Dépôt Institutionnel de l`Université libre de Bruxelles

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Université libre de Bruxelles Institutional Repository
Thèse de doctorat/ PhD Thesis
Citation APA:
Vanderhaeghen, J.-J. (1982). Découverte originale dans le système nerveux central et l'hypophyse d'hormones peptidiques uniquement connues dans
l'appareil digestif: les peptides de la famille gastrine-cholecystokinine (Unpublished doctoral dissertation). Université libre de Bruxelles, Faculté de
Médecine – Médecine, Bruxelles.
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rv.
UNIVERSITE LIBRE DE BRUXELLES
FACULTE DE MEDECINE
HDPITAL UNIVERSITAIRE BRUGMANN
FDNDATIDN MEDICALE REINE ELISABETH
DECOUVERTE ORIGINALE DANS LE SYSTEME NERVEUX
CENTRAL^T L'HYPOPHYSE D'HORMONES PEPTIDIQUES
UNIQUEMENT CONNUES DANS L'APPAREIL DIGESTIF.
LES PEPTIDES DE LA FAMILLE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE.
JEAN-JACQUES,E.R.,VANDERHAEGHEN
Mémoire déposé en vue de
l'obtention du titre d'agrégé de
l'enseignement supérieur
Presses Universitaires de Bruxelles
1982
DECOUVERTE ORIGINALE DANS LE SYSTEME NERVEUX CENTRAL
ET L'HYPOPHYSE D'HORMONES PEPTIDIQUES UNIQUEMENT
CONNUES DANS L'APPAREIL DIGESTIF.
LES PEPTIDES DE LA FAMILLE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE.
JEAN-JACQUES, E., R., VANDERHAEGHEN
Chargé de Cours
Service d'Anatomie pathologique (Prof. W. Gepts et Prof. P. Potviiege)
Clinique de Neuropathologie (Dr J.J. Vanderhaeghen) - Hôpital Universitaire
Brugmann.
Laboratoire de Neuropathologie et de Recherche sur les Peptides du Système
Nerveux (Dr J.J. Vanderhaeghen) - Faculté de Médecine.
Université Libre de Bruxelles - Fondation Médicale Reine Elisabeth (Prof.
P.P. Lambert).
A ma Mère
A mon fils Pierre
REMERCIEMENTS
Je suis heureux d'exprimer ici ma reconnaissance aux nombreuses personnes
qui de près ou de loin ont contribué à la réalisation de ce travail.
Les Professeurs P. Dustin, P.P. Lambert, J. Mulnard et P. Rylant sont des
personnalités qui m'ont donné le goût de la recherche scientifique alors que
j'étais encore étudiant en Médecine.
Le Professeur J. Brachet m'a, au cours de fréquents échanges d'idées,inculqué
le respect de la recherche scientifique désintéressée et montre 1'importance de
la recherche fondamentale.
Les Professeurs C. Coërs et 0. Perier à Bruxelles, L.J. Rubimstein et
L.F. Eng à Stanford m'ont enseigné les connaissances pratiques nécessaires pour
pouvoir réaliser une recherche scientifique dans les domaines de la Neurologie,
la Neuropathologie et la Neurochimie.
Le soutien et les critiques des Professeurs 0. Demol, J.E. Desmedt, J. Dumont,
J.L. Pasteels, m'ont été d'une grande utilité.
La précieuse amité des Professeurs M. Abramow, A. Bignami, G. De Roy, P. Galand,
J. Mendelwicz et J.P. Naets a permis de nombreux échanges intellectuels et moraux.
Ce travail n'aurait pu
voir le jour sans le travail préliminaire de la licenciée
en Biologie, Docteur en Médecine, F. Lotstra en ce qui concerne les dosages
radioimminologiques en 1972.
Sa participation constante aux recherches du
laboratoire a été et reste infiniment précieuse.
Je remercie également les anciens collaborateurs bénévoles du laboratoire,
J.C. Signeau, J. De Mey et M. Thirion, et les collaborateurs actuels, M.H. Delaet,
Ch. Deschepper, Ch. Gilles, F. Lotstra, J. Schoenen et P. Verbanck.
Je remercie B. Bohus, J. Braumann, M. Deschodt-Lanckman, J. Desclin, J. Durieux,
J. Finkelstein, B. Hamprecht, P.M. Laduron, L. Le Moal, J.E. Leysen,
A. Loffet,
P. Robberecht, J. Rossier, F. Vandesande pour leur collaboration et les
échanges fructueux.
Je remercie les Professeurs W. Gepts et P. Potvliege, chefs du Service
d'Anatomie pathologique de l'Hôpital Universitaire Brugmann et le Professeur
P.P. Lambert, Directeur de la Fondation Médicale Reine Elisabeth, pour leurs
conseils et pour la confiance qu'ils m'ont accordé tout au long de ce travail.
Je remercie tou (te )s les secrétaires et les technicien(ne)s de l'Hôpital Brugmann
ou de la Fondation Médicale Reine Elisabeth qui ont accepté à un moment ou un
autre de me fournir une aide précieuse lorsque j'étais dépourvu d'aide technique
permanente.
Plus particulièrement, je remercie Mademoiselle G. Vierendeels
pour sa collaboration technique polyvalente au plus haut niveau. Madame
G. Nanson pour sa collaboration à la réalisation Ues radioimmunoessais.
Mademoiselle M. Gombert pour la dactylographie de ce manuscrit.
Je remercie l'Université Libre de Bruxelles et la Faculté de Médecine, le
Centre Public d'Aide Sociale de Bruxelles et l'Hôpital Universitaire Brugmann,
et la Fondation Médicale Reine Elisabeth.
Sans ces diverses institutions, ce
travail n'aurait pas pu être réalisé.
Je suis reconnaissant, surtout en ces temps difficiles, aux médecins de
l'Hôpital Brugmann et plus particulièrement à ceux du Service d'Anatomie
pathologique de m'avoir permis et encouragé à entreprendre ce travail.
Ce travail a été financé plus spécifiquement grâce à des subsides de
l'Université Libre de Bruxelles (crédits extraordinaires de recherche 1975-1981),
du Fonds National de la Recherche Scientifique Belge (crédits au chercheur
1975-1978), du Fonds National de la Recherche Scientifique Médicale Belge
(contrats FRSM 3.4533.78-81 et FRSM 3.4521.82-85) et de la Fondation Médicale
Reine Elisabeth (1981-1982).
Je suis reconnaissant plus particulièrement aux
membres des Commissions du Fonds de la Recherche Scientifique Médicale :
"Morphologie normale et pathologique", "Recherche fondamentale".
Nous remercions le Professeur Degraef et Madame Voussen pour leur collaboration
en ce qui concerne la préparation de la gastrine 1-17 monoiodinée.
1.
TABLE DES MATIERES
pages
I. Intrduction et exposé des buts du travail
4
II. Materiels et méthodes
9
II. 1. Dosages radioimmunologiques
II.
9
II. 1.1. Production d'immuns sérums
9
11.1.2. Préparation des extraits tissulaires
9
11.1.3. Technique de radioimmunoessai
10
11.1.4. Spécificité des immuns sérums
11
2. Procédés immunohistochimiques
14
11.2.1.
Préparation des animaux
14
11.2.2.
Préparation des tissus
14
11.2.3.
Méthodes de coloration
15
11.2.4.
Contrôles immunohistochimiques
15
II. 3. Procédures spéciales
16
11.3.1. Dosage de dopamine
16
11.3.2. Injection de 6-OH dopamine dans le mésencephale ventral
16
11.3.3. Injection d'acide kaînique et de colchicine dans le
noyau caudé
17
II. 3.3. Section du tronc cérébral
17
III. Résultats
III. 1. Résultats obtenus par radioimmunoessais
18
18
III. 1.1. Formes moléculaires de gastrine-cholécystokinine présentes
dans le système nerveux central et l'hypoohyse
18
III.1.2. Absence d'heptapeptide gastrinique dans le système nerveux
central et dans la neuronhypophyse du rat
18
III. 1.3. Présence d'IR-G-CCK dans des extraits cérébraux réalisés
dans des solvants organiques
19
111.1.4. Distribution préférentiel le de l'IR-G-CCK dans certains
organes chez l'homme
19
111.1.5. Présence d'IR-G-CCK dans le système nerveux central de
divers vertébrés
21
111.1.6. Distribution de l'IR-G-CCK dans le cerveau humain
21
111.1.7. Evolution de l'IR-G-CCK dans le cerveau du rat avant et
après la naissance
21
111.1.8. Distribution de l'IR-G-CCK dans le cerveau du rat
25
.
2
III. 2. Résultats obtenus par immunohistochimie
111.2.1.
Généralités
27
111.2.2.
Le cortex cérébral
27
111.2.3.
Le complexe amygdalien
28
111.2.4.
Les noyaux gris centraux
29
111.2.4.1. Le noyau caudé-putamen
29
111.2.4.2. Le noyau accumbens
29
111.2.4.3. Les noyaux du septum latéral et de la strie
terminale
30
111.2.5.
Le thalamus
30
111.2.6.
Les structures préhypothalamiques
30
111.2.7.
Le tronc cérébral
31
111.2.7.1. Le mésencéphale
31
111.2.7.2. Le métencéphale
31
111.2.7.3. Le bulbe
32
111.2.8.
La moëlle épinière
32
111.2.9.
L'hypothalamus et l'hypophyse
33
111.2.9.1. L'hypothalamus
33
111.2.9.2. L'hypophyse
34
III. 3. Les origines des terminaisonsnerveuses télencéphaliques
IV. Discussion
39
44
IV. 1. Rôles possibles pour des neuropeptides comme le CCK sur le plan
de la neurobiologie cellulaire
IV.
27
2. Signification générale de la distribution du CCK dans le système
nerveux central
44
45
IV.
3. Synthèse intracérébrale du CCK
45
IV.
4. Intérêt
46
IV.
du
CCK
en tant que neurotransmetteur possible
5. Intérêt des rapports entre le CCK et la dopamine dans le système
nerveux central
46
IV.
6. Intérêt
du
CCK
dans le système 1 imbique
47
IV.
7. Intérêt
du
CCK
en tant que médiateur du comportement
48
IV.
8. Intérêt
du
CCK
dans les relations hypothalamo-hypophysaires
49
IV.
IV.8.1. Avec la neurohypophyse
49
IV.8.2. Avec 1'adénohypophyse
49
9. Intérêt du CCK dans la moëlle épinière
50
3.
IV. 10. Intérêt de la démonstration de la coexistence d'un peptide
et d'un neurotransmetteur ou de deux peotides sans parenté
connue dans les cellules nerveuses ou endocrines
50
IV.10.1. Coexistence de CCK et de dopamine
50
IV. 10.2. Coexistence de CCK et d'oxytocine-neurophysine I
51
IV.10.3. Coexistence de gastrine et d'c-MSH ou de oastrine
et d'ACTH
51
52
V. Figures
Fig.l : Cortex cérébral
54
Fi g.21 : Protubérance
78
Fi g.2 : Corne d'Ammon
54
Fig.22 : Bulbe
80
Fi g.3 : Corne d'Ammon
54
Fi g.23 : Moelle épinière
82
Fi g.4 : Noyau accumbens
56
Fig.24 : Moelle épinière
84
Fi g.5 : Cortex cérébral
58
Fi g. 25 : Moelle épinière
84
Fi g.6 : Cortex cérébral
58
Fig.26 : Hyoothalamus
86
Fig.7 : Corps calleux
60
Fig.27 : Hypothalamus
88
Fig.8 : Commissure blanche antérieure
60
Fi g.28 : Hypothalamus
90
Fig.9 : Corne d'Ammon
62
Fig.29 : Hypothalamus
92
Fi g.10: Corne d'Ammon
62
Fig.30 : Hypothalamus
94
Fig.11: Noyau accumbens
64
Fi g. 31 : Hypothal amus
96
Fig.12: Noyau du lit de la strie terminale
66
Fig.32 : Hypoyhalamus
98
Fi g.13: Noyau caudé
68
Fig.33 : Hypophyse
100
Fig.14: Faisceau télencéphalique médian
70
Fi g.34 : Hypophyse
100
Fig.15: Mésencéphale
70
F i g. 3 5 : Hypophyse
102
Fig.16: Mésencéphale
72
Fig.36 : Hypophyse
102
Fig.17: Mésencéphale
74
Fi g.37 : Hypophyse
102
Fig.18: Mésencéphale
74
Fi g.38 : Hypophyse
102
Fig.19: Mésencéphale
76
F i g. 3 9 : Hypoohyse
102
Fig.20: Mésencéphale
76
Fi g. 40 : Hypophyse
104
VI. Conclusions
105
VII. Références
108
4.
I. INTRODUCTION ET EXPOSE DES BUTS DU TRAVAIL
La compréhension des mécanismes physiopathologiques responsables de maladies
neurologiques ou psychiatriques dépend de nos connaissances sur le fonctionne­
ment du système nerveux et est indispensable à l'élaboration de thérapeutiques
médicamenteuses ou chirurgicales adéquates.
Contrairement à d'autres organes comme le foie, le pancréas ou la rate, carac­
térisés par une certaine homogénéité, le système nerveux central est essentiel­
lement hétérogène. Cette hétérogénéité complique la tâche de ceux qui en
étudient le fonctionnement. On peut estimer que le cerveau contient plus de
50 milliards de cellules nerveuses et que chacune de celles-ci entretient
environ 1.000 à 10.000 connexions avec ses voisines. C'est pourquoi la neuro­
anatomie, qui repère ces connexions et cherche à en établir l'organisation
structurelle, est une branche importante des sciences neurologiques. Des cher­
cheurs aussi prestigieux que R.Y. Cajal, C. Golgi, F. Nisll ou W. Spielmeyer
ont largement conribué à son développement.
La façon dont les différentes voies nerveuses communiquent entre elles en met­
tant en jeu des phénomènes électriques, a été une découverte capitale. Une
grande partie des recherches neurophysiologiques a été et reste axée sur la
compréhension fine de la genèse de ces mécanismes bioélectriques.
Pour agir sur le fonctionnement normal ou anormal du système nerveux, il faut
connaître les substances chimiques permettant aux neurones de communiquer entre
eux. Il apparaît donc que découvrir des substances ayant une action sur le
fonctionnement du système nerveux est éminemment souhaitable.
Une première façon de procéder est de chercher, grâce à des techniques biochi­
miques, des substances qui sont spécifiques au système nerveux ou qui s'y
trouvent à des concentrations particulièrement élevées. C'est ainsi que furent
découvertes des molécules comme les 14-3-2 neuronale (Schneider, D.U. 1973),
la S-100 gliale (Moore, B.W. 1973) ou la GFAP (Eng, L.F. et al. 1971), protéine
.
5
caractéristique des filaments intermédiaires des astrocytes.
Une autre façon consiste à considérer qu'il existe une certaine économie dans
les processus naturels et que des substances actives dans certains organes peu­
vent également l'être dans d'autres, y compris dans le système nerveux. C'est
cette deuxième approche que nous avons utilisée dans ce travail.
Des neurones présentant des caractères morphologiques de cellules glandulaires
sont connus depuis fort longtemps dans la moelle épinière (Speidel, C.C. 1919)
et dans l'hypothalamus (Scharrer, E. 1928).
En 1936, von Euler U.S. et Gaddum J.H. ont découvert, à la fois dans le système
nerveux central et dans le tube digestif, la substance P, un extrait de nature
peptidique dont la séquence des acides aminés ne sera connue que bien plus tard
(Chang, M.M. et al. 1971).
Dans les années soixante, Pearse A.G.E. (1966) a avancé des arguments morpholo­
giques histochimiques selon lesquels les cellules endocrines du tube digestif
et de ses annexes pourraient avoir une origine nerveuse.
Depuis plusieurs années, il est connu que des peptides biologiquement actifs
sont présents dans de nombreux organes : la peau des batraciens (Erspammer, V.
1970), l'hypothalamus, l'hypophyse, le tube digestif et ses annexes. C'est
d'ailleurs à partir des hormones digestives que se sont développés les très
sensibles dosages radioimmunologiques (Berson, S.A. et Yallow, R.S. 1964).
La découverte des effets neuropsychopharmacologiques du TRH (Moss, R.L. 1977)
et de la démonstration de l'influence sur le comportement de certains peptides
hypophysaires par action cérébrale directe (de Wied, D. 1980) suggèrent que
certains peptides pourraient avoir des rôles différents de ceux qui leur sont
habituellement connus et qui ont permis leur identification.
Etant donné les différents points décrits au paragraphe précédent, nous avons
émis l'hypothèse selon laquelle, les peptides étant fort ubiquitaires, des pep­
tides hormonaux du système digestif pourraient être également présents et actifs
6.
dans le système nerveux central.
L'hypothèse inverse, selon laquelle des peptides cérébraux pourraient être
présents dans le système digestif, a conduit Dubois M.P. à mettre en évidence
en 1975 la somatostatine dans des cellules pancréatiques endocrines.
Notre hypothèse nous a conduit à identifier dans le système nerveux central
un matériel peptidique de la famille des hormones digestives de type gastrinecholécystokinine (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1975). Les gastrines et les cholécystokinines forment avec la caeruléine, les peptides de la famille gastrinecholécystokinine (G-CCK). Ces peptides possèdent un pentapeptide carboxyl
terminal identique (table I).
Cette découverte est la première démonstration que des peptides à activité
biologique exclusivement connus dans le tube digestif ou ses annexes sont éga­
lement présents dans le système nerveux central. Ce concept confirmé depuis par
de nombreux auteurs pour différents peptides, a été un élément essentiel au
développement des recherches sur les neuropeptides.
Nous exposons dans ce travail le résultat de nos recherches sur la présence
de peptides de la famille gastrine-cholécystokinine dans le système nerveux
central et l'hypophyse.
Dans les années soixante, un pont put être jeté entre les connaissances neuro­
anatomiques et celles plus récentes concernant les neurotransmetteurs classiques
et cela grâce aux techniques de mise en évidence des amines sur coupes histo­
logiques de Falk B. et al. (1962). On a, par la suite, assisté à un développement
sans précédent des connaissances relatives à la neurobiologie et aux affections
neuropsychiatriques. Les fleurons les plus marquants de ce développement sont
le traitement bénéfique par la L-dopa de la maladie de Parkinson idiopathique
(Barbeau, A. 1969) et l'implication de la dopamine et des récepteurs à dopamine
dans le mode d'action des neuroleptiques (Carlsson, A. et Lindquist, M. 1963;
Creese et al. 1978).
7.
TABLE I :
LES PEPTIDES DE LA FAMILLE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE,
1
5
PYROGLU-LEU-GLY-PRO-GLN-GLY-HIS-PRO-SER-
GASTRINE 1-34
10
15
20
LEU-VAL-ALA-ASP-PRO-SER-LYS-LYS-GLN-GLY-PRO25
TRP-LEU-GLU-GLU-GLU-GLU-GLU-ALA-T YR-
GLY-TRP-MET-ASP-PHE NH2
R = H ou R = SO3H
5
10
LYS-ALA-PRO-SER-GLY-ARG-VAL-SER-MET-ILE-LYS-
1
CCK
1-33
15
20
ASN-LEU-GLN-SER-LEU-ASP-PRO-SER-HIS-ARG-ILE25
30
SER-ASP-ARG-ASP-TYR-MET-GLY-TRP-MET-ASP-PHE-NH„
I
SO3H
CAERULEINE ,
1 -10
1
5
10
PYROGLU-GLN-ASP-TYR-THR-GLY-TRP-MET-ASP-PHE-NH„
I
SO3H
Cette famille est caractérisée par un pentapeptide carboxyl terminal commun :
-GLY-TRP-MET-ASP-PHE-NHg.
.
8
Prenant exemple sur ces résultats obtenus en grande partie grâce aux travaux
inspirés des techniques de Falck B. et al. (1962), nous avons dans ce travail
concentré nos efforts sur l'étude de la distribution des peptides de la famille
gastrine-cholécystokinine dans le système nerveux central. Au préalable, nous
avons développé les arguments démontrant la présence de ces peptides dans le
cerveau.
Pour la mise en évidence de l'immunoréactivité gastrine-cholécystokinine, nous
avons utilisé deux techniques différentes caractérisées toutes deux par une
grande sensibilité. La première, le dosage radioimmunologique, est pratiquée
à partir de matériel cérébral frais; la deuxième, le marquage immunologique à
là peroxidase selon Sternberger et al. (1970), est pratiquée à partir de maté­
riel cérébral fixé.
9.
II. MATERIELS ET METHODES
II. 1. Dosages radioimmunologiques
II. 1. 1. Production d'immuns sérums
Le sérum anti CCK8-S (2330/6/l/a) et le sérum anti a-MSH ont été obtenus chez
des lapins Dondermond. Le CCK8-S (Squibb) ou l'a-MSH (Union Chimique Belge)
sont couplés à la thyroglobuline (Sigma) par la carbodiimide (Sigma) selon
la méthode de Skowsky et Fisher (1972) et émulsionnés dans l'adjuvant complet
de Freund (Miles). Des injections sous-cutanées multiples sont pratiquées dans
le dos des animaux une fois par mois. Le sérum est prélevé huit jours après
l'injection. Nous avons utilisé les sérums obtenus après trois ou six injections.
Le sérum antigastrine ne reconnaissant pas 1'octapeptide terminal de la cholécystokinine est un don de Rehfeld J.F. (Rehfeld, J.F. 1978a). Les sérums anti
ACTH 17-39 ont été décrits par Toubeau G. et al. en 1978. Les sérums anti
oxytocine, anti vasopressine, anti neurophysine I et anti neurophysine II ont
été caractérisés par Vandesande F. en 1978.
II. 1. 2. Préparation des extraits tissulaires
Les fragments de système nerveux central humain ont été utilisés moins de
24 heures après le décès. Les fragments de système nerveux central et les
hypophyses de rats Wistar (200-300 g) ont été prélevés sous la loupe immédiate­
ment après décapitation. Pour estimation de l'activité radioimmunologique, les
fragments (10 g poids frais pour 100 ml) ont été homogénéisés à 4 °C dans un
tampon phosphate de potassium pH 7,4
0,05 M contenant 0,15 M de NaCl (PBS)
en utilisant un homogénéiseur de verre et un piston de teflon. Les homogénats
ont été portés à ébullition pendant 15 minutes et puis centrifugés à 100.000 g
pendant 15 minutes. Les surnageants ont été utilisés pour dosage. Les foetus
de rats Wistar utilisés pour l'étude du développement ont été prélevés in utero,
les mères étant anesthésiées à l'éther, leur âge a été déterminé par rapport
10.
au moment de la copulation. L'âge des rats nouveau-nés a été déterminé suite à
l'examen journalier des cages après copulation. Pour l'étude des foetus, il a
été nécessaire de rassembler deux à trois cerveaux par homogénat. Pour cette
étude, des jeunes mâles adultes de 120-150 g ont aussi été utilisés.
Des résultats radioimmunologiques similaires ayant été obtenus chez l'adulte
en réalisant les homogénats soit dans l'eau distillée, soit dans le PBS pH 7,4
0.05 M, l'étude du développement du cerveau des rats a été faite en utilisant
1'eau distillée.
II. 1. 3. Technique du radioimmunoessai
Nous avons utilisé un sérum anti CCK8-S reconnaissant à la fois l'hexadécapeptide gastrinique 2-17 (G 2-17) (Impérial Chemical Industry, Cheshire),
le CCK-8 et le CCK8-S. Le CCK-8, le CCK8-S ou la G 2-17 ont été utilisés comme
standards. La gastrine 1-17 (G 1-17) (Impérial Chemical Industry, Cheshire)
marquée à l'iode 125 a été utilisée comme traceur. La G 1-17 est iodinée par
la technique à la chloramine T de Hunter W.M. et Greenwood, F.C. (1967). La
forme monoiodinée est préparée par passage sur DEAE-Sephadex selon Brown T.R.
et al. 1976.
Le dosage est pratiqué dans un volume total de 300 ni, soit 50 ul d'une
dilution appropriée de sérum 2330/6/l/a (1/200.000), 50 ul d'une dilution appro­
priée du traceur (environ 5.000 coups par min.), 5-50 ul de standard dilué de
façon appropriée et 150 ‘^1 ou plus de diluant. Les dilutions du sérum sont cal­
culées pour avoir 50 % du traceur fixé à l'anticorps en l'absence de peptide
nom marqué. Le diluant consiste en un tampon phosphate de potassium 0,1 M pH 7,4
contenant 1 % d'albumine bovine fraction V (RIA grade. Sigma). Les échantillons
sont toujours traités en triplicate. La I
I
125
125
G 1-17 libre est séparée de la
G 1-17 liée â l'anticorps par fixation sur charbon de bois selon Herbert V.
et al. (1965) modifié par Donald R.A. (1968) et centrifugation. Les résultats
sont exprimés en CCK8-S équivalent par g poids frais de tissu original.
La tablé II montre les courbes standards obtenues avec la G 2-17 et le CCK8-S
en utilisant le sérum 2330/6/l/a. La table III montre les courbes standards
obtenues avec la G 2-17 et le CCK8-S en utilisant soit le sérum 2330/6/l/a,
soit le sérum anti gastrine de Rehfeld J.F. (1978a). Les courbes standard de
G 2-17, CCK8-S, CCK-8 ou de dilutions successives d'extraits cérébraux sont
parallèles et présentées dans le système logit-log (Woo, J. and Cannon, D. 1976).
La sensibilité du dosage permet au moins de déceler des solutions contenant
5 picomoles par litre tant pour le sérum 2330/6/l/a (CCK8-S, CCK-8, G 1-17,
G 2-17) que pour le sérum de Rehfeld J.F. (G 1-17, G 2-17) (1978a).
II. 1. 4. Spécificité des immuns sérums
Nous n'avons pas obtenu de déplacement (voir table II) en utilisant comme
standards les différents peptides suivants à des concentrations finales allant
au moins jusqu'à 10"^ Molaire : Met-enképhaline, Leu-enképhaline, p-endorphine,
ACTH 18-39, a-MSH, bombésine, neurotensine, substance P, somatostatine, angio­
tensine I et II, oxytocine, arg-vasopressine, vasotocine, mésotocine, bovine
neurophysine I et II, hormone de croissance (UCB); insuline bovine, thyroglobu­
line (Sigma); ACTH 1-17 (Organon); prolactine de rat, TSH de rat, FSH de rat
(N.I.H. Bethesda); LH-RH (Ayerst, Montréal) et la calcitonine humaine (CIBA).
La I^^^ G 1-17 est déplacée du sérum 2330/6/l/a de façon à peu près égale par
la G 1-17, la G 2-17, le CCK-8 et le CCK8-S (ID 50 CCK8-S/ID 50 G 2-17 = 1,64).
Bien déplacée par la G 2-17, la I
125
G 1-17 est très mal déplacée du sérum de
Rehfeld (1978a) par le CCK-8 ou le CCK8-S (ID 50 CCK8-S/ID 50 G 2-17 > 50(3) (voir
table
lin.
12.
TABLE II : RADIOIMMUNOESSAIS AVEC SERUM ANTI CCK8-S 2330/6/l/a
COURBES STANDARDS
LOGIT
B
/ Bo
CONCENTRATIONS DE PEPTIDES NON RADIOACTIFS (M)
SPECIFICITE
pas de déplacement jusqu'à 10”^ M avec
p-endorphine
Somatostatine
Insuline
(Met) enképhaline
Angiotensine I et II
Thyroglobuline
(Leu) enképhaline
Bovine Neurophysine I
TSH
ACTH
Bovine Neurophysine II
FSH
ACTH 18-39
Oxytocine
LH-RH
o-MSH
(Arg) vasopressine
Calcitonine
Bombésine
Vasotocine
Prolactine
Neurotensine
Mésotocine
Substance P
Hormone de croissance
1-17
.
13
TABLE III ; RADIOIMMUNOESSAIS DE GASTRINES ET DE CHOLECYSTOKININES
COURBES STANDARDS
Sérum Anti G M7
LOGÎT
B
/
BO
CONCENTRATIONS DE PEPTIDES NON RADIOACTIFS (M)
II. 2. Procédés immunohistochimiques
II. 2. 1. Préparation des animaux
Nous avons•uti1isé des rats Wistar âgés d'environ trois mois.
Certains ont reçu une injection de colchicine (Sigma), 20 g/l
d'une solution NaCl 0,15 M 48 heures avant la décapitation.
L'injection est pratiquée soit dans la grande citerne (20 ni), soit
directement dans les hémisphères cérébraux (20
m1
, en 30 minutes,
animal placé dans l'appareil à stéréotaxie), soit directement dans
la moelle épinière (quelques yl) cervicale, thoracique ou lombaire.
Chez certains rats, le corps calleux a été sectionné neurochirurgicalement huit jours avant la décapitation.
II. 2. 2. Préparation des tissus
Les rats sont anesthésiés au chloral. Un premier groupe est perfusé
30 minutes au travers du ventricule cardiaque gauche avec du Bouin
Hollande Sublimé trichloracétique 2 % (BHS) (Ganter, P. et Jolies, G.
1970) après lavage 5 min. au NaCl 9 g/l.
Le cerveau et la moelle épinière sont enlevés avec l'hypophyse et
postfixés durant la nuit dans le même BHS. L'enrobage est pratiqué
dans la paraffine; des sections coronales, sagittales ou frontales
de 5-7 um d'épaisseur sont pratiquées à 100 ym d'intervalle pour
immunohistochimie.
Un deuxième groupe de rats est perfusé et postfixé de la même façon
par une solution à A % paraformaldéhyde dans un tampon phosphate de
potassium 0,1 M pH 7,4 (PF). Des coupes à congélation de 10, 20, 50,
100 ou 200 ym sont pratiquées après incubation de petits fragments
24 heures dans une solution aqueuse de sucrose 30 % à 4 °C.
Des petits fragments de tissu humain obtenus quelques heures après
décès ou des fragments de tissu de rat, chien, porc, singe, bovidé
et chat fixés directement par immersion durant la nuit dans le BHS
ou le PF sont ensuite traités comme les tissus de rat perfusés.
II. 2. 3. Méthodes de coloration
Les peptides sont visualisés par la méthode à la peroxidase-anti
peroxidase (PAP) (Sternberger, L.A. et al. 1970; Sternberger, L.A.
1979).
La coloration des coupes à congélation a été faite par la technique
des coupes flottantes.
Les sérums 2330/3/l/a et 2330/6/l/a ont été utilisés à des dilutions
entre 1/3.000 et 1/20.000, les sérums anti a-MSH et ACTH 17-39 à
1/3.000, les sérums anti oxytocine, anti vasopressine, anti neurophysine I et anti neurophysine II ont été utilisés à des dilutions
de 1/1.000 pour coupes à paraffine et à 1/10.000 pour coupes flot­
tantes.
II. 2. 4. Contrôles immunohistochimiques
Des contrôles ont été pratiques sur des sections adjacentes en
utilisant la technique de l'absorption en phase solide (Vandesande, F.
et al. 1977). Dans cette technique, le sérum antipeptide est en pré­
sence de Sepharose-4B (Pharmacia) couplé au peptide testé et ensuite
réutilisé pour PAP. La phase solide permet d'éviter une redissociation
du complexe antigène-anticorps toujours possible en phase liquide.
Nous avons également utilisé l'absorption en phase liquide en utilisant
des concentrations de 100 ug de peptide par ml de sérum. Des colora­
tions sont considérées comme spécifiques pour le matériel G-CCK lorsqu'
elles deviennent négatives après absorption par la G 2-17, le CCK-8
ou le CCK8-S et restent positives après absorption par les peptides
cités dans la table II. Pour éliminer des colorations aspécifiques
dues à des interactions ioniques, nous avons pratiqué certaines réac­
tions en présence d'une concentration élevée de NaCl
(0,5 M) tant
pour le diluant que pour les solutions de rinçage après incubation
des sections avec le sérum antipeptide (Buffa, R. et al. 1979; Grube,
D. et Weber, E. 1980; Grube, D. 1980).
II.
3. Procédures spéciales
II. 3. 1. Dosage de dopamine
La dopamine fut dosée bilatéralement dans les noyaux caudé-putamen,
50 ul de l'homogénat à 10 % (poids/volurne) non bouilli furent mélangés
à 450 ul d’acide perchlorique 0,3 N et conservés à - 30 °C jusqu'au
dosage. Le dosage fut réalisé suivant la méthode radio enzymatique
(Coyle, J.T. et Henry, D. 1973).
II. 3. 2. Injection de 6-OH dopamine dans le mésencéphale ventral
Dix rats femelles Wistar de 150 g ont été anesthésiés par injection
intrapéritonéale de 1,5 ml d'Alfentanyl (Janssen Pharmaceutica). La
6-OH dopamine fut dissoute extemporanément dans une solution de NaCl
0,15 M contenant 0,2 mg/ml d'acide ascorbique, à raison de 2 g/l.
L'injection unilatérale (2 ul en 10 min.) fut réalisée par stéréotaxie aux coordonnées antéro-postérieur : 2.2; médio-latëral : 1.8;
vertical
: 1.9 selon Kbnig J.F. et Klippel R.A.
(1963). Dix rats
contrôles furent injectés de la même manière par 2 ul de solvant.
Les animaux furent sacrifiés par décapitation 21 jours après l'injec­
tion. Cette région correspond à la partie interne de la substance
noire. Une injection de bleu de méthylène a montré que le liquide
diffuse jusqu'à la ligne médiane.
II. 3. 3. Injection d'acide kainique et de colchicine dans le noyau caudé
Huit rats femelles Sprague-Dawley pesant approximativement 150 g
furent anesthésiés par injection intrapéritonéale d'hydrate de chloral
en eau distillée (solution à 5 %, 300 mg/kg). Les injections unilaté­
rales furent réalisées par stéréotaxie aux coordonnées antéro­
postérieur : 7.9; médio-latéral
: 2.5; verticale : 1.5 selon Kbnig
J.F. et Klippel R.A. (1963). Cette région correspond à la région
centrale du caudé-putamen rostral. Quatre rats furent injectés en
15 minutes par 20 ul d'une solution à 20 g/l de colchicine (Sigma) dans une
solution NaCl 0,15 M^et,sacrifiés par décapitation 48 heures après l'injection.
Quatre autres rats furent injectés en 5 minutes par 2 ul d'une solution à
2 ug/ul d'acide kainique dans le NaCl 0,15 M amené à pH 5,5 par addition de
NaOH 2 N. Les rats furent sacrifiés par décapitation 48 heures après l'injec­
tion. Trois rats contrôles furent injectés en 15 minutes par 20 ul de NaCl
0,15 M et également sacrifiés 48 heures après.
II.
4. Section du tronc cérébral
Cinq rats mâles Sprague-Dawley de 250-300 g furent anesthésiés par
injection péritonéale d'hydrate de chloral en eau distillée (solution
à 5 %, 300 mg/kg). Après craniotomie, une section unilatérale fut
réalisée au scalpel par stéréotaxie à 5,7 mm en arrière du bregma,
entre les points médio-latéraux 0,2 et 3 mm. Ce trait de section passe
juste en arrière des tubercules mamillaires. Les rats furent gardés
en vie pendant 5 jours et sacrifiés par décapitation.
.
18
III. RESULTATS
III. 1. Résultats obtenus par radioimmunoessais
III. 1. 1., Formes moléculaires de gastrine-cholécystokinine présentes dans le
système nerveux central et l'hypophyse
Le matériel peptidique G-CCK initialement décrit dans le cerveau diffère des
formes antrales de gastrine par ses caractéristiques d'élution sur colonne
sephadex G-25, par sa digestion par la trypsine et par son affinité pour les
anticorps antigastrines (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1975). Il apparaît que ce
matériel cérébral consiste essentiellement en octapeptide carboxyl terminal de
la cholécystokinine (CCK-8) (Dockray, G.J. 1976) sous sa forme sulfatée biolo­
giquement active (CCK8-S) (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1977; Robberecht, P. et al.
1978) accompagné d'autres formes moléculaires de la cholécystokinine (CCK). La
présence de ces différentes formes moléculaires a été confirmée dans le système
nerveux (Beinfeld, M.C. 1981) y compris la neurohypophyse (Beinfeld, M.C. et al.
1980) par chromatographie à haute pression. Si la présence de peptides de type
cholécystokinine est bien démontrée dans le système nerveux central, la présence
de peptides de type gastrine n'a été rapportée que dans l'hypophyse du porc par
Rehfeld J.F. (1978a) et dans le nerf vague du chat par Uvnas-Wallenstein K. et al.
en 1977.
III. 1. 2. Absence d'heptapeptide gastrinique dans le système nerveux central
et dans la neurohypophyse du rat.
Nous n'avons pas pu mettre en évidence d'IR G 1-17 dans le système nerveux
central et la neurohypophyse du rat et ce malgré la grande sensibilité du sérum
anti gastrine utilisé alors que, comme on l'a vu, des taux élevés d'IR-G-CCK
sont présents. Ceci confirme différents travaux (Dockray, G.J. 1976; Larsson,
L.I. et Rehfeld, J.F. 1979; Beinfeld, M.C. 1981; Vanderhaeghen, J.J. et al. 1977;
19.
Robberecht, P. et al. 1978) selon lesquels le matériel présent dans le système
nerveux central est constitué essentiellement de cholécystokinine et non de
gastrine.
Dans l'hypophyse, nous avons pu mettre en évidence une IR G 1-17 et
une IR-G-CCK dans le lobe antérieur de l'homme et du rat, dans les
lobes antérieurs et postéro-intermédiaires du porc, du boeuf et du
singe. Ces résultats sont en faveur de la présence d'une IR de type
G 1-17 dans les lobes antérieurs et intermédiaires de l'hypophyse mais
non dans le lobe postérieur. Ils expliquent partiellement les résultats
de Rehfeld (1978a) qui a décrit des formes moléculaires de gastrine
dans l'hypophyse du porc en utilisant des filtrations sur gel de Sephadex.
III, 1. 3. Présence d'IR-G-CCK dans des extraits cérébraux réalisés dans des
solvants organiques
Nous avons pu montrer que des extraits bruts de système nerveux central
humain ou de bovidés réalisés pour extraction de la substance P conte­
naient une IR-G-CCK. L'IR-G-CCK est donc extractable non seulement par
l'ébullition mais aussi par des techniques plus classiques faisant appel
aux solvants organiques (Zetler, G. et al. 1978; Zetler, G. et al. 1979),
III, 1, 4, Distribution préférentielle de 1'IR-G-CCK dans certains organes
chez 1'homme
L'immunoréactivité gastrine-cholécystokinine (IR-G-CCK) n'a été retrou­
vée que dans le système nerveux central, le tube digestif et le sérum
sanguin. Nous n'avons pas pu mettre de IR-G-CCK en évidence dans les
muscles squelettiques ou cardiaques, les poumons, les reins et la rate,
La limite dosable était de 0,05 picomoles par g de tissu frais (table IV),
TABLE IV : IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE
DANS DIFFERENTS ORGANES HUMAINS. RADIOIMMUNOESSAIS.
Cortex cérébral
Antre gastrique
Sérum sanguin
186 +
1 (6)
2.187 + 189
17 +
3
Muscle squelettique
< 0,05
Muscle cardiaque
< 0,05
Poumons
< 0,05
Reins
< 0,05
Rate
< 0,05
Les résultats sont exprimés en CCK8-S picomoles g ^ poids frais pour
tous les organes sauf pour l'antre gastrique et le sérum sanguin où
ils sont exprimés en G 2-17 picomoles g"^ poids frais. Les résultats
exprimés constituent la moyenne + SEM (erreur standard de la moyenne)
de trois déterminations sauf indication entre parenthèses.
III. 1. 5. Présence d'IR-G-CCK dans le système nerveux central de divers
vertébrés
Nous avons retrouvé une IR-G-CCK dans le système nerveux central de
divers vertébrés (table V) à des taux semblables à ceux observés chez le
rat et chez l'homme. L'IR-G-CCK apparaît rapidement dans l'évolution
des vertébrés puisqu'elle est déjà présente chez le poisson.
III.
1. 6. Distribution de l'IR-G-CCK dans le cerveau humain
Les plus fortes concentrations d'IR-G-CCK s'observent dans le cortex
cérébral surtout dans les régions antérieures, dans l'hypothalamus et
les noyaux gris centraux. L'IR-G-CCK est cependant présente à tous les
niveaux y compris le tronc cérébral et la moelle épinière. Le thalamus contient
peu d'IR-G-CCK et le cervelet est dépourvu d'IR-G-CCK (table VI). Des
études analogues dans la littérature confirment ces résultats
(Vanderhaeghen, J.J. et al. 1975; Emson, P.C. et al. 1980a; Vanderhaeghen,
J.J. 1981).
III. 1. 7. Evolution de l'IR-G-CCK dans le cerveau du rat avant et après la
naissance
La table VII montre que l'IR-G-CCK du cerveau du rat est déjà présente
précocement avant la naissance et qu'après une phase rapide d'augmen­
tation maximale vers le 15e jour post-natal, elle atteint les valeurs
retrouvées chez l'adulte entre le 20 et le 25e jour post-natal. Ces
résultats sont analogues à ceux publiés par Noyer M. et al.
(1981).
L'existence de l'IR-G-CCK dans le cerveau du rat in utéro s'explique
sans doute par la maturité précoce du tronc cérébral par rapport aux
hémisphères cérébraux chez le rat. Nous avons eu l'occasion d'examiner
TABLE V : IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE DANS
LE SYSTEME NERVEUX CENTRAL DE DIVERS VERTEBRES. RADIOIMMUNOESSAIS.
Mammifères
Oiseaux
Pigeon :
Chien :
Hémisphères cérébraux
Tronc cérébral
Cervelet
353 + 17
19 +
Hémisphères cérébraux
4
Tronc cérébral
1
Cervelet
Lapin :
Substance grise corticale
247 + 18
20+3
1
Amphybiens
375 + 20
Grenouille :
Rat :
Hémisphères cérébraux
Hémisphères cérébraux
241 + IC
248 + 18
Poissons
Truite :
Hémisphères cérébraux
252 + 16
Les résultats sont exprimés en CCK8-S picomoles g ^ poids frais. Les
résultats indiqués constituent la moyenne + SEM de trois déterminations
(SEM : erreur standard de la moyenne).
.
23
TABLE VI : IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE DANS LE
SYSTEME NERVEUX CENTRAL HUMAIN. RADIOIMMUNOESSAIS.
Bulbe olfactif
32 +
8
Tractus olfactif
32 +
6
Cortex cérébral
Mésencéphale
Tubercule quadrijumeau antérieur
14 ± 2
Tubercule quadrijumeau postérieur
20 ± 2
Substance noire de Sommering
17 + 2
Frontal
241 + 15
Pariétal
256 + 24
Temporal
288 + 47
Pont
Occipital
149 + 13
Locus coeruleus
Hippocampe
113 + 15
Noyaux gris centraux
Métencéphale
7 + 1
32 ± 6
Bulbe rachidien
Olive inférieure
44 + 1
Caudé
63 + 13
Calotte
16 ± 3
Putamen
58 +
5
Pyramides
10 ± 2
Globus pallidus
22 +
4
4 +
1
Cervicale
5 + 1
66 +
5
Thoracique
3 + 1
5 +
2
Lombo-sacrée
Thalamus
Hypothalamus
Corps mamillaires
Moelle épinière
16 + 2
Les résultats sont exprimés en CCK8-S picomoles g ^ poids frais. Les résultats
exprimés représentent la moyenne + SEM (erreur standard de la moyenne) de dix
déterminations.
TABLE VII : POURCENTAGE DE CHOLECYSTOKININE PAR RAPPORT A L'ADULTE
CCK8-S EN POURCENT DES VALEURS ADULTES
DANS LE CERVEAU DU RAT AVANT ET APRES LA NAISSANCE (B).
—I--------------1-----------------r
I
I
I
T
-5
10
15
20
25
B
5
NOMBRE DE JOURS
,
25
un foetus humain de 4 mois chez lequel les taux d'IR-G-CCK étaient
semblables à ceux de l'adulte dans le tronc cérébral mais inférieurs à
ceux de l'adulte dans les hémisphères cérébraux. Cet examen a été pos­
sible par suite d'une pathologie grave de la mère.
III. 1. 8. Distribution de l'IR-G-CCK dans le cerveau du rat
La distribution d'IR-G-CCK chez le rat est assez semblable à celle
observée chez l'homme et est en accord avec les données de la littéra­
ture (Vanderhaeghen, J.J. et al, 1975; Rehfeld, J.F. 1978b; Larsson, L.I
et Rehfeld, J.F. 1979; Vanderhaeghen, J.J. 1981, Beinfeld, M.C. et al.
1981a). Il faut noter les taux élevés dans l'accumbens, le striatum et
les tubercules olfactifs, l'amygdale, les tubercules quadrijumeaux
postérieurs et la neurohypophyse, et la présence d'IR-G-CCK à tous les
niveaux du système nerveux y compris la moelle épinière lombaire (table
VIII).
.
26
TABLE VIII : IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE DANS LE SYSTEME
NERVEUX CENTRAL ET L'HYPOPHYSE DE RAT. RADIOIMMUNOESSAIS.
Cortex cérébral
186 +
1
Pôles frontaux
222 +
9
lobe ant.
Bulbe olfactif
50 +
2
lobe post. interm. 171
Hippocampe
67 +
7
Mésencéphale total
28
+
4
Noyau accumbens
141 +
5
Tub. quad. ant.
63
+
9
Noyau caudé-putamen
153 + 11
Partie caudale vent. int. 167 +
Partie rostrale centrale
Tubercule olfactif
Amygdale
3
165 + 14
Hypothalamus
dorsal
ventral
(8)
< 1
post.
(4)
4 (10)
117 + 16
95 +
Hypophyse
171
+ 37
(5)
(^)
+ 23
(3)
Métencéphale
rostral
4,6 +
0,3
caudal
4,9 +
0,6
8,2 +
0,2
Bulbe rachidien
Moelle épinière
74 + 23
126 + 17
cervicale
13 +
1
thoracique
11 +
2
lombaire
18 +
1
Les résultats sont exprimés en CCK8-S picomoles g ^ poids frais. Les résultats
indiqués constituent la moyenne + SEM (erreur standard de la moyenne) de six
déterminations sauf indication entre parenthèses.
27.
III. 2. Résultats obtenus par immunohistochimie
III. 2. 1. Généralités
La technique immunohistochimique permet de mettre en évidence de
l'immunoréactivité gastrine-cholécystokinine (IR-G-CCK) dans des périkaryons neuronaux (fig. 1 et 2) (table IX), des terminaisons nerveuses
(fig. 4) (table X et XI) et des prolongements nerveux longs (fig. 3)
(table XII). Des colorations positives n'ont été observées que dans
des neurones et leurs prolongements mais jamais dans des cellules glia­
les. Si quelques localisations de neurones IR-G-CCK ont été décrites par
Straus, E. et al. (1977) et par Hdkfelt, T. et al. (19-78a), les diverses
publications ayant permis de connaître la distribution des neurones
IR-G-CCK dans le système nerveux sont plus tardives (Larsson, L.I. et
Rehfeld, J.F. 1979; Loren, I. et al. 1979; Innis, R.B. et al. 1979;
Vanderhaeghen, J.J. et Lotstra, F. 1979; Vanderhaeghen, J.J. et al.
1979a,b, 1980a,b,c, 1981a,b,c,d, 1982a). En général l'injection intracisternale de colchicine est nécessaire pour la visualisation des périkaryons neuronaux IR-G-CCK sauf dans le cortex cérébral et l'amygdale.
Dans certains cas, ces périkayons ne sont visibles qu'après injection
de colchicine directement près des neurones IR-G-CCK (noyau du lit de
la strie terminale) (fig. 11) (moelle épinière) (fig. 24 et fig. 25).
La colchicine bloquant le flux axonal est responsable de l'accumulation
des peptides dans les périkaryons neuronaux (Kreutzberg, G.W. 1969;
Vanderhaeghen, J.J. et al. 1980c). Nous nous rapportons à l'atlas de
Kbnig J.F. et Klippel R.A. (1963) pour l'identification des structures
nerveuses du rat.
III. 2. 2. Le cortex cérébral
On observe la présence de neurones IR-G-CCK bipolaires (fig. 6) ou
.
28
multipolaires dans toutes les couches mais surtout dans les couches II
et III. Des fibres nerveuses IR-G-CCK ascendantes ou descendantes sont
présentes dans toute l'épaisseur du cortex depuis la surface jusqu'au
corps calleux (fig. 5) (Emson, P.C. et al. 1980a; Innis, R.B. et Snyder,
S.H. 1980a; Vanderhaeghen, J.J. et al. 1981d, 1982a). Surtout dans les
couches superficielles II et III, on peut voir de nombreuses fines ter­
minaisons nerveuses périneuronales IR-G-CCK. Les corps cellulaires
neuronaux IR-G-CCK sont nombreux dans les pôles frontaux, la péricalleuse,
le paléocortex et dans la corne d'Ammon (fig. 9) (région 1-4, voir
Hamilton, L.W. 1976). Un délicat réseau de terminaisons nerveuses
IR-G-CCK est présent dans les couches pyramidales de la corne d'Ammon
(région 1-3). Des cellules IR-G-CCK sont également présentes dans la
circonvolution dentelée (fig. 10), le presubiculum, le subiculum et
l'avant-mur. Les périkaryons IR-G-CCK sont les plus nombreux dans le
cortex prépyriforme, périamygdaloïde et entorrhinal. Dans ces régions,
on trouve également de nombreuses terminaisons nerveuses IR-G-CCK. Si
les neurones corticaux IR-G-CCK sont essentiellement des interneurones
(Emson, P.C. et al. 1980a; Innis, R.B. et al. 1980a), nous avons pu mettre
en évidence des fibres IR-G-CCK dans le corps calleux. Ces fibres sont
surtout visibles après section chirurgicale du corps calleux (Fig. 7)
dans les renflements axonaux près de la tranche de section (fig. 7)
(Vanderhaeghen, J.J. et al. 1981d, 1982a) et témoignent de l'existence
de fibres associatives IR-G-CCK interhémisphériques (table XII).
III. 2. 3. Le complexe amygdalien
Les périkaryons IR-G-CCK sont surtout nombreux dans le noyau cortical
mais sont également présents dans les autres noyaux amygdaliens. De
nombreuses terminaisons nerveuses IR-G-CCK sont présentes dans les
différents noyaux amygdaliens.
.
29
III. 2. 4. Les noyaux gris centraux
III. 2. 4. 1. Le hoyau caudé-putamen
De nombreuses fines terminaisons nerveuses IR-G-CCK sont présentes
dans le noyau caudé-putamen (fig. 13). Elles ne sont pas distribuées
de façon homogène dans le noyau mais en rares taches éparses dans
tout le noyau et le long des bords interne et ventral de la partie
caudale du noyau. Emson P.C. et al. (1980c) ont émis l'hypothèse selon
laquelle des périkaryons IR-G-CCK pourraient exister dans le noyau
caudé-putamen. Ils se basent sur la diminution de 1'IR-G-CCK dans le
globus pallidus et la substance noire dans la chorée de Huntington,
maladie qui touche les neurones du caudé et putamen. Nous n'avons pu
confirmer cette hypothèse chez le rat même 48 heures après injection
directe de colchicine dans le noyau. En effet, après cette injection,
nous n'observons pas de corps cellulaires neuronaux IR-G-CCK par
immunohistochimie et nous observons une chute importante de 1'IR-G-CCK
par radioimmunoessai (table XV). Cette diminution de 1'IR-G-CCK dans
le caudé-putamen détectable par radioimmunoessai ne plaide pas en
faveur de la présence dans ce noyau de périkaryons neuronaux IR-G-CCK et
contredit en partie les résultats d'Emson P.C. et al. (1980c). La majeure
partie de 1'IR-G-CCK présente dans le noyau caudé-putamen serait donc
due à la présence de terminaisons nerveuses prenant leur origine dans
des corps cellulaires neruonaux situés dans d'autres noyaux. La non
diminution de 1'IR-G-CCK dans le caudé-putamen détectable par radio­
immunoessai après l'injection directe dans le noyau d'acide kainique
(table XV) plaide également contre la présence de corps cellulaires
IR-G-CCK dans le noyau.
III. 2. 4. 2. Le noyau accumbens
De nombreuses fines terminaisons nerveuses IR-G-CCK sont également
.
30
présentes dans la partie interne et caudale du noyau accumbens
(fig. 11). Des périkaryons neuronaux IR-G-CCK n'ont pu être mis en
évidence dans cette région même après injection de colchicine intra­
cérébrale.
III. 2. 4. 3. Les noyaux du septum latéi’al et de la strie terminale
Il existe de nombreuses fines terminaisons nerveuses IR-G-CCK dans
les différentes parties du noyau du lit de la strie terminale et
dans les parties latérales et ventrales du septum latéral.
Après injection intracérébrale de colchicine, nous avons pu observer
de nombreux périkaryons neuronaux IR-G-CCK dans le noyau du lit de
la strie terminale (fig. 12) et quelques-uns dans le septum latéral.
III. 2. 5. Le thalamus
Des terminaisons nerveuses IR-G-CCK sont assez nombreuses dans les
noyaux périventriculaires, les parties dorsales et ventrales des corps
genouillés externes et les commissurae thalami.
III. 2. 6. Les structures préhypothalamiques
De fines terminaisons nerveuses et des périkaryons neuronaux IR-G-CCK
sont présents dans les différentes parties du noyau olfactif antérieur,
dans le noyau du tractus olfactif latéral, dans les noyaux préoptiques
suprachiasmatiques et périventriculaires.
Après injection intracérébrale de colchicine, de nombreux corps cellu­
laires neuronaux IR-G-CCK sont mis en évidence dans le noyau préoptique
médian.
De longues fibres nerveuses IR-G-CCK sont également présentes dans la
commissure blanche antérieure (fig. 8).
Le tubercule olfactif contient de fines terminaisons nerveuses mais pas
de périkaryons neuronaux IR-G-CCK.
III. 2. 7. Le tronc cérébral
III. 2. 7. 1. Le niésencéphale
Des périkaryons neuronaux riches en IR-G-CCK sont présents après injec­
tion intracisternale de colchicine dans la substance grise périaqueductale (fig. 15), dans le noyau linéaire dorsal (fig. 16, 19, 20) situé
dans la partie rostrale du raphé, dans le tegmentum ventral
(fig. 16, 17)
là où se trouve la région A^g de Dahlstrdm A. et Fuxe K. (1964), dans les
régions Ag (surtout la partie interne de la pars compacta de la substance
noire de Sbmmering) et Ag (partie latérale de la substance noire de
Sbmmering) de Dahlstrbm A. et Fuxe K. (1964). Près de ces neurones, on
trouve de fines terminaisons nerveuses IR-G-CCK.
On trouve de nombreuses terminaisons nerveuses IR-G-CCK dans le noyau
interpédonculaire (fig. 16, 18) et dans les tubercules quadrijumeaux
antérieurs et postérieurs. Les périkaryons neuronaux IR-G-CCK sont telle­
ment nombreux dans les régions à dopamine A^^g , Ag , Ag de Dahlstrbm A. et
Fuxe K.
(1964) que nous avons suggéré en 1980 que les neurones à dopamine
pourraient contenir de 1'IR-G-CCK (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1980c).
En faveur de cette hypothèse, nous avons observé après injection
unilatérale de 6-OH dopamine dans la substance noire et le tegmentum
mésencéphalique ventral, une chute significative homolatérale de
1'IR-G-CCK observable par radioimmunoessai dans cette région (table XIV)
(Vanderhaeghen, J.J. 1981). Hbkfelt T. et al.
(1980b) ont montré
que certains neurones IR-G-CCK du mésencéphale contenaient également de
la tyrosine hydroxylase, enzyme nécessaire à la synthèse de dopamine.
La coexistence d'IR-G-CCK et de dopamine dans certains neurones mésen­
céphal iques est donc probable.
III. 2. 7. 2. Le métencéphale
Après injection intracisternale de colchicine, des périkaryons neuronaux
IR-G-CCK sont visibles dans le noyau parabrachial dorsal et dans la partie
.
32
caudale du noyau raphé dorsal (fig. 21).
De fines terminaisons nerveuses IR-G-CCK se voient dans le noyau raphé
dorsal, dans les noyaux dorsaux et ventraux du lemniscus latéral, dans
le locus coeruleus et le noyau raphé magnus.
Aucune structure IR-G-CCK n'est détectable dans le cervelet.
III. 2. 7. 3. Le bulbe
Des périkaryons neuronaux IR-G-CCK sont présents dans les noyaux de Goll
et la partie paramédiane et ventrale des noyaux réticulaires bulbaires.
De nombreuses terminaisons nerveuses IR-G-CCK sont présentes dans l'olive
bulbaire inférieure, dans le noyau du faisceau solitaire et le noyau
commissural (fig. 22).
III. 2. 8. La moelle épinière
De nombreuses terminaisons nerveuses IR-G-CCK sont concentrées dans les
régions II et III de Rexed B. (1964) (fig. 23) des cornes postérieures
et dans la commissure grise postérieure mais quelques terminaisons ner­
veuses IR-G-CCK se voient dans le centre de la corne postérieure et la
corne antérieure.
Dans la moelle lonbo-sacrée, on observe également des terminaisons ner­
veuses IR-G-CCK dans les régions intermédio-médiales et intermédiolatérales. Après injection directe intramédullaire de colchicine, on
observe des périkaryons neuronaux IR-G-CCK dans la région X de Rexed B.
(1964) au niveau du noyau intermédio-médial (fig. 24, 25) (Vanderhaeghen,
J.J. et al. 1982b).
.
33
III. 2. 9. L'hypothalamus et l'hypophyse
III. 2. 9. 1. L'hypothalamus
Il existe des terminaisons nerveuses IR-6-CCK dans presque tous les
noyaux à l'exception des corps mamillaires avec une concentration
importante dans les noyaux dorso-médian et ventro-médian. Ces locali­
sations sont à mettre en rapport avec les travaux montrant chez le
mouton une action inhibitrice du CCK8-S sur la prise alimentaire par
injection intracrânienne (Della-Fera, M.A. et Baile, C.A. 1979; DellaFera, M.A. et al. 1981). De même que Schneider B.S. et al. (1979),
nous n'avons pu montrer une altération de l'IR-G-CCK dans l'hypotha­
lamus ou l'hypophyse de rats génétiquement obèses (Finkelstein, J.A.
et al. 1981) contrairement aux travaux de Straus E. et Yalow R.S.
(1979) chez les souris.
On observe des périkaryons neuronaux IR-G-CCK dans presque tous les
noyaux excepté les corps mamillaires notamment le dorso-médian et le
périventriculaire (fig. 26). Après injection de colchicine intracisternale chez le rat, les périkaryons IR-G-CCK sont particuliêrement
abondants dans la partie périphérique du paraventriculaire (fig. 27,
28), le noyau supraoptique accessoire (fig. 27, 29à et la partie
dorsale du noyau supraoptique (fig. 27, 30). Chez le boeuf, on observe
également une distribution de périkaryons IR-G-CCK dans la partie
dorsale du noyau supraoptique (fig. 31c). Cette distribution des péri­
karyons IR-G-CCK chez le rat et chez le boeuf est semblable à la
distribution des périkaryons neuronaux à IR-oxytocine mais différente
de celle des périkaryons neuronaux à IR-vasopressine (Vandesande, F.
1978). On peut noter dans le noyau supraoptique du boeuf les distri­
butions ventrales de 1'IR-vasopressine (fig. 31a) et dorsales de
1'IR-oxytocine (fig. 31b) ou G-CCK (fig. 31c). Dans certains neurones,
on a pu démontrer la coexistence d*IR-oxytocine et d'IR-G-CCK (fig. 31
b et c) (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1980a,b, 1981a). Ces corps cellu­
.
34
laires neuronaux magnocellulaires IR-G-CCK projettent vers l'émi­
nence médiane externe (fig. 32) ou l'hypophyse postérieure (fig. 33).
III. 2. 9. 2. L'hypophyse
On observe des fibres nerveuses IR-G-CCK très nombreuses dans l'hypo­
physe postérieure du rat (fig. 33) et du boeuf. Beinfeld M.C. et al.
(1980) ont pu démontrer chez le rat par chromatographie à haute pres­
sion (HPLC) que le matériel consistait essentiellement en CCK8-S et
prenait son origine dans l'hypothalamus.
On observe des fibres nerveuses IR-G-CCK beaucoup moins nombreuses
chez l'homme, le singe, le chien ou le porc. Chez le chien, on observe
des cellules IR-G-CCK dans le lobe intermédiaire (fig. 35, 37) et
dans le lobe antérieur (fig. 40 a). Ces mêmes cellules s'observent
dans les lobes antérieurs et intermédiaires du singe et du porc,
et dans le lobe antérieur humain (fig. 39) mais pas chez le rat.
On a pu montrer par chromatographie que chez le porc des formes antrales de gastrine étaient présentes dans les lobes hypophysaires anté­
rieurs et intermédiaires (Rehfeld, J.F. 1978a; Rehfeld, d.F. et
Larsson, L.I. 1981). Il est donc probable que les cellules hypophy­
saires IR-G-CCK contiennent essentiellement des formes antrales de
gastrine et non des formes de cholécystokinine. Nous avons pu montrer
chez le chien que les cellules IR-G-CCK du lobe antérieur pouvait
contenir également de l'IR ACTH 17-39 (fig. 40 a et b) tandis que les
cellules IR-G-CCK du lobe intermédiaire pouvait contenir également
de l'a-MSH (fig. 38 a et b) (Lotstra, F. et Vanderhaeghen, J.J. 1980;
Lotstra, F. et al. 1980a,b 1981). Ces résultats ont été confirmés
chez le chat un an plus tard par Larsson L.I. et Rehfeld J.F.
(1981).
.
35
TABLE IX : IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE DANS LE SYSTEME NERVEUX
CENTRAL DU RAT. ETUDE DE LA DISTRIBUTION DES PERIKARYONS NEURONAUX PAR IMMUNOHISTOCHIMIE.
Néocortex
+ Neurones bi- et multipolaires
Hypothalamus
+++ Noyau paraventriculaire
présents dans tous les lobes dans
Noyau circulaire
les couches II à VI
Noyau supraoptique
++ Pôles frontaux
++ Noyau périventriculaire
Noyau dorso-médian
Avant-mur
Mésocortex
+ Tous les autres noyaux à
l'exception des corps mamillaires
++ Circonvolution péricalleuse
Mésencéphale
Paléocortex
+++ Substance grise périaqueductale
+++ Cortex prépyriforme
Noyau linéaire
Cortex périamygdaloTde
Substance noire partie compacte (Ag)
Cortex entorrhinal
Substance noire partie latérale (Ag)
Archicortex
++ Régions CA^ à CA^ de l'hippocampe
Partie rostrale de l'hippocampe
Circonvolution dentelée
Noyaux gris centraux
Région A^g de Dahlstrôm et Fuxe
Métencéphale
+++ Partie caudale du noyau raphé dorsal
+ Noyau parabrachial dorsal
Cervelet
+++ Noyaux du lit de la strie terminale
Aucun
+ Noyaux du septum latéral
Bul be
Thalamus
+ Partie paramédiane et ventrale du
Aucun
Noyaux amygdaliens
+++ Noyau cortical
++ Autres noyaux
Structures préhypothalamiques
+++ Noyau préoptique médian
+ Noyau olfactif antérieur
Noyau du tractus olfactif latéral
Noyau préoptique suprachiasmatique
Noyau préoptique périventriculaire
noyau réticulaire bulbaire
Noyau de Goll
Moelle épinière
+++ Noyau intermedio-médial de la
moelle lombo-sacrée
.
36
TABLE X : IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE DANS LE SYSTEME NERVEUX
CENTRAL DU RAT. ETUDE DE LA DISTRIBUTION DES TERMINALES NERVEUSES PAR
IMMUNOHISTOCHIMIE (1ère partie).
Néocortex
;
+ Prolongements neuronaux généra­
Thalamus
++ Noyau périventriculaire
lement perpendiculaires à la
Partie dorsale et ventrale des
surface dy cortex
corps genouillés externes
++ Fines terminales surtout dans les
couches II et III
Mésocortex
+++ Circonvolution péricalleuse
Paléocortex
+++ Cortex prépyriforme
Cortex périamygdaloTde
Cortex entorrhinal
Archicortex
Commissurae thaï ami
Amygdale
+++ Noyau médian, central, latéral et
cortical
Masses intercalaires
Structures préhypothalamiques
+ Noyau olfactif antérieur
Noyau du tractus olfactif latéral
Noyau préoptique suprachiasmatique
et périventriculaire
+++ Couche de cellules pyramidales des
régions CA^ à CA^ de l'hippocampe
Noyaux gris centraux
Hypothalamus
+++ Noyau dorso-médian
Noyau ventro-médian
++ Partie interne et ventrale de la
partie caudale du noyau caudéputamen
Partie interne et ventrale du noyau
accumbens
Noyau du lit de la strie terminale
Noyau du septum latéral
++ Partie interne et externe de
1'éminence médiane
+ Tous les autres noyaux à
l'exception des corps mamillaires
37.
TABLE XI : IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE DANS LE SYSTEME NERVEUX
CENTRAL DU RAT. ETUDE DE LA DISTRIBUTION DES TERMINALES NERVEUSES PAR
IMMUNOHISTOCHIMIE (2e partie).
Mésencéphale
Cervel et
+++ Noyau interpédonculaire
Région A^q de Dahlstrbm et Fuxe
Aucunes
Bulbe
Noyau linéaire rostral
Tubercules quadrijumeaux
antérieurs
Tubercules quadrijumeaux
postérieurs
+ Substance grise périaqueductale
Métencéphale
+ Noyau dorsal du lemniscus latéral
Noyau ventral du lemniscus latéral
Locus coeruleus
Noyau raphé dorsal
Noyau raphé magnus
+++ Noyau du tractus solitaire
Noyau commissural
Complexe olivaire inférieur
Moelle épinière
+++ Régions II et III des cornes
postérieures
Noyaux intermedio-médial et
intermedio-1atéral
+ Diffusément dans les cornes
postérieures, la commissure grise
et les cornes antérieures
TABLE XII : IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE DANS LE
SYSTEME NERVEUX CENTRAL DU RAT. PRINCIPAUX FAISCEAUX A FIBRES NERVEUSES
LONGUES ETUDIES PAR IMMUNOHISTOCHIMIE.
Corps calleux
Commissure antérieure
Faisceau télencéphalique médian
Strie terminale
Faisceau diagonal et septo-strio-hypothalamique
Faisceau paraventricul aire hypothalamique
Formation réticulaire de la partie bulbaire latérale
39.
III. 3. L'origine des terminaisons nerveuses telencéphaliques
Il existe une IR-G-CCK dans de grosses fibres du faisceau télencéphalique médian (fig. 14), dans des périkaryons neuronaux à dopamine des
régions
, Ag , Ag et dans des terminaisons nerveuses dans diffé­
rents noyaux télencéphaliques y compris le cortex frontal. Secondaire­
ment à l'injection de 6-OH dopamine dans le mésencéphale ventral, on
observe une chute de la dopamine dans le noyau caudé-putamen homolatéral
(table XIII) (Vanderhaeghen, J.J. 1981). Parailèllement, on observe
une chute légère mais significative de 1 'IR-G-CCK dans le cortex frontal,
le cortex pyriforme et le noyau accumbens (table XIV) (Vanderhaeghen,
J.J. 1981). Ces régions sont connues pour être des zones de projection
dopaminergiques (Hamilton, L.W. 1976) venant surtout de la région
^10'
Après l'injection intramésencéphalique de 6-OH dopamine, il n'y a pas
de diminution de 1'IR-G-CCK dans le noyau caudé-putamen. Les fibres
nerveuses mixtes où coexistent 1'IR-G-CCK et la dopamine ne contribuent
qu'à une partie des terminaisons nerveuses télencéphaliques IR-G-CCK.
La plupart des terminaisons nerveuses IR-G-CCK du septum latéral, du
caudé-putamen, du tuberculum olfactorium, de la strie terminale, de
l'amygdale et du noyau accumbens ne disparaissent pas en immunohisto­
chimie après injection de 6-OH dopamine intramésencéphalique, ni après
hémisection chirurgicale complète du tronc cérébral.
Dans ces cas, on observe seulement une légère dimminution du nombre
de fibres IR-G-CCK dans certains noyaux (noyau caudé-putamen, noyau
accumbens, tubercule olfactif, noyau du lit de la strie terminale,
noyau central de l'amygdale (Hbkfelt, T. et al. 1980b).
L'origine de la plupart de 1'IR-G-CCK des terminaisons nerveuses télencéphaliques n'est donc pas mésencéphalique (Vanderhaeghen, J.J. et al.
1981d, 1982a).
.
40
Beinfeld M.C. et al. (1981b) ont montré qu'une partie importante de
l'IR-G-CCK du caudé-putamen diminue après exclusion chirurgicale de
l'avant-mur, du cortex olfactif et de l'amygdale. Il semble donc que la
plupart des terminaisons nerveuses IR-G-CCK télencéphaliques ont une
origine locale, même si une faible partie d'entre elles ont une origine
mésencéphalique.
.
41
TABLE XIII : CONTENU EN DOPAMINE DES NOYAUX CAUDE-PUTAMEN APRES INJECTION
DIRECTE UNILATERALE DE 6-OH DOPAMINE DANS LA SUBSTANCE NOIRE DE SOMMERING
ET LA REGION A^q DE DAHLSTROM ET FUXE.
Contrôles (injection de solvant)
Traités (injection de 6-OH dopamine +
solvant)
Contralatéral
3.180 + 480
Contralatéral
Ipsilatéral
3.354 + 470
Ipsilatéral
2.704 + 31
100
Les résultats sont exprimés en picomoles g ^ poids frais. Les valeurs
sont la moyenne + SEM (erreur standard de la moyenne) de dix déterminations.
.
42
TABLE XIV : EFFET DE L'INJECTION DIRECTE UNILATERALE DE 6-OH DOPAMINE DANS LA
SUBSTANCE NOIRE DE SOMMERING ET DANS LA REGION A^q DE DAHLSTROM ET FUXE SUR LE
CONTENU EN IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE DE DIVERSES REGIONS
CEREBRALES DU RAT. RADIOIMMUNOESSAIS.
Région
hétérolatérale à l'injection
homolatérale à l'injection
31 +
1
14 +
1 (P < 0,005)
Pôle frontal
213 +
9
171 +
8 (P < 0,005)
Cortex pyriforme
105 + 17
Noyau accumbens
140 +
8
113 +
Bulbe olfactif
60 +
5
55 +
4
Tubercule olfactif
91 +
4
89 +
5
Caudé-putamen
167 +
4
157 +
7
Amygdale
181 +
8
171 + 11
Mésencéphale ventral
80 + 18 (P < 0,01)
5 (P < 0,005)
Les résultats sont exprimés en picomoles de CCK8-S g ^ poids frais. Les valeurs
sont la moyenne + SEM (erreur standard de la moyenne) de dix déterminations.
.
43
TABLE XV : EFFET DE L'INJECTION DIRECTE DE COLCHICINE OU DE L'ACIDE KAINIQUE DANS
LA PARTIE ROSTRALE ET CENTRALE DU CAUDE-PUTAMEN DU RAT SUR LE CONTENU EN
IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE DE CETTE REGION. RADIOIMMUNOESSAIS.
Résultats
Expériences
Animaux non injectés
117 +
6 (8)
Animaux avec injection saline 9 g/l 10 ul 15 min.
108 +
2 (4)
Animaux avec injection de colchicine 20 g/l 20
m1
15 min.
Animaux avec injection d'acide kaTnique 2 g/l 2 ul 5 min.
56 + 11 (4) (P < 0,001)
122 + 11 (3)
Les résultats sont exprimés en picomoles de CCK8-S g ^ poids frais + SEM (erreur
standard de la moyenne). Le nombre d'animaux étudiés est indiqué entre parenthèses.
.
44
IV. DISCUSSION
IV. 1. Rôles possibles pour des neuropeptides comme le CCK sur le plan de la
neurobiologie cellulaire
La transmission de l'influx nerveux entre deux neurones se fait dans la plu­
part des cas au niveau d'une connexion étroite (la synapse) grâce aux neuro­
transmetteurs. Les neurotransmetteurs sont libérés par des terminaisons
nerveuses lors de l'arrivée d'un influx bioélectrique et atteignent ensuite
des molécules réceptrices situées sur un neurone en aval. Cette réaction entre
le neurotransmetteur et le récepteur est à l'origine d'événements bioélectri­
ques dans le neurone en aval et assure le passage de l'influx bioélectrique
d'un neurone à l'autre. La découverte des neurotransmetteurs maintenant clas­
siques comme la noradrénaline, la dopamine, la sérotonine ou l'acide gamma
amino butyrique a été un jalon majeur dans l'évolution de la neurobiologie.
D'autres phénomènes spécifiques au système nerveux dépendent de facteurs
chimiques. La différentiation des neurones sympathiques est liée à la présence
du "Nerve Growth Factor" découvert par R. Levi-Montalcini en 1966. Des facteurs
chimiques influent la synthèse, la libération et le transport des neurotrans­
metteurs ainsi que la synthèse des récepteurs. L'effet de l'excitation présynaptique des ganglions sympathiques sur l'activité de la tyrosine hydroxylase
(enzyme limitant de la synthèse de dopamine dans les neurones sympathiques), effet
bloqué par le cycloheximide ou 1'actinomycine D, en est un exemple (Axelrod, J.
1971). Des molécules peuvent agir pré- ou postsynaptiquement sur l'action des
neurotransmetteurs au niveau de la synapse et sont appelées neuromodulateurs .
(Bloom, F. 1981).
Les hormones hypophysaires ont des actions sur le développement et le maintien
des organes cibles comme la thyroïde, les surrénales ou les gonades. Ces phéno­
mènes de plasticité c'est-à-dire de changements à long terme durables "plasti­
ques" existent aussi dans le système nerveux et peuvent apparaître en réponse
à des stimqli de l'environnement (Galambos, R. et lüllyard, 5. 1970). La plasti­
.
45
cité peut être considérée comme susceptible de jouer un rôle dans des phéno­
mènes d'intoxication chronique, d'apprentissage, de mémorisation. Nos connais­
sances sur les substances chimiques à effet plastique sont malheureusement
limitées à quelques travaux dont ceux de l'école de D. de Wied (1980). Les
neuropeptides et donc la cholécystokinine sont des candidats sérieux aux dif­
férentes fonctions décrites dans ce paragraphe.
IV. 2. Signification générale de la distribution du CCK
dans le système ner­
veux central
La distribution du CCK8-S dans le système nerveux central est hétérogène.
On en trouve à de nombreux étages du système nerveux de façon disséminée mais
pas partout. Au contraire, l'étude de la distribution du CCK8-S permet de
mettre en évidence des périkaryons neuronaux, des voies courtes ou longues et
des terminaisons nerveuses à topographie bien particulière. Ces résultats
montrent que le CCK8-5 n'est pas distribué au hasard dans le système nerveux
et qu'il est probable que le CCK8-S y exerce des actions physiologiques. La
cartographie du CCK8-S intracérébral a déjà permis de faire avancer les connais­
sances sur ses actions physiologiques.
IV. 3. Synthèse intracérébrale du CCK
Le cerveau a été décrit comme pouvant être considéré à la fois comme un
organe endocrine et une cible pour hormones (Stumpf, W.E. and Grant, L.D. 1974).
Des récepteurs à CCK8-S ayant été mis en évidence dans le cortex cérébral par
différentes écoles (Saito, A. et al. 1980; Sally, H. et al. 1980; Innis, R.B.
and Snyder, S.H. 1980b), on pourrait imaginer une origine exocranienne des cholécystokinines intracérébrales. Cependant,, une synthèse des cholécystokinines a été
démontrée dans le cerveau du rat tant dans les hémisphères, cérébraux (Goltermann,
N.R. et al. 1980a) que dans des régions sous-corticales (Goltermann, N.R. et al.
1980b). Il n'existe pas de corrélation entre les taux de gastrine ou de cholécys­
tokinine dans le sérum sanguin et dans le liquide céphalo-rachidien (Rehfeld, J.F.
.
46
et Larsen, C. 1978; Verbanck, P. et al. 1982). Il apparaît donc que la majeure
partie des cholécystokinines cérébrales a une origine locale.
IV. 4. Intérêt du CCK en tant que neurotransmetteur possible
Le CCK8-S est présent dans les corps cellulaires neuronaux et les terminaisons
nerveuses (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1976, 1980c; Pinget, M. et al. 1978), et
est concentré dans les vésicules présynpatiques (Rehfeld, J.F. et al. 1979).
Emson, P.C. et al.
(1980b) ont pu démontrer que le CCK8-S pouvait être libéré
par un mécanisme dépendant du calcium et stimulable par le potassium. En utili­
sant des tranches d'hippocampe ou de cortex cérébral incubées in vitro, on a
pu étudier l'effet de l'application iontophorétique du CCK8-S sur les neurones.
En utilisant des doses fentomolaires, on a pu montrer que le CCK8-S agit comme
un agent dépolarisant puissant des neurones pyramidaux. Le type de réponse
obtenu avec le CCK8-S est similaire à celui obtenu avec le glutamate (Dodd, P.R.
et al. 1980; Dodd, J. et Kelly, J.J. 1981). On sait que les preuves du rôle des
neuroppeptides en tant que neurotransmetteurs sont loin d'être obtenues pour
tous les peptides et que de toute façon les neurotransmetteurs peptidiques dif­
fèrent en différents points des neurotransmetteurs classiques. La synthèse
principale des peptides se fait sans doute exclusivement dans les périkaryons
neuronaux et non dans les terminaisons nerveuses, et il faut noter l'absence
probable de recapture des peptides par les terminaisons nerveuses. Le mécanisme
d'action des neuropeptides semble donc plus lent que celui des neurotransmet­
teurs classiques. Les quelques propriétés du CCK8-S que nous venons de rapporter
sont en faveur de son rôle intracérébral en ce qui concerne les processus de
transmission nerveuse.
IV. 5.
Intérêt des rapports entre le CCK et la dopamine dans le système nerveux
central
La localisation du CCK8-S dans des cellules à dopamine des régions A^q et Ag
de Dahlstrôm A. et Fuxe K. (1964) et dans des terminaisons nerveuses de régions
.
47
télencéphaliques riches en terminaisons nerveuses à dopamine, indique qu'il
existe des rapports étroits entre ce peptide et la dopamine. Récemment plusieurs
écoles ont montré que le CCK8-S inhibe le "turn-over" de la dopamine dans
certains noyaux télencéphaliques (Fuxe, K. et al. 1980; Katsuura, G. et al. 1980;
Kovacs, G.L. et al. 1981). Le CCK8-S impliqué dans le fonctionnement de neuro­
transmetteurs classiques peut jouer un rôle dans l'étiopathogénie de maladies
neurologiques ou mentales (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1980c). Récemment Emson, P.
et al. (1981c) ont montré une diminution de l'IR-G-CCK dans le globus pallidus
et la susbstance noire de patients atteints de chorée de Huntington, maladie où
il existe une atrophie des corps striés avec augmentation de la concentration en
dopamine dans la substance noire (Bird, E.D. 1978).
La dopamine est diminuée
dans la substance noire et le corps strié chez les patients atteints de maladie
de Parkinson idiopathique (Barbeau, A. 1969). La dopamine et plus particulièrement
une hypersensibilité des récepteurs centraux à la dopamine (Livingston , K.E. et
Hornykiewicz, 0. 1978; Horn, A.S. et al. 1979) sont considérés comme pouvant
jouer un rôle dans la schizophrénie. A ce sujet, récemment, Verbanck, P. et al.
(1982) ont montré par radioimmunoessais qu'il existe une diminution de l'IRcholécystokinine mais non de 1'IR-gastrine dans le liquide céphalo-rachidien de
malades atteints de schizophrénie ou chez des patients déprimés uni- ou bipolaires.
IV. 6.
Intérêt du CCK dans le système 1 imbique
L'existence de corps cellulaires neuronaux et des terminaisons nerveuses
IR-G-CCK présents dans le système mésolimbique (noyau linéaire rostral, partie
caudale du raphé dorsal) n'a pas donné lieu à ce jour des travaux expérimentaux.
Ces régions sont cependant très importantes en ce qui concerne le comportement
et sont en rapport étroit non seulement avec la dopamine mais aussi avec des
neurotransmetteurs classiques comme la noradrénal ine et la sérotonine (Hamilton,
L.W. 1976) et des neuropeptides importants comme la substance P, les enképhalines
et les endorphines (Hokfelt, T. et al. 1980a).
.
48
IV. 7. Intérêt du CCK en tant que médiateur du comportement
L'école de D. de Wied (1980) a montré l'importance des peptides en tant que
médiateurs de comportement (Bloom, F. 1981).
On a montré que le CCK8-S pouvait avoir des effets anticonvulsivants
(Zetler, G. 1980a) ou dépresseurs centraux (Zetler, G. 1981; Itoh, S. et
Katsuura, G. 1981b). Cohen, S.L. et al. (1981) ont rapporté des effets de
type neuroleptique pour la cholécystokinine. Itoh, S. et Katsuura, G. (1981a)
ont décrit un effet suppresseur de la cholécystokinine sur la catalepsie induite
chez le rat par la [3-endorphine.
Depuis lontemps, on connaît le rapport de la cholécystokinine avec les méca­
nismes de la faim. Divers arguments expérimentaux montrent que la cholécystokinine
agit sur le comportement alimentaire de façon périphérique mais aussi centrale
(Anika, S.M. et al. 1981). Il a été montré que la cholécystokinine injectée
à des doses picomolaires dans les ventricules cérébraux peut entraîner la sup­
pression de la prise alimentaire chez le mouton (Della-Fera, M.A. et Baile, C.A.
1979, 1981). Ces résultats sont à mettre en rapport avec l'existence de termi­
naisons nerveuses IR-G-CCK dans l'hypothalamus latéral et dans les noyaux hypo­
thalamiques dorso- et ventro-médians. Ces régions sont en effet en rapport avec
la prise alimentaire (Pinget, M. 1980). Une action centrale de la cholécysto­
kinine en rapport avec la prise alimentaire pourrait avoir son intérêt dans la
compréhension de la genèse de l'obésité. Contrairement aux travaux de Straus, E.
et Yalow, R.S. (1979) chez la souris, nous n'avons pu, pas plus que Schneider,
B.S. et al.
(1979), montrer une altération de l'IR-G-CCK dans l'hypothalamus ou
l'hypophyse de rats génétiquement obèses (Finkel stein, J.A. et al. 1981). Récem­
ment Hays S.E. et Paul S.M. (1981) ont cependant montré que chez des rongeurs
génétiquement obèses, les récepteurs à cholécystokinine du cortex cérébral sont
en plus grand nombre que chez les rongeurs non obèses.
.
49
IV. 8. Intérêt du CCK dans les relations hypothalamo-hypophysaires
IV. 8. 1. Avec la neurohypophyse
Le contenu en cholécystokinine de l'hypophyse postérieure chez le rat diminue
en réponse à des stimulations physiologiques qui sont connues pour provoquer
la libération d'oxytocine ou de vasopressine (Beinfeld, M.C. et al. 1980). Par
exemple, chez des rates en lactation, le contenu en cholécystokinine de la
neurohypophyse est réduit à 17 % des contrôles; chez des rats recevant pendant
5 jours comme boisson une solution saline à 2
le CCK neurohypophysaire
(Beinfeld, M,c. et al. 1980) comme la vasooressine neurohyoophysaire
(Valtin, H. et al. 1975) sont réduits à 20 % des contrôles.
IV. 8. 2. Avec 1'adénohypophyse
Il existe des actions directes ou indirectes de la cholécystokinine sur
certaines sécrétions hypophysaires comme la prolactine, l'hormone de croissance,
les hormones gonadotropes et l'hormone thyréotrope (Vijayan, E. et al. 1978,
1979; Morley, J.E. et al. 1979; Itoh, S. et al. 1979; Malarkey, W.B. et al.
1981). Par voie intraventriculaire, chez le rat, à des doses micromol aires
le CCK8-S stimule les sécrétions d'hormones gonadotrope ou thyréotrope
(Vijayan, E. et al. 1979). Par contre, le CCK8-S ne provoque pas la libération
de prolactine par des cultures provenant de tumeurs hypophysaires humaines à
prolactine (Malarkay, W.B. et al. 1981). Le CCK8-S provoque la libération de
l'hormone de croissance à partir de fragments incubés d'hypophyse antérieure
ou à partir de cellules tumorales hypophysaires (GHS) (Morley, J.E. et al. 1979).
Il apparaît donc que le CCK8-S peut agir directement ou indirectement sur les
sécrétions hypophysaires antérieures et est un candidat en tant que "Releasing
Factor" ainsi qu'il est suggéré par la présence de nombreuses fibres IR-G-CCK
dans l'éminence médiane externe connue pour être une région où ces facteurs
sont concentrés avant d'être libérés dans le réseau porte hypophysaire.
.
50
IV. 9. Intérêt du CCK dans la moelle épinière
La concentration de terminaisons nerveuses dans les couches II et III des
cornes postérieures suggère une participation de la cholécystokinine aux
afférences sensitives venant des ganglions rachidiens.
L'effet analgésique du CCK8-S rapporté par Zetler, G. (1980b) et l'effet
antinociceptif par Jurna, I. et Zetler, G. (1981) pourraient être en rapport
avec cette concentration. A ce sujet, il est intéressant de noter l'effet
excitatoire du CCK8-S sur les cornes postérieures de la moelle épinière obtenu
à la fois in vivo ou in vitro (Jeftinija, S. et al. 1981).
L'existence de neurones intermédio-médials de même que des fibres intermédiolatérales à IR-cholécystokinine dans la moelle lombo-sacrée impliquent un
rapport topographique du CCK8-S avec le système parasympathique.
IV. 10. Intérêt de la démonstration de la coexistence d'un peptide et d'un
neurotransmetteur ou de deux peptides sans parenté connue dans des
cellules nerveuses ou endocrines
IV. 10. 1. Coexistence de CCK et de dopamine
Il existe d'autres exemples dans le système nerveux central de la coexistence
d'un neurotransmetteur et d'un peptide dans un même neurone. Citons la coexis­
tence dans divers neurones de la substance P et la sérotonine (Chan-Palay, V.
et al. 1978; Bjorklund, A.J. et al. 1979; Hbkfelt, T. et al. 1978b). La signi­
fication fonctionnelle de ce type de coexistence n'est pas connue actuellement
masi pourrait bouleverser nos connaissances relatives aux neurotransmetteurs.
L'existence de ce type d'association conduit à classer les neurones aminergiques
en sous-groupes caractérisés par les peptides qu'ils contiennent. En effet,
tous les neurones à sérotonine ne contiennent pas de la substance P (Chan-Palay,
V. et al. 1978) et tous les neurones à dooamine ne contiennent pas de cholécys­
tokinine (Hbkfelt, T. et al. 1980b). Le noyau arqué est un noyau hypothalamique
riche en dopamine, dépourvu de cholécystokinine (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1980c).
IV. 10. 2. Coexistence de cholécystokinine et d'oxytocine-neurophysine I
La coexistence de deux peptides non apparentés dans un neurone du système
nerveux central est moins bien démontrée. L'exemple des neurones à oxytocine
contenant de 1'IR-cholécystokinine est important car les résultats immuno­
histochimiques sont dans ce cas vérifiés par les méthodes chimiques. Cette
vérification n'a pu être faite dans l'association d'immunoréactivité de type
substance P et TRH décrite dans des neurones bulbaires (Hbkfelt, T. et al. 1978c),
ou de type ACTH et prolactine dans des neurones hypothalamiques (Toubeau G. 1978).
La signification de la coexistence de deux peptides non apparentés dans un
même neurone conduit à envisager l'hypothèse d'un précurseur commun. Une signi­
fication fonctionnelle comme dans le cas de la coexistence d'un peptide et
d'un neurotransmetteur classique est également à considérer.
IV. 10. 3. Coexistence de gastrine et d'a-MSH ou de gastrine et d'ACTH
Cete coexistence a été confirmée par Larsson, L.I. et Rehfeld, J. en 1981.
La coexistence de peptides non apparentés dans des cellules endocrines est
bien connue actuellement. La signification de cette coexistence pose des
problèmes analogues à ceux posés dans les neurones.
52
FIGURES
53
Fig. 1
Cortex cérébral
: IR-G-CCK dans un corps cellulaire neuronal.
Rat : G x 906. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP.
Fig. 2
Corne d'Ammon (Gyrus Dentatus) : IR-G-CCK dans deux corps cellulaires
neuronaux.
Rat : G x 900. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP.
Fig. 3
Corne d'Ammon : IR-G-CCK dans une grosse fibre nerveuse, aspect en
grains de chapelet.
Rat : G x 1800. BHS - Paraffine - PAP.
O
■ft
3
Fig. 4
Noyau accumbens : IR-G-CCK dans des terminales nerveuses
périneuronales.
Rat : G
X
944. BHS - Paraffine - PAP.
56
r^:
' À’"* #
* *'%>■ %
4
57
Fig. 5
Cortex cérébral
:
IR-G-CCK dans des grosses fibres nerveuses orientées
perpendiculairement à la surface cérébrale.
Rat : G x 480. PF - congélation - coupe épaisse - PAR.
Fig. 6
Cortex cérébral : IR-G-CCK dans un corps cellulaire neuronal et ses
prolongements; neurone bipolaire.
Rat : G x 520. PF - congélation - coupe épaisse - Nomarski - PAP.
58
2
59
Fig. 7
Corps calleux : IR-G-CCK dans des fibres nerveuses. Accumulation
d'IR-G-CCK après section chirurgicale dans des dilatations axonales
du côté de la lésion (aspect en bulbe).
Rat : G x 560. BHS - Paraffine - PAP.
Fig. 8
Commissure blanche antérieure : IR-G-CCK dans des fibres nerveuses.
Rat : G x 480. BHS - Paraffine - PAP.
60
62
9
- %
O
0
4
€
#
4^
25/u'"
63
Fig. 11
Noyau accunibens : IR-G-CCK dans des terminales nerveuses
péri neuronal es.
Rat : G x 472. BHS - Paraffine - PAP.
64
65
Fig. 12
Noyau du lit de la strie terminale : IR-G-CCK dans de nombreux
corps cellulaires neuronaux.
Rat : G x 200. Colchicine intracérébrale - PF - congélation - coupe
épaisse - PAP.
66
12
V
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1
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V
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I
50^m
67
Fig. 13
Noyau caudé : IR-G-CCK dans de nombreuses terminales nerveuses
périneuronales.
Rat : G x 200. BHS - Paraffine - PAP.
68
25>Mm
69
Fig. 14
Faisceau télencéphalique médian : IR-G-CCK dans des fibres nerveuses.
Rat : G
Fig. 15
X
180. BHS - Paraffine - PAP.
Coupe transversale dans le mésencéphale rostral et dorsal : IR-G-CCK
dans des corps cellulaires neuronaux sous-épendymaires de la région
périaqueductale.
Rat : G x 866. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP.
70
71
Fig. 16
Coupe sagittale du mésencéphale rostral : IR-G-CCK dans de nombreux
corps cellulaires des noyaux dopaminergique
de Dahlstrbm et
Fuxe (à gauche) et linearis rostralis (à droite).
Rat : G X 90. Colchicine intracisternale. BHS - Paraffine - PAP.
72
73
Fig. 17
Coupe transversale du mésencéphale rostral et ventral ; IR-G-CCK
dans des corps cellulaires neuronaux de la région dopaminergique
de Dahlstrom et Fuxe.
Rat : G x 192. Colchicine intracisternale. BHS - Paraffine - PAP.
Fig. 18
Coupe sagittale du mésencéphale rostral : IR-G-CCK dans des corps
cellulaires neuronaux de la région dopaminergique A^q de Dahlstrom
et Fuxe (en haut et à gauche) et IR-G-CCK dans de nombreuses
terminales nerveuses du noyau interpédonculaire voisin.
Rat : G x 400. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP.
74
75
Fig. 19
Coupe transversale du mésencéphale rostral et dorsal : IR-G-CCK
dans les corps cellulaires neuronaux du noyau linearis rostralis
(AS : aqueduc de Sylvius).
Rat : G x 220. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP
Fig. 20
Coupe transversale du mésencéphale rostral et dorsal
: IR-G-CCK
dans les corps cellulaires neuronaux du noyau linearis rostralis
Rat : G x 420. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP
76
77
Fig. 21
Coupe transversale de la protubérance rostrale : IR-G-CCK dans des
corps cellulaires neuronaux de la partie caudale du noyau raphes
dorsalis (4 V ; 4e ventricule).
Rat ; G x 240. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP.
78
79
Fig. 22
Noyau du faisceau solitaire : IR-G-CCK dans des terminales nerveuses
périneuronales.
Rat : G
X
440. BHS - Paraffine - PAP.
J
81
Fig. 23
Coupe transversale de la moelle épinière lombaire : IR-G-CCK dans de
nombreuses fibres des régions superficielles des cornes postérieures.
Rat : G x 38. PF - congélation - coupe épaisse - PAP.
82
83
Fig. 24
Coupe transversale de moelle épinière lombaire : IR-G-CCK dans des
corps cellulaires neuronaux de part et d'autre du canal central
(zone X de Rexed). En haut, hémorragie secondaire à l'injection
de colchicine dans les cordons postérieurs.
Rat : G x 163. Colchicine intramédullaire - PF - congélation - coupe
épaisse - PAP.
Fig. 25
Coupe transversale de moelle épinière lombaire : IR-G-CCK dans les
corps cellulaires neuronaux de part et d'autre du canal central
(zone X de Rexed). En haut, hémorragie secondaire à l'injection
de colchicine dans les cordons postérieurs.
Rat : G x 188. Colchicine intramédullaire - PF - congélation - coupe
épaisse - PAP + Hématoxyline-éosine.
84
85
Fig. 26
Hypothalamus : IR-G-CCK dans des corps cellulaires neuronaux du
noyau périventriculaire.
Rat : G x 140. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP.
86
87
Fig. 27
Hypothalamus : IR-G-CCK dans des corps cellulaires neuronaux du
noyau paraventriculaire (PV) supraoptiques accessoires (Acc) et
supraoptiques (SO).
Rat : G x 80. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP.
89
Fig. 28
Hypothalamus, noyau paraventriculaire : IR-G-CCK dans des corps
cellulaires striés à la périphérie du noyau.
Rat : G x 130. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP.
90
91
Fig. 29
Hypothalamus : IR-G-CCK dans plusieurs corps cellulaires neuronaux
des noyaux supraoptiques accessoires.
Rat : G x 130. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP.
93
Fig. 30
Hypothalamus coupe sagittale : IR-G-CCK dans des corps cellulaires
neuronaux de la partie dorsale du noyau supraoptique.
Rat : G x 160. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP.
94
Fig. 31
Coupe sagittale du noyau supraoptique :
A. IR-vasopressine dans des corps cellulaires de la partie ventrale
du noyau
B. IR-oxytocine dans des corps cellulaires de la partie dorsale du
noyau
C. IR-G-CCK dans des corps cellulaires de la partie dorsale du noyau
Les flèches indiquent des corps cellulaires neuronaux contenant à la
fois une IR-oxytocine (B) et une IR-G-CCK (C).
Vache : G x 140 en haut, G x 280 en bas. BHS - Paraffine - PAP.
96
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97
Fig. 32
Coupe sagittale d'hypothalamus : IR-G-CCK dans des terminales
de la partie externe de l'éminence médiane.
Chien : G x 360. BHS - Paraffine - PAP.
98
4
99
Fig. 33
Hypophyse : IR-G-CCK dans des terminales du lobe postérieur de
1'hypophyse.
Rat : G x 200. BHS - Paraffine - Nomarski - PAP.
Fig. 34
Hypophyse, contrôle négatif : absence d'IR-G-CCK dans les fibres
nerveuses du lobe postérieur. Le sérum anti-CCK8-S a été absorbé au
préalable sur du Sépharose 4B activé couplé au CCK8-S.
Rat : G X 200. BHS - Paraffine - PAP.
100
Fig.
35
Hypophyse, contrôle négatif : IR-G-CCK dans de nombreuses cellules
du lobe intermédiaire.
Chien : G x 180. BHS - Paraffine - PAP.
Fig. 36
Hypophyse, contrôle négatif : absence d'IR-G-CCK dans les cellules
du lobe intermédiaire. Le sérum anti-CCK8-S a été absorbé au préalable
sur du Sépharose 4B activé couplé à 1'heptapeptide gastrinique.
Chien : G x 180. BHS - Paraffine - PAP.
Fig. 37
Hypophyse : IR-G-CCK dans des cellules du lobe intermédiaire.
Chien : G x 360. BHS - Paraffine - PAP.
Fig. 38
Hypophyse :
38 A. IR-G-CCK dans des cellules du lobe intermédiaire
38 B. IR-a-MSH dans des cellules du lobe intermédiaire
Les flèches indiquent des cellules contenant à la fois une IR-G-CCK (A)
et une IR-a-MSH (B).
chien ; G x 640. BHS - Paraffine - PAP.
Fig. 39
Hypophyse : IR-G-CCK dans des cellules du lobe antérieur.
Homme : G x 640. BHS - Paraffine - PAP.
102
Fig. 40
Hypophyse :
40 A. IR-G-CCK dans des cellules du lobe antérieur
40 B. IR-ACTH 17-39 dans des cellules du lobe antérieur
Les flèches indiquent des cellules contenant à la fois une IR-G-CCK (A]
et une IR-ACTH 17-39 (B).
Chien : G x 760. BHS - Paraffine - PAP.
,
104
.
105
V. CONCLUSIONS
V. 1. Un matériel de type gastrine-cholécystokinine a été mis en évidence dans
le cerveau de nombreux vertébrés, ouvrant ainsi la voie à la découverte
de différents peptides dits "digestifs" dans le système nerveux central.
V. 2. Dans le système nerveux central, ce matériel est de type cholécystokinine essentiellement l'octapeptide terminal de la cholécystokinine sous
sa forme sulfatée biologiquement active. Ce matériel est extractable
soit par l'ébullition, soit par des solvants organiques, dosable par
radioim.munoessai et mis en évidence par immunohistochimie.
V. 3. La "cholécystokinine" est présente dans le système nerveux central chez
le rat et chez l'homme avant la naissance. La période d'augmentation
rapide de la "cholécystokinine" chez le rat se situe entre le 10e et le
15e jour après la naissance.
V. 4. Par immunohistochimie et radioimmunoessai, la distribution de l'im.munoréactivité de type cholécystokinine a été étudiée de façon complète dans
le cerveau du rat (corps cellulaires neuronaux, terminaisons nerveuses,
fibres nerveuses longues). La cholécystokinine est présente à de nom­
breux niveaux : le cortex cérébral, le corps strié, le système limbique,
l'hypothalamus, les noyaux du raphé, la substance noire, le bulbe et la
moelle épinière. Les terminaisons nerveuses télencéphaliques ont une
origine essentiellement locale mais partiellement mésencéphalique.
V. 5. Des arguments indirects permettent de penser qu'il existe une voie mésencéphalo-télencéphalique où coexistent dans les mêmes fibres nerveuses
la cholécystokinine et la dopamine. Cette voie unit surtout la région
A^q de Dahlstrbn,A. et Fuxe, K. (1964), et certains noyaux du système
limbique.
La coexistence de CCK et de dooamine a été démontrée par
d'autres de façon plus directe dans certains corps cellulaires neuronaux
de la substance noire et du tegmentum mésencéphalique ventral.
.
106
V. 6. Il existe de l'immunoréactivité de type cholécystokinine dans les neu­
rones des noyaux magnocellulaires hypothalamiques, paraventriculaires
et supraoptiques, et dans les fibres de l'éminence médiane externe et
de la neurohypophyse surtout chez le rat et le boeuf. La coexistence
d'oxytocine, de neurophysine I et d'immunoréactivité de type cholécysto­
kinine a pu être démontrée dans certains de ces neurones.
V. 7. Dans l'hypophyse, il existe dans le lobe antérieur chez l'homme et dans
dans les lobes antérieur et intermédiaire chez le singe, le chien, le
porc et le boeuf, des cellules glandulaires contenant un matériel immunoréactif de type gastrine-cholécystokinine. Ce matériel a été identifié
par d'autres comme étant un matériel gastrinique. Dans certaines de ces
cellules, on observe la coexistence d'ACTH (lobe antérieur) ou d'a-MSH
(lobe intermédiaire) avec le matériel immunoréactif de type gastrinecholécystokinine.
V. 8. Il existe une importante concentration de terminaisons nerveuses IRcholécystokinine en rapport avec les afférences sensitives somatiques
ou végétatives c'est-à-dire dans les régions II et III de la moelle
épinière ou dans le noyau du faisceau solitaire. Il existe également
des corps cellulaires neuronaux IR-cholécystokinine dans le
intermedio-médial
noyau
de la moelle lombo-sacrée.
V. 9. Conclusion générale
Cette étude et divers résultats expérimentaux conduisent à penser que
la "cholécystokinine" cérébrale peut jouer un rôle
à
différents
étages du système nerveux. Citons le cortex cérébral et les systèmes
limbique et mésolimbique, les voies dopaminergiques nigro-striées ou
mésolimbiques, les afférences vagales ou sensitives, les relations
hypothalamo-hypophysaires, et l'hypophyse.
Des résultats déjà obtenus chez l'animal montrent l'implication du
CCK8-S cérébral dans des phénomènes comme la neurotransmission, l'épi­
.
107
lepsie, la sédation, la faim, l'obésité et l'analgésie. L'action inhitrice du CCK8-S sur le turn-over de la dopamine permet d'envisager de
le faire intervenir dans la pathogénie et la thérapeutique de certaines
affections où l'activité des récepteurs dopaminergiques a été montrée
trop élevée comme dans la schizophrénie. Son intervention dans d'autres
affections dégénératives des noyaux de la base comme la maladie de
Parkinson idiopathique ou la chorée de Huntington est également à
considérer.
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THESES ANNEXES
Il existe une proteine acide présente uniquement dans les astrocytes
fibrillaires du système nerveux
et associée aux filaments intermédiaires
intracystoplasmiques ( Eng, L. F. , Vanderhaeghen, J. J., Bignami, A. et
Gerstl, B.
An acidic protein isola^ed from fibrous astrocytes.
Brain
Research 28, 351-354, 1971 ).
Il existe au sein du '' Syndrome de Shy et Drager "
une forme d'hypotension
orthostatique apparentée à la Maladie de Parkinson Idiopathique et distincte
de la forme associée aux dégénérescences multisystémiques ( Vanderhaeghen,
J. J. , Perier, O. et Sternon, J. E.
Pathologie findings in " idiopathic
orthostatic hypotension " its relationship to Parkinson's disease.
Arch.
Neurol. 22, 207-214, 1970 ).
Dans la variante d'epilpesie-myoclonie d'Unverricht-Lundborg avec corps
de Lafora l'applica*ion de l'histochimie à la microscopie électronique permet
de montrer que des polysaccharides sont présents dans des filaments
intraneuronaux de 8-13 nanomètres de diamètre .. Ces résultats et des
données
biochimiques suggèrent qu'un déficit intra-neuronal en enzyme branchant
(^-1, 4-glucan: <L-\, 4-glucan 6-glycosyl transferase
) est présent dans
cette maladie ( Vanderhaeghen, J. J.
Corrélation between ultra-structure
and histochemistry of Lafora bodies.
Acta Neuropath. 17, 24-36, 1971 ).