Dirofilariose canine - Service de Diagnostic

LA DIROFILARIOSE CANINE
PROPOSITIONS DE TRAITEMENT ET DE PRÉVENTION APPROPRIÉES AU QUÉBEC
Alain Villeneuve, D.M.V., Ph.D.
Professeur de parasitologie
FACULTÉ DE MÉDECINE VÉTÉRINAIRE
SAINT-HYACINTHE
Corrigé le 15 mars 2014
INTRODUCTION
Collectivement, nous tentons d’endiguer la dirofilariose au Québec depuis
une trentaine d’années, soit le début des années ‘80. Comme nous sommes situés
dans la partie la plus nordique de l’aire d’enzootie de ce parasite, le climat limite en
partie la contagion. Chez nos voisins du sud, l’infection prend beaucoup
d’importance, au point où l’on recommande des traitements mensuels à l’année
longue.
Des cas d’échecs de prévention ont été rapportés récemment, surtout dans le
sud des États-Unis, et le spectre de la résistance a été brandi. Pour faire face à ces
nouveaux défis, plusieurs mesures correctives ont été proposées et ces mesures
changent à un rythme très rapide dans les dernières années, au fur et à mesure de la
publication des résultats de nouvelles recherches scientifiques. Il devient parfois
difficile de suivre la logique de ces recommandations, et surtout, de savoir si elles
s’appliquent chez nous ou pas.
Ce texte se veut une mise à jour des diverses recommandations et une
proposition pour une approche appropriée à nos propres conditions. De nombreux
éléments doivent être pris en considération et l’ordre de leur discussion est indiqué
dans le plan, un peu plus bas. Les recommandations officielles de l’American
Heartworm Society (janvier 2014) sont disponibles sur leur site web à l’adresse
suivante : www.heartwormsociety.org.
Pourquoi s’occuper de cette infection ? Le propriétaire d’un chien consulte le
vétérinaire pour protéger la santé de son animal, bien évidemment, mais le
vétérinaire poursuit d’autres buts également et ceux-ci dictent le choix des
interventions. Ces buts sont, en particulier :
Trouver et traiter les animaux infectés ;
Protéger la santé des animaux non infectés ;
Contrer l’épidémie en limitant la transmission de l’infection ;
Protéger la santé humaine.
1
2
PLAN
INTRODUCTION : Pourquoi s’occuper de cette infection ?
CHAPITRE 1 : ÉPIDÉMIOLOGIE
1.1 Caractéristiques biologiques du parasite
1.2 La transmission de l’infection (le modèle climatique)
1.3 Le rôle de Wolbachia pipientis à titre de commensal
1.4 La prévalence de l’infection
1.5 Distribution géographique
1.6 Facteurs de risque d’infection
CHAPITRE 2 : DIAGNOSTIC
p. 5
p. 5
p. 5
p. 6
p. 7
p. 8
p. 10
p. 11
2.1 Tests de dépistage : concentration sanguine vs tests sérologiques
2.1.1 Quel type de test choisir ?
2.1.2 Quel est l’intervalle de temps idéal entre les tests de dépistage ?
2.1.3 Quel est le bon moment de l’année pour tester ?
2.1.4 Quels chiens soumettre au test de dépistage ?
2.1.5 Interprétation du résultat du test de dépistage
2.2 Diagnostic chez l’animal possiblement infecté
2.3 Image clinique de l’animal infecté
2.3.1
Classification par syndrome.
2.3.1.1 Hypertension pulmonaire
2.3.1.2 Allergie
2.3.1.3 Défaillance hépatique
2.3.1.4 Problème rénal
2.3.2
Classification selon la gravité des signes cliniques
CHAPITRE 3 : TRAITEMENT
p. 11
p. 13
p. 14
p. 15
p. 16
p. 17
p. 17
p. 20
P. 20
p. 20
p. 20
p. 20
p. 21
p. 21
p. 22
3.1 Programme de prévention de la dirofilariose chez l’animal non infecté
p. 22
3.2 Traitement de l’animal infecté
p. 24
3.2.1
Mort lente des parasites adultes
p. 25
3.2.1.1 Protocoles suggérés
p. 26
3.2.1.2 Le choix du médicament
p. 26
3.2.1.3 Effets secondaires indésirables
p. 27
3.2.1.4 Intervenir lors d’effets secondaires indésirables
p. 27
3.2.1.5 Commentaires
p. 27
3.2.2
Mort rapide des parasites adultes
p. 29
3.2.2.1 Protocoles suggérés
p. 29
3.2.2.2 Les compléments au traitement : repos, vérification de l’efficacité
du traitement adulticide, doxycycline
p. 29
3.2.2.3 Effets secondaires indésirables
p. 30
CHAPITRE 4 : RÉSISTANCE
4.1
4.2
4.3
4.4
p. 32
La résistance, à combattre ou à craindre ?
Les cas d’échecs des traitements administrés en prévention
Pourquoi certains animaux traités s’infectent-ils ?
Lutter contre la résistance
CONCLUSION : Devons-nous continuer à fournir autant d’efforts ?
QUELQUES COMMENTAIRES SUR LA DIROFILARIOSE FÉLINE
RÉFÉRENCES
3
p. 32
p. 35
p. 36
p. 37
p. 38
p. 39
p. 41
4
CHAPITRE 1 : ÉPIDÉMIOLOGIE
1.1 Caractéristiques biologiques du parasite : Les filaires, du nom que l’on donne aux
vers adultes de ce groupe, se décrivent comme de longs vers blanchâtres et minces. Le
mâle mesure entre 14 et 19 cm de longueur et la femelle peut atteindre 31 cm. Cette
dernière donne naissance à des larves d'environ 300 m (295-325) de longueur et 6
m de largeur qui circulent librement dans le sang. Les parasites vivent
principalement dans les artères pulmonaires, mais on peut également les trouver
dans le cœur droit ou dans les veines caves, s'ils sont en grand nombre ou si l'animal
est de petite taille. On les trouve à l'occasion dans des endroits inusités suite à une
migration somatique erratique.
Les moustiques du genre Culex, Aedes et Anopheles jouent le rôle d’hôte
intermédiaire et de vecteur (Ledesma et Harrington, 2011). Le chien est l'hôte
habituel, mais 21 autres espèces de canidés domestiques et sauvages s'infectent et
peuvent jouer le rôle de réservoir, tels les renards, les coyotes et les loups. Plusieurs
autres espèces peuvent en être infectées à l’occasion, dont le furet, le chat et
l’homme ; on le les considère généralement pas comme des réservoirs potentiels.
La période de prépatence (PPP) a été évaluée à 184-210 jours (moyenne 190)
ce qui nous fait dire qu’elle est généralement de 7 mois. La durée de vie des adultes se
situerait entre 5 et 7 ans environ, chez les canidés. Les L1 survivraient 30 mois dans
l’animal, mais cette donnée ne correspond pas toujours aux observations rapportées
lors de traitement et il est possible que leur survie soit beaucoup plus courte, de
l’ordre de 4 à 8 semaines. Plusieurs facteurs, dont probablement la réaction du
système immunitaire, peuvent être impliqués dans la durée de la survie.
1.2 La transmission de l’infection (le modèle climatique): Le moustique qui pique un
animal parasité prélève du sang et des microfilaires. Le stade infectieux (L 3) ne sera
atteint chez le moustique qu'après une période de développement relativement
longue. Celle-ci se calcule en nombre d’unités thermiques et se définit par la formule
suivante, soit 1°C pendant 24 heures, à une température supérieure à 14°C. Le
nombre d’unités thermiques requis pour atteindre le stade infectieux serait
d’environ 130 (Ledesma et Harrington, 2011). En laboratoire, à une température de
18ºC ou légèrement plus élevée, le stade infectieux n’est atteint qu’après un mois; à
27ºC, il ne sera atteint qu’après 10 à 14 jours. Dans les conditions naturelles, quand
la température ambiante descend sous la température limite (14ºC), le
développement est temporairement suspendu et le temps requis pour atteindre le
stade infectieux est prolongé d’autant. La durée de vie de plusieurs espèces de
maringouins peut atteindre 2 mois, dans des conditions idéales.
Plusieurs espèces de maringouins jouent un rôle dans la transmission de
l’infection (Ledesma et Harrington, 2011). La saison des moustiques, dans la région
de Montréal, couvre environ les mois d’avril à septembre inclusivement, avec
5
certaines variations annuelles, mais la saison de transmission de la dirofilariose est
beaucoup plus restreinte. Des cartes météorologiques ont été établies pour l’ensemble du
Canada par des chercheurs ontariens, en 1995 (Slocombe et al., 1995). Ils en ont déduit, en
s'appuyant sur des données météorologiques des 30 années antérieures, que les seuls mois
où la transmission était possible dans les régions sud de la province sont les mois de juillet et
août, soit environ du 2 juillet au 8 septembre.
Avec les bouleversements climatiques que l’on vit, on est en droit de se
demander si ces modèles correspondent toujours à notre nouvelle réalité. Quelquesuns de ces modèles ont été testés par le passé, en plaçant des chiens sentinelles sur
le terrain, et la conclusion de la plupart de ces observations a été que ces modèles
surestiment la durée de cette période. D’autre part, la période où nous administrons
les traitements anti-Dirofilaria couvre le premier juin au premier novembre, ce qui
permet de contrôler tout débordement, même important, avant le début de juillet
comme après le 8 septembre.
D’autres modes de transmission ont été identifiés. La transmission de
quelques microfilaires à travers le placenta chez une chienne gestante a été
documentée, de même que la transfusion sanguine, mais comme la L 1 ainsi
transmise ne peut se développer tant qu’elle ne se trouve pas chez l’hôte
intermédiaire, le maringouin, la signification de ce transfert est sans importance
pour la santé de l’animal receveur, et sans conséquence pour un éventuel traitement
préventif avec une lactone macrocyclique.
1.3 Le rôle de Wolbachia pipientis à titre de commensal : Ces bactéries ont été
identifiées pour la première fois dans les tissus reproducteurs du moustique Culex
pipiens. On les retrouve aujourd’hui, à titre de commensal, chez des nématodes
transmis par des arthropodes (Bowman, 2011), mais la transmission se fait
maintenant par le nématode même, par infection des œufs produits par les femelles.
On retrouve des colonies de Wolbachia dans différents tissus chez les mâles et les
femelles, ainsi que dans le système reproducteur des femelles. Elles sont abondantes
surtout chez les femelles produisant des microfilaires (McHaffie, 2012). Elles seraient
essentielles au développement, à la survie et à la reproduction des nématodes. Cette
bactérie semble montrer des caractéristiques de symbiontes, en produisant des
éléments nutritifs essentiels pour les filaires. Elle aurait possiblement un rôle
antibactérien et produirait de l’énergie un peu comme les mitochondries peuvent le
faire (LePage et Bordenstein, 2013).
La bactérie seule semble responsable (ses protéines de surface) de lésions à
divers organes du chien infecté comme le foie, les reins, la rate et les poumons
(Kozek, 2005). Mais ces lésions se produisent en présence de microfilaires seulement
(Morchon et al., 2011). Par ailleurs, la présence de cette bactérie ouvre la porte au
développement éventuel de nouveaux tests de diagnostic.
6
1.4 La prévalence de l’infection - Depuis 1977, Slocombe et MacMillan ont compilé
les cas de dirofilariose, par le biais d'une enquête annuelle auprès de médecins
vétérinaires à travers le Canada. Ces enquêtes se sont poursuivies jusqu’en 2005 pour
reprendre une seule fois en 2010. Au Québec, l'épidémie a été signalée en 1984,
dans les régions de Hudson et de St-Lazare, à l'ouest de Montréal. Depuis, des cas
ont été rapportés ailleurs. Entre 1992 et 1998, il y aurait eu en moyenne 82 cas
rapportés à chaque année. Selon les données de cette enquête, plus de 100 000
chiens sont testés et mis sous un programme préventif annuel. On évalue
actuellement (enquête de l’Association des Médecins Vétérinaires du Québec en
pratique des petits animaux) à une cinquantaine, le nombre de cas annuellement, au
Québec.
140
120
100
80
60
40
20
0
80 82 84 86 88 90 92 94 96 98 0
2
4
6
8 10
Figure 1. Nombre de cas de dirofilariose canine rapportés au Québec depuis 1980.
Pour déterminer la prévalence dans nos régions, nous nous basons
principalement sur les résultats des tests de filtration et des tests sérologiques. Dans
les années 90, les tests étaient faits sur une base annuelle tandis que maintenant
l’intervalle entre les tests est passé à deux et même trois ans, ce qui peut avoir
influencé à la baisse le nombre de cas rapportés. La prévalence d’infection a été
évaluée en 2010 à 0,49% pour les chiens non soumis au programme de prévention et
à 0,01% pour les chiens sous traitement. Depuis le début de l’épidémie, 1223 cas
d’infections canines ont été rapportés pour la province.
Aux États-Unis, la prévalence chez les chiens non traités préventivement atteint
45 à 60% dans une zone de 300 km près des côtes de l'Atlantique allant du NewJersey jusqu'au Texas et bordant le fleuve Mississippi et ses principaux affluents. Des
cas ont été signalés dans tous les États et la prévalence varie principalement en
7
fonction de facteurs climatiques. Dans les régions fortement enzootiques de la
Floride, de la Georgie et de la Louisiane, le risque d’infection pour un chien gardé à
l’extérieur varie entre 73 et 93% selon la durée et la période d’exposition (4 à 12
mois). Entre 240 000 et 500 000 chiens auraient été trouvés infectés, en 2005, aux
États-Unis (voir Rohrbach et Patton, 2013).
1.5 Distribution géographique : On trouve le parasite dans les régions à climat
tropical et subtropical comme l'Asie, l'Europe méridionale, l'Afrique du Nord,
l'Australie ainsi que dans les zones côtières des deux Amériques. La zone d'enzootie
touche principalement les régions côtières et les régions fluviales. Au Canada, elle
comprend le sud du Québec, le sud de l'Ontario, le sud du Manitoba et la vallée de
l'Okanagan en Colombie Britannique.
Au Québec, des cas d'infections canines ont été signalés dans toutes les régions
du sud de la province. En fait, la zone d'enzootie suit, sur une carte géographique, le
tracé d'une ligne horizontale immédiatement au nord de la ville de Québec,
s’incurvant pour suivre vaguement le fleuve St-Laurent vers Gatineau. Tout près de
la moitié des cas ont été signalés dans la région immédiatement au nord de l'île de
Laval s'étendant entre L'Assomption et Lachute.
Figure 2. Distribution géographique de la zone enzootique de la dirofilariose.
8
Tableau 1. Classification des cas de dirofilariose canine selon les régions
touristiques du Québec.
Région touristique
Région 1. Abitibi-Témiscamingue
Région 2. Outaouais
Région 3. Laurentides
Région 4. Région de Montréal
Région 5. Montérégie
Région 6. Estrie
Région 7. Cœur du Québec
Région 8. Région de Québec
Région 9. Chaudière-Appalaches
Région 10. Saguenay/Lac St-Jean
Région 13. Lanaudière
Total
2
33
424
234
338
34
17
13
4
2
70
Tableau 2. Villes où le plus grand nombre de cas de dirofilariose canine ont été
signalés.
Ville
Hudson
Joliette
L’Assomption
Laval
Mascouche
Montréal
St-Jérôme
St-Lin
Ste-Anne-des-Plaines
Ste-Thérèse
9
Total
175
29
32
68
41
120
40
35
27
121
En zone enzootique, on signale parfois des foyers d’infection, suite au dépistage de
plusieurs animaux de la même région immédiate. De toute évidence, un animal infecté sert
de réservoir d’infection pour ces animaux. Cette situation demeure possible et d’autant plus
dans une région de forte densité canine. Autrement, des canidés sauvages peuvent jouer le
même rôle à la campagne et dans des régions moins densément peuplées.
Selon la littérature, le coyote semble constituer un excellent réservoir de Dirofilaria,
encore plus probablement que le chien, du fait de son état de santé souvent précaire. Par
exemple, une étude californienne a montré une prévalence de 91 % chez 23 adultes; le
nombre moyen des vers adultes était de 19, mais un jeune animal en hébergeait 238 (Sacks,
1998). Au Québec, des coyotes et un renard de la Montérégie ont été trouvés infectés à la
nécropsie (Fortier, 1993); environ 10 % des animaux étaient infectés et deux d’entre eux
hébergeaient 50 vers. Par contre, le renard semble jouer un rôle beaucoup moins important
(Anderson, 2001).
1.6 Facteurs de risque d’infection de Dirofilaria
Animal vivant ou provenant ou ayant voyagé dans une zone enzootique
reconnue.
Animal ne recevant aucun vermifuge ou un vermifuge non efficace contre le
ver du cœur.
Animal souvent à l’extérieur aux moments de forte activité des maringouins,
soit en soirée et la nuit.
Animal habitant une région où les chiens ou les coyotes abondent, (ville et
campagne).
Les animaux de tout âge sont réceptifs à l’infection.
10
CHAPITRE 2 : DIAGNOSTIC
Le diagnostic et le dépistage de cette infection demandent deux approches
distinctes. L’approche diagnostique s’impose pour un animal présentant, à prime
abord, l’image clinique suggestive de cette infection. Seul un groupe restreint
d’animaux entrent dans cette catégorie. L’approche de dépistage s’applique à la
majorité des autres animaux et comprend tous les animaux exposés antérieurement
à l’infection, sous traitement ou pas. Pour le dépistage, les tests sanguins suffisent
tandis que, dans le cas de l’approche diagnostique, on fera appel à l’anamnèse ainsi
qu’à toute une panoplie de tests cliniques pour y arriver.
2.1 TESTS DE DÉPISTAGE : CONCENTRATION SANGUINE VS TESTS SÉROLOGIQUES
Les tests sérologiques et les tests de concentration sanguine sont utilisés en
première ligne, dans un but de dépistage. Les premiers permettent de détecter des
substances à propriétés antigéniques excrétées principalement par les femelles,
lorsqu’elles ont atteint un certain développement, soit débutant 5 mois après
l’infection du chien, avec une production individuelle en augmentation par la suite.
Les seconds visent à montrer la présence des microfilaires dans le sang.
Aucun de ces tests n’est parfait et ne permet de trouver tous les cas
d’animaux infectés. De fausses réactions peuvent s’observer dans les deux cas.
Les fausses réactions aux tests sérologiques : Pour des raisons parfois difficiles à
cibler, tous les tests sérologiques comportent un taux de fausses réactions. Parmi les
raisons connues, citons le manque de maturité des femelles, leur nombre restreint,
la présence de vers mâles uniquement (l’étude de Rishniw et ses collaborateurs en
2012, a montré que les infections unisexuées comportaient des femelles pour 7
chiens sur 8), et un hôte de grande taille pour l’obtention de réactions faussement
négatives. Les raisons pour l’obtention de réactions faussement positives sont
probablement inhérentes au test utilisé. Ces réactions fausses sont réputées, selon
les données des fabricants, survenir très rarement. Toutefois, les qualités d’un test
déterminées en laboratoire par du personnel qualifié ne seront pas aussi bonnes
lorsque faites par du personnel en clinique (Rhohbach et Patton, 2013).
Les fausses réactions aux tests de concentration sanguine : Pour ce qui est des tests
de concentration sanguine, outre Dirofilaria, des larves de quatre autres espèces de
parasites peuvent ainsi être trouvées : Toxocara canis, Ancylostoma caninum,
Strongyloides stercoralis et Acanthocheilonema. Ce dernier, un parasite non
pathogène installé dans le derme au stade adulte, est transmis par des puces
(sérologie négative ; quitte rapidement le champ microscopique lors d’un examen
d’une goutte de sang entre lame et lamelle ; mesure 250 à 288 µm de long, donc
plus petit que celle de Dirofilaria (295-325 µm), plus rare de nos jours à cause de
l’utilisation généralisée des médicaments efficaces contre les puces). Les larves des
11
trois parasites gastro-intestinaux nommés se trouvent rarement et en exemplaire
unique dans un millilitre de sang, et leur morphologie diffère passablement de celle
de Dirofilaria. L’examen de la préparation demande également de différentier entre
les larves et les débris vermiformes qu’on y trouve fréquemment.
Figure 3. Morphologie de larves pouvant être trouvées dans le sang d’un chien. Les
larves identifiées sont, en débutant par la gauche, Dirofilaria, Acanthocheilonema
(Dipetalonema), Toxocara canis, Ancylostoma caninum et Strongyloides stercoralis.
Il existe une périodicité dans la microfilarémie, le pic journalier se situant en
fin d’après-midi et en soirée, en accord avec les activités des vecteurs (Ledesma et
Harrington, 2011. Toutefois, ces variations ne sont pas réputées influencer le
diagnostic, sauf peut-être lorsque le nombre de microfilaires en circulation est faible.
Dans la mesure du possible, respecter cette périodicité augmente légèrement la
sensibilité de notre test.
Autrement, on trouve entre 25 et 33% des infections où la présence de vers
adultes n’est pas accompagnée de la présence de microfilaires, des infections que
l’on qualifie d’ « occultes ». Plusieurs situations peuvent entraîner ces cas : la
présence d’adultes n’ayant pas encore atteint la fertilité, la présence d’un ou de
quelques adultes matures sexuellement, mais du même sexe, des adultes
sexuellement matures chez un animal traité mensuellement avec une lactone
macrocyclique et rendus infertiles par ce traitement, et la présence d’adultes fertiles
chez un animal dont le système immunitaire détruit rapidement les microfilaires dès
que les femelles les expulsent, au niveau pulmonaire. Comme les tests de dépistages
se font de façon saisonnière chez nous, la première possibilité est généralement
exclue. Les animaux de la troisième catégorie sont connus et ceux de la quatrième
auront généralement des signes cliniques dus aux lésions pulmonaires. La raison
12
sous-jacente à l’apparition de cas occultes chez nous demeure donc des infections
unisexuées, et on s’attend ainsi à ce que le pourcentage d’infection occultes soit
moins élevé qu’ailleurs.
2.1.1 Quel type de test choisir ? Durant les quatre dernières années, soit de 2008 à
2013, nous avons testés 1 778 chiens par test de filtration et 299 par test
sérologique. Quelques animaux suspects ont été testés par les deux techniques. Le
premier test nous a permis d’identifier 16 animaux infectés et le deuxième 18. Il
serait tentant de conclure que les tests sérologiques dépistent plus d’animaux
infectés, mais il ne semble pas que ce soit nécessairement le cas.
Dans les faits, nous avons identifiés 23 cas suspects au total, et chaque cas a
été soumis aux deux types de test, ce qui nous permet de mieux comparer leurs
qualités. Les tests de filtration ont permis d’identifier 15 chiens infectés avec
certitude (cas confirmés) tandis que les tests sérologiques n’ont identifié que 9 de
ces mêmes animaux, donnant ainsi une sensibilité de 60% seulement, sur ces chiens
microfilarémiques. Par ailleurs, les tests sérologiques ont permis d’identifier 8 chiens
non infectés selon le test de filtration, mais il a été difficile de statuer sur la valeur de
ces réactions puisqu’il a été impossible de confirmer ces résultats. Il reste un doute
raisonnable à ce que ces chiens aient été réellement infectés. Ces données sont
illustrées dans le tableau suivant.
Tableau 3. Compilation du résultat des tests sérologiques et des tests de filtration
effectués concurremment chez des chiens.
Ag +
Ag Total
µf +
9
6
15
µf 8
?
Total
17
Nous avons donc obtenu 15 chiens infectés confirmés par le test de filtration.
Les résultats obtenus par les tests sérologiques doivent nécessairement être
confirmés par l’anamnèse, par d’autres tests de laboratoire ou par des tests
d’imagerie médicale, avant d’être considérés comme des animaux infectés. Il est
recommandé, advenant le cas où la confirmation demeure peu convaincante,
d’attendre six mois et de refaire les tests.
D’aussi faibles sensibilités ont également été rapportées dans la littérature.
Dans deux essais cliniques cités récemment, elle n’a été que de 78 à 84% en
présence d’une à quatre femelles, et de 52 à 67% en présence de un à dix vers
lorsque le test est effectué en clinique (Rorhbach et coll., 2011). Dans une
13
compilation de 12 études effectuées de 1986 à 2011 (Rohrbach et Patton, 2013) où
le véritable statut d’infection des animaux a pu être établi par nécropsie (n = 5 500),
la sensibilité moyenne a été de 78,2% (33-98) et la spécificité moyenne de 97,3%
(89-100). La valeur prédictive positive a varié entre 15 et 54% et la valeur prédictive
négative de 99 à 99,9%. Par exemple, la valeur prédictive positive d’un test dans une
région où la prévalence se situe à 0,5% ne serait que de 12,7%. La sensibilité des
tests sérologiques semble beaucoup plus variable qu’on nous ne l’a laissé croire, du
moins en zone de faible enzootie ou lorsque les infections comportent une faible
charge parasitaire, ce qui correspond à notre réalité québécoise.
Dans notre contexte où la pression d’infection est très faible, les
performances des tests sérologiques semblent nettement diminuées et les tests de
filtration nous permettent d’identifier plus d’animaux avec certitude. Un résultat
négatif à un test sérologique chez un chien microfilarémique, expose l’animal testé à
des réactions secondaires indésirables lors de la première administration du
médicament préventif, et surtout, permet à cet animal d’être une source adéquate
de vers du cœur pour son entourage, probablement pendant une partie ou même
tout l’été qui suit. Un autre argument important est que l’on veut connaître le plus
exactement possible le nombre de cas dans nos régions, ne serait-ce que pour suivre
adéquatement l’évolution de la situation et pour se convaincre qu’il faut continuer la
prévention de façon appropriée.
Chaque type de test a ses avantages et ses inconvénients, et ceux-ci peuvent
varier selon chaque animal. Le risque d’infection pour un chien gardé sous un
programme préventif semble très faible, à 1 chance sur 10 000, selon la compilation
récente de docteur Slocombe (2011). Toutefois, vu la très faible performance des
deux types de test chez ces animaux, il est fort probable que ce risque soit plus
élevé. Le risque d’infection pour les animaux n’ayant reçu aucun médicament contre
Dirofilaria a été évalué à 1 chance sur 200, variable selon les régions. Considérant les
contraintes de toutes sortes associées à chacun des choix (coût, rapidité d’obtention
des résultats, charge de travail pour le personnel, équipement disponible, etc), il est
alors possible de séparer en deux groupes distincts les animaux à tester. On soumet
les animaux à risque élevé d’infection à un test de filtration et tous les autres
animaux, en particulier ceux sous traitement préventif l’année antérieure, peuvent
être testés par sérologie, étant donné sa très forte valeur prédictive négative.
2.1.2 Quel est l’intervalle de temps idéal entre les tests de dépistage ? Les tests
annuels sont fortement recommandés par les organismes officiels américains et
même aux 6 mois dans les zones de forte enzootie. Il est possible quand même
d’augmenter cet intervalle, considérant que le risque d’infection en région fortement
enzootique avoisine les 60% tandis que ce même risque n’est que de 0,45% pour le
Québec. Donc, un intervalle de 2 ans semble acceptable, chez nous. Toutefois,
l’expérience passée nous a montré que plusieurs animaux s’infectent à chaque
année probablement par un protocole de prévention non respecté. Certains
animaux, pour d’autres raisons comme des voyages ou la présence de coyotes dans
14
le voisinage, par exemple, s’exposent aussi de façon plus importante à l’infection.
Ces animaux devraient être testés plus fréquemment, probablement une fois l’an.
Ne jamais tester n’est pas une option à généraliser ; un animal infecté ne
recevant de médicament préventif que sur une période de 6 mois annuellement,
peut s’infecter, présenter des microfilaires dans le sang, et servir de réservoir
d’infection pour les chiens et autres espèces animales de l’entourage et même les
humains. Les conséquences d’une telle infection ne peuvent être justifiées par
l’économie d’un test annuel ou bisannuel. Une telle attitude est peu compatible avec
les objectifs du médecin vétérinaire et de bonnes pratiques pour la prévention de la
dirofilariose.
2.1.3 Quel est le bon moment de l’année pour tester ? Chez un animal présentant
des signes cliniques, la saisonnalité des tests n’a aucune importance. L’apparition des
signes cliniques risque de se produire longtemps après l’infection, plusieurs mois à
plusieurs années même, et à la fois les microfilaires et les substances antigéniques
devraient être produites en quantité détectable, indépendamment de la saison.
Toutefois, les microfilaires pourraient être absentes dans certains cas, souvent
détruites par le système immunitaire en infection chronique.
Les microfilaires apparaissent dans le sang après 190 jours, soit après environ
6 mois et demi. Pour que celles-ci soient détectables, il nous faut une certaine
période d’accumulation dans le sang, surtout que la production de microfilaires sera
probablement très modeste, à ses débuts. Pour ces raisons, le consensus est de
calculer une période de prépatence de 7 mois. Comme la dernière possibilité
d’infection se produit, selon les modèles mathématiques, durant la première
semaine de septembre, ajouter sept mois nous amène au mois d’avril. La date pour
débuter les tests de concentration de microfilaires devient alors la mi-avril.
Pour les tests sérologiques, la production des substances antigéniques
permet leur détection dans le sang, au plus tôt quand le ver femelle atteint l’âge de 5
mois. Il semble crédible que ces substances augmentent en quantité avec le temps et
la maturité des femelles. Ainsi, on pense que leur production devient importante ou
maximale vers le 8e mois suivant l’infection. En faisant le même calcul mathématique
que précédemment, si on ajoute 8 mois à la première semaine de septembre comme
dernière date possible d’infection, on arrive à la mi-mai comme début des tests
sérologiques. Cette date est à respecter surtout pour les animaux fortement exposés
à l’infection et la recommandation officielle de l’AHS est même d’attendre 9 mois.
Chez les autres animaux, le test peut être fait plus tôt sans craindre de diminuer de
façon importante leur sensibilité.
D’autre part, chez un animal ayant reçu des médicaments préventifs
mensuels l’année antérieure, on sait que l’infection est quand même possible dans
certains cas, surtout si la posologie n’a pas été respectée. On s’attend à trouver une
très faible charge parasitaire. On sait que la performance des tests sérologiques
15
diminue lorsque la charge parasitaire est faible et parfois, de façon importante,
surtout pour ce qui est de la sensibilité. Il est donc recommandé, chez un animal
ayant prétendument reçu des médicaments préventifs et pour qui on a des doutes
sérieux, d’attendre 9 mois et plus après la dernière date d’infection possible, afin de
s’assurer que les femelles sont en pleine production des substances antigéniques de
façon à donner le maximum de sensibilité à notre test. Il faut se rappeler que ces
animaux peuvent présenter un faible nombre de vers adultes (faible sensibilité des
tests sérologiques) ainsi que des microfilaires. L’AHS recommande maintenant que
ces cas où un doute est raisonnable soient testés par les deux types de tests.
Par ailleurs, l’administration des médicaments préventifs n’exerce aucun
effet adulticide et interfère peu sur le résultat du test sérologique. Donc, le test peut
être fait sans craindre de faux résultats plus qu’à l’habitude, chez un animal à qui on
a administré déjà un médicament préventif. Par exemple, si un propriétaire se pointe
à la clinique au mois de juillet pour renouveler une prescription, le test de dépistage
que vous voudrez faire peut comporter un test sérologique. Un test de filtration
serait moins approprié dans ce cas (mais pas à proscrire) puisque les médicaments
administrés peuvent détruire une forte proportion des microfilaires sanguines (L 1). Si
elles étaient peu nombreuses, on peut se retrouver dans l’incapacité de les trouver.
Cependant, comme les médicaments administrés de façon préventive détruisent
entre 40 et 90% environ des microfilaires sanguines, à chaque administration, et que
leur élimination totale se fait en 4 à 9 mois chez 80 à 90% des chiens, il est encore
approprié et utile de faire aussi une recherche de microfilaires.
Le résultat obtenu à ces tests doit être interprété. Voir des microfilaires et
être capable de bien les identifier nous certifie que l’animal est infecté. Le résultat
d’un test sérologique ne peut jamais être pris tel quel en valeur absolue. Une
réaction positive à un test sérologique doit obligatoirement être confirmée, sinon, il
faut considérer l’animal comme non infecté et reprendre le test six mois plus tard. À
cause de la forte pression d’infection dans certaines régions plus au sud, les
recommandations officielles sont plutôt à l’effet de considérer un chien sans
microfilarémie et présentant des antigènes spécifiques comme infecté, ce qui est
discutable, étant donné les qualités des trousses sérologiques.
2.1.4 Quels chiens soumettre au test de dépistage ? Voici une liste d’animaux à
risque d’infection élevé, pour nous aider à identifier les animaux à tester, sur une
base annuelle ou autrement. Selon le dernier relevé du docteur Slocombe (2011),
pour le Québec, sur la saison 2010, le risque de s’infecter d’un animal non protégé
par une médication spécifique était de 0,49%, soit environ une chance sur 200,
tandis que ce même risque pour l’ensemble des animaux protégés est de 0,01% (un
chien sur 10 000).
1. Animal vivant ou provenant ou ayant voyagé dans une zone enzootique
reconnue. Pour le Québec, cette zone couvre toutes les régions situées au
sud de la ville de Québec, celle-ci incluse.
16
2. Animal n’ayant jamais reçu de médication préventive.
3. Animal ayant reçu l’année antérieure et pour une première saison, une
médication préventive, quelque soit le médicament (surtout si l’animal a
connu une forte croissance durant cette période).
4. Animal pour qui une ou plusieurs doses de médicaments ont été omises, en
particulier durant celles des mois d’août, septembre et octobre.
5. Animal souvent à l’extérieur dans une région où les chiens ou les coyotes
abondent, (ville et campagne).
6. Animaux pour qui on a changé, l’année antérieure, le médicament préventif
prescrit.
N.B. Les animaux nés dans nos régions, après le premier octobre de l’année antérieure, ne
peuvent être infectés et qu’il est alors inutile de les tester avant de débuter la prévention.
2.1.5 Interprétation du résultat du test de dépistage
Il est généralement accepté d’effectuer un seul test pour dépister les
infections, soit un test de concentration sanguine (filtration) soit un test sérologique.
Comme décrit précédemment, les fausses réactions demeurent possibles, et aucun
test n’est parfait. Toutefois, identifier une larve au test de concentration sanguine
permet de confirmer une infection, ce qui est impossible avec les tests sérologiques.
En ce qui a trait aux tests sérologiques, plusieurs technologies ont été
utilisées pour ces tests et un défaut inhérent à ces tests est la présence de fausses
réactions à un taux très faible. Utilisés dans une population où l’infection abonde,
ces défauts nuisent rarement, mais ce n’est pas le cas dans des régions à faible
enzootie où les fausses réactions dépassent en fréquence le nombre de cas
attendus. La section précédente a montré cette difficulté. La technologie utilisée a
été simplifiée avec les années et semble d’autant plus fiable, maintenant, mais cette
problématique demeure encore.
Les différentes possibilités de résultats de tests chez un animal non infectés
sont les suivantes : test de filtration négatif ; test sérologique négatif ; test de
filtration et test sérologique chez un même animal, négatifs (voir schéma plus loin).
On doit entrer dans cette même catégorie, les animaux dont le résultat du test de
concentration sanguine est négatif en même temps qu’un test sérologique sort
positif, sans possibilité de le confirmer de façon crédible. Cette dernière catégorie
d’animaux doit toutefois faire l’objet d’un suivi annuel et préférablement bisannuel,
tant qu’un doute raisonnable subsiste.
2.2 Diagnostic chez l’animal possiblement infecté
Les tests sérologiques et les tests de concentration sanguine sont utilisés en
première ligne, bien évidemment. Chez ces animaux, il importe de procéder
17
également à d’autres tests dont la radiographie thoracique (artères pulmonaires :
branches dilatées et tortueuses, surtout au niveau des lobes diaphragmatiques ;
atteintes variables du parenchyme pulmonaire), l’échocardiographie (deux courtes
lignes parallèles caractéristiques apparaissant dans les gros vaisseaux sanguins, plus
utile chez les animaux porteurs de charge parasitaire importante, plus utile chez le
chat) et l’histoire de cas (absence de traitement préventif anti-Dirofilaria, naissance
ou séjour en zone enzootique, activités extérieures fréquentes, cas signalés dans la
région, etc).
La figure suivante présente une image simplifiée du processus de décision en
rapport avec cette infection.
18
DÉPISTAGE
DIAGNOSTIC
TECHNIQUES
RÉSULTAT :
TRAITEMENT :
Ag-, µf-
Ag+, µf-
Ag-, µf+
+/-
microfilaricide
Ag+, µf+
adulticide
VÉRIFICATION DE L’EFFICACITÉ
PRÉVENTION
Figure 4. Arbre de décision simplifié montrant les différentes étapes du traitement
contre la dirofilariose.
19
2.3 IMAGE CLINIQUE DE L’ANIMAL INFECTÉ.
Plusieurs signes cliniques peuvent suggérer cette infection dont, principalement, la
toux, l’intolérance à l’exercice, la respiration difficile, des bruits cardiaques ou
respiratoires anormaux à l’auscultation, de l’hépatomégalie, la syncope ou l’ascite.
Chez un chien d'intérieur plutôt sédentaire et n'hébergeant que quelques parasites,
il est possible qu'il n'y ait jamais aucun signe clinique. En fait, on admet
généralement que deux facteurs sont importants dans l'apparition des signes
cliniques, le nombre de vers (probablement plusieurs dizaines) et le degré d'activité
du chien. Il est évident que la taille du chien entre aussi en ligne de compte. Le
temps écoulé depuis l'infection ne semble jouer qu'un rôle minime, les signes étant à
leur maximum quand les parasites atteignent leur âge adulte, vers six mois.
Deux classifications vous sont proposées : par syndrome ou par la gravité des signes
cliniques observés.
2.3.1 CLASSIFICATION PAR SYNDROME :
2.3.1.1 Hypertension pulmonaire : Les vers adultes irritent la paroi interne des
artères, laquelle prolifère, entraînant un rétrécissement de la lumière. Il existe une
bonne corrélation entre le nombre de vers et l’importance des lésions. Ces dernières
toutefois se stabilisent rapidement, lorsque les parasites atteignent l’âge adulte, à
moins qu’il y ait surinfection avec de nouveaux vers. Les signes apparaissent de
façon insidieuse : toux profonde qui s'exagère à l'exercice, fatigue apparaissant
rapidement, baisse de poids malgré un bon appétit. Chez les animaux plus affectés,
on pourra remarquer de l'hépatomégalie, de l'ascite, une effusion pleurale ainsi
qu'un mauvais fonctionnement de la valvule tricuspide. Environ 80 % de ces cas sont
amicrofilarémiques. L'insuffisance cardiaque droite s'installe à la longue.
2.3.1.2 Allergie : Certains animaux présentent une hyper-réactivité de leur système
immunitaire face aux microfilaires (et possiblement face aux antigènes de Wolbachia
libérés par la destruction des microfilaires, voir la section sur Wolbachia). Ces
dernières, aussitôt produites par les femelles, sont immobilisées dans les capillaires
pulmonaires et séquestrées par des cellules inflammatoires qui engendrent une
réaction granulomateuse autour de la larve. A cause de l'atteinte pulmonaire, on
remarquera surtout de la toux chronique ainsi que des efforts respiratoires plus ou
moins marqués (fibrose pulmonaire), pouvant aller jusqu'à la détresse respiratoire.
2.3.1.3 Défaillance hépatique (ou syndrome de la veine cave) : Ce syndrome est dû
à une hémolyse massive d'apparition soudaine avec défaillance du cœur droit suite à
l'obstruction mécanique par un grand nombre de vers. Dans certaines circonstances,
des vers en grand nombre (50 et plus) s'accumulent dans l'oreillette droite et dans
les veines cave et hépatique, et le foie en subit les conséquences. Le sang régurgite à
la tricuspide. A cause de la défaillance hépatique, le cholestérol est moins estérifié
20
par le foie, s'accumule sous forme libre dans les globules rouges et les fragilise; ces
derniers se brisent en se faufilant entre les parasites. L'hémolyse se traduit par de
l'hémoglobinémie et de l'hémoglobinurie. Les signes apparaissent rapidement :
hémoglobinurie, faiblesse marquée, anorexie, anémie, choc hypovolémique, ictère,
bilirubinurie; il y a peu de toux, malgré une respiration laborieuse. On peut
remarquer un pouls jugulaire dû au défaut fonctionnel de la valvule tricuspide.
L’échocardiographie permet de voir les vers dans la veine cave postérieure.
2.3.1.4 Problème rénal : L'atteinte rénale est due à une glomérulonéphrite à
médiation immunitaire et elle se traduit très rarement par de la protéinurie, de
l'urémie et une défaillance rénale.
2.3.2 CLASSIFICATION SELON LA GRAVITE DES SIGNES CLINIQUES OBSERVES
I:
Peu marqué : aucun signe clinique, toux.
II :
Marqué : toux, intolérance à l’exercice, sons anormaux à l’auscultation.
III :
Grave : toux, intolérance à l’exercice, respiration laborieuse, anomalies à
l’auscultation cardiaque ou pulmonaire, hépatomégalie, syncope, ascite, mort.
IV :
Syndrome de la veine cave : apparition soudaine d’une léthargie marquée et
de faiblesse, hémoglobinémie et hémoglobinurie.
21
CHAPITRE 3. TRAITEMENT
3.1 PROGRAMME DE PRÉVENTION DE LA DIROFILARIOSE CHEZ L’ANIMAL NON
INFECTÉ
On trouve plusieurs médicaments présentement sur le marché pour prévenir la
dirofilariose. Malgré le fait que ceux-ci s’avèrent d’une utilisation sécuritaire, des
effets secondaires peuvent être observés en présence parfois d’une faible
concentration de microfilaires (L1) sanguines. Il s’avère donc de toute première
importance de s’assurer du statut de l’animal en regard de la dirofilariose, avant de
débuter le traitement préventif et cette recommandation apparaît sur l’étiquette
des produits (Bowman et Mannella, 2011). Advenant le cas que l’animal à traiter soit
infecté, les microfilaires dans le sang ne seront pas toutes détruites par
l’administration mensuelle de médicaments, ce qui ferait de cet animal un réservoir
d’infection pour les animaux et humains de son entourage, et ce, durant
probablement plusieurs mois. En infection occulte, les signes cliniques peuvent être
absents ou mitigés et l’animal pourrait bénéficier, dans certains cas, d’un traitement
adulticide.
Quatre substances appartenant toutes à la même classe de
lactones macrocycliques, sont disponibles : l'ivermectine, la
moxidectine et la sélamectine. Ces substances sont considérées
large spectre d’indications couvrant, selon les substances, des
intestinaux et certains ectoparasites.
Marque de
commerce
Heartgard
Plus
Interceptor
Sentinel
Proheart
Advantage
Multi
Revolution
Milbemax
Trifexis
Matière active
Formulation
Ivermectine + pyrantel
médicaments, les
milbemicyne, la
comme ayant un
parasites gastro-
Cube à croquer
Espècecible
Chat/chien
Âge minimal pour
traiter
6 sem
Milbemycine
Milbemycine + lufénuron
Moxidectine
Moxidectine + imidacloprid
Comprimé
Comprimé
Injectable
Liquide topique
Chat/chien
Chat/chien
Chien
Chat/chien
Sélamectine
Milbemycine + praziquantel
Milbemycine+ spinosad
Liquide topique
Comprimé
Tablette
croquable
Chat/chien
Chat
Chien
2 sem
2 sem
6 mois
8 sem (chat) ; 7 sem
(chien)
6 sem
6 sem
8 sem
Marque de
commerce
Heartgard Plus
Interceptor
Sentinel
Proheart
Advantage Multi
Autres indications
T. canis, T. leonina, A. caninum, U. Stenocephala
T. canis, T. cati, T. leonina, A. caninum, T. vulpis
T. canis, T. cati, T. leonina, A. caninum, T. vulpis.
A. caninum, U. stenocephala
T. canis, T. cati, T. leonina, A. caninum, A. tubaeforme, U. stenocephala, T. vulpis,
C. felis, O. cynotis, S. scabiei, Demodex
22
Revolution
Milbemax
Trifexis
T. canis (aide au contrôle), T. cati, A. tubaeforme, S. scabiei, C. felis, O. cynotis,
D. variabilis
T. cati, A. tubaeforme, D. caninum, T. taeniaeformis, E. multilocularis
T. canis, T. leonina, T. vulpis, A. caninum, C. felis
Ces médicaments doivent être administrés mensuellement. La période de
transmission des vers du cœur, dans le sud du Québec, s’étend entre le début juillet
et la fin de la première semaine de septembre. En théorie, l’administration d’un de
ces médicaments le premier août, le premier septembre et le premier octobre serait
suffisant pour apporter une protection adéquate. Toutefois, avec ce protocole, il ne
nous reste que peu de marge de manœuvre pour pallier à des variations climatiques.
De plus, pour profiter des autres indications associées à ces médicaments, il devient
plus intéressant d’avoir une approche globale du contrôle des parasites, en traitant
sur une période plus longue, soit de mai à octobre. Le protocole normalement utilisé
devient donc une administration mensuelle débutant le premier mai/juin et se
terminant le premier octobre/novembre.
On voit apparaître maintenant (sur l’étiquette du Trifexis par exemple), une
recommandation à l’effet de traiter pour au moins trois mois après la fin de la saison
de transmission. Cette recommandation s’explique dans le contexte des
caractéristiques biologiques de la souche MP3 de Dirofilaria sur lesquelles les
expérimentations ont montré une baisse d’efficacité de plusieurs des médicaments
utilisés couramment, après une seule administration. Cette efficacité a été ramenée
à 100% après trois administrations mensuelles consécutives. Le détail de ces études
sera discuté dans la section sur la résistance. Comme il n’y a peu d’indications de
résistance pour le moment et que le phénomène est encore très mal caractérisé,
l’application de ces mesures peut apparaître un peu prématurée. Le respect du
protocole habituel d’administration mensuelle protège l’animal adéquatement,
selon les données actuelles, puisque les traitements de septembre, octobre et
novembre peuvent apporter les trois traitements mensuels demandés après
l’exposition. Les échecs rapportés feront également l’objet d’une discussion dans la
section sur la résistance.
Les doses préconisées pour la prévention ont été testées et se sont avérées
sécuritaires ; l’usage des formulations concentrées pour grands animaux est à
décourager à cause des risques d’intoxication. Certains chiens de race Colley et
d’autres chiens déficients en P-glycoprotéines montrent une grande susceptibilité à
la toxicité aux lactones macrocycliques en surdose, à certains médicaments
(inhibiteurs de P-glycoprotéines) ou en combinaison avec ces médicaments. Liste
tirée de www.vetmed.wsu.edu/depts-vcpl/drugs.aspx):
Antidépresseurs
Antimicrobiens
Opiacés
Médicaments pour le cœur
Fluoxétine, herbe de St-Jean (millepertuis), paroxétine
Érythromycine, itraconazole, kétoconazole
Méthadone, pentazocine
Vérapramil, amiodarone, quinidine, nicardipine
23
Médicaments à effets Cyclosporine, tacrolimus
dépresseurs sur le système
immunitaire
Médicaments variés Bromocriptine, chlorpromazine, tamoxifen, jus de raisin
3.2 TRAITEMENT DE L’ANIMAL INFECTÉ
Interventions pré-traitement : Chez un animal infecté, il faudra procéder, dans un
premier temps, à un bilan de santé et choisir un plan de traitement. Le bilan de santé
comporte au minimum un examen physique complet, une évaluation des fonctions
hépatiques et rénales, de même qu’une radiographie thoracique. Le choix de ces
examens peut varier selon l’animal. Le résultat de ce bilan va influencer le plan de
traitement. Il faut également prendre en considération le degré d’activité de
l’animal, le degré d’atteinte de la vascularisation pulmonaire ainsi que la charge
parasitaire (faible ou élevée, déterminée avec le test Snap Dirofilaria). Aucun
protocole d’évaluation prétraitement n’a été établi officiellement, et il faut alors se
baser sur son propre jugement et s’adapter aux conditions de chaque cas.
Choisir un plan de traitement (mort lente ou mort rapide des parasites adultes)
Les nouvelles recommandations mettent beaucoup d’emphase sur le traitement
adulticide de tous les animaux infectés et la justification en est la lutte contre le
phénomène de résistance (on croit que ce sont les L1 qui développent de la
résistance aux lactones macrocycliques et non les adultes). Ce point est abordé dans
la section sur la résistance, vers la fin du document. Les moyens de lutte suggérés
pour le moment semblent nettement inappropriés, ce qui risque de générer des
inconvénients majeurs, entre autres des refus de traitement de la part des
propriétaires, ou des problèmes d’effets secondaires indésirables y compris de
nombreux cas de mortalité associés au traitement adulticide. Le choix est important
et les craintes de voir apparaître de la résistance peuvent être contrées par un
monitorage adéquat.
Pour nous aider à choisir le plan de traitement, Il est possible de prendre en
considération la classification par gravité des symptômes décrite au point 2.3.2, à
laquelle on ajoute certaines données obtenues en laboratoire. La première catégorie
(aucun signe ou toux) nous intéresse particulièrement puisqu’elle regroupe
probablement autant que 80-90 % de nos chiens infectés, en se fiant aux réponses
des enquêtes postales passées. Les critères d’inclusion se résument à l’absence de
signes cliniques, peu ou pas de lésions, un faible nombre ou l’absence de
microfilaires et un résultat faiblement positif au test antigénique semi-quantitatif
comme le test de Snap (IDEXX).
Pour les chiens de cette catégorie, docteur David Knight, membre du comité
exécutif de l’American Heartworm Society a proposé à l’époque (vers le milieu des
années ’90) de placer ces animaux uniquement sous traitement préventif douze
24
mois par année. Ceci a pour effet d’éliminer progressivement, sur une période de six
à neuf mois, la production de microfilaires par les femelles. Les arguments sur
lesquels docteur Knight basait sa recommandation sont les suivants :
1. La gravité de la maladie dépend du nombre de vers adultes, du degré
d’activité de l’animal ainsi que de sa taille;
2. Les signes cliniques atteignent leur maximum au moment où les vers
deviennent matures, soit environ six mois après l’infection;
3. Le traitement adulticide comporte des risques de toxicité importants et son
prix est élevé.
Tous les animaux traités de cette façon devraient faire l’objet d’un suivi
vétérinaire régulier (annuel ou bisannuel). Donc, il semble qu’il y ait peu d’avantages
à utiliser le traitement adulticide chez les chiens ne démontrant aucun signe clinique.
Ils pourraient très bien vivre sans problème à condition qu’on les protège contre
toute nouvelle infection.
Cependant, il faut se rappeler que le traitement classique avec l’adulticide
demeure le traitement à préférer, idéalement, si on veut combattre une apparition
éventuelle de résistance. Ceci devient quasiment obligatoire pour les 10 à 20% des
chiens traités de cette façon et chez qui les microfilaires ne disparaissent pas
complètement.
3.2.1 La mort lente des parasites adultes (slow-kill). S’il n’y a pas urgence à détruire
les parasites adultes comme c’est le cas en présence de signes cliniques significatifs,
l’utilisation de ces lactones pour une période de 3 à 6 mois entraîne des effets
bénéfiques chez l’animal :
1. Protège l’animal contre toute nouvelle infection ;
2. Permet de détruire les L1 circulant dans le sang, en partie ou en
totalité ;
3. Permet de diminuer le volume des organes reproducteurs des adultes,
principalement des femelles, diminuant ainsi le risque d’embolies suite
au traitement adulticide ;
4. En zone fortement enzootique, cette période d’attente pré-adulticide
permettra aux jeunes vers de se développer et de devenir plus
sensibles au traitement adulticide.
5. À considérer si la restriction d’exercice stricte exigée d’une durée d’un à
deux mois lors du traitement par mort rapide pose trop d’inconvénients. À noter toutefois, qu’une certaine restriction d’exercice est
souhaitable pour tout animal hébergeant des vers adultes.
6. Peut diminuer la durée de vie des vers adultes.
25
3.2.1.1 Protocoles suggérés : Deux options peuvent être envisagées. Selon
l’abondance des microfilaires dans le sang, on choisit d’administrer le médicament
aux deux ou aux quatre semaines. Par exemple, en présence de quelques dizaines de
microfilaires dans le sang, le risque qu’un maringouin prélève une L 1 dans une goutte
de sang (environ 1/30e de millilitre) ne justifie pas de raccourcir l’intervalle entre les
traitements mensuels. Par contre, la présence de quelques centaines de microfilaires
peut nous inciter à diminuer l’intervalle à 1 ou 2 semaines, le temps de deux à quatre
traitements, et un monitorage de la microfilarémie nous permettra d’ajuster notre
protocole aux conditions existantes. La disparition normale des L1 se fait en escalier
et devient totale après 5 à 9 mois. Ce traitement dirigé contre les L 1 doit être débuté
sans tarder, en saison des moustiques, pour limiter la transmission de l’infection.
Chez 10 à 20% des chiens microfilarémiques, traités mensuellement par les
médicaments usuels sans adulticide, les microfilaires ne disparaissent pas toutes.
D’autre part, des récidives ont été observées chez des chiens ayant été rendus
amicrofilarémiques par 6 mois de traitements mensuels avec de la milbemycine
(Bowman et Mannella, 2011). On peut raisonnablement supposer que ce
phénomène se produit également avec les autres lactones macrocycliques. Les
spécialistes craignent alors que ces L1 exposées longuement aux lactones
macrocycliques développent de la résistance. Il devient donc très important de
vérifier la présence ou l’absence de microfilaires chez ces chiens sur une base
régulière et leur persistance devient alors une indication majeure pour traiter ces
animaux avec un adulticide.
Plusieurs expériences ont montré un effet larvicide (L1) rapide (90% en une
semaine) de l’ivermectine, administrée à une dose entre 0,05 et 0,2 mg/kg, lorsque
combinée avec le traitement adulticide (Bowman et Mannella, 2011 ; Geary et al.,
2011). Augmenter la dose du médicament utilisé (0,05 ou 0,2 ou 0,25 mg/kg
d’ivermectine par exemple), accélère la disparition des microfilaires, mais pas chez
tous les animaux, ce qui ne justifie donc pas cet usage (Bowman et Mannella, 2011).
Il est possible que l’effet du système immunitaire soit important pour expliquer
l’action des lactones macrocycliques (Geary et coll., 2011) et cette hypothèse semble
être renforcée par les résultats d’une recherche récente (Vatta et coll., 2014). Leur
effet sur la motilité semble être remis en question (Bowman et Mannella, 2011 ;
Vatta et coll., 2014).
3.2.1.2 Le choix du médicament : L’effet des lactones macrocycliques sur les
microfilaires en circulation dans le sang (L1) est présent mais mal connu (Bowman et
Mannella, 2011), et variable selon la molécule considérée. Aucun essai clinique n’a
visé la détermination de leur efficacité contre les microfilaires. De réputation, la
milbemycine serait la substance présentant la plus forte efficacité. Seule la
moxidectine à application topique détient une homologation pour détruire les
microfilaires.
26
3.2.1.3 Effets secondaires indésirables : Ces produits n’ont pas été mis sur le marché
avec une indication d’efficacité contre les L1. Ainsi, il est même mentionné, sur
l’étiquette de la sélamectine et de la moxidectine (Proheart), que « le produit n’a
aucune efficacité contre les microfilaires sanguines, quoique leur nombre diminue
après le traitement ». L’étiquette des autres produits contient une mise en garde
contre des effets secondaires indésirables suite à leur utilisation chez un chien
microfilarémique. Ces effets varient et comprennent de la diarrhée plus ou moins
prononcée, des vomissements, des difficultés respiratoires, de l’hypersalivation et de
la léthargie, des effets caractéristiques d’une réaction de choc et associés au
relâchement de protéines par les microfilaires mortes provoquant ainsi une réaction
d’hypersensibilité. L’administration concomitante de médicaments antihistaminiques ou de glucocorticoïdes aide à la prévention de ces effets. Le nombre de
microfilaires présentes est parfois mentionné, en ce sens que les réactions ont été
observées chez des chiens présentant une forte microfilarémie. Ces effets, observés
de façon occasionnelle, sont qualifiés de peu marqués à graves (Bowman et
Mannella, 2011).
En pratique, ces effets secondaires indésirables ont été observés même chez
des animaux avec une microfilarémie aussi faible que 200 microfilaires par millilitre
de sang. Un chien a même développé une certaine léthargie qui a duré 48 heures
après avoir été traité avec de l’ivermectine à la dose de 0,25 mg/kg ; le nombre de
microfilaires dans le sang n’atteignait que 156 (Bowman et Mannella, 2011). Pour
ces raisons, il est mentionné sur l’étiquette que ces produits doivent être utilisés,
chez les chiens microfilarémiques, sous la supervision d’un vétérinaire.
En présence de microfilaires, il est impératif de placer l’animal traité sous
supervision pour les 8 à 10 heures qui suivent le traitement, lors de la première
administration. Si aucun effet secondaire indésirable ne se manifeste, alors, les
administrations subséquentes peuvent se faire à la maison sans crainte. Il devient
également prudent de toujours débuter cette étape avec une lactone peu efficace
pour le premier traitement, quitte à changer dès le deuxième pour accélérer la
disparition des L1.
3.2.1.4 Intervenir lors d’effets secondaires indésirables : Ces effets apparaissent
normalement dans les 8 heures qui suivent le traitement et il serait prudent de
garder l’animal sous observation pour au moins la durée de cette période si ce n’est
une douzaine d’heures. Comme ces effets seraient en partie dus à une réaction de
type hypersensibilité, l’administration de corticostéroïdes est indiquée. Le
traitement symptomatique s’impose également, en présence de difficultés
respiratoires en particulier (administration d’oxygène).
3.2.1.5 Commentaires : Cette approche de traitement de chiens microfilarémiques
est maintenant déconseillée par les organismes officiels sous prétexte qu’elle
pourrait favoriser l’apparition de résistance. L’animal traité mensuellement et chez
27
qui on observe encore des microfilaires sanguines, quelque soit la raison, sert de
réservoir pour les maringouins de larves non ou peu affectées par les lactones
macrocycliques. Ceci pourrait conduire à l’apparition locale de populations de
Dirofilaria résistantes. Encore une fois, on ne connaît pas encore l’ampleur de la
résistance, ni l’effet de traitements répétés sur des parasites issus souvent de
mêmes parents et donc assez semblables génétiquement. Il m’apparaît difficile de
recommander l’application de traitements aussi agressifs dans nos régions, mais la
prudence commande quand même un suivi attentif chez nos animaux infectés.
Protocole de traitement (mort lente des parasites)
Temps
Jr 0
Jr 0 à 30
Jr 15
Jr 30
Jr 45
Jr 60
Mois 3
Mois 4
Mois 5
Mois 6
Mois 7
Mois 8
Mois 9
Mois 10
Mois 11
Mois 12
Mois 13
Mois 14
Mois 15
Mois 16
Mois 17
Mois 18
Mois 19
Mois 20
Mois 21
Mois 22
Mois 23
Mois 24
Traitement
microfilaricide*
Doxycycline 10 mg/kg BID
**
microfilaricide
**
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
microfilaricide
Test
Difil
Difil, Ag, RX, ex. clin***
Difil, Ag, RX, ex. clin.
* = Garder l’animal sous observation pour une période de 8 à 12 heures, lors de la
première administration du médicament seulement. L’administration concomitante
d’un anti-inflammatoire diminue le risque de réaction anaphylactique.
L’administration concomitante de doxycycline pendant le premier mois pourrait
diminuer les atteintes rénales causées par la mort d’un grand nombre de
microfilaires (Morchon et coll., 2011).
** = en présence de plus de 30 microfilaires/ml de sang, répéter le traitement après
deux semaines.
*** = en présence de microfilaires, envisager le recours au traitement adulticide.
28
NB : Si on arrête le traitement mensuel après 6 mois, soit à la fin de la saison des vers du
cœur, il est possible que les femelles aient récupéré leur fertilité. Il est donc conseillé de
continuer le traitement (Bowman et Mannella, 2011). Après le mois 24, on continue avec les
traitements mensuels à l’année longue ou on réduit le protocole à 6 traitements mensuels
saisonniers, selon le cas.
3.2.2 Mort rapide des parasites adultes.
3.2.2.1 Protocoles suggérés : Le seul médicament disponible est la mélarsomine
(Immiticide), que l’on administre à la dose de 2,5 mg/kg im, dans les muscles
lombaires. Pour les animaux de la première et la deuxième classe (classement selon
les signes cliniques), administrer une première dose puis une seconde 24 heures plus
tard (voir l’étiquette accompagnant le médicament). L’efficacité normalement attendue est de 90%. Pour les animaux de la troisième classe, administrer, après avoir
stabilisé la condition de l’animal, une première dose puis une deuxième un mois plus
tard suivie d’une troisième 24 heures après la deuxième.
Par prudence, le protocole de trois doses de mélarsomine semble le plus
efficace (98%) (efficacité de seulement 83% quand estimée par nécropsie selon la
compilation faite par Rohrbach et Patton en 2013), le plus sécuritaire et le seul
maintenant recommandé (Current canine guidelines, 2014). Une première dose est
administrée, suivie, un mois plus tard, de deux doses espacées de 24 heures. Ce
médicament ne peut détruire les parasites âgés de moins de 4 mois et il devient utile
de placer ces animaux sur 3 à 6 mois de traitements préventifs avant de procéder au
traitement adulticide afin de permettre la maturation des vers de cette catégorie
d’âge.
3.2.2.2 Les compléments au traitement
Repos : Il importe grandement de restreindre l’exercice pour une période d’un mois
suivant le traitement adulticide. Pour y arriver, il faut maintenir l’animal en cage et le
faire marcher en laisse seulement. Avec le traitement de trois doses, cette période
est allongée à deux mois. S’il s’avère difficile voire impossible de restreindre
l’exercice, il serait prudent d’envisager plutôt le protocole de mort lente des
parasites.
Vérification de l’efficacité du traitement adulticide : Un test sérologique est
effectué 4 mois après le traitement et comparé à celui obtenu avant le traitement.
L’efficacité du protocole à deux doses a été établie à 90% et celle à trois doses, à
98% (possiblement seulement 83%, selon le relevé de Rohrbach et Patton, 2013).
Cette faible efficacité pourrait être due à la présence de filaires âgés de moins de 4
mois au moment du traitement.
La doxycycline. L’utilisation de la doxycycline vise à diminuer le nombre de
Wolbachia pipientis, la bactérie commensale trouvée dans tous les stades de
29
développement du parasite. Plusieurs effets de son élimination ont été signalés dont
la mort des L3 et L4 en infection expérimentale, la diminution graduelle de la
microfilarémie sur une période de deux mois chez des animaux infectés avec des
vers adultes, un certain effet adulticide à long terme, et un effet préventif contre la
réaction inflammatoire rénale et pulmonaire en réaction à une protéine de surface
(Bowman, 2011 ; Morchon et coll., 2011). L’antibiotique est administré à la dose de
10 mg/kg deux fois par jour pendant quatre semaines et l’effet antibactérien se fait
sentir pour une période de 12 mois. Logiquement, il devrait être administré avant
l’adulticide de façon à ce que les vers qui meurent en soient exempts, autant que
possible. Toutefois, l’utilisation de cet antibiotique seul ne peut tuer le ver adulte, la
dépendance à la bactérie commensale n’étant pas complète (Bowman et Mannella,
2011).
L’antibiothérapie, chez un animal porteur de L1 résistantes aux lactones
macrocycliques n’empêcherait pas l’infection de moustiques ni la transmission
éventuelle à un autre animal, mais les L3 transmises ne pourraient se développer,
empêchant ainsi une telle infection de se répandre (Bowman et Manella, 2011) ; le
traitement est à répéter aux 3-4 mois. L’antibiothérapie pourrait amoindrir les
conséquences de l’adulticide, si on pourrait enlever ces bactéries responsables de
lésions à divers organes. L’effet microfilaricide de l’antibiotique serait plus fort
lorsque son administration est combinée à celle de l’ivermectine (Bowman et
Mannella, 2011).
Un inconvénient majeur à cette approche est identifié dans les régions
enzootiques pour Ehrlichia et Borrelia. Il est possible que des animaux infectés par le
passé restent porteurs de ces bactéries ; soumettre ces animaux à une antibiothérapie prolongée pourrait provoquer l’apparition de souches résistantes à la
doxycycline, avec des conséquences préoccupantes. Il a également été signalé que
des formes latentes de Wolbachia peuvent survivre au traitement antibiotique
(Kozek, 2005).
Cependant, il semble que les résultats des études préliminaires soient
inconstants. Le parasite ne serait pas totalement dépendant des Wolbachia pour
être tué par une simple antibiothérapie (Bowman et Manella, 2011). L’état actuel
des connaissances, en particulier sur l’abondance des cas de résistance, ne permet
pas de recommandation ferme sous cet aspect. Toutefois, son utilisation pourrait
être considérée dans les cas où l’adulticide est refusé. L’ajout de l’antibiotique à une
lactone macrocyclique (ivermectine ou autre) accentuerait l’effet adulticide.
3.2.2.3 Effets secondaires indésirables : Quand les vers meurent, ils se décomposent
et se brisent en fragments qui se logent dans les petites artères pulmonaires distales
et les capillaires, y causant l’agrégation de plaquettes, de l’inflammation et une
certaine obstruction à la circulation sanguine. Les thromboembolies pulmonaires
ainsi formées, se manifestant par de la fièvre, de la toux, de l’hémoptysie, se
développent entre 7 et 10 jours après le traitement, et occasionnellement jusqu’à
30
quatre semaines. Pour éviter des conséquences encore plus graves, il importe de
restreindre l’exercice durant toute cette période (4 semaines). Si on a des raisons de
croire que la charge parasitaire est élevée, l’administration de glucocorticoïdes peut
aider à réduire les signes cliniques associés aux thromboembolies (prednisone à 0,5
mg/kg BID pour la première semaine, puis 0,5 mg/kg SID pour la deuxième semaine
et enfin, 0,5 mg/kg aux 48 heures pendant une à deux semaines supplémentaires).
Protocole de traitement (mort rapide des parasites)
Pour les 6 premiers mois, appliquer le protocole de mort lente des parasites
Temps
Traitement
Jr 1
Jr 1-30
Jr 30
Jr 31
Jr 31-J60
Jr 60
Mois 6
Test
Mélarsomine, prednisone, LM*
Doxicycline**
LM, mélarsomine, prednisone
Mélarsomine
Complément
Repos en cage
Repos en cage
Repos en cage
Repos en cage
Repos en cage
LM (au besoin)
Ag
* = Lactone macrocyclique au choix (ivermectine, milbemycine, moxidectine,
sélamectine).
** = Si elle n’a pas déjà été administrée dans le protocole de mort lente suggéré
avant le protocole de mort rapide.
Doses : Mélarsomine
= 2,5 mg/kg IM
Prednisone
= 0,5 mg/kg BID (sem 1), 0,5 mg/kg SID (sem 2), 0,5
mg/kg aux 2 jours (sem 3 et 4).
Doxycycline
= 10 mg/kg BID.
31
CHAPITRE 4. LA RÉSISTANCE
4.1 La résistance, à combattre ou à craindre ? Une préoccupation majeure émerge
lentement dans le monde de la dirofilariose, la résistance du parasite aux
médicaments utilisés. Elle est alimentée par le nombre de cas d’échecs de
traitement préventif, lequel est en augmentation spectaculaire depuis 1998
(Hampshire, 2005; Rorhbach et coll., 2011). Un échec du traitement est défini par
l’infection d’un chien traité, tout simplement. Les raisons pour expliquer cet
évènement sont multiples et parfois même difficiles à établir (une ou plusieurs
administrations manquées, dose inappropriée, date du traitement/protocole non
respecté, vomissement, manque d’absorption du médicament, réponse métabolique
inappropriée, réponse immune inappropriée, isolat peu sensible). Un échec de
traitement peut aussi être mis en lumière par un faux résultat à un test antigénique.
Ces cas ont été signalés partout aux États-Unis, mais plus souvent en
provenance des régions où l’infection est plus répandue, surtout celles couvrant le
delta du Mississipi. Cette résistance est d’autant plus probable que nous n’utilisons
qu’un seul groupe de médicaments préventifs, les lactones macrocycliques, et que
des millions de chiens sont ainsi traités à chaque année, mensuellement (plus de 23
millions aux États-Unis). Devant cette situation, le Centre de médecine vétérinaire du
FDA, aux États-Unis a resserré ses règles pour l’homologation des médicaments
d’une part, et des groupes de chercheurs ont commencé à tester cette hypothèse de
résistance d’autre part.
Ainsi, deux études ont montré une baisse d’efficacité des médicaments à
protéger les animaux contre une infection expérimentale avec deux isolats
particuliers (Blagburn et coll., 2010; Snyder et coll., 2011). Ce fut le cas pour
l’ivermectine, la milbemycine et la sélamectine, mais pas pour le moxidectine. Dans
un des essais, un seul ver a été trouvé chez deux chiens appartenant chacun à un
groupe de 14 chiens infectés naturellement et traités avec de l’ivermectine ou de la
milbemycine. Dans l’autre essai, l’efficacité de l’ivermectine, de la milbemycine et de
la sélamectine a été évaluée à 95% et plusieurs chiens traités hébergeaient, après
traitement, des vers mâles et des vers femelles, ce qui aurait pu éventuellement
donner lieu à des infections fertiles et à des animaux servant de réservoir. Ces
expériences, faites avec la souche MP3, ont montré que si on doublait la dose infectante, on
retrouvait 20 fois plus de vers, ce qui génère l’hypothèse selon laquelle la dose infectante
pourrait avoir un rôle à jouer dans l’apparition des échecs de traitement (AHS, 2014).
Devant cet état de fait, les autorités gouvernementales ont modifié les règles
d’homologation (Hampshire, 2005). Selon les anciens protocoles, les animaux étaient
classés dans une catégorie de poids et recevaient entre la dose minimale et la double
dose du produit, selon les cas, tel que suggéré sur l’étiquette des produits destinés à
la clientèle. L’efficacité d’une seule administration du médicament à tester 30 jours
post-infection et déterminée par la nécropsie, devait être de 100%. Pour mieux
discerner l’émergence de résistance ou le manque d’efficacité, il a été proposé
32
récemment, par les responsables du FDA, de traiter les animaux, lors des essais
cliniques, avec la dose comprise entre la dose minimale et une dose augmentée d’au
plus de 50% (Snyder et coll., 2010). Traiter avec une dose double ou presque pourrait
contribuer à masquer la démonstration de manque d’efficacité du médicament à
protéger les animaux à la dose simple. En plus, ce médicament doit maintenant être
testé sur deux souches différentes récemment isolées, dans le cadre de deux essais
différents. Comme aucun produit disponible présentement ne peut garantir une
efficacité à 100%, ces règles auraient besoin d’une nouvelle révision visant en
particulier, l’efficacité et la dose infectante. Le taux d’échec varie probablement avec
le type de molécule, la dose et la formulation du produit.
Certains facteurs peuvent favoriser l’apparition de résistance. Deux études
viennent d’être publiées par un groupe de chercheur de l’Institut de parasitologie de
l’Université McGill (Bourguinat et coll., 2011 a; b). Elles montrent une certaine
hétérogénéité génétique chez le parasite et en particulier pour le gène codant pour
les glycoprotéines P de transport, des substances impliquées dans le métabolisme de
l’ivermectine et pouvant servir de marqueurs de résistance, éventuellement.
Toutefois, l’absence de ce gène chez l’isolat « moins susceptible aux lactones
macrocycliques » MP3 et sa présence chez l’isolat MRV, ainsi que les résultats
d’inhibition de migration larvaire, aussi utilisés pour dépister la résistance, ne
semblent pas concorder. Cette hétérogénéité est presque un pré-requis à
l’apparition de la résistance dans une population de parasites. Un autre facteur qui
favorise l’apparition de résistance est l’utilisation exclusive et à grande échelle de
médicaments présentant le même mode d’action, ce qui est notre cas présentement
avec les lactones macrocycliques. On ignore donc, présentement, la fréquence du ou
des gènes responsables dans la population, ni leur caractère de dominance ou de
récessivité.
Par contre, d’autres facteurs semblent plutôt protéger contre l’apparition de
résistance. Le temps de génération du parasite est particulièrement long, avec un
temps de maturation de deux semaines environ chez le maringouin, et une période
de prépatence moyenne de 190 jours chez le chien. Si on ajoute la très courte
période où l’infection est possible, sous notre climat, on évalue alors la durée d’une
génération à probablement une année. Dans ce contexte, les effets de la sélection
par le médicament ne se feront sentir que très lentement. Un autre facteur qui
défavorise l’apparition de résistance est le fait que ce ne sont pas tous les animaux
infectés qui sont soumis à la pression de sélection. Au départ, moins de 50% des
chiens reçoivent un médicament prévenant l’infection (Rohrbach et Patton, 2013).
Les chiens infectés non traités sont nombreux, si ce n’est la majorité, et c’est aussi le
cas pour les canidés sauvages. Ceci constitue donc un excellent « refuge » pour
Dirofilaria, une population parasitaire sur laquelle le facteur de sélection, le
médicament, ne peut jouer. Les parasites issus du « refuge » pourront se reproduire
éventuellement avec les parasites sélectionnés par le médicament, et produire une
descendance résistante ou non (« diluer » la population résistante), selon les gènes
impliqués dans la résistance. La probabilité de l’apparition de résistance pour
33
Dirofilaria dans ce contexte est difficile à prévoir, mais est certainement très faible
sous nos climats.
Bourguinat et ses collaborateurs (2011) ont rapporté le cas d’un animal
provenant de Louisiane et traité au Canada, chez qui de nombreux traitements avec
des lactones macrocycliques n’ont pu faire disparaître les microfilaires du sang. Leur
conclusion de résistance chez cet animal semble un peu prématurée. Deux
traitements adulticides ont été administrés à l’animal, et les résultats négatifs des
tests sérologiques effectués par la suite semble montrer l’efficacité des traitements,
mais il est bien connu que la sensibilité de ces tests devient très faible en présence
d’une à trois femelles et que l’efficacité de la mélarsomine dépasse à peine 80%
(Rohrbach et Patton, 2013). Par ailleurs, le chien de cette étude pesait 31 kg, ce qui a
pu avoir un effet important de dilution des substances excrétées par les femelles,
rendant le test sérologique encore moins performant. Enfin, l’augmentation
spectaculaire (100 à 6 000) du nombre de microfilaires après traitement adulticide
s’explique difficilement par une microfilarémie saisonnière, mais plus par la
persistance de vers adultes.
Ensuite, la présence continuelle de microfilaires observée chez cet animal,
malgré les nombreux traitements avec des lactones macrocycliques n’est pas une
nouvelle observation. Normalement, les larves disparaissent du sang graduellement
sur une période de 6 à 9 mois, chez 80 à 90% des cas. Elles persistent chez un faible
pourcentage d’animaux et cette persistance a été observée chez des cas
autochtones et depuis plusieurs années. Rappelons que nous sommes dans une
région où cette résistance a peu de risque de se produire, indépendamment du cas
rapporté dans cette étude. Le mode d’action des lactones macrocycliques sur les L1
est mal connu, de même que leur durée de survie dans l’animal. Le système
immunitaire y a un rôle certainement important à jouer dans la durée de la survie,
quand on sait que certains animaux détruisent les microfilaires dès leur sortie de la
femelle, avant que celles-ci ne quittent les poumons. Par ailleurs, le marqueur
génétique présenté en appui à leur conclusion était absent d’une proportion de la
population « résistante » (Geary et al., 2011).
Des études récentes présentées dans le cadre du congrès de l’AAVP ont
montré la présence d’isolats résistants à toutes les lactones macrocycliques
(Kaminsky et al., 2013). On admet généralement que la résistance existe dans certaines
régions, mais sa prévalence, sa contagiosité, ses facteurs contribuant ne sont pas compris ou
demeurent l’objet de controverses. Il reste à démontrer s’il s’agit de souches
sélectionnées par l’utilisation de lactones macrocycliques ou s’il s’agit de variants
présents naturellement dans les populations-hôtes.
Une des pires conséquences de l’apparition de résistance se verrait dans la
population en général, par un désintéressement important des gens envers le
traitement contre cette infection, avec des conséquences majeures sur l’épidémie. Il
importe donc grandement de suivre l’évolution de cette situation de près et de
34
s’assurer de faire de la prévention et du traitement de la façon la plus adéquate
possible.
Les facteurs de sélection pour la résistance ont été l’objet d’hypothèses.
L’AHS (2014) signale l’utilisation de médicaments non-homologués comme facteur
principal, malgré que cette utilisation soit marginale. Le protocole de traitement par
mort lente a également été pointé du doigt, même si probablement peu de chiens
ont ainsi été traités. Selon les données publiées par Rorhbach et Patton (2013),
environ 500 000 chiens ont dû être traités contre 23 millions qui recevaient le
médicament préventif. On ne connaît pas la proportion de chiens traités par le
protocole de mort lente, mais il reste un nombre restreints de chiens infectés et ainsi
traités. Comme le médicament n’empêche pas l’infection, de nombreux chiens
s’infectent et reçoivent à tous les mois le médicament qui va tuer ces vers. La
concentration du médicament diminue durant l’intervalle de 30 jours, de façon
graduelle, et certains vers infectent les animaux au moment où le produit à dose
diminuée va exercer son effet sélectif. Cette sélection s’exerce tous les mois de la
saison de transmission, douze mois par année pour les régions du delta du Mississipi.
Cette pression d’infection est beaucoup plus fréquente et importante que celle
exercée par le protocole de mort lente ou par une formulation non homologuée de
lactone macrocyclique.
Si cette hypothèse s’avérait juste et être à l’origine de la sélection d’individus
résistants, même l’adhésion stricte aux protocoles de traitement ne nous apporte
aucune garantie de protection. La seule solution demeure le monitorage. Toutefois,
la brièveté de notre saison de transmission ainsi que la faible pression d’infection
peuvent nous procurer une certaine assurance que la résistance n’est pas prête
d’apparaître chez nos chiens canadiens.
4.2 Les cas d’échecs des traitements administrés en prévention. Les rapports
d’échec à la prévention de la dirofilariose méritent également quelques
commentaires. Le diéthylcarbamazine a été lancé sur le marché en 1977 et
l’ivermectine en 1987. Les premières plaintes de manque d’efficacité sont apparues
en 1998 pour atteindre environ 1000 annuellement dès l’an 2002. Toutefois, un
règlement a été mis en force au printemps 2003 demandant aux compagnies
pharmaceutiques de rapporter ces évènements au Centre de médecine vétérinaire
du FDA dans les 15 jours ouvrables après qu’ils en aient été informés, par des clients
ou par des médecins vétérinaires. Ces mécanismes mis en place s’avèrent essentiels
pour exercer un certain monitorage sur des produits testés, au départ, sur un faible
nombre d’animaux. Des variations dans le nombre de rapports ont été signalées et
pourraient s’expliquer par des variations d’incidence parasitaire, des diminutions de
la fréquence des tests de dépistage, et dans les variations du marché en nombre de
doses utilisées pour chaque produit. Dans le contexte d’une éventuelle émergence
de résistance, il s’avère important pour les praticiens, d’observer un programme de
dépistage de ces cas plus conservateur, surtout dans les régions de forte enzootie, et
d’investiguer correctement et de rapporter les cas de manque d’efficacité.
35
Rappelons toutefois, que le taux de manque d’efficacité peut être évalué à
environ 10% des cas totaux de chiens infectés, soit 5 000 cas d’échecs pour 250 000
à 500 000 chiens infectés par année aux États-Unis (Enquête du groupe de cliniques
Banting, 2005; Cummings, 2002; Enquête de Mérial, 2005). Les enquêtes postales
effectuées au Canada par les années passées ont montré, et depuis 1990, un taux
semblable de chiens trouvés infectés malgré les traitements médicamenteux (10,4%
des chiens infectés). Il n’y a pas eu, au Canada, de laps de temps écoulé entre la mise
en marché et l’apparition de ces plaintes, comme le laisse croire la situation
américaine (mise en marché en 1987, apparition des premiers cas en 1998). En effet,
un certain laps de temps est souvent observé entre la mise en marché d’un produit
et l’apparition, une dizaine d’années plus tard, des premiers rapports de résistance.
Le nombre de cas d’échecs notés dans ces enquêtes postales canadiennes a reflété
surtout l’utilisation des médicaments (en proportion avec le nombre de chiens
traités).
Il faut aussi se demander si les tests effectués lors d’essais cliniques en
support des demandes d’homologation et effectués sur un faible nombre d’animaux
n’auraient pas été capables de montrer ces manques d’efficacité, ou si les échecs de
traitement rapportés ne seraient pas dû en très grande majorité à des manques
d’observance de toutes sortes dans les programmes de dépistage et de traitement?
Notons que le FDA rapporte, en 2005, quelques 1275 cas de chiens où il est possible
que le médicament ait mal protégé des animaux contre l’infection avec le ver du
cœur. Ce nombre ne représente que 22% de tous les signalements de manque
d’efficacité, les autres ayant été attribués à un manque d’observance du protocole
de prévention. La concentration des cas d’échec dans les régions fortement
enzootiques peut tout simplement refléter le nombre d’utilisateurs, normalement
plus élevé dans ces zones. Les données disponibles pour chacun de ces cas ne
permettent pas toujours d’obtenir le degré de certitude désiré pour trancher dans
un sens ou dans l’autre.
4.3 Pourquoi certains animaux traités s’infectent-ils ? La plupart des produits
utilisés peuvent détruire des L3 âgées de 45 jours au moment du traitement. On dit
par contre, que l’efficacité des médicaments préventifs diminue après 30 jours et de
façon imprévisible (AHS, 2014). La mue en jeune adulte peut aussi survenir dès le 52e jour
post-infection et coïncide avec une baisse de la sensibilité aux médicaments. Pour avoir le
même effet sur les larves de 60 jours, il faudrait au moins deux administrations
mensuelles consécutives, tel que démontré avec l’ivermectine, et peut-être trois
dans certains cas (MP3). Si un client déclare avoir omis un ou plusieurs traitements,
les conséquences sont beaucoup plus importantes pour un ou des oublis tardifs en
saison. Idéalement, les traitements du mois d’août et de septembre sont importants,
mais ceux d’octobre et de novembre deviennent très importants pour un oubli du
traitement de septembre. Trouver la véritable raison d’un échec de traitement peut
s’avérer très difficile. Les enquêtes effectuées pour trouver la raison du manque
d’efficacité d’un traitement ont quand même leurs limites. Elles font appel à la
bonne volonté des gens qui, parfois, peuvent se sentir interpelés, ou même pris en
36
faute, ainsi qu’à leur mémoire ou leur sens de l’observation, pas toujours à la
hauteur de la situation.
En conclusion, il est impossible présentement de conclure à l’émergence de
résistance à grande échelle, mais ces observations et ces réflexions montrent que le
risque est quand même présent, surtout que de la résistance a été caractérisée chez
certaines souches de laboratoire isolées récemment. Il serait peu sage de ne pas en
tenir compte et de ne pas agir comme si elle était déjà en train de se manifester. Des
mesures s’imposent, en particulier en ce qui a trait au dépistage, au traitement et au
suivi des animaux traités.
La première mesure à implanter est d’aider nos clients dans l’observance des
protocoles de traitement. Cette problématique constitue et de loin, la cause majeure
des échecs de traitement. La publication de Rorhbach et ses collaborateurs (2011)
après de membres d’un club canin de chasse du Tennessee, en pleine zone
enzootique, a montré toute l’éducation qu’il reste à faire auprès de la population en
général, surtout que les gens sondés étaient probablement très au fait de cette
infection.
4.4 Lutter contre la résistance : Les spécialistes font également de nouvelles
recommandations quant au dépistage. L’accent est mis de plus en plus sur
l’utilisation des tests de concentration des microfilaires pour tester les animaux, en
complément aux tests sérologiques. La sensibilité de ces derniers semble beaucoup
plus faible qu’on nous ne l’a laissé croire. Il en ressort que, dans un contexte de
faible enzootie ou dans un contexte d’émergence de résistance où les parasites
résistants seront peu nombreux dans un même animal (donc rarement détectés par
les tests sérologiques mais produisant des microfilaires résistantes), les tests de
concentration de microfilaires ont une plus grande utilité sinon deviennent
essentiels. Les tests doivent être utilisés également à des moments choisis de façon
à respecter la durée de la période de prépatence, surtout là où la saison de
transmission couvre une forte proportion de l’année.
Les recommandations face aux traitements des infections subissent des
changements majeurs. La justification première de ces changements serait que le
traitement des infections avec faible charge parasitaire et asymptomatique
(catégorie 1) par l’administration de lactones macrocycliques seulement serait le
principal mécanisme de sélection de résistance (McCall, 2005). Cette approche serait
à bannir et il faudrait maintenant s’assurer que le traitement adulticide soit
administré à tous les animaux infectés et jusqu’à ce que son efficacité soit complète.
Pour plusieurs raisons déjà mentionnées, cette approche se doit d’être plus nuancée
et adaptées aux différentes situations. Le traitement dit « de mort lente » demeure
une alternative valable, à condition d’incorporer un suivi adéquat.
37
CONCLUSION
Devons-nous continuer à fournir autant d’efforts ? Trois informations nous
permettent de donner une opinion sur le sujet. Premièrement, une étude effectuée
il y a une quinzaine d’années chez 77 coyotes de la région immédiate de StHyacinthe, a montré que l’infection est bien établie dans cette population avec 7
animaux infectés. La démonstration de deux animaux porteurs de plus de 50 vers
chacun appuie la réputation du coyote comme étant un hôte définitif important dans
la transmission de cette infection.
La deuxième information nous est apparue au cours des nombreuses
enquêtes postales effectuées par le passé auprès des établissements vétérinaires.
Dans la région de Hudson-St-Lazare, le point central du début de l’épidémie
débutant en 1984, l’infection n’a jamais pu être éradiquée et un certain nombre de
cas sont identifiés régulièrement, nous amenant à conclure qu’il est impossible
d’éliminer cette infection d’une région.
La troisième information nous vient des cas signalés à chaque année et pour
lesquels des vétérinaires demandent souvent de l’information. Leur nombre est
resté constant avec les années. Pour toutes ces raisons, il est possible d’affirmer que
le nombre de cas, d’une année à l’autre, demeure relativement stable, autour d’une
cinquantaine par année.
120
100
80
60
40
20
0
83
85
87
89
91
93
95
97
99
1
3
Tableau 4. Nombre de cas signalés dans la région de Hudson-St-Lazare, selon les
données de l’enquête postale annuelle.
38
QUELQUES OBSERVATIONS SUR LA DIROFILARIOSE FÉLINE
Le chat résiste généralement assez bien à cette infection, principalement du
fait qu’il est un hôte anormal pour ce parasite. Le pourcentage de vers administrés
expérimentalement chez l’animal et qui atteint le stade adulte est de 60% chez le
chien et de 3 à 10% seulement chez le chat. Toutefois, un fort pourcentage de ces
vers se développent en L3 et L4 chez le chat puis migrent aux artères pulmonaires
pour y être détruites, provoquant des réactions inflammatoires importantes et
l’apparition de signes cliniques. Les parasites qui atteignent le stade adulte n’y
vivraient que deux à trois ans seulement (5 à 7 chez le chien).
Le chat s’infecte par des espèces de maringouins se nourrissant
indifféremment chez le chien et le chat. L’infection canine est ainsi transmise au
chat. Ces espèces de maringouins se trouvent surtout en milieu urbain. Au Québec,
les infections canines se voient très fréquemment en milieu plutôt rural,
probablement à cause de l’implication du coyote comme réservoir d’infection. Ceci
peut expliquer la rareté de l’infection féline dans nos régions.
Les signes cliniques se manifestent à deux périodes du développement du
parasite : lorsqu’il arrive aux artères pulmonaires et lorsque les adultes meurent.
Ceux-ci peuvent être suffisamment marqués pour mettre la vie de l’hôte en danger.
Trois à quatre mois après l’infection, l’arrivée des parasites dans les artères
pulmonaires se manifeste par une réponse inflammatoire aigue des vaisseaux
sanguins et du parenchyme pulmonaire, laquelle tue la majorité des parasites. Ces
signes cliniques ressemblent à de l’asthme ou à une bronchite allergique. Ce
syndrome a été nommé, en anglais, heartworm-associated respiratory disease
(HARD). Ces signes cliniques disparaissent à mesure que le ou les vers deviennent
adultes, probablement parce que ces vers provoquent une certaine
immunosuppression (Current feline guidelines, 2011). La deuxième phase survient au
moment où les parasites adultes meurent provoquant une réaction inflammatoire
pulmonaire et des thromboembolies. Un seul ver peut initier une réaction fatale
pour l’hôte. La charge parasitaire faible explique les lésions plus localisées et la
rareté de l’atteinte cardiaque.
Les signes cliniques, lorsqu’ils se manifestent, ont souvent un caractère
transitoire et peuvent affecter le système respiratoire (tachypnée persistante, toux
intermittente, effort respiratoire augmenté), circulatoire (murmure systolique),
digestif (anorexie, perte de poids, vomissements) ou, à l’occasion, neurologique
(ataxie). Une combinaison de n’importe lesquels de ces signes cliniques sont
également possibles.
Le diagnostic nous oblige souvent à recourir à plusieurs tests dont la
sérologie, la radiographie thoracique et l’échocardiographie, lesquels permettent
d’identifier environ la moitié des cas suspects. Les microfilaires apparaissent dans le
sang en faible nombre et pour une période de temps très réduite, de l’ordre du mois.
Un résultat négatif à quelque test sérologique que ce soit ne permet pas d’exclure
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cette infection. La présence d’anticorps signale une infection, passée ou présente,
mais la sensibilité du test se situe entre 32 et 89% (Current feline guidelines, 2011).
Ces tests seraient plus utiles pour les animaux démontrant des signes cliniques de
l’infection.
Les difficultés diagnostiques chez le chat nuisent grandement au dépistage et
au diagnostic des cas. Les microfilaires apparaissent dans le sang une semaine plus
tard que chez le chien ; elles y sont peu nombreuses et persistent rarement plus d’un
mois. Comme la plupart des chats ne sont infectés que par un seul ver, les
performances des tests antigéniques diminuent fortement. À la radiographie, une
atteinte de l’artère du lobe caudal droit (dilatée, tortueuse) est parfois visible dans
une ventro-dorsale thoracique. L’échocardiographie semble plus utile chez le chat
que chez le chien ; la longueur du ver en comparaison avec la longueur des artères
pulmonaires font qu’on trouve plus volontiers une partie du ver dans les chambres
cardiaques où il devient plus facilement visible.
Si les signes cliniques le permettent, il est prudent de ne pas traiter l’animal
infecté. Un suivi périodique annuel ou aux 6 mois, avec des tests sérologiques pour
détecter la présence d’immunoglobulines et d’antigènes, ainsi qu’une radiographie
thoracique peut s’avérer suffisant. En présence de signes cliniques ou de lésions
visibles à la radiographie, l’administration de prednisone est suggérée à la dose de 2
mg/kg/j SID pour deux semaines, pour diminuer à 0,5 mg/kg aux deux jours pour 2
autres semaines. L’utilisation de la mélarsomine n’est pas recommandée pour le
moment. L’enlèvement chirurgical du ver est même une option à considérer dans
certains cas.
Plusieurs médicaments dont l’usage est homologué chez le chat peuvent le
protéger contre cette infection (ivermectine, milbemycine, sélamectine,
moxidectine). Les chats vivant dans un milieu urbain ou en banlieue, là où les chiens
abondent, sont particulièrement à risque de s’infecter s’ils sont exposés aux
maringouins (une espèce trouvée fréquemment en ville se nourrit indifféremment
chez le chien et chez le chat). En absence de microfilaires sanguines, il devient moins
important de tester un animal avant de le placer sous prévention.
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