ramahavoryHanitrinionyL SN M2 09

UNIVERSITE D’ANTANANARIVO
FACULTE DES SCIENCES
DEPARTEMENT DE
BIOCHIMIE FONDAMENTALE ET APPLIQUEE
MEMOIRE POUR L’OBTENTION DU DIPLOME
D’ETUDES APPROFONDIES (DEA) BIOCHIMIE
OPTION : BIOCHIMIE APPLIQUEE AUX SCIENCES MEDICALES
ANALYSE DES FACTEURS ANTINUTRITIONNELS ET
DES PRINCIPES TOXIQUES D’IGNAMES (DIOSCOREA)
DE LA COTE EST DE MADAGASCAR
Présentée par : RAMAHAVORY Hanitriniony Landiharijaona
Maître es Sciences
Soutenu le : 25 Septembre 2009
Devant la commission d’examen composé de :
Président :
Pr. RAZANAMPARANY Julia Louisette
Rapporteur :
Pr. JEANNODA Victor
Examinateurs :
Dr. RAKOTO Danielle A. Doll
Dr. RAMAROSON Roseline
a
TABLE DES MATIERES
Page
DEDICACE
REMERCIEMENTS
ABREVIATIONS……………………………..……………………………………..…i
GLOSSAIRE………………………………………….…………………………..…....ii
LISTE DES TABLEAUX…………….………………………………………………..iii
LISTE DES FIGURES…………………………………………………………………v
INTRODUCTION GENERALE…………….………………………………………………. 1
PREMIERE PARTIE : POINT BIBLIOGRAPHIQUE
1.
GENERALITES SUR LES ALIMENTS ET LA NUTRITION…….……...…………4
2.
LES COMPOSES NOCIFS DANS LES ALIMENTS……….…………………………6
2.1. LES FACTEURS ANTINUTRITIONNELS…………….….…………………..………..…6
2.1.1. GENERALITES……………..………………………….….….…………..…………….6
2.1.2. CLASSIFICATION……………………………………..….….………...…………..….7
2.1.2.1. Les inhibiteurs enzymatiques........................................................................................
7
2.1.2.2. Les substances interférant avec l’assimilation des éléments minéraux…….…………
8
2.1.2.2.1.
Les antithyroïdiens………………………………………………………..……8
2.1.2.2.2.
L’acide oxalique et les oxalates………………………………………………. 8
2.1.2.2.3.
L’acide phytique………..…………………………..…………………..………9
2.1.2.3. Les substances antivitaminiques.…………………………..…………………………
10
2.1.2.4. Les substances augmentant les pertes cataboliques………………….………..…….11
11
2.1.2.5. Les substances à activités polyvalentes…………………………….….…..…….……
12
2.2. LES TOXIQUES DES ALIMENTS…………………………………………….……………
2.2.1. LES ALCALOÏDES…………………………………………………………….………12
12
2.2.2. LES COMPOSES PHENOLIQUES…………………………………………..………….
2.2.3. LES HETEROSIDES TOXIQUES……………………………………………………..13
2.2.3.1. Les glucosides cyanogénétiques……………………………………………….……13
13
2.2.3.2. Les saponines…………………………………………………………………………
2.2.3.3. Les phytohémagglutinines ou lectines………….……………………………….…..13
b
3. GENERALITES SUR LES IGNAMES…………….……………………..……………….14
3.1. BIOLOGIE GENERALE…………………………………….………………………….…..14
3.2. PLACES ET UTILISATIONS DES IGNAMES DANS LE MONDE….……….………… 14
3.2.1. PRODUCTION MONDIALE D’IGNAME………………………….…………………14
3.2.2. LES DIFFERENTES UTILISATIONS DES IGNAMES………………………………15
15
3.2.2.1. Utilisations alimentaires................................................................................................
3.2.2.1.1.
Valeur nutritive……………………………………………………………….. 15
3.2.2.1.2.
Facteurs antinutritionnels……………………………………….………………16
3.2.2.2. Utilisations autres qu’alimentaires…………………………………..……………….16
3.3. LES IGNAMES DE MADAGASCAR………………………………….…………………..16
3.3.1. LES ETUDES EFFECTUEES SUR LES IGNAMES DE MADAGASCAR……..……17
CONCLUSION…………………………………………………………………… 18
DEUXIEME PARTIE : ETUDE CHIMIQUE
1. INTRODUCTION……………………………………………………….………….19
2. MATERIELS ET METHODES…………………………………….………………20
2.1. MATERIELS…………………………………………………………………………………20
2.1.1. LES VEGETAUX…………….……………………………………….…………………20
2.1.1.1. Classification................................................................................................................20
2.1.1.2. Noms vernaculaires.....................................................................................................20
2.1.1.3. Données sur la récolte des échantillons.......................................................................21
2.1.2. LES PRODUITS CHIMIQUES………………………………………………………….28
2.2. METHODES………………………………………………………………….……………..28
2.2.1. PREPARATION ET CONSERVATION DES MATERIELS D’ETUDE…………….. 28
2.2.1.1. Conservation des matériels frais…………………………………………………….28
2.2.1.2. Préparation et conservation des matériels secs………………………………………28
2.2.2. METHODES DE PREPARATION DES EXTRAITS BRUTS …………………….….28
2.2.2.1. Extraction à froid……………………………………………………………..….….28
2.2.2.2. Extraction à chaud……………………………………………………………………29
2.2.3. METHODE DE CONCENTRATION………………………………………………..…29
2.2.4. METHODES ANALYTIQUES…………………………………….………….……….29
2.2.4.1. Méthodes de détection des grandes familles chimiques……………………..….…..29
2.2.4.1.1.
Les alcaloïdes……….……………………………………………….…..……. 30
c
2.2.4.1.2.
Les flavonoïdes et les leucoanthocyanes………………………..…..…………30
2.2.4.1.2.1.
Les flavonoïdes…………………………………………………….………31
a) Test de WILSTATER ou test à la cyanidine…………….……………………………31
b) Test de WILSTATER modifié………………………………………………………31
2.2.4.1.2.2.
2.2.4.1.3.
Les leucoanthocyanes : Test de BATE-SMITH……………………………31
Les tannins et les polyphénols………………………………………………….31
2.2.4.1.3.1.
Test à la gélatine 1%…..…………………………………………………..31
2.2.4.1.3.2.
Test à la gélatine salée…………………………………………………..….
32
2.2.4.1.3.3.
Test au chlorure ferrique……………………………………………….…32
2.2.4.1.4.
Les triterpènes et les stéroïdes………….………………………………………32
2.2.4.1.4.1.
Test de LIEBERMANN-BURCHARD……………………………………..32
2.2.4.1.4.2.
Test de SALKOWSKI………………………………..………………….….32
2.2.4.1.5.
Les saponines.……………………………………………………..………..….33
2.2.4.1.6.
Les composés cyanogénétiques…………………………………..……………33
2.2.4.1.7.
Les désoxyoses : test de KELLER-KILIANI…....…………………………… 33
2.2.4.1.8.
Les irridoïdes……………………………………………………………..……33
2.2.4.2. Méthodes de dosage des facteurs antinutritionnels………………………………… 33
2.2.4.2.1.
Les oxalates……………………………………….……………………………34
2.2.4.2.1.1.
Extraction des oxalates………….…………………………………………34
2.2.4.2.1.2.
Précipitation des oxalates……..…………………………………….…… 34
2.2.4.2.1.3.
Titration des ions oxalates…………………………………………………35
2.2.4.2.1.4.
35
Expression des résultats…………………………………………………….
a) Etalonnage de la solution de permanganate…………….…………………………35
b) Détermination des concentrations en oxalates….……..……………………………36
c) Détermination des teneurs en oxalates…………………….………………………36
2.2.4.2.2.
Le phytate…………………………………………………………………...…37
2.2.4.2.2.1.
Extraction de l’acide phytique…………………………………………..…37
2.2.4.2.2.2.
Précipitation du phytate ferrique……….…………………………………37
2.2.4.2.2.3.
Obtention de l’hydroxyde ferrique…………………………………………37
2.2.4.2.2.4.
Titration des ions ferreux…………………………………………..………38
2.2.4.2.2.5.
38
Expression des résultats…………………………………………………….
a) Détermination de la teneur en fer………………..…………………………………38
b) Détermination de la teneur en phosphore phytique….……………….……………38
c) Détermination de la teneur en phytate..………………………..……………………
39
d
3. RESULTATS……………………………………………….………………………40
3.1. FORME DES MATERIELS D’ETUDE…………………………………………………… 40
3.2. LES EXTRAITS BRUTS ………………..………………………………………………….41
44
3.3. COMPOSITION CHIMIQUE DES FEUILLES ET DES TUBERCULES………………….
3.3.1. LES FAMILLES CHIMIQUES……….…………………………………………………44
3.3.1.1. Criblage phytochimique des feuilles………………………….……………………..44
3.3.1.2. Criblage phytochimique des tubercules…………………….…….…………………49
3.3.1.3. Récapitulation des résultats de criblage phytochimique des feuilles et des
tuberules d’ignames…………………………………………………………………53
3.3.2. TENEURS EN FACTEURS ANTINUTRITIONNELS..………………………………55
3.3.2.1. Détermination des teneurs en oxalates………………………………..……….…….55
3.3.2.2. Détermination des teneurs en phytate……….………………………………….……58
4. DISCUSSIONS………………………………………………….……….…..….….61
CONCLUSION………………………………………………………………..……67
TROISIEME PARTIE : ETUDE BIOLOGIQUE
1. INTRODUCTION………………………………………………………..…..……..68
2. MATERIELS ET METHODES……………………………………………….……68
2.1. MATERIELS………………………………………………………………………….…….68
2.1.1. LES ANIMAUX D’EXPERIMENTATION……………………………………………68
2.1.2. LES MICROORGANISMES…….……………………………………………………..68
2.1.3. LES MILIEUX DE CULTURE..……………………………………………………….69
2.1.4. LES DISQUES D’ANTIBIOGRAMME….……………………………………………69
2.1.5. LES MATERIELS D’ETUDE…………………………………………………………..69
2.2. METHODES…………………………………………………………………………………69
2.2.1. METHODES DE PREPARATION DES MATERIELS D’ETUDE……………………69
2.2.1.1. Préparation des extraits bruts……………………………………………………….69
2.2.1.2. Préparation des tubercules traités……………………………………………………69
2.2.1.2.1.
La farine crue de tubercules……………………………………………………69
2.2.1.2.2.
Le tubercule cuit……………………………………………………………… 70
2.2.2. METHODES D’ETUDE DES EFFETS TOXIQUES SUR LES SOURIS………….…70
2.2.2.1. Estimation de la toxicité des extraits……………………………….………….……70
e
2.2.2.2. Estimation de la toxicité des tubercules traités………………………………………70
2.2.3. METHODES D’ETUDE DES EFFETS SUR LES MICROORGANISMES………..…71
2.2.3.1. Stérilisation………………………………………………………………………… 71
2.2.3.2. Coloration de Gram…………………………………………………………………71
2.2.3.2.1.
Principe……………….………………………………………………………. 71
2.2.3.2.2.
Mode opératoire………………………………………………………………..71
2.2.3.2.2.1.
Préparation et fixation du frottis microbien……………….………………71
2.2.3.2.2.2.
Coloration….…………………………………………………………….. 71
2.2.3.3. Etude de l’activité antimicrobienne des extraits par la méthode de diffusion ………72
2.2.3.3.1.
Principe……………………………………………………………..………… 72
2.2.3.3.2.
Mode opératoire………………………………………………………….…….72
2.2.3.3.2.1.
Repiquage des souches et préparation de l’inoculum…….………………72
2.2.3.3.2.2.
Ensemencement du milieu…………………………………………………73
2.2.3.3.2.3.
Mise en culture et lecture des résultats……………………………………73
3. RESULTATS……..……………………………………………..………….………74
3.1. ETUDE TOXICOLOGIQUE SUR LES SOURIS………………………………….…………..74
3.1.1. EFFETS DES EXTRAITS………………………………………………………………74
3.1.1.1. Administration par voie ip………………………………………………….……… 74
3.1.1.1.1.
Toxicité des extraits de poudre de feuilles……………………………….……74
3.1.1.1.2.
76
Toxicité des extraits de farine de tubercules……………………………………
3.1.1.2. Administration par voie orale……………………………………………………… 78
3.1.2. EFFET DE L’ADMINISTRATION ORALE DES TUBERCULES TRAITES……….79
3.2. EFFET DES EXTRAITS SUR LA CROISSANCE DES MICROORGANISMES………..81
3.2.1. CARACTERISATION DES GERMES-TESTS………………………………………..81
3.2.2. ACTIVITE ANTIMICROBIENNE……………………….……………………………81
4. DISCUSSIONS…………..…………………………………………………………84
CONCLUSION……..………………………………………………………….……
86
CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES D’AVENIR…..…….…….……87
********************************
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXE
f
« Et sur la rivière, sur son bord, d'un côté et de l'autre,
croissaient toutes sortes d'arbres dont on mange. Leur feuille
ne se flétrira pas, et leur fruit ne cessera pas : tous les mois ils
porteront du fruit mûr ; car ses eaux sortent du sanctuaire. Et
leur fruit sera pour nourrir, et leur feuille, pour guérir. »
(Ézéchiel 47:12)
Merci Jésus de ce que je puisse dédié ce mémoire à
- la mémoire de mon père qui nous a quittés
précocement,
- ma mère pour les efforts et encouragements,
- ma sœur et mon frère en guise d’affection,
- lastly but not the least, à Hery ; l’avenir
nous sourit.
g
REMERCIEMENTS
« Si l'Éternel ne bâtit la maison, ceux qui la bâtissent y travaillent en vain ; si l'Éternel ne garde la
ville, celui qui la garde veille en vain ; »
(Psaumes 127:1)
Aussi, rendons nous grâce en premier à l’Eternel source de tous les bienfaits. Par sa miséricorde…
ce travail est.
Ce mémoire est le fruit des travaux effectués aux ;
-
Laboratoire de Biochimie appliquée aux sciences médicales du département de Biochimie
fondamentale et appliquée de la faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo
-
Laboratoire de Physicochimie de l’Université d’Athénée Saint Joseph Antsirabe pour le dosage
des facteurs antinutritionnels
C’est pourquoi, nous voudrions adresser, nos sincères remerciements et reconnaissance à Monsieur
le professeur Victor JEANNODA, Chef de Département de Biochimie fondamentale et appliquée,
responsable de la formation en 3ème cycle en biochimie de nous avoir ouvert son laboratoire et encadré
nos travaux de recherche. Nous sommes sincèrement sensible aux encouragements qu’il a prodigués à
notre endroit.
Nous ne saurions nous taire devant la bienveillance de Madame le Professeur Vololoniaina
JEANNODA, responsable du projet CORUS, notre gratitude lui est réservée pour la confiance qu’elle
nous a témoignée en nous autorisant d’intégrer le projet à travers nos travaux de recherche, allant
jusqu’à nous permettre de nous rendre sur terrain pour visiter les conditions et écosystème des ignames
sur la côte Est.
Nous sommes chaleureusement reconnaissante à Madame le Professeur Louisette
RAZANAMPARANY qui a aimablement accepté de présider le jury de ce mémoire, malgré ses diverses
obligations
Nous sommes sincèrement sensible au dévouement dont Madame le Docteur Danielle A. Doll
RAKOTO, a fait preuve ; elle n’a pas ménagé son temps pour réaliser les riches discussions, fruits de sa
compétence et de son expérience dans le domaine d’étude. Nous lui adressons notre profonde gratitude.
De surcroît, que Madame le Docteur Danielle A. Doll RAKOTORANOROMALALA et Madame le
Docteur Ramaroson Roseline qui nous font l’honneur d’examiner ce travail trouvent ici notre parfaite
gratitude.
Nous ne saurions omettre les précieux savoirs et conseils que Monsieur le Docteur Ranjàna H.
RANDRIANARIVO nous a prodigués au cours de la réalisation de ce mémoire au Laboratoire de
Biochimie appliquée aux sciences médicales du département de Biochimie fondamentale et appliquée de
la faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo, nous lui adressons nos vifs remerciements.
Ce travail n’a pas abouti sans avoir passé par le Laboratoire de Physicochimie de l’Université
d’Athenee Saint Joseph Antsirabe ; que tout le personnel technique de ce laboratoire à travers Madame
le Professeur____________, recteur de l’Université d’Athenee Saint Joseph Antsirabe et enseignante au
département de Biochimie fondamentale et appliquée de la faculté des Sciences de l’Université
d’Antananarivo trouve ici l’expression de nos sincères reconnaissances.
Que tout ce qui a contribué de loin ou de près à la réalisation de ce mémoire trouve ici l’expression
de nos vifs remerciements.
h
ABREVIATIONS
CORUS :
Coopération pour la Recherche Universitaire et Scientifique
Ebac :
Extrait brut aqueux à chaud
Ebaq :
Extrait brut aqueux
Eha :
Exrait hydroalcoolique
Epu :
Extrait purifié
FADES :
Fond d’Appui au Développement de l’Enseignement Supérieur
ip :
intrapéritonéale
IPM :
Institut Pasteur de Madagascar
LABASAN :
Laboratoire
de
Biochimie
Appliquée
aux
Sciences
de
l’Alimentation et à la Nutrition
LABASM :
Laboratoire de Biochimie Appliquée aux Sciences Médicales
nd :
non déterminé
p/v :
poids par volume
q.s.p. :
en quantité suffisante pour
v/v :
volume par volume
i
GLOSSAIRE
Aphrogène :
se dit d’une substance dont les solutions moussent.
Délabrement :
affaiblissement.
Délectable :
dont on se délecte (se délecter : prendre un plaisir extrême ou se
régaler).
Oestrogénique :
de structure similaire à la molécule d’oestradiol et entrant en
compétition avec les récepteurs cytoplasmiques du 17 β - oestradiol
dans l’utérus.
Kwashiorkor :
dénutrition grave par carence en protéines, observée chez des
enfants du tiers-monde.
Marasme :
dénutrition grave par insuffisance des apports énergétiques,
observée en particulier chez l’enfant.
Nanisme nutritionnel :
ou « stunting » ou « retard de croissance » correspondant à une
insuffisance très marquée de la taille pour un âge donné.
Nutraceutique (substance) : substance à activité thérapeutique extrait d’un aliment.
Pellagre :
maladie due à une carence en vitamine PP ou niacine et se
manifestant par des lésions cutanées, des troubles digestifs,
psychiques et neurologiques.
Piscicide :
qui tue les poissons.
Plante amylacée :
plante ayant une ou des parties comestibles comme le tubercule, le
fruit ou la tige, contenant principalement des glucides sous forme
d’amidon.
Phytonutriment :
substance présente à l’état naturel dans les aliments d’origine
végétale et qui en agissant en combinaison avec d’autres nutriments
essentiels, possède des effets bénéfiques sur la santé.
Vivace (plante) :
plante vivant plus d’un an grâce à son appareil végétatif, et qui
fructifie plusieurs fois dans son existence.
ii
LISTE DES TABLEAUX
Page
Tableau 1 : Les ignames récoltées dans les régions de la côte est de Madagascar :
identification, coordonnées géographiques, date et le lieu de récolte.…….………..22
Tableau 2 : Norme utilisée pour exprimer les résultats des tests de détection des alcaloïdes….…. 30
Tableau 3 : Caractéristiques des extraits de poudre de feuilles…….……………………………... 42
Tableau 4 : Caractéristiques des extraits de farine de tubercules………….……..…………….…...43
Tableau 5 : Résultats du criblage phytochimique des feuilles de « ovy lalaina » et « ovy
mena » (Dioscorea alata)……………………………………………………………45
Tableau 6 : Résultats du criblage phytochimique des feuilles de « ovy be » (Dioscorea alata)….…
46
Tableau 7 : Résultats du criblage phytochimique des feuilles de « ovy vazaha » et « ovy
47
lava » (Dioscorea alata)………..……………………………………………….…….
Tableau 8 : Résultats du criblage phytochimique des feuilles de « mavondro » (Dioscorea
esculenta)……………………………………………………………..…………..…48
Tableau 9 : Résultats du criblage phytochimique des tubercules de « ovy lalaina » et « ovy
50
mena » (Dioscorea. alata)………………………..………….…………….……..…...
Tableau 10 : Résultats du criblage phytochimique des tubercules de « ovy be » (Dioscorea
alata)…………………………………………………………………………………51
Tableau 11 : Résultats du criblage phytochimique des tubercules de « ovy vazaha », « ovy
lava », « ovy voay » et « ovy lohandambo » (Dioscorea alata)……….…………...52
Tableau 122 : Résultats du criblage phytochimique des tubercules de « mavondro » (Dioscorea
esculenta) et « ovy hazo » (Dioscorea burkilliana)……...…………………………..53
Tableau 13 : Récapitulation des résultats du criblage phytochimique des feuilles et des
tubercules des ignames étudiées………….……………………………………...….54
Tableau 14 : Teneurs en oxalates des feuilles d’ignames en mg par 100 g de poids frais……...….56
Tableau 15 : Teneurs en oxalates des tubercules d’ignames en mg par 100g de poids frais….…...57
iii
Tableau 16 : Teneurs en phytate des feuilles d’ignames en mg/100 g de poids sec……..………....59
Tableau 17 : Teneurs en phytate des tubercules d’ignames en mg/100 g de poids sec.……..……..60
Tableau 18 : Teneurs en oxalates des tubercules de quelques espèces d’ignames népalaises
et malgaches en mg/100 g de poids frais……………………………………………...
65
Tableau 19 : Teneurs en phytate des tubercules de quelques espèces d’ignames népalaises
et malgaches en mg/100 g de poids sec…………..…………………………………...
65
Tableau 20 : Normes utilisées dans l’expression des résultats des tests en milieu solide…….……73
Tableau 21 : Résultats des tests de toxicité des Ebaq et des Eha de poudre de feuilles
administrés par voie ip aux souris….………………………………….………….... 75
Tableau 22 : Résultats des tests de toxicité des Ebaq et des Eha de farine de tubercules
administrés par voie ip aux souris …………………………...…………………….. 77
Tableau 23 : Résultats des tests de toxicité des Ebac de poudre de feuilles et de farine de
tubercules administrés par voie orale aux souris.………………………………..….78
Tableau 24 : Résultats des effets de l’administration orale des tubercules traités aux les souris…. 80
Tableau 25 : Caractéristiques des germes-tests…………………………...………………………. 81
Tableau 26 : Résultats des tests d’activité antimicrobienne des extraits de poudre de
feuilles………....……………………………………………………………………….
82
Tableau 27 : Résultats des tests d’activité antimicrobienne des extraits de farine de
tubercules...………......................................................................................................83
iv
LISTE DES PHOTOS
Page
Photo 1 : D. alata « ovy lalaina » : (1) Tubercule - (2) Corme - (3) Feuilles……………………….24
Photo 2 : D. alata « ovy be » : (1) Tubercules - (2) Corme - (3) Feuille.………...…………..…….25
Photo 3 : D. alata « ovy vazaha » : (1) Tubercule - (2) Corme……………………………………..25
26
Photo 4 : D. alata « ovy lava » : (1) Tubercule - (2) Tubercule tranché - (3) Feuille……….………
Photo 5 : D. alata « ovy voay » : Tubercule…..…….…………….…………………….………… 26
Photo 6 : D. esculenta ou « mavondro » : (1) Tubercules - (3) Feuilles....……………….….……..27
Photo 7 : D. burkilliana ou « ovy hazo » : Tubercule…………………………………………….. 27
Photo 8 : Farine de tubercules de :
(1) D. alata [(a) « ovy lalaina » (MT 263) - (b) « ovy mena » (MT 248) - (c) « ovy
be » (MT 237) - (d) « ovy vazaha » (MT 238) - (e) « ovy lava » (MT 262) - (f)
« ovy voay » (MT 273) - (g) « ovy lohandambo » (MT 275)]
(2) D. esculenta ou « mavondro » (MT 277)
(3) D. burkilliana ou « ovy hazo » (MT 261)…….……..……………………..…….… 40
LISTE DES FIGURES
Page
Figure 9 : Teneurs en oxalates des feuilles et des tubercules des ignames étudiées………………. 58
Figure 10 : Teneurs en phytate des feuilles et des tubercules des ignames étudiées…….…………61
v
INTRODUCTION
GENERALE
a
Introduction générale
INTRODUCTION GENERALE
Les plantes amylacées constituent avec les céréales les deux familles d’aliments qui
fournissent à elles seules les aliments de base de la majorité des êtres humains. Selon les
circonstances, les plantes amylacées servent aussi de compléments aux céréales et/ou de
solutions de réserve (MOUREY, 2004).
Au niveau mondial, la production de racines et tubercules qui est de 600 millions de tonnes
par an, occupe la deuxième place après celle des céréales, qui est de 2 milliards de tonnes. Celle
des légumineuses, qui est de 60 millions de tonnes tient la troisième place (LATHAN, 2001).
Selon DUNBAR (1969), grâce à la facilité de leur culture, donc à leur prolifération, les plantes
amylacées ont une très grande importance en nutrition humaine. Parmi ces plantes, la pomme de
terre est la première production mondiale. Elle est suivie du manioc puis de la patate douce. La
culture d’ignames et d’autres plantes à tubercules comme le taro, est considérablement faible
bien qu’elle possède une place prépondérante dans certains territoires du globe (VERNIER et
coll., 2000). En effet, dans les régions tropicales, la production d’igname occupe la seconde
place après celle du manioc. Plusieurs pays tels que le Nigeria qui est le plus grand producteur
d’ignames, la Jamaïque, le Ghana, le Brésil et bien d'autres en sont exportateurs.
A Madagascar, les données historiques rapportent que l’igname constituait, avec la banane,
l’aliment de base des premiers malgaches (RAISON, 1992). Il s’agissait particulièrement de
Dioscorea esculenta, Dioscorea alata, et Dioscorea bulbifera. Ultérieurement, les ignames ont
été remplacées par le riz et d’autres plantes à tubercules dont les cultures s’avéraient plus faciles.
Actuellement, la culture de l’igname ne subsiste que dans certaines régions de la côte est
soit sous forme de végéculture (SAUER, 1969), soit sous forme d’individus plus ou moins
nombreux cultivés dans les différentes jachères. Dans les autres régions côtières de l’île, la
culture d’ignames se limite à un ou deux pieds dans les jardins de cases où elles sont appelées
« voli-drazana » ou culture des ancêtres, appellation qui reflète bien l’histoire de cette plante à
Madagascar.
En outre, l’existence d’espèces sauvages appelées « oviala » ou ignames de la forêt
poussant dans toutes les forêts de Madagascar ont incité davantage à l’abandon de la culture des
ignames domestiquées qui est ainsi passée progressivement d’une agriculture véritable à un
système de cueillette permettant seulement d’obtenir de la nourriture d’appoint pendant les
périodes de disette. D’où le statut d’aliment du pauvre attribué à l’igname dans de nombreuses
1
Introduction générale
régions de l’île, malgré sa qualité alimentaire reflétée par les valeurs nutritionnelles relativement
élevées de ses tubercules, lesquelles sont nettement supérieures à celles du manioc, par exemple.
Quelques espèces sauvages et endémiques de Madagascar appartenant au genre Dioscorea
ont effectivement déjà fait l’objet d’études dans le laboratoire de Biochimie appliquée aux
sciences de l’alimentation et à la nutrition (LABASAN) (RAMANANTOANDRO, 1998 ;
RATSILEFITRA, 1999 ; LALA, 2000 ; RALAIARISON, 2002).
Plus tard, des études approfondies sur les ignames endémiques de Madagascar ont
redémarré au sein de l’Université d'Antananarivo grâce à un projet intitulé « Appui à la
recherche sur les possibilités de valorisation des ignames malgaches », mené au sein de la
Faculté des Sciences d’Antananarivo et financé par la Banque Mondiale à travers le Projet
FADES. Ces études ont permis d’inventorier plus d’une vingtaine d’espèces sauvages et
domestiquées dans trois zones pilotes, à savoir Ambohimahasoa, Morondava et Brickaville. Ces
espèces ont fait l’objet de plusieurs investigations intéressant plusieurs domaines, à savoir :
-
la botanique (biologie, écologie et statut en matière de conservation) ;
-
la nutrition (valeurs nutritionnelles et propriétés organoleptiques) ;
-
la
toxicologie
(facteurs
antinutritionnels,
toxiques
et
propriétés
autres
qu’alimentaires) ;
-
la biotechnologie (mise au point des techniques de conservation et de transformation).
Dans le cadre de la réalisation du projet CORUS 6020 intitulé « Valorisation de
l'agrobiodiversité des ignames de Madagascar », les travaux sur les ignames malgaches se sont
poursuivis principalement avec les espèces cultivées.
La contribution du laboratoire de Biochimie appliquée aux sciences médicales (LABASM)
du département Biochimie fondamentale et appliquée à ce projet porte sur la détermination des
constituants altérant la valeur nutritionnelle ainsi que sur la toxicologie des espèces du genre
Dioscorea récoltées dans quelques régions côtières de Madagascar.
Les parties des plantes qui font l’objet de ces études sont les feuilles et les tubercules.
2
Introduction générale
Ce mémoire rapporte les travaux réalisés sur trois espèces en provenance de la côte
orientale comprenant Dioscorea alata, Dioscorea esculenta et Dioscorea burkilliana. Il
comporte trois grandes parties :
-
la première partie est consacrée à une synthèse bibliographique sur les aliments et la
nutrition, les composants nocifs dans les aliments ainsi que l’importance de l’igname ;
-
la deuxième partie se rapporte à l’étude chimique qui consiste principalement à analyser
des constituants chimiques des matériels d’étude ;
-
la troisième partie intitulée étude biologique consiste à prospecter les propriétés
toxicologiques des matériels.
Les trois grandes parties sont suivies d’une conclusion générale et des perspectives
d’avenir.
3
POINT BIBLIOGRAPHIQUE
BIBLIOGRAPHIQUE
a
Point bibliographique
4.
GENERALITES SUR LES ALIMENTS ET LA NUTRITION
Selon DUPIN (1992), les aliments sont des substances solides ou liquides, d’origine
animale ou végétale, absorbées par un être vivant pour répondre aux besoins nutritionnels de son
organisme. Ils sont classés (voir annexe 1) d’une part, selon leur origine biologique, leur
apparence et leur utilisation, et d’autre part selon leur qualité essentielle par rapport aux besoins
nutritionnels tant énergétiques, plastiques que complémentaires (ANDRIAN et coll., 1981).
La nutrition qui est le fait de se nourrir, permet l’échange de matière et d’énergie entre
l’organisme et son environnement (MOUREY, 2004). Cet échange est basé sur le besoin
nutritionnel qu’AZOULAY et DILLON (1993) définissent comme étant la quantité minimale
d’énergie et de nutriments, exprimée sur une base journalière, nécessaire à une catégorie
d’individus donnée pour permettre une vie normale. Il dépend également des processus
alimentaires par lesquels il s’accomplit. En conséquence, lors de la nutrition, ce qui importe
avant tout, c’est le contenu en éléments nutritifs des aliments en tenant compte de la quantité
réellement absorbée au niveau intestinal. En effet, les aliments d’origine animale ou végétale
contiennent un mélange de nutriments (FAO, 2002) par le biais desquels ils assurent leurs rôles
d’entretien et de développement de l’organisme suite à leur ingestion (ALAIS et LINDEN,
1991).
Toujours selon DUPIN (1996), les nutriments sont des substances alimentaires résultant de
la digestion des aliments et qui, de par la quantité indispensable de leur apport, englobent les
macronutriments et les micronutriments. Les protides, les glucides et les lipides nécessaires en
grammes ou dizaines de grammes par jour constituent les macronutriments, tandis que les
vitamines et les minéraux composent les micronutriments.
Selon leur solubilité, on distingue les vitamines hydrosolubles et les vitamines
liposolubles. Les vitamines hydrosolubles regroupent la vitamine C ou acide ascorbique et les
vitamines du groupe B dont la thiamine ou B1, la riboflavine ou B2, la niacine ou B3 ou PP,
l’acide pantothénique ou B5, la pyridoxine ou B6, la biotine ou B8 ou H ou H1, l’acide folique
ou Bg et les cobalamines ou B12. La vitamine A ou rétinol, la vitamine D3 ou cholécalciférol, la
vitamine E ou tocophérol et la vitamine K ou phylloquinone constituent les vitamines
liposolubles.
Les minéraux sont représentés par les macroéléments dont les besoins sont proches du
gramme par jour (calcium, magnésium, phosphore, chlore, sodium, potassium) et les
oligoéléments dont les besoins sont inférieurs à 100 µg par jour (fer, cuivre, fluor, iode, zinc).
4
Point bibliographique
La connaissance de la valeur nutritive des aliments est ainsi très importante car elle permet
d’éviter certaines formes de problèmes nutritionnels connus sous le terme de « malnutrition »
auquel le dictionnaire Le Petit Larousse (2006) donne deux définitions : « Excès, insuffisance ou
déséquilibre des apports alimentaires » et « Défaut d’utilisation des aliments par l’organisme ».
Ce terme recouvre en fait plusieurs types d’affections qui sont les maladies nutritionnelles parmi
lesquelles figurent les maladies de carence.
La carence est définie comme étant l’absence ou la présence en quantité insuffisante d’une
ou plusieurs substances indispensables à l’organisme (Le Petit Larousse, 2006), soit parce que le
régime alimentaire en manque soit parce qu’il renferme d’autres substances qui altèrent leur
biodisponibilité. Ce fait sera relaté avec plus de détails au paragraphe 2.1. (p. 6).
Selon la réponse observée, on distingue trois sortes de carence (BRIEND et GOLDEN,
1997), à savoir :
-
la carence à effet spécifique ou de type I qui est caractérisée par une diminution
tissulaire du nutriment considéré ;
-
la carence à effet global ou de type II qui est définie par une réduction de la croissance
et une perte de poids ;
-
la carence en carbone comme source d’énergie.
La classification des nutriments en fonction de la réponse observée en cas de carence est
présentée en annexe 2.
Le terme de « malnutrition sévère » englobe toutes les carences de type II et la carence en
carbone, et se rapporte à trois grands tableaux cliniques : le marasme, le kwashiorkor et le
nanisme nutritionnel (BRIEND et GOLDEN, 1997).
Selon leurs causes premières, on distingue la malnutrition primaire lorsque la maladie
nutritionnelle est due à une alimentation insuffisante et/ou non équilibrée, et la malnutrition
secondaire quand elle résulte plutôt de l’impact de maladies. Cependant ces deux formes de
malnutrition peuvent coexister.
En conclusion, les aliments fournissent les principes nutritifs indispensables que
l’organisme requiert, en quantité et diversité appropriées pour le maintien d’un état
physiologique normal. Toutefois, les aliments sont également sources de certaines substances
nocives de nature et effets divers qui peuvent affecter le processus nutritionnel et/ou occasionner
certaines formes de physiopathologies plus ou moins particulières.
5
Point bibliographique
5.
LES COMPOSES NOCIFS DANS LES ALIMENTS
L’alimentation, à part son rôle dans la nutrition, peut également constituer une source de
substances nocives pour l’organisme. On distingue les toxines issues de la contamination des
aliments et les substances nuisibles faisant partie de leurs propres constituants chimiques.
Certains de ces constituants chimiques sont issus du métabolisme secondaire des plantes
comestibles. Ils jouent généralement un rôle protecteur ou régulateur chez les organismes qui
assurent leur synthèse. Suite à leur ingestion, ils conservent ou manifestent certaines de leurs
activités. On distingue d’une part les toxines dont l’ingestion est attribuée le plus souvent à une
erreur alimentaire consécutive à la confusion entre espèce comestible et espèce toxique, d’autre
part les constituants nocifs rencontrés dans l’alimentation quotidienne. C’est à ces derniers
dénommés facteurs antinutritionnels et toxiques des aliments que nous allons nous intéresser.
5.1. LES FACTEURS ANTINUTRITIONNELS
(DERACHE, 1986 ; LEYRAL et VIERLING, 2001)
5.1.1. GENERALITES
La découverte des facteurs antinutritionnels ou substances défavorables pour la nutrition
est due à la discordance entre les valeurs nutritives théoriques et celles mesurées sur l’homme ou
les animaux. Il s’agit de constituants nocifs présents dans l’alimentation, et dont l’effet toxique
se manifeste par une moindre disponibilité ou une perte supplémentaire de nutriment, provoquant
ainsi un déséquilibre de la couverture des besoins dont la non compensation conduit à un état de
carence pathologique. La compensation consiste à apporter les nutriments déficitaires, mais dans
les cas extrêmes de carence, le délabrement de l’organisme n’est plus simplement compensable.
LEYRAL et VIERLING (2001) définissent les facteurs antinutritionnels comme étant des
substances qui provoquent des troubles de l’ingestion, de la digestion et de l’absorption. En effet,
selon leur nature et leurs propriétés biologiques, les facteurs antinutritionnels agissent soit durant
l’ingestion, lorsque la mastication libère des enzymes qui détruisent les nutriments, soit pendant
la digestion, quand ces substances inhibent les hydrolases digestives, soit enfin au cours du
métabolisme lorsque leur détoxication entraîne une perte de molécules endogènes.
6
Point bibliographique
5.1.2. CLASSIFICATION
Du point de vue nutritionnel, les facteurs antinutritionnels sont classés en quatre groupes
en fonction du type de nutriments avec lesquels ils interfèrent. On distingue :
-
les inhibiteurs enzymatiques ;
-
les substances interférant avec l’assimilation d’éléments minéraux ;
-
les substances antivitaminiques ;
-
les substances dont la détoxication entraîne une perte de molécules endogènes.
Certains facteurs comme les tannins et l’acide phytique possédent des activités multiples.
5.1.2.1.
Les inhibiteurs enzymatiques
Ce sont des composés interférant avec l’activité des enzymes digestifs, et leurs principales
sources sont les aliments d’origine végétale.
Selon leur nature chimique, on distingue les inhibiteurs de nature polyphénolique et les
inhibiteurs de nature protéique.
Les inhibiteurs de nature polyphénolique appartiennent au groupe des tannins, et leur
activité est liée à leur aptitude à dénaturer les protéines en formant des complexes stables avec
celles-ci. Ces inhibiteurs sont très thermostables et sont caractérisés par l’absence de spécificité.
Les inhibiteurs de nature protéique sont très spécifiques, mais leur stabilité sous l’effet de
la température est variable. En effet, certains inhibiteurs de nature protéique comme les
anticarboxypeptidases A et B de la pomme de terre ne sont que peu inactivés par la chaleur,
tandis que les antitrypsines de nature glycoprotéique sont très thermolabiles.
En outre, selon les types d’enzymes cibles, les principaux inhibiteurs enzymatiques
rencontrés dans l’alimentation animale regroupent les anticarbohydrases et les antiprotéases.
Les anticarbohydrases les plus importants au point de vue de la nutrition humaine sont
l’anti-amylase et l’anti-invertase. Ils interfèrent avec le métabolisme des hydrates de carbone en
empêchant leur digestion, les rendant ainsi indisponibles. Ces anticarbohydrases sont souvent
assez stables à la chaleur car leur activité demeure encore importante au cœur de préparations
cuites. Un taux élevé d’anti-amylase dans l’alimentation provoquerait une diarrhée à cause de
l’accumulation d’amidon non digéré dans le colon. Néanmoins les propriétés de ces inhibiteurs
7
Point bibliographique
permettent de les préconiser dans le traitement du diabète ou de l’obésité, car ils préviennent la
dégradation et par conséquent, l’utilisation des hydrates de carbone comme sources d’énergie.
Les antiprotéases interfèrent avec le métabolisme des protéines et comprennent les
anticarboxypeptidases et les antitrypsines. Les antitrypsines de nature glycoprotéique inhibent
l’activité de la trypsine et/ou de la chymotrypsine selon leur origine animale ou végétale. En se
complexant avec ces enzymes digestifs, les facteurs anti-trypsiques préviennent la dégradation
des protéines en polypeptides, causant ainsi une forte diminution de leur digestibilité.
5.1.2.2.
Les substances interférant avec l’assimilation des éléments minéraux
Ce groupe englobe les antithyroïdiens, l’acide oxalique et l’acide phytique.
5.1.2.2.1. Les antithyroïdiens
Ce sont les substances goitrogènes à l’origine de la perturbation des mécanismes
d’utilisation de l’iode de la ration alimentaire, conduisant à un dysfonctionnement de la thyroïde.
Les composés impliqués sont :
-
les principes actifs des thioglucosides progroitrines de certaines plantes à savoir les
thio-oxazolidones, les iso-thiocyanates et les thiocyanates ;
-
les glucosides cyanogénétiques ;
-
les polyphénols.
Selon leur mécanisme d’action, la compensation de leur effet consiste en l’augmentation
de l’apport en iode ou en l’administration d’hormones thyroïdiennes.
5.1.2.2.2. L’acide oxalique et les oxalates
Ces antinutriments présents dans les aliments sources peuvent être sous forme libre tel que
l’acide oxalique ou acide éthanedioïque (HOOC–COOH), sous forme d’oxalates solubles dont
les oxalates de sodium et de potassium principalement et/ou sous forme très peu soluble ou
insoluble c'est-à-dire sous forme d’oxalate de magnésium et surtout de calcium.
Outre ses effets irritants sur les voies œsophagienne et gastrique lors de son ingestion,
l’acide oxalique, affecte la disponibilité des minéraux de la ration, dont le fer, le sodium, le
potassium ou le magnésium, et principalement le calcium. En effet, à cause de son affinité pour
ces minéraux, l’acide oxalique forme des complexes avec ceux-ci par chélation, interférant ainsi
avec leur assimilation et provoquant par conséquent des carences.
8
Point bibliographique
Sachant que 2,25 g d’acide oxalique précipite 1 g de calcium, la disponibilité de ce dernier
dans un aliment déterminé est définie par le rapport ci-dessous :
Acide oxalique (g/kg)
Disponibilité du calcium =
Calcium (g/kg)
Les aliments pour lesquels ce rapport est supérieur à 2,25 sont des aliments qui non
seulement n’apportent pas de calcium, mais en plus, sont considérés comme décalcifiants.
La nocivité de ces facteurs résulte également du fait que les précipités d'oxalate de calcium
peuvent obstruer les canaux rénaux. Ce phénomène est à l’origine de plusieurs états
pathologiques dont l’oligurie, l’albuminurie, l’hématurie et principalement le calcul rénal
(NOONAN et SAVAGE, 1999).
Enfin, l’acide oxalique est également considéré comme une substance toxique dont le seuil
de toxicité est assez bas car la quantité minimale létale est de 2 g d’oxalate pour l’homme adulte
(LIBERT et FRANCESCHI, 1987).
5.1.2.2.3. L’acide phytique
L’acide phytique ou acide inositol hexaphosphorique, est un facteur antinutritionnel car
non seulement il constitue une mauvaise source de phosphates non libérés ou sous forme
insoluble, mais est également un chélateur de minéraux d’importance nutritionnelle (LIU et coll.,
1998) en formant des sels insolubles appelés phytates.
C’est le phosphore contenu dans la structure de l’acide phytique qui se lie avec les cations,
diminuant ainsi la biodisponibilité de ceux-ci chez l’homme et les modèles animaux (REDDY et
coll., 1989). En effet, l’acide phytique réduit la biodisponibilité du zinc en formant de complexes
minéraux insolubles au pH physiologique (OBERLEAS, 1983). La formation des complexes
dépend des quantités de zinc et d’acide phytique à la fois (DAVIS et OLPIN, 1979). Le taux de
complexe phytate-Zn dépend également de celui du calcium car il existe une cinétique
synergique entre les ions Ca2+ et Zn2+, aboutissant à la formation du complexe Ca-Zn-phytate,
moins soluble que celui formé avec l’un des ions seulement (OBERLEAS, 1983). Ainsi l’acide
phytique affecte aussi la biodisponibilité du calcium, augmente sa perte fécale et par conséquent
contribue à la décalcification de l’organisme malgré un apport alimentaire normal de calcium et
de vitamine D.
L’utilisation d’autres oligoéléments indispensables comme le cuivre, le magnésium et le
fer, peut également être fortement diminuée par l’acide phytique. En effet, les complexes Ca9
Point bibliographique
phytate inhibent aussi l’absorption du fer (SIRKKA, 1997), mais ces effets sont réduits par
l’acide ascorbique.
A part son rôle de chélateur de minéraux, l’acide phytique complexe aussi les protéines
(LIU et coll., 1998) et provoque ainsi une diminution de leur disponibilité. Des études in vitro
ont montré que les complexes phytate-protéine sont formés par interaction électrostatique et
plusieurs de ces complexes sont insolubles et ne sont par conséquent pas biologiquement
disponibles pour l’organisme humain dans les conditions physiologiques normales (CHERYAN,
1980). Les propriétés de chélateur de protéine de l’acide phytique font que cet antinutriment peut
se complexer avec les enzymes digestifs telles que la trypsine et la pepsine pour empêcher leur
fonctionnement, ce qui diminue davantage la digestion des protéines (REDDY et coll., 1989).
En outre, l’acide phytique altère la digestion de l’amidon en complexant les enzymes
responsables de leur digestion, en rendant indisponibles leurs cofacteurs tels que les ions calcium
(SIRKKA, 1997), ou en se liant directement à certains résidus de l’amidon grâce aux atomes de
phosphore qui le constituent.
Enfin l’acide phytique occasionne également la maladie appelée pellagre, car en agissant
comme un acide, il se complexe à la niacine, vitamine se comportant ici comme une base.
L’acide phytique est donc un antinutriment à activités polyvalentes affectant à la fois la
disponibilité des minéraux, des protéines, de l’amidon et de la niacine.
Néanmoins, l’acide phytique est considéré comme un phytonutriment et est identifié
comme un antioxydant. En effet, en se complexant avec les ions ferreux libres, il empêche
l’activation du site de coordination Fe-dépendant de l’enzyme catalysant la formation de radical
hydroxyle libre (GRAF et EATON, 1990). L’acide phytique est aussi connu pour ses effets
anticarcinogène (SHAMSUDDIN et coll., 1997), hypoglycémique et hypolipidémique
(RICKARD et THOMPSON, 1997). Des études effectuées par ONOMI et coll. (2004) sur les
rats ont montré qu’un apport de 0,035% d’acide phytique permet d’avoir cette activité
hypolipidémique et que l’effet antinutritif n’est observé qu’à des taux 10 fois plus élevés.
5.1.2.3.
Les substances antivitaminiques
Cette classe de facteur antinutritionnel regroupe les substances inactivant les vitamines
et/ou augmentant les besoins vitaminiques. Elle regroupe les antithiamines, l’acide ascorbique
oxydase, l’antibiotine et le niacinogène.
10
Point bibliographique
Les antithiamines comprennent d’une part le facteur protéique et thermolabile qui est la
thiaminase I des animaux aquatiques, d’autre part les substances à petit poids moléculaire et
thermostables dont la thiaminase II de la fougère et des dérivés phénoliques (l’acide caféique).
L’acide ascorbique oxydase catalyse l’oxydation de l’acide ascorbique.
L’antibiotine rend les molécules de biotine indisponibles par chélation.
Le niacinogène est un précurseur de la vitamine PP qui ne peut libérer la forme active
qu’après hydrolyse alcaline.
5.1.2.4.
Les substances augmentant les pertes cataboliques
Ce sont les substances dont la détoxication peut entraîner une augmentation de catabolisme
de certains éléments. Ceux-ci doivent alors être prélevés des réserves ou des constituants
plastiques de l’organisme lui-même si l’apport alimentaire venait à manquer.
La détoxication de l’acide benzoïque en est un exemple, car elle requiert la glycine qui
serait prélevée des protéines corporelles, à l’origine de l’augmentation du catabolisme azoté. Les
réserves hépatiques en vitamine A sont aussi affectées.
Les dérivés phénoliques comme l’acide gallique sont également connus comme
ralentissant la croissance, effet compensé par un apport supplémentaire de donneur de méthyle
comme la méthionine.
5.1.2.5.
Les substances à activités polyvalentes
Certains composés de natures différentes exercent des effets antinutritifs multiples, parmi
lesquels l’acide phytique et les tannins. Les effets de l’acide phytique ayant déjà été décrits au
paragraphe 2.1.2.2.3. (p. 9), ceux des tannins sont récapitulés ici.
Primo, les tannins sont responsables de la saveur astringente des aliments.
Secundo, les tannins provoquent la dénaturation des glycoprotéines, diminuant ainsi leur
biodisponibilité et augmentant par conséquent la perte fécale d’azote. Ceci est dû :
-
soit à la présence de complexes tannins-protéines résistant aux enzymes digestifs ;
-
soit à l’inhibition non spécifique des enzymes (trypsine, alpha-amylase et lipase) par
les tannins libres (HORIGOME et coll., 1998) ;
-
soit à l’action des tannins sur la muqueuse digestive, induisant une augmentation des
sécrétions.
11
Point bibliographique
Concernant les effets anti-enzymatiques, d’autres composés phénoliques anticarbohydrases
inhibent l’alpha-amylase et l’alpha-glucosidase (FONSEKA et coll., 2007 ; HOSSAIN et coll.,
2008).
Tertio, un autre effet important des tannins découle de l’aptitude des polyphénols à
complexer les ions métalliques di- et trivalents, causant leur indisponibilité, propriété qui peut
toutefois avoir un effet bénéfique en cas de contamination par les métaux lourds.
Quarto, les tannins diminuent les disponibilités des vitamines B1 et B12. Les réserves
hépatiques en vitamine A sont également touchées par l’absorption de tannins, mais ceci est en
contraste avec le rôle de protecteur hépatique souvent constaté avec les tannins.
5.2. LES TOXIQUES DES ALIMENTS (DERACHE, 1986)
Les toxiques des aliments appartiennent à diverses familles chimiques qui forment une
classe de substances nocives dont les effets non compensables par un apport supplémentaire de
nutriments s’exercent sur l’organisme soit par une réactivité particulière, soit par mimétisme
moléculaire vis-à-vis d’hormones ou d’acides aminés, soit par l’existence d’un terrain génétique
favorisant l’apparition d’une pathologie déterminée.
Les principaux toxiques rencontrés dans les aliments d’origine végétale sont les alcaloïdes,
les composés phénoliques, les glycosides toxiques et les lectines.
5.2.1. LES ALCALOÏDES
En tant que métabolites secondaires, les alcaloïdes sont très répandus dans le règne végétal.
Ce sont des composés comportant un hétérocycle azoté, qui ont la propriété de former des sels et
d'être amers. Certains d’entres eux sont doués d’activités biologiques importantes à cause de leur
mimétisme hormonal et de leur intervention dans les réactions capitales du métabolisme
cellulaire.
5.2.2. LES COMPOSES PHENOLIQUES
Les composés phénoliques constitués par les benzoquinones, les dérivés de l’acide
phénolique et de l’acide hydroxycinnamique, les flavonoïdes, les lignines et les tannins
(PRIGENT, 2005 ), regroupent à la fois des composés à activités pharmacologiques
intéressantes, [antitumorale (HSEU et coll., 2004), antioxydante et hépato-protectrice (HSIAO et
coll., 2003), antihistaminique (HOSSAIN et coll., 2008)], et à activités nocives. Pour ces
dernières, ils agissent :
-
soit, comme expliqué auparavant, en altérant le processus de la nutrition ;
12
Point bibliographique
-
soit en provoquant des effets toxiques sur l’organisme. A titre d’exemples, le catéchol
s’oxyde en des structures quinoniques qui participent au cycle de production du radical
superoxyde et de peroxyde d’hydrogène admis comme mutagènes et cancérigènes ; et les
isoflavones, qui en entrant en compétition avec le 17 β-oestradiol pour occuper le récepteur
cytoplasmique de l’utérus, sont classés comme des substances à activité oestrogénique.
5.2.3. LES HETEROSIDES TOXIQUES
Les hétérosides ou glucosides sont des molécules nées de la condensation d’oses et de
substances non glucidiques appelées génines. Parmi les glucosides toxiques, on distingue entre
autres, les glucosides cyanogénétiques, les saponines et les lectines.
5.2.3.1.
Les glucosides cyanogénétiques
Les glucosides cyanogénétiques sont des substances d'origine végétale qui, à part leur
activité goitrogène, libèrent de l'acide cyanhydrique (HCN), lequel est très toxique étant donné
que sa dose létale est estimée à 0,5 à 3,5 mg/kg (BRADBURY, 1991). En outre, l’ingestion
fréquente de petites quantités de cyanogène provoque une affection neurologique chronique chez
l’homme (MONTGOMERY, 1980).
Sur le plan chimique, on distingue deux familles de glucosides cyanogénétiques selon
qu’ils libèrent de l'acétone ou de l'aldéhyde benzoïque suite à leur hydrolyse.
5.2.3.2.
Les saponines
Les saponines sont des glucosides issus de la combinaison chimique d’un sucre et d’un
stéroïde, d’un stéroïde alcaloïde ou d’un triterpène. Ce sont des composés tensioactifs et
hémolytiques connus pour leurs propriétés aphrogène et piscicide.
5.2.3.3.
Les phytohémagglutinines ou lectines
Les phytohémagglutinines ou lectines sont des glycoprotéines d’origine végétale capables
d’agglutiner les érythrocytes, et de se fixer sur les entérocytes à la surface des membranes des
microvillosités. Leurs effets sur la croissance se manifestent surtout par une diminution de
l’utilisation de l’azote, de la vitamine B12 et des calories de la ration. AYKROYD (1982) parle
aussi d’une diminution de la qualité des protéines ingérées.
Pour conclure, les substances nocives des aliments sont de natures diverses, et affectent
différemment l’organisme. A part celle des constituants nutritifs, l’analyse des substances
nocives permet de mieux évaluer les qualités nutritionnelles des aliments et de préconiser ainsi
de meilleures utilisations alimentaires dans le but de couvrir correctement le besoin nutritionnel.
13
Point bibliographique
6.
GENERALITES SUR LES IGNAMES
Le terme « igname », en anglais « yam », vient d’un terme africain « nyam » qui signifie
« manger ». Il désigne les plantes appartenant au genre Dioscorea qui comprend plusieurs
espèces dont les tubercules de certains sont comestibles et contiennent de l’amidon, ce qui
permet de les classer dans la famille des plantes amylacées dans la classification des aliments
(voir annexe 1).
6.1. BIOLOGIE GENERALE
Selon BURKILL (1950), le genre Dioscorea regroupe des plantes vivaces toujours
pourvues d’organes souterrains riches en réserves. Elles sont lianescentes c'est-à-dire présentant
des tiges grimpantes et enroulées à gauche ou à droite. Leurs feuilles sont entières ou rarement
palmatilobées ou composées-palmées, alternes ou rarement opposées, palminerves, souvent
cordées et dont le pétiole est élargi ou épaissi. Ce sont des plantes dioïques dont les fruits sont
capsulaires et loculicides, et les graines, au nombre de 6, à raison de 2 par loge, sont
comprimées, ailées et albuminées.
Les ignames sont des plantes exigeantes en eau qui se développent mal au dessous d’une
température inférieure à 20°C et nécessitent en effet une température optimale moyenne de 23 à
30°C pour leur croissance (ORKWOR et coll., 1998). Le genre Dioscorea regroupe environ 600
espèces (COURSEY, 1967), réparties dans les régions tropicales, subtropicales et tempérées.
6.2. PLACES ET UTILISATIONS DES IGNAMES DANS LE MONDE
6.2.1. PRODUCTION MONDIALE D’IGNAME
La zone de production d’igname la plus importante, nommée « yam belt », est constituée
par cinq grands pays côtiers de l'Afrique de l'Ouest à savoir la Côte d’Ivoire, le Ghana, le Togo,
le Bénin et surtout le Nigeria où l’on parle de « civilisation de l'igname », tant cette culture
ancienne est ancrée dans la vie économique, culturelle et religieuse de la population.
Ainsi, la production mondiale d’igname par an est estimée à plus de 33 millions de tonnes
dont 95% sont procurés par l’Afrique occidentale (HAMON et coll., 1997 ; ORKZOR et coll.,
1998 ; ATTAIE et coll., 1998 ; VERNIER et coll. 1999 ; VERNIER et coll. 2000). Le Nigeria
détient les 3/4 de cette production (AKORODA, 1993). D’autres pays tropicaux en produisent
également, comme les Caraïbes et l’Océanie, ainsi que le Sud-ouest de l’Asie et l’Amérique
latine, mais en quantité moindre (ATTAIE, 1998 ; TRUCHOT, 1989).
14
Point bibliographique
On estime que 40 à 50 espèces sont cultivées ou font l’objet de cueillette (MARTIN et
DEGRAS, 1978). Les espèces les plus importantes en tant que denrées alimentaires sont des
espèces cultivées telles que Dioscorea rotudanta ou igname blanche, Dioscorea cayenensis ou
igname jaune, Dioscorea dumetorum ou igname trifoliée, Dioscorea alata ou igname d’eau,
Dioscorea esculenta ou igname chinoise, et Dioscorea bulbifera ou igname aérienne (ASIEDU,
1991).
6.2.2. LES DIFFERENTES UTILISATIONS DES IGNAMES
6.2.2.1.
Utilisations alimentaires
Faisant partie de la famille des plantes amylacées qui fournissent essentiellement de
l’énergie, mais aussi des protéines et des vitamines, l’igname passe pour être le plus délectable
des tubercules et jouit d’un grand prestige (FAO, 1990b). Elle constitue en effet la nourriture par
excellence de millions de personnes vivant dans la zone intertropicale, où elle représente 12 %
de leur alimentation de base (COURSEY et MARTIN, 1972).
Avant leur consommation, la préparation et/ou la transformation des aliments tirés des
plantes amylacées y compris l’igname, comporte diverses étapes comme l’épluchage avant ou
après cuisson, le lavage et le trempage, le séchage, la moûture, le broyage, le râpage, la
fermentation. Ces étapes peuvent être suivies de cuisson par rôtissage, à l’eau ou à la vapeur, ou
par friture. Ces aliments sont consommés en morceaux, en pâte, en purée ou sous forme de
galette, tandis que la farine qui en est extraite sert de base à de nombreuses préparations et à des
mélanges avec des farines de céréales et de légumineuses.
6.2.2.1.1. Valeur nutritive
La valeur nutritive des principales plantes amylacées selon PLATT (1962) est présentée en
annexe 3. D’autres études révèlent que les tubercules d’igname pourvoient à un apport protéique
2 à 3 fois supérieur à celui du manioc ou de la patate douce (BOURRET-CORTADELLAS,
1973). Selon MBOME-LAPE et TRECHE (1994) qui ont travaillé sur les Dioscorea consommés
au Ghana, les taux de protéines sont respectivement de 9,6%, 8,2% et 7,0% pour D. dumetorum,
D. alata et D. rotundata. Concernant D. dumetorum qui est le plus nutritif, ses protéines
montrent un bon taux d’acides aminés essentiels malgré un léger déficit en lysine, et son amidon
est facilement digéré. D’autres études ont montré que les tubercules d’ignames sont de bonnes
sources d’hydrates de carbone (¾ de leur poids sec) et de minéraux (calcium, phosphore et fer).
Ils apportent également des vitamines A et C mais sont pauvres en matières grasses (BELL et
FAVIER, 1980 ; EKA, 1985 ; AFOAKWA et SEFA-DEDEH, 2001 ; BHANDARI et coll.,
2003). Ces éléments nutritifs ne sont que très peu affectés par la conservation des tubercules à
15
Point bibliographique
28°C (température ambiante tropicale), et en chambre froide à 4°C pendant 24, 48 et 72h
(AFOAKWA et SEFA-DEDEH, 2001).
Concernant la consommation des feuilles d’igname, aucune donnée officielle relatant leurs
constituants nutritifs n’a été trouvée. Toutefois, de récents résultats d’enquêtes effectuées en
parallèle avec cette étude dans la région occidentale de Madagascar révèlent quelques modes de
préparation et de consommation des feuilles de certaines espèces cultivées d’ignames. Dans les
régions de la côte est, cette partie de la plante ne semble pas être utilisée dans l’alimentation
humaine.
6.2.2.1.2. Facteurs antinutritionnels
Les principaux facteurs antinutritionnels des ignames sont les composés phénoliques
(tannins), les oxalates, le phytate, les anti-amylases et les antitrypsines. En affectant la
digestibilité de l’amidon et des protéines, ces inhibiteurs enzymatiques limitent l’utilisation
alimentaire des tubercules (PRATHIBHA et coll., 1995). Certains tubercules ont également été
rapportés comme renfermant des composés cyanogénétiques (BHANDARI et KAWABATA,
2004) ; des saponines et des lectines (McANUFF et coll., 2005), ainsi que des alcaloïdes
(COURSEY, 1967 ; NEUWINGER, 1996).
Il est important de mentionner que les différents procédés de conservation et de préparation
qui précèdent leur consommation affectent plus ou moins considérablement les effets de ces
substances antinutritives et améliorent ainsi la qualité nutritive des tubercules d’igname
(BHANDARI et KAWABATA, 2006 ; MEDOUA et coll., 2007).
6.2.2.2.
Utilisations autres qu’alimentaires
En dehors de leurs utilisations alimentaires, certaines espèces de Dioscorea sont exploitées
comme sources de divers principes actifs intéressant le domaine pharmacologique et/ou
toxicologique. Des données sur certaines espèces médicinales de Dioscorea sont présentées en
annexe 4 et d’autres concernant les espèces Dioscorea renfermant des principes toxiques se
trouvent en annexe 5.
6.3. LES IGNAMES DE MADAGASCAR
A Madagascar, le genre Dioscorea était représenté par 33 espèces dont 27 endémiques et 6
introduites par ses premiers habitants dont les immigrants indo-malais (BURKILL et PERRIER
DE LA BATHIE, 1950). Grâce à des études plus récentes, de nouvelles espèces endémiques ont
été découvertes (WILKIN et coll., 2000 ; 2002 ; 2005 et 2006, JEANNODA et coll., 2003 ;
HAIGH et coll., 2005 ; WEBER et coll., 2005), portant actuellement la flore des
16
Point bibliographique
DIOSCOREACEAE à plus de 40 espèces, soit environ le dixième de la flore de cette famille
dans le monde.
Ces espèces sont surtout réparties dans les régions côtières et des études comparatives de la
richesse en espèces endémiques d'ignames (Dioscorea spp.) d'une région au climat sec (Menabe
central, près de Morondava) avec celle du versant oriental humide (région de Brickaville) ont
montré que dans la première région, les formes sauvages sont particulièrement diversifiées,
tandis que dans la zone humide, la diversité des formes endémiques est moindre. Mais
l'introduction ancienne d'espèces cultivées, D. alata particulièrement, et la diversité des cultivars
actuels dont le système social exige la remise en terre de la tête du tubercule après récolte,
aboutissent à des agro-écosystèmes ayant une production du même ordre de grandeur que ceux
d'Afrique centrale (JEANNODA et coll., 2007).
Concernant sa consommation, l’igname tient spécifiquement une place importante dans
l’alimentation des habitants des régions côtières. En milieu urbain, les ignames servent
traditionnellement d’aliment de complément, et en milieu rural, les espèces sauvages dont la
consommation a atteint les 18 982 tonnes par an (FRANÇOIS, 1968), constituent une nourriture
d’appoint spontanée pendant les périodes de soudure dans diverses zones de Madagascar
(SECALINE, 1997 ; FOFIFA/ONE, 2001 ; RAZANAMPARANY et coll., 2003).
6.3.1. LES ETUDES EFFECTUEES SUR LES IGNAMES DE MADAGASCAR
Si les ignames sauvages et endémiques de Madagascar ont fait l'objet de nombreuses
recherches tant au point de vue taxonomique que biologique, écologique et biochimique, les
ignames cultivées, qui ont été introduites, n’ont été que peu étudiées.
Concernant les études effectuées au département de Biochimie fondamentale et appliquée
de la Faculté des sciences de l’Université d’Antananarivo, plusieurs espèces du genre Dioscorea
ont déjà fait l’objet d’études au LABASAN ayant pour but la détermination de la valeur
nutritionnelle des tubercules de quelques espèces sauvages endémiques de Madagascar dont D.
nako (RAMANANTOANDRO, 1998), D. fandra (RATSILEFITRA, 1999), D. maciba, D.
bemarivensis et D. bako (LALA, 2000) , D. hexagona, et D. trichanta (RALAIARISON, 2002).
Dans le cadre du projet FADES (2003-2005), le volet IV intitulé « Etude des propriétés
utiles autres qu’alimentaires des ignames » avait pour objet l’étude chimique et biologique de
certaines parties des plantes d’ignames qui ont été récoltés dans les zones pilotes. Certains des
résultats obtenus avec les espèces étudiées seront présentés en annexe 6.
17
Point bibliographique
En outre, des études chimiques et toxicologiques des tubercules de D. esculenta réalisées
au LABASM ont montré la présence de substances toxiques supposées être des saponosides avec
des génines stéroïdiques (RAKOTONDRASOA, 2005) et d’autres de nature alcaloïdique
(RANDRIANAMBININTSOA, 2006).
Toutes ces considérations reflètent l’importance de la culture d’igname dans la vie socioéconomique de plusieurs populations des régions tropicales du globe, dont Madagascar fait
partie. Concernant leur importance alimentaire, les tubercules d’igname comme toutes les plantes
amylacées constituent des sources d’énergie, de protéines, de vitamines et de minéraux, malgré
la présence de certains facteurs antinutritionnels car les effets de ceux-ci sont atténués dans la
plupart des cas par les procédés de transformation, de conservation et/ou de cuisson.
CONCLUSION
Cette synthèse bibliographique nous a permis de comprendre les rôles des aliments qui non
seulement assurent la nutrition, mais sont également sources de substances qui altèrent le
processus nutritionnel ou provoquent des affections non compensables par l’apport de
nutriments.
Un grand nombre de ces substances sont rencontrées dans les tubercules d’igname, plantes
qui sont socio-économiquement importantes dans plusieurs régions du globe ainsi qu’à
Madagascar et particulièrement dans ses régions côtières.
La compréhension de ces différents points nous sert ainsi de balise pour la réalisation de
nos travaux de recherche qui portent sur les études chimiques et biologiques de quelques espèces
cultivées d’ignames en provenance des régions de la côte orientale de Madagascar.
18
ETUDE CHIMIQUE
a
Etude chimique
1.
INTRODUCTION
La majorité des études effectuées antérieurement au sein du département de Biochimie
fondamentale et appliquée sur les espèces du genre Dioscorea concernent principalement les
tubercules. Elles portent notamment sur leur valeur nutritionelle et sur l’activité biologique
d’extraits partiellement purifiés.
Pour notre part, nous avons travaillé sur trois espèces du genre Dioscorea à savoir D. alata
comprenant sept formes différentes, D. esculenta et D. burkilliana, provenant toutes de la côte
est de Madagascar.
L’objectif de notre étude est de rechercher des constituants nocifs éventuels dans les
feuilles et les tubercules, justifiant ou contredisant leur comestibilité.
Cette partie chimique consiste :
-
d’une part, à préparer différents types d’extraits à paritr des poudres de feuilles et des
farines de tubercules ;
-
d’autre part, à effectuer un criblage phytochimique et éventuellement un dosage de
certains facteurs antinutritionnels selon la disponibilité des matériels.
19
Etude chimique
2.
MATERIELS ET METHODES
2.1. MATERIELS
2.1.1. LES VEGETAUX
2.1.1.1. Classification
Trois espèces d’ignames ont été étudiées : D. alata, D. esculenta et D. burkilliana. Leur
classification est présentée ci-dessous.
Règne :
VEGETAL
Embranchement :
SPERMATOPHYTES
Sous-embranchement :
ANGIOSPERMES
Classe :
MONOCOTYLEDONES ou LILIOPSIDA
Ordre :
DIOSCOREALES
Famille :
DIOSCOREACEAE
Genre :
Dioscorea
Espèce 1 :
Dioscorea alata
Espèce 2 :
Dioscorea esculenta
Espèce 3 :
Dioscorea burkilliana
2.1.1.2. Noms vernaculaires
L’espèce D. alata comprend plusieurs « formes » désignées par leur nom vernaculaire. Nos
échantillons sont représentés par :
-
« ovy lalaina »
-
« ovy mena »,
-
« ovy be »,
-
« ovy vazaha »,
-
« ovy lava »,
-
« ovy voay », et
-
« ovy lohandambo ».
Les deux premières formes (« ovy lalaina » et « ovy mena ») sont caractérisées par la
couleur violette de leur tubercule.
Le nom vernaculaire de D. esculenta est « mavondro ».
20
Etude chimique
Le nom vernaculaire de D. burkilliana est « ovy hazo ».
Si D. alata et D. esculenta sont des espèces qui sont encore cultivées jusqu’à présent, D.
burkilliana est une espèce introduite qui n’est plus du tout cultivée mais qui est devenue
spontanée dans la végétation des jachères de la région orientale malgache.
2.1.1.3. Données sur la récolte des échantillons
Les échantillons étudiés ont été récoltés dans diverses régions de la côte est de
Madagascar, plus particulièrement dans la région de Brickaville, de Vatomandry et de
Vavatenina, ainsi que dans la collection vivante du département de Biologie et écologie
végétales. Chaque échantillon a été numéroté, mis en herbier et déposé à l’herbier du même
département. Le nom des échantillons, les lieux et dates de récolte sont consignés dans le tableau
1 (p. 22). Les photos 1 à 7 (p. 24 à 27) permettent de décrire les échantillons étudiés.
21
Etude chimique
Tableau 28 : Les ignames récoltées dans les régions de la côte est de Madagascar : identification,
coordonnées géographiques, date et le lieu de récolte
Numéro et
matériels
d’étude
MT 06
Feuilles
MT 06
Tubercules
MT 10
Feuilles
MT 10
Tubercules
MT 229
Feuilles
MT 229
Tubercules
MT 230
Feuilles
MT 230
Tubercules
MT 237
Feuilles et
tubercules
M 238T
Tubercules
MT 244
Feuilles
MT 247
Tubercules
MT 248
Feuilles et
tubercules
MT 249
Tubercules
MT 250
Feuilles
MT 253
Tubercules
MT 255
Tubercules
Nom
scientifique
Dioscorea
alata
Nom
vernaculaire
Coordonnées
géographiques (GPS)
Ovy lalaina
Date de
récolte
Lieu de
récolte
02/03/08
et
06/05/08
Ankatso
10/11/08
Dioscorea
alata
02/03/08
et
06/05/08
Ovy be
Ankatso
10/11/08
12/04/08
Dioscorea
alata
Ovy lalaina
Dioscorea
alata
Ovy be
Dioscorea
alata
Ovy be
Dioscorea
alata
Dioscorea
esculenta
Dioscorea
alata
Dioscorea
alata
Dioscorea
alata
Dioscorea
alata
Dioscorea
alata
Dioscorea
alata
18° 58' 17.3" 048° 45' 39.2"
Antongobato
06/05/08
12/04/08
18° 58' 17.3" 048° 45' 39.2"
Antongobato
06/05/08
Ovy vazaha
Mavondro
Ovy lava
18° 58' 17.3" 048° 45' 39.2" 06/05/08
Antongobato
Ambohimiarina
Ambohi19° 04' 04.4" 048° 54' 43.7" 08/05/08
miarina
Nierenana
19° 04' 30.1" 048° 54' 47.2" 09/05/08
Ambatolampy
19° 04' 03.3" 048° 54' 44.6" 07/05/08
Nierenana
Ambinanitelo
Ovy mena
19° 04' 30.1" 048° 54' 47.2" 09/05/08
Ovy mena
19° 04' 30.1" 048° 54' 47.2" 09/05/08
Ovy vazaha
19° 05' 22.3" 048° 53' 28.4" 10/05/08
Ovy be
18° 50' 27.6" 047° 33' 34.0" 22/05/08
Lohariandava
Ovy be
18° 50' 27.6" 047° 33' 34.0" 22/05/08
Lohariandava
Nierenana
Ambinanitelo
Nierenana
Antobitilo
22
Etude chimique
Tableau 1 : (suite et fin)
Numéro et
matériels
d’étude
MT 256
Feuilles et
Tubercules
Nom
scientifique
Nom
vernaculaire
Dioscorea
alata
Ovy be
Coordonnées
géographiques (GPS)
Date de
récolte
18° 47' 04.1" 048° 39' 56.2" 22/05/08
Lieu de
récolte
Lohariandava
Tanambe
Fanasana
Ambodihazoambo
Fanasana
Ambatoharanana
Fanasana
Ambatoharanana
Fanasana
Andohanimaintimbato
MT 259
Feuilles
Dioscorea
alata
Ovy be
18° 50' 03.6" 048° 47' 10.7" 24/05/08
MT 261
Tubercules
Dioscorea
burkilliana
Ovy hazo
18° 51' 57.5" 048° 46' 26.6" 25/05/08
Dioscorea
alata
Ovy lava
18° 51' 56.6" 048° 46' 43.9" 25/05/08
Dioscorea
alata
Ovy lalaina
18° 51' 22.9" 048° 47' 46.8" 26/05/08
Dioscorea
esculenta
Mavondro
18° 48' 32.6" 048° 48' 54.8" 27/05/08
Fanasana
Tsarahalana
Dioscorea
esculenta
Mavondro
18° 46' 50.1" 048° 51' 46.0" 28/05/08
Razanaka
Andrafialahy
Dioscorea
alata
Ovy mena
18° 46' 50.1" 048° 51' 46.0" 28/05/08
Razanaka
Andrafialahy
MT 262
Feuilles et
tubercules
MT 263
Feuilles et
tubercules
MT 264
Feuilles et
tubercules
MT 266
Feuilles
MT 267
Feuilles et
tubercules
MT 269
Feuilles et
tubercules
MT 273
Tubercules
MT 274
Feuilles et
tubercules
MT 275
Tubercules
MT 277
Feuilles et
tubercules
Dioscorea
alata
Ovy lalaina
18° 47' 54.4" 048° 52' 02.7" 29/05/08
Razanaka
Andohanisafary
Dioscorea
alata
Ovy voay
18° 43' 05.7" 048° 59' 56.3" 30/05/08
Anivorano
Dioscorea
alata
Ovy be
18° 43' 07.1" 048° 59' 58.0" 30/05/08
Anivorano
Dioscorea
alata
Ovy
lohandambo
18° 43' 07.1" 048° 59' 58.0" 30/05/08
Anivorano
Dioscorea
esculenta
Mavondro
17° 31' 14.9" 049° 10' 57.7" 19/06/08
MT 280
Feuilles
Dioscorea
alata
Ovy lava
17° 30' 53.2" 049° 10' 34.2" 19/06/08
MT 281
Feuilles et
tubercules
Dioscorea
alata
Ovy lalaina
17° 31' 09.4" 049° 11' 38.0" 19/06/08
Vavatenina
Tanamarina
Forongolo
Vavatenina
Tanamarina
Tanambe
Andasibe
Vavatenina
Tanamarina
23
Etude chimique
(1)
(2)
(3)
Photo 11 : Dioscorea alata « ovy lalaina » : (1) Tubercule - (2) Corme - (3) Feuilles
24
Etude chimique
(1)
(2)
(3)
Photo 12 : Dioscorea alata « ovy be » : (1) Tubercules - (2) Corme - (3) Feuille
(1)
(2)
Photo 13 : Dioscorea alata « ovy vazaha » : (1) Tubercule - (2) Corme
25
Etude chimique
(2)
(1)
(3)
Photo 14 : Dioscorea alata « ovy lava » : (1) Tubercule - (2) Tubercule tranché - (3) Feuille
Photo 15 : Dioscorea alata « ovy voay » : Tubercule
26
Etude chimique
(1)
(2)
Photo 16 : Dioscorea esculenta ou « mavondro » : (1) Tubercules - (2) Feuilles
Photo 17 : Dioscorea burkilliana ou « ovy hazo » : Tubercule
27
Etude chimique
2.1.2. LES PRODUITS CHIMIQUES
Les produits chimiques utilisés sont essentiellement de marque PROLABO, LABOSI ou
MERCK, et de qualité pour analyse.
2.2. METHODES
2.2.1. PREPARATION ET CONSERVATION DES MATERIELS D’ETUDE
Le corme est enlevé pour être remis en terre au campus universitaire, dans la collection
vivante du département de Biologie et écologie végétale.
Deux modes de conservation sont utilisés : la conservation par congélation et la
conservation à la température ambiante après transformation en matériel sec, sous forme de
poudre ou de farine.
2.2.1.1. Conservation des matériels frais
Une partie des feuilles et des tubercules des ignames fraîches est conservée après nettoyage
au congélateur à −20°C afin de disposer de matériels frais pour les études analytiques et
biologiques ultérieures.
2.2.1.2. Préparation et conservation des matériels secs
Après pesage, les feuilles et les tubercules tranchés en cossette sont séchés à l’ombre
pendant 5 à 6 jours. Les matériels végétaux secs sont pesés puis réduits en poudre par une série
de broyages à l’aide d’un mixer (Blender, Robot coupe GT 550), alternée avec une série de
tamisages. Les différentes poudres de feuilles et farines de tubercules ainsi obtenues sont
conservées dans des bocaux hermétiques à la température ambiante.
2.2.2. METHODES DE PREPARATION DES EXTRAITS BRUTS
2.2.2.1. Extraction à froid
La poudre de feuilles ou la farine de tubercules (10 g) est délayée dans le solvant
d’extraction (eau distillée ou mélange hydroéthanolique 75%) selon le rapport 1/10 (p/v), c’est-àdire 1 g de poudre ou de farine dans 10 ml de solvant.
La suspension obtenue est soumise à une agitation magnétique pendant 3 heures à la
température ambiante, puis laissée macérer à +4°C pendant une nuit.
Le macérat est de nouveau soumis à une agitation magnétique pendant 30 min à la
température ambiante, puis filtré sur quatre épaisseurs de gaze pour éliminer le marc.
28
Etude chimique
Le filtrat est centrifugé (centrifugeuse Jouan, TH 12), à 10 000 tours/min pendant 30 min.
Le culot est éliminé tandis que le surnageant est recueilli et est réduit par évaporation sous
pression réduite, selon la méthode de concentration décrite au paragraphe 2.2.3. ci-dessous,
jusqu’au rapport 1/1 (p/v), ou 1 ml d’extrait pour 1 g de poudre de feuilles ou de farine de
tubercules.
Le précipité formé au cours de l’opération de concentration est éliminé par une deuxième
centrifugation (centrifugeuse Bremse, T52) à 12 000 tours/min pendant 15 min. Le volume du
surnageant est enfin ajusté avec de l’eau distillée pour avoir le rapport final 1/1 (p/v).
Deux types d’extraits bruts sont ainsi obtenus : les extraits bruts aqueux (Ebaq) et les
extraits hydroalcooliques (Eha).
2.2.2.2. Extraction à chaud
La poudre de feuilles ou la farine de tubercules (10 g) est délayée dans le solvant
d’extraction (eau distillée), selon le rapport 1/20 (p/v), c’est-à-dire 1 g de poudre ou de farine
pour 20 ml de solvant. La suspension ainsi obtenue est soumise à un chauffage à reflux à 80°C
pendant 3 heures sous agitation magnétique, et après refroidissement à la température ambiante,
le décocté est laissé macérer à +4°C pendant une nuit au réfrigérateur.
La suite des opérations lors des extractions à froid est reprise jusqu’à l’obtention des
extraits bruts aqueux à chaud (Ebac).
Après chaque extraction, les caractéristiques des extraits sont notées puis ils sont conservés
au congélateur à −20°C jusqu’à leur utilisation lors des études biologiques.
2.2.3. METHODES DE CONCENTRATION
Toutes les opérations de réduction de volume et d’évaporation de solvants sont effectuées
au moyen d’un évaporateur rotatif (Büchi, modèle R 110). La température est réglée à 50-55°C,
et la pression est réduite à l’aide d’une pompe à vide.
2.2.4. METHODES ANALYTIQUES
2.2.4.1. Méthodes de détection des grandes familles chimiques
Les méthodes utilisées sont celles qui ont été mises au point par différents chercheurs
(FONG et coll., 1977 ; DALTON, 1979 ; CORDELL, 1981 ; HEMINGWAY et KARCHESY,
1989 ; NOHARA, 1989 et AL-YAHYA, 1986).
29
Etude chimique
2.2.4.1.1. Les alcaloïdes
La détection est basée sur la capacité des alcaloïdes à se combiner avec les hydrates de
métaux lourds tels que le bismuth, le mercure, le tungstène et l'iode.
La poudre de feuilles ou la farine de tubercules (1 g) est macérée dans 10 ml d’acide
chlorhydrique (HCl) 12% pendant 30 min. L’extrait acide obtenu est filtré sur papier filtre, et le
filtrat est réparti dans quatre tubes à essai dont le 1er sert de témoin.
Cinq gouttes de chacun des réactifs de MAYER, WAGNER et DRAGENDORFF sont
ajoutées respectivement dans les 2ème, 3ème et 4ème tubes.
Les résultats sont appréciés selon qu’il y a apparition de trouble, de floculation ou de
précipité après ajout de chaque réactif dans les différents tubes. La norme utilisée pour
l’expression de ces résultats est résumée dans le tableau 2 ci-dessous.
Tableau 29 : Norme utilisée pour exprimer les résultats des tests de détection des alcaloïdes
OBSERVATION
RESULTAT
Absence de trouble, de
floculation et de précipité
−
Apparition de légers troubles
ou de troubles opaques
+
Présence de floculation
++
Présence de floculation
abondante ou de précipité
+++
Les compositions des réactifs de MAYER, WAGNER et DRAGENDORFF sont données
en annexe 7.
2.2.4.1.2. Les flavonoïdes et les leucoanthocyanes
Un extrait hydroalcoolique est préparé en macérant 1 g de poudre de feuilles ou de farine
de tubercules dans 10 ml de mélange hydroéthanolique 80% pendant une nuit.
Après filtration, quatre tubes contenant chacun 0,5 ml d’extrait alcoolique sont préparés,
dont un sert de témoin et trois pour les tests.
30
Etude chimique
2.2.4.1.2.1.
a)
Les flavonoïdes
Test de WILSTATER ou test à la cyanidine
Le test est dit à la cyanidine car en présence d'acide concentré et de magnésium, les
composés flavoniques sont réduits, et le produit de réduction conduit à des anthocyanidines de
couleur rouge. La réaction chimique typique est présentée en annexe 8.
A l’extrait alcoolique du 2ème tube sont additionnés 0,5 ml de HCl 2N et deux tournures de
magnésium. Le changement de coloration est observé après 10 min.
Le virage au rouge traduit la présence de flavones, au rouge pourpre, celle des flavonols, et
au rouge violacé, celle des flavanones et flavanols.
b)
Test de WILSTATER modifié
Le 3ème tube reçoit les mêmes ingrédients que le 2ème tube, plus 1ml d’eau distillée et 1ml
d’alcool isoamylique. Le changement de coloration de la phase supérieure est noté et les résultats
sont appréciés de la même manière que dans le test précédent.
2.2.4.1.2.2.
Les leucoanthocyanes : test de BATE-SMITH
A l’extrait alcoolique du 4ème tube est additionné de 0,5 ml de HCl 12N, puis le tube est
placé dans un bain-marie bouillant pendant 30 min. Après refroidissement, une coloration rouge
violacé indique la présence de leucoanthocyanes.
2.2.4.1.3. Les tannins et les polyphénols
La détection des tannins est basée sur leur capacité de précipiter des protéines comme la
gélatine.
La poudre de feuilles ou la farine de tubercules (1 g) est macérée dans 20 ml d’eau distillée
chaude pendant une nuit. Après filtration, quatre tubes contenant chacun 0,5 ml d’extrait aqueux
sont préparés : le premier sert de témoin tandis que les trois autres sont utilisés pour la détection
et l’identification des tannins et des composés polyphénoliques autres que les tannins.
2.2.4.1.3.1.
Test à la gélatine 1%
Quatre gouttes de gélatine aqueuse 1% sont additionnées dans le 2ème tube.
La formation d’un précipité blanc indique la présence de tannins hydrolysables de type
pyrogallique dans l’extrait testé.
31
Etude chimique
2.2.4.1.3.2.
Test à la gélatine salée
Quatre gouttes de gélatine salée (gélatine aqueuse 1% additionné de NaCl 10%) sont
additionnées dans le 3ème tube.
La formation d’un précipité indique la présence de tannins condensés de type catéchique.
2.2.4.1.3.3.
Test au chlorure ferrique
Quatre gouttes de chlorure ferrique (FeCl3) 10% en solution méthanolique sont
additionnées dans le 4ème tube.
L’apparition d’une coloration bleu-vert indique la présence de tannins de type catéchols et
la couleur noir-bleuâtre est due aux tannins de type pyrogallols.
Dans le cas où les tests à la gélatine et à la gélatine salée sont négatifs, l’apparition d’une
coloration verte ou bleu-noir lors de ce test au FeCl3 indique la présence de composés
polyphénoliques autres que les tannins, dans l’extrait testé.
2.2.4.1.4. Les triterpènes et les stéroïdes
La poudre de feuilles ou la farine de tubercules (1 g) est macérée dans 10 ml de
chloroforme (CHCl3) pendant une nuit. Après agitation suivie de filtration, trois tubes à essai
contenant chacun 0,5 ml d’extrait chloroformique sont préparés. Le 1er tube sert de témoin tandis
que les deux autres sont utilisés pour la détection des triterpènes et des stéroïdes.
2.2.4.1.4.1.
Test de LIEBERMANN-BURCHARD
A l’extrait du 2ème tube sont additionnées 2 gouttes d’anhydride acétique, puis après
agitation, 2 gouttes d’acide sulfurique (H2SO4) 36N.
Après 1h, les résultats sont appréciés selon le changement de couleur observé au niveau de
l’interface. La coloration bleu-vert indique la présence de stéroïdes, tandis que la coloration
rouge, violette ou rose, indique celle des triterpènes.
2.2.4.1.4.2.
Test de SALKOWSKI
Dans le 3ème tube, 0,5 ml de H2SO4 36N est ajouté en inclinant le tube. L’apparition d’un
anneau rouge au niveau de l’interface indique la présence de stérols insaturés.
32
Etude chimique
2.2.4.1.5. Les saponines
La poudre de feuilles ou la farine de tubercules (1 g) est macérée dans 10 ml d’eau distillée
pendant une nuit. Après agitation vigoureuse pendant 30 s, l’apparition d’une mousse de 3 cm de
hauteur, persistant pendant 30 min, indique la présence de saponines dans l’extrait.
2.2.4.1.6. Les composés cyanogénétiques
Dans un tube à essai, 3 g de matériel végétal frais sont mouillés avec quelques gouttes de
chloroforme (CHCl3). Une bandelette de papier filtre imprégnée de picrate de sodium est insérée
à l’ouverture du tube à l’aide d’un coton cardé ou de son couvercle sans toucher le matériel
végétal, puis le tube est placé au bain-marie à 35°C pendant 3 heures.
Un virage au rouge de la bandelette indique la présence des composés cyanogénétiques par
production d’acide cyanhydrique (HCN).
2.2.4.1.7. Les désoxyoses : test de KELLER-KILIANI
La poudre de feuilles ou la farine de tubercules (1 g) est macérée dans 10 ml d’eau distillée
pendant une nuit.
Après filtration, 0,5 ml d’extrait aqueux est prélevé, auquel 0,5 ml de solution de FeCl3
10% et 0,5 ml d’acide acétique glacial sont additionnés. Après une brève agitation, 1 ml de
H2SO4 2N est versé doucement dans le mélange en inclinant le tube.
L’apparition d’un anneau pourpre ou rouge à l’interface indique la présence de désoxyoses.
2.2.4.1.8. Les irridoïdes
La poudre de feuilles ou la farine de tubercules (1 g) est macérée dans 10 ml d’eau distillée
pendant une nuit. 0,5 ml d’extrait aqueux est additionné de quelques gouttes de HCl 12N. La
solution acide obtenue est chauffée au bain-marie bouillant pendant 30 min.
Après refroidissement, l’apparition d’une coloration bleue indique la présence d’irridoïdes.
2.2.4.2. Méthodes de dosage des facteurs antinutritionnels
Faute de matériels, seuls les oxalates et le phytate dans les feuilles et les tubercules des
ignames étudiées ont été dosés.
La méthode utilisée est la manganimétrie. Il s’agit d’un dosage redox qui comprend
l'ensemble des dosages pouvant être réalisés au moyen des solutions titrées de permanganate de
potassium (KMnO4).
33
Etude chimique
Le principe est le suivant : en milieu acide à chaud et en présence d'un réducteur
convenable, le permanganate se réduit en donnant naissance à un sel manganeux.
Le permanganate est son propre indicateur de fin de réaction car il est coloré tandis que les
produits de la réaction sont incolores.
2.2.4.2.1. Les oxalates
La méthode comporte 3 étapes :
-
l’extraction des oxalates ;
-
la précipitation des oxalates ;
-
la titration des ions oxalates.
2.2.4.2.1.1.
Extraction des oxalates
Deux types d’extrait sont préparés, à savoir : l’extrait aqueux pour les oxalates solubles et
l’extrait acide pour les oxalates totaux, c'est-à-dire solubles et insolubles.
Ainsi, la poudre de feuilles ou la farine de tubercules (1 g) est délayée dans 10 ml d’eau
distillée ou 10 ml de H2SO4 2N. La suspension obtenue est soumise à une agitation magnétique
pendant 3 heures à la température ambiante, puis laissée macérer à +4°C pendant une nuit.
Le macérat est ensuite filtré puis centrifugé à 10 000 tours/min pendant 30 min. Un
surnageant homogène est obtenu et son pH est neutralisé avec de la soude (NaOH) 0,5N et le
volume final est noté.
2.2.4.2.1.2.
Précipitation des oxalates
Une solution de chlorure de calcium (CaCl2) 1M est ajoutée en excès dans le surnageant
précédemment neutralisé. Le mélange est soumis à une agitation à la température de 70°C
jusqu’à la formation de précipités dits précipités totaux.
Une solution d’acide acétique (CH3COOH) 1M est ensuite ajoutée volume à volume (v/v)
à la solution contenant les précipités totaux. La persistance de précipités indique la présence
d’oxalate de calcium dans le mélange obtenu.
Le mélange est ensuite centrifugé à 12 000 tours/min pendant 10 min et le culot contenant
les oxalates de calcium est récupéré.
34
Etude chimique
2.2.4.2.1.3.
Titration des ions oxalates
Les sels calciques libèrent les ions oxalates en présence de H2SO4. La titration consiste en
la détermination du volume de la solution de KMnO4 nécessaire pour doser les ions oxalates
libres dans la solution titrée.
Après 3 lavages avec de l’eau chaude, le culot est pesé puis repris dans une solution de
H2SO4 2N jusqu’à sa solubilisation.
Le volume de H2SO4 2N dans lequel le précipité d’oxalate de calcium a été dissous est
noté, puis un volume de 1 ml du mélange est titré avec du KMnO4 0,005N. Le volume de la
solution de KMnO4 nécessaire pour faire virer la solution dosée en rose est noté.
Il est à noter que la solution de KMnO4 doit être étalonnée avant la titration car elle subit
une réduction permanente avec l’oxygène de l’air. Ceci implique une perte de masse, et par
concéquent une variation de la concentration.
2.2.4.2.1.4.
a)
Expression des résultats
Etalonnage de la solution de KMnO4
L’étalonnage de la solution de KMnO4 est effectué avec une gamme de concentrations de
solution d’acide oxalique (C2O4H2, 2H2O). A 1 ml de solution d’acide oxalique de concentration
connue est ajouté 1 ml de H2SO4 2N. En utilisant une plaque chauffante magnétique réglée à
70°C environ, le mélange est titré avec la solution de KMnO4 dont la concentration est à
déterminer à partir de la relation suivante :
5 C1V1 = 2 C2V2
Avec C1 : concentration de la solution de KMnO4 ;
V1 : volume de la solution de KMnO4 ;
C2 : concentration de la solution d’acide oxalique ;
V2 : volume de la solution d’acide oxalique.
Ainsi, la concentration de la solution de KMnO4 est donnée par la formule suivante :
C1=
2 C2 V2
5 V1
35
Etude chimique
b)
Détermination des concentrations en oxalate
Pour la détermination des concentrations en oxalates des solutions titrées obtenues à partir
des deux extraits (aqueux et acide), on utilise la même relation que précédemment, et on a :
5 C1 V1
C2 =
5 V2
Avec C1 : concentration de la solution de KMnO4 ;
V1 : volume de la solution de KMnO4 ;
C2 : concentration en oxalates de la solution titrée ;
V2 : volume de la solution titrée.
c)
Détermination des teneurs en oxalates
Le nombre de moles ainsi que la masse d’oxalates sous forme d’oxalate de calcium
monohydraté (CaC2O4, H2O) sont déduits de la concentration en oxalates des solutions titrées.
Les résultats sont exprimés en mg d’oxalate par 100 g de poids frais en utilisant la relation
donnant la teneur en matière sèche suivante :
TMS =
PS x 100
Pf
Avec TMS : teneur en matière sèche en % ;
Pf : poids de matériel végétal frais en g ;
PS : poids de matériel végétal sec en g.
La teneur en oxalate total est obtenue à partir de l’extraction acide, et la teneur en oxalate
soluble, à partir de l’extraction aqueuse. La différence entre les deux donne la teneur en oxalate
insoluble selon la formule suivante :
Ti = Tt – Ts
Avec Ti : Teneur en oxalate insoluble en mg d’oxalate par 100 g de poids frais ;
Tt : Teneur en oxalate total en mg d’oxalate par 100 g de poids frais ;
Ts : Teneur en oxalate soluble en mg d’oxalate par 100 g de poids frais.
36
Etude chimique
2.2.4.2.2. Le phytate (MOKOWER, 1969 ; WHEELER et FERREL, 1971)
La méthode comporte 4 étapes, à savoir :
-
l’extraction de l’acide phytique ;
-
la précipitation du phytate ferrique ;
-
l’obtention de l’hydroxyde ferrique ;
-
la titration des ions ferreux.
2.2.4.2.2.1.
Extraction de l’acide phytique
La poudre de feuilles ou la farine de tubercules (1 g) est délayée dans 15 ml de HCl 0,5N.
Le mélange est chauffé au bain-marie de 60°C pendant 10 min, puis agité pendant 4 heures pour
bien extraire les acides phytiques. Après centrifugation à 17 300xg pendant 30 min, le
surnageant est récupéré et le pH est ajusté à 2 avec de la soude (NaOH) 0,5N. Le volume final du
surnageant est noté.
2.2.4.2.2.2.
Précipitation du phytate ferrique
Cette étape est basée sur la capacité de l’acide phytique à former un précipité de phytate
ferrique en milieu acide.
Un volume de 2 ml de surnageant est prélevé dans un tube à essai, puis ramené à 3,6 ml
avec de l’eau distillée. Une solution de 0,5 ml de FeCl3 y est par la suite additionnée et le
mélange est porté à ébullition pendant 30 min.
Des précipités de phytate ferrrique se forment et après refroidissement et centrifugation à
3 000xg pendant 10 min, le culot est récupéré puis subit deux lavages avec du HCl 0,1N par
centrifugation à 3 000xg pendant 10 min.
2.2.4.2.2.3.
Obtention de l’hydroxyde ferrique
En présence de NaOH, le phytate ferrique libère les ions ferriques qui vont s’associer avec
les ions hydroxydes pour former des hydroxydes ferriques (Fe(OH)3).
Afin de dissocier les phytates ferriques, le culot précédemment lavé est repris dans 2 ml de
NaOH 0,6N et 2 ml d’eau distillée, puis le mélange est porté à ébullition pendant 40 min.
Après refroidissement et centrifugation à 3 000xg pendant 10 min, le culot contenant les
hydroxydes ferriques est récupéré.
37
Etude chimique
2.2.4.2.2.4.
Titration des ions ferreux
En milieu acide, l’hydroxyde ferrique libère les ions ferriques qui sont réduits en ions
ferreux en présence de zinc. La titration proprement dite consiste en la détermination du volume
de solution de KMnO4 nécessaire pour doser les ions ferreux libres dans la solution titrée.
Les hydroxydes ferriques obtenus sont d’abord dissociés par du HCl 6N. Les ions ferriques
libérés sont réduits en ions ferreux avec des pastilles de zinc, et l’excès de HCl est évaporé par
chauffage au bain-marie à 60°C pendant 1 heure.
La solution contenant les ions ferreux libres est titrée avec du KMnO4 0,0176N en utilisant
une plaque chauffante magnétique réglée à 70°C environ afin de maintenir les réactions
chimiques à chaud.
Le volume de KMnO4 nécessaire pour faire virer irréversiblement en rose la coloration de
la solution titrée, est noté.
2.2.4.2.2.5.
Expression des résultats
2.2.4.2.2.5.1.
Détermination de la teneur en fer
L’étalonnage de la solution de KMnO4 est effectuée selon la méthode décrite au
paragraphe 2.2.5.2.1.4. (p. 35).
La titration des ions ferreux libres permet de déterminer la teneur en fer dans la solution
dosée. Elle est obtenue par la formule suivante :
5 C1 V1 = C2 V2
Avec C1 : concentration de la solution de KMnO4 à 0,0176N ;
V1 : volume de la solution de KMnO4 ;
C2 : concentration de la solution ferreuse ;
V2 : volume de la solution ferreuse.
2.2.4.2.2.5.2.
Détermination de la teneur en phosphore phytique
Selon la valeur de la constante moléculaire 4Fe / 6P , 4 moles de fer se fixent sur 6 moles
de phosphore dans une molécule de phytate lors de la formation de phytate ferrique. La quantité
de phosphore phytique qui est exprimée en mg par 100 g de poids sec, est ainsi déterminée par la
formule suivante :
38
Etude chimique
1,5 . QFe
PP =
. 100
M
Avec PP : phosphore phytique en mg par 100 g de poids sec ;
QFe : quantité de fer en mg ;
m : masse en mg de la prise d’essai.
2.2.4.2.2.5.3.
Détermination de la teneur en phytate
La teneur en phytate en mg par 100 g de poids sec est obtenue en multipliant la quantité de
phosphore phytique par le coefficient de conversion 1/0,0282 ou 3,54, comme indiqué dans la
formule suivante :
Phytate = PP x 3,54
Avec Phytate en mg de par 100 g de poids sec
PP : phosphore phytique en mg de par 100 g de poids sec ;
39
Etude chimique
3.
RESULTATS
3.1. FORME DES MATERIELS D’ETUDE
Les matériels d’étude secs sont utilisés sous forme de poudre de feuilles et de farine de
tubercules. Leurs méthodes de préparation sont décrites au paragraphe 2.2.1.2. (p. 28).
La photo 8 ci-dessous montre les farines de tubercules des ignames étudiées.
(1a)
(1b)
(1c)
(1d)
(1e)
(1f)
(1g)
(2)
(3)
Photo 18 : Farine de tubercules de :
- (1) Dioscorea alata [(a) « ovy lalaina » (MT 263) - (b) « ovy mena » (MT 248) - (c)
« ovy be » (MT 237) - (d) « ovy vazaha » (MT 238) - (e) « ovy lava »
(MT 262) - (f) « ovy voay » (MT 273) - (g) « ovy lohandambo » (MT 275)]
- (2) Dioscorea esculenta ou « mavondro » (MT 277)
- (3) Dioscorea burkilliana ou « ovy hazo » (MT 261)
40
Etude chimique
3.2. LES EXTRAITS BRUTS
Selon les méthodes décrites au paragraphe 2.2.2. (p. 28), deux types d’extraits bruts ont été
préparés, à savoir :
-
les extraits à froid c'est-à-dire les extraits bruts aqueux (Ebaq) et les extraits
hydroalcooliques (Eha).
-
les extraits bruts aqueux à chaud (Ebac).
Pour chaque méthode, l’extraction a été réalisée avec 10g de poudre de feuille et/ou de
farine de tubercule dans 100 ml de solvant, puis le volume de l’extrait est ajusté à 10 ml. Afin de
disposer de matériel d’étude sec pour les études analytiques, les extractions sont effectuées avec
seulement les échantillons disponibles en quantités suffisantes.
Le tableau 3 (p. 42) récapitule quelques caractéristiques des extraits de poudre de feuilles
et le tableau 4 (p. 43) résume ceux des extraits de farine de tubercules.
Les échantillons appartenant à la même espèce ou à la même forme c'est-à-dire ayant le
même nom vernaculaire ont les mêmes caractéristiques, d’où leur présentation commune dans
les résultats.
Les extraits de poudre de feuilles d’igname sont en général fades ou insipides, sauf ceux de
la poudre les feuilles de D. alata « ovy be » qui sont légèrement amers, rappelant le goût des
feuilles de brède morelle ou « anamamy ». Ils ont un aspect limpide et leur odeur rappelle plus
ou moins celle des feuilles de manioc broyées ou « ravintoto » en malgache, surtout pour les
feuilles de D. esculenta.
Parmi leurs caractéristiques, citons le léger parfum des extraits de farine de tubercules, qui
rappelle celui du taro, en particulier pour les extraits de D. esculenta et de D. alata « ovy mena »
et celui de la patate douce pour D. alata « ovy lalaina ».
41
Etude chimique
Tableau 30 : Caractéristiques des extraits de poudre de feuilles
Nom
vernaculaire et
scientifique
Ovy lalaina
(D. alata)
Ovy mena
(D. alata)
Ovy be
(D. alata)
Ovy vazaha
(D. alata)
Ovy lava
(D. alata)
Mavondro
(D. esculenta)
Caractéristiques
Type d’extrait
Goût
Aspect
Couleur
Ebaq
Fade
Limpide
Marron
Eha
Fade
Limpide
Marron
Ebac
Fade
Limpide
Marron
Ebaq
Fade
Limpide
Marron
Eha
Fade
Limpide
Marron
Ebac
nd
nd
nd
Ebaq
Légèrement amer
Limpide
Marron
Eha
Légèrement amer
Limpide
Marron
Ebac
nd
nd
nd
Ebaq
Fade
Limpide
Marron
Eha
nd
nd
nd
Ebac
nd
nd
nd
Ebaq
Fade
Limpide
Marron
Eha
Fade
Limpide
Marron
Ebac
nd
nd
nd
Ebaq
Fade
Limpide
Vert foncé
Eha
Fade
Limpide
Vert foncé
Ebac
Fade
Limpide
marron
Ebaq : extrait brut aqueux
Eha : extrait hydroalcoolique
Ebac : extrait brut aqueux à chaud
nd : non déterminé (extraction non effectuée)
42
Etude chimique
Tableau 31 : Caractéristiques des extraits de farine de tubercules
Nom
vernaculaire et
scientifique
Ovy lalaina
(D. alata)
Ovy mena
(D. alata)
Ovy be
(D. alata)
Ovy vazaha
(D. alata)
Ovy lava
(D. alata)
Ovy voay
(D. alata)
Ovy
lohandambo
(D. alata)
Mavondro
(D. esculenta)
Ovy hazo
(D. burkilliana)
Caractéristiques
Type
d’extrait
Goût
Aspect
Couleur
Ebaq
Fade
Très visqueux
Violet
Eha
Fade
Limpide
Violet
Ebac
Sucré
Très visqueux
Violet
Ebaq
Fade
Limpide
Beige clair
Eha
Fade
Limpide
Beige clair
Ebac
nd
nd
nd
Ebaq
Fade
Limpide
Beige
Eha
Fade
Limpide
Beige
Ebac
Légèrement sucré
Limpide
Marron clair
Ebaq
Fade
Limpide
Beige clair
Eha
Fade
Limpide
Beige clair
Ebac
Légèrement sucré
Limpide
Jaune
Ebaq
Fade
Limpide
Beige
Eha
Fade
Limpide
Beige
Ebac
Fade
Limpide
Marron
Ebaq
Fade
Limpide
Jaune
Eha
Fade
Limpide
Jaune
Ebac
Fade
Limpide
Marron
Ebaq
Fade
Limpide
Beige
Eha
Fade
Limpide
Beige
Ebac
Fade
Limpide
Marron clair
Ebaq
Très légèrement amer
Très visqueux
Beige clair
Eha
Fade
Visqueux
Beige clair
Ebac
Sucré
Très visqueux
Jaune
Ebaq
Fade
Limpide
Marron clair
Eha
nd
nd
nd
Ebac
nd
nd
nd
Ebaq : extrait brut aqueux
Eha : extrait hydroalcoolique
Ebac : extrait brut aqueux à chaud
nd : non déterminé (extraction non effectuée)
43
Etude chimique
3.3. COMPOSITION CHIMIQUE DES FEUILLES ET TUBERCULES
3.3.1. LES FAMILLES CHIMIQUES
Le criblage phytochimique des poudres de feuilles et des farines de tubercules est effectué
selon les méthodes décrites au paragraphe 2.2.4.1. (p. 29). Les familles chimiques recherchées
sont les alcaloïdes, les flavonoïdes et les leucoanthocyanes, les saponines, les tannins et les
polyphénols, les stéroïdes et les triterpènes, les désoxyoses, les irridoïdes et enfin les composés
cyanogénétiques.
3.3.1.1. Criblage phytochimique des feuilles
Les résultats du criblage phytochimique des feuilles sont récapitulés dans les tableaux 5 à 8
(p. 45 à 48).
Ces résultats montrent que les feuilles des ignames étudiées ne renferment ni alcaloïde, ni
flavonoïde, ni saponine, ni triterpène, ni stérol insaturé, ni désoxyose, ni irridoïde.
Seuls deux représentants de D. alata « ovy lalaina » (MT 06 et MT 229) et trois de
D. esculenta (MT 244, MT 264 et MT 266) renferment des leucoanthocyanes.
Concernant les composés polyphénoliques, seuls deux représentants de D. alata « ovy be »
(MT 10 et MT 230) renferment des tannins condensés, tandis que les autres contiennent des
composés polyphénoliques autres que les tannins.
Le test de LIEBERMANN-BURCHARD a indiqué la présence de stéroïdes dans tous les
échantillons de feuilles étudiés.
Enfin, concernant les composés cyanogénétiques, tous les représentants de D. alata « ovy
mena » et « ovy be », ainsi que ceux de D. esculenta, en contiennent.
44
Etude chimique
Tableau 32 : Résultats du criblage phytochimique des feuilles de « ovy lalaina » et « ovy mena »
(Dioscorea alata)
Dioscorea alata
FAMILLES
CHIMIQUES
Ovy lalaina
TESTS
Ovy mena
MT
06
MT
229
MT
263
MT
269
MT
281
MT
248
MT
267
WAGNER
-
-
-
-
-
-
-
DRAGENDORFF
-
-
-
-
-
-
-
MAYER
-
-
-
-
-
-
-
WILSTATER
-
-
-
-
-
-
-
WILSTATER
modifié
-
-
-
-
-
-
-
Leucoanthocyanes
BATE-SMITH
+
+
-
-
-
-
-
Saponines
Indice de mousse
-
-
-
-
-
-
-
Tannins hydrolysables Gélatine 1%
-
-
-
-
-
-
-
Tannins condensés
Gélatine salée
-
-
-
-
-
-
-
Composés
polyphénoliques
Chlorure ferrique
+
+
+
+
+
+
+
Stéroïdes
LIEBERMANNBURCHARD
+
+
+
+
+
+
+
Triterpènes
LIEBERMANNBURCHARD
-
-
-
-
-
-
-
Stérols insaturés
SALKOWSKI
-
-
-
-
-
-
-
Désoxyoses
KELLERKILIANI
-
-
-
-
-
-
-
Irridoïdes
-
-
-
-
-
-
-
Composés
cyanogénétiques
-
-
-
-
-
+
+
Alcaloïdes
Flavonoïdes
(-) : test de détection négatif
(+) : test de détection positif
45
Etude chimique
Tableau 33 : Résultats du criblage phytochimique des feuilles de « ovy be » (Dioscorea alata)
Dioscorea alata
FAMILLES
CHIMIQUES
Ovy be
TESTS
MT
10
MT
230
MT
237
MT
256
MT
259
MT
274
WAGNER
-
-
-
-
-
-
DRAGENDORFF
-
-
-
-
-
-
MAYER
-
-
-
-
-
-
WILSTATER
-
-
-
-
-
-
WILSTATER
modifié
-
-
-
-
-
-
Leucoanthocyanes
BATE-SMITH
-
-
-
-
-
-
Saponines
Indice de mousse
-
-
-
-
-
-
Tannins hydrolysables
Gélatine 1%
-
-
-
-
-
-
Tannins condensés
Gélatine salée
+
+
-
-
-
-
Composés
polyphénoliques
Chlorure ferrique
C
C
+
+
+
+
Stéroïdes
LIEBERMANNBURCHARD
+
+
+
+
+
+
Triterpènes
LIEBERMANNBURCHARD
-
-
-
-
-
-
Stérols insaturés
SALKOWSKI
-
-
-
-
-
-
Désoxyoses
KELLER-KILIANI
-
-
-
-
-
-
Irridoïdes
-
-
-
-
-
-
Composés
cyanogénétiques
+
+
+
+
+
+
Alcaloïdes
Flavonoïdes
(-) : test de détection négatif
(+) : test de détection positif
C : présence de tannins de type catéchols
46
Etude chimique
Tableau 34 : Résultats du criblage phytochimique des feuilles de « ovy vazaha » et « ovy
lava » (Dioscorea alata)
Dioscorea alata
FAMILLES
CHIMIQUES
TESTS
Ovy vazaha
Ovy lava
MT 250
MT 262
MT 280
WAGNER
-
-
-
DRAGENDORFF
-
-
-
MAYER
-
-
-
WILSTATER
-
-
-
WILSTATER
modifié
-
-
-
Leucoanthocyanes
BATE-SMITH
-
-
-
Saponines
Indice de mousse
-
-
-
Tannins hydrolysables Gélatine 1%
-
-
-
Tannins condensés
Gélatine salée
-
-
-
Composés
polyphénoliques
Chlorure ferrique
+
+
+
Stéroïdes
LIEBERMANNBURCHARD
+
+
+
Triterpènes
LIEBERMANNBURCHARD
-
-
-
Stérols insaturés
SALKOWSKI
-
-
-
Désoxyoses
KELLER-KILIANI
-
-
-
Irridoïdes
-
-
-
Composés
cyanogénétiques
-
-
-
Alcaloïdes
Flavonoïdes
(-) : test de détection négatif
(+) : test de détection positif
47
Etude chimique
Tableau 35 : Résultats du criblage phytochimique des feuilles de « mavondro »
(Dioscorea esculenta)
Dioscorea esculenta
FAMILLES
CHIMIQUES
Mavondro
TESTS
MT
244
MT
264
MT
266
MT
277
WAGNER
-
-
-
-
DRAGENDORFF
-
-
-
-
MAYER
-
-
-
-
WILSTATER
-
-
-
-
Flavonoïdes
WILSTATER
modifié
-
-
-
-
Leucoanthocyanes
BATE-SMITH
+
+
+
-
Saponines
Indice de mousse
-
-
-
-
Tannins hydrolysables Gélatine 1%
-
-
-
-
Tannins condensés
Gélatine salée
-
-
-
-
Composés
polyphénoliques
Chlorure ferrique
+
+
+
+
Stéroïdes
LIEBERMANNBURCHARD
+
+
+
+
Triterpènes
LIEBERMANNBURCHARD
-
-
-
-
Stérols insaturés
SALKOWSKI
-
-
-
-
Désoxyoses
KELLER-KILIANI
-
-
-
-
Irridoïdes
-
-
-
-
Composés
cyanogénétiques
+
+
+
+
Alcaloïdes
(-) : test de détection négatif
(+) : test de détection positif
48
Etude chimique
3.3.1.2. Criblage phytochimique des tubercules
Les résultats de criblage phytochimique des tubercules sont résumés dans les tableaux 9 à
12 (p. 50-53).
1) Ces résultats indiquent la présence d’alcaloïdes dans les tubercules de tous les
échantillons de D. esculenta et de certains représentants de D. alata. C’est le cas de tous les
représentants de « ovy lalaina », de « ovy be » MT 274, de « ovy vazaha », de « ovy lava », de
« ovy voay » et de « ovy lohandambo ».
2) Concernant les composés polyphénoliques, tous les tubercules en renferment. Les
représentants de D. alata à savoir ceux de « ovy lalaina », ceux de « ovy be » (MT 10 et MT
230) et celui de « ovy voay », ainsi que ceux de D. esculenta contiennent de tannins condensés.
D’autres représentants de D. alata à savoir deux « ovy be » (MT 256 et MT 274) et « ovy
lohandambo » renferment de tannins hydrolysables. Pour les deux représentants de D. alata
« ovy lava », l’un (MT 262) renferme de tannins condensés et l’autre (MT 247), de tannins
hydrolysables.
3) Seuls les représentants de D. alata « ovy lalaina » MT 06, MT 229 et MT 263, ceux de
D. alata « ovy mena », et un représentant de D. esculenta MT 277 renferment des
leucoanthocyanes.
4) Les composés triterpéniques ont été détectés dans quelques représentants de D. alata, à
savoir « ovy be » (MT 10, MT 230, MT 237, MT 256 et MT 274), « ovy vazaha », et « ovy
lohandambo » ainsi que dans D. burkilliana. D. alata « ovy lalaina » (MT 229) et D. alata « ovy
be » (MT 256 et MT 274) renferment des stérols insaturés.
5) Concernant les composés cyanogénétiques, tous les tubercules étudiés en renferment,
sauf quelques représentants de D. alata « ovy lalaina » et « ovy be ».
6) Tous les tubercules ne contiennent ni flavonoïde, ni stéroïde, ni saponine, ni désoxyose,
ni irridoïde.
49
Etude chimique
Tableau 36 : Résultats du criblage phytochimique des tubercules de « ovy lalaina » et « ovy
mena » (Dioscorea alata)
Dioscorea alata
FAMILLES
CHIMIQUES
Ovy lalaina
TESTS
Ovy mena
MT
06
MT
229
MT
263
MT
269
MT
281
MT
248
MT
249
MT
267
WAGNER
+
++
+
+
++
-
-
-
DRAGENDORFF
+
++
+
+
++
-
-
-
MAYER
+
++
+
+
++
-
-
-
WILSTATER
-
-
-
-
-
-
-
-
WILSTATER
modifié
-
-
-
-
-
-
-
-
Leucoanthocyanes
BATE-SMITH
+
+
+
-
-
+
+
+
Saponines
Indice de mousse
-
-
-
-
-
-
-
-
Tannins
hydrolysables
Gélatine 1%
-
-
-
-
-
-
-
-
Tannins condensés
Gélatine salée
+
+
+
+
+
-
-
-
Composés
polyphénoliques
Chlorure ferrique
C
C
C
C
C
+
+
+
Stéroïdes
LIEBERMANNBURCHARD
-
-
-
-
-
-
-
-
Triterpènes
LIEBERMANNBURCHARD
-
-
-
-
-
-
-
-
Stérols insaturés
SALKOWSKI
-
+
-
-
-
-
-
-
Désoxyoses
KELLERKILIANI
-
-
-
-
-
-
-
-
Irridoïdes
-
-
-
-
-
-
-
-
Composés
cyanogénétiques
-
+
+
-
-
+
+
+
Alcaloïdes
Flavonoïdes
(-) : test de détection négatif
(+) : présence de trouble pour les tests détection des alcaloïdes
test de détection positif pour les autres tests
(++) : présence de floculation lors des tests de détection des alcaloïdes
C : présence de tannins de type catéchols
50
Etude chimique
Tableau 37 : Résultats du criblage phytochimique des tubercules de « ovy be » (Dioscorea
alata)
Dioscorea alata
FAMILLES
CHIMIQUES
Ovy be
TESTS
MT
10
MT
230
MT
237
MT
253
MT
255
MT
256
MT
274
WAGNER
-
-
-
-
-
-
-
DRAGENDORFF
-
-
-
-
-
-
-
MAYER
-
-
-
-
-
-
-
WILSTATER
-
-
-
-
-
-
-
WILSTATER
modifié
-
-
-
-
-
-
-
Leucoanthocyanes
BATE-SMITH
-
-
-
-
-
-
-
Saponines
Indice de mousse
-
-
-
-
-
-
-
Tannins
hydrolysables
Gélatine 1%
-
-
-
-
-
+
+
Tannins condensés
Gélatine salée
+
+
-
-
-
-
-
Composés
polyphénoliques
Chlorure ferrique
C
C
+
+
+
P
P
Stéroïdes
LIEBERMANNBURCHARD
-
-
-
-
-
-
-
Triterpènes
LIEBERMANNBURCHARD
+
+
+
-
-
+
+
Stérols insaturés
SALKOWSKI
-
-
-
-
-
+
+
Désoxyoses
KELLER-KILIANI
-
-
-
-
-
-
-
Irridoïdes
-
-
-
-
-
-
-
Composés
cyanogénétiques
+
+
+
-
-
+
+
Alcaloïdes
Flavonoïdes
(-) : test de détection négatif
(+) : test de détection positif
C : présence de tannins de type catéchols
P : présence de tannins de type pyrogallols
51
Etude chimique
Tableau 38 : Résultats du criblage phytochimique des tubercules de « ovy vazaha », « ovy
lava », « ovy voay » et « ovy lohandambo » (D. alata)
D. alata
FAMILLES
CHIMIQUES
TESTS
Ovy
vazaha
Ovy lava
Ovy
voay
Ovy
lohandambo
MT
238
MT
247
MT
262
MT 273
MT 275
WAGNER
++
+
++
++
++
DRAGENDORFF
++
+
++
++
++
MAYER
++
+
++
++
++
WILSTATER
-
-
-
-
-
WILSTATER
modifié
-
-
-
-
-
Leucoanthocyanes
BATE-SMITH
-
-
-
-
-
Saponines
Indice de mousse
-
-
-
-
-
Tannins
hydrolysables
Gélatine 1%
-
+
-
-
+
Tannins condensés
Gélatine salée
-
-
+
+
-
Composés
polyphénoliques
Chlorure ferrique
+
P
C
C
P
Stéroïdes
LIEBERMANNBURCHARD
-
-
-
-
-
Triterpènes
LIEBERMANNBURCHARD
+
-
+
-
+
Stérols insaturés
SALKOWSKI
-
-
-
-
+
Désoxyoses
KELLER-KILIANI
-
-
-
-
-
Irridoïdes
-
-
-
-
-
Composés
cyanogénétiques
+
+
+
+
+
Alcaloïdes
Flavonoïdes
(-) : test de détection négatif
C : présence de tannins de type catéchols
(+) : test de détection positif
P : présence de tannins de type pyrogallols
52
Etude chimique
Tableau 39 : Résultats du criblage phytochimique des tubercules de « mavondro » (Dioscorea
esculenta) et « ovy hazo » (Dioscorea burkilliana)
FAMILLES
CHIMIQUES
TESTS
Dioscorea
esculenta
Dioscorea
burkilliana
Mavondro
Ovy hazo
MT 264
MT 277
MT 261
WAGNER
+
+
-
DRAGENDORFF
+
+
-
MAYER
+
+
-
WILSTATER
-
-
-
WILSTATER
modifié
-
-
-
Leucoanthocyanes
BATE-SMITH
-
+
-
Saponines
Indice de mousse
-
-
-
Tannins hydrolysables Gélatine 1%
-
-
-
Tannins condensés
Gélatine salée
+
+
-
Composés
polyphénoliques
Chlorure ferrique
C
C
+
Stéroïdes
LIEBERMANNBURCHARD
-
-
-
Triterpènes
LIEBERMANNBURCHARD
-
-
+
Stérols insaturés
SALKOWSKI
-
-
-
Désoxyoses
KELLER-KILIANI
-
-
-
Irridoïdes
-
-
-
Composés
cyanogénétiques
+
+
+
Alcaloïdes
Flavonoïdes
(-) : test de détection négatif
(+) : test de détection positif
C : présence de tannins de type catéchols
3.3.1.3. Récapitulation des résultats du criblage phytochimique des feuilles et des
tuberules d’igname
Les résultats de criblage des échantillons étudiés sont récapitulés dans le tableau 13 (p. 54).
53
54
Etude chimique
Tableau 40 : Récapitulation des résultats du criblage phytochimique des feuilles et des tubercules des ignames étudiées
: Igname représentée par des feuilles
: Igname représentée par des tubercules
: Igname représentée par des feuilles et des tubercules
F : Feuille
T : Tubercule
C : présence de tannins condensés
(-) : absence
H : présence de tannins hydrolysables
(+) : présence
Etude chimique
3.3.2. TENEURS EN FACTEURS ANTINUTRITIONNELS
Les facteurs antinutritionnels dosés dans les feuilles et les tubercules d’igname sont les
oxalates et le phytate.
3.3.2.1. Détermination des teneurs en oxalates
Les teneurs en oxalates sont déterminées selon les méthodes décrites au paragraphe
2.2.4.2.1. (p. 34).
Les résultats de l’analyse des feuilles et des tubercules sont présentés respectivement dans
les tableaux 14 ( p. 56) et 15 ( p. 57), puis récapitulés sur la figure 1 (p. 58).
Concernant les feuilles, les teneurs en oxalate total varient entre 122 mg (D. alata « ovy
lalaina » MT 229) et 195 mg (D. alata « ovy lalaina » MT 281) par 100 g de poids frais. Les
teneurs en oxalate soluble varient entre 54 mg (D. alata « ovy lava » MT 280) et 150 mg (D.
alata « ovy lalaina » MT 281) par 100 g de poids frais. Les teneurs en oxalate insoluble varient
de 25 mg (D. alata « ovy lalaina » MT 229) à 84 mg (D. alata « ovy mena » MT 267) par 100 g
de poids frais.
Pour les tubercules, les teneurs en oxalate total se situent entre 46 mg (D. alata « ovy
mena » MT 249) et 180 mg (D. burkilliana ou « ovy hazo » MT 261) par 100 g de poids frais.
Celles en oxalate soluble sont comprises entre 24 mg (D. alata « ovy mena » MT 248) et 92 mg
(D. burkilliana ou « ovy hazo » MT 261), et entre 11 mg (D. alata « ovy mena » MT 249) et
88 mg (D. burkilliana ou « ovy hazo » MT 261) pour les teneurs en oxalate insoluble.
55
Etude chimique
Tableau 41 : Teneurs en oxalates des feuilles d’ignames en mg par 100 g de poids frais
Nom vernaculaire et
scientifique
Numéro
Oxalate total
Oxalate soluble
Oxalate de calcium
MT 06
163
137
26
MT 229
122
97
25
MT 263
nd
nd
nd
MT 269
nd
nd
nd
MT 281
195
150
45
MT 248
nd
nd
nd
MT 267
182
98
84
MT 10
186
136
50
MT 230
149
119
30
MT 237
181
132
49
MT 256
nd
nd
nd
MT 259
nd
nd
nd
MT 274
nd
nd
nd
Ovy vazaha (D. alata)
MT 250
nd
nd
nd
Ovy lava
(D. alata)
MT 262
nd
nd
nd
MT 280
123
54
69
MT 244
nd
nd
nd
MT 264
nd
nd
nd
MT 266
155
122
33
MT 277
142
65
77
Ovy lalaina
(D. alata)
Ovy mena
(D. alata)
Ovy be
(D. alata)
Mavondro
(D. esculenta)
nd : non déterminé
56
Etude chimique
Tableau 42 : Teneurs en oxalates des tubercules d’ignames en mg par 100 g de poids frais
Nom vernaculaire et
scientifique
Numéro
Oxalate total
Oxalate soluble
Oxalate de calcium
MT 06
68
52
16
MT 229
81
53
28
MT263
53
41
12
MT269
65
38
27
MT281
78
51
27
MT 248
51
24
27
MT 249
46
35
11
MT 267
95
70
25
MT 10
142
65
77
MT 230
nd
nd
nd
MT 237
98
47
51
MT 253
135
66
69
MT 255
nd
nd
nd
MT 256
166
82
84
MT 274
111
54
57
MT 238
83
70
13
MT 247
92
77
15
MT 262
74
57
17
Ovy voay (D. alata)
MT 273
68
40
28
Ovy lohandambo (D.
alata)
MT 275
95
52
43
MT 264
nd
nd
nd
MT 277
132
78
54
MT 261
180
92
88
Ovy lalaina
(D. alata)
Ovy mena
(D. alata)
Ovy be
(D. alata)
Ovy vazaha (D. alata)
Ovy lava (D. alata)
Mavondro
(D. esculenta)
Ovy hazo
(D. burkilliana)
nd : non déterminé
57
Etude chimique
Oxalates
g dede
poids
fraisfrais
Oxalateen
enmg/100
mg/100g
poids
150
163
136
132
97
122
119
98
52
53
41
Ovy lalaina
70
51
38
24
35
Ovy mena
65
66
47
Ovy be
82
54
70
Ovy
vazaha
122
92
77
57
54
Ovy lava
52
52
92
65
78
40
Ovy
Ovy Mavondro Ovy
Ovy Ovy
lohan- hazo
hazo
voay lohandambodambo
dambo
F : Feuille
T : Tubercule
■ Teneur en oxalate soluble des feuilles d’igname ■ Teneur en oxalate soluble des tubercules d’igname
■ Teneur en oxalate insoluble des feuilles d’igname ■ Teneur en oxalate insoluble des tubercules d’igname
Figure 43 : Teneurs en oxalates des feuilles et des tubercules des ignames étudiées
3.3.2.2. Détermination des teneurs en phytate
Les teneurs en phytate sont déterminées selon la méthode décrite au paragraphe 2.2.4.2.2.
(p. 37).
Les résultats de l’analyse des feuilles et des tubercules sont présentés respectivement dans
les tableaux 16 (p. 59) et 17 ( p. 60), puis récapitulés sur la figure 2 (p. 61).
Concernant les teneurs en phytate des feuilles, elles varient de 67 mg (D. alata « ovy
lalaina » MT 229) et 116 mg (D. alata « ovy mena » MT 267) par 100 g de poids sec.
Pour les tubercules, les teneurs en phytate varient de 131 mg (D. alata « ovy be » MT 237)
à 362 mg (D. esculenta ou « mavondro » (MT 277) par 100g de poids sec.
58
Etude chimique
Tableau 44 : Teneurs en phytate des feuilles d’ignames en mg/100 g de poids sec
Nom vernaculaire et
scientifique
Ovy lalaina (D. alata)
Numéro
Phytate
MT 06
79
MT 229
67
MT 263
nd
MT 269
nd
MT 281
71
MT 248
nd
MT 267
116
MT 10
94
MT 230
85
MT 237
101
MT 256
nd
MT 259
nd
MT 274
nd
MT 250
nd
MT 262
nd
MT 280
94
MT 244
nd
MT 264
nd
MT 266
69
MT 277
104
Ovy mena (D. alata)
Ovy be (D. alata)
Ovy vazaha (D. alata)
Ovy lava (D. alata)
Mavondro
(D. esculenta)
nd : non déterminé
59
Etude chimique
Tableau 45 : Teneurs en phytate des tubercules d’ignames en mg/100 g de poids sec
Nom vernaculaire et
scientifique
Numéro
Phytate
MT 06
324
MT 229
281
MT 263
247
MT 269
137
MT 281
288
MT 248
225
MT 249
nd
MT 267
nd
MT 10
209
MT 230
nd
MT 237
131
MT 253
263
MT 255
nd
MT 256
187
MT 274
268
MT 238
187
MT 247
309
MT 262
308
Ovy voay (D. alata)
MT 273
262
Ovy lohandambo
(D. alata)
MT 275
271
MT 264
nd
MT 277
362
MT 261
187
Ovy lalaina (D. alata)
Ovy mena (D. alata)
Ovy be (D. alata)
Ovy vazaha (D. alata)
Ovy lava (D. alata)
Mavondro
(D. esculenta)
Ovy hazo
(D. burkilliana)
nd : non déterminé
60
Etude chimique
Phytate en mg/100g de poids sec
362
324
281
79
288
247
67
263
308
309
268
F : Feuille
187
187
137
131
116
101
94
94
85
T : Tubercule
71
■ Teneur en phytates des feuilles d’ignames
■ Teneur en phytates des tubercules d’ignames
Ovy lalaina
225
262
271
271
209
Ovy mena
Ovy be
F : Feuille
F : Feuille
■ Teneur en phytate des feuilles d’igname
Ovy
vazaha
Ovy lava
187
69
104
Ovy Ovy Mavondro Ovy
hazo
voay lohandambo
dambo
T : Tubercule
T : Tubercule
■ Teneur en phytate des tubercules d’igname
Figure 46 : Teneurs en phytate des feuilles et des tubercules des ignames étudiées
4.
DISCUSSIONS
Les caractéristiques des extraits de feuille des ignames étudiées sont assez proches de ceux
de certaines « brèdes » dont les brèdes morelles et les feuilles de manioc consommées par les
malagasy, et n’ont révélé aucun caractère dissuadant les consommateurs.
Les caractéristiques de la chair des tubercules diffèrent selon les espèces et/ou les formes,
donnant ainsi des caractéristiques d’extraits assez diversifiés. Les goûts des extraits des farines
varient selon les conditions thermiques d’extraction. En effet, les Ebaq et les Eha sont fades
tandis que les Ebac sont sucrés. Ceci pourrait être dû à l’hydrolyse de l'amidon libérant le sucre
sous l'effet de la cuisson.
Les extraits de farine de D. alata « ovy lalaina » et de D. esculenta sont aussi caractérisés
par leur viscosité. En effet, les tubercules de certaines espèces d’ignames renferment des
substances mucilagineuses qui les rendent glissantes et crémeuses à la cuisson. Pour les ignames
chinoises (D. opposita Thunb. cv. Nagaimo) par exemple, les mucilages sont constitués de 40%
de polysaccharides, 2% de protéine, 24% d’amidon et 3% phosphore et ces polysaccharides sont
composés de mannose, de fructose, de galactose, de xylose et de glucose (HIRONAKA et coll.,
1990). Les mucilages sont considérés comme des produits nutraceutiques protégeant les tissus et
les muqueuses et utilisés comme émollients, antidiarrhéiques et laxatifs.
Les principales familles chimiques trouvées dans les feuilles d’ignames sont les composés
flavoniques, spécifiquement les leucoanthocyanes qui sont présents dans certains représentants
61
Etude chimique
de D. alata « ovy lalaina » et de D. esculenta, les composés polyphénoliques et les terpénoïdes
dont notamment les stéroïdes, existant dans tous les échantillons, ainsi que les composés
cyanogénétiques particulièrement présents dans les feuilles de D. alata « ovy mena », de D.
alata « ovy be » et de D. esculenta.
Concernant les composés polyphénoliques, deux représentant de D. alata « ovy be »
renferment des tannins condensés.
Les composés présents dans les feuilles ne le sont pas forcément dans les tubercules et
vice-versa.
Plusieurs échantillons de tubercules renferment des alcaloïdes comme un représentant de
D. alata « ovy be » (MT 274), ceux de D. alata « ovy lalaina », de D. alata « ovy lava », de D.
alata « ovy voay », de D. alata « ovy lohandambo » et de D. esculenta. Effectivement, selon les
espèces, les tubercules d’igname peuvent ou non renfermer des alcaloïdes. Des études
analytiques de quelques espèces jamaïcaines dont D. polygonoides et Rajana cordata ainsi que
sept autres variétés cultivées (Dioscorea spp.) ont révélé l’absence d’alcaloïdes dans leur
tubercule (McANUFF et coll., 2005). Selon COURSEY (1967) et NEUWINGER (1996), des
alcaloïdes telles que la dioscorine et la dihydrodioscorine ainsi que d’autres qui sont issus de
l’hydrolyse de la première ont été extraits de certaines espèces d’ignames comme D. dumetorum
et D. alata, mais en quantité moindre. En général, un surdosage avec les alcaloïdes provoque une
incoordination et des agitations. La dioscorine est plus toxique que la dihydrodioscorine et cette
dernière est détruite par la cuisson.
Les leucoanthocyanes sont également présents dans les tubercules comme dans les feuilles
de D. alata « ovy lalaina » MT 06 et MT 229, ainsi que dans les tubercules de MT 263 mais pas
dans les feuilles. Ces composés flavoniques sont aussi présents dans les tubercules de
D. esculenta MT 277, le seul représentant de cette espèce dont les feuilles ne renferment pas ce
type de composé. Les leucoanthocyanes ou proanthocyanidols sont des monomères dérivés du
flavan-3,4-diols ou leucoanthocyanidines précurseurs de la biosynthèse des anthocyanes. Ce sont
des dérivés polyphénoliques aux propriétés antiradicalaires, antiinflammatoires, et antiprotéases.
Les composés polyphénoliques sont présents dans tous les tubercules des ignames étudiées.
Certaines espèces comme D. alata « ovy lalaina », D. alata « ovy voay » et D. esculenta sont
caractérisées par la présence de tannins condensés, d’autres dont deux échantillons de D. alata
« ovy be » renferment de tannins hydrolysables. Pour les tubercules de D. alata ou « ovy lava »,
l’un des représentants renferme de tannins condensés (MT 262) et l’autre (MT 247) de tannins
hydrolysables. Les composés polyphénoliques ont en commun l’aptitude à complexer les
62
Etude chimique
minéraux dont le fer pouvant être à l’origine d’une anémie, ainsi que le zinc et le calcium
contribuant à la décalcification (DERACHE, 1986). En outre, les tannins condensés dans les
plantes comestibles se complexent avec les protéines de la ration alimentaire et inhibent de
manière non spécifique les protéases du tractus digestif (HORIGOME et coll., 1998 ;
MITJAVILA, 1986). Quant aux tannins hydrolysables, ils sont connus pour leur produit de
digestion hépatotoxique appelé pyrogallol.
Les terpénoïdes dans les tubercules sont les triterpènes et les stérols insaturés. Les
triterpènes sont présents dans la plupart des représentants de D. alata « ovy be », un représentant
de D. alata « ovy lava », celui de D. alata « ovy vazaha », de D. alata « ovy lohandambo » et de
D. burkilliana. Les stérols insaturés sont présents dans un représentant de D. alata « ovy
lalaina » (MT 229), dans deux de D. alata « ovy be » (MT 256 et MT 274) et dans D. alata
« ovy lohandambo ». Les terpénoïdes, avec les alcaloïdes et les tannins constituent les principaux
types de composés chimiques des ignames utilisées par l’industrie pharmaceutique.
Enfin, les composés cyanogénétiques sont présents dans les tubercules de D. esculenta, de D.
burkilliana et de D. alata sauf quelques représentants de D. alata « ovy mena » et de D. alata
« ovy be ». Ce sont des composés toxiques rencontrés dans divers organes des plantes comestibles.
En effet, ils libèrent de l’acide cyanhydrique qui affecte le système nerveux (MONTGOMERY,
1980) et est mortel à la dose de 0,5 à 3,5 mg/kg (BRADBURY, 1991). En outre, par le biais des
produits de la métabolisation des cyanures qui donnent des thiocyanates, la présence de ces
composés dans les aliments leur confère un effet antithyroïdien (DERACHE, 1986). En effet, le
thiocyanate est un ion dont la taille est proche de celle de l’iode. Il inhibe compétitivement le
transport actif de celui-ci dans la thyroïde et d’autres tissus, à l’origine d’une augmentation de la
perte rénale de cet ion ainsi qu’une diminution de sa fixation à la tyrosine. La compensation
consiste en une augmentation de l’apport d’iode.
En général, ces résultats sont comparables à ceux des études réalisées par le volet IV
intitulé « Etude des propriétés utiles autres qu’alimentaires des ignames » du projet FADES
(2003 à 2005). En effet, les résultats des criblages des feuilles et des tubercules de D. alata « ovy
be », de D. alata « ovy lalaina », de D. esculenta et de D. burkilliana ont montré certaines
similitudes avec les nôtres surtout pour le criblage des alcaloïdes. Néanmoins, nos résultats sont
différents en ce qui concerne le criblage des saponines quoique les composés pouvant constituer
des génines (triterpènes, stéroïdes et stérols) de l’hétéroside aient été détectés.
En outre, les familles chimiques présentes dans les tubercules des ignames malgaches en
provenance de la côte est de Madagascar sont également détectées dans les tubercules des autres
63
Etude chimique
espèces étrangères. Il s’agit des composés phénoliques et des tannins condensés dosés dans les
tubercules de D. dumetorum (MEDOUA et coll., 2007) et dans ceux des ignames jamaïcaines
(McANUFF et coll., 2005), ainsi que des composés cyanogénétiques dans les tubercules des
ignames népalaises (BHANDARI et KAWABATA, 2004). D’autres composés non détectés dans
nos échantillons sont par contre présents dans les espèces étrangères comme les saponines
présentes dans les tubercules des ignames jamaïcaines (McANUFF et coll., 2005).
En plus de ces composés chimiques, d’autres composés antinutritifs ont été dosés.
Aussi bien dans les feuilles que dans les tubercules, les oxalates sont présents sous forme
soluble et sous forme insoluble alors que pour certaines espèces, seule la fraction soluble est
présente comme dans le cas de Oxalis tuberosa ou oca, igname originaire de la Nouvelle Zélande
analysée par ROSS et coll. (1999).
Les feuilles des ignames étudiées ont des teneurs en oxalates plus élevées par rapport aux
tubercules, mais elles sont tolérables comparées à celle des feuilles du taro ou Colocasia
esculenta (648 mg/100g de poids frais) (DAHLGREN et SAVAGE, 2007).
D’après le tableau 18 ci-dessous, comparées au dosage effectué à partir de poudre de
matériels secs par BHANDARI et KAWABATA (2004) sur les ignames du Népal, les teneurs en
oxalates les moins importantes qui correpondent à celles de D. alata « ovy mena », sont
inférieures à ceux de D. bulbifera, et proches de celle de D. versicolor en ce qui concerne la
teneur en oxalate insoluble. Quant aux valeurs maxima correspondant aux teneurs en oxalates de
D. burkilliana, les teneurs en oxalate total et en oxalate insoluble sont moins importantes que
ceux de D. deltoidea. Enfin, les teneurs en oxalate total des ignames malgaches ayant fait l’objet
de cette étude ont des valeurs comprises entre celles de D. triphylla et de D. deltoidea.
Tableau 47 : Teneurs en oxalates des tubercules de quelques espèces d’ignames népalaises
(BHANDARI et KAWABATA, 2004) et malgaches en mg/100 g de poids frais
Espèces
Ignames
népalaises
Ignames
malgaches
Oxalate total Oxalate soluble Oxalate de calcium
D. bulbifera
67±9
44±3
23±6
D. versicolor
70±15
60±9
10±7
D. deltoidea
197±25
85±2
112±25
D. triphylla
104±24
37±2
67±24
46 (MT 249)
24 (MT 248)
11 (MT 249)
180
92
88
D. alata « ovy mena »
D. burkilliana (MT 261)
64
Etude chimique
Sachant que 2g d’oxalate sont létaux pour l’homme (LIBERT et FRANCESCHI, 1987),
cette quantité peut être atteinte avec plus d’un kilo de tubercules d’igname tel que D. burkilliana
MT 261 ou D. alata « ovy be » MT 256, quantité largement plus que suffisante pour un repas
d’une seule personne sans tenir compte des aliments de complément. Toutefois, les teneurs en
oxalates les plus basses sont assez importantes pour les patients ayant des problèmes de calculs
et dont la consommation d’oxalate ne doit pas dépasser les 50 à 60 mg par jour (MASSEY et
coll., 2001). En effet, les problèmes majeurs causés par les oxalates sont relatifs à l’insolubilité
des sels calciques. D’une part, les formes solubles provoquent la décalcification en complexant
les ions calcium, d’autre part les ions calcium ainsi complexés forment des oxalates insolubles et
occasionnent avec les oxalates de calcium apportés comme tels les problèmes rénaux dont le
principal est le calcul rénal (NOONAN et SAVAGE, 1999).
Contrairement aux oxalates, les teneurs en phytate des feuilles sont moins considérables
que celles des tubercules. Toujours par comparaison avec les teneurs en phytate des ignames du
Népal (BHANDARI et KAWABATA, 2004) montrées dans le tableau 19 ci-dessous, la valeur
minimum qui correspond à celle de D. alata « ovy be » MT 237 est moins importante que celle
de D. bulbifera et la valeur maximum correspondant à celle de D. esculenta (MT 277) est
presque identique à celle de D. deltoidea.
Tableau 48 : Teneurs en phytate des tubercules de quelques espèces d’ignames népalaises
(BHANDARI et KAWABATA, 2004) et malgaches en mg/100 g de poids sec
Espèces
Ignames népalaises
Ignames malgaches
Phytate
D. bulbifera
184±14
D. versicolor
231±29
D. deltoidea
363±12
D. triphylla
201±14
D. alata ou « ovy be » (MT 237)
131
D. esculenta (MT 277)
362
En outre, elles sont comparables à celle de la pomme de terre (269 mg/100 g de poids sec)
(PHILLIPPY et coll., 2004) et du soja (246 mg/100 g de poids sec) (JANG et coll., 2008).
L’acide phytique est un antinutriment à activités polyvalentes affectant simultanément ou
indépendamment la biodisponibilité du calcium, du zinc et du fer (DAVIS et OLPIN, 1979 ;
OBERLEAS, 1983 ; SIRKKA, 1997) ainsi que d’autres oligo-éléments indispensables comme le
cuivre et le magnésium. L’absorption de 4 à 5mg/100g de matière sèche décroît de 4 à 5 fois
l’absorption du fer par l’organisme humain (HURREL et coll. 1992). Il altère également la
65
Etude chimique
digestibilité des protéines et de l’amidon (CHERYAN, 1980 ; REDDY et PIERSON, 1994) ainsi
que l’utilisation de la vitamine PP ou niacine. Un taux élevé en acide phytique diminue ainsi la
qualité nutritionnelle des tubercules d’igname. Néanmoins, l’acide phytique est considéré
comme un phytonutriment aux multiples effets bénéfiques quand il est absorbé à faible dose
(GRAF et EATON, 1990 ; SHAMSUDDIN et coll., 1997 ; RICKARD et THOMPSON, 1997 ;
ONOMI et coll. 2004).
Les résultats de l’analyse chimique des feuilles et des tubercules des ignames étudiées ont
révélé la présence de plusieurs substances altérant leur valeur nutritionnelle. Lors du criblage
phytochimique, les mêmes composés chimiques présents dans certains échantillons sont absents
dans d’autres, alors qu’ils sont présumés appartenir à la même espèce ou à la même forme. En
outre, concernant le dosage des oxalates et du phytate, les représentants de la même forme ou
espèce en ont des teneurs assez variables. Cette diversification de la composition chimique des
feuilles et des tubercules des ignames étudiées pourrait être due à divers facteurs dont les
conditions climatiques et d’irrigation, la localisation, le type de sol et les saisons de récolte
(DESHPANDE et coll., 1982).
En outre, les teneurs de ces divers composés antinutritifs peuvent être affectées par les
procédés précédant la consommation des ignames. GOMEZ et VALDIVIES (1984) rapportent
que la teneur en acide cyanhydrique est diminuée par le séchage au soleil (82 à 94%) et à l’étuve
à 60°C (68 à 76%). En outre, la durée de stockage affecte la teneur de certains facteurs
antinutritionnels des tubercules d’igname, comme les composés phénoliques, qui diminue de 22
à 28% et le phytate de 39% 56 jours après leur récolte. Malgré la légère augmentation dans les
vingt premiers jours de stockage, la teneur en oxalate total aussi diminue de 43,4% jusqu’au
56ème jour (MEDOUA et coll. 2007). Ces variations en fonction de la durée de stockage résultent
de la lignification (MEDOUA et coll. 2005b) et/ou la germination des tubercules (CHAVAN et
KADAM, 1989). La transformation en farine diminue également les teneurs de certains facteurs
antinutritionnels (ROSS, 1999). Et enfin, pour les effets de la cuisson, celle par simple décoction
est la plus efficace par rapport à la cuisson sous pression et par rôtissage. En effet, la première
permet une régression de plus de 30% de la teneur en oxalates et de 20% la teneur en phytate
(BHANDARI et KAWABATA, 2006). Ceci est dû à la destruction des oxalates solubles dans
l’eau bouillie (ALBIHN et SAVAGE, 2001) et à l’hydrolyse de l’acide phytique en inositol
penta- et tétraphosphates ou à la formation de complexes insolubles (phytate-protéine et phytateprotéine-minéral) (SIDDHURAJU et BECKER, 2001).
66
Etude chimique
Ainsi, la présence de divers facteurs antinutritionnels et les teneurs assez élevées en oxalate
total et en phytate des ignames étudiées seraient tolérables car les différents procédés précédant
leur consommation sont applicables pour améliorer leur valeur nutritionnelle. Ces procédés sont
également à considérer dans cette étude car les matériels utilisés pour le dosage sont des farines
crues préparées selon les protocoles du laboratoire.
CONCLUSION
Les études chimiques réalisées sur les ignames (Dioscorea spp.) ont permis de déterminer
des caractéristiques des extraits de feuilles et de tubercule.
De même, elles ont mis en évidence la présence de divers composés chimiques aux effets
antinutritifs et/ou toxiques dont les leucoanthocyanes, les composés polyphénoliques, les
stéroïdes, ainsi que les composés cyanogénétiques qui constituent les principales familles
chimiques rencontrées dans les feuilles.
En plus des composés présents dans les feuilles, les tubercules renferment des alcaloïdes,
des tannins condensés et hydrolysables, des triterpènes et des stérols insaturés, mais pas des
stéroïdes.
Les oxalates sont présents sous forme soluble et insoluble. Pour les feuilles, les teneurs en
oxalate soluble et en oxalate insoluble varient respectivement entre 54 et 150 mg et entre 25 et
84 mg par 100 g de poids frais. Pour les tubercules, les teneurs en oxalate soluble sont comprises
entre 35 et 92 mg par 100 g de poids frais et celles en oxalate insoluble entre 11 et 88 mg par
100 g de poids frais.
Le dosage des facteurs antinutritionnels a enfin donné des teneurs en phytate comprises
entre 67 et 116 mg par 100 g de poids sec pour les feuilles et entre 131 à 362 mg par 100g de
poids sec pour les tubercules.
67
ETUDE BIOLOGIQUE
19
Etude biologique
1.
INTRODUCTION
Les études analytiques ont permis de confirmer la présence de certains facteurs
antinutritionnels et d’autres composés chimiques nocifs dans les feuilles et les tubercules des
ignames étudiées. Dans cette deuxième partie, nous avons étudié les effets de ces matériels
végétaux sur les souris et quelques microorganismes.
2.
MATERIELS ET METHODES
2.1. MATERIELS
2.1.1. LES ANIMAUX D’EXPERIMENTATION
Les animaux d’experimentation utilisés pour l’estimation de la toxicité sont des souris Mus
musculus mâles ou femelles élevées dans l’animalerie de laboratoire de Biochimie appliquée aux
sciences médicales et pesant 25 ± 2g. Elles sont issues de la race TANA-SWISS stabilisée depuis
plusieurs années à l’ Institut Pasteur de Madagascar (IPM).
2.1.2. LES MICROORGANISMES
Les germes utilisés pour les tests d’activité antimicrobienne proviennent des cultures
disponibles au laboratoire de Microbiologie du département de Biochimie fondamentale et
appliquée.
La liste de ces germes-tests est la suivante :
-
Escherichia coli
-
Salmonella typhi murium
-
Staphylococcus aureus
-
Vibrio harveyi
-
Vibrio fischeri
68
Etude biologique
2.1.3. LES MILIEUX DE CULTURE
Deux types de milieu solide sont utilisés pour l’étude des effets des extraits sur les souches
microbiennes testées :
-
le milieu de MUELLER HINTON utilisé pour la purification et l’étude de la
sensibilité de Escherichia coli, de Salmonella typhi murium et de Staphylococcus aureus aux
agents antimicrobiens,
-
le milieu MARINE AGAR employé pour celles de Vibrio harveyi et de Vibrio fischeri.
La composition de ces milieux ainsi que leur préparation sont présentées en annexe 9.
2.1.4. LES DISQUES D’ANTIBIOGRAMME
Les disques utilisés pour les tests d’antibiogramme sont des disques stériles de 6 mm de
diamètre. Ils sont produits par Biomérieux.
2.1.5. LES MATERIELS D’ETUDES
Les matériels d’étude utilisés sont d’une part les extraits bruts de poudre de feuilles et de
farine de tubercules, d’autre part les tubercules traités.
2.2. METHODES
2.2.1. METHODES DE PREPARATION DES MATERIELS D’ETUDE
2.2.1.1. Préparation des extraits bruts
Les extraits bruts de poudre de feuilles et de farine de tubercules sont préparés selon les
méthodes décrites au paragraphe 2.2.2. (p. 28) de l’étude chimique. Il s’agit :
-
d’une part, des extraits à froid, c'est-à-dire les extraits bruts aqueux (Ebaq) et les
extraits hydroalcooliques (Eha) ;
-
d’autre part, des extraits bruts aqueux à chaud (Ebac).
2.2.1.2. Préparation des tubercules traités
2.2.1.2.1. La farine crue de tubercules
La farine de tubercules (0,5 g) est mélangée avec un peu d’eau puis façonnée en forme de
grains de provende. Les granules de farine sont séchées quelques heures à la température du
laboratoire avant leur utilisation pour les tests toxicologiques.
69
Etude biologique
2.2.1.3. Le tubercule cuit
Le tubercule frais est cuit à l’eau puis un morceau de tubercule cuit est prélevé pour être
utilisé dans les tests toxicologiques.
2.2.2. METHODES D’ETUDE DES EFFETS SUR LES SOURIS
L’estimation de la toxicité des ignames étudiées sur les souris consiste à déterminer :
-
les effets des extraits bruts de poudre de feuilles et de farine de tubercules, administrés
par voie intrapéritonéale (ip) et par voie orale ;
-
les effets des tubercules traités, administrés par voie orale.
2.2.2.1. Estimation de la toxicité des extraits
Deux voies d’administration sont utilisées pour estimer les effets toxiques des extraits bruts
sur les souris :
-
la voie intrapéritonéale (ip) pour les Ebaq et les Eha ;
-
la voie orale pour les Ebac.
Pour chaque voie, un volume de 0,3 ml d’extrait à tester pour 25 g de poids de souris est
administré et deux lots de deux souris sont utilisés pour chaque test. Le premier lot reçoit les
extraits à tester, tandis que le second servant de témoin, reçoit par la même voie, 0,3 ml d’eau
physiologique. Les symptômes d’intoxication sont observés pendant 24 heures après
l’administration.
Il est à noter que les Ebaq et les Eha, n’étant plus disponibles en quantité suffisante, n’ont
pas été testés par administration orale. En outre, faute de souris, les Ebac n’ont pas été testés par
administration ip.
2.2.2.2. Estimation de la toxicité des tubercules traités
Les tubercules sont donnés à ingérer aux souris d’une part sous forme de grains de farine
crue, d’autre part sous forme cuite.
Ainsi, les granules préparées à partir de 0,5 g de farine de tubercules et/ou les morceaux de
tubercules cuits (5 g) sont abandonnés aux souris (sans provende). Les symptômes d’intoxication
sont observés pendant 48 heures.
Pour chaque échantillon étudié, un lot de deux souris à jeûn est utilisé.
70
Etude biologique
2.2.3. METHODES D’ETUDE DES EFFETS SUR LES MICROORGANISMES
2.2.3.1. Stérilisation
(LARPENT et LARPENT-GOURAUD, 1990 ; MARCHAL, 1992)
Les milieux de culture, les disques pour antibiogramme, les cônes des micropipettes et la
verrerie dont les boîtes de Petri, les tubes vissés et les pipettes sont stérilisés à l’autoclave de
marque Webeco, à 121°C et sous une pression de 2 bars pendant 20 min.
Les pinces et les oeses sont néttoyés avec un mélange hydroéthanolique 75% puis flambés
à la flamme du bec Bunsen.
Les extraits sont stérilisés par filtration sur filtre Millipore (Minisart NML, stérile,
diamètre des pores 0,22 µm).
2.2.3.2. Coloration de Gram
2.2.3.2.1. Principe
(AVRIL et coll., 1992 ; MARCHAL, 1992 ; MERCK, 1997 ; MEYER et coll., 2000)
La coloration de Gram permet d’étudier la morphologie des bactéries et de les classer en
deux groupes : bactéries Gram positif (+) et bactéries Gram négatif (-). Cette distinction résulte
de la dissemblance de la composition de leur paroi, entraînant une différence d’affinité pour les
colorants.
2.2.3.2.2. Mode opératoire
2.2.3.2.2.1.
Préparation et fixation du frottis microbien
Une ansée de colonie de la souche à analyser est mise en suspension dans trois gouttes
d’eau distillée stérile. Le mélange est homogénéisé à l’aide d’un vortex, puis une goutte de la
suspension est étalée sur une lame de verre propre.
Après séchage à l’air libre et à proximité de la flamme du bec Bunsen, le frottis est fixé par
des passages rapides de la lame sur la même flamme.
2.2.3.2.2.2.
Coloration
La lame est recouverte avec le cristal violet pendant 1 min, puis rincée sous un filet d’eau
pendant quelques secondes.
71
Etude biologique
La préparation obtenue est de nouveau recouverte d’une solution de Lugol-PVP
(Polyvinylpyrrolidone) pendant 1 min puis décolorée avec de l’alcool acétone pendant 30 à 60 s.
La lame est ensuite rincée à l’eau puis séchée.
Quelques gouttes de safranine sont déposées à chaque extrémité de la lame, puis répandues
sur la préparation. Après 10 à 20 secondes de contact, la fuschine est rincée à l’eau, puis la lame
est séchée.
Finalement, le frottis est recouvert de 3 gouttes d’huile d’immersion, puis observé sous
microscope optique de marque OLYMPUS CH 20, au fort grossissement (G x 100).
Les bactéries Gram (+) gardent la coloration violette du cristal violet, tandis que les
bactéries Gram (-) sont décolorées par l’alcool et sont teintées en rose par la safranine.
2.2.3.3. Etude de l’activité antimicrobienne des extraits par la méthode de diffusion
2.2.3.3.1. Principe
(DUVAL et SOUSSY, 1991 ; FERRON, 1994)
La méthode de diffusion en gélose consiste à déposer des disques de papier imprégnés
d’antibiotique sur une gélose uniformément ensemencée avec des germes. Il s'établit dans la
gélose un gradient de concentration d'antibiotique autour de chaque disque et une zone
d’inhibition de la croissance microbienne ou halo d’inhibition est observée autour de
l’antibiotique en cas de sensibilité. Le diamètre de cette zone est fonction directe du degré de
sensibilité des germes étudiés.
2.2.3.3.2. Mode opératoire
2.2.3.3.2.1.
Repiquage des souches et préparation de l’inoculum
Afin de s’assurer de la pureté des souches, les germes conservés dans les conditions du
laboratoire sont repiqués en boîte de Petri sur les milieux gélosés adéquats, à savoir le milieu de
MUELLER HINTON et le milieu MARINE AGAR (voir paragraphe 2.1.3., p. 69).
Pour Escherichia coli, Salmonella typhi murium et Staphylococcus aureus, l’incubation est
faite à l’étuve à 37°C pendant 24 heures, et pour Vibrio harveyi et Vibrio fischeri, elle a lieu à la
température ambiante pendant 72 heures.
La pureté des souches étant vérifiée par l’obtention de colonies homogènes, une ansée de
colonie est mise en suspension dans 10 ml d’eau physiologique stérile. Une dilution appropriée
est effectuée de manière à ce que la suspension bactérienne contienne 106 cellules/ml.
72
Etude biologique
2.2.3.3.2.2.
Ensemencement du milieu
La suspension bactérienne (2 ml) précédemment préparée est uniformement ensemencée à
la surface du milieu gélosé par la technique d’inondation.
Les boîtes ensemencées sont laissées quelques minutes sur la paillasse pour que les
bactéries se fixent à la surface du milieu de culture, puis l’excès de suspension est éliminé par
aspiration à l’aide d’une pipette stérile.
2.2.3.3.2.3.
Mise en culture et lecture des résultats
Les disques d’antibiogramme stériles sont placés à la surface de la gélose ensemencée à
l’aide d’une pince stérile. Après stérilisation préalable, les extraits à tester sont déposés sur les
disques d’antibiogramme à raison de 10 µl par disque.
Après incubation pendant 24 heures à 37°C pour Escherichia coli, Salmonella typhi
murium et Staphylococcus aureus, et pendant 72 heures à la température ambiante pour Vibrio
harveyi et Vibrio fischeri, les diamètres des halos d’inhibition sont mesurés.
Les résultats sont lus selon les normes préconisées par l’IPM. Ces normes sont présentées
dans le tableau 20 ci-dessous.
Tableau 49 : Normes utilisées dans l’expression des résultats des tests en milieu solide
Diamètre du halo
(x)
Degré de sensibilité
des germes
Expression des
résultats
x < 7mm
Insensible
-
7mm ≤ x ≤ 8mm
Assez sensible
+
8mm < x ≤ 9mm
Sensible
++
x > 9mm
Très sensible
+++
73
Etude biologique
3.
RESULTATS
3.1. ETUDE TOXICOLOGIQUE SUR LES SOURIS
3.1.1. EFFETS DES EXTRAITS
Les effets toxiques des extraits de poudre de feuilles et de farine de tubercules sur les
souris sont estimés selon les méthodes décrites au paragraphe 2.2.2.1. (p. 70).
3.1.1.1. Administration par voie ip
Les extraits administrés par voie ip sont uniquement les extraits à froid c'est-à-dire les
extraits bruts aqueux (Ebaq) et les extraits hydroalcooliques (Eha).
3.1.1.1.1. Toxicité des extraits de poudre de feuilles
Les résultats des tests de toxicité des Ebaq et des Eha de poudre de feuilles administrés par
voie ip aux souris sont présentés dans le tableau 21 (p. 75).
Aussi bien avec les Ebaq que les Eha, le seul symptôme observé après injection par voie ip
des extraits de poudre de feuilles consiste en une brève hypoactivité suite à l’injection. Puis les
souris se rétablissent complètement au plus tard 2 heures après l’injection, sauf pour l’Ebaq de
D. alata « ovy lalaina » MT 06 récoltés le 02/03/08 au campus universitaire. En effet, ce dernier
a provoqué une hypoactivité 5 min après l’injection suivie d’une piloérection puis de diarrhée et
enfin, la mort des souris 18 heures après l’injection.
Il est à noter que le traitement thermique à 96°C (bain-marie) pendant 15 min de cet extrait
de MT 06 a fait disparaître ces symptômes d’intoxication. En effet, un précipité s’est formé. Il a
été éliminé par centrifugation à 12 000 tours/min pendant 15 min. L’injection par voie ip du
surnageant n’a provoqué qu’une brève hypoactivité sans causer la mort des souris. En outre,
l’extrait aqueux à froid du même échantillon, mais récoltées le 06/05/08 ne présente pas de
toxicité c'est-à-dire que l’injection par voie ip de la même quantité d’extrait n’a occasionné
aucun symptôme d’intoxication chez les souris.
74
Etude biologique
Tableau 50 : Résultats des tests de toxicité des Ebaq et des Eha de poudre de feuilles administrés
par voie ip aux souris
Nom vernaculaire et
scientifique
Numéro
Symptômes d’intoxication
Ebaq
Eha
MT 06 du 02/03/08
Hypoactivité (5 min),
piloérection, diarrhée et
mort (18 heures)
Aucun
MT 06 du 06/05/08
Aucun
nd
MT 229
Aucun
Aucun
MT 263
Aucun
nd
MT 269
nd
nd
MT 281
Aucun
Aucun
MT 248
Aucun
Aucun
MT 267
Aucun
Aucun
MT 10
Aucun
Aucun
MT 230
Aucun
Aucun
MT 237
Aucun
Aucun
MT 256
nd
nd
MT 259
nd
nd
MT 274
nd
nd
MT 250
Aucun
nd
MT 262
Aucun
nd
MT 280
Aucun
Aucun
MT 244
nd
nd
MT 264
nd
nd
MT 266
Aucun
Aucun
MT 277
Aucun
Aucun
Ovy lalaina (D. alata)
Ovy mena (D. alata)
Ovy be (D. alata)
Ovy vazaha (D. alata)
Ovy lava (D. alata)
Mavondro
(D. esculenta)
Ebaq : extrait brut aqueux
Eha : extrait hydroalcoolique
nd : non déterminé
75
Etude biologique
3.1.1.1.2. Toxicité des extraits de farine de tubercules
Les résultats des tests de toxicité des Ebaq et des Eha de farine de tubercules, administré
par voie ip aux souris sont montrés dans le tableau 22 (p. 77).
Ces résultats montrent qu’aucun Ebaq ni Eha de farine de tubercules n’a entraîné la mort
des souris, toutefois certains Ebaq ont provoqué de légers symptômes d’intoxication sur les lots
de souris testés à savoir les extraits de D. alata « ovy lalaina » MT 281, de D. alata « ovy be »
MT 237 et MT 274 ainsi que de D. esculenta MT 277. Ces symptômes consistent principalement
en une hypoactivité juste après l’injection, une piloérection, un étirement des oreilles, un bref
tremblement notamment avec l’extrait de MT 237, et une hyperpnée avec l’extrait de MT 277.
Les souris se rétablissent ensuite assez rapidement, au plus tard 3 heures après l’injection.
Concernant les extraits hydroalcooliques, aucun symptôme de toxicité n’a été relevé car à
part la courte période d’hypoactivité suite à l’injection, les souris présentaient un état
physiologique apparemment normal.
76
Etude biologique
Tableau 51 : Résultats des tests de toxicité des Ebaq et des Eha de farine de tubercules administrés par
voie ip aux souris
Nom vernaculaire et
scientifique
Ovy lalaina (D. alata)
Ovy mena (D. alata)
Ovy be (D. alata)
Symptômes d’intoxication
Numéro
Ebaq
Eha
MT 06
Aucun
Aucun
MT 229
Aucun
Aucun
MT 263
Aucun
nd
MT 269
Aucun
nd
MT 281
Hypoactivité (3 min), piloérection,
étirement
des
oreilles
et
rétablissement (2 heures)
Aucun
MT 248
Aucun
nd
MT 249
Aucun
nd
MT 267
Aucun
nd
MT 10
nd
nd
MT 230
nd
nd
MT 237
Hypoactivité (5 min), piloérection,
bref tremblement et rétablissement
(2 heures)
Aucun
MT 253
nd
MT 255
nd
nd
MT 256
Aucun
Aucun
MT 274
Hypoactivité (5 min), piloérection
et rétablissement (2 heures)
Aucun
MT 238
Aucun
Aucun
MT 247
Aucun
Aucun
MT 262
Aucun
nd
Ovy voay (D. alata)
MT 273
Aucun
Aucun
Ovy lohandambo (D. alata)
MT 275
Aucun
nd
Ovy vazaha (D. alata)
Ovy lava (D. alata)
MT 264
nd
nd
Mavondro
(D. esculenta)
MT 277
Hypoactivité (5 min), piloérection,
hyperpnée et rétablissement après
(3 heures)
Aucun
Ovy hazo (D. burkilliana)
MT 261
Aucun
nd
Ebaq : extrait brut aqueux
Eha : extrait hydroalcoolique
nd : non déterminé
77
Etude biologique
3.1.1.2. Administration par voie orale
Les résultats des tests de toxicité des Ebac de poudre de feuilles et de farine de tubercules,
administrés par voie orale aux souris sont montrés dans le tableau 23 ci-dessous.
Ces résultats indiquent qu’aucun symptôme d’intoxication n’est apparu au cours de cette
expérience.
Tableau 52 : Résultats des tests de toxicité des Ebac de poudre de feuilles et de farine de
tubercules administrés par voie orale aux souris
Nom vernaculaire et
scientifique
Ovy lalaina (D. alata)
Ovy mena (D. alata)
Ovy be (D. alata)
Ovy vazaha (D. alata)
Ovy lava (D. alata)
Ovy voay (D. alata)
Ovy lohandambo (D. alata)
Mavondro (D. esculenta)
Ovy hazo (D. burkilliana)
(-) : absence d’échantillon
Numéro
MT 06
MT 229
MT 263
MT 269
MT 281
MT 248
MT 249
MT 267
MT 10
MT 230
MT 237
MT 253
MT 255
MT 256
MT 259
MT 274
MT 238
MT 250
MT 247
MT 262
MT 280
MT 273
MT 275
MT 244
MT 264
MT 266
MT 277
MT 261
Symptômes d’intoxication
Ebac de poudre de
Ebac de farine de
feuilles
tubercules
nd
Aucun
nd
Aucun
nd
nd
nd
nd
Aucun
Aucun
nd
nd
nd
Aucun
nd
nd
nd
nd
Aucun
Aucun
nd
nd
nd
Aucun
nd
nd
Aucun
nd
nd
nd
Aucun
nd
nd
Aucun
nd
Aucun
nd
nd
nd
Aucun
-
nd : non déterminé
nd
Aucun
nd
Ebac : extrait brut aqueux à chaud
78
Etude biologique
3.1.2. EFFETS DE L’ADMINISTRATION ORALE DES TUBERCULES TRAITES
Les méthodes de préparation des tubercules traités sont données au paragraphes 2.2.1.2.
(p. 69), et leurs effets après administration par voie orale aux souris sont déterminés selon les
méthodes décrites au paragraphe 2.2.2.2. (p. 70).
Les farines crues ou les tubercules cuits sont entièrement ingérés par les souris testés. Le
tableau 24 (p. 80) présente les effets observés après 24 heures.
Ces résultats montrent que l’ingestion de farines crues de D. alata « ovy lalaina » et celle
de D. esculenta ont provoqué des symptômes d’intoxication chez les souris.
Pour les farines de D. alata « ovy lalaina » MT 229 et MT 281 les symptômes sont les
mêmes, consistant en une hypoactivité, une piloérection et une diarrhée. Les souris ne se
rétablissent qu’après 48 heures.
Les souris ayant ingéré les farines crues de D. esculenta présentent des symptômes
d’intoxication plus violents. Ces symptômes se traduisent par une piloérection, un tremblement
et une paralysie des membres postérieurs, puis les souris meurent après 36 heures.
Les tubercules cuits n’ont provoqué aucun symptôme d’intoxication chez les souris.
79
Etude biologique
Tableau 53 : Résultats des effets de l’administration orale des tubercules traités aux les souris
Nom vernaculaire et
scientifique
Symptômes d’intoxication
Numéro
Farine crue
Tubercule cuit
MT 06
nd
nd
MT 229
Hypoactivité, piloérection, diarrhée
et rétablissement (48 heures)
Aucun
MT 263
nd
nd
MT 269
nd
nd
MT 281
Hypoactivité, piloérection, diarrhée
et rétablissement (48 heures)
Aucun
MT 248
Aucun
Aucun
MT 249
nd
nd
MT 267
nd
nd
MT 10
Aucun
Aucun
MT 230
nd
nd
MT 237
nd
nd
MT 253
nd
nd
MT 255
nd
nd
MT 256
Aucun
Aucun
MT 274
Aucun
Aucun
MT 238
Aucun
Aucun
MT 247
nd
Nd
MT 262
Aucun
Aucun
Ovy voay (D. alata)
MT 273
Aucun
Aucun
Ovy lohandambo (D. alata)
MT 275
Aucun
Aucun
MT 264
nd
Nd
MT 277
Piloérection,
tremblement
très
marqué, paralysie des membres
postérieurs, et mort (36 heures)
Aucun
MT 261
Aucun
Aucun
Ovy lalaina (D. alata)
Ovy mena (D. alata)
Ovy be (D. alata)
Ovy vazaha (D. alata)
Ovy lava (D. alata)
Mavondro
(D. esculenta)
Ovy hazo
(D. burkilliana)
nd : non déterminé
80
Etude biologique
3.2. EFFET DES EXTRAITS SUR LES MICROORGANISMES
3.2.1. CARACTERISATION DES GERMES-TESTS
La liste des souches bactériennes utilisées comme germes-tests est donnée au paragraphe
2.1.2. (p. 68), et leurs caractéristiques ont été déterminées selon la méthode décrite au paragraphe
2.2.3.2. ( p. 71).
Ces caractéristiques sont présentées dans le tableau 25 ci-dessous.
Tableau 54 : Caractéristiques des germes-tests
Germes-tests
Morphologie
Gram
Escherichia coli
Bacille
−
Salmonella typhi murium
Bacille
−
Vibrio harveyi
Vibrion
−
Vibrio fischeri
Vibrion
−
Staphylococcus aureus
Coque
+
3.2.2. ACTIVITE ANTIMICROBIENNE
Les milieux de culture utilisés sont donnés au paragraphe 2.1.3. (p. 69), et l’activité sur les
germes-tests des extraits de poudre de feuilles et de farine de tubercules est déterminée selon la
méthode décrite au paragraphe 2.2.3.3. (p. 72).
Les extraits utilisés dans les tests d’activité antimicrobienne sont les Ebaq et les Eha.
Les résultats des tests sont présentés dans le tableau 26 (p. 82) pour les extraits de feuilles
et dans le tableau 27 (p. 83) pour les extraits de tubercules.
Ces résultats montrent que les germes-tests ne sont sensibles à aucun des extraits de
feuilles ni de tubercules, sauf à l’Ebaq de D. alata « ovy lalaina » MT 06 récoltés le 02/03/08. La
souche de Vibrio harveyi lui est assez sensible avec un diamètre de halo de 7,5 mm.
81
Etude biologique
Tableau 55 : Résultats des tests d’activité antimicrobienne des extraits de poudre de feuilles
Nom vernaculaire et
scientifique
Ovy lalaina
(D. alata)
Numéro
Ovy vazaha (D. alata)
I
II
III
IV
V
Ebaq
Eha
−
−
−
+
−
−
−
−
−
−
MT06 du
06/05/08
Ebaq
−
−
−
−
−
MT 229
Ebaq
Eha
−
−
−
−
−
Ebaq
nd
Ebaq
−
nd
−
−
nd
−
−
nd
−
−
nd
−
−
nd
−
Eha
−
−
−
−
−
MT 248
Ebaq
−
−
−
−
−
MT 267
Ebaq
Eha
MT10
Ebaq
Eha
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
MT230
Ebaq
Eha
MT237
Ebaq
Eha
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
MT256
nd
nd
nd
nd
nd
nd
MT259
nd
nd
nd
nd
nd
nd
MT 274
nd
nd
nd
nd
nd
nd
MT 250
Ebaq
−
−
−
−
−
MT 262
Ebaq
−
−
−
−
−
MT 280
Ebaq
Eha
MT 266
Ebaq
Eha
MT 277
Ebaq
Eha
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
−
MT 281
Ovy be (D. alata)
Sensibilité des germes-tests
MT06 du
02/03/08
MT 263
MT 269
Ovy mena
(D. alata)
Type
d’extraits
Ovy lava (D. alata)
Mavondro (D. esculenta)
Ebaq : extrait brut aqueux
I : Escherichia coli
Eha : extrait hydroalcoolique
II : Salmonella typhi murium
nd : non déterminé
III : Staphyloccocus aureus
(-) : insensible
IV : Vibrio harveyi
(+) : assez sensible
V : Vibrio fischeri
82
Etude biologique
Tableau 56 : Résultats des tests d’activité antimicrobienne des extraits de farine de tubercules
Sensibilité des germes-tests
Noms vernaculaires et scientifiques
Numéro
Type d’extrait
I
II
III
IV
V
MT 06
Ebaq et Eha
−
−
−
−
−
MT 229
Ebaq et Eha
−
−
−
−
−
MT 263
Ebaq
−
−
−
−
−
MT 269
Ebaq
−
−
−
−
−
MT 281
Ebaq et Eha
−
−
−
−
−
MT 248
Ebaq
−
−
−
−
−
MT 249
Ebaq
−
−
−
−
−
MT 267
Ebaq
−
−
−
−
−
MT 10
nd
nd
nd
nd
nd
nd
MT 230
nd
nd
nd
nd
nd
nd
MT 237
Ebaq et Eha
−
−
−
−
−
MT 253
nd
nd
nd
nd
nd
nd
MT 255
nd
nd
nd
nd
nd
nd
MT 256
Ebaq et Eha
−
−
−
−
−
MT 274
Ebaq et Eha
−
−
−
−
−
MT 238
Ebaq et Eha
−
−
−
−
−
MT 247
Ebaq et Eha
−
−
−
−
−
MT 262
Ebaq
−
−
−
−
−
Ovy voay (D. alata)
MT 273
Ebaq et Eha
−
−
−
−
−
Ovy lohandambo (D. alata)
MT 275
Ebaq
−
−
−
−
−
MT 264
nd
nd
nd
nd
nd
nd
MT 277
Ebaq et Eha
−
−
−
−
−
MT 261
Ebaq
−
−
−
−
−
Ovy lalaina (D. alata)
Ovy mena (D. alata)
Ovy be (D. alata)
Ovy vazaha (D. alata)
Ovy lava (D. alata)
Mavondro (D. esculenta)
Ovy hazo (D. burkilliana)
Ebaq : extrait brut aqueux
I : Escherichia coli
Eha : extrait hydroalcoolique
II : Salmonella typhi murium
nd : non déterminé
III : Staphyloccocus aureus
(-) : insensible
IV : Vibrio harveyi
V : Vibrio fischeri
83
Etude biologique
4.
DISCUSSIONS
Les résultats des tests de toxicité ont permis de mettre en évidence que les extraits aqueux
et hydroalcooliques à froid de poudre de feuilles administrés par voie ip ne sont pas toxiques sur
les souris sauf l’Ebaq de D. alata « ovy lalaina » MT 06 récoltés le 02/03/08, lequel a provoqué
la mort des souris en 18 heures. Le principe actif contenu dans cet extrait est sensible au
traitement thermique et pourrait ainsi être constitué de substances de nature protéique. L’absence
de toxicité avec l’Ebaq du même échantillon mais récolté deux mois plus tard indique la
variation des constituants chimiques du matériel végétal en fonction du temps et d’autres
éventuels facteurs.
Les résultats des tests de toxicité des extraits bruts de farine de tubercules administrés par
voie ip ont montré que seuls les Ebaq de D. alata « ovy lalaina », de D. alata « ovy be » et de
D. esulenta ou « mavondro » ont provoqué l’apparition de certains symptômes d’intoxication
sans entraîner la mort d’aucune des souris testées.
La comparaison de nos résultats avec ceux obtenus lors des études biologiques effectuées
par le volet IV du projet FADES (2003 à 2005) sur les ignames récoltées à Brickaville (voir
annexe 6), montre certaines divergences. En effet, les tests de toxicité par administration par voie
ip des Ebaq de feuilles de D. burkilliana et de D. alata « ovy lalaina » ont provoqué l’apparition
de symptômes d’intoxication chez les souris sans causer leur mort.
Quant aux tubercules, l’administration par voie ip des Ebaq de D. alata « ovy lalaina » et
de D. alata « ovy be » ont aussi seulement provoqué des symptômes, tandis que les Ebaq de D.
burkilliana et de D. esculenta ont provoqué la mort des souris.
Avec les Eha de poudre de feuilles et de farine de tubercules, aucun symptôme n’a été
observé. Nous en déduisons que les principes actifs présents dans les extraits aqueux sont
insolubles dans le mélange hydroéthanolique 75% (solvant polaire).
Enfin, les Ebac aussi bien des feuilles que des tubercules, administrés par gavage n’ont
provoqué aucun symptôme de toxicité. Primo, les effets des principes actifs auraient été annihilés
par le traitement thermique car comme nous l’avons expliqué auparavant, la cuisson peut altérer
les effets de certaines substances nocives des aliments soit en les détruisant soit en réduisant leur
teneur, atténuant ainsi leur toxicité. Secundo, suite à l’ingestion des extraits, les substances
toxiques seraient inactivées soit par les enzymes du tube digestif, soit par la biotransformation,
84
Etude biologique
soit parce qu’ils n’ont simplement pas pu être absorbés lors de leur passage dans l’intestin grêle à
cause de leur taille moléculaire.
Les mêmes observations sont faites avec les tubercules traités administrés par voie orale.
Les souris ont toutes ingéré aussi bien les farines crues préparées sous forme de provende que les
morceaux de tubercules cuits, impliquant que les animaux testés n’ont pas été dérangés par leur
goût d’autant plus que les préparations crues ou cuites ont des odeurs attrayantes. Seule
l’ingestion des farines crues a occasionné l’empoisonnement des souris. Les symptômes
observés sont plus violents que ceux apparus lors de l’administration par voie ip des extraits
aqueux, car ils ont abouti à la mort des souris, notamment celles qui ont ingéré les farines crues
de D. esculenta. Effectivement, par rapport aux échantillons utilisés dans cette étude, les espèces
D. alata « ovy lalaina » et D. esculenta paraissent avoir une activité toxique. Ceci a également
été mis en évidence lors des études effectuées antérieurement par le volet IV du projet FADES.
En outre, l’espèce D. esculenta a déjà fait l’objet de quelques études toxicologiques au
LABASAM (RAKOTONDRASOA, 2005 ; RANDRIANAMBININTSOA, 2005).
Malgré la présence de certains composés chimiques antinutritifs et/ou toxiques dont
quelques-uns ont été détectés ou dosés lors des études chimiques (alcaloïdes, composés
phénoliques, composés cyanogénétiques, oxalates et phytates), l’absence de toxicité après le
traitement thermique des feuilles et des tubercules d’ignames constitue un argument essentiel sur
la non toxicité ou plus précisément la « comestibilité » des ces espèces de Dioscorea. D’ailleurs,
la consommation des plantes à tubercule est toujours précédée de certaines étapes de préparation
et de cuisson ainsi que de conservation, lesquelles contribuent à la détoxication et par conséquent
à l’amélioration de leurs qualités nutritionnelles (MOUREY, 2004 ; BHANDARI et
KAWABATA, 2006 ; MEDOUA et coll., 2007).
Les résultats des tests d’antibiogramme ont montré que Escherichia coli, Salmonella
typhi murium, Staphylococcus aureus et Vibrio fischeri n’ont été sensibles à aucun des extraits
de feuilles et de tubercules. Seul Vibrio harveyi est assez sensible à l’Ebaq de D. alata « ovy
lalaina » MT 06 récolté le 02/03/08, mais l’activité n’a pas été retrouvée sur les matériels
récoltés ultérieurement, confirmant plutôt l’hypothèse de la variation des constituants chimiques
des plantes en fonction de la période de récolte.
85
Etude biologique
CONCLUSION
Les études biologiques réalisées sur les ignames (Dioscorea spp.) ont permis d’avoir des
résultats préliminaires concernant l’activité des feuilles et celle des tubercules sur les souris et les
microorganismes.
En général, les feuilles ne renferment pas de principes toxiques sauf pour un représentant
de D. alata « ovy lalaina », lesquels sont inactivés par la chaleur.
Pour les tubercules, certains représentants de D. alata « ovy lalaina », D. alata « ovy be »
et D. esculenta contiennent des composés toxiques. D. esculenta est le seul à provoquer la mort
des souris après ingestion de farine crue. Toutefois, les principes toxiques de ces tubercules sont
également détruits par la chaleur.
En outre, aucun extrait de feuille ni de tubercule n’est actif sur Escherichia coli,
Salmonella typhi murium, Staphylococcus aureus, Vibrio harveyi et Vibrio fischeri sauf le même
extrait de feuilles toxique sur les souris, c'est-à-dire l’extrait brut aqueux de D. alata « ovy
lalaina » auquel Vibrio harveyi est assez sensible.
86
CONCLUSION
GENERALE ET
PERSPECTIVES
19
Conclusion générale et perspective
CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES
Les résultats que nous avons obtenus ne sont que préliminaires mais ils contribuent à la
valorisation des ignames malgaches, notamment les espèces Dioscorea alata, D. esculenta et D.
burkilliana qui ont été prélevées dans les régions côtières orientales de Madagascar.
En effet, ils ont permis de :
mettre en évidence la présence de certains composés toxiques et/ou antinutritifs ;
connaître les teneurs approximatives de certains de ces composés antinutritifs ;
déterminer certaines activités biologiques des espèces, notamment sur les souris et
sur les microorganismes.
Dans l’avenir, nous envisageons de :
procéder aux dosages des autres constituants toxiques et/ou antinutritifs détectés ou
non lors de cette étude (les composés phénoliques et les tannins, les composés cyanogénétiques,
les inhibiteurs enzymatiques,…) pour les comparer avec ceux des autres tubercules comestibles ;
de déterminer les facteurs permettant de diminuer les teneurs de ces substances
antinutritives (les diverses étapes de préparation et de cuisson fréquemment utilisées, les
méthodes de conservation, les facteurs environnementaux,…) ;
de rechercher d’autres substances aux propriétés intéressantes telles que les
substances nutraceutiques afin d’explorer les éventuels effets bénéfiques découlant de la
consommation d’ignames.
87
REFERENCES
BIBLIOGRAPHIQUES
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
1- AFOAKWA E. O., SEFA-DEDEH S. Chemical composition and quality changes occurring
in Dioscorea dumetorum pax tubers after harvest. Food Chemistry, 2001 ; 75 (1) : 85-91.
2- ALBIHN P. B. E., SAVAGE G. P. The effect of cooking on the location and concentration
of oxalate in three cultivars of New Zealand-grown oca (Oxalis tuberosa Mol). Journal of
the Science of Food and Agriculture, 2001 ; 81 : 1027–1033.
3- AL-YAHYA M. A. Phytochemical studies of the plants used in traditional medicine of
Saudi Arabia Fitoterapia, 1986 ; 57 (3) : 179-182.
4- AKE ASSI L. Diversification des utilisations des ignames : usage pharmaceutique
traditionnel.
In : BERTHAUD J., BRICAS N., MARCHAND J-L. L’igname, plante séculaire et culture
d’avenir. Actes du séminaire international Cirad-Inra-Orstom-Coraf, 3-6 Juin 1997.
Montpellier, 1998 : 263-268.
5- AKORODA M. O. Yams Dioscorea spp.
In : Genetic improvement of vegetable crops, KALLOO G., BERGH B. O. (Ed). Pergamon
Press, Oxford, UK, 1993 : 717-733.
6- ALAIS C., LINDEN G. Biochimie alimentaire, 2 Ed. Paris : MASSON, 1991 ; 239p.
7- ANDRIAN J., LEGRANG R., FRANGNE R. Dictionnaire de Biochimie alimentaire et de
nutrition. Paris : Tec et Doc, 1981 ; 233p.
8- ATTAIE H., ZAKHIA N., BRICAS N. Etat de connaissance et de la recherche sur la
transformation et les utilisations alimentaires des ignames.
In : BERTHAUD J., BRICAS N., MARCHAND J. L. L’igname, plante séculaire et culture
d’avenir. Actes du séminaire international Cirad-Inra-Orston-Coraf, 3-6 Juin 1997.
Montpellier, 1998 : 275-284.
9- ASIEDU J. T. La transformation des produits agricoles en zone tropicale : Approche
technologique. Paris : KARTHALA-CTA, 1991 ; 330p.
10- AYKROYD W., DOUGHTY J. Les graines de légumineuses dans l’alimentation humaine.
Étude FAO : Alimentation et nutrition, n° 20. FAO, 1982.
11- AZOULAY G., DILLON J. C. La sécurité alimentaire en Afrique : Manuel d’analyse et
d’élaboration des stratégies. Paris : KARTHALA, 1993 ; 296p.
12- BELL A., FAVIER J. C. Effect of traditional food processing methods on the nutritional
value of yam in Cameroon. IDRC: tropical root crops: Proc. 1. Trienn. Root crops symp.,
Ibadan, 1980 ; 163 : 214–224.
13- BHANDARI M. R., KAWABATA J., KASAI T. Nutritional evaluation of wild edible yam
(Dioscorea spp.) tubers of Nepal. Food Chemistry, 2003 ; 82 : 619-623.
14- BHANDARI
M.
R.,
KAWABATA
J.
Assessment
of
antinutritional
factorshttp://www.aginternetwork.net/whalecomwww.sciencedirect.com/whaleco
m0/science?_ob=ArticleURL&_udi=B6T6R-49V3GS9D&_user=2789858&_coverDate=04%2F30%2F2004&_alid=753514391&_rdoc=3&_fmt=
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-
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d681594ec18 - hit3 (Dioscorea spp.) Tubers of Nepal. Food Chemistry Volume, 2004 ; 85
(2) : 281-287.
15- BHANDARI M. R., KAWABATA J. Cooking effects on oxalate, phytate, trypsin and amylase
inhibitors
of
wild
yamhttp://www.aginternetwork.net/whalecomwww.sciencedirect.com/whalecom
0/science?_ob=ArticleURL&_udi=B6WJH-4J8KW041&_user=2789858&_coverDate=11%2F30%2F2006&_alid=753514391&_rdoc=2&_fmt=
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78b0496019b
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tubers
of
Nepal
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056118&_version=1&_urlVersion=0&_userid=2789858&md5=bd350913f905ea0e257c9
78b0496019b - cor1Journal of food composition and analysis, 2006 ; 19 (6-7) : 524-530.
16- BOURRET-CORTADELLAS D. Etude ethnobotanique des Dioscorea alimentaires,
ignames de Nouvelle-Calédonie. Doctorat de 3ème cycle. Faculté des Sciences, Paris,
France, 1973 ; 135p.
17- BRADBURY J. H. Properties and analysis of antinutritional factors in foods. ASEAN Food
Journal, 1991 ; 6 (4) : 123-128.
18- BRIEND A., GOLDEN M. Malnutrition sévère de l’enfant. Encycl. Med. Chir. (Elsevier,
Paris), Endocrinologie-Nutrition, 10-377-A-10, 1997 ; 10p.
19- BURKILL I. H. 44ème famille : Dioscoraceae.
In : HUMBERT H. Flore de Madagascar, famille 37 à 48. France : Firmin-Dipot, 1950 : 5-7.
20- BURKILL I. H., PERRIER DE LA BATHIE H. La flore de Madagascar et de Comores.
44ème
Famille
:
DIOSCOREACEAE.
Muséum
National
d’Histoire
Naturelle
(Phanérogamie), Paris Vè, 1950 ; 78p.
21- CHAVAN J. K., KADAM S. S. Nutritional improvement of cereals by sprouting. Critical
Revue in Food Science and Nutrition, 1989 ; 28 (5) : 401–437.
22- CHERYAN M., Phytic acid interactions in food systems, CRC Critical Reviews in Food
Science and Nutrition, 1980 ; 13 : 297-335.
23- CORDELL G. A. Introduction to alcaloïdes, a biogenetic approch. New York : John Wiley,
1981.
24- COURSEY D. G., MARTIN F.W. The past and future of the yams as crop plants. Plant.
Foods & Human. Nutr., 1972 ; 2 (3/4) : 133-138.
25- COURSEY D. G. Yams. Longmans, London, UK, 1967 ; 230 p.
26- DALTON D. R. The alcaloïdes-the fundamental chemistry, a biogenetic approch. New
York : Marcel Dekker, 1979 ; 789 p.
27- DAVIS N. T., OLPIN S. Studies on the phytate : Zn molar content in diet as a determinant
of zinc availability to young rats. British Journal of Nutrition, 1979 ; 41 : 591-603.
28- DERACHE R. Substances naturelles nocives des aliments. Toxicologie et Sécurité des
Aliments, Technique & Documentation, Paris : Lavoisier, 1986 ; 594p.
29- DESHPANDE S. K., SATHE S. K., SALUNKHE D. K., CORNFORTH D. P. Effects of
dehulling on phytic acid, polyphenols, and enzyme inhibitors of dry beans (Phaseolus
vulgaris L.). Journal of Food Science, 1982 ; 47 : 1846–1850.
30- DUNBAR, A. The Annual Crops of UGANDA. East African Literature Bureau, 1969.
31- DUPIN H. Aliment, alimentation et santé : question / réponse. Paris : CFES, 1996 ; 440p.
32- DUPIN H., CUQ J., MALEWIAK M. I., LEYNAUD R. C., BERTHIER A.M. Alimentation
et nutrition humaines. Paris : ESF, 1992 ; 1533 p.
33- EKA O. U. The chemical composition of yam tubers.
In : OSUJI G. Advances in yam research, Enugu, Nigeria: Anambra State University Press,
1985 ; 51–74.
34- FAO. Agriculture, alimentaire et nutrition en Afique. Rome, 2002 ; 411p.
35- FAO. Utilisation des aliments tropicaux : racines et tubercules. Étude FAO Alimentation et
nutrition, 47/2 ; 1990b.
36- FOFIFA/ONE. Prospection, caractérisation et valorisation des plantes alimentaires négligées
dans le Sud et Sud Ouest de Madagascar. Draft rapport final. Antananarivo : FOFIFA,
2001 ; 85p.
37- FONG H. H. J., TIN W. A. M., FARNSWORTH N. R. Phytochemical screening. Review
University of Illinois, Chicago ; 1977 : 73-126.
38- FONSEKA H. H., CHANDRASEKARA A., FONSEKA R. M., WICKRAMASINGHE P.,
K. P. D. R. S. P., KUMARA WICKRAMARACHCHI W. N. C. Determination of antiamylase and anti-glucosidase activity of different genotypes of bittergourd (Momordica
charantia) and thumba karavila (Momordica dioica). Proceeding of the 1st International
Conference on Indigenous Vegetables and Legumes. Prospectus for Fighting Poverty,
Hunger and Malnutrition, Acta Horticulturae, 2007 ; 752 : 131-137.
39- FRANÇOIS P. J. Budgets et alimentation des ménages ruraux en 1962 : Ressources
agricoles et budgets familiaux. Paris : Secrétariat d’Etat aux affaires étrangères chargé de la
coopération, 1968 ; 241p.
40- GÓMEZ G., VALDIVIESO M. Cassava foliage: Chemical composition, cyanide content
and effect of drying on cyanide elimination. Journal of the Science of Food and Agriculture,
1984 ; 36 (6) : 433 – 441.
41- GRAF E., EATON J.W. Antioxidant functions of phytic acid, Free Radical Biology and
Medicine 1990 ; 8 : 61-69.
42- HAIGH A., WILKIN P., RAKOTONASOLO F. A new species of Dioscorea L.
(DIOSCOREACEAE) from Western Madagascar and its distribution and conservation
status. Kew Bull., 2005 ; 60 : 273-281.
43- HAMON P., DUMONT R., ZOUNZIHEKPON J. L’igname.
In : CHARRIER A., JACQUOT M., HAMON S. L’amélioration des plantes tropicales.
Montpellier : CIRAD ; 1997 : 385-400.
44- HEMINGWAY R. W., KARCHESY J. J. Chemistry and significant of condensed tannins.
New York : Plenum Press, 1989 : 249-264.
45- HIRONAKA K., TAKADA K., ISHIBASHI K. I. Chemical composition of mucilage of
Chinese Yam (Dioscorea opposita Thumb. cv. Naigaimo). Nippon Shokuhin Kogyo GakkaiShi, 1990 ; 37 (1) : 48-51.
46- HORIGOME T., KUMAR R., OKAMOTO K. Effects of condensed tannins prepared from
leaves of fodder plants on digestive enzymes in vitro and in the intestine of rats. British
Journal of Nutrition, 1988 ; 60 : 275-285.
47- HOSSAIN S. J., TSUJIYAMA I., TAKASUGI M., ISLAM A., BISWAS R. S., AOSHIMA
H.
Total
Phenolic
Content,
Antioxidative,
Anti-amylase,
Anti-glucosidase,
and
Antihistamine Release Activities of Bangladeshi Fruits. Food Science and Technology
Research, 2008 ; 14 (3) : 261-268.
48- HSEU Y. C., YANG H. L., LAI Y. C., LIN J. G., CHEN G. W., CHANG Y. H. Induction of
Apoptosis by Antrodia camphorata in Human Premyelocytic Leukemia HL-60 Cells.
Nutrition and Cancer, 2004 ; 48 (2) : 189-197.
49- HSIAO G., SHEN M. Y., LIN K. H., LAN M. H., WU L. Y., CHOU D. S., LIN C. H., SU
C. H., SHEU J. R. Antioxidative and hepatoprotective effects of Antrodia camphorata
extract. J Agric Food Chem, 2003 ; 51 (11) : 3302-3308.
50- HURREL R. F., JUILLERT M. A., REDDY M. B., LYNCH S. R., DASSENKO S. A.,
COOK J. D. Soy protein, phytate and iron absorption in humans. American Journal Clinical
Nutrition, 1992 ; 56 : 573–578.
51- JEANNODA V. H., RAZANAMPARANY J. L., RAJAONAH M. T., MONNEUSE M. O.,
HLADIK A., HLADIK C. M. Les ignames (Dioscorea spp.) de Madagascar : Espèces
endémiques et formes introduites ; diversité, perception, valeur nutritionnelle et systèmes de
gestion durable. Revue d'écologie, 2007 ; 62 (2-3) : 191-207.
52- JEANNODA V., JEANNODA V., HLADIK A., HLADIK C. M. Diversité, utilisations et
perceptions des ignames de Madagascar. Hommes et Plantes, 2003 ; 47 : 10-23.
53- LALA F. A. F. P. Potentialité nutritionnelle des tubercules de Dioscorea maciba, Dioscorea
bemarivensis et Dioscorea « bako » récoltés dans les régions de Morondava. [Mémoire de
DEA : Biochimie]. Antananarivo : Université d’Antananarivo, 2000 ; 69 p.
54- LATHAN M. C. La nutrition dans les pays en développement. Rome : FAO (Collection
FAO : Alimentation et nutrition, n° 29, 2001 : 515p.
55- LEYRAL G., VIERLING E. Microbiologie et toxicologie des aliments : Hygiène et sécurité
alimentaires - Biosciences et Technique 3ème Ed, 2001 ; 239p.
56- LIBERT B., FRANCESCHI V. R. Oxalate in crop plants. Journal of Agriculture and Food
Chemistry, 1987 ; 35 (6) : 926-937.
57- LIU B. L., RAFIQ A., TZENG Y. M., ROB A. The induction and characterization of
phytase and beyonds, Enzyme and Microbial Technology, 1998 ; 22 : 215-424.
58- MARTIN F.W., DEGRAS L. Tropical yams and their potential. Part 6. Minor cultivated
Dioscorea species. USDQ agriculture handbook n° 538, 1978 ; 23p.
59- MASSEY L. K., PALMER R. G., HORNER H. T. Oxalate content of soybean seeds
(Glycine max : Leguminosae), Soya foods, and other edible legumes. Journal of Agriculture
and Food Chemistry, 2001 ; 49 : 4262–4266.
60- MBOME-LAPE I., TRECHE S. Nutritional quality of yams (Dioscorea rotundata and D.
dumetorum) flours for growing rats. Journal of the Science of Food and Agriculture, 1994 ;
66 : 447–455.
61- McANUFF M. A., OMORUYI F. O. , SOTELO-LOPEZ A., ASEMOTA H. N. Proximate
Analysis and Some Antinutritional Factor Constituents in Selected Varieties of Jamaican
Yams (Dioscorea and Rajana spp.). Plant Foods for Human Nutrition (Formerly Qualitas
Plantarum), 2005 ; 60 (2) : 93-98.
62- MEDOUAhttp://www.aginternetwork.net/whalecomwww.sciencedirect.com/whal
ecom0/science?_ob=ArticleURL&_udi=B6T6R-4KSSWJH1&_user=2789858&_coverDate=12%2F31%2F2007&_alid=753514391&_rdoc=1&_fmt=
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6db03714374 - cor1 G. N.mailto:[email protected], MBOME I. L., AGBOR-EGBE
T.,
MBOFUNG
C.
M.
F.
Antinutritional
factorshttp://www.aginternetwork.net/whalecomwww.sciencedirect.com/whaleco
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6db03714374
-
hit1yamhttp://www.aginternetwork.net/whalecomwww.sciencedirect.com/whalec
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056118&_version=1&_urlVersion=0&_userid=2789858&md5=79fbdb2a712da3be34fa9
6db03714374 - hit3 (Dioscorea dumetorum) tubers after harvest Food Chemistry, 2007 ;
102 (3) : 716-720.
63- MEDOUA N.G., MBOME I. L., AGBOR-EGBE T., MBOFUNG C. M. F. Physicochemical
changes occurring during post-harvest hardening of trifoliate yam (Dioscorea dumetorum)
tubers, Food Chemistry, 2005 ; 90 : 597-601.
64- MOKOWER R. U. Changes in phytic acide and soluble phosphorus in maturing pinto beans.
J.Sci ; Food.Agr., 1969 ; 20 (2) : 82-84.
65- MONTGOMERY R.D. Cyanogenes.
In : Toxic constituents in Plant foodstuffs. Academic Press, New York, 1980 ; 75 p.
66- MOUREY A. Manuel de nutrition pour l’intervention humanitaire. Comité internationale de
la Croix-Rouge, 2004 ; 724p.
67- NEUWINGER H. D. African ethnobotany, Poison and Drugs. London-Glasgow-WeinheimNew York-Tokyo-Melbourne-Madras : HAPMAN and HALL, 1996 : 421-435.
68- NOHARA, T. Analysis of steroïd and another biologicaly significant steroïds. San Diego :
Nes et Parish, 1989 : 119-132.
69- NOONAN S. C., SAVAGE G. P. Oxalic acid and its effects on humans. Asia pacific Journal
of Clinical Nutrition, 1999 ; 8 : 64–74.
70- OBERLEAS D. Phytate content in cereals and legumes and methods of determination.
Cereal Food World, 1983 ; 28 : 352-357.
71- ONOMI S., OKAZAKI Y., KATAYAMA T. Effect of dietary level of phytic acid on
hepatic and serum lipid status in rats fed a high-sucrose diet. Biosci Biotechnol Biochem.
2004 ; 68 (6) :1379-1381.
72- PLATT B. Tables of representative values of foods commonly used in tropical countries.
Medical Research Council, Special Report Series, n° 302. London : Her Majesty’s stationery
office, 1962 ; 38 p.
73- PRATHIBHA S., BALA N., LEELAMA S. Enzyme inhibitors in tuber crops and their
thermal stability. Plant Foods for Human Nutrition, 1995 ; 48 : 247-257.
74- PRIGENT S. Interactions of phenolic compounds with globular proteins and their effects on
food-related functional properties, 2005 ; 145 p.
75- RAISON J.P. Le noir et le blanc dans l’agriculture ancienne de la côte orientale malgache.
Revue d’Etudes dans l’Océan Indien, 1992 ; 15 :199-215.
76- RAKOTONDRASOA A. Etude chimique et toxicologique des tubercules de Dioscorea
esculenta (DIOSCOREACEAE) [Mémoire de DEA : Biochimie]. Antananarivo : Université
d’Antananarivo, 2005 ; 71p.
77- RALAIARISON G. D. Détermination de la valeur nutritionnelle des tubercules de
Dioscorea hexagona et Dioscorea trichantha récoltés dans le Fivondronana d’Antanifotsy.
[Mémoire de DEA : Biochimie]. Antananarivo : Université d’Antananarivo, 2002 ; 62 p.
78- RAMANANTOANDRO J. E. Détermination de la valeur nutritionnelle des tubercules de
Dioscorea nako consommés pendant la période de soudure à Toliara. [Mémoire de DEA :
Biochimie]. Antananarivo : Université d’Antananarivo, 2000 ; 65 p.
79- RANDRIANAMBININTSOA
L.
V.
Etude
chimique
et
toxicologique
d’extraits
alcaloïdiques de tubercule de Dioscorea esculenta [Mémoire de DEA : Biochimie].
Antananarivo : Université d’Antananarivo, 2006 ; 86p.
80- RATSILEFITRA V. Détermination de la valeur nutritionnelle des tubercules de Dioscorea
fandra consommés pendant la période de soudure à Toliara. [Mémoire de DEA :
Biochimie]. Antananarivo : Université d’Antananarivo, 1999 ; 66 p.
81- RAZANAMPARANY J. L., RALAIARISON D. G., JEANNODA V. H., MONNEUSE M.
O., HLADIK C. M. Potentialités alimentaires et nutritionnelles des ignames malgaches.
International Working Meeting Food Africa, Yaoundé Cameroun, 4-9 mai 2003.
82- REDDY N. R., PIERSON M. D., SATHE S. K., SALUNKHE D. K. Phytates in cereals and
legume. CRC Press, Boca Raton, FL, 1989 ; 152 p.
83- RICKARD S. E., THOMPSON L. U. Interactions and biological effects of phytic acid.
In: SHAHIDI F. Antinutrients and phytochemicals in food, ACS symposium series 662,
American Chemical Society, Washington, DC ; 1997 : 294-312.
84- ROSS A. B., SAVAGA G. P., MARTIN R. J., VANHANEN L. Oxalates in oca (New
Zealand yam) (Oxalis tuberosa Mol.). Journal of Agricultural and Food Chemistry, 1999 ;
47 : 5019–5022.
85- SAUER C. Vegeculture : an horticultural system based on vegetative reproduction of root
and tuber crops. Land and Life. University of California Press, Berkeley, 1969.
86- SECALINE. La situation alimentaire et nutritionnelle à Madagascar. Stratégie nationale de
sécurité alimentaire et de nutrition. Antananarivo : SECALINE, 1997 ; 134p.
87- SHAMSUDDIN A. M., VUCENIK I., COLE K. E. IP6: A novel anti-cancer agent, Life
Science, 1997 ; 61 : 343-354.
88- SIDDHURAJU P., BECKER K. Effect of various domestic processing methods on
antinutrients and in vitro-protein and starch digestibility of two indigenous varieties of
Indian pulses, Mucuna pruries var utilis. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2001 ;
49 (6) : 3058–3067.
89- SIRKKA P. Myoinositol phosphates: analysis, content in foods and effects in nutrition,
Lebensmittel-Wissenschaft und Technologie, 1997 ; 30 (7) : 633-647.
90- TRUCHOT E. Principales sources de protéines alimentaires et procédés d’obtention. Paris :
APRIA, 1989 ; 194p.
91- VERNIER P., BRICAS N., ORKZOR G. La transformation de l’igname. Bulletin de réseau
TPA, 2000 ; 18 : 1-32.
92- VERNIER P., N’KPENU K. E., ORKWOR G. C. Nouvelle demande urbaine en cossette
d’igname. Conséquence sur la production des ignames en Afrique de l’Ouest. Agr Dév,
1999 ; 23 : 32-43.
93- WEBER O., WILKIN P., RAKOTONASOLO F. A new species of edible yam
(Dioscorea L.) from Western Madagascar. Kew Bull., 2005 ; 60 : 283-291.
94- WHEELER F.L., FERREL R. F. A method of phytic acid determination in wheat and wheat
fractions. Cereal Chemistry, 1971 ; 48 :12-16.
95- WILKIN P., CADDICK L., FOSTER C., SCHOLS P. A new species of Dioscorea
(DIOSCOREACEAE) from Eastern Madagascar and its pollen morphology. Kew Bull.,
2000 ; 55 : 427-434.
96- WILKIN P., RAKOTONASOLO F., SCHOLS P., FURNESS C. A new species of
Dioscorea (DIOSCOREACEAE) from Western Madagascar and its pollen morphology.
Kew Bull, 2002 ; 57 (4) : 901-909.
97- WILKIN P., RAJAONAH M. T., JEANNODA V. H., JEANNODA V. L., HLADIK A.,
HLADIK
C.
M.
An
endangered
new
species
of
edible
yam
DIOSCOREACEAE) from Western Madagascar. Kew Bull., In press, 2006.
(Dioscorea,
98- WILKIN P., SCHOLS P., CHASE M. W., CHAYAMARIT, K., FURNESS C. A.,
HUYSMANS S., RAKOTONASOLO F., RAZ L., SMETS E., THAPYAI C. A plastid gene
phylogeny of the yam genus Dioscorea L. (DIOSCOREACEAE) : roots, fruits and
Madagascar. Systematic Botany, 2005 ; 30 (4) : 736-749.
ANNEXES
ANNEXE 1 : CLASSIFICATIONS DES ALIMENTS
A- Première classification
Selon leurs caractéristiques générales communes, liées à leur origine biologique,
leur apparence ou leur utilisation, les aliments sont rangés en 12 familles à savoir :
FAMILLE 1 :
CEREALES
FAMILLE 2 :
PLANTES AMYLACEES
FAMILLE 3 :
LEGUMINEUSES
FAMILLE 4 :
LEGUMES
FAMILLE 5 :
OLEAGINEUX
FAMILLE 6 :
FRUITS
FAMILLE 7 :
CHAMPIGNONS
FAMILLE 8 :
MATIERES GRASSES
FAMILLE 9 :
ALIMENTS D’ORIGINE ANIMALE
FAMILLE 10 :
SUCRES ET SIROPS
FAMILLE 11 :
BOISSONS
FAMILLE 12 :
HERBES, EPICES ET CONDIMENTS
B- Deuxième classifications (ANDRIAN et coll., 1981)
Selon leur qualité essentielle par rapport aux besoins nutritionnels, on distingue 3
types d’aliments :
-
les aliments énergétiques, riches en lipides ou en glucides ;
-
les aliments plastiques ou constructeurs, riches en protéines ;
-
les aliments protecteurs, sources de sels minéraux, d’oligoéléments et de
vitamines.
ANNEXE 2 : CLASSIFICATION DES NUTRIMENTS EN FONCTION DE LA
REPONSE OBSERVEE EN CAS DE CARENCE (BRIEND et GOLDEN,
1997)
Nutriment de type I
Nutriment de type II
Acide ascorbique
Acides aminés essentiels
Acide folique
Azote
Cholécalciférol
Eau
Calcium
Magnésium
Cuivre
Phosphore
Fer
Potassium
Iode
Sodium
Manganèse
Soufre
Pyridoxine
Zinc
Rétinol
Riboflavine
Sélénium
Thiamine
Tocophérol
Vitamine B12
ANNEXE 3 : VALEUR NUTRITIVE DES PLANTES AMYLACEES
Valeur nutritive de 100 g d’une portion comestible des principales plantes amylacées
fraîches (PLATT, 1962).
PLANTE
Energie Protéines Calcium
(Kcal)
(g)
(mg)
Fer
(mg)
Thiamine
(mg)
Riboflavine
(mg)
Niacine
(mg)
Vitamine
C
(mg)
Igname
104
2
10
1,2
0,1
0,03
0,4
10
Manioc
153
0,7
25
1
0,007
0,03
0,7
30
114
1,5
25
1
0,1
0,04
0,7
30
75
2
10
0,7
0,1
0,03
1,5
15
113
2
25
1
0,1
0,03
1
20
Patate
douce
Pomme
de terre
Taro
ANNEXE 4 : EXEMPLES D’IGNAMES MEDICINALES
A- Indications thérapeutiques de quelques espèces de Dioscorea
Indications thérapeutiques de quelques espèces de Dioscorea (AKE ASSI, 1998)
Indications
Piqure d’insecte et
morsure de serpent
Douleurs
Espèces
Mode d’emploi
Dioscorea alata
(Côte d’Ivoire)
Pâte de feuilles fraîches (application locale)
Dioscorea cayenensis Lam.
(Antilles)
Décocté de feuilles fraiches (application
locale)
Dioscorea multifloria
(Côte d’Ivoire)
Poudre de tubercule mélangé avec du piment
(application locale)
Dioscorea dumetorum
(Afrique Orientale)
Tubercules (application locale)
Dioscorea smilacifolia
(Gabon)
Dioscorea cayenensis Lam.
(Antilles)
Dioscorea alata
(Afrique centrale)
Parasitose
Impuissance
sexuelle
Mycose cutanée
Schistosomiase
Rhumatisme
Epilepsie
Hémorroïde
Abcès
Ulcère
Vermifuge
Brûlure
Fragment de tige macéré dans l’eau (sous
forme de lavement pour la douleur
pelvienne)
Purée de tubercules bouillis (application
locale)
Feuilles fraîches (application locale)
Dioscorea bulbifera (Guinée) Bourgeons végétatifs (à ingérer)
Dioscorea bulbifera
(Sénégal)
Dioscorea dumetorum
(Tanzanie)
Dioscorea bulbifera
(Sénégal)
Dioscorea sansibarensis
(Tanzanie)
Dioscorea smilacifolia
(Côte d’Ivoire)
Dioscorea alata
(Côte d’Ivoire)
Dioscorea bulbifera
(Madagascar)
Dioscorea alata (Inde)
Dioscorea ovinala
(Madagascar)
Dioscorea seriflora
(Madagascar)
Dioscorea alata
(Madagascar)
Pommade de bulbilles mélangée avec de
l’huile de palme (application locale)
Tubercules (à ingérer)
Pommade de bulbilles mélangée avec de
l’huile de palme (application locale)
Décocté de racine (à ingérer)
Extrait de trois feuilles en friction sur les
tempes du malade
Pâte de feuilles et de racines (application
locale)
Pâte de bulbilles (application locale)
Poudre de tubercules (à ingérer)
Tubercules crus (à ingérer)
Tubercules cuits (à ingérer)
Pâte de tubercule (application locale)
B- Principes actifs et propriétés pharmacologiques de principes actifs de Dioscorea
Quelques exemples de principes actifs de Dioscorea et leurs propriétés pharmacologiques
(NEUWINGER, 1996)
Principes actifs
Sources
Tubercules (Dioscorea
sansibarensis)
Alcaloïdes :
dioscorine,
Bulbilles (Dioscorea bulbifera)
dihydrodioscorine
et dioscorétine
Racines de tubercule et tubercules
(Dioscorea dumetorum)
Polysaccharides
Sapogénine et
saponine :
Diosgénine
Bulbilles (Dioscorea bulbifera)
Tubercules (Dioscorea esculenta,
Dioscorea alata)
Bulbilles (Dioscorea bulbifera)
Racines de tubercule et tubercules
(Dioscorea dumetorum)
Propriétés pharmacologiques
Antimicrobiennes contre
Pseudomonas aeruginosa et
Staphylococcus aureus ; et
anticancéreuses
Hypoglycémiantes
Hypoglycémiantes
Antimicrobiennes contre Aspergillus
niger et Streptomyces sp.
Hypoglycémiantes
Fabrication d’hormones
synthétiques utilisées comme antiinflammatoires et contraceptifs
ANNEXE 5 : UTILISATIONS DES IGNAMES TOXIQUES
Utilisations des quelques ignames toxiques (NEUWINGER, 1996)
Utilisations
Espèces
Dioscorea dumetorum
(Afrique de l’Est)
Poison de
flèche
Dioscorea bulbifera
(Afrique de l’Ouest et Centrale)
Dioscorea sansibarensis (Kenya)
Ingrédients
pour les
poisons de
chasse
Poison de
pêche
Appât pour
tuer les bêtes
et les oiseaux
Dioscorea quartiniana (Kenya)
Dioscorea sansibarensis (Kenya)
Dioscorea smilacifolia (Cameroun)
Dioscorea bulbifera
(Afrique de l’Ouest et Centrale)
Dioscorea sansibarensis
(Afrique de l’Ouest et Centrale)
Décocté de bulbille et de tubercules
(à enduire)
Tubercule et bulbille
(à enduire)
Tubercule (broyat mélangé avec
d’autres poisons)
Tubercule (broyat dans l’étang ou
rivière)
Tubercule (ingestion)
Dioscorea dumetorum (Nigeria)
Tubercule (ingestion)
Dioscorea sansibarensis (Kenya)
Poudre de tubercules et de bulbilles
mélangée celle du manioc (ingestion)
Dioscorea dumetorum
(Côte d’Ivoire et Congo)
Dioscorea sansibarensis (Tanzanie)
Poison
d’épreuve
Tubercule (à enduire)
Dioscorea bulbifera
(Afrique de l’Ouest)
Dioscorea bulbifera (Egypte)
Homicide
Parties utilisées
Dioscorea sansibarensis
(Madagascar)
Tubercules et bulbilles (ingestion)
Jus de tubercule (ingestion)
Jus de tubercule et jus de bulbille
(ingestion)
Tubercules (ingestion)
ANNEXE 6 : ETUDE CHIMIQUE ET ETUDE BIOLOGIQUE EFFECTUEES PAR LE
VOLET IV DU PROJET FADES (2003-2005)
Résultats des criblages phytochimiques et des tests toxicologiques de quelques Dioscorea
récoltés dans la région de Brickaville
Ovy lalaina
Ovy be
Dioscorea
burkilliana
Ovy hazo
IRB9
IRB22
IRB5
Dioscorea alata
Nom scientifique
Nom vernaculaire
Nom de code
F
T
F
T
F
Ebaq
Ebaq
Ebaq
Ebaq
Ebaq
Ebaq
Ebaq
Epu
Alcaloïdes
+
-
+
-
-
-
+
nd
Saponosides
-
+
+
-
+
+
+
nd
Autres*
+
+
+
+
+
+
+
nd
ip
S
S
S
nd
M
S
M
M
orale
S
nd
-
nd
S
nd
S
nd
Escherichia coli
-
nd
nd
nd
-
nd
-
nd
Salmonella typhi
murium
-
nd
nd
nd
-
nd
++
nd
Staphylococcus
aureus
-
nd
nd
nd
-
nd
-
nd
Type d’extrait
Tests
souris
Tests
bactériologiques
IRB6
T
Organe
Criblage
phytochimique
Dioscorea
esculenta
Mavondro
*Autres : tannins, flavonoïdes, leucoanthocyanes ou irridoïdes
T : Tubercule
F : Feuille
Ebaq : extrait brut aqueux
Epu : extrait purifié
M : mort des souris
S : apparition de symptômes
(+) : test positif ou substance présente
(-) : test négatif ou substance absente pour le criblage phytochimique
absence d’activité pour les tests bactériologiques
nd : non déterminé
ip : intrapéritonéale
T
ANNEXE 7 : COMPOSITIONS DES REACTIFS DE DETECTION DES ALCALOÏDES
• Réactif de DRAGENDORFF
Solution A :
- Nitrate de bismuth……………………..……..1,7 g
- Acide tartrique concentré………….….………20 g
- Eau distillée……………….…..……..q.s.p. 100 ml
Solution B :
- Iodure de potassium………………………..…10 g
- Eau distillée…………………...s.p. 100 ml (40 ml)
Les solutions A et B sont mélangées volume par volume puis 10 g d’acide tartrique y sont
ajoutés avant de ramener le volume à 100 ml avec de l’eau distillée.
• Réactif de WAGNER
- Iodure de potassium………………………….…2 g
- Iode…………………..……………………...1,27 g
- Eau distillée…………………………..q.s.p. 100
ml
• Réactif de MAYER
- Chlorure mercurique…………………..……13,5 g
- Iodure de potassium..…………………………60 g
- Eau distillée………..…………………..qsp 100 ml
ANNEXE 8 : LA REACTION CHIMIQUE DU TEST A LA CYANIDINE
Les composés flavoniques sont réduites en présence d'un acide concentré et de magnésium.
Après élimination d'une molécule d'eau, le produit de réduction conduit à des anthocyanidines de
couleur rouge selon les réactions suivantes.
ANNEXE 9 : LES MILIEUX DE CULTURE
A- Milieu de MUELLER-HINTON :
• Formule approximative par litre :
-
Extrait de viande……………..…..……………..2 g
-
Peptone trypsique de caséine…..…...……….17,5 g
-
Amidon………..………………….…..………1,5 g
-
Agar…..………………………………..……...15 g
-
Eau distillée…………..………………qsp 1000 ml
pH 7,5 ± 0,1 à 25°C
• Préparation :
Dissoudre 36 g de milieu deshydraté dans 1 litre d’eau distillée ;
Chauffer le milieu jusqu’à dissolution totale sous agitation magnétique ;
Autoclaver à 121°C pendant 15 min.
B- Milieu de MARINE-AGAR
• Formule approximative par litre :
-
Peptone………………………………………....5 g
-
Extrait de lévure………………………………...1 g
-
Citrate de fer………...……………..…………0,1 g
-
Cholrure de sodium………………………..19,45 g
-
Cholrure de magnésium………………………8,8 g
-
Sulfate sodique………………………..…….3,24 g
-
Cholrure de calcium………………………....1,80 g
-
Cholrure de potassium………………………0,55 g
-
Bicarbonate de sodium…………………..….0,16 g
-
Bromure de potassium…………………..…..0,08 g
-
Gélose………………………………………....15 g
-
Cholrure de strontium……………………….34 mg
-
Acide borique………………………….……22 mg
-
Silicate de sodium……………………….……4 mg
• Préparation :
Dissoudre 55,1 g de milieu déshydraté dans 1 litre d’eau distillée ;
Chauffer le milieu sous agitation magnétique jusqu’à ébullition ;
Laisser bouillir pendant 1 min avant l’autoclavage à 121°C pendant 15 min.
Nom : RAMAHAVORY Hanitriniony Landiharijaona
Titre : Analyse des facteurs antinutritionnels et des principes toxiques d’ignames (Dioscorea) de
la côte est de Madagascar
RESUME
Dans le cadre de la valorisation de l'agrobiodiversité des ignames de Madagascar, les
feuilles et les tubercules de deux espèces cultivées d’igname (Dioscorea alata comprenant sept
formes et D. esculenta) et d’une autre spontanée (D. burkilliana) en provenance des régions de la
côte est de Madagascar ont été analysés pour leurs facteurs antinutrionnels, puis étudiées pour
leur activité toxique sur les souris et les microorganismes.
L’analyse phytochimique des feuilles a révélé la présence de composés polyphénoliques,
de stéroïdes, de leucoanthocyanes, et de composés cyanogénétiques. En plus des composés
présents dans les feuilles sauf les stéroïdes, les tubercules renferment des alcaloïdes, des tannins
condensés et hydrolysables, des triterpènes et des stérols insaturés.
Les oxalates sont présents sous forme soluble et insoluble aussi bien dans les feuilles que
les tubercules. Les teneurs en oxalate total sont de 122 – 195 mg par 100 g de poids frais pour les
feuilles, et 46 – 180 mg par 100 g de poids frais pour les tubercules. Les teneurs en phytate sont
de 67 – 116 mg par 100 g de poids sec pour les feuilles et 131 – 362 mg par 100 g de poids sec
pour les tubercules.
Les feuilles, ne renferment pas de principes toxiques sur les souris sauf l’extrait brut
aqueux de D. alata « ovy lalaina » récolté dans la collection vivante du département de Biologie
et écologie végétales. Les extraits bruts aqueux des tubercules, et les farines crues de D. alata
« ovy lalaina », « ovy be » et D. esculenta contiennent des composés toxiques, En fait,
l’ingestion de farine crue de D. esculenta a provoqué la mort des souris. Les principes toxiques
de ces feuilles et de ces tubercules sont toutefois inactivés par la chaleur ce qui rend compte de la
« comestibilité » de ces espèces de Dioscorea.
Enfin, aucun extrait de feuille ni de tubercule n’est actif sur Escherichia coli, Salmonella
typhi murium, Staphylococcus aureus, Vibrio harveyi et Vibrio fischeri sauf l’extrait brut aqueux
de feuilles de D. alata « ovy lalaina » auquel Vibrio harveyi est assez sensible.
Mot clés : Dioscorea, facteur antinutritionnel, oxalate, phytate, activité toxique.
Encadreur : Professeur JEANNODA Victor
Name : RAMAHAVORY Hanitriniony Landiharijaona
Title : Chemical and biological studies of yam species collected in East coast regions of Madagascar.
SUMMARY
In order to value the agrobiodiversity of yams in Madagascar, the leaves and the tubers of two
cultivated species of yam (Dioscorea alata and D. esculenta) and of those of another spontaneous (D.
burkilliana) from Eastern coast regions of Madagascar were analyzed for their antinutritional factors for
their toxicity on mice and microorganisms.
The phytochemical analysis of leaves has revealed the presence of polyphenolic components,
steroids, leucoanthocyanes; and cyanogenetic components. In addition to existing components in the
leaves except the steroids, the tubers contain alkaloids, condensed and hydrolysable tannins, triterpènes
and unsaturated sterols.
The oxalates are present as soluble and insoluble forms in both leaves than in tubers. The total
oxalate content ranged from 122 to 194mg per 100g per fresh weight for the leaves and from 46 to 180mg
per 100g per fresh weight for the tubers. The phytate content ranged from 67 to 116mg per dry weight for
the leaves,
The leaves do not contain any toxic principles on mice except the aqueous extract of D. alata “ovy
lalaina” collected from the living collection of the plant biology and ecology department. The aqueous
tuber crude extract and the raw flour from D. alata, “ovy lalaina”, “ovy be” and D. esculenta contained
toxic components. In fact the ingestion of raw flour from D. esculenta caused the death of mice. The toxic
principles of these leaves and tubers were however inactivated by heat accounting for why these species
of Dioscoera are consummed.
Finally, both leaf and tuber extracts were not active on Escherichia coli, Salmonella typhi murium,
Staphylococcus aureus, Vibrio harveyi et Vibrio fischeri except the leaves aqueous crude extract of D.
alata “ovy lalaina” which was moderately active on Vibrio harveyi.
Key words: Dioscorea, antinutritional factor, oxalate, phytate, toxic activity.
Supervisor: Professor Victor Jeannoda