Etude de la maturation des embryons somatiques de

Etude de la maturation des embryons somatiques
de Douglas (Pseudotsuga menziesii)
Centre Val de Loire
site Orléans
Luis Portillo
Stage MASTER 1 Forêt et Agrosystèmes 2015-2016 encadré par Dr Marie-Anne Lelu-Walter
Introduction
En France, le sapin de Douglas (Pseudotsuga menziesii) est une espèce d’importance économique avec 400 000 hectares de plantation (2ème espèce de
reboisement) Des méthodes de multiplication végétative ont été développées, la plus performante étant l’embryogénèse somatique: grand nombre de plants
produits et possibilité de congeler les cultures/lignées embryogènes garantissant la sauvegarde (conservation des ressources génétiques) et la disponibilité de
matériel juvénile (Klimaszewska et al. 2015). Chez le douglas l’embryogenèse somatique n’est pas encore maîtrisée (Gupta et al. 1995).
Objectif : Étudier le potentiel embryogène de cultures embryogènes de douglas: aptitude à produire des embryons somatiques cotylédonaires (maturation).
Matériel et Méthodes
Cultures embryogènes
Matériel végétale:
1
Graines
2
Multiplication
3
4
Maturation
Germination
5
Plante
(ABA)
Croissement contrôlé
A X E
B X F
C XG
D XH
7 jours
9 semaines
Embryon somatique immature
Famille/Génotypes
FA4, FA41, FA42, FA44, FA46, FA47
FB17, FB171, FB173
FC15, FC151, FC152
FD1, FD12
Embryon somatique
cotylédonaire
Facteurs étudiés:
Lignées embryogènes (15 génotypes)
Embryon somatique + racine
Potentiel embryogène =
Nb ES g-1 MF
Embryon somatique + racine
+partie aérienne
% ES germés
Figure 1: Etapes de l’embryogénèse somatique de Douglas (Pseudotsuga menziesii) et les facteurs étudiés; entouré de rouge les étapes vues pendant le stage.
Statistiques: Analyse du potentiel embryogène par Intervalles de confiance, Modèle Linéaire (potentiel embryogène ~ génotype + répétition + quantité de
matériel/mg MF), ANOVA (De type "I" , et "III")
3500
FB
FA
FC
FD
3250
3000
2750
2500
% de germination (ES + racine)
3000
2750
2500
2250
2000
1750
1500
1250
1000
750
500
250
0
Potentiel embryogène (Nb ES g-1 MF)
Potentiel embryogène (Nb ES g-1 MF)
Résultats et conclusions
2250
2000
1750
1500
1250
1000
750
500
250
0
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
FB17
FC15
FC151
FD1
FD12
Lignées embryogènes
Lignées embryogènes
Figure 2: Potentiel embryogène (Nb ES g-1 MF) de différentes lignées
embryogènes de Douglas (Pseudotsuga menziesii): effet inter-famille
Barres d’erreur = IC 95%
Résultats : Différences significatives du potentiel
embryogène entre les familles (Figure 2) qui varie de 143 à
2766 ES g-1 MF.
Lignées embryogènes
Figure 3 : Potentiel embryogène (Nb ES g-1 MF) de différentes lignées embryogènes de
Douglas (Pseudotsuga menziesii): effet intra-famille.
Barres d’erreur = IC 95%
Résultats : Il existe des différences significatives du potentiel
embryogène entre les lignées d’une même famille sauf pour la famille FD
(Figure 3).
Figure 4: Germination (%) des embryons somatiques chez
différentes lignées embryogènes de Douglas (Pseudotsuga
menziesii) après 1 semaine de culture.
Résultats : Bonne germination pour les lignées
testées (varie de 72 à 92 %, Figure 4).
Conclusions/maturation : des telles variations sur le potentiel embryogène ont été déjà observées chez d’autres conifères et ont été attribuées à un effet génétique (Park 2002).
Pour renforcer les observations, un modèle linéaire a été formulée (lm (potentiel embryogène ~ génotype + répétition + quantité de matériel/mg MF)) avec une analyse de variance
de type « I » et « III ». Les éléments pris en compte expliquent 77,83 % de la variabilité totale, ce qui est très bien, et la partie de variation expliquée uniquement par le génotype est
60,30% . Ceci nous permet de conclure que les variations observées sont dues au génotype.
Conclusions/germination : le bon pourcentage de germination signifie que les embryons somatiques matures étaient mis dans de bonnes conditions culture (T°, milieu) et surtout
qu’ils ont un méristème racinaire fonctionnel. Cependant ce sont des résultats préliminaires (après une semaine), il est nécessaire d’attendre jusqu’à 3 semaines pour que la
germination soit finie (Gupta et al. 1995) et aussi faire plus de répétitions et de tester un plus grand nombre de lignées pour tirer des conclusions.
Références bibliographiques:
Gupta PK, Timmis R, Timmis KA, Carlson WC, et Welty EDE (1995) Somatic embryogenesis in Douglas-fir (Pseudotsuga menziesii). Dans: Somatic embryogenesis in woody plants, vol.3, Chap 19, Jain S, Gupta
P, Newton R (éds), Kluwer academics publishers, Dordrecht The Netherland, pp303-313.
Klimaszewska K, Hargreaves C, Lelu-Walter M-A, Trontin J-F (2015) Advances in conifer somatic embryogenesis since year 2000. Dans: In vitro Plant embryogenesis in Higher plants, Chap. 7, Germanà MA,
Lambardi M (éds), Methods in Molecular Biology, Springer Science+Business Media, New York, doi:10.1007/978-1-4939-3061-6_8, pp.131-162.
Park Y-S (2002) Implementation of conifer somatic embryogenesis in clonal forestry: technical requirements and deployment considerations. Ann. For. Sci. 59, 651-656.