advantage® (Bayer Santé Animale)) est la molécule de choix : le fipronil ne doit en aucun cas être utilisé
chez les lagomorphes pour qui cette molécule est hautement toxique.
Les mouches sont particulièrement attirées par la région ano-génitale des lapins lorsque celle-ci est
souillée par une diarrhée et elles y pondent leurs œufs. STOCKER (2005) préconise l’utilisation d’une poudre
insecticide sur la zone après avoir coupé tous les poils souillés (HARCOURT-BROWN, 2003). Les asticots
doivent être retirés un à un, ce qui peut être facilité par un séchage au sèche-cheveux (la chaleur les attire).
Un traitement anti-parasitaire à base d’imidaclopride (Advantage® (Bayer Santé Animale)), encore une fois,
peut être utilisé.
~ 230 ~
Enfin, les lapins souffrent régulièrement d’une gale des oreilles due à Psoroptes cuniculi, pouvant être
traitée par l’imidaclopride à raison de trois traitements à un mois d’intervalle.
 Endoparasites
STOCKER (2005) préconise l’administration chez les lapereaux d’un traitement à base d’ivermectine
(Ivomec® (Merial)) à raison de 200 µg / kg.
d. CONTACTS AVEC L’HOMME ET CONSÉQUENCES COMPORTEMENTALES
Peu d’informations sont disponibles concernant le problème de l’habituation à l’Homme. Toute
manipulation doit donc être limitée au strict minimum en prévention.
e. AUTRES TROUBLES
 Fracture de la colonne vertébrale
La contention chez les lapins doit être particulièrement adaptée pour cette espèce : en effet, leur
ossature lombaire est très fine comparée à la puissance des muscles qui propulsent leurs membres
postérieurs. Lors de la manipulation d’un lapin, une main doit toujours reposer sur les vertèbres lombaires
(Figure 109) pour éviter toute vrille qui pourrait résulter en une fracture, voire une paralysie des membres
postérieurs (ce qui conduirait à pratiquer une euthanasie). En outre, un lapin ne doit jamais être soulevé par
les oreilles, car cela peut induire chez eux un choc vagal.
Figure 109 : Contention du lapin (QUINTON, 2009)
 Autres maladies pouvant être zoonotiques
Les lapins sont susceptibles d’être porteurs des zoonoses suivantes : la pasteurellose (risque de
contagion important par morsure, griffure ou inhalation), la bartonellose (risque de contagion important par
morsure ou griffure) et enfin la dermatophytose (risque de contagion important par contact direct cutané).
~ 231 ~
3. RÉHABILITATION
a. PRÉPARATION AU RELÂCHER
Pour pouvoir être relâché, un lapereau doit présenter les caractéristiques rapportées dans la première
partie par WALRAVEN (1994), auxquelles s’ajoutent d’autres éléments (HARCOURT-BROWN, 2003):
-
ne pas présenter de lésion oculaire ou auriculaire, compte-tenu du risque de prédation ;
-
ne pas souffrir d’une malocclusion dentaire (rare) ;
-
ne pas présenter de fracture (fuite impossible en cas de prédation, ou en tout cas moins efficace).
Avant le relâcher, l’idéal est de placer dès que possible les lapereaux qui étaient jusqu’alors dans une
cage pour lapins domestiques dans une volière extérieure, au contact de l’herbe et de la terre (Figure 110).
Cette étape est néanmoins très provisoire car les lapins risquent de s’enfuir en creusant. Eventuellement, un
grillage peut être posé sur le sol sur toute la surface de la volière, en prenant garde aux abrasions possibles
pouvant survenir sur les membres postérieurs (staphylococcies).
Figure 110 : Lapereaux en réhabilitation en volière intérieure (photo personnelle à gauche) et extérieure (FÜRST à droite)
b. CHOIX DU SITE ET DU MOMENT DU RELÂCHER
L’idéal est de relâcher des individus âgés de 2 à 3 mois environ. CALVETE & ESTRADA (2004)
préconise de relâcher l’été, plutôt dans un milieu dense avec une végétation haute afin d’améliorer la survie. Il
n’est pas recommandé de relâcher les lapereaux dans des zones connues pour être occupées par des lapins,
sous peine de voir les individus relâchés rejetés. Les garennes abandonnées l’ont sûrement été pour une
raison et ne doivent donc pas être sélectionnées non plus.
c. MÉTHODES DE RELÂCHER
 Le « soft-release »
Un enclos peut être placé autour d’une garenne construite : les structures complètement artificielles (à
base de tôle ondulée par exemple) sont à éviter, les futures femelles reproductrices ne pouvant pas creuser
~ 232 ~
de terrier pour la mise-bas dans ces terrains. LETTY et al. (2006) préconise donc de construire une garenne
plusieurs semaines avant le relâcher, en plaçant des vieilles souches sur 1 m de haut (Figure 111), puis une
couche de 0,5 m d’épaisseur composée de grosses pierres, recouvertes par un mètre de terre végétale et de
branchages. Cette garenne artificielle devrait faire idéalement 30 m3 au minimum.
Figure 111 : Schéma de construction d’une garenne artificielle (LETTY, 2006)
Un grillage d’environ 1 m de haut est ensuite placé autour de la garenne de relâcher pendant 2 à 9
jours. Pendant les jours qui suivent, la nourriture continue d’être déposée de manière aléatoire. Finalement, le
taux de mortalité n’est pas forcément réduit (n’oublions pas que le taux de mortalité est plus qu’élevé chez les
lapereaux à l’état naturel), néanmoins la phase de dispersion est visiblement plus restreinte et plus
progressive, ce qui diminue fortement les risques de prédation et d’accidents de la voie publique.
 Le « hard-release »
Ce type de relâcher n’est pas recommandé pour les juvéniles qui sont généralement hospitalisés
durant une assez longue période. Néanmoins si l’animal est resté très peu de temps au centre de soins et qu’il
s’agit de la méthode choisie, il faut le remettre en liberté en veillant à ce que le transport soit le moins
stressant possible (pas de long trajet, attention au claquement des portières…) puis le déposer dans un nid de
feuillage, dans un abri protégé, sur le site exact de la découverte.
Selon l’étude par radiopistage de LETTY et al. publiée en 2006, avec ce type de relâcher, une
mortalité de 60 % environ est enregistrée dans les 10 jours suivants. A priori, la prédation était incriminée dans
la plupart des cas (69 %), les « maladies » dans 26 % des cas et les accidents de la voie publique dans 5 %
des cas. Néanmoins, le pourcentage de « maladie » pourrait être plus élevé, compte-tenu du fait que les
individus malades ou plus faibles sont plus facilement attaqués par les prédateurs et qu’il se peut qu’une part
d’animaux morts de prédation aient en fait été consommés à l’état de charogne. La mortalité s’explique surtout
par le fait que les individus doivent s’acclimater à un environnement peu connu : les déplacements plus
importants du fait de l’exploration du nouveau territoire conduisent à un risque de prédation accru. La limitation
d’accès de la zone aux prédateurs (par des tirs d’effarouchement par exemple) ne fait qu’accorder un délai de
survie le temps de cette limitation. L’auteur conseille plutôt d’acclimater les individus, afin de réduire ce stress
lié au nouvel environnement et d’augmenter leurs chances de s’adapter au nouveau territoire.
~ 233 ~
Nid avec papier absorbant et bouillotte dans un carton
Cage pour lapins avec biberon d’eau, foin et extrudés,
Stimulation des mictions et défécations
pissenlits
Volière extérieure
puis
« SOFT-RELEASE »
Figure 112 : Schéma bilan de la prise en charge d’un lapereau (figure personnelle)
garenne artificielle
Ouverture
Nus et
aveugles
des yeux et
Lait à
des oreilles
disposition
1 – 4 mL
4 – 10 mL
Ad libitum
2–3h
4h
8 – 12 h
…
~ 234 ~
8
CHAPITRE 10
LIÈVRE D’EUROPE (LEPUS EUROPAEUS)
~ 235 ~
~ 236 ~
I- BIOLOGIE DU LIÈVRE D’EUROPE
A- PARTICULARITÉS D’ESPÈCE
Le lièvre d’Europe (Lepus europaeus) est plus grand et plus longiligne que le lapin de garenne : il
mesure 60 à 70 cm de long pour une hauteur au garrot de 25 à 30 cm. Globalement, les mâles sont plus
légers que les femelles (3,6 kg contre 4 kg); les individus sont généralement plus petits dans le sud, et plus
gros dans le nord-est de la France. Les pattes postérieures, deux fois plus longues que les antérieures, sont
un véritable outil de propulsion qui permettent au lièvre de faire des sauts en longueur jusqu’à 7 m : il peut se
déplacer jusqu’à 70 km / h. Il est plutôt brun avec le ventre blanc, la queue étant noire dessus et blanche en
dessous (Figure 113). Ses oreilles très longues sont noires à l’extrémité. Il possède des poils de bourre
laineux et frisés (GRANDIERE, 2008).
Figure 113 : Lièvre adulte (ONCFS)
Il est présent partout en France, y compris en Corse : néanmoins, il est beaucoup plus présent dans le
nord de la France, dans les grandes plaines de Beauce et en Charente (GRANDIERE, 2008). .
Selon l’arrêté du 26 juin 1987, en France, il s’agit d’une espèce de mammifère terrestre chassable sur
l’ensemble du territoire. D’après l’UICN, son statut de conservation est de préoccupation mineure. Ils
représentent 1,8 % des mammifères terrestres reçus dans les centres de soins (CAVIGNAUX & JALLU,
2008).
~ 237 ~
B- RYTHME DE VIE, HABITAT ET PARTICULARITÉS COMPORTEMENTALES
1. RYTHME DE VIE
a. ANNUEL
Figure 114 : Rythme annuel du lièvre (GRANDIERE, 2008)
REPRODUCTION
J
F
M
A
M
J
REPOS SEXUEL
J
A
S
O
N
D
Chez les lièvres, l’année est marquée par les deux phases décrites par GRANDIERE (2008) (Figure
114) : dès le début de l’automne, après la mue, s’instaure une phase de repos sexuel qui se prolongera
jusque fin décembre. A partir de janvier s’amorce la phase de reproduction, plusieurs gestations s’enchaînant
jusqu’au retour de l’automne. Une deuxième mue a lieu au cours du printemps.
b. JOURNALIER
Le lièvre est essentiellement nocturne et crépusculaire. Le jour, il se repose dans un gîte dont
l’emplacement change régulièrement. La prise de nourriture est fractionnée en de nombreux repas étalés
pendant la majeure partie de la nuit (GRANDIERE, 2008).
2. HABITAT ET MODE DE REGROUPEMENT
Selon GRANDIERE (2008), le lièvre européen est principalement retrouvé dans les paysages ouverts.
Les pâtures sélectionnées sont celles présentant une végétation variée : on les trouve donc plutôt sur les
prairies exploitées par les bovins ou les ovins, ceux-ci, en broutant, rendant l’herbe plus rase et homogène. Le
couvert végétal doit être suffisant tout au long de l’année, surtout au moment des mises-bas : les milieux
cultivés, s’ils ne le sont pas intensivement, permettent ainsi une bonne dissimulation des levrauts, surtout en
ce qui concerne le blé d’hiver. Par contre, les monocultures sur de grandes surfaces sont défavorables aux
lièvres.
Le lièvre adulte reste très fidèle à son domaine vital, même s’il utilise une grande variété de gîtes : il
se repose dans de petites excavations du sol, en les creusant ou en tassant la végétation. BESSON (2005)
rapporte que les domaines vitaux sont de tailles très variables, entre 10 et 100 ha. Les lièvres ne sont pas
~ 238 ~
territoriaux. Selon GRANDIERE (2008), ils gîtent généralement seuls durant la journée, mais ils se regroupent
jusqu’à 6 individus la nuit. Une hiérarchie sociale est établie au sein de ces groupes et joue son rôle en cas de
compétition pour la nourriture ou les accouplements.
GRANDIERE (2008) rapporte que peu de prédateurs sont capables de chasser des lièvres adultes en
bonne santé. Ce sont donc principalement les malades et les jeunes qui sont consommés par les renards.
3. PARTICULARITÉS COMPORTEMENTALES
Tout comme les lapins, le lièvre est caecotrophe, c’est-à-dire qu’il ingère un certain type de déjections
qui sont issues d’une première digestion en région caecale et qu’il récupère directement au niveau de l’anus:
molles et riches en protéines et en vitamines, elles permettent au lièvre, une fois ingérées, de digérer la
cellulose. Ce recyclage de nutriments permet ainsi de lui apporter certaines vitamines et protéines qui ne se
trouvent pas dans son régime alimentaire habituel et qui auraient été perdues en l’absence de ce
comportement alimentaire particulier.
C- RÉGIME ALIMENTAIRE EN MILIEU NATUREL
Selon GRANDIERE (2008), la base de l’alimentation du lièvre est constituée de graminées, mais il
consomme également beaucoup d’autres herbacées. Dans les régions pauvres en cultures céréalières, il
ingère des fruits lors de la saison hivernale. De plus, si les conditions climatiques sont difficiles, il se rabat sur
les bourgeons, les tiges et les écorces des jeunes arbres.
D- REPRODUCTION ET COMPORTEMENT PARENTAL
1. APPAREILS REPRODUCTEURS
Le sexage à distance n’est pas possible étant donné qu’il n’y a pas de dimorphisme sexuel. Par
observation de la région ano-génitale, on peut distinguer chez le mâle un pénis de petite taille qui n’est visible
qu’après extériorisation en exerçant une traction sur l’abdomen. Les testicules sont situés en position intra-
~ 239 ~
abdominale chez les jeunes mâles et la plupart des adultes en période de repos sexuel. En dehors de celle-ci,
ils sont en position scrotale (GRANDIERE, 2008)
Chez la femelle, le clitoris est très développé, surtout chez la hase âgée, ce qui peut induire de
nombreuses erreurs de diagnose. Elle possède en général 3 paires de mamelles. CASIEZ (1987) rapporte
que l’utérus est de type duplex, c’est-à-dire qu’il est constitué de deux cornes accolées en région caudale,
chacune possédant un col. Le placenta est discoïde et hémochorial : 100 % des anticorps maternels passent
par voie placentaire.
2. ŒSTRUS ET ACCOUPLEMENT
Selon GRANDIERE (2008), la hase est réceptive environ 9 mois par an, de fin décembre à fin
septembre. L’ovulation est provoquée par le coït (environ 12 à 15 h plus tard selon BESSON (2005)), c’est-àdire qu’elle revient en chaleurs tous les 7 jours environ tant qu’elle n’est pas saillie. Néanmoins, il peut y avoir
saillie (et donc ovulation) sans fécondation : auquel cas, une pseudo gestation d’environ deux semaines se
met en place.
GRANDIERE (2008) rapporte que les accouplements se déroulent la nuit : la parade nuptiale consiste
en de rapides poursuites de la femelle par les mâles. Lorsqu’il ne reste plus qu’un mâle en course, les
animaux ralentissent puis se boxent avec leurs antérieurs. Ils mangent ensuite tranquillement, ces deux
phases pouvant se répéter jusqu’à ce que la femelle accepte l’accouplement. Ceux-ci peuvent se répéter à de
courts intervalles et par différents mâles.
3. GESTATION ET MISE-BAS
Selon GRANDIERE (2008), la gestation dure entre 40 et 42 jours. Néanmoins, l’intervalle entre deux
mises-bas n’est que de 34 à 40 jours et ce car la hase présente le phénomène de superfoetation : elle peut
voir se développer simultanément deux générations différentes d’ovocytes dans son utérus. En effet, son
cycle ne s’arrêtant pas, elle est souvent fécondée de nouveau grâce aux spermatozoïdes survivants (issus du
premier coït), en général quelques jours avant de mettre bas. Les accouplements ayant lieu pendant la
gestation n’ont donc pour rôle que de déclencher la deuxième ovulation. Lorsque ce phénomène ne se produit
pas, dans 20 à 40 % des cas, la femelle est fécondée le jour de la mise-bas, ou au plus tard 48 h après. Ainsi,
le plus souvent, la hase élève 3 à 5 portées par an.
Les mises-bas sont le plus fréquemment rapportées en mars, et démarrent parfois dès janvier,
jusqu’en septembre voire octobre. La hase ne creuse pas de nid avant la mise-bas : au contraire, elle peut
~ 240 ~
accoucher dans des endroits particulièrement incongrus comme un tas de feuilles ou un terrain nu. Les
portées comportent en général 1 à 3 petits.
4. CROISSANCE DES JEUNES
GRANDIERE (2008) signale que les levrauts sont nidifuges : ils naissent couverts de poils frisés avec
les yeux ouverts et sont capables d’assurer leur thermorégulation dès le premier jour (HACKLANDER et al.,
2002). Peu de temps après la naissance, ils se dispersent à quelques mètres du lieu de mise bas puis s’y
rassemblent chaque soir juste avant l’heure de la tétée : la mère revient environ une heure après le coucher
du soleil pour les allaiter durant moins de 5 minutes, avant de repartir brusquement. Les petits se dirigent vers
toute source de mouvement : si une autre portée est à proximité et que les levrauts se regroupent tous
ensemble, la mère peut allaiter tout le monde. Selon CASIEZ (1987), la hase lèche les petits pendant
l’allaitement pour stimuler la miction et la défécation. Les levrauts commencent à consommer des aliments
solides dès la première semaine. BESSON (2005) rapporte que la hase met fin à l’allaitement en général à un
mois.
5. DISPERSION ET MATURITÉ SEXUELLE
Selon GRANDIERE (2008), la maturité sexuelle est atteinte dès 3 mois chez les mâles et 4 mois chez
les femelles. Ainsi, les petites hases nées avant mi-avril peuvent mettre bas durant l’été suivant leur
naissance.
La dispersion a surtout lieu entre 4 et 6 mois. BRAY et al. (2004) rapporte que 40 % des juvéniles se
dispersent à environ 4,5 km du lieu de mise-bas. Les trois quarts de ces individus partent sans se retourner, et
s’installent définitivement à au moins un km du lieu de naissance. La dispersion concerne surtout les mâles.
GRANDIERE (2008) relate que généralement, seul un tiers voire un quart des jeunes de l’année sont
encore en vie au moment de l’ouverture de la chasse. Les femelles sont les plus susceptibles de ne pas avoir
survécu, étant donné la plus forte consommation d’énergie nécessaire dès leur premier été à des fins de
reproduction.
~ 241 ~
II- PRISE EN CHARGE DU JEUNE LIÈVRE DANS UN CENTRE DE SOINS
À NOTER :
III-
Dans ce chapitre ne seront abordées que les particularités de la prise en charge spécifique des
juvéniles de lièvre d’Europe. Afin de compléter vos connaissances, il est conseillé de se reporter à la
première partie sur la prise en charge générale d’un juvénile de mammifère.
A- GESTION IMMÉDIATE DU JEUNE À SON ARRIVÉE
1. ENTRETIEN TÉLÉPHONIQUE PRÉALABLE
Comme pour tout animal sauvage, la première question à se poser consiste à déterminer si le juvénile
de lièvre est en détresse ou non. Hormis les signes de détresse généraux rapportés dans la première partie,
un individu errant près d’une route est relativement souvent en détresse puisque plus facilement susceptible
d’avoir été victime d’un accident de la voie publique. Bien souvent, les juvéniles de lièvre sont également
victimes de prédation par des carnivores sauvages ou domestiques. En 2012, 3 juvéniles de lièvre ont été
admis au CEDAF et regroupaient ces différents motifs d’admission. Il est important de conseiller au
découvreur de vérifier si la mère pourrait être dans les parages, de manière à replacer le petit, dont l’état
général a été évalué, directement sur le lieu de découverte.
La diagnose d’espèce (notamment la différence lièvre et lapin) importe peu à ce stade. Néanmoins, la
discussion téléphonique est très utile pour conseiller sur la contention si l’animal doit être pris en charge : il
faut faire attention à la colonne vertébrale très fragile chez ces animaux à la musculature dorsolombaire
puissante. L’idéal est de les attraper avec une serviette en plaçant ses mains en coupe pour éviter toute
blessure. Pour le transport, ils peuvent être placés dans une boîte de transport pour chat idéalement, dans
une boîte en carton à défaut. S’il s’agit d’individus très jeunes, une bouillotte peut être laissée à disposition.
2. ACCUEIL DE L’ANIMAL
a. ACCUEIL GÉNÉRAL
Une fois le découvreur arrivé au centre de soins, les informations générales répertoriées dans la
première partie sont à recueillir. Puis, un examen clinique le plus complet possible doit être réalisé de manière
à orienter la conduite à tenir entre remise en nature immédiate si possible, euthanasie immédiate ou prise en
charge au centre de soins.
~ 242 ~
A ce stade, il est primordial de différencier lapereau de levraut car la prise en charge n’est pas la
même : les lapereaux sont nidicoles, contrairement aux levrauts qui sont nidifuges et beaucoup plus
autonomes au même âge (voir partie sur la prise en charge des jeunes lapins). Les circonstances de la
découverte sont un élément particulièrement intéressant en terme de pronostic car un animal déniché par un
prédateur est potentiellement blessé, ce qui peut avoir des conséquences néfastes sur le pronostic de
relâcher. De même, un individu retrouvé errant au bord d’une route est fortement susceptible d’avoir été
victime d’un accident de la voie publique, ce qui assombrit le pronostic de relâcher.
b. DIAGNOSE DE L ’ÂGE
Ensuite, une diagnose de l’âge est indispensable puisqu’elle conditionnera l’alimentation et les soins à
apporter au jeune animal. La pesée est un élément objectif à prendre en compte absolument, néanmoins elle
ne permet pas à elle seule une diagnose d’âge fiable : en effet, un individu fortement dénutri peut alors
paraître plus jeune qu’il n’est réellement. Selon BRAY et al. (2002), le poids du levraut n’est ainsi pas le
meilleur indicateur à prendre en compte, d’autant plus que le poids à la naissance, d’environ 120 g, est
variable suivant la taille de la portée : plus celle-ci est grande, et plus le poids d’un individu sera faible. Il
préconise ainsi de mesurer plutôt la longueur du crâne (Figure 115) afin d’évaluer l’âge du petit (Figure 116).
Figure 115 : Mesure de la longueur du crâne (BRAY et al., 2002)
Figure 116 : Détermination de l’âge du levraut en fonction de la longueur du crâne (à gauche) et
Poids (g)
Âge (jours)
vérification de l’adéquation de la longueur du crâne et du poids mesurés (à droite) (BRAY, 2002)
Longueur du crâne (mm)
Longueur du crâne (mm)
~ 243 ~
Ces mesures sont à combiner avec les caractéristiques anatomiques et physiologiques rapportées
dans le Tableau 29.
Tableau 29 : Diagnose d’âge des jeunes (GRANDIERE, 2008)
Poids
Caractéristiques
Âge
Entièrement poilu, yeux ouverts, capable de thermorégulation, vif
Figure 117 : Jeune levraut (FÜRST)
120 g
1 kg
Nouveau-né
Première consommation d’aliments solides
Une semaine
SEVRAGE
Un mois
c. DIAGNOSE DU SEXE
Le sexage s’effectue par observation de la région ano-génitale. Comme chez le lapin, il s’agit
d’essayer d’extérioriser le pénis. Chez la femelle, le clitoris est péniforme et aura une forme de voile de bateau
une fois extériorisé, alors que le pénis chez le mâle aura une forme tubulaire.
d. MOYEN D’IDENTIFICATION
Si plusieurs jeunes sont apportés ensemble ou s’il s’agit d’un regroupement, il est nécessaire
d’individualiser chaque pensionnaire. Chez les jeunes lièvres, le plus simple est d’effectuer des coupes
régulières et raisonnées de poils, différentes selon les individus.
3. CAS URGENTS
Pour les juvéniles de lièvre, les cas urgents sont les mêmes que ceux présentés dans la première
partie.
4. ALIMENTATION
Il est essentiel de réaliser une fiche individuelle (Annexe 2) sur laquelle reporter l’heure des repas et la
quantité prise, mais aussi le poids (idéalement mesuré chaque jour au même moment de la journée, plutôt le
matin avant le premier repas), ce qui permet de réaliser le suivi de la croissance du jeune lièvre. Selon
~ 244 ~
MALLIA et al. (2009), il doit prendre un peu moins de 25 g par jour pendant la première semaine, entre 35 et
40 g par jour pendant la deuxième puis entre 40 et 45 g par jour durant la troisième semaine.
a. CHOIX DE L’ALIMENT
Comme pour tout animal sauvage recueilli, même sans signe de déshydratation évidente, un levraut
doit être considéré à son arrivée comme étant déshydraté à 5 % et devrait donc recevoir une réhydratation par
voie sous-cutanée puis une réhydratation par voie orale servant de transition avec le lait utilisé par la suite si
l’animal n’est pas encore sevré. Plusieurs lacto-remplaceurs peuvent être utilisés (Tableau 30).
Tableau 30 : Composition moyenne du lait de différentes espèces et produits de substitution (CASIEZ, 1987 et STOCKER, 2005)
Type de lait (pour 100 g)
Matière sèche (g)
Protéines (g)
Lipides (g)
Lactose (g)
Hase
32,5
10
15,6
1,5
Vache
13
3-3,5
3,5-4
4,5-5
Brebis
19
5,5-6
7-7,5
4,5-5
Chèvre
12,86
3,71
4,09
4,2
Fortol® (MSD Santé Animale)
14,3
8
5,3
5
Babycat milk® (Royal Canin)
97
32
37,8
18
Babycat milk® dilué de moitié
48,5
16
18,9
9
Esbilac® (Pet Ag)
97
32,2
41,7
15,3
Esbilac® dilué de moitié
48,5
16,1
20,85
7,65
STOCKER (2005) recommande l’utilisation du lacto-remplaceur Esbilac®.
b. CHOIX DU MATÉRIEL D’ALIMENTATION
STOCKER (2005) préconise l’utilisation d’une seringue munie d’une tétine pour les premiers jours,
puis d’un petit biberon issu d’un kit de nourrissage pour chatons.
c. FRÉQUENCE DES REPAS ET QUANTITÉ À DISTRIBUER
Tableau 31 : Fréquence des repas et quantité à distribuer (HARCOURT-BROWN, 2003)
Age
Fréquence
Quantité par repas
< 1 semaine
3 à 6 fois
1 - 5 mL
2 - 3 semaines
2 à 4 fois
20 - 40 mL
4 - 6 semaines
1 fois
Ad libitum
~ 245 ~
Remarques
Total de 100 mL dans la journée
5. HABITAT ET HYGIÈNE
a. HABITAT
MILLER (2000) préconise de placer les levrauts nouveau-nés dans un aquarium ou un carton de 30
cm de côté : HARCOURT-BROWN (2003) recommande d’y placer une serviette ou de l’essuie-tout froissé
avec du foin pour y faire un nid. Des bouillottes peuvent éventuellement être placées sous le carton pour éviter
toute hypothermie. Selon STOCKER (2005), comme ce sont des animaux particulièrement stressables, il
convient de les placer à l’écart de tout autre animal. A partir de la deuxième semaine de vie, MILLER (2000)
suggère de les placer dans une cage plus grande, de 50 cm de côté environ, et ce jusqu’à la sixième semaine.
b. HYGIÈNE
HARCOURT-BROWN (2003) recommande de stimuler la zone ano-génitale à l’aide d’un tissu imbibé
d’eau tiède afin d’induire les mictions et défécations. Selon MARTIN (1984), il faudrait le faire jusqu’à la fin de
la deuxième semaine de vie au minimum.
B- SUIVI DU JEUNE JUSQU’AU RELÂCHER
1. SEVRAGE
HARCOURT-BROWN (2003) préconise d’apporter du foin de qualité aux levrauts dès la première
semaine de vie, ainsi que de l’herbe, des feuilles de pissenlit, des carottes, des pommes et du trèfle.
Le dernier biberon est donné à la fin de la sixième semaine. A partir de là, le petit peut être placé dans
un enclos extérieur (de 3 x 3 m pour 1,20 m de haut selon MILLER (2000)). Des branches dont l’écorce est
comestible (orme (Ulmus spp.), hêtre (Fagus sylvatica)…) doivent être placées à l’intérieur de l’enclos afin de
permettre aux levrauts de ronger. Un abri dont l’ouverture est opposée à l’entrée d’enclos, avec du foin, est
nécessaire pour permettre au petit de se cacher.
2. PATHOLOGIES FRÉQUENTES
a. TROUBLE D’ORIGINE ALIMENTAIRE
 Constipation
Au bout de deux jours de constipation, MARTIN (1984) préconise d’administrer l’équivalent d’une demi
cuillère à café de paraffine, et de diluer légèrement le lait.
~ 246 ~
b.
MALADIES SYSTÉMIQUES
 Bronchopneumonie par fausse déglutition
Ce trouble est susceptible d’arriver lorsqu’on ne laisse pas au petit le temps d’avaler l’aliment à son
rythme et qu’il n’est pas tenu droit. Une dyspnée intense d’apparition brutale est alors notée avec respiration
bouche ouverte, et un claquement peut éventuellement être entendu à l’expiration.
STOCKER (2005) préconise l’administration d’un mélange de sulfadoxine triméthoprime (Septotryl®
(Vetoquinol)) à la dose de 15 à 30 mg / kg deux fois par jour par voie intra-musculaire pendant au moins une
semaine (CARPENTER, 2012). Le pronostic demeure réservé.
 Diarrhée
COSTE (1998) relate que l’entérite néonatale du levraut touche les individus entre J5 et J12 et serait
due à une prolifération de bactéries anaérobies (clostridies) intestinales agissant en synergie, ou bien à un
déséquilibre de la flore intestinale entre bactéries aérobies et anaérobies.
Un traitement antibiotique peut être envisagé à base de métronidazole (Stomorgyl® (Merial Santé
Animale)) à la dose de 20 mg / kg deux fois par jour par voie orale pendant au moins une semaine, associé à
une fluidothérapie.
 European Brown Hare Syndrom (EBHS)
Cette maladie propre au lièvre (proche du VHD des lapins) est due à un calicivirus très contagieux et
très résistant dans l’environnement (TERRIER, 2007). Les lièvres se contaminent par voies digestive et
respiratoire, par contact avec les lièvres malades ou par ingestion de végétaux ou d’eau souillée par les
excréments d’animaux infectés. Les levrauts deviennent sensibles vers l’âge de deux à trois mois. La forme la
plus fréquente est d’évolution aiguë avec survenue d’une hyperthermie suivie d’une hypothermie, d’une
anorexie, d’un abattement intense, d’une épistaxis et de troubles neurologiques (ataxie vestibulaire, paralysie
postérieure, convulsions), ces symptômes précédant le décès quelques heures plus tard. Néanmoins, il existe
une forme suraiguë où le décès survient en quelques heures sans signes cliniques, et une forme chronique
très rare.
Aucun traitement médical n’est possible pour les animaux atteints, et il n’existe pas de vaccin
protégeant contre ce virus.
c. PARASITISME
 Endoparasites
GRANDIERE (2008) rapporte l’existence de coccidies spécifiques des lièvres : Eimeria leporis et E.
robertsoni sont les plus fréquentes. Les levrauts sont fréquemment atteints entre mars et avril, puis surtout de
~ 247 ~
fin août à novembre : elles entraînent des diarrhées responsables d’une déshydratation, d’un amaigrissement
rapide, voire de troubles nerveux. La mortalité la plus élevée est surtout constatée chez les animaux de un à
trois mois. STOCKER (2005) préconise l’utilisation d’un mélange de sulfadoxine et triméthoprime (Septotryl®
(Vetoquinol)) à la dose de 15 à 30 mg / kg deux fois par jour par voie intra-musculaire pendant au moins une
semaine (CARPENTER, 2012).
Les trichostrongles (T. retortaeformis) parasitent l’intestin des levrauts après sevrage et peuvent
induire des diarrhées. STOCKER (2005) recommande une injection d’ivermectine (Ivomec® (Merial)) à la
dose de 200 µg / kg en cas d’infestation.
d. CONTACTS AVEC L’HOMME ET CONSÉQUENCES COMPORTEMENTALES
Peu d’informations sont disponibles quant au problème d’imprégnation chez le levraut. Durant toute la
période avant le sevrage, il ne faut s’occuper du petit que pour le strict minimum et le laisser seul dans la cage
le reste du temps afin de limiter les contacts et la familiarisation au maximum.
e. AUTRE TROUBLE
 Fracture de la colonne vertébrale
La contention chez les lagomorphes doit être très sécurisée pour l’animal : en effet, leur ossature
lombaire est très fine comparée à la puissance des muscles qui propulsent leurs membres postérieurs. Lors
de la manipulation d’un lièvre, comme chez le lapin, une main doit toujours reposer sur les vertèbres lombaires
pour éviter toute vrille qui pourrait résulter en une fracture, voire une paralysie des membres postérieurs (ce
qui conduirait à pratiquer une euthanasie). En outre, un lièvre ne doit jamais être soulevé par les oreilles, car
cela peut induire chez eux un choc vagal.
3. RÉHABILITATION
a. PRÉPARATION AU RELÂCHER
Pour pouvoir être relâché, un levraut doit présenter les caractéristiques rapportées dans la première
partie par WALRAVEN (1994).
b. CHOIX DU SITE ET DU MOMENT DU RELÂCHER
HARCOURT-BROWN (2003) préconise d’effectuer le relâcher entre 6 et 12 semaines d’âge.
c. MÉTHODES DE RELÂCHER
 Le « soft-release »
Aucune étude comparant la survie avec la méthode du « hard-release » et celle du « soft-release » n’a
été réalisée pour le moment chez les levrauts, néanmoins, compte-tenu des résultats de l’étude de CHAUVIN
~ 248 ~
(1983), le relâcher par la méthode du « soft-release » pourrait être plus indiqué. En effet, les facteurs
intervenant dans la diarrhée conduisant à la mort des levrauts relâchés sont considérablement limités :
-
facteurs alimentaires : l’eau reste à disposition et une transition entre l’alimentation utilisée au cours
de la réhabilitation au centre de soins et les ressources alimentaires présentes sur le site du relâcher
peut être réalisée ;
-
facteurs externes : le transport et la manipulation pour arriver sur le site du relâcher doivent être
réduits au minimum, néanmoins leur effet est réduit car le véritable relâcher n’a lieu que quelques
semaines plus tard, l’effet des intempéries peut être limité par la construction d’un abri dans l’enclos,
inaccessible aux prédateurs éventuels. Les germes et les parasites présents dans l’environnement
demeurent ;
-
facteurs internes : L’hypernervosité des lièvres est toujours présente, néanmoins le soft-release
permet à la flore digestive de s’adapter, ce qui rend la cellulose de plus en plus digestible avec le
temps. Les réserves glycogéniques et graisseuses ont un peu plus de temps pour se former.
 Le « hard-release »
Dans son étude où des levrauts d’élevage sont relâchés, environ un mois après le sevrage, par la
méthode du « hard-release » à des fins de repeuplement, CHAUVIN (1983) rapporte que la mortalité est très
importante : pratiquement tous les individus meurent dans les deux mois suivant leur relâcher, et plus de 60 %
des individus autopsiés présentaient une diarrhée. Selon l’auteur, plusieurs facteurs interviennent :
-
facteurs alimentaires : l’eau est plus difficile à trouver qu’au sein de l’élevage, la ration est souvent
plus riche en cellulose, et parfois trop fermentescible ;
-
facteurs externes : le transport et la manipulation nécessaires pour effectuer le relâcher, les
intempéries, les germes et parasites présents dans l’environnement et la présence de prédateurs sont
des facteurs de stress ;
-
facteurs internes : les lièvres sont des animaux hypernerveux, leur flore digestive est souvent mal
installée dans les semaines suivant le sevrage ce qui rend la cellulose moins digestible, leurs réserves
glycogéniques sont faibles et ils ne disposent pas de réserves graisseuses, et enfin ils peuvent souffrir
d’une coccidiose latente.
Ces facteurs conduisent à un dérèglement de la prise alimentaire et de la caecotrophie, avec un épuisement
des réserves glycogéniques et une chute de la glycémie. L’équilibre de la flore digestive se rompt alors,
conduisant à des diarrhées non spécifiques avec surinfections bactériennes et parasitaires (coccidiose
notamment), ce qui conduit à la mort.
Le relâcher par la méthode du « hard-release » n’est donc pas recommandé chez les levrauts.
~ 249 ~
Figure 118 : Schéma bilan de la prise en charge d’un levraut (figure personnelle)
Cage pour lapins
Gamelles à disposition
Enclos extérieur
« SOFT RELEASE »
Nid (papier absorbant) et bouillottes
Stimulation des mictions / défécations
3 à 6 fois / jour
2 à 4 fois / jour
1 fois / jour
Arrêt
1 – 5 mL / repas
20 - 40 mL / repas
À disposition
du lait
Alimentation solide à disposition
~ 250 ~
CONCLUSION
A l’issue de ce travail, l’on peut constater à quel point la prise en charge des mammifères juvéniles est
originale par rapport à celle des adultes. En effet, la présence de la phase d’élevage précédant la phase de
réhabilitation en fait l’une des activités les plus chronophages dans les centres de sauvegarde. La phase de tri
à l’arrivée est encore plus importante que chez les individus adultes : elle permet d’investir son travail et son
énergie sur les individus ayant une réelle chance de survie une fois relâchés, en replaçant le plus rapidement
possible sur le lieu de la découverte les animaux qui n’étaient pas réellement en détresse et en euthanasiant
les individus dont le pronostic de relâcher est désespéré. Chaque individu doit absolument subir une diagnose
d’âge à son arrivée afin de lui apporter un habitat, des conditions d’hygiène et une alimentation les plus
adaptés possibles de manière à optimiser la phase d’élevage. Par la suite doivent être vérifiés certains critères
qui rendent l’individu juvénile apte à la vie sauvage dont il a été retiré. Si ces critères sont remplis, et en
fonction de l’espèce considérée, le moment et le site du relâcher devront être étudiés, de manière à effectuer
un relâcher par la technique du « soft-release » qui est celle imposée par la réglementation française.
Ce travail se veut le plus synthétique et pratique possible concernant la prise en charge des juvéniles
de mammifères recueillis dans les centres de sauvegarde ; néanmoins, les mammifères ne représentent
qu’une faible part des animaux reçus en centre de soins (12 % au CEDAF en 2012), le reste étant
principalement constitué d’espèces d’oiseaux très diverses. Un travail sur cette même problématique mais
concernant les oiseaux est donc vivement recommandé afin de synthétiser les connaissances actuelles sur la
prise en charge des juvéniles d’oiseaux dans les centres de sauvegarde.
~ 251 ~
~ 252 ~
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~ 257 ~
ANNEXE 1 : DOSSIER D’HOSPITALISATION
~ 258 ~
ANNEXE 2 : FICHE DE NOURRISSAGE
~ 259 ~
ANNEXE 3 : PHARMACIE NÉCESSAIRE À LA PRISE EN CHARGE DE
JUVÉNILES
Alimentation
- Réhydratant oral (Biodiet® Rose (Pfizer))
- Lait maternisé chatons ((Babycat milk® (Royal Canin))
- Lambgro® (Grober Nutrition)
- a/d® (Hill’s)
- Fortol® (MSD Santé Animale)
Digestif
Entretien
- Disque chauffant (SnuggleSafe®)
- Antiseptiques
(chlorhexidine
- Huile de paraffine
(Chloriseptine®), povidone iodée
- Metoclopramide
(Vétédine®)
(Emeprid®
(CEVA
Santé Animale))
- Kaolin
(Kaodyn®
(Fidavet))
Antibiotique
s
- Amoxicilline (Suramox® (Virbac))
- Sulfadoxine triméthoprime (Borgal® (Virbac))
- Métronidazole (Flagyl® (Sanofi Aventis))
- Enrofloxacine (Baytril® (Bayer Santé Animale))
- Colistine (Virbac)
- Clindamycine (Antirobe® (Pfizer))
Antiparasitaires
- Praziquantel (Droncit® (Bayer))
- Imidaclopride (Advantage® (Bayer))
- Fipronil (Frontline® (Merial))
- Ivermectine (Ivomec® (Merial)
- Lévamisol (Levisole® (Noé))
- Enilconazole (Imaveral® et Clinafarm® (Janssen))
~ 260 ~
PRISE EN CHARGE DES JEUNES MAMMIFÈRES
DE LA FAUNE SAUVAGE EUROPÉENNE
DANS LES CENTRES DE SOINS FRANÇAIS
NOM et Prénom : LE BARZIC Cécile
Résumé
Les mammifères représentent une part importante de la totalité des animaux reçus en centre de
sauvegarde en France. Les juvéniles de ces espèces peuvent être retrouvés dans la nature durant une grande
partie de l’année, et leur prise en charge est toute particulière puisqu’il s’agit alors de se substituer aux
parents autant que possible afin de les élever pour les rendre autonomes et de les réhabiliter à la vie sauvage
conformément à la réglementation qui régit le fonctionnement de ces établissements. La présence d’une
phase d’élevage précédant la phase de réhabilitation en fait l’une des activités les plus chronophages dans les
centres d’accueil. Le tri des animaux à l’arrivée est ainsi encore plus important que chez les individus adultes :
il permet de pouvoir concentrer son travail et son énergie sur les individus ayant une réelle chance de survie
une fois relâchés, en replaçant le plus rapidement possible sur le lieu de la découverte les animaux qui
n’étaient pas réellement en détresse, et en euthanasiant les individus dont le pronostic de relâcher est
particulièrement défavorable. La diagnose de l’âge à l’admission permet de distinguer les individus sevrés des
autres afin de leur apporter des conditions d’entretien, d’hygiène et une alimentation adaptées de manière à
optimiser la phase d’élevage. Par la suite, le juvénile doit acquérir des compétences qui le rendent apte à la
vie sauvage, et en particulier doit être acquise ou vérifiée la capacité à se nourrir seul, se déplacer et explorer
son environnement. Si ces critères sont remplis, et en fonction de l’espèce considérée, le moment et le site du
relâcher devront être étudiés, de manière à effectuer un relâcher par la technique du « soft-release » qui est
celle imposée par la réglementation française. Ce travail se compose d’une étude générale de la prise en
charge des mammifères juvéniles suivie par des monographies consacrées aux espèces ou groupes
d’espèces les plus régulièrement accueillies dans les centres de sauvegarde français.
Mots clés
CENTRE DE SAUVEGARDE / CENTRE DE SOINS / ÉLEVAGE / ANIMAUX JEUNES / FAUNE SAUVAGE /
MAMMIFÈRE / FRANCE
Jury :
Président : Pr.
Directeur : M. Pascal ARNÉ
Assesseur : Mme Caroline GILBERT
CARE OF THE EUROPEAN WILDLIFE YOUNG MAMMALS IN
FRENCH WILDLIFE RESCUE CENTRES
SURNAME : LE BARZIC
Given name : Cécile
Summary
Mammals represent an important part of animals taken care of in French wildlife rescue centers.
Young mammals can be found in the wild and rescued for most of the year. Their care is particular as the
animal caregiver needs to play the role of a foster parent as much as possible (i.e. to raise them, to make
them self-sufficient and to put them back into the wild according to the rules of the establishments). A rearing
phase before a rehabilitation phase makes the care of young animals one of the most time-consuming
activities of a wildlife rescue centre. As a consequence, a sorting step at the young animal’s arrival in the
rescue centre is important, even more than for adult animals: it allows caregivers to focus on the young that
have a real chance to survive in the wild, by releasing as fast as possible the ones that showed less signs of
distress back where they were found, and by euthanizing the ones that have a poor releasing prognosis. The
age of the young that are hospitalized must be determined in order to distinguish weaned animals from those
who are not, to provide them housing, hygiene and food most adapted to optimize the rearing phase. The
young must then show that it can accomplish standard tasks, in particular self-feeding, moving about and
exploring its environment: succeeding in these standard tasks would suggest that the animal will be able to be
adapted in the wild. If these standards are fulfilled, the time and place of release must be chosen according to
the species. According to French law, the release must be done following the “soft-release” technique. This
thesis is split into two parts: part one is a general study on the care of young mammals, part two is constituted
of monographs dedicated to species or group of species mostly encountered in French wildlife rescue centers.
Keywords
WILDLIFE RESCUE CENTRE / BREEDING / YOUNG ANIMALS / WILDLIFE / MAMMALS / FRANCE
Jury :
President : Pr.
Director : M. Pascal ARNÉ
Assessor : Mme Caroline GILBERT