Sciences de la Vie et de la Terre

Sciences de la Vie et de la Terre
Protocoles
de Travaux Pratiques
POUR LE LYCéE
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Olivier Avisseau,
Professeur de SVT
Académie de Versailles
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pour en savoir plus
TP Sciences de la Vie et de la Terre
TP Le spectre d'absorption
d'une solution de pigments foliaires
4
TP Cyanobactéries
et formation des stromatolithes
6
TP Acquisition de la bipédie et appartenance
au genre Homo 8
TP Exploitation de l'Imagerie Didactique On Line :
Mise en activité de l'ovaire
à partir de la puberté
10
TP Les roches constitutives
de la croûte terrestre
12
TP Le ver plat de Roscoff,
une illustration de la biodiversité
14
TP La réaction de Hill
16
TP Mutation et développement floral
chez Arabidopsis thaliana
18
TP Mise en évidence de la variation allélique
du gène de l'amélogénine par la PCR
20
TP electrophorèse comparative de lapin
immunisé et non immunisé
22
TP Influence de l'irradiation aux UV
sur une culture de levures
24
TP Les différentes protections contre les UV
26
3•
TP SVT
Sommaire général
TP Le spectre d'absorption d'une solution de
Extrait B.O.
Nombre de séances : 1
Niveau de difficulté :
Terminale S - Spécialité :
Énergie et cellule vivante
(thème 1).
Problématique scientifique
La photosynthèse permet
aux végétaux chlorophylliens de fabriquer des molécules organiques à partir
de molécules minérales
(ex : dioxyde de carbone).
Cela n'a lieu que dans les
parties chlorophylliennes
de ces végétaux et nécessite des radiations de la
lumière visible. Comment
les parties chlorophylliennes interagissent-elles
avec ces radiations lumineuses ? D'autre part, certains végétaux possèdent
des feuilles dont la couleur
peut être rouge et non
verte. Sensibles pourtant
à l'absence ou la présence
de lumière (sénescence ou
développement), comment
les pigments de ces feuilles
interagissent-ils avec les
radiations de la lumière
visible ?
Mode opératoire
Les acquis de la classe de Seconde relatifs à la
photosynthèse (Thème 2) permettent de poser
les problèmes à résoudre et initier une démarche
d'investigation. De plus, on s'assurera de quelques
acquis de Physique (lumière, décomposition,
spectre, etc.). Dans ce cadre, on attend que les
parties chlorophylliennes aient la capacité d'absorber les (ou des) radiations de la lumière visible.
On procède alors à une extraction (solubilisation)
des pigments foliaires afin d'établir le spectre
d'absorption de la solution obtenue. La comparaison du résultat obtenu avec des feuilles vertes et
rouges permet de révéler l'absorption de radiations
communes. Pour cette activité, il est tout à fait
possible (voire souhaitable) de travailler sur des
végétaux communs que les élèves peuvent rencontrer (jardins, cour de l'établissement, parcs, etc.).
Vigne vierge.
épine vivette pourpre.
Avant le TP
Dans un mortier, disposer quelques feuilles
découpées à l'aide de ciseaux, additionnées d'un
petit volume d'éthanol absolu (solvant) et d'un
peu de sable. Broyer ensuite les feuilles sans créer
d'émulsion jusqu'à ce que l'éthanol soit chargé de
pigments (il prend la couleur initiale des feuilles).
Filtrer la solution obtenue ; celle-ci étant probablement trop concentrée, il faut la diluer avec le
solvant employé. La solution est ensuite versée dans
une cuve à spectrophotomètre.
➞
Filtration et dilution d'une solution de pigments de feuilles de vigne vierge.
Trucs et astuces
Cette activité est réalisable
toute l'année sur de nombreux
végétaux dans la mesure où
leurs feuilles se conservent très
bien au congélateur (-18 °C)
sans que les pigments foliaires
soient altérés.
Attention : l'extraction des
pigments foliaires ne doit pas
se faire à l'aide d'acétone,
dont la présence rendrait alors
immédiatement opaque le
plastique des cuves. Utiliser
sinon des cuves en verre.
•4
➞
Dilution d'une solution de pigments de feuilles d'épine vivette.
pigments foliaires
Pendant le TP
Matériel nécessaire
Il s'agit de réaliser le spectre d'absorption
des solutions diluées obtenues. Les mesures
sont effectuées à l'aide du spectromètre
à fibre optique. Aucune installation n'est
requise pour l'utilisation de l'appareil.
Connecter l'appareil à un ordinateur via un
câble USB. Une fois le spectromètre détecté,
l'application « Atelier Scientifique » qui se
trouve dans l'appareil se lance. Choisir la
mesure d'absorbance en cliquant sur l'onglet
latéral correspondant. En un premier temps,
il faut calibrer l'appareil en faisant le « zéro »
d'absorbance (remplir une cuve du solvant
ayant servi à l'extraction des pigments
foliaires) puis le « 100 % » d'absorbance
(placer le cache noir dans le porte-filtre). Le
mode opératoire pour calibrer le spectromètre est indiqué à l'écran : il suffit de suivre
les étapes indiquées par le logiciel.
Une fois l'appareil calibré, placer la cuve
contenant une solution diluée de pigments
foliaires dans le porte-cuve. Nommer la solution via le logiciel et choisir la couleur de la
courbe avant de lancer la mesure (ces éléments pourront être modifiés par la suite
si on le souhaite). L'affichage du résultat
apparaît immédiatement après avoir lancé
la mesure. Si la courbe présente des « crêtes »
(paliers d'absorption), il faut procéder à
nouveau à la dilution de la solution.
Spectrophotomètre SOFI2
Éthanol dénaturé 95°
Papier filtre
Sable grain moyen
Entonnoir 100 mL forme
conique en verre standard
Erlenmeyer 250 mL à
ouverture étroite en Pyrex®
Mortier avec pilon 300 mL
en porcelaine émaillée
Réf. 202 896
Réf. 102 002
Réf. 703 076
Réf. 704 029
Réf. 713 026
Réf. 713 602
Réf. 723 130
TP SVT
Spectrophomètre à fibre optique.
Résultats et exploitations
Les pigments foliaires de la vigne vierge
ont deux pics d'absorption, le premier vers
430 nm (radiations bleues) et le second vers
660 nm (radiations rouges). Ces pics sont à
rapprocher des pigments contenus dans les
feuilles : il s'agit des chlorophylles.
Les pigments foliaires de l'épine vivette
pourpre ont aussi un pic d'absorption à
660 nm. Malgré la couleur des feuilles de
ce végétal, le spectre d'absorption révèle la
présence de chlorophylle.
Pour aller plus loin
Spectre d'absorption des pigments foliaires
de la vigne vierge.
Comparaison des spectres d'absorption des pigments
foliaires de la vigne vierge (courbe bleue) et de l'épine
vivette pourpre (courbe rouge).
En résumé
Les pigments foliaires absorbent préférentiellement certaines radiations de la lumière
visible, ce qui constitue un apport d'énergie
initial indispensable au déroulement de la
photosynthèse. Les radiations lumineuses
absorbées le sont par des pigments foliaires,
dont les chlorophylles. La comparaison du
spectre d'absorption de végétaux, en apparence différents, révèle la présence de pigments communs comme les chlorophylles.
L'obtention et la dilution d'une solution de
pigments ne présentant aucune difficulté
technique, l'utilisation du spectrophotomètre
étant très simple, il est alors possible de réaliser la manipulation avec une jolie diversité
de feuilles. La modification de l'équipement
pigmentaire à la saison automnale est
l'occasion d'aborder aussi le recyclage des
chlorophylles au sein de la feuille (même si
cela n'est pas exigible dans le programme de
Terminale Spécialité SVT, il peut donner lieu
à un sujet de TPE par exemple).
On peut aussi coupler l'étude du spectre
d'absorption avec la réalisation d'une chromatographie des pigments foliaires qui
confirmera la présence de chlorophylles dans
les feuilles d'Épine vivette pourpre.
5•
TP Cyanobactéries et formation des stromatolit
Extrait B.O.
Nombre de séances : 2
Niveau de difficulté :
Terminale S Spécialité :
Atmosphère, hydrosphère,
climats : du passé à l'avenir.
Variations climatiques et
atmosphériques à l'échelle
des temps géologiques.
Problématique
scientifique
L'atmosphère
terrestre
primitive était riche en
dioxyde de carbone et
dépourvue de dioxygène.
A contrario, l'atmosphère
terrestre actuelle est riche
en dioxygène et relativement pauvre en dioxyde
de carbone. L'évolution
de l'atmosphère primitive
est à rapprocher de l'apparition de la vie et notamment de cyanobactéries,
procaryotes photosynthétiques, il y a probablement
3,5 milliards d'années.
Mode opératoire
Dater avec certitude l'apparition de la vie sur Terre
est actuellement difficile. Toutefois, des indices
sédimentaires datant de 3,5 milliards d'années et
renfermant de nombreux fossiles semblent attester
d'une activité biologique dans les océans à cette
période. C'est le cas des stromatolithes les plus
anciens (Australie, Afrique du Sud, Québec, etc.),
constitués de couches concentriques successives,
alternant lits calcaires et tapis bactériens fossilisés. L'hypothèse la plus courante pour expliquer
la construction des stromatolithes est l'action de
cyanobactéries qui permettraient la précipitation
de carbonate de calcium à l'origine des lits calcaires.
Pour tester cette hypothèse, on utilise une suspen-
sion de cyanobactéries actuelles
(souche Anabaena PCC6309) ainsi
qu'une solution d'hydrogénocarbonate de calcium et un microscope polarisant. L'objectif est de
placer les cyanobactéries en présence ou non d'hydrogénocarbonate de calcium afin de comprendre comment se forment
les stromatolithes (observation
de la formation de cristaux de
carbonate de calcium au contact
des cyanobactéries).
Avant le TP
La composition de l’atmosphère terrestre primitive
a été préalablement étudiée (analyses des gaz volcaniques, du dégazage de chondrites). Le rôle de
piégeage massif du CO2 atmosphérique joué par les
proto-océans sur Terre est présenté : le CO2 atmosphérique dissous dans les eaux océaniques (CO2 aq :
CO2 aqueux) est alors en équilibre avec les ions
hydrogénocarbonates (HCO3-) et carbonates (CO32-)
CO2 aq + 2 H2O  HCO3- + H3O+
HCO3- + H2O  CO32- + H3O+
En présence d’ions calcium (Ca2+ - très abondants dans l’eau de mer), il se forme du carbonate de calcium
(CaCO3) ainsi que du CO2 :
2 HCO3- + Ca2+  CaCO3 + CO2 + H2O
Au cours de la photosynthèse, la consommation de CO2 par les cyanobactéries déplace l’équilibre de la
réaction précédente vers la droite et favorise ainsi la précipitation de calcaire (CaCO3).
Pendant le TP
Il s'agit de réaliser des cultures de cyanobactéries
en présence ou non d'hydrogénocarbonate de calcium. On peut aussi tester l'influence de la quantité
d'hydrogénocarbonate de calcium présent.
Des résultats sont visibles après une semaine. Pour
cela, il est préférable de travailler en conditions
stériles (boîtes de cultures, compte-gouttes, etc.).
Trucs et astuces
Transvasez la suspension dans
un flacon stérile qui offre une
plus grande surface d'échange
avec l'air (ex : flacon de 125
mL), rajoutez du milieu de
culture BG11, bouchez ensuite
le flacon de culture avec de la
gaze et du coton cardé stériles. La culture se conserve
ainsi plusieurs semaines à température ambiante dans un
endroit lumineux.
•6
Exemple de cultures réalisables
thes
Les cyanobactéries, initialement en suspension dans un milieu de croissance classique
(BG11), se présentent en amas d'un vert
intense. Agitez doucement le flacon contenant la suspension, ce qui désagrège les
amas, prélevez ensuite à l'aide d'un comptegouttes stérile le volume de suspension
contenant quelques particules filamenteuses
que l'on place dans une boîte de culture.
Réitérez l'opération en fonction du nombre
de boîtes de culture souhaitées. On peut
profiter de cette étape pour réaliser
l'observation au microscope optique (x400)
de quelques filaments d'Anabaena. On identifiera sans peine l'aspect filamenteux de la
Matériel nécessaire
souche lié à l'association de cyanobactéries
en chaînettes.
Les boîtes sont ensuite placées à température ambiante près d'une fenêtre, en évitant
toutefois un éclairage direct et/ou trop
puissant (lampe, soleil).
Kit cyanobactéries
pour formation
des stromatolithes
Réf. 108 031
Boîtes de Pétri stériles
en polystyrène Ø 55 mm
(lot de 15)
Réf. 543 024
Microscope monoculaire
polarisant standard
Réf. 571 021
Microscope polarisant
Réf. 571 394
monoculaire DELio®
Pipettes graduées stériles 1 mL
à usage unique (lot de 10)
Réf. 723 258
Pipette graduée stérile 10 mL Réf. 723 287
Résultats et exploitations
Après une semaine, on prélève une goutte de chaque suspension que l’on dépose entre
lame et lamelle. Les préparations réalisées sont ensuite observées au microscope polarisant
(LPNA et LPA) à divers grossissements.
Composition du milieu
Observation en LPNA (x 100)
Observation en LPA (x100)
TP SVT
Cyanobactéries
(3,5 mL)
+
BG11 (3,5 mL)
Cyanobactéries
(3,5 mL)
+
Hydrogénocarbonate
de calcium (3,5 mL)
Détail (x400)
Cyanobactéries
(3,5 mL)
+
Hydrogénocarbonate
de calcium (10 mL)
Observations et commentaires :
En l’absence d’hydrogénocarbonate de
calcium dans la culture, on n’observe pas
de carbonate de calcium précipité.
En présence d’hydrogénocarbonate de
calcium, on observe la présence de cristaux
incolores ou pâles (LPNA), entremêlés aux
filaments des cyanobactéries (cf. photographie de détail). Le nombre de ces
cristaux augmente avec la quantité d’hydrogénocarbonate. Il s’agit de cristaux de calcite
(LPA), issus de la précipitation du carbonate de
calcium.
En résumé
Apparues il y a probablement 3,5 milliards
d'années, des cyanobactéries ont contribué grâce à leur activité photosynthétique
à oxygéner progressivement l'atmosphère
terrestre. Les plus vieux stromatolithes sont
ainsi la conséquence encore visible de l'activité de ces cyanobactéries.
Pour aller plus loin
On peut coupler cette activité à d’autres
qui démontreraient que les cyanobactéries
(actuelles) sont photosynthétiques (suivi par
ExAO des variations de concentration en O2
au sein d’une suspension à l’obscurité puis
éclairée, extraction / séparation / identification des pigments, notamment la chlorophylle).
7•
TP Acquisition de la bipédie et appartenance a
Extrait B.O.
Nombre de séances : 1
Niveau de difficulté :
Terminale S : La Terre dans
l'univers, la vie, l'évolution
du vivant : génétique et
évolution. Un regard sur
l'évolution de l'Homme.
Mode opératoire
Le genre Homo regroupe l'Homme actuel et
quelques fossiles. La bipédie quasi-exclusive est une
des caractéristiques propres à ce genre.
Problématique
scientifique
La lignée humaine est
l'histoire évolutive des
Homininés à partir du plus
récent ancêtre commun à
l'Homme et au Chimpanzé.
De nombreuses interrogations sur sa structure
subsistent, notamment en
ce qui concerne le genre
Homo. En effet, assigner
un fossile à une espèce
particulière est toujours
sujet à caution (critère d'interfécondité inapplicable,
découverte
d'ossements
fragmentaires, hasards de
la conservation de vestiges,
etc.).
Comment déterminer l'appartenance d'un fossile au
genre Homo ?
L'étude comparée de crânes permet notamment de
situer le trou occipital et d'établir un lien entre son
emplacement et le mode de locomotion.
Profil gauche d'un crâne de Chimpanzé (moulage). La position reculée du trou
occipital n'est pas en relation avec un mode de locomotion bipède permanent.
Profil gauche d'un crâne de Homo floresiensis (moulage). La position centrale
du trou occipital est en relation avec un mode de locomotion bipède permanent.
Afin de déterminer l'appartenance d'un fossile au
genre Homo, des mesures sur d'autres pièces du
squelette (bassin) sont effectuées puis comparées à
des valeurs de référence afin d'identifier le mode de
locomotion le plus utilisé.
Avant le TP
Trucs et astuces
Les mesures peuvent être réalisées sans l'outil informatique.
Il suffit pour cela d'utiliser de
la ficelle afin de mesurer la
longueur nécessaire pour que
celle-ci rejoigne deux points
cardinaux identifiés. L'outil de
mesure possède alors l'avantage d'épouser les reliefs du
bassin et donc d'être plus
fidèle qu'une mesure « à plat
» (par traitement d'une photographie, par emploi d'une
règle rigide).
•8
Pour cette activité, on peut fournir aux élèves un
moulage de bassin. L'objectif est de déterminer
à quel lignée / genre celui-ci appartient. Des ressources supplémentaires sont nécessaires, comme
des paramètres de référence concernant le bassin
de l'Homme moderne (Homo), du Chimpanzé (Pan)
et de Lucy (Australopithecus). Dans ces conditions,
les élèves peuvent pratiquer certaines étapes de la
démarche d'investigation (proposition d'une stratégie de résolution, mise en œuvre d'un protocole,
communication des résultats et interprétation pour
répondre au problème initial).
Pendant le TP
Réaliser des mesures sur un bassin nécessite de
connaître des points repères (points cardinaux).
Ceux-ci peuvent être identifiés sur le moulage à
l'aide de pastilles (gommettes).
Ensuite, les mesures peuvent être réalisées : les
élèves photographient le bassin avec les pastilles et
réalisent des mesures assistées par ordinateur.
au genre Homo
Résultats et exploitations
Matériel nécessaire
Crâne de chimpanzé
Crâne d’Homo floresiensis
Demi-bassin de Lucy
Demi-bassin de chimpanzé
Kit étude de bassins
Réf. 504 070
Réf. 504 077
Réf. 504 090
Réf. 504 091
Réf. 504 093
TP SVT
Exemple de mesures réalisées sur un ½ bassin gauche de Chimpanzé. Indice moyen ischio-pubien = 105 %.
Exemple de mesures réalisées sur un ½ bassin gauche de « Lucy » (Australopithèque). Indice moyen de hauteur du ½ bassin = 174 % - Indice moyen ischio-pubien = 142 %
LAI (mm)
LPE (mm)
LOIS (mm)
LOPU (mm)
LPE/LAI
x 100 (%)
LOPU/LOIS
x 100 (%)
Locomotion
bipède (%)
½ bassin de femelle
Chimpanzé
100
243
62
68
243
110
5 – 10
½ bassin de Lucy
96
163
56
75
170
134
40 – 60
½ bassin de femme
Homo sapiens
160
225
85
84
141
99
99
Exemple de document de référence fourni aux élèves (NB : on tolère une précision des valeurs mesurées avec une marge d'erreur de 10 %)
LAI : plus grande largeur de l'ilion – LPE : plus grande hauteur du bassin – LOIS : longueur entre le centre de la cavité
articulaire du fémur et le bord postérieur de l'ischion – LOPU : longueur entre le centre de la cavité articulaire du fémur
et le bord antérieur du pubis – LPE/LAI : indice moyen de hauteur du ½ bassin – LOPU/LOIS : indice moyen ischio-pubien.
En résumé
Le genre Homo se caractérise par plusieurs
critères, notamment par un style de bipédie
(trou occipital avancé et aptitude à la course
à pied). Tout fossile qui possède au moins
Pour aller plus loin
un critère d'appartenance au genre Homo
peut y être rattaché. Pour cela, l'étude de
pièces squelettiques est une des méthodes
employées.
Cette activité est l'occasion de discuter avec
les élèves du caractère buissonnant de la
lignée humaine, ainsi que de la difficulté
d'attribuer un fossile à une espèce. De plus,
les débats actuels permettent de montrer
que les connaissances acquises lors de découvertes permettent de faire évoluer les
conceptions des scientifiques.
9•
TP Exploitation de l'Imagerie Didactique On Line
Extrait B.O.
Nombre de séances : 1
Niveau de difficulté :
Première S : Féminin,
masculin - Sexualité
et procréation
Problématique
scientifique
Chez les mammifères femelles, la puberté se caractérise
notamment par la production des gamètes. À chaque
cycle, un gamète est émis :
c'est l'ovulation.
Comment se traduit cette
mise en activité de l'ovaire à
partir de la puberté ?
Mode opératoire
On réalise des observations de coupes d'ovaires
impubères et pubères d'une part, puis d'ovaires
pubères avant et après l'ovulation d'autre part.
Les outils de la banque IDOL (repère, mesure, comparaison, etc.) permettent ainsi de déterminer
comment se manifeste le fonctionnement cyclique
ovarien dès la puberté. L'accès aux ressources et
outils nécessite la connexion à la plateforme numérique Jeulin : http://www.plateformenum.jeulin.fr/
Avant le TP
L'organisation de l'appareil reproducteur de la femme, l'acquisition de sa fonctionnalité à la puberté
(fonctionnement cyclique), la production de cellules reproductrices et d'hormones sexuelles par les ovaires
(œstrogènes, progestérone) sont rappelées (acquis du Collège, chapitre(s) précédents de Première S).
Page de sélection des coupes à étudier : ovaire Lapine impubère, ovaire Lapine pubère ovogénèse, ovaire Lapine pubère corps jaune.
Au cours du développement embryonnaire chez
les Vertébrés, des cellules germinales primordiales
colonisent les ébauches des ovaires. Elles s'y multiplient activement et forment des ovogonies, dont
l'activité mitotique cesse 4 mois avant la naissance
chez la femme. Une grande partie dégénère (atrésie)
au cours de la période prénatale, les autres entrent
en méiose et deviennent des ovocytes 1, cellules
diploïdes bloquées en tout début de la première
division de méiose (prophase 1, stade diplotène). Peu
après la fin de mitoses ovogoniales, quelques cellules
somatiques des ébauches ovariennes forment
une couche enveloppant chaque ovocyte jeune :
cette association constitue un follicule ovarien.
Après la naissance, l'atrésie se poursuit massivement : de 1 à 2 millions à la naissance, le nombre de
follicules n'est plus que de 300 000 au moment
de la puberté. Seuls 400 à 500 poursuivront leur
évolution au cours de la vie adulte.
Pendant le TP
Les coupes présentes dans IDOL permettent d'identifier les différents stades d'évolution des follicules
dans l'ovaire avant et après la puberté (dimensions, aspect, etc.) ainsi que les modifications qui entourent
l'ovulation (croissance folliculaire, formation du corps jaune).
Trucs et astuces
Les outils de la plateforme
IDOL et la qualité des images
de la collection permettent aux
élèves de réaliser un compterendu numérique enrichi.
• 10
Présentation des fonctionnalités de la plateforme.
1. Repérer des follicules à des stades d'évolution
différents dans les coupes d'ovaire impubère puis
pubère en ovogenèse). Quel est le stade le plus
évolué pour les follicules dans chaque ovaire ?
2. Repérer le follicule le plus mûr dans la coupe
d'ovaire pubère en ovogenèse et le corps jaune
dans la coupe d'ovaire pubère corps jaune. Quels
sont les événements qui précèdent et suivent
l'ovulation ?
: Mise en activité de l'ovaire à partir de la puberté
Résultats et exploitations
Matériel nécessaire
Ovaire impubère
Follicule primordial (Ø = 30-40 µm*) :
- mince couche des premières cellules folliculeuses
- ovocyte de petite taille
Abonnement annuel :
10 lames au choix
Abonnement annuel :
20 lames au choix
Réf. 830 005
Réf. 830 006
Follicule primaire (Ø = 85 µm*) :
- unique couche de cellules folliculeuses
- ovocyte plus grand (Ø = 55 µm*)
Follicule secondaire (Ø = 200 µm*) :
- deux à trois rangées de cellules folliculeuses
- accroissement de l'ovocyte (Ø = 80 à 90 µm*)
- f ormation en périphérie d'une thèque interne et d'une
thèque externe (plus fibreuse)
Tant que la puberté n'est pas atteinte, les follicules ne dépassent pas le stade secondaire,
dégénèrent et deviennent atrésiques.
➟
cycle ovarien
TP SVT
puberté
Ovaire pubère
➊ Phase
folliculaire
(ovogenèse)
Follicule cavitaire ou tertiaire
(Ø = 300 à 350 µm*) :
- issu de l'évolution d'un follicule secondaire à chaque cycle à partir
de la puberté
- apparition d'une cavité folliculaire
(cavité atriale ou antrum) remplie
d'un liquide (liquide folliculaire)
- cellules folliculeuses plus nombreuses
Follicule mûr ou follicule
de De Graaf (Ø = 1,6 mm*) :
- issu d'un follicule cavitaire recruté
(un par cycle en général chez
la femme, les autres ont dégénéré)
- cavité folliculaire immense
- saillie de l'ovocyte (Ø = 80 à 90 µm*)
entouré de quelques couches
de cellules folliculeuses
- localisation en périphérie de l'ovaire
➋ Ovulation
➌ Phase lutéale
(corps jaune)
À un stade précis du cycle, les parois du follicule et de l'ovaire
s'amenuisent, se déchirent et l'ovocyte, entouré de quelques couches
de cellules folliculeuses, est expulsé par contraction du follicule et est
entraîné vers le pavillon de la trompe.
Corps jaune (Ø = 3,7 mm*) :
- issu, après expulsion de l'ovocyte,
des cellules folliculaires (et celles de
la thèque interne) devenues cellules
lutéiniques
- régresse quelques jours avant la fin du
cycle ovarien en l'absence de fécondation
À partir de la puberté, l'ovaire renferme de très nombreux follicules plus évolués
(dimensions plus importantes, couches de cellules folliculaires plus nombreuses,
présence d'une cavité).
*Les dimensions indiquées sont celles des structures photographiées
En résumé
L'ovaire renferme de nombreux follicules, à
différents stades de leur évolution. Jusqu'à la
puberté, l'évolution folliculaire est bloquée
(follicules secondaires).
La poursuite de l'évolution des follicules
ovariens se fait à partir de la puberté Ces
follicules sont en proportions très inégales :
quelques milliers de follicules primordiaux,
pour seulement quelques dizaines de follicules secondaires et cavitaires, et un seul
follicule mûr en général.
L'ovulation a lieu une fois par cycle. L'expulsion de l'ovocyte hors de l'ovaire par le
follicule mûr est suivie par la transformation
des cellules folliculaires en cellules du corps
jaune. Ce fonctionnement s'observe jusqu'à
la ménopause.
Pour aller plus loin
Chez la femme, le fonctionnement cyclique
des ovaires est contrôlé par un dispositif
neuroendocrinien qui fait intervenir l'axe
gonadotrope (hypothalamus, hypophyse
antérieure et ovaires). En disposant de graphiques traduisant, chez la femme pubère,
les profils de sécrétions hormonales (œstrogènes, progestérone), il est alors possible
de faire le lien entre l'évolution folliculaire et
la production d'hormones.
11 •
TP Les roches constitutives de la croûte terres
Extrait B.O.
Nombre de séances : 1
Niveau de difficulté :
Première S - La tectonique
des plaques : l'histoire
d'un modèle (1B)
Problématique
scientifique
À partir de la répartition
bimodale des altitudes terrestres, Alfred WEGENER
suggère dans sa théorie
de la dérive des continents
l'existence de domaines
océaniques et continentaux distincts. Des mesures
de propagation d'ondes
sismiques à travers la
croûte permettent bien
d'envisager des types de
roches différents dans ces
domaines. Quelles sont les
caractéristiques des roches
de la croûte ?
Mode opératoire
Il s'agit de mener une étude des roches représentatives de la croûte continentale et de la croûte
océanique, tant à l'échelle macroscopique (texture,
minéraux visibles à l'œil nu) que microscopique (texture, minéraux déterminés en LPNA et LPA).
Les observations sont réalisées conjointement sur
des échantillons de roches et des photographies en
haute résolution des lames minces correspondantes.
Ces dernières, issues de la banque IDOL, sont
accessibles via la Plateforme numérique Jeulin http://www.plateformenum.jeulin.fr
Avant le TP
Diverses données (cartes géologiques, photographies, etc.) permettent de comprendre :
- la difficulté d'accéder à certaines roches. Les
campagnes océanographiques permettent ainsi
la récolte de roches représentatives de la croûte
océanique ;
- que la diversité des roches récoltables, notamment
en milieu continental, conduit le géologue à
s'interroger sur leur représentativité pour définir
les caractéristiques pétrographiques de la croûte.
Page de sélection des lames minces à étudier : gabbro, granite (NB : d'autres lames peuvent être sélectionnées
en fonction de l'activité réalisée en classe – la banque IDOL est amenée à être enrichie en permanence).
Remarque : il est envisageable voire souhaitable
que les élèves puissent aussi observer des lames
minces au microscope polarisant afin d'établir certaines caractéristiques des roches étudiées, comme
la présence de certains minéraux par exemple.
Ceci doit rester un objectif de formation des élèves
en Première et Terminale S. À ce titre, on présentera alors le principe de fonctionnement d'un
microscope polarisant et son intérêt dans l'étude et
la détermination des minéraux des roches.
Pendant le TP
Les lames minces permettent de déterminer les
minéraux présents au sein des roches étudiées ainsi
que la texture des roches :
1. à l'aide d'une clé de détermination des principaux
minéraux des roches magmatiques, identifier
les minéraux présents dans le gabbro et dans
le granite ;
2. indiquer la texture de chaque roche à partir de
l'observation des lames minces ;
3. présenter et traiter les données brutes pour
qu'elles apportent les informations nécessaires à
la résolution du problème (photographie annotée,
dessin d'observation, schéma, croquis…).
Trucs et astuces
La qualité des images sur IDOL
peut permettre d'observer, au
sein d'un granite, des auréoles
réactionnelles
autour
de
zircon visibles dans des minéraux de biotite (en lien avec le
programme de Terminale S).
• 12
Présentation des fonctionnalités de la banque IDOL.
stre
Résultats et exploitations
DOMAINE
ROCHE
Croûte
océanique
Gabbro
ÉCHANTILLON
MACROSCOPIQUE
LAME MINCE (LPA, LPNA)
Examen macroscopique : roche entièrement cristallisée, texture grenue.
Présence de minéraux colorés et de minéraux blancsS.
Examen microscopique : tous les minéraux sont jointifs. En LPNA : minéraux incolores
à faible relief et minéraux colorés à fort relief, non pléochroïques.
Ces derniers présentent des plans de clivages tantôt parallèles, tantôt à 90°.
En LPA : les minéraux incolores ont des teintes grises (1er ordre) et possèdent une macle
polysynthétique, il s'agit de feldspaths plagioclases. Les minéraux colorés affichent
des teintes vives (2e ordre) : il s'agit de pyroxènes (à extinction oblique
➝ clinopyroxène de type augite).
Granite
TP SVT
Croûte
continentale
Examen macroscopique : roche entièrement cristallisée, texture grenue.
Présence de minéraux noirs (paillettes), de minéraux blanc et de minéraux gris « sale »
(grain de gros sel).
Examen microscopique : tous les minéraux sont jointifs. En LPNA : minéraux incolores
à faible relief, d'aspect limpide pour certains, sale pour d'autres, et minéraux
pléochroïques, vert à brun sombre, de relief moyen. Ces derniers présentent parfois
des plans de clivages fins et parallèles. En LPA : les minéraux incolores ont des teintes
grises (1er ordre). Ils ont une macle simple, ce sont des feldspaths (orthose – aspect sale
en LPNA), ou non et il s'agit de quartz (limpides en LPNA). Ce dernier possède une teinte
gris clair et une extinction roulante. Les minéraux colorés affichent des teintes vives
(2e ordre) très atténuées par la couleur naturelle : il s'agit de biotite (micas).
En résumé
La croûte océanique, essentiellement formée
de gabbros, et la croûte continentale dont
la roche représentative est le granite,
ont des caractéristiques minéralogiques
différentes.
Matériel nécessaire
Pour aller plus loin
Dans la progression, l'étude des roches peut
être couplée avec :
- l'étude des roches du manteau (péridotites) ;
- des calculs de densité ;
-d
es mesures de propagation d'ondes à
travers des matériaux de nature pétrographique différente (Ex.A.O.) ;
- l'étude de tableau de composition des
roches en éléments majeurs (Si, O, Fe, Mg,
Ca, Na, K et Al).
Abonnement annuel :
10 lames au choix
Abonnement annuel :
20 lames au choix
Réf. 830 005
Réf. 830 006
13 •
TP Le Ver plat de Roscoff, une illustration de
Extrait B.O.
Nombre de séances : 1
Niveau de difficulté :
Seconde - La Terre
dans l'Univers, la vie et
l'évolution du vivant :
une planète habitée.
La biodiversité, résultat
et étape de l'évolution.
Problématique
scientifique
Le Ver plat de Roscoff ou
Symsagittifera roscoffensis
est un ver plat photosymbiotique. Sa particularité
réside dans sa capacité à
vivre avec une microalgue,
Tetraselmis convolutae, ce
qui lui confère une activité
photosynthétique.
L'étude du Ver de Roscoff
peut permettre à des
élèves de réaliser des observations et des mesures
afin de repérer quelques
aspects de la biodiversité.
Ainsi, au cours de l'évolution, certaines associations
entre des êtres vivants ont
pu s'opérer, certaines sont
aujourd'hui visibles.
La notion de biodiversité,
résultat de l'évolution, peut
alors être illustrée à partir
d'un exemple original.
Mode opératoire
L'observation du Ver de Roscoff (loupe binoculaire,
microscope optique) révèle la présence d'un
nombre important de corpuscules verts qui sont en
réalité des microalgues. L'étude du métabolisme
du ver montre que dans des séquences de type
« obscurité – lumière », l'animal pratique une
activité respiratoire comme photosynthétique.
Ce paradoxe permet de s'interroger sur l'origine
de cette activité photosynthétique. On peut alors
placer les élèves dans une démarche d'investigation
motivante. Il s'agira au final de réaliser des mesures
à l'aide d'un dispositif ExAO pour montrer que
l'activité photosynthétique du Ver de Roscoff est en
réalité due à son association avec une microalgue
verte, Tetraselmis convolutae.
Avant le TP
Pour acclimater les animaux, ajouter la moitié d'eau
de mer (synthétique) à l'eau de mer dans laquelle
se trouvent les animaux. L'eau de mer synthétique
se prépare en mettant entre 33 et 34 g de sel marin
dans 1 L d'eau distillée. Il n'est pas besoin de contrôler le pH de la solution obtenue, toutefois si vous le
souhaitez ce dernier doit être compris entre 8,2 et
8,4. Transférer ensuite les animaux et l'eau de mer
dans un nouveau récipient peu profond (ex : boîte
de Pétri), dans une épaisseur d'eau de l'ordre du
centimètre tout au plus. Les individus sont ensuite
placés dans un endroit frais (14 à 18 °C) dans des
conditions d'éclairement différentes :
- les adultes ainsi que les juvéniles photosymbiotiques sont mis dans des conditions d'éclairage
normal avec alternance jour – nuit ;
- les juvéniles non symbiotiques ainsi que les cocons
sont à maintenir dans le noir.
Pour les microalgues, les stocker dans des conditions
similaires à celles des adultes et juvéniles photosymbiotiques.
Le Ver plat de Roscoff, Symsagittifera roscoffensis
(MO x 100)
0,5 mm
Trucs et astuces
Pendant le TP
Le CO2 est un facteur limitant
de la photosynthèse. Afin que
cette dernière puisse être mise
en évidence par Ex.A.O., il
est préférable de démarrer la
mesure par une phase à l’obscurité. La respiration des organismes à l’obscurité permet de
charger le milieu en CO2 ce qui
évite sa pénurie.
L'observation du Ver de Roscoff permet de relever
la présence des microalgues vivant avec l'animal
(symbiose).
On mesure ensuite l'évolution de la concentration
en dioxygène dans une suspension contenant des
individus adultes photosymbiotes puis des microalgues. Placer pour cela 5 mL d'eau de mer contenant
• 14
une trentaine de vers. L'agitation doit être réglée
au minimum.
Utiliser un luxmètre afin de pouvoir afficher les
périodes d'obscurité et d'éclairement. L'utilisation
d'un thermomètre permet de s'assurer de l'absence
de grandes variations de la température au sein des
suspensions de vers comme de microalgues.
la biodiversité
Parallèlement, on peut observer ces mêmes microalgues seules au microscope, à un
grossissement important toutefois.
Matériel nécessairex
Kit découverte
Kit photosymbiose 2 algues
Sonde Oxymétrique Clark
Bioréacteur 3
Capteur Luxmètre
Capteur Oxymètre
Console Foxy®
Boîte de Pétri à 6 ergots 55mm
Loupe zoom binoculaire,
biéclairante, à éclairage LED
réglable
Réf. 108 041
Réf. 108 042
Réf. 453 001
Réf. 453 064
Réf. 482 037
Réf. 482 039
Réf. 485 000
Réf. 543 032
Réf. 571 330
Résultats et exploitations
photosynthèse. De nouveau à l'obscurité,
la production de dioxygène n'a plus lieu,
la concentration de ce dernier diminuant
même légèrement.
Dans des conditions similiaires, on montre
que des microalgues Tetraselmis convolutae
seules en suspension produisent du dioxy-
gène lorsqu'elles sont éclairées, tandis
qu'elles en consomment une fois placées
à l'obscurité.
TP SVT
À l'obscurité, les vers adultes photosymbiotes consomment du dioxygène : c'est la
respiration. À la lumière en revanche, ces
mêmes individus produisent davantage de
dioxygène qu'ils n'en consomment : c'est la
En résumé
Le Ver de Roscoff illustre le fait que la biodiversité actuelle est le résultat de l'évolution.
Cette dernière peut se traduire par l'association d'organismes différents. Dans le cas de
cet animal, la présence de microalgues en
son sein est à l'origine de son activité photosynthétique.
Pour aller plus loin
D'autres mesures réalisées avec des juvéniles
non symbiotiques montrent que la produc-
tion de dioxygène ne se fait pas, même si ces
individus sont éclairés.
Cette activité peut-être approfondie dans
d'autres niveaux d'enseignement, en Terminale S enseignement spécifique (thème 1B –
Les mécanismes de diversification du vivant :
la symbiose) comme en enseignement de
spécialité (thème 1 – Énergie et cellule
vivante : comparaison des pigments dans le
Ver de Roscoff puis dans les microalgues par
chromatographie avec ceux des feuilles d'un
végétal chlorophyllien).
15 •
TP La réaction de Hill
Extrait B.O.
Nombre de séances : 2
Niveau de difficulté :
Terminale S – Spécialité :
Énergie et cellule vivante
Problématique
scientifique
La lumière permet au
sein des chloroplastes la
production de matière
organique (glucose) et de
dioxygène à partir de molécules minérales (dioxyde
de carbone, eau) :
Mode opératoire
Il s'agit de mesurer l'évolution de la concentration
en dioxygène dans une suspension de chloroplastes
lésés placée dans différentes conditions expérimentales afin de tester l'hypothèse de Robert HILL :
la production de dioxygène par une suspension de
chloroplastes se fait à la lumière en présence d'un
accepteur d'électrons (oxydant).
La mise en œuvre du protocole se fait en 2 phases :
PHASE N°1
OBTENIR UNE SUSPENSION
DE CHLOROPLASTES
PHASE N°2
MESURER PAR Ex.A.O.
LA CONCENTRATION EN O2
DANS LA SUSPENSION OBTENUE
Avant le TP
6 CO2 + 6 H2O ➝ C6H12O6 + 6 O2
Équation bilan simplifiée
de la photosynthèse
Vers la fin des années 1930,
Robert HILL (1899 – 1991),
biochimiste anglais, émet
l’hypothèse que la production de dioxygène par des
chloroplastes nécessite la
présence d’un accepteur
d’électrons (un oxydant)
en plus de la lumière.
Trucs et astuces
On peut utiliser d'autres végétaux que l'épinard, comme la
menthe, le persil, le plantain
lancéolé, etc. qui donnent
également de très bons résultats.
On peut enfin préférer un appareil type « mixer-blender »
au mortier et pilon.
• 16
Obtention d’une suspension de chloroplastes
d’épinards :
1. Découper 60 à 80 g de feuilles d’épinard dans le
mortier sortant du réfrigérateur, ajouter un peu
de sable fin, verser 3 mL de solution tampon
tris-saccharose pH = 10,5 et broyer ;
2. Verser progressivement en cours de broyage
20 ml de solution tampon phosphate-saccharose
pH = 6,5 ;
3. Broyer fermement pendant au moins 2 minutes ;
4. Filtrer dans un entonnoir garni de gaze (3 ou
4 épaisseurs) et de coton hydrophile. Presser la
gaze pour obtenir le maximum de filtrat ;
5. Recueillir le filtrat dans un erlenmeyer refroidi
recouvert de papier aluminium ;
6. Conserver la suspension de chloroplastes ainsi
btenue à l’obscurité (erlenmeyer bouché enveloppé de papier aluminium) et au froid (cristallisoir
rempli de glaçons) jusqu’au moment de la mesure.
L’obtention d’une suspension de chloroplastes
(phase n°1) pourra être réalisée au laboratoire ou
par les élèves eux-mêmes, juste avant la réalisation
de mesures par Ex.A.O. (phase n°2).
Pendant le TP
Matériel nécessaire
1. Verser 10 mL de la suspension de chloroplastes dans la cuve du bioréacteur.
Placer un agitateur dans celle-ci.
Recouvrir la cuve avec le couvercle du
bioréacteur.
2. Disposer les sondes oxymétrique et
photométrique dans les orifices prévus
au niveau du couvercle.
3. Disposer la source de lumière éteinte
devant la fenêtre du bioréacteur. NB : la
sonde photomètre doit pouvoir mesurer
la présence ou non de lumière.
4. Vérifier :
a. q
ue la sonde oxymétrique plonge
dans la suspension de chloroplastes et
qu’il n’y a pas de bulle d’air sous son
extrémité ;
b. que la sonde photométrique est bien
orientée vers la lumière.
5. Fermer les volets du bioréacteur afin
que la suspension de chloroplaste soit à
l’obscurité. Lancer l’agitation à vitesse
minimale. Préparer, en utilisant des
gants, une seringue contenant 0,2 mL de
solution d’accepteur d’électrons (oxydant).
Démarrer la mesure de la concentration en
dioxygène dans la suspension de chloroplastes :
- de t = 0 à t = 3 min : la suspension est à
l’obscurité sans l’accepteur d’électrons
(oxydant) ;
- de t = 3 min à t = 6 min : la suspension est
éclairée ;
- de t = 6 min à t = 9 min : la suspension
est éclairée en présence de l’accepteur
d’électrons suite à l’injection de 0,2 mL de
l’oxydant (Potassium hexacyanoferrate)
dans la suspension à t = 6 min ;
- de t = 9 min à la fin : la suspension en
présence de l’accepteur d’électrons est à
l’obscurité.
Résultats et exploitations
La production de dioxygène par la suspension de chloroplastes lésés n'a lieu qu'à la
lumière et en présence d'un accepteur artificiel d'électrons.
En l'absence d'au moins un de ces deux facteurs, la production de dioxygène n'a pas
lieu ce qui valide l'hypothèse de Robert HILL.
Réf. 107 267
Réf. 107 534
Réf. 107 535
Réf. 150 179
Réf. 453 001
Réf. 453 084
Réf. 453 086
Réf. 482 037
Réf. 482 039
Réf. 485 000
Réf. 554 012
Réf. 564 035
Réf. 703 664
Réf. 704 029
Réf. 713 205
Réf. 713 281
Réf. 723 047
Réf. 723 088
Réf. 723 130
Réf. 723 161
Pour aller plus loin
En résumé
L’énergie lumineuse, absorbée par les pigments chlorophylliens présents dans la
membrane des thylacoïdes, permet l’oxydation de l’eau.
Réf. 000 583
TP SVT
Pour mesurer la concentration en dioxygène dans la suspension de chloroplastes (Ex.A.O.) :
Logiciel Atelier
Scientifique SVT
(version établissement)
Potassium hexacyanoferrate (III) (50 g)
Tampon TRIS saccharose
- pH 10,5
Tampon Phosphate
Saccharose - pH 6.5
Gants PVC blanc T. 7/8
Sonde Oxymétrique
Clark
Sonde à éthanol
Kit de réactif biologie
cellulaire
Capteur Luxmètre
Capteur Oxymètre
Console Foxy®
Lampe halogène
à hauteur réglable
Ciseaux fins en acier
inox
Poire à pipeter modèle
"Flip"
Sable grain moyen
Erlenmeyer 250 mL
à ouverture étroite en
verre borosilicaté 3.3
Pipette graduée 5 mL
en verre Classe
de précision A
Entonnoirs 50 ml
en polypropylène
(lot de 10)
Seringue 1 mL
avec cathéter
Mortier avec pilon
300 mL en porcelaine
émaillée
Éprouvettes graduées
à bec - TPX - 25 mL
Les protons (H+) et électrons (e-) libérés sont
transférés à un accepteur naturel d’électrons
(A) présent dans le stroma du chloroplaste,
qui devient réduit (AH2).
La phase photochimique permet aussi la
fabrication (régénération) d’ATP, autre composé intermédiaire utilisé ensuite, comme
AH2, pour la synthèse de glucose à partir de
dioxyde de carbone (phase chimique).
17 •
TP Mutation et développement floral chez Ara
Extrait B.O.
Nombre de séances : 1
Niveau de difficulté :
Terminale S : La Terre dans
l'univers, la vie, l'évolution
du vivant : génétique
et évolution (1-A). Les
relations entre organisation
et mode de vie, résultat de
l'évolution : l'exemple de la
vie fixée chez les plantes.
Problématique
scientifique
Malgré une grande diversité de fleurs, l'organisation
des pièces florales d'une
fleur respecte toujours le
même schéma en couronnes
concentriques, ou verticilles.
D'autre part, l'organisation
constante d'une fleur au
sein d'une même espèce
et les points communs
remarquables entre les
fleurs de diverses espèces
suggèrent
l'idée
d'un
contrôle génétique dans le
développement floral.
Mode opératoire
On s’intéresse, pour ce travail pratique, à l’organisation des différentes pièces florales qui composent
la fleur sauvage d’A. thaliana, puis on compare
cette organisation à celle de fleurs mutantes.
La dimension des fleurs nécessite de les observer
à la loupe binoculaire, les observations donneront
lieu à des images numériques. On saisira aussi
l’occasion de rappeler l’intérêt des modèles et des
mutants en biologie.
L’observation de fleurs sauvages et mutantes
d’Arabidopsis thaliana permet une première
approche des mécanismes génétiques qui
contrôlent l’organisation florale. Les observations
devront alors être couplées à d’autres ressources
pour établir le lien entre génotype et phénotype.
Avant le TP
Sachet contenant le mutant apetala conservé hermétiquement au frais depuis sa livraison jusqu’au jour du TP.
On dispose de fleurs sauvages d’A. thaliana ainsi
que de fleurs mutantes : Agamous et Apetala.
Arabidopsis thaliana mesure 15 à 30 cm de haut à
l’état mature et possède une à trois tiges florales
où cinq à dix fleurs sont présentes à l’extrémité de
chaque tige (forme sauvage). L’observation de la
fleur sauvage permet de nommer les différentes
pièces qui la composent et de constater leur organisation en verticilles (organisation type). Sous la
loupe binoculaire, sur une lame de verre et à l’aide
d’une pince fine, il s’agit d’écarter progressivement les pièces d’une fleur sauvage. Celles-ci étant
fragiles, il convient d’opérer délicatement.
Le même travail est ensuite effectué sur les mutants.
Pendant le TP
Afin d’étudier le phénotype de la fleur sauvage et des fleurs mutantes :
Trucs et astuces
Capsella bursa-pastoris (la Capselle bourse-à-pasteur) possède
une organisation similaire à
celle d’A. thaliana. Largement
répandue, elle peut permettre
de réaliser une dissection
et un diagramme floral en
compléments de l’étude des
plants d’Arabidopsis.
• 18
a. Prélever une fleur sauvage sur un plant d’A. thaliana
sauvage ;
b. La disposer sur une lame de verre (sans recouvrir
d’une lamelle) ;
c. Placer la préparation sous la loupe binoculaire et
faire la mise au point ;
d. Dégager progressivement et délicatement les
différentes pièces d’une fleur à l’aide d’une
pince fine ;
e. Centrer la préparation au centre du champ d’observation puis procéder à une capture d’image ;
f. Identifier les sépales, pétales, étamines et pistil
afin de les légender sur la photographie prise ;
g. Effectuer le même travail avec une fleur mutante
(agamous ou apetala) ;
h. Indiquer les différences entre l’organisation des
plants observés (schémas, tableau, etc.).
(Suggestion d’activité pouvant être proposée à des
élèves de Terminale S)
abidopsis thaliana
Résultats et exploitations
Matériel nécessaire
Comme pour la plupart des Angiospermes,
la fleur sauvage d’Arabidopsis thaliana est
formée de quatre verticilles qui sont, depuis
l’extérieur vers l’intérieur de la fleur : les
sépales (4), les pétales (4), les étamines (6)
et un pistil (2 carpelles soudés). Cette organisation se met en place progressivement au
cours de stades de développement successifs
du méristème floral.
Il existe toutefois des organisations différentes chez des mutants.
Arabidopsis fixée en sachet Plante sauvage
Réf. 107 541
Arabidopsis fixée en sachet Agamous
Réf. 107 542
Arabidopsis fixée en sachet Apetala
Réf. 107 543
Pince fine en acier inox
110 mm (modèle standard)
Réf. 564 034
Loupe binoculaire biéclairante
à objectifs sur tourelle
Réf. 571 120
Caméras oculaires 1,3 Mp Webcam
Réf. 571 365
TP SVT
Le mutant Apetala ne possède pas de pétales.
Étamines et carpelles sont en revanche plus
abondants.
Remarque : en réalité, chez ce mutant, les
sépales ont des stigmates à leur sommet
et les pétales, également anormaux,
présentent des filets à la base et parfois
des anthères au sommet. Signalons toutefois qu’il existe plusieurs types de mutants
Apetala.
Le mutant Agamous possède uniquement
des sépales et des pétales. Le nombre de
verticilles mis en place est par ailleurs,
contrairement à la fleur sauvage, indéfini
(cf. zone entourée).
NB : la zone entourée n’a pas été totalement
dégagée.
En résumé
Comme pour la plupart des plantes de la
famille des Angiospermes, la fleur est formée de quatre couronnes concentriques de
pièces florales constituant des verticilles.
Pour aller plus loin
Cette organisation type est sous le contrôle
de gènes du développement dont certaines
mutations provoquent la mise en place de
phénotypes variants.
La comparaison de séquences génétiques
ainsi que des données sur le modèle « ABC »
du contrôle génétique de la formation des
pièces florales chez A. thaliana permettent de
comprendre l’origine des mutants observés.
19 •
TP Mise en évidence de la variation allélique
Extrait B.O.
Nombre de séances : 1
Niveau de difficulté :
Première S -Stabilité,
variabilité et expression
du patrimoine génétique.
Stabilité et variabilité de
l'information génétique.
Problématique
scientifique
Le programme de la classe
de Première S permet
d'aborder la réplication
de l'ADN au cours du cycle
cellulaire (phase S). Il
aborde aussi la question
de la variabilité de l'information génétique (allèles).
Ces notions fondamentales
ne donnent cependant
guère l'occasion de mettre
les élèves en situation de
manipulation.
Comment des techniques
biologiques, la PCR et
l'électrophorèse,
constituent une occasion de
manipuler avec des élèves
(travaux pratiques, ateliers
scientifique, accompagnement personnalisé…) afin
d'aborder ces notions ? En
d'autres termes, comment
révéler la variabilité génétique chez des individus
grâce à la PCR (et l'électrophorèse) ?
Mode opératoire
La PCR (Polymerase Chain Reaction, ou amplification en chaîne par polymérase) est une technique
de réplication ciblée in vitro. Elle permet d'obtenir,
à partir d'un échantillon peu abondant, d'importantes quantités d'un fragment d'ADN spécifique
et de longueur définie (un à quelques millions
de copies en quelques heures). Imaginée en 1985
(Kary MULLIS, prix Nobel de chimie en 1993), la
technique connaît un essor considérable grâce à la
Taq polymérase, une ADN polymérase résistante aux
températures élevées qui permet une automatisation de la technique.
L'amélogénine est une protéine de l'émail dentaire,
dont le rôle n'est aujourd'hui pas totalement
compris. Elle est codée par un gène situé sur
la paire d'hétérosomes dans l'espèce humaine.
Chez l'homme, les deux copies de ce gène sont
de longueur inégale : 1268 paires de bases sur
le chromosome X, 1088 paires de bases sur le
chromosome Y.
Chez la femme, les deux copies ont la même
longueur (1268 paires de bases).
Il s'agit de révéler cette différence grâce à une PCR
suivie d'une électrophorèse sur gel d'agarose. On
réalise un prélèvement d'ADN à l'intérieur de la
joue à l'aide d'une anse stérile chez une femme et
chez un homme. Chaque prélèvement d'ADN est
ensuite amplifié par PCR. Les amplicons obtenus
sont enfin déposés sur un gel d'agarose et séparés
par électrophorèse. À l'issue de cette dernière opération, une coloration spécifique révèle la position
des amplicons après leur migration : on montre
alors la présence d'un seul type d'amplicon dans le
prélèvement d'ADN réalisé chez la femme (celui correspondant au fragment de 1268 pb) contre deux
pour l'homme (1088 pb et 1268 pb). La position de
ces fragments sur le gel d'électrophorèse est identifiée grâce à des marqueurs moléculaires dont le
poids est connu et qui correspond aux fragments
d'ADN féminins et masculins.
Avant le TP
Il est important de bien repérer les différents
éléments du kit, surtout ceux présents dans les
tubes pastillés :
- PCR Master Mix x2 (pastille verte) ;
- Primer Mix x2 (pastille bleue) ;
- DNA Release (pastille rouge) ;
- marqueur de poids moléculaire (pastille argentée) ;
- microtubes PCR (petits tubes dont les dimensions
sont adaptées pour le thermocycleur – 0,2 mL) ;
- sachet d'anses stériles pour prélèvement buccal.
Prévoir aussi une micropipette pouvant prélever des
volumes compris entre 10 et 20 µL.
Mode opératoire de préparation d'un microtube PCR :
1. Annoter le microtube PCR sur le bouchon afin de 3. Effectuer un prélèvement à l'intérieur de la joue
pouvoir l'identifier ultérieurement.
à l'aide d'une anse stérile, la placer ensuite dans
2. Verser 25 µL de PCR Master Mix x2 puis 25 µL de
le micro-tube PCR et mélanger.
PCR Primer Mix x2, puis mélanger en procédant à 4. Fermer le microtube PCR et le placer dans
un pipetage doux (aspiration – injection).
le thermocycleur, rabattre le couvercle du
thermocycleur.
Trucs et astuces
Le gel d'agarose peut être
préparé la veille de l'électrophorèse ; le conserver alors
dans le tampon d'électrophorèse (tampon TAE ou TBE).
Pour la coloration, d'autres
approches existent et peuvent
être mentionnées : déposer
le colorant dans les puits en
même temps que le contenu
des microtubes PCR, faire
agir le colorant Azur une à
plusieurs heures sur le gel
d'agarose puis laisser tremper
plusieurs heures le gel dans de
l'eau distillée.
• 20
Paramétrer le thermocycleur en vue de la PCR :
- à l'aide du bouton, sélectionner le programme ci-après parmi la liste proposée ;
- valider sur l'écran afin de lancer la PCR via le bouton situé sur l'écran tactile.
Température Durée
Nombre de répétitionsRemarques
98°C
5 min
1
98°C
5 s
Température de dénaturation de l'ADN double brin
72°C
25 s
40
Température permettant l'appariement d'amorces d'ADN
simple brin de part et d'autre de la zone à amplifier
72°C
Température optimale de l'ADN polymérase
1 min
Programme à exécuter (parmi les possibilités pré-enregistrées dans l'appareil) Durée totale : 1 h 05 min.
On peut suivre l'état d'avancement de la PCR grâce
aux indications qui apparaissent sur l'écran du
thermocycleur. Celui-ci indique notamment à quel
moment du cycle on se trouve, la température au
sein de l'appareil, le nombre de cycles effectués.
Une fois le programme terminé, l'écran affiche
un message de fin de procédure. Récupérer les
microtubes PCR et déposer 1,5 µL de la solution
DNA Release puis mélanger par pipetage doux.
Le contenu des microtubes PCR est prêt pour l'électrophorèse sur gel.
du gène de l'amélogénine par la PCR
Matériel nécessaire
Affichage en cours de PCR (ci-contre)
et à la fin de celle-ci (au-dessus).
Kit PCR - variation allélique
du gène de l'amélogénine
Ensemble électrophorèse
Elève
Mini Thermocycleur - 4X4
Thermocycleur didactique T6
Micropipettes à volume
variable autoclavables
Micropipettes à volume
variable autoclavables
Cônes pour micropipettes
En rack
Réf. 115 043
Réf. 591 059
Réf. 591 105
Réf. 591 106
Réf. 703 745
Réf. 703 747
Réf. 723 282
Pendant le TP
Pendant le déroulement de la PCR, procéder
à la préparation du gel d'agarose à 0,6 %
pour l'électrophorèse. Le gel peut être
préparé la veille en le conservant par la suite
dans du tampon Tris Acétate EDTA (tampon
TAE ou TBE).
TP SVT
-P
ositionner le support de gel (avec le gel
d'agarose) dans la cuve à électrophorèse.
-R
emplir la cuve de tampon TAE de sorte
que le niveau de remplissage atteigne les
2/3 de la hauteur du gel. Ne pas recouvrir
le gel avec le tampon.
- Procéder aux dépôts des solutions des
microtubes PCR dans les puits du gel d'agarose (10 à 20 µL – photographie ci-contre).
- Raccorder la cuve au générateur puis
mettre ce dernier sous tension (75 V).
- Laisser migrer les dépôts durant 1 h à 1 h 30.
Durant ce temps, on peut suivre la migration à l'aide de l'indicateur de migration
coloré présent dans chaque solution déposée dans un puits (photographie ci-contre).
Arrêter la migration lorsque cet indicateur
a parcouru une distance équivalente à
environ 2/3 du gel.
- Pendant la migration des dépôts, préparer
le colorant Azur utilisé pour révéler la position des amplicons une fois la migration
des dépôts terminée.
À la fin de l'électrophorèse, récupérer le gel et l'immerger dans le colorant Azur pendant
quelques minutes. Rincer ensuite le gel dans des bains d'eau distillée successifs.
En résumé
Résultats et exploitations
La lecture du gel permet de comparer les
emplacements des amplicons issus des prélèvements féminins et masculins par rapport
à ceux des marqueurs moléculaires connus
(MM). On constate la présence d'une seule
bande de 1268 pb dans les puits Femme 1 et
Femme 2, contre deux dans les puits Homme
1 et Homme 2 (1268 pb et 1088 pb).
La PCR couplée à l'électrophorèse sur gel
d'agarose permet de révéler la variabilité
allélique du gène de l'amélogénine chez
l'Homme. La PCR s'appuie sur l'activité
d'enzymes permettant la réplication de
l'ADN.
Pour aller plus loin
La réalisation d'une PCR et d'une électrophorèse est une occasion à saisir pour expliquer
aux élèves le principe de ces deux techniques.
21 •
TP Electrophorèse comparative de lapin immu
Extrait B.O.
Nombre de séances : 1
Niveau de difficulté :
Terminale S : Le maintien
de l'intégrité de
l'organisme : quelques
aspects de la réaction
immunitaire. Le phénotype
immunitaire au cours
de la vie.
Problématique
scientifique
Certaines maladies ne
s'attrapent pas deux fois
(ex : maladies infantiles),
d'autres peuvent être évitées par la vaccination.
Dans les deux cas, un
contact avec des agents
infectieux divers permet à
l'organisme de développer
une immunité durable, ou
mémoire immunitaire, à
leur encontre. Comment se
manifeste cette mémoire
dans le cadre de l'immunité
adaptative ?
Mode opératoire
L'activité proposée permet d'aborder le concept
de mémoire immunitaire indispensable pour saisir
l'intérêt de la stratégie vaccinale. Pour cela, on a
recours à des modèles animaux comme le lapin chez
qui l'injection d'un antigène déclenche des réactions
immunitaires. Elles aboutissent à la fabrication
d'anticorps présents dans le sérum et détectables
par électrophorèse.
L'objectif est de réaliser l'électrophorèse du sérum
de deux lapins à qui on a injecté un antigène (la
BSA) quelques jours auparavant. L'un des lapins
ayant déjà eu un premier contact avec ce même
antigène (lapin immunisé), l'autre non (lapin non
immunisé), il s'agit de constater la présence plus
importante de γ-globulines dans le sérum du
premier animal (cf. « Pour aller plus loin »).
Avant le TP
Principe de l'électrophorèse sur bande polyphorèse et de son exploitation :
- En milieu basique, les protéines sont chargées
négativement. Lorsqu'un mélange de protéines
déposé sur une bande polyphorèse est soumis à
un champ électrique, les protéines migrent à une
distance caractéristique par rapport à la ligne de
dépôt, en fonction de leur taille et de leur charge ;
- Une fois la séparation des protéines effectuée
(1 heure environ), on procède à la coloration de la
bande afin de révéler la position des différentes
protéines. L'intensité de la coloration est proportionnelle à leur quantité dans l'échantillon. On
réalise alors une lecture optique de la bande afin
d'établir le profil électrophorétique du mélange
de protéines.
Les bandes polyphorèse sont placées entre deux
lames de protection en plastique translucide et
conservées dans du méthanol à 35 %. Afin que la
migration des protéines soit possible dans un champ
électrique, il faut éliminer le méthanol en imprégnant les bandes du tampon utilisé pour l'électro-
phorèse (tampon tris-hippurate). Verser environ
250 mL de ce tampon dans un récipient. Prélever
une à une le nombre de bandes nécessaires à l'aide
d'une pince à bords plats. Immerger les bandes dans
le tampon (10 à 15 min). Le reste des bandes peut
être stocké dans une solution de méthanol.
Pendant le TP
protocole d'utilisation du matériel
➊ Mise en place des bandes polyphorèses
dans la cuve
➋ Réalisation des dépots des sérums
sur les bandes
➌ Mise en marche
de l’électrophorèse
➍ Coloration des bandes
• 22
Ne jamais toucher les bandes polyphorèses avec les doigts, sinon des traces
apparaîtront à la coloration.
1. Sortir les bandes du tampon tris-hippurate dans lequel elles sont immergées à l’aide d’une
pince à bords plats, les sécher entre 2 feuilles de papier filtre.
2. Fixer les bandes polyphorèses sur le portoir de la cuve, tendues autant que possible (sans les
déchirer), de façon à ce que la face mate (absorbante) soit sur le dessus. NB : s’il y a plusieurs
bandes pour une même cuve, celles-ci doivent être parallèles entre elles.
3. Poser le portoir dans la cuve. Verser dans la cuve le volume suffisant de tampon
tris-hippurate afin que les extrémités de chaque bande y trempent.
4. Déposer à environ 0,5 cm du bord, côté pôle négatif, 10 L (1 goutte) de chaque sérum côte
à côte sur une même bande à l’aide d’une micropipette (ou d’un capillaire). Utiliser le bord
coupé comme repère pour identifier chaque dépôt. Les dépôts doivent être nets.
5. Fermer la cuve avec le couvercle. Raccorder la cuve au générateur en respectant la
correspondance des couleurs des fils et des douilles.
6. Régler la tension du générateur sur 160V et le mettre en route. La migration démarre et
durera 1 heure (au minimum).
7. À la fin de la migration, sortir les bandes à l’aide d’une pince à bords plats et les immerger
dans le rouge Ponceau (coloration – 1 min).
8. Transférer ensuite les bandes dans des bains successifs d’acide acétique à 5 % (décoloration
progressive – 1 à 2 min / bain). Les bandes sont changées de compartiment lorsque la solution d’acide acétique est saturée en rouge Ponceau. La décoloration est obtenue quand le
fond de la bande est redevenu blanc. Seules les protéines apparaissent alors sous forme de
tâches rouges.
9. Sortir les bandes du dernier compartiment et les sécher entre deux feuilles de papier filtre.
Le résultat obtenu peut être photographié ou numérisé à l’aide d’un scanner.
unisé et non immunisé
Résultats et exploitations
Résultat de l’électrophorèse après coloration et décoloration d’une bande polyphorèse comportant deux sérums de Lapin.
Les deux sérums contiennent de l'albumine
(protéine majoritaire du sérum). Le sérum
du lapin immunisé contient cependant
plus de gamma globulines (anticorps circulants) que celui du lapin non immunisé, qui
en contient très peu en continu. Ceci est
la signature d'une mémoire immunitaire
spécifique d'un antigène, générée après un
premier contact avec celui-ci.
Lors du premier contact avec un antigène
– ou un agent vaccinant (ce qui correspond
aux trois premières injections) – , la réponse
est lente et quantitativement peu importante : c'est la réponse primaire. Le second
contact avec le même antigène – ou le même
agent vaccinant (ce qui correspond au(x)
rappel(s)) – entraîne une réponse plus rapide et quantitativement plus importante :
c'est la réponse secondaire.
Après le premier contact, l'antigène (ou
l'agent vaccinant) génère une mémoire
immunitaire au sein de l'organisme qui
réagit beaucoup plus vite lors d'un second
contact avec le même antigène.
Matériel nécessaire
En résumé
La mémoire immunitaire permet une réponse
secondaire à l'antigène plus rapide et quantitativement plus importante qui assure
une protection de l'organisme vis-à-vis de
cet antigène. La vaccination déclenche une
TP SVT
NB : Les profils électrophorétiques sont alors réalisés à l'aide d'un logiciel de traitement vidéo, les valeurs obtenues ont ensuite
été représentées graphiquement avec un logiciel tableur–grapheur.
telle mémorisation. Elle reproduit artificiellement une situation naturelle et induit une
immunité adaptative comme le ferait une
première infection guérie.
Trucs et astuces
Pour aller plus loin
La lecture des résultats peut être facilitée
en rendant les bandes polyphorèses transparentes après traitement. Cette opération
optionnelle permet néanmoins de mieux
différencier les variations d'intensité des
tâches rouges. Immerger les bandes dans la
solution de transparisation (pour 100 mL : 75
mL de méthanol, 20 mL d'acide acétique et 5
mL de diacétone alcool) puis les retirer dès
qu'elle devient translucide. Sécher ensuite.
Cette activité peut être couplée avec la mise
en évidence de la spécificité des anticorps
détectés par électrophorèse vis-à-vis de l'antigène (ici, la BSA) grâce au test d'Ouchterlony.
Ensemble électrophorèse
élève
Acide éthanoïque 1 mol/L
Kit détection des anticorps
par électrophorèse
Micropipettes à volume
variable autoclavables
Réf. 591 059
Réf. 106 106
Réf. 115 041
Réf. 703 748
23 •
TP Influence de l'irradiation aux UV sur une cu
Extrait B.O.
Nombre de séances : 1
Niveau de difficulté :
Variation génétique
et mutation de l'ADN
(1-A)
Problématique
scientifique
Lors de la réplication de
l'ADN, des erreurs peuvent
subvenir dont la fréquence
peut varier en fonction
d'agents extérieurs. Ces
erreurs peuvent perdurer
pour aboutir à une mutation qui participe au fil du
temps à la variabilité génétique.
Certains facteurs environnementaux (UV, benzène)
ont pour conséquence une
multiplication de ces mutations.
Comment mettre en évidence et analyser l'influence de ces facteurs sur
une culture de levures ?
Mode opératoire
On soumet une population de cette levure
S.cerevisiae ADE2 à un niveau progressif de rayonnement ultraviolet.
On mesure ensuite les effets de cette exposition :
- Par comptage du nombre de colonies viables,
- Par rétablissement d’un phénotype sauvage (vu en
seconde).
La levure S.cerevisiae ADE2 est une levure qui a
subi une mutation sur sa chaîne de biosynthèse
de l’Adénine, qui la rend auxotrophe, c’est-à-dire
qu’elle est incapable de synthétiser ce composé.
En l’absence d’une quantité suffisante d’Adénine
dans le milieu, la levure accumule un produit
intermédiaire de couleur rose.
Pourquoi la levure S.cerevisiae ADE 2 ?
Avec cette souche, on peut visualiser la conséquence
de certaines mutations.
Avant le TP
- Coulage du milieu dans les boîtes de Pétri (selon
le kit)
- Repiquage des levures souches
Avant d’ouvrir la boîte de Pétri contenant les
levures souches, veillez à nettoyer le poste de
travail à la javel, les mains à l’alcool et portez une
blouse. Tout le matériel au contact des levures et
des boîtes de Pétri doit être stérile.
- Préparation de la suspension de levure
➝ Ouvrir la boîte de S.cerevisiae et récuperer 2
colonies de levures à l’aide d’un inoculateur
stérile
➝ Mettre en suspension ces colonies dans un tube
stérile avec 2 mL d’eau stérile. (1 colonie de 1 mm
environ pour suspension dans 1 mL d’eau)
➝ Agiter cette solution au vortex, elle doit être
légèrement trouble
➝ Répéter cette opération pour chaque binôme
Il est conseillé à l’enseignant de réaliser lui-même
cette phase préparatoire.
Pendant le TP
Préparation des boîtes de gélose YPG :
Chaque binôme dispose de 5 boîtes de Pétri, identifier sur le fond à l’aide d’un marqueur comme suit :
t 0 s / t 15 s / t 30 s / t 60 s / t 120 s
à partir de la solution préparée précédemment,
déposer dans chaque boîte 2 gouttes de solution de
levure au centre de la boîte.
Utiliser l’étaleur stérile de façon circulaire afin de
répartir les levures sur toute la surface de la boîte,
jusqu’à ce que celles-ci apparaissent sèches (les
levures doivent bien imprégner l’agar, pour assurer
une répartition homogène), puis refermer.
Exposition des boîtes aux UV :
4 des boîtes vont subir une exposition aux UV
(1 pendant 15 s, 1 pendant 30 s, 1 pendant 60 s,
1 pendant 120 s). La 5e boîte t 0 s servira de témoin.
La lampe doit est réglée sur λ = 254 nm (UV-C). Les
couvercles sont ôtés le temps de l’exposition (car le
rayonnement UV ne traverse pas le polycarbonate).
Ensuite, stocker les boîtes de Pétri dans un incubateur à 28 °C. Les résultats seront visibles dès le 5e
jour.
En l’absence d’incubateur, laisser les boîtes de Pétri
à température ambiante durant 2 jours de plus.
Elimination des boîtes :
Ne pas jeter les boîtes à la poubelle, il faut détruire
les cultures par stérilisation auparavant.
Après l’observation, placer les boîtes dans de l’eau
de javel diluée pendant 48 heures.
Vous pouvez également utiliser un autoclave
(120 °C pendant 20 minutes).
Trucs et astuces
Il est possible en utilisant un
masque cachant trois quarts
de la boîte de Pétri, d'exposer
1 seule boîte à 4 temps différents d'exposition et ainsi de
faire travailler les binômes sur
1 seule boîte.
• 24
Irradiation des levures dans l'enceinte UV.
ulture de levures
Résultats et exploitations
Matériel nécessaire
Réf. 108 022
Réf. 535 050
Réf. 543 005
Réf. 701 435
Réf. 701 441
Réf. 701 548
TP SVT
S. cerivisiae + adénine
+ 500 mL milieu YPG
prêt à couler
Mini-incubateur
Pack de matériel stérile
prêt à l'emploi
Enceinte UV
Agitateur type Vortex
Bec électrique Techni +
Compter le nombre de colonies dans un
logiciel de traitement de photo ou en
comptant le nombre de colonies sur 1 cm2
en utilisant un masque puis extrapolé cette
valeur pour l’ensemble de la culture.
Renouveler l’opération pour chaque boîte
ayant eu des temps d’exposition différents.
En parallèle, un groupe peut compter le nombre de colonies blanches.
En résumé
Le nombre de colonies qui se développe est
directement impacté par le temps d'exposition aux UV, le nombre de colonies diminue
quand le temps d'exposition augmente.
Les UV ont donc un effet létal sur les levures.
Pour aller plus loin
Le pourcentage de colonies blanches
augmente avec le temps d'exposition
aux UV. Les mutations sont favorisées par
l'exposition aux UV.
Certains groupes peuvent :
- Réaliser l'expérience à une longueur
différente (= 365 nm) afin de comparer
la dangerosité des rayonnements.
- Faire varier la concentration d'Adenine
dans le milieu.
25 •
TP Les différentes protections contre les UV
Extrait B.O.
Nombre de séances : 1
Niveau de difficulté :
2nde : Enseignement
d'exploration : Science
et cosmétologie
Problématique
scientifique
Le rayonnement ultraviolet
(UV) est un rayonnement
électromagnétique
émis
par le soleil ou par une
source artificielle. Il est
totalement invisible pour
l'œil humain.
Si le soleil est la principale
source de rayonnements
UV, il existe aussi une
grande variété de sources
artificielles. Les applications sont multiples, mais le
recours aux rayonnements
UV est surtout connu pour
des considérations d'ordre
esthétique (bronzage artificiel).
Comment détecter l'émission d'un rayonnement UV ?
Comment peut-on limiter
l'exposition à celui-ci ?
Mode opératoire
On dispose de plaques-tests sensibles au rayonnement UV : constituées d'une matière plastique
blanche lorsqu'elles ne sont pas exposées aux UV,
ces plaques virent immédiatement au rose sous
l'action de ce rayonnement. Le retour à l'état initial
se fait assez rapidement en plaçant les plaques à
l'obscurité par exemple.
Aspect d’une même plaque-test non exposée aux UV (à gauche) et après exposition durant 1 minute aux UV-A ( = 365 nm)
La simplicité d'utilisation des plaques-tests permet
de détecter l'émission d'UV et de tester l'efficacité
de moyens pour s'en protéger (crème solaire,
lunettes de soleil, etc.).
Avant le TP
Cette activité ludique et surtout concrète est
l'occasion de mener une réflexion sur les impacts
du rayonnement UV sur la santé. Elle peut être
aussi l'occasion de découvrir certaines utilisations,
autres qu'esthétiques, de ce rayonnement (séchage
des encres, polymérisation de vernis, traitement de
l'eczéma chronique, etc.).
De plus, les idées reçues chez les élèves peuvent
immédiatement être mises à l'épreuve (« une lampe
de bureau peut faire bronzer », « toutes les crèmes
solaires sont efficaces », « les nuages, comme les
vêtements, filtrent les UV », etc.).
On peut alors prévoir pour cette activité de tester
des crèmes solaires ayant des indices de protection
différents contre les UV-A, des lunettes de soleil, etc.
Pendant le TP
Test 1 : Protection des crèmes solaires
- Appliquer une fine couche de crème solaire sur une
petite zone de la plaque-test à l’aide d’un cotontige (NB : possibilité de tester différentes crèmes
plus ou moins protectrices) ;
- Exposer la plaque-test à un rayonnement UV-A
(λ = 365 nm) durant 60 secondes ;
Observer le résultat (une photo peut être prise afin
d’en garder la trace).
Panel de crèmes solaires testées
(Nb : toutes protègent des UV-A et ont
une date de péremption non dépassée).
Trucs et astuces
Les résultats obtenus montrent
qu'il n'est visiblement pas
nécessaire d'ôter le couvercle
d'une boîte de Pétri lorsque
l'on irradie des levures étalées
sur gélose nutritive (ex : effets
des UV sur le phénotype cellulaire chez S. cerevisiae souche
Ade2, Première S).
• 26
Test 2 : Protection des lunette de soleil
On peut aussi comparer l’efficacité des lunettes de
soleil à filtrer les UV. On peut aussi déterminer la
capacité des UV à traverser le verre ou encore le
polystyrène. On réitère la même procédure d’exposition que celle précédemment décrite.
Disposition de couvercles de boîtes de Pétri ou de lunettes de soleil sur une plaque-test
(photographies prises lors de l’irradiation à travers la fenêtre d’exposition de l’enceinte à UV).
Résultats et exploitations
Résultats obtenus pour les crèmes solaires (à gauche) et les lunettes de soleil (à droite).
Les verres teintés des lunettes de soleil
filtrent bien le rayonnement UV ce qui
assure une protection des yeux (rétine).
Des verres solaires en verre ou en plastique
semblent offrir la même protection.
TP SVT
Les crèmes solaires sont plus ou moins efficaces pour filtrer les UV : d'une manière
générale, une crème avec un indice élevé
offre une plus grande protection pour la
peau qu'une crème avec un indice inférieur.
Les huiles ou « monoïs » n'offrent quasiment
aucune protection.
Résultats obtenus pour les couvercles de boîtes de Pétri (verre ou polystyrène transparents).
En revanche, le couvercle transparent en
verre ou en polystyrène d'une boîte de Pétri
laisse passer les UV-A.
On devine néanmoins le contour de ces
boîtes qui, plus épais, filtre une partie du
rayonnement.
En résumé
La détection du rayonnement ultraviolet,
invisible pour l'œil humain, permet de tester son émission par des sources diverses et
permet aussi de tester l'efficacité de certains
produits (crèmes solaires, lunettes de soleil,
etc.) pour s'en protéger.
Pour aller plus loin
Les plaques-tests peuvent aussi être utilisées
en Terminale S enseignement spécifique
pour mettre en évidence chez les lichens le
rôle protecteur de la pariétine vis-à-vis des
UV (Diversification génétique et diversification du vivant (1-A) : « Une diversification
des êtres vivants est aussi possible sans
modification des génomes : associations
(dont symbioses) par exemple. »).
Matériel nécessaire
L'enceinte à UV émet deux types de longueur d'ondes : 254 nm (UV-C) et 365 nm
(UV-A). Les UV-C étant filtrés par l'ozone
dans l'atmosphère, ils n'atteignent pas la
surface terrestre, contrairement aux UV-A.
Néanmoins, ils sont utilisés pour la stérilisation en domaine médical ou industriel pour
leur action germicide.
Boîtes de Pétri stériles
en polystyrène Ø 55 mm
(lot de 15)
Boîtes de Pétri stériles
en polystyrène Ø 90 mm
(lot de 33)
Plaque sensible UV
Enceinte UV
Réf. 543 024
Réf. 543 028
Réf. 591 066
Réf. 701 435
27 •
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