3 Résultats

3 Résultats
3.1 Introduction
Le cycle de vie d’une plante abouti toujours à
une multiplication des graines à partie d’une
seule.
Mais que se passe-t-il entre le semis et la
formation des prochaines graines? .
Nous savons que, pendant ce temps, la plante
vit, elle augmente de taille, elle présente des
changements morphologiques, physiologiques
et biochimiques.
Le poète scientifique Johann-Wolfgang Goethe
dans l’ouvrage intitulé « La métamorphose des
plantes » écrit en 1790, décrit le cycle de vie
d’une plante idéal de la façon suivante:
éternelles; mais en cycle nouveau tôt succède à
l’ancien, pour que se continue à tout jamais la
chaîne, et que tout et partie soient animés de
vie.
3.2 Cycle de vie
d’Arabidopsis thaliana
La taille moyenne d’une graine sèche
d’Arabidopsis thaliana est de 0.3 mm x 0.5
mm comme il est montré dans la figure 4. Ces
valeurs ont été obtenues en faisant une
moyenne sur 5 graines du même écotype (Ws)
récoltées en novembre 2000.
Dans le sec le noyau garde vie immobile,
adonné à l’humidité douce, il se gonfle et se
tend, et s’élève aussitôt de la nuit qui
l’entoure; mais quand il apparaît, la forme en
reste simple, dans les plantes aussi, c’est de
l’enfant le signe.
Tout aussitôt se dresse une pousse suivante,
ajoute nœud à nœud, renouvelle la prime force,
non, certes, toujours la même; car la feuille
suivante est toujours, tu le vois, mieux formée,
plus
variée,
plus
étendues,
plus
échancrées,mieux séparées en pointes et
parties, celles qui reposaient mêlées en
l’organe inférieur.
Enfin elle culmine en perfection précise […]
Bientôt la forme montre de plus doux effets[…]
La hampe de la tige se forme plus parfaite.
Mais sans feuilles, très vite, le pédoncule
s’élève et le regard découvre une merveille.
Tout autour en un cercle, comptées et
innombrables, la feuille plus petite se joint à sa
semblable.
Pressé autour de l’axe, le calice protecteur se
révèle, lançant vers la suprême forme corolle
colorées […] les plus tendres des formes
apparaissent en double, destinées à s’unir.[…]
Hymen descend sur eux et des vapeurs
splendides versent de doux parfums vivifiant
l’alentour.
Des germes bien distincts s’enflent alors sans
nombre, au sein de fruits renflés cachés et
protégés, nature clôt l’anneau des forces
area ≈ 480110 pixel
area = 182267 pixel
0.2mm*0.2mm=0.04mm2
Surface moyenne un mm 2 de la graine sèche:
area = 480110/182267*0.04 ≈ 0.1mm2
Figure 4. Calcul de la surface de la graine sèche
d’Arabidopsis thaliana écotype Ws. Les
photographies avec la règle millimétrée ont été
prises par le Dr M. Crèvecoeur du laboratoire
d’Histologie et Cytologie Végétales de l’Université
de Genève.
Les figures 5 et 6 permettent d’avoir une vison
générale du cycle de vie d’Arabidopsis
thaliana. Dans nos conditions (voir Matériel)
la plante nécessite environ 65 jours pour
effectuer le cycle complet (obtention des
nouvelles graines).
27
29 jours
22 jours
8 jours
15 jours
1 cm
cotylédons
radicule
36 jours
43 jours
Figure 5. Cycle de vie d’Arabidopsis thaliana (écotype Ws) en condition de 12 h de lumière et 12 h d’obscurité.
Chaque photo est espacée par un intervalle d’une semaine. Dans la photo de fond, Arabidopsis a atteint l’âge de
50 jours.
28
~55 days
si.
Flower
~45 days
~8 cm
~7-10 days
sepal
sepal
stamen
petal
~25 days
seedling
cot.
~2 mm
Floral
stem
~5 cm
1st
internode
1st le.
petal
carpel
~7 cm
~3 mm
~1 cm
hyp.
+Root
Rosette (upper
view)
+Root
le.
Seed
si.
cot.
ra.
~500 μm
Figure 6. Schéma du cycle de vie d’Arabidopsis thaliana (Degli Agosti et al. 2000) adapté ici pour l’écotype Ws
(L:D =12h:12h, T = 22 +/-1˚C, Hr = 60 +/-5%, intensité lumineuse à la surface de la rosette ~ 30 μmol/m2/s).
Radicule (ra), cotylédon (cot), hypocotyle (hyp), feuilles primaires (1st le), feuilles de la rosette (le), silique (si).
Avec notre système de camera vidéo IR (voir
Méthode) nous nous sommes intéressés à
l’étude des dynamiques macroscopiques
(mouvements et croissance) d’Arabidopsis
thaliana lors de son cycle de vie. La partie
suivante contient les résultats de nos
expériences.
La germination, comme illustré dans la figure
7, peut être divisée en trois phases:
-imbibition(I).
-augmentation de l’activité métabolique(II).
-commencement de la croissance(III).
3.2.1 Germination
Dans la majorité des cas, lors de la maturation
de la graine, la dernière étape est caractérisée
par une dessiccation. La graine sèche va
ensuite rester dans un état de quiescence
métabolique pendant un temps plus ou moins
long. Le commencement de la germination est
intimement lié avec l’hydratation de la graine.
Figure 7. Les trois stades de la germination.
(http://seed.proteome.free.fr/ara.htm)
29
Figure 8. Schéma général des facteurs qui contrôlent la germination d’Arabidopsis (Bentsink et Koornneef
2002). GA=gibbérellines, ABA= acide abscissique, BR= brassinostéroides.
La germination sensu stricto commence par
l’imbibition et fini par la sortie de la radicule et
l’élongation de l’axe de l’embryon (Bewley
1997). Une analyse protéomique de la
germination pour Arabidopsis a permis de
mettre en évidence des nouvelles protéines
associées aux différents stades de la
germination (Gallardo et al. 2001), tandis que
une analyse génétique a mit en évidence
l’existance de locus (ex. comatose)
responsables de la réduction du potentiel de
germination (Holdsworth et al. 2000). L’état
des connaissances sur les mécanismes
moléculaires impliqués dans la germination
d’Arabidopsis est résumé dans l’article écrit
par Bentsink (voir figure 8).
Des animation pour le stade III peuvent être
trouvées sur les deux sites web suivants:
http://www.bio.warwick.ac.uk/millar/Video/m
d5banw3.gif,http://sunflower.bio.indiana.edu/~
rhangart/plantmotion/earlygrowth/germination/
arabidopsis/atgermination.html.
Nous savons que le stade III aboutit à la
formation de la plantule, dont les cotylédons
présentent un rythme circadien (Engelmann et
al. 1992). Le moment de la naissance de ce
rythme à notre connaissance n’a pas été
caractérisé. Nous avons donc effectué une
30
expérience pour définir le commencement du
rythme
circadien
des
cotylédons
d’Arabidopsis. Un support a été construit pour
cette expérience (figure 9) sur lequel une
graine, n’ayant pas subi de vernalisation
précédemment, a été positionnée.
une fois que l’hypocotyle se trouve en position
verticale. Les changements ou décroissances
rapides de la surface sont dû à des
mouvements « rapides » de la radicule ou des
cotylédons. Il est important de noter que la
radicule a la capacité de pénétrer un petit peu à
l’intérieur du filtre à charbon et sa position par
rapport aux sources lumineuses de 950 nm
peut varier. Ces événements impliquent une
variation de la luminosité des pixels qui
peuvent ne plus être détectables par la valeur
du seuil (filtre) choisi dans le programme
area.m.
Filtre de charbon qui mouille
dans l ’eau et pemet de mantenir
humide le support sur lequel est
posée la graine.
Boite de Petri
remplie d ’eau
Support couvert d ’un
filtre à charbon sur lequel
se trouve la graine
Figure 9. Support pour l’étude de la germination
Des photos digitales prises tous les 15 min ou
10 min nous ont permis de suivre la
dynamique de croissance et des mouvements à
partir du commencement du stade III (pour
Arabidopsis il faut compter environ 3 jours
après le commencement de l’imbibition). Nous
avons ainsi obtenu des animations (voir CD:
Germ1.avi et Germ2.avi). Le calcul de
l’évolution de la surface a été obtenu à l’aide
du programme area.m (voir 2.3.3.3.1
Programmes). Les résultats sont présentés dans
la figure 10. Trois phases on été mise en
évidence:
-phase 1: croissance de la radicule.
-phase 2: sortie des deux cotylédons de la
graine.
-phase 3: plantule complète, commencement
du rythme circadien des deux cotylédons.
Par nos observations nous pouvons dire que les
cotylédons
commencent
à
se
lever
verticalement pendant la nuit et à se
positionner horizontalement pendant le jour,
31
Sortie de la
radicule
mm2
3
2
1
Détachement
premier cotylédon
0.8
0.6
Détachement
deuxième cotylédon
1
Enroulement
de la racine
0.4
Mouvement circadien
des cotylédons
0.2
0
0
1
2
3
4
5
6
Temps (jours)
Enveloppe de
la graine
Figure 10. Dynamique d’éclosion de la plantule d’Arabidopsis thaliana (voir CD Germ1.avi). La surface (mm2)
a été calculée à l’aide du programme area.m. Intervalle de temps entre chaque photo=15 min.
32
3.2.2 Plantule
Dans la littérature on trouve quatre types de
dynamiques qui ont été décrites pour la
plantule d’ Arabidopsis thaliana:
-Stade de la plantule d’Arabidopsis: les deux
premières feuilles commencent à êtres visibles
(~ de 8 à 11 jours du semi).
-Camera objectif: macro.
1) circumnutation de la radicule.
2) circumnutation de l’hypocotyle.
3) croissance circadienne de l’hypocotyle.
4) mouvement circadien des cotylédons.
Les images (vue du dessus) ont été traitées
avec le programme centregravity.m (voir
2.3.3.3.1 Programmes) pour détecter les
mouvements du centre de gravité (voir CD
cotycentregravity.avi). Comme on peut le voir
dans la figure 12 les déplacements du centre de
gravité forment une maille difficilement
compréhensible. Ce sont des très petits
déplacements (amplitude maximale 0.5 mm)
qui gravitent autour d’un attracteur. Ces
mouvements sont affectés par le mouvement
circadien des cotylédons (voir figure 12
graphique(b) coordonnée y). Pendant la phase
diurne du quatrième jour (voir graphique a
figure 13) nous avons remarqué des variations
rapides de la surface des cotylédons. Cette
variation est visible aussi dans la coordonnée x
du graphique (b) de la figure 12. Par analyse
plus détaillée de cette zone nous avons pu
démontrer que ces variations correspondent
surtout à des mouvements irréguliers avec des
micronutations (terme inventé par Heathcote
1966) probables. Des mouvements de
circumnutation de l’hypocotyle ont aussi été
détectés (voir graphique (b) figure 13).
Par l’analyse de fréquence (voir figure 21) de
ces oscillations ultradiennes nous avons trouve
une période d’environ 2h.
Des études effectuées sur la circumnutation
d’Arabidopsis ont observé que la majorité des
hypocotyles se déplacent dans l’espace avec
irrégularité et que seulement 10% effectuent
des mouvements de circumnutation (Orbovic
et Poff 1997). En plus il semble que la lumière
bleue stimule les plantules à se courber vers la
source de lumière (phototropisme), tandis que
la lumière rouge aurait un effet d’inhibition sur
la circumnutation (Orbovic et Poff 1997).
Nous n’avons pas effectué d’autres
expériences pour approfondir ce type de
dynamique. Il est en tout cas important de ne
pas oublier qu’à ce stade la structure de la
plante est encore fragile et simple.
Nous n’avons pas effectué une expérience pour
observer les mouvements de circumnutation
de la radicule (figure 11 et CD
root_movie.avi). Des mutants senestrogire
(1-6C) et des mutants qui présentent les deux
sens de rotation (aux-1) ont été trouvés pour
Arabidopsis (Marinelli et al. 1997).
Figure 11. Mouvement ondulatoire effectué par la
radicule d’Arabidopsis thaliana posé sur une
plaque d’agar incliné (30-60˚).
http://www.oeb.harvard.edu/faculty/holbrook/proje
cts/arabidopsis/arabidopsis.htm.
Pour les mouvements de circumnutation et
micronutation de l’hypocotyle (Schuster et
Engelman 1997) nous avons effectué deux
expériences, pour voir si l’écotype Ws présente
aussi ce type de dynamique.
Expérience 1(voir CD cotysoustraction.avi)
-Total time = 24 h (durée de l’expériance).
-Intervalle = 2 min (dt entre deux photos).
-Stade de la plantule d’Arabidopsis: ~ 7 jours
du semi.
-Camera objectif: macro.
Expérience 2 (figure 12)
-Total time = 3 j (durée de l’expériance).
-Intervalle = 5 min (dt entre deux photos).
33
2.3
a
Coordonné e y (mm)
2.2
Attrac teur
2.1
2
1.9
1.8
1.7
2.3
1.6
2.2
2.1
2
1.9
1.8
1.5
1.7
1
1.6
1.1
1.2
1
1.1
1.2
1.3
1.4
1.5
1.3
1.4
1.5
1.6
Coordonné e x (mm)
1.5
1.6
coordonnées x y (mm)
Sur fac e des c otylédons (mm2 )
4.5
b
4
Surfac e des cotylédons
3.5
3
2.5
Coordonné e y
2
1.5
Coordonné e x
1
0
1
2
3
4
5
Temps ( jou rs)
Figure 12. Le graphique (a) montre les mouvements du centre de gravité (coordonnées x y) calculé à l’aide du
programme centregravity.m en utilisant des images (vue du dessus) espacées de 5 min. Dans le graphique (b) on
peut voir la corrélation entre les oscillations de l’évolution de la surface des cotylédons (voir figure 13) et les
déplacements des coordonnées y et x. Les oscillations rapides de la coordonnée x correspondent à des
mouvements de circumnutation de l’hypocotyle (pour plus de détails voir figure 13 et 20).
En effet l’élongation de l’hypocotyle a été
pendant longtemps reconnu comme étant
particulièrement
sensible
aux
facteurs
endogènes et environnementaux.
Des composés biochimiques tels que les
gibbérellines ou les auxines sont souvent
associés à une augmentation de l’élongation
tandis que les cytokinines, l’acide abscissique
et l’éthylène avec une inhibition de la
croissance. Notre expérience nous a permis
d’observer
des
variations
rythmiques
circadiennes de la vitesse de croissance de
l’hypocotyle d’Arabidopsis pour l’écotype Ws.
Comme on peut le voir dans la figure 13
l’hypocotyle croît surtout le jour (Δx) quand
les cotylédons sont en position horizontale et
ne croît quasiment pas la nuit. Par nos mesures
nous avons pu estimer une vitesse maximale
de 0.6 mm/h pour la croissance de
l’hypocotyle.
Des travaux effectués sur l’élongation de
l’hypocotyle
d’Arabidopsis
(écotypes:
Columbia gl1, C24 et La(er)) ont observé
l’inverse: c’est quand les cotylédons se
trouvent en position verticale (nuit) que la
vitesse d’élongation de l’hypocotyle est
maximale (Dowson et Millar 1999). Des gènes
responsables de la diminution de la période
(toc1-1 mutant) ou qui inhibent l’arrestation de
la croissance diurne de l’hypocotyle (elf3)
permettent de confirmer l’hypothèse que
l’horloge moléculaire circadienne qui contrôle
le mouvement des cotylédons est impliqué
aussi dans le contrôle de l’élongation
rythmique de l’hypocotyle d’Arabidopsis
thaliana (Dowson et Millar 1999). Comme le
mouvement rythmique des cotylédons aussi le
rythme d’élongation de l’hypocotyle fait partie
des premier rythmes circadiens que l’on peut
observer au cour du cycle de vie d’Arabidopsis
thaliana.
Le rythme circadien semble jouer un rôle très
important pour l’économie de la plante. Dans
la partie suivante nous allons essayer de suivre
l’évolution du rythme circadien le long de la
vie de la plante.
34
Δx
4.5
a
Longer de l ’hypocotyle (mm)
Surface des cotylédons (mm 2 )
4
3.5
3
2.5
2
1.5
1
0
1
2
3
Temps (jours)
4
5
Coordonnées y (mm)
2.16
b
2.14
2.12
2.1
2.08
2.06
2.04
2.02
2
1.1
1.15
1.2
1.25
1.3
1.35
1.4
1.45
Coordonnées x (mm)
Figure 13. Plantule vue latéralement et du dessus, du 9-12-02 (11:21h) au 14-12-02 (12:49) semis le: 2-12-02
(14:25h). La longueur de l’hypocotyle a été calculée avec l’outil mesure de Photoshop en utilisant des photos
(vue latérale) espacées de 3h. Le Δx correspond à la croissance de l’hypocotyle en trois heures. Le calcul de la
surface a été obtenu à l’aide du programme area.m, avec des photos (vue du dessus) espacées de 5 min. Dans
cette figure nous pouvons voir la relation entre la vitesse de croissance de l’hypocotyle et la position des
cotylédons. L’hypocotyle croît principalement pendant que les cotylédons se trouvent en position horizontale,
cela correspond avec la phase lumineuse. Les mouvements rapides pendant la phase diurne du quatrième jour
(graphique a), correspondent à des mouvements irréguliers et de circumnutation de l’axe de l’hypocotyle. Le
graphique b montre la trajectoire d’un mouvement de circumnutation (Δx=0.25mm, Δy=0.12mm et Δt=2h10) qui
se trouve à l’intérieur de la trajectoire totale (voir figure 12). Les résultats de l’analyse de fréquence de ces
mouvements sont visibles dans la figure 21.
35
3.2.3 Rythme circadien
La nature intracellulaire des oscillateurs
circadiens, et les mécanismes moléculaires
(feedback) qui les régissent commencent à être
décryptés (Cermakian 2001). Les approches
génétiques développées chez la drosophile et
plus récemment chez la souris ont conduit à la
caractérisation de gènes d’horloge largement
conservés au cours de l’évolution (gènes
clock).
Pour les végétaux les premiers modèles
moléculaires
capables
d’expliquer
partiellement ces phénomènes rythmiques sont
apparus (McClung et al. 2002, Yonovsky et al.
2003). Nous connaissons actuellement
quelques gènes dont l’activité oscille de façon
rythmique (Millar 1999, Alabadi et al. 2002).
Des premières tentatives d’analyse d’une partie
du trancriptome pour Arabidopsis thaliana
(Davis et Millar 2001) ont montré que
nombreux
gènes
impliqués
dans
la
transduction de signaux et dans diverses voies
métaboliques sont réglés par des rythmes
circadiens et/ou par la lumière.
La classification physique des rythmes est
basée sur la longueur de la période
d'oscillation. On distingue donc les rythmes :
Domaine :...............................………..Période
Ultradien :……………………………….<20 h
Circadien :…………………..………24 +/- 4 h
Infradien :………………………….……>28 h
Circaseptien:…………………….…….7 +/- 3 j
Circadiseptien :……………………...14 +/- 3 j
Circavigintien :………………………21 +/- 3 j
Circatrigintien :……………………...30 +/- 5 j
Circannuel :………………….…….1 a +/- 2 m
h = heures ; j = jours; m = mois ; a = année
Parmi ces rythmes, les plus étudiés en biologie
sont les rythmes circadiens (du latin circa:
autour et dies: jour ) ou nycthéméraux.
Les horloges circadiennes génèrent des
rythmes dont la période est d’environ 24
heures.
Elles sont présentes chez la plupart des
organismes vivants et interviennent dans le
contrôle de fonctions physiologiques variées.
Alors que leur période est génétiquement
déterminée, leur phase est sensible aux stimuli
environnementaux tels que la lumière et la
température, ce qui permet leur entraînement.
3.2.3.1
Mouvement circadien des
feuilles d’Arabidopsis thaliana
Les premiers écrits concernant la description
des rythmes circadiens remontent au 4ème siècle
avant J.-C. Durant les marches de l'armée
d'Alexandre le Grand, le scribe Androsthènes
décrivit le comportement nycthéméral des
feuilles du tamarinier: celles-ci s'ouvraient le
jour et se refermaient la nuit, mais ce rythme
fut interprété comme une simple réponse
passive à un environnement cyclique. Cette
idée fut acceptée pendant de nombreux siècles
durant.
Nous connaissons actuellement quelques
plantes dont les feuilles se lèvent et se baissent
avec une rythmicité circadienne d’origine
endogène: (ex. Phaseolus multiflorus Bünning
1967, Spinacia oleracea Degli Agosti 1985,
Arabidopsis thaliana Engelman et al. 1992).
De nombreuses autres plantes positionnent les
feuilles horizontalement pendant le jour
(surface maximale) et les lèvent ou les baissent
pendant la nuit (voir Oxalis animation:
http://sunflower.bio.indiana.edu/~rhangart/plan
tmotion/movements/leafmovements/oxalis/oxa
lis.html). Ce mouvement est le résultat du
Figure 14. Schéma qui montre que les rythmes sont
sous le contrôle d’une horloge interne sensible aux
facteurs externes.
36
changement de pression hydrostatique
(turgescence) dans des régions plus ou moins
caractérisées selon l’espèce. Pour Phaseolus
vulgaris nous savons que le pulvinus
(caractéristique des Fabacée) est l’organe qui
engendre le mouvement des feuilles. Pour
Arabidopsis thaliana les choses sont un peu
moins claires. Nous n’avons pas de pulvini,
mais comme le montre la figure 16 le
mouvement des cotylédons peut être
décomposé en deux angles (α, β), dont l’angle
β est celui qui présente la plus grande
variation. Par cette expérience nous avons pu
démontrer que le mouvement circadien des
cotylédons
pour
l’écotype
Ws
est
principalement localisé dans la région entre
le limbe et le pétiole. Il est possible que ces
changements de l’angle des feuilles soient
causés par une élongation asymétrique de la
région que nous venons de caractériser (Millar
1999). Des animation sur ce type de
mouvement peuvent être vues sur le
web:http://www.dartmouth.edu/~rmcclung/Mo
reMovies.html ou dans le CD compilé pour ce
travail (cotymov.avi).
Ce rythme on le retrouve tout le long de la
vie de la rosette (voir figure 17, 18 et 19 et
dans le CD Circadien.avi). Des observations
faites par d’autres auteurs sur les mouvements
rythmiques des cotylédons ont pu mettre en
évidence l’origine endogène de ce mouvement
(Engelman et al. 1992, Degli Agosti et al.
2000). Nous avons effectué une expérience sur
une rosette de 4 feuilles + 2 cotylédons jusqu’à
6 feuilles + 2 cotylédons pour voir si en
lumière continue les feuilles se lèvent et se
baissent toujours. Par analyse de l’évolution de
la surface de la rosette vue du dessus nous
avons obtenu le graphique 1 de la figure 20.
Comme pour les cotylédons le mouvement est
maintenu en lumière continue, mais nous
observons
l’apparition
d’un
rythme
ultradien pendant l’hypothétique phase
nocturne (voir CD feuilleultradien.avi). Déjà
chez l’hypocotyle de la jeune plantule (voir
figure 12 et 13 ) on avait rencontré des
mouvements ultradien, mais pendant la phase
diurne.
Après avoir choisi la fenêtre d’intérêt à
l’intérieur de notre signal et soustrait la courbe
de tendance nous avons effectué une analyse
de fréquence à l’aide de la première partie du
programme
timefreq.m
(voir
2.3.3.3.1
Programmes). Ce programme effectue d’abord
une analyse de Fourier du signal en question et
en suite par la sélection de/des fréquences plus
importantes reconstruit un signal, ce qui
permet une comparaison visuelle avec le signal
original.
Par nos mesures nous avons pu déterminer une
période principale endogène de ~ 25,5h pour
les mouvements circadiens des feuilles en
lumière continue (voir graphique 2 figure 20).
Cela signifie que la période endogène serait un
peu plus grande du cycle jour nuit de 24h.
Pour les oscillations ultradiennes des feuilles
l’analyse a permit de déterminer une période
de ~ 1.8h (voir figure 21). Des études
effectuées sur les mouvements des feuilles
d’Oxalis regnellii ont permit de détecter
l’apparition de rythmes ultradiens, dont
l’origine reste encore inconnue, avec un
probable lien avec l’intensité lumineuse
(Pedersen et al. 1993). Il est intéressant de
remarquer que ces oscillations ultradiennes
apparaissent et disparaissent avec une
rythmicité circadienne. La présence de rythme
ultradien avec une régulation cicadienne a
déjà été observée dans d’autres plantes.
La théorie du moment de singularité dit que si
un traitement x est donné à un moment t il se
peut qu’on observe l’arrêt d’un rythme. Des
expériences faites sur les feuilles du haricot ont
permit d’annuler le rythme circadien par un
moment de singularité et observer une
persistance du rythme ultradien (Kayali 1995).
Les interconnections entre les rythmes reste
encore un domaine obscur, mais sûrement de
grand intérêt.
Si l’on continue dans l’étude du cycle de vie
d’Arabidopsis on constate qu’un changement
des oscillations régulières est observable dans
la figure 18. Comme il est indiqué dans la
figure cet événement coïncide avec la chute de
l’hypocotyle. Une vue latérale avec la
dynamique du centre de gravité (croix noires)
permet de mieux visualiser ce phénomène
(figure 22). La chute dure environ 7 ½ h. La
plante a besoin ensuite d’environ 7 jours pour
retrouver un nouvel équilibre. La trajectoire du
centre de gravité qui est visible sur le graphe
de la figure 22, pourrait faire supposer que le
centre retourne au même point de départ, une
vérification avec la vue du dessus (pas illustré)
permet de compléter l’information de la vue
latérale. Nous avons donc pu conclure que la
plante effectue une trajectoire en forme de
demi-ellipse. Considérant la durée de temps
(jours) de ce phénomène (Collings et al. 1998),
nous pouvons supposer que le gravitropisme
37
pourrait être impliqué dans cette dynamique.
En effet la croissance dirigée de certains
organes (tige, racine) selon le sens de la force
de gravitation, suppose qu'il existe un ou des
systèmes pouvant percevoir le stimulus
gravitropique au sein de la plante (Chen et al
1999). Dans les tiges, il semble que le stimulus
gravitropique soit perçu au niveau de cellules
présentes dans l'endoderme de la zone
d'élongation de la tige (Fukaki et al 1998). Ces
cellules, appelées statocytes tout comme celles
contenues dans la coiffe racinaire, contiennent
de volumineux grains d'amidons qui
sédimentent sous l'effet de la pesanteur, et qui
sont donc aussi appelés statolithes. Cette
sédimentation déclencherait l'activation de
transporteurs membranaires actifs de l'auxine.
L'action de ces transporteurs créerait un
gradient d'auxine entre la face inférieure et
supérieure de la tige. Les concentrations
d'auxine présentes dans la tige correspondent,
par opposition à ce qui existe dans la racine, à
la zone où une augmentation de concentration
d'auxine augmente l'élongation cellulaire. Des
autres modèles de perception de la gravité par
les plantes, font intervenir le rôle du
cytosquelette (Buluska et Hasenstein 1997), les
changements des zones de plus grande tension
de la membrane plasmique qui induisent une
activation des strech activated ion channel , ou
les variation de la polarité du mouvement
cytoplasmique (Staves 1997). Des gènes dont
la mutation affecte la réponse gravitropique
ont été identifiés (Masson et al. 2002). Dans le
cas des tiges, tout comme pour les racines, de
nombreuses incertitudes demeurent quant aux
voies de transduction et de transmission
intervenant dans la réponse gravitropique. Le
phototropisme pourrait aussi être impliqué, en
effet les feuilles retrouvent leur position
parallèle par rapport à la source de lumière.
Nous n’avons pas effectué des expériences
ultérieures pour caractériser de façon plus
détaillée la dynamique de la chute.
détail la durée de vie de ce mouvement
rythmique d’un des cotylédons et des
premières quatre feuilles. Premièrement, nous
avons constaté que le mouvement rythmique
circadien apparaît lors- que la feuille atteint
une certaine taille. Deuxièmement, (bien
visible dans la courbe des oscillations
rythmiques du cotylédon1) nous observons
après un certain temps, une diminution de
l’amplitude du mouvement. On peut donc
schématiser la vie d’une feuille dans les trois
phases théoriques suivantes:
-phase 1: croissance sans mouvements.
-phase 2: croissance avec mouvement
-phase 3: diminution du mouvement et de la
croissance.
Des études sur le mouvement rythmique des
feuilles primaires de l’épinard (Degli Agosti et
Greppin 1988) on permit d’observer la
disparition du mouvement a 4 ½ semaines,
c’est-à-dire lorsque les feuilles secondaires
sont dans leur phase de croissance maximale et
qu’apparaissent déjà les feuilles tertiaires.
Cette observation a permit de formuler
l’hypothèse que la disparition du mouvement
serait probablement du à un empêchement
physique lié à l’anatomie de la plante (rosette).
Dans la figure 23 on peut observer que la
diminution du mouvement du cotylédon (1)
correspond avec l’apparition de la troisième et
quatrième feuille. Cette observation pourrait
alors renforcer l’hypothèse de l’empêchement
physique vu que l’axe de croissance de ces
feuilles est très proche à l’axe de croissance
des deux cotylédons (voir image figure 23).
L’architecture de la rosette joue très
probablement un rôle important dans sa
dynamique. Dans la majorité des plantes à
fleur les feuilles sont disposées en spirale, et
l’angle entre chaque nouvelle feuille et la
feuille précédente est très souvent proche à
l’angle de Fibonacci de 137.5 ° (Jean 1994).
Spiral ( n+5)
Un autre sujet dont nous nous sommes
intéressées lors de l’étude du cycle de vie
d’Arabidopsis est illustrée dans la figure 23.
Comme nous l’avons déjà vu, le rythme
circadien des feuilles est présent tout le long de
la vie de la rosette. A l’aide des animations
nous avons pu voir que les feuilles diminuent
l’amplitude de leur mouvement avec l’âge.
Nous avons donc essayé d’analyser plus en
Spiral génératrice
Spiral (n+3)
38
Figure 15. Schéma d’une coupe transversale d’un
méristème apical avec les trois spirales dessinées
(Callos et Medford 1994).
La disposition radiale des feuilles est connue
sous le terme de phyllotaxie (phyllo = feuilles,
taxie = ordre). La figure 15 illustre la
distribution des bourgeons foliaires autour du
méristème apical.
Trois spirales sont mises en évidence, la
spirale génératrice représente l’ordre de
formation des organes.
Pour Arabidopsis le sens de rotation de la
spirale génératrice est maintenu le long du
développement végétatif et peut être horaire ou
antioraire en égale fréquence (Callos et
Medford 1994). Les évènements qui
déterminent le sens ne sont actuellement pas
encore connus. Des études récentes (Reinhardt
et al. 2000) ont permis de mettre en évidence
la nécessité de l’auxine dans la régulation de
l’initiation de la position radiale des organes
latéraux des plantes.
Nous n’avons pas fait de coupes transversales
au niveau du méristème apical, mais les
mesures de l’angle entre chaque nouvelle
feuille effectuées par d’autres auteurs (voir
figure 15a) confirment la proximité à l’angle
de Fibonacci pour la rosette d’Arabidopsis.
Figure 15a. Coupe transversale d’un méristème
apical d’une plante d’Arabidopsis âgée de 30j.
L’angle P5-P6 et P6-P7 est approximativement de
137.5 degrés. P= primordia foliaire. (Callos et
Medford 1994).
39
Surface des cotylédons (mm2 )
2.4
2.2
2
1.8
1.6
1.4
1.2
1
0
2
4
6
8 10 12 14 16 18 20 22 24
Temps (heures)
β1
β
α
α1
β
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
β1
195
175
angle
angle
α
α1
155
135
115
95
75
0
2
4
6
0
8 10 12 14 16 18 20 22 24
2
4
6
Temps (heures)
8 10 12 14 16 18 20 22 24
Temps (heures)
α et α1 = angle entre l’hypocotyle et le pétiole du cotylédon.
β et β1 = angle entre le pétiole du cotylédon et le limbe du cotylédon.
Figure 16. Décomposition du mouvement circadien des cotylédons d’Arabidopsis thaliana écotype Ws.
40
19
17
Surface (mm2 )
15
13
11
9
7
5
3
1
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
Temps (jours)
Figure 17. Évolution de la surface du 5ème au 16ème jour après le semis (programme utilisé: area.m). Intervalle de
temps entre chaque photo=2h 30min. Jour et heure du semis: 10-04-2002 à 13h30.
41
155
Surface (mm2 )
135
115
95
Chute de
l’hypocotyl
75
55
35
15
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
Temps (jour)
Figure 18. Évolution de la surface du 16 ème au 26 ème jour après le semis (programme utilisé: area.m). Intervalle
de temps entre chaque photo=2h 30. Jour et heure du semis: 10-04-2002 à 13h30.
42
18
16
Surface (cm2 )
14
12
10
8
6
4.
2
0
26
27
28
29
30
31
32
33
34
35
36
37
38
39
40
41
Temps (jours)
Figure 19. Évolution de la surface du 26 ème au 41 ème jour après le semis (programme utilisé: area.m). Intervalle
de temps entre chaque photo=2h 30. Jour et heure du semis: 10-04-2002 à 13h30.
43
45
43
Surface (mm 2)
41
39
37
35
33
31
29
27
0
1
2
3
4
5
Temps (jours)
6
7
8
Signal reconstruit
période = 25.5h
Signal original
Figure 20. La courbe du premier graphique représente l’évolution de la surface de la rosette âgée de ~20j
calculée avec le programme area.m. A partir du troisième jour nous avons substitué la phase nocturne avec une
phase diurne. La persistance du rythme circadien en condition constante de température, humidité et lumière
confirme son origine endogène. L’analyse de Fourier (voir timefreq.m) du signal original entre le troisième et
septième jour auquel nous avons soustrait la courbe de tendance nous a permit de détecter une période principale
de 25.5h. Dans le deuxième graphique nous avons superposé le signale original et le signal reconstruit grâce à la
période principale. Cela nous permet de vérifier visuellement si l’oscillation de 25.5h correspond bien au signal
original. Intervalle de temps entre chaque photo=15min.
44
a
b
d
e
Période principale ≅ 1.8 h
c
Période principale ≅ 1.8 h
f
Figure 21.Mouvements ultradiens des feuilles de la rosette (a,b,c) et de l’hypocotyle (d,e,f) d’Arabidopsis. Les
signaux originaux auquels nous avons soustrait la courbe de tendance se trouvent dans les graphiques a et d. Les
résultats de l’analyse de Fourier (voir timefreq.m) sont présenté dans les graphiques b et e. Nous avons détecté
une période principale de ~1.8h. Dans les graphiques (c,f) nous avons superposé le signal reconstruit avec la
période principale (courbe rouge) et le signal original (a,d), cela permet de conclure que la période de ~1.8h
correspond bien à notre signal original. Intervalle de temps entre chaque photo pour (a,b,c)=15min. Intervalle de
temps entre chaque photo pour (d,e,f)=5min.
45
1)1)27-04-02
22:30h
27-04-02 22:30h
2)2)30-04-02
30-04-02 15:30h
15:30h
3)3)30-04-02
18:00h
30-04-02 18:00h
4)4)30-04-02
20:30h
30-04-02 20:30h
5)5)30-04-02
23:00h
30-04-02 23:00h
6)6)03-05-02
16:00h
03-05-02 16:00h
7)7)06-05-02
06-05-02 14:00h
14:00h
Figure 22. Chute de l’hypocotyle. Les croix noires montrent la localisation du centre de gravité de la plante. La
sélection de la plante a été effectuée à l’aide du lasso magnétique de la palette outil de Photoshop, ensuite la
valeur du centre de gravité a été calculée grâce au programme centregravity.m. Le graphique montre le parcours
effectué par le centre de gravité (vue latérale).
46
20000
18000
Surface des feuilles (pixels)
16000
14000
12000
feuille 4
10000
feuille 3
8000
feuille 2
6000
4000
feuille 1
cotylédon1
2000
0
5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27
Temps (jours)
feuille 1
cotylédon1
feuille 4
feuille 3
feuille 2
cotylédon2
feuille 5
Figure 23. Le graphe montre l’évolution du rythme circadien pour un cotylédon et les premières quatre feuilles.
La sélection des feuilles a été effectue à l'aide de Photoshop pour le calcul de la surface nous avons utilisé le
programme area.m. Il est important de ne pas oublier que la position (angle) de la camera par rapport à l’objet
observé peut affecter les amplitudes des mouvements en les diminuant ou en les amplifiant. Intervalle de temps
entre chaque photo=2h 30. Jour et heure du semi: 10-04-2002 à 13h30.
47
3.2.3.2
transférées dans la chambre de mesure où ce
trouve le dispositif de mesure (voir figure 27).
Un intervalle de temps de 15 min entre chaque
photo a été utilisé pour suivre la dynamique de
croissance des feuilles d’Arabidopsis thaliana
écotype Ws.
Croissance rythmique des
feuilles d’Arabidopsis thaliana
Une grande partie de la biomasse terrestre est
produite par les végétaux. S’intéresser à la
dynamique de croissance des feuilles est donc
un point très important pour mieux
comprendre le comportement de la biomasse
végétale. Les observations antérieures (voir
3.1.3.1 Mouvement circadien des feuilles
d’Arabidopsis thaliana) nous ont permis de
constater que les feuilles se lèvent la nuit et se
baissent le jour avec une rythmicité
circadienne endogène. Pendant ces oscillations
les feuilles augmentent aussi de taille. Le fait
d’avoir simultanément de la croissance et du
mouvement rend l’analyse de la croissance
plus compliquée. Nous avons donc décidé de
bloquer le mouvement des feuilles avec une
bande de parafilm (voir figure 24). Quelques
expérimentations ont été nécessaires pour
obtenir le bon protocole. En effet si la bande
de parafilm est trop courte une fois que les
feuilles ont atteint une taille suffisamment
grande elles se repliaient en assumant une
forme concave. La majorité de ces
changements de formes réversibles nécessitent
environ 2h pour arriver au maximum de leur
courbure, mais un cas où la feuille s’est repliée
en 1h a aussi été observé (voir figure 25a). Ces
« brusques »
changements
de
forme
apparaissent surtout pendant que la feuille se
trouve en condition de lumière continue (voir
figure 25). Nous avons vu que pour les feuilles
d’Arabidopsis la zone où s’effectue la grande
partie du mouvement se trouve entre le pétiole
et le limbe (voir figure 16). La figure 26
montre la différence entre une mauvaise
fixation et une bonne fixation. Pour une bonne
fixation il suffit en effet de laisser sortir un
petit peu la pointe de la feuille. Cela explique
l’apparition du mouvement circadien si la
bande de parafilm est trop courte. La bande de
parafilm à été étiré enfin de diminuer son
épaisseur. Un positionnement adequat des
sources de lumière infrarouges (15 W) permet
de diminuer la réflexion du parafilm, ce qui est
un avantage pour l’analyse d’image. Les
plantes que nous avons utilisées ont été semées
et cultivées au phytotron dans les conditions
environnementales suivantes: température
20°C (±1), humidité 70% (±5), 12h lumière
(tube néon Daylight 6000 lux) 12h d’obscurité.
A l’âge de 22 jours les plantes ont été
Fixation de la feuille
Figure 24. La photo montre la méthode de fixation
des feuilles utilisées pour l’étude de la dynamique
de croissance des feuilles d’Arabidopsis.
100
90
80
mm2
70
60
50
40
30
20
10
0
0
1
2
3
4
5
6
7
8
Temps (jour)
Repliement en forme
concave de la feuille
Figure 25. Le calcul de la surface (mm2) a été
effectué avec le programme area.m. Les
diminutions de la surface sont dues au repliement
de la feuille et à un faible mouvement rythmique
circadien que la feuille arrive a effectuer si la bande
de parafilm n’est pas suffisamment large.
48
65
Surface (mm2 )
60
55
50
45
40
35
0
1
2
3
4
5
6
Temps (heures)
Repliement en Retour à une forme plus aplatie
forme concave
de la feuille
(courbure négative)
Figure 25a. Ce graphique illustre le repliement en forme concave de la feuille d’Arabidopsis thaliana écotype
Ws. Une fois atteint un maximum de courbure négative la feuille retourne lentement à une forme plus aplatie. Ce
mouvement est donc réversible.
80000
Dynamique de la
croissance de la
feuille totale
Surface feuille (pixels)
70000
60000
50000
Dynamique de la
croissance d ’une
partie de la feuille
40000
30000
20000
10000
0
1
2
3
4
5
6
Temps (jours)
Figure 25b. Ce graphique montre la dynamique de croissance de la surface d’une feuille d’Arabidopsis thaliana
écotype Ws obtenu avec le programme area.m en sélectionnant toute la feuille ou une partie de la feuille. Cela
montre que les oscillations rythmiques circadiennes de la croissance sont visibles aussi si le calcul de l’évolution
de la surface n’est effectué qu’avec une partie de la feuille (sélection partielle).
49
65.4 mm2
de la rosette autour de laquelle les feuilles sont
très petites, le problème du chevauchement des
feuilles peut être réduit. Il est en tout cas
inévitable que de temps en temps les feuilles
autour de la feuille photographiée recouvrent
une partie de la feuille analysée. A cause de ce
problème le calcul de l’évolution de la surface
foliaire a été effectué qu’avec la partie libre de
la feuille en question. Une vérification sur la
même feuille, qui permettait la sélection totale
de sa surface et une sélection partielle, a permit
de conclure que la dynamique présente la
même allure (voir figure 25b).
73.5 mm2
CRLrn 100
150.8 mm2
CRLgi 100
128.4 mm2
CRLrn 768
CRLgi 755
Résultats et discussion
mauvaise fixation
A partir des deux courbes (graphique c et d
figure 28) obtenues en faisant la moyenne des
courbes des graphiques a et b (voir figure 28)
nous avons obtenu les deux courbes de vitesse
de croissance (voir graphique e et g figure 28).
La figure 29 contient les résultats de l’analyse
de fréquence faite à partie des 5 derniers jours
des deux courbes de la vitesse de croissance.
Cette analyse a été effectuée à l’aide de la
première partie du programme timefreq.m (voir
2.3.3.3.1 Programmes).
Le fait de ne pas observer des décroissances
dans les courbes de croissance et que la vitesse
de croissance est quasiment jamais négative,
prouve que notre méthode a bien permis
d’annuler le mouvement rythmique circadien
des feuilles. Le maintien des oscillations
rythmiques de la croissance même en lumière
continue prouve que la croissance des
végétaux est très probablement sous le
contrôle d’un rythme circadien endogène.
Grâce à une analyse de Fourier (voir Figure
29) nous avons pu détecter deux périodes (voir
périodes encerclées) d’environ 24h. La valeur
du power correspond à leur importance au
niveau du signal analysé. Nos signaux ne
présentent pas suffisamment d’oscillation pour
que l’analyse de Fourier fournisse un résultat
précis. La méthode de régression, dans ces cas,
permet de mieux déterminer la valeur de la
période principale, en partant de la supposition
que notre signal oscillatoire n’est pas engendré
par des phénomènes de battement d’ondes.
Cette méthode consiste à résoudre une
équation : Acos(2πt/T+Phi) à trois inconnues :
A(amplitude), T(période) et Phi (phase) pour
lesquels la somme de la variance entre le
signal originale et le signal théorique est
minimale.
bonne fixation
Feuille en forme
concave
Figure 26. Les quatre photos illustrent la différence
entre une fixation qui permet d’éviter la courbure
de la feuille (bonne fixation) et une fixation qui ne
le permet pas. Les chiffres indiquent la taille de la
feuille en mm2 calculé avec le programme area.m.
au commencement et à la fin de l’experience.
Des enregistrements d’une durée de 7 jours en
condition de 12h de lumière et 12h d’obscurité
ou de lumière continue nous ont permis, suite
au traitement informatique du lot d’images
(voir 2.3.3.3.1 Programme: area.m), d’obtenir
les courbes des graphiques a et b de la figure
27. Pour ces courbes la valeur de la taille
initiale de la feuille à été ajustée à 0.
Figure 27. Photo du dispositif de mesure qui se
trouve dans une chambre à environnement contrôlé
(voir Matériel et Méthode).
En voulant être le moins invasif possible nous
avons décidé de ne pas couper les feuilles de la
rosette. En choisissant une feuille à l’intérieur
50
b
140
120
120
100
100
mm2
mm2
a
140
80
80
60
60
40
40
20
20
0
0
0
1
2
3
4
5
6
7
0
1
2
3
Temps (jour)
80
80
70
70
60
60
50
50
mm2
mm2
5
6
7
8
6
7
8
6
7
8
d
c
40
40
30
30
20
20
10
10
0
0
0
1
2
3
4
5
6
7
0
1
2
4
5
f
e
55
3
Temps (jour)
Temps (jour)
55
50
50
45
45
40
40
35
35
mm2 /jour
mm2 /jour
4
Temps (jour)
30
25
20
30
25
20
15
15
10
10
5
5
0
0
-5
-5
0
1
2
3
4
5
6
0
7
1
2
3
4
5
Temps (jour)
Temps (jour)
Figure 28. Croissance des feuilles de la rosette d’Arabidopsis thaliana écotype Ws du 22ème au 29ème jour après
le semis. Les graphiques de gauche contiennent les données enregistrées en 12h de lumière et 12h d’obscurité,
tandis que pour celles de droite, après deux jour, l’expérience se déroule en lumière continue. Les graphiques c
et d ont été obtenus en calculant la moyenne des courbes des graphiques a et b. Les graphiques e et f contiennent
la courbe de vitesse de croissance calculée à partir des graphiques c et d. Intervalle de temps entre chaque photo
=15 min, programme informatique utilisé pour l’analyse de l’évolution de la surface: area.m.
51
a
b
c
d
e
f
Figure 29. Analyse de fréquence pour la vitesse de croissance des feuilles d’Arabidopsis thaliana écotype Ws
effectuée avec la première partie du programme timefreq.m. Les graphiques a et b correspondent respectivement
au données des graphiques e et f de la figure 28 à partir du deuxième jour. Les graphiques c et d contiennent
toutes les fréquences (période/cycle), trouvées par analyse de Fourier de la vitesse de croissance. Avec la période
plus importante (power maximal) nous avons reconstruit un signal oscillatoire qui a été superposé au signal
original, le résultat est visible dans les graphiques e et f.
52
1.4
23.7h
a
1.2
L:D (12:12)
mm2 /heures
1
0.8
0.6
0.4
0.2
0
-0.2
-0.4
-0.6
-0.8
0
1
2
3
4
5
6
7
Temps (jours)
0.4
b
25h
lumière continue
mm2 /heures
0.3
0.2
0.1
0
-0.1
-0.2
1
2
3
4
5
6
7
8
Temps (jours)
Figure 29a. Le graphique a contient la courbe de la vitesse moyenne de la croissance des feuilles d’Arabidopsis
thaliana écotype Ws en régime photopériodique L:D (12:12) à laquelle on soustrait la tendance, et une courbe
théorique avec une période (T) de 23.7h calculé avec la méthode de régression. Le graphique b contient la
courbe de la vitesse moyenne de la croissance des feuilles d’Arabidopsis thaliana écotype Ws en lumière
continue à laquelle on soustrait la tendance, et une courbe théorique avec une période (T) de 25h calculé avec la
méthode de régression.
A l’aide de la méthode de régression nous
avons trouvé une période de ~24h pour la
vitesse de croissance des feuilles en régime
photopériodique L :D (12 :12) et de ~25h pour
les feuilles en lumière continue (voir figure
29a). Par cette technique nous avons donc pu
mettre en évidence la présence d’un rythme
circadien endogène de ~25h pour la
croissance des feuilles d’Arabidopsis
thaliana écotype Ws
Par superposition des deux courbes de la
vitesse de croissance moyenne (voir figure 30),
deux différences principales sont observables.
La première, mit en évidence par le rectangle
dans la figure 30, correspond à la première nuit
illuminée pour les feuilles en lumière continue.
53
55
50
45
courbure
positive
mm2 /jour
40
35
30
25
20
courbure
négative
15
10
5
0
Figure 31. Le disque uniformément coloré de gris
correspond à une surface Gaussienne avec une
courbure de zéro. Une réduction de la croissance
dans la région marginale (zone foncé) par rapport à
la région centrale des feuilles induit une courbure
positive. En contraste quand la région centrale croit
plus lentement la feuille assume une courbure
négative (Nath et al. 2003).
-5
0
1
2
3
4
5
6
7
8
Temps (jour)
Figure 30. Superposition des deux courbes de la
vitesse de croissance des graphiques e et f de la
figure 28. Le rectangle met en évidence la région de
plus grande différence entre les deux courbes. Cette
région correspond pour la deuxième courbe
(graphique f figure 28) à la première nuit illuminée.
En règle générale pour la rosette d’Arabidopsis
se sont les feuilles plus âgées qui présentent
une courbure plus importante. Il n’est pas
fréquent de trouver dans la littérature
botanique des études sur la dynamique de
croissance des feuilles, à notre connaissance
une telle étude n’a jamais été faite pour les
feuilles d’Arabidopsis. Tsukaya dans son
article résume l’états des connaissances sur la
régulation du développement des feuilles
d’Arabidopsis (Tsukaya 2002). Des gènes qui
régulent la longueur (ROTUNDIFOLIA3) ou
des gènes qui régulent la largeur
(ANGUSTIFOLIA) de la feuille ont été trouvés
chez Arabidopsis (Tsukaya 2002). Le fait que
la croissance des feuilles s’arrête a une certaine
taille, montre bien que la feuille a une structure
déterminée. Dans un article apparu dans Pour
la Science (Silk et Erickson 1980) les auteurs
proposent de comparer la croissance d’une
plante et l’écoulement d’un fluide. Dans les
deux cas nous avons une dynamique globale
engendrée par la somme de dynamiques
locales. En mesurant la composante de la
vitesse et la divergence de la vitesse pour 250
points sur une feuille de Xanthium ils ont
obtenu une carte de distribution des taux
élémentaires relatifs à l’augmentation de
surface. Cette carte montre une croissance plus
rapide à la base de la feuille (Silk et Erickson
1980). Les feuilles sont donc des structures
beaucoup plus dynamiques de ce que l’on
croit.
Les repliements concaves ou convexes et les
changements de forme que l’on peut observer
lors du cycle de vie traduisent la nature
Pendant cette phase les feuilles en lumière
continue ne présentent pas la croissance
normale de la phase nocturne mais une
croissance réduite. La deuxième différence que
nous avons pu remarquer, c’est que les feuilles
en lumière continue ne présentent pas les pics
d’une durée de ~ 2h 15 min observables au
commencement
de
chaque
journée
(enclenchement des néons) pour la vitesse de
croissance moyenne des feuilles en régime
photopériodique de 12h de lumière et 12h
d’obscurité (voir graphique e de la figure 28).
L’enclenchement de la lumière pourrait donc
être la cause des pics que nous observons. Des
repliements du bord de la feuille ont aussi été
observés en lumière continue (voir figure 25a).
L’enclenchement des néons n’est donc pas le
seul facteur qui pourrait induire la courbure de
la feuille. L’origine du repliement des feuilles
est actuellement encore inconnue. Des études
effectuées sur le contrôle génétique de la
courbure de la surface foliaire on mis en
évidence
l’existence
d’un
gène
(CINCINNATA) dont la mutation affecte la
taille, la courbure et la forme de la feuille de
Antirrhinum (Nath et al. 2003). Une
diminution de la croissance dans la région
marginale par rapport à la région centrale des
feuilles induit une courbure positive. En
contraste quand la région centrale croit plus
lentement la feuille assume une courbure
négative (voir figure 31). Les mécanismes qui
engendrent ces changements de courbure de la
surface foliaire sont encore inconnus.
54
plastique et en même temps, structuré de cet
organe. A priori on ne peut pas exclure une
probable régulation rythmique circadienne
d’une très faible courbure de la surface
foliaire. Nous pouvons donc formuler les deux
hypothèses suivantes pour expliquer les
changement rythmiques de croissance que
nous observons:
-hypothèse 1: les feuilles croissent avec une
croissance isotropique sous le contrôle d’un
rythme circadien endogène.
-hypothèse 2: les feuilles croissent avec une
croissance anysotropique sous le contrôle
d’un rythme circadien endogène.
La deuxième hypothèse nous parait plus
plausible. En conclusion nous pouvons dire
que les feuilles d'Arabidopsis thaliana écotype
Ws croissent plus pendant la nuit que le jour et
maintiennent ce rythme en condition de
lumière continue. Cela prouve bien l’existence
d’un rythme circadien endogène. Il est donc
fort possible que l’horloge circadienne qui
régule le mouvement circadien des feuilles soit
aussi impliquée dans la régulation de la
croissance circadienne des feuilles.
Figure 33. Quercus (American sp.): circumnutation
de la jeune tige, tracé sur un verre horizontal, de
12.50h 22 Février. à 12.50h 24 Février.
De nombreuses plantes présentent des
mouvements
de
circumnutation
de
l’hypocotyle, tige, feuilles, racines, voici une
petite liste:
-Brassica oleracea (hypocotyle)
-Githago segetum (hypocotyle)
-Gossypium (hypocotyle)
-Oxalis rosea (cotylédons et hypocotyl)
-Primula sinensis (cotylédons et hypocotyle)
-Citrus aurantium (Orange) (épicotyle)
-Dioscorea batatas (tige volubile)
-Vicia faba (Fève) (radicule, épicotyle,tige)
-Helianthus annuus (hypocotyle)
-Lathyrus nissolia (tige de la jeune plantule)
-Phaseolus vulgaris (tige volubile)
-Helianthus annus (hypocotyle)
3.2.3.3 Circumnutation
Introduction
Les premières recherches expérimentales sur
les mouvements révolutifs remontent au début
du XIXème siècle, mais c’est Charles Darwin
(Darwin et Darwin 1880) qui a véritablement
ouvert la voie aux travaux ultérieurs. Dans son
ouvrage « The power of movement in plants »
il décrit toute une série de mouvements. Les
figures 20 et 21 illustrent deux exemples de
circumnutation observé par Darwin.
Le terme circumnutation est composé de deux
parties: circum: autour, et nutation:
changement de direction d’un organe végétal
en cours de croissance (petit Robert 1973).
Pour la plantule d’Arabidopsis nous avons vu
que la radicule et l’hypocotyle présentent des
mouvements de circumnutation (voir 3.1.2
Plantule). Comme cela est illustré dans les
figures 5 et 6 (voir 3.2 Cycle de vie
d’Arabidopsis thaliana) dans nos conditions
environnementales (voir Matériel) avec une
photopériode de 12h de lumière et 12h
d’obscurité, une tige centrale (hampe florale)
apparaît environ 35 jours après le semis.
Des études effectuées au sein du Laboratoire
de Physiomatique de Genève avec des capteurs
de croissance sur la dynamique de croissance
Figure 32. Brassica oleracea: circumnutation de
l’hypocotyle pendant 10 heures 45 minutes.
L’image est réduite environ 4 fois par rapport à
l’image original
55
du premier entrenœud de la hampe florale
d’Arabidopsis, ont permis de détecter une
croissance rythmique circadienne endogène,
avec l’auxine comme élément clé (Jouve
2000). Les courbes non lissées de cette étude,
montrent
des
oscillations
ultradiennes
endogènes (période de 18 à 72 min) à
l’intérieur de l’oscillation de base circadienne.
A notre connaissance aucune étude
cinématographique n’a été effectuée pour
caractériser la dynamique des mouvements et
de la croissance du sommet de la hampe florale
d’Arabidopsis
thaliana
lors
de
son
développement. La partie suivante contient les
résultats de nos expériences.
endroit sur l’image originale un carré gris.
Cette opération effectuée sur chaque image
permet d’obtenir une animation (voir data.avi
dans le programme). L’enchaînement des
coordonnées x,y (voir invlongdata.txt dans le
programme) permet de compiler l’animation
de l’évolution de la trajectoire dans le temps en
2D (voir invlongdata.avi dans le programme).
La coordonnée y correspond principalement à
la croissance tandis que la coordonnée x au
mouvement du sommet de la hampe floral. Les
graphiques 35, 36 et 39 permettent de
visualiser les trajectoires des coordonnes x et y
dans le temps. Pour approfondir notre étude
nous
avons
placé
deux
caméras
perpendiculairement (90°±5°) l’une par rapport
à l’autre afin d’avoir la dynamique vue du
dessus et ainsi pouvoir reconstruire la
trajectoire en 3D (voir figure 45). Enfin nous
avons utilisé un dernier programme (voir
2.3.3.3.1 Programme : vitesseangle.m) qui
permet de bien visualiser les changements de
sens de rotation, calculer la vitesse angulaire,
les déplacements du centre de gravité et les
variation d’amplitude de la trajectoire, à partir
des images vues du dessus traitées d’abord
avec le programme centregravity.m. Les
périodes des signaux oscillatoires détectées
lors de cette étude sont ensuite caractérisées à
l’aide du programme timefreq.m.
Matériel et Méthode
Pour l’étude de la dynamique du sommet de la
hampe floral d’Arabidopsis nous avons utilisé
un intervalle de temps entre chaque photo de
15 min. Cet intervalle permet de visualiser des
dynamiques ultradiennes. Les programmes
compilés pour ce travail (voir 2.3.3.3.1
Programmes: centregravity.m, invlong.m,
vitesseangle.m et timefreq.m) nous ont permis
d’affiner notre recherche afin de mieux
caractériser cette dynamique. La figure 34 (8
plantes en 12h de lumière et 12h d’obscurité)
et la figure 37 (4 plantes en lumière continue)
montrent les dynamiques espace-temps (x,y,t)
obtenues suite au traitement des photos
latérales avec le programme inlong.m. Le
principe de fonctionnement de ce programme
est très simple, la seule chose qu’il nécessite à
la base, sont des images bien contrastées.
D’abord il transforme l’image en 256 niveaux
de gris en noir (0) et blanc (255) à l’aide d’un
filtre. Ensuite en commencent par le haut il
calcule la somme des pixels qui composent la
première ligne, la deuxième, la troisième,….
Chaque fois que la ligne est composée
seulement de pixels noirs la somme sera 0.
Une fois que le programme rencontre le
premier pixel blanc (somme≠0) il va descendre
un certain nombre de lignes (ex. 25) qui
correspondent environ à la hauteur de
l’inflorescence finale. Cette opération permet
d’atténuer les aberrations de la détection du
sommet de la hampe de part les mouvements
des feuilles de l’inflorescence. Enfin, à partir
des pixels blancs qui se trouvent dans cette
zone il va calculer un centre de gravité (x,y).
Pour vérifier visuellement où se trouvent les
coordonnées (x,y), le programme dessine à cet
Resultat et Discussion
En compilant les films avec le lot d’images
accumulées sur un arc de temps de ~ 6 jours,
nous nous sommes aperçus que le sommet de
la hampe florale d’Arabidopsis effectue des
mouvements
circulaires
elliptiques
et
pendulaires, qui peuvent varier d’amplitude et
sens de rotation dans le temps (voir CD
circumH.avi et autres). C’est mouvements sont
rassemblés sous le terme général de nutation
ou plus spécifiquement pour les mouvements
de rotation sous le terme de circumnutation.
Nous n’avons pas trouvé dans la littérature des
études effectuées sur ce type de mouvements
pour la hampe florale d’Arabidopsis thaliana.
Par l’observation des silhouettes des courbes
(voir composante x figures 35,36 et 39), en
règle générale, mais pas absolue, nous pouvons
affirmer que la hampe florale parcourt des
trajectoires plus amples pendant la nuit. Les
composantes x de la figure 35 et du graphique
f de la figure 36 montrent des fluctuations
rythmiques circadiennes des amplitudes.
56
140
110
a
100
b
120
90
80
100
70
60
80
Chute de
la hampe
50
60
40
30
40
20
20
-100
10
20
30
40
50
60
70
80
-80
-60
-40
-20
0
20
40
160
160
c
140
d
140
120
120
100
100
80
80
60
60
40
40
20
20
30
40
50
60
70
80
90
20
160
30
40
50
60
70
80
90
180
e
140
f
160
140
120
120
100
100
80
80
60
60
40
40
20
20
20
30
40
50
60
70
20
80
30
40
50
60
70
80
90
180
160
g
140
h
160
140
120
120
100
100
80
80
60
60
40
40
20
20
40
45
50
55
60
65
40
70
50
60
70
80
90
100
Figure 34. Dynamiques espace-temps (x,y,t) du sommet de la hampe florale d’Arabidopsis thaliana écotype Ws
obtenues par traitement des images (vue latérale) avec le programme invlong.m. Les plantes des graphiques a
(voir CD circumH.avi) et b ont été semées et cultivées dans les conditions environnementales de la chambre de
mesure (voir Matériel). Les autres plantes ont été cultivées au phytotron: température 20°C (±1), humidité 70%
(±5), 12h lumière (tube néon Daylight 6000 lux) 12h obscurité jusqu’au jour de la mesure. Les plantes c et d, e et
f (voir CD Synchro.avi) et g et h ont été photographie en couple par la même caméra simultanément. Il est
intéressant de remarquer qu’elle présente des similitudes dans la silhouette de la dynamique. Les chiffres le long
des deux axes sont des mm. Les déplacements vers la droite de la trajectoire des graphiques c et g sont dus au
phototropisme.
57
140
110
a
100
b
120
90
100
mm
mm
80
70
Chute de
la hampe
80
60
50
60
40
40
30
20
20
0
1
2
3
4
5
6
7
0
1
2
3
4
5
6
Temps (jour)
160
160
c
d
140
140
120
120
100
100
mm
mm
7
Temps (jour)
80
80
60
60
40
40
20
20
0
1
2
3
4
5
6
0
7
1
2
3
4
5
6
Temps (jour)
Temps (jour)
Figure 35. Décomposition des dynamiques espaces-temps de la figure 34 (graphiques a, b, c et d) dans les
composantes x, y et t. La composante y correspond à la croissance de la hampe. Les décroissances sont dues aux
mouvements de la hampe. Dans le graphique c pour la courbe de croissance la présence d’un rythme circadien
est clairement visible. La composante x correspond au mouvement de la hampe, dans ce signal oscillatoire nous
pouvons noter la présence d’une oscillation rythmique ultradienne qui varie d’amplitude dans le temps.
58
7
180
160
e
f
160
140
120
120
mm
mm
140
100
100
80
80
60
60
40
40
20
20
0
1
2
3
4
5
6
7
0
1
2
Temps (jour)
3
4
5
6
7
Temps (jour)
160
180
g
h
160
140
140
120
mm
mm
120
100
100
80
80
60
60
40
40
20
20
0
1
2
3
4
5
6
7
0
Temps (jour)
1
2
3
4
5
6
Temps (jour)
Figure 36. Décomposition des dynamiques espaces-temps de la figure 34 (graphiques e, f, g et h) dans les
composantes x, y et t. La composante y correspond à la croissance de la hampe. Les décroissances sont dues aux
mouvements de la hampe. La composante x correspond au mouvement de la hampe, dans ce signal oscillatoire
nous pouvons noter la présence d’une oscillation rythmique ultradienne qui varie d’amplitude dans le temps.
59
7
200
180
a
180
b
160
140
160
120
140
100
120
80
100
60
80
40
60
20
40
0
30
40
50
60
70
80
90
100
30
240
40
50
60
70
80
90
30
40
50
60
70
80
200
c
220
d
180
200
160
180
140
160
120
140
100
120
80
100
60
80
60
40
40
20
0
20
30
40
50
60
70
80
90
20
100
Figure 37. Dynamiques espace-temps (x,y,t) du sommet de la hampe floral d’Arabidopsis thaliana écotype Ws
en lumière continue obtenu par traitement des images (vue latérale) avec le programme invlong.m. Les plantes
ont été cultivées au phytotron: température 20°C (±1), humidité 70% (±5), 12h lumière (tube néon Daylight 6000
lux) 12 obscurités jusqu’au jour de la mesure. Les plantes abcd ont été photographie simultanément par deux
caméras positionnées latéralement. La hauteur initiale de la hampe florale au commencement de l’expérience
n’était pas pour toutes les quatre plantes la même, cette différence est visible le long de l’expérience (voir figure
38). Les chiffre le long des deux axes sont des mm. Le déplacement vers la gauche de la trajectoire de la hampe
du graphique c est dû très probablement à du phototropisme.
Caméra
Caméra
Figure 38. Photo prises au cinquième jour par la caméra (r) et la caméra (g). De gauche à droite: plante a (voir
graphique a figure 37,39), plante b (voir graphique b figure 37,39), plante c (voir graphique c figure 37,39) et
plante d (voir graphique d figure 37,39).
60
220
200
200
180
180
160
160
140
140
mm
mm
220
120
120
100
100
80
80
60
60
40
40
20
20
a
0
b
0
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Temps (jour)
220
220
200
200
180
180
160
160
140
140
mm
mm
Temps (jour)
120
120
100
100
80
80
60
60
40
40
20
20
c
d
0
0
0
1
2
3
4
5
6
7
8
0
9
Temps (jour)
1
2
3
4
5
6
7
8
Temps (jour)
Figure 39. Décomposition des dynamiques espaces-temps de la figure 37 dans les composantes x, y et t. La
composante y correspond à la croissance de la hampe. Les décroissances sont dues aux mouvements de la
hampe. La composante x correspond au mouvement de la hampe, dans ce signal oscillatoire nous pouvons noter
la présence d’une oscillation rythmique ultradienne, qui varie d’amplitude dans le temps et qui se maintien
même en lumière continue.
61
9
Figure 40. Séquence de photos espacées de 15 min permettant de voir un cycle de rotation entier.
Croissance hampe florale (mm)
200
150
100
50
0
0
1
2
3
4
5
6
7
Temps (jour)
Figure 41. 12 courbes de croissance de la hampe florale d’Arabidopsis thaliana écotype Ws obtenues par
l’analyse des images (vue latérale) avec le programme invlong.m. Les 4 courbes noires correspondent aux
courbes de croissance de la figure 39 (plantes en lumière continue), tandis que les 8 courbes grises aux courbes
de croissance des figures 35 et 36 (plantes en 12h de lumière et 12h d’obscurité). Nous avons obtenu une vitesse
de croissance moyenne pour les plantes en lumière continue de 26.7 ± 0.6 mm/j et de 19.7 ± 3 mm/j pour les 8
plantes en régime photopériodique L:D 12:12.
62
Ces variations sont aussi observables dans les
composantes x de la figure 39 en lumière
continue.
Il est donc possible que l’amplitude de la
trajectoire soit sous le contrôle d’un rythme
circadien endogène qui peut être plus ou
moins clairement visible. Une régulation
rythmique circadienne de l’amplitude de la
circumnutation a déjà été observée (Johnsson
1997). Une explication claire de ce phénomène
n’existe pas.
Nous savons que la plasticité des tissus joue un
rôle très important dans la détermination de
l’amplitude de la trajectoire.
Les vidéos compilées le long de ce travail,
nous avons permit de constater que
l’apparition des inflorescences latérales et
d’inflorescences primaires auxiliaires (Jouve
et al.1998) peut induire une diminution de
l’amplitude de la trajectoire du sommet de la
hampe florale. Nous avons aussi pu remarquer
que ces inflorescences effectuent des
mouvements
rythmiques
ultradiens
(résultats non montré ici, observations
personnelles à partir des vidéos).
Par l’observations des variations des courbes
de croissance il est possible d’apercevoir, dans
celle qui ne sont pas trop affectées par les
mouvements, la présence d’un rythme
circadien de croissance (voir graphiques c et d
figure 35). Ce rythme est aussi visible dans les
plantes en lumière continue ce qui prouve son
origine endogène (voir graphiques a et c figure
39). Nous pouvons donc dire que non
seulement le premier entrenoeud de la hampe
florale d’Arabidopsis montre un rythme
circadien endogène (Jouve et al.1999) mais
que la hampe entière croit avec un rythme
circadien endogène, ce qui paraît une
conséquence plutôt logique. Il est donc tout à
fait possible qu’il existe une relation entre les
variations
rythmiques
circadiennes
de
l’amplitude de la trajectoire et la croissance
rythmique circadienne. En effet l’auxine qui
semble être en facteur clé dans la régulation de
la croissance circadienne (Jouve et al.1999)
pourrait aussi être impliquée dans la variation
des amplitudes, par la variation dans le temps
de son gradient de concentration transversal
(Friml et al.2002).
Une autre hypothèse basée sur la variation de
la vitesse du flux de l’eau à l’intérieur de la
plante, pourrait aussi expliquer ces variations
d’amplitudes.
En effet, il est connu que le mouvement de
l’eau à l’intérieur de la plante est intimement
lié aux flux de transpiration (flux d’eau entre
les feuilles et l’air) et absorption (flux d’eau
entre le sol et les racines). La régulation de ces
deux flux détermine donc la vitesse du flux de
la sève brute à l’intérieur de la plante. Nous
savons que la vitesse de transpiration dépend
de la température, de la lumière (Kinoshita
2001), du vent, du taux d’eau atmosphérique et
de la disponibilité en eau du sol (Cornu 1998).
Une régulation circadienne rythmique de
l’ouverture des stomates a été détectée (Davis
et Millar 2001 et Brinker et al. 2001). Cette
régulation permet d’avancer l’hypothèse d’un
flux rythmique de transpiration. Cela se traduit
par des variations rythmiques de la pression
hydrique à l’intérieur des vaisseaux
conducteurs. Cette onde peut donc influencer
le niveau de turgescence des cellules voisines.
Il en résulterait donc une variation du volume
des cellules qui composent les tissus et en
conséquence une variation de l’amplitude du
mouvement de circumnutation. Il faudrait
étudier plus en détail la relation entre vitesse
du flux et turgescence des cellules pour vérifier
une telle hypothèse.
Par analyse de Fourier (voir 2.3.3.3.1
Programme: timefreq.m) de nos signaux
oscillatoires (voir composante x de la figure 35
et 36) nous avons pu établir un période
d’oscillation moyenne de 3h ± 25min pour la
hampe florale d’Arabidopsis thaliana
écotype Ws en 12h de lumière et 12h
d’obscurité (voir figure 40). En effectuant la
même analyse (timefreq.m) avec les plantes en
lumière continue (voir composantes x de la
figure 39) la période moyenne obtenue était de
2h 25 ± 25 min. Par calcul des moyennes des
amplitudes maximales et de la vitesse de
croissance moyenne nous avons obtenu une
amplitude maximale moyenne de 44 ±9.5mm
et une vitesse de croissance moyenne de 19.7
±3mm/j pour les plantes en 12h de lumière et
12h d’obscurité et de 54 ±9.5mm et 26.7
±0.6mm/j pour les plantes en lumière continue
(voir figure 41).
63
signal
recentré
signa l norm a lisé
signa l origina l 97h
90
90
50
60
120
25
150
30
180
25
30
180
330
240
60
150
0
210
50
120
0
210
330
240
300
300
270
270
coo rdo nn é e s d u ce n tre m ob ile sur 12 .5 h
58
a
d
56
30
y(mm)
mod ule (mm)
40
20
54
52
10
50
20
80
40
45
50
x(m m )
b
e
50
20 0
x(mm)
a ng le (de gré )
30 0
40
60
Te m ps(he ure s)
45
10 0
40
20
80
20
58
c
40 0
30
40
50
60
Te m p s(h e u re s)
70
80
70
80
courbe moyenne
f
56
20 0
y(mm)
ω (d e g ré /he u re s )
60 0
40
60
Te m ps(he ure s)
0
54
52
-20 0
50
-40 0
20
40
60
Te m ps(he ure s)
80
20
30
40
50
60
Te m p s(h e u re s)
Figure 42. Tous ces graphiques ont été obtenus par traitement de la trajectoire de la hampe vue du dessus avec le
programme vitesseangle.m. Le signal original illustre la trajectoire de la hampe en coordonnées polaires. Les
graphique d, e et f montrent les déplacements (x et y) du centre de gravité (centre mobile), calculé sur un arc de
temps de 12.5h (≅ 4 tours), des mouvements de circumnutation de la hampe florale d’Arabidopsis thaliana
écotype Ws. Les oscillations rapides des coordonnées x et y des graphiques e et f sont dues au fait que la tranche
de la trajectoire que l’on choisi pour calculer le centre de gravité ne correspond pas exactement à 1,2,3,..,n tours
complet . Dans le graphique f nous avons ajouté manuellement une courbe moyenne qui permet de mieux
visualiser les déplacements du centre de gravité de la trajectoire.
Le graphique a contient la variation de l’amplitude de la trajectoire (module). Le graphique c contient la vitesse
angulaire calculée à partir de la variation de l’angle (0-360 degrés) visible dans le graphique b. Pour
l’explication des pics de la vitesse angulaire voir figure 44 et page 23. Le signal recentré, correspond au signal
original auquel on a enlevé les déplacements du centre de gravité de la trajectoire (graphique d). Pour la vue
latérale de cette trajectoire voir graphique c (pas totale) figure 34.
64
signal
recentré
signa l norm a lisé
signa l origina l 108h
90
90
120
60
120
30
150
180
180
0
210
330
240
30
150
0
210
60
330
300
240
300
270
270
co ordo nn é e s du ce n tre m ob ile sur 4.5 h
a
55
y(mm)
mod ule (mm)
30
20
d
50
45
10
40
20
80
1 00
40
50
50
20 0
10 0
45
40
40
60
Te m p s(he ure s)
80
1 00
c
55
y(mm)
50 0
45
x(m m )
e
b
20
ω (d e g ré /h e u re s )
60
Te m p s(he ure s)
x(mm)
a ng le (de gré )
30 0
40
0
20
40
60
Te m p s(he ure s)
80
10 0
20
40
60
Te m p s(he ure s)
80
10 0
f
50
45
-50 0
40
20
40
60
Te m p s(he ure s)
80
1 00
Figure 43. Tous ces graphiques ont été obtenus par traitement de la trajectoire de la hampe vue du dessus avec le
programme vitesseangle.m. Le signal original illustre la trajectoire de la hampe en coordonnées polaires. Les
graphique d, e et f montrent les déplacements (x et y) du centre de gravité (centre mobile), calculé sur un arc de
temps de 4.5h (≅ 1 tour et demi), des mouvements de circumnutation de la hampe florale d’Arabidopsis thaliana
écotype Ws. Les oscillations rapides des coordonnées x et y des graphiques e et f sont dues au fait que la tranche
de la trajectoire que l’on choisi pour calculer le centre de gravité ne correspond pas exactement à 1,2,3,..,n tours
complet. Le graphique a contient la variation de l’amplitude de la trajectoire (module). Le graphique c contient
la vitesse angulaire calculée à partir de la variation de l’angle (0-360 degrés) visible dans le graphique b. Pour
l’explication des pics de la vitesse angulaire voir figure 44 et page 23. Le signal recentré, correspond au signal
original auquel on a enlevé les déplacements du centre de gravité de la trajectoire (graphique d). Pour la vue
latérale de cette trajectoire voir graphique e (pas totale) figure 34.
65
se n s d e rota tion (se uil 2 20 d e gré s)
a
250 0
somme a ngle s (de gré )
200 0
150 0
s
100 0
s1
s2
s3
s4
50 0
s5
0
-50 0
-100 0
-150 0
30
40
50
60
Te m ps(he ure s)
70
80
90
20
30
40
50
60
Te m ps(he ure s)
70
80
90
b
50 0
ω (de gré /he ure s )
20
0
-50 0
-100 0
se ns de rota tion (se u il 22 0 de g ré s)
c
200 0
somme a ngle s(de gré )
150 0
s
100 0
s1
s2
50 0
0
-50 0
-100 0
-150 0
-200 0
10
20
30
40
50
60
Te m ps(he ure s)
70
80
90
10 0
40
50
60
Te m ps(he ure s)
70
80
90
10 0
déplacements
« linéaires »
80 0
d
60 0
ω (de gré /he ure s )
40 0
20 0
0
-20 0
-40 0
-60 0
10
20
30
Figure 44. Ces graphiques ont été obtenus par le traitement de la trajectoire de la dynamique de la hampe florale
d’Arabidopsis thaliana écotype Ws vue du dessus, avec le programme vitasseangle.m. Les graphiques a et c ont
été obtenus par sommation de la différence des angles de la trajectoire. Par cette somme il est possible de voir
clairement quand la plante change de sens de rotation. En effet si elle tourne en sens horaire (angle positif) la
courbe croit tandis que si la plante tourne en sens anti-horaire (angle négatif) la courbe décroît. s indique les
changements de sens de rotation (voir figure 45), tandis que les cercles mettent en évidence des région ou la
trajectoire forme des 8. Si la hampe se déplace linéairement, vu qu’on n’observe pas de changements de l’angle,
la courbe de la somme de la différence des angles sera horizontale. La variation de la vitesse angulaire calculée à
partir des graphiques a et c est visible dans les graphiques b et d. Si la vitesse est positive la hampe tourne en
sens horaire et vice-versa. Les grands pics de la vitesse angulaire sont causés par le passage très proche de la
trajectoire au centre de gravité de la trajectoire (voir aussi remarques page 23). Ce phénomène est amplifié par le
fait que nous avons un enregistrement discontinu de la trajectoire (Δt=15min) et donc l’angle entre deux points
peut faire des variations très rapides. Dans la partie du graphique d ou la vitesse est assez stable (trajectoire
circulaire) on peut estimer que la hampe tourne avec une vitesse de rotation de ~ 100degré/heure.
66
end
s3
ax
e
mm (z)
mm (z)
b
e1
ax
a
axe 2
1
e
ax
2
s4
s5
s2
s1
s1
mm (x)
mm (x)
d
mm (y)
mm (y)
c
mm (z)
mm (x )
mm (z)
mm (x )
Figure 45. Les dynamiques espaces-temps (x,z,t) des graphiques a et b ont été obtenues par le traitement des
images (vue du dessus) avec le programme centregravity.m. Un petit bout de filtre de charbon noir (~1mm2) a
été positionné au sommet de la hampe enfin de faciliter sa détection. A l’aide de l’animation de la trajectoire
(voir dans le CD compilé pour ce travail: Armove.avi et Crmove450.avi) les changements de sens de rotation
sont bien visibles. Les endroits où on a détecté un changement de sens de rotation sont indiqués par: s1, s2, s3,
s4, s5 (s =switch). La figure 44 permet de mieux visualiser ces changements de sens de rotation et leur durée de
temps. Comme est indiqué dans les premiers deux graphiques de cette figure, nous avons pu déterminer deux
axes où la majorité des rotations se font en sens horaire (axe 2) ou en sens anti-horaires (axe 1). Dans
l’animation Crmove450.avi, il est aussi possible de voir que si la tige tourne en sens horaire aussi l’axe 2 se
déplace en sens horaire (voir figure 46) le contraire est aussi vrai pour l’axe 1. Une reconstruction de la
trajectoire en 3D à été possible en positionnant les deux caméras à 90° (± 5) l’une par rapport à l’autre. En ayant
les trois coordonnées x,y et z avec la fonction plot3 (x,y,z) sur Matlab, il est possible d’obtenir les graphiques en
3D. Le graphique c à été construit avec une partie de la coordonnée y du graphique e de la figure 36 et le
graphique a de cette figure, tandis que le graphique d à été construit avec une partie de la coordonnée y du
graphique c de la figure 35 et le graphique b de cette figure.
67
La grande homogénéité de la vitesse de
croissance pour les plantes en lumière continue
pourrait être due ou faite que ces plantes ont
été semées le même jour, qu’elles ont subi les
mêmes déplacements depuis le phytotron au
lieu de mesure et qu’elles se trouvaient
exactement dans les mêmes conditions pendant
la mesure vu qu’elles ont été photographiées
en même temps.
Il semble que le rapport entre la vitesse de
croissance et la vitesse de rotation soit
grossièrement linéaire (Baillaud 1962). En
considérant l’ordre de grandeur des écarts type
pour les amplitudes maximales moyennes et la
vitesse de croissance moyenne nous pouvons
supposer que la diminution de la période de
rotation pour les hampes florales en lumière
continue est probablement due à la faible
augmentation de la vitesse de croissance plutôt
qu’a des variations de l’amplitude.
Par le traitement des images de la hampe vu du
dessus avec le programme centregravity.m
nous avons obtenu la trajectoire des graphiques
a et b de la figure 45. Pour faciliter la détection
du centre de la hampe (vue du dessus) nous
avons positionné en petit carré noir (papier
filtre de charbon 0.1mm2) au sommet de la
hampe. Parfois le carré etait caché par une
feuille. Dans ce cas nous avons dessiné sur les
images un carré noir avec Photoshop.
L’étude de cette projection a surtout été faite
avec le programme vitesseangle.m, qui nous a
permis d’obtenir les graphiques des figures 42,
43 et 44. Cette prospective nous a permis de
mieux caractériser les changements de sens de
rotation, les déplacements du centre de la
trajectoire, les variations d’amplitude et la
vitesse angulaire. Cette étude a été effectuée
pour une question de temps seulement sur deux
plantes.
La figure 42 et les graphiques a et b de la
figure 44 contiennent les résultats obtenus pour
la première plante (voir graphique b figure 45
ou pour la vue latérale graphique c figure 34),
tandis que la figure 43 et les graphiques c et d
de la figure 44 contiennent les résultats
obtenus pour la deuxième plante (voir
graphique a figure 45 ou pour la vue latérale
graphique e figure 34).
Par cette étude, il semblerait que les plantes
tournent plutôt en sens horaire qu’en sens antihoraire et que la vitesse angulaire de rotation
est approximativement de 100 degrés/heure
pour les deux sens de rotation (voir figure 44).
Des trajectoires en forme de 8 ont aussi été
détectées (voir courbes encerclé des
graphiques a et c de la figure 44). Par
l’observation des films (voir CD circumH.avi)
et par la comparaison des courbes de la
variation d’amplitude et du sens de rotation de
la trajectoire (voir graphiques a de la figures
42 et graphiques a de la figures 44 ou
graphiques a de la figures 43 et graphiques c
de la figures 44) nous avons constaté que les
changements de sens de rotation se
produisent surtout lors d’une phase de
faible amplitude de la trajectoire.
Les graphiques e et f des figures 42 et 43
contiennent les déplacements des coordonnées
x et y du centre de gravité des mouvements de
circumnutation de la hampe florale.
Les oscillations rapides (ultradiennes) sont
dues au fait que le calcule du centre de gravité
est toujours effectué sur une tranche de la
trajectoire qui ne correspond pas exactement à
1,2,3…n tours complet. Ainsi le centre semble
se déplacer à gauche et à droite avec un rythme
ultradien qui correspond au rythme de rotation
de la hampe. Une représentation plus correcte
des déplacements du centre peut être obtenue
en traçant la courbe moyenne (voir graphique f
figure 42). Le sens de rotation et les
déplacements du centre de gravité de la
trajectoire de la hampe florale, semblent être
reliés. Nous n’avons pas approfondi ce sujet
mais il nous paraît en tout cas important de le
mettre en évidence.
~ 8h30 de trajectoire
100
1
90
3
80
2
mm (z)
70
start
60
50
40
30
end
20
10
0
10
20
30
40
50
mm (x)
60
70
80
90
Figure 46. Déplacement en sens horaire de l’axe 1,
2 et 3 (=grand axe de l’ellipse) et de la trajectoire
de la hampe.
Nous avons remarqué que quand la hampe
tourne en sens horaire, si l’axe se déplace, il
aura aussi plutôt une tendance à tourner en
sens horaire (voir figure 46) et vice-versa.
Nous avons aussi pu déterminer deux positions
68
ralentissement de la vitesse de rotation (Millet
et Badot, 1996). Une relation entre le
mouvement révolutif et le métabolisme
spécifique des hydrates de carbones (sucres) a
aussi été mise en évidence.
Des efforts produit pendant ces dernières
décennies sur la relation entre la gravité et la
circumnutation (Johnsson 1997) ont permis de
mettre en évidence que l’effet de la gravité
varie selon l’espèce. Le poids de la région
apicale de la tige intervient inévitablement
comme en frein dans les mouvements
ascendants et accélère les mouvements
descendants vu que la trajectoire dans aucun
cas n’est horizontale.
La circumnutation est très sensible aux
différents stimuli physiques: vibration,
toucher, température, champ magnétique
(Ginzo and Décima 1995) et chimiques:
lithium, éthylène, azote, jasmonate (Schuster
1996).
La réorientation des microtubules corticaux
peut être induite par différent signaux:
hormones, lumière, gravité et stimulation
physique (Wymer and Nick 1999).
Des études in vivo sur la dynamique des
microtubules corticaux induite par la gravité
(Himmelspach et al. 1999) ont permis
d’observer une réorganisation de la position
transversale à la position longitudinale en ~ 40
min. Les microtubules corticaux comme
composantes principales du cytosquelette
jouent un rôle très important dans la
morphogenèse des cellules. Des gènes
(SPIRAL) dont la mutation change l’orientation
des microtubules dans la cellule, induisent une
modification au niveau du sens de rotation de
la circumnutation (Furutani et al. 2000).
L’auxine semble aussi être un élément
impliqué dans le mécanisme de la
circumnutation, en effet une forte activité
auxinique a été détectée dans la partie mobile
(Baillaud
1962).
Des
transporteurs
transversaux (PIN3) ont été récemment
identifiés (Friml et al. 2002) ce qui pourrait
expliquer la rotation du gradient de l’auxine.
Vu que dans la majorité des cas la période de
rotation est comprise entre une et quatre heures
(Baillaud 1962) il est fort probable que les
mécanismes de base soient similaires pour
toutes les plantes qui circumnutent.
du grand axe de l’ellipse (voir axe1 et axe2 des
graphiques a et b de la figure 45) où la hampe
effectue plutôt des rotations horaires (axe 2) ou
anti-horaires (axe 1).
En combinant la vue latérale avec la vue du
dessus nous avons pu obtenir une
représentation en 3D de la trajectoire de la
hampe florale d’Arabidopisi thaliana (voir
graphiques c et d de la figure 45).
Mécanisme
Le mouvement circulaire (circumnutation)
résulte de l'existence d'un allongement inégal
des génératrices successives de la tige (voir
figure 47). Nous savons que chaque
génératrice est composée d’une somme de
cellules dont le volume peut varier selon la
valeur de la pression osmotique. Des variations
rythmiques de la pression osmotique ont été
observées pour des cellules épidermiques
d’une longueur d’approximativement de 100
μm (Millet et Badot, 1996).
Figure 47. Sur ce schéma du mécanisme de la
circumnutation, seules les génératrices opposées
sont regardées pour faciliter la compréhension mais
il faut généraliser ce phénomène à toutes les
génératrices. + : allongement important, - :
allongement faible.
(http://www.snv.jussieu.fr/bmedia/mouvements/nut
ation-analyse.html).
Les mêmes auteurs ont démontré que la
distribution asymétrique de la pression
osmotique est reliée à une répartition
asymétrique du K+ dans la zone de
recourbement. La régulation des canaux K+
joue donc sûrement un rôle important dans le
mécanisme de la circumnutation. En effet le
blocage des canaux K+ inhibe la variation du
volume cellulaire. Le calcium, connu pour son
importance au niveau des régulations cellulaire
(Malho 2000) est très probablement en ion
impliqué dans la circumnutation vu que le
blocage des canaux Ca2+ induit un
69
1500
a
période1=3h15
période2=3h45
P ower
1000
500
0
0
5
10
15
P eriod(heures /Cycle)
20
25
30
80
b
signal original
70
coordonnée x(mm)
60
50
40
30
20
0
1
2
3
4
Temps (jours )
5
6
7
80
c
70
coordonnée x(mm)
60
50
40
30
20
0
1
2
3
4
Temps (jours )
5
6
7
Figure 48. Le signal original correspond aux variations d’amplitude de la trajectoire de la hampe florale
d’Arabidopsis thaliana (voir composante x graphique c figure 35). Le graphique a contient les résultats
(périodogramme) de l’analyse de Fourier (voir 2.3.3.3.1 Programmes timefreq.m) effectuée sur le signal original.
Grâce au programme timefreq.m il est possible de sélectionner les périodes principales et reconstruire un signal
oscillatoire. Dans le graphique b nous avons superposé le signal original et le signal oscillatoire reconstruit à
partir de la fréquence principale (période1). Le graphique c contient le signale original et un signal oscillatoire
reconstruit à partir des deux fréquences principales (période1et période2). A l’aide des deux fréquences
principales par un phénomène de battement il est donc possible de reconstruire un signal presque similaire au
signal original.
70
1500
85
a
b
signal originale
80
période1=3h
75
période2=3h10
70
coordonnée x(mm)
1000
P ower
période3=2h30
65
60
55
500
50
45
40
0
0
5
10
15
P eriod(heures /Cycle)
20
25
35
30
85
2
3
Temps (jours )
4
5
6
d
80
75
75
70
70
65
65
coordonnée x(mm)
coordonnée x(mm)
1
85
c
80
60
55
60
55
50
50
45
45
40
40
35
0
0
1
2
3
Temps (jours )
4
5
6
35
0
1
2
3
Temps (jours )
4
5
Figure 49. Le signal original correspond aux variations d’amplitude de la trajectoire de la hampe florale
d’Arabidopsis thaliana (voir composante x graphique c figure 35). Le graphique a contient les résultats
(périodogramme) de l’analyse de Fourier (voir 2.3.3.3.1 Programmes timefreq.m) effectuée sur le signal original.
Grâce au programme timefreq.m, il est possible de sélectionner les périodes principales et reconstruire un signal
oscillatoire. Dans le graphique b nous avons superposé le signal original et le signal oscillatoire reconstruit à
partir de la fréquence principale (période1). Le graphique c contient le signale original et un signal oscillatoire
reconstruit à partir des deux fréquences principales (période1et période2). Le graphique d contient le signal
original et un signal oscillatoire reconstruit à partir des trois fréquences principales (période1, période2 et
période3). A l’aide des trois fréquences principale par un phénomène de battement il est donc possible de
reconstruire un signal presque similaire au signal original.
71
6
Comme nous venons de le voir beaucoup
d’éléments semblent être impliqués dans ce
phénomène dont nous n’avons pas encore une
explication. Il se peut que ces mouvements
d’oscillations rythmiques soient sous le
contrôle d’un rythme endogène (génétique)
comme pour les mouvements circadiens où
cette relation a été démontrée (voir 3.1.3
Rythme circadien). Nous ne voulons pas ici
avancer d’hypothèses, mais deux observations
nous semblent dignes de citation. Nous avons
remarqué que les variations d’amplitude de nos
signaux oscillatoires (voir coordonnées x des
figures 34, 35 et 39) sont composées de
plusieurs fréquences (voir graphiques a des
figures 48 et 49) dont la fréquence principale
oscille autour des 3h. Nous avons remarqué
que le signale original peut être reconstruit
approximativement par un phénomène de
battement entre les deux ou trois fréquences
principales (voir figure 48 et 49). Pendant la
discussion sur la variation des amplitudes nous
n’avons pas pris en considération ce
phénomène, mais il se pourrait que ces
fréquences légèrement décalées correspondent
à des décalages par exemple entre le
déplacement transversal de l’auxine, le
changement de direction des microtubules,
l’onde de potassium, calcium et de l’eau. Le
fait que ces ondes soient en phase produirait
donc des grandes amplitudes et vice versa
quand elles sont déphasées.
Une autre relation qui nous paraît intéressante,
est la comparaison entre la rotation d’un tuyau
d’arrosage qui peut être plus ou moins rapide
selon la vitesse du débit de l’eau et la
circumnutation. Ces deux mouvements ont des
ressemblances. Par cette constatation, comme
nous l’avons déjà mentionné pour le cas des
variations d’amplitude de la trajectoire, il se
pourrait que la vitesse de l’eau qui parcourt la
hampe florale joue en rôle dans les
mouvements de circumnutation.
3.2.3.3.1
être vivant, qui peuvent se manifester dans un
comportement macroscopique.
Dans les expériences où nous avons filmé
simultanément deux plantes âgées de ~ 36
jours, nous avons remarqué que les hampes
florales, de longueur similaire, présentent une
dynamique générale similaire (voir graphique c
et d ou e et f ou g et h de la figure 34).
Le moment de l’arrosage (différent pour
chaque couple mais equivalent pour les deux
plantes en couple) pourrait être la cause de
l’induction de la synchronisation au niveau
de la forme générale de la trajectoire de la
hampe vue latéralement. Les plantes étaient
arrosées au commencement de l’expérience et
après trois ou quatre jours. Il est possible que
l’heure de l’arrosage soit aussi en facteur
important. Il serait donc necessaire de faire des
expériences on prenant en considération plus
précisément le moment et la quantité d’eau
donnée aux plantes.
Un deuxième niveau de synchronisation a
aussi été observe au niveau du sens de rotation.
Les hampes florales d’Arabidopsis thaliana
écotype Ws, comme nous avons découvert,
peuvent tourner dans les deux sens (voir
3.1.1.3 Circumnutation). Nous avons pas pu
déterminer le ou les facteurs qui déterminent le
choix d’un sens plutôt que de l’autre. Nous
avons quand même pu constater que les
changements
de
sens se
produisent
normalment pendant une phase de faible
amplitude de la trajectoire (voir comparaison
entre les changements du sens de rotation
(graphiques a et c figure 44) et la variation de
l’amplitude (graphique a de la figure 42 et
graphique a de la figure 43).
synchronisation
(rapprochement
et éloignement)
synchronisation
(parallélisme)
a
c
b
d
Synchronisation
La synchronisation est un phénomène que l’on
rencontre souvent dans la nature. Si la vie
existe, c’est en partie dû à la synchronisation
entre des différents événements dans l’espacetemps. Très souvent un élément perturbateur
(ondes électromagnétiques, ondes sonores,
stress mécanique) peut synchroniser toute une
série de cascades de réaction, à l’intérieur d’un
Figure 50. Cette figure montre les quatre types de
synchronisation possibles pour deux hampes
florales qui circumnutent.
72
Théoriquement il y a quatre types de
synchronisation pour des mouvements de
circumnutation (voir figure 50).
Comme est visible dans le film (voir CD
Synchro.avi) les deux hampes florales à un
certain moment bougent de façon très
synchrone. Dans la figure 51 nous avons
superposé la dynamique des mouvements le
long de l’axe x (voir coordonnées x graphiques
e et f figure 36) des deux hampes florales
filmées simultanément, avec la variation du
sens de rotation pour la hampe de gauche.
La figure 51 montre le moment où commence
la synchronisation parallèle (voir type c figure
50). Nous somme tombé tout à fait par hasard
sur ce phénomène. Il est difficile d’avancer des
hypothèses avec le peu de résultats que nous
avons à disposition, il se pourrait que ce
phénomène soit le fruit du hasard, il est en tout
cas intéressant de remarquer que la
Hampe florale de gauche
synchronisation dans la figure 51 se fait au
commencement de la phase lumineuse. Dans la
littérature nous avons trouvé un cas où les
auteurs ont observé de façon tout à fait fortuite
la synchronisation et la mise en phase du
mouvement de deux tiges de la Fève suite à un
contact (Millet 1970). Les auteurs ont donc
proposé que la synchronisation observée était
manifestement
la
conséquence
d’un
phénomène d’entrainement mécanique ce qui
n’est pas le cas pour notre expérience vu que
les tiges ne se sont pas touchées. En filmant
deux autres couples de plantes, pour mieux
caractériser la circumnutation de la hampe
florale d’Arabidopsis et la synchronisation
nous avons constaté la présence de
synchronisations de courte durée (quelque
rotation), mais nous n’avons pas rencontré une
synchronisation aussi longe telle que l’ont peut
voir dans la figure 51.
Hampe florale de droite
Somme des angles
3000
90
2500
80
70
1500
60
1000
500
50
0
40
-500
mm (x)
Somme angle (degré)
2000
30
-1000
20
-1500
10
-2000
0
-2500
0
1
2
3
4
5
Temps (jour)
Commencement de la synchronisation
type c voir figure 48.
Figure 51. Synchronisation parallèle en sens oraire (voir type c figure 48) des mouvements de deux hampes
florales d’Arabidopsis thaliana écotype Ws. La courbe de la somme des angles (voir graphique c figure 44)
montre les changements de sens de rotation pour la hampe florale de gauche. Le phénomène de synchronisation
et visible dans le film Synchro.avi (voir CD).
73
Pour l’instant nous ignorons la cause d’un telle
phénomèn, « il s’agit là d’un domaine neuf et
on
est
en
droit
d’espérer,
d’une
expérimentation systématique, des surprises
intéressantes » (Millet 1970).
Une
communication
chimique
ou
électromagnétique (Popp 1989) entre les
plantes pourrait aussi être un facteur de
synchronisation, actuellement encore mal
connu.
ensuite retrouver un nouvel équilibre après ~7
jours. Pendant tout ce temps le rythme
circadien endogène (~ 25h 30min) des
mouvements des feuilles est toujours présent.
Mais les feuilles ne font pas que ces
mouvements. A l’intérieur de cette oscillation
circadienne elles effectuent aussi des
mouvements rythmiques ultradiens (~ 2h) de
plus faible amplitude. En plus, leur expansion
(croissance) est régulée par un rythme
circadien endogène (~25h). Environ 36 jours
après l’imbibition de la graine, une tige
centrale (hampe florale) portant les jeunes
fleurs apparaît. La hampe croît aussi avec un
rythme circadien endogène et elle effectue
aussi des mouvements de rotation et
pendulation rythmiques (~3h) en sens horaire
et anti-horaire qui ont tendance à présenter une
variation circadienne de l’amplitude. En
effectuant ces mouvements de circumnutation
la hampe varie la position de la surface de ces
feuilles par rapport à la source lumineuse. Ce
qui induit une variation au niveau des taux
photosynthétiques à l’intérieur de chaque
feuille.
Cette
variation,
comme
les
mouvements ultradien des feuilles de la
rosette, pourrait être importante au niveau de
l’optimalisation
de
la
photosynthèse.
Rapidement des inflorescences primaires et
latérales apparaissent à la base des feuilles
caulinaires et à la base de la hampe. Ces
inflorescences
présentent
aussi
des
mouvements rythmiques ultradien.
Pendant le développement de la hampe les
bourgeons floraux se développent en fleurs qui
vont ensuite se transformer en fruits (silique) à
l’intérieur desquels des graines sont prêtes
pour effectuer un autre cycle de vie.
CONCLUSION
Cycle de vie
Le cycle de vie d’Arabidopis commence par le
contact de la graine avec l’eau. C’est à ce
moment que la graine se gonfle et son
métabolisme change. Très rapidement apparaît
la petite radicule (~3 jours après l’imbibition)
qui va pénétrer dans le sol par des mouvements
de circumnutation. L’hypocotyle se dresse
pour atteindre sa position verticale et amener
avec lui les deux cotylédons (~5 jours après
l’imbibition) qui vont sortir en dernier de
l’enveloppe protégeant la plantule pendant sa
phase de dormance. Très tôt les deux
cotylédons commencent à se lever et à se
baisser comme les ailes d’un papillon (~6 jours
après l’imbibition). C’est un mouvement
rythmique circadien endogène qui peut être
synchronisé par le cycle jour nuit issus de la
rotation de la terre sur elle-même. La
croissance de l’hypocotyle, l’ouverture des
stomates, la synthèse de la chlorophylle,…
fluctuent
aussi
avec une
rythmicité
circadienne. L’axe de l’hypocotyle effectue
aussi des petits mouvements rythmiques
ultradiens de rotation et de pendulation bien
visibles pendant la phase de croissance de
l’hypocotyle. L’apparition des premières
feuilles ne se fait pas attendre (~9 jours après
l’imbibition). Tout gentiment la spirale
génératrice de la rosette se construit avec des
nouvelles formes de feuilles qui apparaissent
soigneusement distribués. Les feuilles les plus
âgées diminuent l’amplitude de leurs
mouvements rythmiques circadiens, maintenus
par les nouvelles feuilles. A un certain
moment, la rosette (~20 jours après
l’imbibition) devient trop grande et lourde
pour que l’hypocotyle puisse rester vertical,
ainsi la plante tombe (~7h) sur un côté pour
Interconnections rythmiques
L’avantage de la méthode que nous avons
utilisées, est qu’elle permet d’étudier
simultanément la dynamique de différentes
partie de la plante de façon non invasive et
ainsi pouvoir étudier leur interconnections.
Comme est illustré dans la figure 52, à l’aide
de trois traitements d’images différents
(area.m, long.m et invlong.m) nous avons pu
détecter simultanément quatre dynamiques
oscillatoires sur la même plante : mouvements
rythmiques circadiens des feuilles de la rosette,
croissance rythmique circadienne du premier
entrenœud, mouvement de circumnutation du
sommet de la hampe florale et la variation
74
rythmique d’amplitudes de ces mouvements.
La survie d’un individu dépend du caractère
plastique et de la synchronisation des rythmes
entre eux. Le rythme de la respiration et le
rythme cardiaque chez l’homme sont de très
bons exemples pour comprendre l’importance
de l’interconnexion des rythmes et leur
plasticité.
L’interconnexion entre les rythmes découle de
relations très intimes et fondamentales. Dans le
futur il sera donc très important et intéressant
d’étudier les liens entre les rythmes. En effet
ils jouent un rôle certainement important au
niveau des relations entre les parties qui
composent un individu, dans les relations entre
être vivants différents et au niveau des
relations des êtres vivant avec le cosmos.
Par notre étude nous avons pu remarquer
l’importance du rythme circadien au niveau du
1
cycle de vie d’Arabidopsis. Ce rythme est
intimement lié au rythme de rotation terrestre
qui détermine l’apparition et la disparition de
la lumière du soleil. Nous savons que les
plantes utilisent l’énergie lumineuse du soleil
pour se construire (organismes autotrophes).
L’importance d’une régulation rythmique
circadienne à plusieurs niveau dans le cycle de
vie de la plante, qui découle d’une coévolution entre la plante et son environnement,
montre l’importance des interconnections
rythmiques entre le micro cosmos et le macro
cosmos pour l’existence de la vie.
2
3 et 4
6
8
5
6
4
4
2
3
0
cm
mouvements des feuilles (cm2)
mouvements de la hampe (cm)
10
-2
2
-4
-6
1
-8
-10
0
20
40
60
80
100
120
140
0
160
Temps (heures)
Figure 52. Détection de 4 rythmes sur la même plante d’Arabidopsis (voir CD circumH.avi) en régime
photopériodique L:D (12:12).
1) Mouvements rythmiques circadiens des feuilles détectées avec le programme area.m.
2) Croissance rythmique circadienne du premier entrenœud détecté avec le programme long.m.
3) Mouvements de circumnutation du sommet de la hampe floral détecté avec le programme invlong.m.
4) Variations rythmiques de l’amplitude des mouvements de circumnutation détecté avec le programme
invlong.m.
75
76