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SPECTROMÉTRIE DE MASSE
REVUE FRANCOPHONE DES LABORATOIRES - DÉCEMBRE 2011 - N°437 // 55
a Laboratoire de microbiologie
Hôpital Emile-Muller
20, av. du Dr-Laennec
68070 Mulhouse cedex
* Correspondance
[email protected]
article reçu le 19 septembre, accepté le 29 septembre 2011
© 2011 – Elsevier Masson SAS – Tous droits réservés.
SUMMARY
Application of mass spectrometry to microbiology
The Matrix laser desorption ionization assited time of
ight (MALDI-TOF) is the technique of mass spectro-
metry applied to microbiology for the identication of
microorganisms by analysis of their ribosomal and
membrane proteins. Several systems are available on
the market, more and more laboratories are acquiring
this technology. The acquisition of such equipment
must consider several factors: its integration into the
laboratory’s workow, into the laboratory’s informa-
tic system and into the accreditation process. Mass
spectrometry is inexpensive for the consumables, but
the cost of investment and maintenance contracts,
including whether the spare parts are high compared
to other machines in the laboratory.
This technique is easy to use, fast, reliable, and allows
the identication of an increasing number of taxa,
including most clinically relevant microorganisms.
The development of data bases must be controlled
and rigorous. Protocols for identication of some
microorganisms such as lamentous fungi and my-
cobacteria should be specied and standardized.
Development prospects are important: direct identi-
cation of microorganisms in the samples, demons-
tration of virulence factors or antibiotic resistance,
and nally in the epidemiological study by comparing
spectral ngerprints.
Mass spectrometry – MALDI-TOF – identification –
microbiology.
RÉSUMÉ
La technique MALDI-TOF (Matrix assited laser desorption ionisation time
of ight) peut être appliquée à la microbiologie permettant l’identication
des microorganismes grâce à l’analyse de leurs protéines ribosomiques et
membranaires. Plusieurs systèmes sont proposés sur le marché ; de plus
en plus de laboratoires s’équipent de cette technologie. L’acquisition d’un
tel matériel doit considérer plusieurs paramètres : son intégration dans le
ux de travail, à l’informatique du laboratoire ainsi que dans le processus
d’accréditation. La spectrométrie de masse est peu coûteuse en consom-
mable mais son coût à l’investissement et les contrats de maintenance,
incluant ou non le changement de pièces, sont élevés comparativement
aux autres automates de laboratoire.
Cette technique simple d’utilisation, rapide, able, permet l’identication
d’un nombre croissant de taxons incluant la plupart des microorganismes
rencontrés en pratique courante. Le développement des bases de données
doit être maîtrisé et rigoureux. Les protocoles d’identication de certains
microorganismes comme les mycobactéries et les champignons lamen-
teux doivent être précisés et standardisés. Les perspectives de dévelop-
pement sont importantes : identication des microorganismes directement
dans les prélèvements, mise en évidence des facteurs de virulence ou de
résistance aux antibiotiques, et enn dans l’étude épidémiologique par
comparaison des spectres.
Spectrométrie de masse – MALDI-TOF – identification – microbiologie.
Alain Graveta,*, Gaëlle Camdessoucens-Miehéa
Application de la spectrométrie de masse
à la microbiologie
1. Introduction
L’identication des microorganismes est une étape essen-
tielle du diagnostic en microbiologie. Le diagnostic phéno-
typique utilise un ensemble de méthodes conventionnelles
à l’exclusion des outils de biologie moléculaire [1]. La mor-
phologie des colonies et leur aspect (coloration, consistance
et adhérence), l’odeur d’une culture, le caractère hémoly-
tique sur gélose au sang, l’aspect des microorganismes
après coloration (formes, organisation), les caractéristiques
de croissance (vitesse, température optimale, exigences
des cultures), le type respiratoire, permettent l’orienta-
tion vers une famille voire un genre bactérien particulier,
ou une espèce [2]. Les caractères de la souche étudiée
sont comparés à ceux des taxons bactériens déjà décrits
(souches types) selon un algorithme. Un caractère peut
être positif car présent chez plus de 90 %, négatif si absent
chez plus de 90 % des souches. Le caractère est variable
s’il est compris entre 11 et 89 %. Dans un premier temps,
des éléments d’orientation sont nécessaires au diagnostic
de certitude conduisant à l’identication de genre et d’es-
pèce. La taxonomie a longtemps été basée sur les seuls
caractères phénotypiques [1].
Les différentes techniques de biologie moléculaire ont bou-
leversé l’identication des microorganismes et ont permis
de mettre en évidence les insufsances et les limites de
l’identication phénotypique. Elles sont essentiellement
basées sur les séquençages du gène 16 S rRNA pour les

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bactéries, la séquence obtenue étant comparée à différentes
bases de données [2]. On admet qu’une similarité de 99 %
est identiant au niveau de l’espèce. Une similarité de 97 %
identiant au niveau du genre et qu’en dessous de 97 %,
il y a une possibilité de nouvelle espèce bactérienne non
décrite dans les bases de données. Cette technique n’est
malheureusement pas universelle [1], par exemple, pour
le genre Mycobacterium, il est nécessaire de séquencer
d’autres gènes (gène rpo).
Récemment est apparue une nouvelle technique d’iden-
tication : la spectrométrie de masse. La technologie est
basée sur l’analyse des protéines ribosomiques et mem-
branaires composant une cellule bactérienne.
2. Principe et historique
La spectrométrie de masse est une technique de choix pour
l’étude des composés organiques et des biomolécules [3].
Décrit de façon succincte, le spectromètre est composé
de trois éléments principaux : une source d’ions dans
laquelle se produit le passage à l’état gazeux, l’ionisation
et la décomposition des ions, un analyseur où seront triés
les ions en fonction de leur rapport masse/charge (noté
m/z) et un détecteur dont le rôle est de compter les ions
(figure 1). L’ensemble est complété par des pompes per-
mettant d’obtenir un vide poussé. Les premières applica-
tions à la caractérisation des microorganismes remontent
au milieu des années 1970. La technique de spectrométrie
de masse pyrolytique a été mise en œuvre par Anhalt et
Fenselau en 1975. Elle utilisait l’ionisation par bombarde-
ment d’atomes rapides (fast atom bombardment (FAB))
ou encore le couplage de la chromatographie en phase
gazeuse et de la spectrométrie de masse (GC-MS). La dif-
culté était de pouvoir libérer les protéines ribosomiques
et membranaires sans les détruire afin de pouvoir les
analyser et obtenir un spectre. Ainsi, a été mise au point,
au milieu des années 1980, la source d’ionisation MALDI
(Matrix assisted laser desorption ionization) permettant
une désorption-ionisation douce des macromolécules
biologiques (peptides, protéines) pour une analyse sur
cellules entières à l’aide d’une matrice. Le principe du
MALDI implique la co-cristallisation de l’échantillon à ana-
lyser avec une matrice. L’ensemble échantillon-matrice est
irradié par les photons d’un laser dont la longueur d’onde
est située dans la bande d’absorption de la matrice. Cette
irradiation provoque l’ionisation en phase gazeuse des
molécules de l’échantillon et de la matrice. Les ions for-
més sont ensuite accélérés puis envoyés dans un tube
de vol sous vide où ils sont séparés en fonction de leur
vitesse. Cette vitesse dépend elle-même du rapport m/z
des ions. Les ions caractérisés par un m/z élevé volant
plus lentement que ceux ayant un m/z plus faible. L’en-
registrement séquentiel du nombre d’ions arrivant sur
le détecteur permet l’obtention d’un spectre de masse
caractérisant l’échantillon (figure2). Le spectre obtenu est
ensuite comparé à des spectres contenus dans des bases
de données selon un algorithme propre au logiciel utilisé.
L’acquisition dure de 10 à 20secondes, la comparaison
moins de 15à 30secondes [3, 4].
3. Spectromètres et matrices
3.1. Spectromètre
3.1.1. MicroFlex® de Bruker
Le MicroFlex LT® (Bruker Daltonics, Bremen, Germany) est
un spectromètre de paillasse équipé d’un laser à azote (337
nm) qui tire à une fréquence de 60 Hz. La longueur du trajet
dans le tube à vide est de 1,05m. La source d’ionisation
est équipée d’une extraction retardée (délai de 400ns) et
les spectres sont enregistrés en mode positif dans une
gamme de mesures allant de 2 à 20 kDa. L’analyseur
TOF fonctionne en mode linéaire où un vide poussé est
maintenu (10-10 bar). Chaque spectre est obtenu à partir
de 240 tirs laser. Le spectre est ensuite transféré vers le
logiciel BioTyper® Automation Control (Bruker Daltonics) et
comparé à la base de données de spectres Maldi Biotyper
DB selon un algorithme bien déni [4].
3.1.2. L’Axima® de Shimadzu
L’Axima® de Shimadzu est aussi équipé d’un laser à azote
(337 nm) mais utilisé avec une fréquence de 50 Hz. La
longueur du trajet dans le tube à vide est de 1,2m. La
source MALDI est équipée d’une extraction retardée et
les spectres sont enregistrés en mode positif dans une
gamme de mesures allant de 3 à 20 kDa. L’analyseur TOF
fonctionne en mode linéaire où règne un vide poussé.
Chaque spectre est obtenu à partir de 100 tirs [3].
Les paramètres du spectromètre de masse sont gérés par
le logiciel Launchpad® 2.8 (Shimadzu Biotech) qui per-
met aussi de visualiser et d’analyser les spectres. Après
analyse, le spectre est dirigé vers le logiciel Saramis® qui
le compare à la base de données Anagnostec, selon un
algorithme également bien déni. La société bioMérieux a
racheté le logiciel Saramis® ainsi que la base de données en
Figure 1 – Représentation schématique d’un spectromère
de masse Axima® : chambre d’ionisation (source),
accélérateur, tube à vide, détecteur, ensemble
des pompes et vannes assurant le vide.

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10 kDa. La manipulation de cette matrice est plus délicate.
Enn, l’acide sinapinique est une matrice d’utilisation plus
récente ; elle permet l’analyse de protéines de masse molé-
culaire plus élevée que le CHCA et le DHB. Les matrices
contiennent des solvants, et notamment de l’acétonitrile
avril 2010. Dans la version commercialisée par bioMérieux
les paramètres du spectromètre de masse sont gérés par
le logiciel Vitek-MS®. Les spectres sont ensuite envoyés
au logiciel Vitek MS-Myla® analysant le spectre selon son
propre algorithme et avec sa propre base de taxons. La
solution Saramis® devrait être mise à jour prochainement
et sera proposée comme une solution type « recherche ».
3.2. Matrices
Différentes matrices sont commercialisées, elles permettent
un éclatement des microorganismes et la libération des pro-
téines qui migrent réalisant une véritable chromatographie.
En fonction de la matrice on obtiendra un spectre plus ou
moins riche, favorisant l’individualisation de protéines de
plages de masses moléculaires particulières.
L’acide alpha 4-cyano-4-hydroxycinnamique (CHCA),
qui est responsable de la formation de petits cristaux
sphériques à distribution plus homogène, ne convient
pas à certains taxons ; il nécessite moins de tirs laser et
permet l’obtention de 80 à 150 pics par spectre. L’acide
2,5-dihydroxybenzoïque (DHB) permet la formation de
longs cristaux de la périphérie vers le centre du dépôt ; il
convient à la majorité des taxons et nécessite plus de tirs
laser avec l’obtention de 100 à 200 pics par spectre et
de nombreux signaux dont le rapport m/z est supérieur à
Figure 2 – Spectre de la souche d’Escherichia coli
CGU 10979 sur Axima®.
Tableau I – Caractéristiques de la préparation et du dépôt des échantillons
selon les différents systèmes utilisés : interprétation des résultats.
Microflex-Biotyper®Axima-Saramis®Vitek MS-Myla®
Type plaque Cible de 384 puits
Cible réutilisable
4 cibles de 48 puits.
Cible réutilisable
4 cibles de 48 puits à usage unique
+ 3 contrôles par cible
Calibration/
Contrôle interne
Souche Escherichia coli DH5a Escherichia coli CGU 10979 Escherichia coli ATCC 8739
Quand ? Calibration hebdomadaire [4] Réajustement calibration + contrôle
en début de plaque, contrôle en n
de plaque
Réajustement calibration + contrôle
en début, contrôle en n de groupe
de 16 analyses
Dépôt de
l’échantillon
Direct Smear : dépôt direct faible
quantité, ajout de 1 μL matrice
Dépôt faible quantité de bactéries
puis ajout 1 μL de matrice,
mélange par petits mouvements
circulaires
Etalement n d’une faible quantité
de bactéries, ajout 1 μL matrice,
séchage
Extraction
Levures, autres microorganismes Levures, favorise meilleurs dépôts
pour Gram+ (streptocoques,
certains staphylocoques,
corynébactéries)
Levures exclusivement
Mise en suspension dans eau
distillée, ajout alcool absolu
(70 % nal), centrifugation, remise
en suspension dans acide formique
70 % et acétonitrile, contact
15 min, centrifugation,
dépôt 1 μL, ajout 1 μL de matrice
Extraction dans 20 μL d’acide
formique 25 % (v/v), contact
quelques seconde, dépôt 1 μL,
séchage, ajout d’1 μL de matrice
Dépôt direct d’une faible quantité
de levure, ajout 0,5 μL d’acide
formique 25 % (v/v), séchage, ajout
1 μL de matrice
Interprétation
Log score de 0 à 3 Pourcentage de similarité Degré de conance en %
Log score ≥ 2 :
identication à l’espèce
1,7 ≤ Log score < 2 :
identication au genre
Log score < 1,7 :
absence d’identication
Superspectres 70 à 99 % :
identication
5 à 10 spectres de la même
espèce et % > 40 :
identication
Sinon : absence d’identication
Correspondance parfaite :
degré de conance 99,9 %
Correspondance bonne :
choix unique entre 60 et 99 %
Faible discrimination :
2 choix possibles avec degré >
60% (nécessite autres tests)
Non identifié :
si < 60 %

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Salmonella paratyphi A étaient correctement identiées ;
mais nous avons relevé quelques cas d’identication à
tort. Pour le genre Vibrio, 56 espèces étaient incluses dans
la base Bruker et 8 dans la base Anagnostec, l’espèce
cholerae étant absente de la première, présente dans la
seconde. La base Bruker contenait 97 espèces différentes
de Bacillus, n’incluant pas Bacillus anthracis. La base
Anagnostec ne contenait que 30 espèces différentes de
Bacillus dont Bacillus anthracis. En pratique courante, il
est rarement nécessaire d’identier à l’espèce ces bacté-
ries hormis les espèces du groupe cereus. Pour le genre
Lactobacillus, nous avions 95 espèces pour Bruker et 4 pour
Anagnostec, pour le genre Bifidobacterium une trentaine
d’espèces pour chacune des bases. La base Anagnostec
contenait 20 espèces d’Amcolatops. Les bases de données
contenaient des genres ou des espèces non ou excep-
tionnellement rencontrés en pratique médicale courante.
Certaines espèces présentes appartiennent au domaine
vétérinaire, à celui de la microbiologie environnementale,
ou encore au monde industriel…Pour les levures, les bases
contenaient autant d’espèces avec quelques différences sur
les espèces incluses. Il est à noter que certaines espèces
guraient sous le nom de leur forme sexuée et étaient très
bien identiées (Candida kefyr, Candida krusei, Candida
guillermondii) nous obligeant à une petite gymnastique lors
de l’identication. Dans la base Bruker, Candida kefyr et
Candida krusei guraient sous leurs deux formes, Candida
guillermondii pour la base Anagnostec.
Ces bases de données permettent l’identication d’un
nombre important de taxons rencontrés en pratique médi-
cale courante de façon able [7, 8]. Leurs performances
sont supérieures à celles des systèmes d’identication
phénotypique.
4. Identifications au quotidien,
expérience du laboratoire
de microbiologie du centre
hospitalier de Mulhouse
Le laboratoire de microbiologie effectue les analyses
en excès ; leur manipulation impose le port de gants.
3.3. Préparation et dépôt
des échantillons, acquisition
La préparation et le dépôt des échantillons diffèrent en
fonction du fabricant ; ils sont présentés dans le tableau I.
Bruker offre deux possibilités, le dépôt direct ou après
extraction. Cette préparation est assez longue et nécessite
l’utilisation d’acétonitrile. Anagnostec propose également le
dépôt direct ou l’extraction rapide dans de l’acide formique.
Les bactéries Gram négatif ainsi que certaines bactéries
Gram positif le plus souvent ne nécessitent pas d’extraction.
Celle-ci est systématique pour les levures et la majorité
des streptocoques. Cette extraction permet l’extraction
protéique et facilite les dépôts réguliers pour les colo-
nies muqueuses ou de consistance élastique. bioMérieux
ne préconise pas d’extraction pour les bactéries (hors
mycobactéries) et une extraction à l’acide formique direc-
tement sur la plaque lors du dépôt pour les levures.
3.4. Interprétation des résultats,
bases de données
L’interprétation des spectres ainsi que les caractéristiques
des bases de données sont présentées dans le tableau II.
Pour les systèmes non fermés, il est possible de créer ses
propres spectres. Cette possibilité n’existe plus quand la
base est marquée CE-IVD. L’ajout de spectres ne peut se
faire que par des mises à jour du fournisseur. Il est possible
de construire sa propre base. L’équipe de X. Nassif de
l’Hôpital Necker-Enfants-Malades a développé sa propre
base (Adromas) qui est utilisée en routine [5].
Les bases Bruker et la base Anagnostec contiennent un
nombre très important de spectres et peuvent a priori
identier un nombre important d’espèces différentes. Lors
de notre choix de spectromètre début 2009, la base Bruker
contenait environ 1 600 espèces ou sous-espèces, biovars
différents ; la base Anagnostec en contenait 1 051 [3, 6].
Le contenu des bases était différent ; par exemple, la
base Anagnostec contenait 141 espèces, sous-espèces
et sérovars de Salmonella alors que la base Bruker n’en
contenait que 24. Dans notre expérience, nous n’avons
pas pu vérier une identication précise au niveau du
sérovar pour les salmonelles mineures. Salmonella typhi et
Tableau II – Caractéristiques des logiciels et des bases commercialisés.
Bruker Shimadzu-Anagnostec bioMérieux
Logiciel Biotyper® V3.02 Saramis®Vitek MS-Myla®
Contenu
Spectres
Mars 2011 : 3 995 spectres permettant
l’identication de 2 000 espèces
Superspectres : spectres moyens
obtenus à partir de 15 souches
différentes
Spectres
octobre 2009 : 35 000 spectres, 2 800
spectres (500 genres, 2 000 espèces)
Environ 600 taxons référencés
Ajout de
spectres
Non dans la version CE-IVD
Sinon possible
Oui superspectres et spectres Non
Commentaires
Différentes bases commercialisées Dernière mise à jour date de février 2010,
rachat par bioMérieux en avril 2010
Nouvelle version prévue en 2012
(utilisation en complément de la
version Vitek MS-Myla®)
Les limites du test sont précisées :
Ex : Shigella sp. identié E. coli
Pour chaque résultat afché
les sous-espèces, espèces ou groupes
d’espèces, les espèces ou sous-
espèces revendiquées sont précisées
par le fabricant

SPECTROMÉTRIE DE MASSE
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absentes ont été isolées au moins dix fois, il s’agissait
de Streptococcus lutetiensis, Peptoniphilus harei et
Capnocytophaga canimorsus.
4.1.1. Détail des identications bactériennes
Dans notre expérience, les entérobactéries sont très majo-
ritairement identiées en super-spectres. Pour certaines
espèces, il est parfois nécessaire de faire secondairement
une comparaison en spectres, car elles sont identiées
en super-spectres à plusieurs espèces comme Proteus
vulgaris/penneri ou Providencia stuartti/rettgeri différen-
ciées à l’espèce en spectres secondairement (concordance
supérieure à 40 % de 15 ou 20 spectres pour une seule
espèce). Parfois, l’identication n’est pas concluante :
pourcentage de similarité de 30 à 40 % à plusieurs
espèces différentes d’entérobactéries ; il s’agit alors
le plus souvent d’espèces d’entérobactéries non pré-
sentes dans la base de données. L’identication peut
alors être réalisée par une galerie Api 20E, par exemple
pour l’identication d’une souche de Serratia fonticola
ou une souche d’Enterobacter amnigenus. Parfois, il
est nécessaire d’avoir recours à la biologie molécu-
laire, par exemple pour l’identication d’une souche de
Cronobacter turicensis donnant des pourcentages faibles
de similarité avec Enterobacter sakazakii et Enterobacter
cloacae ainsi qu’en galerie Api 20E. Une autre souche,
récemment isolée dans notre laboratoire proche des
genres Enterobacter et Pantoea est en cours d’analyse,
le séquençage de l’ARN16 S n’ayant pas permis une
identication plus précise.
Les techniques d’identication conventionnelles et le
séquençage de l’ARN 16 S ne permettent pas toujours
d’aboutir à une identication plus précise que la spec-
trométrie de masse. Par exemple, le séquençage d’une
souche isolée de plusieurs hémocultures identifiée
Acinetobacter sp. par spectrométrie de masse n’avait
pas permis de préciser l’espèce ; des souches de bacilles
Gram négatif non identiées par spectrométrie ont été
identiées proches de la famille des Planococcacae ou
proches du genre Paenibacillus sp.
La spectrométrie de masse en routine permet une iden-
tication rapide des microorganismes fastidieux comme
Capnocytophaga canimorsus, Capnocytophaga sputigena,
Bordetella holmensii, Brucella sp., Francisella tularensis…
L’identication des bactéries anaérobies est également
facilitée. Clostridium difficile est identié sans équivoques ;
la base contient un grand nombre de taxons anaérobies
ayant permis l’identication, dans les hémocultures, de
68Bacteroides sp. (8 espèces différentes), 32 Clostri-
dium sp. (7 espèces), 12 Prevotella sp. (5 espèces) et
8 Fusobacterium sp. (3 espèces). L’identifica-
tion des staphylocoques est particulièrement
concluante et la spectrométrie beaucoup plus per-
formante que les techniques conventionnelles [6].
Notre base a pu être enrichie de spectres « maison »
(S. pettenkoferi, S. condimenti). La présence dans la
base de super-spectres permet également l’identication
de mélanges de Staphylococcus sp. L’identication des
streptocoques est plus délicate. Sur les 2 années,
848 Streptococcus spp. ont été isolés de flacons
d’hémocultures. L’identification des streptocoques
microbiologiques pour l’hôpital de Mulhouse ainsi que
des hôpitaux proches (Altkirch, Thann, Cernay, Pfastatt).
La spectrométrie de masse est utilisée en routine depuis
l’été 2009. La méthode de dépôts, acquise par 4 per-
sonnes (3techniciennes et 1 biologiste), a été transmise
à l’ensemble des techniciens du laboratoire. Pendant
un mois, l’ensemble des microorganismes isolés a été
identié en parallèle par les méthodes classiques utili-
sées jusqu’alors au laboratoire [3, 6]. Les dépôts se font
directement à partir de la colonie sans extraction ou après
une extraction avec de l’acide formique pour les levures
et certaines bactéries à Gram positif. La validation est
faite selon les critères développés plus haut (tableauI).
En cas de microorganismes d’identications inhabituelles,
des tests complémentaires sont réalisés ainsi que des
galeries Api®, voire des techniques de biologie molé-
culaire. En cas d’identication au genre uniquement ou
non-identication, l’analyse est poursuivie en fonction
de l’intérêt clinique. Par exemple pour les hémocultures,
après discussion avec le clinicien, les souches de Strepto-
coccus spp., Corynebacterium spp., Bacillus spp. isolées
de façon unique d’hémocultures, ne sont pas identiées
plus précisément. Par ailleurs, nous n’identions pas
de façon systématique les microorganismes isolés d’un
prélèvement polymicrobien superciel.
4.1. Les bactéries
Nous avons étudié rétrospectivement l’ensemble des
microorganismes identiés dans notre laboratoire depuis
l’utilisation de la spectrométrie de masse, période com-
prise entre le 20 août 2009 et le 19 août 2011, soit 2ans.
Nous avons inclus toutes les identications validées
par le laboratoire à l’exclusion des mycobactéries, des
champignons lamenteux, des genres Ureaplasma et
Mycoplasma et des microorganismes isolés de prélè-
vements d’environnement. Les microorganismes isolés
ont été identiés majoritairement par spectrométrie de
masse à l’exclusion d’Escherichia coli identifiés sur
milieu chromogène (CPS, bioMérieux) dans les prélève-
ments urinaires, certaines souches de Staphylococcus
aureus isolées de pus superciels, identiées par test
rapide d’agglutination sur lame, une grande partie des
souches de Candida albicans isolées sur CANDI Select®
(BioRad), des Streptococcus pneumoniae isolés des
prélèvements pulmonaires ou rhinopharyngés identi-
és par le test à l’optochine. Pendant ces 2 années,
33 938identifications ont été réalisées : 33 616 iso-
lats ont été identiés à l’espèce voire la sous-espèce,
17isolats ont été identiés par séquençage de l’ARN 16 S.
Trois cent vingt-deux isolats (0,95 %) n’ont été identiés
que partiellement au genre, une identication plus précise
n’a pas été nécessaire. Les 33 616 souches identiées
à l’espèce se répartissaient sur 231 taxons différents, 7
n’étaient pas présents dans la base d’origine (3 %), ils
représentaient 20isolats (0,06 %). Parmi les 231taxons,
216 étaient présents dans la base Vitek MS-Myla®, soit
93,5 %. Les 15taxons absents de la base Vitek MS-
Myla® représentaient 64 isolats soit 0,19 %. Le plus
souvent il s’agissait d’isolats identiés une seule fois
comme Enterobacter cowanii, Streptococcus massilien-
sis mais également Francisella tularensis. Troisespèces