sophie tanguay dans le cerveau humain

SOPHIE TANGUAY
ANALYSE NEUROANATOMIQUE DE L~IMMUNORÉACTMTÉ DE TYPE 8 ~ 3
DANS LE CERVEAU HUMAIN
Mémoire
présenté
à la Faculté des études supérieures
de l'Université Laval
pour I'obtention
du grade de maître ès sciences (M-Sc.)
Département d'anatomieet de physiologie
FACULTÉ DE MÉDEcINE
UNIVERSITÉ LAVAL
NOVEMBRE 1997
@ Sophie Tanguay, 1997
National Library
Bibliothèque nationale
du Canada
Acquisitions and
Bibliographie Services
Acquisitions et
servicesbibliographiques
395 Wellington Street
OttawaON K 1 A W
OtfawaON K I A W
Canada
Canada
395, nre WelEngton
The author has ganted a nonexclusive licence dowing the
National Library of Canada to
reproduce, loan, distribute or sell
copies of this thesis in microform,
paper or electronic formats.
L'auteur a accordé une Licence non
exclusive permettant a la
Bibliothèque nationale du Canada de
reproduire, prêter, disîribuer ou
vendre des copies de cette thèse sous
la forme de microfiche/nlm, de
reproduction sur papier ou sur format
électronique.
The author retains ownership of the
copyright in this thesis. Neither the
thesis nor substantial extracts fiom it
may be printed or otherwise
reproduced without the author's
permission.
L'auteur conserve la propriété du
droit d'auteur qui protège cette thèse.
Ni la thèse ni des extraits substantiels
de celle-ci ne doivent être imprimés
ou autrement reproduits sans son
autorisation.
-
Un nouvel anticorps monoclonal, nommé 8B3, a été récemment produit chez la souris
après une immunisation à partir de cellules provenant du cortex moteur de singe. Cet anticorps
reconnait I'épitope d'hydrates de carbone sur un protéoglycane de type chondroïtine sulfate.
Dans la présente étude irnrnunohistochimique, nous avons utilisé du matériel humain postmortem provenant d'individus sains, afin de connaître la distribution de cette protéine au niveau
sous-cortical. Les donntes obtenues montrent que cet anticorps marque des sous-populations
neuronales spécifiques au sein du lobe temporal et du thalamus. A la lumière de ces résultats et
d'autres études imrnunohistochimiques, il est proposé que 8B3 pourrait être un atout important
dans le phénomène de plasticité neuronale dans certaines régions du cerveau. De plus, nos
résultats suggèrent que la protéine 8B3 pourrait définir des domaines fonctionnels particuliers
dans le cerveau humain.
Sophie Tanguay
André Parent
AVANT-PROPOS
Je tiens ii exprimer ma sincère gratitude B I'tgard de mon directeur de recherche, le Dr
André Parent, qui m'a permis de découvrir et d'expérimenter la recherche. C'est son éternelle
persévérance et ses nombreuses connaissances qui reflètent parfaitement le modèle de chercheur
auquel tout étudiant aspire.
Je ne me permettrais jamais d'oublier Aii Charara, ami et collègue de travail, qui était
toujours disponible que ce soit pour un conseil ou tout simplement pour des encouragements. Je
suis également très reconnaissante envers Mesdames Carole Émond et Lisette Bertrand pour leur
précieuse assistance technique ainsi que pour le réconfort que m'ont apporté les autres étudiants.
Finalement, un profond remerciement à tous les membres de ma famille pour avoir été
présents et m'avoir supportée lors de toutes mes épreuves.
PAGE
AVANT.PROPOS
.................................................................................... î~..
...
TABLE DES MATIÈRES .......................................................................... UI
LISTE DES ABRÉVIATIONS .....................................................................
v
LISTE DES FIGURES ............................................................................ vii
...
LISTES DES TABLEAUX ...................................................................... .vu
.
CHAPITRE 1
INTRODUCTION GÉNÉRALE ........................................... 1
1 . 1 Les structures sous-corticales ......................................................... 1
1.1.1
Le striatum .................................................................... 1
1.1.2 Lepallidum .................................................................... 3
1.1.3 Le thalamus ................................................................... 2
1.1.4 Le complexe amygdalien ................................................... - 3
1 .1.5
La formation hippocampique .............................................. - 4
1.2 Les protéoglycanes .................................................................... - 5
1 .2.1
Introduction .................................................................- 5
1 .2.2 Les principaux types de protéoglycanes ................................. - 5
12 . 3
Les rôles des protéoglycanes dans le système nerveux ................-6
1 .3 Les marqueurs neuronaux ............................................................. 7
1.3.1 Découverte de 8B3 .......................................................... 8
1.3.2 Les caractéristiques de 8B3 ................................................. 8
1.3.3 L'anticorps 8B3 et le système nerveux .................................... 9
1.4 Problématique de recherche ........................................................... -9
1.5 Présentation ............................................................................
10
IV
PAGE
.
CHAPITRE 2
NEURONS DISPLAYING I M M U N O R E A m Y
FOR THE MONOCLONAL ANTfBODY 8B3 XN THE
HUMANBRAZN .......................................................... 15
2.1 Résumé ................................................................................. 16
2.3 Introduction ............................................................................ 18
2.4 Materials and methods ..............................................................
2.4.1 Reparation of tissues .....................................................
2.4.2 Immunization, fusion, and antibody selection .........................
2.4.3 ImmunohistocheMcal procedures .......................................
19
19
19
20
2.5 Results ................................................................................. 21
2.5.1
Arnygdaloid Complex ..................................................... 21
2.5.1.1 Deep amygdaloid nuclei ........................................ 21
2 .5 .1.2 Superficial amygdaloid nuclei ................................. 22
2 .5 .1.3 Other amygdaloid nuclei ....................................... 23
Hippocampal formation ................................................... 33
2.5.3 Thalamus .................................................................. 24
2.5 -4 Other subconical regions ................................................. 24
2.6 Discussion ............................................................................. 25
.
CHAPITRE 3
CONCLUSION GÉNÉRALE................................. . . . . . 38
BIBLIOGRAPHIE ................................................................................. 40
A
AB:
AHA:
AV:
B:
Bi:
Bmg:
Bpc:
CA 1 ,CA2,CA3 :
CD:
CE:
CeM:
CL:
CM:
coa:
cop:
EC:
DG:
GLd:
GPe:
GPi:
H:
HN:
L:
LD:
Li:
LP:
M
MD:
MG:
m:
MV:
OB:
Amy @ale
Noyau basal accessoire (amygdale)
Aire amygddohippocampique
Noyau antérovenaal (thalamus)
Noyau basai (arnygdaie)
Noyau basal, division intermédiaire
Noyau basal, division magnoceIIulaire
Noyau basai, division parvicellulaire
Corne d'Ammon (hippocampe)
Noyau caudé
Noyau cenaal (amygdale)
Noyau centrd médian (thalamus)
Noyau central latéral (thalamus)
Noyau centre médian (thalamus)
Noyau cortical antérieur (amygdale)
Noyau cortical postérieur (amygdale)
Cortex entorhind
Gyrus dentelé
Corps genouillé latéral dorsal
Globus pallidus, segment externe
Globus pallidus, segment interne
~~~pocampe
Habénula (thalamus)
Noyau latéral (amygdale)
Noyau latérodorsal (thalamus)
Noyau lirnitans (thdamus)
Noyau latéral postérieur (thalamus)
Noyau médian (amygdale)
Noyau médiodorsal (thalamus)
Corps genouillé médian
Tractus mamillothalamique
Noyau médioventral (thalamus)
Bulbe olfactif
PAC:
Pas:
PC:
ff:
PR:
PL:
PRC:
PrS:
Pu:
R:
RN:
S:
Sg:
Sm:
Sm:
THAL:
VA:
VLa:
VLp:
w
VPL:
VPM:
a:
Aire corticale pt5namygdaloide
Parasubiculum
Noyau paracentral (thalamus)
Noyau parafasciculaire (thalamus)
Cortex piriforme
Noyau paralaminaire (amygdde)
Cortex périrhina1
Présubiculum
Putamen
Noyau réticdaire (thalamus)
Noyau rouge
Subiculum
Noyau supragenouillé
Noyau sousthalamique
Striatum
Thdamus
Noyau v e n d antérieur (thdamus)
Noyau ventral latéral antérieur (thalamus)
Noyau ventral latéral postérieur (thalamus)
Noyau ventromédian (thalamus)
Noyau ventml postérieur latérai (thalamus)
Noyau ventral postérieur médian (thalamus)
Zona incerta
LISTE DES FIGURES
PAGE
Figure 1:
A: Coupe coronale de cerveau humain illushant la localisation des
structures souscorticales au niveau moyen
B: Coupe coronale de cerveau humain illustrant la localisation des
stnictures sous-corticales il un niveau plus caudal ............................ 1 I
Figure 2:
Structure moléculaire d'un protéoglycane de type chondroïtine
sulfate ..............................................................................
13
Figure 3:
Photomicrographies illustrant différents exemples de marquage
immunohistochirniquespour la protéine 8B3 .................................. 30
Figure 4:
Photomicrographies et schématisations illustrant la distribution de
l'immunoréactivité pour 8B3 au niveau du complexe amygddien .......... 32
Figure 5:
Photomicrographies et sch6rnatisations illustrant la distribution de
l'irnrnunoréactivitépour 8B3 au niveau de la formation
hippocampique .................................................................... 34
Figure 6:
Photomicrographies et schématisations illustrant la distribution de
I'immunoréactivité pour 8B3 au niveau du thalamus .........................36
mTES DES TABLEAUX
PAGE
Tableau 1:
Caractéristiques des humains étudiés ........................................... 28
CHAPITRE 1.
INTRODUCI'XON GÉNÉRALE
1.1 Les structures sous-corticales
Le présent mémoire a pour but de dtcrire la distribution immunohistochimique d'un
nouveau marqueur neuronal nommé 8B3. Dans cette introduction, nous traiterons d'abord de
l'anatomie et de l'hodologie des structures sous-corticales teiles le striatum, le pallidum. le
thalamus, le complexe amygdalien et la formation hippocampique (figure l), où l'on retrouve le
plus de marquage pour 8B3. Dans la deuxième partie de l'introduction, il sera question des
différents types de protéoglycanes ainsi que de leurs fonctions, afin de démontrer leur liaison
spécifique avec l'anticorps monoclonal 8B3.
1.1.1
Le striatum
Chez le primate, le striamm est une structure composée de deux masses de substance grise
nommée noyau caudé et putamen. Ces deux noyaux dont la forme est celle d'un "Cl' en coupe
sagittale, sont séparés artificiellement par un faisceau de fibres appelé la capsule interne. Or,
chez les rongeurs, le striatum forme une masse unique puisque les fibres de la capsule interne
sont plus diffuses. En se basant sur la présence ou l'absence d'épines sur les dendrites, on peut
diviser les neurones striataux en deux catégories. Le type cellulaire le plus commun, qui
représente environ 9090 des neurones striataux (Kemp et Powell, 1971a) est représenté par les
neurones de projection. Ceux-ci possèdent un corps cellulaire de taille moyenne (10-20 pm), à
partir duquel émerge des dendrites épineuses ainsi qu'un long axone (Parent, 1986). Le second
type est formé d'intemeurones, lesquels représentent environ 10% des neurones striataux. Ces
neurones nonépineux peuvent être divisés en deux groupes: les intemeurones de taille moyenne
dont le diamètre est de 10-20 pm (DiFiglia et Aronin, 1982; Takagi et coll.. 1983; Vincent et
coll., 1982a; Vuillet et coll., 1989) et les intemeurones géants dont le diamètre est environ 20-50
Fm (Bolam et coll., 1984; DiFiglia, 1987).
En plus de la division anatomique, le striatum peut être séparé selon la spécificité
neurochimique de son neuropile en stnosomes et en matrice extrastriosomale (Graybiel et
Ragsdale, 1978; Gerfen, 1985). Les striosomes, ou patches, sont des petits îlots de 400-500
pm qui divisent la matrice. Ces îlots représentent environ 20% du volume striatal et ils ont
comme caractéristiques d'être pauvres en acétylcholinestérase mais riches en enképhaline, en
substance P (Graybiel et coll., 1981) et en somatostatine (Gerfen, 1984). Quant à la matrice,
elle est complémentaire aux striosomes et constitue environ 80% du volume du striatum. Par
contre, celle-ci est riche en acétylcholinestérase(Graybiel et Ragsdaie. 1978). Étant donné que
les striosomes semblent avoir des connections anatomiques différentes de celles de la matrice,
plusieurs investigateurs croient que cette compartimentatioa correspondrait à des domaines
fonctionnels distincts (Kawaguchi et coll., 1989; Graybiel, 1990; Gerfen, 1992).
En ce qui 2 trait aux afférences striatales, celles-ci proviennent principalement du cortex
c&rébral,du thalamus et de la substance noire pars compacta (Jones et Leavitt, 1974; Künzle,
1975; Goldman-Raicic et Nauta, 1977; Parent et coll., 1983; Parent, 1986; Gerfen et coll., 1987;
Royce, 1987; Carmona et coll., 1991). À I'oppost, le striatum projette massivement vers le
pdlidum et la substance noire (Parent, 1986, 1990; Parent et coll., 1989).
1.1.2
LE pallidum
Les fibres de la lame médullaire interne divisent le pallidum (ou globus pallidus) en un
segment externe (GPe) et en un segment interne (GPi). Ces deux segments forment, avec le
putarnen, le noyau lenticulaire. Comme le striatum, le pallidum est majoritairement composé de
neurones de projection et en minorité par des intemeurones. La différence est que les neurones
de projection possèdent de gros corps cellulaires (20-50 pm) ainsi que des dendrites nonépineuses contrairement aux neurones de projection du striatum.
Le pallidum reçoit des afférences massives principalement à partir du striatum et du noyau
sousthalamique (Nauta et Mehler, 1966; Carpenter et coiI., 1981a; Parent et coll., 1984; Smith et
Parent, 1986; Smith et coll., 1990; Hazrati et Parent, 1992a, 1992b). D'autres afférences
pdlidales proviennent également du thalamus, de la substance noire, du noyau pédonculopontin
(PPN) et du noyau raphé dorsal (Sadikot et coll., 1990, 1992a,b; Parent et coll., 1991; Charara
et Parent, 1992). En retour, le pallidum projette au niveau de certains noyaux thalamiques, du
noyau sousthalamique, de la substance noire, du striatum et du PPN (Nauta et Mehler, 1966;
Nauta, 1979; Carpenter et coll., 1981a; Parent et DeBellefeuille, 1982, 1983; Totterdel et coll.,
1984; Asanuma, 1989;Smith et COL,f 990;Bolam et Smith, 1992).
1 .1.3
Le thalamus
Le thalamus est une des structures sous-corticales les plus massives du cerveau humain.
D'origine diencéphalique, le thalamus est composé de deux masses ovoïdes de substance grise,
reliées par un faisceau de fibres et un certain nombre de neurones, nommé la masse
intermédiaire. La surface médiane du thalamus forme les parois du troisième ventricule alors
que sa face ventrafe repose sur lhypothalamus et le noyau sous-thalamique. ll existe plusieurs
nomenclatures concernant la désignation de ses nombreux noyaux (Olszewski, 1952;Hassler,
1959; Dewulf, 1971; Walker, 1982; Hirai et Jones, 1989; Ohye, 1990).
Les afférences motrices au thalamus sont essentiellement divisées en trois parties,
dépendamment des différents noyaux impliqués: celles dmergeant de la substance noire, du
pallidum et du cervelet (Giorgio et Jones, 1997). Le thalamus est le centre de l'intégration
sensitive. Ainsi, les afférences en provenance du cervelet seront acheminées vers le cortex
moteur, celles du pallidum convergent vers le cortex prémoteur alors que les projections
nigrothalarniques se termineront au niveau du cortex préfrontal (Kievit et Kuypers, 1977;
Goldman-Rakic et Porrino, 1985; Kutlas-Ilinski et Illinski, 1990; Schmahmann et Pandya,
1990; Barbas et coll., 1991;Middleton et Strick, 1994; Sakai et coll., 1996).
1.1.4
Le complexe amygdalien
Le complexe amygdalien (ou amygdale) est une agglomération relativement grande de
substance grise située dans la portion dorsornédiale du lobe temporal. Bien que l'amygdale
apparaît, à première vue comme une structure unique, elle est composée de plusieurs noyaux
morphologiquement et biochimiquement distincts (Amaral et coll., 1992). Les rôles du
complexe amygdalien sont très variables, incluant les fonctions neuroendocrines, les
mkcanismes viscéraux ainsi que les fonctions supérieures, telles l'apprentissage et la mémoire
(MacLean et Delgado, 1953; Bel~aminoet Taleisnik. 1978, 1980; De Vito et Smith, 1 982; Dunn
et Whitener, 1986; Dunn, 1987; MacLean, 1989; Davis, 1992).
Le complexe amygdalien partage plusieurs connections avec différentes structures telles le
cortex cérébral, le suiatum, le thalamus, I'hypothalarnus, le tronc cerébral et la moëlle épinière
(Paxinos, 1990). La réciprocité des projections existe entre tous les types de cortex et les
différents noyaux de l'amygdale. Or, les connections les plus importantes sont celles du cortex
entorhinal, pkrirhinal, temporopolaire, orbitofrontal insulaire, visuel et cingulaire (Amaral,
1986). Quant au striatum, il reçoit des afférences de quelques noyaux amygdaliens seulement et
réciproquement (Aggleton et coll., 1987). Récemment, des études morphologiques utilisant des
techniques de transport antérograde et rétrograde ont montré que I ) presque la totalité des
noyaux amygdaliens projettent au thalamus, et 2) que leur cible principale est la partie rostrale
des noyaux médiodorsaux du thalamus (Aggleton et Mishkin, 1984; Russchen et coll., 1987).
L'utilisation des traceurs neuronaux plus sensibles a démontré que presque tous les noyaux
amygdaliens envoient des projections 2 I'hypothalamus (De Vito et Smith, 1982; Hreib et
Rosene, 1987; Price et coll., 1987). Enfin, les projections provenant de l'amygdale qui se
terminent au niveau du tronc et de la moëlle, ciblent plus particulitrement le locus coeruleus, le
noyau subcoeruIeus, le noyau parabranchial, la substance grise périaqueducde, le noyau du
faisceau solitaire et le noyau moteur du nerf vague (Hopkins et Holstege, 1978; Hopkins et
McLean, 1981;Rice et Amaral, 1981;Gray et coll., 1986; Thompson et Cassell, 1987).
1.1.5
La formation hippocampique
Plus caudalement à l'amygdale, dans le lobe temporal, se trouve la formation
hippocarnpique ou hippocampe. La forme de cette structure est très caractéristique puisqu'elle
représente un hippocampe lorsque coupée dans un plan frontal. Ce terme inclut différentes
structures telles que le gyrus dentelé, le corps de l'hippocampe (come d'Ammon), le complexe
subiculaire (lui-même divisé en présubiculum, subiculum et parasubiculum) ainsi que le cortex
entorhinal. Même si l'hippocampe est une structure plutôt vaste, il existe relativement peu
d'information concernant ses fonctions. Quelques investigateurs ont reporté qu'elle est
impliquée dans l'apprentissage, la mémoire, le contrôle des fonctions neuroendocrines ainsi que
la modulation des comportements émotionnels (Papez, 1937; Green, 1964: Squire et ZolaMorgan, 1985;Amaral et Insausti, 1990).
Les nombreuses connections de I'hippocampe peuvent être 1) intrinsèques, 2)
extrinsèques, 3) corticales et 4) sous-corticales (Paxinos, 1990). 1) Parmi les connections
intrinsèques, le subiculum reçoit des afférences provenant des cellules pyramidales de la zone
CA1 de la come d'Ammon et du cortex entorhinal. En retour, le subiculum envoie des
projections au présubiculum et au parasubiculurn de façon il ce que ces trois composantes
puissent projeter au cortex entorhinal (Beckstead, 1978; Kohler et coll., 1978; Finch et Babb,
1981, Finch et coll., 1983; Amaral et coll., 1984; Kohler, 1984). 2) En ce qui à trait au
connections extrinsèques, citons par exemple, le complexe subiculaire et le conex entorhinal
lesquels envoient des efférences au cortex périrhinal, parahippocampal et orbitofrontal. 3 )
Concernant les connections corticales, des études ont démontré que le présubiculum reçoit des
afférences de la portion caudale du cingulum (Pandya et coll., 1973), du gyrus temporal
supérieur (Amaral et coll., 1983), ainsi que de la partie dorsolatérale du cortex préfrontai
(Goldman-Rakic et coll., 1984). 4) Enfin, de nombreuses régions sous-corticales reçoivent des
afférences de I'hippocampe telles que l'amygdale, le striatum, l'hypothalamus, les noyaux
antérieurs thalamiques, le claustrum, le noyau accumbens et plusieurs autres mais, sa principale
voie de sortie demeure le fornix (Krettek et Price, 1978; Amaral et Cowan,1980; Groenewegen
et COU., 1982;Irle and Markowitsch, 1982; Sorensen, 1985;Aggleton, 1986; Arnaral, 1986;
Witter et coll., 1988b). En retour, l'hippocampe reçoit des firences de plusieurs structures
soustorticales, entre autres de l'amygdale, du claustrum, du noyau septal médian, de l'aire
supramarnmillaire, des noyaux anterieur et median du thalamus. du locus coeruleus, etc.,
(Morin, 1950; Kobayashi et coll., 1974; Kretter et Rice, 1978; Amara1 et Cowan, 1980;
Fibiger, 1982; Milner et coll.. 1983; Amaral, 1986; Witter et coll., 1988b).
1.2 Les protéoglycanes
1 -2.1
Introduction
Les protéoglycanes sont des protéines principalement retrouvées sur la surface cellulaire et
dans la matrice extracellulaire. Ces protéines font partie des glycoprotéines dans lesquelles le
poids des hydrates de carbone excède celui des protéines. De plus, ces glycoprotéines sont
constituées d'une longue chaîne linéaire, composée d'une répétition de disaccharides (figure 2).
Habituellement, l'un des deux sucres des disaccharides possède un groupement aminé (Nacétylglucosamine ou N-acétylgalactosarnine) sulfaté, dans la plupart des cas, nommé
glycosarninoglycane. Quant au second sucre, il est souvent formé d'un acide uronique
(glucuronique ou iduronique). Le groupement sulfaté confère une charge négative aux
glycosaminoglycanes permettant ainsi leur liaison avec d'autres substances.
1 -2.2
Les principaux types de protéoglycanes
(selon Ruosiahti, 1991)
II existe quatre grandes classes de protéoglycanes: 1) les héparanes et héparines sulfates.
2) les chondroïtines et dermatanes sulfates, 3) les kératanes sulfates, et 4) les acides
hyaluroniques. Les premières sont majoritairement retrouvées dans les poumons, les artères, les
surfaces cellulaires et dans le système nerveux central (SNC).Les secondes sont des molécules
présentes dans les tendons, les ligaments, la peau, la cornke, le cartilage et dans les vaisseaux
sanguins. Elles font partie du groupe le plus abondant au niveau du système nerveux central
(SNC), en plus des héparanes et héparines sulfates . Le troisième groupe de protéoglycanes est
composé de molécules qui abondent dans des régions telles la cornée, le cartilage et le SNC.
Enfin, les acides hyaluroniques sont les seuls protEoglycanes qui ne contiennent pas de corps
protéique et donc, pas de groupement sulfaté. Ces derniers sont présents surtout dans le tissu
conjonctif, les os et dans l'humeur vitrée.
1.2.3
Les rôles des protéog.iycanes dans le système nerveux
1) Modulation de la croissance newnale et de la migration cellulaire.
Plusieurs evidences suggèrent que les glycosaminoglycanes et les protéoglycanes sont
impliqués dans la modulation des interactions cellulaires lors du développement du tissu nerveux
(Akeson et Warren, 1986; Carbonetto et coll., 1983; Damon et coll., 1988; Vema et coll.,
1989). Des études plus récentes indiquent que les chondroïtines sulfates et les kératanes sulfates
peuvent être des composantes des barières de la migration axonale (Bnttis et COU., 1992; Cole et
McCobe, 1991; Oakley et Tosney, 1991; Snow et coll., 1991) et qu'elles sont en mesure
d'inhiber la migration cellulaire des crêtes neurales (Pems et Johansson, 1990). D'autres
expériences ont montre que l'augmentation de la concentration des chondroïtines sulfates inhibe
progressivement la croissance neuronale en culture (Snow et Letoumeau, 1992). À l'opposé, la
diminution des concentrations de chondroYtines sulfates et d'héparanes sulfates accroît
significativement la croissance neuronale en culture (Lafont et coll., 1992). Plusieurs
investigateurs ont également fait la preuve que les glycosaminoglycanes de type héparane sulfate
sont aussi capables de promouvoir (Damon et coll., 1988; Dow et coll., 1991; Lafont et coll.,
1992; Vema et coll., 1989) ou d'inhiber (Akeson et Warren, 1986) la croissance neuronale.
2) Liaison avec des molécules d'adhésion cellulaire.
Les molécuies d'adhésion cellulaire (CAMs pour Ce11 Adhesion Molecules), sont des
protéines situées sur la surface cellulaire, qui permettent la liaison entre deux cellules ou bien
entre une cellule et la matrice extracellulaire. Elles sont principalement composées par les
intégrines, les sélectines, les cadhérines et les immunoglobulines. Des études ont démontré
qu'une faible concentration de protéoglycanes inhibe la formation d'aggrégats de CAMs dans le
cerveau (Margolis et Margolis, 1993). Ces résultats soutiennent d'autres évidences indiquant
que les protéoglycanes, particulièrement les chondroïtines sulfates, peuvent agir en tant que
molécules répulsives en modulant les interactions cellulecellule et cellule-matrice entraînant ainsi
une réduction des forces adhésives. Ce mkanisme permet la division, la diflérentiation et les
mouvements cellulaires dans le cerveau en développement.
3) Liaison avec des protéines de la matrice extracellulaire.
La matrice extracellulaire contient une varieté de molécules spécialisées telles la
fibronectine, la lamine et l'entactine. Ces longues chaînes de glycoprotéines sont probablement
responsables de l'organisation du collagène, des pmtéoglycanes et des cellules d'un point de vue
strucntral. Ainsi, les différents types de protéoglycanes peuvent sen& comme récepteurs pour
Lier des protéines & la matrice. La fibronectine, par exemple, est un dimère glycoproiéique très
long (460 kDa) synthétisé par les fibroblastes, les chondrocytes, les cellules endothéliales, les
macrophages et certaines cellules 6pithéliaies (hepatocytes et amniocytes). L'une de ses
fonctions est de semir de molécule adhésive générale liant des cellules à une variété de substrats
tels le collagène et les protéoglycanes.
4) Liaison avec des facteurs de croissance des fibroblastes-
Les facteurs de croissance des fibroblastes (FGFs pour Fibroblast Growth Factors) sont
des polypeptides qui provoquent la mitose ou la différentiation lorsquti1ssont liés à des cellules
particulières. Souvent, le récepteur cellulaire des FGF ne lie pas le facteur avec une haute
affinité. Ainsi. ce sont plutôt les hydrates de carbone des protéoglycanes qui lient en premier le
facteur de croissance, en augmentant sa concentration et en favorisant sa liaison aux récepteurs
(Massagné, 1991; Yayon et coll., 1991). En effet, la fonction première de plusieurs
protéoglycanes est probablement la modulation des facteurs de croissance. Le rôle des
protéoglycanes de type héparane sulfate dans la liaison des FGFs a été établi depuis un certain
temps (Burgess et Maciag. 1989). Ces liens stabilisent les FGFs en plus de les protéger contre
la dégradation protéolytique (Schlessinger et coll., 1995). Aussi, la liaison entre un FGF et un
protéoglycane de la matrice extracellulaire sert de réservoir des facteurs de croissance, lesquels
peuvent être libérés par des enzymes dégradant les protdoglycanes (Saksela et coll., 1990; IshaiMichaeli et coll., 1990).
1.3 Les marqueurs neuronaux
Les techniques d'immunisation qui consistent à diriger des anticorps contre des antigènes
sur la surface de sous-populations de neurones sont couramment utilisées. Subséquemment,
l'emploi de I'immunohistochimie nous permet d'étudier la distribution tissulaire et cellulaire de
nombreux marqueurs de surface cellulaire dont CAT-301 (Hockfield et coll., 1983; Lander et
coll., I997), CAT-315 (Lander et coll., 1998), PC 3.1 (Arimatsu et coII., 1992), R-302
(Hockfield, 1987), LAMP: Limbic-system-associated membrane protein (levia, 1984)...
Les investigateurs qui ont découvert W,ont tout récemment isol6 un nouvel anticorps
monoclonal nomme 8B3. Le tissu nerveux utilisé pour I'immunosuppression et l'immunisation
a été obtenu par microdissection de l'hippocampe et de l'aire du cortex moteur primaire où l'on
retrouve la représentation des bras, dans un cerveau adulte de Mucuca nemesnina. Par la suite,
le tissu disséquC fût équilibré et homogénisé dans 0.1 M de tampon phosphate à un pH de 7.4.
Dès leur naissance, des souris BALBc firent injectées par voie intrapéritonéale (i.p.), à
chaque jour, avec I'homogénat des cellules de l'hippocampe (2mg/50ul) et ce, pendant 15jours.
Cette procédure permet de supprimer la réponse immunitaire aux antigènes présents dans
l'hippocampe (Hockfield, 1987). En plus de la toi6rance néonatale, un traitement additionnel
immunosuppressant (Matthew et Sandrock, 1987) qui consiste à augmenter l'injection de
I'homogénat d'hippocampe à 5rngA25 ul, i-p., est entrepris au 55e jour. Ensuite, une dose de
100 mg/kg de solution saline (2mglml) contenant du cyclophosphamide (Sigma) est injectée à
24h puis à 48h. Au 68e jour, les mêmes souris sont immunisées avec I'homogénat du cortex
moteur (5 mg/180 ul, i.p.). Par la suite, le traitement immunosuppressant est repété aux 82e et
84e jours afn de tuer sélectivement la prolifération des lymphocytes en division clonale, lesquels
sont impliqués dans la réponse immunitaire provenant des antigènes de l'hippocampe. Au 96e
jour, ces animaux reçoivent I'homogénat contenant le cortex moteur. Trois jours plus tard. des
lymphocytes provenant de la rate sont récoltés et hisionnés aux cellules de myélome NS- 1, afin
de produire des hybridomes. La liaison des anticorps sur le tissu nerveux est visualisée par
irnmunohistochimie, sur des sections flottantes de 35 pm d'kpaisseur afin de différentier le
marquage de l'hippocampe de celui du cortex moteur. Enfin, les lignées d'hybridomes désirées
sont stabilisées après 3 séries de dilution du clone limitant. L'anticorps produit par ('un de ces
hybridomes (8B3)est le sujet du présent mémoire.
1.3.2
Les caractéristiques de 8B3
Le nouvel anticorps monoclonal 8B3 reconnait un épitope carbohydré sur un
protéoglycane de type chondroïtine sulfate. La présence de ce marqueur neuronal est détectée au
niveau du corps cellulaire et des dendrites de certaines sous-populations de neurones dans le
système nerveux central.
1-3.3
L'anticorps 8B3 et le système nerveux
Récemment, Pimenta et coll. ont obtenu des informations préliminaires concernant la
distribution de l'epitope r e c o ~ u
par 8B3,principalement chez le rat, le chat et les primates non
humains. Ces derniers ont decouvert que dans les rCgions corticales, la distribution du
marquage de 8B3 se caractérise par une seule rangée de cellules située à la bordure des couches I
et II chez les singes de l'Ancien-Monde (Macaca nemestnna). Or, celle-ci est absente chez les
singes du Nouveau-Monde (Cebus capucinur) ainsi que chez le rat et le chat. De plus, il y a une
population de neurones immunoréactifs pour 8B3 et un marquage intense du neuropile dans les
couches profondes V et VI. Un nombre variable de neurones immunopositifs sont également
présents dans les couches II jusqu'il V en fonction de l'aire corticale analysée. Dans la
substance blanche des primates adultes, un grand nombre de cellules interstitielles
irnrnunopositives sont observées, alors qu'il y en a que quelques-unes qui le sont chez le rat et le
chat. Les bordures de l'aire 17-18 du cortex visuel sont nettement délimitées par le marquage de
8B3.
Au niveau sous-cortical, un bon nombre de neurones épineux du striatum sont
immunoréactifs pour 8B3 et ce, particulièrement dans un compartiment qui correspond à la
matrice. Cependant, la région la plus intensément marquée est sans aucun doute le noyau
réticulaire thalamique. De plus, des amas de neurones peuvent être obervés dans la partie
ventrolatérale du thalamus rostral. Plus caudalement, les amas de cellules deviennent moins
évidents et l'on observe une distribution plus régulière des neurones immunopositifs. Au niveau
du cervelet, l'anticorps 8B3 marque surtout les noyaux profonds avec un gradient ventrodorsal
dans le noyau dentelé. Enfin, une sous-population de neurones irnmunoréactifs, de type Golgi,
se retrouvent dans la couche superficielle granulaire du cortex cérébelleux. Quelques cellules
situées plus profondément dans cette couche cellulaire sont aussi marquées. À l'intérieur de ces
régions. 8B3 apparaît être un marqueur spécifique aux sous-populations de neurones qui
correspondent à certains domaines fonctionnels.
1.4 Problématique de recherche
Le marqueur neuronal 8B3 ayant été découvert très récemment, les données concernant sa
distribution et ses caractéristiques sont très limitées. Comme mentionné ci-haut, cet anticorps
monoclonal se lie B une proteine de surface celllulaire en reconnaissant un épitope carbohydré
des protéoglycanes de type chondroïtine sulfate. Les observations effectuées jusqu'à maintenant
sont préliminaires et concernent uniquement les primates non humains (Pimenta et coll., 1996).
Il n'existe présentement aucun rtsultat concernant la distribution de I'imrnunoréactivité pour 8B3
chez l'humain. Nous avons donc entrepris la prérente émde dans Ie but de montrer l'existence,
dans les régions sous-corticales de sujets humains normaux, de protéines pouvant être
reconnues par le marqueur neuronal 8B3. Ainsi, en utilisant une technique
d'immunohistochimie, nous avons éte en mesure de carat6riser la morphologie des neurones
immunoréactifs pour 8B3. en plus de décrin la localisation de ces derniers dans les structures
sous-conicales mentionnées en 1.1. Nous espérons que les résultats que nous aurons obtenus
aideront à la compréhension de l'organisation chimioanatomique de certaines régions du cerveau
humain, ainsi qu'à la compréhension des rôles de cette protéine de surface.
i .5
Présentation
L'étude qui forme le coeur du présent mémoire est présentée sous la forme d'un article de
recherche. L'article est encore en préparation et est susceptible d'être modifié. 11 faut
comprendre que ce travail s'inscrit dans le contexte d'un vaste programme de recherche qui
implique, outre notre laboratoire à Québec, celui des Drs Pat Levitt et Aurea Pimenta à Pittsburg.
L'anticorps 8B3 a justement ét6 isolé par ces deux derniers auteurs, lequels sont présentement à
compléter sa caractérisation.
Figure 1:
Coupes corondes de cerveau humain illustrant la localisation des régions sous-corticales à un
niveau moyen (A) et à un niveau plus caudal (B) (tirée de "The human central nervous system"
par Nieuwenhuys, Voogd, van Huÿzen, eds. Springer-Verlag, Berlin, 1988)
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
Noyau caudé
Putamen
Globus pallidus externe
GIobus pallidus interne
Thalamus
Complexe amygddien
Formation hippocampique
Figure 2:
Structure moléculaire d'un protéoglycane de type chondroïtine sulfate. La répétition de
disaccharides d'un petit g1ycosaminogIycane se lie à un petit corps protéique afin de former un
protéoglycane. De grands gIycosaminoglycanes maintiennent ensemble les chaînes de
protéoglycanes par des liens glycoprotéiques (Figure extraite, traduite et adaptee à partir de
"Developmentdbiology"par Scott F. Gilbert, ed. Sinauer Associates, Sunderland, 1994).
(monomères)
-
,
- Petits giycosaminoglycanes
-
--A-
P
--*-A
--
-
y
Répétition de disacchandes
N-acéty~galactosarnine4sulfate
Acide glucuronique
Chondroitine4suifate
Glycosaminoglycane
-------- -------_---_----...-----.
=
.
:
.
---- -------- ----____ ----
---..--.-*.-----
-------- --.
------u=y --:;--.
.-a-
--.----.--
-
_WC
.-_^.-
--2-
v
-
.-.& ..--
.--..-
..--
.--
-aY
-...
_C-
-c-
.--CI-
I
l
*
-
-.---
-------.-CA-.
.-=y-
A--.-
___^
_----- - ------_ ------ .-=- .-..Y_
-
-
'CI
T
-
= '5
---.-
X I -
.
-
w-
--.
CC..
.-____.
-_.'._._
-v---
...----.
a
-
---A
a-
a
.
.
*_-
-a.--.--..
-Ch-
.--_-
.---
--,__
-.-
--
A ---.
,
4
Y
&
:
-::-y
4
.
.
Y _
.
-
6
Liens
glycoprotéiques
Agrégats
CHAPITRE 2.
NEURONS DISPLAYING IMMUNOREAC'ïMTY FOR THE
MONOCLONAL ANTIBODY 8B3 X
N THE HUMAN BRAn\T
S. Tanguayl, A. F. Pimenta2, P. L. Suick3, P. ~ e v i t t 2and A. Parent1
1Labotatoire de neurobiologie, Centre de recherche Univenité Laval Robert-Giffard,
Québec, Canada G 1 J 2G3
and
2Division of neurobiology, University of Pittsburgh School of Medicine
E 14-40Biomedicd Science Tower, Pittsburgh, PA 1526 1
and
~ S U N YHealth Center at Syracuse, 800 Irving Avenue, Syracuse, N Y 132 10.
Running head:
Imrnunostaining for SB3 in human brain
Key words:
Glycoproteins; proteoglycans, irnrnunohistochemistry, temporal
lobe, thalamus, human brain.
Correspondence: André Parent, Ph-D., F.R.S.C.
Centre de recherche en neurobiologie
Université Laval Robert-Giffard
260 1 , chemin de la Canardière, Québec (QC)
Canada, G 1 J 2G3
Tel.: (418) 663-5741, Fax: (4 18) 663-9540
E-Mail: Parent @ vml.ulavaI.ca
2.1
Résumé
Un hybridome produisant I'anticorps monoclonal nomm6 8B3 fût isolé à la suite d'une
fusion avec des lymphocytes provenant d'une souris immunisée avec le cortex moteur d'un
primate non humain. L'anticorps 8B3 reconnait un épitope d'hydrates de carbone d'un
protéoglycane de type chondroïtine sulfate, présent sur le corps cellulaire et les dendrites
proximales de certaines sous-populations neuronales dans le système nerveux central (SNC).
Dans la présente étude, la distribution de l'immunort5activité pour 8B3 fût étudiée dans les
régions sous-corticales du cerveau de douze humains normaux. Le patron de distribution du
marquage est très hétérogène, en particulier au niveau du complexe amygdalien. Rostralement,
le cortex périamygdaloidien est la rCgion la plus intensément marquée dans le lobe temporal,
mais l'intensité du marquage diminue graduellement le long de I'axe rostrocaudal. Dans le corps
de l'amygdale, un marquage intense des corps cellulaires et des fibres se retrouve au niveau de la
division rnagnocellulaire du noyau basal et dans le noyau paralaminaire. Bien que le complexe
subiculaire ainsi que le cortex entorhinal soient intensément marqués, le corps de l'hippocampe
et le gyrus dentelé sont complètement dépourvu de marquage. Au niveau du thalamus, c'est le
noyau réticulaire qui est le plus imrnunoréactif, quoique bon nombre de cellules faiblement
marquées et uniformémernt distribuées sont aussi observées dans le noyau ventral antérieur. En
plus des celIules marquées dans les noyaux latérodorsal, limitans et supragenouillé, quelques
neurones et quelques fibres immunopositifs pour 8B3 peuvent être visualisés dans le noyau
ventral médian et dans la zona incerta. De plus, quelques cellules isolées sont présentes dans le
putamen, le pallidum et dans le noyau basal de Meynert. Pour sa part, le noyau caudé demeure
dépourvu de marquage. Ces résultats suggèrent que la distribution de l'immunoréactivité pour
8B3 est confinée à l'intérieur de domaines fonctionnels bien particulier, du cerveau humain.
2.2 Abstract
An hybridoma producing the monoclonal antibody termed 8B3 was isolated from a fusion
between myeloma cells and lymphocytes from a mouse imrnunized with tissue from primate
motor cortex. The 8B3 antibody recognizes a carbohydrate epitope on a chondroitin sulfate
proteoglycan on somata and proximal dendrites of specific subpopulations of neurons in the
CNS. In the present study, the distribution of 8B3 immunostaining was studied in several
subcortical forebrain regions of twelve normal human subjects. A highly complex and
heterogeneous staining pattern was encountered in the amygdala Rostrally, the periamygdaloid
cortex was the most intensely labeled region of the temporal lobe, but this staining decreases
dong the rostrocaudai axis of the amygdda In the amygdala itself, the magnocellular division
of basal nucleus and the paralaminar nucleus displayed the most intense irnmunostaining, which
consists of several immunoreactive ce11 bodies and fibers. The hippocampus proper and the
dentate gyms were completely devoid of labeling, whereas the subicular area and the perirhinal
cortex displayed intense immunostaining. At the thalamic level, the reticular nucleus exhibited
the most intense 8B3 immunoreactivity, but numerous weakly labeled neurons were found
evenly distributed in the ventral anterior nucleus. Some 8B3-positive cells and fibers were seen
in the ventral medial nucleus and zona incerta, whereas a few 8B3 immunoreactive neurons
populated the lateral dorsal, limitans and supragenicuiate nuclei. A few isolated 8B3 positive
neurons were found in the putarnen, the pallidum and the basal nucleus of Meynert. The caudate
nucleus was found completely devoid of labeling. These results suggest that the distribution of
8B3 imrnunoreactivity is confined to specific functional domains in the human brain.
Recently, a monoclonal antibody was generated in mice against primate hippocampal and
motor cortex cells. This antibody,terrned 8B3, recognkes a chondroitin sulfate proteoglycan on
the somata and proximal dendrites of subpopulations of neurons in the central nervous system
(CNS)(Pimenta et al, 1996). The proteoglycans are glycoproteins that carry an unusual
carbohydrate, a glycosaminoglycan (Ruoslahti and Yamaguchi, 1931).
The
glycosarninoglycans are polymers of disaccharide repeats, which are highly sulfated and
negatively charged. Proteoglycans expressed in the C N S corne in al1 sizes and shapes, and their
only common feature may be the presence of the glycosaminoglycan. The main
glycosaminoglycans in proteoglycans are heparan sulfate and heparin, chondroitin sulfate and
dermatan sulfate, keratan sulfate, and hyaluronic acid (Ruoslahti and Yamaguchi, 1991). The
functional roles of proteoglycans vary from the binding of growth factors (Ruoslahti and
Yamaguchi, 199 1; Schlessinger et al, 1995) to the interaction with cell adhesion molecules and
extracellular matrix molecules in developing brain and plasticity (Margolis and Margolis, 1993).
A preliminary description of the overdl distribution of 8B3 irnmunoreactivity in the rat, cat
and monkey brains was provided by Pimenta, Levia and colleagues (Pimenta et aL, 1996).
These investigators showed that 8B3 was localized on the surface of somata and proximal
dendrites of specific neuronal subpopulations. Significant species variations were noted,
however, in regard to the pattern of distribution of 8B3 irnmunostaining. For example, a single
row of 8B3 imrnunoreactive cells were disclosed on the border of layer I/II in old world monkey
(Macaca nemestrina), but such a labeling was absent in new world monkey (Cebus capucinus),
cat and rat, suggesting an evolutionary specification. Regional variations in cortical 8B3
labeling were dso noted within the sarne species in this prelirninary study (Pimenta et al., 1996).
At subcortical level, 8B3 stains numerous medium spiny neurons within the matrix cornpartment
of the striatum of Old World, but not New World, rnonkeys. However, intensely labeled
neurons are found in the reticular nucleus of al1 species examined, except the rat. Because of
these species variations, and in the hope to berter characterize the 8B3 proteoglycan, we thought
it of interest to investigaie the distribution of 8B3 immunostaining in the human brain by using
postmortem tissue obtained from hedthy individuals. The present study provides a detailed
description of the neuronal localization of 8B3 imrnunoreactive neurons in subcortical regions of
the human brain, particularly the basal forebrain. the arnygdala and the hippocarnpal formation.
dilution. The monoclonal antibody generation procedure were performed essentially as
described by Hocfield et al., 1994).
The sections were rinsed three times in PBS and placed for 30 min at room temperature in
a solution containing an equal volume of PBS and hydrogen peroxide (3%) to eliminate
endogenous peroxidase activity. After several rimes in PBS,the sections were preincubated 30
min at room temperature in a solution containing normal goat semm (NGS),4% nonfat dry
rnilk, 2% Triton X-100 (Sigma, St. Louis, MO) and 0.01% thimerosal diluted in PBS. Then,
the sections were incubated 48h at 4°C in a 1:Sûû dilution of the primary antibody, 2% NGS,
4% nonfat dry milk, 2% Triton X-100 (Sigma) and 0.01% thimerosal diluted in PBS.
Following extensive washing, the sections were incubated for l h at room temperature in 1%
biotinylated anti-mouse IgM (Vector Labs, Burlingarne, CA; diluted in PBS). They were then
rinsed, incubated for I h at room temperature in 2 8 avidin-biotin complex (ABC, Vector Labs;
diiuted in PBS) according to the method of Hsu et al. (1981). After extensive washing, the
bound peroxidase was revealed in a medium containing 0.05% 3,3'-diaminobenzidine (DAB;
Sigma) and 0.005% hydrogen peroxide (H202). The reaction was stopped after 5-10 min by
extensive rinsing in PBS.
Some additional sections were treated as above except that the primary antibody was
omitted from the incubation. These sections remained vimially free of imrnunostaining and
served as controls. Other sections were stained with cresyl violet to help us identiS the various
nuclei and subdivisions. Al1 sections were dehydrated, mounted ont0 dry gelatin-coated slides
with Pennount.
2.5
Results
Immunostaining for 8B3 was found to be particularly intense in specific subcortical
regions of the human brain, such as the amygdaloid complex, the hippocampal formation and
the thalamus. The 8B3 immunostaining appeared either as a uniform staining of the
somatodendritic region of neurons, a staining of fibers, or as a typical neuropil staining
consisting of numerous punctae rerniniscent of axon tenninals. Each of the above-mentioned
structure displayed a unique combination of these three types of 8B3 immunostaining (Fig. 1).
The nomenclature used here for human amygdaloid nuclei is largely based on that
proposed by Amaral and colleagues (Amaral et al., 1989, 1992). who divided the arnygdala in
three parts: 1) deep nuclei, 2) superficial nuclei, and 3) other nuclei. The immunostaining for
8B3 occurs only in some of these three nuclear groups and the labeling was heterogeneous
within each nucleus of a given group.
2.5.1 .1
Deep amygdaloid nuclei
The lateral nucleus is the largest and the most laterally located nucleus of the human
amygdaloid complex. It is bordered laterdly by the external capsule. This nucleus displays an
immunoreactive neuropil that is weak rostrally and moderate caudally (Figs. 2B.2C).
The basal nucleus is bordered laterally by the lateral nucleus and cm be separated into
three divisions based on cytoarchitectonic cnteria. In coronal sections, the parvicellular part
foms the most rostral portion of the basal nucleus. The intermediate part of the basal nucleus
begins slightly more caudaily than the parvicellular part and is located dorsal to it. The
magnoceIlular part appears in the middle of the rostrocaudal extent of the amygdaloid complex.
At its rostral pole. the basal nucleus appears of a single entity that displays very weak 8B3
immunoreactivity (Fig. 2A). At the mid level, the immunostaining is intense in the
magnocellular division, moderate in the intermediate division, and absent in the parvicellular
division (Figs. ZB,2C). More cauddly, it is the intermediate division that is most intensely
stained (Fig.3A). This nucleus display a typical neuropil-type immunostaining, with numerous
small punctate structures and only a few immunopositive ceIl bodies.
The paralaminar nucleus is a thin layer of ceus that surrounds the lateral and the basal
nuclei. This nucleus shows the most intense 8B3 imrnunoreactivity of the entire amygdaloid
complex. Both perikarya and fibers are intensely stained in this nucleus and the labeled fibers
ascend dorsally within the ceneal portion of the arnygdala. but could not be followed beyond the
dorsal border of the amygdaloid complex. This pattern of distribution is constant throughout the
rostrocaudal extent of the amygdala (Figs 2A-3A).
The accessory basal nucleus is bordered laterally by the basal nucleus. It is comrnonly
divided into three parts which will not be considered here because the entire nucleus was devoid
of labeling (Figs. 2A-3A).
2.5.1 .2
Superficial arnygddoid nuclei
This nuclear group includes the medial nucleus. the nucleus of the lateral olfactory tract,
the central nucleus, the anterior and posterior cortical nuclei, and the periarnygdaioid cortex.
The periumygdaloid cortex is a three-layered area that foms the medial surface of the
amygdala (Price et al., 1987; Price, 1990; Amaral et al. 1992). It represents the most intensely
immunoreactive region in the entire temporal lobe in human. The labeling comprises intensely
labeled cell bodies embedded in a dense neuropil and the immunostaining coven ail three layers
of the cortex. This intensity of the immunostaining decreases markedly dong the rostrocaudal
axis of the structure (Figs. 2A-2C).
The anterior cortical nucleus is located in the rostral pole of the amygdala. This nucleus is
bordered rostrally by the piriform cortex, caudally by the medial nucleus and venually by the
nucleus of the lateral olfactory tract. The 8B3 immunostaining is very weak and confined to the
neuropil in this nucleus (Fig. 2B).
The posterior cortical nucleus extends to the most caudal end of the amygdala. It is
bordered dorsally by the medial nucleus and ventrally by the arnygdalohippocampal area. This
nucleus harbon ce11 bodies that are weakly immunoreactive for 8B3 (Figs. 2C, 3A).
The medial nucleus and the central nucleus contain a few isolated immunoreactive ce11
bodies, whereas the nucleus of the lateral olfactory tract is entirely devoid of 8B3
imrnunoreactivity (Figs. 2C, 3A).
2.5.1 -3
ûther amygdaloid nuclei
This group nuclei includes the antenor amygdaloid area, the amygdaiohippocarnpd area
and the i n t e d a t e d nuclei. The anterior cllllygdaloid area is located rostral to the medial nucleus,
dorsal to the basal nucleus and medial to the dorsal portion of the lateral nucleus. It is devoid of
8B3 immunostaining. The amygdalohippocampal area is bordered dorsally by the posterior
cortical nucleus, ventrolaterally by the basal and accessory basal nucleus, and ventromeciiaily by
the periamygdaloid cortex. The arnygdaiohippocampal area displays moderate to intense 8B3
staining throughout the rostrocaudd extent of the amygdala (Figs. 2C-3B). The intercalated
nuclei referred to groups of neurons scattered among the different nuclei of the amygdaloid
complex. The nuclei are devoid of 8B3 immunoreactivity.
2.5.2
Hippocampai formation
The nomenclature used here for the human hippocampal formation is largely based on that
proposed by Alonso and Arnaral (1995). The hippocampal formation is divided in dentate
gyrus, hippocarnpus proper (Ammon's hom) and the subicular complex (which is subdivided in
subiculum, presubiculum and parasubiculum). The hippocampus is also surrounded
ventrolaterally by the entorhinal and perirhinal cortices. The dentate gym and the hippocampus
proper are completely devoid of 8B3 immunoreactivity (Fig. 3C). In the subicular complex, the
subiculum and parasubiculum display intense immunostaining, whereas the presubiculum is
only weakly immunostained by 8B3 (Figs. 3B, 3C). In the three components of the subicular
complex, the 8B3 irnmunoreactivity is found both in ce11 bodies and in the neuropil.
The entorhinal cortex is a six-layered structure spatidly associated with the amygdaloid
complex rostrally and with the hippocampal formation caudally. At amygdala levels, the
entorhinal cortex borders the periarnygdaloid cortex medially and at hippocampal Ievels it lies
adjacent to the perirhinal cortex laterdly. Overall, the immunostaining is lighter rostrally than
caudally in the entorhinal cortex (Figs. 2A-3C). The light immunoreactivity displayed by the
entorhinai cortex distinguishes clearly this structure from the adjoining perirhinal cortex, which
exhibits a very intense labeling (Figs. 3B, 3C). Despite this difference in labeling intensity, the
pattern of 8B3 irnrnunostaining is similar in both the perirhinal and entorhinal cortices. This
pattern is characterized by a single row of intensely stained cells digned dong the superficial
aspect of layer II, together with some immunoreactive neurons spanely distributed in layer III to
VI. Additionally, the neuropil in layer V, particularly layer Va, is intensely stained. In the
entorhinal cortex. the simple row of intensely stained cells in layen l/II was present only at the
level of the arnygdala. Such neurons were no longer visible in the portion of the entorhinal
cortex that surround the hippocampus.
2.5.3
Thalamus
The nomenclature used here for the human thalamus is largely based on that proposed by
Hirai and Jones (1989). The immunostaining for 8B3 is rather weak throughout most thalamic
nuclei, except the reticular nucleus which displays a very intense labeling (Fig. 4). The 8B3
imrnunoreactivity in the reticular thalamic nucleus comprises numerous labeled multipolar ce11
bodies scattered among a multitude of closely intertwked immunoreactive fiben (Fig. ID).A
large number of immunoreactive neurons are uniformiy distributed in the ventral anterior
thalarnic nucleus, whereas a small number of Iabeled neurons and fibers occur in the ventral
medial thalamic nucleus (Figs. 4A, 4B). Only a few immunopositive neurons can be seen in the
lateral dorsal, limitans and suprageniculate nuclei (Fig. 4D).whereas al1 the other nuclei of the
human thalamus are entirely devoid of 8B3 irnmunostaining. Aithough not part of the thalamus.
the zona incerta is populated by 8B3-positive neurons and fibers, and is in continuity with the
thaiamic reticular nucleus (Figs. 4B-4C).
2.5.4
Other subcortical regions
Some individual cells expressing 8B3 immunoreactivity could be visualized in the
putamen, the globus pallidus and the basal nucleus of Meynert in human. In contrast, the
caudate nucleus appean devoid of labeled cells. Numerous 8B3 immunoreactive fibers and ce11
bodies could be detected dong the olfactory peduncle. At this level, some of the labeled cells
tends to form small clusters that may correspond to elernents of the antenor olfactory nucleus.
2.6 Discussion
Differential gene expression is thought to play a crucial role in the molecular specification
of neuronal phenotypes and functional areas that occur during brain development. The
specification process, in hm,leads to the establishment of anatomical connections and its
integration into complex functional circuiûy which underlies the high-order function of the CNS
(see reviews by Levitt, 1985, 1994; Jessel, 1988; Godman and Shatz, 1993). Hybridoma
technology has k e n used successfuIly to identify unique molecular marker for functionally
distinct regions of the CNS and for specific neuron phenotypes. Several monoclonal antibodies
were isolated that identiQ neuronal subsets in the vertebrate C N S (Hawkes et al., 1982; McKay
and Hockfield, 1982; Hockfield and McKay, 1983; Stephenson and Kushner, 1988).
Additionally, some monoclonal antibodies were shown to recognize groups of neurons that are
related by function (Hockfield et al., 1983;Levitt, 1984). One such monoclonal antibody was
found to recognize a ce11 adhesion molecule specifically expressed by neurons functionally
related to the limbic system, and termed limbic system-nlated membrane protein (LAMP)
(Levitt, 1984). The extensive use of LAMP antibody has shed a new light on the development
and functional organization of the Iimbic system in various species, including primates (Côté et
al., 1996).
In the present study, we provide the first evidence for the existence of immunoreactivity
for the monoclonal antibody 8B3 in the human brain. This monoclonal antibody, which was
generated against ce11 homogenates from the primate motor cortex, was found to label specific
neuronal populations within various regions of the human brain, particularly in the temporal lobe
and the thalamus. At the level of the hippocampal formation, the hippocampus proper
(Ammon's horn) and the dentate gyrus are virtually devoid of 8B3 imrnunoreactivity, whereas
the subicuIar complex displays a significant level of immunostaining. The pattern of 8B3
immunostaining observed at the hippocampal level in the present study is thus largely
cornplementary to that of LAMP imrnunostaining noted previously in nonhuman primate (Côté et
al., 1996). Indeed, LAMP was found to label very strongly the CAl-CA3 fields of Ammon's
hom and the dentate gyrus, but only weakly the subicular cortex. This finding indicates that the
hippocampus/cyclophospharnide treatment of mice from which the 8B3 antibody producing
lymphocytes cloned was largely successfu1 in suppressing the immune response to antigens
present in the hippocarnpus. The data also suggest that the two monoclonal antibodies (8B3and
LAMP) specifj two functionally distinct domains widiin the primak hippocampal formation.
The human amygdaloid complex also displays a markedly heterogeneous pattern of 8B3
immunostaining, with the perirhinal cortex and the paralarninar amygdaloid nucleus exhibithg
by far the strongest labeling. Here again, the 8B3 immunostaining appears largely
complementary to that of LAMP,as observed in nonhuman primates (Côté et al., 1996). Of
much p a t e r interest, however. is the fact tbat the pattern of 8B3 imrnunostaining observed in
the human amygdaloid complex is strikingly similar to that seen with an antibody recognizing
the proto-oncogene bcl-2, as visualized recently in nonhuman primates (Bernier and Parent,
1998). The Bcl-2 protein was found to be expressed by neurons of the periamygdaloid cortex
as well as by neurons of the basolaterd portion of the amygdala, including the paralamina
nucleus. These neurons were seen to emit long and thick processes oriented dorsally within the
amygddoid complex, exactly like the 8B3 immunopositive processes noted in the present study.
By virtue of its capacity to prevent apoptosis the proto-oncogene bcl-2 is believed to play a
crucial role in CNS development. The sustained expression of this anti-apoptosic protein may
be involved in the functional and structural changes that occur throughout adulthood in some
regions of the primate brain. The same may apply to proteoglycans whose roles range from the
binding of growth factors (Ruoslahti and Yamaguchi, 1991; Schlessinger et al, 1995) to the
interaction with ce11 adhesion molecules and extracellular matrix molecules in developing brain
and plasticity (Margolis and Margolis, 1993). It may thus be hypothesize that, besides their role
in neural development, both 8B3 and BcI-2 rnay act in concert to ensure experience-dependent
plasticity in some regions of the primate brain.
Regarding to the thalamus, the strikingly intense 8B3 irnmunostaining displayed by the
reticular nucleus is difl~cultto explain. particularly because our knowledge of the specific
proteoglycan that is recognized by the 8B3 antibody is still very limited. Here again, the
presence of this labeling may be indicative of a high degree of neuronal plasticity, but more
informations about the nature of the 8B3 protein are needed before any conclusion may be
reached. The nurnerous 8B3-positive neurons encountered in the ventral anterior thalamic
nucleus are more in line with the fact that the 8B3 antibody h a . been raised against ce11
homogenates from primate motor cortex. The ventral anterior nucleus belong to the ventral tier
motor nuclei and is the main thalarnic recipient of the projection from the intemal segment of the
globus pallidus, which is a major output of the basal ganglia. Scattered labeled neurons have
been found in the striatum, which is the major input nucleus of the basal ganglia and, as such,
receives inputs from the entire cerebral cortex. Some 8B3 labeled neurons have dso been
visualized in the two segments of the globus pallidus. Since the basal ganglia are believed to be
composed of several cortico-basai ganglia-thalarno-cortical loops (associative, motor, limbic)
that appear to nui in parallel from one another, it may thus be hypothesized thar 8B3 may be a
selective molecular marker for the motor loop of the basal gangha
Further studies in normal human brain as well as in the brains of patients with various
neurodegenerative disorders (e.g. Parkinson's, Alzheimer's and Huntington's diseases), in
combination with biochemical studies design& to characterize the proteoglycan protein that is
recognized by the monoclonal antibody 8B3, are obviously needed before any conclusions may
be reached regarding the significance of the 8B3 immunostaining observed in the present snidy.
Acknowledgements
The authon thank Carole Émond and Lisette Bertrand for skillful technical assistance.
The autopsy material was kindly provided by Dr. Michel Marois, Department of Pathology,
Saint-François d'Assise Hospital, Québec. This research was supported by gant MT-578 1
from the Medical Research Council of Canada and by the Killarn Rograrn of the Canada Council
for the Arts.
Tableau 1:
Caractéristiques des humains étudiés.
Case Age
Sex Pos tmortem
ofr)
NA: Not avaiiable
delay (h)
Fresh b r i n
Causes of death
Areas exarnined
Hypotheda
A, H
Overdose
THAL
Drowning
A, H, OB, THAL, STR
Polytraumatism
THAL
Po1ytraumatism
A, H
Polytraumatism
OB
Stabbed in heart
THAL, STR
Drug intoxication
OB
Suicide
THAL, STR
Heart injury
THAL, STR
Hanging
A
Pneumonia
A. H
weight (g)
Figure 3:
Photomicrographies illustrant les differents exemples de marquage immunohistochimiques pour
les récepteurs de 8B3 chez l'humain normal. A: Exemple d'un neuropile irnrnunoréactif pour
8B3 dans le noyau basal du complexe amydalien. Notez l'aspect granulaire de ce dernier. B:
Exemple de fibres irnmunoréactives pour 8B3 dans le noyau paralaminaire du complexe
amydalien. C: Exemple de corps cellulaires immunoréactifs pour 8B3 dans le cortex périrhind
de l'hippocampe. Notez l'aspect triangulaire du corps cellulaire à partir duquel émergent 3-4
longues dendrites peu ramifiées. D: Exemple d'enchevêtrements de fibres (têtes de flèche), à
travers lesquels émergent des corps cellulaires (flèches) dans le noyau réticulaire thalamique.
Notez que la circonférence du corps cellulaire est fortement marquée, ce qui est typique de la
distribution des protéines de surface cellulaire. Échelles: A=50 Pm,B et D=200p,C=1ûû
Pm*
Figure 4:
Photomicrographies et sch6matisations illustrant la distribution de I'immunoréactivité pour 8B3
au niveau rostral (A), moyen (B) et caudal ( C ) du complexe amygdalien. Les
photomicrographies provenant d'impressions faites directement ii partir des coupes
microscopiques, l'image de I'immunoréactivité nous apparaît comme sur un fond noir. Ainsi,
dans ce type de préparation, les zones blanches indiquent les régions les plus intensément
immunoréactives. Échelle: A-C=û,S cm.
Figure 5:
Photomicrographies et schématisations illustrant la distribution de l'immunoréactivit6 pour 8B3
au niveau rostral (D), moyen (33) et caudal (F) de la formation hippocampique. Les
partir des coupes
photomicrographies provenant d'impressions faites directement
microscopiques, l'image de I'irnmunort5activité nous apparaît comme sur un fond noir. Ainsi,
dans ce type de préparation, les zones blanches indiquent les régions les plus intensément
immunoréactives. Ghelle: A - C d J cm.
Figure 6:
Photomicrographies et schématisations illustrant la distribution de I'immunoréactivité pour 8B3
sur quatre niveaux représentant l'étendue rostrocaudde (A-D) du thalamus de l'humain normal.
Les photomicrographies provenant d'impressions faites directement à partir des coupes
microscopiques, l'image de I'immunoréactivité nous apparaît comme sur un fond noir. Ainsi,
dans ce type de préparation, les zones blanches indiquent les régions les plus intensément
immunoréactives. Échelle: A-D=0,5 cm.
CHAPITRE 3.
CONCLUSION GÉNÉRALE
L'utilisation d'une technique d'imrnunohistochimie nous a permis d'étudier la distribution
tissulaire et cellulaire du marqueur de surface cellulaire 8B3. En effet, nous avons constaté que
la distribution neuroanatomique d'un épitope carbohydd reconnu par l'anticorps 8B3, est
prCsent dans des régions particulières du cerveau humain.
L'immunohistochimie de cet anticorps permet de rév6ler trois types de distribution de
I'épitope 8B3: des fibres, du neuropile et des neurones majoritairement multipolaires dont le
diamètre se situe entre 16-20 Pm. Le marquage obtenu semble être associé à certaines souspopulations neuronales bien spécifiques qui peuvent correspondre à des domaines fonctionnels
ou à des fonctions bien précises. Par exemple, le noyau réticulaire du thalamus ainsi que le
noyau paralaminaire de l'amygdale, sont les régions les plus intensément marquées. Le cortex
entorhinal et le complexe subiculaire sont les seules régions immunopositives de la formation
hippocampique. Enfin, on retrouve seulement quelques cellules immunoréactives dans le
putamen, le pallidum, le noyau basal de Meynert et dans le bulbe olfactif.
À la lumière de ces résultats et d'autres &des immunohistochimiques, nous pensons que
le marqueur de la matrice extracellulaire 8B3 pourrait être un atout important dans le phénomène
de plasticité neuronale dans certaines régions du cerveau. En effet, plusieurs protéoglycanes de
type chondroïtine sulfate sont exprimés relativement tard dans le développement, à la fin de la
période de plasticité synaptique, suggérant que l'élaboration de la matrice extracellulaire mature
peut être un élément important limitant la plasticit6 synaptique (Hockfield et coll., 1990).
D'autres investigateurs ont montré que les protéoglycanes de type chondroïtine sulfate
définissent des routes de prolifération et de migration, et que ces molécules sont aussi présentes
à la frontière séparant des structures adjacentes (Gates et coll., 1995). Dernièrement, Maeda et
coll. (1995) ont établi la caractérisation d'un marqueur de surface cellulaire similaire à 8B3,
nommé 6B4. Ils ont proposé que 6B4 pourrait jouer un rôle dans la modulation de la
morphogénèse et la différenciation des neurones, dépendant de leur distribution spatiotemporale
et de leurs types cellulaires dans le cerveau (Maeda et Noda, 1996; Nishimka et coll., 1996).
Le marqueur neuronal 8B3 n'ayant étC découvert que très récemment, son rôle n'a pas été
encore établi, favorisant ainsi la course aux spéculations. Cependant, il existe une certaine
variance entre les espèces quant à l'immunoréactivité pour 8B3,puisque quelques régions
cérébrales sont immunopositives chez certaines espèces et non chez d'autres (Pimenta et coll.,
1996; la présente &LI&). Par exemple, la rangée de cellules positives retrouvées à la bordure des
couches 1 et II du cortex chez les singes de 1'Ancien-Monde et chez l'humain, est absente chez
les singes du Nouveau-Monde, chez le chat, et chez le rat. Cette observation suggère une
certaine spécifcation 6 ~ 0 l u t i o ~ a k .
Il serait intéressant de poursuivre ces recherches avec des études de double marquage en
irnmunohistochimie compte tenu du fait que les informations concernant le marqueur 8B3 sont
très restreintes dans la littérature. Cette procédure nous permettrait de vérifier la possibilité que
les neurones immunopositifs pour 8B3 contiennent d'autres protéines ou de connaître les
neurotransmetteurs qu'ils utilisent. À première vue, la protéine bcl-2 semble être présente dans
des régions similaires au marqueur 8B3 (Bernier et Parent, 1997). De plus, la susceptibilité à
certaines neuropaihologies, des neurones exprimant 8B3 dans l'amygdale et l'hippocampe,
poumit être vérifiée sur des tissus de patients souffrant de la maladie d'Alzheimer, puisque le
lobe temporal est particulièrement affecté dans cette maladie.
BIBLIOGRAPHIE
Aggleton, J.P. and Mishkin, M. Projections of the amygdala to the thalamus in the cynomolgus
monkey. J. Comp. Neurol., 222 (1984) 56-68.
Aggleton, J.F. A description of the arnygdalohippocampal interconnections in the macaque
monkey . Erp. Brain Res., 64 ( 1 986) 5 15-526.
Aggleton, J.P., Friedman, D.P.and Mishkin, M. A cornparison between the connections of the
amygdala and hippocampus with the basai forebrain in the macaque. Exp. Brain Res., 67
(1 987) 556-568.
Akeson, R. and Warren, S.L. PCI2 adhesion and neurite formation on selected substrates are
inhibited by some glycosaminoglycanes a fibronectin-derived tetrapeptide. Erpl. Cell Res.
162 (1986)347-362.
Alonso, J.R. and Arnaral, D.G. Cholinergie innervation of the primate hippocarnpal formation.
1. Distribution of choIine acetyltransferase immunoreactivity in the Macuca fascicularis and
Macaca mulatta monkeys. 1.Comp.Neurol., 28 1 ( 1995) 1 35- 170.
Amaral, D .G. Amygdaiohippocampal and a m y gdalocortical projections in the primate brain. In:
Excitatory amino ocids and epi1ep.q (Schwartz, R. and Ben-Ari, Y. eds.). Plenum, New
York, (1986)3-17.
Amaral, D.G.and Cowan, W.M. Subcorticai afferents to the hippocarnpal formation in the
monkey. J. Cornp. Neurol., 189 (1980) 573-591.
Amard, DG.,and Insausti, R. Hippocarnpal formation. In: The human nervous system
(Paxinos, G. ed.). Acadernic Press, Sydney, ( 1 990)7 1 1-755.
Amard, D.G., Insausti, R. and Cowan, W.M. Evidence for a direct projection from the
superior temporal gyrus to the entorhind cortex in the monkey. Brani Res., 275 (1983)
263-277.
Amaral, D.G., Insausti, R and Cowan. W.M. The commissural connections of the monkey
hippocampal formation.J. Comp. Neurol., 224 (1984) 307-336.
Amaral, D.G., Avendano, C. and Benoit, R. Distribution of somatostatin like immunoreactivity
in the monkey arnygdala J. Comp. NeuroL, 284 (1989) 294-3 13.
Amaral, D.G.. %ce, J.L.,Pitkanen, A. and Cannichael, S.T. Anatomical organization of the
primate amygdaloid cornplex. in: The amygdala: neurobiological aspects of ernotion.
memory, and mental dysfunction (Aggleton, J.P. ed.). Wiley-Liss, New York,( 1992) 166.
Arimatsu, Y., Miyamoto, M., Nihonmatsu, 1, Hirata. K., Uratani, Y., Hatanaka, Y. and
Takiguchi-Hayashi, K. Proc. Natl. Acad. Sci. USA,89 (1992) 8879-8883.
Asanuma, C. Axonal arborisations of a magnocellular basai nucleus input and their relation to
the neurons in the thalamic reticular nucleus of rats. Proc. Narl. Acad. Sci. USA, 86
( 1989) 4746-4750.
Barbas, H., Haswell Henion, T.H.and Dermon, CR. Diverse thalamic projections to the
prefrontd cortex in the rhesus monkey. J. Comp. NeuroL, 3 13 (199 1) 65-94.
Beckstead, R.M. Afferent connections of the entorhinal area in the rat as demonstrated by
retrograde cell-labeling with horseradish peroxidase. Brain Res., 152 ( 1978) 249-264.
Beltramino, C. and Taleisnik, S. Facilitatory and inhibitory effects of electrochemical
stimulation of the amygdala on the release of luteinizing hormone. Brain Res., 144 ( 1 978)
95- 107.
Beltrarnino, C. and Taleisnik, S. Dual action of electrochemicd stimulation of the bed nucleus
of the stria terminalis on the release of LH. Neuroendocrinology, 30 (1980) 238-242..
Bernier, P. and Parent, A. A letter to Neuroscience. The anti-apoptosis bcl-2 proto-oncogene is
preferentially expressed in limbic structures of the primate brain. Neuroscience, 82 ( 1998)
635-640.
Bolam, J.P., Ingham, C.A. and Smith, A.D. The section-Golgi-impregnation procedure-3.
Combination of Golgi-impregnation with enzyme histochemistry and electmn microscopy
newons in the rat neostriatum. Neurosci.,
to characterize ace~lcholinesterase-containing
12 (1984) 687-709.
Bolam, J.P. and Smith, Y. The striatum and the globus pallidus send convergent synaptic
inputs ont0 single ceUs in the entopeduncular nucleus of the rat: A double anterograde
labeling saidy combined with postembedding immunocytochemistry for GABA. J. Comp.
Neurol., 32 1 (1992) 456-476.
Brittis, P.A., Canning, D.R.and Silver, I. Chondroitin sulfate as a regulator of neuronal
patterning in the retina Science,255 (1992) 733-736.
Burgess, W.H.and Maciag, T. The heparin-binding (fibroblast) growth factor family of
proteins. Annu. Rev. Biochem., 58 (1989) 575-606.
Carboneno, S., Gruver, M.M and Turner, D.C. Nerve fiber growth in culture on fibronectin,
collagen, and giycosaminoglycane substrates. J. Neurosci., 3 (1983) 2324-2335.
Carmona, A., Catalina-Herrera, C.J. and Jimérez-Castellanos, J. Nigrocaudate and
nigroputaminal projections in the monkey. Acta amt., 14 1 ( 199 1) 145- 150.
Carpenter, M.B.,Batton, R.R., III, Carleton, S.C. and Keller, J.T. Interconnections and
organization of pallidal and subthalamic nucleus neurons in the monkey. J. Comp.
Neurol., 197 (198 1a) 579-603.
Charara, A. and Parent, A. Brainstem dopaminergic, cholinergic and serotoninergic afferents to
the pallidum in the squirrel monkey. Brain Res., 640 ( 1994) 156- 170.
Cole, G.J. and McCabe, C.F. Identification of a developmentally regulated keratan sulfate
proteoglycan that inhibits ce11 adhesion and neurite outgrowtth. Neuron, 7 (199 1) 10071018.
Côté, P.-Y., Levitt, P. and Parent, A. Limbic system-associated membrane protein (LAMP)in
primate amygdala and hippocampus. Hippocampus, 6 (1996) 483-494.
43
Damon, D.H.,D'Amore, P.A. and Wagner, J.A. Sulfated glycosaminoglycanes modify
growth factor-induced neurite outgrowth in PC 12 cells. J. cell. Physiol., 135 ( 1988) 293300.
Davis, M. The role of the amygdda in fear and anxiety. ANUC Rev Neurosci., 15 (1992) 353-
375.
De Vito, J.L. and Smith, O.A. Afferent projections to the hypothalarnic area controlling
emotionai responses W C E R ) . Bmin Res., 252 (1982) 2 13-226.
Dewulf, A. Anatomy of the normal human thalamus: Topornetry and standardiied
nomenclature. Amsterdam: Elsevier, ( 1971).
DiFiglia, M. Synaptic organisation of cholinergic neurons in the rnonkey neostriatum. J. Comp.
Neurol., 255 ( 1987) 245-258.
DiFiglia, M. and Aronin, N. Ultrastructural features of immunoreactive somatostatin neurons in
the rat caudate nucleus. J. Neurosci., 2 (1982) 1267- 1274.
Dow, K.E.,Riopelle, R.J. and Kisilevsky, R. Domains of neuronal heparan sulphate
proteoglycans involved in neurite growth on laminin. Cell. Tissue Res., 265 (1991) 345351.
Dunn, J.D. Plasma corticosterone responses to elecvical stimulation of the bed nucleus of die
stria termindis. Brain Res., 407 (1987) 327-33 1.
Dunn, J.D. and Whitener, J. Plasma corticosterone responses to electncal stimulation of the
amygdaioid cornplex: Cytoarchitecniral specificity. Neuroendocrinology, 42 ( 1986)2 1 1-
Fibiger, H.C. The organization and some projections of cholinergic neurons of the mammalian
forebrain. Brain Res., 4 (1 982) 327-388.
Finch, D.M. and Babb, T.L. Demonstration of caudally directed hippocampal efferents in the
rat by intracellular injection of horseradish peroxidase. Brain Res., 2 14 (198 1) 405-4 10.
Finch, D.M., Nowlin, NL. and Babb. T.L. Demonstration of axonal projections of neurons in
the rat hippocampus and subiculum by intracellular injection of HRP. Brain Res., 271
(1983) 201-216.
Gates, M.A., Thomas, L.B.. Howard, E.M., Laywell. E.D., Sajin, B., Faissner, A., Gotz,
B., Silver, J. and Steindler, D.A. Cell and molecular analysis of the developing and adult
mouse subventricular zone of the cerebral hemispheres. J. Cump. Neurol., 36 1 ( 1995)
249-266.
Gerfen, C.R. The neostriatal mosaic: Compartmentalization of corticostriatal input and
striatonigral output systems. Nature, 311 (1 984) 46 1-463.
Gerfen, C.R. The neostriata1 mosaic. 1. Cornpartmental organization of projections frorn the
striatum to the substancia nogra in the rat. J. Comp. Neurol., 207 (1985) 283-303.
Gerfen, C.R. The neostriatal mosaic: Multiple levels of cornpartmental organization in the basal
ganglia, Annu. Rev. Neurosci., 15 ( 1992) 285-320.
Gerfen, C.R., Baimbridge, K.C. and Thibault, J. The neostriatal mosaic. III. Biochemical and
developmental dissociation of dual nigrostriatal doparninergic systems. J. Neurosci., 7
(1987) 3935-3944.
Gilbert, S.C. Developmental biology, Sinauer Associates, Sunderland, ( 1994) 107.
Giorgio, M. and Jones, E.G. Toward an agreement on terminology of nuclear and subnuclear
divisions of the motor thalamus. J. Neurosurg., 86 (1997) 77-92.
Goldman-Rakic, P.S.and Nauta, W.J.H.An intricately patterned prefrontocaudate proiection
in the rhesus monkey. J. Comp. Neurol., 1 (1977) 369-386.
Goldman-Rakic, P.S. and Pomno, L.J. The primate mediodorsal (MD) nucleus and its
projection to the frontal lobe. J. Comp. NeuroL, 242 (1985) 535-560.
Goldman-Rakic, P.S., Selemon, L.D. and Schwartz, M.L. Dual pathways connecting the
dosolateral prefrontal cortex with the hippocampal formation and parahippocampal cortex
in the rhesus monkey. Neuroscience, 12 (1984) 7 19-734.
Goodman, C.S. and Shaa, CJ. Developemntal mechanisms that generate precise patterns of
neuronal comectivity. Cell72AVeuron, 1O (Suppl.) (1993) 77-98.
Gray, T.S., Moga, M.M. and Magnuson, DJ. Efferent projections from the central nucleus of
the amygdala (CNA): Reexamination using the PHA-Lanterograde tracing method. Soc.
Neurosci, Abstr., 12 (1986) 1173.
Graybiel, A.M. Neurotransmitten and neuromodulaton in the basal ganglia, Trends Neurosci.,
13 ( 1990) 244-253.
Graybiel, A.M. and Ragsdale, C-WJr. Histochemistry distinct compartments in the striatum of
human, monkey and cat demonstrated by acetylcholinesterase staining. Proc. Natl. Acad.
SC^. USA, 75 (1978)5723-5726.
Graybiel, A.M., Ragsdale, C.W.Jr., Yoneoka, ES. and Elde, R.P. An immunohistochemical
study of enkephalins and other neuropeptides in the striatum of the cat with evidence that
the peptides are arranged to form mosaic patterns in register with striosomal c o m p m e n t s
visible by acetylcholinesterase staining. Neuroscience, 6 (1981)377-397.
Green, J.D. The hippocarnpus In: Handbook of Physiology, Sect. 1, Vol. II. (Field. J. ed.).
American Physiological Society,Washington, D.C., ( 1964) 56 1-608.
Groenewegen, H.J., Room, P., Witter, M.P. and Lohman, A.H.M. Cortical afferents of the
nucleus accumbens in the cat, studied with anterograde and retrograde transport
techniques. Neuroscience. 7 ( 1982) 977-995.
Hassler, R. Anatomy of the thalamus. In: Introduction to stereotuxis with an atlas of the hwnan
brain.(Schaltenbrand, G. and Bailey, P.eds). Stuttgart: Thieme,(1959)230-290.
Hawkes, R., Niday. E. and Matus, A. Monoclonal antibodies identifiy novel neural antigens.
Proc. Natl. Acad, Sci. USA, 79 (1982)2410-2414.
Hauati, L.-N. and Parent, A. Convergence of subthalarnic and striatal efferents at palidal level
in primates: An anterograde double-labeling study with biocytin and PHA-L.Brain Res..
569 (1992a)336-340.
Han&, L.-N. and Parent, A. The striatopaiiidal projection displays a high degree of anatomical
specificity in the primate. Brain Res., 592 ( 1 WZb) 2 13-227.
Hirai, T. and Jones, E.G. A new parcellation of the human thalamus on the basis of
histochemical staining. Bruin Res. Rev., 14 (1989) 1-34.
Hockfield, S. A monoclonal antibody to a unique cerebellar neuron generated by
immunosuppression and rapid imrnunization. Science, 237 (1 987) 67-70.
Hockf~eld,S. Proteoglycans in neural development. Semin. Dev. BioL , 1 ( 1990) 55-63.
Hockfield, S. Carlson, S., Evans, C., Levitt, P., Pintar,J. and Silberstein, L. Molecular Probe
of the Nervous System. New York: Cold Spring Harbor Press., ( 1994).
Hockf~eld,S. and Mackay, R.D. A surface antigen expressed by a subset of neurons in the
vertebrate central nervous system. Proc. Nd.Ac&. Sci USA, 80 (1983) 5758-576 1.
Hocfield, S., Mackay, R.D.G.,Hendry, S.H.C.and Jones, E.G. A surface antigen that
identifies ocular dominance columns in the visual cortex and larninar features of the lateral
geniculate nucleus. Cold SpBng Harbor Symp. Qeuant. BioL, 48 (1 983) 877-890.
Hopkins, D.A. and Holstege, G. Amygdaloid projections to the mesencephalon, pons and
medulla oblongata in the cat. Exp. Brain Res., 32 (1978) 529-547.
Hopkins, D.A. and McLean, J.H. Amygdalo tegmentai projections in the cat and rnonkey
demonstrated by means of the anterograde transport of horseradish peroxidase. Anal.
Thec., 199 (1981) 118A-119A.
Hreib, K.K.and Rosene, D.L. Basal forebrain projections to the hypothalamus and brain stem
in the rhesus monkey. Soc. Neurosci. Abstr., 13 (1987) 444.
Hsu, S.M., Raine, L., Fanger, A. Use of avidin-biotin peroxidase complex (ABC) in
ùnmunoperoxidase techniques: a cornparison between ABC and unlabeled antibody ( P M )
procedure. J Histochem ., 29 (198 1) 577-580.
Irle, E. and Markowitsch, H.J. Single and combined lesions of the cat's mediodorsal nucleus
and the mamillary bodies Iead to severe deficits in the acquisition of an alternation task.
Behav. Brain Res., 6 (1982) 147-165.
Ishai-Michaeli, R. Eldor, A. and Vlodavsky, 1. Heparanase activity expressed by platelets,
neutrophils, and lymphoma cells releases active fibroblast growth factor from extracellular
matrix. Cell Reg., 1 (1990) 833-842.
Jessel, T.M. Adhesion molecules and the hierarchy of neural development. Neuron, 1 (1988)
3-13.
Jones, E.G.and Leavitt, R.Y. Retrograde axonal transport and the demonstration of nonspecific projections to the cerebral cortex and striamm h m thalamic intralarninar nuclei in
the cat, rat and monkey. J. Comp. Neurol., 154 ( 1974) 349-378.
Kawaguchi, Y., Wilson, C.J. and Emson, P.C. Intracellular recording of identified neostriatal
patch and matrix spiny cells in a slice preparation preserving cortical inputs. J.
Neurophysiol., 62 (1989) 1052- 1068.
Kemp, J.M. and Powell. T.P.S. The structure of the caudate nucleus of the cat: An light and
electron microscopie study. Philos. Truns. R. Soc. London, 262 (197 1 ) 383-40 1.
Kievit, J. and Kuypers, H.G.J.M.Organization of the thalamo-cortical connexions to the
frontal lobe in the rhesus monkey. Exp. Brain Res., 29 (1977) 299-322.
Kobayashi, R.M., Palkovits, M., Kopin, LJ. and Jacobowitz, D.M. Biochemical mapping of
noradrenergic nerves arising from the rat locus coenileus. Brain Res., 77 (1974) 269-279.
Kohler, C. Morphological details of the projection from the presubiculum to the entorhinal area
as shown with the novel PHA-L immunohistochernical tracing method in the rat.
Neurosci. Let?., 45 (1984) 285-290.
Kohler, C., Shipley, M.T., Srebro, B. and Harkrnark, W. Some retrohippocampal afferents to
the entorhind cortex. Cells of origin as studied by the HRP method in the rat and mouse.
Neurosci. Letr., 10 (1978) 1 15- 120.
Krettek, J.E.and Price, J.L. A description of the amygdaloid complex in the rat and cat with
observations on intra-arnygdaloid axond connections. Contp. Neural., 178 (1 978) 255-
.l
280.
Kultas-Illinski, K. and Illinski, I.A. Fine structure of the magnocellular subdivision of the
ventral anterior thalamic nucleus (VAmc) of Macaca mulana: II. Organization of
nigrothalarnic afferents as reveded with EM autoradiography. J. Comp. Neurol., 294
( 1990)479-489.
Künzle, H. Bilateral projections fkom precentral motor cortex to the putamen and other parts of
the basal ganglia: An autoradiographic study in Macaca fascicularis. Brain Res., 88
(1975) 195-209.
Lafont, F., Rouget, M., Triller, A., Prochiantz, A. and Rousselet, A. In vitro control of
neuronal polarity by glycosaminoglycanes. Devl., 1 14 ( 1992) 17-29.
Lander, C., Kind, P., Maleski, M. and Hockfield, S. A family of activity-dependent neuronal
cell-surface chondroitin sulfate proteoglycans in cat visual cortex. Journal of
Neuroscience, l7(6) ( 1997) 1928-1939.
Lander, C., Zhang,H. and Hockfield, S. Neurons produce a neuronal ce11 surface-associated
chondroitin sulfate proteoglycan. Journal of Neuroscience, 18(1) ( 1998) 174-183.
Levitt, P. A monoclonal antibody to limbic system neurons. Science, 223 (1984) 29930 1.(1984)
Levitt, P. Relating molecular specificity to normal and abnormal brain development. Ann. NY
Acad. Sci., 450 (1985) 239-246.
Levitt, P. Expermental approaches that reveal principles of cerebral development. In: The
Cognitive Neuroscience (Gazzaniga, M.S.ed.). Cambridge: The MIT Press ( 1994) 147163.
MacLean, P.D.,
Delgado, J.M.R. Elecuical and chernical stimulation of frontotemporal portion
of limbic system in the waking animal. Electroencephalogr Clin NeuruphysioL , 5 ( 1953)
91-100.
49
MacLean, PD. The triune brain in evolution: role in paleocerebralfwictions. New York,
Plenum Press, ( 1989).
Maeda, N., Hamanaka, H.,Oohira, A. and Noda, A. Purification, characterization and
developmental expression of a brain-specific chondroitin sulfate proteoglycan, 6B4
proteogIycan/phosphacan. Neuroscience, 67 (1 995) 23-35.
Maeda, N. and Noda, A. 6B4 proteoglycan/phosphacan is a repulsive substratum but prornotes
rnorphological differentiation of cortical neurons. Dev. SuppL, 122 (1 996) 647-658.
Margolis, R.K.and Margolis, R.U. Nervous tissue proteoglycans. Experientia, 49 (1993) 429446.
Massagné, J. A helping hand frorn proteoglycans. Curr. Biol., 2 (199 1) 1 17- 1 19.
Matthew, W.D. and Sandrock, A.W. Cyclophosphamide treatment used to manipulate the
immune response for the production of monoclonal antibodies. J. immunol. Methods,
100: 1-2 (1987) 73-82.
McKay, R.D.G.and Hookfieid, S. Monoclonal antibodies distinguish antigenically discrete
neuronal types in the vertebrate centrai nervous system. Proc. Natl. Acad. Sci USA, 79
( 1982) 6747-6751.
Middleton, F.A. and Strick, PL. Anatornicai evidence for cerebellar and basal ganglia
involvement in higher cognitive function. Science, 266 (1994) 458-46 1.
Milner, T.A., Loy,R. and Arnaral, D.G. An matornical study of the developrnent of the septohippocarnpal projection in the rat. Brain Res., 8 (1983)343-37 1.
Morin, F. An experimental study of hypothalarnic connections in the guinea pig. J. Comp.
Neurol., 92 (1950) 193-2 13.
Nauta, H.J.W. and Mehler, W.R. Projections of the lentiform nucleus in the monkey. Brain
Res., 1 (1966) 3-42.
50
Nauta, H.J.W. Projections of the pallidum complex: An autoradiographic study in the cat.
Neurosci., 4 (1979) 1853- 1873.
Nieuwenhuys, R., Voogd, J., van Huijzen, C. The Human Nervous System. SpringerVerlag, Berlin, (1988) 1-437.
Nishimka, M., Ikeda, S., Arai, Y., Maeda, N. and Noda, M. Ce11 surface-associated
extracellular distribution of a neural proteoglycan, 6B4 proteoglycan/phosphacan, in the
olfactory epithelium, olfactory nerve, and cells rnigrating dong the olfactory nerve in chick
embryos. Neurosci. Res., 24 ( 1996) 345-355.
Oakley, R. A. and Tosney, K. W. Peanut agglutinin and chondroitin-6-sulfate are molecula.
markers for tissues that act as barriers to axon advance in the avian emryo. Devl. Biol..
147 (1991) 187-206.
Ohye, C. Thalamus. In: The h m n nemous system (Paxinos, G . ed.). San Diego. Acadernic
Press, ( 1990)439-468.
Olszewski, J. The thalamus of the Macaca rnulutra. An atlas for use with the stereotaxic
instrument. Basel: Karger, ( 1952).
Pandya, D.N., Van Hoesen, G.W.and Domesick, V.B. A cingulo-arnygdaloid projection in
the rhesus monkey. Brain Res., 61 (1973)369-373.
Papez. J.W. A proposed mechanism of emotion. Arch Neurol Psychiat.. 38 (1937) 725-738.
Parent, A. Comparative Neurobiology of the Baral Ganglia, Wiley ,New York, ( 1986).
Parent, A. Extrinsic connections of the basal ganglia, Trends Neurosci.. 13 (1990)254-258.
Parent, A. and De Bellefeuille, L. Organization of efferent projections from the intemal segment
of the globus pallidus in primate as revealed by fluorescence retrograde labeling method.
Brain Res., 245 ( 1 982) 1 1-27.
51
Parent, A., Mackey, A. and De Bellefeuille, L. The subcortical afferents to caudate nucleus and
putamen in primate: A fluorescence retrograde double Iabeling snidy. Neurosci., 10
(1983) 1137-1 150.
Parent, A., Bouchard, C. and Smith, Y. The sajatopallidal and striatonigral projections: Two
distinct fiber systems in primate. Brain Res., 303 (1984) 385-390.
Parent, A.. Hazrati, L.-N.and Lavoie, B. The pallidum as a dud structure in primates. In: me
Basal Ganglia, III (Bernadi, G., Carpenter, M.B., Di Chiara, G., Morelli, M. and
Stanzione, P. eds). Plenum Press, New York, (1991) 8 1-88.
Parent, A.and Smith,Y., Filion, M. and Dumas,J. Distinct affexents to internai and extemal
pallidal segments in the squirrel monkey,Neurosci. Les, 96 ( 1989) 140-144.
Paxinos, G. The hwnan nervous system. Acadernic Press, San Diego, (1990) 583-755.
Perris, R. and Johansson, S. Inhibition of neural crest ce11 migration by aggregating
chondroitin sulfate proteoglycan is mediated by their hyaluronan-binding region. Devl.
Biol., 137 (1990) 1-12.
Pimenta, A.F., Strick, P.L.and Levitt, P. Specification of cortical and subcortical population
of neurons revealed by monoclonal anûbody 8B3. Societyfur Neuroscience Abstracts, 22
(1996) 1632.
Price, J.L. Olfactory system. In: The human nervous system (Paxinos, G.. ed.). Academic
Press, San Diego, (1990) 979-998.
Price, J.L. and Amaral, D.J. An autoradiographic study of the projewctions of the centrai
nucleus of the monkey amygdala. J. Neurosci., 1 ( 198 1) 1242-1259.
Price, J.L.. Russchen, ET.and Amaral, D.J. The limbic region. II: The amygdaloid cornplex.
Handb. C h .Neurounur., 5 ( 2 987) 279-38 1.
Royce, G.J. Recent research on the centromedian and parafascicular nuclei. In: n i e Basal
Ganglia II: Structure and Functions Curent Concepts (Carpenter, M.B.and Jayararnan A.
eds.). Plenum Press. New Yory, 32 (1987) 293-319.
Ruoslahti, E., Yamaguchi, Y. Roteoglycans as modulators of growth factor activities. Cell, 64
(1991) 867-869.
Sadikot, A.F., Parent, A. and François, C., Efferent connections of the centro-median and
parafascicular thdamic nuclei project respectively to the sensorimotor and associativelimbic striatal temtories in the squirrel monkey .Brah Res., 5 10 ( 1 990) 16 1 - 1 65.
Sadikot, A.F., Parent, A. and François, C., Efferent connections of the centro-median and
parafascicular thalamic nuclei in the squirrel monkey: A PHA-L studt of subcortical
projections. J. Comp. Neurol., 3 15 (1992a) 137-159.
Sadikot, A.F., Parent, A. and François, C., Efferent connections of the centro-median and
parafascicular thalamic nuclei in the squiml monkey: A light and electron microscopie
study of the thalamostriatal projection in relation to striatal heterogeneity. J. Comp.
Neurol., 320 ( 1 9Wb) 228-242.
Sakai, S.T.,Inase, M. and Tanji, J. Cornparison of cerebellothalarnic and pdlidothalamic
projections in the monkey (Macaca fuscuta): a double anterograde labeling study. J .
Comp. Neurol., 368 (1996) 215-228.
Saksela, 0. and Rifkin, D.B. Release of basic fibroblast growth factor-heparan sulfate
complexes from endothelid cells by plasminogen activator-rnediated proteolytic activity. J.
Cell Biol., 1 10 ( 1 990) 767-775.
Schlessinger, J . , Lax, I., Lemmon, M. Regulation of growth factor activation by
proteoglycans: What is the role of the low affhity receptors? Cell, 83 (1995)357-360.
Schmahmann, J.D. and Pandya, D.N. Anatornical investigation of projections from thalamus to
posterior parietal cortex in the rhesus monkey: a WGA-HRP and Ruorescent tracer study.
J. Comp. Neurol.,295 ( 1990) 299-326.
Smith, Y. and Parent, A. Differential connections of caudate nucleus and putamen in the
squirrel monkey (Saimiri sciureus).Neuroscience, 18 ( 1 986) 347-37 1 .
53
Smith, Y.,Hazrati, L A . and Parent, A. Efferent projections of the subthalamic nucleus in the
squÏrre1 monkey as snidied by the PHA-L anterograde &ng
methoci. J. Comp. Neurol.,
294 (1990) 306-323.
Snow, D.M. and Letoumeau, P.C. Newite outgrowth on a step gradient of chondroitin sulfate
proteoglycan. J. Neurobiol., 23 ( 1992) 322-336.
Snow, D-M., Watanabe, M., Letourneau, P.C. and Silver, J. A chondroitin sulfate
proteoglycan may influence the direction of retinal ganglion ce11 outgrowth. Devl., 138
(1991) 1473-1485.
Sorensen, K.E. Projections of the entorhind area to the striatum. nucleus accumbens, and
cerebral cortex in the guinea pig. J. Comp. Neurol., 238 (1 985) 308-322.
Squire, L.R.and Zola-Morgan, S. The neuropsychology of memory: new links between
humans and expenmental animals. Ann NY Acad Sci., 444 (1985) 137-149.
Stephenson, D.T.and Kushner, P.D. An atlas of rare neuronal surface antigens in the central
nervous system. J. Neurosci., 8 ( 1988) 3035-3056.
Takagi, H., Somogyi, P., Somogyi, J. and Smith, A.J. Structural studies on a type of
somatostatin-immunoreactive neuron and its synaptic connections in the rat neosuiatum;
Correlated light and electron microscopic study. J. Cornp. Neurol., 214 (1983) 1-16.
Thompson, R.L.and Cassel, M D . Projections of the rat central nucieus of the arnygdda to the
ventral medulla. Soc. Neurosci. Abstr., 13 (1987) 729.
Totterdel, S., Bolam, J.P. and Smith, A.D. Characterization of pallidonigral neurons in the rat
by a combination of Golgi impregnation and retrograde transport of horseradish
peroxidase: Their monosynaptic input from the neostriatum. J. Neurocyr., 13 ( 1984)
593-6 16.
Vema, J.-M.. Fichard, A. and Saxod, R. Influence of glycosaminoglycanes on neurite
morphology and outgrowth patterns in vitro. Int. J. devl. Nneurosci., 7 (1989) 389-399.
54
Vincent, S.R., Kimura, H. and McGeer, E.G. GABA-hansrninase in the basal ganglia: A
pharmacohistochemical study. Brain Res.. 25 1 (1982a) 93- 104.
Vuillet, J., Kerkerian, L., Salin, P. and Niouilon, A. Ultrastructural features of NPYcontaining neurons in the rat neostriatum. Brain Res., 477 (1989) 24 1-25 1.
Walker, AB. Nord and pathological physiology of the human thalamus. In: Stereotaxy of
the human brain. Anatomical, physiological and clinical applications, second edition
(Schaltenbrand, G. and Walker, A.E. eds). Stuttgart: Thieme, (1982) 181-217.
Witter, M.P., Room, P.,Groenwegen, H.J. and Luhman, A.H.M. Reciprocd connections of
the insular and piriforni claustrum with limbic cortex: An anatomicd study in the cat.
Neuroscience, 24 (1988b) 5 18-539.
Yayon, A., Klagsbrun, M.. Esko, J.D., Leder, P. and Ornitz, D.M. Ce11 surface, heparin-like
molecules are required for binding of basic fibroblast growth factor to its high affinity
receptor. Cell, 64 ( 199 1) 84 1-848.
IMAGE EVALUATION
TEST TARGET (QA-3)
=
-.
.
------
APPLIED
,
IMAGE.Inc
1653 East Main Street
, Rochester. NY 14609 USA
Phone: 7161482-0300
Fax: 716/28&5989
O 1993. A p p ( i i Image. Inc. AI1 Rlghts Resenred