L`effet stressant du plomb sur la croissance du radis « Raphanus

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE
MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR
ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE
UNIVERSITE D’ORAN ES-SENIA
FACULTE DES SCIENCES
DEPARTEMENT DE PHYSIQUE
LABORATOIRE d'Etudes des Sciences des Matériaux & de l'Environnement
Mémoire
Présenté par
Melle AOUMEUR Houria
Pour l’obtention du diplôme de MAGISTER
Spécialité : Sciences de l’Environnement et Climatologie
Intitulé
L’effet stressant du plomb sur la croissance du radis
« Raphanus sativus L. »
Réponses physiologiques, biochimiques et efficacité
potentielle de phytoremédiation
Soutenu en 2012 devant le jury :
Prof. HAMOU A.
Président
Université d’Oran
Prof. AOUES A.
Examinateur
Université d’Oran
Prof. BOUZIANI M.
Examinateur
Université d’Oran
Dr. AIT HAMMADOUCHE N.
Rapporteur
Université d’Oran
Année universitaire : 2011-2012
Dédicace
A mes parents. A ma famille
Nulle dédicace n’est susceptible de vous exprimer ma profonde reconnaissance et mon
immense gratitude pour tous les sacrifices que vous avez consentis pour mon éducation et mes
études.
Puisse Dieu vous prêter bonne santé et longue vie afin que je puisse à mon tour, vous
combler.
A mes enseignants
Veuillez trouver ici l’expression de mes profonds sentiments de respect pour le soutien
que vous n’avez cessé de me porter.
A tout (es) mes ami(e) s
Trouvez ici le témoignage d’une fidélité et amitié infinie
Pour vous tous Je dédie cet humble travail
Remerciements
En premier lieu, je tiens à remercier Dieu, pour le courage, la patience et la bonne santé
qu’il ma donné afin de mener ce projet à terme.
J’adresse avec tout mon respect mes sincères remerciements à Professeur HAMOU A.
Directeur du Laboratoire d'Etudes des Sciences des Matériaux & de l'Environnement de
l’Université d’Oran de m’avoir donné la chance d’être parmi ses étudiants de post
graduation.
Ce travail a été réalisé au laboratoire de Biotoxicologie Expérimentale,
Bioremédiation et phytoremédiation de l’Université d’Oran dirigé par professeur SLIMANI
M. et professeur AOUES A. je tiens à leurs exprimer mes sincères remerciements pour
m’avoir accueilli au sein de leur laboratoire et pour avoir mis à ma disposition tous les
moyens dont ils disposent.
J’adresse mes plus vifs remerciements et ma reconnaissance à Dr AIT
HAMADOUCHE N. Maître de Conférences à l’Université d’Oran pour avoir accepté de
diriger cette étude, pour sa confiance, ses conseils et ses orientations tout au long de ce
travail.
Je remercie pour une deuxième fois Professeur HAMOU A. pour avoir accepté de
faire partie de mon jury et d’en être le président. Je tiens également à lui exprimer toute ma
reconnaissance pour l’attention qu’il a porté à ce travail.
Je remercie très chaleureusement Professeur AOUES A. et Professeur BOUZIANI M.
Professeur à l’INESM –Université d’Oran pour m’avoir fait l’honneur d’accepter d’être les
examinateurs et de juger ce travail.
J’exprime mes remerciements aux Dr KHAROUBI O et Dr BITEUR N pour leurs
aides scientifique et leurs conseils pertinents.
Je remercie Professeur BELKHOUDJA M. pour m’avoir donnée l’accès à la serre de
physiologie végétale.
L’occasion m’est offerte de témoigner chaleureusement, ma vive gratitude à mes amis
les plus proches, les personnes qui m’ont apporté leur aide pour mener à bien ce travail, Je
pense notamment à :
*Mes deux étoiles scintillantes Hafida et Akila, Merci de m’avoir aidé, soutenu et
supportée pendant les moments difficiles, mais aussi pour tous les bons moments partagés.
*Je salue ici, du fond du cœur Hakim Hamida, pour m’avoir soutenu, motivé, et
encouragée pendant la rédaction de mon mémoire.
*Merci a Dr.Sofiane B et Halima M pour leur disponibilité, leur aide et leur soutien.
*Je tien à remercier toutes mes amies du laboratoire, doctorantes : Nawal, Sihem,
Amel, Samia, Fatima, Touria, Naima, Oumelkhir, yamina, Nesrine et Hayet, Pour leur soutien
et encouragement.
LIST DES ABREVIATIONS
ABA Acide abscissique
AP
Acide Phosphatidique
APX Ascorbate peroxydase
APX Ascorbate Peroxydase
AS
Acide Salicyclique
ASC Ascorbate ou Acide L Ascorbique
ATP Adénosine Tri Phosphate
CAT Catalase
ERO Espèces Réactives de l’Oxygène
ETM Eléments Trace Métallique
GSH Glutathion
MF
Matière fraiche
Pb
Plomb
PC
Phytochélatine synthase
PVC Polychlorure de Vinyle
ROS Reactive oxygen species
RWC Relative water content, contenu relatif en eau
SOD Superoxide dismutase
LISTE DES TABLEAUX
Tableau 1.
Principales propriétés physico-chimiques du plomb.............................
6
Tableau 2.
Voie d’exposition au plomb chez l’homme...........................................
11
Tableau 3.
Composition chimique de la solution....................................................
53
Tableau 4.
Différentes concentrations des solutions filles de la SAB……………..........
125
LISTE DES FIGURES
Figure 1.
Cycle biogéochimique des éléments..........................................................
7
Figure 2.
Coupe longitudinale de racine....................................................................
18
Figure 3.
Trajet des éléments métalliques de la surface des racines jusqu’ au
cylindre central par voie apoplastique et voie symplastique......................
Figure 4.
Représentation schématique d’une cellule végétale, avec représentation
des zones impliquées dans la séquestration du plomb...............................
Figure 5.
20
22
La génération du stress oxydant sous l’influence des contraintes
environnementales......................................................................................
25
Figure 6.
Cascade de production des principales EOR..............................................
26
Figure 7.
Les principales techniques de phytoremédiation...................................
42
Figure 8.
Effets de l’implantation d’un couvert végétal sur un sol contaminé..........
45
Figure 9.
Plante de radis (Raphanus sativus L.), aspect des feuilles, des tiges, des
fleurs et des gousses...................................................................................
47
Figure 10. Plante et graines de radis (Raphanus sativus L.)........................................
50
Figure 11. Site d’expérimentation...............................................................................
51
Figure 12. Dispositif expérimental..............................................................................
52
Figure 13. Démontage des plantes...............................................................................
54
Figure 14. Taches jaunes sur les feuilles des plantes intoxiquées...............................
62
Figure 15. Jaunissement et taches brunes sur les feuilles des plantes stressées..........
63
Figure 16. Taches brunes sur les tubercules des plantes stressées..............................
63
Figure 17. Effet du plomb sur le taux de germination des graines de radis (Raphanus
Sativus L.)....................................................................................................
64
Figure 18. Effet du plomb sur l’évolution de nombre des feuilles du radis
(Raphanus Sativus L.)................................................................................
64
Figure 19. Effet du plomb sur l’évolution de la hauteur des parties aériennes des plantes
de radis (Raphanus Sativus L.).......................................................................
65
Figure 20. Effet du plomb sur le poids frais (biomasse) (g) des plantes de radis
(Raphanus Sativus L.)................................................................................
Figure 21. Effet du plomb sur la taille des plantes du radis (Raphanus Sativus L.)....
66
66
Figure 22. Effet du plomb sur la variation de la teneur relatif en eau (RWC) des
plantes du radis (Raphanus Sativus L.)......................................................
67
Figure 23. Effet du plomb sur la teneur en chlorophylle a des plantes du radis
(Raphanus Sativus L.)................................................................................
68
Figure 24. Effet du plomb sur la teneur en chlorophylle b des plantes du radis (Raphanus
Sativus L.)....................................................................................................
68
Figure 25. Effet du plomb sur la teneur en chlorophylle totale des plantes du radis
(Raphanus Sativus L.)................................................................................
69
Figure 26. Effet du plomb sur la teneur en Caroténoïdes des plantes du radis
(Raphanus Sativus L.)................................................................................
70
Figure 27. Effet du plomb sur le taux des protéines totales dans les feuilles des
plantes du radis (Raphanus Sativus L.)......................................................
71
Figure 28. Effet du plomb sur le taux des protéines totales dans les tiges des plantes
du radis (Raphanus Sativus L.)...................................................................
71
Figure 29. Effet du plomb sur le taux des protéines totales dans les tubercules des
plantes du radis (Raphanus Sativus L.)......................................................
72
Figure 30. Effet du plomb sur le taux des protéines totales dans les racines des
plantes du radis (Raphanus Sativus L.)......................................................
73
Figure 31. Effet du plomb sur la teneur en lipoperoxydes (TBARS) dans les
feuilles des plantes du radis (Raphanus Sativus L.)...................................
73
Figure 32. Effet du plomb sur la teneur en lipoperoxydes (TBARS) dans les tiges
des plantes du radis (Raphanus Sativus L.)................................................
74
Figure 33. Effet du plomb sur la teneur en lipoperoxydes (TBARS) dans les
tubercules des plantes du radis (Raphanus Sativus L.)...............................
75
Figure 34. Effet du plomb sur la teneur en lipoperoxydes (TBARS) dans les racines
des plantes du radis (Raphanus Sativus L.)................................................
75
Figure 35. Effet du plomb sur la teneur en peroxyde d’hydrogène (H2O2) dans les
feuilles des plantes du radis (Raphanus Sativus L.)...................................
76
Figure 36. Effet du plomb sur la teneur en peroxyde d’hydrogène (H2O2) dans les
tiges des plantes du radis (Raphanus Sativus L.).......................................
77
Figure 37. Effet du plomb sur la teneur en peroxyde d’hydrogène (H2O2) dans les
tubercules des plantes du radis (Raphanus Sativus L.)...............................
78
Figure 38. Effet du plomb sur la teneur en peroxyde d’hydrogène (H2O2) dans les
racines des plantes du radis (Raphanus Sativus L.)....................................
78
Figure 39. Effet du plomb sur le taux de la catalase (CAT) dans les feuilles des plantes du
radis (Raphanus Sativus L.)...........................................................................
79
Figure 40. Effet du plomb sur le taux de la catalase (CAT) dans les tiges des
plantes du radis (Raphanus Sativus L.)......................................................
80
Figure 41. Effet du plomb sur le taux de la catalase (CAT) dans les tubercules des
plantes du radis (Raphanus Sativus L.)......................................................
80
Figure 42. Effet du plomb sur le taux de la catalase (CAT) dans les racines des
plantes du radis (Raphanus Sativus L.)......................................................
81
Figure 43. Effet du plomb sur le taux de la peroxydase (POD) dans les feuilles des
plantes du radis (Raphanus Sativus L.)......................................................
82
Figure 44. Effet du plomb sur le taux de la peroxydase (POD) dans les tiges des
plantes du radis (Raphanus Sativus L.)......................................................
82
Figure 45. Effet du plomb sur le taux de la peroxydase dans les tubercules des
plantes du radis (Raphanus Sativus L.)......................................................
83
Figure 46. Effet du plomb sur le taux de la peroxydase (POD) dans les racines des
plantes du radis (Raphanus Sativus L.)......................................................
84
Figure 47. Coupes histologiques des feuilles des plantes de radis (Raphanus sativus
L.) sous différentes concentrations de plomb.............................................
85
Figure 48. Coupes des tiges des plantes de radis (Raphanus sativus L.) sous
différentes concentrations de plomb..........................................................
86
Figure 49. Coupes des tubercules des plantes de radis (Raphanus sativus L.) sous
différentes concentrations de plomb..........................................................
87
Figure 50. Coupes des racines des plantes de radis (Raphanus sativus L.) sous
différentes concentrations de plomb..........................................................
Figure 51. Courbe d’étalonnage des protéines……………………………………………...
50
125
SOMMAIRE
Introduction................................................................................................................................
1
Chapitre I : Synthèse bibliographique.......................................................................................
4
1. Généralités sur le plomb.........................................................................................................
4
1.1.
Histoire de l’utilisation du plomb..........................................................................
4
1.2.
Propriétés physico-chimiques du plomb...............................................................
5
1.3.
Cycle biogéochimique du plomb..........................................................................
6
1.4.
Origines de la pollution par le plomb....................................................................
7
1.5.
Différentes utilisations du plomb..........................................................................
8
1.6.
Toxicité du plomb pour l’homme..........................................................................
10
1.6.1.
Voies d’exposition................................................................................................
10
1.6.2.
Effets toxiques chez l’homme...............................................................................
11
2. Le plomb dans le compartiment sol-plante.............................................................................
13
2.1.
Le plomb dans le sol............................................................................................
13
2.1.1.
Origines et comportement du plomb dans le sol..................................................
13
2.1.2.
Mobilité du plomb dans le sol..............................................................................
14
2.2.
Le plomb dans la plante.......................................................................................
15
2.2.1.
La phytodisponobilité...........................................................................................
15
2.2.2.
Absorption du plomb par la plante.......................................................................
16
2.2.2.1.
L’absorption foliaire.............................................................................................
16
2.2.2.2.
Mécanismes d’adsorption sur les racines.............................................................
17
2.2.2.3.
Structure des racines.............................................................................................
17
2.2.2.4.
Mécanismes d’absorption racinaire......................................................................
18
2.2.2.4.1.
Les voies d’absorption racinaire du plomb..........................................................
19
2.2.2.4.1.1.
La Voie apoplastique............................................................................................
20
2.2.2.4.1.2.
La Voie symplastique...........................................................................................
21
2.2.2.4.2.
Mobilité et séquestration du plomb dans la plante...............................................
21
2.2.2.4.3.
Transfert du plomb des racines vers les parties aériennes...................................
23
2.2.3.
Impact du plomb sur les végétaux........................................................................
24
2.2.3.1.
Génération de stresse oxydant (oxydatif).............................................................
24
2.2.3.1.1.
Les espèces réactives d’oxygène (ERO)..............................................................
25
2.2.3.1.2.
Formation des espèces réactives d’oxygène (ERO).............................................
28
2.2.3.1.3.
Conséquences du stress oxydant..........................................................................
28
2.2.3.2.
Effets généraux du plomb sur les plantes.............................................................
29
2.2.3.2.1.
Effets sur la germination et la croissance.............................................................
29
2.2.3.2.2.
Effet sur le statut hydrique...................................................................................
30
2.2.3.2.3.
Effet sur la nutrition minérale..............................................................................
30
2.2.3.2.4.
Effets sur les protéines.........................................................................................
30
2.2.3.2.5.
Effet sur la Photosynthèse....................................................................................
31
2.2.3.2.6.
Action sur les activités enzymatiques..................................................................
32
2.2.3.2.7.
Altération des membranes cellulaires et peroxydation des lipides......................
32
2.2.3.2.8.
Altération de l’ADN.............................................................................................
33
2.3.
Stratégies développées par les végétaux pour la défense au stress métallique....
34
2.3.1.
Détoxication des espèces réactives d’oxygène (ERO..........................................
34
2.3.1.1.
Système antioxydant............................................................................................
34
2.3.1.1.1.
Antioxydants enzymatiques.................................................................................
34
2.3.1.1.2.
Antioxydants non enzymatiques..........................................................................
35
2.4.
Mécanismes de tolérance au stress métallique.....................................................
37
2.4.1.
Détoxication et chélation du plomb....................................................................
37
2.4.1.1.
Stratégie d’évitement et de séquestration.............................................................
38
2.4.1.2.
Chélation et transport du plomb...........................................................................
39
2.4.2.
Autres systèmes de défense au stress métallique.................................................
39
3. La phytoremédiation...............................................................................................................
41
3.1.
Nécessité de la dépollution....................................................................................
41
3.2.
Concept de La phytoremédiation...........................................................................
41
3.3.
Définition et techniques de phytoremédiation.......................................................
42
3.3.1.
La Phytostabilisation..............................................................................................
43
3.3.2.
La phytodégradation ou rhizodégradation.............................................................
43
3.3.3.
La rhizofiltration....................................................................................................
43
3.3.4.
La Phytoextraction.................................................................................................
43
3.3.5.
La Phytovolatilisation............................................................................................
44
3.4.
Avantages et limites de la technique de phytoremédiation....................................
44
3.5.
Implantation d’espèces tolérantes (Pourquoi restaurer le couvert végétal ?).........
44
4. Généralités sur l’espèce expérimentée le radis (Raphanus sativus L.)...................................
46
Présentation de la plante........................................................................................
46
4.1.
4.2.
Description.............................................................................................................
46
4.3.
Classification systématique....................................................................................
47
4.4.
Origines...................................................................................................................
48
4.5.
Techniques culturales et entretiens du radis...........................................................
48
4.6.
Composition du radis « Raphanus sativus L. ».......................................................
49
4.6.1.
Valeur nutritive.......................................................................................................
49
4.6.2.
Principes actifs et antioxydants..............................................................................
49
Chapitre II : Matériels et méthodes...........................................................................................
50
1. Matériels..................................................................................................................................
50
1.1.
Matériel végétal......................................................................................................
50
1.1.1.
Préparation du matériel végétal..............................................................................
50
1.2.
Les pots...................................................................................................................
50
1.3.
Le plomb.................................................................................................................
51
2. Mise en place des expérimentations........................................................................................
51
2.1.
Site expérimental....................................................................................................
51
2.2.
Le semis.................................................................................................................
52
2.3.
Plan de l’expérience................................................................................................
52
3. Récolte et Préparation pour les analyses ultérieures...............................................................
54
3.1.
La récolte des plantes..............................................................................................
54
3.2.
Paramètres étudiés..................................................................................................
54
3.2.1.
Paramètres morphologiques....................................................................................
55
3.2.2.
Paramètres biométriques.........................................................................................
55
3.2.2.1.
Le taux de germination des graines de radis..........................................................
55
3.2.2.2.
Hauteur de la partie aérienne..................................................................................
55
3.2.2.3.
Détermination du nombre de feuilles.....................................................................
55
3.2.2.4.
Mesure du poids frais..............................................................................................
55
3.2.2.5.
Mesure de la hauteur des plants..............................................................................
55
3.2.3.
Paramètres physiologiques.....................................................................................
56
3.2.3.1.
La teneur relative en eau (RWC)............................................................................
56
3.2.3.2.
Extraction et dosage de la chlorophylle et les caroténoïdes...................................
56
3.2.4.
Paramètres biochimiques........................................................................................
57
3.2.4.1.
Extraction et dosage des protéines solubles...........................................................
57
3.2.4.2.
Evaluation de la peroxydation lipidique.................................................................
58
3.2.4.2.1.
Extraction................................................................................................................
58
3.2.4.2.2.
Dosage des substances réagissant avec l’acide thiobarbiturique (TBARS)...........
58
3.2.4.2.3.
Dosage du peroxyde d’hydrogène (H2O2).............................................................
59
3.2.4.3.
Extraction et dosage des enzymes anti-oxydantes [catalase (CAT) et peroxydase
59
(POD)]....................................................................................................................
3.2.4.3.1.
Extraction des enzymes.........................................................................................
59
3.2.4.3.2.
Dosage de la catalase (CAT)..................................................................................
59
3.2.4.3.3.
Dosage de la peroxydase (POD)............................................................................
60
3.2.5.
L’étude histologique..............................................................................................
60
4. Analyse statistiques des résultats............................................................................................
61
Chapitre III : Résultats..............................................................................................................
62
1. Effet du plomb sur les paramètres morphologiques...............................................................
62
2. Effet du plomb sur les paramètres biométriques....................................................................
63
2.1.
Effet du plomb sur le taux de germination des graines..........................................
63
2.2.
Effet du plomb sur le nombre de feuilles...............................................................
64
2.3.
Effet du plomb sur l’évolution de la hauteur de la partie aérienne........................
65
2.4.
Effet du plomb sur le poids frais (la biomasse).....................................................
65
2.5.
Effet du plomb sur la taille (longueur) des plantes................................................
66
3. Effet du plomb au niveau des paramètres physiologiques......................................................
67
3.1.
Effet du plomb sur la teneur relative en eau (RWC)..............................................
67
3.2.
Effet du plomb sur la teneur en pigments chlorophylliens foliaires......................
67
3.2.1.
Teneur en chlorophylle a (CHa).............................................................................
67
3.2.2.
Teneur en chlorophylle b (CHb)............................................................................
68
3.2.3.
Teneur en chlorophylle totale (CHt)......................................................................
69
3.3.
Effet du plomb sur la teneur en caroténoïdes.........................................................
69
4. Effet du plomb au niveau des paramètres biochimiques........................................................
70
4.1.
Effet du plomb sur le taux des protéines totales....................................................
70
4.2.
Effet du plomb sur la teneur en lipoperoxydes (TBARS)......................................
73
4.3.
Effet du plomb sur la teneur en peroxyde d’hydrogène (H2O2).............................
76
4.4.
Effet du Plomb sur les enzymes antioxydants.......................................................
79
4.4.1.
Effet du Plomb sur le taux de la catalase (CAT)....................................................
79
4.4.2.
Effet du Plomb sur le taux de la peroxydase (POD)..............................................
81
5. L’étude histologique...............................................................................................................
84
Chapitre IV : Discussion............................................................................................................
89
1. L’effet du plomb sur les paramètres macroscopiques (paramètres morphologiques et
89
biométriques)...............................................................................................................................
2. L’effet du plomb sur les paramètres physiologiques..............................................................
90
2.1.
L’effet du plomb sur la teneur relative en eau (RWC)...........................................
90
2.2.
Effet du plomb sur la teneur en pigments chlorophylliens foliaires.......................
91
3. L’effet du plomb sur les paramètres physiologiques..............................................................
92
3.1.
Effet du plomb sur le taux des protéines totales.....................................................
92
3.2.
L’effet du plomb sur la teneur en Peroxyde d’hydrogène (H2O2)..........................
94
3.3.
Effet du plomb sur la teneur en lipoperoxydes (TBARS)......................................
95
3.4.
Effet sur les enzymes antioxydants........................................................................
96
4. L’étude histologique................................................................................................................
97
Conclusion..................................................................................................................................
101
Références bibliographiques......................................................................................................
104
Annexe........................................................................................................................................
125
INTRODUCTION
Introduction
Ces dernières années, le développement des activités industrielles a provoqué un
accroissement considérable de la teneur en métaux lourds dans l’environnement où ils
peuvent parvenir de différentes manières. Sous forme gazeuse, dissoute ou de particules liées,
les polluants peuvent pénétrer dans le sol par voie aérienne (déposition sèche), en utilisant
l’eau comme vecteur de transport (précipitation, eau de surface, déposition humide) ou encore
via des solides organiques tels les boues d’assainissement, le compost, les fertilisants et les
pesticides…(Aoun, 2009).
Un des problèmes majeurs en environnement est la contamination de l’atmosphère,
des eaux et des sols par de nombreux éléments et composés toxiques comme le plomb.
Ces contaminations découlent, dans leur immense majorité, des activités humaines.
L’exploitation de divers types de gisements en sous sol aboutit à l’accumulation de plomb en
surface. A ceci s’ajoute la pollution due aux rejets industriels atmosphériques ou solides
contenant du plomb. Ainsi les sols, l’air et les eaux sont concernés. Chez l’homme,
l’intoxication par le plomb provoque le saturnisme, une maladie aux conséquences graves
(Brunet, 2008).
Ces trente dernières années, de nombreux chercheurs se sont intéressés à l’impact du
plomb sur les végétaux, les zones proches d’industries métallurgiques, d’usines de recyclage
ou de mines de plomb où les retombées atmosphériques de plomb peuvent être importantes.
Le plomb étant un élément relativement peu mobile dans le sol, seule une faible
proportion contenue dans la solution du sol est disponible pour les plantes (Jopony et Young,
1994). En fonction des conditions du milieu, les plantes peuvent absorber une partie du plomb
présent dans le sol. Les ions Pb2+ diffusent dans la racine, mais sont bloqués par la barrière
physique que représente l’endoderme, ce qui limite fortement leur translocation vers les
parties aériennes. Bien que les plantes possèdent de nombreux systèmes de détoxication pour
limiter l’interaction de ces ions avec les molécules biologiques, ces derniers induisent tout un
éventail d’effets délétères pour les organismes.
1
Introduction
La présence de plomb dans les plantes induit la production d’Espèces Réactives de
l’Oxygène (ERO) perturbant le statut redox des cellules, ce qui occasionne un stress oxydatif
(Seregin et Ivanov, 2001; Sharma et Dubey, 2005). Cette caractéristique est connue pour être
une des causes principales de la toxicité des métaux lourds.
Le plomb perturbe ainsi les structures membranaires et pariétales, modifie le statut
hydrique, perturbe l’absorption et/ou la translocation des éléments minéraux essentiels
(calcium, manganèse, zinc, fer…) ou encore réduit la photosynthèse (Seregin et Ivanov, 2001;
Sharma et Dubey, 2005). A l’échelle macroscopique, l’exposition des plantes au plomb induit
une réduction de la croissance, de la biomasse produite, des rendements et lorsque le stress est
trop sévère, conduit à l’apparition de signes racinaires et foliaires visibles tel que les nécroses
et les chloroses, voire à la mort de la plante (Seregin et Ivanov, 2001; Sharma et Dubey,
2005).
Les sols sont des ressources limitées et considérées comme non renouvelables à
l’échelle humaine. Aujourd’hui, ce patrimoine est menacé à la fois par l’héritage du passé et
par l’extension des surfaces consacrées au développement industriel et urbain. Les sols ne
sont pas isolés, ils font partie de l’écosystème (Jenny, 1980). L’accumulation dans les sols des
métaux lourds, qui sont par nature non dégradables et potentiellement toxiques, augmente le
risque d’exposition des êtres vivants : microorganismes, plantes, animaux, et l’homme, qui se
situe en fin de la chaîne alimentaire.
Il est donc primordial non seulement de mieux connaître les facteurs essentiels
contrôlant la mobilité et la biodisponibilité des métaux dans les sols, mais aussi de développer
des solutions de réhabilitation efficaces et durables visant à limiter les risques liés à la
pollution métallique, et à restaurer et à préserver les ressources en sols, la capacité de
certaines plantes à tolérer ou même à accumuler des métaux a permis d’ouvrir de nouvelles
voies de recherches depuis longtemps sur le traitement des sols, la phytoremédiation (Salt et
al., 1995 ; Kirpichtchikova, 2009).
2
Introduction
Au cours de ce travail, nous avons choisi d’étudier les effets d’une pollution au plomb
sur la plante du radis (Raphanus sativus L.), une plante qui tolère le plomb (Liu et al., 2000)
et qui est considéré comme une plante model en éco-toxicologie (Sun et al., 2010), et les
relations qui existent entre le stress oxydatif et les effets observés. nous nous sommes attachés
à étudier d’une part les effets de ce métal sur de longue durée d’exposition, en considérant
plus particulièrement à l’évolution de trois marqueurs de stress (teneur en pigments
photosynthétiques, peroxydation lipidique et activités des enzymes antioxydantes (qui sont
des marqueurs indirects du stress oxydatif), et d’autre part de déterminer si elle présente le
potentiel suffisant pour être inclue dans des systèmes phytoremédiateurs.
Quatre parties composent ce mémoire.

La première partie présente une synthèse bibliographique qui retrace des
connaissances sur la pollution par le plomb, son impact sur les êtres vivants et
son Transfer dans le système sol-plante, du stress oxydatif dans les plantes et
les effets du plomb sur ces dernières et renferme aussi des notions sur la
phytoremédiation et des données générales sur l’espèce étudiée.

Une deuxième partie matériel et méthode où sont décrits le matériel biologique
utilisé, le protocole expérimental et les différentes techniques d’analyse.

La troisième partie présente les résultats obtenus.

La quatrième partie du manuscrit, est une discussion de l'ensemble de ces
résultats et nous concluons ce travail par une conclusion et perspectives.
3
SYNTHESE
BIBLIOGRAPHIQUE
GENERALITES SUR LE
PLOMB (Pb)
Chapitre I
Synthèse bibliographique
Actuellement, dans l’environnement une importante gamme de contaminants existe,
tels que les métaux lourds, les substances combustibles, les déchets dangereux, les
explosifs et les produits pétroliers. Ils se divisent en deux catégories : les composés
organiques et inorganiques (Brunet, 2008).
Les contaminants inorganiques majeurs sont les métaux lourds. Ils représentent un
problème différent des contaminants organiques : contrairement à ces derniers, ils ne peuvent
pas être dégradés par les microorganismes, ils doivent être « immobilisés » ou extraits. Il
existe plusieurs définitions du terme « métal lourd », ou élément trace métallique (ETM) : il
s’agit en général d’éléments métalliques naturels, caractérisés par une masse volumique
élevée, supérieure à 5 g/cm3 (Morlot, 1996). Quarante et un métaux correspondent à
cette définition générale.
D’autres définitions existent, les métaux lourds peuvent concerner les éléments
métalliques compris entre le cuivre et le plomb dans la classification périodique des éléments
(excluant alors le fer, le chrome) ; il peut aussi s’agir de tous les éléments métalliques
à partir de la quatrième période de la classification des éléments.
les métaux lourds les plus fréquents sont le cadmium (Cd), le chrome (Cr), le cuivre
(Cu), le plomb (Pb), l’arsenic (As), le nickel (Ni) et le zinc (Zn). Ils contaminent de
nombreux sites à travers le monde. Ils proviennent de la combustion des charbons, pétroles,
ordures ménagères, de l’épandage de boues sur les sols agricoles et de certains procédés
industriels (métallurgie des métaux non ferreux notamment) (Chaney et al., 1997).
1. Généralités sur le plomb
1.1. Histoire de l’utilisation du plomb
Le plomb a été l’un des premiers métaux utilisés par l’homme dès l’âge du bronze, il y
a plus de 7 000 ans. Du fait de sa relative disponibilité et de ses propriétés physico-chimiques
(malléabilité, ductilité, bas point de fusion, propriété anticorrosion), le plomb a été largement
utilisé par les Grecs et les Romains comme pigments (oxyde de plomb) ou pour réaliser
des canalisations, de la vaisselle, des pièces de monnaie, des toitures… (Pourrut, 2008).
4
Chapitre I
Synthèse bibliographique
L’utilisation du plomb a ensuite explosé au cours de la Révolution industrielle.
Pendant la première moitié du XXème siècle, le plomb a été utilisé dans l’industrie,
l’imprimerie et les peintures. Dans la seconde moitié du siècle, l’utilisation dominante était
liée aux carburants automobiles
(le
plomb
était
ajouté
dans
l’essence
comme
antidétonant) puis aux accumulateurs de voitures et industriels. Depuis les années 1970,
le développement de nouvelles technologies, la prise en compte des problèmes
environnementaux et de santé publique, ont conduit à la diminution ou à l’arrêt de
certaines utilisations du plomb (canalisations, soudure, peinture, pesticides, antidétonnant
dans l’essence…).
Dans les pays industrialisés, la production secondaire (à partir de la valorisation
des déchets) ne cesse de progresser par rapport à la production primaire (à partir de
minerai). (Ademe, 2006)
1.2. Propriétés physico-chimiques du plomb
Le plomb, du latin plombum est un métal mou, gris, habituellement trouvé en petite
quantité dans la croûte terrestre (0,002%). Il n’a ni goût ni odeur caractéristique. Il
appartient au group IV A de la classification périodique des éléments. Ses principales
propriétés physico-chimiques sont présentées dans le tableau (1).
De configuration électronique [Xe] 4f145d10 6s2 6p2, il possède 2 électrons non
appariés sur la dernière couche. Cette configuration électronique autorise les degrés
d’oxydation (+2) et (+4), en plus de la forme métal (0) (Cecchi, 2008).
Sept isotopes du Pb (202Pb,
204
Pb,
205
Pb,
seulement quatre se retrouvent à l’état naturel :
208
204
206
Pb,
207
Pb,
Pb (1,4%),
208
206
Pb,
210
Pb) existent mais
Pb (26,1%),
207
Pb (22,1%),
Pb (52,4%) (Brunet, 2008). Le plomb est un métal difficile à détruire, et non dégradable
(Morlot, 1996).
5
Chapitre I
Synthèse bibliographique
Tableau (1) : Principales propriétés physico-chimiques du plomb (Cecchi, 2008).
Symbole
Numéro Atomique
Masse Atomique
Point de fusion
Point d’ébullition
Densité
Configuration électronique
Valence
Rayons ioniques
Pb2+
Pb4+
Pb
82
207,2 g. mol-1
327 °C
1740°C
11,35
[Xe] 4f145d106s26p2
0, +2, +4
0,94 à 1,49 A
0,78 à 0.94 A
1.3. Cycle biogéochimique du plomb
Le plomb contenu dans les roches peut se retrouver dans les sols, par
altération de ces dernières, à des teneurs variables selon la composition initiale de la
roche mère. De même, il est présent dans tous les autres compartiments de l’environnement
(eaux, air et même les êtres vivants).
Le plomb est un élément réputé peu mobile par rapport à d’autres métaux en traces
tel que le cadmium (Bourrelier et Berthelin, 1998)., à l’interface entre la lithosphère et la
biosphère, le cycle biogéochimique du plomb dépend des caractéristiques physico-chimiques
du sol.
Le
plomb tend
à
former
des
complexes particulièrement
stables.
En
conséquence, il va être stocké en grande partie dans le sol. Toutefois, une fraction
mobile peut être absorbée par les organismes vivants (micro- et méso-organismes du sol,
végétaux…) et rentrer ainsi dans la chaîne alimentaire. Une petite partie de ce plomb peut
également être entraînée dans les rivières et les lacs, lors du processus d’érosion qui
arrachent les particules de sol liées au plomb et les entraînent par ruissellement vers les
hydrosystèmes de surface. (Ariès, 2001) a mis en évidence un flux de plomb des eaux
interstitielles vers le sédiment, démontrant ainsi que le plomb reste majoritairement
piégé dans le sédiment. (Figure 1).
6
Chapitre I
Synthèse bibliographique
Figure (1) : Cycle biogéochimique des éléments (Lamand et al., 1991).
1.4. Origines de la pollution par le plomb
Le plomb retrouvé dans l’environnement provient à la fois de sources naturelles
et anthropiques. Le métal est présent dans le sol, mais également dans tous les autres
compartiments de l’environnement : eau, air et même les êtres vivants.
Le plomb est naturellement présent en moyenne à 0,002% dans la croûte
terrestre (36eme élément de la croûte terrestre), généralement sous forme peu soluble. Des
dérivés inorganiques sont présents dans les eaux, les sédiments, les sols, l’atmosphère et
éventuellement en micro-traces chez les organismes vivants. Les sols non contaminés
contiendraient de 10 à 30 mg.kg-1(Nriagu, 1978 ; Baize, 2002).
A l’état naturel, le Pb se retrouve dans l’environnement sous forme de galène (sulfure
de Pb), de cérusite (carbonate de Pb), et d’anglésite (sulfate de Pb). La forme la plus
abondante est la galène, la cérusite et l’anglésite apparaissent lors de l’oxydation de la galène
(Brunet, 2008).
7
Chapitre I
Synthèse bibliographique
Dans l’air, les émissions de plomb provenant de poussières volcaniques véhiculées par
le vent sont reconnues d’importance mineure (Pichard, 2003), la majorité du plomb contenue
dans l’air ambiante provient de la combustion de l’essence plombée, en milieu urbain environ
90% du plomb est émis dans l’atmosphère par le gaz d’échappement mais la pollution de
l’air par le Pb a considérablement diminué depuis l’arrêt des essences plombées,
(Source CITEPA traitement OPECST).
A ce jour, les principales sources de contaminations en Pb
sont
les
rejets
anthropiques. Ils proviennent principalement des industries qui extraient et purifient le
Pb naturel et qui recyclent les composants contenant du Pb comme les batteries et
leurs retombées atmosphériques contaminent
les sols. A ceci s’ajoute
les déchets
industriels et la détérioration des peintures extérieures à base de Pb. Des rejets provenant
des industries sidérurgiques ainsi que les réseaux de canalisations de distribution d’eau
anciennes, contenant du Pb, contaminent les eaux (Viraraghavan et al ; 1999).
1.5. Différentes utilisations du plomb
La présence généralisée du plomb dans l’environnement est essentiellement due aux
activités humaines. Cette origine anthropique est multiple car les utilisations passées ou
présentes du plomb sont très nombreuses.
 Activités métallurgiques : Elles comprennent la métallurgie de première fusion
lors de laquelle le minerai de plomb subit différents traitements afin d’extraire
le plomb et les autres métaux. Il existe aussi la métallurgie de 2ème fusion ou
recyclage, qui consiste à obtenir du métal par la récupération de déchets
contenant du plomb.
 Production d’essence au plomb. Le tétra-éthyle de plomb (Pb(C2H5)4) était le
principal constituant des agents antidétonants ajoutés à l’essence, pour
augmenter le taux d’octanes. Cette utilisation est interdite depuis le 1er janvier
1996. Avant son interdiction, le plomb utilisé dans l’essence représentait la
majeure partie du plomb disséminé, à cause des émissions de fumées.
8
Chapitre I
Synthèse bibliographique
 Protection contre les radiations. Du fait de sa densité importante, le plomb est
utilisé pour la protection contre le rayonnement γ.
 Accumulateurs. Les batteries au plomb sont constituées de 2 électrodes, une
positive (PbO2/PbSO4) et une négative (Pb/PbSO4) immergées dans une
solution d’acide sulfurique (H2SO4). Une batterie contient environ 8,6 kg de
plomb. Les batteries restent la principale utilisation du plomb actuellement.
 Munitions (cartouches et grenailles de plomb) et lest de pêche. Des études
(Baron, 2001) ont montré que cette utilisation était responsable du saturnisme
des oiseaux. De plus, cela entraîne la dispersion d’environ 8000 t.an-1, dont
les ¾ sont dus à la chasse (BRGM, 2004).
 Peintures, pigments, apprêts. La cérusite ou blanc de plomb ont été utilisés dans
les peintures pendant près de 2000 ans. Le plomb a également été utilisé
comme composante de nombreux pigments en peinture. Le minium Pb3O4 est
appliqué sous forme d’une couche anti-rouille sur de l’acier (interdit désormais
comme peinture pour la coque des navires : submarine). Le stéarate de plomb
(Pb(C17H35COO) 2) et l’acétate de plomb (Pb (CH3CO-O) 2) sont ajoutés à la
peinture ou aux vernis comme dessiccateurs. L’utilisation dans les peintures est
arrêtée depuis 2002.
 Verre et cristal. Le plomb est utilisé pour abaisser la température de fusion et
pour assurer une meilleure transparence. Une fois que le plomb est relâché
dans l’atmosphère, il peut traverser des milliers de kilomètres, surtout si les
particules sont submicroniques ou s’il est sous forme de composés
organiques volatils.
 L’alimentation ; le plomb provient des procédés de stockage et de fabrication
(conserverie) et des boissons. et les canalisations d’eau potable. (Czernichow,
2006).
Le plomb trouvé dans les sols urbains vient des habitats anciens (peintures,
chauffage au fuel...) ainsi que des émissions de fumées automobiles. Celui trouvé dans les
sols ruraux vient plutôt des activités industrielles (production de batteries,...), des munitions
pour la chasse, des manufactures et des mines.
9
Chapitre I
Synthèse bibliographique
Il faut aussi considérer le plomb qui vient de l’atmosphère et qui se dépose, le
lessivage des peintures, ainsi que les pluies acides, le fonctionnement des décharges et
des stations d’épurations. (Cecchi, 2008). De fortes concentrations en plomb sont mesurées à
proximité des routes. Elles proviennent d’abord
des
anciennes
émissions
de
gaz
d’échappement des automobiles.
Le plomb s’est alors solidement fixé aux particules de sol. Une petite partie de
ce plomb peut être entraîné dans les rivières et les lacs, lors du processus d’érosion qui
arrachent les particules de sol liées au plomb et les entraînent par ruissellement vers les
hydrosystèmes de surface. Le mouvement du plomb associé aux particules du sol dépend du
type de plomb (sels ou composés) et des caractères physico-chimiques du sol. Le niveau de
plomb peut augmenter dans les plantes, les animaux, l’air, l’eau ou les sols. En effet, la
consommation de produits contaminés entraîne le passage de plomb dans les organismes.
1.6. Toxicité du plomb pour l’homme
De nombreuses utilisations historiques du plomb ou de ses composés sont
désormais proscrites en raison de la toxicité du plomb. Mais il reste largement présent
dans les sols, les logements anciens et insalubres ainsi que dans certains produits
domestiques (peintures, vernis, canalisations…).
Les métaux lourds ont des effets toxiques sur tous les organismes vivants (humains,
animaux, végétaux, microorganismes). Les métaux qui contaminent les sols et les aliments
peuvent s’accumuler dans ces organismes, tout au long de la chaîne alimentaire (Brunet,
2008).
1.6.1. Voies d’exposition
Les différentes voies de pénétration du plomb sont résumées dans le tableau (2).
Chez l’adulte, la voie de pénétration majoritaire est l’inhalation de particules, alors que chez
l’enfant, c’est plutôt l’ingestion par voie orale. La consommation d’eau passant par des
canalisations en plomb peut également être responsable de
l’ingestion de plomb. Plus
rarement, le plomb peut pénétrer par voie cutanée, notamment par contact avec des crèmes
contenant du plomb.
10
Chapitre I
Synthèse bibliographique
Tableau (2) : Voie d’exposition au plomb chez l’homme (BRGM, 2004).
Alimentation
Ingestion
Poussières
Inhalation
Peintures
Ingestion
Inhalation
Activité
professionnelle/
Loisirs
inhalation
Plantes contaminées par des
retombées atmosphériques
et/ou accumulation depuis le
sol
Gibier
Stockage des aliments
Poussières fines
Fumées de cigarettes
Emissions automobiles
Ecailles de peintures
anciennes
Poussières de peinture lors
des travaux de rénovation
Ingestion de sol par les
jeunes enfants (pica)
Métallurgie du plomb
Fabrication d’accumulateurs
et de batteries
Récupération des métaux
Soudure
Décapage des vieilles
peintures
Manipulation de pigments
Poussières
Activité de poteries,
imprimerie artisanale…
1.6.2. Effets toxiques chez l’homme
Le plomb se diffuse rapidement vers les différents organes comme le cerveau, les
dents, les os, par la circulation sanguine. La demi-vie du plomb dans les tissus mous et dans
le sang est de 30 jours environ, mais elle passe de 1 à 10 ans dans les os. L’élimination du
plomb se fait majoritairement par les urines, puis par les fèces, la salive et la sueur, et enfin
par les ongles et les cheveux (Pichard, 2002).
11
Chapitre I
Synthèse bibliographique
Le plomb a de nombreux effets toxiques sur la santé, qui sont basés sur les niveaux de
plomb dans le sang ou plombémie sanguine. En effet, il est responsable du saturnisme en
cas d’exposition chronique.
Il peut provoquer une grande
fatigue, des
troubles du
comportement, de la mémoire, du sommeil, des systèmes immunitaires et reproducteurs,
mais ses principaux organes cibles sont le système nerveux, les reins et le sang. En
bloquant plusieurs enzymes nécessaires à la synthèse de l’hémoglobine, il entraîne une
diminution du nombre de globules rouges et une anémie. De plus, le plomb passe facilement
la barrière placentaire par diffusion, d’où un risque d’exposition prénatale.
Le métabolisme du plomb est important à connaitre pour comprendre certains aspects
de l’intoxication et plus particulièrement les différences existant entre enfant et adulte, ou
encore chez la femme enceinte et le fœtus. Il importe d’évaluer les différentes phases de ce
métabolisme de l’absorption à l’élimination en passant par les mécanismes de transfert dans
les différents tissus et le stockage dans certains organes, pour en tirer des réponses quant à
l’évaluation des risques et la surveillance biologique des personnes exposées. (cecchi, 2008).
12
LE PLOMB DANS LE
COMPARTIMENT
SOL-PLANTE
Chapitre I
Synthèse bibliographique
2. Le plomb dans le compartiment sol-plante
2.1. Le plomb dans le sol
2.1.1. Origines et comportement du plomb dans le sol
Le plomb est un élément minéral naturellement présent dans la croûte terrestre, en
général à de faibles teneurs, son origine dans les sols étant liée à sa présence dans la roche
mère. Ceci peut cependant conduire parfois à des teneurs sensiblement plus élevées dans
certains gisements. Mais, ce sont surtout les dépôts continus de métaux et métalloïdes
par les activités humaines qui ont conduit à leur accumulation dans les différents
compartiments de l’environnement. Ceci surtout au voisinage des centres urbains et
industriels, mais également dans des zones plus reculées.
Dans le sol, le Pb peut se retrouver sous forme ionique, dissout, ou lié plus
ou moins fortement aux particules (Raskin et Ensley, 2000). L’accumulation de Pb,
provenant des retombées atmosphériques, ou de déchets contaminés déposés sur le sol, se
fait principalement dans les horizons de surface (Sterckeman et al., 2000) et plus
précisément dans les horizons riches en matières organiques. Les teneurs en Pb diminuent,
ensuite, plus en profondeur ( Abreu et al., 1998). Ceci s’explique par le fait que le Pb est peu
mobile. Etant principalement associé aux argiles, aux oxydes, aux hydroxydes de fer et
d’aluminium et à la matière organique, il n’est mobile que lorsqu’il forme des complexes
organiques solubles et/ou que le sol a dépassé sa capacité de sorption pour le Pb (Morlot,
1996; Raskin et Ensley, 2000).
Le comportement du plomb dans un sol dépend de différents facteurs comme sa
dynamique propre mais également des caractéristiques pédologiques et physico-chimiques du
sol (Baize, 1997). Il peut être soit sous forme liée aux particules de terre soit dans la
phase aqueuse. Dans les sols contaminés, la forme chimique initiale et la teneur en polluant
apportée ont également une influence. (Hinsinger, 1996, Dumat et al., 2001 ; Ferrand et al.,
2006). Il est donc fondamental de déterminer la genèse, la répartition, la localisation la
configuration des associations du plomb avec les différents constituants du sol.
13
Chapitre I
Synthèse bibliographique
2.1.2. Mobilité du plomb dans le sol
Le plomb étant en général considéré comme un élément peu mobile dans les
milieux naturels, il a donc tendance à s’accumuler dans les horizons superficiels des sols.
Les travaux de (Sterckeman, 2000), démontrent que dans des profils de sol au voisinage des
fonderies, le plomb est essentiellement concentré dans les 30 premiers centimètres.
La mobilité du plomb est principalement contrôlée par sa spéciation (forme
chimique) en phase aqueuse et par des processus d’adsorption/désorption ainsi que de
dissolution/précipitation. Et par le rôle de certains paramètres tels que le pH, le potentiel
redox (Le potentiel d’oxydoréduction), la composition minéralogique (matière organique,
argile, oxydes…) du sol ou du sédiment.
 Influence du pH
C’est le facteur qui influence le plus la mobilité et la biodisponibilité du plomb
(Swaine, 1986). Les risques de mobilité sont plus grands dans les milieux acides, alors que la
solubilité diminue avec l’élévation du pH. A pH 5, le plomb semble majoritairement adsorbé
aux oxydes et aux matières organiques (Alloway, 1995), et une augmentation du pH a pour
effet de rendre le plomb moins biodisponible.
 Influence du potentiel redox
Le potentiel d’oxydoréduction (Eh) exprime le flux d’électrons des agents réducteurs
vers les agents oxydants. Il est contrôlé par l’activité des électrons en solution (Sposito,
1983). Bien que le plomb garde globalement le même état d’oxydation dans les milieux
naturels, sa mobilité va néanmoins être affectée par des variations de potentiels redox du
milieu. Ces variations sont susceptibles de modifier la chimie de la phase aqueuse, pouvant
entraîner des phénomènes de précipitation de minéraux contenant du plomb. A l’inverse, ces
variations de potentiel redox peuvent entraîner la dissolution de phases porteuses de plomb.
(Chuang et al., 1996) observent une augmentation de la solubilité du plomb et du zinc lorsque
le potentiel redox diminue.
14
Chapitre I

Synthèse bibliographique
Influence de la composition minéralogique du sol
Dans la mesure où la mobilité du plomb est majoritairement contrôlée par des
phénomènes d’adsorption ou de précipitation/dissolution, elle va être dépendante de
la
composition minéralogique du sol, notamment de la teneur en phases adsorbante (matière
organique, argile, oxydes…). La teneur en carbonates va également affecter la mobilité du
plomb. En effet, dans les sols riches en carbonates, le plomb va pouvoir être piégé par simple
adsorption à la surface de la calcite ou par précipitation minérale due aux pH élevés de ce type
de sol. (Veeresh et al., 2003) ont étudié l’adsorption de métaux lourds dont le plomb sur 3
types de sol : acides, neutres et alcalins. Les résultats obtenus montrent que les
caractéristiques minéralogiques et chimiques des sols neutres et alcalins sont plutôt favorables
à un piégeage du plomb par précipitation ou Co-précipitation minérale (carbonates, oxydes..)
à l’inverse dans les sols acides, le plomb semble lié à la fraction échangeable et a donc une
plus grande mobilité potentielle.
Les microorganismes peuvent aussi limiter la mobilité des métaux, par des
phénomènes d’adsorption à l’interface solide/liquide, les bactéries jouant un rôle de transport
des métaux dans la phase liquide. Elles peuvent aussi augmenter le lessivage et la dissolution
des métaux en sécrétant des molécules organiques, qui entraînent une acidification du sol
(Ernet, 1996).
2.2. Le plomb dans la plante
2.2.1. La phytodisponobilité
La notion de phytodisponobilité découle directement de la notion de biodisponibilité
définie comme « l’aptitude d’un élément à être transféré d’un compartiment du sol vers un
organisme vivant (bactérie, végétal, animal, homme) » (Baize, 1997). Ainsi, selon (Hinsinge
et al., 2005), est biodisponible pour une plante (phytodisponible), la fraction d’un élément
susceptible d’être absorbée par les racines.
15
Chapitre I
Synthèse bibliographique
La phytodisponobilité des ETM est fortement corrélée à la concentration d’espèces
ioniques dans la solution du sol (Kabata-Pendias et Pendias, 1992). Elle est également
largement dépendante des propriétés du sol, de l’espèce végétale considérée et de l’élément en
question. La phytodisponobilité va donc dépendre des différents paramètres permettant le
transfert de la phase solide du sol vers le végétal (Hinsinger et al., 2005) :
• La disponibilité ou mobilité chimique
• L’accessibilité ou mobilité physique
• L’assimilation ou mobilité biologique
2. 2. 2. Absorption du plomb par la plante
Les plantes peuvent absorber du plomb à partir des racines, mais également à partir
des organes aériens, ou bien par l’intermédiaire des deux. Les quantités de métal absorbées
par les racines dépendent de la concentration et de la solubilité du métal dans la solution du
sol, mais également de ses capacités de migration du sol vers la surface des racines, et de sa
translocation des racines vers les feuilles. (Patra et al., 2004 ; Zheng et al., 2011).
2. 2. 2.1. L’absorption foliaire
Bien qu’elle ait été peu étudiée par rapport à l’absorption racinaire, l’assimilation du
plomb par les feuilles peut représenter une part importante dans le taux de contamination de la
plante. Le plomb peut être apporté sur les feuilles par des retombées atmosphériques, mais
également dans les champs par des apports en engrais et pesticides (plomb sous forme
d’impuretés). La majorité de ce plomb est lessivée, mais une partie va s’adsorber aux lipides
épicuticulaires et être absorbée par les feuilles (Prasad et Hagemeyer, 1999; Hovmand et al ;
2009). La capacité des plantes à absorber le plomb disponible via leurs feuilles dépend à la
fois de l’âge de celles-ci, mais également de leurs morphologies. Dans le cas de « légumefeuilles », comme l’épinard, ou de céréales, comme le blé, exposés à de fortes retombées
atmosphériques, la quantité de métal absorbée par les parties aériennes peut atteindre jusqu’à
95 % de la quantité totale absorbée (Dalenberg et Van Driel, 1990).
16
Chapitre I
Synthèse bibliographique
2. 2. 2. 2. Mécanismes d’adsorption sur les racines
En dehors de certaines zones où la teneur atmosphérique en plomb est importante, ce
dernier pénètre majoritairement dans la plante via les racines. Les couches supérieures du
cortex racinaire (rhizoderme et collenchyme/parenchyme) constituent une barrière physique
contre la pénétration du plomb dans la racine. Le mécanisme, ou plus vraisemblablement les
mécanismes par lesquels ce métal arrive à pénétrer dans les racines ne sont pas encore
élucidés. Toujours est-il que dans un premier temps le plomb présent dans la solution du sol
s’adsorbe à la surface de cet organe. Il peut se lier aux groupements carboxyles des acides
uroniques composant le mucilage racinaire (Glinski et Lipiec, 1990) ou directement aux
polysaccharides présents à la surface des cellules rhizodermiques. Cette fixation en surface
permet de restreindre le passage du plomb à l’intérieur de la racine.
La formation de plaques d’oxydes et d’hydroxydes de fer à la surface racinaire est
assez courante. Du fait de leur capacité à adsorber de grandes quantités de métaux, ces
plaques limitent la pénétration des métaux dans la racine (Otte et al., 1987). Cependant, dans
le cas du plomb, ces plaques semblent jouer un rôle de barrière physique moins important que
pour d’autres métaux (Ye et al., 1998).
Les mycorhizes peuvent également constituer une barrière supplémentaire protégeant
le système racinaire du plomb, en modifiant l’adsorption des métaux à la surface des racines
(Hall, 2002).
2. 2. 2. 3. Structure des racines
La structure des racines (figure 2) (Gobat et al., 1998) , longitudinalement, de l’apex
(pointe) vers la base est constituée de:

La coiffe, composée de cellules subérisées se renouvelant constamment. Cette coiffe
joue un rôle de lubrifiant améliorant la pénétration de la racine dans le sol, grâce à la
sécrétion d’un mucilage (polyosides).

Le méristème apical, qui est une zone de multiplication cellulaire, où se fait la
croissance primaire des racines.

La zone d’élongation principale des cellules, et de différenciation des tissus racinaires.
17
Chapitre I

Synthèse bibliographique
Le rhizoderme (ou épiderme
racinaire), qui est une zone contenant les poils
absorbants permettant d’augmenter la surface d’absorption de l’eau et des éléments
minéraux.

L’exoderme, qui est la zone de lyse des cellules du rhizoderme.
Figure (2) : Coupe longitudinale de racine (Gobat et al., 1998).
Transversalement, de l’extérieur vers l’intérieur les racines sont constituées de plusieurs
couches successives :

L’exoderme

Le cortex

L’endoderme

Le cylindre central ou stèle, qui contient les vaisseaux.
2. 2. 2. 4. Mécanismes d’absorption racinaire
Du fait des risques de contamination de la chaîne alimentaire par
le
plomb,
L’absorption racinaire a fait l’objet de nombreuses recherches sur diverses espèces végétales.
De ce fait, ces études ont porté essentiellement sur les céréales, comme l’orge et le blé
(Tanton et Crowdy, 1971), le maïs (Tung et Temple, 1996), ou les légumes, comme la laitue
(Glater et Hernandez, 1972), le radis (Lane et Martin, 1977) et l’oignon (Wierzbicka, 1987).
18
Chapitre I
Synthèse bibliographique
Ces travaux ont révélé que le plomb, après s’être fixé au rhizoderme, pénétrait dans le
système racinaire de façon passive et suivait le système de conduction de l’eau. Cette
absorption n’est pas uniforme le long de la racine, puisqu’il existe un gradient de
concentration en plomb dans les tissus à partir de l’apex, qui est la zone la plus concentrée
(Tung et Temple, 1996; Seregin et al., 2004). Les tissus jeunes, et en particulier la zone
apicale (en dehors de la coiffe) où les cellules possèdent des parois encore fines, sont les
zones absorbant le plus de plomb (Wierzbicka, 1987 ; Seregin et al., 2004). Cette région
apicale correspond également à la zone où le pH rhizosphérique est le plus bas. Ce pH bas
favorise la solubilité du métal et conduit à une élévation locale de la concentration en
plomb dans la solution du sol.
Au niveau moléculaire, le mécanisme de pénétration du plomb dans les cellules
du rhizoderme n’est toujours pas encore connu. Il semblerait que le plomb puisse
rentrer par plusieurs voies d’accès, notamment des canaux ioniques et/ou des transporteurs
ioniques. Le plomb
profiterait
de
la
non-spécificité
de
certains
de
ces
canaux/transporteurs et de la très forte différence de potentiel membranaire dans les
cellules du rhizoderme (Hirsch et al., 1998), pour diffuser à l’intérieur de la racine.
L’absorption du plomb est donc une absorption passive, mais nécessite une dépense
énergétique de la cellule pour maintenir ce potentiel très négatif. Le maintien de ce potentiel
s’effectue notamment par l’excrétion de protons dans le milieu extérieur, via des pompes
H+/ATPase. Dans des blés traités au plomb, l’utilisation de vanadate, un inhibiteur de ces
pompes, a permis de limiter fortement l’absorption de ce métal (Wang et al., 2007).
2. 2 .2. 4 .1. Les voies d’absorption racinaire du plomb
Cette absorption peut se faire de plusieurs manières. Soit la pénétration grâce à un
transport actif interne par le symplaste (cytoplasmes des cellules reliés entre eux par les
plasmodesmes), ou bien par voie passive ou apoplastique, c'est-à-dire par un transport dans
les espaces intercellulaires (ou espaces libres apparents) (figure 3).
19
Chapitre I
Synthèse bibliographique
2. 2. 2. 4. 1. 1. La Voie apoplastique
De nombreuses études histologiques ont permis de montrer que le plomb était
transporté essentiellement dans l’apoplaste, (figure 3) et qu’il suivait les mouvements d’eau à
l’intérieur de la plante (Tanton et Crowdy, 1971; Lane et Martin, 1977).
Ce phénomène s’arrête le plus souvent au niveau de l’endoderme, du fait de la
présence de cadres de subérines, ou bandes de Caspary, qui bloquent le passage des molécules
et des ions. A ce moment là, l’eau et les molécules sont obligées de traverser les membranes
plasmiques des cellules de l’endoderme, afin de pouvoir parvenir dans le cylindre central
contenant les vaisseaux du xylème. Après avoir traversé la membrane plasmique de la
face interne de l’endoderme, les ions peuvent à nouveau reprendre le chemin apoplastique.
Il reste néanmoins possible qu’une faible partie de l’absorption des ions se fasse par
l’apoplasme complètement Par les cellules de transferts (Cellules non subérifiées de
l’endoderme)(Cecchi, 2008)., le plomb peut migrer relativement vite (Wierzbicka,1987).
Figure (3) : Trajet des éléments métalliques de la surface des racines jusqu’ au cylindre
central par voie apoplastique (en bleu) et voie symplastique (en rouge) (Kirpichtchikova,
2009).
20
Chapitre I
Synthèse bibliographique
2. 2. 2. 4. 1. 2. La Voie symplastique
La pénétration du plomb dans les racines par cette voie se fait grâce à un transport
actif interne par le symplaste (cytoplasmes des cellules reliés entre eux par
les
plasmodesmes). Après avoir traversé la paroi cellulaire, les ions métalliques atteignent la
surface de la membrane plasmique, puis pénètrent dans le symplaste. Ensuite, ces ions
métalliques peuvent passer d’une cellule à l’autre en empruntant les plasmodesmes, qui relient
les cellules (figure 3).
La quantité de ce métal passant par cette voie est marginale par rapport à la voie
apoplastique, et peu d’études en ont fait état. Cependant, elle a une importance capitale dans
la toxicité du plomb car c’est cette fraction, passant par le symplaste, qui cause la majorité des
effets délétères observés. Les mécanismes de pénétration dans le symplaste ne sont pas
clairement identifiés. Pourtant, à des doses non létales, le plomb pénètre uniquement dans
le symplaste dans les zones de divisions cellulaires actives, comme la zone apicale (Tung et
Temple, 1996) ou le protoderme (Wierzbicka, 1998). En effet, les cellules jeunes ne possèdent
pas encore de paroi secondaire et leur paroi primaire est très fine.
2.2.2.4.2. Mobilité et séquestration du plomb dans la plante
Bien qu’il arrive à diffuser dans la racine, et même à être transféré vers les
parties aériennes, seule une faible fraction du plomb présent dans la racine est mobile. Plus de
90 % se retrouve sous forme insoluble (Ernst, 1998; Wierzbicka et al., 2007) et est
fortement lié aux enveloppes cellulaires externes (figure 4). Le plomb est principalement lié
aux parois (Tung et Temple, 1996; Wierzbicka, 1998), mais peut se trouver associé à la
lamelle moyenne (Jarvis and Leung, 2001, 2002) ou à la membrane plasmique (Seregin et al.,
2004). Il peut également être précipité dans l’espace intercellulaire (Jarvis et Leung, 2001).
Cette répartition, très spécifique au plomb, s’explique par son affinité particulière
pour les groupements carboxyles présents sur les molécules de surfaces des parois. Ces sites
chargés négativement sont généralement liés à des cations comme le calcium. Les ions Pb2+
rentrent donc en compétition avec les ions Ca2+ pour l’accès à ces sites (Lane et al., 1978).
21
Chapitre I
Synthèse bibliographique
Figure (4): Représentation schématique d’une cellule végétale, avec représentation des zones
impliquées dans la séquestration du plomb (1 à 4) (Pourrut, 2008).
Les études faisant état de la présence de plomb dans le symplaste n’ont pas pu révéler
la présence de plomb à l’état libre dans le cytoplasme. Le plomb symplastique peut se
retrouver confiné dans certains compartiments cellulaires, comme les vacuoles (figure 4.1)
(Małecka et al., 2008; Meyers et al., 2008), les vésicules dictyosomales ( figure 4.2) les
vésicules du réticulum endoplasmique ( figure 4.3) (Wierzbicka et al., 2007) ou les
évaginations tubulaires de la membrane plasmique, les plasmatubules (figure 4.4)
(Wierzbicka, 1998).
Cette séquestration intervient très rapidement, et permettrait ainsi de limiter l’accès du
plomb à certains sites sensibles (Wierzbicka et al., 2007). De plus, le plomb séquestré dans les
plasmatubules est excrété rapidement au niveau des parois, dans l’espace intercellulaire
(Wierzbicka, 1998).
22
Chapitre I
Synthèse bibliographique
A des doses létales, le plomb pénètre dans tous les tissus racinaires, et les membranes
plasmiques ne semblent plus jouer leur rôle de barrière physique (Seregin et al., 2004). A ces
concentrations, le plomb induit une désorganisation de ces dernières. Il peut alors pénétrer
massivement dans le cytoplasme, le noyau et les différents organites, y compris ceux
possédant des doubles membranes, comme les mitochondries (Małecka et al., 2008).
2.2.2.4.3. Transfert du plomb des racines vers les parties aériennes
Après l’absorption par les racines, la translocation correspond au transfert des
éléments traces métalliques vers les parties aériennes. Elle peut varier considérablement en
fonction du métal, mais également de l’espèce végétale. Pour être conduits vers les parties
aériennes, les éléments prélevés dans le sol par les racines doivent être transportés dans le
cortex puis déversés dans les vaisseaux du xylème (par circulation de la sève brute). Ce flux
d’ions métalliques dans le xylème nécessite leur chélation à des acides organiques (tels que le
citrate) ou à des acides aminés (comme l’histidine) (Briat et Lebrun, 1999).
Pour la plupart des espèces, la majorité du plomb absorbé par les plantes réside
dans les racines, et seulement une faible proportion est transloquée vers les parties
aériennes. Ce transport limité des racines vers les feuilles peut être expliqué par la
barrière formée par l’endoderme des racines.
Les bandes de Caspary peuvent en effet être un facteur majeur limitant le
franchissement de l’endoderme jusqu’au cylindre central (Seregin et al, 2004 ; Sharma et
Dubey, 2005). Pour illustrer ce propos, différents auteurs ont défini un facteur de
translocation, qui est calculé comme suit (Mattina et al., 2003 ; Tanhan et al., 2007):
[Pb] parties aériennes / [Pb] racines
Cette restriction du transport vers les parties aériennes représente un facteur de
tolérance des plantes à la présence de contaminants dans leur milieu de culture. En effet, il est
important que le moins de plomb possible soit transféré vers les feuilles, car c’est un élément
toxique, notamment pour l’activité photosynthétique, pour la synthèse de chlorophylle ou
encore pour la synthèse d’enzymes anti-oxydantes (Kim et al, 2003).
23
Chapitre I
Synthèse bibliographique
Ceci n’est cependant pas vrai pour les espèces hyperaccumulatrices, qui ont
la
capacité de transloquer une grande quantité du plomb vers les parties aériennes (Seregin et
Ivanov, 2001), et qui présentent donc des facteurs de translocation supérieurs à 1 (Baker,
1981).
2. 2. 3. Impact du plomb sur les végétaux
La toxicité du plomb dépend de sa concentration dans le milieu, de sa spéciation, des
propriétés du sol, et enfin de l’espèce végétale concernée. Les plantes mettent en place
diverses barrières physiques pour se protéger, quand le plomb a réussi à passer à travers ces
barrières de protection, il peut affecter de nombreux processus physiologiques de la plante.
Les premiers effets ne provoquent pas de symptômes visibles, ceux-ci ne se manifestant qu’en
cas de toxicité avancée (Cecchi, 2008).
Le premier effet des métaux lourds observable chez les végétaux est une inhibition de la
croissance. Celle-ci s’accompagne très souvent
de nombreux autres indices de
dysfonctionnement : chlorose foliaire, importantes lésions nécrotiques, jaunissement
progressif, repliement ou dessèchement du feuillage, les bases moléculaires de ces
perturbations sont encore mal connues, mais on admet généralement qu’elles résultent d’un
stress oxydatif, dû à la production d’espèces réactives de l’oxygène (ERO) ou « Réactive
Oxygen Species » (ROS). Qui altèrent toute une série de substrats biologiques importants, et
modifient les domaines fonctionnels des biomolécules pouvant conduire à la mort cellulaire
(Devi et Prasad, 1999; Cheng, 2003).
2. 2. 3.1. Génération de stresse oxydant (oxydatif)
Un des effets très importants provoqué par le plomb dans les cellules est la génération
de stress oxydant (ou oxydatif) qui a été défini par (Sies, 1997) comme une perturbation de la
balance entre les prooxydants et les antioxydants, en faveur des premiers, conduisant à des
dommages potentiels. Le stress oxydatif est la conséquence de la diminution du niveau des
antioxydants et/ou l’augmentation de la production d’ERO souvent associées aux radicaux
libres.
24
Chapitre I
Synthèse bibliographique
Le stress oxydatif est aussi induit par plusieurs facteurs environnementaux (figure 5)
comme les hautes et basses températures, les ultraviolets, l'excès de lumière, les pathogènes,
les oxydants atmosphériques, les herbicides, le manque d'oxygène et la sécheresse. En fait, la
caractéristique commune de l'imposition d'un stress environnemental sur les tissus végétaux
est l'augmentation du niveau de production de ERO potentiellement dommageables (Chen et
al, 1993 ; Asada, 1999).
Figure (5) : La génération du stress oxydant sous l’influence des contraintes
environnementales (Parent et al, 2008).
2. 2. 3.1.1. Les espèces réactives d’oxygène (ERO)
Les espèces réactives d’oxygène ou les radicaux libres sont des espèces chimiques qui
possèdent un électron célibataire qui, parce qu’il n’est pas apparié à un autre électron de spin
opposé, confère à la molécule une grande instabilité, ce qui signifie qu'elles ont la possibilité
de réagir avec de nombreux composés. Si l'instabilité est importante, l’électron libre est
rapidement transféré sur une autre molécule (Halliwell, 2006).
25
Chapitre I
Synthèse bibliographique
En biologie, le terme de radical libre est utilisé pour désigner les dérivés réactifs de
l'oxygène, ou espèce réactive oxygénée, ou radicaux oxygénés libres. Il s'agit d'une classe
spécifique de radicaux. Toutes ces espèces réactives partagent la même propriété : elles sont
relativement instables et ont de fait une durée de vie généralement très courte : leur demi-vie
est de 10-9 à 10-6 sec pour les plus instables (Tessier et Marconnet 1995), jusqu’à quelques
dizaines de secondes pour O2°- et H2O2. Leur courte durée de vie ne devrait pas permettre
aux ERO d’avoir une action majeure sur la cellule. Or cela est contrecarré par leur forte
réactivité et leur capacité à produire des réactions en chaîne. En effet chaque espèce pourra
générer à son tour une nouvelle espèce (figure 6).
Figure (6) : Cascade de production des principales ERO : en orange ERO non radicalaires ;
en jaune EOR radicalaires. D’après (Favier, 1997).
Les principales ERO que nous pouvons retrouver dans la cellule sont les espèces radicalaires
et non radicalaires.

ERO radicalaires
L’anion superoxyde (O2°-)
Le radical hydroxyl HO°
L’oxyde nitrique NO°
Les radicaux peroxyl ROO°
26
Chapitre I

Synthèse bibliographique
ERO non radicalaires
L’oxygène singulet 1O2
Le peroxyde d’hydrogène H2O2
Le peroxynitrite NO3
-
L’acide hypochloreux HClO
.-
En effet, l’anion superoxyde (O2 ) et le peroxyde d’hydrogène (H2O2) sont très
sélectifs dans leurs réactions avec les molécules biologiques et ne vont, par exemple,
.
interagir qu’avec quelques enzymes. Au contraire, le radical hydroxyle ( OH) réagit avec
toutes les molécules présentes à proximité ( Halliwel, 2006).
Il est possible d’estimer indirectement le niveau de production d’ERO et du stress
oxydant généré, en mesurant l’activité des enzymes antioxydantes, ou le taux de
peroxydation lipidique, qui sont des biomarqueurs du stress oxydatif (Seregin and
Ivanov, 2001; Sharma and Dubey, 2005). En règle générale, les enzymes du cycle AsadaHalliwell-Foyer, les superoxyde-dismutases (SOD) et les peroxydases POD sont activées,
quelle que soit l’intensité du stress plombique et sa durée. L’idée d’une flambée oxydative
induite par le plomb est renforcée par l’étude de la peroxydation lipidique qui se révèle
corrélée à l’augmentation des activités antioxydantes.
Ces éléments sont
produits pendant
la réduction de
l’oxygène par
les
cytochromes de la chaîne respiratoire. Le chloroplaste constitue le compartiment de la
photosynthèse associé à une forte énergie de transport d’électrons, et donc une réserve
d’oxygène, qui peut être à l’origine de la formation des ROS (Asada, 1999). En cas d’excès,
l’augmentation de radicaux libres de l'oxygène dans les cellules provoque des
dommages cellulaires irréversibles, tels que la peroxydation des lipides ainsi que la
dénaturation oxydative des acides aminés et des bases azotées.
27
Chapitre I
Synthèse bibliographique
2. 2. 3.1.2. Formation des espèces réactives d’oxygène (ERO)
Le rôle des métaux lourds dans la formation des ERO est lié à leur capacité à exister
sous différents états d’oxydation. En effet, les cations d’éléments comme Fe, Cu, Cr ou Mn
sont capables de céder un ou plusieurs électrons susceptibles de réduire l’oxygène et ses
dérivés.
Le Plomb va induire la production d’espèces réactives de l’oxygène (ERO) et de
radicaux libres (Hall, 2002) car il stimule des réactions qui en produisent, la plus connue de
ces réactions est la réaction de Fenton qui se produit en présence de fer ferreux et qui conduit
à la réduction du peroxyde d’hydrogène (H2O2) en radical hydroxyl (•OH) et en anion
-
hydroxyl (OH ).
Fe2+ + H2O2 → Fe3+ + OH- + .OH
D’autres réactions de ce type ont également été décrites, telle que la réaction
d’Haber-Weiss au cours de laquelle le peroxyde d’hydrogène réagit avec un radical
superoxyde, comme l’anion superoxyde •O2-, aboutissant, là encore, à la production du
radical hydroxyle (•OH) qui est un puissant agent oxydant (Kehrer, 2000 ; Remon, 2006 ;
Seol et Javandel, 2008).
.
O2- + H2O2 → .OH + OH- + O2
2. 2. 3.1.3. Conséquences du stress oxydant
Lorsque la quantité d’ERO générée dépasse les capacités antioxydantes de
l’organisme, la toxicité des ERO s’exprime par de nombreux aspects, et en particulier par la
perturbation de nombreux processus physiologiques comme la photosynthèse et
la
respiration (Sies, 1997; Dat et al., 2000; Inze et Montagu, 2001; Arora et al., 2002). Cette
toxicité s’explique par la réactivité des ERO, en particulier celle de l’OH, envers les
macromolécules biologiques. Les ERO ont divers effets néfastes pour les cellules. Elles
entraînent un ralentissement de la croissance végétale par une perturbation du métabolisme.
28
Chapitre I
Synthèse bibliographique
Lorsque le stress oxydant est trop important, la capacité des enzymes antioxydantes est
dépassée, provoquant un excès de radicaux. Cet excès va entrainer des lésions sur les molécules
telles que l’ADN, les protéines ou les lipides. A ce moment là, l’apparition des symptômes
visibles a lieu, notamment un brunissement des racines, ainsi que des chloroses et des nécroses
sur les feuilles, entrainant une perturbation de la croissance pouvant aller jusqu’à la mort de
l’organisme. (Cecchi, 2008).
2. 2. 3. 2. Effets généraux du plomb sur les plantes
2. 2. 3. 2. 1. Effets sur la germination et la croissance
A l’échelle macroscopique, le plomb entraîne des effets néfastes sur les plantes. En
premier lieu, la germination est fortement inhibée par les ions Pb2+ à de très faibles
concentrations (Mishra et al., 1998 ; Tomulescu et al., 2004). De plus fortes doses conduisent
à une inhibition totale de la germination chez les espèces végétales, comme le haricot
(Wierzbicka et al., 1998).
Le plomb réduit également fortement le développement de la plantule et des radicelles
(Mishra et Choudhuri, 1998). Un traitement à de faibles concentrations en plomb inhibe la
croissance des racines et des parties aériennes (Makowski et al., 2002; An, 2006). Cette
inhibition est plus importante pour la racine, ce qui peut être corrélé à la plus forte teneur en
plomb de cette dernière. (Obroucheva et al., 1998).
L’accroissement de biomasse végétale est diminué par de fortes doses de plomb
(Xiong et al., 2006). Sur de longues durées, les traitements au plomb, même à des doses nonlétales, peuvent conduire à l’apparition de nécroses au niveau des apex racinaires et des
feuilles, ainsi que des chloroses foliaires (Liu et al., 2000). L’ensemble des perturbations
macroscopiques observées est la résultante :
 De l’interaction du plomb avec les différents composants cellulaires et les
macromolécules (protéines, ADN…).
 De la perturbation de nombreux processus physiologiques comme la régulation du statut
hydrique, la nutrition minérale, la respiration ou la photosynthèse.

29
Chapitre I
Synthèse bibliographique
2. 2. 3. 2. 2. Effet sur le statut hydrique
Le plomb peut également affecter l’état hydrique de la plante, en provoquant
un stress hydrique, notamment par la fermeture des stomates. Cette fermeture des stomates
a un impact sur divers processus dans la cellule tel que la photosynthèse, en induisant une
déficience en CO2 (Parys et al., 1998). Le stress hydrique s’exprime également par une
réduction de la surface foliaire, ainsi que globalement de tous les organes sièges de la
transpiration, afin de limiter les pertes en eau. On observe ensuite un flux transpiratoire
diminué, une pression osmotique plus faible ou un potentiel hydrique réduit dans le xylème.
Le plomb provoque une perte globale de turgescence et de plasticité, et enfin une réduction
globale du contenu en eau de la plante (Weryszko-Chmielewska et Chwil, 2005).
2. 2. 3. 2. 3. Effet sur la nutrition minérale
Le plomb affecte également la nutrition minérale, en perturbant le prélèvement et le
transport des nutriments par la plante, tels que Ca, Fe, Mg, Mn, P et Zn en bloquant leur
entrée ou en se liant à eux, les rendant indisponibles pour les plantes (Xiong, 1997).
Burzynski (1987) a montré que la présence de plomb entraînait une diminution du contenu en
potassium dans tous les tissus du concombre, ainsi qu’une diminution du calcium dans les
cotylédons et l’hypocotyle, mais aussi du fer dans les racines. Le plomb affecte aussi le
métabolisme azoté en diminuant le prélèvement de nitrate et en perturbant le fonctionnement
de la nitrate reductase (Seregin et Ivanov, 2001).
La présence de plomb dans le milieu extérieur induit une compétition avec les ions
minéraux au niveau des transporteurs cellulaires altérant la perméabilité membranaire et
induisant une carence en éléments nutritifs dans les plantes (Haussling et al., 1988;
Marschner, 1995).
2. 2. 3. 2. 4. Effets sur les protéines
L’action du plomb sur la concentration totale en protéine n’est pas claire, bien que de
fortes concentrations puissent diminuer le pool protéique (Saxena et al., 2003; Mishra et al.,
2006). Cette diminution quantitative de la teneur en protéines totales apparaît comme la
résultante de plusieurs conséquences de l’action du plomb :
30
Chapitre I
Synthèse bibliographique
 Modification de l’expression génique (Kovalchuk et al., 2005) et augmentation de
l’activité ribonucléasique (Jana et al., 1982; Gopal et al., 2008).
 Stimulation de l’activité protéasique (Jana et al., 1982).
 Diminution de la teneur en acides aminés libres (Xiong et al., 2006). Particulièrement
sensibles à l’action des ERO, Les
protéines
les
plus
touchées
sont
celles
comportant un groupement sulphydryle (-SH), comme c’est le cas pour de
nombreuses enzymes et protéines de transport (Stadtman et Levine, 2000).
2. 2. 3. 2. 5. Effet sur la Photosynthèse
Chez les plantes, l’exposition au Pb conduit à une forte inhibition de la photosynthèse,
du rendement photosynthétique, et à une limitation du taux d’assimilation de CO2. Le
rendement photosynthétique, très sensible, peut chuter de plus de 50 % (Bazzaz et al., 1975;
Poskuta et al.,1987). Cette inhibition s’explique par la diminution des teneurs en
chlorophylles et en caroténoïdes généralement constatée (Chen et al., 2007; Gopal et al.,
2008).
La chlorophylle b semble plus sensible que la chlorophylle a (Wozny et al.,1995;
Vodnik et al., 1999). Toutefois, ces effets varient en fonction des espèces végétales. Les
mécanismes de réduction de la teneur pigmentaire sont, en partie, élucidés. Le plomb induit
l’activité chlorophyllase dans les feuilles (Drazkiewicz, 1994), mais le mécanisme principal
semble être l’inactivation de la synthèse de ces pigments. Le plomb interagit à ce niveau de
deux façons : (i) d’une façon directe, en se substituant aux ions divalents liés aux métalloenzymes. C’est notamment le cas avec l’δ-aminolevulinate déshydratase ou ALAD qui est à la
base de la synthèse des chlorophylles et dont l’ion Zn2+ est remplacé par Pb2+ ; (ii) d’une façon
indirecte, en induisant une carence en ces ions divalents.
Il est, par exemple, admis que les chloroses foliaires sont généralement le signe d’une
carence en fer indispensable à la synthèse des chlorophylles (Foy et al., 1978). le plomb induit
des déformations dans les structures des chloroplastes, plus sensibles que les mitochondries
(Weryszko-Chmielewska et al., 2005; Islam et a.l, 2007).
31
Chapitre I
Synthèse bibliographique
Il provoque également un changement dans la composition des lipides de la membrane
chloroplastique (Stefanov et al., 1995), Le plomb, en induisant une fermeture des stomates,
limite considérablement les flux gazeux entre les feuilles et le milieu extérieur. Cette
limitation du flux de CO2 entrant est considérée comme la cause principale de la forte
réduction de la fixation du CO2 observée (Bazzaz et al., 1975; Parys et al., 1998).
2. 2. 3.2.6. Action sur les activités enzymatiques
Le plomb peut inhiber l’action de certaines enzymes, notamment celles qui
possèdent un groupement –SH, ce dernier présentant une forte affinité pour le plomb.
Dans la plupart des cas, l’inhibition se fait par interaction du plomb avec ce groupement qui
est indispensable pour l’activité et le bon fonctionnement des enzymes, ou en remplaçant un
autre élément comme le Fe dans leur site actif mais aussi en modifiant leur structure (Hall,
2002). Le plomb affecte donc la conformation de nombreuses enzymes et les empêchant de
fonctionner convenablement (Seregin et Ivanov, 2001).
Parmi les enzymes fondamentales qui peuvent être inhibées par le plomb, se
trouvent des enzymes
impliquées dans
la biosynthèse de la chlorophylle ou bien la
RUBISCO qui permet la fixation du CO2 (Seregin et Ivanov, 2001 ; Patra et al., 2004).
L’inhibition de ce type d’enzyme entraîne une forte perturbation de la photosynthèse.
2. 2. 3. 2.7. Altération des membranes cellulaires et peroxydation des lipides
Comme précédemment évoqué, le plomb peut se fixer, en grandes quantités, sur les
composants des parois ou des membranes. Cette fixation conduit notamment à une
minéralisation de la paroi (Wierzbicka, 1998). Ce phénomène de minéralisation, défini
comme un dépôt d'éléments minéraux au niveau de la paroi (Nultsch et al., 1998) entraîne un
changement dans les propriétés physiques et chimiques de la paroi, et en particulier dans sa
plasticité. Cette diminution de plasticité affecte de nombreux mécanismes cellulaires comme
la division ou l’élongation (Pourrut, 2008).
32
Chapitre I
Synthèse bibliographique
Les membranes lipidiques subissent également les effets néfastes du plomb. Bien que
les mécanismes d’action ne soient pas connus, le plomb induit de fortes modifications dans les
compositions lipidiques des différentes membranes cellulaires (Stefanov et al., 1995). Par
ailleurs, le plomb induit indirectement, via la production d’ERO, une peroxydation lipidique
(Reddy et al., 2005; Wang et al., 2007). Ces modifications des lipides
membranaires
conduisent à l’apparition de structures cellulaires anormales, avec notamment des altérations
au niveau de la membrane cellulaire (Islam et al., 2008).
2. 2. 3. 2. 8. Altération de l’ADN
L’ADN, structure moléculaire dépositaire du patrimoine génétique est une
macromolécule possédant une structure complexe (formée de paires de bases reliées entre
elles). Elle est très sensible à l’attaque des radicaux libres. Ceci revêt un caractère
particulièrement critique compte-tenu du rôle clé de cette molécule dans l’expression et la
transmission de l’information génétique. L’atteinte de l’ADN
implique le franchissement
préalable de toutes les barrières de défense mises en place par les végétaux, la potentialité de
détoxication des cellules ou de l’organisme et enfin du potentiel des systèmes de réparation de
l’ADN de l’organisme. Divers effets peuvent alors être observés: (Cecchi, 2008).

Une formation de bases oxydées.

Rupture des liaisons des bases.

Des cassures au niveau des brins d’ADN, qui peuvent être double ou simple
brin.
Les agents capables de générer des dommages sur l’ADN sont dits génotoxiques. Le
caractère génotoxique des micropolluants pourrait constituer la composante majeure de la
toxicité à long terme, c'est-à-dire des perturbations lentes mais irrémédiables, dues à une
exposition prolongée des populations à des contaminations, même à de très faibles niveaux.
Ces micropolluants affectent les individus ou leur descendance en modifiant le patrimoine
génétique des espèces. Ce qui pourrait avoir un impact sur la reproduction, le développement
des populations ainsi que sur leur biodiversité en affectant des gènes essentiels (Chenon, 2001).
33
Chapitre I
Synthèse bibliographique
2. 3. Stratégies développées par les végétaux pour la défense au stress métallique
2. 3. 1. Détoxication des espèces réactives d’oxygène (ERO)
La lutte contre les effets délétères des ERO est assurée par des systèmes de défense
variés, chargés de les capter et de les neutraliser, mais aussi d’éliminer et remplacer les
molécules endommagées. Ces systèmes de défense sont présents dans le cytosol, mais
également dans les différents organites, tels que les chloroplastes (Asada, 2006), les
mitochondries (Moller et al., 2007) et les peroxysomes (Del Rio et al., 2006).
2. 3. 1. 1. Système antioxydant
Les antioxydants ralentissent ou inhibent l'oxydation d'un substrat, tout en étant
présents à faible concentration par rapport à ce substrat oxydable. Même si ces stratégies
antioxydantes sont essentielles à la survie de l’organisme, elles sont néanmoins coûteuses en
énergie, le potentiel antioxydant global peut être enzymatique ou non enzymatiques.
2. 3. 1. 1. 1. Antioxydants enzymatiques
Trois activités enzymatiques clefs occupent une place centrale dans les
mécanismes de détoxication des ERO : il s’agit des catalases (CAT), des peroxydases
(POD) et des superoxyde-dismutases (SOD).Ces enzymes ont une action complémentaire
•
-
sur la cascade radicalaire au niveau de l’anion superoxyde O2 et du peroxyde d’hydrogène
H2O2 conduisant finalement à la formation d’eau et d’oxygène moléculaire.

Les catalases (CAT) sont contenues dans les peroxysomes et dans le
cytosol. Elles agissent en synergie avec les SOD puisque leur rôle est de catalyser la
réduction du peroxyde d’hydrogène en eau et en oxygène moléculaire selon la réaction
suivante (Noctor et Foyer, 1998) :
2H2O2
2H2O + O2
 Les peroxydases (POD), permettent, comme les catalases, la réduction de
H2O2 en eau et en oxygène moléculaire. Cependant, à la différence des catalases, les POX
nécessitent la présence d’un substrat particulier pour réaliser leurs activités. Deux types
principaux de « molécules anti-oxydantes » sont utilisés comme substrat par les peroxydases :
34
Chapitre I
Synthèse bibliographique
l’acide ascorbique (Asc) et le glutathion (GSH). Ces deux molécules participent au
cycle « ascorbate/glutathion » (Noctor et Foyer, 1998 ; Foyer et Noctor, 2000).
 Les superoxyde-dismutases, SOD, sont responsables de la dismutation de
l’anion superoxyde en peroxyde d’hydrogène (H2O2), selon la réaction :
.
2 O2- + 2H+
H2O2+O2
Le mécanisme réactionnel est catalysé par un métal divalent situé au cœur de
l’enzyme. Selon la nature de ce métal on distingue les superoxyde-dismutases à manganèse
(Mn-SOD) localisées dans les mitochondries, les superoxyde-dismutases à cuivre-zinc
(Cu/Zn-SOD), cytosoliques et enfin, les superoxyde-dismutases à fer ferreux (Fe-SOD)
(Remon, 2006).
Lors d’un stress oxydant provoqué par le Pb l’activité de toutes ces enzymes va être
modifiée. L’activité des POD va augmenter dans les racines et les feuilles de la plante. Les
SPOD (POD membranaires)
seraient impliquées dans la biosynthèse de la lignine, la
lignification des racines permettrait à la plante de diminuer l’absorption du Pb (Cuypers et al.
2002) mais cela peut aussi conduire à une inhibition de la croissance des racines.
D’autres enzymes sont impliqués dans la réponse au stress oxydant dans les cellules et
permettrait l’augmentation de l’activité des enzymes impliquées dans la défense contre les
ROS en activant leurs gènes (Gupta et al. 1999, Cuypers et al. 2000).
2. 3. 1. 1. 2. Antioxydants non enzymatiques

L’ascorbate ou vitamine C
L’acide L ascorbique (ASC) est un des principaux acides faibles de
la cellule
végétale. Aux pH physiologiques, et est essentiellement utilisé au niveau cellulaire comme
un donneur d’électrons (Pourrut, 2008). L’ascorbate est toutefois beaucoup plus connu pour
ses propriétés antioxydantes (Navas et al., 1994; Foyer and Noctor, 2005).
35
Chapitre I
Synthèse bibliographique
En effet, il réagit rapidement avec l’anion superoxyde et l’oxygène singulet, ou
encore avec le peroxyde d’hydrogène, mais cette dernière réaction est catalysée par
l’ascorbate peroxydase (APX). L’ascorbate est indispensable par sa capacité à réduire
d’autres antioxydants oxydés comme la vitamine E ou les caroténoïdes (Asada, 1994).

Le glutathion
Le glutathion est un thiol très abondant se retrouvant de façon ubiquitaire chez
les plantes, donneur d’électrons adéquat dans les réactions physiologiques, le glutathion joue
de nombreux rôles physiologiques chez les végétaux (May et al., 1998),c’est un précurseur
des phytochélatines (PC) jouant un rôle prédominant dans la séquestration des métaux chez
les végétaux. Il est aussi impliqué dans la régulation redox du cycle cellulaire (Gyuris et al.,
1993; Noctor et al., 1998).
La synthèse de GSH est stimulée lors des différentes situations de stress et son
accumulation est souvent concomitante avec celle des ERO (Noctor et al, 1998; Potters et al,
2002). Le GSH peut directement réduire l’H2O2 mais également d’autres ERO, des
hydroperoxydes organiques et des peroxydes lipidiques :
H2O2 + 2 GSH → GSSG + 2 H2O
ROOH + 2 GSH → ROH + GSSG + H2O

La vitamine E
C’est un antioxydant clé dans la protection de l’intégrité des membranes, en
particulier celles des chloroplastes. Il protège également les pigments photosynthétiques,
participant ainsi à la protection de l’appareil photosynthétique (Fryer, 1992).
La vitamine E désigne un groupe de composés
lipophiles possédant
l’activité
biologique de l’α-tocophérol qui est un piégeur d’oxygène singulet et de radical hydroxyle
(Krieger-Liszkay et Trebst, 2006). Sa localisation, au niveau des membranes, en fait
l’antioxydant le plus important dans la prévention de la peroxydation des lipides
membranaires (Fryer, 1992). Par ailleurs, il peut réduire les peroxydes lipidiques et
bloquer la réaction en chaîne de peroxydation lipidique s’initiant après la peroxydation
d’acides gras polyinsaturés (Collin et al., 2008 ).
36
Chapitre I

Synthèse bibliographique
Les caroténoïdes
Les caroténoïdes sont des pigments végétaux lipophiles, ils jouent
le rôle de
pigments accessoires de l’antenne collectrice des photosystèmes. En dehors de cette
implication dans
le processus photosynthétique,
les caroténoïdes participent
à
la
protection de l’appareil photosynthétique contre les ERO (Asada, 1994; Miller et al., 1996).
En effet, ces pigments possèdent la capacité de capter l’énergie de la chlorophylle triplet ou
de l’oxygène singulet (Telfer et al., 1994; Mozzo et al., 2008).
La capacité de transfert d’énergie des caroténoïdes vers le dioxygène étant faible, ces
pigments retrouvent leurs états initiaux en perdant leurs énergies sous forme de chaleur. Le
mécanisme captage d’énergie/perte d’énergie par chaleur peut également directement
s’effectuer à partir de la chlorophylle singulet (Demmig-Adams et Adams, 1996).
2. 4. Mécanismes de tolérance au stress métallique
2. 4. 1. Détoxication et chélation du plomb
Seules les plantes qui ont développé des mécanismes de tolérance peuvent survivre à un
environnement contaminé. Elles développent en général deux grands types de stratégies, le
mécanisme le plus répandu est l’évitement du stress métallique par exclusion, qui se fait par
fixation du métal sur la paroi cellulaire et la séquésrtation ou bien par sécrétion de chélates.
Ceci a pour but de limiter au maximum le prélèvement par les racines, mais également
de limiter un éventuel transport des racines vers les parties aériennes. De nombreux auteurs
suggèrent que cette restriction a lieu grâce à l’endoderme, qui fonctionne comme une barrière
au transport radial du plomb dans la racine, et de ce fait restreint son mouvement vers les
organes supérieurs (Seregin et Ivanov, 2001). Pour (Kopittke et al., 2007).
Une deuxième stratégie est donc mise en place par
détoxiquer
les plantes, qui consiste à
le plomb qui a pénétré dans le symplast. La tolérance au stress métallique
dépendra donc de l’efficacité des mécanismes internes qu’elles mettent en place. Ces
mécanismes peuvent être (Patra et al., 2004 ; Do Nascimento et Xing, 2006):
37
Chapitre I
Synthèse bibliographique
-
la séquestration des métaux grâce à des composés organiques spécialement
synthétisés
la compartimentation dans certains compartiments cellulaires (tels que les
vacuoles)
la détoxication grâce à aux systèmes antioxydants et la sécrétion des chélates.
-
2. 4. 1. 1. Stratégie d’évitement et de séquestration
Afin de contrer les effets délétères induits par la présence de plomb dans leur
milieu de culture les plantes ont mis en place deux types de stratégie. La première est
l’évitement qui consiste : 1) à accumuler le plomb dans l’apoplasme et/ou 2) à le séquestrer
rapidement dans les vacuoles. (Yang et al., 2005; Clemens, 2006). Dans la deuxième
stratégie, les structures intracellulaires sont exposées au polluant mais sont peu affectées du
fait de caractéristiques particulières qui leur permettent de tolérer des teneurs élevées en Pb.
Ces mécanismes peuvent correspondre à une tolérance constitutive (Brunet, 2008).
A la surface des racines, les ions Pb2+se lient aux groupements carboxyles des acides
uroniques du mucilage sécrété par les cellules racinaires. Ainsi, celui-ci forme une barrière
protectrice du système racinaire (Morel et al., 1986). Dans les parois cellulaires, le Pb peut se
lier aux groupements carboxyles tels que l’acide galacturonique et l’acide glucuronique . Ces
différentes liaisons immobilisent efficacement le Pb dans l’apoplasme. Si les sites
apoplastiques de fixation du Pb ne sont pas suffisamment nombreux, l’élément peut intégrer
le symplasme. Les cellules des tissus concernés le séquestre dans des vacuoles (Antosiewicz
et Wierzbicka, 1999) et le rendre ainsi inactif. Le plomb entrant dans les cellules sous forme
ionique est rapidement lié à des chélateurs internes tels que le glutathion ou les
phytochélatines. Du Pb est retrouvé sous forme de dépôts et d’agrégats dans les vacuoles
(Wierzbicka et Antosiewicz, 1993; Meyers et al., 2008).
La vacuole est en effet considérée comme le lieu principal de stockage du plomb
(Tong et al., 2004). Selon Wierzbicka et Antosiewicz (1993), ces vacuoles peuvent en effet
contenir plus de 96% du métal. Ceci permet de diminuer considérablement la quantité de
métal dans le cytoplasme, compartiment cellulaire à forte activité métabolique.
38
Chapitre I
Synthèse bibliographique
2. 4. 1. 2. Chélation et transport du plomb
Des ligands spécialement sythétisés en cas de stress métalliques sont capables de se
lier au plomb une fois dans le cytoplasme, pour former des complexes stables, qui
peuvent ensuite être séquestrés dans les vacuoles. Les plus connus sont des protéines telles
que les métallothionéines ou les phytochélatines, ainsi que des acides organiques de faible
poids moléculaires. (Yang et al., 2005)
Il existe de nombreux transporteurs intervenant dans le déplacement des
éléments
métalliques
dans
les
cellules
végétales. Certains
permettent
aux
ions
métalliques de traverser la membrane plasmique, tels que les CNGC, ZIP, NRAMP et
les pompes ATPases de type P. Une fois entrés dans la cellule, ces éléments peuvent être
chélatés ou non à des molécules comme le GSH ou les PCs et sont pris en charge dans le
symplasme ou stockés dans des vacuoles grâce à d’autres transporteurs, tels que des CDF,
des antiports cation/H+ et des transporteurs ABC (Cecchi, 2008).
Certains
éléments
métalliques
pourront
ressortir
des vacuoles grâce aux
transporteurs NRAMP et ainsi être remis en circulation dans le symplasme ou bien être
exportés à l’extérieur de la cellule via certains transporteurs ABC et CDF. La
localisation des ions métalliques est dépendante de leur nature, spécifique de l’espèce végétale
et varie donc suivant la teneur en chacun des transporteurs dans les cellules. Ceci se traduit
par différents mécanismes de tolérance mis en place par les plantes (Cecchi, 2008).
2. 4. 2. Autres systèmes de défense au stress métallique
D’autres mécanismes agissant contre les effets néfastes des métaux lourds peuvent être
mis en œuvre chez les plantes :
• Des transporteurs membranaires, de type pompe ATPasique, spécifiques
sont présents pour réaliseraient un efflux actif des ions métalliques à l’extérieur des cellules
(Briat et Lebrun, 1999).
39
Chapitre I
Synthèse bibliographique
• L’accumulation des métaux dans les feuilles âgées, juste avant leur abscission
diminuerait ainsi les concentrations métalliques dans la plante. En général, la concentration
dans les feuilles augmente avec l’âge. Chez Armeria maritima , dans les feuilles marron (les
plus âgées), les concentrations en Cu, Cd, Zn et Pb sont 3 à 8 fois plus de celles des jeunes
feuilles (Dahmani-Muller, 1999). Cette observation suggère un transport interne depuis des
feuilles vertes, encore actives d’un point de vue photosynthétique, vers les feuilles qui
sont sur le point de tomber, préservant ainsi la photosynthèse tout en détoxiquant la
plante. (Salt et al., 1995).
• Les protéines de choc thermique (Hsp), déjà réputées pour leur implication
dans le stress lié à un choc thermique, seraient également responsables de la tolérance
aux métaux toxiques. En effet, des stress très variés, ayant en commun de dénaturer les
protéines (stress protéotoxique), sont capables d'induire cette réponse de type « choc
thermique ». L'induction des HSP par le stress protéotoxique permet à la cellule de
réparer les dommages protéiques ainsi occasionnés par resolubilisation des agrégats,
renaturation des polypeptides ou, si cela est impossible, par l'engagement des protéines
dénaturées vers les voies de dégradation. Ainsi, les résultats obtenus sur des cellules de
tomate ont établi que l'action d'H2O2 induisait la synthèse de protéines de choc thermique
(Banzet et al., 1998).
• La biosynthèse d’éthylène dans les racines et les feuilles est provoquée
par certains métaux, comme le cadmium. L’éthylène serait alors un messager stimulant
la lignification capable de limiter les flux de métaux dans les systèmes vasculaires et
accélérant la réponse anti-oxydante par induction de l’activité ascorbate peroxydase,
ainsi que la synthèse des métallothionéines (Sanita di Toppi et Gabbrielli, 1999).
40
LA PHYTOREMEDIATION
Chapitre I
Synthèse bibliographique
3. La phytoremédiation
3.1. Nécessité de la dépollution
Les risques écotoxicologiques de la contamination par les métaux lourds dans les sols,
les ruisseaux et les eaux souterraines sont un grand problème de l’environnement et la santé
humaine (Martin, 1998). Recourir à des techniques industrielles peut être utilisé efficacement
pour nettoyer des sols contaminés mais la plupart de ces techniques exigent une technologie
performante et sont par conséquent seulement chères et convenables pour des petites régions
pollués (Moffat, 1995). Ces dernières années, le développement de techniques efficaces pour
décontaminer les sites pollués est devenu indispensable. L’une d’elles la phytoremédiation,
exploite les propriétés de certaines plantes à accumuler de grandes quantités de métaux lourds
(Prabha et al., 2007).
3.2. Concept de La phytoremédiation
La phytoremédiation est une technique de réhabilitation environnementale qui utilise
les capacités des plantes pour éliminer, contenir, ou rendre moins toxiques les polluants.
L’idée d’utiliser les plantes pour la réhabilitation environnementale est ancienne, puisqu’il y a
300 ans les hommes utilisaient déjà les plantes pour le traitement de l’eau. Cependant, ce n’est
que récemment que l’utilisation des plantes pour la réhabilitation des sols a pris son essor
(Baker et Brooks, 1989; Salt et al., 1995).
La plante est en effet un système biologique de pompage et de filtration, actionné par
le soleil, qui a des capacités inhérentes de chargement, dégradation et engorgement. Les
racines peuvent trouver, altérer et « transloquer » ou déplacer des éléments et des composés
contre des gradients chimiques importants. Les surfaces des racines supportent des bio-films
bactériens actifs et des extensions fongiques qui augmentent significativement la surface de
contact avec le sol et les capacités métaboliques de la plante. Au cours de l’évolution, les
plantes ont développé des mécanismes pour s'adapter et se multiplier dans des conditions
hostiles (Kirpichtchikova, 2009).
41
Chapitre I
Synthèse bibliographique
Certaines plantes ont adopté des mécanismes racinaires qui permettent d’immobiliser
les métaux au niveau des racines et de diminuer leur transfert vers les feuilles où les métaux
seraient toxiques. D'autres plantes ont développé des mécanismes complexes pour tolérer,
absorber et accumuler dans leurs tissus des quantités significatives de métaux. Les techniques
de phytoremédiation apparaissent alors comme des méthodes alternatives ou des méthodes
complémentaires aux méthodes conventionnelles, moins coûteuses, plus extensives et plus
respectueuses de l’environnement. (Kirpichtchikova, 2009).
3. 3. Définition et techniques de phytoremédiation
Connue sous le nom de phytoremédiation « phyto » = plante et « remedium » =
rétablissement de l’équilibre, remédiation, la phytoremédiation est définie comme l’utilisation
de plantes pour extraire ou transformer les polluants organiques et aussi inorganiques
(plus particulièrement les métaux lourds) (Salt et al., 1998). Les aspects technologiques
d’efficacité, de coût du traitement et les aspects économiques sont abordés. Les types de
stratégies de phytoremédiation, particulièrement utilisés dans la dépollution des métaux lourds
sont décrits ci-dessous et illustrés dans la (Figure 7).
Figure (7) : Les principales techniques de phytoremédiation (Pilon-Smits, 2005).
42
Chapitre I
Synthèse bibliographique
3. 3.1. La Phytostabilisation
C’est l’utilisation des plantes pour réduire la biodisponibilité des polluants par
les écoulements (latéraux ou en profondeur) ou immobiliser les composés polluants en
les liants chimiquement par précipitation, stabilisation, absorption ou piégeage de ceux-ci
par la plante. Par un stockage dans le système racinaire ou l’insolubilisassion dans la
rhizosphère, Cette technique permet d’éviter la dispersion des polluants dans les eaux de
surface et souterraines (Cunningham et al., 1995). Et de limite l’érosion et le lessivage du sol.
(Pilon-Smits, 2005; Remon, 2006).
3. 3. 2. La phytodégradation ou rhizodégradation
Elle correspond à la dégradation des polluants organiques dans la plante elle-même ou
grâce aux microbes associés aux plantes dans leur rhizosphère ou dans leurs racines
(mycorhizes, endophytes bactériens). Les plantes peuvent dégrader elles-mêmes des
composés organiques grâce à leurs enzymes. (déhalogénases, oxygénases, nitroréductases…)
Elles les catabolisent en composés inorganiques ou les dégradent en des formes plus stables
qu’elles pourront stocker. La dégradation peut avoir lieu dans les parties aériennes et les
racines (Pilon et Smits, 2005 ; Remon, 2006).
3. 3. 3. La rhizofiltration est l’utilisation des racines des plantes pour extraire les
contaminants des eaux. Elle est basée sur la capacité des systèmes racinaires de certains
végétaux à prélever et/ou dégrader les polluants dans un milieu liquide. Cette méthode
s’applique dans les zones humides, construites ou naturelles, et pour des plantes dont les
racines supportent la vie en milieu aquatique et anaérobie (Chaney et al., 1997 ; Wong.,
2003 ; Remon, 2006). Et pour les composés dangereux, en particulier des métaux lourd ou les
radionucléides (Prasad, 2003).
3. 3. 4. La Phytoextraction
C’est l’utilisation de végétaux (hyper) accumulateurs qui vont absorber les métaux ou
métalloïdes du sol par les racines et les accumuler dans les organes récoltables (feuilles, tiges
et racines) (Mc Grath, 1998). Les métaux
lourds vont se complexer avec des acides
organiques ou des acides aminés synthétisés par la plante. Les métaux lourds sont ensuite
récupérés en incinérant ou compostant la biomasse de plante (Remon, 2006).
43
Chapitre I
Synthèse bibliographique
3. 3. 5. La Phytovolatilisation :
Utilisation de plantes qui absorbent des contaminants organiques et autres produits
toxiques, transformant ceux-ci en éléments volatiles peu ou pas toxiques et les relâchant dans
l’atmosphère via leurs feuilles (Mc Grath, 1998).pour les composés organiques volatils, le
Trichloréthylène (TCE), et des inorganiques comme Se ou Hg (Pilon et Smits, 2005 ; Remon,
2006).
3. 4. Avantages et limites de la technique de phytoremédiation
La
technique
de
phytoextraction
présente
de
nombreux
intérêts,
d’ordre
environnemental et économique. En effet, l’activité biologique et la structure des sols sont
maintenues après le traitement. En plus, le coût de la technique est bien moindre que celui de
procédés traditionnels in situ et ex situ et varie selon les contaminants. D’autre part, les
plantes permettent de conserver un paysage agréable (reverdissement et floraison), et aussi
d’installer une communauté de microflore et de microfaune métallo-résistantes pouvant agir
en synergie avec ces plantes afin d’accélérer le processus de décontamination. Les plantes
peuvent être facilement surveillées et récoltées à des fins de traitement et la biomasse végétale
réutilisée (Kumar et al., 1995; Blaylock et Huang, 2000; Garbisu et Alkorta, 2001). D’autre
part, les métaux lourds peuvent aussi être récupérés et réutilisés. Enfin, cette technique
biologique est facilement acceptée par le public dans le contexte de la préservation de
l’environnement, du développement durable, et dans l’aspect esthétiquement plaisant de son
application.
3. 5. Implantation d’espèces tolérantes (Pourquoi restaurer le couvert végétal ?)
L’implantation d’un couvert végétal de plantes tolérantes permet de diminuer la
dispersion de contaminants par érosion éolienne et par lessivage. Les plantes tolérantes vont
aussi absorber dans une certaine mesure les contaminants créant ainsi une zone d’exposition
plus faible pour les autres. L’implantation de végétaux agit aussi de façon indirecte car leur
canopée fournit un abri contre le vent et l’ensoleillement souvent élevés dans ces sites et leur
litière est source de matière organique (Mench et al., 2005 ; Eranen et Kozlov, 2007).
44
Chapitre I
Synthèse bibliographique
Dans le cas de la phytostabilisation, un cortège assemblant des espèces ligneuses et
herbacées est conseillé. Les arbres permettent de maintenir un flux d’eau vers la surface
limitant le lessivage et les herbacées limitent l’érosion éolienne et la dispersion vers les
écosystèmes adjacents grâce à leur système racinaire très dense (Pilon et Smits, 2005). Cet
assemblage permet d’améliorer des propriétés du sol comme la
fertilité ou la capacité
d’échange cationique, d’augmenter la quantité de microorganismes et de diminuer l’érosion.
L’implantation de légumineuses capables de fixer l’azote atmosphérique est bénéfique pour
l’écosystème (Guo et al., 2004). En effet, elles permettent d’enrichir le sol en nutriments et
l’utilisation combinée d’annuelles et de pérennes permet de garantir un apport continu de
matière organique au sol (Freitas et al., 2004). (Figure 8).
Figure (8): Effets de l’implantation d’un couvert végétal sur un sol contaminé (Bes, 2008).
45
GENERALITES SUR LA
PLANTE DU RADIS
« Raphanus sativus L. »
Chapitre I
Synthèse bibliographique
4. Généralités sur l’espèce expérimentée le radis (Raphanus sativus L.)
4. 1. Présentation de la plante
Le radis, Raphanus sativus L. est une plante potagère bisannuelle, de la famille des
Brassicacées, cultivée depuis très longtemps pour son hypocotyle charnu, consommé cru,
comme légume, la partie comestible, une racine pivot avec différentes formes (long, rond) à
chair rouge, blanche, noir ou rose-blanche (espèce utilisé dans notre travaille) , est la partie
gonflée, souterraine, de la tige, au-dessus de la racine. Le radis (Raphanus sativus L.) pourrait
dériver de ces formes sauvages de radis ( Raphanus rostratus ou Raphanus segetum) une
plante de très ancienne culture (Moquin et Tandon, 1866).
Le radis fait partie, comme le navet et le chou, de la famille des crucifères.
Aujourd’hui cette famille est appelée brassicacées, nom qui vient de brassica, c’est-à-dire du
chou. Cela signifie que ses fleurs ont quatre pétales disposés en croix, forme typique des
Brassicaceae (Schippers, 2004).
4. 2. Description
Le radis (Raphanus sativus L.) est une racine, globuleuse, renflée-charnue, avec une écorce
rose-blanche; Un tissu tendre ou ferme. Est directement surmontée de feuilles velues, plus ou
moins grandes, pétiolées profondément lyrées, à lobes oblongs dentelés, dont le terminal est
plus grand que les autres , très- rudes. le radis développe une tige haute de 4 à 8 décimètre
ramifiée, porteuse de fleurs blanches assez petites, pédonculées à 4 pétales dressés, donnant
naissance à des fruits (siliques) type haricot vert court et gonflé oblongues- lancéolé, renflé à
la base et non articulées, spongieux à l’intérieur, contenant des graines rouges aplaties logées
chacune dans une fossette particulière, arrondies ( Moquin et Tandon, 1866) (Figure 9).
46
Chapitre I
Synthèse bibliographique
Figure (9) : Plante de radis (Raphanus sativus L.), aspect des feuilles, des tiges, des
fleurs et des gousses (Base de Données Nomenclaturale de la Flore de France, 2011).
4. 3. Classification systématique
La classification de la plante du radis selon Cronquist, 1968 est la suivante :
Règne
Plantae
Sous-règne
Division
Magnoliophyta
Classe
Magnoliopsida
Sous-classe
Ordre
Tracheobionta
Dilleniidae
Capparales
Famille Brassicaceae
Genre
Raphanus
Espèce sativus
47
Chapitre I
Synthèse bibliographique
4. 4. Origines
Probablement originaire de l'est de la région méditerranéenne, en Asie occidentale. Ce
fut l'un des premiers légumes à être cultivés. Des écrits anciens démontrent que le radis
(Raphanus sativus L.) était consommé il y a environ 4 000 ans par les Babyloniens et les
Égyptiens, et était particulièrement apprécié pour ses propriétés médicinales. Il aurait été
introduit en Chine environ 500 ans avant notre ère. Les Chinois ont développé de nouvelles
variétés de radis, à racine plus grosse et plus longue. Le radis peut maintenant se trouver
comme plante cultivée à travers le monde sous de nombreuses formes différentes, allant de
petites plantes annuelles feuillues à des bisannuelles à grosses racines charnues (Schippers,
2004).
4. 5. Techniques culturales et entretiens du radis
Son nom latin est dérivé du grec raphanos signifiant «qui lève facilement», et fait
référence au fait que ce légume pousse sans difficulté.
Le radis est une plante potagère facile à cultiver, Tous types de sol peuvent acceuillir
le radis. Optez de préference pour un sol léger et bien ameubli. Un mélange de térreau sableu
avec du compost est l’idéal. Il permet à la racine de bien se développer, le radis aime
l’exposition plein soleil ou mi-ombre. Et nécessite un arrosage copieux et régulier. Le cycle
de croissance du radis est rapide et le met à l’abri des insectes ravageurs et des maladies ce
qui facilite sont entretien. Le semis du radis peut s’étaler sur plusieurs mois, et peut être
répété à volonté pour obtenir des récoltes à longueur d’année.
La leuvée apparait après seulement trois à quatre jours. Pour avoir des graines de radis
il suffit de laisser monter les radis qui font de longues tiges puis des fleurs blanches à 4
pétales, chaque fleur fait un fruit type haricot vert court et gonflé (Schippers, 2004).
48
Chapitre I
Synthèse bibliographique
4. 6. Composition du radis « Raphanus sativus L. »
4. 6. 1. Valeur nutritive
Peu énergétiques, les radis roses fournissent à peine 15 Kcalories au 100 g, ce qui les
place parmi les aliments les moins énergétiques, protéines et lipides (graisses) n’étant présents
qu’à l’état de traces, ce sont les glucides (2,5 à 3,5 g) qui apportent l’essentiel des calories.
Des glucides constitués en majorité par des sucres simples (glucose et fructose).
Les radis présentent aussi une haute densité en minéraux et oligo-élément pour 100
calories, ils fournissent 1620 mg de potassium, 133mg de calcium, 47mg de magnésium,
5.3mg de fer, cela leur confère d’intéressantes propriétés reminéralisantes. Les radis
constituent également une bonne source de vitamine C puisqu’ils en apportent en moyenne 23
mg aux 100 g. (Base de Données Nomenclaturale de la Flore de France, 2011).
4. 6. 2. Principes actifs et antioxydants
Du fait qu’il est très riche en antioxydants (les anthocyanines, Kaempferol et les
Peroxydases…), des chercheurs ont notamment étudié l’effet d’un mélange d’antioxydants du
radis chez l’animal pour découvrir qu’il apportait une protection contre l’oxydation des
lipides sanguins (un effet favorable à la santé cardiovasculaire), des lipides des cellules
intestinales (un effet bénéfique pour la prévention du cancer du côlon) et d’autres maladies
liées au vieillissement (Gendreau, 2006). Les radis renferment aussi des composés
spécifiques, comme les indols, et les
gluconisates, capables d’inhiber ou de freiner le
développement de tumeurs cancéreuses.
49
MATERIELS ET
METHODES
Chapitre II
Matériels et méthodes
1. Matériels
1.1. Matériel végétal
Le matériel végétal utilisé dans cette étude est le radis (Raphanus Sativus L.)
(figure10) de la famille des Brassicacées, La plante a été choisie en raison de son utilisation
au laboratoire comme plante modèle pour des études d’éco-toxicologie de différents polluants
(Sun et al., 2010), ainsi pour son meilleur taux de germination, sa croissance rapide et sa
biomasse importante.
Figure (10) : Plante et graines de radis (Raphanus sativus L.).
1.1.1. Préparation du matériel végétal
Les graines (figure 10) sont sélectionnées et désinfectées à l’hypochlorite de sodium à
1% pendant 5 minutes, pour
éliminer
toute
contamination fongique. Puis
rincées
rigoureusement et abondamment à l’eau distillée 3 à 4 fois pendant 5 minutes, séchées avant
la mise en germination.
1.2. Les pots
Les pots
utilisés pour
les
expérimentations sont en PVC et ont un
diamètre supérieur maximum de15 cm et
1.3. Le substrat
un diamètre inférieur de 10 cm.
50
Chapitre II
Matériels et méthodes
Le substrat utilisé est constitué d’un mélange de sable et de terreau industriel à des
proportions respectives de (1v/2v). Avant de l’utiliser, le sable subis plusieurs opérations de
préparation, en premier lieu, il a été tamisé afin d’éliminer les débris végétaux et animaux,
pour obtenir du sable fin. Puis rincé abondamment à l’eau de robinet, ensuite trempé dans une
solution de HCl dilué dans l'eau distillé à raison de 1/5, pour éliminer les sels (chlorures, les
carbonates). Le sable est ensuite rincé plusieurs fois à l'eau distillé, séché à l’air libre.
1.3. Le plomb
Le plomb est utilisé sous la forme d’une poudre d’acétate de plomb [Pb (CH3COOH)2]
qui est mise en solution dans de l’eau distillée. A des concentrations de 250mg/l, 500mg/l et
1000mg/l.
2. Mise en place des expérimentations
2.1. Site expérimental
L’essai a été réalisé sous une serre contrôlée située à l'Université d'Oran Es-Sénia,
dont les facteurs température, humidité, et vent sont bien contrôlés (Figure 11).
Figure (11) : Site d’expérimentation (la serre d’Université d’Oran Es-Sénia).
51
Chapitre II
Matériels et méthodes
2.2. Le semis
Le semis a été effectué dans des pots de volume de 1000 ml remplis de substrat
mélangé, à raison de 04 graines par pot .Les pots sont disposés selon le plan
d’expérimentation présenté dans la figure (12).
Figure (12) : Dispositif expérimental.
2.3. Plan de l’expérience
L’expérimentation comporte 4 traitements (lots) avec 5 répétitions pour chacun : lot
témoin(T) sans Pb, et 3 niveaux de pollution au Pb : 250 mg/l de Pb (Pb+), 500 mg/l de Pb
(Pb++), 1000 mg/l (Pb+++), la durée d’expérimentation est 2 mois.
La nutrition hydrominérale des plantes est assurée par l’arrosage fait trois fois par
semaine à l’eau distillée (pour le lot témoin), avec les solutions du Pb (pour les plantes
stressées) et une fois sur trois (pour toute les plantes) par une solution nutritive de type
Hoagland (Hoagland et Arnon, 1938) (Tableau 3).
52
Chapitre II
Matériels et méthodes
Tableau (3): Composition chimique de la solution Hoagland et Arnon (1938).
Solution mère
Poids g/l
Macro-éléments
191.90
KNO3
129.80
(NO3)Ca, 4H2O
210.00
NO3 NH4
SO4 Mg, 7H2O
61.50
PO4 H2K
54.40
PO4K2H, 3H2O
34.23
Oligo-éléments
Cl2Mn, 4H2O
1.80
CuSO4, 5H2O
0.176
ZnSO4, 7H2O
0.219
2.861
BO3H3
0.285
MO7O24(NH4), 7H2O
C10H12FeNaO8
0.05
53
Chapitre II
Matériels et méthodes
3. Récolte et Préparation pour les analyses ultérieures
3.1. La récolte des plantes
A la fin de l’expérimentation, (Après 2 mois de culture), les plantes sont amenées au
laboratoire. Une fois débarrassées de leur substrat, les plantes sont rincées par trois
immersions successives d’une minute dans de l'eau distillée, puis séchées sur du papier filtre.
Pour chaque plante, quatre échantillons sont constitués, la collecte des feuilles, des
tiges, des racines et des tubercules s’effectue séparément (figure 13). Elles sont ensuite
transvasées dans du papier aluminium.
Les échantillons sont alors conservés à -80°C. ça ne modifie pas la quantité de
protéines présentes dans les échantillons, , ni le niveau d’activité de certaines enzymes,
même après deux mois de conservation (Saint-Martin et Pourrut, 2005).
Figure(13) : Démontage des plantes.
3.2. Paramètres étudiés
Les mesures effectuées sur les paramètres morphologiques des plantes (nombres de
feuilles, hauteur des parties aériennes) ont été réalisés chaque semaine de l’exposition au
Plomb. Par ailleurs, les mesures du poids frais, la taille des plantes et l’étude des paramètres
physiologiques, Biochimiques et histologique ont été réalisées à la fin de l’expérimentation.
54
Chapitre II
Matériels et méthodes
3.2.1. Paramètres morphologiques
Dans cette étude, nous avons signalé les changements ou les anomalies qui ont touché
l’aspect extérieur de la plante.
Durant toute la période de l’expérimentation, une observation visuelle (décoloration,
jaunissement, pigmentation, flétrissement…) et une mesure de croissance de la partie aérienne
des plantes (nombre de feuilles, longueur) sont réalisées chaque semaine.
3.2.2. Paramètres biométriques
3.2.2.1. Le taux de germination des graines de radis
Apres le semis nous avons effectué le comptage des graines a germés dans chaque pot,
le taux de germination est le rapport des graines a germés sur les graines a semés, nous avons
effectué les calcule selon la formule suivante :
Taux de germination (%) = graines a germés / les graines a semés x 100
3.2.2.2. Hauteur de la partie aérienne
La hauteur de partie aérienne de chaque plante a été mesurée chaque semaine durant
l’exposition au plomb.
3.2.2.3. Détermination du nombre de feuilles
Le nombre de feuilles de chaque plant a été déterminé à partir de la deuxième
semaine durant l’expérimentation.
3.2.2.4. Mesure du poids frais
Le poids frais (g) de chaque plante a été déterminé à l’aide d’une balance de
précision, juste après la récolte.
3.2.2.5. Mesure de la hauteur des plants
La taille (cm) de chaque plante est mesurée à l’aide d’une règle graduée. Les analyses
physiologiques et biochimiques ont été réalisées au Laboratoire de biochimie de l’Université
ES-SENIA d’ORAN, les mesures et les méthodes utilisées sont détaillées ci-dessous:
55
Chapitre II
Matériels et méthodes
3.2.3. Paramètres physiologiques
Les paramètres physiologiques (teneur relative en eau, teneur en chlorophylle et en
caroténoïde) sont effectués seulement sur les feuilles du radis.
3.2.3.1. La teneur relative en eau (RWC)
La teneur relative en eau est déterminée selon la méthode de (Barrs et Weatherley,
1962) puis par (Scippa et al., 2004), la feuille est coupée à la base du limbe et immédiatement
pesée pour donner le poids frais (PF), puis la feuille a été trempée dans un tube à essai
contenant de l’eau distillée, l’ensemble est placé à l’obscurité et à une température de 4°C
pendant 24 heures. Les feuilles récupérées sont délicatement essuyées par un papier buvard
pour éliminer l’eau de la surface, repesées pour donner le poids après réhydratation maximale
(poids en pleine turgescence (PPT)). Le poids sec (PS) est déterminé après passage des feuilles
dans l’étuve réglée à 80°C pendant 48 heures.
La teneur relative en eau RWC est calculée selon la formule suivante :
RWC (%) = [(PF - PS) / (PPT - PS)] x 100
3.2.3.2. Extraction et dosage de la chlorophylle et les caroténoïdes
Le dosage de la chlorophylle totale (t), la chlorophylle (a), la chlorophylle (b) et les
caroténoïdes est déterminé par la méthode (Arnon, 1949).
Les feuilles du radis (0.5 g) sont coupés dans un mortier contenant une pincée de sable
et une pincée de carbonate de calcium (CaCo3) (pour neutraliser l’acidité du
milieu).l’ensemble est broyé avec 4ml d’acétone à 95%, le broyat est centrifugé à 2500
tours/min pendant 5 min, 1ml de surnageant est prélevé, on ajoutant 4 ml d’acétone à 95%, et
on agitant bien le mélange.
La densité optique (DO) des extraits pigmentaires dilués au 1/2 est lue respectivement
à 460, 645 et 663 nm à l’aide d’un spectrophotomètre (OPTIZEN 2120 UV).
La détermination de la teneur en chlorophylle (a), chlorophylle (b), chlorophylle totale
et les caroténoïdes est réalisée selon les formules (d’ARNON, 1949) :
56
Chapitre II
Matériels et méthodes

CHa (mg/g) = 12, 7 DO (663) – 2,59 DO (645).

CHb (mg/g) = 22, 9 DO (645) – 4,68 DO (663).

CHt (mg/g) = CHa + CHb.

Ccar (mg/g) = [5 DO (460) (3,19.CHa) + (130,3.CHb)] / 200.
CHa : concentration en chlorophylle a.
CHb : concentration en chlorophylle b.
CHt : concentration en chlorophylle t.
Ccar : concentration en caroténoïdes.
DO : densité optique.
Les résultats sont exprimés en µg de pigments / g de matière fraiche.
3.2.4. Paramètres biochimiques
Les paramètres biochimiques étudiés ont été effectués sur les quatre parties de la
plante (feuilles, tiges, tubercules et racines).
3.2.4.1. Extraction et dosage des protéines totales
Les protéines totales ont été dosés selon la méthode de (Bradford, 1976) selon
(Gavrilovic et al., 1996) se basant sur le principe qu’en milieu acide les protéines forment des
complexes avec certains colorants organiques.
Le plus souvent les colorants azoïques à groupements acides sulfoniques qui se fixent
sur les groupements protonés des chaînes latérales des acides aminées basiques (LysineArginine-Histidine) et sur le ∝-NH2 libre de la chaîne polypeptidique pour une structure
primaire donnée, le colorant utilisé est le bleu de coomassie G250, en se liant à la protéine. Il
est convertit de la forme rond ronce en la forme bleu. Se complexe présente un maximum
d’absorption à 595 nm. La coloration très sensible, peut être effectuée très rapidement et reste
stable pendant 30 mn.
Le broyage des tissus se fait à froid, dans un mortier placé dans un bac contenant de la
glace pilée, 1 g de tissus frais, a été broyé en présence de sable Fontainebleau, dans 10 ml de
milieu d’extraction dont la composition est la suivante : tampon phosphate (0.1M, pH 7);
K2HPO4 à 0.1M ; Triton x 100 à 0.1% ; EDTA.
57
Chapitre II
Matériels et méthodes
Le broyat est ensuite centrifugé à 3000 tours pendant 10 mn, le surnageant (extrait
protéique) est récupéré pour le dosage des protéines.
A un volume d’extrait protéique (100µl), on ajoute 2ml de réactif de Bradford. On
laisse la coloration se développer au moins 5 min et au maximum 30 min, l’ensemble est
ensuite passé au spectrophotomètre pour lire l’absorbance à une longueur d’onde =595
nm. Dans chaque aliquote la concentration des protéines, en mg /g MF (Matière Fraiche), est
déterminée en se référant à la courbe d’étalonnage établit à l’aide de concentrations variées
d’une solution de SAB (sérum albumine bovine) allant de 0 à 1 mg/ml. (Annexe).
3.2.4.2. Evaluation de la peroxydation lipidique
Le niveau de peroxydation lipidique a été évalué par deux techniques, l’une mesurant
le peroxyde d’hydrogène (H2O2), l’autre le (MDA) réagissant avec l’acide thiobarbiturique
(TBA) (Thiobarbituric reactive species). Le test TBARS est le plus couramment utilisé pour
déterminer indirectement la peroxydation des lipides ou la teneur en lipoperoxydes , les deux
techniques ont été effectué selon la méthode de (Velikova et al., 2001).
3.2.4.2.1. L’Extraction
1g de la matière fraiche végétale (feuilles, tiges, racines et légumes) est homogénéisé
dans l’acide trichloracétique (TCA) à 0.1% dans un mortier maintenu à la glace, ensuite le
broyat est centrifugé à 12000 g pendant 20 min. le surnageant est récupéré pour le dosage des
TBARS et H2O2.
3.2.4.2.2. Dosage des substances réagissant avec l’acide thiobarbiturique
(TBARS)
Le dosage des TBARS est une méthode de référence pour la mise en évidence d’un
éventuel stress oxydant,le marqueur le plus utilisé pour déterminer les radicaux libres reste le
MDA, la réaction de dosage du malondialdéhyde repose sur la formation en milieu acide et a
chaud entre le MDA et les deux molécules d’acide thiobarbiturique (TBA), d’un pigment
absorbant (complexe de condensation chromogénique) à 532 nm.
58
Chapitre II
Matériels et méthodes
Pour le dosage des produits de peroxydation, au surnageant est ajouté un volume égal
de l’acide thiobarbiturique (TBA) 0.5% dans le TCA 20%, et le mélange est incubé à 95°C
pendant 30 min. L’absorbance du surnageant obtenu après centrifugation à1500 t/min pendant
10 min est lue à 532 nm, la concentration de lipopéroxydes est calculée sur la base du
coefficient d’extinction molaireΣ = 155 mM-1.cm-1.
3.2.4.2.3. Dosage du peroxyde d’hydrogène (H2O2)
Pour le dosage du taux H2O2, 1 ml du surnageant de chaque échantillon est traité avec
1 ml du tampon phosphate de potassium (KH2PO4) 10 mM, pH 7 et 2 ml de l’iodure de
potassium (KI) 1M. L’absorbance est mesurée à 390 nm. La quantité du H2O2 est calculée sur
la base du coefficient d’extinction molaireΣ = 26.6M-1 .cm-1
3.2.4.3. Extraction et dosage des enzymes anti-oxydantes [catalase (CAT) et
peroxydase (POD)]
3.2.4.3.1. Extraction des enzymes
200 mg de matière fraiche végétale est homogénéisé dans 5ml de tampon phosphate
(KH2PO4, Na2HPO4)
0.1 M, pH 7 en présence de polyvinylpyrrolidone (pvp) 10% (le
broyage se fait à froid) et centrifugé à 4°C pendant 30 min à 14000 tr à l’aide d’une Ultra
centrifugeuse (UNIVERSAL 320 R).Le surnageant est récupéré pour le dosage des enzymes
(CAT et POD).
3.2.4.3.2. Dosage de la catalase (CAT)
Le dosage de l’enzyme de la CAT est effectué selon la méthode d’ (Aebi, 1984) en
suivant la diminution de l’absorbance du milieu réactionnel (1.9 ml de tampon phosphate 0.05
M, pH 7 + 0.1 ml d’extrait enzymatique) à 240 nm pendant 2 mn, après addition de 1 ml de
H2O2 à 3%. La quantité de la CAT est calculée sur la base du coefficient d’extinction molaire
Σ = 40 mM-1 .cm-1.
59
Chapitre II
Matériels et méthodes
3.2.4.3.3. Dosage de la peroxydase (POD)
Le dosage de l’enzyme POD est effectué selon la méthode de (Maciel et al., 2007) en
suivant l’augmentation de l’absorbance du milieu réactionnel (1 ml de tampon phosphate
50mM, pH 7 + 1.5 ml de gaïacol à 1% +0.1 ml d’extrait enzymatique) à 470 nm pendant 2
mn, après addition de 0.4 ml de H2O2 0.1M. La quantité de POD est calculée sur la base du
coefficient d’extinction molaire :
Σ = 11.3 mM-1 .cm-1. Les analyses sont faites à l’aide d’un spectrophotomètre
(JENWAY7305).
3.2.5. L’étude histologique
Cette étude permet d’indiquer les changements ou les modifications au niveau des
parois cellulaires cellulosiques et lignifiées, lors d’un stress.
Nous avons effectué une étude anatomique des organes végétaux par la méthode de
Coloration double vert de méthyle rouge Congo pour la mise en évidence des parois
cellulosiques et lignifiées.
a) Fixation des échantillons
Lors de la récolte les échantillons (racines, tiges, tubercules et feuilles) ont été fixés
dans l’éthanol à 70% (39 ml d’eau distillée + 100 ml d’éthanol à 95%). A température
ambiante.
b) Coloration des échantillons
Nous avons procédé aux étapes suivantes :

La réalisation des coupes transversales ou longitudinales à « main levée » à l’aide
d’une lame de rasoir.

Trempage des coupes dans de l’eau de javel pendant 20 à30 mn (pour détruit la
matière organique et vider le cytoplasme des cellules dont elle ne laisse que les parois
intactes).
60
Chapitre II


Matériels et méthodes
Lavage avec de l’eau distillée, 3 à 5 fois.
Mordançage des coupes dans de l’acide acétique pendant 5 mn, pour permettre la
fixation ultérieure des colorants.

Coloration des parois cellulaires lignifiées en vert avec le vert de méthyle pendant 3 à
5 mn.

Lavage avec de l’eau distillée, 2 à 3 mn.

Coloration des parois cellulaires cellulosiques en rouge avec le rouge Congo pendant
20 mn.
Un dernier lavage a été effectué avec de l’eau distillée, 2 à 3 fois. Les échantillons ont
été montés entre lame et lamelle avec une goutte d’eau puis observés à l’aide d’un
microscopique optique (ZEISS, 37081).
4. Analyse statistiques des résultats
Les résultats présentés correspondent aux moyennes de ces différentes mesures ±
l’erreur standard. La comparaison des moyennes mesurées a été réalisée en utilisant le test T
de student (Fisher et Yates). Ce test statistique paramétrique a été adapté à une analyse
comparative entre deux lots témoin et intoxiqué dans notre cas (0, 250, 500, 1000 mg/l) avec
scinque répétitions (n= 5). Le risque α est de 5%. Les différences statistiquement
significatives sont signalées dans les figures par une étoile (*), les différences statistiquement
très significatives sont signalées par deux étoiles (**) et les différences statistiquement
hautement significatives sont signalées par trois étoiles (***).
61
RESULTATS
Chapitre III
Résultats
Cette partie comporte les résultats des différents paramètres étudiés dans la partie
(matériel et méthodes), les paramètres morphologiques, biométriques, physiologiques,
biochimiques et histologiques.
1. Effet du plomb sur les paramètres morphologiques
Durant la période de l’expérimentation l’observation macroscopique révèle quelques
anomalies chez les plantes intoxiquées.

Pendant la deuxième et la troisième semaine nous avons remarqué un jaunissement et
Des taches brunes sur les feuilles des plantes traitées avec l’acétate de plomb (250, 500 et
1000 mg/l). Figure (14).
 Pendant les semaines qui Suivent (4, 5, 6, 7 et 8) Nous avons observé que les plantes
intoxiquées semblent plus fragiles que les plantes témoins, et qu’il y avait des cassures au
niveau des tiges des plantes soumises à différentes concentrations de Pb (250, 500 et
1000mg/l), d’autres signes sont remarquées (flétrissement, jaunissement, taches brunes).
Figure (15).
Même en présence de ces signes, les plantes intoxiquées, semblent poursuivre leur
croissance durant toute la période de l’expérimentation.
Figure (14) : Taches jaunes sur les feuilles des plantes intoxiquées (1 : témoin, 2 : Pb
250mg/l, 3 : Pb 500mg/l, 4 : Pb 1000mg/l).
62
Chapitre III
Résultats
Figure (15) : Jaunissement et taches brunes sur les feuilles des plantes stressées (1 et 2 : à
500mg/l, 3 : à 1000mg/l).
Lors de la récolte, nous avons remarqué que les tubercules des plantes intoxiquées
présentent aussi des taches brunes, dont l’intensité augmente avec l’accentuation de la dose
du plomb. Figure (16).
Figure (16) : taches brunes sur les tubercules des plantes stressées (1 : témoin, 2 : à 250mg/l,
3 : à 500mg/l, et 4 : à 1000mg/l).
2. Effet du plomb sur les paramètres biométriques
Durant toute la période de l’expérimentation, une mesure de la croissance (taux de
germination, nombres de feuilles et hauteur des parties aériennes) des plantes est réalisée
chaque semaine. La mesure du poids frais et des tailles ont été effectué à la fin de
l’expérimentation.
2.1. Effet du plomb sur le taux de germination des graines
Selon les résultats mentionnés dans la figure (17) L’exposition des graines de radis au
plomb pendant la période de germination, a montré une diminution non significative du taux
de germination chez les groupes de plantes stressées, 93.75%, 93.75% et 75% à des
concentrations de plomb 250, 500 et 1000 mg/l respectivement, par rapport au témoin dont le
taux de germination est de 100%.
63
Résultats
taux de germination (%)
Chapitre III
100,00%
90,00%
80,00%
70,00%
60,00%
50,00%
40,00%
30,00%
20,00%
10,00%
0,00%
0
250
500
1000
concentration du Pb (mg/l)
Figure (17) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/l) sur le taux de germination des graines de radis
(Raphanus Sativus L.).
2.2. Effet du plomb sur le nombre de feuilles
Durant cet essai le nombre de feuilles par plante a été compté chaque semaine pendant
une durée de deux mois, comme le montre la figure (18) nous remarquons que l’évolution du
nombre de feuilles chez les plantes témoins est plus élevée (9 feuilles par plante à la septième
semaine), par rapport aux plantes intoxiquées (8, 8, 7 feuilles à la septième semaine) pour des
concentrations de plomb, 250, 500 et 1000mg/l respectivement. Mais cette différence reste
non significative (P ˃ 0.05).
T(Pb0)
12
Pb250
nombre de feuilles
10
Pb500
8
Pb1000
6
4
2
0
1
2
3
4
5
6
semaines
Figure (18) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/l) sur l’évolution de nombre des feuilles
du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont exprimées en moyenne (±SD ; n=5).
64
Chapitre III
Résultats
2.3. Effet du plomb sur l’évolution de la hauteur de la partie aérienne
Selon la figure (19), nous remarquons que la hauteur des parties aériennes des plantes
témoins et intoxiquées est presque la même à partir de la deuxième semaine jusqu'à la
septième semaine. Tandis qu’à la huitième semaine nous remarquons que les plantes
intoxiquées présentent les plus grandes valeurs (26.32±3.68, 25.38±3.75, 24.75±1.36 cm) à
des concentrations du plomb (250, 500, 1000 mg/l) respectivement, par rapport au témoin
(23.56±1.25 cm). Cette différence est significative (p<0.05) chez les plantes intoxiquées
à1000mg/l comparativement au témoin.
hauteur de la partie aérienne (cm)
35
30
*
Pb0
25
Pb250
20
Pb500
15
Pb1000
10
5
0
Figure (19) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/l) sur l’évolution de la hauteur des parties
aériennes des plantes de radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont exprimées en moyenne
(±SD ; n=5), différence significative (p<0.05).
2.4. Effet du plomb sur le poids frais (la biomasse)
Les résultats obtenus révèlent clairement que chez les plantes du radis, le stress
métallique appliqué (Pb) pendant deux mois a provoqué une régression dans le poids.
Le poids frais des plantes intoxiquées a été diminué d’une façon non significative
(p ˃ 0.05), 42.19±1.94 pour la concentration de Pb 250 mg/l, et d’une façon significative
(p ˂ 0.05), 37.80±2.95 et 36.56±2.03 g à des concentrations du plomb 500 et 1000 mg/l
respectivement, par rapport au témoin, qui est de 55.38±1.44 g. Figure (20).
65
Chapitre III
Résultats
Poids frais (biomasse ( g))
60
50
*
40
*
30
20
10
0
0
250
500
1000
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (20) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/l) sur le poids frais (biomasse) (g) des
plantes de radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont exprimées en moyenne (±SD ; n=5),
 différence significative (p0,05).
2.5. Effet du plomb sur la taille (longueur) des plantes
A partir de la figure (21), on observe qu’il y a une diminution non significative des
tailles des plantes intoxiquées à la concentration du plomb (250mg/l) (37.2±3.20 cm), mais
une augmentation à la dose de Pb (500mg/l) (39.94±1.96 cm) par rapport au témoin qui est
(39.04±1.01cm).Tandis qu’à la concentration de 1000mg/l du Pb, on constate qu’il y a une
augmentation significative (p ˂ 0.05) des tailles des plantes (44.29±1.80cm), par rapport au
Taille des plantes (cm)
plantes témoins.
50
45
40
35
30
25
20
15
10
5
0
*
T(Pb0)
Pb 250
Pb 500
Pb 1000
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (21) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/l) sur la taille des plantes du radis
(Raphanus Sativus L.). Les valeurs sont exprimées en moyenne (±SD ; n=5),  différence
significative (p0,05).
66
Chapitre III
Résultats
3. Effet du plomb au niveau des paramètres physiologiques
3.1. Effet du plomb sur la teneur relative en eau (RWC)
Le figure (22) montre que les plantes du radis intoxiquées par le plomb, Présentent une
diminution non significative (P ˃ 0.05) de la teneur relative en eau de leurs feuilles
(86.15%±0.48, 82.18%±0.55 et 81. 29±0.48%) respectivement sous les doses de Pb (250, 500
Teneur relative en eau (%)
et 1000 mg/l), comparativement au témoin qui est de 85.82%±0.61.
100,00%
90,00%
80,00%
70,00%
60,00%
50,00%
40,00%
30,00%
20,00%
10,00%
0,00%
0
250
500
1000
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (22) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/l) sur la variation de la teneur relatif en
eau (RWC) des plantes du radis (Raphanus Sativus L.).
3.2. Effet du plomb sur la teneur en pigments chlorophylliens foliaires
Les dosages de la chlorophylle a, b, totale et des caroténoïdes, ont été faites sur les
feuilles des plantes (témoins et intoxiquées).
3.2.1. Teneur en chlorophylle a (CHa)
Les résultats soulignées dans la figure (23) ont démontrés une régression de la teneur en
chlorophylle a (CHa) au fur et à mesure que le stress métallique (concentration du Pb)
s’accentuait. Cette teneur est diminuée chez les plantes intoxiquées, représenté par des valeurs
de 26.72±0.9, 24.53±1.2 et 20.12±0.6µg/g MF, sous les traitements 250, 500 et 1000mg/l de
Pb respectivement, Par rapport aux plantes témoins (27.62±1.1µg/g MF), Il faut noter que
cette diminution est significative (p < 0.05), très significative (p < 0.01) chez les plantes
stressées à 500 et à 1000mg/l respectivement.
67
Chapitre III
Résultats
35
Teneur en chlorophylle a
(µg/gMF)
30
*
25
**
20
15
10
5
0
0
250
500
1000
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (23) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/l) sur la teneur en chlorophylle a des
plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont exprimées en moyenne (±SD ; n=5).
Différence significative (p < 0.05), **différence très significative (p < 0.01).
3.2.2. Teneur en chlorophylle b (CHb)
Les résultats obtenus dans la figure (24) révèlent que chez les plantes du radis, le plomb a
provoqué une diminution de la teneur en chlorophylle b, d’une façon non significative sous
les doses de Pb : 250 et 500mg/l (12, 28±1.22 et 12.02±1.09 µg/g MF) respectivement, mais
d’une façon significative à 1000mg/l (10.17±0.95 µg/g MF) par rapport au témoin qui est de
Teneur en chlorophylle b
(µg/g MF)
12.40±1.33 µg/g MF.
16
14
12
10
8
6
4
2
0
*
0
250
500
1000
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (24) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/l) sur la teneur en chlorophylle b des plantes du
radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont exprimées en moyenne (±SD ; n=5). Différence
significative (p < 0.05).
68
Chapitre III
Résultats
3.2.3. Teneur en chlorophylle totale (CHt)
La figure (25) montre que le stress appliqué (le plomb) provoque une nette diminution
du taux de la chlorophylle totale chez les plantes du radis, comparativement aux plantes
témoins.
On observe qu’il ya une diminution non significative (p ˃ 0.05) de la teneur en
chlorophylle totale chez les plantes stressées à 250mg/l (39±1.08 µg/g MF), significative
(p < 0.05) à 500mg/l (36.55±0.80 µg/g MF) et très significative (p < 0.01) à la dose de
Teneur en chlorophylle totale
(CHt) (µg/g MF)
1000mg/l de Pb (30.30±0.67 µg/g MF) par apport au témoin qui est de 40.03±0.38 µg/g MF.
45
40
35
30
25
20
15
10
5
0
*
**
0
250
500
1000
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (25) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/l) sur la teneur en chlorophylle totale des
plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont exprimées en moyenne (±SD ; n=5).
Différence significative (p < 0.05), **différence très significative (p < 0.01).
3.3. Effet du plomb sur la teneur en caroténoïdes
L’effet de l’acétate du plomb sur la teneur en caroténoïdes des plantes du radis
(Raphanus sativus L.) est présenté dans la figure (26).La teneur en caroténoïdes en absence du
plomb (témoins) est de 11.57±0.76µg/g de Matière Fraiche dans les feuilles des plantes du
radis. Mais cette teneur diminue en présence du plomb, d’une façon non significative (p ˃
0.05) à 250 mg/l (11.01±0.68µg/g MF) et à 500 mg/l (10.32±0.69µg/g MF) mais d’une façon
significative (p < 0.05) à 1000mg/l (8.82±0.54µg/g MF).
69
Chapitre III
Résultats
teneur en Caroténoides
(Car) (µg/g MF)
14
12
10
*
8
6
4
2
0
0
250
500
1000
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (26) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/l) sur la teneur en Caroténoïdes des
plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont exprimées en moyenne (±SD ; n=5).
Différence significative (p < 0.05).
4. Effet du plomb au niveau des paramètres biochimiques
4.1. Effet du plomb sur le taux des protéines totales
La concentration des protéines est déterminée à partir de l’équation de régression de la
courbe d’étalonnage (annexe).

les feuilles
L’effet de l’acétate de plomb sur la teneur en protéines des feuilles des plantes de radis
(Raphanus sativus L.) est présenté dans la figure (27). La teneur en protéines en absence du
plomb (témoin) est 15.01±0.77 mg/g de Matière Fraîche, mais en présence du plomb à
(250mg/l), la teneur en protéines diminue d’une façon très significative (p˂0.01) (10.23±0.59)
par rapport au témoin. Cette teneur augmente légèrement à nouveau, pour les doses de Pb
500 et 1000 mg/l : 12.51±0.40 et 12.29±0.51 mg/g de Matière Fraîche, respectivement.
70
Résultats
Protéines totales (mg/g MF)
Chapitre III
18
16
14
12
10
8
6
4
2
0
*
*
500
1000
**
0
250
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (27) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/l) sur le taux des protéines totales dans les
feuilles des plantes du radis (Raphanus Sativus L.). Les valeurs sont exprimées en moyenne
(±SD ; n=5),  Différence significative (p0,05),  différence très significative (p0,01).

les tiges
Selon les résultats mentionnés dans la figure (28), il en résulte que la présence du plomb
dans le milieu de culture induit une diminution très significative (p ˂ 0.01) de la teneur en
protéines dans les tiges des plantes intoxiquées (2,346±0,45 mg/g MF) à Pb250 mg/l, et
significative (p ˂ 0.05) à 500mg/l (2,981±0,60 mg/g MF) mais cette diminution n’est pas
Protéines totales ( mg/g MF)
significative à 1000mg/l (3,957±0,24 mg/g MF), par rapport au témoin (4,1±0,30 mg/g MF).
5
4,5
4
3,5
3
2,5
2
1,5
1
0,5
0
*
**
0
250
500
1000
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (28) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/l) sur le taux des protéines totales dans les
tiges des plantes du radis (Raphanus Sativus L.). Les valeurs sont exprimées en moyenne
(±SD ; n=5),  différence significative (p0,05),  différence très significative (p0,01).
71
Chapitre III
Résultats
 Les tubercules
Après deux mois de stress par le plomb, nous avons observé qu’il ya une augmentation
de la teneur en protéines totales dans les tubercules des plantes intoxiquées, par rapport au
plantes témoins, figure (29). Cette augmentation est non significative (p ˃ 0.05) à la dose
250mg/l, mais significative (p ˂ 0.05) à 1000mg/l, (3.54 ± 0.17 et 4.07 ± 0.23 mg/g MF)
respectivement par rapport au témoin, (3.40± 0.07 mg/g MF), Contrairement à la dose
Protéine totale mg/g MF
500mg/l, cette teneur diminue d’une façon non significative (3.25±0.05 mg/g MF).
5
4,5
4
3,5
3
2,5
2
1,5
1
0,5
0
*
0
250
500
1000
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (29) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/g) sur le taux des protéines totales dans
les tubercules des plantes du radis (Raphanus Sativus L.). Les valeurs sont exprimées en
moyenne (±SD ; n=5), différence significative (p0,05).

Les racines
La figure (30) montre que durant la période d’expérimentation, les solutions d’acétate
de plomb appliquées ont entrainé une diminution non significative dans le taux des protéines
totales dans les racines des plantes intoxiquées à 250 mg/l (7.72±0.64 mg/g MF), mais cette
diminution est significative (p ˂ 0.05) à 500 et 1000 mg/l (6.71±0.31 et 7.23±0.53 mg/g MF)
respectivement par rapport au témoin qui est (8.86±0.71 mg/g MF).
72
Chapitre III
Résultats
Protéines totales (mg/g MF)
12
10
8
*
*
6
4
2
0
0
250
500
1000
concentration du Pb (mg)
Figure (30) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/g) sur le taux des protéines totales dans
les racines des plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont exprimées en
moyenne (±SD ; n=5). Différence significative (p < 0.05).
4.2. Effet du plomb sur la teneur en lipoperoxydes (TBARS)
 les feuilles
L’effet de l’acétate du plomb sur la teneur des lipoperoxydes (TBARS) dans les feuilles
des plantes du radis (Raphanus sativus L.) est présenté dans la figure (31). Les résultats
obtenus révèlent clairement que la teneur en lipoperoxydes dans les feuilles augmente
progressivement avec l’accentuation du stress, cette augmentation est non significative à la
dose 250mg/l mais significative à 500 et à 1000mg/l par rapport au témoin (4.76 ± 0.19, 5.03
± 0.21, 5.2 ± 0.25 et 4.11 ± 0.16 nmol/mg MF) respectivement.
Teneur en lipoperoxydes
(TBARS)
nmolMDA / mg MF
6
5
*
*
500
1000
4
3
2
1
0
0
250
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (31) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/g) sur la teneur en lipoperoxydes
(TBARS) dans les feuilles des plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont
exprimées en moyenne (±SD ; n=5), * Différence significative (p < 0.05).
73
Chapitre III

Résultats
les tiges
Selon les résultats mentionnés dans la figure (32), il en résulte que la présence du plomb
induit une augmentation de la teneur en lipoperoxydes (TBARS) chez les plantes de radis
(Raphanus Sativus L.), cette augmentation est non significative pour les plantes intoxiquées à
250 mg/l, mais significative (p < 0.05) à 500 et à 1000 mg/l par rapport au témoin,
respectivement (3.98±0.24, 4.78±0.36, 4.81±0.11 et 3.84±0.37 nmol/mg MF).
Taux des
lipidespéroxydés(TBARS)
nmolMDA / mg MF
6
5
*
*
500
1000
4
3
2
1
0
0
250
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (32) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/g) sur la teneur en lipoperoxydes
(TBARS) dans les tiges des plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont
exprimées en moyenne (±SD ; n=5).  Différence significative (p 0,05).

les tubercules
La figure (33), montre qu’il y a une augmentation importante de la teneur des
lipoperoxydes dans les tubercules des plantes soumises au stress par le plomb, par rapport aux
plantes témoins.
Cette teneur augmente avec l’accentuation de la concentration en Pb, d’une façon
significative à 250mg/l et très significative à 500 et à 1000mg/l (17.24±0.46, 19.11±0.55,
20.14±0.77 nmol/mg MF). Respectivement par rapport au témoin (14.62±0.46 nmol/mg MF).
74
Résultats
Taux des lipides péroxydés
(TBARS)
nmol MDA / mg MF
Chapitre III
22,5
20
17,5
15
12,5
10
7,5
5
2,5
0
*
0
250
**
500
**
1000
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (33) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/g) sur la teneur en lipoperoxydes
(TBARS) dans les tubercules des plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont
exprimées en moyenne (±SD ; n=5).  Différence significative (p0,05), **différence très
significative (p˂0.01).

les racines
La figure (34) montre les variations de la teneur des lipoperoxydes (TBARS) au niveau
des racines, en fonction de la concentration en acétate de plomb. Les résultats montrent une
augmentation visiblement importante de la peroxydation lipidique (TBARS), au niveau des
racines des plantes stressées. Cette augmentation est très significative (p˂0.01) en présence
du plomb à 250mg/l (13.04±0.57 nmol/mg MF), à 500 mg/l (14.23±0.83 nmol/mg MF) et
hautement significative (p˂0.001) à 1000 mg/l (16.37±0.78), par rapport au témoin
(8.09±0.58 nmol/mg MF).
Taux des lipides
péroxydés (TBARS)
nmol MDA / mg MF
20
***
15
**
**
10
5
0
0
250
500
1000
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (34) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/g) sur la teneur en lipoperoxydes
(TBARS) dans les racines des plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont
exprimées en moyenne (±SD ; n=5). **Différence très significative (p˂0.01), ***différence
hautement significative (p˂0.001).
75
Chapitre III
Résultats
4.3. Effet du plomb sur la teneur en peroxyde d’hydrogène (H2O2)
 les feuilles
La figure (35) représente les variations de la teneur en peroxyde d’hydrogène (H2O2)
foliaires des plantes de radis (Raphanus sativus L.) en fonction de la concentration en acétate
de plomb.
Nous remarquons que cette teneur augmente avec l’accentuation de la dose du plomb,
l’analyse statistique montre que cette augmentation est non significative (p˃0.05) lorsque la
concentration du Pb est de 250mg/l (40.3±1.73 µmol/g MF), d’une façon Significative
(p ˂ 0.05) à 500mg/l (45.99±1.62 µmol/g MF), et très significative (p ˂0.01) à 1000mg/l
(48.49±1.59 µmol/g MF) par rapport au témoin qui est de (38.52±1.29 µmol/g MF).
Teneur en peroxyde d'hydrogène
µmol/g MF
60
50
*
**
40
30
20
10
0
0
250
500
1000
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (35) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/g) sur la teneur en peroxyde d’hydrogène
(H2O2) dans les feuilles des plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont
exprimées en moyenne (±SD ; n=5). *différence significative (p˂0.05), ** différence très
significative (p˂0.01).

Les tiges
La figure (36) montre les variations de la teneur en peroxyde d’hydrogène au niveau des
tiges, il est bien claire que la présence de plomb à différentes concentrations (250, 500 et 1000
mg/l) a provoqué une élévation du H2O2 dans les tiges des plantes intoxiquées par rapport au
plantes témoins.
76
Chapitre III
Résultats
L’analyse statistique montre qu’au niveau des tiges, l’augmentation est très significative
(p˂0.01) à 250mg/l (4.51±0.48 µmol/g MF), non significative (p˃0.05) à 500mg/l (3.25±0.43
µmol/g MF) et hautement significative (p˂0.001) à 1000mg/l (6.46±0.50µmol/g MF) par
rapport au témoin (2.6±0.41µmol/g MF).
Teneur en peroxyde d'hydrogène
µmol /g MF
8
***
7
6
**
5
4
3
2
1
0
0
250
500
1000
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (36) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/g) sur la teneur en peroxyde d’hydrogène
(H2O2) dans les tiges des plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont exprimées
en moyenne (±SD ; n=5). **différence très significative (p˂0.01), *** différence hautement
significative (p˂0.001).

Les tubercules
L’effet de l’acétate du plomb sur la teneur en peroxyde d’hydrogène (H2O2) dans les
tubercules des plantes du radis (Raphanus sativus L.) est présenté dans la figure (37).Cette
teneur en absence du plomb (Témoin) est 4.98±0.47 µmol/g MF), tandis qu’à la présence du
Pb à des concentrations croissantes (250, 500 et 1000mg/l), cette teneur devient supérieure
(5.21±0.49, 6.79±0.55 et 6.94±0.50) respectivement par rapport au témoin.
Selon l’analyse statistique, on distingue que l’augmentation du H2O2 est non
significative (p˃0.05) à 250mg/l, mais significative (p˂0.05) à 500 et à 1000 mg/l, par
rapport au témoin.
77
Résultats
Teneur en peroxyde d'hydrogene
µmol/g MF
Chapitre III
8
*
*
500
1000
7
6
5
4
3
2
1
0
0
250
Concentratio du Pb (mg/l)
Figure (37) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/g) sur la teneur en peroxyde d’hydrogène
(H2O2) dans les tubercules des plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont
exprimées en moyenne (±SD ; n=5). *différence significative (p˂0.05).

Les racines
Selon les résultats mentionnés dans la figure (38) il en résulte que la présence du
plomb à différentes concentrations (250, 500 et 1000mg/l) dans le milieu de culture des
plantes, induit d’une façon remarquable la teneur en peroxyde d’hydrogène (H2O2) dans les
racines des plantes du radis (Raphanus Sativus L.). L’analyse statistique montre que cette
augmentation est significative pour les plantes stressées à 250mg/l de Pb, très significative à
500mg/l et hautement significative à 1000mg/l (4.78±0.73, 9.29±0.47, 11.69±0.66 µmol/g
MF) respectivement par rapport au témoin (3.66±0.64 µmol/g MF).
Teneur en peroxyde d'hydrogène
µmol/g MF
14
***
12
**
10
8
*
6
4
2
0
0
250
500
1000
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (38) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/g) sur la teneur en peroxyde d’hydrogène
(H2O2) dans les racines des plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont
exprimées en moyenne (±SD ; n=5). *Différence significative (p < 0.05), **Différence très
significative (p< 0.01), ***différence hautement significative (p˂0.001).
78
Chapitre III
Résultats
4.4. Effet du Plomb sur les enzymes antioxydants
4.4.1. Effet du Plomb sur le taux de la catalase (CAT)
 Les feuilles
Les résultats présentés dans la figure (39), révèlent clairement que la présence d’acétate de
plomb dans les solutions d’arrosage à différentes concentrations (250, 500 et 1000mg/l) a
provoqué une augmentation significative (p˂0.05) dans le taux de l’enzyme de la catalase
dans les feuilles des plantes stressées (11.62±1.30, 11.75±0.97 et 12.03±1.47µg/g MF),
taux de la CAT ( µg/gMF )
respectivement par rapport au témoin (8.61±0.82µg/g MF).
18
16
14
12
10
8
6
4
2
0
0
*
*
250
500
*
1000
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (39) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/g) sur le taux de la catalase (CAT) dans les
feuilles des plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont exprimées en moyenne
(±SD ; n=5). Différence significative (p < 0.05).
 Les tiges
La figure (40) montre que l’addition d’acétate de plomb dans la solution d’arrosage
des plantes de radis (Raphanus sativus L.) induit une augmentation dans le taux de la catalase
dans les tiges des plantes intoxiquées. L’analyse statistique indique que cette augmentation est
significative à 1000mg/l de Pb, mais non significative à 250 et à 500mg/l (3.05±0.42,
2.13±0.32 et 2.22±0.43 µg/g MF) respectivement par rapport au témoin (2.01±0.32 µg/g
MF).
79
Chapitre III
Résultats
Taux de la CAT (µg/g MF )
6
5
4
*
3
2
1
0
0
250
500
1000
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (40) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/g) sur le taux de la catalase (CAT) dans
les tiges des plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont exprimées en moyenne
(±SD ; n=5) Différence significative (p < 0.05).
 Les tubercules
La figure (41) représente l’effet du plomb sur le taux de la catalase dans les tubercules
du radis (Raphanus sativus L.).Selon cette figure, il en ressort que comparativement au
témoin, le plomb influe sur le taux de l’enzyme de la catalase dans les tubercules du radis,
chez les plantes intoxiquées, causant une augmentation proportionnel avec l’accentuation de
la dose en plomb à 250, 500 et à 1000 mg/l (3.44±0.47, 3.52±0.58 et 3.84±0.50 µg/g MF,
respectivement par rapport au témoin (2.95±0.40 µg/g MF).
Taux de la CAT (µg/g MF)
7
6
5
4
3
2
1
0
0
250
500
1000
Concentration du Pb (mg/g MF)
Figure (41) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/g) sur le taux de la catalase (CAT) dans
les tubercules des plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont exprimées en
moyenne (±SD ; n=5).
80
Chapitre III

Résultats
Les racines
Les résultats mentionnés dans la figure (42) montrent qu’il y a une augmentation
progressive du taux de la catalase dans les racines des plantes traitées avec l’acétate de plomb,
à des concentrations de (250, 500 et 1000 mg/l) (1.24±0.17, 1.33±0.22, et 1.45±0.24 µg/g
Taux de la CAT ( µg/g MF)
MF), comparativement au témoin(1.23±0.11 µg/g MF).
2
1,8
1,6
1,4
1,2
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0
0
250
500
1000
Concentration du Pb (mg/g MF)
Figure (42) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/g) sur le taux de la catalase (CAT) dans
les racines des plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont exprimées en
moyenne (±SD ; n=5).
4.4.2. Effet du Plomb sur le taux de la peroxydase (POD)
 Les feuilles
La figure (43) montre les variations du taux de l’enzyme de la peroxydase au niveau
des feuilles des plantes de radis (Raphanus sativus L.), en fonction de la concentration en
acétate de plomb.
Les résultats montrent une augmentation du taux de cet enzyme, au niveau des feuilles
des plantes stressées. Cette augmentation est non significative (p˃0.05) en présence du
plomb à 250mg/l (1.58±0.24 µg/g MF), significative (p˂0.05) à 500 mg/l (1.96±0.25 µg/g
MF) et très significative (p˂0.01) à 1000 mg/l (2.07±0.26 µg/g MF), par rapport au témoin
(1.07±0.25 µg/g MF).
81
Chapitre III
Résultats
taux de la POD (µg/g MF)
2,5
*
**
500
1000
2
1,5
1
0,5
0
0
250
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (43) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/g) sur le taux de la peroxydase (POD)
dans les feuilles des plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont exprimées en
moyenne (±SD ; n=5), Différence significative (p < 0.05), **différence très significative
(p ˂ 0.01).
 Les tiges
La figure (44), montre qu’il y a une augmentation du taux de l’enzyme de la
peroxydase au niveau des tiges chez les plantes soumises au stress par le plomb, sous les
doses (250, 500 et 1000mg/l) (1.19±0.08, 1.14±0.15, 1.09±0.16 µg/g MF) respectivement par
rapport aux plantes témoins (1.02±0.07 µg/g MF).
Taux de la POD (µg/g MF)
1,4
1,2
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0
0
250
500
1000
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (44) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/g) sur le taux de la peroxydase (POD)
dans les tiges des plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont exprimées en
moyenne (±SD ; n=5).
82
Chapitre III
Résultats
 Les tubercules
Selon les résultats (figure 45), le taux de l’enzyme de la peroxydase dans les tubercules
des plantes de radis, Augmente d’une façon visiblement remarquable chez les plantes
intoxiquées. L’analyse statistique indique que cette augmentation est significative
(31.28±4.67 µg/g MF) à 250mg/l de Pb, très significative (45.47±3.96 µg/g MF) à 500mg/l et
hautement significative (51.48±4.54 µg/g MF) à1000mg/l, Par rapport au témoin (26.5±3.43
µg/g MF).
Taux de la POD ( µg/g MF)
***
**
50
40
*
30
20
10
0
0
250
500
1000
Concentration du Pb ( mg/l)
Figure (45) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/g) sur le taux de la peroxydase (POD)
dans les tubercules des plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont exprimées en
moyenne (±SD ; n=5), Différence significative (p < 0.05), **différence très significative (p
˂ 0.01) ***différence hautement significative (p ˂ 0.001).
 Les racines
Les résultats de la (figure 46) montrent qu’en absence du plomb (plantes témoins) le
taux de l’enzyme de la peroxydase dans les racines des plantes de radis est de 0.096±0.019
µg/g MF, quant aux plantes traitées au plomb, nous avons enregistré des valeurs supérieures à
celle du témoin.
L’analyse statistique montre que la supériorité du taux de la peroxydase est significative
à différentes doses de Pb 250, 500 et 1000 mg/l (0.154±0.016, 0.156±0.03, 0.174±0.02 µg/g
MF) respectivement par rapport au témoin.
83
Chapitre III
Résultats
Taux de la POD ( µg/g MF )
0,25
0,2
*
*
*
500
1000
0,15
0,1
0,05
0
0
250
Concentration du Pb (mg/l)
Figure (46) : Effet du plomb (0, 250, 500, 1000 mg/g) sur le taux de la peroxydase (POD)
dans les racines des plantes du radis (Raphanus Sativus L.), Les valeurs sont exprimées en
moyenne (±SD ; n=5).*Différence significative (p < 0.05).
5. L’étude histologique
L’étude histologique a été effectuée sur des coupes transversales des différentes
parties de la plante du radis (Raphanus sativus L.) (Feuille, tige, tubercule et racine), les
observations microscopiques des différentes coupes ont été effectuées au moyen d’un
microscope optique avec deux grossissements x 100 et x 400.
Des différentes modifications ont été observées chez les plantes stressées au niveau
des racines, des tiges et des tubercules mais pour les feuilles nous avons remarqué qu’il n y a
pas de différences entre les coupes des plantes témoins et intoxiquées.
84
Chapitre III
Résultats
 Les feuilles
Les observations réalisées à un grossissement (x100) et (x400) montrent des structures
semblables pour les coupes histologiques des feuilles témoins figure (47) avec celles soumises
à différentes concentrations de plomb.
Figure (47) : Coupes histologiques des feuilles des plantes de radis (Raphanus sativus L.)
sous différentes concentrations de plomb (1 : témoin, 2 : 250, 3 : 500, 4 : 1000mg/l)
(grossissement x 100).
85
Chapitre III
Résultats
 Les tiges
L’analyse histologique des tiges du radis (Raphanus sativus L.) figure (48) montre une
déformation des parois cellulaires du parenchyme médullaire des plantes traitées par le plomb
par rapport aux plantes témoins, ce phénomène est plus marqué chez les plantes intoxiquées à
1000 mg/l.
Figure (48) : Coupes des tiges des plantes de radis (Raphanus sativus L.) sous différentes
concentrations de plomb (1 : témoin, 2 : 250,3 : 500 et 4 :1000 mg/l), (grossissement x100 et
x 400) (modifications des cellules du parenchyme médullaire).
86
Chapitre III
Résultats
 Les tubercules
La figure (49) montre l’effet du plomb sur l’analyse histologique des tubercules du
radis (Raphanus sativus L.) soumises à différentes concentrations de plomb (250, 500 et
1000mg/l) par rapport au témoin. Au niveau des tubercules, nous n’avons pas remarqué de
grandes différences entre les coupes témoins et intoxiquées mais il parait qu’il y a un léger
élargissement des tissus de l’écorce interne signifiant un élargissement des cellules du
phloème chez les plantes stressées par le plomb par rapport aux témoins. Ce phénomène est
plus remarqué à 1000mg/l de Pb.
Figure (49) : Coupes des tubercules des plantes de radis (Raphanus sativus L.) sous
différentes concentrations de plomb (1 : témoin, 2 : 250, 3 : 500, 4 :1000 mg/l),(grossissement
x100). En bas (élargissement de l’écorce interne) coupe 1 : témoin, 2 : Pb 1000mg/l.
87
Chapitre III
Résultats
 Les racines
La figure (50) montre des modifications importantes de racines intoxiquées du radis
(Raphanus sativus L.) par rapport aux témoins.
L’étude histologique montre une diminution ou une réduction de quantité et de taille
des cellules lignifiées du xylème par rapport aux plantes témoins. Cette diminution est très
significative à doses élevées (500 et 1000mg/l).
Figure (50) : Coupes des racines des plantes de radis (Raphanus sativus L.) sous différentes
concentrations de plomb (1 : témoin, 2 : 250, 3 : 500 et 4 :1000 mg/l), (grossissement x100)
88
DISCUSSION
Chapitre IV
Discussion
L’objectif de notre étude est d’examiner le comportement d’une légumineuse, le radis
(Raphanus
sativus
L.)
soumise
à
des
doses
croissantes
d’acétates
de
plomb
(250, 500 et 1000 mg/l) durant une période d’expérimentation de deux mois et d’évaluer son
potentiel de phytoremédiation.
1. L’effet du plomb sur les paramètres macroscopiques (paramètres morphologiques
et biométriques)
De nombreuses études ont démontré que le plomb à de très faibles concentrations
inhibe la croissance des plantes (Mishra et Choudhuri, 1998; Wierzbicka et Obidzinska, 1998;
Tomulescu et al., 2004). Par ailleurs, des études faites par (Wierzbicka et Obidzinska, 1998).
(Mishra et Choudhuri, 1998; Kosobrukhov et al., 2004; Xiong et al., 2006; Zheljazkov et al.,
2006).ont montré que l’inhibition de la croissance n’est pas forcément corrélée à une
diminution de biomasse.
Ceci pourrait s’expliquer d’aprés (Seregin et Ivanov, 2001; Sharma et Dubey, 2005).
(Cecchi, 2008) par l’altération de nombreux processus physiologiques comme la régulation du
statut hydrique, la nutrition minérale, la respiration ou la photosynthèse et l’interaction du
plomb avec les différents composants cellulaires et les macromolécules (protéines, ADN…).
Ces perturbations moléculaires s’accompagnent par des anomalies macroscopiques
tels que le brunissement des racines, jaunissement des feuilles, des chloroses et des nécroses
foliaires (Seregin et Ivanov, 2001; Sharma et Dubey, 2005).
Nos résultats montrent que l’excès de plomb inhibe la croissance du radis (Raphanus
sativus L.) qui se manifeste par une reduction du poids frais de la plante (biomasse produite),
diminution de la taille et reduction du nombre de feuilles. Ces résultats obtenus sont en accord
avec ceux de (Sereguine et Ivanov, 1998) qui ont également observé une inhibition de 50% de
la croissance des racines du maïs traité par le nitrate de plomb, (Garg et al., 2004; Anuradha
et Rao, 2007; Gopal et Rizvi, 2008; Biteur et al., 2011; Dan wang et al., 2012; Ait
hamadouche et al., 2012), qui ont révélé une diminution des paramètres biométriques chez le
radis stressé par les métaux lourds.
89
Chapitre IV
Discussion
2. L’effet du plomb sur les paramètres physiologiques
2.1. L’effet du plomb sur la teneur relative en eau (RWC)
La teneur relative en eau (RWC) des feuilles renseigne sur la turgescence relative des
tissus et figure parmi les critères d’évaluation de la tolérance au stress. Elle est liée à la
capacité de la plante à maintenir un niveau d’hydratation des tissus qui soit à même de
garantir la continuité de l’activité métabolique.
Nos résultats montrent que le stress métallique appliqué (Pb) à différentes
concentrations (250, 500 et 1000 mg/l) sur le radis (Raphanus sativus L.). Provoque une
diminution non significative de la teneur relative en eau (RWC) au niveau des feuilles des
plantes traitées, ces dernières ont pu garder une teneur en eau relativement élevée et proche de
celle de leur témoin.
Ceci signifie que le radis tolère la présence de plomb en contrôlant ses pertes d’eau.
Cet effet peut résulter d’une régulation stomatique efficace (Brunet, 2008 ; Cheikh M’hamed
et al., 2008).
Pour maintenir la turgescence de ces cellules, Les plantes déclenchent d’autres
mécanismes de tolérance qui contribuent à l’adaptation au stress osmotique et ionique
provoqués par les métaux, ces mécanismes permettent d’ajuster la pression osmotique interne,
grâce aux électrolytes et aux solutés organiques (Driouich et al., 2001) principalement des
sucres solubles et des acides aminés, comme la proline et la glycine bétaîne ( Taji et al.,
2004 ; Denden et al., 2005).
Des résultats similaires obtenus par (Brunet, 2008) montrent qu’ il y a peu de
différences concernant la teneur relative en eau (RWC) des plantes légumineuse ( Lathyrus
sativus L.) traitées par le plomb, d’autres études ont permis d’observer une diminution du taux
de transpiration ainsi que du contenu en eau dans les plantes (Iqbal et Mushtaq, 1987; Sharma
et Dubey, 2005). Même résultats ont été montré chez l’orge (Hordium vulgare L.) sous stress
salin, Ceci pouvant être du à une fermeture des stomates induite par l’altération des flux de
K+à travers la membrane et l’augmentation du contenu en acide absissique (ABA) (Cheikh
M’hamed et al., 2008).
90
Chapitre IV
Discussion
2. 2. Effet du plomb sur la teneur en pigments chlorophylliens foliaires
La teneur en pigments chlorophylliens est souvent utilisée pour évaluer l’impact de
nombreux stress environnementaux.
Au niveau physiologique une exposition au plomb entraîne de nombreuses
perturbations dans les parties aériennes, en particulier l’appareil photosynthétique (Seregin et
Ivanov, 2001; Sharma et Dubey, 2005).
Nos résultats montrent une diminution importante de la teneur en pigments
chlorophyllien (CHa, CHb, CHt et Caroténoïdes) du radis (Raphanus sativus L.) exposé à
différentes concentrations en Pb (250, 500 et 1000 mg/l) par rapport aux témoins. Cette
diminution s’accentue avec l’augmentation de l’intensité du stress.
De ce fait plusieurs travaux montrent que le plomb a une influence sur la réduction de
la teneur en pigments chlorophylliens (chlorophylles et caroténoïdes). Ceci pourrait être
attribué d’une part, au stress oxydatif qui provoque l’inhibition de l'acide aminolévulinique
déshydratase (ALAD), une enzyme importante dans la biosynthèse de la chlorophylle (Pereira
et al., 2006) et d’autre part, le plomb peut agir directement sur le transport des électrons et des
enzymes du cycle de Calvin ( en particulier la Rubisco) et indirectement induit une
diminution de la teneur en chlorophylle (Chatterjee et Chatterjee, 2000).
Le plomb, en induisant une fermeture des stomates, limite considérablement les flux
gazeux entre les feuilles et le milieu extérieur. Cette limitation du flux de CO2 entrant est
considérée comme la cause principale de la forte réduction de la fixation du CO2 (Bazzaz et
al., 1975 ; Parys et al., 1998).
Les ions du plomb peuvent aussi être la cause principal de la détérioration de la
structure et de la composition des thylakoïdes et des chloroplastes, ce qui a pour effet d’altérer
les photosystèmes (Yruela et al., 1996; Yruela, 2005).
L’effet des différentes concentrations de (Pb) ne semble pas identique sur les deux
types de chlorophylle a et b, les résultats obtenus montrent que la chlorophylle a est plus
sensible que la chlorophylle b à l’intoxication.
91
Chapitre IV
Discussion
L’intoxication au plomb se manifeste aussi par une diminution de la teneur en
caroténoïdes d’une façon inversement proportionnelle à la concentration de plomb
(500,1000mg/l). Ceci résulterait probablement du fait que lors d’un stress oxydatif par le
plomb, celui ci induit un déséquilibre au niveau de la cellule entre les molécules oxydantes et
antioxydantes, les caroténoïdes assurent une protection contre les dommages oxydatifs se
trouvent de ce fait affectés par le plomb (Lawler, 2001).
Les mêmes résultats ont été obtenus chez le radis (Raphanus sativus L.) et canola
(Brassica napus) cultivés dans des sols pollués par plusieurs contaminants (Marchiol et al.,
2004), le blé traité avec le nickel (Gajewska et Sktodowska, 2007), le maïs traité par le
cadmium (Jain et al., 2007), chez l’orge (Hordium vulgare L.) sous stress salin (Cheikh
M’hamed et al., 2008), et dans le radis traité par le plomb (Gopal et Rizvi, 2008; Biteur et al.,
2011) et dans les cotylédons de concombres traités par l'aluminium (Perira et al., 2010).
3. L’effet du plomb sur les paramètres physiologiques
3.1. Effet du plomb sur le taux des protéines totales
Comme les autres ETM, le plomb présent dans le cytoplasme interagit avec les
protéines. Il peut diminuer le pool protéique (Saxena et al., 2003; Mishra et al., 2006).
Cette diminution quantitative de la teneur en protéines totales apparaît comme la
résultante de plusieurs conséquences de l’action du plomb :

Modification de l’expression génique (Kovalchuk et al., 2005) et augmentation de
l’activité ribonucléasique (Jana et Choudhuri, 1982; Gopal et Rizvi, 2008).

Stimulation de l’activité protéasique (Jana et Choudhuri, 1982).

Diminution de la teneur en acides aminés libres (Xiong et al., 2006).
Cependant, l’accumulation des sels de plomb dans les plantes peut augmenter la teneur
en protéines totales, ce qui fait partie de la stratégie moléculaire de la tolérance au stress
(Mishra et al., 2006). Cette accumulation protéique, pourrait être la conséquence d’induction
des gènes codant pour la biosynthèse, de protéines de défense contre ce stress métallique,
parmi ces protéines, nous trouvons ceux qui sont riches en proline, l’acide aminé le plus
important et le plus accumulé en cas de stress, avec notamment des protéines pouvant avoir
un rôle de protection tel que les protéines Late Embryogenesis Abundant (LEA) chez Atriplex
halimus (Mouffak., 2008).
92
Chapitre IV
Discussion
D’autres acides aminés comme l’ascorbate interviennent dans le maintien du statut
redox de la cellule ou dans la séquestration du métal (GSH et PC) (Pourrut, 2008). Le plomb
peut aussi agir sur la composition qualitative des protéines cellulaires. Il modifie le profil
protéique des cellules racinaires exposées au plomb (Beltagi, 2005).
Les résultats de notre travail montrent que par rapport aux témoins, le radis (Raphanus
sativus L.) présente une diminution de la teneur en protéines totales à de faibles doses de
Plomb, puis une augmentation de cette teneur est bien claire avec l’accentuation du stress.
Au niveau des feuilles, tiges, tubercules et racines, le plomb à faibles doses (250 mg /l)
induit une diminution importante de la teneur en protéines par rapport aux plantes témoins,
mais il est à remarquer que cette teneur augmente à nouveau lorsque le stress est sévère (500
et 1000mg/l de Pb).
La diminution du taux de protéines la plus importante est remarquée au niveau des
feuilles et des tiges plus que les tubercules et les racines.
L’accumulation ou la synthèse des protéines se fait dans toutes les parties de la plante,
mais elle semble plus importante au niveau des feuilles, tubercules et racines.
La diminution de la teneur en protéines est due à l’accumulation du plomb, ce qui
conduit à la formation des radicaux libres qui vont dénaturer, oxyder ou dégrader ces
protéines pour former des dérivés carbonyles ( Shacter et al., 1994), Ce phénomène
d’autolyse a été montré comme un mécanisme de tolérance des plantes à la sécheresse (Cruz
de Carvalho et al., 2001; Dramé et al., 2007).et l’augmentation est due à la synthèse de
nouvelles protéine de défense contre ce stress métallique pour l’adaptation à la contrainte.
Nos résultats sont en accord avec ceux de (Cargnelutti et al., 2006) ont démontré que
le concombre traité par le mercure présente une augmentation de la teneur en protéines
totales. Et ceux de (Biteur et al., 2011) chez le radis traité par le plomb pendant 1 et 7
semaines,Cette augmentation est possible grâce à la synthèse de nouvelles protéines de stress
provoquée par l’exposition aux métaux (Verma et Dubey, 2003), une diminution de la teneur
en protéine chez le blé exposés aux métaux lourds (Mostafa et al, 2011) est peut être due à
l’effet d’ERO.
93
Chapitre IV
Discussion
3.2. L’effet du plomb sur la teneur en Peroxyde d’hydrogène (H2O2)
Le peroxyde d’hydrogène (H2O2) est un type d’ERO provoquant un stress oxydatif,
l’augmentation d’ERO a été détecté chimiquement dans les racines des plantes terrestres
Vicia faba (Pourrut, 2008) et dans les plantes aquatiques N. indica (Singh et al, 2010) en
situation de stress par le Pb. Dans cette étude, nous avons en outre confirmé que le Plomb
induit la production d'H2O2 dans toutes les parties du radis (Raphanus sativus L.), le peroxyde
d’hydrogène peut être transformé à l'OH oxydant très réactif, ce qui provoque la peroxydation
des lipides dans les cellules végétales (Apel et Hirt, 2004).
Lors d’un stress important, la génération initiale d’ERO peut conduire à un cycle
délétère de production de ces espèces toxiques pour l’organisme. Ce cycle de production
d’ERO mitochondriales est notamment considéré comme l’une des causes principales du
vieillissement cellulaire (Loeb et al., 2005).
Le peroxyde d’hydrogène aussi joue un rôle important dans la signalisation d’un stress
oxydatif (Neil et al., 2002).
Dans cette étude la teneur en peroxyde d’hydrogène est augmentée par rapport aux
témoins chez le radis (Raphanus sativus L.) en présence de plomb à différentes concentrations
(250, 500 et 1000mg/l), les résultats obtenus montrent qu’il y a une augmentation importante
du peroxyde d’hydrogène au niveau des feuilles, tiges, tubercules et racines. Cette
augmentation est proportionnelle avec l’augmentation de la dose en Pb.
Nos résultats montrent que l’accumulation du peroxyde d’hydrogène est plus notée au
niveau des feuilles et des racines par rapport aux tiges et aux tubercules.
Les résultats obtenus indiquent que le plomb provoque une surproduction importante
de la molécule H2O2, l’inhibition de l’activité de la catalase (CAT) est peut être une autres
cause, ceci pourrait être due à une interaction directe avec le plomb ce qui inhibe son rôle
comme un antioxydant contre les ERO, et nous savons bien d’après la littérature que le rôle
principal de la CAT est de détoxiquer le peroxyde d’hydrogène produit à proximité par la
CTE chloroplastique (Arora et al., 2002; Halliwell, 2006).
94
Chapitre IV
Discussion
Les mêmes résultats ont été obtenus par (Tecklic et al., 2008 ; Biteur et al., 2011;
Rossato et al., 2012) chez le radis traité par le plomb, et chez le concombre traité par
l’aluminium (Perira et al 2010). Ces travaux ont suggéré que l’augmentation du taux du
peroxyde d’hydrogène est due à l’activation ou à la stimulation du superoxyde dismutase
(SOD) impliqué dans la formation du H2O2 (pourrut, 2008).
3.3. Effet du plomb sur la teneur en lipoperoxydes (TBARS)
Le plomb induit de fortes modifications dans la composition lipidique des différentes
membranes cellulaires (Stefanov et al., 1993; Stefanov et al., 1995). Par ailleurs, il induit
indirectement, via la production d’ERO, une peroxydation lipidique (Pang et al., 2002; Wang
et al., 2007). Ces modifications des lipides membranaires conduisent à l’apparition de
structures cellulaires anormales, avec notamment des altérations au niveau de la membrane
cellulaire (Islam et al., 2008) mais également de celle des organites comme les mitochondries,
les peroxysomes (Małecka et al., 2008)
Le malondialdéhyde est le produit d’oxydation des membranes lipidiques, s’accumule
quand les plantes sont exposées à un stress oxydatif. La concentration des TBARS est
considérée comme un indicateur des peroxydations des lipides après un stress abiotique
(Ding et al., 2004).
Cette élevation au niveau des malondialdéhydes (TBARS) est peut être due à
l’augmentation de la concentration des acides gras polyinsaturés par rapport aux acides gras
saturés, Les acides gras polyinsaturés des membranes cellulaires sont la cible principale des
ERO il en résulte la formation de peroxydes lipidiques (LPO), (kramer et al., 1991).
Dans notre étude la concentration des TBARS augmente chez le radis (Raphanus
sativus L.) exposé à différentes doses de plomb (250,500 et 1000mg/l) par rapport aux
témoins. Dans les feuilles la concentration en TBARS augmente en fonction de la dose
administrée.
95
Chapitre IV
Discussion
Nos résultats sont en accord avec ceux de (Malecka et al., 2001 ; Verma et Dubey,
2003 ; Sun et al., 2010; Biteur et al., 2011 ; Peifang et al, 2012) qui ont signalé une
peroxydation lipidique chez le pois, le riz, le radis et Vallisneria natants respectivement
traités par le plomb.
3.4. Effet sur les enzymes antioxydants
Le mécanisme de tolérance des plantes à la suite d’un stress oxydatif par le plomb,
peut être expliqué par une activation de différentes enzymes antioxydantes comme la catalase
(CAT) et la peroxydase (POD), qui jouent un rôle très important dans la détoxification du
plomb, en régulant les concentrations d’ERO (Lin et al., 2000).
La catalase est l’une des systèmes majeurs de dégradation enzymatique du peroxyde
d’hydrogène (Velikova et al., 2000). Plusieurs travaux ont montré qu’il y a une relation
proportionnel entre l’augmentation du taux et d’activité de la catalase et l’élevation de la
concentration des métaux lourds comme le plomb (Pb), le cuivre (Cu) et le zinc (Zn) dans les
tissus végétaux (Girotti, 1985; Mazhoudi et al., 1997).
Notre étude montre qu’il y a une augmentation du taux de la catalase au niveau des
différentes parties de la plante du radis (Raphanus sativus L.) en présence de plomb à
différentes concentration (250, 500 et 1000mg/l) par rapport aux témoins.
Cette augmentation est très significative au niveau des feuilles, tiges, tubercules et
racines d’une façon proportionnelle avec l’augmentation de la concentration en Pb, provoqué
par une surproduction d’ERO induite par le plomb. et par une signalisation du stress oxydatif
transmit par les racines vers les feuilles (Vitoria et al., 2001) ce qui permet à la plante de
mettre en place des systèmes de défenses (Pourrut, 2008).
Les peroxydases sont impliquées dans la lutte contre le stress oxydant dans les cellules
(Dos Santos et al, 2004). Elles agissent en transformant le peroxyde d’hydrogène formé lors
du stress oxydant en eau et oxygène (Geebelen et al., 2002 ; Wu et al., 2003 ; Remon, 2006).
Les résultats obtenus dans ce travail, montrent clairement que Le plomb induit une
augmentation nette du taux de l’enzyme de la peroxydase au niveau des différentes parties du
radis (Raphanus sativus L.) particulièrement les tubercules.
96
Chapitre IV
Discussion
L’augmentation de leur activité en réponse à une contamination au Cu a déjà été
prouvée par (Shainberg et al., 2001; Demirevska-Kepova et al., 2004). Présentes en quantité
importante dans tous les compartiments cellulaires, y compris dans le noyau, les PRX
semblent être avec les APX, les enzymes les plus importantes dans la réduction de
l’H2O2 (Rouhier et Jacquot, 2002; Dietz, 2005).
Plusieurs travaux sont en accord avec nos résultats, ceux de (Victoria et al., 2001 ;
Garg et al., 2004 ; Gopal et al., 2007; sun et al., 2010 ; Biteur et al., 2011; Ait hamadouche et
al., 2012 ; Dan wang et al., 2012) chez le radis (Raphanus sativus L.) en cas de tolérance au
cadmium, traité par le cuivre, le plomb et des éléments radioactifs (Cs) et (Sr) respectivement.
L’augmentation de la POD dans les feuilles et les racines de l’haricot traité par le
cuivre a été prouvé par (Cuypers et al. 2002), et l’augmentation de la catalase au niveau des
feuilles et des racines de (Phaseolus vulgaris) stressé par le cadmium (chaoui et al., 1997).
L’induction de l’enzyme de la peroxydase à été rapporté aussi par plusieurs travaux
sous différentes contraintes, le stress salin (Agawal et Pandey, 2004), le stress hydrique (Elshintinawy et al., 2004).
4. L’étude histologique
L’étude histologique effectuée sur des coupes transversales des différentes parties de
la plante (Raphanus sativus L.) (Feuille, tige, tubercule et racine) nous a permis d’observer
différentes modifications chez les plantes stressées au niveau des racines, des tiges et des
tubercules par rapport aux témoins. Par ailleurs, aucune modification n’a été observée chez les
feuilles.
Un phénomène est observé chez les plantes supérieures, le plomb passe dans les
cellules des racines pour se combiner avec les nouvelles cellules du tissu et par conséquent
être déplacé du cytoplasme aux tissus cellulaires (Cecchi, 2008).
De nombreux travaux signalent que différents types de stress provoque la modification
du nombre et du diamètre des vaisseaux de xylème chez les halophytes (Levigneron et al.,
1995).
97
Chapitre IV
Discussion
Le passage du plomb par les tiges peut causer des déformations au niveau des parois
cellulaires du parenchyme médullaire (Dugé de Bernoville, 2009), et lors d’un stress abiotique
l’élargissement des cellules du phloème est peut être dû à la recirculation des sels (Blaylok,
1997 ; Berti, 1997) comme il est noté chez d’autres plantes supérieures soumises au stress
salin.
 Les feuilles
L’étude histologique des feuilles n’a pas révélé des modifications de structure chez
les plantes intoxiquées par rapport aux témoins malgré les anomalies macroscopiques
remarqués chez les plantes traitées à l’acétate de plomb.
 Les tiges
Le parenchyme médullaire est considéré comme réserve qui permet de stocker les
glucides, les lipides et les protéines, le stress effectué peut détruire ou déformer les parois de
ces cellules (Dugé de Bernoville, 2009).
Au niveau des tiges Nous avons remarqué qu’il y a une déformation des parois
cellulaires du parenchyme médullaire, donnant aux cellules une forme « festonnée », cette
déformation semble plus importante chez les plantes intoxiquées à 1000mg/l. ceci pourrait
s’expliquer par la peroxydation des lipides membranaires par les ERO provoqué par l’excès
de plomb. D’après les données de la littérature nos résultats suggèrent que le radis tolère le
plomb en le précipitant dans l’apoplaste ou en l’accumulant dans les parois (Pourrut, 2008).
Les mêmes résultats ont été obtenus au niveau du cortex racinaire chez la plante
Pelargonium traité par le plomb (Cecchi, 2008 ; Silvestre, 2008).
 Les tubercules
Un léger élargissement des tissus de l’écorce interne a été remarqué au niveau des
coupes des tubercules des plantes intoxiquées par rapports aux plantes témoin.
Le plomb traverse une multitude de tissus du rhizoderme au xylème ou se situent les
vaisseaux qui transportent la sève brute : l’eau et les sels minéraux y compris le plomb
(Tanton et Crowdy, 1971; Lane et Martin, 1977) ce qui explique l’élargissement de l’écorce et
l’endoderme.
98
Chapitre IV
Discussion
L’élargissement des cellules du phloème est peut être dû à la recirculation des sels
(Blaylok, 1997 ; Berti, 1997) comme il est noté chez d’autres plantes supérieures soumises au
stress salin par le NaCl. Cette recirculation par la sève élaborée a pour d’éliminer l’excès en
sels (Boukraa, 2008), comme le cas pour le plomb considéré comme sel et élément toxique
pour la plante.
 Les racines
D’après les figures des coupes histologiques des racines de radis (Raphanus sativus L.)
nous avons remarqué que les plantes traitées par le plomb présentent une diminution des
cellules lignifiées et des vaisseaux du xylème par rapport aux plantes témoin. Cette
diminution s’accentue avec l’augmentation de la concentration en plomb.
L’appauvrissement des racines intoxiquées en cellules lignifiées du xylème est peut
être expliqué par un phénomène d’occlusion des vaisseaux de ce dernier.
Les phénomènes d’occlusion vasculaire ont déjà été décrits par le dépôt d’un matériel
fibreux d’origine polysaccharidique pourrait être à l’origine de la formation de
bouchons dans le xylème, empêchant l’alimentation en eau (Dugé de Bernoville, 2009), et
Par conséquent le diamètre de la lumière des vaisseaux se réduit, et cette obstruction peut être
expliquée comme une réaction de défense de la plante pour l’empêchement d’alimentation
en eau et en plomb dans notre cas, ce phénomène s’accentue clairement avec l’augmentation
de la concentration en plomb.
Les plantes sont capables de mettre en œuvre plusieurs types de défenses au sein de
leur système vasculaire, de manière à contrôler les facteurs de stress biotique et abiotique
susceptibles d’envahir ces tissus (Pearce, 1996).
L’occlusion des vaisseaux a été observé dans plusieurs travaux comme réponses des
plantes telle que Vicia sativa sous contraintes biotiques où la résistance est associée à la
production d’un mucilage riche en pectines et des substances polysaccharidiques d’origine
végétale dans les vaisseaux du xylème (Pérez‐de‐Luque et al., 2006).
99
Chapitre IV
Discussion
La formation de tyloses est un processus similaire d’occlusion vasculaire, impliquant
le dépôt de substances pectiques dans les vaisseaux du xylème, par les cellules du parenchyme
adjacent (Benhamou et Nicole, 1999). Dans cette même interaction, les tyloses peuvent
également être enrichies en produits phénoliques (Pearce, 1996).
De nombreux travaux signalent que le stress salin provoque la modification du nombre
et du diamètre des vaisseaux de xylème chez les halophytes (Levigneron et al., 1995). La
diminution dans le diamètre des vaisseaux du xylème a été observée chez le coton et la tomate
(Reinoso et al., 2005) et chez l’orge sauvage (Huang et Redmann., 1995)Sous conditions
salines.
Ces résultats peuvent etre expliquées aussi par l’effet inhibiteur du plomb sur le
développement et la croissance du système racinaire, les travaux de (L‘huillier, 1997)
ont montrés que le nickel retarde la croissance racinaire chez le maïs principalement en
inhibant les divisions cellulaires au niveau de l’apex racinaire.
100
CONCLUSION
Conclusion et perspectives
Le plomb pose actuellement des problèmes importants en matière de contamination de
l’environnement. Les plantes, du faite de leur immobilité, sont particulièrement vulnérables à
l’effet délétère de ce contaminant.
Ces dernières années, le développement de techniques efficaces pour décontaminer les
sites pollués est devenu indispensable. L’une d’elle, la phytoremédiation qui exploite les
propriétés de certaines plantes à tolérer et accumuler de grandes quantités de métaux lourds.
Les capacités d’accumulation du Pb par le radis (Raphanus sativus L.) ont été étudiés
par plusieurs travaux comparées avec celles des plantes de la même famille des Brassicacea
Les résultats montrent que le radis présente des capacités d’accumulation dans les
différentes parties, faisant de cette espèce végétale une candidate pour la mise au point de
nouveaux systèmes de phytoremédiation.
Ce travail portait donc sur l’étude des effets du plomb sur les paramètres
physiologiques et biochimiques du radis (Raphanus sativus L.) et sur l’évaluation des
capacités de tolérance et de défense de ce dernier pour être utilisé dans la dépollution des sols
contaminés.
Les résultats obtenus indiquent que l’exposition au plomb provoque une perturbation
qui affecte les processus physiologiques et biochimiques du radis.
L‘excès de plomb peut affecter la plante du radis (Raphanus sativus L.) par une
inhibition de croissance, une diminution du taux de germination, une réduction de biomasse,
et des tailles. L’observation macroscopique a révélée l’apparition des signes visibles au
niveau des feuilles et des tubercules (jaunissement, taches brunes).
L’analyse physiologique des plantes exposées à l’acétate de plomb montre une
diminution non significative de la teneur relative en eau (RWC) ce qui témoigne d’un
maintien d’hydratation des tissus et figure parmi les critères d’évaluation de la tolérance au
stress.
Dans notre travail le plomb induit aussi une diminution de la teneur en pigments
chlorophylliens foliaires (CHa, CHb, CHt et Caroténoïdes) à différentes concentrations du
plomb.
101
Conclusion et perspectives
De plus la présence du plomb à faible concentration (250mg/l) entraine une diminution
importante de la teneur en protéines dans les feuilles et les racines par rapport aux plantes
témoins, mais cette teneur augmente lorsque le stress est sévère (500 et 1000 mg/l de Pb).
Dans cette étude la teneur en peroxyde d’hydrogène H2O2 augmente d’une façon très
importante dans les différentes parties du radis (Raphanus sativus L.) sous l’effet du plomb à
différentes concentrations, cette surproduction est plus notée au niveau des feuilles et des
racines, ce qui a induit une peroxydation lipidique, la concentration des TBARS
(lipoperoxydes) augmente d’une façon très significative au niveau des tubercules et des
racines.
L’analyse des enzymes antioxydants indique que l’excès du plomb dans le milieu de
culture du radis provoque une activation de l’enzyme de la catalase au niveau des feuilles et la
peroxydase dans les tubercules.
A l’échèle histologique la présence du plomb nous a permis d’observer des
modifications au niveau des vaisseaux de xylème pour les racines, et des déformations au
niveau des parois cellulaires du parenchyme médullaires pour les tiges. Ce qui suggère
l’accumulation du plomb et sa précipitation dans les parois cellulaires.
D’après ces résultats, nous pouvons déduire que :
Les modifications des paramètres biométriques, physiologiques, biochimiques et
histologiques suggèrent que le plomb induit un stress oxydatif chez le radis (Raphanus
sativus L.) au cours de sa croissance par rapport au témoin, ces effets ont été confirmés par
la peroxydation des lipides et la réduction des pigments chlorophylliens dus à la production
d’ERO.
L’activation du système enzymatique antioxydants (CAT et POD), l’ajustement
osmotique par le maintien d’une teneur relative en eau peu affectée sont les stratégies les
plus utilisées par le radis (Raphanus sativus L.) à fin de s’adapter au stress quand les
autres mécanismes de tolérance commencent à être dépassés, et que la synthèse de
protéines de stress assure le maintien du métabolisme de base et protège les cellules contre
les modifications structurales.
102
Conclusion et perspectives
Ce qui prouve que le radis (Raphanus sativus L.) est une plante qui tolère, accumule
le plomb et résiste aux contraintes de ce métal. De ce fait cette plante est peut être proposée
comme un moyen épuratif (plante phytoremédiatrice) des sols contaminés par le plomb.
Notre travail laisse entrevoir de nombreuses perspectives d’expérimentations. Dans
un premier temps et dans la continuité directe de cette étude, Il est nécessaire d’effectuer le
dosage du plomb dans les différentes parties de la plantes, pour savoir qu’elle est ou
qu’elles sont les parties responsables de l’accumulation de ce métal. Il serait intéressent
d’étudier l’effet génotoxique du plomb (dommages de l’ADN). ainsi que l’établissement
d’approches comparatives entre le radis et d’autres plantes tolérantes ou accumulatrices de
métaux, pour comprendre les mécanismes de toxicité du plomb mais également ceux de
tolérance à ce métal.
Il sera important aussi de tester les capacités de tolérance du radis (Raphanus
sativus L.) à d’autres métaux (Cd, Zn, Ni, Cu…), car il est rare qu’un milieu soit pollué
par un seul métal. Ceci permettrait d’étudier les réponses de la plante aux autres métaux
mais aussi sa réaction face à la combinaison de plusieurs d’entres eux qui pourrait induire
une contrainte différente. De plus un phénomène de compétition entre les différents
éléments métalliques pourra se produire permettant de déterminer les « préférences » de la
plante.
103
REFERENCES
BIBLIOGRAPHIQUES
Références bibliographiques
A
Abreu CA, de Abreu MF et andrade JC (1998). Distribution of lead in the soil profile
evaluated by DTPA and Mehlich-3 solutions. Bragantia 57 : 185-882.
Ademe (2006). "Bilan du recyclage 1996-2005 Partie 1 Synthèse générale et analyse par
filière Rapport final."
Aebi H (1984). Catalase in vitro. Methods in Enzymology 105 : 121-126.
Agawal S, Pandey V (2004). Antioxidant enzyme responses to NaCl stress in Cassia
angustifolia. Biol Plant 48 : 555-560.
Ait Hamadouche N, Aoumeur H, Djediai S, Slimani M et Aoues A (2012).
"Phytoremediation potential of Raphanus sativus L. for lead contaminated soil". Acta
Biologica Szegediensis 56 :43-49.
Alloway B.J (1995). Heavy metals in soils. Blackie Academic & Professional, London,
2nd Edition, 368 p.
An Y J (2006). "Assessment of comparative toxicities of lead and copper using plant assay."
Chemosphere 62 : 1359-1365.
Antosiewicz DM et Wierzbicka M (1999). Localization of lead in Allium cepa L. cells by
electron microscopy. Journal of Microscopy 195 : 139-146.
Anuradha S et Rao SSR (2007). The effect of brassinosteroids on Radish (Raphanus sativus
L.) seedlings growing under cadmium stress. Plant Soil Environ 53 : 465-472.
Aoun M (2009). Action du cadmium sur les plants de moutarde indienne [Brassica juncea
(L.) Czern] néoformés à partir de couches cellulaires minces et issus de semis. Analyses
physiologiques et rôle des polyamines. Thèse de Doctotrat, Univ de Bretagne Occidentale.
135P.
Apel K et Hirt H (2004). "Reactive oxygen species: Metabolism, Oxidative Stress, and
Signal Transduction." Annual Review of Plant Biology 55 : 373-399.
Ariès S (2001). "Mise en évidence de contaminations métalliques historiques à partir de
l’étude d’enregistrements sédimentaires de lacs de haute montagne. " Thèse de doctorat,
Université de Toulouse III. 276 pp.
Arnon DI (1949). Cooper enzymes in isolated chloroplastes. Plant Physiol 24 : 1-15
Arora A, Sairam R et Srivastava G (2002). "Oxidative stress and antioxidative system in
plants." Current Science 82 : 1227-1238.
104
Références bibliographiques
Asada K (1994). Production and action of active oxygen species in photosynthetic tissues.
Causes of Photooxidative Stress and Amelioration of Defence Systems in Plants. C. H. Foyer
and P. M. Mullineaux. Boca Raton, CRC Press: 77-104.
Asada K (1999). "The water-water cycle in chloroplasts: Scavenging of Active Oxygens and
Dissipation of Excess Photons."Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular
Biology 50 : 601-639.
Asada K (2006). "Production and Scavenging of Reactive Oxygen Species in Chloroplasts
and Their Functions." Plant Physiology 141 : 391-396.
B
Baize D (1997). "Teneurs totales en éléments traces métalliques dans les sols (France).
"INRA Editions, Paris, 408 pp.
Baize D (2002). ″Les éléments traces métalliques dans les sols. INRA éditions.
Baker A (1981). ″Accumulators and excluders. Strategies in the response of plants to heavy
metals″. Journal of Plant Nutrition 3 : 643-654.
Banzet N, Richaud C, Deveaux Y, Kazmaier M, Gagnon J et Triantaphylides C (1999).
Accumulation of small heat shock proteins, including mitochondrial HSP22, induced by
oxidative stress and adaptive response in tomato cells. Plant J 13: 519-527.
Baron M (2001). ″Suppression de l’utilisation de la grenaille de plomb de chasse dans les
zones humides exposant les oiseaux d’eau au saturnisme″. Rapport MEDD, 20p.
Barrs HD et Weatherley PE (1962). A re-examination of the relative turgidity technique for
estimating water deficits in leaves. Aust. J. Biol. Sci 24 : 519-570.
Base de Données Nomenclaturale de la Flore de France (2011). Nomenclature, taxonomie,
synonymie, correspondances. Contribution : membres du réseau Tela Botanica. BDNFF
v4.02
Bazzaz FA, Carlson RW, Rolfe GL (1975). "Inhibition of Corn and Sunflower
Photosynthesis by Lead." Physiologia Plantarum 34 : 326-329.
Beltagi MS (2005). " Phytotoxicity of lead (Pb) to SDS-PAGE protein profile in root nodules
of faba bean (Vicia faba L.) plants." Pakistan Journal of Biological Sciences 8 : 687-690.
105
Références bibliographiques
Benhamou N et Nicole M (1999). Cell biology of plant immunization against
microbial infections : the potential of induced resistance in controlling plant diseases.
Plant Physiol. Biochem 37:703-719.
Berti WR et Cunningham SD (1997). Phytostabilization of metals. In: I. Raskin and B.D.
Ensley eds. Phytoremediation of toxic metals: using plants to clean-up the environment. New
York, John Wiley & Sons, Inc. p. 71-88.
Bes C (2008). Phytoremédiation des sols d’un site de traitement du bois contaminés par le
cuivre. Thèse de Doctorat. Univ Bordeaux 1 Ecole Doctorale des Sciences et Environnements.
Biteur N, Aoues A, Kharoubi A et Slimani N (2011). ″Oxidative stress induction by lead in
leaves of Radish (Raphanus sativus) seedlings″. Not Sci Biol 3 : 93-99.
Blaylock MJ, Huang JW (2000). Phytoextraction of metals. In I Raskin, BD Ensley, eds,
Phytoremediation of toxic metals: using plants to clean up the environment. John Wiley and
Sons, New York, p 53–70.
Blaylock MJ, Salt DE, Dushenkov S, Zakharova O, Gussman C, Kapulnik Y, Ensley BD
et Raskin I (1997). Enhanced accumulation of Pb in Indian mustard by soil-applied chelating
agents. Environmental Science and Technology 31 : 860-865.
Boukraâ D (2008). Interaction acide sulfosalicylique et salinité sur la réponse de la proline et
des variations minérales chez des plantes juvéniles d’Atriplex halimus. Mémoire de magister
en biologie végétale, Univ Es-Senia, Oran: 81P.
Bourrelier P et Berthelin J (1998). "Contamination des sols par les éléments traces : les
risques et leur gestion." Rapport de l'Académie des sciences Ed. Lavoisier, Paris. 42 pp.
Bradford MM (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram
quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry 72
: 248-254.
Brgm (2004). "Guide méthodologique du plomb appliqué à la gestion des sites et des sols
pollués. Rapport final, BRGM/RP-52881-FR."
Briat JF et Lebrun M (1999). "Plant responses to metal toxicity." Comptes Rendus de
l'Academie des Sciences - Series III - Sciences de la Vie 322 : 43-54.
Brunet J, Reppelin A, Varralult G, Terryn N et Zuily-Fodil Y (2008).″Lead accumulation
in the roots of grass pea ( Lathyrus sativus L.)″. C.R.Biologies 331 : 859-864.
Burzynski M (1987). "The Influence of Lead and Cadmium on the Absorption and
Distribution of Potassium, Calcium, Magnesium and Iron in Cucumber Seedlings." Acta
Physiologiae Plantarum 9 : 229-238.
106
Références bibliographiques
C
Cargnelutti D, Tabaldi LA, Spanevello RM, Battisti V (2006). Mercury toxicity induces
oxidative stress in growing cucumber seedlings. Chemosphere 65: 999-1006.
Cecchi M (2008). "Devenir du plomb dans le système Sol-Plante: Cas d’un sol contaminé par
une usine de recyclage du plomb et de deux plantes potagères (Fève et Tomate)." Thèse de
doctorat. Institut National Polytechnique de Toulouse.226P.
Chaney RL, Malik M, Li YM, Brown SL, Brewer EP, Angle JS et Baker AJM (1997).
Phytoremediation of soil metals. Current Opinion in Biotechnology 8: 279-284.
Chaoui A, Mazhoudi S, Ghorbal MH et El Ferjani E (1997). Cad- mium and zinc
induction of lipid peroxydation and effects on anti- oxidant enzyme activities in bean
(Phaseolus vulgaris L.). Plant Science 127: 139–147.
Chatterjee J et Chatterjee C (2003). Management of phytotoxicity of cobalt in tomato by
chemical measures. Plant Science 64: 793-801.
Cheikh M’Hamed H, Abdellaoui R, Kadri K, Ben Naceur M et Bel Hadj S (2008).
Evaluation de la tolérance au stress salin de quelques accessions d’orge (Hordium vulgare L.)
cultivées en Tunisie: approche physiologique. Sciences & Technologie 28 : 30 -37.
Chen CT, Chen TH, Lo KF et Chu CY (1993). Effects of proline on copper transport in rice
seedlings under excess copper stress. Plant Sci 166: 103-111.
Chen J, Zhu C, Li LP, Sun ZY et Pan XB (2007). "Effects of exogenous salicylic acid on
growth and H2O2-metabolizing enzymes in rice seedlings under lead stress." Journal of
Environmental Sciences 19 : 44-49.
Cheng C, Motohashi R, Tsuchimoto S, Fukuta Y, Ohtsubo H, Ohtsubo E (2003).
Polyphyletic origin of cultivated rice: based on the interspersion pattern of SINEs. Mol Biol
Evol 20 :67-75.
Chenon P (2001). Evaluation du pouvoir toxique, génotoxique et tératogène de boues de
stations d’épuration. Thèse, UPS 204p.
Chuang MC., Shu GY., Liu JC., 1996. Solubility of heavy metal in a contaminated soil:
effects of redox potential and pH. Water,Air and Soil Pollution 34: 543-556.
Citepa (2007). "Inventaire des émissions de polluants en France au titre de la convention sur
la pollution atmosphérique transfrontalière à longue distance et de la directive européenne
relative aux plafonds d'émissions nationaux (NEC)."
Clemens S (2006). "Evolution and function of phytochelatin synthases."Journal of Plant
Physiology 163: 319-332.
107
Références bibliographiques
Collin VC, Eymery F, Genty B, Rey P et Havaux M (2008). "Vitamin E is essential for the
tolerance of Arabidopsis thaliana to metal-induced oxidative stress."Plant, Cell and
Environment 31: 244-257.
Cunningham S.D, Berti WR et Huang JW (1995). Phytoremediation of contaminated soils.
Trends Biotechnol 13: 393-397.
Cuypers A (2000). Phytotoxic concentrations of copper and zinc induce antioxidative
defence in Phaseolus vulgaris, cv. Limburgse vroege : a comparative study. Limburgs
universitair centrum, Diepenbeek, Belgium.
Cuypers A, Vangronsveld J et Clijsters H (2002). Peroxidases in roots and primary leaves
of Phaseolus vulgaris copper and zinc phytotoxicity: a comparison. Journal of Plant
Physiology 159: 869-876.
Czernichow P (2006). Item 108. Santé et environnement-Maladies transmissibles. Elsevier
Masson S.A.S. PARIS.
D
Dahmani-Mullera H, van Oorta F, Gélieb B et Balabanea M (2000).Strategies of heavy
metal uptake by three plant species growing near a metal smelter. Environmental Pollution
109: 231–238.
Dalenberg JW et Van Driel W (1990). "Contribution of atmospheric deposition to heavy
metal concentrations in field crops." Netherlands journal of agricultural science 38: 369-379.
Dat J, Vandenabeele S, Vranová E, Van Montagu M, Inzé D et Van Breusegem F (2000).
"Dual action of the active oxygen species during plant stress responses." Cellular and
Molecular Life Sciences (CMLS) 57 : 779-795.
Del Rio-Celestino M, Font R, Moreno-Rojas R et De Haro-Bailon A (2006). Uptake of
lead and zinc by wild plants growing on contaminated soils. Industrial Crops and products 24:
230-237.
Demirevska-Kepova K, Simova-Stoilova L, Stoyanova Z, Holzer R et Feller U (2004).
Biochemical changes in barley plants after excessive supply of copper and manganese.
Environmental and Experimental Botany 52: 253-266.
Demmig-Adams B et Adams WW (1996). "The role of xanthophyll cycle carotenoids in the
protection of photosynthesis." Trends in Plant Science 1: 21-26.
Denden M, Bettaieb T, Salhi A et Mathlouthi M (2005). Effet de la salinité sur la
fluorescence chlorophyllienne, la teneur en proline et la production florale de trois espèces
ornementales. Tropicultura 23 : 220-225.
108
Références bibliographiques
Dietz KJ (2005). Plant thiol enzymes and thiol homeostasis in relation to thiol-dependent
redox regulation and oxidative stress. In Antioxidants and reactive oxygen species in plants”
N. Smirnoff éd. Blackwell Publishing Ltd. P. 197-214.
Do Nascimento CWA et Xing B (2006) Phytoextraction: a review on enhanced metal
availability and plant accumulation. Scientia Agricola 63: 299-311.
Dos Santos WD, Ferrarese MDL, Finger A, Teixeira ACN et Ferrarese O (2004).
Lignification and related enzymes in Glycine max root growth-inhibition by ferulic acid.
Journal of Chemical Ecology 30: 1203-1212.
Dramé KN, Clavel D, Repellin A, Passaquet C et Zuily-Fodil Y (2007). Water deficit
induces variation in expression of stress-responsive genes in two peanut (Arachis hypogaea
L.) cultivars with different tolerance to drought. Plant Physiology and Biochemistry 45: 236243.
Drazkiewicz M (1994). "Chlorophyll-occurrence, functions, mechanism of action, effects of
internal and external factors." Photosynthetica 30: 321-331.
Driouich A, Ouhssine M, Ouassou A et Bengueddour R (2001). Effet du NaCl sur
l’activité du phosphénol pyruvate carboxylase (PEPC) foliaire et son rôle sur la synthèse du
malate et de la proline chez le blé dur (Triticum durum Desf). Science letters 3 :1-7.
Dugé de Bernonville T (2009). Caractérisations histologique, moléculaire et biochimique des
interactions compatible et incompatible entre Erwinia amylovora, agent du feu bactérien, et le
pommier (Malus x domestica). Thèse de Doctorat Univ d’Angers. 216P.
Dumat C, Chiquet A, Goody D, Aubry E, Morin G, Juillot F, Benedetti M (2001). Metal
ion geochemistry in smelter impacted soils and soil solutions. Bulletin de la Société
Géologique de France 172: 539-548.
E
El-Shintinawy F, Ebrahim MKH, Sewelam N et Lshourbatgy MN (2004). Activity of
photosystem 2, lipid peroxidation and the enzymatic antioxidant protective system in heat
shocked barley seedlings. Photosynthetica 42 : 15-21.
Eranen JK , Kozlov MV (2007). Competition and facilitation in industrial barrens: Variation
in performance of mountain birch seedlings with distance from nurse plants. Chemosphere 67:
1088-1095.
Ernet WHO (1996). Bioavailability of heavy metals and decontamination of soils by plants.
Applied Geochemistry 11: 163-167.
109
Références bibliographiques
Ernst WHO (1998). ″Effects of heavy metals in plants at the cellular and organismic level″.
Ecotoxicology. G. Schuurman and B. Markert, J Wiley and Sons Inc and Spectrum
Akademisher Verlag: 587-620.
Eun SO, Shik Youn H, Lee Y (2000). "Lead disturbs microtubule organization in the root
meristem of Zea mays." Physiologia Plantarum 110: 357-365.
F
Favier A (1997). "Le stress oxydant : intérêt de sa mise en évidence en biologie médicale et
problèmes posés par le choix d'un marqueur " Annales de Biologie Clinique 55(1): 9-16.
Ferrand E, Dumat C, Leclerc-Cessac E et Benedetti M (2006). Phytoavailability of
zirconium in relation to its initial added form and soil characteristics. Plant Soil 287: 313-325.
Foy CD, Chaney RL et White MC (1978). "The Physiology of Metal Toxicity in Plants."
Annual Review of Plant Physiology 29: 511-566.
Foyer CH et Noctor G (2000). Oxygen processing in photosynthesis: regulation and
signalling. REVIEW New Phytol 146: 359-388.
Foyer CH, Lopez Delgado H, Dat JF et Scott IM (1997). Hydrogen peroxide- and
glutathione-associated mechanism of acclimatory stress tolerance and signalling. Physiologia
Plantarum 100 : 241–254.
Freitas H, Prasad MNV et Pratas J (2004). Plant community tolerant to trace elements
growing on the degraded soils of Sao Domingos mine in the south east of Portugal:
environmental implications. Environment International 30: 65-72.
Fryer MJ (1992). "The antioxidant effects of thylakoid Vitamin E (alpha-tocopherol)." Plant,
Cell and Environment 15: 381-392.
G
Gajewska E, Slaba M, Andrzejewska R et Sklodowska M (2007). Nickel-induced
inhibition of wheat root growth is related to H2O2 production, but not to lipid peroxidation.
Plant Growth Regul 49 : 95–103
Garbisu C et Alkorta I (2001). Phytoextraction: a cost-effective plant-based technology for
the removal of metals from the environment. Bioresource Technology 77 : 229-236.
110
Références bibliographiques
Garg G et Kataria SK (2009). Phytoremediation potential of Raphanus sativus (L.),
Brassica juncea (L.) and Triticum aestivum (L.) for copper contaminated soil. a paper
presented at 53rd Annual Conference of International Society of System Sciences, University
of Queensland, Brisbane, Australia, July 12-17.
Gavrilovic M, Maginot MJ, Schwartz-Gavrilovic C et Wallach J (1996). Manipulations
d’analyses biochimiques. Doin éditeurs, 3e édition.
Geebelen W, Vangronsveld J, Adriano DC, Van Poucke LC et Clijsters H (2002).
"Effects of Pb-EDTA and EDTA on oxidative stress reactions and mineral uptake in
Phaseolus vulgaris." Physiologia Plantarum 115: 377-384.
Girotti AW (1985). Mechanism of lipid peroxidation. J Free Radic Biol Med 1 :87-95.
Glater RAB et L Hernandez JR (1972). "Lead detection in living plant tissue using a new
histochemical method." J. Air Pollut. Control Assoc. 22: 463-467.
Glinski J et Lipiec J (1990). Soil physical conditions and plant roots. Boca Raton (FL), CRC
Press.
Gobat JM, Aragno M et Matthey W (1998). "Le sol vivant. Bases de pédologie, biologie
des sols", Presses polytechniques et universitaires romandes.
Gopal R et Rizvi AH (2008). "Excess lead alters growth, metabolism and translocation of
certain nutrients in radish." Chemosphere 70 : 1539-1544.
Guo H, Ecker JR (2004). The ethylene signaling pathway: new insights. Current Opinion in
Plant Biology 7: 40-49.
Gyuris J, Golemis E, Chertkov H et Brent R (1993). "Cdi1, a human G1 and S phase
protein phosphatase that associates with Cdk2." Cell 75: 791-803.
H
Hall JL (2002). "Cellular mechanisms for heavy metal detoxification and tolerance." Journal
of Experimental Botany 53: 1-11.
Halliwell B (2006). "Reactive Species and Antioxidants. Redox Biology Is a Fundamental
Theme of Aerobic Life." Plant Physiology 141: 312-322.
Haussling M, Jorns CA, Lehmbecker G, Hecht-Buchholz C et Marschner H (1988). Ion
and water uptake in relation to root development of Norway spruce (Picea abies (L.) Karst).
Journal of Plant Physiology 133: 486-491.
111
Références bibliographiques
Hinsinger P et Gilkes RJ (1996). Mobilisation of phosphates rock and alumina-sorbed
phosphate by roots of ryegrass and clover as related to rhizosphere pH. European Journal of
Soil Science 47: 53-544.
Hinsinger P, Schneider A et Dufey JE (2005). "Le sol : ressource en nutriments et
biodisponibilité." In « Sols et Environnement », Dunod (ed), Paris, 285-305.
Hirsch RE, Lewis BD, Spalding EP et Sussman MR (1998). "A Role for the AKT1
Potassium Channel in Plant Nutrition." Science 280 : 918-921.
Hoagland D et Arnon DI (1938). The water culture method for growing plants soil. Univer.
Calif.AES.cir 347 : 1-36.
Hopkins W G (2003). Physiologie végétale. 2éme édition. De Boeck, Bruscelles: 61-476.
Hovman MF, Nielsen SP et Johensen I (2009). Root uptake of lead by norway spruce grown
on Pb spiked soils. Environ Poll 157 : 404-409.
Huang J et Redmann R S (1995). Salt tolerance of Hodeum and Brassica species during
germination and early seedling grow. Can. J. Plant Sci 75 : 515-519.
I
Inze D et Montagu MV (2001). Oxidative Stress in Plants, CRC.
Iqbal J et Mushtaq S (1987). "Effect of lead on germination, early seedling growth, soluble
protein and acid phosphatase content in Zea mays." Pakistan Journal of Scientific and
Industrial Research 30: 853-856.
Islam E, Liu D, Li T, Yang X, Jin X, Mahmood Q, Tian S et Li J (2008). "Effect of Pb
toxicity on leaf growth, physiology and ultrastructure in the two ecotypes of Elsholtzia argyi."
Journal of Hazardous Materials In Press, Corrected Proof.
Islam E, Yang X, Li T, Liu D, Jin X et Meng F (2007). "Effect of Pb toxicity on root
morphology, physiology and ultrastructure in the two ecotypes of Elsholtzia argyi." Journal of
Hazardous Materials 147: 806-816.
J
Jain M, Pal M, Gupta P et Garde R (2007). Effect of cadmium on chlorophyll biosynthesis
and enzymes of nitrogen assimilation in greening maize leaf segments: Role of 2oxoglutarate. Ind J Experim Bio 45: 385-389.
112
Références bibliographiques
Jana S et M Choudhuri (1982). "Senescence in submerged aquatic angiosperms: effects of
heavy metals." New Phytologist 90: 477-484.
Jarvis MD et Leung DWM (2001). "Chelated lead transport in Chamaecytisus proliferus
(L.f.) link ssp. proliferus var. palmensis (H. Christ): an ultrastructural study." Plant Science
161: 433-441.
Jenny H (1980). The soil resource. Springer-Verlag. Berlin.
Jopony M and SD Young (1994). "The solid solution equilibria of lead and cadmium
in polluted soils." European Journal of Soil Science 45(1): 59-70.
K
Kabata-Pendias A et Pendias H (1992). "Trace elements in soils and plants." CRC Press,
Boca Raton, Florida, 2nd Edition, 209 p.
Karpinski S, Reynolds H, Karpinska B, Wingsle G, Creissen G et Mullineaux P (1999).
Systemic Signaling and Acclimation in Response to Excess Excitation Energy in Arabidopsis.
Science 284 : 654-657.
KCrameur GR, Epstein E et Lauchli A (1991). Effects of sodium, potassium and calcium
in salt stressed barley. II elemental analysis. Plant Physio 81: 197-202.
Kehrer JP (2000). The Haber-Weiss reaction and mechanisms of toxicity. Toxicology 149,
43-50.
Kim YY, Yang YY et Lee Y (2003). "Pb and Cd uptake in rice roots." Physiologia Plantarum
116: 368-372.
Kirpichtchikova T (2009). Phytoremédiation par Jardins Filtrants d’un sol pollué par des
métaux lourds : Approche de la phytoremédiation dans des casiers végétalisés par des plantes
de milieux humides et étude des mécanismes de remobilisation/immobilisation du zinc et du
cuivre. Thèse de doctorat. Univ Joseph Fourier - Grenoble I.
Kopittke PM, Colin JA, Kopittke RA et Menzies NW (2007). Toxic effects of Pb2+ on
growth of cowpea (Vigna unguiculata). Environmental Pollution 58: 9-16.
Kosobrukhov A, I Knyazeva et Mudrik V (2004). "Plantago major plants responses to
increase content of lead in soil: Growth and photosynthesis." Plant Growth Regulation 42 :
145-151.
113
Références bibliographiques
Kovalchuk I, Titov V, Hohn B et Kovalchuk O (2005). "Transcriptome profiling reveals
similarities and differences in plant responses to cadmium and lead."Mutation
Research/Fundamental and Molecular Mechanisms of Mutagenesis 570: 149-161.
Krieger-Liszkay A et Trebst A (2006). "Tocopherol is the scavenger of singlet oxygen
produced by the triplet states of chlorophyll in the PSII reaction centre." Journal of
Experimental Botany 57: 1677-1684.
Kumar PBAN, Dushenkov V, Motto H et Raskin I (1995). Phytoextraction: The Use of
Plants To Remove Heavy Metals from Soils. Environmental Science & Technology 29: 12321238.
L
L‘Huillier L (1997). Mécanismes d’action toxique du nickel chez le maïs. Écologie des
milieux sur roches ultramafiques et sur sols métallifères. Laboratoire d’Agropédologie, Centre
ORSTOM, BP A 5, 98848, Nouméa, Nouvelle-Calédonie.
Lamand M (1991). Les oligo-éléments dans la biosphère. Dans Les oligo-éléments en
médecine (Ed), et en biologie, Chappuis P, SFERETE, Lavoisier Tec&Doc, Paris, 25-39.
Lamhamdia M, Bakrima A, Aaraba A, ´Lafontb R, Sayaha F, (2011), Phytotoxicite´ du
Plomb lors de la germination et la croissance du ble´ (Triticum aestivum L.) C. R. Biologies
118–126
Lane SD et Martin ES (1977). "A histochemical investigation of lead uptake in Raphanus
sativus" New Phytologist 79 : 281-286.
Lane SD, Martin ES, Garrod JF (1978). "Lead toxicity effects on indole-3-ylacetic acidinduced cell elongation." Planta 144 : 79-84.
Lawler JM et Demaree SR (2001). "Relationship between NADP-specific isocitrate
dehydrogenase and glutathione peroxidase in aging rat skeletal muscle." Mechanisms of
Ageing and Development 122: 291-304.
Levigneron A, Lopez F, Vansuyt G, Berthomieu P, Fourcroy P et Casse-Delbart F
(1995). Les plantes face au stress salin. Cahiers Agricultures 4 : 263-273.
Lin CC et Kao CH (2000). Effect of NaCl stress on H2O2 metabolism in rice leaves. Plant
Growth Regul 30 : 151-155.
114
Références bibliographiques
Liu D, Jiang W, Liu C, Xin C, Hou W (2000). "Uptake and accumulation of lead by roots,
hypocotyls and shoots of Indian mustard [Brassica juncea (L.)]." Bioresource Technology 71
: 273-277.
Loeb LA, Wallace DC, Martin GM (2005). "The mitochondrial theory of aging and its
relationship to reactive oxygen species damage and somatic mtDNA mutations." Proceedings
of the National Academy of Sciences 102: 18769-18770.
Łukaszek M et Poskuta J (1998). "Development of photosynthetic apparatus and respiration
in pea seedlings during greening as influenced by toxic concentration of lead." Acta
Physiologiae Plantarum 20: 35-40.
M
Maciel HPF, Gouvêa CMCP, Toyama M, Smolka M, Marangoni S et Pastore GM
(2007). Extraction, purification and biochimical characterization of a peroxidase from
Copaifera longsdorffii leaves. Quin.Novo 30 : 1067-1071.
Makowski E, Kita A, Galas W, Karcz W, Kuperberg JM (2002). "Lead distribution in
corn seedlings (Zea mays L.) and its effect on growth and the concentrations of potassium and
calcium." Plant Growth Regulation 37: 69-76.
Malecka A, Jarmuszkiewicz W et Tomaszewska B (2001). " Antioxidative defense to lead
stress in subcellular compartments of pea root cells." Acta Biochimica Polonica 48: 687-98.
Małecka A, Piechalak A, Morkunas I et Tomaszewska B (2008). "Accumulation of lead in
root cells of Pisum sativum." Acta Physiologiae Plantarum.
Marchiol L, Assolari S, Sacco P et Zerbi G (2004). Phytoextraction of heavy metals by
canola (Brassica napus) and radish (Raphanus sativus) grown on multicontaminated soil.
Environmental Pollution 132 : 21-27.
Marschner H (1995). Mineral nutrition of higher plants. Academic Presse, London, 2nd
Edition, 889 p.
Mattina MJL, Lannucci-Berger W, Musante C et White JC (2003). Concurrent plant
uptake of heavy metals and persistent organic pollutants from soils. Environmental Pollution
124: 375-378.
May M, Vernoux T, Leaver C, Van Montagu M et Inze D (1998). "Review article.
Glutathione homeostasis in plants: implications for environmental sensing and plant
development." Journal of Experimental Botany 49: 649-667
115
Références bibliographiques
Mazhoudi S, Chaoui A, Ghorbal MH et Ferjani EE (1997). Response of anti- oxidant
enzymes to excess copper in tomato (Lycopersicon esculentum). Plant Sci J 127 : 129-137.
McGrath SP (1998). Phytoextraction for soil remediation. In Plants that hyperaccumulate
heavy metals. Their role in Phytoremediation, Microbiology, Archaeology, Mineral
exploration and Phytomining (ed. R. R. Brooks), pp. 261-287. Cab International, Wallingford,
UK.
Mench M, Vangronsveld J, Lepp N, Bleeker P, Ruttens A et Geebelen W (2005).
Phytostabilisation of metal - contaminated sites. Pages 109-190 in T. N. Springer, editor.
Phytoremediation of metal – contaminated soils. Echevarria G., Morel J. L., Goncharova N.
(Eds), Trest, Czech Republic.
Meyers DER, Auchterlonie GJ, Webb RI et Wood B (2008). Uptake and localisation of
lead in the root system of Brassica juncea. Environmental Pollution 153: 323-332.
Miller NJ, Sampson J, Candeias LP, Bramley PM et Rice-Evans CA (1996). "Antioxidant
activities of carotenes and xanthophylls." FEBS Letters 384: 240-242.
Mishra A et Choudhuri MA (1998). "Amelioration of lead and mercury effects on
germination and rice seedling growth by antioxidants." Biologia Plantarum 41: 469-473.
Mishra S, Srivastava S, Tripathi RD, Govindarajan R, Kuriakose SV et Prasad MNV
(2006). "Phytochelatin synthesis and response of antioxidants during cadmium stress in
Bacopa monnieri L[lozenge]." Plant Physiology and Biochemistry 44: 25-37.
Moffat AS (1995). Plants proving their worth in toxic metal cleanup. Science (Washington,
DC) 269 : 302-303.
Morel JL, Mench M et Guckert A (1986). Measurment of Pb2+, Cu2+, Cd2+ binding with
mucilage excudates from maize (Zea mays L.) roots. Biol. Fertil. Soils 2 : 29-34.
Morlot M (1996). ″AGHTM Aspects analytiques du plomb dans l'environnement″, Ed
lavoisier TEC&DOC.
Mouffak AA (2008). Etude de la variabilité de la proline sous stress salin chez Vigna radiata
L. Mémoire de magister. Univ Es-Senia. Oran.
Mozzo M, Dall'Osto L, Hienerwadel R, Bassi R et Croce R (2008). "Photoprotection in the
Antenna Complexes of Photosystem II: Role of individual xanthophylls in chlorophyll triplet
quenching " Journal of Biological Chemestry 283: 6184-6192.
116
Références bibliographiques
N
Navas P, Villalba J et Córdoba F (1994). "Ascorbate function at the plasma membrane."
Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Reviews on Biomembranes 1197: 1-13.
Neill SJ, Desikan R, Clarke A et Hancock JT (2002). Nitric oxide is a novel component of
abscisic acid signaling in stomatal guard cells. Plant Physiol 128 : 13-6.
Noctor G, Arisi A, Jouanin L, Kunert K, Rennenberg H et Foyer C (1998). "Review
article. Glutathione: biosynthesis, metabolism and relationship to stress tolerance explored in
transformed plants." Journal of Experimental Botany 49 : 623-647.
Noctor N et Foyer CH (2005). "Oxidant and antioxidant signalling in plants: a re-evaluation
of the concept of oxidative stress in a physiological context."Plant, Cell and Environment 28 :
1056-1071.
Nriagu JO (1978). The biogeochemistry of lead in the environment. Ed JO Nriagu, Elsevier
Biomedical Press, Amsterdam.
Nultsch W, Miesch R et Sell Y (1998). Botanique générale, De Boeck Université.
O
Obroucheva NV, Bystrova EI, Ivanov VB, Antipova OV, Seregin IV (1998). "Root
growth responses to lead in young maize seedlings." Plant and Soil 200: 55-61.
Otte ML, Rozema J, Koster L, Haarsma MS et Broekman RA (1987). "The iron-plaque
on the roots of saltmarsh plants: A barrier to heavy metal uptake? International Conference
Heavy Metals in the Environment", New Orleans (USA). CEP Consultants, Edinburgh.
P
Pang X, Wang DH, Xing XY, Peng A, Zhang FS et Li CJ (2002). "Effect of La3+ on the
activities of antioxidant enzymes in wheat seedlings under lead stress in solution culture."
Chemosphere 47 : 1033-1039.
Parent C, Capelli N et Dat J (2008). Formes réactives de l'oxygène, stress et mort cellulaire
chez les plantes. Comptes Rendus Biologies 331 : 255-261.
117
Références bibliographiques
Parys E, Romanowska E, Siedlecka M et Poskuta J (1998). "The effect of lead on
photosynthesis and respiration in detached leaves and in mesophyll protoplasts of Pisum
sativum."Acta Physiologiae Plantarum 20 : 313-322.
Patra M, Bhowmik N, Bandopadhyay B, Sharma A (2004). "Comparison of mercury, lead
and arsenic with respect to genotoxic effects on plant systems and the development of genetic
tolerance."Environmental and Experimental Botany 52 : 199-223.
Pearce RB (1996). Antimicrobial defences in the wood of living trees. New Phytol 132 : 203233.
Pereira LB, Mazzanti CMA, Goncalves JF, Cargnelutti D, Tabaldi LA et Becker AG
(2010). Aluminium-induced oxidative stress in cucumber. Plant Physio Biochem. 1-7.
Pereira LB, Tabaldi LA, Goncalves JF, Jukoski JO et Pauletto MM (2006). Effect of
aluminium on inolevulinic acid dehydratase (ALAD) and the development of cucumber
(Cucumis sativus). Environ Exp Bot 57 : 106-115.
Pérez-de-Luque A, Lozano-Baena MD, Prats E, Moreno MT et Rubiales D (2006).
Medicago truncatula as a Model for Nonhost Resistance in Legume-Parasitic Plant
Interactions. Plant Physiology 145 : 2437-449.
Pichard A (2002). Plomb et ses dérivés. Fiche INERIS.
Pichard A (2003). Plomb et ses dérivés. Institut national de l’environnement. 90p.
Pickering IJ, Prince RC, George MJ, Smith RD, George GN et Salt DE (2000). Reduction
and Coordination of Arsenic in Indian Mustard. Plant Physiology 122 : 1171–1177.
Pilon-Smits E (2005). Phytoremediation. Annual Review of Plant Biology 56: 15-39.
Poskuta JW, Parys E et Romanowska E (1987). The effects of lead on the gaseous
exchange and photosynthetic carbon metabolism of pea seedlings. Acta Soc. Bot. Pol 56 :
127-137.
Potters G, De Gara L, Asard H et Horemans N (2002). "Ascorbate and glutathione:
guardians of the cell cycle, partners in crime?" Plant Physiology and Biochemistry 40: 537548.
Pourrut B (2008). Implication du stress oxydatif dans la toxicité du plomb sur une plante
modèle Vicia faba. Thèse de Doctotrat, Univ de Toulouse. 177P.
Prabha K Padmavathiamma et Loretta Y Li. (2007). Phytoremediation Technology:
Hyper-accumulation Metals in Plants. Water Air Soil Pollut 184: 105–126.
118
Références bibliographiques
Prasad MNV et Freitas H (2000). Removal of toxic metals from solution by leaf, stem and
root phytomass of Quercus ilex L. (holy oak). Environmental Pollution 110 : 277-283.
Prasad MNV et Freitas HMD (2003). Metal hyperaccumulation in plants - Biodiversity
prospecting for phytoremediation technology. Electronic Journal of Biotechnology 6 : 285321.
Prasad MNV et Hagemeyer F (1999). Heavy Metal Stress in Plants: From Molecules to
Ecosystems. Berlin, Springer-Verlag.
R
Raskin I et Ensley BD (2000). Phytoremediation of toxic metals; using plants to clean up the
environment. John Wiley & Sons, New York.
Reddy AM, Kumar SG, Jyothsnakumari G, Thimmanaik S et Sudhakar C (2005). "Lead
induced changes in antioxidant metabolism of horsegram (Macrotyloma uniflorum (Lam.)
Verdc.) and bengalgram (Cicer arietinum L.)." Chemosphere 60: 97-104.
Reinoso H, Sasa L, Reginato M et Luna V (2005). Histological alteration induced by
sodium sulfate in the vegetative anatomy of Prosopis strombulifera (Lam) Benth. Word
journal of agricultural sciences 1 : 109-119.
Remon E (2006). Tolérance et accumulation des métaux lourds par la végétation spontanée
des friches métallurgiques : vers de nouvelles méthodes de bio-dépollution. Thèse de doctorat.
Univ JEAN MONNET.
Rossato LV, Nicoloso FT, Farias JG, Cargnelluti D, Tabaldi LA, Antes FG, Dressler VL,
Morsch VM et Schetinger MR (2012). Effects of lead on the growth, lead accumulation and
physiological responses of Pluchea sagittalis. Ecotoxicology 21: 111-123.
Rouhier N et Jacquot J-P (2002). "Plant peroxiredoxins: alternative hydroperoxide
scavenging enzymes." Photosynthesis Research 74: 259-268.
S
Saint-Martin W et Pourrut B (2005). "Etude de l’impact du plomb sur le stress oxydatif
d’une plante sentinelle : Vicia faba." ENSAT. Rapport de stage de BTS.
119
Références bibliographiques
Salt DE, Blaylock M, Kumar NPBA, Dushenkov V, Ensley BD, Chet I et Raskin I
(1995). Phytoremediation : a novel strategy for the removal of toxic metals from the
environment using plants of outstanding interest. Bio-Technology 13 : 468-474.
Salt DE, Smith RD et Raskin I (1998). Phytoremediation. Annu. Rev. Plant Phys 49: 643668.
Sanità di Toppi L et Gabbrielli R (1999). Response to cadmium in higher plants.
Environmental and Experimental Botany 41 :105-130.
Saxena A, Saxena DK, Srivastava HS (2003). "The Influence of Glutathione on
Physiological Effects of Lead and its Accumulation in Moss Sphagnum squarrosum." Water,
Air, & Soil Pollution 143 : 351-361.
Schippers RR (2004). Raphanus sativus L. [Internet] Fiche de Protabase. Grubben, G.J.H. &
Denton, O.A. (Editeurs). PROTA (Plant Resources of Tropical Africa / Ressources végétales
de l’Afrique tropicale), Wageningen, Pays Bas.
Scippa G, DI Michele M, Onelli E, Patrignani G, Chiatante D et Bray E (2004). The
histone-like protein H1-S and the response of tomato leaves to water deficit. J. Exp.Bot 55 :
99-109.
Seol Y et Javandel I (2008). Citric acid-modified Fenton's reaction for the oxidation of
chlorinated ethylenes in soil solution systems. Chemosphere 72 : 537-542.
Seregin I et Ivanov V (1997). "Histochemical Investigation of Cadmium and Lead
Distribution in Plants." Russian Journal of Plant Physiology 44 : 791-796.
Seregin IV et Ivanov VB (2001). "Physiological Aspects of Cadmium and Lead Toxic
Effects on Higher Plants." Russian Journal of Plant Physiology 48 : 523-544.
Seregin IV, Shpigun LK et Ivanov VB (2004). "Distribution and Toxic Effects of Cadmium
and Lead on Maize Roots." Russian Journal of Plant Physiology 51 : 525-533.
Shacter E, Willians JA, Lim M et Levin RL (1994). Differential susceptibility of plasma
proteins to oxidative modification : Examination by western blot immunoassay. Free Rad Bio
Med 17 : 429-437.
Shainberg O, Rubin B, Rabinowitch HD et Tel-Or E (2001). Loading beans with sublethal
levels of copper enhances conditioning to oxidative stress. J. Plant Physiol 158 : 1415–1421.
Sharma P et Dubey RS (2005). "Lead toxicity in plants."Brazilian Journal of Plant
Physiology 17 : 35-52.
Sies H (1997). "Oxidative stress: oxidants and antioxidants." Experimental Physiology 82 :
291-295.
120
Références bibliographiques
Silbergeld E, Waalkes M et Rice J (2000). "Lead as a carcinogen: Experimental evidence
and mechanisms of action." American Journal of Industrial Medicine 38 : 316-323.
Silvestre J (2008). "Etudes des effets de différents stress abiotiques sur des organismes
chlorophylliens." Habilitation à Diriger les Recherches INP Toulouse, 80 pp
Singh R, Tripathi RD, Dwivedi S, Kumar A, Trivedi PK, Chakrabarty D (2010). Lead
bioaccumulation potential of anaquatic macrophyte Najas indica are related to antioxidant
system. Biores.Technol 101: 3025–3032.
Sposito G, Prost R, Gaultier JP (1983). Infrared spectroscopic study of adsorbed water on
reduced-charge Na/Li montmorillonites. Clays and clay minerals 31: 9-16.
Stadtman ER et Levine RL (2000). "Protein Oxidation." Annals of NY Academy of Science
899 : 191-208.
Stefanov K, Seizova K, Popova I, Petkov V, Kimenov G et Popov S (1995). "Effect of lead
ions on the phospholipid composition in leaves of Zea mays and Phaseolus vulgaris." Journal
of Plant Physiology 147 : 243-246.
Stéphanie G (2006). Principes actifs et propriétés du radis. Institut des nutraceutiques et des
aliments fonctionnels (INAF), Université Laval.
Sterckeman T, Douay F, Proix N et Fourrier H (2000). Vertical distribution of Cd, Pb, and
Zn in soils near smelters in the North of France. Environmental Pollution 107 : 377-389.
Sun BY, Kan SH, Zhang YZ, Deng SH, Wu J, Yuan H, Qi H, Yang G, Li L, Zhang XH,
Xiao H, Wang YJ, Peng H et Li YW. (2010). Certain antioxidant enzymes and lipid
peroxidation of radish (Raphanus sativus L.) as early warning biomarkers of soil copper
exposure. Journal of Hazardous Materials 183 : 833-838.
Swaine DJ (1986). Lead. In DC Adriano (éd), Trace elements in the terrstrial
environment. Springer Verlag, New York.
T
Taji T, Seki M, Satou M, Sakurai T, Kobayashi M et Ishiyama K (2004). Comparative
genomics in salt tolerance between Arabidopsis and Arabidopsis-related halophyte salt cress
using Arabidopsis microarray. Plant Physiol 135 : 1697-1709.
Tanhan P, Kruatrachue M, Pokethitiyook P et Chaiyarat R (2007). Uptake and
accumulation of cadmium, lead and zinc by siam weed [Chromolaena odorata (L.) King &
Robinson]. Chemosphere 68: 323-329.
121
Références bibliographiques
Tanton TW et Crowdy SH (1971). "The distribution of lead chelate in the transpiration
stream of higher plants." Pesticide Science 2: 211-213.
Teklic T, Hancock JT, Engler M, Paradikovic N et Cesar V (2008). Antioxidative
responses in radish (Raphanus sativus L.) Plants stressed by copper and lead in nutrient
solution and soil. Act Bio Cracoviensia Ser Bot 50 : 79-86.
Telfer A, Dhami S, Bishop S, Phillips D et Barber J (1994). "beta-Carotene quenches
singlet oxygen formed by isolated photosystem II reaction centers." Biochemistry 33: 1446974.
Tessier F and Marconnet P (1995). "Radicaux libres, systèmes antioxydants et exercice."
Science & Sports 10: 1-13.
Tomulescu I, Radoviciu E, Merca V et Tuduce A (2004). "Effect of Copper, Zinc and Lead
and Their Combinations on the Germination Capacity of Two Cereals." Journal of agricultural
sciences 15: 39-42.
Tong YP, Kneer R et Zhu YG (2004). Vacuolar compartmentalization: a second-generation
approach to engineering plants for phytoremédiation. Trends in Plant Science 9: 7-9.
Tung G et Temple PJ (1996a). "Histochemical detection of lead in plant tissues."
Environmental Toxicology and Chemistry 15: 906-914.
V
Veeresh H, Tripathy S, Chaudhuri D, Hart BR et (2003). Sorption and distribution
of adsorbed metals in three soils of India. Applied Geochemistry 18 (11): 1723-1731.
Velikova V et Loreto F (2001). Isoprene produced by leaves protects the photosynthetic
apparatus against ozone damage, quenches ozone products, and reduces lipid peroxidation of
cellular membranes. Plant physiol 127 : 1781-1787.
Velikova V, Yardanov I et Edreva A (2000) oxidative stress and some an- tioxidant systems
in acid rain-treated bean plants: Protective role of exogenous polyamines. Plant Sci 151:59.
Verma S et Dubey RS (2003). "Lead toxicity induces lipid peroxidation and alters the
activities of antioxidant enzymes in growing rice plants." Plant Science 164: 645-655.
Victoria P, Lea J et Azevedo A (2001). Antioxidant enzymes responses to cadmium in
radish tissues. Phytochemistry 57: 701-710.
122
Références bibliographiques
Vodnik D, Jentschke G, Fritz E, Gogala N et Godbold DL (1999). "Root-applied cytokinin
reduces lead uptake and affects its distribution in norway spruce seedlings." Physiologia
Plantarum 106: 75-81.
W
Wang C, Wang X, Tian Y, Yu H, Gu X, Du W et Zhou H (2007). "Oxidative stress,
defence response and early biomarkers for lead-contaminated soil in Vicia faba seedlings."
Environmental Toxicology and Chemestry: 1.
Wang D, Wen F, Xu C, Tang Y et Luo X (2012). The uptake of Cs and Sr from soil to
radish (Raphanus sativus L.)- potential forphytoextraction and remediation of contaminated
soils. Journal of Environmental Radioactivity 110 : 78-83
Wang P, Zhang S, Wang C, Lu J (2012). Effects of Pb on the oxidative stressand
antioxidant responseina Pb bioaccumulator plant Vallisnerianatans Ecotoxicology and
Environmental Safety 78: 28–34
Weryszko-Chmielewska E et Chwil M (2005). "Lead-Induced Histological and
Ultrastructural Changes in the Leaves of Soybean (Glycine max (L.) Merr.)." Soil Science and
Plant Nutrition 51: 203-212.
Wierzbicka M (1987). "Lead translocation and localization in Allium cepa roots." Canadian
Journal of Botany 65: 1851-1860.
Wierzbicka M (1989). "Disturbances in cytokinesis caused by inorganic lead."
Environmental and Experimental Botany 29: 123-133.
Wierzbicka M (1994). "Resumption of mitotic activity in Allium cepa L. root tips during
treatment with lead salts." Environmental and Experimental Botany 34: 173-180.
Wierzbicka M et Obidzinska J (1998). "The effect of lead on seed imbibition and
germination in different plant species." Plant Science 137 : 155-171.
Wong MH (2003). Ecological restoration of mine degraded soils, with emphasis on metal
contaminated soils. Chemosphere 50: 775-780.
Wozny A, Schneider J et Gwozdz EA (1995). "The effects of lead and kinetin on greening
barley leaves." Biologia Plantarum 37: 541-552.
Wu Z, Gu Z, Wang X, Evans L et Guo H (2003). "Effects of organic acids on adsorption of
lead onto montmorillonite, goethite and humic acid." Environmental Pollution 121: 469-475.
123
Références bibliographiques
X
Xiong Z, Zhao F et Li M (2006). "Lead toxicity in Brassica pekinensis Rupr: Effect on
nitrate assimilation and growth." Environmental Toxicology 21: 147-153.
Xiong ZT (1997). Bioaccumulation and physiological effects of excess lead in a roadside
pioneer species Sonchus oleraceus L. Environmental Pollution 97: 275–279.
Y
Yang X, Feng Y, He Z et Stoffella PJ (2005). Molecular mechanisms of heavy metal
hyperaccumulation and phytoremediation. Journal of Trace Elements in Medicine and
Biology 18: 339-353.
Ye ZH, Baker A J M, Wong MH et Willis A J (1998). Zinc, lead and cadmium
accumulation and tolerance in Typha latifolia as affected by iron plaque on the root surface.
Aquat. Bot 61: 55-67.
Yruela I (2005). Copper in plants: acquisition, transport and interactions. Braz. J. Plant
Physiol 17 : 145-156.
Z
Zheljazkov VD, Craker LE et Xing B (2006). "Effects of Cd, Pb, and Cu on growth and
essential oil contents in dill, peppermint, and basil." Environmental and Experimental Botany
58 : 9-16.
Zheng LJ, Liu XM, Lutz U et Peer T (2011). Effects of lead and EDTA-assisted lead on
biomass, lead uptake and mineral nutrients in Lespedeza chinensis and Lespedeza davidii.
Water Air Soil Poll 220 : 57-68.
124
ANNEXE
Annexe
Tableau (4) : Différentes concentrations des solutions filles de la SAB.
0
0
C (mg/ml)
DO
0,2
0,048
0,3
0,177
0,4
0,247
0,5
0,272
0,6
0,336
0,6
0,9
0,487
y = 0,5473x
R² = 0,9768
0,5
Densité optique ( DO )
0,7
0,413
[C] protéines = do/0,5473
0,4
0,3
0,2
0,1
0
0
0,5
1
1,5
Concentration de la SAB[ C]
Figure (51) : Courbe d’étalonnage des protéines.
La gamme d’étalonnage a été réalisée avec des Concentrations de solutions filles de la SAB
(Sérum Albumine bovine), préparées à partir d’une solution mère à une concentration de 1mg/ml
(tableau 4).
La concentration des protéines a été calculée selon l’équation :
[C] protéines (mg/g MF) = 1/ 0,5473 x Absorbance.
1
0,525
Abstract
The lead pollution has become a real problem threatening our ecosystems, with
detrimental effects on crop production and biodiversity. Therefore currently much research
focuses on new methods such as phytoremediation.
Many plants are able to fix in their cells heavy metals, radionuclides, organic
compound, pollutants and other undesirable products, some plants produce enzymes that
degrades these pollutants into less toxic or non-toxic. These properties have made them
candidates for future soil remediation.
The work undertaken registers in the context to study the physiological and
biochemical comportment of radish (Raphanus sativus L.). In response to excessive intakes
of lead in the growth medium and its assessment of tolerance to the pollutant, for use in
phytoremediation of contaminated soils.
In this context, doses of 250, 500 and 1000mg/l of Pb are applied on radish
(Raphanus sativus L.) seeds compared to a control (not Pb), for a period of two months.
The results show apparent changes in the different parameters studied in stressed
plants compared to controls. Macroscopic (inhibition of germination, reduced biomass and
size reduction), physiological (water status disturbance, decreased the content of chlorophyll
and carotenoid pigments), biochemical (an accumulation of protein, lipid peroxidation and
activation of enzymes antioxidants CAT and POD) in different organs of the plant of radish,
particularly in leaves and roots, we also observed histological changes at the level of stems
(deformation of the cell walls of the medullary parenchyma), and roots (occlusion of xylem
vessels).
Changes in various physiological parameters, biochemical and enzymatic suggest that
lead induces oxidative stress in the growth of radish (Raphanus sativus L.) But it tolerates
accumulates and resists the constraints of this metal in several developing response strategies
defenses and reactions of détoxifications end to adapt to stress, and thus can be used as a
phytoremédiateur soil polluted by lead.
Keywords: CAT, Chlorophyll, Hydrogen Peroxide, Lead, oxidative stress, Phytoremediation,
POD, Raphanus sativus L, TBARS.
RESUME
La pollution par le plomb est devenue un véritable problème menaçant nos
écosystèmes, avec des effets préjudiciables sur la production végétale et sur la biodiversité,
c’est pourquoi actuellement de nombreuses recherches sont axées sur de nouvelles méthodes
plus écologiques comme la phytoremediation.
De nombreuses plantes sont capables de fixer dans leurs cellules les métaux lourds,
radionucléides, composés organiques polluants et autres produits indésirables; certaines
plantes produisent des enzymes qui dégradent ces polluants en des produits moins toxiques ou
non-toxiques. Ces propriétés en ont fait des candidates d'avenir à la dépollution des sols.
Le travail entrepris s’enregistre dans la perspective d’étudier le comportement physiobiochimique de la plante du radis (Raphanus sativus L.). En réponse à des apports excessifs
de Plomb dans le milieu de croissance et l’évaluation de sa tolérance à ce polluant, pour
l’utiliser dans la phytoremédiation des sols contaminés.
Dans ce cadre, des doses de (250, 500 et 1000 mg/l) d’acétates de plomb sont
appliquées sur des graines de radis (Raphanus sativus L.) par rapport à un témoin
(absence du Pb), pendant une durée de deux mois.
Les résultats obtenus montrent des modifications apparentes dans les différents
paramètres étudiés chez les plantes stressées par rapport aux témoins.
Macroscopiques (inhibition du taux de germination, diminution de biomasse et
réduction de taille), physiologiques (perturbation du statut hydrique, diminution de la teneur
en pigments chlorophylliens et en caroténoïdes), biochimiques (une accumulation des
protéines, peroxydation des lipides et une activation des enzymes antioxydants CAT et POD)
dans les différentes organes de la plante du radis, particulièrement au niveau des feuilles et
des racines, nous avons observé également des modifications histologiques, au niveau des
tiges (déformation des parois des cellules du parenchyme médullaire), et des racines
(occlusion des vaisseaux de xylème).
Les modifications des différents paramètres physiologiques, biochimiques et
enzymatiques suggèrent que le plomb induit un stress oxydatif au cours de la croissance du
radis (Raphanus sativus L.) Mais ce dernier tolère, accumules et résiste aux contraintes de ce
métal en développant plusieurs stratégies de réponses et de défenses par des réactions de
détoxifications à fin de s’adapter au stress, et donc peut être utilisé comme agent
phytoremédiateur des sols pollués par le plomb.
Mots clés : CAT, Chlorophylle, Peroxyde d’hydrogène, Phytoremédiation, Plomb, POD,
Raphanus sativus L., Stress oxydatif, TBARS.
RESUME
La pollution par le plomb est devenue un véritable problème menaçant nos écosystèmes, avec
des effets préjudiciables sur la production végétale et sur la biodiversité, c’est pourquoi actuellement
de nombreuses recherches sont axées sur de nouvelles méthodes plus écologiques comme la
phytoremediation.
De nombreuses plantes sont capables de fixer dans leurs cellules les métaux lourds,
radionucléides, composés organiques polluants et autres produits indésirables; certaines plantes
produisent des enzymes qui dégradent ces polluants en des produits moins toxiques ou non-toxiques.
Ces propriétés en ont fait des candidates d'avenir à la dépollution des sols.
Le travail entrepris s’enregistre dans la perspective d’étudier le comportement physiobiochimique de la plante du radis (Raphanus sativus L.). En réponse à des apports excessifs de Plomb
dans le milieu de croissance et l’évaluation de sa tolérance à ce polluant, pour l’utiliser dans la
phytoremédiation des sols contaminés.
Dans ce cadre, des doses de (250, 500 et 1000 mg/l) d’acétates de plomb sont appliquées sur
des graines de radis (Raphanus sativus L.) par rapport à un témoin
(absence du Pb),
pendant une durée de deux mois.
Les résultats obtenus montrent des modifications apparentes dans les différents paramètres
étudiés chez les plantes stressées par rapport aux témoins.
Macroscopiques (inhibition du taux de germination, diminution de biomasse et réduction de
taille), physiologiques (perturbation du statut hydrique, diminution de la teneur en pigments
chlorophylliens et en caroténoïdes), biochimiques (une accumulation des protéines, peroxydation des
lipides et une activation des enzymes antioxydants CAT et POD) dans les différentes organes de la
plante du radis, particulièrement au niveau des feuilles et des racines, nous avons observé également
des modifications histologiques, au niveau des tiges (déformation des parois des cellules du
parenchyme médullaire), et des racines (occlusion des vaisseaux de xylème).
Les modifications des différents paramètres physiologiques, biochimiques et enzymatiques
suggèrent que le plomb induit un stress oxydatif au cours de la croissance du radis (Raphanus sativus
L.) Mais ce dernier tolère, accumules et résiste aux contraintes de ce métal en développant plusieurs
stratégies de réponses et de défenses par des réactions de détoxifications à fin de s’adapter au stress, et
donc peut être utilisé comme agent phytoremédiateur des sols pollués par le plomb.
Mots clés :
CAT; Chlorophylle; Peroxyde d’hydrogène; Phytoremédiation; Plomb; POD; Raphanus sativus L.;
Stress oxydatif; TBARS; Radis.