Dépôt Institutionnel de l’Université libre de Bruxelles / Université libre de Bruxelles Institutional Repository Thèse de doctorat/ PhD Thesis Citation APA: Vanderhaeghen, J.-J. (1982). Découverte originale dans le système nerveux central et l'hypophyse d'hormones peptidiques uniquement connues dans l'appareil digestif: les peptides de la famille gastrine-cholecystokinine (Unpublished doctoral dissertation). Université libre de Bruxelles, Faculté de Médecine – Médecine, Bruxelles. Disponible à / Available at permalink : https://dipot.ulb.ac.be/dspace/bitstream/2013/213922/1/3e7c3b2e-bf32-4ff9-8803-1f2d4aa06a78.txt (English version below) Cette thèse de doctorat a été numérisée par l’Université libre de Bruxelles. L’auteur qui s’opposerait à sa mise en ligne dans DI-fusion est invité à prendre contact avec l’Université ([email protected]). Dans le cas où une version électronique native de la thèse existe, l’Université ne peut garantir que la présente version numérisée soit identique à la version électronique native, ni qu’elle soit la version officielle définitive de la thèse. DI-fusion, le Dépôt Institutionnel de l’Université libre de Bruxelles, recueille la production scientifique de l’Université, mise à disposition en libre accès autant que possible. Les œuvres accessibles dans DI-fusion sont protégées par la législation belge relative aux droits d'auteur et aux droits voisins. 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UNIVERSITE LIBRE DE BRUXELLES FACULTE DE MEDECINE HDPITAL UNIVERSITAIRE BRUGMANN FDNDATIDN MEDICALE REINE ELISABETH DECOUVERTE ORIGINALE DANS LE SYSTEME NERVEUX CENTRAL^T L'HYPOPHYSE D'HORMONES PEPTIDIQUES UNIQUEMENT CONNUES DANS L'APPAREIL DIGESTIF. LES PEPTIDES DE LA FAMILLE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE. JEAN-JACQUES,E.R.,VANDERHAEGHEN Mémoire déposé en vue de l'obtention du titre d'agrégé de l'enseignement supérieur Presses Universitaires de Bruxelles 1982 DECOUVERTE ORIGINALE DANS LE SYSTEME NERVEUX CENTRAL ET L'HYPOPHYSE D'HORMONES PEPTIDIQUES UNIQUEMENT CONNUES DANS L'APPAREIL DIGESTIF. LES PEPTIDES DE LA FAMILLE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE. JEAN-JACQUES, E., R., VANDERHAEGHEN Chargé de Cours Service d'Anatomie pathologique (Prof. W. Gepts et Prof. P. Potviiege) Clinique de Neuropathologie (Dr J.J. Vanderhaeghen) - Hôpital Universitaire Brugmann. Laboratoire de Neuropathologie et de Recherche sur les Peptides du Système Nerveux (Dr J.J. Vanderhaeghen) - Faculté de Médecine. Université Libre de Bruxelles - Fondation Médicale Reine Elisabeth (Prof. P.P. Lambert). A ma Mère A mon fils Pierre REMERCIEMENTS Je suis heureux d'exprimer ici ma reconnaissance aux nombreuses personnes qui de près ou de loin ont contribué à la réalisation de ce travail. Les Professeurs P. Dustin, P.P. Lambert, J. Mulnard et P. Rylant sont des personnalités qui m'ont donné le goût de la recherche scientifique alors que j'étais encore étudiant en Médecine. Le Professeur J. Brachet m'a, au cours de fréquents échanges d'idées,inculqué le respect de la recherche scientifique désintéressée et montre 1'importance de la recherche fondamentale. Les Professeurs C. Coërs et 0. Perier à Bruxelles, L.J. Rubimstein et L.F. Eng à Stanford m'ont enseigné les connaissances pratiques nécessaires pour pouvoir réaliser une recherche scientifique dans les domaines de la Neurologie, la Neuropathologie et la Neurochimie. Le soutien et les critiques des Professeurs 0. Demol, J.E. Desmedt, J. Dumont, J.L. Pasteels, m'ont été d'une grande utilité. La précieuse amité des Professeurs M. Abramow, A. Bignami, G. De Roy, P. Galand, J. Mendelwicz et J.P. Naets a permis de nombreux échanges intellectuels et moraux. Ce travail n'aurait pu voir le jour sans le travail préliminaire de la licenciée en Biologie, Docteur en Médecine, F. Lotstra en ce qui concerne les dosages radioimminologiques en 1972. Sa participation constante aux recherches du laboratoire a été et reste infiniment précieuse. Je remercie également les anciens collaborateurs bénévoles du laboratoire, J.C. Signeau, J. De Mey et M. Thirion, et les collaborateurs actuels, M.H. Delaet, Ch. Deschepper, Ch. Gilles, F. Lotstra, J. Schoenen et P. Verbanck. Je remercie B. Bohus, J. Braumann, M. Deschodt-Lanckman, J. Desclin, J. Durieux, J. Finkelstein, B. Hamprecht, P.M. Laduron, L. Le Moal, J.E. Leysen, A. Loffet, P. Robberecht, J. Rossier, F. Vandesande pour leur collaboration et les échanges fructueux. Je remercie les Professeurs W. Gepts et P. Potvliege, chefs du Service d'Anatomie pathologique de l'Hôpital Universitaire Brugmann et le Professeur P.P. Lambert, Directeur de la Fondation Médicale Reine Elisabeth, pour leurs conseils et pour la confiance qu'ils m'ont accordé tout au long de ce travail. Je remercie tou (te )s les secrétaires et les technicien(ne)s de l'Hôpital Brugmann ou de la Fondation Médicale Reine Elisabeth qui ont accepté à un moment ou un autre de me fournir une aide précieuse lorsque j'étais dépourvu d'aide technique permanente. Plus particulièrement, je remercie Mademoiselle G. Vierendeels pour sa collaboration technique polyvalente au plus haut niveau. Madame G. Nanson pour sa collaboration à la réalisation Ues radioimmunoessais. Mademoiselle M. Gombert pour la dactylographie de ce manuscrit. Je remercie l'Université Libre de Bruxelles et la Faculté de Médecine, le Centre Public d'Aide Sociale de Bruxelles et l'Hôpital Universitaire Brugmann, et la Fondation Médicale Reine Elisabeth. Sans ces diverses institutions, ce travail n'aurait pas pu être réalisé. Je suis reconnaissant, surtout en ces temps difficiles, aux médecins de l'Hôpital Brugmann et plus particulièrement à ceux du Service d'Anatomie pathologique de m'avoir permis et encouragé à entreprendre ce travail. Ce travail a été financé plus spécifiquement grâce à des subsides de l'Université Libre de Bruxelles (crédits extraordinaires de recherche 1975-1981), du Fonds National de la Recherche Scientifique Belge (crédits au chercheur 1975-1978), du Fonds National de la Recherche Scientifique Médicale Belge (contrats FRSM 3.4533.78-81 et FRSM 3.4521.82-85) et de la Fondation Médicale Reine Elisabeth (1981-1982). Je suis reconnaissant plus particulièrement aux membres des Commissions du Fonds de la Recherche Scientifique Médicale : "Morphologie normale et pathologique", "Recherche fondamentale". Nous remercions le Professeur Degraef et Madame Voussen pour leur collaboration en ce qui concerne la préparation de la gastrine 1-17 monoiodinée. 1. TABLE DES MATIERES pages I. Intrduction et exposé des buts du travail 4 II. Materiels et méthodes 9 II. 1. Dosages radioimmunologiques II. 9 II. 1.1. Production d'immuns sérums 9 11.1.2. Préparation des extraits tissulaires 9 11.1.3. Technique de radioimmunoessai 10 11.1.4. Spécificité des immuns sérums 11 2. Procédés immunohistochimiques 14 11.2.1. Préparation des animaux 14 11.2.2. Préparation des tissus 14 11.2.3. Méthodes de coloration 15 11.2.4. Contrôles immunohistochimiques 15 II. 3. Procédures spéciales 16 11.3.1. Dosage de dopamine 16 11.3.2. Injection de 6-OH dopamine dans le mésencephale ventral 16 11.3.3. Injection d'acide kaînique et de colchicine dans le noyau caudé 17 II. 3.3. Section du tronc cérébral 17 III. Résultats III. 1. Résultats obtenus par radioimmunoessais 18 18 III. 1.1. Formes moléculaires de gastrine-cholécystokinine présentes dans le système nerveux central et l'hypoohyse 18 III.1.2. Absence d'heptapeptide gastrinique dans le système nerveux central et dans la neuronhypophyse du rat 18 III. 1.3. Présence d'IR-G-CCK dans des extraits cérébraux réalisés dans des solvants organiques 19 111.1.4. Distribution préférentiel le de l'IR-G-CCK dans certains organes chez l'homme 19 111.1.5. Présence d'IR-G-CCK dans le système nerveux central de divers vertébrés 21 111.1.6. Distribution de l'IR-G-CCK dans le cerveau humain 21 111.1.7. Evolution de l'IR-G-CCK dans le cerveau du rat avant et après la naissance 21 111.1.8. Distribution de l'IR-G-CCK dans le cerveau du rat 25 . 2 III. 2. Résultats obtenus par immunohistochimie 111.2.1. Généralités 27 111.2.2. Le cortex cérébral 27 111.2.3. Le complexe amygdalien 28 111.2.4. Les noyaux gris centraux 29 111.2.4.1. Le noyau caudé-putamen 29 111.2.4.2. Le noyau accumbens 29 111.2.4.3. Les noyaux du septum latéral et de la strie terminale 30 111.2.5. Le thalamus 30 111.2.6. Les structures préhypothalamiques 30 111.2.7. Le tronc cérébral 31 111.2.7.1. Le mésencéphale 31 111.2.7.2. Le métencéphale 31 111.2.7.3. Le bulbe 32 111.2.8. La moëlle épinière 32 111.2.9. L'hypothalamus et l'hypophyse 33 111.2.9.1. L'hypothalamus 33 111.2.9.2. L'hypophyse 34 III. 3. Les origines des terminaisonsnerveuses télencéphaliques IV. Discussion 39 44 IV. 1. Rôles possibles pour des neuropeptides comme le CCK sur le plan de la neurobiologie cellulaire IV. 27 2. Signification générale de la distribution du CCK dans le système nerveux central 44 45 IV. 3. Synthèse intracérébrale du CCK 45 IV. 4. Intérêt 46 IV. du CCK en tant que neurotransmetteur possible 5. Intérêt des rapports entre le CCK et la dopamine dans le système nerveux central 46 IV. 6. Intérêt du CCK dans le système 1 imbique 47 IV. 7. Intérêt du CCK en tant que médiateur du comportement 48 IV. 8. Intérêt du CCK dans les relations hypothalamo-hypophysaires 49 IV. IV.8.1. Avec la neurohypophyse 49 IV.8.2. Avec 1'adénohypophyse 49 9. Intérêt du CCK dans la moëlle épinière 50 3. IV. 10. Intérêt de la démonstration de la coexistence d'un peptide et d'un neurotransmetteur ou de deux peotides sans parenté connue dans les cellules nerveuses ou endocrines 50 IV.10.1. Coexistence de CCK et de dopamine 50 IV. 10.2. Coexistence de CCK et d'oxytocine-neurophysine I 51 IV.10.3. Coexistence de gastrine et d'c-MSH ou de oastrine et d'ACTH 51 52 V. Figures Fig.l : Cortex cérébral 54 Fi g.21 : Protubérance 78 Fi g.2 : Corne d'Ammon 54 Fig.22 : Bulbe 80 Fi g.3 : Corne d'Ammon 54 Fi g.23 : Moelle épinière 82 Fi g.4 : Noyau accumbens 56 Fig.24 : Moelle épinière 84 Fi g.5 : Cortex cérébral 58 Fi g. 25 : Moelle épinière 84 Fi g.6 : Cortex cérébral 58 Fig.26 : Hyoothalamus 86 Fig.7 : Corps calleux 60 Fig.27 : Hypothalamus 88 Fig.8 : Commissure blanche antérieure 60 Fi g.28 : Hypothalamus 90 Fig.9 : Corne d'Ammon 62 Fig.29 : Hypothalamus 92 Fi g.10: Corne d'Ammon 62 Fig.30 : Hypothalamus 94 Fig.11: Noyau accumbens 64 Fi g. 31 : Hypothal amus 96 Fig.12: Noyau du lit de la strie terminale 66 Fig.32 : Hypoyhalamus 98 Fi g.13: Noyau caudé 68 Fig.33 : Hypophyse 100 Fig.14: Faisceau télencéphalique médian 70 Fi g.34 : Hypophyse 100 Fig.15: Mésencéphale 70 F i g. 3 5 : Hypophyse 102 Fig.16: Mésencéphale 72 Fig.36 : Hypophyse 102 Fig.17: Mésencéphale 74 Fi g.37 : Hypophyse 102 Fig.18: Mésencéphale 74 Fi g.38 : Hypophyse 102 Fig.19: Mésencéphale 76 F i g. 3 9 : Hypoohyse 102 Fig.20: Mésencéphale 76 Fi g. 40 : Hypophyse 104 VI. Conclusions 105 VII. Références 108 4. I. INTRODUCTION ET EXPOSE DES BUTS DU TRAVAIL La compréhension des mécanismes physiopathologiques responsables de maladies neurologiques ou psychiatriques dépend de nos connaissances sur le fonctionne­ ment du système nerveux et est indispensable à l'élaboration de thérapeutiques médicamenteuses ou chirurgicales adéquates. Contrairement à d'autres organes comme le foie, le pancréas ou la rate, carac­ térisés par une certaine homogénéité, le système nerveux central est essentiel­ lement hétérogène. Cette hétérogénéité complique la tâche de ceux qui en étudient le fonctionnement. On peut estimer que le cerveau contient plus de 50 milliards de cellules nerveuses et que chacune de celles-ci entretient environ 1.000 à 10.000 connexions avec ses voisines. C'est pourquoi la neuro­ anatomie, qui repère ces connexions et cherche à en établir l'organisation structurelle, est une branche importante des sciences neurologiques. Des cher­ cheurs aussi prestigieux que R.Y. Cajal, C. Golgi, F. Nisll ou W. Spielmeyer ont largement conribué à son développement. La façon dont les différentes voies nerveuses communiquent entre elles en met­ tant en jeu des phénomènes électriques, a été une découverte capitale. Une grande partie des recherches neurophysiologiques a été et reste axée sur la compréhension fine de la genèse de ces mécanismes bioélectriques. Pour agir sur le fonctionnement normal ou anormal du système nerveux, il faut connaître les substances chimiques permettant aux neurones de communiquer entre eux. Il apparaît donc que découvrir des substances ayant une action sur le fonctionnement du système nerveux est éminemment souhaitable. Une première façon de procéder est de chercher, grâce à des techniques biochi­ miques, des substances qui sont spécifiques au système nerveux ou qui s'y trouvent à des concentrations particulièrement élevées. C'est ainsi que furent découvertes des molécules comme les 14-3-2 neuronale (Schneider, D.U. 1973), la S-100 gliale (Moore, B.W. 1973) ou la GFAP (Eng, L.F. et al. 1971), protéine . 5 caractéristique des filaments intermédiaires des astrocytes. Une autre façon consiste à considérer qu'il existe une certaine économie dans les processus naturels et que des substances actives dans certains organes peu­ vent également l'être dans d'autres, y compris dans le système nerveux. C'est cette deuxième approche que nous avons utilisée dans ce travail. Des neurones présentant des caractères morphologiques de cellules glandulaires sont connus depuis fort longtemps dans la moelle épinière (Speidel, C.C. 1919) et dans l'hypothalamus (Scharrer, E. 1928). En 1936, von Euler U.S. et Gaddum J.H. ont découvert, à la fois dans le système nerveux central et dans le tube digestif, la substance P, un extrait de nature peptidique dont la séquence des acides aminés ne sera connue que bien plus tard (Chang, M.M. et al. 1971). Dans les années soixante, Pearse A.G.E. (1966) a avancé des arguments morpholo­ giques histochimiques selon lesquels les cellules endocrines du tube digestif et de ses annexes pourraient avoir une origine nerveuse. Depuis plusieurs années, il est connu que des peptides biologiquement actifs sont présents dans de nombreux organes : la peau des batraciens (Erspammer, V. 1970), l'hypothalamus, l'hypophyse, le tube digestif et ses annexes. C'est d'ailleurs à partir des hormones digestives que se sont développés les très sensibles dosages radioimmunologiques (Berson, S.A. et Yallow, R.S. 1964). La découverte des effets neuropsychopharmacologiques du TRH (Moss, R.L. 1977) et de la démonstration de l'influence sur le comportement de certains peptides hypophysaires par action cérébrale directe (de Wied, D. 1980) suggèrent que certains peptides pourraient avoir des rôles différents de ceux qui leur sont habituellement connus et qui ont permis leur identification. Etant donné les différents points décrits au paragraphe précédent, nous avons émis l'hypothèse selon laquelle, les peptides étant fort ubiquitaires, des pep­ tides hormonaux du système digestif pourraient être également présents et actifs 6. dans le système nerveux central. L'hypothèse inverse, selon laquelle des peptides cérébraux pourraient être présents dans le système digestif, a conduit Dubois M.P. à mettre en évidence en 1975 la somatostatine dans des cellules pancréatiques endocrines. Notre hypothèse nous a conduit à identifier dans le système nerveux central un matériel peptidique de la famille des hormones digestives de type gastrinecholécystokinine (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1975). Les gastrines et les cholécystokinines forment avec la caeruléine, les peptides de la famille gastrinecholécystokinine (G-CCK). Ces peptides possèdent un pentapeptide carboxyl terminal identique (table I). Cette découverte est la première démonstration que des peptides à activité biologique exclusivement connus dans le tube digestif ou ses annexes sont éga­ lement présents dans le système nerveux central. Ce concept confirmé depuis par de nombreux auteurs pour différents peptides, a été un élément essentiel au développement des recherches sur les neuropeptides. Nous exposons dans ce travail le résultat de nos recherches sur la présence de peptides de la famille gastrine-cholécystokinine dans le système nerveux central et l'hypophyse. Dans les années soixante, un pont put être jeté entre les connaissances neuro­ anatomiques et celles plus récentes concernant les neurotransmetteurs classiques et cela grâce aux techniques de mise en évidence des amines sur coupes histo­ logiques de Falk B. et al. (1962). On a, par la suite, assisté à un développement sans précédent des connaissances relatives à la neurobiologie et aux affections neuropsychiatriques. Les fleurons les plus marquants de ce développement sont le traitement bénéfique par la L-dopa de la maladie de Parkinson idiopathique (Barbeau, A. 1969) et l'implication de la dopamine et des récepteurs à dopamine dans le mode d'action des neuroleptiques (Carlsson, A. et Lindquist, M. 1963; Creese et al. 1978). 7. TABLE I : LES PEPTIDES DE LA FAMILLE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE, 1 5 PYROGLU-LEU-GLY-PRO-GLN-GLY-HIS-PRO-SER- GASTRINE 1-34 10 15 20 LEU-VAL-ALA-ASP-PRO-SER-LYS-LYS-GLN-GLY-PRO25 TRP-LEU-GLU-GLU-GLU-GLU-GLU-ALA-T YR- GLY-TRP-MET-ASP-PHE NH2 R = H ou R = SO3H 5 10 LYS-ALA-PRO-SER-GLY-ARG-VAL-SER-MET-ILE-LYS- 1 CCK 1-33 15 20 ASN-LEU-GLN-SER-LEU-ASP-PRO-SER-HIS-ARG-ILE25 30 SER-ASP-ARG-ASP-TYR-MET-GLY-TRP-MET-ASP-PHE-NH„ I SO3H CAERULEINE , 1 -10 1 5 10 PYROGLU-GLN-ASP-TYR-THR-GLY-TRP-MET-ASP-PHE-NH„ I SO3H Cette famille est caractérisée par un pentapeptide carboxyl terminal commun : -GLY-TRP-MET-ASP-PHE-NHg. . 8 Prenant exemple sur ces résultats obtenus en grande partie grâce aux travaux inspirés des techniques de Falck B. et al. (1962), nous avons dans ce travail concentré nos efforts sur l'étude de la distribution des peptides de la famille gastrine-cholécystokinine dans le système nerveux central. Au préalable, nous avons développé les arguments démontrant la présence de ces peptides dans le cerveau. Pour la mise en évidence de l'immunoréactivité gastrine-cholécystokinine, nous avons utilisé deux techniques différentes caractérisées toutes deux par une grande sensibilité. La première, le dosage radioimmunologique, est pratiquée à partir de matériel cérébral frais; la deuxième, le marquage immunologique à là peroxidase selon Sternberger et al. (1970), est pratiquée à partir de maté­ riel cérébral fixé. 9. II. MATERIELS ET METHODES II. 1. Dosages radioimmunologiques II. 1. 1. Production d'immuns sérums Le sérum anti CCK8-S (2330/6/l/a) et le sérum anti a-MSH ont été obtenus chez des lapins Dondermond. Le CCK8-S (Squibb) ou l'a-MSH (Union Chimique Belge) sont couplés à la thyroglobuline (Sigma) par la carbodiimide (Sigma) selon la méthode de Skowsky et Fisher (1972) et émulsionnés dans l'adjuvant complet de Freund (Miles). Des injections sous-cutanées multiples sont pratiquées dans le dos des animaux une fois par mois. Le sérum est prélevé huit jours après l'injection. Nous avons utilisé les sérums obtenus après trois ou six injections. Le sérum antigastrine ne reconnaissant pas 1'octapeptide terminal de la cholécystokinine est un don de Rehfeld J.F. (Rehfeld, J.F. 1978a). Les sérums anti ACTH 17-39 ont été décrits par Toubeau G. et al. en 1978. Les sérums anti oxytocine, anti vasopressine, anti neurophysine I et anti neurophysine II ont été caractérisés par Vandesande F. en 1978. II. 1. 2. Préparation des extraits tissulaires Les fragments de système nerveux central humain ont été utilisés moins de 24 heures après le décès. Les fragments de système nerveux central et les hypophyses de rats Wistar (200-300 g) ont été prélevés sous la loupe immédiate­ ment après décapitation. Pour estimation de l'activité radioimmunologique, les fragments (10 g poids frais pour 100 ml) ont été homogénéisés à 4 °C dans un tampon phosphate de potassium pH 7,4 0,05 M contenant 0,15 M de NaCl (PBS) en utilisant un homogénéiseur de verre et un piston de teflon. Les homogénats ont été portés à ébullition pendant 15 minutes et puis centrifugés à 100.000 g pendant 15 minutes. Les surnageants ont été utilisés pour dosage. Les foetus de rats Wistar utilisés pour l'étude du développement ont été prélevés in utero, les mères étant anesthésiées à l'éther, leur âge a été déterminé par rapport 10. au moment de la copulation. L'âge des rats nouveau-nés a été déterminé suite à l'examen journalier des cages après copulation. Pour l'étude des foetus, il a été nécessaire de rassembler deux à trois cerveaux par homogénat. Pour cette étude, des jeunes mâles adultes de 120-150 g ont aussi été utilisés. Des résultats radioimmunologiques similaires ayant été obtenus chez l'adulte en réalisant les homogénats soit dans l'eau distillée, soit dans le PBS pH 7,4 0.05 M, l'étude du développement du cerveau des rats a été faite en utilisant 1'eau distillée. II. 1. 3. Technique du radioimmunoessai Nous avons utilisé un sérum anti CCK8-S reconnaissant à la fois l'hexadécapeptide gastrinique 2-17 (G 2-17) (Impérial Chemical Industry, Cheshire), le CCK-8 et le CCK8-S. Le CCK-8, le CCK8-S ou la G 2-17 ont été utilisés comme standards. La gastrine 1-17 (G 1-17) (Impérial Chemical Industry, Cheshire) marquée à l'iode 125 a été utilisée comme traceur. La G 1-17 est iodinée par la technique à la chloramine T de Hunter W.M. et Greenwood, F.C. (1967). La forme monoiodinée est préparée par passage sur DEAE-Sephadex selon Brown T.R. et al. 1976. Le dosage est pratiqué dans un volume total de 300 ni, soit 50 ul d'une dilution appropriée de sérum 2330/6/l/a (1/200.000), 50 ul d'une dilution appro­ priée du traceur (environ 5.000 coups par min.), 5-50 ul de standard dilué de façon appropriée et 150 ‘^1 ou plus de diluant. Les dilutions du sérum sont cal­ culées pour avoir 50 % du traceur fixé à l'anticorps en l'absence de peptide nom marqué. Le diluant consiste en un tampon phosphate de potassium 0,1 M pH 7,4 contenant 1 % d'albumine bovine fraction V (RIA grade. Sigma). Les échantillons sont toujours traités en triplicate. La I I 125 125 G 1-17 libre est séparée de la G 1-17 liée â l'anticorps par fixation sur charbon de bois selon Herbert V. et al. (1965) modifié par Donald R.A. (1968) et centrifugation. Les résultats sont exprimés en CCK8-S équivalent par g poids frais de tissu original. La tablé II montre les courbes standards obtenues avec la G 2-17 et le CCK8-S en utilisant le sérum 2330/6/l/a. La table III montre les courbes standards obtenues avec la G 2-17 et le CCK8-S en utilisant soit le sérum 2330/6/l/a, soit le sérum anti gastrine de Rehfeld J.F. (1978a). Les courbes standard de G 2-17, CCK8-S, CCK-8 ou de dilutions successives d'extraits cérébraux sont parallèles et présentées dans le système logit-log (Woo, J. and Cannon, D. 1976). La sensibilité du dosage permet au moins de déceler des solutions contenant 5 picomoles par litre tant pour le sérum 2330/6/l/a (CCK8-S, CCK-8, G 1-17, G 2-17) que pour le sérum de Rehfeld J.F. (G 1-17, G 2-17) (1978a). II. 1. 4. Spécificité des immuns sérums Nous n'avons pas obtenu de déplacement (voir table II) en utilisant comme standards les différents peptides suivants à des concentrations finales allant au moins jusqu'à 10"^ Molaire : Met-enképhaline, Leu-enképhaline, p-endorphine, ACTH 18-39, a-MSH, bombésine, neurotensine, substance P, somatostatine, angio­ tensine I et II, oxytocine, arg-vasopressine, vasotocine, mésotocine, bovine neurophysine I et II, hormone de croissance (UCB); insuline bovine, thyroglobu­ line (Sigma); ACTH 1-17 (Organon); prolactine de rat, TSH de rat, FSH de rat (N.I.H. Bethesda); LH-RH (Ayerst, Montréal) et la calcitonine humaine (CIBA). La I^^^ G 1-17 est déplacée du sérum 2330/6/l/a de façon à peu près égale par la G 1-17, la G 2-17, le CCK-8 et le CCK8-S (ID 50 CCK8-S/ID 50 G 2-17 = 1,64). Bien déplacée par la G 2-17, la I 125 G 1-17 est très mal déplacée du sérum de Rehfeld (1978a) par le CCK-8 ou le CCK8-S (ID 50 CCK8-S/ID 50 G 2-17 > 50(3) (voir table lin. 12. TABLE II : RADIOIMMUNOESSAIS AVEC SERUM ANTI CCK8-S 2330/6/l/a COURBES STANDARDS LOGIT B / Bo CONCENTRATIONS DE PEPTIDES NON RADIOACTIFS (M) SPECIFICITE pas de déplacement jusqu'à 10”^ M avec p-endorphine Somatostatine Insuline (Met) enképhaline Angiotensine I et II Thyroglobuline (Leu) enképhaline Bovine Neurophysine I TSH ACTH Bovine Neurophysine II FSH ACTH 18-39 Oxytocine LH-RH o-MSH (Arg) vasopressine Calcitonine Bombésine Vasotocine Prolactine Neurotensine Mésotocine Substance P Hormone de croissance 1-17 . 13 TABLE III ; RADIOIMMUNOESSAIS DE GASTRINES ET DE CHOLECYSTOKININES COURBES STANDARDS Sérum Anti G M7 LOGÎT B / BO CONCENTRATIONS DE PEPTIDES NON RADIOACTIFS (M) II. 2. Procédés immunohistochimiques II. 2. 1. Préparation des animaux Nous avons•uti1isé des rats Wistar âgés d'environ trois mois. Certains ont reçu une injection de colchicine (Sigma), 20 g/l d'une solution NaCl 0,15 M 48 heures avant la décapitation. L'injection est pratiquée soit dans la grande citerne (20 ni), soit directement dans les hémisphères cérébraux (20 m1 , en 30 minutes, animal placé dans l'appareil à stéréotaxie), soit directement dans la moelle épinière (quelques yl) cervicale, thoracique ou lombaire. Chez certains rats, le corps calleux a été sectionné neurochirurgicalement huit jours avant la décapitation. II. 2. 2. Préparation des tissus Les rats sont anesthésiés au chloral. Un premier groupe est perfusé 30 minutes au travers du ventricule cardiaque gauche avec du Bouin Hollande Sublimé trichloracétique 2 % (BHS) (Ganter, P. et Jolies, G. 1970) après lavage 5 min. au NaCl 9 g/l. Le cerveau et la moelle épinière sont enlevés avec l'hypophyse et postfixés durant la nuit dans le même BHS. L'enrobage est pratiqué dans la paraffine; des sections coronales, sagittales ou frontales de 5-7 um d'épaisseur sont pratiquées à 100 ym d'intervalle pour immunohistochimie. Un deuxième groupe de rats est perfusé et postfixé de la même façon par une solution à A % paraformaldéhyde dans un tampon phosphate de potassium 0,1 M pH 7,4 (PF). Des coupes à congélation de 10, 20, 50, 100 ou 200 ym sont pratiquées après incubation de petits fragments 24 heures dans une solution aqueuse de sucrose 30 % à 4 °C. Des petits fragments de tissu humain obtenus quelques heures après décès ou des fragments de tissu de rat, chien, porc, singe, bovidé et chat fixés directement par immersion durant la nuit dans le BHS ou le PF sont ensuite traités comme les tissus de rat perfusés. II. 2. 3. Méthodes de coloration Les peptides sont visualisés par la méthode à la peroxidase-anti peroxidase (PAP) (Sternberger, L.A. et al. 1970; Sternberger, L.A. 1979). La coloration des coupes à congélation a été faite par la technique des coupes flottantes. Les sérums 2330/3/l/a et 2330/6/l/a ont été utilisés à des dilutions entre 1/3.000 et 1/20.000, les sérums anti a-MSH et ACTH 17-39 à 1/3.000, les sérums anti oxytocine, anti vasopressine, anti neurophysine I et anti neurophysine II ont été utilisés à des dilutions de 1/1.000 pour coupes à paraffine et à 1/10.000 pour coupes flot­ tantes. II. 2. 4. Contrôles immunohistochimiques Des contrôles ont été pratiques sur des sections adjacentes en utilisant la technique de l'absorption en phase solide (Vandesande, F. et al. 1977). Dans cette technique, le sérum antipeptide est en pré­ sence de Sepharose-4B (Pharmacia) couplé au peptide testé et ensuite réutilisé pour PAP. La phase solide permet d'éviter une redissociation du complexe antigène-anticorps toujours possible en phase liquide. Nous avons également utilisé l'absorption en phase liquide en utilisant des concentrations de 100 ug de peptide par ml de sérum. Des colora­ tions sont considérées comme spécifiques pour le matériel G-CCK lorsqu' elles deviennent négatives après absorption par la G 2-17, le CCK-8 ou le CCK8-S et restent positives après absorption par les peptides cités dans la table II. Pour éliminer des colorations aspécifiques dues à des interactions ioniques, nous avons pratiqué certaines réac­ tions en présence d'une concentration élevée de NaCl (0,5 M) tant pour le diluant que pour les solutions de rinçage après incubation des sections avec le sérum antipeptide (Buffa, R. et al. 1979; Grube, D. et Weber, E. 1980; Grube, D. 1980). II. 3. Procédures spéciales II. 3. 1. Dosage de dopamine La dopamine fut dosée bilatéralement dans les noyaux caudé-putamen, 50 ul de l'homogénat à 10 % (poids/volurne) non bouilli furent mélangés à 450 ul d’acide perchlorique 0,3 N et conservés à - 30 °C jusqu'au dosage. Le dosage fut réalisé suivant la méthode radio enzymatique (Coyle, J.T. et Henry, D. 1973). II. 3. 2. Injection de 6-OH dopamine dans le mésencéphale ventral Dix rats femelles Wistar de 150 g ont été anesthésiés par injection intrapéritonéale de 1,5 ml d'Alfentanyl (Janssen Pharmaceutica). La 6-OH dopamine fut dissoute extemporanément dans une solution de NaCl 0,15 M contenant 0,2 mg/ml d'acide ascorbique, à raison de 2 g/l. L'injection unilatérale (2 ul en 10 min.) fut réalisée par stéréotaxie aux coordonnées antéro-postérieur : 2.2; médio-latëral : 1.8; vertical : 1.9 selon Kbnig J.F. et Klippel R.A. (1963). Dix rats contrôles furent injectés de la même manière par 2 ul de solvant. Les animaux furent sacrifiés par décapitation 21 jours après l'injec­ tion. Cette région correspond à la partie interne de la substance noire. Une injection de bleu de méthylène a montré que le liquide diffuse jusqu'à la ligne médiane. II. 3. 3. Injection d'acide kainique et de colchicine dans le noyau caudé Huit rats femelles Sprague-Dawley pesant approximativement 150 g furent anesthésiés par injection intrapéritonéale d'hydrate de chloral en eau distillée (solution à 5 %, 300 mg/kg). Les injections unilaté­ rales furent réalisées par stéréotaxie aux coordonnées antéro­ postérieur : 7.9; médio-latéral : 2.5; verticale : 1.5 selon Kbnig J.F. et Klippel R.A. (1963). Cette région correspond à la région centrale du caudé-putamen rostral. Quatre rats furent injectés en 15 minutes par 20 ul d'une solution à 20 g/l de colchicine (Sigma) dans une solution NaCl 0,15 M^et,sacrifiés par décapitation 48 heures après l'injection. Quatre autres rats furent injectés en 5 minutes par 2 ul d'une solution à 2 ug/ul d'acide kainique dans le NaCl 0,15 M amené à pH 5,5 par addition de NaOH 2 N. Les rats furent sacrifiés par décapitation 48 heures après l'injec­ tion. Trois rats contrôles furent injectés en 15 minutes par 20 ul de NaCl 0,15 M et également sacrifiés 48 heures après. II. 4. Section du tronc cérébral Cinq rats mâles Sprague-Dawley de 250-300 g furent anesthésiés par injection péritonéale d'hydrate de chloral en eau distillée (solution à 5 %, 300 mg/kg). Après craniotomie, une section unilatérale fut réalisée au scalpel par stéréotaxie à 5,7 mm en arrière du bregma, entre les points médio-latéraux 0,2 et 3 mm. Ce trait de section passe juste en arrière des tubercules mamillaires. Les rats furent gardés en vie pendant 5 jours et sacrifiés par décapitation. . 18 III. RESULTATS III. 1. Résultats obtenus par radioimmunoessais III. 1. 1., Formes moléculaires de gastrine-cholécystokinine présentes dans le système nerveux central et l'hypophyse Le matériel peptidique G-CCK initialement décrit dans le cerveau diffère des formes antrales de gastrine par ses caractéristiques d'élution sur colonne sephadex G-25, par sa digestion par la trypsine et par son affinité pour les anticorps antigastrines (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1975). Il apparaît que ce matériel cérébral consiste essentiellement en octapeptide carboxyl terminal de la cholécystokinine (CCK-8) (Dockray, G.J. 1976) sous sa forme sulfatée biolo­ giquement active (CCK8-S) (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1977; Robberecht, P. et al. 1978) accompagné d'autres formes moléculaires de la cholécystokinine (CCK). La présence de ces différentes formes moléculaires a été confirmée dans le système nerveux (Beinfeld, M.C. 1981) y compris la neurohypophyse (Beinfeld, M.C. et al. 1980) par chromatographie à haute pression. Si la présence de peptides de type cholécystokinine est bien démontrée dans le système nerveux central, la présence de peptides de type gastrine n'a été rapportée que dans l'hypophyse du porc par Rehfeld J.F. (1978a) et dans le nerf vague du chat par Uvnas-Wallenstein K. et al. en 1977. III. 1. 2. Absence d'heptapeptide gastrinique dans le système nerveux central et dans la neurohypophyse du rat. Nous n'avons pas pu mettre en évidence d'IR G 1-17 dans le système nerveux central et la neurohypophyse du rat et ce malgré la grande sensibilité du sérum anti gastrine utilisé alors que, comme on l'a vu, des taux élevés d'IR-G-CCK sont présents. Ceci confirme différents travaux (Dockray, G.J. 1976; Larsson, L.I. et Rehfeld, J.F. 1979; Beinfeld, M.C. 1981; Vanderhaeghen, J.J. et al. 1977; 19. Robberecht, P. et al. 1978) selon lesquels le matériel présent dans le système nerveux central est constitué essentiellement de cholécystokinine et non de gastrine. Dans l'hypophyse, nous avons pu mettre en évidence une IR G 1-17 et une IR-G-CCK dans le lobe antérieur de l'homme et du rat, dans les lobes antérieurs et postéro-intermédiaires du porc, du boeuf et du singe. Ces résultats sont en faveur de la présence d'une IR de type G 1-17 dans les lobes antérieurs et intermédiaires de l'hypophyse mais non dans le lobe postérieur. Ils expliquent partiellement les résultats de Rehfeld (1978a) qui a décrit des formes moléculaires de gastrine dans l'hypophyse du porc en utilisant des filtrations sur gel de Sephadex. III, 1. 3. Présence d'IR-G-CCK dans des extraits cérébraux réalisés dans des solvants organiques Nous avons pu montrer que des extraits bruts de système nerveux central humain ou de bovidés réalisés pour extraction de la substance P conte­ naient une IR-G-CCK. L'IR-G-CCK est donc extractable non seulement par l'ébullition mais aussi par des techniques plus classiques faisant appel aux solvants organiques (Zetler, G. et al. 1978; Zetler, G. et al. 1979), III, 1, 4, Distribution préférentielle de 1'IR-G-CCK dans certains organes chez 1'homme L'immunoréactivité gastrine-cholécystokinine (IR-G-CCK) n'a été retrou­ vée que dans le système nerveux central, le tube digestif et le sérum sanguin. Nous n'avons pas pu mettre de IR-G-CCK en évidence dans les muscles squelettiques ou cardiaques, les poumons, les reins et la rate, La limite dosable était de 0,05 picomoles par g de tissu frais (table IV), TABLE IV : IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE DANS DIFFERENTS ORGANES HUMAINS. RADIOIMMUNOESSAIS. Cortex cérébral Antre gastrique Sérum sanguin 186 + 1 (6) 2.187 + 189 17 + 3 Muscle squelettique < 0,05 Muscle cardiaque < 0,05 Poumons < 0,05 Reins < 0,05 Rate < 0,05 Les résultats sont exprimés en CCK8-S picomoles g ^ poids frais pour tous les organes sauf pour l'antre gastrique et le sérum sanguin où ils sont exprimés en G 2-17 picomoles g"^ poids frais. Les résultats exprimés constituent la moyenne + SEM (erreur standard de la moyenne) de trois déterminations sauf indication entre parenthèses. III. 1. 5. Présence d'IR-G-CCK dans le système nerveux central de divers vertébrés Nous avons retrouvé une IR-G-CCK dans le système nerveux central de divers vertébrés (table V) à des taux semblables à ceux observés chez le rat et chez l'homme. L'IR-G-CCK apparaît rapidement dans l'évolution des vertébrés puisqu'elle est déjà présente chez le poisson. III. 1. 6. Distribution de l'IR-G-CCK dans le cerveau humain Les plus fortes concentrations d'IR-G-CCK s'observent dans le cortex cérébral surtout dans les régions antérieures, dans l'hypothalamus et les noyaux gris centraux. L'IR-G-CCK est cependant présente à tous les niveaux y compris le tronc cérébral et la moelle épinière. Le thalamus contient peu d'IR-G-CCK et le cervelet est dépourvu d'IR-G-CCK (table VI). Des études analogues dans la littérature confirment ces résultats (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1975; Emson, P.C. et al. 1980a; Vanderhaeghen, J.J. 1981). III. 1. 7. Evolution de l'IR-G-CCK dans le cerveau du rat avant et après la naissance La table VII montre que l'IR-G-CCK du cerveau du rat est déjà présente précocement avant la naissance et qu'après une phase rapide d'augmen­ tation maximale vers le 15e jour post-natal, elle atteint les valeurs retrouvées chez l'adulte entre le 20 et le 25e jour post-natal. Ces résultats sont analogues à ceux publiés par Noyer M. et al. (1981). L'existence de l'IR-G-CCK dans le cerveau du rat in utéro s'explique sans doute par la maturité précoce du tronc cérébral par rapport aux hémisphères cérébraux chez le rat. Nous avons eu l'occasion d'examiner TABLE V : IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE DANS LE SYSTEME NERVEUX CENTRAL DE DIVERS VERTEBRES. RADIOIMMUNOESSAIS. Mammifères Oiseaux Pigeon : Chien : Hémisphères cérébraux Tronc cérébral Cervelet 353 + 17 19 + Hémisphères cérébraux 4 Tronc cérébral 1 Cervelet Lapin : Substance grise corticale 247 + 18 20+3 1 Amphybiens 375 + 20 Grenouille : Rat : Hémisphères cérébraux Hémisphères cérébraux 241 + IC 248 + 18 Poissons Truite : Hémisphères cérébraux 252 + 16 Les résultats sont exprimés en CCK8-S picomoles g ^ poids frais. Les résultats indiqués constituent la moyenne + SEM de trois déterminations (SEM : erreur standard de la moyenne). . 23 TABLE VI : IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE DANS LE SYSTEME NERVEUX CENTRAL HUMAIN. RADIOIMMUNOESSAIS. Bulbe olfactif 32 + 8 Tractus olfactif 32 + 6 Cortex cérébral Mésencéphale Tubercule quadrijumeau antérieur 14 ± 2 Tubercule quadrijumeau postérieur 20 ± 2 Substance noire de Sommering 17 + 2 Frontal 241 + 15 Pariétal 256 + 24 Temporal 288 + 47 Pont Occipital 149 + 13 Locus coeruleus Hippocampe 113 + 15 Noyaux gris centraux Métencéphale 7 + 1 32 ± 6 Bulbe rachidien Olive inférieure 44 + 1 Caudé 63 + 13 Calotte 16 ± 3 Putamen 58 + 5 Pyramides 10 ± 2 Globus pallidus 22 + 4 4 + 1 Cervicale 5 + 1 66 + 5 Thoracique 3 + 1 5 + 2 Lombo-sacrée Thalamus Hypothalamus Corps mamillaires Moelle épinière 16 + 2 Les résultats sont exprimés en CCK8-S picomoles g ^ poids frais. Les résultats exprimés représentent la moyenne + SEM (erreur standard de la moyenne) de dix déterminations. TABLE VII : POURCENTAGE DE CHOLECYSTOKININE PAR RAPPORT A L'ADULTE CCK8-S EN POURCENT DES VALEURS ADULTES DANS LE CERVEAU DU RAT AVANT ET APRES LA NAISSANCE (B). —I--------------1-----------------r I I I T -5 10 15 20 25 B 5 NOMBRE DE JOURS , 25 un foetus humain de 4 mois chez lequel les taux d'IR-G-CCK étaient semblables à ceux de l'adulte dans le tronc cérébral mais inférieurs à ceux de l'adulte dans les hémisphères cérébraux. Cet examen a été pos­ sible par suite d'une pathologie grave de la mère. III. 1. 8. Distribution de l'IR-G-CCK dans le cerveau du rat La distribution d'IR-G-CCK chez le rat est assez semblable à celle observée chez l'homme et est en accord avec les données de la littéra­ ture (Vanderhaeghen, J.J. et al, 1975; Rehfeld, J.F. 1978b; Larsson, L.I et Rehfeld, J.F. 1979; Vanderhaeghen, J.J. 1981, Beinfeld, M.C. et al. 1981a). Il faut noter les taux élevés dans l'accumbens, le striatum et les tubercules olfactifs, l'amygdale, les tubercules quadrijumeaux postérieurs et la neurohypophyse, et la présence d'IR-G-CCK à tous les niveaux du système nerveux y compris la moelle épinière lombaire (table VIII). . 26 TABLE VIII : IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE DANS LE SYSTEME NERVEUX CENTRAL ET L'HYPOPHYSE DE RAT. RADIOIMMUNOESSAIS. Cortex cérébral 186 + 1 Pôles frontaux 222 + 9 lobe ant. Bulbe olfactif 50 + 2 lobe post. interm. 171 Hippocampe 67 + 7 Mésencéphale total 28 + 4 Noyau accumbens 141 + 5 Tub. quad. ant. 63 + 9 Noyau caudé-putamen 153 + 11 Partie caudale vent. int. 167 + Partie rostrale centrale Tubercule olfactif Amygdale 3 165 + 14 Hypothalamus dorsal ventral (8) < 1 post. (4) 4 (10) 117 + 16 95 + Hypophyse 171 + 37 (5) (^) + 23 (3) Métencéphale rostral 4,6 + 0,3 caudal 4,9 + 0,6 8,2 + 0,2 Bulbe rachidien Moelle épinière 74 + 23 126 + 17 cervicale 13 + 1 thoracique 11 + 2 lombaire 18 + 1 Les résultats sont exprimés en CCK8-S picomoles g ^ poids frais. Les résultats indiqués constituent la moyenne + SEM (erreur standard de la moyenne) de six déterminations sauf indication entre parenthèses. 27. III. 2. Résultats obtenus par immunohistochimie III. 2. 1. Généralités La technique immunohistochimique permet de mettre en évidence de l'immunoréactivité gastrine-cholécystokinine (IR-G-CCK) dans des périkaryons neuronaux (fig. 1 et 2) (table IX), des terminaisons nerveuses (fig. 4) (table X et XI) et des prolongements nerveux longs (fig. 3) (table XII). Des colorations positives n'ont été observées que dans des neurones et leurs prolongements mais jamais dans des cellules glia­ les. Si quelques localisations de neurones IR-G-CCK ont été décrites par Straus, E. et al. (1977) et par Hdkfelt, T. et al. (19-78a), les diverses publications ayant permis de connaître la distribution des neurones IR-G-CCK dans le système nerveux sont plus tardives (Larsson, L.I. et Rehfeld, J.F. 1979; Loren, I. et al. 1979; Innis, R.B. et al. 1979; Vanderhaeghen, J.J. et Lotstra, F. 1979; Vanderhaeghen, J.J. et al. 1979a,b, 1980a,b,c, 1981a,b,c,d, 1982a). En général l'injection intracisternale de colchicine est nécessaire pour la visualisation des périkaryons neuronaux IR-G-CCK sauf dans le cortex cérébral et l'amygdale. Dans certains cas, ces périkayons ne sont visibles qu'après injection de colchicine directement près des neurones IR-G-CCK (noyau du lit de la strie terminale) (fig. 11) (moelle épinière) (fig. 24 et fig. 25). La colchicine bloquant le flux axonal est responsable de l'accumulation des peptides dans les périkaryons neuronaux (Kreutzberg, G.W. 1969; Vanderhaeghen, J.J. et al. 1980c). Nous nous rapportons à l'atlas de Kbnig J.F. et Klippel R.A. (1963) pour l'identification des structures nerveuses du rat. III. 2. 2. Le cortex cérébral On observe la présence de neurones IR-G-CCK bipolaires (fig. 6) ou . 28 multipolaires dans toutes les couches mais surtout dans les couches II et III. Des fibres nerveuses IR-G-CCK ascendantes ou descendantes sont présentes dans toute l'épaisseur du cortex depuis la surface jusqu'au corps calleux (fig. 5) (Emson, P.C. et al. 1980a; Innis, R.B. et Snyder, S.H. 1980a; Vanderhaeghen, J.J. et al. 1981d, 1982a). Surtout dans les couches superficielles II et III, on peut voir de nombreuses fines ter­ minaisons nerveuses périneuronales IR-G-CCK. Les corps cellulaires neuronaux IR-G-CCK sont nombreux dans les pôles frontaux, la péricalleuse, le paléocortex et dans la corne d'Ammon (fig. 9) (région 1-4, voir Hamilton, L.W. 1976). Un délicat réseau de terminaisons nerveuses IR-G-CCK est présent dans les couches pyramidales de la corne d'Ammon (région 1-3). Des cellules IR-G-CCK sont également présentes dans la circonvolution dentelée (fig. 10), le presubiculum, le subiculum et l'avant-mur. Les périkaryons IR-G-CCK sont les plus nombreux dans le cortex prépyriforme, périamygdaloïde et entorrhinal. Dans ces régions, on trouve également de nombreuses terminaisons nerveuses IR-G-CCK. Si les neurones corticaux IR-G-CCK sont essentiellement des interneurones (Emson, P.C. et al. 1980a; Innis, R.B. et al. 1980a), nous avons pu mettre en évidence des fibres IR-G-CCK dans le corps calleux. Ces fibres sont surtout visibles après section chirurgicale du corps calleux (Fig. 7) dans les renflements axonaux près de la tranche de section (fig. 7) (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1981d, 1982a) et témoignent de l'existence de fibres associatives IR-G-CCK interhémisphériques (table XII). III. 2. 3. Le complexe amygdalien Les périkaryons IR-G-CCK sont surtout nombreux dans le noyau cortical mais sont également présents dans les autres noyaux amygdaliens. De nombreuses terminaisons nerveuses IR-G-CCK sont présentes dans les différents noyaux amygdaliens. . 29 III. 2. 4. Les noyaux gris centraux III. 2. 4. 1. Le hoyau caudé-putamen De nombreuses fines terminaisons nerveuses IR-G-CCK sont présentes dans le noyau caudé-putamen (fig. 13). Elles ne sont pas distribuées de façon homogène dans le noyau mais en rares taches éparses dans tout le noyau et le long des bords interne et ventral de la partie caudale du noyau. Emson P.C. et al. (1980c) ont émis l'hypothèse selon laquelle des périkaryons IR-G-CCK pourraient exister dans le noyau caudé-putamen. Ils se basent sur la diminution de 1'IR-G-CCK dans le globus pallidus et la substance noire dans la chorée de Huntington, maladie qui touche les neurones du caudé et putamen. Nous n'avons pu confirmer cette hypothèse chez le rat même 48 heures après injection directe de colchicine dans le noyau. En effet, après cette injection, nous n'observons pas de corps cellulaires neuronaux IR-G-CCK par immunohistochimie et nous observons une chute importante de 1'IR-G-CCK par radioimmunoessai (table XV). Cette diminution de 1'IR-G-CCK dans le caudé-putamen détectable par radioimmunoessai ne plaide pas en faveur de la présence dans ce noyau de périkaryons neuronaux IR-G-CCK et contredit en partie les résultats d'Emson P.C. et al. (1980c). La majeure partie de 1'IR-G-CCK présente dans le noyau caudé-putamen serait donc due à la présence de terminaisons nerveuses prenant leur origine dans des corps cellulaires neruonaux situés dans d'autres noyaux. La non diminution de 1'IR-G-CCK dans le caudé-putamen détectable par radio­ immunoessai après l'injection directe dans le noyau d'acide kainique (table XV) plaide également contre la présence de corps cellulaires IR-G-CCK dans le noyau. III. 2. 4. 2. Le noyau accumbens De nombreuses fines terminaisons nerveuses IR-G-CCK sont également . 30 présentes dans la partie interne et caudale du noyau accumbens (fig. 11). Des périkaryons neuronaux IR-G-CCK n'ont pu être mis en évidence dans cette région même après injection de colchicine intra­ cérébrale. III. 2. 4. 3. Les noyaux du septum latéi’al et de la strie terminale Il existe de nombreuses fines terminaisons nerveuses IR-G-CCK dans les différentes parties du noyau du lit de la strie terminale et dans les parties latérales et ventrales du septum latéral. Après injection intracérébrale de colchicine, nous avons pu observer de nombreux périkaryons neuronaux IR-G-CCK dans le noyau du lit de la strie terminale (fig. 12) et quelques-uns dans le septum latéral. III. 2. 5. Le thalamus Des terminaisons nerveuses IR-G-CCK sont assez nombreuses dans les noyaux périventriculaires, les parties dorsales et ventrales des corps genouillés externes et les commissurae thalami. III. 2. 6. Les structures préhypothalamiques De fines terminaisons nerveuses et des périkaryons neuronaux IR-G-CCK sont présents dans les différentes parties du noyau olfactif antérieur, dans le noyau du tractus olfactif latéral, dans les noyaux préoptiques suprachiasmatiques et périventriculaires. Après injection intracérébrale de colchicine, de nombreux corps cellu­ laires neuronaux IR-G-CCK sont mis en évidence dans le noyau préoptique médian. De longues fibres nerveuses IR-G-CCK sont également présentes dans la commissure blanche antérieure (fig. 8). Le tubercule olfactif contient de fines terminaisons nerveuses mais pas de périkaryons neuronaux IR-G-CCK. III. 2. 7. Le tronc cérébral III. 2. 7. 1. Le niésencéphale Des périkaryons neuronaux riches en IR-G-CCK sont présents après injec­ tion intracisternale de colchicine dans la substance grise périaqueductale (fig. 15), dans le noyau linéaire dorsal (fig. 16, 19, 20) situé dans la partie rostrale du raphé, dans le tegmentum ventral (fig. 16, 17) là où se trouve la région A^g de Dahlstrdm A. et Fuxe K. (1964), dans les régions Ag (surtout la partie interne de la pars compacta de la substance noire de Sbmmering) et Ag (partie latérale de la substance noire de Sbmmering) de Dahlstrbm A. et Fuxe K. (1964). Près de ces neurones, on trouve de fines terminaisons nerveuses IR-G-CCK. On trouve de nombreuses terminaisons nerveuses IR-G-CCK dans le noyau interpédonculaire (fig. 16, 18) et dans les tubercules quadrijumeaux antérieurs et postérieurs. Les périkaryons neuronaux IR-G-CCK sont telle­ ment nombreux dans les régions à dopamine A^^g , Ag , Ag de Dahlstrbm A. et Fuxe K. (1964) que nous avons suggéré en 1980 que les neurones à dopamine pourraient contenir de 1'IR-G-CCK (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1980c). En faveur de cette hypothèse, nous avons observé après injection unilatérale de 6-OH dopamine dans la substance noire et le tegmentum mésencéphalique ventral, une chute significative homolatérale de 1'IR-G-CCK observable par radioimmunoessai dans cette région (table XIV) (Vanderhaeghen, J.J. 1981). Hbkfelt T. et al. (1980b) ont montré que certains neurones IR-G-CCK du mésencéphale contenaient également de la tyrosine hydroxylase, enzyme nécessaire à la synthèse de dopamine. La coexistence d'IR-G-CCK et de dopamine dans certains neurones mésen­ céphal iques est donc probable. III. 2. 7. 2. Le métencéphale Après injection intracisternale de colchicine, des périkaryons neuronaux IR-G-CCK sont visibles dans le noyau parabrachial dorsal et dans la partie . 32 caudale du noyau raphé dorsal (fig. 21). De fines terminaisons nerveuses IR-G-CCK se voient dans le noyau raphé dorsal, dans les noyaux dorsaux et ventraux du lemniscus latéral, dans le locus coeruleus et le noyau raphé magnus. Aucune structure IR-G-CCK n'est détectable dans le cervelet. III. 2. 7. 3. Le bulbe Des périkaryons neuronaux IR-G-CCK sont présents dans les noyaux de Goll et la partie paramédiane et ventrale des noyaux réticulaires bulbaires. De nombreuses terminaisons nerveuses IR-G-CCK sont présentes dans l'olive bulbaire inférieure, dans le noyau du faisceau solitaire et le noyau commissural (fig. 22). III. 2. 8. La moelle épinière De nombreuses terminaisons nerveuses IR-G-CCK sont concentrées dans les régions II et III de Rexed B. (1964) (fig. 23) des cornes postérieures et dans la commissure grise postérieure mais quelques terminaisons ner­ veuses IR-G-CCK se voient dans le centre de la corne postérieure et la corne antérieure. Dans la moelle lonbo-sacrée, on observe également des terminaisons ner­ veuses IR-G-CCK dans les régions intermédio-médiales et intermédiolatérales. Après injection directe intramédullaire de colchicine, on observe des périkaryons neuronaux IR-G-CCK dans la région X de Rexed B. (1964) au niveau du noyau intermédio-médial (fig. 24, 25) (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1982b). . 33 III. 2. 9. L'hypothalamus et l'hypophyse III. 2. 9. 1. L'hypothalamus Il existe des terminaisons nerveuses IR-6-CCK dans presque tous les noyaux à l'exception des corps mamillaires avec une concentration importante dans les noyaux dorso-médian et ventro-médian. Ces locali­ sations sont à mettre en rapport avec les travaux montrant chez le mouton une action inhibitrice du CCK8-S sur la prise alimentaire par injection intracrânienne (Della-Fera, M.A. et Baile, C.A. 1979; DellaFera, M.A. et al. 1981). De même que Schneider B.S. et al. (1979), nous n'avons pu montrer une altération de l'IR-G-CCK dans l'hypotha­ lamus ou l'hypophyse de rats génétiquement obèses (Finkelstein, J.A. et al. 1981) contrairement aux travaux de Straus E. et Yalow R.S. (1979) chez les souris. On observe des périkaryons neuronaux IR-G-CCK dans presque tous les noyaux excepté les corps mamillaires notamment le dorso-médian et le périventriculaire (fig. 26). Après injection de colchicine intracisternale chez le rat, les périkaryons IR-G-CCK sont particuliêrement abondants dans la partie périphérique du paraventriculaire (fig. 27, 28), le noyau supraoptique accessoire (fig. 27, 29à et la partie dorsale du noyau supraoptique (fig. 27, 30). Chez le boeuf, on observe également une distribution de périkaryons IR-G-CCK dans la partie dorsale du noyau supraoptique (fig. 31c). Cette distribution des péri­ karyons IR-G-CCK chez le rat et chez le boeuf est semblable à la distribution des périkaryons neuronaux à IR-oxytocine mais différente de celle des périkaryons neuronaux à IR-vasopressine (Vandesande, F. 1978). On peut noter dans le noyau supraoptique du boeuf les distri­ butions ventrales de 1'IR-vasopressine (fig. 31a) et dorsales de 1'IR-oxytocine (fig. 31b) ou G-CCK (fig. 31c). Dans certains neurones, on a pu démontrer la coexistence d*IR-oxytocine et d'IR-G-CCK (fig. 31 b et c) (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1980a,b, 1981a). Ces corps cellu­ . 34 laires neuronaux magnocellulaires IR-G-CCK projettent vers l'émi­ nence médiane externe (fig. 32) ou l'hypophyse postérieure (fig. 33). III. 2. 9. 2. L'hypophyse On observe des fibres nerveuses IR-G-CCK très nombreuses dans l'hypo­ physe postérieure du rat (fig. 33) et du boeuf. Beinfeld M.C. et al. (1980) ont pu démontrer chez le rat par chromatographie à haute pres­ sion (HPLC) que le matériel consistait essentiellement en CCK8-S et prenait son origine dans l'hypothalamus. On observe des fibres nerveuses IR-G-CCK beaucoup moins nombreuses chez l'homme, le singe, le chien ou le porc. Chez le chien, on observe des cellules IR-G-CCK dans le lobe intermédiaire (fig. 35, 37) et dans le lobe antérieur (fig. 40 a). Ces mêmes cellules s'observent dans les lobes antérieurs et intermédiaires du singe et du porc, et dans le lobe antérieur humain (fig. 39) mais pas chez le rat. On a pu montrer par chromatographie que chez le porc des formes antrales de gastrine étaient présentes dans les lobes hypophysaires anté­ rieurs et intermédiaires (Rehfeld, J.F. 1978a; Rehfeld, d.F. et Larsson, L.I. 1981). Il est donc probable que les cellules hypophy­ saires IR-G-CCK contiennent essentiellement des formes antrales de gastrine et non des formes de cholécystokinine. Nous avons pu montrer chez le chien que les cellules IR-G-CCK du lobe antérieur pouvait contenir également de l'IR ACTH 17-39 (fig. 40 a et b) tandis que les cellules IR-G-CCK du lobe intermédiaire pouvait contenir également de l'a-MSH (fig. 38 a et b) (Lotstra, F. et Vanderhaeghen, J.J. 1980; Lotstra, F. et al. 1980a,b 1981). Ces résultats ont été confirmés chez le chat un an plus tard par Larsson L.I. et Rehfeld J.F. (1981). . 35 TABLE IX : IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE DANS LE SYSTEME NERVEUX CENTRAL DU RAT. ETUDE DE LA DISTRIBUTION DES PERIKARYONS NEURONAUX PAR IMMUNOHISTOCHIMIE. Néocortex + Neurones bi- et multipolaires Hypothalamus +++ Noyau paraventriculaire présents dans tous les lobes dans Noyau circulaire les couches II à VI Noyau supraoptique ++ Pôles frontaux ++ Noyau périventriculaire Noyau dorso-médian Avant-mur Mésocortex + Tous les autres noyaux à l'exception des corps mamillaires ++ Circonvolution péricalleuse Mésencéphale Paléocortex +++ Substance grise périaqueductale +++ Cortex prépyriforme Noyau linéaire Cortex périamygdaloTde Substance noire partie compacte (Ag) Cortex entorrhinal Substance noire partie latérale (Ag) Archicortex ++ Régions CA^ à CA^ de l'hippocampe Partie rostrale de l'hippocampe Circonvolution dentelée Noyaux gris centraux Région A^g de Dahlstrôm et Fuxe Métencéphale +++ Partie caudale du noyau raphé dorsal + Noyau parabrachial dorsal Cervelet +++ Noyaux du lit de la strie terminale Aucun + Noyaux du septum latéral Bul be Thalamus + Partie paramédiane et ventrale du Aucun Noyaux amygdaliens +++ Noyau cortical ++ Autres noyaux Structures préhypothalamiques +++ Noyau préoptique médian + Noyau olfactif antérieur Noyau du tractus olfactif latéral Noyau préoptique suprachiasmatique Noyau préoptique périventriculaire noyau réticulaire bulbaire Noyau de Goll Moelle épinière +++ Noyau intermedio-médial de la moelle lombo-sacrée . 36 TABLE X : IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE DANS LE SYSTEME NERVEUX CENTRAL DU RAT. ETUDE DE LA DISTRIBUTION DES TERMINALES NERVEUSES PAR IMMUNOHISTOCHIMIE (1ère partie). Néocortex ; + Prolongements neuronaux généra­ Thalamus ++ Noyau périventriculaire lement perpendiculaires à la Partie dorsale et ventrale des surface dy cortex corps genouillés externes ++ Fines terminales surtout dans les couches II et III Mésocortex +++ Circonvolution péricalleuse Paléocortex +++ Cortex prépyriforme Cortex périamygdaloTde Cortex entorrhinal Archicortex Commissurae thaï ami Amygdale +++ Noyau médian, central, latéral et cortical Masses intercalaires Structures préhypothalamiques + Noyau olfactif antérieur Noyau du tractus olfactif latéral Noyau préoptique suprachiasmatique et périventriculaire +++ Couche de cellules pyramidales des régions CA^ à CA^ de l'hippocampe Noyaux gris centraux Hypothalamus +++ Noyau dorso-médian Noyau ventro-médian ++ Partie interne et ventrale de la partie caudale du noyau caudéputamen Partie interne et ventrale du noyau accumbens Noyau du lit de la strie terminale Noyau du septum latéral ++ Partie interne et externe de 1'éminence médiane + Tous les autres noyaux à l'exception des corps mamillaires 37. TABLE XI : IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE DANS LE SYSTEME NERVEUX CENTRAL DU RAT. ETUDE DE LA DISTRIBUTION DES TERMINALES NERVEUSES PAR IMMUNOHISTOCHIMIE (2e partie). Mésencéphale Cervel et +++ Noyau interpédonculaire Région A^q de Dahlstrbm et Fuxe Aucunes Bulbe Noyau linéaire rostral Tubercules quadrijumeaux antérieurs Tubercules quadrijumeaux postérieurs + Substance grise périaqueductale Métencéphale + Noyau dorsal du lemniscus latéral Noyau ventral du lemniscus latéral Locus coeruleus Noyau raphé dorsal Noyau raphé magnus +++ Noyau du tractus solitaire Noyau commissural Complexe olivaire inférieur Moelle épinière +++ Régions II et III des cornes postérieures Noyaux intermedio-médial et intermedio-1atéral + Diffusément dans les cornes postérieures, la commissure grise et les cornes antérieures TABLE XII : IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE DANS LE SYSTEME NERVEUX CENTRAL DU RAT. PRINCIPAUX FAISCEAUX A FIBRES NERVEUSES LONGUES ETUDIES PAR IMMUNOHISTOCHIMIE. Corps calleux Commissure antérieure Faisceau télencéphalique médian Strie terminale Faisceau diagonal et septo-strio-hypothalamique Faisceau paraventricul aire hypothalamique Formation réticulaire de la partie bulbaire latérale 39. III. 3. L'origine des terminaisons nerveuses telencéphaliques Il existe une IR-G-CCK dans de grosses fibres du faisceau télencéphalique médian (fig. 14), dans des périkaryons neuronaux à dopamine des régions , Ag , Ag et dans des terminaisons nerveuses dans diffé­ rents noyaux télencéphaliques y compris le cortex frontal. Secondaire­ ment à l'injection de 6-OH dopamine dans le mésencéphale ventral, on observe une chute de la dopamine dans le noyau caudé-putamen homolatéral (table XIII) (Vanderhaeghen, J.J. 1981). Parailèllement, on observe une chute légère mais significative de 1 'IR-G-CCK dans le cortex frontal, le cortex pyriforme et le noyau accumbens (table XIV) (Vanderhaeghen, J.J. 1981). Ces régions sont connues pour être des zones de projection dopaminergiques (Hamilton, L.W. 1976) venant surtout de la région ^10' Après l'injection intramésencéphalique de 6-OH dopamine, il n'y a pas de diminution de 1'IR-G-CCK dans le noyau caudé-putamen. Les fibres nerveuses mixtes où coexistent 1'IR-G-CCK et la dopamine ne contribuent qu'à une partie des terminaisons nerveuses télencéphaliques IR-G-CCK. La plupart des terminaisons nerveuses IR-G-CCK du septum latéral, du caudé-putamen, du tuberculum olfactorium, de la strie terminale, de l'amygdale et du noyau accumbens ne disparaissent pas en immunohisto­ chimie après injection de 6-OH dopamine intramésencéphalique, ni après hémisection chirurgicale complète du tronc cérébral. Dans ces cas, on observe seulement une légère dimminution du nombre de fibres IR-G-CCK dans certains noyaux (noyau caudé-putamen, noyau accumbens, tubercule olfactif, noyau du lit de la strie terminale, noyau central de l'amygdale (Hbkfelt, T. et al. 1980b). L'origine de la plupart de 1'IR-G-CCK des terminaisons nerveuses télencéphaliques n'est donc pas mésencéphalique (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1981d, 1982a). . 40 Beinfeld M.C. et al. (1981b) ont montré qu'une partie importante de l'IR-G-CCK du caudé-putamen diminue après exclusion chirurgicale de l'avant-mur, du cortex olfactif et de l'amygdale. Il semble donc que la plupart des terminaisons nerveuses IR-G-CCK télencéphaliques ont une origine locale, même si une faible partie d'entre elles ont une origine mésencéphalique. . 41 TABLE XIII : CONTENU EN DOPAMINE DES NOYAUX CAUDE-PUTAMEN APRES INJECTION DIRECTE UNILATERALE DE 6-OH DOPAMINE DANS LA SUBSTANCE NOIRE DE SOMMERING ET LA REGION A^q DE DAHLSTROM ET FUXE. Contrôles (injection de solvant) Traités (injection de 6-OH dopamine + solvant) Contralatéral 3.180 + 480 Contralatéral Ipsilatéral 3.354 + 470 Ipsilatéral 2.704 + 31 100 Les résultats sont exprimés en picomoles g ^ poids frais. Les valeurs sont la moyenne + SEM (erreur standard de la moyenne) de dix déterminations. . 42 TABLE XIV : EFFET DE L'INJECTION DIRECTE UNILATERALE DE 6-OH DOPAMINE DANS LA SUBSTANCE NOIRE DE SOMMERING ET DANS LA REGION A^q DE DAHLSTROM ET FUXE SUR LE CONTENU EN IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE DE DIVERSES REGIONS CEREBRALES DU RAT. RADIOIMMUNOESSAIS. Région hétérolatérale à l'injection homolatérale à l'injection 31 + 1 14 + 1 (P < 0,005) Pôle frontal 213 + 9 171 + 8 (P < 0,005) Cortex pyriforme 105 + 17 Noyau accumbens 140 + 8 113 + Bulbe olfactif 60 + 5 55 + 4 Tubercule olfactif 91 + 4 89 + 5 Caudé-putamen 167 + 4 157 + 7 Amygdale 181 + 8 171 + 11 Mésencéphale ventral 80 + 18 (P < 0,01) 5 (P < 0,005) Les résultats sont exprimés en picomoles de CCK8-S g ^ poids frais. Les valeurs sont la moyenne + SEM (erreur standard de la moyenne) de dix déterminations. . 43 TABLE XV : EFFET DE L'INJECTION DIRECTE DE COLCHICINE OU DE L'ACIDE KAINIQUE DANS LA PARTIE ROSTRALE ET CENTRALE DU CAUDE-PUTAMEN DU RAT SUR LE CONTENU EN IMMUNOREACTIVITE DE TYPE GASTRINE-CHOLECYSTOKININE DE CETTE REGION. RADIOIMMUNOESSAIS. Résultats Expériences Animaux non injectés 117 + 6 (8) Animaux avec injection saline 9 g/l 10 ul 15 min. 108 + 2 (4) Animaux avec injection de colchicine 20 g/l 20 m1 15 min. Animaux avec injection d'acide kaTnique 2 g/l 2 ul 5 min. 56 + 11 (4) (P < 0,001) 122 + 11 (3) Les résultats sont exprimés en picomoles de CCK8-S g ^ poids frais + SEM (erreur standard de la moyenne). Le nombre d'animaux étudiés est indiqué entre parenthèses. . 44 IV. DISCUSSION IV. 1. Rôles possibles pour des neuropeptides comme le CCK sur le plan de la neurobiologie cellulaire La transmission de l'influx nerveux entre deux neurones se fait dans la plu­ part des cas au niveau d'une connexion étroite (la synapse) grâce aux neuro­ transmetteurs. Les neurotransmetteurs sont libérés par des terminaisons nerveuses lors de l'arrivée d'un influx bioélectrique et atteignent ensuite des molécules réceptrices situées sur un neurone en aval. Cette réaction entre le neurotransmetteur et le récepteur est à l'origine d'événements bioélectri­ ques dans le neurone en aval et assure le passage de l'influx bioélectrique d'un neurone à l'autre. La découverte des neurotransmetteurs maintenant clas­ siques comme la noradrénaline, la dopamine, la sérotonine ou l'acide gamma amino butyrique a été un jalon majeur dans l'évolution de la neurobiologie. D'autres phénomènes spécifiques au système nerveux dépendent de facteurs chimiques. La différentiation des neurones sympathiques est liée à la présence du "Nerve Growth Factor" découvert par R. Levi-Montalcini en 1966. Des facteurs chimiques influent la synthèse, la libération et le transport des neurotrans­ metteurs ainsi que la synthèse des récepteurs. L'effet de l'excitation présynaptique des ganglions sympathiques sur l'activité de la tyrosine hydroxylase (enzyme limitant de la synthèse de dopamine dans les neurones sympathiques), effet bloqué par le cycloheximide ou 1'actinomycine D, en est un exemple (Axelrod, J. 1971). Des molécules peuvent agir pré- ou postsynaptiquement sur l'action des neurotransmetteurs au niveau de la synapse et sont appelées neuromodulateurs . (Bloom, F. 1981). Les hormones hypophysaires ont des actions sur le développement et le maintien des organes cibles comme la thyroïde, les surrénales ou les gonades. Ces phéno­ mènes de plasticité c'est-à-dire de changements à long terme durables "plasti­ ques" existent aussi dans le système nerveux et peuvent apparaître en réponse à des stimqli de l'environnement (Galambos, R. et lüllyard, 5. 1970). La plasti­ . 45 cité peut être considérée comme susceptible de jouer un rôle dans des phéno­ mènes d'intoxication chronique, d'apprentissage, de mémorisation. Nos connais­ sances sur les substances chimiques à effet plastique sont malheureusement limitées à quelques travaux dont ceux de l'école de D. de Wied (1980). Les neuropeptides et donc la cholécystokinine sont des candidats sérieux aux dif­ férentes fonctions décrites dans ce paragraphe. IV. 2. Signification générale de la distribution du CCK dans le système ner­ veux central La distribution du CCK8-S dans le système nerveux central est hétérogène. On en trouve à de nombreux étages du système nerveux de façon disséminée mais pas partout. Au contraire, l'étude de la distribution du CCK8-S permet de mettre en évidence des périkaryons neuronaux, des voies courtes ou longues et des terminaisons nerveuses à topographie bien particulière. Ces résultats montrent que le CCK8-5 n'est pas distribué au hasard dans le système nerveux et qu'il est probable que le CCK8-S y exerce des actions physiologiques. La cartographie du CCK8-S intracérébral a déjà permis de faire avancer les connais­ sances sur ses actions physiologiques. IV. 3. Synthèse intracérébrale du CCK Le cerveau a été décrit comme pouvant être considéré à la fois comme un organe endocrine et une cible pour hormones (Stumpf, W.E. and Grant, L.D. 1974). Des récepteurs à CCK8-S ayant été mis en évidence dans le cortex cérébral par différentes écoles (Saito, A. et al. 1980; Sally, H. et al. 1980; Innis, R.B. and Snyder, S.H. 1980b), on pourrait imaginer une origine exocranienne des cholécystokinines intracérébrales. Cependant,, une synthèse des cholécystokinines a été démontrée dans le cerveau du rat tant dans les hémisphères, cérébraux (Goltermann, N.R. et al. 1980a) que dans des régions sous-corticales (Goltermann, N.R. et al. 1980b). Il n'existe pas de corrélation entre les taux de gastrine ou de cholécys­ tokinine dans le sérum sanguin et dans le liquide céphalo-rachidien (Rehfeld, J.F. . 46 et Larsen, C. 1978; Verbanck, P. et al. 1982). Il apparaît donc que la majeure partie des cholécystokinines cérébrales a une origine locale. IV. 4. Intérêt du CCK en tant que neurotransmetteur possible Le CCK8-S est présent dans les corps cellulaires neuronaux et les terminaisons nerveuses (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1976, 1980c; Pinget, M. et al. 1978), et est concentré dans les vésicules présynpatiques (Rehfeld, J.F. et al. 1979). Emson, P.C. et al. (1980b) ont pu démontrer que le CCK8-S pouvait être libéré par un mécanisme dépendant du calcium et stimulable par le potassium. En utili­ sant des tranches d'hippocampe ou de cortex cérébral incubées in vitro, on a pu étudier l'effet de l'application iontophorétique du CCK8-S sur les neurones. En utilisant des doses fentomolaires, on a pu montrer que le CCK8-S agit comme un agent dépolarisant puissant des neurones pyramidaux. Le type de réponse obtenu avec le CCK8-S est similaire à celui obtenu avec le glutamate (Dodd, P.R. et al. 1980; Dodd, J. et Kelly, J.J. 1981). On sait que les preuves du rôle des neuroppeptides en tant que neurotransmetteurs sont loin d'être obtenues pour tous les peptides et que de toute façon les neurotransmetteurs peptidiques dif­ fèrent en différents points des neurotransmetteurs classiques. La synthèse principale des peptides se fait sans doute exclusivement dans les périkaryons neuronaux et non dans les terminaisons nerveuses, et il faut noter l'absence probable de recapture des peptides par les terminaisons nerveuses. Le mécanisme d'action des neuropeptides semble donc plus lent que celui des neurotransmet­ teurs classiques. Les quelques propriétés du CCK8-S que nous venons de rapporter sont en faveur de son rôle intracérébral en ce qui concerne les processus de transmission nerveuse. IV. 5. Intérêt des rapports entre le CCK et la dopamine dans le système nerveux central La localisation du CCK8-S dans des cellules à dopamine des régions A^q et Ag de Dahlstrôm A. et Fuxe K. (1964) et dans des terminaisons nerveuses de régions . 47 télencéphaliques riches en terminaisons nerveuses à dopamine, indique qu'il existe des rapports étroits entre ce peptide et la dopamine. Récemment plusieurs écoles ont montré que le CCK8-S inhibe le "turn-over" de la dopamine dans certains noyaux télencéphaliques (Fuxe, K. et al. 1980; Katsuura, G. et al. 1980; Kovacs, G.L. et al. 1981). Le CCK8-S impliqué dans le fonctionnement de neuro­ transmetteurs classiques peut jouer un rôle dans l'étiopathogénie de maladies neurologiques ou mentales (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1980c). Récemment Emson, P. et al. (1981c) ont montré une diminution de l'IR-G-CCK dans le globus pallidus et la susbstance noire de patients atteints de chorée de Huntington, maladie où il existe une atrophie des corps striés avec augmentation de la concentration en dopamine dans la substance noire (Bird, E.D. 1978). La dopamine est diminuée dans la substance noire et le corps strié chez les patients atteints de maladie de Parkinson idiopathique (Barbeau, A. 1969). La dopamine et plus particulièrement une hypersensibilité des récepteurs centraux à la dopamine (Livingston , K.E. et Hornykiewicz, 0. 1978; Horn, A.S. et al. 1979) sont considérés comme pouvant jouer un rôle dans la schizophrénie. A ce sujet, récemment, Verbanck, P. et al. (1982) ont montré par radioimmunoessais qu'il existe une diminution de l'IRcholécystokinine mais non de 1'IR-gastrine dans le liquide céphalo-rachidien de malades atteints de schizophrénie ou chez des patients déprimés uni- ou bipolaires. IV. 6. Intérêt du CCK dans le système 1 imbique L'existence de corps cellulaires neuronaux et des terminaisons nerveuses IR-G-CCK présents dans le système mésolimbique (noyau linéaire rostral, partie caudale du raphé dorsal) n'a pas donné lieu à ce jour des travaux expérimentaux. Ces régions sont cependant très importantes en ce qui concerne le comportement et sont en rapport étroit non seulement avec la dopamine mais aussi avec des neurotransmetteurs classiques comme la noradrénal ine et la sérotonine (Hamilton, L.W. 1976) et des neuropeptides importants comme la substance P, les enképhalines et les endorphines (Hokfelt, T. et al. 1980a). . 48 IV. 7. Intérêt du CCK en tant que médiateur du comportement L'école de D. de Wied (1980) a montré l'importance des peptides en tant que médiateurs de comportement (Bloom, F. 1981). On a montré que le CCK8-S pouvait avoir des effets anticonvulsivants (Zetler, G. 1980a) ou dépresseurs centraux (Zetler, G. 1981; Itoh, S. et Katsuura, G. 1981b). Cohen, S.L. et al. (1981) ont rapporté des effets de type neuroleptique pour la cholécystokinine. Itoh, S. et Katsuura, G. (1981a) ont décrit un effet suppresseur de la cholécystokinine sur la catalepsie induite chez le rat par la [3-endorphine. Depuis lontemps, on connaît le rapport de la cholécystokinine avec les méca­ nismes de la faim. Divers arguments expérimentaux montrent que la cholécystokinine agit sur le comportement alimentaire de façon périphérique mais aussi centrale (Anika, S.M. et al. 1981). Il a été montré que la cholécystokinine injectée à des doses picomolaires dans les ventricules cérébraux peut entraîner la sup­ pression de la prise alimentaire chez le mouton (Della-Fera, M.A. et Baile, C.A. 1979, 1981). Ces résultats sont à mettre en rapport avec l'existence de termi­ naisons nerveuses IR-G-CCK dans l'hypothalamus latéral et dans les noyaux hypo­ thalamiques dorso- et ventro-médians. Ces régions sont en effet en rapport avec la prise alimentaire (Pinget, M. 1980). Une action centrale de la cholécysto­ kinine en rapport avec la prise alimentaire pourrait avoir son intérêt dans la compréhension de la genèse de l'obésité. Contrairement aux travaux de Straus, E. et Yalow, R.S. (1979) chez la souris, nous n'avons pu, pas plus que Schneider, B.S. et al. (1979), montrer une altération de l'IR-G-CCK dans l'hypothalamus ou l'hypophyse de rats génétiquement obèses (Finkel stein, J.A. et al. 1981). Récem­ ment Hays S.E. et Paul S.M. (1981) ont cependant montré que chez des rongeurs génétiquement obèses, les récepteurs à cholécystokinine du cortex cérébral sont en plus grand nombre que chez les rongeurs non obèses. . 49 IV. 8. Intérêt du CCK dans les relations hypothalamo-hypophysaires IV. 8. 1. Avec la neurohypophyse Le contenu en cholécystokinine de l'hypophyse postérieure chez le rat diminue en réponse à des stimulations physiologiques qui sont connues pour provoquer la libération d'oxytocine ou de vasopressine (Beinfeld, M.C. et al. 1980). Par exemple, chez des rates en lactation, le contenu en cholécystokinine de la neurohypophyse est réduit à 17 % des contrôles; chez des rats recevant pendant 5 jours comme boisson une solution saline à 2 le CCK neurohypophysaire (Beinfeld, M,c. et al. 1980) comme la vasooressine neurohyoophysaire (Valtin, H. et al. 1975) sont réduits à 20 % des contrôles. IV. 8. 2. Avec 1'adénohypophyse Il existe des actions directes ou indirectes de la cholécystokinine sur certaines sécrétions hypophysaires comme la prolactine, l'hormone de croissance, les hormones gonadotropes et l'hormone thyréotrope (Vijayan, E. et al. 1978, 1979; Morley, J.E. et al. 1979; Itoh, S. et al. 1979; Malarkey, W.B. et al. 1981). Par voie intraventriculaire, chez le rat, à des doses micromol aires le CCK8-S stimule les sécrétions d'hormones gonadotrope ou thyréotrope (Vijayan, E. et al. 1979). Par contre, le CCK8-S ne provoque pas la libération de prolactine par des cultures provenant de tumeurs hypophysaires humaines à prolactine (Malarkay, W.B. et al. 1981). Le CCK8-S provoque la libération de l'hormone de croissance à partir de fragments incubés d'hypophyse antérieure ou à partir de cellules tumorales hypophysaires (GHS) (Morley, J.E. et al. 1979). Il apparaît donc que le CCK8-S peut agir directement ou indirectement sur les sécrétions hypophysaires antérieures et est un candidat en tant que "Releasing Factor" ainsi qu'il est suggéré par la présence de nombreuses fibres IR-G-CCK dans l'éminence médiane externe connue pour être une région où ces facteurs sont concentrés avant d'être libérés dans le réseau porte hypophysaire. . 50 IV. 9. Intérêt du CCK dans la moelle épinière La concentration de terminaisons nerveuses dans les couches II et III des cornes postérieures suggère une participation de la cholécystokinine aux afférences sensitives venant des ganglions rachidiens. L'effet analgésique du CCK8-S rapporté par Zetler, G. (1980b) et l'effet antinociceptif par Jurna, I. et Zetler, G. (1981) pourraient être en rapport avec cette concentration. A ce sujet, il est intéressant de noter l'effet excitatoire du CCK8-S sur les cornes postérieures de la moelle épinière obtenu à la fois in vivo ou in vitro (Jeftinija, S. et al. 1981). L'existence de neurones intermédio-médials de même que des fibres intermédiolatérales à IR-cholécystokinine dans la moelle lombo-sacrée impliquent un rapport topographique du CCK8-S avec le système parasympathique. IV. 10. Intérêt de la démonstration de la coexistence d'un peptide et d'un neurotransmetteur ou de deux peptides sans parenté connue dans des cellules nerveuses ou endocrines IV. 10. 1. Coexistence de CCK et de dopamine Il existe d'autres exemples dans le système nerveux central de la coexistence d'un neurotransmetteur et d'un peptide dans un même neurone. Citons la coexis­ tence dans divers neurones de la substance P et la sérotonine (Chan-Palay, V. et al. 1978; Bjorklund, A.J. et al. 1979; Hbkfelt, T. et al. 1978b). La signi­ fication fonctionnelle de ce type de coexistence n'est pas connue actuellement masi pourrait bouleverser nos connaissances relatives aux neurotransmetteurs. L'existence de ce type d'association conduit à classer les neurones aminergiques en sous-groupes caractérisés par les peptides qu'ils contiennent. En effet, tous les neurones à sérotonine ne contiennent pas de la substance P (Chan-Palay, V. et al. 1978) et tous les neurones à dooamine ne contiennent pas de cholécys­ tokinine (Hbkfelt, T. et al. 1980b). Le noyau arqué est un noyau hypothalamique riche en dopamine, dépourvu de cholécystokinine (Vanderhaeghen, J.J. et al. 1980c). IV. 10. 2. Coexistence de cholécystokinine et d'oxytocine-neurophysine I La coexistence de deux peptides non apparentés dans un neurone du système nerveux central est moins bien démontrée. L'exemple des neurones à oxytocine contenant de 1'IR-cholécystokinine est important car les résultats immuno­ histochimiques sont dans ce cas vérifiés par les méthodes chimiques. Cette vérification n'a pu être faite dans l'association d'immunoréactivité de type substance P et TRH décrite dans des neurones bulbaires (Hbkfelt, T. et al. 1978c), ou de type ACTH et prolactine dans des neurones hypothalamiques (Toubeau G. 1978). La signification de la coexistence de deux peptides non apparentés dans un même neurone conduit à envisager l'hypothèse d'un précurseur commun. Une signi­ fication fonctionnelle comme dans le cas de la coexistence d'un peptide et d'un neurotransmetteur classique est également à considérer. IV. 10. 3. Coexistence de gastrine et d'a-MSH ou de gastrine et d'ACTH Cete coexistence a été confirmée par Larsson, L.I. et Rehfeld, J. en 1981. La coexistence de peptides non apparentés dans des cellules endocrines est bien connue actuellement. La signification de cette coexistence pose des problèmes analogues à ceux posés dans les neurones. 52 FIGURES 53 Fig. 1 Cortex cérébral : IR-G-CCK dans un corps cellulaire neuronal. Rat : G x 906. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP. Fig. 2 Corne d'Ammon (Gyrus Dentatus) : IR-G-CCK dans deux corps cellulaires neuronaux. Rat : G x 900. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP. Fig. 3 Corne d'Ammon : IR-G-CCK dans une grosse fibre nerveuse, aspect en grains de chapelet. Rat : G x 1800. BHS - Paraffine - PAP. O ■ft 3 Fig. 4 Noyau accumbens : IR-G-CCK dans des terminales nerveuses périneuronales. Rat : G X 944. BHS - Paraffine - PAP. 56 r^: ' À’"* # * *'%>■ % 4 57 Fig. 5 Cortex cérébral : IR-G-CCK dans des grosses fibres nerveuses orientées perpendiculairement à la surface cérébrale. Rat : G x 480. PF - congélation - coupe épaisse - PAR. Fig. 6 Cortex cérébral : IR-G-CCK dans un corps cellulaire neuronal et ses prolongements; neurone bipolaire. Rat : G x 520. PF - congélation - coupe épaisse - Nomarski - PAP. 58 2 59 Fig. 7 Corps calleux : IR-G-CCK dans des fibres nerveuses. Accumulation d'IR-G-CCK après section chirurgicale dans des dilatations axonales du côté de la lésion (aspect en bulbe). Rat : G x 560. BHS - Paraffine - PAP. Fig. 8 Commissure blanche antérieure : IR-G-CCK dans des fibres nerveuses. Rat : G x 480. BHS - Paraffine - PAP. 60 62 9 - % O 0 4 € # 4^ 25/u'" 63 Fig. 11 Noyau accunibens : IR-G-CCK dans des terminales nerveuses péri neuronal es. Rat : G x 472. BHS - Paraffine - PAP. 64 65 Fig. 12 Noyau du lit de la strie terminale : IR-G-CCK dans de nombreux corps cellulaires neuronaux. Rat : G x 200. Colchicine intracérébrale - PF - congélation - coupe épaisse - PAP. 66 12 V :j 1 • -^» . '• '"^ . ,. V _ . < iw ,V%fe I 50^m 67 Fig. 13 Noyau caudé : IR-G-CCK dans de nombreuses terminales nerveuses périneuronales. Rat : G x 200. BHS - Paraffine - PAP. 68 25>Mm 69 Fig. 14 Faisceau télencéphalique médian : IR-G-CCK dans des fibres nerveuses. Rat : G Fig. 15 X 180. BHS - Paraffine - PAP. Coupe transversale dans le mésencéphale rostral et dorsal : IR-G-CCK dans des corps cellulaires neuronaux sous-épendymaires de la région périaqueductale. Rat : G x 866. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP. 70 71 Fig. 16 Coupe sagittale du mésencéphale rostral : IR-G-CCK dans de nombreux corps cellulaires des noyaux dopaminergique de Dahlstrbm et Fuxe (à gauche) et linearis rostralis (à droite). Rat : G X 90. Colchicine intracisternale. BHS - Paraffine - PAP. 72 73 Fig. 17 Coupe transversale du mésencéphale rostral et ventral ; IR-G-CCK dans des corps cellulaires neuronaux de la région dopaminergique de Dahlstrom et Fuxe. Rat : G x 192. Colchicine intracisternale. BHS - Paraffine - PAP. Fig. 18 Coupe sagittale du mésencéphale rostral : IR-G-CCK dans des corps cellulaires neuronaux de la région dopaminergique A^q de Dahlstrom et Fuxe (en haut et à gauche) et IR-G-CCK dans de nombreuses terminales nerveuses du noyau interpédonculaire voisin. Rat : G x 400. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP. 74 75 Fig. 19 Coupe transversale du mésencéphale rostral et dorsal : IR-G-CCK dans les corps cellulaires neuronaux du noyau linearis rostralis (AS : aqueduc de Sylvius). Rat : G x 220. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP Fig. 20 Coupe transversale du mésencéphale rostral et dorsal : IR-G-CCK dans les corps cellulaires neuronaux du noyau linearis rostralis Rat : G x 420. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP 76 77 Fig. 21 Coupe transversale de la protubérance rostrale : IR-G-CCK dans des corps cellulaires neuronaux de la partie caudale du noyau raphes dorsalis (4 V ; 4e ventricule). Rat ; G x 240. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP. 78 79 Fig. 22 Noyau du faisceau solitaire : IR-G-CCK dans des terminales nerveuses périneuronales. Rat : G X 440. BHS - Paraffine - PAP. J 81 Fig. 23 Coupe transversale de la moelle épinière lombaire : IR-G-CCK dans de nombreuses fibres des régions superficielles des cornes postérieures. Rat : G x 38. PF - congélation - coupe épaisse - PAP. 82 83 Fig. 24 Coupe transversale de moelle épinière lombaire : IR-G-CCK dans des corps cellulaires neuronaux de part et d'autre du canal central (zone X de Rexed). En haut, hémorragie secondaire à l'injection de colchicine dans les cordons postérieurs. Rat : G x 163. Colchicine intramédullaire - PF - congélation - coupe épaisse - PAP. Fig. 25 Coupe transversale de moelle épinière lombaire : IR-G-CCK dans les corps cellulaires neuronaux de part et d'autre du canal central (zone X de Rexed). En haut, hémorragie secondaire à l'injection de colchicine dans les cordons postérieurs. Rat : G x 188. Colchicine intramédullaire - PF - congélation - coupe épaisse - PAP + Hématoxyline-éosine. 84 85 Fig. 26 Hypothalamus : IR-G-CCK dans des corps cellulaires neuronaux du noyau périventriculaire. Rat : G x 140. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP. 86 87 Fig. 27 Hypothalamus : IR-G-CCK dans des corps cellulaires neuronaux du noyau paraventriculaire (PV) supraoptiques accessoires (Acc) et supraoptiques (SO). Rat : G x 80. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP. 89 Fig. 28 Hypothalamus, noyau paraventriculaire : IR-G-CCK dans des corps cellulaires striés à la périphérie du noyau. Rat : G x 130. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP. 90 91 Fig. 29 Hypothalamus : IR-G-CCK dans plusieurs corps cellulaires neuronaux des noyaux supraoptiques accessoires. Rat : G x 130. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP. 93 Fig. 30 Hypothalamus coupe sagittale : IR-G-CCK dans des corps cellulaires neuronaux de la partie dorsale du noyau supraoptique. Rat : G x 160. Colchicine intracisternale - BHS - Paraffine - PAP. 94 Fig. 31 Coupe sagittale du noyau supraoptique : A. IR-vasopressine dans des corps cellulaires de la partie ventrale du noyau B. IR-oxytocine dans des corps cellulaires de la partie dorsale du noyau C. IR-G-CCK dans des corps cellulaires de la partie dorsale du noyau Les flèches indiquent des corps cellulaires neuronaux contenant à la fois une IR-oxytocine (B) et une IR-G-CCK (C). Vache : G x 140 en haut, G x 280 en bas. BHS - Paraffine - PAP. 96 *:»;-,*J'-«t,-.îv,- ÿ -, >1'' '' ' ■■■ >--rC* . «kfôa.. *r^.: ■ ^ V-i ■^-■' ' Sf- :ir'. *-.-’■ «».#■*'' ,%. ■•' . -.J ' -^-'.i 'É»' • f^ •*«•.?;', '^\Æ;.'>' "" »T’ ^^■t*.; >A 97 Fig. 32 Coupe sagittale d'hypothalamus : IR-G-CCK dans des terminales de la partie externe de l'éminence médiane. Chien : G x 360. BHS - Paraffine - PAP. 98 4 99 Fig. 33 Hypophyse : IR-G-CCK dans des terminales du lobe postérieur de 1'hypophyse. Rat : G x 200. BHS - Paraffine - Nomarski - PAP. Fig. 34 Hypophyse, contrôle négatif : absence d'IR-G-CCK dans les fibres nerveuses du lobe postérieur. Le sérum anti-CCK8-S a été absorbé au préalable sur du Sépharose 4B activé couplé au CCK8-S. Rat : G X 200. BHS - Paraffine - PAP. 100 Fig. 35 Hypophyse, contrôle négatif : IR-G-CCK dans de nombreuses cellules du lobe intermédiaire. Chien : G x 180. BHS - Paraffine - PAP. Fig. 36 Hypophyse, contrôle négatif : absence d'IR-G-CCK dans les cellules du lobe intermédiaire. Le sérum anti-CCK8-S a été absorbé au préalable sur du Sépharose 4B activé couplé à 1'heptapeptide gastrinique. Chien : G x 180. BHS - Paraffine - PAP. Fig. 37 Hypophyse : IR-G-CCK dans des cellules du lobe intermédiaire. Chien : G x 360. BHS - Paraffine - PAP. Fig. 38 Hypophyse : 38 A. IR-G-CCK dans des cellules du lobe intermédiaire 38 B. IR-a-MSH dans des cellules du lobe intermédiaire Les flèches indiquent des cellules contenant à la fois une IR-G-CCK (A) et une IR-a-MSH (B). chien ; G x 640. BHS - Paraffine - PAP. Fig. 39 Hypophyse : IR-G-CCK dans des cellules du lobe antérieur. Homme : G x 640. BHS - Paraffine - PAP. 102 Fig. 40 Hypophyse : 40 A. IR-G-CCK dans des cellules du lobe antérieur 40 B. IR-ACTH 17-39 dans des cellules du lobe antérieur Les flèches indiquent des cellules contenant à la fois une IR-G-CCK (A] et une IR-ACTH 17-39 (B). Chien : G x 760. BHS - Paraffine - PAP. , 104 . 105 V. CONCLUSIONS V. 1. Un matériel de type gastrine-cholécystokinine a été mis en évidence dans le cerveau de nombreux vertébrés, ouvrant ainsi la voie à la découverte de différents peptides dits "digestifs" dans le système nerveux central. V. 2. Dans le système nerveux central, ce matériel est de type cholécystokinine essentiellement l'octapeptide terminal de la cholécystokinine sous sa forme sulfatée biologiquement active. Ce matériel est extractable soit par l'ébullition, soit par des solvants organiques, dosable par radioim.munoessai et mis en évidence par immunohistochimie. V. 3. La "cholécystokinine" est présente dans le système nerveux central chez le rat et chez l'homme avant la naissance. La période d'augmentation rapide de la "cholécystokinine" chez le rat se situe entre le 10e et le 15e jour après la naissance. V. 4. Par immunohistochimie et radioimmunoessai, la distribution de l'im.munoréactivité de type cholécystokinine a été étudiée de façon complète dans le cerveau du rat (corps cellulaires neuronaux, terminaisons nerveuses, fibres nerveuses longues). La cholécystokinine est présente à de nom­ breux niveaux : le cortex cérébral, le corps strié, le système limbique, l'hypothalamus, les noyaux du raphé, la substance noire, le bulbe et la moelle épinière. Les terminaisons nerveuses télencéphaliques ont une origine essentiellement locale mais partiellement mésencéphalique. V. 5. Des arguments indirects permettent de penser qu'il existe une voie mésencéphalo-télencéphalique où coexistent dans les mêmes fibres nerveuses la cholécystokinine et la dopamine. Cette voie unit surtout la région A^q de Dahlstrbn,A. et Fuxe, K. (1964), et certains noyaux du système limbique. La coexistence de CCK et de dooamine a été démontrée par d'autres de façon plus directe dans certains corps cellulaires neuronaux de la substance noire et du tegmentum mésencéphalique ventral. . 106 V. 6. Il existe de l'immunoréactivité de type cholécystokinine dans les neu­ rones des noyaux magnocellulaires hypothalamiques, paraventriculaires et supraoptiques, et dans les fibres de l'éminence médiane externe et de la neurohypophyse surtout chez le rat et le boeuf. La coexistence d'oxytocine, de neurophysine I et d'immunoréactivité de type cholécysto­ kinine a pu être démontrée dans certains de ces neurones. V. 7. Dans l'hypophyse, il existe dans le lobe antérieur chez l'homme et dans dans les lobes antérieur et intermédiaire chez le singe, le chien, le porc et le boeuf, des cellules glandulaires contenant un matériel immunoréactif de type gastrine-cholécystokinine. Ce matériel a été identifié par d'autres comme étant un matériel gastrinique. Dans certaines de ces cellules, on observe la coexistence d'ACTH (lobe antérieur) ou d'a-MSH (lobe intermédiaire) avec le matériel immunoréactif de type gastrinecholécystokinine. V. 8. Il existe une importante concentration de terminaisons nerveuses IRcholécystokinine en rapport avec les afférences sensitives somatiques ou végétatives c'est-à-dire dans les régions II et III de la moelle épinière ou dans le noyau du faisceau solitaire. Il existe également des corps cellulaires neuronaux IR-cholécystokinine dans le intermedio-médial noyau de la moelle lombo-sacrée. V. 9. Conclusion générale Cette étude et divers résultats expérimentaux conduisent à penser que la "cholécystokinine" cérébrale peut jouer un rôle à différents étages du système nerveux. Citons le cortex cérébral et les systèmes limbique et mésolimbique, les voies dopaminergiques nigro-striées ou mésolimbiques, les afférences vagales ou sensitives, les relations hypothalamo-hypophysaires, et l'hypophyse. Des résultats déjà obtenus chez l'animal montrent l'implication du CCK8-S cérébral dans des phénomènes comme la neurotransmission, l'épi­ . 107 lepsie, la sédation, la faim, l'obésité et l'analgésie. L'action inhitrice du CCK8-S sur le turn-over de la dopamine permet d'envisager de le faire intervenir dans la pathogénie et la thérapeutique de certaines affections où l'activité des récepteurs dopaminergiques a été montrée trop élevée comme dans la schizophrénie. Son intervention dans d'autres affections dégénératives des noyaux de la base comme la maladie de Parkinson idiopathique ou la chorée de Huntington est également à considérer. 108. REFERENCES , rlfaiiàM'i'iâÉtf>i<fi'jihirthl''^ii ... ',«- ; iijtfj^iAitiiiimiiiiif’'r'ii^ ^Vi r-' i(liii Én ■iüiartrii 109. ANIKA, S.M., HAUPT, T.R. and HAUPT, K.A. Cholecystokinin and satiety in pigs. Am. J. Physiol. 240 (Reg. Int. Comp. Phys. 9), R310-R318, 1981. AXELROD, J. 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Pathologie findings in " idiopathic orthostatic hypotension " its relationship to Parkinson's disease. Arch. Neurol. 22, 207-214, 1970 ). Dans la variante d'epilpesie-myoclonie d'Unverricht-Lundborg avec corps de Lafora l'applica*ion de l'histochimie à la microscopie électronique permet de montrer que des polysaccharides sont présents dans des filaments intraneuronaux de 8-13 nanomètres de diamètre .. Ces résultats et des données biochimiques suggèrent qu'un déficit intra-neuronal en enzyme branchant (^-1, 4-glucan: <L-\, 4-glucan 6-glycosyl transferase ) est présent dans cette maladie ( Vanderhaeghen, J. J. Corrélation between ultra-structure and histochemistry of Lafora bodies. Acta Neuropath. 17, 24-36, 1971 ).