Le virus de la maladie de Marek et ses interactions avec la peau

Journal Identification = VIR Article Identification = 0562 Date: April 18, 2014 Time: 3:42 pm
revue
Virologie 2014, 18 (2) :75-86
Le virus de la maladie de Marek
et ses interactions avec la peau
Mathilde Couteaudier
Caroline Denesvre
INRA, UMR1282,
Unité d’infectiologie et santé publique,
ISP,
Équipe BIOVA,
37380 Nouzilly, France
<[email protected]>
Résumé. Le virus de la maladie de Marek (MDV) est un herpesvirus hautement
contagieux, qui induit une immunosuppression et des lymphomes T chez la poule.
Ce virus continue à circuler dans les élevages en dépit d’une vaccination large-
ment pratiquée depuis 40 ans, avec un impact économique important au niveau
mondial. Les follicules plumeux de la peau, qui permettent la genèse et l’ancrage
des plumes, sont l’unique source d’excrétion connue du MDV dans le milieu
extérieur. Ce tissu est à l’origine de la contamination de l’environnement et de
la transmission du MDV entre oiseaux. Les cellules épithéliales des follicules
plumeux sont les seules cellules identifiées produisant une grande quantité de
virions infectieux matures, visibles par microscopie électronique à transmission
et à partir desquelles des virions infectieux ont été purifiés. Enfin, les plumes
prélevées sur les animaux ainsi que les poussières d’élevage sont aujourd’hui
considérées comme d’excellents matériaux afin de suivre la vaccination, la circu-
lation des virus pathogènes et la contamination de l’environnement. Cet article a
pour objectif de résumer l’ensemble des connaissances actuelles sur l’interaction
du MDV avec la peau et de proposer de nouvelles approches qui pourraient
résoudre d’importantes questions biologiques relatives au MDV.
Mots clés : virus de la maladie de Marek, peau, plume, réplication, morphogenèse
virale
Abstract. Marek’s disease virus (MDV) is a highly contagious herpesvirus which
induces immunosuppression and T-cell lymphoma in chicken. This virus still cir-
culates in flocks despite forty years of vaccination, with important economical
losses at the world level. The feather follicles, which allow feathers morphogene-
sis and their anchor into the skin, are the unique known source of MDV excretion.
This tissue causes environment contamination and MDV bird-to-bird transmis-
sion. Epithelial cells from the feather follicles are the only identified cells, in
which high levels of infectious mature virions are visible by transmission elec-
tron microscopy and from which cell-free infectious virions have been purified.
Finally, feathers harvested on animals and poultry dust are today considered
as excellent materials in order to follow vaccination, circulation of pathogenic
viruses and environment contamination. This article aims at summarizing the
current knowledge on MDV-skin interactions and at suggesting new approaches
which could solve important questions on MDV biology.
Key words: Marek’s disease virus, skin, feather, replication, viral morphogenesis
Abréviations*
CEF : fibroblastes embryonnaires de poule
GaHV-3 : Gallid herpesvirus de type 3
HHV-1 : herpesvirus humain de type 1
HVT : herpesvirus du dindon (aussi dénommé MeHV,
Meleagrid herpesvirus)
Tirés à part : C. Denesvre
MD : maladie de Marek
MDV : virus de la maladie de Marek (aussi dénommé
GaHV-2, Gallid herpesvirus de type 2)
MET : microscopie électronique à transmission
pi : post-infection
PRV : virus de la pseudorage
qPCR : PCR quantitative
*Il est à noter que la plupart des abréviations utilisées
dans cette revue sont d’origine anglophone.
doi:10.1684/vir.2014.0562
Virologie, Vol 18, n◦2, mars-avril 2014 75
Pour citer cet article : Couteaudier M, Denesvre C. Le virus de la maladie de Marek et ses interactions avec la peau. Virologie 2014; 18(2) : 75-86 doi:10.1684/vir.2014.0562
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Introduction
La maladie de Marek (MD) est une maladie associée à
une immunosuppression transitoire et à des lymphomes T
mortels chez la poule. La MD est à l’origine de pertes éco-
nomiques importantes dans le monde, estimées à plus d’un
milliard de dollars par an [1]. Bien que la MD ait été décrite
en 1907 par Joszef Marek, le virus responsable de cette
maladie, nommé virus de la maladie de Marek (MDV) ou
Gallid herpesvirus de type 2 (GaHV-2), ne fut isolé qu’en
1967, indépendamment au Royaume-Uni [2] et aux États-
Unis [3]. Ce virus appartient à la famille des Herpesviridae,
à la sous-famille des Alphaherpesvirinae, au genre Mardi-
virus (pour « Marek Disease Like Viruses »). En raison de
ses propriétés biologiques, il a longtemps été classé dans
les Gammaherpesvirinae. En 2002, suite au séquenc¸age
complet de son génome, il a été reclassé dans un nou-
veau genre d’alphaherpesvirus, les Mardivirus, dont il est
le prototype [4]. À ce jour, quatre autres espèces virales
appartiennent à ce genre, dont deux proches du MDV au
plan génétique et antigénique mais non pathogènes pour les
gallinacés, le Gallid herpesvirus de type 3 (GaHV-3) et le
Meleagrid herpesvirus (MeHV), communément dénommé
Herpesvirus du dindon (HVT).
Le premier vaccin efficace contre la MD a été obtenu en
1969, époque à laquelle cette maladie induisait une forte
mortalité et morbidité [5-7]. Il s’agissait du 1er vaccin effi-
cace contre le développement de tumeurs viro-induites. Une
importante vaccination, pratiquée dans les élevages aviaires
dès 1971, a permis l’essor de la production industrielle
d’œufs et de viande de poulet. Trois types de vaccins sont
actuellement utilisés, tous « vivants » : une souche atténuée
de GaHV-2 (CVI988/Rispens) [8], une souche de GaHV-3
(SB-1) ou une souche de HVT [7, 9].
Le virus de la maladie de Marek
Une particule infectieuse d’herpesvirus est constituée d’une
capside centrale contenant le génome viral, d’une couche
protéique complexe (plus de 15 protéines) appelée tégu-
ment, et d’une bicouche lipidique aussi appelée enveloppe
virale, dans laquelle sont ancrées une dizaine de glycopro-
téines d’enveloppe. Le génome du MDV est un ADN double
brin linéaire d’environ 175 kb. Il est composé de deux
séquences uniques, une courte (US) et une longue (UL),
encadrées de séquences répétées terminales (TR) et internes
(IR). Ce génome comporte une centaine de phases ouvertes
de lecture et code plus de 70 protéines dont la plupart pos-
sèdent des orthologues chez les autres alphaherpesvirus.
Parmi les protéines conservées, on trouve des enzymes,
des protéines de capside (comme la protéine majeure de
capside VP5 codée par UL19), des protéines de tégument
(comme les protéines VP13/14 et VP22 codées par UL47 et
UL49 respectivement) ou des protéines d’enveloppe. Un
faible nombre de protéines sont spécifiques au MDV
comme l’oncoprotéine Meq, la phosphoprotéine pp38 ou
bien la protéine vIL8, homologue de l’interleukine 8 de
poule. Le MDV code aussi des ARN qui ne sont pas traduits
en protéines, comme les ARN LAT (latency-associated
transcripts), des microARN ou une sous-unité ARN de la
télomérase (vTR) [10-12].
Comme avec tous les herpesvirus, l’infection cellulaire
aboutit soit à un cycle lytique, produisant des particules
virales infectieuses soit à la latence virale, où le génome
viral persiste dans le noyau des cellules infectées, sans pro-
duction de particules virales. Contrairement à la plupart des
alphaherpesvirus, le MDV ne rentre pas en latence dans les
neurones, mais dans les lymphocytes T. Il est important
de noter que la protéine Meq s’exprime aussi bien durant
l’infection lytique que durant la latence [13].
En culture, la réplication virale est efficace uniquement sur
des cellules primaires de poule ou de canard. De plus, le
virus MDV ne peut pas être purifié à partir de lysats ou de
surnageants de culture. Cela implique que les infections par
MDV s’effectuent uniquement par co-culture de cellules
infectées avec des cellules naïves. Cela a également des
conséquences sur la nature unique des vaccins GaHV-2,
qui sont constitués de cellules vivantes infectées congelées
en azote liquide.
Les virus MDV sont classés en fonction de leur pathotype :
faiblement virulent (mMDV), virulent (vMDV), très viru-
lent (vvMDV) et hypervirulent (vv + MDV) [14]. Il existe
aussi des souches atténuées utilisées en vaccination, comme
déjà mentionné.
Physiopathologie de la maladie
de Marek
Le modèle actuel de la physiopathologie de la MD, sché-
matisé sur la figure 1, a été initialement proposé par Bruce
Calnek [15, 16]. Le MDV entre dans l’organisme par voie
respiratoire, après inhalation de poussières contaminées
[17, 18]. Là, il y infecte les lymphocytes B associés au
tissu lymphoïde des bronches [19], avant d’être transporté
dans les principaux organes lymphoïdes (bourse de Fabri-
cius, thymus, rate). Rappelons ici que les oiseaux n’ont
pas de ganglions lymphatiques comme les mammifères et
que la bourse de Fabricius est un organe spécifique des
oiseaux où s’effectue la sélection des lymphocytes B. Après
son amplification dans les lymphocytes B, le MDV infecte
les lymphocytes T activés, principalement CD4 positifs.
Un très faible nombre de ces lymphocytes T subiraient
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Tractus respiratoire
(inhalation)
Infection
SORTIE
Virions
infectieux matures
(squames, poussières
d’élevage)
Mort
Tumeurs
= Lymphome T
(rares cellules en
cycle lytique)
L
T
transformé
(latence)
L
T
infecté
en latence
Transformation
Latence
Phase cytolytique précoce
Immunosuppression
Au repos
Activé
Infection lytique
Infection
Infection
lytique
Excrétion
Peau
FP
Infection
lytique
ENTRÉE
L
B
L
T
L
T
L
T
L
T
Figure 1. Physiopathologie de la maladie de Marek, adaptée du modèle de Calnek. FP : follicule plumeux ; LB: lymphocyteB;L
T:
lymphocyte T.
un processus de transformation conduisant à la formation
d’un lymphome T, monoclonal voire oligoclonal [20]. Ce
lymphome est localisé préférentiellement dans les organes
viscéraux (reins, rate, foie, gonades), les nerfs périphé-
riques, la peau et les muscles. Le MDV demeure en phase
de latence dans la plupart des lymphocytes T infectés, y
compris transformés. Au niveau des lymphomes induits
par le MDV, les antigènes viraux du cycle lytique sont
exprimés dans moins de 0,01 % des cellules tumorales,
cellules dans lesquelles des particules virales sont détec-
tables par microscopie électronique à transmission (MET)
[21]. Assez précocement au cours de l’infection, le virus
est transporté au niveau de la peau, et plus particulièrement
dans les follicules plumeux. L’épithélium de ce tissu infecté
est l’unique siège d’excrétion du virus dans le milieu exté-
rieur. Les squames et les débris de plumes constituent la
principale source de contamination des animaux en condi-
tions naturelles. La transmission d’un animal à un autre
se fait exclusivement par voie horizontale. Il n’y a pas de
transmission verticale du virus de la poule à l’œuf, même si
l’embryon peut être infecté expérimentalement après inocu-
lation dans l’œuf [22]. Cette voie est d’ailleurs la principale
voie de vaccination utilisée aujourd’hui aux États-Unis et au
Brésil.
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L’interaction du MDV avec la peau est à l’origine de sa per-
sistance en élevage et peut-être également de son évolution
vers des génotypes de plus en plus virulents, comme cela a
été proposé par certains auteurs [23, 24]. Aussi, avons-nous
choisi de présenter dans cette revue l’état des connaissances
actuelles sur l’interaction du MDV avec la peau de la poule.
Pour d’autres aspects sur le MDV, se reporter aux revues
ou ouvrages de référence suivants [25-27].
Peau et follicules plumeux de la poule
La peau constitue la principale barrière de protection de
l’organisme contre les éléments extérieurs chez les ver-
tébrés. La peau des oiseaux est différente de celle des
mammifères. En effet, elle est moins épaisse, ne contient
pas de glandes sébacées mais surtout comporte des plumes
à la place des poils. Cependant, sa structure histologique
reste comparable [28, 29]. Elle est constituée d’un derme
et d’un épiderme séparés par une membrane basale (ou
lame basale). Les différentes couches de la peau peuvent
être caractérisées par des marqueurs cellulaires présentés
sur la figure 2 [30-34]. Le derme des oiseaux, consti-
tué principalement de tissu conjonctif, est relativement
mince en comparaison de celui des mammifères. Il est
composé d’une assise superficielle (ou stratum superfi-
ciale) et d’une assise profonde (ou stratum profundum).
Au-dessus du derme se trouve la membrane basale, consti-
tuée principalement de lamine, de collagène de type IV et
de protéoglycanes, organisés en une couche fine et conti-
nue. Elle fonctionne comme un filtre moléculaire et permet
également aux cellules basales de l’épiderme de s’ancrer au
moyen d’hémidesmosomes. L’épiderme, épithélium pavi-
menteux pluristratifié et kératinisé, est constitué d’une
couche profonde (stratum germinativum) et d’une couche
cornée (stratum corneum). La couche profonde est compo-
sée de trois couches cellulaires superposées, les couches
basale, intermédiaire et transitionnelle (figure 2). La couche
basale, reposant sur la membrane basale, est formée
de petites cellules cubiques, non différenciées, avec une
forte activité mitotique. Les cellules filles peuvent alors
migrer passivement par poussée vers les couches super-
ficielles. La couche intermédiaire résulte de la division
des cellules cubiques de la couche basale. Chez les
oiseaux, cette couche est similaire à la couche épineuse des
mammifères. La couche transitionnelle est spécifique de
la peau des oiseaux. Elle est composée de deux à trois
couches de cellules aplaties, allongées et contenant un grand
nombre de vacuoles lipidiques intracellulaires. La couche
superficielle de l’épiderme ou couche cornée est formée
de cornéocytes. Ce sont des cellules mortes, anucléées,
kératinisées, aplaties et organisées en feuillets.
Les cellules basales de l’épiderme vont subir une différen-
ciation constante au fur et à mesure de leur progression
vers la surface, pour aboutir finalement aux cornéocytes.
Ce processus physiologique s’achève par la perte des orga-
nites, la formation de vacuoles lipidiques et de fibrilles de
kératines dans le cytoplasme ainsi que d’une enveloppe
épaisse sous la membrane plasmique [29]. Le détachement
régulier des cornéocytes, appelé exfoliation ou desqua-
mation, permet un renouvellement continu de l’épiderme
par les cellules de la couche inférieure. Ce processus
Couche cornée
MARQUEURS CELLULAIRES
Couche
transitionnelle
Couche
intermédiaire
Couche basale
ÉPIDERMEDERME
Stratum
germinativum
Stratum
corneum
Membrane basale
Fibronectine
Laminine
Transglutaminase 5,
Desmogléine 2
Cytokératines 5 et 14
Cytokératines 10 et 75
Involucrine, Filaggrine,
Loricrine
Figure 2. Structure de la peau aptérique de poule et marqueurs cellulaires associés. Coupe schématique transversale de peau de poule,
dépourvue de follicules plumeux. L’épiderme est constitué de quatre couches de kératinocytes à des stades de différenciation différents. Les
cercles rouges symbolisent les gouttelettes lipidiques. L’expression et la localisation des marqueurs cellulaires spécifiques des différentes
couches de la peau sont mentionnées sur la droite de la figure.
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résulte de la perte des jonctions desmosomales entre
cornéocytes.
Une des caractéristiques principales des oiseaux est la pré-
sence de plumes sur une grande partie du corps, ce qui
leur permet de voler mais assure également une protec-
tion thermique. Les plumes, constituées exclusivement de
␤-kératines [35], sont les phanères les plus complexes et les
plus diversifiés que l’on puisse trouver chez les vertébrés.
Elles naissent d’une dépression de la peau appelée follicule
plumeux (figure 3). Au 14ejour de l’embryogenèse, qui
dure 21 jours chez la poule, le follicule plumeux se forme
par invagination de l’épiderme encerclant le filament cylin-
drique de la plume [36]. Il y a autant de follicules plumeux
que de plumes à la surface de la peau, soit plus de 10 000
[36]. À la base du follicule et de la plume, se trouvent la
papille dermique, le collier et le bulbe du collier (figure 3).
C’est dans cette dernière région que se situent les cellules
souches folliculaires, permettant le renouvellement de la
plume et du follicule après une mue physiologique ou un
arrachage accidentel de la plume [37, 38].
La base d’une plume est constituée d’un axe central creux
dans lequel se trouve la pulpe. Les cellules de la pulpe ont
pour origine des cellules de la papille dermique, alors que
toutes les autres dérivent de cellules du collier épidermique
et du bulbe du collier [36]. La base de la plume est vascu-
larisée par une artériole qui passe dans la papille dermique
et la pulpe de la plume. Les follicules plumeux contiennent
des mélanocytes ainsi que des cellules souches mélanocy-
taires, récemment identifiées et localisées par le groupe de
Chuong [39]. Les mélanocytes synthétisent les mélanines
dont les couleurs influencent celle du plumage.
Les follicules plumeux, support
de l’excrétion et de la transmission
horizontale du MDV
La présence de lésions cutanées à l’abattoir chez les ani-
maux atteints de MD, ainsi que la détection d’antigènes
viraux par immunofluorescence dans la peau a fait suspec-
ter très tôt que la peau pouvait être une source d’excrétion
du MDV [40, 41]. Cette hypothèse a été confirmée par
la détection des premières particules virales enveloppées
en microscopie électronique à transmission à partir de
ce tissu [42, 43]. Ces particules ont été visualisées soit
sur des coupes de peau à partir de deux semaines post-
infection, soit sur des homogénats de peau ou de tiges
de plumes, réalisés par congélation-décongélation ou par
sonication.
De plus, plusieurs expériences de transmission ont démon-
tré que les virions produits dans ce tissu étaient bien
infectieux. En effet, la MD a été reproduite avec des pous-
sières ou des débris de plumes issus d’élevages contaminés,
Gaine de la plume
Artère
Épiderme
Derme (gris clair)
Calamus de la plume
Mur du follicule plumeux
Pulpe de la plume
Cellules souches (bulbe du collier)
Couche basale (gris foncé)
Couche intermédiaire (rose)
Collier épidermique
Papille dermique
Zone de
prolifération
100µm
Figure 3. Structure d’un follicule plumeux. A. Coupe longitudinale d’un follicule plumeux, colorée au bleu de toluidine, à partir de la peau
d’une poule de 32 jours de la lignée White Leghorn. Inclusion, coupe et coloration réalisée par S. Georgeault (plate-forme des microscopies
de la faculté de médecine de l’université Franc¸ois-Rabelais de Tours). B. Schéma d’un follicule plumeux avec une plume en croissance.
Adapté de [28, 36].
Virologie, Vol 18, n◦2, mars-avril 2014 79
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