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La résistance des bactéries aux antibiotiques:
un problème pour le 21e siècle
Jean-Marie Frère, Professeur émérite, ULg
De temps à autre, la presse non scientifique fait écho au problème de la résistance bactérienne
aux antibiotiques (voir par exemple, Test-Achats, juillet 2010 ; Le Soir, 13 août 2010 ; Time
Magazine, 20 juin 2011 ; Téléstar, septembre 2010, Le Soir, 17 novembre 2015). Le monde
scientifique a sonné l’alarme depuis longtemps. En 2008, dans un no spécial du volume 321 de la revue
Science, on pouvait lire que Staphylococcus aureus était un pathogène humain très largement répandu,
infectant plus de 2 milliards de personnes (Richardson, p. 1672) et dont les souches résistantes à la
méthicilline (SARM en Français et MRSA en Anglais) tuaient, aux USA, plus de gens que le SIDA
(Payne, p 1644). Il est inquiétant de voir que les organismes de financement de la recherche
scientifique négligent quelque peu la bactériologie au profit d’autres domaines et que l’industrie
pharmaceutique a très peu investi dans la recherche de nouveaux agents antibactériens au cours des 20
dernières années.
Il existe différentes familles d’antibiotiques qui peuvent agir sur la réplication de
l’ADN (quinolones et fluoroquinolones), la synthèse de l’ARN (rifamycines) ou des protéines
(aminosides, dont la streptomycine, macrolides, tétracyclines), la synthèse du peptidoglycane
(glycopeptides comme la vancomycine et bêta-lactames comme les pénicillines et les céphalosporines,
voir plus loin), l’intégrité de la membrane cytoplasmique (certains peptides cycliques) ou le
métabolisme de l’acide folique (sulfamidés et triméthoprime). La cible de l’antibiotique est le plus
souvent un enzyme, parfois la membrane elle-même et, plus rarement, le substrat d’une réaction
enzymatique essentielle. Pour atteindre cette cible, l’antibiotique doit presque toujours s’introduire
dans la cellule, les principales exceptions étant les glycopeptides et les bêta-lactames (voir plus loin)
dont les cibles sont situées à l’extérieur de la membrane cytoplasmique. Cependant, dans le cas des
bactéries à Gram négatif, il existe une seconde barrière de perméabilité, la membrane externe, que les
glycopeptides ne peuvent traverser et qui peut diminuer significativement l’accès des bêta-lactames à
leur cible.
Les principaux mécanismes de résistance sont les suivants :




une modification de la cible; notons que ce mécanisme implique, de la part de la bactérie, un
travail de chimie fine puisque la cible doit conserver son activité biochimique ;
une diminution de la perméabilité qui ralentit la pénétration de l’antibiotique ;
l’expulsion de l’antibiotique à l’extérieur de la cellule, contre le gradient de concentration,
phénomène appelé efflux actif parce qu’il implique une utilisation d’énergie, fournie par le
métabolisme bactérien;
la destruction de l’antibiotique par des enzymes spécifiques.
Plusieurs de ces mécanismes peuvent agir simultanément: par exemple, un
ralentissement de la pénétration ou un efflux actif facilitent l’action des enzymes de destruction.
Pour illustrer ces divers mécanismes, nous développerons le cas des composés qui
interfèrent avec la synthèse du peptidoglycane.
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La synthèse du peptidoglycane bactérien : une cible de choix pour les antibiotiques.
Les bactéries vivent le plus souvent dans un milieu dont la pression osmotique est
inférieure à celle de leur cytoplasme. Comme toutes les membranes biologiques, leur membrane
cytoplasmique est assez perméable à l’eau. En absence d’une protection mécanique adéquate, l’eau
pénétrerait dans la bactérie pour en diluer le contenu et la bactérie exploserait. La protection
mécanique est fournie par la paroi bactérienne qui contient un polymère, le peptidoglycane qui peut
résister à des pressions élevées. Ce polymère forme un treillis qui entoure complètement la cellule. Il
est composé de chaînes linéaires de sucres (la partie « glycane ») pontées par de courts peptides. Pour
le fabriquer, la bactérie exporte des sous-unités, qu’on peut comparer à des « briques » qui sont
assemblées dans l’espace extracellulaire. Pour allonger les chaînes de glycanes, la bactérie utilise
l’énergie de la liaison entre la « brique » et le transporteur qui lui a fait traverser la membrane
cytoplasmisque. Les ponts peptidiques sont ensuite fermés par une réaction de transpeptidation qui
implique 2 peptides liés chacun à une chaîne de glycane différente (figure 1).
H2N
DAla - DAla
H2N
+ H2N
DAla - HN
+
DAla - (DAla)
DAla - (DAla)
DAla
35
Figure 1 : réaction de transpeptidation. Les chaînes de glycanes sont représentées par les traits gras. Le groupement –
NH2 est porté par le résidu d’acide aminé qui précède la première D-Ala. Cette réaction est catalysée par des enzymes
appelés DD-peptidases ou DD-transpeptidases.
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C’est cette réaction qui est bloquée par la vancomycine et les bêta-lactames : lorsque le pont
peptidique n’est pas fermé, le peptidoglycane de la bactérie en croissance perd sa résistance mécanique
et la bactérie explose (figure 2).
Figure 2 : explosion d’une bactérie en croissance suite à l’action d’un bêta-lactame.
Le fait qu’ils inhibent la réaction de transpeptidation explique la grande spécificité des
glycopeptides et des bêta-lactames. Ces molécules s’attaquent à une réaction qu’on ne rencontre que
dans le monde bactérien, contrairement à la plupart des autres antibiotiques qui profitent de légères
différences entre les métabolismes des bactéries et des eucaryotes et qui sont donc susceptibles de
donner lieu à des effets secondaires non désirés. En effet, on ne rencontre aucun peptide du type R-DAla-D-Ala et aucun enzyme qui reconnaisse ces peptides chez les eucaryotes. On peut donc
administrer sans danger des doses importantes de bêta-lactames aux malades. Il existe bien des cas
d’allergie à ces antibiotiques, mais ils sont assez rares et ne seront pas discutés ici.
Pour bien comprendre les mécanismes de résistance, il faut rappeler qu’il existe 2
grands types de bactéries qui diffèrent par la structure de leurs parois. Celle des bactéries à Gram
positif est essentiellement composée d’une épaisse couche multilamellaire de peptidoglycane qui
n’empêche pas la diffusion de molécules dont la masse est inférieur à 30000 Daltons. La paroi des
bactéries à Gram négatif est plus complexe : une fine couche de peptidoglycane, probablement
unilamellaire, est entourée d’une seconde membrane, la membrane externe dont la composition est très
différente de celle de la membrane cytoplasmique et qui serait imperméable à toutes les molécules
hydrophiles si elle ne contenait les porines. Ces protéines en forme de tonneaux permettent la diffusion
de molécules hydrophiles de masse inférieure à 700 Daltons, ce qui est le cas des bêta-lactames, mais
pas de la vancomycine. Ce dernier antibiotique ne peut donc être utilisé que pour lutter contre les
infections causées par des bactéries à Gram positif.
Parmi les bactéries à Gram positif, les mycobactéries (responsables par exemple de la
tuberculose et de la lèpre) possèdent aussi une membrane externe chimiquement très différente de
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celle des bactéries à Gram négatif : elle contient des arabinogalactanes estérifiés par des acides
mycoliques, des phospholipides et des protéines semblables aux porines permettent les échanges avec
l’extérieur.
La vancomycine et les glycopeptides : mécanisme d’action et résistance.
La vancomycine est un glycopeptide (figure 3) qui présente une masse moléculaire de 1449.3
Daltons. Dans la même famille, on trouve aussi les teicoplanines, dont les masses moléculaires varient
de 1564 à 1908 Daltons. Les glycopeptides agissent en se liant à l’extrémité D-Ala-D-Ala du peptide
précurseur du peptidoglycane, rendant ainsi la réaction de transpeptidation impossible. Pour des
raisons stériques, les glycopeptides interfèrent aussi avec la réaction d’allongement des chaînes de
glycanes. Dans les complexes formés entre les glycopeptides et des peptides R-D-Ala-D-Ala, on
observe une liaison hydrogène importante entre le NH de la liaison D-Ala-D-Ala et un oxygène du
glycopeptide (figure 3).
Figure 3 – Liaison de la vancomycine à un peptide R-DAla-DAla. Les liaisons hydrogène sont indiquées en pointillé sauf la
plus importante, entre le dernier NH du peptide et un oxygène de la vancomycine qui est représentée par un trait plus épais
(Reproduit de Bugg et al., Biochemistry 30,10408-10415, 1991).
Les entérocoques (bactéries à Gram positif) sont habituellement sensibles aux glycopeptides.
Mais on a observé l’apparition de souches résistantes dont beaucoup sont également résistantes aux
bêta-lactames, ce qui préoccupe particulièrement le milieu médical. Dans ces souches résistantes aux
glycopeptides, le dernier résidu de D-Ala du peptide précurseur est remplacé par un D-lactate, si bien
que la liaison amide -CO-NH- est remplacée par une liaison ester –CO-O-. Contrairement au
groupement NH, l’oxygène ne peut former la liaison hydrogène importante évoquée plus haut et
l’affinité pour le glycopeptide diminue d’un facteur 1000. Comme l’ester peut être utilisé par la
plupart des DD-transpeptidases, le pont peut se former entre les chaînes de glycane. Cependant, les
entérocoques ne contiennent habituellement pas de D-lactate. Ils ont donc besoin d’un nouvel
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enzyme, une D-lactate déshydrogénase, capable de réduire le pyruvate en D-lactate. Notons que
beaucoup de cellules, bactériennes ou eucaryotes, possèdent une L-lactate déshydrogénase qui réduit
le pyruvate en L-lactate. Mais le L-lactate n’est pas incorporé au précurseur du peptidoglycane et on
voit de nouveau l’importance de la configuration D du dernier résidu de ce précurseur. La D-lactate
déshydrogénase est codée par le gène vanH. Un autre nouvel enzyme est nécessaire pour catalyser la
formation de D-Ala-D-Lac car la ligase, l’enzyme qui synthétise le dipeptide D-Ala-D-Ala du
précurseur est incapable d’utiliser le D-lactate pour former le D-Ala-D-Lac. Ce second nouvel enzyme
est codé par le gène vanA. Deux autres enzymes, codés par les gènes vanX et vanY éliminent les
précurseurs normaux contenant la séquence D-Ala-D-Ala.
D’où viennent les gènes vanA et vanH ? On a montré que certains lactobacilles produisaient
naturellement un précurseur du peptidoglycane se terminant par la séquence D-Ala-D-Lac. Il semble
donc que les entérocoques résistants se soient livrés à du « shopping » et aient importé les gènes de
résistance à partir d’espèces naturellement résistantes aux glycopeptides.
Les glycopeptides représentent le plus souvent les antibiotiques de dernier recours contre le
SARM (Staphylococcus aureus résistant à la méthicilline, la méthicilline étant une pénicilline, voir
plus loin). Il était donc à craindre que le SARM ne réalise le même shopping que les entérocoques et
ne devienne résistant aux glycopeptides. C’est bien ce qui s’est passé : on a isolé des souches
résistantes aux deux types d’antibiotiques administrés séparément. Heureusement, ces souches ne sont
pas résistantes à l’administration conjointe des 2 antibiotiques : il semble que, contrairement à la
plupart des autres DD-transpeptidases, la DD-transpeptidase insensible à la méthicilline (le PBP2a,
voir plus bas) et caractéristique du SARM soit incapable d’utiliser le précurseur terminé par D-Ala-DLac dans la réaction de transpeptidation.
La résistance aux glycopeptides représente donc un exemple de résistance par modification de
la cible.
Les bêta-lactames : mode d’action.
Les bêta-lactames forment une grande famille d’antibiotiques, caractérisée par la présence du
cycle à 4 pièces du noyau bêta-lactame et possédant le même mode d’action (figure 4).
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Figure 4 : Structures de quelques bêta-lactames. (a) : pénicillines ; (b) céphalosporines dont la céfotaxime et la ceftazidime (d et f) ;
(g) : monobactames ; (i) : carbapénèmes. Le moxalactame et la céfoxitine (h et j) sont apparentés aux céphalosporines. L’acide
clavulanique et le sulbactame (c et e) ne sont pas des antibiotiques mais des inactivateurs de bêta-lactamases.
Les diverses molécules montrées à la figure 4 ont été successivement introduites dans l’arsenal
antibactérien suite à l’apparition des phénomènes de résistance.
Les bêta-lactames inactivent les DD-transpeptidases nécessaires à la synthèse du
peptidoglycane en réagissant avec le groupement –OH d’un résidu de sérine indispensable à l’activité
enzymatique dans une réaction d’acylation qui implique l’ouverture du noyau bêta-lactame (figure 5).
Figure 5 :
Inactivation d’une DD-peptidase par la pénicilline [C]. Le
groupement hydroxyle de la sérine active de l’enzyme [E-OH]
réalise une attaque nucléophile sur le C du CO du cycle bêtalactame qui conduit à la formation d’un adduit [EC*] d’une
grande stabilité (valeur de k3 très faible conférant à EC* une
longue demi-vie qui peut aller jusqu’à plusieurs jours). Comme
le groupement -OH intervient de manière indispensable dans
l’activité de transpeptidation (d’où le nom de sérine active),
l’enzyme est incapable de remplir son rôle, les chaînes de
glycane ne sont pas pontées et la bactérie explose (fig.2).
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La sensibilité d’une DD-transpeptidase à un bêta-lactame donné est caractérisée par la vitesse
de formation de EC* : plus cette formation est rapide, plus la concentration d’antibiotique nécessaire
pour tuer la bactérie sera faible. Cette vitesse dépend de k2, une constante d’ordre 1 et de la constante
de dissociation de EC (K = k-1/k+1). Comme la valeur de K est le plus souvent très élevée et largement
supérieure aux concentrations utiles de bêta-lactames, le paramètre significatif est le rapport k2/K, une
constante d’ordre 2. Dans le cas des souches sensibles, les DD-transpeptidases sont immobilisées sous
forme EC* en quelques secondes ou quelques minutes et l’activité résiduelle est insuffisante pour
assurer un pontage adéquat pour conférer au peptidoglycane sa résistance mécanique.
Le problème se complique un peu du fait que chaque bactérie produit plusieurs transpeptidases
de sensibilités différentes. Les transpeptidases sont aussi appelées PBP (pour Penicillin Binding
Proteins). Ainsi, chez E. coli, les PBP1a et 1b sont responsables de l’élongation longitudinale du
peptidoglycane, le PBP2 du maintien de la forme en bâtonnet et le PBP3 de la formation du septum.
L’inactivation individuelle de chaque PBP, suite à une mutation ou par un bêta-lactame spécifique,
peut conduire à des effets morphologiques différents. Par exemple, en inactivant le PBP2, on obtient
des cellules sphériques et en inactivant le PBP3, de longs filaments non septés. Les PBP1a et 1b sont,
de leur côté, interchangeables et, pour tuer la bactérie, il faut les inactiver tous les deux. Comme les
sensibilités sont différentes pour chaque couple PBP-antibiotique, les concentrations minimales
inhibitrices (CMI) reflèteront souvent la sensibilité du (ou des ) PBP essentiel(s) le(s) plus sensible(s).
Le fait de cibler la réaction de transpeptidation présente deux énormes avantages. Comme
expliqué plus haut, aucune réaction similaire n’existe chez les eucaryotes et les bêta-lactames sont
donc hautement spécifiques et ne provoquent que peu d’effets secondaires, à l’exception des quelques
cas d’allergie mentionnés plus haut. Ensuite, les DD-transpeptidases sont « assises » sur la membrane
cytoplasmique et leur site actif est dirigé vers l’extérieur. L’antibiotique ne doit donc pas traverser la
membrane cytoplasmique. Chez les bactéries à Gram positif, l’accès à la cible est donc direct. Chez les
bactéries à Gram négatif et les mycobactéries, l’antibiotique ne doit traverser que la membrane
externe. Nous en reparlerons plus loin.
Résistance due aux PBP montrant une sensibilité réduite.
Cette résistance est surtout rencontrée chez les bactéries à Gram positif et plusieurs
mécanismes distincts ont été identifiés.
Le Staphylococcus aureus a fait son « shopping » et a obtenu, d’un autre staphylocoque,
probablement S. sciuri (une espèce non pathogène naturellement résistante), un PBP particulièrement
résistant, appelé PBP2a qui n’est pas inactivé par la méthicilline aux concentrations qui peuvent être
pratiquement atteintes. Les souches qui ont acquis le gène codant pour ce PBP portent le nom de
Saphylococcus aureus Résistant à la Méthicilline ou SARM (en anglais MRSA). La valeur de la
constante k2/K du PBP2a est fortement diminuée par rapport à celle de son équivalent sensible.
Streptococcus pneumoniae ne semble pas capable d’exprimer un gène étranger codant pour un
PBP moins sensible et a utilisé une autre stratégie. Le PBP2x de souches résistantes réagit nettement
plus lentement que son homologue sensible et son séquençage montre que de larges parties de la
protéine ont été remplacées par des séquences nouvelles. Le gène qui code pour ce PBP2x « hybride »
est une mosaïque constituée de parties du gène original et de parties d’un gène codant pour un enzyme
résistant provenant de streptocoques apparentés. On a isolé chez les pneumocoques résistants toute une
panoplie de tels gènes mosaïques codant pour des enzymes de sensibilité variable, mais toujours
diminuée.
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Les entérocoques (Enterococcus faecium, Enterococcus hirae) ont utilisé une stratégie encore
différente. Même les souches classiques synthétisent un PBP très résistant, le PBP5 mais, lorsque
toutes les autres DD-transpeptidases sont inactivées, la quantité de PBP5 est insuffisante pour réaliser
le pontage nécessaire. Il faut noter que ce PBP5 présente certaines similitudes avec le PBP2a de S.
aureus. Un premier niveau de résistance est atteint chez des souches où le PBP5 est surproduit suite à
une dérégulation de sa synthèse. Des mutations ponctuelles touchant ce même PBP5 peuvent ensuite
résulter en une diminution supplémentaire de sa sensibilité.
Pour lutter contre cette résistance due à une modification de la cible ou à la surproduction
d’une cible peu sensible, de nouvelles céphalosporines ont été synthétisées. Par exemple, la
ceftaroline inactive assez efficacement le PBP2a de S. aureus, les PBP2x résistants de S. pneumoniae
et le PBP5 original des entérocoques. Elle reste cependant trop peu active sur ce même PBP quand il a
subi les mutations supplémentaires évoquées plus haut.
Destruction de l’antibiotique : les bêta-lactamases.
La structure de la pénicilline (R = C6H5-CH2-CO, figure 4a) ne fut publiée officiellement
qu’en 1949 par la cristallographe Dorothy Crowfoot. Elle avait été établie quelques années auparavant
(1945) dans un effort de guerre anglo-américain. Au début (1939-1942), les productions par
Penicillium étaient si faibles que les premiers essais sur patients, en 1941-42, furent réalisés avec des
préparations encore impures et dont on ignorait la structure du principe actif, une pratique impensable
à l’heure actuelle. De plus, les rendements de purification à partir des cultures de l’organisme
producteur étaient si mauvais qu’il arrivait que l’on trouve plus facile de repurifier la molécule à partir
de l’urine des patients traités (en effet, une partie importante de la dose administrée était rapidement
éliminée par les reins sans que l’activité biologique ne soit perdue). Mais l’effort de guerre évoqué
plus haut donna rapidement des résultats impressionnants : grâce à la sélection de souches
surproductrices et à la mise au point de milieux de culture optimalisés, on obtint des quantités
suffisantes pour pouvoir, dès 1944, commencer à utiliser la pénicilline pour soigner les infections à
staphylocoques chez les soldats blessés sur les champs de bataille.
Il est donc ironique de constater qu’en 1940, soit 5 ans avant que la structure de la pénicilline
ne soit élucidée, Abraham and Chain avaient détecté, dans des extraits bruts d’E. coli, la présence d’un
enzyme capable d’annihiler lentement les propriétés antibactériennes de la molécule. En 1948,
l’utilisation de la pénicilline G (ou benzylpénicilline) se généralise dans les hôpitaux londoniens pour
lutter contre les infections dues à S. aureus qui est particulièrement sensible à l’antibiotique. Dès le
départ, une petite fraction des souches s’est révélée résistante et cette fraction n’a cessé de croître dans
les années suivantes, jusqu’à représenter en 1953, une majorité des souches isolées. La résistance était
due à un enzyme qui reçut le nom de pénicillinase et qui hydrolyse la liaison amide du cycle bêtalactame. On a alors cherché des molécules qui échappaient à l’action de l’enzyme et découvert des
molécules comme la méthicilline (Figure 4a, R = C 6H3(OCH3)2 – CO) ou les céphalosporines dites de
première génération (céphalosporine C, céphalothine ou céphaloridine). Ces molécules ont permis une
lutte efficace contre S. aureus jusqu’à l’apparition du SARM (voir plus haut). Les bactéries à Gramnégatif étaient généralement peu sensibles à la pénicilline G mais sensibles à l’ampicilline (Figure 4a,
R = C6H5-CH(NH2)-CO), à l’amoxycilline (R = HO-C6H4-CH(NH2)-CO) et aux céphalosporines de
première génération. Au début des années 70, une autre menace est apparue. Une pénicillinase appelée
TEM (du nom d’une patiente grecque qui avait succombé à une infection par Klebsiella pneumoniae)
s’est rapidement répandue. Le gène codant pour cet enzyme était porté par un plasmide responsable de
la transmission horizontale de la résistance à d’autres souches et à d’autres espèces à Gram-négatif.
Cet enzyme hydrolysait efficacement les pénicillines et céphalosporines de première génération
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(l’enzyme reçut alors le nom plus général de bêta-lactamase) utilisées en clinique et l’industrie
pharmaceutique se lança dans la recherche de molécules capables d’échapper à son action en
modifiant les groupements R et R’ (Figure 4b). C’est ainsi que furent découvertes les céphalosporines
de seconde (céfuroxime) et de troisième générations (céfotaxime – figure 4d et ceftazidime – figure
4f). D’autres bêta-lactamases comme SHV furent aussi isolées qui présentaient les mêmes
caractéristiques que TEM et qui reconnaissaient mal les céphalosporines de seconde et troisième
générations. On crut alors le problème résolu mais les bactéries ne tardèrent pas à réagir (voir plus
loin).
Le mécanisme d’action des bêta-lactamases
Entre 1975 et 1980, de nombreux progrès avaient été accomplis dans la compréhension du
mécanisme d’action de ces bêta-lactamases. Le chemin réactionnel élucidé impliquait la formation
d’un intermédiaire acylenzyme suite à l’attaque nucléophile d’une sérine active sur le C du CO du
noyau bêta-lactame. Cette étape de la réaction était donc la même que celle qui conduisait à
l’inactivation des PBP (Figure 5). Mais contrairement à l’adduit EC* (aussi appelé acylenzyme) formé
avec ces derniers, l’adduit bêta-lactamase-pénicilline est hydrolysé très rapidement (jusqu’à 2000 s -1)
et les bêta-lactamases détruisent donc efficacement les pénicillines et céphalosporines. Les bêtalactamases et les PBP partagent donc le même chemin cinétique avec une différence quantitative
énorme au niveau de la constante k3 (figure 5).
Non seulement bêta-lactamases et PBP utilisent le même chemin cinétique mais leurs
structures présentent de remarquables similitudes : on retrouve un feuillet bêta et des hélices alpha
dans des régions presque superposables et les structures tertiaires amènent des groupements de
propriétés chimiques équivalentes dans des positions correspondantes (Figure 6) alors que les
structures primaires ne présentent souvent que des pourcentages d’identité relativement peu
significatifs et les similitudes n’apparaissent que si l’on positionne presque à priori quelques motifs
conservés contenant des résidus essentiels à l’activité, comme par exemple, la sérine active. On peut
donc supposer que bêta-lactamases et PBP ont évolué à partir d’un lointain ancêtre commun,
probablement une transpeptidase primitive. Cependant, tous les efforts réalisés en laboratoire pour
tenter de transformer un PBP en bêta-lactamase efficace sont restés infructueux. Peut-être n’avait-on
pas choisi la bonne protéine comme point de départ.
Figure 6 :Comparaison des structures d’une DD-peptidase (à droite) et d’une bêta-lactamase de classe C (à gauche). Les
flèches représentent des brins bêta, les sphères les acides aminés formant les sites actifs et de propriétés chimiques
semblables.
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Les 3 classes de bêta-lactamase à sérine active
Les bêta-lactamases de S. aureus, TEM et SHV forment un groupe relativement homogène
présentant des similitudes de séquence évidentes. Elles sont regroupées dans la classe A. On a aussi
isolé d’autres bêta-lactamases à sérine active dont les séquences sont très éloignées de celles des
enzymes de classe A1 (les tests statistiques ne montrent pas nécessairement de similitudes
significatives) mais dont les structures tertiaires sont clairement apparentées à celles des bêtalactamases de classe A et des PBP. De nouveau, des motifs conservés contenant des groupements
chimiques aux propriétés semblables sont retrouvés dans des positions équivalentes. Ainsi dans tous
les enzymes qui reconnaissent les bêta-lactamines (sauf les métallo-bêta-lactamases qui ne sont pas
des enzymes à sérine active et fonctionnent selon un mécanisme tout à fait différent), on retrouve la
séquence Ser-Xaa-Xaa-Lys où Ser est la sérine active et les deux Xaa des résidus variables. Ces autres
bêta-lactamases forment les classes C et D. Les enzymes de classe C ont une activité élevée vis-à-vis
des céphalosporines de première génération et nettement plus faible vis-à-vis de pénicillines comme
l’ampicilline et l’amoxycilline. Elles hydrolysent beaucoup moins bien d’autres pénicillines
(méthicilline, oxacilline et dérivés, figure 7) ainsi que les céphalosporines de deuxième et troisième
générations et les monobactames comme l’azthréoname (Figure 4g). Mais dans leur cas, les bactéries
ont opté pour une autre stratégie : la surproduction. Ces enzymes sont exclusivement synthétisées par
des bactéries à Gram négatif. Dans les hôpitaux, on a vu apparaître des souches produisant des
quantités énormes d’enzymes suite à une dérépression complète de la synthèse de la protéine due à
l’inactivation, par une seule mutation, de la protéine qui contrôle indirectement l’expression du gène
de la bêta-lactamase. Dans des cas extrêmes, la concentration de l’enzyme dans le périplasme peut
atteindre 1 mM et la CMI (concentration minimale inhibitrice, qui caractérise la sensibilité de la
bactérie à l’antibiotique) augmente de façon spectaculaire même pour de très mauvais substrats
comme la ceftazidime et l’azthréoname (Figures 4f et 4g) pour lesquels la constante catalytique est
inférieure à 0.015s-1 ! Seule la pression de sélection qui règne dans les hôpitaux permet à ces
« monstres » de survivre. Comme ils doivent dépenser beaucoup d’énergie pour synthétiser leur bêtalactamase, ils se divisent un peu plus lentement que leurs congénères sensibles. Si on cesse d’utiliser
un bêta-lactame comme antibiotique, ils perdent leur avantage et, après quelques générations, sont
« dilués » par les bactéries sensibles.
Les gènes qui codent pour certains enzymes de classe C découverts plus récemment sont
portés par des plasmides et peuvent donc se répandre facilement. L’enzyme détecté par Abraham et
Chain n’était autre qu’une bêta-lactamase de classe C codée par le chromosome mais chez E. coli, une
délétion au niveau du gène qui contrôle la synthèse de l’enzyme ne permet que la production de
quantités très faibles de la protéine.
Enfin, les bêta-lactamases de classe D hydrolysent efficacement l’oxacilline (Figure 7) et ses
dérivés, des composés habituellement peu sensibles aux enzymes des classes A et C. Leurs gènes sont
généralement portés par des plasmides.
Il faut noter qu’on rencontre aussi au sein de la classe A, une très vaste diversité de séquences. Mais, en plus de 3
autres motifs conservés, ces enzymes contiennent tous, en position 166, un résidu glutamate indispensable à l’activité qui est
absent chez les enzymes des classes C et D
1
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Figure 7 : structures des formes acides de l’oxacilline (à gauche) et de la méthicilline (à droite).
Pour beaucoup d’enzymes, quelle que soit la classe, des cas de production élevée ont été
observés qui confèrent une résistance massive et posent des problèmes cliniques graves. Ces
surproductions n’atteignent cependant pas le niveau de celles des bêta-lactamases de classe C
chromosomiques.
Les inactivateurs de bêta-lactamases
Dans les années 70, on a isolé l’acide clavulanique (Figure 4c) à partir de cultures de
Streptomyces clavuligerus. Cette molécule inactivait efficacement la bêta-lactamase TEM. En
combinant l’acide clavulanique avec l’ampicilline ou l’amoxycilline, on obtient une arme à deux
composantes : la première inactive la bêta-lactamase et la seconde les PBP. Sur la base du chemin
catalytique, on a aussi synthétisé des composés comme le sulbactame (figure 4e) capables d’inactiver
les bêta-lactamases de classe A. Avec ces composés (acide clavulanique et sulbactame), l’acylenzyme
est formé comme avec une pénicilline « normale » mais l’adduit covalent EC* (figure 5) subit un
réarrangement qui le rend insensible à l’hydrolyse. Ces « fusils à 2 coups » ont connu et connaissent
encore un large succès dans la lutte contre les bactéries productrices de bêta-lactamases. Mais ils sont
inefficaces ou peu efficaces vis-à-vis des enzymes des classes C et D. La recherche de composés à
spectre plus large est toujours d’actualité et on a, par exemple, décrit récemment l’avibactame
(Figure 8), une molécule qui inactive la plupart des bêta-lactamases de classe A et beaucoup de bêtalactamases de classe C. Son efficacité vis-à-vis des enzymes de classe D est plus sporadique
Figure 8 : Structure de la forme acide de l’avibactame. La forme utilisée est le sel sodique.
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Réactions du monde bactérien
Deux stratégies entrent donc en jeu pour lutter contre les bêta-lactamases : camoufler la bêtalactame pour le rendre méconnaissable et « tromper » ainsi la bêta-lactamase ou inactiver la bêtalactamase elle-même. L’utilisation des nouvelles molécules vis-à-vis desquelles TEM avait peu de
pouvoir hydrolytique a conduit à la sélection de nouveaux enzymes. Les premiers sont des mutants de
la protéine de départ. Quelques résidus aux environs du site actif sont remplacés et les protéines
modifiées ainsi obtenues montrent une activité fortement augmentée sur la céfotaxime, la ceftazidime
ou les deux à la fois. Aucune des mutations ne touche évidemment les résidus qui interviennent dans le
mécanisme catalytique mais bien des résidus dont les chaînes latérales interféraient avec la liaison
efficace des groupements R et R’ de ces céphalosporines de troisième génération. On connaît
actuellement plus de 200 mutants de l’enzyme TEM original qui offrent tous des profils différents
quant à leur préférence pour l’une ou l’autre céphalosporine. A côté de cela, on a vu apparaître des
enzymes assez différents, comme ceux des familles KPC et CTX-M qui font partie de la classe A et
qui présentent aussi une activité importante vis-à-vis des céphalosporines de 3ème génération. Les
mutants de TEM et ces nouvelles familles d’enzymes (qui contiennent aussi des mutants aux
propriétés variables) ont reçu le nom de bêta-lactamases à spectre étendu (BLSE et, en anglais, ESBL).
Des mutations ont également diminué la sensibilité de certains enzymes à l’acide clavulanique et au
sulbactame, par exemple les TRI (pour TEM résistants aux inactivateurs, IRT en anglais) mais
l’amplitude relative de cette diminution est loin d’être aussi impressionnante que l’augmentation
d’activité des mutants de type BLSE vis-à-vis des céphalosporines de troisième génération. De plus, il
ne semble pas y avoir de propagation particulière des gènes codant pour les TRI, ce qui fait que la
combinaison de l’acide clavulanique et de l’amoxycilline (par exemple) reste efficace dans beaucoup
de cas.
Carbapénémases et métallo-bêta-lactamases (MBL)
Vers 1990, une nouvelle famille de bêta-lactames a été caractérisée : les carbapénèmes (Figure
4i). Ces composés semblaient dotés de propriétés idéales : très actifs comme inactivateurs de PBP, ils
échappaient à l’action des bêta-lactamases à sérine connues, allant même jusqu’à en inactiver
transitoirement beaucoup (k3 très faible). La surproduction d’enzymes de classe C réduisait parfois
leur efficacité et quelques enzymes de classe A capables de les hydrolyser sont apparus dont les
premiers (appelés NMCA et Sme-1) ne se sont pas répandus de manière inquiétante. On croyait donc
avoir trouvé une bonne solution à la plupart des problèmes et les carbapénèmes sont en conséquence
souvent utilisés comme antibiotiques de dernier recours. Mais deux nouveaux dangers sont apparus :
en 1996, on a isolé aux USA une bêta-lactamase à spectre étendu produite par Klebsiella pneumoniae
et capable d’hydrolyser les carbapénèmes (KPC pour Klebsiella pneumoniae carbapénémase).
Contrairement aux deux autres, des enzymes de cette sous-famille ont été détectés dans de nombreux
pays. Dans certains cas, on a pu montrer que les souches incriminées avaient été transportées d’un
pays à l’autre mais on a aussi constaté une apparition « spontanée » de telles souches en absence
apparente de contacts internationaux et dont l’origine n’a pu être retracée. La sensibilité des enzymes
KPC à l’avibactame laisse cependant espérer une solution possible aux problèmes dont ils sont
responsables.
Les métallo-bêta-lactamases (MBL) constituent un second danger, certainement plus
préoccupant.
Dans certains pays, un usage immodéré des carbapénèmes (quoique d’autres facteurs, encore
obscurs, entrent probablement en jeu) a conduit à la sélection de souches à Gram-négatif produisant
Résistance des bactéries aux antibiotiques JM Frère Page 13 sur 18
des métallo-bêta-lactamases. On connaissait depuis 1958, une bêta-lactamase à zinc produite par
Bacillus cereus. Mais comme cette bactérie était généralement inoffensive, l’enzyme était plutôt
considéré comme une curiosité biochimique. Le premier pathogène produisant une MBL fut
caractérisé en 1982. Il s’agissait de Stenotrophomonas maltophilia, une espèce relativement peu
dangereuse et rarement responsable d’infections. De plus, le gène était porté par le chromosome, ce
qui réduisait le risque de transmission.
Mais à partir des années 90, on a vu apparaître des MBL codées par des plasmides qui se sont
répandus dans de nombreuses espèces pathogènes : les familles VIM, IMP et, plus récemment NDM.
Ces enzymes représentent de véritables catastrophes car ils hydrolysent tous les bêta-lactames utilisées
en clinique (à l’exception de l’azthréoname) y compris et surtout les carbapénèmes et, en plus, les
plasmides qui véhiculent leurs gènes portent aussi des caractères de résistance à d’autres familles
d’antibiotiques.
Evidemment, les inactivateurs des bêta-lactamases des autres classes, qui agissent en bloquant
la sérine active, sont impuissants vis-à-vis des MBL. De nombreux chercheurs ont tenté de trouver des
inhibiteurs des MBL mais, à l’heure actuelle, ces efforts sont restés infructueux. Divers composés
inhibent l’une ou l’autre MBL mais jamais toutes. Le grand défi serait donc de découvrir un composé
qui inhibe au moins les enzymes des familles VIM, IMP et NDM. On se heurte cependant ici à une
difficulté supplémentaire. Alors que les PBP et les bêta-lactamases à sérine sont des enzymes
spécifiquement bactériens, n’ayant aucun équivalent chez les mammifères, les MBL font partie d’une
vaste famille de métallo-protéines présentes dans tous les règnes du vivant et présentant des types
d’activités très variables. Il ne sera donc pas facile de trouver des inhibiteurs spécifiques dépourvus
d’effets secondaires sur des protéines humaines.
Plusieurs bêta-lactamases
On a montré que beaucoup de souches isolées en hôpital produisaient plusieurs bêtalactamases différentes. Par exemple, des souches exprimant un enzyme de classe C à partir du
chromosome ont acquis un ou des plasmides portant les gènes codant pour des enzymes des classes A
et D, A et B ou B et D. Ces souches peuvent donc être résistantes à pratiquement tous les antibiotiques
de la famille des bêta-lactames.
On peut se demander d’où proviennent toutes ces bêta-lactamases qui ne cessent d’apparaître
de manière inopportune. Si on comprend bien comment un gène peut se répandre après avoir été
sélectionné, l’origine de ce gène est beaucoup plus difficile à déterminer. On a identifié des bêtalactamases produites par des souches environnementales non pathogènes et montré en plus que dans
d’autres cas, les gènes étaient présents mais pas exprimés. L’environnement pourrait donc être la
source de la diversité des bêta-lactamases mais il reste à comprendre pourquoi des espèces, dont on ne
croit pas qu’elles aient jamais été en contact avec des pénicillines, produisent ces enzymes. Une
origine possible pourrait se trouver chez des souches productrices de bêta-lactames (comme certains
Streptomyces), qui synthétiseraient donc le poison et le contre-poison. Mais il est beaucoup plus
difficile d’expliquer la présence, chez les entérobactéries (Escherichia, Enterobacter, Klebsiella) du
gène codant pour une bêta-lactamase de classe C sur le chromosome.
La perméabilité de la membrane externe
Chez les bactéries à Gram négatif (et les mycobactéries), l’espace compris entre la membrane
externe et la membrane cytoplasmique est appelé espace périplasmique. Il contient le peptidoglycane
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et de nombreuses protéines secrétées dont les bêta-lactamases. L’espace périplasmique (ou
périplasme) représente 10 à 20 % du volume total de la cellule.
Comme expliqué plus haut, la membrane externe forme une barrière de perméabilité que les
molécules hydrophiles peuvent traverser grâce aux porines. La cavité centrale de ces « tonneaux » est
recouverte de résidus hydrophiles qui permettent le passage des bêta-lactames à des vitesses
différentes selon les propriétés des groupements R et R’ (Figure 4). Quoique ces vitesses puissent
varier d’un facteur supérieur à 100 selon la bactérie et le bêta-lactame, on peut calculer qu’en absence
de bêta-lactamases, et à quelques exceptions près, les concentrations des bêta-lactames s’équilibrent
rapidement entre l’extérieur et le périplasme. Mais si une ou plusieurs bêta-lactamases sont présentes
dans ce dernier milieu, la situation peut être drastiquement modifiée. Comme la (ou les) bêtalactamase(s) hydrolyse(nt) le bêta-lactame, il s’établit un état stationnaire où la concentration
périplasmique de l’antibiotique devient inférieure à sa concentration externe.
Pour que l’antibiotique reste efficace, il faut que sa concentration périplasmique soit
suffisante pour inactiver les PBP essentiels en un temps nettement plus court que le temps de
génération de la bactérie.
Cette concentration périplasmique va dépendre de la « balance » entre la vitesse de pénétration
via les porines et la vitesse d’hydrolyse par les bêta-lactamases. Nous avons vu comment la bactérie
pouvait augmenter cette dernière en surproduisant l’enzyme ou en acquérant un enzyme plus efficace.
Elle peut également réduire la première en diminuant ou même en arrêtant la synthèse de certaines
porines et en modifiant la nature des résidus d’acides aminés qui tapissent l’intérieur du tonneau, ce
qui peut altérer spécifiquement la vitesse de diffusion de certains antibiotiques. Mais pourquoi la
bactérie ne ferme-t-elle pas ou n’élimine-t-elle pas systématiquement toutes les porines ? La réponse
est simple : les porines sont également les voies de pénétration des éléments nutritifs. Sans porines, la
bactérie serait à l’abri de l’action des antibiotiques, mais elle mourrait de faim ! Une bonne nouvelle,
c’est que les inactivateurs de bêta-lactamases, acide clavulanique, sulbactame et probablement
avibactame, qui sont de petites molécules hydrophiles de masse moléculaire inférieure à 300 daltons,
diffusent très facilement vers le périplasme en utilisant la voie des porines.
L’efflux actif
Par ce mécanisme, les bactéries peuvent rejeter des molécules de leur cytoplasme vers
l’extérieur, même si leur concentration interne est inférieure à leur concentration externe. Dans ces
conditions, le rejet demande un apport d’énergie de la part de la cellule, d’où le nom d’efflux actif. Il
est intéressant de noter qu’un mécanisme semblable peut être utilisé par les cellules cancéreuses pour
se débarrasser des composés toxiques qui leur sont administrés.
Chez les bactéries à Gram positif, l’efflux actif peut rejeter les antibiotiques qui agissent au
niveau du cytoplasme, par exemple les aminoglycosides ou les fluoroquinolones. Il ne peut donc pas
interférer avec l’action des bêta-lactames ou des glycopeptides dont les cibles se situent sur la surface
externe de la membrane cytoplasmique. Cependant, on a été assez surpris d’observer le rejet de
molécules (dont certains bêta-lactames) à partir du périplasme des bactéries à Gram négatif. En effet,
le mécanisme de rejet implique un assemblage moléculaire complexe qui implique trois composantes.
La pompe est située dans la membrane cytoplasmique. C’est une pompe à protons qui utilise, comme
source d’énergie, le gradient de protons engendré par le fonctionnement des chaînes respiratoires. Ces
dernières rejettent des protons dans l’espace périplasmique et la rentrée de ces protons dans le
cytoplasme est couplée au fonctionnement de la pompe. D’autres protéines forment un tube qui
traverse le périplasme et un troisième élément, présentant une grande similitude structurale avec les
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porines, définit un canal dans la membrane externe. Une molécule prise en charge au niveau du
cytoplasme peut être ainsi expulsée vers l’extérieur. Comme les bêta-lactames ne doivent pas pénétrer
dans le cytoplasme pour exercer leur effet létal, on a d’abord conclu qu’ils ne seraient pas des substrats
du système d’efflux. Mais il semble qu’elles puissent en quelque sorte « prendre l’ascenseur en
marche » en pénétrant dans le tube qui traverse le périplasme. Le fonctionnement précis de ce
mécanisme est encore mal compris mais on sait qu’il est d’autant plus efficace que les chaînes
latérales R et R’ sont hydrophobes.
Dans l’équation qui relie la concentration externe d’antibiotique à sa concentration
périplasmique, nous voyons donc apparaître un troisième terme : en plus d’une diminution de la
vitesse de pénétration et de l’action des bêta-lactamases, l’efflux actif contribue à réduire la
concentration périplasmique de l’antibiotique. Ce phénomène sera particulièrement important lorsque,
suite à une mutation du système de contrôle de leur synthèse, les protéines qui constituent la pompe et
les canaux sont surexprimées. On rencontre cette situation chez certaines souches de Pseudomonas
isolées en clinique qui, en plus, possèdent une membrane externe nettement moins perméable.
Perspectives
On pourrait tirer de ce qui précède un bilan très pessimiste : certains n’hésitent pas à envisager
un retour à l’ère pré-antibiotique où nous étions dépourvus de défenses vis-à-vis des bactéries
pathogènes. En dehors de la lutte contre les épidémies et les infections accidentelles, une telle situation
mettrait en péril le succès de bien des prouesses médicales et chirurgicales. Le manque de financement
de la recherche en bactériologie et le désintérêt de l’industrie pharmaceutique envers la lutte
antibactérienne ajoutent une note sombre au tableau. Il faut cependant noter qu’en les utilisant de
manière rationnelle2, les molécules connues restent efficaces dans un grand nombre de cas. La solution
idéale serait de mettre au point des méthodes de diagnostic rapide d’identification des agents
infectieux et de leurs principales caractéristiques de résistance aux antibiotiques, ce qui permettrait
d’attaquer l’agent infectieux de manière plus ciblée par des composés à spectre aussi étroit que
possible. On sait en effet que l’utilisation des antibiotiques à large spectre favorise la sélection de
souches résistantes. Il est bon de rappeler que notre intestin contient un très grand nombre de cellules
bactériennes (10 fois plus que le nombre total de nos propres cellules) avec lesquelles nous vivons en
bonne intelligence. Les antibiotiques à large spectre sélectionnent, parmi ces bactéries, celles qui
possèdent des caractères de résistance. Ces bactéries résistantes inoffensives peuvent malheureusement
transférer leurs gènes de résistance à des souches pathogènes. L’équation est simple : plus le spectre de
l’antibiotique est large, plus il sélectionne de caractères de résistance. D’autre part, on constate
souvent que la pression sélective exercée par l’antibiotique est nécessaire à la survie des souches
résistantes. Comme expliqué plus haut, en l’absence d’une telle pression, ces dernières sont « diluées »
par les souches sensibles car, le plus souvent, l’expression des caractères de résistance représente un
« poids métabolique » qui désavantage les souches résistantes en augmentant quelque peu leur temps
de génération. Certains hôpitaux ont mis au point une stratégie d’utilisation cyclique d’une gamme
d’antibiotiques mais avec des succès variables. Dès que des résistances à un premier composé utilisé
en routine apparaissent, on le remplace par un autre tel que les bactéries résistantes au premier perdent
leur avantage sélectif. On peut ensuite passer à un troisième composé et, éventuellement revenir au
premier et reprendre le cycle à son point de départ. Pour les cas individuels, la solution de test rapide
suivi de l’administration d’un composé « ciblé » resterait cependant une solution idéale. Mais il faut
bien avouer que l’industrie pharmaceutique n’a qu’un intérêt très limité pour cette option qui réduirait
singulièrement le marché pour chaque nouvelle molécule à moins que l’on ne prolonge le temps de vie
de l’antibiotique en ne l’utilisant qu’à bon escient. On entrerait ainsi dans un « cycle vertueux » où
2
On sait par exemple que la majorité des infections des voies respiratoires supérieures sont d’origine virale et qu’en
conséquence les antibiotiques sont tout à fait inutiles dans leur traitement
Résistance des bactéries aux antibiotiques JM Frère Page 16 sur 18
l’utilisation ciblée d’un composé aussi spécifique que possible pourrait ralentir l’apparition des
résistances « générales » et prolonger le temps de vie utile des autres antibiotiques. On comprend
cependant que d’un point de vue purement financier, ces entreprises préfèrent investir dans une
recherche visant à mettre sur le marché des médicaments que le patient devra prendre pendant de
nombreuses années (si pas toute sa vie) plutôt que des composés susceptibles de guérir le malade en
15 jours ! On ne peut qu’espérer que les pouvoirs publics prendront conscience du problème.
La lutte contre les bactéries pathogènes souffre d’un handicap supplémentaire. Contrairement
aux maladies chroniques, il n’existe pas dans ce domaine d’associations de patients susceptibles
d’exercer un lobbying vis-à-vis des autorités politiques. Quoique le raisonnement puisse paraître
cynique, on peut dire que le patient est guéri… ou y laisse la vie…
A notre avis, la biosynthèse du peptidoglycane reste une cible de choix pour de nouveaux antibiotiques
potentiels. Comme expliqué plus haut, cette macromolécule contient des structures chimiques
spécifiques aux bactéries (dont les acides aminés D) et les risques d’effets secondaires s’en voient très
nettement diminués. L’inhibition des PBP par des molécules ne contenant pas le cycle bêta-lactame
offre une première possibilité. La lactivicine (Figure 9) est un exemple de ce type de molécule mais,
curieusement, elle reste sensible à certaines bêta-lactamases, encore que les études sur ce sujet restent
très limitées.
Figure 9. Structure de la lactivicine.
La sérine active des PBP attaque le C
du CO du cycle isoxazolyle. La liaison
CO-N de ce cycle rappelle la liaison
correspondante dans le cycle bêtalactame.
La sensibilité de la lactivicine à certaines bêta-lactamases souligne l’intérêt de la recherche de
nouveaux inhibiteurs de ces enzymes. Il serait particulièrement important de découvrir des composés
susceptibles d’agir sur les enzymes des classes C et D et surtout sur les métallo-bêta-lactamases les
plus répandues (IMP, VIM et NDM) et donc les plus préoccupantes. La transglycosylase, responsable
de l’allongement des chaînes de glycane offre une seconde cible, elle aussi extracellulaire. On en
connaît un inhibiteur spécifique, la moénomycine (Figure 10) qui n’est pas utilisée en clinique en
raison de sa toxicité et de propriétés pharmaco-cinétiques désavantageuses mais qui est parfois ajoutée
dans la nourriture animale comme promoteur de croissance (cette pratique est actuellement interdite
dans l’Union Européenne, mais pas aux USA ni dans beaucoup d’autres pays).
Résistance des bactéries aux antibiotiques JM Frère Page 17 sur 18
Figure 10 : Structure de la moénomycine.
La taille de la moénomycine ne lui permet pas de diffuser à travers les porines des bactéries à
Gram négatif.
On peut aussi penser à bloquer, de l’extérieur, le canal qu’utilise le transporteur pour transférer
les « briques » du cytoplasme vers le peptidoglycane en croissance. La protéine qui constitue ce canal,
appelée FtsW a été identifiée mais son mode de fonctionnement reste mystérieux. Enfin, on peut tenter
d’atteindre les enzymes intracellulaires responsables de la synthèse des « briques », principalement
celles où interviennent des acides aminés de type D. Une telle molécule, la cyclosérine (Figure 11) est
connue et utilisée comme un composé de « seconde ligne » contre les souches de Mycobacterium
tuberculosis multirésistantes mais elle présente des effets secondaires importants au niveau du système
nerveux central. Quels qu’ils soient, de tels inhibiteurs devraient pouvoir traverser la membrane
cytoplasmique, ce qui revient, dans le cas des bactéries à Gram négatif et des mycobactéries, à vaincre
deux barrières de perméabilité successives.
Figure 11 : Structure de la cyclosérine.
Résistance des bactéries aux antibiotiques JM Frère Page 18 sur 18
En dehors de la synthèse du peptidoglycane, on peut aussi espérer la découverte de molécules
nouvelles interférant avec d’autres fonctions vitales de la bactérie comme celles qui ont été énumérées
au début de cet article. De nouveau, la plupart des cibles potentielles sont intracellulaires et le
problème de la ou des barrières de perméabilité reste donc entier.
On pourrait également envisager de bloquer les porines et donc d’affamer les bactéries à Gram
négatif. Cette stratégie risque cependant de rester difficile au vu des structures très variables des
résidus qui tapissent l’intérieur des tonneaux. Enfin, l’inhibition des pompes d’efflux attire l’attention
de beaucoup de chercheurs. En cas de succès, on arriverait à augmenter significativement l’efficacité
de nombreuses molécules connues grâce à la tactique du « fusil à 2 coups » utilisée pour neutraliser les
bêta-lactamases.
De toute évidence, il est indispensable de développer la recherche fondamentale dans les
domaines de la physiologie et de la biochimie bactériennes et il faut espérer que ce message
parviendra aux oreilles des décideurs scientifiques et politiques qui tiennent les cordons de la bourse :
mieux on connaît l’ennemi, mieux on peut le combattre. On a par exemple accompli récemment de
nombreux progrès dans l’analyse de la division cellulaire bactérienne qui implique d’énormes
complexes protéiques qui s’assemblent et se dissocient en des points bien précis des cellules et selon
une chronologie rigoureuse. Interférer avec l’une ou l’autre étape de ces processus représenterait une
approche prometteuse mais la taille des complexes et leur stabilité in vitro restent des obstacles
techniquement difficiles à surmonter. Seule la recherche fondamentale pourra nous aider à atteindre ce
but.
Jean-Marie Frère
CIP/Enzymology (ULg) Institut de Chimie B6 Sart-Tilman B4000 Liège, Tel 32 4 366 33 98.
Le lecteur intéressé trouvera plus de détails dans mon petit livre :
« Résistance des bactéries aux antibiotiques, un problème pour le 21ème siècle ».
Edité par l’Académie Royale de Belgique,
Collection : L’Académie en poche (5 € !).
Le Premier Ministre britannique a chargé une commission d’experts, présidée par l’économiste Jim
O’Neill, d’examiner les conséquences à moyen et long termes de l’émergence des souches résistantes.
Les premiers rapports de cette commission sont assez effrayants. Vous pouvez les trouver facilement
en demandant : « Review on Antimicrobial Resistance » dans votre moteur de recherche.
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