BIOLOGIE DU DEVELOPPEMENT VEGETAL

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BIOLOGIE DU DEVELOPPEMENT VEGETAL
PARTIE II : EMBRYOLOGIE
CHAPITRE I : GENETIQUE VEGETALE
L’embryon suit un cycle de développement. La graine est dérivée du fruit et est protégée. Elle va germer, donnant un premier
aspect du développement, le développement végétatif. Celui-ci bascule, via la transition florale, à un développement
reproducteur, à la suite d’un grand nombre de processus. Dans cette forme, on aura mise en place des gamètes et formation de
l’embryon suivant. La reproduction chez les plantes est double, c'est-à-dire qu’on à un zygote primaire, l’embryon, et un zygote
secondaire, l’albumen, un tissu triploïde.
La capacité à effectuer cette transition est due à un élément encore inconnu, le florigène (voir partie I) qui est peut-être une
protéine, FT (voir chapitres suivants). On utilise la génétique pour essayer d’illustrer l’action de celui-ci. La transition en elle-
même se fait par la régulation et gènes qui peut passer par la configuration des histones qui, en se modifiant, peuvent
provoquer la condensation ou décondensation de la chromatine, bloquant ou activant un gène particulier.
I – MODELES GENETIQUES
Pour étudier le développement par la génétique, on aura forcément besoin de modèles. Certains paramètres sont à définir pour
avoir un bon modèle :
• Taille du génome, parce que l’idée c’est de connaitre celui-ci en entier. Moins limitant depuis l’essor des méthodes de
séquençage de génome modernes. Celle-ci n’est pas toujours établie avec précision. La fourchette pour la taille du
génome du riz par exemple est énorme. A noter qu’il s’agit aussi d’un exemple de paradoxe de la C-Value : il existe plus
de gènes chez le riz que chez l’homme ! Les séquences répétées sont en partie responsable de ce phénomène (ARNr,
ARNt, mais surtout satellites en tandem et transposons) et il n’y a donc aucune relation avec la complexité de
l’organisme.
• Ploïdie, toujours limitant, car il est très intéressant de bosser sur du diploïde. On retrouve des modèles chez les
légumineuses, une des familles les plus évoluées (medicago, lotus, soja).
• Intérêt agronomique, c’est toujours mieux qu’il y en ait un ou que le modèle en question soit proche d’une plante qui
en est un. On peut ainsi avoir synthénie, c'est-à-dire qu’on va retrouver des régions similaires chez deux plantes qui
sont parfois même de familles différentes.
Les modèles les plus utilisés sont l’arabette des dames, les mousses, le riz, les algues et le peuplier (arbre utile pour l’industrie
du papier notamment).
L’arabette des dames ou Arabidopsis thaliana est certainement le modèle le plus connu. Il dispose d’un nombre important
d’avantages : petit génome, cycle de vie court, facile à cultiver et à transformer (méthode tumefaciens), et l’on en dispose
désormais d’une vaste collection de mutant.
II – GENOME ET EMPLOI DE LA GENETIQUE
Le gène est une région transcrite contenant des exons, introns, des UTR, un promoteur qui va conditionner l’expression du gène.
Pour séquencer le génome de l’arabette, on a découpé celui, puis on l’a intégré dans des BACs. Tout a été donc relu et c’est donc
un des génomes eucaryotes les mieux connus. A notre époque, on y va de manière brutale (digestion et lecture) beaucoup plus
rapide mais avec un taux d’erreur plus important.
Au niveau de la répartition, on peut voir qu’il y a beaucoup moins de gènes au niveau centromère, en revanche on retrouve
énormément d’EST et d’éléments transposables. En revanche, on peut s’apercevoir que tout le génome est au moins dupliqué
une fois ailleurs, du fait d’un ancêtre tétraploïde.
Par étude in silico de la fonction des gènes, il résulte à chaque fois un bon 30 % de gènes qu’on n’arrive pas à classer. C’est pour
cette raison que l’on va employer la génétique :
• Directe : on fait des mutants, on regarde le phénotype et on essaye d’identifier le gène. On peut utiliser pour ça
plusieurs techniques :

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o L’ADN-T
o Les transposons
o La mutagénèse
o Les modifications de balances hormonales
o Les rayons γ
o L’EMS
La redondance que l’on retrouve dans le génome du végétal constitue un inconvénient pour ce genre de techniques. De plus, on
est limité par notre propre crible.
• Inverse : j’ai un gène inconnu, je le mute et je regarde ce qu’il se passe. Le travail est ici bien plus ciblé et peut se faire
par deux approches :
o Approche mutants : soit on cherche des mutants pour le gène voulu dans la population, soit on le mute nous-
mêmes. On pourra ensuite repérer les mutants pour ce gène via PCR après mutagenèse. On peut utiliser des
bases de données pour avoir des infos.
o Approche Biologie Moléculaire : On va inactiver le gène (antisens), le détruire par interférence ARN (dsRNA
clivé par la DICER en siRNA, pris en charge par RISC qui le dissocie, cible les ARNm et les détruit) ou le
surexprimer au contraire (via un promoteur viral par exemple).
La génétique inverse permet d’étudier des gènes intéressant sur la base de profils d’expression. En revanche, il arrive souvent
qu’on se retrouve avec pas de phénotype, auquel cas on n’est pas vraiment avancé.
CHAPITRE II : EMBRYOLOGIE ET MERISTEMES
Le sac embryonnaire dispose de 7 cellules (3 antipodes, 2 synergides, une oosphère, et la cellule centrale à deux noyaux). La
fécondation est double : un gamète male féconde l’oosphère, l’autre rejoint la cellule centrale et forme l’albumen. Commence
alors l’embryogénèse du végétal. Il faut commencer par mettre en place les axes de divisions :
• Apico-basal (cotylédons, méristèmes, hypocotyles, racines)
• Radial (épiderme, écorce, tissus conducteurs)
Il y aura ensuite des divisions anticlines ou transverses, qui sont perpendiculaires à l’axe, et les périclines ou longitudinales, qui
elles sont parallèles à l’axe.
Ces processus vont nécessiter des hormones, en particulier l’auxine pour le développement et les gibbérellines pour la
maturation de la graine.
I – EMBRYOGENESE
L’oosphère mènera au zygote, qui va s’allonger et finira par aboutir à une plantule. Cela passe par des divisions :
- Première division anticline asymétrique : la cellule apicale reçoit la plupart du cytoplasme et sera donc fortement
active. La cellule basale sera très vacuolisée.
- Au niveau du domaine apical, deux anticlines et une péricline vont donner le stade 8-cellules ou octant. La partie basale
se divise de façon anticline transversale pour entrainer la formation d’un suspenseur, qui fera la connexion entre la
plante et son embryon. La cellule au contact entre l’octant et la partie basale est nommée hypophyse.

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- Par de nouvelles divisions anticlines, on passe à un stade 16-cellules, ébauche du futur épiderme, que l’on appelle le
protoderme. Mis à par l’hypophyse, le reste du suspenseur commence un processus d’apoptose.
- Les cellules centrales de l’embryon se divisent (anticlines et périclines) et forment le stade globulaire. Des axes de
symétrie commencent à se voir.
- Une période de transition s’installe alors qu’on évolue vers une symétrie bilatérale : les primordia cotylédonaires se
mettent en place. Dans la partie basale, le méristème apical racinaire (RAM en anglais) commence à se former à partir
de l’hypophyse.
- On arrive au stade cordiforme ou les deux cotylédons ont commencé à se former. Le méristème apical caulinaire (SAM
en anglais) apparait entre les deux. Les cellules du suspenseur commencent à mourir alors que les différents tissus
s’établissent (cortex, tissus pro-vasculaires).
- On évolue alors vers le stade torpille ou les vaisseaux vasculaire deviennent visibles. Les cotylédons et l’hypocotyle sont
établis.
- L’embryon mature se forme. Chez certaines plantes, on a une courbure des cotylédons. L’embryon s’arrête alors et
attends la dessiccation ou la dormance. On peut avoir une perte d’eau de 60 à 80 %. Les axes et les régions
méristématiques se définissent définitivement.
Chez les monocotylées, c’est un peu la même chose mais avec un seul cotylédon ou scutellum. On a à nouveau un pro-embryon
avec un territoire basal et apical, allant vers l’établissement d’un MAC et d’un MAR. On distinguera alors le coléoptile, gaine de
protection enveloppant le MAC, et le coléorhize, graine de protection enveloppant le MAR.

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Les méristèmes sont des groupes de petites cellules de même diamètre qui ont les caractéristiques embryonnaire, un peu
comme des cellules souches. Ils peuvent être végétatifs (c'est-à-dire qu’ils formeront les tiges et racines et se régénèrent
continuellement) ou reproducteur (inflorescentiels, primaire ou secondaire) selon le stade du développement.
II – ACTEURS DE L’EMBRYOGENESE
Par approche mutant exécutée afin d’identifier les acteurs de ce développement, on a pu identifier :
• Mutants sans MAC (shootless)
• Mutants avec des problèmes de taille de MAC
• Mutants sans MAR
• Mutants sans partie apicale (phénotype gurke)
• Mutants sans partie centrale (phénotype fackel)
• Mutants sans partie basale (phénotype monopteris)
• Mutants sans méristèmes (phénotype gnom). Cette protéine oriente les composés pariétaux. En cas de mutation,
l’orientation devient anarchique et on perd ou inverse la polarité, d’où le fait que l’on obtient une boule.
Pour étudier cette fois la symétrie de l’embryon, on utilisera un marqueur de la polarité : AtLTP1, protéine de transfert lipidique
de la cuticule. Celle-ci n’est donc exprimée que dans la partie apicale. On pourra alors utiliser des gènes rapporteurs, ou, si l’on
ne veut pas faire de transgénèse, faire de l’immunocytomarquage ou de l’hybridation in situ c'est-à-dire qu’on prélèvera les
embryons, on en fait des tranches, et, en utilisant in vitro de l’ARN antisens marqué, on localise précisément le gène.
Toutefois, la division asymétrique du zygote n’est pas une condition obligatoire pour la formation de la polarité. Celle-ci peut se
faire même si les divisions sont anormales. L’axe apico-basal se forme alors selon un gradient indépendant de l’embryon. Il y a
donc ici un rôle de l’auxine.
Pour localiser celle-ci, on utilisera les systèmes rapporteurs :
• L’élément DR5, un motif TGTCTC, est un élément de réponse à l’auxine. Disposé en 9 exemplaires de façon inversée en
aval d’un promoteur, on obtiendra une meilleure sensibilité.
• Le transport de l’auxine peut être mis en évidence par le suivi de pin1, qui permet de transporter l’hormone. On
fabrique alors la construction PIN1::PIN1:GFP (Promoteur PIN1 + Début de protéine PIN1 + GFP, donc fusion
transcriptionnelle) et cela nous permet de savoir que l’auxine est transportée de la partie inférieure à la partie
supérieure. Le MAR et les cotylédons sont bourrés d’auxine car ils en ont besoin pour le développement. Par contre le
MAC lui est totalement vide et ne dépend donc pas de l’auxine.
Il existe 8 protéines PIN chez la plante, mais le phénotype n’est remarquable que si pin1 perd sa fonction. Les autres mutants,
s’ils sont mutés seuls, ne donnent rien de remarquable. Mais avec plusieurs mutations à la fois, on peut obtenir :
- Fusion des cotylédons et raccourcissement de l’hypocotyle si on mute pin4 et pin7
- Fusion des cotylédons et raccourcissement de l’hypocotyle et de la racine si on mute pin1, pin4 et pin7
- Affection grave des cotylédons, de l’hypocotyle et de la racine si on mute pin1, pin3, pin4 et pin7.
Ces protéines ont toutes un effet différent :
 Pin1 est uniformément localisé au départ, puis s’accumule en partie basale.
 Pin3 s’accumule au stade cordiforme au niveau du futur pôle racinaire. Il ne joue toutefois pas de rôle important dans
le développement.
 Pin4 s’accumule dans la descendance des cellules pro-vasculaires et de l’hypophyse (envoie vers le suspenseur)
 Pin7 transporte du pôle basal au pôle apical au stade 2 cellules, puis change subitement de polarité au stade globulaire
(de l’hypophyse vers le suspenseur)
Mise à part Pin, il y a d’autres gènes impliqués dans la signalisation de l’auxine : Monopteros, Bodenlos, et AXR6. On peut
constater que :
 Les mutants pour chacun de ces gènes sont altérés au niveau de la formation de l’axe embryonnaire et de la
différentiation vasculaire.
 Les mutants pour Monopteros et bodenlos (qui correspond au gène IAA12 impliqué dans la réponse à l’auxine), au
stade globulaire, présentent une forte erreur dans la division des cellules de l’hypophyse.
 La mutation bodenlos correspond à une transition G  A changeant une proline en sérine.
 MP et BDL sont dans le noyau et ont des interactions. Elles jouent donc possiblement un rôle dans le développement.
On a proposé un modèle : BDL est associé à MP. Lorsqu’il y a un afflux d’auxine, pin4 entraine une liaison de l’auxine à BDL, qui
sera alors dégradé par un complexe SCF
TIR1
. MP, libéré, pourra alors se lier aux éléments de réponse à l’auxine qui vont mener à
la formation du MAR.

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III – ARCHITECTURE RACINAIRE
Une racine est définie en plusieurs zones :
1. La coiffe
2. La zone méristématique qui contient le centre quiescent dont les cellules proviennent de l’hypophyse.
3. La zone d’élongation
4. La zone de maturation avec les poils absorbants
Au-delà, les racines latérales se forment.
Un certain nombre de cellules disposent de la capacité de cellules souches, notamment le centre quiescent bien sûr, mais aussi
d’autres tissus primaires.
Le MAR dispose aussi de phénotypes mutants possibles ayant conduit à la caractérisation de protéines :
• Scarecrow, ou SCR. On constate une forte accumulation du messager codant pour cette protéine au niveau du centre
quiescent, de l’endoderme et des cellules filles.
• Shortroot, ou SHR, qui est nécessaire à l’activation de SCR et à la division des cellules filles qui donneront les cellules de
l’endoderme (un mutant shr n’est pas capable de former l’endoderme) et du cortex. SHR est transcrit dans les
vaisseaux, puis se déplace dans le centre quiescent, les cellules filles, et celles de l’endoderme. La, il se lie à SCR et
l’entraîne dans le noyau, activant celui-ci, et contrôlant ainsi la mise en place des tissus pendant le développement
racinaire.
- Woodenleg, ou WOL. Le mutant wol voit l’apparition d’un tissu assez verdâtre – Il y a un problème de différenciation
conduisant à la non-formation de xylème. On s’est rendu compte plus tard que la protéine WOL identifié à la suite de ce
mutant n’est autre que CRE1, le récepteur à la cytokinine. Celles-ci jouent donc un rôle crucial, à l’instar de l’auxine,
dans la mise en place du méristème.
Il existe différentes types de racines. Sur les plantes, peuvent se mettre en place des racines latérales, qui émergent au-dessus
de la zone de différenciation. Ces racines proviennent du péricycle et croissent au travers du cortex et de l’épiderme. C’est
l’auxine qui stimule les cellules qui vont alors se diviser pour induire l’apex racinaire. Les gènes ALF3 et ALF4 sont nécessaire
pour initier et maintenir la formation de ces racines. Au contraire, le gène AFL1 inhibe l’arrivée d’auxine et réprime cette
formation.