Mémoire corrigé - Thèses et Mémoires
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REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE UNIVERSITE D’ORAN ES SENIA FACULTE DES SCIENCES DEPARTEMENT DE BIOLOGIE LABORATOIRE DE PHYSIOLOGIE VEGETALE MEMOIRE Présenté par Melle MOUFFAK Amina-Afaf Pour obtenir LE DIPLOME DE MAGISTER Spécialité : Biologie végétale Option : Ecophysiologie végétale Intitulé Étude analytique de la variabilité de la proline, des sucres solubles totaux et des protéines totales solubles, sous stress salin chez Vigna radiata .L Wilczek Devant le jury composé de : Pr. BENSOLTANE A. Pr. SLIMANI.M Dr. BENNACEUR M. Pr. BELKHODJA M. Président Examinateur Examinateur Rapporteur Université d'Oran Université d'Oran Université d'Oran Université d'Oran REMERCIEMENTS Je remercie "Allah" qui m'a aidé à réaliser ce mémoire."allahoma laka alhamdou kama yambaghi li djalali wadjika wa adhimi soltanek." Ce travail a été réalisé au laboratoire d’Ecophysiologie Végétale de l’université d’Es Senia Oran sous la direction du Professeur BELKHODJA M., que je remercie pour avoir accepté de diriger ce travail malgré toutes ses lourdes charges, qu’il soit assuré de ma profonde gratitude. Merci pour vos orientations, conseils et votre patience pour que ce travail aboutisse. J'exprime ma reconnaissance à Mr BENSOLTANE professeur à l’université d’Es Senia Oran, qui me fait l'honneur de président le jury. J'adresse mes remerciements à M BENNACEUR Maître de conférence à l’université d’Es Senia Oran pour avoir si aimablement accepté d'examiner mon travail. Je voudrais également remercier M.SLIMANI Professeur à l’université d’Es Senia Oran pour sa participation à ce jury en examinant ce travail. Enfin je n’oublierai pas de remercier Melle SOUALMI Nadia. Ingénieur d’application au laboratoire d’Ecophysiologie Végétale de l’université d’ES SENIA son aide, sa gentillesse et sa sympathie ainsi qu'à tout mes collègues et mes amies. Dédicace A mes parents qui m'ont entouré par leurs amours et leur tendresse, qui m'ont aidé, soutenu, encouragé et qui vivent, mes ambitions, mes rêves, mes joies et mon bonheur, je dédie ce mémoire. Sans oublier à tous ceux que j'aime. AMINA Résumé L'étude vise au comportement éco physiologique de la plante de Vigna radiata .L Wilkczek, via les concentrations de quelques marqueurs biochimique : la proline, les sucres solubles totaux et les protéines totales solubles, en condition salines par deux types de traitements salins, au NaCl et au NaCl +CaCl2, aux concentrations salines suivantes : 50 meq.l-1, 100 meq.l-1 et 150 meq.l-1. Nos résultats montrent une accumulation de la proline, dans différents organes; cependant, cette accumulation est importante aux niveaux des tiges des plantes stressées au NaCl et au NaCl+ CaCl2.Par ailleurs, elle est significative aux niveaux des tiges(145,38 µg.ml-1 par rapport à 105,43 µg.ml-1) et des racines (128,26 µg.ml-1 par rapport à 90,21 µg.ml-1) des plantes stressées au NaCl+CaCl2 par rapport aux plantes témoins, à la concentration saline 150 meq.l-1. La teneur en proline est corrélée positivement au stress salin au NaCl : au niveau foliaire (r=0,078), au niveau des tiges (r=0,238) ainsi qu’au niveau racinaire (r=0,279). Cette teneur est aussi corrélée positivement avec le stress salin au NaCl+CaCl2 au niveau foliaire (r=0,203), au niveau des tiges où elle est significative(r=0,452, p≤0,05) et au niveau des racines (r=0,251). Les sucres solubles totaux s'accumulent à leurs tours dans différents organes ; mais le plus aux niveaux des tiges. Cependant, cette accumulation reste non significative, pour les deux traitements salins. Cette teneur est corrélée positivement au stress salin au NaCl dans deux organes, les feuilles (r=0,110) et les tiges (r=0,288), par contre au niveau des racines cette corrélation est négative (r=- 0,370).Le stress salin au NaCl+CaCl2 montre une corrélation négative des sucres totaux foliaires (r=-0,392), tandis qu’au niveau des tiges et des racines, cette corrélation est positive (r=0,189) et (r=0,277) respectivement L'accumulation des protéines totales solubles est plus importante aux niveaux des feuilles, cependant elle est significative qu'au niveau des racines à différentes concentrations salines de NaCl comparée aux plantes témoins (99,00 µg.ml-1, 97,50 µg.ml1 , 111,50 µg.ml-1 des concentrations salines 50 meq.l-1 100 meq.l-1 et 150 meq.l-1 respectivement en comparaison avec la valeur 71,25 µg.ml-1 des témoins). Toutefois on enregistre une accumulation significative à 150 meq.l-1qui est de 89,25 µg.ml-1 et une diminution significative à 100 meq.l-1(37,50 µg.ml-1) concernant le stress salin au NaCl + CaCl2. En outre, cette teneur est corrélée positivement avec le stress salin au NaCl, au niveau des tiges (r=0,427) et des racines où elle est hautement significative (r=0,818, P≤0,01) par contre elle est corrélée négativement au niveau des feuilles(r=-0,135). Cette teneur est corrélée positivement au stress salin au NaCl + CaCl2 au niveau foliaire (r=0,438) et négativement au niveau des tiges (r=-0,054) et au niveau des racines où cette corrélation est hautement significative (r=-0,842, P≤0,01) Mots clés : Vigna radiata. L Wilczek, accumulation, proline, sucres totaux solubles, protéines totales solubles, salinité, stress salin, osmolytes, plantes stressée, Mung bean. Abstract The study aims at the ecophysiological compartment of the plant of Vigna radiata.L Wilczek via the concentrations of some biochemical markers: proline, total soluble carbohydrates and total soluble proteins in saline conditions by two kinds of saline's treatments: with NaCl and with NaCl +CaCl2 at the following saline's concentrations: 50 meq.l-1, 100 meq.l-1 and 150 meq.l-1. Our results show, an accumulation of the proline, at different organs; however, this accumulation is more important in stems of plants stressed with NaCl and NaCl+ CaCl2; though, it is significant in the stems (145, 38 µg.ml-1 compared to 105,43 µg.ml-1) and the roots (128,26 µg.ml-1 compared to 90,21 µg.ml-1) of plants stressed by NaCl+CaCl2 in comparison to the controls at the saline's concentration 150 meq.l-1. proline is correlated positively to the NaCl : in leaves (r=0,078), in stems (r=0,238) and in roots (r=0,279). This holder is also correlated positively to the saline salt stress with NaCl+CaCl2 in leaves (r=0,203), in stems where this correlation is significant (r=0,452, p≤0,05) and in roots (r=0,251). The total soluble carbohydrates accumulate also in different organs, but the highest accumulation is remarked too in stems, but it stays non-significant compared to the controls, by the saline s treatment of the two kinds of salinity with NaCl and NaCl+ CaCl2. This holder is correlated positively, to salt stress with NaCl in leaves (r=0,110) and stems (r=0,288). However, in roots this correlation is negative (r=- 0,370).the salt stress with NaCl+CaCl2 shows a negative correlation of total soluble carbohydrates in leaves (r=0,392). Conversely, this correlation is positive in stems(r=0,189) and roots (r=0,277). The most important total soluble protein's accumulation is registered in leaves nevertheless it is significant only in root at different NaCl's concentrations compared to the controls (99,00 µg.ml-1, 97,50 µg.ml-1, 111,50 µg.ml-1 the saline's concentrations of 50 meq.l-1 100 meq.l-1 and 150 meq.l-1 respectively in comparison with the value 71,25 µg.ml1 of the controls ). However, a significant accumulation is noted at 150 meq.l-1which is 89, 25 µg.ml-1 conversely, there is a significant decrease at 100 meq.l-1(37, 50 µg.ml-1) for the stress with NaCl + CaCl2. Moreover, this holder is positively correlated with the salt stress with NaCl, in stems (r=0,427) and in roots where it's highly significant (r=0,818, P≤0,01) it is correlated negatively in leaves (r=-0,135). This holder is positively correlated to salt stress with NaCl + CaCl2 in leaves (r=0,438) and negatively in stems (r=-0,054) and in roots where this correlation is highly significant (r=-0,842, P≤0,01) Key words: Vigna radiata.L Wilczek, Mung bean, accumulation, proline, total soluble carbohydrates, total soluble proteins, salinity, salt stress. osmolyts, stressed plants. ا %& '( Vigna radiata.L Wilczek "! ت#$ ف ارا إ ا ك ا 41 و هذا,0 ا1 ت ا$ و او0 ا1 ات ا,'$ او: و$ آ$ات ا-. *) ا#$اآ : $: ا$1 ا#$اآ: ا41 NaCl +CaCl2 و ب96 وNaCl ب6 ' ' ا$( 1 $7 وف8 . 150 meq.l-1و100 meq.l-1, 50 meq.l-1 ( $س ذو أه: أن هذا ا$E ءG(H اI$" ى: ( @6A '$' أن س او$ $( <1>= ا: ا نK$ ى ا: ( وهو ذو د.NaCl +CaCl2 و بNaCl ب6 Jن ا ت اK$ ى: ( 128,26 µg.ml-1 بNرK 90,21 µg.ml-1 )ورP7 ( و ا105,43 µg.ml-1 بNرK 145, 38 µg.ml-1 ) .هة0 * ت اNرK150 meq.l-1 #$آ:* NaCl+CaCl2 ب7ا =r)نK$ ى ا: ( , (0,078=r) وراقH ى ا: (: NaCl ! ب1 ا: اI $*7 اR : '$او وراقH ى ا: ( : NaCl +CaCl2 ! ب1 ا: اI $*7 اR : VNآ ا.(0,279 =r)ورP7( و ا0,238 ى: ( ( و0,05 ≥ p , 0,078=r ) ه ذو دR :ن أ' هذا اK$ ى ا: ( , (0,203=r) .(0,251 =r)ورP7ا ذوX$ س: أن هذا ا$E ,ءG(H اI$" ى: ( G أW6A : ,0 ا1 * ت ا ى: ( : NaCl! ب1 ا: اI $*7 اR : ات9P ه. 6 ' ' ا$:1 ا: * د .(-0,392 =r)ورP7 ى ا: ( $ R : N إ أ, (0, 288= r)نK$( و ا0, 110 =r )وراقHا N إ أ,(-0,392 = r )وراقH ى ا: ( ! 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Bzip Basic leucine zipper transcription factor. C° Degree Celsius Ca SO4 Sulfate de calcium CA La carbonique anhydras Ca Calcium CaCl2 Dichlorure de calcium. CAM Crassulacean Acid Metabolism CAT La catalase CBF/DREB C-repeat-binding factor/dehydration-responsive binding protein CDRK Calcium-dependent protein kinase. Cl- Chlore CO2 Dioxides de carbone CO3-2 Carbonate COR Cold-responsive protein. Cr Chrome DS/m Décisiemens par mètre ECe L’activité électrique de la pâte du sol FAO Organisation des nations unies pour l’alimentation et l’agriculture Fig Figure GlyBet Glycine bétaine GR Glutathione réductase GST Glutathion –S-transférase Ha Héctard HSF Heat shock factor HSP Heat shock protein. K+ Potassium LEA Late embryogenesis abundant. M mho/cm Millimhos par centimètre MAPK Mitogen-activated protein kinase Mg Magnesium Mn Manganese Na Sodium NaCl Chlorure de sodium NCC Nitrogen –containing- compounds NO-3 Nitarte PH Potentiel d’hydrogène PLD Phospholipase D. Ppm Particule par millions PtdOH Phosphatidic acid. PX Peroxidase RFOs famille des raffinose oligosaccharides ROS Reactive oxygen species SAR Sodium absoption ratio SO4-2 Sulfate SOD Superoxide dismutase SOS Salt overly sensitive SP1 Stable protein Liste des figures Fig.1- La complexité des plantes à la réponse aux différents .................................. 3 stress abiotiques (BASIA et ALTMAN., 2005) Fig.2- Origines de la salinisation (MASHALI et al . ,2005) ............................................. 10 Fig.3-Le cheminement de signalisation des SOS dans ............................................. 17 l’homéostasie ionique sous stress salin chez Arabidopsis (ZHU et al . ,2005). Fig. 4 - La structure chimique de quelques osmolytes ............................................. 18 (HASEGAWA et al . ,2000). Fig.5- Les deux voies métaboliques de la proline chez les....................................... 19 plantes supérieures(HU et al . ,1992). Fig.6- Les trois voies de tolérance des plantes aux stress salin ................................ 21 (SEAMEN, 2004). Fig. 7- Teneurs en proline (µg.ml-1) dans les feuilles .............................................. 35 , tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczek stressées au NaCl. Fig. 8- Teneurs en proline (µg.ml-1) dans les feuilles............................................... 37 , tiges et racines des plantes de Vigna radiata L.Wilczek stressée au NaCl + CaCl2. Fig. 9- Ratio proline partie aérienne/partie racinaire des plantes ............................ 38 de Vigna radiata L. Wilczeck stressées au NaCl Fig.10- Ratio proline partie aérienne/partie racinaire des plantes ............................ 38 de Vigna radiata L. Wilczeck stressées au NaCl+ CaCl2 Fig.11- Teneurs en sucres solubles totaux (µg.ml-1) dans les feuilles .................... 39 Fig.12- Teneurs en sucres solubles totaux (µg.ml-1) dans les feuilles, ..................... 40 , tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczeck stressée au NaCl + CaCl2. Fig.13- Ratio sucres solubles totaux parties aériennes/parties racinaires ................. 41 des plantes de Vigna radiata L. Wilczeck stressées au NaCl Fig.14- Ratio sucres solubles totaux parties aériennes/parties racinaires ................. 42 des plantes de Vigna radiata L. Wilczeck stressées au NaCl+CaCl2 Fig.15 - Teneurs en protéines totales solubles (µg.ml-1) dans les feuilles ................ 43 , tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczeck stressées au NaCl. Fig.16- Teneurs en protéines totales solubles (µg.ml-1) dans les feuilles ................. 44 , tiges et racines des plantes Vigna radiata L. Wilczeck stressées au NaCl+CaCl2. Fig. 17- Ratio protéines totales solubles partie aérienne/partie racinaire ................. 45 des plantes Vigna radiata L. Wilczeck stressées au NaCl. Fig. 18- Ratio protéines totales solubles partie aérienne/partie racinaire ................. 45 des plantes de Vigna radiata L. Wilczeck stressées au NaCl + CaCl2 Liste des photos Photos.1-Les graines de Vigna radiata L Wilczek .................................................................. 28 Photos.2-Graines de Vigna radiata L Wilczek germées après 4 jours .................................... 29 de la mise en marche du processus germinatif Photos.3-Plantules de Vigna radiata L Wilczek après six jours.............................................. 29 de germination Photos.4-Les plantes après vingt jours de germination ........................................................... 30 Photos.5-Les plante le jour de l’application de stress salin après 33 jours ............................. 30 de germination Photos.6-Le dispositif expérimental des plantes de Vigna radiata L. Wilczek....................... 31 Photos.7-Une partie des 168 flacons fermés contenant les échantillons ................................ 32 de matière végétale Liste des tableaux Tableau.1- Classification des sols (LETEY ,2000). ................................................................ 11 Tableau.2 - Les niveaux des stress salin et sodique (GREGORY ,2005). .............................. 12 Tableau. 3 - Test statistique de signification de Fisher (P = 5 %) ............................ 36 des teneurs en proline endogène( µg.ml-1) des feuilles, tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczek, âgées de 33 jours stressées au NaCl. Test effectué à l’aide du logiciel SPSS. Tableau 4- Test statistique de signification de Fisher (P = 5 %) ............................. 37 des teneurs en proline endogène (µg.ml-1) des feuilles, tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczek, âgées de 33 jours stressées au NaCl + CaCl2. Test effectué à l’aide du logiciel SPSS. Tableau 5 - Test statistique de signification de Fisher (P = 5 %) ............................. 39 des teneurs en sucres totaux solubles (µg.ml-1) des feuilles, tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczek, âgées de 33 jours stressés au NaCl. Test effectué à l’aide du logiciel SPSS. Tableau 6 - Test statistique de signification de Fisher (P = 5 %) ............................ 41 des teneurs en sucres totaux solubles (µg.ml-1) des feuilles, tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczek, de Vigna radiata L. Wilczeck âgées de 33 jours stressées au NaCl + CaCl2. Test effectué à l’aide du logiciel SPSS. Tableau 7 - Test statistique de signification de Fisher (P = 5 %) ............................ 43 des teneurs en protéines totales solubles (µg.ml-1) des feuilles, tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczek, âgées de 33 jours stressées au NaCl. Test effectué à l’aide du logiciel SPSS. Tableau 8 - Test statistique de signification de Fisher (P = 5 %) ............................ 44 des teneurs en protéines totales solubles (µg.ml-1)des feuilles, tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczek, âgées de 33 jours stressées au NaCl+CaCl2.Test effectué à l’aide du logiciel SPSS. TABLE DES MATIERES INTRODUCTION ................................................................................................................. 1 CHAPITRE I - CONSIDERATIONS BIBLIOGRAPHIQUES I. LES STRESSES ABIOTIQUES........................................................................................ 3 1.Le stress hydrique .............................................................................................. 4 a. L’importance de l’eau dans la plante b. Définition du stress hydrique c. Adaptation des plantes au stress hydrique • Adaptations physiologiques • Adaptations morphologiques .................................................................... 5 • Adaptations métaboliques 2.Stress thermique a. Stress aux températures élevées • Adaptation morphologique • Adaptation physiologique........................................................................... 6 b. Stress au froid et au gel • Adaptation morphologique • Adaptation physiologique........................................................................... 7 3.Le stress salin ............................................................................................................. 8 c. La salinité • Généralités sur la salinité • La salinité des sols ...................................................................................... 9 • Les solutions agronomiques pour la mise en valeur des sols salés • La salinisation des sols ............................................................................... 10 • Les causes réelles de la salinisation des terres irriguées • Les solutions possibles pour lutter contre la salinisation des sols .......... 11 d. Salinité et végétaux • Une classification des sols adaptés pour les végétaux • Une sensibilité différente suivant les végétaux ........................................ 12 • Le stress salin via les végétaux II. LES EFFET DE LA SALINITE SUR LES PLANTES ET LEURS MECANISMES D’ADAPTATION ............................................................................................................... 13 1.Effet de la salinité sur les plantes a. Effet sur la croissance des végétaux b. Effet sur l’anatomie foliaire des plantes ..................................................... 14 c. Effet sur la photosynthèse d. Effet sur le niveau d’ions et le contenu nutritionnel .................................. 15 e. Effet sur l’assimilation de l’azote ................................................................. 16 2.Les mécanismes d’adaptation a. Accumulation sélective ou exclusion des ions b. La synthèse des solutés compatibles ............................................................ 17 c. Contrôle des ions absorbés par les racines et leurs transport jusqu’aux feuilles ............................................................................................................ 19 d. Changement du cheminement photosynthétique e. Induction des enzymes anti-oxydatives par salinité f. Induction des hormones par salinité ........................................................... 20 g. Réduction de la croissance h. Les protéines LEA (late-embryogenesis-abundant) III. LA PLANTE Vigna radiata L.Wilczek ............................................................................. 21 1.Taxonomie ................................................................................................................ 22 2.Description 3.Distribution ................................................................................................................ 23 4.Exigences climatiques 5.Sol et Méthode de semi ............................................................................................. 24 6.L’irrigation 7.Séchage et Stockage 8.Gestion des maladies chez Vigna radiata L Wilczek............................................... 25 a. Rouille pulvérulente b. Putréfaction de charbon de bois c. Légumineuse peu de feuille d. Tache ocre e. Cosse gommeuse f. Insectes et autres Prédateurs ........................................................................ 26 9.Les différents intérêts du Vigna radiata L Wilczek a. Nutrition b. Santé ............................................................................................................... 27 c. Écologique d. La nourriture de bétail CHAPITRE II – MATERIELS ET METHODES I.MATERIEL VEGETAL..................................................................................................... 28 II.METHODES 1.Préparation du substrat de culture 2.Préparation des pots et rempotage du sable 3.Préparation de la culture a. La germination des graines b. La culture des graines germées..................................................................... 29 4.Dispositif expérimental.............................................................................................. 30 5.Prélèvement des échantillons pour analyse des taux de proline et sucres totaux solubles ......................................................................................................................... 31 6.Prélèvement des échantillons pour analyse des protéines totales solubles ........... 32 III.TECHNIQUES D’ANALYSE 1.La proline a. Extraction b. Dosage 2.Sucres totaux solubles ............................................................................................... 33 a. Extraction b. Dosage 3.Protéines totales solubles a. Extraction b. Dosage ............................................................................................................ 34 CHAPITRE III- RESULTATS I. TENEURS EN PROLINE ENDOGENE ......................................................................... 35 1. Variations de la proline endogène dans les organes des plantes de Vigna radiata L.Wilczek a. Sous stress au NaCl b. Sous stress au NaCl + CaCl2 ......................................................................... 36 2.Etude comparative des ratios des teneurs en proline des parties aériennes et racinaires des plantes de Vigna radia L.Wilczek. ............................................................... 37 a. Le ratio des plantes stressées au NaCl seul b. Le ratio des plantes stressées au NaCl + CaCl2. ........................................ 38 II. TENEURS EN SUCRES SOLUBLES TOTAUX 1.Variation des sucres solubles totaux dans les organes des plantes de Vigna radiata L.Wilczek a. Sous stress au NaCl........................................................................................ 39 b. Sous stress au NaCl+CaCl2 ........................................................................... 40 2. Etude comparative des ratios des teneurs en sucres totaux solubles des parties aériennes et racinaires des plantes de Vigna radiata L.Wilczek ............ 41 a. Le ratio des plantes stressées au NaCl b. Le ratio des plantes stressées au NaCl + CaCl2 .......................................... 42 III. TENEURS EN PROTEINES TOTALES SOLUBLES 1.Variation des protéines solubles totaux dans les organes des plantes de Vigna radiata L.Wilczek a. Sous stress au NaCl b. Sous stress au NaCl+CaCl2........................................................................... 43 2. Etude comparative des ratios des teneurs en protéines totales solubles des parties aériennes et racinaires des plantes de Vigna radiata L. Wilczek .......................... 45 a. Sous stress au NaCl b. Sous stress au NaCl+CaCl2 DISCUSSION ................................................................................................................... 46 CONCLUSION ................................................................................................................... 51 REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUE............................................................................... 52 ANNEXE INTRODUCTION INTRODUCTION La salinité des sols, facteur limitatif majeur de la productivité agricole, résulte des processus naturels ou de l’irrigation des récoltes avec l’eau saline, elle caractérise plusieurs régions arides et semi-arides du monde (LEVIGNERON et al., 1995 ; MELONI et al., 2004 ).Plus de 40% des sols dans le bassin méditerranéen,dont l’Algérie fait partie sont affectés par la salinité (CHEVERRY et ROBERT., 1993 ; HAMDY, 1999 ; Le HOUEROU, 2000 ; DREVON et al., 2001 ; ANTIPOLIS, 2003). Cependant, l’irrigation des sols par une eau de haute qualité de sa source, est extrêmement coûteuse; donc la sélection de plantes tolérantes à la salinité est une stratégie alternative, pour une agriculture correspondante à ces terres marginales (DREVON et al. ,2001). En effet, la salinité est un des facteurs d’environnement le plus important, elle limite la production des récoltes dans approximativement 50% des terres cultivées (MAOS, 1990 ; FLOWERS et YEO ., 1995 ; NEUMANN, 1997; YEO, 1998; HASEGAWA et al., 2000; MUNNS, 2002). Elle conduit les plantes à la toxicité ionique, au stress osmotique, à la déficience minérale et à un nombre de perturbations physiologiques et biochimiques (NEUMANN,1997;YEO,1998; HASEGAWA et al., 2000; MUNNS, 2002). A l’inverse des halophytes naturellement tolérantes aux sels, la plupart des espèces d’intérêt agronomique sont rangées dans le groupe des glycophytes, dont la croissance est diminuée en présence de sel (LEVIGNERON et al. ,1995). La salinité réduit l’accumulation de l’azote chez les plantes, il y a une réduction des concentrations des nitrates NO3- dans les feuilles, alors que la concentration de l’azote augmente dans d’autres fractions comme les osmolytes (GRATTAN et GRIEVE., 1993). Les osmolytes ou osmoprotécteurs, sont de petites molécules non chargées, de PH neutre, hydrophiles et non toxiques, leurs structures chimiques présentent des affinités pour les groupements carbonés des protéines, de ce fait ils protègent leur intégrité structurale et les membranes, contre les effets dénaturants des concentrations salines élevées et contre d’autres solutions dangereuses. Ils sont qualifiés de compatibles, car ils ne perturbent pas les interactions entre les macromolécules et le solvant (MELONI et al. ,2004 ; CALU, 2006). Parmi ces osmolytes, on trouve les acides aminés comme la proline, les ammoniums quaternaires comme la glycine bétaine et les carbohydrates comme le tréhalose (CALU, 2006).Dans le même sens, il a été démontré que les sucres totaux solubles et la proline, s’accumulent dans les tissus des plantes, cultivées sous stress salin et qui sont impliquées dans les mécanismes d’ajustement osmotique (BENKHALED et al. ,2003). L’accumulation de la proline a été observé chez l’Atriplex halimus L (BIDAI, 2002 ; de la proline a été observé chez l’Atriplex halimus L (BIDAI, 2002 ; BENNABI, 2006) et Vicia faba L (BELKHODJA, 1996 ; MINT MOHAMED, 2007) ; celle des sucres solubles totaux chez les plantes de Vicia faba L (MINT MOHAMED, 2007) et chez l’Atriplex halimus L (SOUALEMI, 2008) En effet, l’exposition des plantes au stress salin, mène à une accumulation des composants contenant de l’azote (NCC), comme les acides aminés , amides , protéines et polyamines et leurs accumulation est fréquemment corrélées avec la tolérance de la plante à la salinité(OMAMI,2005).Cependant, le métabolisme azoté et la synthèse protéique sont également sévèrement affectés par le stress salin, il en résulte un développement anormal des plantes et une diminution du rendement (BENKHALED et al. , 2003). Pour évaluer l’action de la salinité sur les plantes, nous nous sommes intéressé à une légumineuse, le Mung bean (Vigna radiata L. Wilczek), conduite sous régime salin à concentrations croissantes de NaCl et de NaCl+CaCl2. Cette espèce, de la famille des Fabaceaes, est originaire de l’Inde ou du Sud-Est de l’Asie, mais aujourd’hui elle se trouve dans les zones tropicales et subtropicales dans le monde; Elle exige un climat chaud et sec dont la température optimale se trouve entre 25°C et 35 ° C (SMITH., 1985). C’est une plante importante de récolte traditionnelle, sa durée de vie est courte et sert comme une source excellente de protéine, sous forme de graine ou de graines germées (les pousses de soja vert).L’avantage agricole de cette espèce, est qu’elle peut être utilisée après une jachère ou en rotation avec les cultures du riz et des arachides (SRINIVES, 1990). Les obstacles majeurs du développement et de la productivité de Vigna radiata L. Wilczek dans les régions arides et semi aride, sont la salinité croissante et la sodicité des sols d’une part et la rareté d’une eau d’irrigation de haute qualité d’autre part .Cette plante est considérée comme une plante sensible à la salinité, avec un seuil de tolérance à la salinité de 2 dS.m-1(MINHAS et al., 1990). L’objectif de ce travail est d’étudier les réponses biochimiques de cette légumineuse stressée à la salinité, afin d’évaluer les seuils d’adaptation de cette espèce à cette contrainte abiotique. Dans la première étape de notre travail CHAPITRE 1, nous nous sommes intéressé à une revue bibliographique, dans laquelle nous apportons un certain nombre de données sur le sujet. Ensuite dans CHAPITRE 2, nous proposons une étude analytique de la variabilité de la proline, des sucres solubles totaux et des protéines totales solubles sous stress salin. CHAPITRE I DONNEES BIBLIOGRAPHIQUES CHAPITRE I - CONSIDERATIONS BIBLIOGRAPHIQUES III.LES STRESSES ABIOTIQUES Le stress abiotique est une contrainte environnementale qui provoque une tension interne dans l’organisme végétal exposé, ces facteurs abiotiques (sécheresse, salinité, température) affectent les conditions de développement et peuvent même provoquer la mort du végétal. Les dommages sont étroitement liés à deux facteurs : l’intensité du stress et sa durée d’exposition ; dans ces conditions défavorables, les plantes ont développé des stratégies d’adaptation (HOPKING, 2003 ; GREGORY, 2005). Fig.1-La complexité des plantes à la réponse aux différents stress abiotiques (BASIA et ARIE., 2005). Les stress primaires (sécheresse, salinité, froid, chaleur, la pollution chimique etc.…), sont souvent interconnectés et provoquent des dommages cellulaires ; ils font apparaître des stress secondaires comme les stress osmotiques et oxydatifs. Les signaux initiaux des stress, stimulent la succession des processus de signalisation et de contrôle de transcription qui mènent, à la tolérance ou à la résistance au stress (fig.1) (BASIA et ALTMAN., 2005). 2.Le stress hydrique d. L’importance de l’eau dans la plante L'eau composant majeur des cellules qui maintient leur turgescence est un solvant des matières minérales et organiques ; a un pouvoir tampon très important et est également une source d’hydrogène, pour les réactions biochimiques de la photosynthèse. Les mouvements de la plante, sont le résultat d'eau qui se déplace dans et hors de ces parties, exemple : les mouvements diurnes, l’ouverture des stomates, l’ouverture des fleurs. L’eau joue aussi un rôle important dans l’élongation et la croissance cellulaire (FOURNEAU, 2000 ; THEBAULT, 2001 ; SAUPE, 2007). e. Définition du stress hydrique Le stress hydrique souvent provoqué par la sécheresse, se manifeste quand la quantité d’eau transpirée est supérieure à la quantité d’eau absorbée. Le manque d'eau et la rareté des précipitations sont les causes principales du stress hydrique, ce stress affecte la croissance et le développement de la plante (KRISTA, 2003 ; ZRŸD, 2004). f. Adaptation des plantes au stress hydrique • Adaptations physiologiques Le maintien d’une forte pression osmotique des fluides cellulaires, se réalise par le potassium en début de croissance et par les osmolytes dans l’autre phase de vie du végétal. Les protéines de sécheresse, analogue au heat shock proteins (HSP) et des polyamines (putrescine, spermidine), participent également dans le processus d’adaptation. L’acide abscissique (ABA) induit la fermeture des stomates, ce qui a pour effet la réduction de la photosynthèse et donc la transpiration qui résulte de cette opération décroît (MAZLIAK, 2000). • Adaptations morphologiques Les plantes adaptent leur architecture pour tolérer le stress hydrique, cela se réalise par un ralentissement de la croissance des feuilles ou bien par une réduction de la surface foliaire. Il s’est avéré que ces deux mécanismes sont plus importants que la réduction de la photosynthèse (HERVIEU et GUILLOU., 2001). Les xérophytes : sont des plantes qui ont réduit leur surface transpirante par atrophie des feuilles, ou bien par une cutinisation des épidermes et aussi par un enfoncement des stomates dans des sillons ou des cryptes (MAZLIAK, 2000). • Adaptations métaboliques Les plantes en C4 sont des plantes de milieu chaud et sec, elles ferment leurs stomates plus longtemps pour éviter les pertes d’eau. En parallèle, elles possèdent une enzyme supplémentaire : la phospho-énol-pyruvate-carboxylase qui piége le CO2 et donc la photorespiration diminue (GEST, 2002 ; THEBAULT, 2001). Chez les plantes CAM, l’ouverture nocturne des stomates minimise les pertes par évaporation. Au jour la photosynthèse proprement dite peut s'effectuer à stomates fermés, elle n'utilise pas directement le CO2 atmosphérique, mais la décarboxylation des malates ou isocitrates accumulés au cours de la nuit (HENK et EGGLI., 1995 ; GEST, 2002). La masse foliaire a doublé chez Vigna radiata L.Wilczek stressées par inondation, ainsi que la surface foliaire a décliné relativement par rapport aux plantes témoins, de même que le rapport masse sèche des racines à masse sèche des tiges. Durant la période de rétablissement, il y a eu une augmentation de la répartition de la masse sèche vers les racines en comparaison aux tiges (MUSGRAVE et VANHOY., 1989). 3.Le stress thermique a.Le stress aux températures élevées • Adaptation morphologique Généralement la fourchette des températures compatibles avec la croissance des plantes est comprise entre 0°C et 45°C ; dans ces limites la tolérance à la température dépend fortement de l’espèce (HOPKINS,2003).Vigna radiata L.Wilczek préfère un climat sec dont la température optimale est entre 25 C°- 35 °C (KUDAGAMAGE et al. , 2007). De nombreuses plantes évitent la surchauffe, en faisant adopter une position plus verticale aux feuilles, ou en provoquant leurs enroulements le long de leur axe ou, par la production de poils foliaires et de surfaces cireuses qui réfléchissent la lumière (HOPKINS, 2003) • Adaptation physiologique Les plantes soumises temporairement à des températures élevées, présentent souvent une respiration accéléré et donc un épuisement rapide de leurs réserves; dans ces conditions critiques, la plante inhibe la synthèse de la plupart des protéines et induit la synthèse d’une famille de protéines de faible poids moléculaire, appelées les protéines de chocs thermiques (Heat Shock Proteins) (MAZLIAK , 2000 ; HOPKINS, 2003). Chez Vigna radiata L.Wilczek, les polyamines protégent les plantes contre le choc thermique dù à une haute température, ceci se manifeste par une augmentation de la croissance des racines rétablies et des hypocotyles, mais l'efficacité de ces polyamines est respectivement dans l’ordre suivant : putrescine, spermidine, et spermine (RANJIT et al. ,1997). b. Stress au froid et au gel Les plantes sont réparties en 3 catégories, selon leur réponse au stress froid : les plantes sensibles au froid, subissent des dommages quand les températures sont inférieures à 12°C ; les plantes tolérantes au froid mais sensibles au gel, peuvent s’acclimater à des températures inférieures à 12°C mais ne survivent pas au gel et enfin les plantes tolérantes au froid et au gel, survivent à des températures très inférieures à 0°C (BOURION et al. , 2003). En effet, les basses températures provoquent chez les plantes des maladies physiologiques du froid (chilling injury) ou le gel des fluides cellulaires. Par conséquent, les plantes ont développé plusieurs modes d’adaptations (MAZLIAK, 2000). • Adaptation morphologique Les végétaux ne peuvent pas se mettre à l’abri lorsque les températures diminuent, elles vont ainsi se modifier à l'approche de l'hiver. Selon la classification de Raunkiaer on distingue: Les phanérophytes : leurs bourgeons sont au-dessus de la neige l'hiver. Ce sont les arbres et arbustes. Les chamérophytes : leurs parties aériennes sont enfouies dans la neige. Ce sont les petits buissons. Les hémicryptophytes : la plus grande partie de leur appareil végétatif aérien disparaît l'hiver, seuls persistent une rosette de feuilles ou des bourgeons à la surface du sol. Ce sont la plupart des herbacées pérennes. Les géophytes : seule la partie souterraine persiste (bulbe, tubercule, rhizome). Ce sont généralement des bisannuelles. Les thérophytes : elles disparaissent totalement, et ne laissent que des graines dans le sol. Ce sont les annuelles (THEBAULT, 2001). • Adaptation physiologique Les plantes « sensibles au froid », réagissent négativement entre 0°C et 12°C ; cela se manifeste par : arrêt de croissance, chlorose, nécrose et mort parfois (MAZLIAK, 2000). Vigna radiata L.Wilczek est une plante sensible au froid, la rouille pulvérulente est une maladie favorisée par des conditions croissantes de fraîcheurs, elle est souvent répandue dans les récoltes tardives. Les symptômes consistent à une augmentation fongique sous forme de poudre grisonnante blanche sur la surface des feuilles, les tiges et les cosses (SPARKES, 2005). Les plantes qui sont sensibles aux basses températures, ont tendance à posséder une proportion importante d’acides gras saturés et par conséquent, une température de transition élevée. Dans les membranes mitochondriales de Vigna radiata L. Wilczek, la température de transition est de 14°C, les plantules du Mung bean poussent mal au dessous de 15°C (HOPKING, 2003). Dans ce cas, les plantes résistantes ou acclimatées au froid, compensent les rigidifications de la matrice lipidique en s’enrichissant en phosphatidyl choline et en acide gras polyinsaturés. Ces derniers empêchent la fuite d’électrolytes ou d’autres molécules de la cellule vers le milieu extérieur ainsi, la perturbation du fonctionnement des protéines de transport qui ont un rôle important dans le contrôle des flux métaboliques (MAZLIAK, 2000 ; SUNG et al. ,2003). Les protéines LEA participent à l’acclimatation au gel ; elles ont une composition en acides aminés simple et contiennent des motifs répétés en acides aminés dont certaines régions sont capables de former des hélices amphipathiques. Ces hélices permettraient aux protéines de stabiliser les membranes contre les dommages du gel (THOMASHOW, 1999). L’accumulation des sucres est aussi un moyen d’acclimatation, le stockage des sucres chez le pois d’hiver peut avoir un rôle nutritionnel pendant l’acclimatation au froid, mais aussi participe directement à la tolérance au gel comme moyen d’assurer la cryoprotection des tissus de la plante, surtout ceux comme les feuilles qui sont nécessaires pour amener l’énergie à la plante (BOURION et al., 2003). Les osmoprotecteurs servent à augmenter la pression osmotique dans le cytoplasme et peuvent aussi stabiliser les protéines et les membranes, quand les températures sont défavorables (BRETON et al. ,2000).Certaines plantes possèdent une bactérie glacogène qui empêche la cristallisation des liquides (THEBAULT, 2001). Vigna radiata L.Wilczek est une plante de la saison tempéré qui ne tolère pas le gel (OPLINGER et al . ,1997). Il apparaît que le froid induit une acidose cytoplasmique des cultures cellulaires en suspension de cette plante sensibles au gel et cela caractérisent la phase précoce de leur croissance exponentielle, contrairement à la phase tardive où ces cellules tolèrent le gel et donc il n’y a pas apparition de cette acidose (YOSHIDA ,1994). 4.Le stress salin a.La salinité • Généralités sur la salinité La salinité peut être définit comme un processus d’accumulation des sels solubles, qui sont représentés en grande partie par des cations (Na+, Ca+2, Mg+2, et le K+), et des anions (Cl-, SO4-2, HCO-3, CO3-2 et NO3-). D'autres sels moins courants et plus toxiques à faibles concentrations sont également à considérer ; ces éléments traces sont le bore, le sélénium, l'arsenic et le molybdène (KENFAOUI, 1997 ; GREGORY, 2005). La définition la plus courante, adoptée par la FAO (1997), considère qu'un sol salin est un sol dont l’activité électrique de la pâte du sol (ECe) est de 4 dS/m ou plus, cependant le Na+et Cl- sont considérés les plus important : le Na+ a comme effet la détérioration de la structure physique des sols et le Cl- et Na+ entraînent la toxicité des végétaux (OMAMI, 2005). La conductivité électrique est souvent utilisée pour la mesure de la salinité des eaux et de la pâte du sol, elle est exprimée en décisiemens par mètre dS/m ou en millimhos par centimètre mmho/cm (KENFAOUI, 1997). Un sol devient sodique lorsque la proportion d'ions Na+ dépasse celles des autres électrolytes de plusieurs ordres de grandeur. De l’ensemble des sols cultivés du monde, 23 % sont affectés par des problèmes de salinité, les sols salins couvrent 397 millions d’hectares et les sols sodiques 434 millions d’hectares (GREGORY, 2005). • La salinité des sols C’est un phénomène naturel, dans ce cas ces causes peuvent être climatique (ex : steppes continentales) ou géochimique (ex : Mares salées Lorrain) (SCHWARTZ, 2007). 80% des terres salinisées ont une origine naturelle. On parle aussi de salinisation “primaire” dù aux sels se formant lors de l’altération des roches ou à des apports naturels externes (MASHALI et al . ,2005). Dans les régions arides et semi arides, l’évapotranspiration joue un rôle important dans la pédogenèse des sols salins ; ce processus dépend essentiellement du régime hydrique du sol et des sources de sel. Lorsque le climat est chaud et sec, entraînés par les eaux capillaires suivant le flux d'évaporation, les sels sont accumulés en surface (OMAMI, 2005 ; GREGORY, 2005). Les eaux souterraines, déjà naturellement salines, montrent des concentrations en sels de plus en plus élevées en se rapprochant d’un gisement d’hydrocarbures. Il existe deux types de sols salés : Les solonchaks : qui sont des sols salés possédant une nappe salée profonde ou de surface et un pH élevé supérieur à 8,5. Couvrant ainsi 260 millions d’ha. Les solonetz : qui sont des sols sodiques alcalins présentant ainsi un horizon argileux saturé par les ions Na+ et Mg+2 possédant ainsi un PH élevé autour de 8,5 (SCHWARTZ, 2007). • Les solutions agronomiques pour la mise en valeur des sols salés Pour les sols dont la structure n’est pas encore complètement modifiée par la salinité et la présence de Na+ : un amendement de gypse (CaSO4) permettant de fixer du Ca+2 sur le complexe d’échange cationique et de lessiver le Na+ en profondeur. Pour les solonetz, la seule technique à mettre en œuvre, est un labour profond ou sous-solage de manière à casser les structures massives à croître de sel. L’amendement de CaSO4 peut être réalisé par la suite pour restaurer la fertilité chimique (SCHWARTZ, 2007). • La salinisation des sols 20% des terres salinisées, soit près de 15 millions ha sur le continent Africain, ont une origine « anthropique ». On parle alors de salinisation “secondaire”, induite par l’activité humaine, liée aux pratiques agricoles et en particulier à l’irrigation (MASHALI et al., 2005) (fig.2). Mesure et suivi de la salinité et l’alcalinité du sol Salinisation des terres irriguées Origines 1. Eau d’irrigation saumâtre 2. Nappe superficielle proche avec une eau de qualité médiocre 3. Salinisation d’un aquifère côtier dont l’eau est prélevée pour l’irrigation Solutions Fig.2- Origines de la salinisation. (MASHALI et al. ,2005). • Les causes réelles de la salinisation des terres irriguées Elles sont due, à l’absence de drainage qui mène à l'accumulation des sels en surface et à la recharge des nappes phréatiques par une eau salée, ainsi que la déforestation qui induit la remontée des nappes phréatiques engendrant des affleurements salés dans les points bas du paysage (ex : thailande) (SCHWARTZ, 2007). De même, l’accumulation des sels portés par l’air, ou par l’eau à la surface des sols et la contamination de ces surfaces et leurs nappes phréatiques par des produits chimiques, notamment les engrais utilisés dans l’agriculture et un pâturage intense qui mène à une diminution progressive des végétaux qui se termine par une désertification, sont parmi les causes de la salinisation des sols (OMAMI, 2005). Le monde perd au moins 3 ha de terres arables chaque minute, à cause de la salinité des sols. (MASHALI et al. ,2005).L’agriculture réalise à elle seule 69% de tous les prélèvements d’eau par an. 20 à 30 millions d’ha des 260 millions des terres irriguées, sont affectées par la salinisation dans les pays du Maghreb et du Proche et Moyen Orient ; le taux des surfaces irriguées affectées par la salinisation atteint 30% à 40 % (SCHWARTZ, 2007). • Les solutions possibles pour lutter contre la salinisation des sols La lixiviation, un mode d’irrigation qui consiste à donner aux cultures juste un peu plus d'eau que nécessaire. De ce fait on réduit la salinité dans la zone racinaire et les sels sont transportés dans la couche aquifère qui les disperse. Un autre processus correcteur de la salinisation est un meilleur drainage des terres salines gorgées d'eau. L’inondation des terres salinisées a également un effet bénéfique, grâce à la submersion et au drainage ; enfin une meilleure utilisation de l'eau d'irrigation comme le goutte-à-goutte, peut améliorer la qualité de ces sols salins (BELTRAN, 2002). b. Salinité et végétaux • Une classification des sols adaptés pour les végétaux Il est nécessaire de classer les sols pour distinguer les sols reconstruits salins, sodiques et salins-sodiques, ainsi mieux sélectionner les espèces ou variétés végétales à réintroduire (GREGORY, 2005). (Tableau 1) Tableau 1: classification des sols (LETEY, 2000) Classement Normale Salin Salin- sodique Sodique Salinité (CEe) (dS/m) <4 >4 >4 <4 Sodicité (SARe) < 13 < 13 > 13 > 13 pH < 8.5 < 8.5 < 8.5 > 8.5 Les conditions Physiques des sols Normale Normale Normale Pauvre Le SAR est à la fois un indice de perméabilité du sol et un indice du niveau de stress osmotique et ionique, perçus par une plante. Ainsi, le SAR et la CE, sont utilisés comme critères de qualité des sols reconstruits et comme indices de risque intégrés dans les programmes de végétalisation (GREGORY, 2005). (Tableau 2) Tableau 2 : les niveaux des stress salin et sodique (GREGORY, 2005). • Une sensibilité différente suivant les végétaux Suivant leur production de biomasse en présence de sel, quatre grandes tendances ont été discernées (fig. 3). Les halophytes vraies : dont la production de biomasse est stimulée par la présence de sels, ces plantes présentent des adaptations poussées et sont naturellement favorisées par ces conditions : Salicornea europaea, Suada maritima. Les halophytes facultatives : montrant une légère augmentation de la biomasse à des teneurs faibles en sel comme Plantago maritima, Aster tripolium. Les non –halophytes : résistantes, supportant de faibles concentrations en sel comme Hordeum sp. Les glycophytes ou halophobes : sensibles à la présence de sel comme -Phaseolus vulgaris, Glycine max (HAGEMEYER, 1996). La grande majorité des stress salins est provoquée par des sels de sodium, particulièrement le NaCl. De ce fait, les termes halophytes et glycophytes font essentiellement référence aux stress provoqués par un excès de Na+ (GREGORY, 2005). • Le stress salin via les végétaux La première difficulté d’une plante en milieu salin est d’assurer son apport en eau. Pour cela, il faut que la plante puisse ajuster la pression osmotique de ses tissus par rapport à la pression osmotique du sol. Ce phénomène nommé l’épictése, permet donc à la plante d’assurer une hypertonie constante (HELLER, 2004). En terme de qualité d'eau d'irrigation, on considère que la limite de 5 mmhos/cm ne doit pas être dépassée, les risques de salinisation étant alors très importants (KENFAOUI , 1997). A l’échelle agronomique, les risques de salinisation varient de 4 à 16 mmhos/cm. A partir de 8 mmhos/cm, la plupart des plantes cultivées ont leurs rendements fortement abaissés par la salinité. Seuls les végétaux halophiles prospèrent dans des milieux à salinité supérieure à 16 mmhos/cm (KENFAOUI, 1997). IV. LES EFFET DE LA SALINITE SUR LES PLANTES ET LEURS MECANISMES D’ADAPTATION 1.Effet de la salinité sur les plantes a.Effet sur la croissance des végétaux L’effet le plus commun des stress abiotiques sur la physiologie des plantes, est ainsi la réduction de la croissance ; elle est inversement corrélée à la résistance au stress salin d’une espèce/variété (GREGORY, 2005). Chez Vigna radiata L .Wilczek, un stress salin provoque une diminution dans le taux de germination. En effet, l’hydrolyse de l’amylase est retardée et réduit avec l’élévation des concentrations du NaCl. Cependant, le contenu croissant des sucres solubles dans les cotylédons a indiqué que la teneur des sucres n’a pas été limitée pour la croissance du plant de Vigna radiata L .Wilczek sous salinité (PROMILA et KUMAR., 2000 ; SHAKIL et al . ,2004). La salinité a réduit également le poids frais et sec, protéines et carbohydrates contenus dans toutes les parties de la plante, la partie foliaire, la longueur des bourgeons et des racines, le développement des cosses, le rendement de la semence et les composants du rendement de l'étape reproductrice (SHAKIL et al. ,2004 ; ASHRAF et RASUL. ,2006). En effet, la tolérance de la salinité de quatre variétés de Vigna radiata L .Wilczek a été testée sous trois niveaux de salinité : zéro (témoin), 2000 et 4000 ppm de NaCl ; tous les caractères de croissance des quatre variétés ont diminué avec les niveaux de salinité croissants. La réduction était sévère à 4000 ppm comparée à 2000 ppm (MAGDA et al. ,2005). Les branostéroides stimulent l’allongement des racines de Mung bean , exposés à un stress salin et en présence de geldamycine, à cause de sa haute spécificité pour le chaperone Hsp90 qui est impliqué dans la transduction du signale des brassinosteroide dans les plantes (AMZALLAG et GOLOUBINOFF., 2003). La réponse de la croissance d’une plante exposée à un stress salin est bi phasique : (GREGORY, 2005). Phase 1 – Dominance du stress osmotique : la concentration en sel augmente ; donc le potentiel osmotique de la solution du sol diminue. Le stress physiologique est causé par l’excès d’ions à l’extérieur de la plante et est similaire à un stress hydrique. Phase 2 – Dominance du stress ionique : pour résorber la sécheresse physiologique et réaliser un ajustement osmotique, la plante accumule éventuellement les osmolytes en excès dans ses tissus. L’effet du stress est alors essentiellement dû aux ions à l’intérieur des tissus, lorsqu’ils atteignent des concentrations toxiques pour le métabolisme. b. Effet sur l’anatomie foliaire des plantes La salinité provoque un changement anatomique au niveau foliaire pour de nombreuses plantes ; chez le haricot, le coton et l’Atriplex, il y a une augmentation dans l’épaisseur de l’épiderme, du mésophile dans la longueur des cellules du palissade, le diamètre des palissades et le diamètres des cellules en éponge ; par contre l’épaisseur de l’épiderme et du mésophile s’accroît significativement chez les feuilles de mangrove Brugueira parviflora traité au NaCl. Dans les feuilles des épinards, la salinité réduit l’espace intercellulaire; chez la tomate, il y a également une réduction de la densité des stomates (OMAMI, 2005). c. Effet sur la photosynthèse L’effet de la salinité sur la photosynthèse, dépend de la concentration des sels et l’espèce de la plante; ce qui est évident qu’une concentration basse de sels peut stimuler la photosynthèse. Un environnement stressant qui affecte la croissance, affecte évidemment la photosynthèse; de nombreux auteurs montrent que la capacité de la photosynthèse est étouffée par la salinité et cela chez différentes espèces da plantes (OMAMI, 2005). Selon OMAMI (2005), la diminution de la photosynthèse via la salinité est attribuée à de nombreux facteurs : La déshydratation des membranes cellulaires La réduction du potentiel hydrique, cause un stress osmotique qui irréversiblement inactive le transport d’électrons au cours de la photosynthèse, via le rétrécissement de l’espace intercellulaire, La toxicité par les sels en particulier par le Na+ et le ClLe Cl- inhibe la photosynthèse, à travers l’inhibition de NO3-N qui est significativement réduit au cours du stress salin ; la réduction du NO3-N est combiné au stress osmotique, peut expliquer l’effet inhibiteur de la salinité, Une réduction du CO2 À cause de la fermeture des stomates, ce qui résulte de la restriction de l’accessibilité de CO2 pour les réactions de carboxylation ; d’autres plantes agissent différemment. Chez six espèces de brassicassées , cet effet est dù à la diminution de la résistance au diffusion du CO2 dans la phase liquide, à partir de la paroi du mésophile jusqu’au site de la réduction du CO2 dans le chloroplaste, Le changement d’activité des enzymes qui est induit par le Changement de la structure du cytoplasme, La cinétique de la fluorescence de la chlorophylle a été affectée significativement chez le Mung bean : le niveau de florescence initial (F0) a augmenté après 3 jours de stress. Il a été rehaussé par l'addition de CaCl2 ; cependant le rendement quantique de la photochimie fondamentale de PS II a diminué considérablement avec les traitements NaCl ; le CaCl2 a amélioré cet effet (MISRA et al, 2001). En outre, le stress salin mène à une réduction significative des chlorophylles a et b, et la chlorophylle total dans deux cultivars de Mung bean (ASHRAF et RASUL., 1988). d. Effet sur le niveau d’ions et le contenu nutritionnel Une baisse d’activité ionique et un extrême ratio de Na+/Ca+2, Na+/K+, Ca+2/Mg+2 et Cl-/NO3-, sont observés ; le désordre nutritionnel peut se développer et la croissance des plantes peut se réduire. Une concentration élevée de NaCl crée une compétition entre les ions comme K+, Ca+2, N2, P ,puis il y’a une décroissance des concentrations des ions Ca+2, K+, Mg+2. La salinité réduit l’accumulation de N2 chez les plantes, le Cl- est accompagné par une diminution de la concentration des nitrates NO3- plus que le SO4--. Il y a une réduction des concentrations des NO3- dans les feuilles ; paradoxalement la concentration de N2 augmente dans d’autres fractions Ex : proline, glycine bétaine. (GRATTAN et GRIEVE, 1993). La concentration du P est hautement dépendante de l’espèce végétale, l’étage du développement de la plante, composition et niveau de salinité et la concentration du P dans le substrat. La réduction de l’accessibilité du P dans les sols salins, a été suggérée d’être un résultat de la force ionique qu’elle réduit l’activité ionique en particulier l’activité du phosphore. Cependant, la salinité a à la fois un effet stimulateur et inhibiteur de l’absorption des micro-éléments par les végétaux (OMAMI, 2005). Il a été enregistré un changement au niveau de Na+, Cl- et K+ à l'étape végétative chez le Mung bean sous stress salin (SHAKIL et al. , 2004). e. Effet sur l’assimilation de l’azote L’application de NaCI a comme conséquence la réduction de 52, de 50 et de 55 % du contenu total d'azote dans la feuille, la racine et la nodule de Mung bean respectivement. Cet effet est dû à une réduction de l’activité enzymatique de la nitrogénase glutamineoxoglutarate-2-amino-transférase et le glutamate déshydrogénase qui sont les enzymes de l’assimilation de l’azote chez les fabacées (CHAKRABARTI et MUKHERJI., 2003). La toxicité au manganèse se traduit, par l’accroissement de l'activité de la peroxydase et la diminution de celle de la catalase. Cet effet peut être utilisé pour un tri rapide des variétés de Vigna radiata L.Wilczek pour leur tolérance au manganèse dans les programmes de sélection (ROUT et al. ,2001). Une concentration basse de Mn, accentue l’effet de l’excès de Cr par réduction de biomasse, de concentration de fer, de chlorophylle a et b et d’activité de la ribonucléase ; par contre, elle accroît l’activité de la peroxydase ; cependant, l’excès de Mn décroît l’activité des réactions de Hill et l’activité des phosphatases (PRATIMA et al. ,2005). Le stress oxydatif joue un rôle majeur dans le stress salin : des cultures de Vigna radiata L.Wilczek, ont montré des caractéristiques effectives antioxydatives qui pourraient fournir la meilleure protection, contre les dégâts de l'oxydant dans les feuilles, sous conditions de stress salin (SUMITHRA et al . ,2006). 2.Les mécanismes d’adaptation a. Accumulation sélective ou exclusion des ions L’accumulation des ions, est le mécanisme primaire utilisé chez les halophytes, à un niveau haut de salinité par la compartimentation des ions dans la vacuole (OMAMI, 2005). L’exclusion des ions est effectué à un niveau bas ou modéré de salinité chez les glycophytes, en limitant l’absorption du Na+ par la pompe Na+/H+ antiport qui exporte les ions Na+ hors de la cellule, ou en favorisant sa répartition dans les tissus âgés comme les feuilles qui vont être par la suite éliminées par abscission (GREGORY, 2005 ; OMAMI, 2005 ; CALU, 2006). Le transport du Na+, à partir du cytoplasme ou sa compartimentation dans la vacuole, est dù aussi à l’enzyme Na+/H+ antiport. Ce sont les gènes SOS1 qui codent pour ce transporteur membranaire (OMAMI, 2005 ; CALU, 2006). Fig.3- Le cheminement de signalisation des SOS dans l’homéostasie ionique sous stress salin chez Arabidopsis (ZHU et al . ,2005). L’excrétion de sel chez certains glycophytes, pourrait être réalisée par des ATPases Na+/K+ dépendantes, comme il en existe chez les animaux (MAZLIAK, 2000).Toute une série de gènes sont activés, codant pour des protéines responsable du maintient de l’homéostasie : ce sont les gènes SOS (salt overly sensitive) (CALU, 2006). En effet chez Arabidopsis, le stress salin stimule le signal de Ca+2 activant de ce fait les SOS3 qui stimulent les SOS2 et qui sont des gènes codant pour des protéines kinase. A leur tour les SOS2 soit ils stimulent la phosphorylation des SOS1 qui codent pour des protéines enzymatiques antiport plasma membranaire Na/H, soit ils activent le tonoplaste antiport Na/H et permet donc de conserver le Na+ à l’intérieur de la vacuole (ZHU et al . ,2005). (fig.3) b. La synthèse des solutés compatibles En présence de stress salin, il y a synthèse des osmoprotecteurs qui sont de petits composés organiques compatibles avec les fonctions métaboliques des cellules, très solubles, neutres et non toxiques ; ils permettent ainsi l’ajustement osmotique entre le cytosol et la vacuole d’une part et la stabilisation des protéines et des membranes contre la dénaturation causée par le stress salin d’autre part (MELONI et al. ,2004 ; GREGORY., 2005). Les halophytes mais aussi occasionnellement les glycophytes, sont capables de lutter contre le stress salin en produisant ces composés dits aussi solutés compatibles (CALU, 2006 ; OMAMI, 2005). Il existe trois catégories d’osmoprotecteurs. (fig.4) Les acides aminés : comme la proline, l’alanine la β- alanine la taurine et ectoine (1, 4, 5,6-tetrahydro-2-methyl-4-pyrimidinecarboxylic acide) Les ammonium quaternaires : comme la glycine bétaine, β - alanine bétaine, la choline-O-sulfate, la glycerophosphorylcholine et les sulphonium comme 3dimethylsulfoniopropionate. Les carbohydrates : incluent les polyols comme le glycérol, l’inositol, le mannitol, le sorbitol le pinitol et le D-ononitol ; les sucres simples comme le fructose, le glucose, le saccharose , le tréhalose, le raffinose et le fructan (CALU, 2006 ; GREGORY, 2005 ; HASEGAWA et al ., 2000). Fig. 4- La structure chimique de quelques osmolytes (HASEGAWA et al ., 2000). L’éctoine à comme origine de biosynthèse l’acide aminé l’acide aspartique, le pinitol est bio synthétisé à partir de myoinositol, la glycine bétaine est originaire du métabolisme de la choline .Cependant il y a deux voies alternatives de la biosynthèse de la proline chez les plantes supérieur : la voie d’ornithine et la voie de glutamate (HASEGAWA et al. ,2000 ; HU et al. ,1992). (Fig.5) Fig.5-Les deux voies métaboliques de la proline chez les plantes supérieures (HU et al. , 1992). b. Contrôle des ions absorbés par les racines et leurs transport jusqu’aux feuilles La plante régule la balance ionique pour maintenir un métabolisme normale ; l’absorption et la translocation des ions toxiques comme le Na+ et le Cl- sont limités, contrairement aux ions métaboliques indispensables , comme ceux du K+ qui sont maintenus ou augmentés (OMAMI , 2005). c. Changement du cheminement photosynthétique Pour tolérer le stress salin, les plantes doivent diminuer l’usage d’eau ; à cet effet, il y a des plantes comme les halophytes facultatives qui changent leur mode photosynthétique de C3 au CAM. Ce changement permet aux plantes de réduire l’eau perdue par l’ouverture nocturne des stomates, ce qui aide à diminuer l’eau perdue par transpiration (OMAMI, 2005). d. Induction des enzymes anti-oxydatives par salinité Les enzymes anti-oxydatives, sont des éléments clef contre les réactions oxydatives destructives des cellules végétales. Parmi eux on trouve la catalase (CAT), la glutathione réductase (GR), la superoxide dismutase (SOD) et glutathion –S-transférase (GST) (OMAMI, 2005). Chez Vigna radiata L.Wilczek, la carbonique anhydrase (CA), la catalase (CAT) et la ACC oxydase, sont des enzymes anti –oxydatives reliées respectivement aux processus de photosynthèse, de détoxification des espèces actives d’oxygène et de formation d’éthylène (SYEED, 2004). e. Induction des hormones par salinité Les niveaux hormonaux de l’ABA augmentent en cas de stress salin, jouant ainsi plusieurs rôles. Il est responsable de l’activation des gènes qui jouent un rôle important dans les mécanismes de la tolérance au sel chez le riz, comme il a un rôle dominant dans les réactions réversibles de la phosphorylation des protéines. Il accroît le niveau du Ca2+ cytosolique et donc son pH, permettant ainsi de réguler l’absorption et le transport à travers les membranes ; contrairement, il réduit le niveau d’éthylène et l’abscission des feuilles, probablement par la décroissance de l’accumulation des ions toxiques de Cl- dans les feuilles. En outre, c’est un inhibiteur du NaCl dans les réactions de la photosynthèse et la croissance (OMAMI, 2005).Une augmentation de l’ABA dans la partie aérienne ou une réduction des concentrations en cytokinine, donne naissance à une croissance et une transpiration réduites (GREGORY, 2005). On a également enregistré un haut niveau de jasmonate, médiateur de signalisation qui soutient les réactions de floraison et sénescence dans les conditions de stress salin (OMAMI, 2005). f. Réduction de la croissance En effet, la croissance des végétaux est perturbée par de trop forte concentration de sel ; la plante montre alors des signes de stress par la production d’anthocyane ou la destruction de la chlorophylle. Des stress extrêmes conduisent au nanisme et à l’inhibition de la croissance racinaire ; les feuilles deviennent sclérosées avant même d’avoir fini leur croissance et l’organisme tout entier risque de dépérir assez vite (CALU, 2006). g. Les protéines LEA (late-embryogenesis-abundant) Le stress osmotique, induit la synthèse des protéines (LEA) dans les tissus végétatifs, ce qui a pour effet la tolérance à la déshydratation des tissus végétatifs. Elles ont un rôle dans la détoxification et l’élévation des dommages causés par le stress salin (ZHU et al. ,2005 ; SEAMEN, 2004). L’accumulation du niveau de ces protéines, est corrélée avec la tolérance au stress chez plusieurs espèces de végétaux. On pense que ces protéines ont un rôle protecteur sous stress osmotique (SEAMEN, 2004). Voici un schéma récapitulatif qui englobe les trois aspects les plus importants de la tolérance à la salinité chez les végétaux : l’homéostasie, la détoxification, le contrôle de croissance et les interconnections qui relient les uns aux autres (SEAMEN, 2004). (fig.6) Fig.6- Les trois voies de tolérance des plantes aux stress salin (SEAMEN, 2004). V. LA PLANTE Vigna radiata L.Wilczek Vigna radiata L.Wilczek ou soja vert est une plante annuelle de la famille des Fabacées ; originaire du sous-continent indien , elle est cultivée comme plante potagère pour ses graines consommées comme légume .On consomme également les jeunes pousses issues des graines après germination, souvent vendues sous le nom erroné de « germes de soja » ; encore appelés "Haricot mungo", "haricot mung", "taugé" suivant les pays . Il est moins riche en protéine en le comparant au soja (ANTOHONY et al . ,2007 ; BADMOOD et al. ,2007 ; JAY64, 2008). 1. Taxonomie Règne Plantae plantes, Végétal Sous règne Tracheobionta-- plantes vasculaires Super division Spermatophyte – plantes à graines Division Magnoliophyta-- angiospermes, phanérogames, plantes à fleurs, plantes à fruits Classe Magnoliopsida-- dicots, dicotylédones, Sous-classe Rosidae Ordre Fabales Famille Fabaceae Sous-famille Faboideae Tribu Phaseoleae Sous tribu Phaseolinae Genre Vigna Espèce Vigna radiata (L).Wilczek -- Mung bean Variété Vigna radiata (L).Wilczek var. radiata (L.) R. Wilczek -- Mung bean (ANTOHONY et al . ,2007 ; BADMOOD et al. ,2007 ; SKINNER , 2006). Types de Vigna radiata (L).Wilczek: grains noirs, grains marrons, grain dorées, grains verts (Chlorospermus Group) (PORCHER, 2006) Synonyme(s) : Phaseolus mungo Gagn. Var. chlorospermus, Phaseolus aureus auct. Non-Roxb. f. viridis. Nom commun: Anglais: Green gram, Mung bean, Chinese mung bean, Green-seeded mung bean, Tientsin green bean. Français : Haricot mung à grain vert, soja vert (PORCHER, 2006). 2.Description Le Mung bean est une plante herbacée annuelle, qui peut atteindre une hauteur qui varie entre 30 et 150 cm. Les tiges sont couvertes de cheveux raides blancs ou bruns ; les feuilles sont de taille moyenne qui forment une spirale, les branches sont plus ou moins nombreuses (REHM., 1989; MACFARLANE et al. ,2000 ; SERRE, 2007). Les premières fleurs apparaissent sept ou huit semaines (50-60 jours), après la plantation ; les inflorescences peuvent avoir 4 à 25 fleurs; les pétales sont jaune pâles. Les fleurs sont bisexuées et donc la reproduction se fait par autopollinisation des fleurs hermaphrodites (MACFARLANE et al. ,2000 ; MYERS, 2006). Les gousses sont longues, minces et chevelues mesurant de 2,5 à 10 cm, elles contiennent de 10 à 20 graines minuscules de 3,2 à 5 mm de long unies ou tachetées. Elles atteignent leur maturité dans douze à quatorze semaines (75–90 jours) (MACFARLANE et al. ,2000 ; IMRI, 1991). Vigna radiata L. Wilczek est autochtone et adventive. 2n= (20)22; les niveaux de ploïdie en ont enregistré 2 (MACFARLANE et al. ,2000). La culture de Vigna radiata L Wilczek ne demande pas des fertilisants azotés, et se fait généralement en rotation avec celle des céréales (IMRI, 1991). 3.Distribution Originaire de l’Inde ou le sud-est de l’Asie, mais aujourd’hui se trouve dans les zones tropicales et subtropicales dans le monde (SMITH, 1985). Les principaux pays produisant sont l’Inde, l’Indonésie, la Chine, et la Birmanie ; cependant les plus grands importateurs sont le Japon, l’Europe, les USA et Taiwan (IMRI, 1991). 4.Exigences climatiques Vigna radiata L Wilczek est une plante qui tolère la chaleur et la sécheresse, mais elle est sensible au basses températures et non tolérante au gel ; l’humidité doit être basse jusqu’à moyenne, un excès de précipitation et d’humidité, en particulier au moment de la floraison peut mener à une réduction de récolte. Cependant, des précipitations adéquates sont demandées durant tout le cycle du développement afin d’acquérir de bonnes récoltes (IMRI, 1991; OPLINGER et al. ,2000 ; MYERS, 2006). La période de maturité doit coïncider avec un climat sec, pour une productivité élevée de récolte et pour avoir une bonne qualité de semences (KUDAGAMAGE et al. , 2007). Vigna radiata L Wilczek est sensible à la longueur de la lumière du jour, donc les jours courts accélèrent la floraison et les jours longs ont tendance à la retarder. Les variétés sont différentes dans leurs réponses au photopériodisme (OPLINGER et al . ,2000). La variété du Vigna radiata L Wilczek poussée en Australie, est insensible aux jours longs et peut être semée à n’importe quel moment de l’année, tout en évitant la température minimale qui est à peu prés de 15°C. La gamme de la température pour la croissance est entre 27°C et 30°C. Pour celles qui poussent en SRI LANKA leur température optimale est entre 25° C et 35° C (IMRI, 1991 ; KUDAGAMAGE et al. , 2007). Vigna radiata L Wilczek est une plante dont le cheminement photosynthétique est de type C3 (MAESEN, 1989). 5.Sol et Méthode de semi Vigna radiata L Wilczek pousse le mieux sur un sol fertile sableux léger qui assure un bon drainage, contrairement à un sol argileux lourd. La performance est meilleure dans les sols dont le pH est entre 6.2 et 7.2 ; sur les sols plus alcalins les plantes peuvent développer des symptômes de chlorose du fer sévères et de certains manques des micronutriments. Cette légumineuse à des exigences pour le phosphore, le potassium, le calcium et le magnésium (OPLINGER et al. , 2000). La profondeur du semis est de 1 à 1,5 cm, l’espacement entre 2 rangées est de 30-40 cm, entre plantes dans la même rangée est de 10 cm (KUDAGAMAGE et al. , 2007). 6.L’irrigation L’humidité du sol est importante, pour une bonne et germination uniforme. En condition sèche, l’eau doit être appliquée à un intervalle de 4 jours ; après 3 semaines, l’irrigation doit être appliquée à un intervalle de 7 jours. Quand les cosses atteignent leur maturité, il faut réduire les quantités d’eau. Une humidité suffisante est essentielle durant le processus de germination, de la floraison et dans les étapes de la construction des constituants de la graine (KUDAGAMAGE et al. ,2007). 7.Séchage et Stockage Les graines de Vigna radiata L Wilczek ont approximativement 12% d'humidité ; elles doivent être désinfectées pour contrôler les charançons. Elles peuvent être séchées légèrement si l’humidité dépasse 12%. Puisqu'elles seront consommées à l'état frais, des soins doivent être pris pour éviter toute contamination (OPLINGER et al. ,2000). 8.Gestion des maladies chez Vigna radiata L Wilczek a. Rouille pulvérulente La maladie est favorisée par des conditions croissantes de fraîcheurs, elle est souvent répandue dans les récoltes tardives. Les symptômes consistent à une augmentation fongique, sous forme de poudre grisonnante blanche sur la surface des feuilles, les tiges et les cosses. Le traitement se fait par du soufre mouillable qui est un traitement protégeant (SPARKES, 2005). b. Putréfaction de charbon de bois Les symptômes de cette maladie sont la rotation de la tige, une couleur grise du bas vers le haut, des taches noires toutes petites (microsclerotia) sont habituellement enregistrées dans la région affectée. Cette maladie est liée à la graine et donc les marchés de germination exigent que la semence soit examinée avant qu'elle soit offerte en vente (SPARKES, 2005). c. Légumineuse à peu de feuilles Les plantes affectées développent de petites feuilles évasées, avec des fleurs tordues à pétales vertes sans production de cosses; s'il y a production de cosses leur forme est tordue. Les graines dans les cosses infectées ne mûrissent pas correctement et souvent sont bruns ; elles peuvent développer des putréfactions secondaires (SPARKES, 2005). d. Tache ocre C'est une maladie bactérienne liée à la graine, les symptômes se manifestent par des lésions sur les feuilles qui sont grandes, irrégulières et sèches. Ces régions se dessèchent à une pièce rapportée de couleur ocre qui peut se déchirer et tomber, donnant ainsi une apparence en lambeaux à la feuille (SPARKES, 2005). e. Cosse gommeuse C'est une infection bactérienne (spp Gluconobacter) ; cela a lieu suite à la surproduction de sucre par les nectarines florales sur la plante de Vigna radiata L. Wilczek. Cette infection est déclenchée par une combinaison de chaleur et d'humidité. Cela peut être suivi par une chute subite des tiges qui supportent les cosses (SPARKES, 2005). f. Insectes et autres Prédateurs Le ver du maïs, peut attaquer les graines dans une période tôt de la germination ; l’invasion des sauterelles et des chenilles mène à la défoliation. Vigna radiata L Wilczek est la plante la plus exposée aux insectes que les autres légumineuses. Les charançons peuvent attaquer les graines au moment du stockage (OPLINGER et al . ,2000). 9.Les différents intérêts du Vigna radiata L Wilczek a.Nutrition La valeur nutritive au 100 g est composée de : Calories (340), protéines (23 g), matières grasses (1,2 g), carbone (62 g), fibres (4,4 g), amidon (51.80 g), cendre (3,80 g) (SERRE, 2007 ; KUDAGAMAGE et al. , 2007). Sa richesse en protéines et en vitamines en a fait la base de l’alimentation des asiatiques. Les graines germées ont un goût rafraîchissant, elles sont riches en vitamines : A, B1, B2, B3, B9, C, E. minéraux : calcium, phosphore, fer, potassium, thiamine, riboflavine (BADMOOD et al. ,2007 ; SERRE, 2007). En effet, neuf variétés de Mung bean ont été analysées ; il s’est avéré qu’elles différent significativement dans leurs teneurs en protéines totales, en acides aminés totaux et en lipides, tandis que les différences dans les teneurs en cendres, les fibres brutes, l'humidité et les calories totales étaient non significatives (SALEEM et al.,1998). Le Mung bean est peu calorique, il est idéal pour tout menu santé ; on le consomme souvent sous forme de « pousses de soja » ou « germes de soja » ; c’est la forme la plus consommable utilisé pour usage frais (sans cuisson) dans les salades (BADMOOD et al . ,2007 ; ANTHONY et al. ,2007 ; TAILLEFER et GAGNE., 2004). Afin de profiter de tous les bienfaits des germes de Mung bean, il faut bien les choisir et les conserver soigneusement, Il faut éviter de prendre les germes de Mung bean de couleur brunâtre et d'allure gluante (TAILLEFER et GAGNE., 2004). Dans le sud d’Asie, le Mung bean est utilisé pour faire le "dhal" qui est le plat le plus commun, fait de plusieurs genres de légumineuses fendues avec les épices. Dans les pays situés au Sud-est et Est d’Asie, il est utilisé pour préparer de la confiture, de la soupe sucrée, du vermicelle, les pousses germées et la farine (ZATSUMAME ,1995). En Inde, le Mung bean est très estimé pour sa valeur nutritive, au Portugal on l'ajoute aux nouilles vertes et il est surtout utilisé comme haricot germé. Aux Philippines, cette plante est considérée comme un légume versatile. Les graines de Mung bean sautés, composent un des plats les plus populaires du pays. Les feuilles sont utilisées pour parfumer les ragoûts et les tiges germées se retrouvent dans le lumpia frit (SERRE, 2007). b. Santé En médecine chinoise, le germe de Mung bean dans les pays orientaux, on le mélange aux herbes médicinales pour soigner les problèmes d'hypertension. Il est également utilisé comme antidote à certains poisons. Il facilite l'élimination des tissus malade et participe à leur régénération, s'il contient de la chlorophylle en quantité assez importante. Il contient de la lécithine indispensable à la régulation du cholestérol (SERRE, 2007). c. Écologique Mung bean est une plante écologique par excellence. Les bactéries situées dans ses nodosités sur les racines, fixent dans le sol l'azote atmosphérique, laissant après récolte une terre plus riche qu'elle n'était auparavant et par conséquent, ne nécessitant pas l'épandage d'engrais de synthèse. Tout risque de pollution souterraine sera ainsi écartée (IMRI, 1991). d. La nourriture de bétail Puisque le coût de la graine de Vigna radiata L Wilczek est élevé par rapport à la graine de soja, ce n’est pas évident de nourrir le bétail avec des semences de bonne qualité, cependant la graine fêlée issue du nettoyage du Mung bean, est souvent destinée à sa nourriture (MYERS, 2006). CHAPITRE II MATERIEL et METHODES CHAPITRE II – MATERIELS ET METHODES I.MATERIEL VEGETAL Le matériel végétal que nous avons utilisé, correspond à des graines de Vigna radiata L. Wilczek apportées des Etats-Unies, originaire de l'Inde et qui sont de petites graines de couleur verte. Photos.1-Les graines de Vigna radiata L Wilczek II.METHODES 1.Préparation du substrat de culture Le sable est tamisé pour éliminer toutes impuretés; on procède à un premier lavage à l’eau courante puis lavé à l'esprit de sel, rincé abondamment à l'eau déminéralisée pour éliminer les chlorures et les carbonates et séché à la température ambiante de la serre. Un test confirmatif de la désalinisation du sable est réalisé par les nitrates d’argent. 2.Préparation des pots et rempotage du sable Des pots en plastiques sont remplis d’une quantité donnée de sable mélangé à du terreau (1 volume terreau / 2 volume sable). Cette valeur de poids est retenue pour déterminer la capacité de rétention de ce substrat. Cette caractéristique hydrique est nécessaire car, elle permet le calcul de la quantité de solution nutritive à apporter lors des arrosages. La capacité de rétention est fonction de la nature du substrat, de son poids dans le pot et de l’âge de la plante. 3.Préparation de la culture a.La germination des graines Désinfection des graines : l’opération se fait à l’eau de javel 0,2 % pendant 5 min puis rincer 3 fois à l’eau distillée. Imbibition des graines : les graines sont ensuite imbibées durant 24 h à la température ambiante ce qui élimine 66% des inhibiteurs de la trypsine qui empêchent le processus germinatif chez cette légumineuse (PEARY et PEAVY, 2003). La mise en germination des semences : a été réalisée pendant 4 à 6 jours sur papier filtre humidifié et placé dans des boîtes de pétri (diamètre 90 mm), à l’obscurité à la température optimale de la germination du Mung bean c'est-à-dire entre 21°C et 25 °C. (MICHELLE, 2002) Photos.2-Graines de Vigna radiata L Wilczek germées après 4 jours de la mise en marche du processus germinatif b. La culture des graines germées Après la germination, une graine germée est semée dans chaque pot et parfois même deux graines par pots en prévision , la culture se fait dans la serre, les graines sont semées à une profondeur de 1 cm environ, puis arrosées avec l'eau distillée. Après quelques jours, les graines germées donnent des plantules qui sont arrosées à la solution nutritive de HOAGLAND (1938). La capacité de rétention est de 200 ml par pot ce qui permet de prévoir les quantités de solutions nutritive et saline à apporter soit durant la culture des plantes ou le jour du stress. La solution saline est appliquée après 33 jours de germination. Photos.3-Plantules de Vigna radiata L Wilczek après six jours de germination Photos.4-Les plantes après vingt jours de germination Photos.5-Les plante le jour de l’application de stress salin après 33 jours de germination 4.Dispositif expérimental Il s’agit de 56 plantes de Vigna radiata L Wilczek, traitées par deux types de salinité, au NaCl et au NaCl + CaCl2 et à des concentrations salines de 50 meq.ml-1, 100 meq.ml-1 et 150 meq.ml-1pour les deux types de salinité, à raison de 8 répétitions par traitement salin et à ces plantes stressées s’ajoutent les 8 répétitions des plantes témoins (Voir Photos.6). Les plantes témoins sont arrosées à la solution nutritive seule et les plantes stressées sont arrosées à la solution saline. (50 meq, 100 meq, 150 meq), Le traitement salin par le NaCl SN, (50 meq, 100 meq, 150 meq) Les témoins Le traitement par NaCl + CaCl2 Photos.6-Le dispositif expérimental des plantes de Vigna radiata L. Wilczek 7.Prélèvement des échantillons pour analyse des taux de proline et sucres totaux solubles Après l’application du stress salin, les plantes ne sont plus arrosées durant une semaine. Nous avons procédé aux prélèvements des échantillons selon les étapes suivantes : Les plantes entières sont soigneusement prélevées, rincées à l’eau de robinet puis séchées rapidement à l’aide du papier Joseph. La partie aérienne est isolée de la partie souterraine, puis les poids frais des racines, des tiges, des feuilles sont déterminés à l’aide d’une balance plate de précision. Chaque échantillon pesé est enveloppé dans du papier aluminium puis le tout est déposé dans une étuve réglée à 80° C durant 48 heures. Ensuite les échantillons sont repesés à l’état sec, mis dans des flacons fermés à l’aide d’un bouchon plasma, et placés au congélateur jusqu'aux analyses. Photos.7-Une partie des 168 flacons fermés contenant les échantillons de matière végétale 6 Prélèvement des échantillons pour analyse des protéines totales solubles Pour cette analyse on veut éviter la dénaturation des protéines par le traitement thermique par l’étuve ; à cet égard les échantillons (feuilles, tiges, racines) ne sont pas sécher à l'étuve mais ils sont conservés et broyés dans l’azote liquide puis au congélateur dans des flacons fermés à l’aide d’un bouchon plasma. III.TECHNIQUES D’ANALYSE 1.La proline La proline est analysée selon la méthode de BERGMAN et LOXLEY (1970). a. Extraction 100 mg de matériel végétal, soit des racines, des tiges et des feuilles, sont broyés dans 1.25 ml d’éthanol 95 %, suivi de trois rinçages et lavages avec 1.25 ml d’éthanol 70 % chaque fois. Des surnageant combinés environ 5 ml, sont prélevés 2.5 ml auxquels sont ajoutés 1 ml de chloroforme et 1.5 ml d’eau distillée. Le matériel végétal est gardé toute la nuit au froid à 0°C. b. Dosage 1 ml de la phase supérieure du matériel végétal, déjà décanté, est prélevé en évitant de toucher à la phase inférieure puis sont ajoutés 2 ml de solution de Na Cl 5M et 5 ml d’eau distillée. Après agitation, 2 ml de solution sont placés dans tube à essai auquel sont ajoutés 2 ml de solution tampon phosphate (H3PO4 5.32 M + Na2HPO4 3.88 M) à pH 2 ,5 et enfin 4 ml de solution de ninhydrine (0.125 g dans 2 ml de H3PO4 6 M, plus 3 ml de CH3COOH glacial). Les tubes sont agités et placés au bain - marie bouillant pendant 60 mn pour le développement de la coloration. Une fois le mélange refroidi, la densité optique est lue au moyen d’un spectrophotomètre à 505 nm. Les résultats sont exprimés en µg.ml-1 de proline d'extrait en référence à une courbe étalon (en annexe) à partir de concentrations croissantes de proline de 12.5 à 125 µg.ml-1 . Les teneurs moyennes en proline obtenues à partir des échantillons (feuilles, tiges, racines) analysées sont affectées d’une analyse de la variance à l’aide du Test de Fisher à P = 5 %. 2.Sucres solubles totaux Les sucres solubles totaux sont analysés par la méthode au phénol de Dubois et al (1956). a. Extraction 100 mg de matière végétale , soit des racines, des tiges et des feuilles sont placés dans des tubes à essai, on ajoute 3 ml d’éthanol à 80 % pour l’extraction des sucres .On laisse à température ambiante pendant 48 h . b. Dosage Au moment de dosage les tubes sont placés dans une étuve à 80 % pour faire évaporer l’alcool, dans chaque tube on ajoute 20 ml d’eau distillée c’est la solution à analyser ; dans des tubes à essai propre, on induit 1 ml de la solution à doser auquel on ajoute 1 ml de solution de phénol à 5 %. Les tubes sont soigneusement agités. On ajoute alors 5 ml d’acide sulfurique concentré à l’aide d’une burette dont le jet tombe brutalement sur la surface du liquide, la température atteint, alors environ 110°C. Après un séjour de 30 min à l’obscurité, les mesures d’absorbance sont effectuées à une longueur d’onde de 485 nm. Enfin des résultats des densités optiques sont rapportés sur une courbe étalon des sucres solubles préparée avec des concentrations croissantes de glucose allant de 10 à 100 µg.ml-1. Les résultats obtenus sont traités statistiquement en analysant la variance à l'aide du test de Fisher à P = 5 %. 3.Protéines totales solubles Le dosage des protéines se fait selon la technique de Bradford (1976) a.Extraction Prendre 1 g de matière végétale avec 10 ml de tampon d’extraction : tampon phosphate 0,06 M PH 7, l’extraction se fait à froid (mortier dans la glace pilée) puis centrifugation à 8000 tours pendant 15 min. b. Dosage Prendre 100 µl d’échantillon à doser et ajouter 2 ml de réactif de Bradford, après 2 min du développement de la réaction, la densité optique est lu à 595 nm. Pour réaliser une courbe étalon des protéines solubles, préparées avec une solution mère de SAB allant de 10 à 100 µg.ml-1 on prend 100 µl de ces dernier, puis ajouter 2 ml du réactif de Bradford (voir Annexe), la lecture de la densité optique se fait à la longueur d’onde 595 nm après 2 min du développement de la réactions. Les résultats obtenus sont traités statistiquement, en analysant la variance à l'aide du test de Fisher à P = 5 %. CHAPITRE III RESULTATS CHAPITRE III- RESULTATS I - TENEURS EN PROLINE ENDOGENE 1.Variations de la proline endogène dans les organes des plantes de Vigna radiata L.Wilczek a.Sous stress au NaCl La figure 7 montre une légère augmentation de la proline non significative, au niveau des organes des plantes traitées à la salinité, à différentes concentrations par rapport aux plantes témoins. En effet, les teneurs en proline dans les feuilles varient de 97.27 µg.ml-1en absence de stress ; dès que les plantes reçoivent la salinité, cet acide aminé s’accumule jusqu’à une teneur de 108.15 µg.ml-1, sous l’effet salinité à 100 meq.l-1 de NaCl. Par contre dans les mêmes organes, la proline ralentit pour arriver à une teneur de 98.91 µg.ml-1, sous stress à 150 meq.l-1 de NaCl. Dans les tiges, la proline augmente aussi lorsque la concentration en NaCl du milieu croît ; elle évolue de 117.39 µg.ml-1, dès que les plantes reçoivent la solution saline à 50 meq.l-1 vers 128.15 µg.ml-1 sous le traitement à 150 meq.l-1 de NaCl. Au niveau des racines, l’accumulation de la proline devient de plus en plus importante avec la concentration du milieu ; la teneur passe de 89.04 µg.ml-1 (sous l'effet de 50 meq.l-1 de NaCl) à 109.51 µg.ml-1 (sous l'effet de 150 meq.l-1 de NaCl). Selon le traitement, l’influence de la salinité sur chaque organe montre que pour toutes les plantes, la proline reste plus élevée dans les tiges. 180 Teneurs en proline (µg.ml-1) 160 140 120 Feuilles 100 80 Tiges 60 Racines 40 20 0 Témoin SN 50meq 100meq 150meq NaCl NaCl NaCl Fig.7- Teneurs en proline (µg.ml-1) dans les feuilles, tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczek stressées au NaCl. Tableau 3 - Test statistique de signification de Fisher (P = 5 %), des teneurs en proline endogène (µg.ml-1) des feuilles, tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczek, âgées de 33 jours stressées au NaCl. Test effectué à l’aide du logiciel SPSS. Témoin Feuilles 97,27±9,84 ns Tiges 105,43±32,35 50 meq 107,06±6,95 NS ns 117,39±34,71 NS 100 meq 108,15±4,31 NS ns 119,84±32,70 NS 150 meq 98,91±7,97 NS ns 128,15±37,28 NS Racines 90,21±38,26 ns 89,4±9,96 NS ns 107,06±31,80 NS ns 109,51±34,90 NS ns m±σ 97,64±14,99 104,62±15,23 111,68±16,14 112,19±16,28 s et ns: effet significatif ou non significatif de l’organe sur l’accumulation de la proline comparativement aux tiges selon chaque traitement NS et S : effet non significatif ou significativement supérieur de la salinité sur l’accumulation de la proline comparativement aux plantes témoins. A cet effet, l’analyse statistique (tableau 3) révèle l’absence de l’influence de la salinité, quelle que soit la concentration en NaCl sur les teneurs en proline quel que soit l’organe. Cette analyse indique par ailleurs, que la proline dans les feuilles et dans les racines n’exprime pas de différences significatives, comparativement aux tiges quel que soit le traitement. b. Sous stress au NaCl + CaCl2 La figure 8 montre qu'il y a une augmentation significative de la proline, uniquement au niveau des tiges et des racines des plantes traitées à 150 meq.ml-1 par rapport aux plantes témoins (145,38 µg.ml-1et 128,26 µg.ml-1contre 105,43 µg.ml-1et 90,21 µg.ml-1respectivement).Cependant, l'augmentation de la proline dans les autres organes aux concentrations salines restantes est non significative, comparée toujours aux plantes témoins. En effet, au niveau foliaire, la teneur de cet acide aminé s'élève de 91,52 µg.ml-1 à 99,51 µg.ml-1sous les traitements salins à respectivement 50 meq.l-1et 150 meq.l-1Au niveau des tiges, il y a également un accroissement dans la teneur de la proline, allant de 107,6 µg.ml-1 jusqu'à 145,38 µg.ml-1 pour les concentrations salines 50 meq.l-1et 150 meq.ml-1respectivement. Les racines montrent aussi une évolution dans la teneur de cet acide aminé, la teneur passe de 102,69 µg.ml-1 (sous le traitement à 50 meq.l-1) à 128, 26 µg.ml-1 (sous le traitement à 150 meq.l-1). Dans ce cas aussi, les résultats révèlent que l’influence de la salinité sur chaque organe montre que pour toutes les plantes, la proline reste plus élevée dans les tiges. Teneurs en proline ( µg.ml-1) 200 180 160 140 120 100 80 60 40 20 0 Feuilles Tiges Racines Témoin SN 50meq 100meq 150meq NaCl+CaCl2 NaCl+CaCl2 NaCl+CaCl2 Fig.8- Teneurs en proline (µg.ml-1) dans les feuilles, tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczek stressée au NaCl + CaCl2. Tableau 4-Test statistique de signification de Fisher (P = 5 %), des teneurs en proline endogène (µg.ml-1) des feuilles, tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczek, âgées de 33 jours stressées au NaCl + CaCl2. Test effectué à l’aide du logiciel SPSS. Témoin 97,27±9,84 ns 105,43±32,35 50 meq 91,52±17,18 NS ns 107,6±36,65 NS Racines 90,21±38,26 ns 108,96±32,30 NS 103,26±23,44 NS 128,26±37,13 S ns s ns m±σ 97,64±14,99 Feuilles Tiges 102,69±10,22 100 meq 150 meq 95,54±19,33 NS 99,51±13,30 NS s s 130,43±23,36 NS 145,38±35,58 S 109,74±2,35 124,38±13,33 En effet, l’analyse statistique (tableau 4) révèle l’influence de la salinité de la concentration saline 150 meq.l-1en NaCl + CaCl2, sur les teneurs en proline des tiges et des racines. Cette analyse indique également que la proline dans les feuilles, présente des différences significatives comparativement aux tiges, sous les traitements salins à 100 meq.l-1et 150 meq.l-1; par ailleurs, au niveau des racines, cette différence reste significative seulement sous l’effet de la concentration saline à 100 meq.l-1. 2.Etude comparative des ratios proline des parties aériennes et racinaires des plantes de Vigna radia L. Wilczek a.Les plantes stressées au NaCl Le ratio est défini par les teneurs en proline des feuilles et des tiges par rapport à celles des racines. La valeur du ratio est plus élevée chez les plantes stressées à 50 meq.ml1 que chez les plantes témoins (2,51 contre2, 24).Par ailleurs, cette valeur décroît chez les plantes stressées à 100 meq.l-1 et à 150 meq.l-1 (2,12 et 2,07 contre 2,24). Il faut remarque que la valeur de ce ratio varie de manière inversement proportionnelle à la concentration en NaCl du milieu (fig.9). 3 Ratio proline PA/PR 2,5 2 1,5 1 0,5 0 Témoin 50 meq NaCl 100 meq NaCl 150 meq NaCl Fig.9- Ratio proline partie aérienne/partie racinaire des plantes de Vigna radiata L. Wilczek stressées au NaCl b. Les plantes stressées au NaCl + CaCl2 La valeur de ratio des différentes concentrations salines est inférieure à celle des plantes témoins, elle augmente mais aléatoirement avec l’augmentation des concentrations salines, car on enregistre une baisse de cette valeur chez les plantes stressées à 150 meq.l-1 comparée à celle des plantes traitées à 100 meq.l-1 (1,90 contre 2,18) Ratio proline PA/PR 2,5 2 1,5 1 0,5 0 Témoin 50 meq NaCl+CaCl2 100 meq NaCl+CaCl2 150 meq NaCl+CaCl2 Fig.10- Ratio proline partie aérienne/partie racinaire des plantes de Vigna radiata L. Wilczek stressées au NaCl+ CaCl2 II.TENEURS EN SUCRES SOLUBLES TOTAUX 1.Variation des sucres solubles totaux dans les organes des plantes de Vigna radiata L.Wilczek a.Sous stress au NaCl La figure11 montre, une légère augmentation (non significative) de la teneur en sucres solubles totaux, au niveau des organes des plantes traitées à la salinité, à différentes concentrations par rapport aux plantes témoins. En effet, les teneurs en sucres solubles totaux au niveau foliaire passent de125, 41 µg.ml-1en absence de salinité (témoin) à 130,53 µg.ml-1 sous le traitement salin 100 meq.ml-1 ; une sensible réduction de ces composés est enregistrée sous 150 meq.l-1 (128,27 µg.ml-1) Cependant, dans les tiges, les sucres solubles totaux s’accumulent lentement au fur et mesure que la salinité augmente de concentration ; les teneurs dans ces organes restent toutefois deux fois plus élevées, comparativement à celles des racines, quelle que soit le milieu de culture. Il faut noter que dans les feuilles et les tiges, les sucres évoluent pratiquement avec des teneurs sensiblement proches. Par contre, au niveau des racines, cette teneur diminue allant de 80,54 µg.ml-1à 75,87 µg.ml-1 sous la salinité à 50 meq.l-1 et Teneurs en sucres solubles totaux ( µg.m-1) 150 meq.l-1. 180 160 140 120 Feuilles 100 Tiges 80 Racines 60 40 20 0 Témoin SN 50meq 100meq 150meq NaCl NaCl NaCl Fig.11- Teneurs en sucres solubles totaux (µg.ml-1) dans les feuilles, tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczek stressées au NaCl. Tableau 5 - Test statistique de signification de Fisher (P = 5 %), des teneurs en sucres solubles totaux (µg.ml-1) des feuilles, tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczek, âgées de 33 jours stressés au NaCl. Test effectué à l’aide du logiciel SPSS. Témoin 125,41±8,49 ns 50 meq 122,54±21,88NS ns 100 meq 150 meq 130,53±10,44NS 128,27±24,56NS ns ns Tiges Racines 120,90±30,56 81,41±1,44 s 129,30±23,52NS 80,54±0,71NS s 131,96±21,82NS 76,22±1,72NS s 138,73±4,95NS 75,87±12,54NS s m±σ 109,24±15,20 110,79±12,72 112,90±10,08 114,29±9,89 Feuilles En outre, l’analyse statistique (tableau 5) révèle l’absence de l’influence de la salinité, quelle que soit la concentration en NaCl sur les teneurs en sucres solubles totaux, quel que soit l’organe. Cette analyse indique que les sucres solubles totaux dans les feuilles, n’expriment pas de différences significatives comparativement aux tiges, quel que soit le traitement;tandis que les racines expriment des teneurs en sucres solubles totaux significativement inférieures à celles des tiges, quelque soit le traitement salin. b. Sous stress au NaCl+CaCl2 La figure 12 montre, une légère augmentation des sucres soluble totaux non significative, aux niveaux des organes des plantes traitées à la salinité, à différentes concentrations par rapport aux plantes témoins. En effet, les teneurs en sucres solubles totaux dans les feuilles passent de 125,41µg.ml-1en absence de stress (plantes témoins) à une teneur de 134,42 µg.ml-1 , sous l’effet de salinité à 50 meq.l-1 de NaCl + CaCl2; puis diminue à 115,16 µg.ml-1 sous stress à 150 meq.l-1.Au niveau des tiges, cette teneur évolue de 128,07 µg.ml-1 sous stress à 50 meq.l-1 vers 139,96 µg.ml-1, sous le traitement à 150 meq.l-1 de NaCl + CaCl2. Au niveau des racines, les sucres solubles totaux chutent remarquablement sous l’effet de la salinité, comparativement aux sucres analysés dans les feuilles et les tiges. Les teneurs en ce composé varient de 81,41µg.ml-1 dans les racines des plantes témoins, puis une accumulation ralentie est observée dans les mêmes organes, des plantes recevant la salinité à 50 et 100 meq.l-1. Par contre, une sensible augmentation des sucres s’exprime Teneurs en sucres solubles totaux ( µg.ml-1) sous le traitement à 150 meq.l-1 180 160 140 120 Feuilles Tiges 100 80 Racines 60 40 20 0 Témoin SN 50meq 100meq 150meq NaCl+CaCl2 NaCl+CaCl2 NaCl+CaCl2 Fig.12- Teneurs en sucres solubles totaux (µg.ml-1) dans les feuilles, tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczek stressée au NaCl + CaCl2. Tableau6 - Test statistique de signification de Fisher (P = 5 %), des teneurs en sucres solubles totaux (µg.ml-1) des feuilles, tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczek, âgées de 33 jours stressées au NaCl + CaCl2. Test effectué à l’aide du logiciel SPSS. Témoin 125,41±8,49 ns Feuilles Tiges Racines 50 meq 100 meq 150 meq 134,42±3,16NS 128,80±20,10NS 115,16±28,30NS ns ns s 120,90±30,56 128,07±36,26NS 137,09±29,07NS 139,96±4,38NS 81,41±1,44 80,59±1,61NS 79,64±1,31NS 81,63±1,31NS s s s s m±σ 109,24±15,20 114,36±19,57 115,18±14,17 112,25±14,17 L’analyse statistique (tableau 6), révèle également l’absence de l’influence de la salinité, quelle que soit la concentration en NaCl sur les teneurs en sucres totaux solubles, quel que soit l’organe. En effet, les sucres solubles totaux dans les feuilles, n’expriment pas des différences significatives, comparativement aux tiges quel que soit le traitement, tandis que, les racines marquent cette différence à la baisse significative, quelque soit le traitement salin. 2.Etude comparative des ratios sucres solubles totaux des parties aériennes et racinaires des plantes de Vigna radiata L.Wilczek a.Les plantes stressées au NaCl La valeur du ratio accroît avec l’accroissement des concentrations salines, elle passe de 3,13 à 3,52 sous le traitement salin, à 50 meq.l-1et à 150 meq.l-1 respectivement. La valeur du ratio des plantes traitées à la salinité est supérieur à la valeur du ratio des plantes témoins, quelque soit la concentration saline. Ratio sucres solubles totaux PA/PR 4 3,5 3 2,5 2 1,5 1 0,5 0 Témoin 50 meq NaCl 100 meq NaCl 150 meq NaCl Fig. 13- Ratio sucres solubles totaux parties aériennes/parties racinaires des plantes de Vigna radiata L. Wilczek stressées au NaCl b. Les plantes stressées au NaCl + CaCl2 La valeur du ratio augmente avec l’augmentation des concentrations salines, elle passe de 3,26 à 3,34 sous stress salin à 50 meq.l-1et à 100 meq.l-1.Par contre, cette valeur diminue sous salinité à 150 meq.l-1 (3,13).On remarque que, la valeur du ratio des plantes traitées à la salinité est nettement supérieur à celle des plantes témoins, quelque soit Ratio sucres solubles totaux PA/PR la concentration saline. 4 3,5 3 2,5 2 1,5 1 0,5 0 Témoin 50 meq NaCl+CaCl2 100 meq NaCl+CaCl2 150 meq NaCl+CaCl2 Fig. 14- Ratio sucres solubles totaux parties aériennes/parties racinaires, des plantes de Vigna radiata L. Wilczek stressées au NaCl+CaCl2 III.TENEURS EN PROTEINES TOTALES SOLUBLES 1.Variation des protéines totales solubles dans les organes des plantes de Vigna radiata L.Wilczek a.Sous stress au NaCl La figure 15 montre, une augmentation des protéines totales solubles non significative, au niveau des feuilles et des tiges à différentes concentrations salines par rapport aux plantes témoins. Cependant, cette augmentation est significative au niveau des racines, à différentes concentrations salines comparées toujours aux plantes témoins. En effet, dans les feuilles la teneur en protéines totales solubles de 245 µg.ml-1 chez les plantes témoins passe à une teneur de 263,75 µg.ml-1 sous stress à 50 meq.l-1 ; ces composés régressent ensuite lorsque les plantes sont arrosées à 100 meq.l-1 de NaCl (soit 240 µg.ml-1 de protéines). Les teneurs sont voisines dans les feuilles des plantes traitées à 150 meq.l-1 de NaCl et celles des plantes ne recevant pas la salinité (245 µg.ml-1). Dans les tiges, la teneur en protéines totales solubles s’accroît avec la concentration saline ; elle passe de156, 25 µg.ml-1 (sous stress à 50 meq.l-1) à 166,25 µg.ml-1 (sous stress à 150 meq.l-1).Dans les racines, cette teneur évolue également avec la concentration saline en exprimant une différence significative par rapport à celle des Teneurs en protéines totales solubles (µg.ml-1) témoins. 300 250 200 Feuilles 150 Tiges 100 Racines 50 0 Témoin SN 50meq 100meq 150meq NaCl NaCl NaCl Fig. 15- Teneurs en protéines totales solubles (µg.ml-1) dans les feuilles, tiges et racines , des plantes de Vigna radiata L. Wilczek, stressées au NaCl. Tableau 7 - Test statistique de signification de Fisher (P = 5 %), des teneurs en protéines totales solubles (µg.ml-1) des feuilles, tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczek, âgées de 33 jours stressées au NaCl. Test effectué à l’aide du logiciel SPSS. Feuilles Tiges Témoin 50 meq 100 meq 245 ±17,32 263,75±4,79NS 240±31,62NS s s s 147,50±5,00 156,25±4,79NS 165±12,91NS 150 meq 245±17,32NS s 166,25±31,98NS Racines 71,25 ±6,29 s 99,00 ±13,71 S s 97,50±5,00 S s 111,50±4,43 S s m±σ 154,58±6,77 173,00 ±5,15 167,50±13,67 174,25±13,78 L’analyse statistique (tableau 7), révèle l’influence de la salinité à la baisse sur les teneurs en protéines totales dans les racines, quelque soit la concentration en NaCl comparativement à celles des tiges ou des feuilles. b. Sous stress au NaCl+CaCl2 La figure 16 montre une augmentation significative des protéines totales solubles au niveau des racines à la concentration saline 150 meq.l-1enregistrant ainsi une valeur de 89, 25 µg.ml-1; par contre une diminution significative de cette teneur (37,50 µg.ml-1) apparaît sous stress à 100 meq.l-1. Dans les feuilles, cette teneur diminue sous l'effet de sel à 50 meq.l-1par rapport aux plantes témoins (215 µg.ml-1contre 245 µg.ml-1) ; elle augmente sous le traitement à 100 meq.l-1 (247,50 µg.ml-1), puis diminue légèrement lorsque les plantes sont stressées à 150 meq.l-1 (242,50 µg.ml-1). Il faut signaler que la teneur en protéines totales solubles reste plus élevée dans les feuilles. Au niveau des tiges, cette teneur passe de 165,75 µg.ml-1à 164,50 µg.ml-1 sous Teneurs en protéines totales solubles (µg.ml-1) l'effet de stress salin à respectivement 50 meq. l-1et à 150 meq.ml-1. 300 250 200 Feuilles 150 Tiges Racines 100 50 0 Témoin SN 50meq 100meq 150meq NaCl+CaCl2 NaCl+CaCl2 NaCl+CaCl2 Fig.16 – Teneurs en protéines totales solubles (µg.ml-1) dans les feuilles, tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczek stressées au NaCl+CaCl2 L’analyse statistique (tableau 8) révèle l’influence de la salinité à 100 et à 150 meq. l-1 en NaCl+ CaCl2 sur les teneurs en protéines totales solubles des racines. Cette analyse indique par ailleurs que les protéines totales solubles dans les feuilles et dans les racines expriment des différences significatives comparativement aux tiges quel que soit le traitement salin. Tableau 8 - Test statistique de signification de Fisher (P = 5 %), des teneurs en protéines totales solubles (µg.ml-1) des feuilles, tiges et racines des plantes de Vigna radiata L. Wilczek, âgées de 33 jours stressées au NaCl+CaCl2.Test effectué à l’aide du logiciel SPSS. Feuilles Témoin 245±17,32 s Tiges 147,50±5,00 Racines 71,25±6,29 s m±σ 154,58±6,77 50 meq 215±41,23NS s 100 meq 247,50±5,00NS s 150 meq 242,50±9,57NS s 165,75±8,50NS 78,25±5,85NS s 150,75±8,30NS 37,50±5,00S s 164,50±5,26NS 89,25±2,99 S s 153±19,71 145,25±1,91 165,42±3,35 2.Etude comparative des ratios protéines totales solubles des parties aériennes et racinaires des plantes de Vigna radiata L. Wilczek a.Les plantes stressées au NaCl Une décroissance de la valeur de ce ratio avec l’augmentation de la concentration du milieu en NaCl apparaît. Il faut remarquer que les ratios calculés pour les plantes traitées au NaCl quelque soit la concentration saline restent inférieurs à celui Ratio protéines totales solubles PA/PR déterminé pour les plantes non stressées (fig.17). 6 5 4 3 2 1 0 Témoin 50 meq NaCl 100 meq NaCl 150 meq NaCl Fig.17- Ratio protéines totales solubles partie aérienne/partie racinaire des plantes de Vigna radiata L. Wilczek stressées au NaCl. b. Les plantes stressées au NaCl + CaCl2 La valeur du ratio des plantes traitées à 50 meq.l-1 et à 150 meq.l-1est inférieure à celle des plantes témoins, sauf pour les plantes traitées à 100 meq.ml-1 où cette valeur est Ratio protéines totales solubles PA/PR nettement supérieure à celle des plantes témoins(10,62 contre 5,51 ).(fig 18) 12 10 8 6 4 2 0 Témoin 50 meq CaCl2+ NaCl 100 meq CaCl2+ NaCl 150 meq CaCl2+ NaCl Fig. 18- Ratio protéines totales solubles partie aérienne/partie racinaire des plantes de Vigna radiata L. Wilczek stressées au NaCl + CaCl2 DISCUSSION DISCUSSION Nos résultats montrent une accumulation de la proline, dans différents organes tiges, feuilles et racines des plantes traitées au NaCl. Cependant, cette accumulation est importante au niveau des tiges et elle reste non significative, à différentes concentrations salines de NaCl, comparée aux plantes témoins. Par ailleurs, cette teneur est corrélée positivement au stress salin : au niveau foliaire (r=0,078), au niveau des tiges (r=0,238) ainsi qu’au niveau racinaire (r=0,279). Ces résultats sont compatibles avec ceux obtenus chez les cals et les plantes de Vigna radiata L. Wilczek traitées à la salinité où il y a accumulation de la proline au niveau des feuilles, tiges et racines. Mais cette accumulation est plus importante à la lumière qu’à l’obscurité (ARORA et SARADHI., 1995 ; VINOD et SHARMA., 2004; ABDEL HALEEM, 2007; PARAMASIVAM et al . ,2007). D'autres travaux ont montré, sur Vigna radiata que cette accumulation dépend, de la variété et de l'espèce ; Pusa Bold montre une accumulation élevée de la proline sous stress salin comparée à CO4 (SUMITHRA et al. ,2006). Deux espèces légumineuses, Phaseolus vulgaris et Sesbania aculeata, montrent également une accumulation de proline; celle-ci s’accumule également dans tous les tissus analysés de deux variétés de Phaseolus vulgaris L., Canario 60 et Pinto Villa (ASHRAF et BASHIR., 2004; JIMENEZ-BREMONT et al . ,2006). Chez les graminées, la proline s’accumule également chez 30 variétés de blé Triticum aestivum L. sous stress salin (POUSTINI et al . ,2007).Des plantes médicinales comme Phyllanthus amarus et Zataria multiflora présentent aussi une accumulation de la proline sous stress salin (BERNARD et al . ,2006 ; JALEEL et al. ,2007). En effet, les plantes supérieures accumulent des acides aminés en s’opposant au stress salin, cependant, la proline reste l’acide aminé le plus important (ASHRAF, 2004). Elle s’accumule chez plusieurs espèces végétales, face au stress comme la sécheresse, la salinité et la température extrême, bien que son rôle dans l’osmotolerance de la plante reste controversée, elle contribue à l’ajustement osmotique, la détoxification des espèces actives d’oxygène (ROS) et la protection de l’intégrité membranaire (VERBRUGGEN et al. , 1993; JITHESH et al. , 2006; MOLINARI et al. ,2007). Elle sert également comme un réservoir de carbone et d’azote, protège le potentiel tampon redox cellulaire et les protéines contre la dénaturation ; elle a également la capacité de préserver l’activité des enzymes en solution saline (SHUJI et al ., 2002 ; ZHU et al., 2005 ; JITHESH et al., 2006). En effet, l'accumulation de la proline invoque deux voies métaboliques chez les jeunes plantes : la voie de la glutamate ou de l'ornithine, et une seule voie chez les plantes adultes : la voie de la glutamate (ROOSENS et al . ,1998). Cette accumulation peut être expliquée, par l’induction des gènes qui codent pour la biosynthèse de la proline, ainsi par la répression des gènes qui codent pour son catabolisme. Cela peut être traduit par une expression intense de la ∆1-pyrroline-5-carboxylate synthétase (P5CS) et par une haute régulation de la proline déshydrogénase, s'ajoutent des stimulateurs positifs de la biosynthèse, comme l'acide abscissique et des régulateurs négatifs comme la phospholipase D (ABRAHAM et al., 2003; THIERY et al ., 2004 ; BASIA et ARIE., 2005 ; JITHESH et al., 2006). Au niveau des tiges et des racines, l'accumulation de la proline est significative comparée aux plantes témoins, à la concentration saline 150 meq.l-1en NaCl+CaCl2. Cette teneur est aussi corrélée positivement avec le stress salin au NaCl+CaCl2 au niveau foliaire (r=0,203), au niveau des tiges où elle est significative (r=0,452, p≤0,05) et au niveau des racines (r=0,251). En effet, ces résultats sont compatibles avec les travaux qui sont faites, sur Vigna radiata L Wilczek où la teneur en proline s’accroît sous stress salin au NaCl+CaCl2. (PARAMASIVAN et al, 2007). Par contre, chez Vigna unguiculata L. Walp, l’addition de CaCl2 conduit à une décroissance de la proline racinaire. Ces résultats obtenus ne correspondent pas à l’hypothèse qui suggère que le calcium supplémentaire améliore les effets négatifs du NaCl (SILVA et al., 2003).En ce sens, l'augmentation de la teneur en proline peut être due au rôle attribué au Ca2+ supplémentaire qui aide à , l’ajustement osmotique via l’augmentation de l’accumulation des solutés organiques. Dans ce cas, le calcium peut jouer un rôle améliorateur des effets défavorables de la salinité (HOPKINS, 2003 ; SILVA et al., 2003).Toutefois, il existe des interactions particulièrement fortes entre le Na+ et le Ca2+ qui affectent différentes réponses physiologiques. Cependant, il semble que le Na+ déplace le Ca2+lié aux membranes des racines; effet qui peut être évité en fournissant un excédent de Ca2+, par conséquent l’absorption de Na+ est diminuée (HOPKINS, 2003; CRAMER, 2007). Nos résultats montrent aussi une accumulation des sucres solubles totaux, dans les différents organes des plantes traitées au NaCl. Cependant, cette accumulation est importante aux niveaux des tiges mais, elle reste non significative à différentes concentrations salines en NaCl et en NaCl+CaCl2 par rapport aux plantes témoins. En outre, cette teneur est corrélée positivement au stress salin au NaCl dans deux organes, les feuilles (r=0,110) et les tiges (r=0,288), par contre au niveau des racines cette corrélation est négative (r=- 0,370). Des travaux sur Vigna ont montré que l'accumulation des sucres totaux solubles est observée chez Vigna unguiculata L. Walp, par contre, chez Vigna radiata L. Wilczek, le contenu cellulaire en sucres et en saccharose est réduit sous stress salin au NaCl (SILVA et al., 2003; ABDEL HALEEM et al.,2007).Cette accumulation est observée également chez Sorghum bicolor L. Moench, Glycine max L. Merr cv. Acme, les cals de la betterave sucrière Saccharum sp, l’Olivier Populus euphratica, le blé Triticum aestivum L et chez trois espèces de Salsola (S. dendroides, S. richteri et S. orientalis) (ILDIKO et GABOR., 2000 ; DE LACERDA et al., 2002 ; TAO et STADEN., 2004 ; ZHANG et al., 2004 ; OTTOW et al., 2005 ; GANDONOU et al., 2006; HEIDARI et MIRZAIE., 2006). Cependant, chez Prosopis alba, l'accumulation a lieu uniquement au niveau racinaire, toutefois elle est plus élevée au niveau des cals comparées à des feuilles des parents et des hybrides de Lycopersicon esculentum (L.) Mill et L. pennellii (Correll) D'Arcy (PEREZ-ALFOCEA et al. ,1994; MELONI et al. ,2004). En effet, l’accumulation des sucres solubles totaux chez les plantes a été largement reportée comme une réponse à la salinité et à la sécheresse, souvent accompagnée par une décroissance significative concernant la vitesse d’assimilation de CO2 (ASHRAF, 2004).Ils ont une importance particulière à cause de leur relation directe avec des processus physiologiques comme la photosynthèse, la translocation et la respiration ; en plus , ils ont un rôle potentiel dans l’adaptation des stress (ILDIKO et GABOR., 2000). Parmi les rôles attribués aux sucres est la vitrification du cytoplasme, protection des protéines et protection des membranes (WINGLER, 2002). En effet, les sucres totaux solubles incluent les sucres simples comme le saccharose, le glucose, le fructane, le fructose et le tréhalose et les sucres complexes comme la famille des raffinose oligosaccharides (RFOs) et les polyols qui ont les propriétés d’osmoprotecteur et d’antioxydant (WINGLER, 2002 ; LEATHERWOOD, 2005; OTTOW et al., 2005 ; BASIA et ARIE., 2005) Le traitement salin NaCl+ CaCl2 montre une corrélation négative des sucres totaux foliaires (r=-0,392), tandis qu’au niveau des tiges et des racines, cette corrélation est positive (r=0,189) et (r=0,277) respectivement. D'après ces résultats, il faut remarquer que l’accumulation des sucres solubles totaux au niveau des tiges et des racines sous stress au NaCl+ CaCl2 est supérieure à celle enregistrée sous stress salin au NaCl seul, ceci peut être due à l’effet améliorateur attribué au Ca2+ supplémentaire via l’augmentation de l’accumulation des solutés organiques dont les sucres solubles totaux font partie (SILVA et al. ,2003). Nos résultats, montrent une accumulation des protéines totales solubles, dans les différents organes des plantes sous strass salin au NaCl. Cependant, cette accumulation est plus importante au niveau des feuilles pour l’effet des deux types de salinité, toutefois, elle est significative, seulement au niveau des racines à différentes concentrations salines au NaCl comparé aux plantes témoins. En outre, cette teneur est corrélée positivement avec le stress salin en NaCl, au niveau des tiges (r=0,427) et des racines où elle est hautement significative (r=0,818, P≤0,01) et enfin cette corrélation est négative au niveau des feuilles(r=-0,135). Par contre, les résultats de ABDEL HALEEM., 2007 sur Vigna radiata L. Wilczek montrent une décroissance significative dans la teneur en protéines totales solubles sous stress salin, par contre l’addition de l’acide gibbérellique en phase prégerminative accroît cette teneur et élimine l’effet négatif du stress. En effet, chez Nicotiana rustica et Anacardium occidentale et le Sorghum bicolor, il y a accumulation des protéines totales solubles (CUSIDO et al. ,1986; VIEGAS et al. ,2004 ; OLIVEIRA et al. ,2006). Cependant, chez deux cultivars de maïs une tolérante et l’autre sensible à la salinité (cv. 323 et cv. 324), il y a un accroissement des protéines totales solubles au niveau des tiges et des racines par contre chez la seconde il y a une diminution de ce taux. HAMDIA et al ., 2004 et FARIBA et ALI AKBAR., 2005 rapportent chez deux cultivars de Lycopersicon esculentum Mill., que l’accroissement de la salinité augmente la teneur en protéines totales solubles dans les tiges et les feuilles de cv. Isfahani, mais elle décroît cette teneur chez cv. Shirazy. Toutefois, chez Datura stramonium, la concentration des protéines totales solubles décroît avec l’augmentation des concentrations salines, cependant la fraction des protéines insolubles est significativement élevée (ALI, 1991). Il est observé que le stress salin stimule, l’accumulation des composants contenant de l’azote dont les protéines font partie, fréquemment corrélées avec la tolérance végétale à la salinité ; par contre il réduit la synthèse protéique (CORDOVILLA et al .,1995; OMAMI, 2005; NEELAM et al , 2006). Toutefois, les effets du stress sur le métabolisme azoté ont été fréquemment étudiés chez les plantes à métabolisme azoté, montrant ainsi un accroissement de la dégradation protéique, une inhibition de la synthèse protéique et une accumulation et/ou une diminution des protéines et des acides aminés non protéiques chez plusieurs plantes monocotylédones et dicotylédones (GILBERT et al. , 1997). L'accumulation des protéines totales solubles semble être due à l'accumulation des protéines déhydrines en réponse à un stress particulier, en jouant un rôle important dans la stabilité des protéines membranaires et dans l’ajustement osmotique (SVENSSON, 2001; MOHAMMADKHANI et HEIDARI., 2007). La proline semble aussi, directement ou indirectement, jouer un rôle important dans l’accumulation des protéines sous stress salin (ENANY, 1995). Cependant, nos résultats enregistrent une accumulation des protéines totales solubles significative sous le traitement à 150 meq.l-1 de NaCl + CaCl2 et une diminution significative à 100 meq.l-1.Cette teneur est corrélée positivement au niveau foliaire (r=0,438), par contre cette corrélation est négative au niveau des tiges (r=-0,054) et au niveau des racines où elle est hautement significative, sous le même stress (r=-0,842, P≤0,01). Ces résultats sont en accord avec ceux obtenus chez le haricot et le petit pois, où il y a une décroissance dans l’incorporation de l’ammonium en acide aminé sous stress salin ; par conséquent, la fraction non protéique contenant de l’azote s’accroît, cependant la fraction protéique contenant de l’azote change irrégulièrement chez les plantes stressées (CORDOVILLA et al . ,1995). CONCLUSION CONCLUSIONS D’après les résultats obtenus on peut tirer les conclusions suivantes : La proline a joué le rôle d’osmoprotection pour les deux types de stress salin cependant, son efficacité est plus remarquable sous le stress en NaCl+CaCl2 via une accumulation plus importante voir une accumulation significative à 150 meq.l-1 qui peut être considérer comme un seuil d’une réponse importante de la proline pour cette espèce de plante. Les sucres solubles totaux ne s’accumulent pas d’une façon intéressante, voir une accumulation faible de plus, il n’y a pas une remarquable différence pour cette teneur en comparant les deux type de salinité. donc les sucres solubles totaux ne sont pas un osmoprotecteur intéressants pour cette plante. Les protéines totales solubles leur accumulation est plus importante pour le stress en NaCl seul comparée au NaCl+CaCl2. elle est significative au niveau racinaire à différentes concentrations salines en NaCl seul, cependant elle est significativement supérieure à 150 meq. l-1 par contre elle est significativement inférieur à 100meq. l-1. REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ABDEL HALEEM.M.A.MOHAMED., 2007-Physiological aspects of Mung bean plant in response of salt stress and gibberellic acid treatment. Research Journal Of Agriculture And Biological Science.3 (4):200-213. ABRAHAM. E., RIGO. G., SZEKELY.G ., NAGY. R., KONCS .C., SZABADOS.L., 2003- Light-dependent induction of proline biosynthesis by abscisic acid and salt stress inhibited by brassinosteroïd in arabidopsis .Plant.Mol.Biol. 51(3):363-372. ALI.R.M., 1991-Changes in chemical composition of fruits of salinized Datura stamonium. Journal Of Islamic Academy Of Sciences .V 4(4), p 289-292. 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Méthode de calcul de la capacité de rétention Dans un petit pot en plastique perforé à sa base, on met 100g du sable servant à notre expérimentation (P1), puis de l'eau distillé est versée dans ce pot jusqu'à saturation. Ce petit pot est ensuite mis sur la paillasse pendant 24 heurs. Après cette durée de temps, le pot est repèse (P2). Le pesage du sable est effectué par soustraction du poids du pot. Calcul de la capacité de rétention (C1) pour 100g de sable P1= 100g P2= 124.4g C1= P2-P1 C1= 124.4 – 100 = 24.4g Il faut enlever le poids du pot qui est de 4.4 g, soit le volume final de l'eau est de 20g. La capacité de rétention est de 20 ml pour 100g de sable. Calcul de la capacité de rétention (C2) Pour 1000 g de substrat 20 ml C2 100g de sable 1000g de substrat C2 = 20 * 1000/100 C2 = 200 ml La capacité de rétention est de 200 ml pour 1000g de substrat 3. Les courbes d’étalonnages a. Courbe d’étalonnage de la proline 0,35 La densité optique 0,3 y = 0,0023x 0,25 0,2 0,15 0,1 0,05 0 0 50 100 150 La concentration en proline ( µg.ml -1) b. Courbe d’étalonnage des sucres solubles totaux. 0,7 y = 0,0061x La densité optique 0,6 0,5 0,4 0,3 0,2 0,1 0 0 20 40 60 80 100 120 -1 La concentration en sucres solubles totaux ( µg.ml ) c. Courbe d’étalonnages des protéines totales solubles. 0,12 La densité optique 0,1 y = 0,001x 0,08 0,06 0,04 0,02 0 0 20 40 60 80 100 La concentration en protéines totales solubles ( µg.ml-1) 120 3. Le test de signification de Fisher (p<0.05) de la proline, les sucres solubles totaux et les protéines totales solubles entre les différents traitements selon le logiciel de statistique SPSS. a.La proline. • La proline des feuilles Comparaisons multiples Variable dépendante: PROLINF LSD (I) TRAITEME Temoin 50 meq NaCl 100 meq NaCl 150 meq NaCl 50 meq CaCl2+NaCl 100 meq CaCl2+NaCl 150 meq CaCl2+NaCl (J) TRAITEME 50 meq NaCl 100 meq NaCl 150 meq NaCl 50 meq CaCl2+NaCl 100 meq CaCl2+NaCl 150 meq CaCl2+NaCl Temoin 100 meq NaCl 150 meq NaCl 50 meq CaCl2+NaCl 100 meq CaCl2+NaCl 150 meq CaCl2+NaCl Temoin 50 meq NaCl 150 meq NaCl 50 meq CaCl2+NaCl 100 meq CaCl2+NaCl 150 meq CaCl2+NaCl Temoin 50 meq NaCl 100 meq NaCl 50 meq CaCl2+NaCl 100 meq CaCl2+NaCl 150 meq CaCl2+NaCl Temoin 50 meq NaCl 100 meq NaCl 150 meq NaCl 100 meq CaCl2+NaCl 150 meq CaCl2+NaCl Temoin 50 meq NaCl 100 meq NaCl 150 meq NaCl 50 meq CaCl2+NaCl 150 meq CaCl2+NaCl Temoin 50 meq NaCl 100 meq NaCl 150 meq NaCl 50 meq CaCl2+NaCl 100 meq CaCl2+NaCl Différence des moyennes (I-J) -9,78250 -10,86875 -1,63000 5,76125 1,74000 -2,22625 9,78250 -1,08625 8,15250 15,54375* 11,52250 7,55625 10,86875 1,08625 9,23875 16,63000* 12,60875* 8,64250 1,63000 -8,15250 -9,23875 7,39125 3,37000 -,59625 -5,76125 -15,54375* -16,63000* -7,39125 -4,02125 -7,98750 -1,74000 -11,52250 -12,60875* -3,37000 4,02125 -3,96625 2,22625 -7,55625 -8,64250 ,59625 7,98750 3,96625 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. Erreur standard 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 6,190 Signification ,120 ,085 ,793 ,357 ,780 ,721 ,120 ,861 ,194 ,015 ,069 ,228 ,085 ,861 ,142 ,010 ,047 ,169 ,793 ,194 ,142 ,238 ,589 ,924 ,357 ,015 ,010 ,238 ,519 ,203 ,780 ,069 ,047 ,589 ,519 ,525 ,721 ,228 ,169 ,924 ,203 ,525 Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure -22,22111 2,65611 -23,30736 1,56986 -14,06861 10,80861 -6,67736 18,19986 -10,69861 14,17861 -14,66486 10,21236 -2,65611 22,22111 -13,52486 11,35236 -4,28611 20,59111 3,10514 27,98236 -,91611 23,96111 -4,88236 19,99486 -1,56986 23,30736 -11,35236 13,52486 -3,19986 21,67736 4,19139 29,06861 ,17014 25,04736 -3,79611 21,08111 -10,80861 14,06861 -20,59111 4,28611 -21,67736 3,19986 -5,04736 19,82986 -9,06861 15,80861 -13,03486 11,84236 -18,19986 6,67736 -27,98236 -3,10514 -29,06861 -4,19139 -19,82986 5,04736 -16,45986 8,41736 -20,42611 4,45111 -14,17861 10,69861 -23,96111 ,91611 -25,04736 -,17014 -15,80861 9,06861 -8,41736 16,45986 -16,40486 8,47236 -10,21236 14,66486 -19,99486 4,88236 -21,08111 3,79611 -11,84236 13,03486 -4,45111 20,42611 -8,47236 16,40486 • La proline des tiges Comparaisons multiples Variable dépendante: PROLINET LSD (I) TRAITEME Temoin 50 meq NaCl 100 meq NaCl 150 meq NaCl 50 meq CaCl2+NaCl 100 meq CaCl2+NaCl 150 meq CaCl2+NaCl (J) TRAITEME 50 meq NaCl 100 meq NaCl 150 meq NaCl 50 meq CaCl2+NaCl 100 meq CaCl2+NaCl 150 meq CaCl2+NaCl Temoin 100 meq NaCl 150 meq NaCl 50 meq CaCl2+NaCl 100 meq CaCl2+NaCl 150 meq CaCl2+NaCl Temoin 50 meq NaCl 150 meq NaCl 50 meq CaCl2+NaCl 100 meq CaCl2+NaCl 150 meq CaCl2+NaCl Temoin 50 meq NaCl 100 meq NaCl 50 meq CaCl2+NaCl 100 meq CaCl2+NaCl 150 meq CaCl2+NaCl Temoin 50 meq NaCl 100 meq NaCl 150 meq NaCl 100 meq CaCl2+NaCl 150 meq CaCl2+NaCl Temoin 50 meq NaCl 100 meq NaCl 150 meq NaCl 50 meq CaCl2+NaCl 150 meq CaCl2+NaCl Temoin 50 meq NaCl 100 meq NaCl 150 meq NaCl 50 meq CaCl2+NaCl 100 meq CaCl2+NaCl Différence des moyennes (I-J) -11,95750 -14,41000 -22,71750 -2,17375 -25,00125 -39,94500* 11,95750 -2,45250 -10,76000 9,78375 -13,04375 -27,98750 14,41000 2,45250 -8,30750 12,23625 -10,59125 -25,53500 22,71750 10,76000 8,30750 20,54375 -2,28375 -17,22750 2,17375 -9,78375 -12,23625 -20,54375 -22,82750 -37,77125* 25,00125 13,04375 10,59125 2,28375 22,82750 -14,94375 39,94500* 27,98750 25,53500 17,22750 37,77125* 14,94375 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. Erreur standard 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 16,759 Signification ,479 ,394 ,181 ,897 ,142 ,021 ,479 ,884 ,524 ,562 ,440 ,101 ,394 ,884 ,622 ,469 ,530 ,134 ,181 ,524 ,622 ,226 ,892 ,309 ,897 ,562 ,469 ,226 ,179 ,029 ,142 ,440 ,530 ,892 ,179 ,377 ,021 ,101 ,134 ,309 ,029 ,377 Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure -45,63670 21,72170 -48,08920 19,26920 -56,39670 10,96170 -35,85295 31,50545 -58,68045 8,67795 -73,62420 -6,26580 -21,72170 45,63670 -36,13170 31,22670 -44,43920 22,91920 -23,89545 43,46295 -46,72295 20,63545 -61,66670 5,69170 -19,26920 48,08920 -31,22670 36,13170 -41,98670 25,37170 -21,44295 45,91545 -44,27045 23,08795 -59,21420 8,14420 -10,96170 56,39670 -22,91920 44,43920 -25,37170 41,98670 -13,13545 54,22295 -35,96295 31,39545 -50,90670 16,45170 -31,50545 35,85295 -43,46295 23,89545 -45,91545 21,44295 -54,22295 13,13545 -56,50670 10,85170 -71,45045 -4,09205 -8,67795 58,68045 -20,63545 46,72295 -23,08795 44,27045 -31,39545 35,96295 -10,85170 56,50670 -48,62295 18,73545 6,26580 73,62420 -5,69170 61,66670 -8,14420 59,21420 -16,45170 50,90670 4,09205 71,45045 -18,73545 48,62295 • La proline des racines. Comparaisons multiples Variable dépendante: PROLINER LSD Différence des moyennes (I) TRAITEME (J) TRAITEME (I-J) Temoin 50 meq NaCl ,81625 100 meq NaCl -16,84625 150 meq NaCl -19,29250 50 meq CaCl2+NaCl -18,75000 100 meq CaCl2+NaCl-13,04250 150 meq CaCl2+NaCl-38,04125* 50 meq NaCl Temoin -,81625 100 meq NaCl -17,66250 150 meq NaCl -20,10875 50 meq CaCl2+NaCl -19,56625 100 meq CaCl2+NaCl-13,85875 150 meq CaCl2+NaCl-38,85750* 100 meq NaCl Temoin 16,84625 50 meq NaCl 17,66250 150 meq NaCl -2,44625 50 meq CaCl2+NaCl -1,90375 100 meq CaCl2+NaCl 3,80375 150 meq CaCl2+NaCl-21,19500 150 meq NaCl Temoin 19,29250 50 meq NaCl 20,10875 100 meq NaCl 2,44625 50 meq CaCl2+NaCl ,54250 100 meq CaCl2+NaCl 6,25000 150 meq CaCl2+NaCl-18,74875 50 meq CaCl2+NaCl Temoin 18,75000 50 meq NaCl 19,56625 100 meq NaCl 1,90375 150 meq NaCl -,54250 100 meq CaCl2+NaCl 5,70750 150 meq CaCl2+NaCl-19,29125 100 meq CaCl2+NaCl Temoin 13,04250 50 meq NaCl 13,85875 100 meq NaCl -3,80375 150 meq NaCl -6,25000 50 meq CaCl2+NaCl -5,70750 150 meq CaCl2+NaCl-24,99875 150 meq CaCl2+NaCl Temoin 38,04125* 50 meq NaCl 38,85750* 100 meq NaCl 21,19500 150 meq NaCl 18,74875 50 meq CaCl2+NaCl 19,29125 100 meq CaCl2+NaCl 24,99875 Erreur standard Signification 15,542 ,958 15,542 ,284 15,542 ,220 15,542 ,233 15,542 ,405 15,542 ,018 15,542 ,958 15,542 ,261 15,542 ,202 15,542 ,214 15,542 ,377 15,542 ,016 15,542 ,284 15,542 ,261 15,542 ,876 15,542 ,903 15,542 ,808 15,542 ,179 15,542 ,220 15,542 ,202 15,542 ,876 15,542 ,972 15,542 ,689 15,542 ,233 15,542 ,233 15,542 ,214 15,542 ,903 15,542 ,972 15,542 ,715 15,542 ,220 15,542 ,405 15,542 ,377 15,542 ,808 15,542 ,689 15,542 ,715 15,542 ,114 15,542 ,018 15,542 ,016 15,542 ,179 15,542 ,233 15,542 ,220 15,542 ,114 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure -30,41603 32,04853 -48,07853 14,38603 -50,52478 11,93978 -49,98228 12,48228 -44,27478 18,18978 -69,27353 -6,80897 -32,04853 30,41603 -48,89478 13,56978 -51,34103 11,12353 -50,79853 11,66603 -45,09103 17,37353 -70,08978 -7,62522 -14,38603 48,07853 -13,56978 48,89478 -33,67853 28,78603 -33,13603 29,32853 -27,42853 35,03603 -52,42728 10,03728 -11,93978 50,52478 -11,12353 51,34103 -28,78603 33,67853 -30,68978 31,77478 -24,98228 37,48228 -49,98103 12,48353 -12,48228 49,98228 -11,66603 50,79853 -29,32853 33,13603 -31,77478 30,68978 -25,52478 36,93978 -50,52353 11,94103 -18,18978 44,27478 -17,37353 45,09103 -35,03603 27,42853 -37,48228 24,98228 -36,93978 25,52478 -56,23103 6,23353 6,80897 69,27353 7,62522 70,08978 -10,03728 52,42728 -12,48353 49,98103 -11,94103 50,52353 -6,23353 56,23103 b. Les sucres solubles totaux. • Les sucres des feuilles. Comparaisons multiples Variable dépendante: SUCREF LSD Intervalle de confiance à Différence 95% des moyennes Erreur Borne Limite (I) TRAITEME (J) TRAITEME (I-J) standard Signification inférieure supérieure Temoin 50 meq NaCl 2,8700 9,393 ,761 -16,0166 21,7566 100 meq NaCl -5,1225 9,393 ,588 -24,0091 13,7641 150 meq NaCl -2,8675 9,393 ,761 -21,7541 16,0191 50 meq CaCl2+NaCl -9,0137 9,393 ,342 -27,9004 9,8729 100 meq CaCl2+NaCl -3,3952 9,723 ,728 -22,9447 16,1543 150 meq CaCl2+NaCl 10,2475 9,393 ,281 -8,6391 29,1341 50 meq NaCl Temoin -2,8700 9,393 ,761 -21,7566 16,0166 100 meq NaCl -7,9925 9,393 ,399 -26,8791 10,8941 150 meq NaCl -5,7375 9,393 ,544 -24,6241 13,1491 50 meq CaCl2+NaCl -11,8837 9,393 ,212 -30,7704 7,0029 100 meq CaCl2+NaCl -6,2652 9,723 ,522 -25,8147 13,2843 150 meq CaCl2+NaCl 7,3775 9,393 ,436 -11,5091 26,2641 100 meq NaCl Temoin 5,1225 9,393 ,588 -13,7641 24,0091 50 meq NaCl 7,9925 9,393 ,399 -10,8941 26,8791 150 meq NaCl 2,2550 9,393 ,811 -16,6316 21,1416 50 meq CaCl2+NaCl -3,8912 9,393 ,681 -22,7779 14,9954 100 meq CaCl2+NaCl 1,7273 9,723 ,860 -17,8222 21,2768 150 meq CaCl2+NaCl 15,3700 9,393 ,108 -3,5166 34,2566 150 meq NaCl Temoin 2,8675 9,393 ,761 -16,0191 21,7541 50 meq NaCl 5,7375 9,393 ,544 -13,1491 24,6241 100 meq NaCl -2,2550 9,393 ,811 -21,1416 16,6316 50 meq CaCl2+NaCl -6,1463 9,393 ,516 -25,0329 12,7404 100 meq CaCl2+NaCl -,5277 9,723 ,957 -20,0772 19,0218 150 meq CaCl2+NaCl 13,1150 9,393 ,169 -5,7716 32,0016 50 meq CaCl2+NaCl Temoin 9,0137 9,393 ,342 -9,8729 27,9004 50 meq NaCl 11,8837 9,393 ,212 -7,0029 30,7704 100 meq NaCl 3,8912 9,393 ,681 -14,9954 22,7779 150 meq NaCl 6,1463 9,393 ,516 -12,7404 25,0329 100 meq CaCl2+NaCl 5,6186 9,723 ,566 -13,9309 25,1681 150 meq CaCl2+NaCl 19,2612* 9,393 ,046 ,3746 38,1479 100 meq CaCl2+NaClTemoin 3,3952 9,723 ,728 -16,1543 22,9447 50 meq NaCl 6,2652 9,723 ,522 -13,2843 25,8147 100 meq NaCl -1,7273 9,723 ,860 -21,2768 17,8222 150 meq NaCl ,5277 9,723 ,957 -19,0218 20,0772 50 meq CaCl2+NaCl -5,6186 9,723 ,566 -25,1681 13,9309 150 meq CaCl2+NaCl 13,6427 9,723 ,167 -5,9068 33,1922 150 meq CaCl2+NaClTemoin -10,2475 9,393 ,281 -29,1341 8,6391 50 meq NaCl -7,3775 9,393 ,436 -26,2641 11,5091 100 meq NaCl -15,3700 9,393 ,108 -34,2566 3,5166 150 meq NaCl -13,1150 9,393 ,169 -32,0016 5,7716 50 meq CaCl2+NaCl -19,2612* 9,393 ,046 -38,1479 -,3746 100 meq CaCl2+NaCl -13,6427 9,723 ,167 -33,1922 5,9068 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. • Les sucres des tiges Comparaisons multiples Variable dépendante: SUCRET LSD Intervalle de confiance à Différence 95% des moyennes Erreur Borne Limite (I) TRAITEME (J) TRAITEME (I-J) standard Signification inférieure supérieure Temoin 50 meq NaCl -8,4012 12,200 ,494 -32,9176 16,1151 100 meq NaCl -11,0662 12,200 ,369 -35,5826 13,4501 150 meq NaCl -17,8275 12,200 ,150 -42,3438 6,6888 50 meq CaCl2+NaCl -7,1712 12,200 ,559 -31,6876 17,3451 100 meq CaCl2+NaCl-16,1900 12,200 ,191 -40,7063 8,3263 150 meq CaCl2+NaCl-19,0575 12,200 ,125 -43,5738 5,4588 50 meq NaCl Temoin 8,4012 12,200 ,494 -16,1151 32,9176 100 meq NaCl -2,6650 12,200 ,828 -27,1813 21,8513 150 meq NaCl -9,4262 12,200 ,443 -33,9426 15,0901 50 meq CaCl2+NaCl 1,2300 12,200 ,920 -23,2863 25,7463 100 meq CaCl2+NaCl -7,7888 12,200 ,526 -32,3051 16,7276 150 meq CaCl2+NaCl-10,6563 12,200 ,387 -35,1726 13,8601 100 meq NaCl Temoin 11,0662 12,200 ,369 -13,4501 35,5826 50 meq NaCl 2,6650 12,200 ,828 -21,8513 27,1813 150 meq NaCl -6,7612 12,200 ,582 -31,2776 17,7551 50 meq CaCl2+NaCl 3,8950 12,200 ,751 -20,6213 28,4113 100 meq CaCl2+NaCl -5,1238 12,200 ,676 -29,6401 19,3926 150 meq CaCl2+NaCl -7,9913 12,200 ,516 -32,5076 16,5251 150 meq NaCl Temoin 17,8275 12,200 ,150 -6,6888 42,3438 50 meq NaCl 9,4262 12,200 ,443 -15,0901 33,9426 100 meq NaCl 6,7612 12,200 ,582 -17,7551 31,2776 50 meq CaCl2+NaCl 10,6562 12,200 ,387 -13,8601 35,1726 100 meq CaCl2+NaCl 1,6375 12,200 ,894 -22,8788 26,1538 150 meq CaCl2+NaCl -1,2300 12,200 ,920 -25,7463 23,2863 50 meq CaCl2+NaClTemoin 7,1712 12,200 ,559 -17,3451 31,6876 50 meq NaCl -1,2300 12,200 ,920 -25,7463 23,2863 100 meq NaCl -3,8950 12,200 ,751 -28,4113 20,6213 150 meq NaCl -10,6562 12,200 ,387 -35,1726 13,8601 100 meq CaCl2+NaCl -9,0188 12,200 ,463 -33,5351 15,4976 150 meq CaCl2+NaCl-11,8863 12,200 ,335 -36,4026 12,6301 100 meq CaCl2+NaCl Temoin 16,1900 12,200 ,191 -8,3263 40,7063 50 meq NaCl 7,7888 12,200 ,526 -16,7276 32,3051 100 meq NaCl 5,1238 12,200 ,676 -19,3926 29,6401 150 meq NaCl -1,6375 12,200 ,894 -26,1538 22,8788 50 meq CaCl2+NaCl 9,0188 12,200 ,463 -15,4976 33,5351 150 meq CaCl2+NaCl -2,8675 12,200 ,815 -27,3838 21,6488 150 meq CaCl2+NaCl Temoin 19,0575 12,200 ,125 -5,4588 43,5738 50 meq NaCl 10,6563 12,200 ,387 -13,8601 35,1726 100 meq NaCl 7,9913 12,200 ,516 -16,5251 32,5076 150 meq NaCl 1,2300 12,200 ,920 -23,2863 25,7463 50 meq CaCl2+NaCl 11,8863 12,200 ,335 -12,6301 36,4026 100 meq CaCl2+NaCl 2,8675 12,200 ,815 -21,6488 27,3838 Basé sur les moyennes observées. • Les sucres des racines Comparaisons multiples Variable dépendante: SUCRER LSD Intervalle de confiance à Différence 95% des moyennes Erreur Borne Limite (I) TRAITEME (J) TRAITEME (I-J) standard Signification inférieure supérieure Temoin 50 meq NaCl ,8733 2,835 ,760 -4,8828 6,6295 100 meq NaCl 5,1917 2,835 ,076 -,5645 10,9478 150 meq NaCl 5,5467 2,835 ,058 -,2095 11,3028 50 meq CaCl2+NaCl ,8200 2,835 ,774 -4,9362 6,5762 100 meq CaCl2+NaCl1,7767 2,835 ,535 -3,9795 7,5328 150 meq CaCl2+NaCl-,2200 2,835 ,939 -5,9762 5,5362 50 meq NaCl Temoin -,8733 2,835 ,760 -6,6295 4,8828 100 meq NaCl 4,3183 2,835 ,137 -1,4378 10,0745 150 meq NaCl 4,6733 2,835 ,108 -1,0828 10,4295 50 meq CaCl2+NaCl -5,333E-02 2,835 ,985 -5,8095 5,7028 100 meq CaCl2+NaCl ,9033 2,835 ,752 -4,8528 6,6595 150 meq CaCl2+NaCl -1,0933 2,835 ,702 -6,8495 4,6628 100 meq NaCl Temoin -5,1917 2,835 ,076 -10,9478 ,5645 50 meq NaCl -4,3183 2,835 ,137 -10,0745 1,4378 150 meq NaCl ,3550 2,835 ,901 -5,4012 6,1112 50 meq CaCl2+NaCl-4,3717 2,835 ,132 -10,1278 1,3845 100 meq CaCl2+NaCl -3,4150 2,835 ,237 -9,1712 2,3412 150 meq CaCl2+NaCl -5,4117 2,835 ,065 -11,1678 ,3445 150 meq NaCl Temoin -5,5467 2,835 ,058 -11,3028 ,2095 50 meq NaCl -4,6733 2,835 ,108 -10,4295 1,0828 100 meq NaCl -,3550 2,835 ,901 -6,1112 5,4012 50 meq CaCl2+NaCl-4,7267 2,835 ,104 -10,4828 1,0295 100 meq CaCl2+NaCl -3,7700 2,835 ,192 -9,5262 1,9862 150 meq CaCl2+NaCl -5,7667* 2,835 ,050 -11,5228-1,048E-02 50 meq CaCl2+NaCl Temoin -,8200 2,835 ,774 -6,5762 4,9362 50 meq NaCl 5,333E-02 2,835 ,985 -5,7028 5,8095 100 meq NaCl 4,3717 2,835 ,132 -1,3845 10,1278 150 meq NaCl 4,7267 2,835 ,104 -1,0295 10,4828 100 meq CaCl2+NaCl ,9567 2,835 ,738 -4,7995 6,7128 150 meq CaCl2+NaCl -1,0400 2,835 ,716 -6,7962 4,7162 100 meq CaCl2+NaCl Temoin -1,7767 2,835 ,535 -7,5328 3,9795 50 meq NaCl -,9033 2,835 ,752 -6,6595 4,8528 100 meq NaCl 3,4150 2,835 ,237 -2,3412 9,1712 150 meq NaCl 3,7700 2,835 ,192 -1,9862 9,5262 50 meq CaCl2+NaCl -,9567 2,835 ,738 -6,7128 4,7995 150 meq CaCl2+NaCl -1,9967 2,835 ,486 -7,7528 3,7595 150 meq CaCl2+NaCl Temoin ,2200 2,835 ,939 -5,5362 5,9762 50 meq NaCl 1,0933 2,835 ,702 -4,6628 6,8495 100 meq NaCl 5,4117 2,835 ,065 -,3445 11,1678 150 meq NaCl 5,7667* 2,835 ,050 1,048E-02 11,5228 50 meq CaCl2+NaCl 1,0400 2,835 ,716 -4,7162 6,7962 100 meq CaCl2+NaCl1,9967 2,835 ,486 -3,7595 7,7528 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. c. Les protéines totales solubles. • Les protéines des feuilles. Comparaisons multiples Variable dépendante: PROTF LSD Intervalle de confiance à Différence 95% des moyennes Erreur Borne Limite (I-J) (I) TRAITEME (J) TRAITEME standard Signification inférieure supérieure Temoin 50 meq NaCl -18,7500 15,674 ,245 -51,3465 13,8465 100 meq NaCl 5,0000 15,674 ,753 -27,5965 37,5965 150 meq NaCl ,0000 15,674 1,000 -32,5965 32,5965 50 meq CaCl2+NaCl 30,0000 15,674 ,069 -2,5965 62,5965 100 meq CaCl2+NaCl -2,5000 15,674 ,875 -35,0965 30,0965 150 meq CaCl2+NaCl 2,5000 15,674 ,875 -30,0965 35,0965 50 meq NaCl Temoin 18,7500 15,674 ,245 -13,8465 51,3465 100 meq NaCl 23,7500 15,674 ,145 -8,8465 56,3465 150 meq NaCl 18,7500 15,674 ,245 -13,8465 51,3465 50 meq CaCl2+NaCl 48,7500* 15,674 ,005 16,1535 81,3465 100 meq CaCl2+NaCl 16,2500 15,674 ,312 -16,3465 48,8465 150 meq CaCl2+NaCl 21,2500 15,674 ,190 -11,3465 53,8465 100 meq NaCl Temoin -5,0000 15,674 ,753 -37,5965 27,5965 50 meq NaCl -23,7500 15,674 ,145 -56,3465 8,8465 150 meq NaCl -5,0000 15,674 ,753 -37,5965 27,5965 50 meq CaCl2+NaCl 25,0000 15,674 ,126 -7,5965 57,5965 100 meq CaCl2+NaCl -7,5000 15,674 ,637 -40,0965 25,0965 150 meq CaCl2+NaCl -2,5000 15,674 ,875 -35,0965 30,0965 150 meq NaCl Temoin ,0000 15,674 1,000 -32,5965 32,5965 50 meq NaCl -18,7500 15,674 ,245 -51,3465 13,8465 100 meq NaCl 5,0000 15,674 ,753 -27,5965 37,5965 50 meq CaCl2+NaCl 30,0000 15,674 ,069 -2,5965 62,5965 100 meq CaCl2+NaCl -2,5000 15,674 ,875 -35,0965 30,0965 150 meq CaCl2+NaCl 2,5000 15,674 ,875 -30,0965 35,0965 50 meq CaCl2+NaCl Temoin -30,0000 15,674 ,069 -62,5965 2,5965 50 meq NaCl -48,7500* 15,674 ,005 -81,3465 -16,1535 100 meq NaCl -25,0000 15,674 ,126 -57,5965 7,5965 150 meq NaCl -30,0000 15,674 ,069 -62,5965 2,5965 100 meq CaCl2+NaCl-32,5000 15,674 ,051 -65,0965 9,655E-02 150 meq CaCl2+NaCl-27,5000 15,674 ,094 -60,0965 5,0965 100 meq CaCl2+NaClTemoin 2,5000 15,674 ,875 -30,0965 35,0965 50 meq NaCl -16,2500 15,674 ,312 -48,8465 16,3465 100 meq NaCl 7,5000 15,674 ,637 -25,0965 40,0965 150 meq NaCl 2,5000 15,674 ,875 -30,0965 35,0965 50 meq CaCl2+NaCl 32,5000 15,674 ,051 -9,655E-02 65,0965 150 meq CaCl2+NaCl 5,0000 15,674 ,753 -27,5965 37,5965 150 meq CaCl2+NaClTemoin -2,5000 15,674 ,875 -35,0965 30,0965 50 meq NaCl -21,2500 15,674 ,190 -53,8465 11,3465 100 meq NaCl 2,5000 15,674 ,875 -30,0965 35,0965 150 meq NaCl -2,5000 15,674 ,875 -35,0965 30,0965 50 meq CaCl2+NaCl 27,5000 15,674 ,094 -5,0965 60,0965 100 meq CaCl2+NaCl -5,0000 15,674 ,753 -37,5965 27,5965 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. • Les protéines des tiges. Comparaisons multiples Variable dépendante: PROTT LSD Intervalle de confiance à Différence 95% des Borne Limite moyennes Erreur (I) TRAITEME (J) TRAITEME standard Signification inférieure supérieure (I-J) Temoin 50 meq NaCl -8,7500 10,023 ,393 -29,5931 12,0931 100 meq NaCl -17,5000 10,023 ,095 -38,3431 3,3431 150 meq NaCl -18,7500 10,023 ,075 -39,5931 2,0931 50 meq CaCl2+NaCl -18,2500 10,023 ,083 -39,0931 2,5931 100 meq CaCl2+NaCl -3,2500 10,023 ,749 -24,0931 17,5931 150 meq CaCl2+NaCl -17,0000 10,023 ,105 -37,8431 3,8431 50 meq NaCl Temoin 8,7500 10,023 ,393 -12,0931 29,5931 100 meq NaCl -8,7500 10,023 ,393 -29,5931 12,0931 150 meq NaCl -10,0000 10,023 ,330 -30,8431 10,8431 50 meq CaCl2+NaCl-9,5000 10,023 ,354 -30,3431 11,3431 100 meq CaCl2+NaCl5,5000 10,023 ,589 -15,3431 26,3431 150 meq CaCl2+NaCl -8,2500 10,023 ,420 -29,0931 12,5931 100 meq NaCl Temoin 17,5000 10,023 ,095 -3,3431 38,3431 50 meq NaCl 8,7500 10,023 ,393 -12,0931 29,5931 150 meq NaCl -1,2500 10,023 ,902 -22,0931 19,5931 50 meq CaCl2+NaCl -,7500 10,023 ,941 -21,5931 20,0931 100 meq CaCl2+NaCl 14,2500 10,023 ,170 -6,5931 35,0931 150 meq CaCl2+NaCl ,5000 10,023 ,961 -20,3431 21,3431 150 meq NaCl Temoin 18,7500 10,023 ,075 -2,0931 39,5931 50 meq NaCl 10,0000 10,023 ,330 -10,8431 30,8431 100 meq NaCl 1,2500 10,023 ,902 -19,5931 22,0931 50 meq CaCl2+NaCl ,5000 10,023 ,961 -20,3431 21,3431 100 meq CaCl2+NaCl 15,5000 10,023 ,137 -5,3431 36,3431 150 meq CaCl2+NaCl1,7500 10,023 ,863 -19,0931 22,5931 50 meq CaCl2+NaCl Temoin 18,2500 10,023 ,083 -2,5931 39,0931 50 meq NaCl 9,5000 10,023 ,354 -11,3431 30,3431 100 meq NaCl ,7500 10,023 ,941 -20,0931 21,5931 150 meq NaCl -,5000 10,023 ,961 -21,3431 20,3431 100 meq CaCl2+NaCl 15,0000 10,023 ,149 -5,8431 35,8431 150 meq CaCl2+NaCl1,2500 10,023 ,902 -19,5931 22,0931 100 meq CaCl2+NaCl Temoin 3,2500 10,023 ,749 -17,5931 24,0931 50 meq NaCl -5,5000 10,023 ,589 -26,3431 15,3431 100 meq NaCl -14,2500 10,023 ,170 -35,0931 6,5931 150 meq NaCl -15,5000 10,023 ,137 -36,3431 5,3431 50 meq CaCl2+NaCl -15,0000 10,023 ,149 -35,8431 5,8431 150 meq CaCl2+NaCl -13,7500 10,023 ,185 -34,5931 7,0931 150 meq CaCl2+NaCl Temoin 17,0000 10,023 ,105 -3,8431 37,8431 50 meq NaCl 8,2500 10,023 ,420 -12,5931 29,0931 100 meq NaCl -,5000 10,023 ,961 -21,3431 20,3431 150 meq NaCl -1,7500 10,023 ,863 -22,5931 19,0931 50 meq CaCl2+NaCl-1,2500 10,023 ,902 -22,0931 19,5931 100 meq CaCl2+NaCl 13,7500 10,023 ,185 -7,0931 34,5931 Basé sur les moyennes observées. • Les protéines des racines . Comparaisons multiples Variable dépendante: PROTR LSD Intervalle de confiance à Différence 95% des Borne Limite moyennes Erreur (I) TRAITEME (J) TRAITEME standard Signification inférieure supérieure (I-J) Temoin 50 meq NaCl -27,7500* 5,046 ,000 -38,2442 -17,2558 100 meq NaCl -26,2500* 5,046 ,000 -36,7442 -15,7558 150 meq NaCl -40,2500* 5,046 ,000 -50,7442 -29,7558 50 meq CaCl2+NaCl-7,0000 5,046 ,180 -17,4942 3,4942 100 meq CaCl2+NaCl 33,7500* 5,046 ,000 23,2558 44,2442 150 meq CaCl2+NaCl 33,7500* 5,046 ,000 23,2558 44,2442 50 meq NaCl Temoin 27,7500* 5,046 ,000 17,2558 38,2442 100 meq NaCl 1,5000 5,046 ,769 -8,9942 11,9942 150 meq NaCl -12,5000* 5,046 ,022 -22,9942 -2,0058 50 meq CaCl2+NaCl20,7500* 5,046 ,000 10,2558 31,2442 100 meq CaCl2+NaCl 61,5000* 5,046 ,000 51,0058 71,9942 150 meq CaCl2+NaCl 61,5000* 5,046 ,000 51,0058 71,9942 100 meq NaCl Temoin 26,2500* 5,046 ,000 15,7558 36,7442 50 meq NaCl -1,5000 5,046 ,769 -11,9942 8,9942 150 meq NaCl -14,0000* 5,046 ,011 -24,4942 -3,5058 50 meq CaCl2+NaCl19,2500* 5,046 ,001 8,7558 29,7442 100 meq CaCl2+NaCl 60,0000* 5,046 ,000 49,5058 70,4942 150 meq CaCl2+NaCl 60,0000* 5,046 ,000 49,5058 70,4942 150 meq NaCl Temoin 40,2500* 5,046 ,000 29,7558 50,7442 50 meq NaCl 12,5000* 5,046 ,022 2,0058 22,9942 100 meq NaCl 14,0000* 5,046 ,011 3,5058 24,4942 50 meq CaCl2+NaCl33,2500* 5,046 ,000 22,7558 43,7442 100 meq CaCl2+NaCl 74,0000* 5,046 ,000 63,5058 84,4942 150 meq CaCl2+NaCl 74,0000* 5,046 ,000 63,5058 84,4942 50 meq CaCl2+NaClTemoin 7,0000 5,046 ,180 -3,4942 17,4942 50 meq NaCl -20,7500* 5,046 ,000 -31,2442 -10,2558 100 meq NaCl -19,2500* 5,046 ,001 -29,7442 -8,7558 150 meq NaCl -33,2500* 5,046 ,000 -43,7442 -22,7558 100 meq CaCl2+NaCl 40,7500* 5,046 ,000 30,2558 51,2442 150 meq CaCl2+NaCl 40,7500* 5,046 ,000 30,2558 51,2442 100 meq CaCl2+NaCl Temoin -33,7500* 5,046 ,000 -44,2442 -23,2558 50 meq NaCl -61,5000* 5,046 ,000 -71,9942 -51,0058 100 meq NaCl -60,0000* 5,046 ,000 -70,4942 -49,5058 150 meq NaCl -74,0000* 5,046 ,000 -84,4942 -63,5058 50 meq CaCl2+NaCl -40,7500* 5,046 ,000 -51,2442 -30,2558 150 meq CaCl2+NaCl ,0000 5,046 1,000 -10,4942 10,4942 150 meq CaCl2+NaCl Temoin -33,7500* 5,046 ,000 -44,2442 -23,2558 50 meq NaCl -61,5000* 5,046 ,000 -71,9942 -51,0058 100 meq NaCl -60,0000* 5,046 ,000 -70,4942 -49,5058 150 meq NaCl -74,0000* 5,046 ,000 -84,4942 -63,5058 50 meq CaCl2+NaCl -40,7500* 5,046 ,000 -51,2442 -30,2558 100 meq CaCl2+NaCl ,0000 5,046 1,000 -10,4942 10,4942 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. 4. Le test de signification de Fisher (p<0.05) de la proline, les sucres totaux solubles et les protéines totales solubles , entre les différents organes (feuilles, tiges, racines) selon le logiciel de statistique SPSS. a. La proline • La proline des témoins Comparaisons multiples Variable dépendante: PRO.TÉMO LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) -8,1513 7,0650 8,1513 15,2162 -7,0650 -15,2162 Erreur standard 14,739 14,739 14,739 14,739 14,739 14,739 Signification ,586 ,637 ,586 ,314 ,637 ,314 Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure -38,8037 22,5012 -23,5874 37,7174 -22,5012 38,8037 -15,4362 45,8687 -37,7174 23,5874 -45,8687 15,4362 Basé sur les moyennes observées. • La proline de 50 meq. l-1 NaCl. Comparaisons multiples Variable dépendante: NA50MEQ LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) -10,3263 17,6637 10,3263 27,9900* -17,6637 -27,9900* Erreur standard 10,614 10,614 10,614 10,614 10,614 10,614 Signification ,342 ,111 ,342 ,015 ,111 ,015 Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure -32,4001 11,7476 -4,4101 39,7376 -11,7476 32,4001 5,9161 50,0639 -39,7376 4,4101 -50,0639 -5,9161 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. • La proline des 100 meq. l-1 NaCl. Comparaisons multiples Variable dépendante: NA100MEQ LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) -11,6925 1,0875 11,6925 12,7800 -1,0875 -12,7800 Basé sur les moyennes observées. Erreur standard 13,225 13,225 13,225 13,225 13,225 13,225 Signification ,387 ,935 ,387 ,345 ,935 ,345 Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure -39,1947 15,8097 -26,4147 28,5897 -15,8097 39,1947 -14,7222 40,2822 -28,5897 26,4147 -40,2822 14,7222 • La proline de150 meq. l-1 NaCl. Comparaisons multiples Variable dépendante: NA150MEQ LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) -29,2387 -10,5975 29,2387 18,6412 10,5975 -18,6412 Erreur standard 14,920 14,920 14,920 14,920 14,920 14,920 Signification ,063 ,485 ,063 ,225 ,485 ,225 Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure -60,2663 1,7888 -41,6251 20,4301 -1,7888 60,2663 -12,3863 49,6688 -20,4301 41,6251 -49,6688 12,3863 Basé sur les moyennes observées. • La proline de 50 meq. l-1 NaCl+CaCl2 Comparaisons multiples Variable dépendante: CA50MEQ LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) -16,0863 -17,4463 16,0863 -1,3600 17,4463 1,3600 Erreur standard 14,948 14,948 14,948 14,948 14,948 14,948 Signification ,294 ,256 ,294 ,928 ,256 ,928 Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure -47,1731 15,0006 -48,5331 13,6406 -15,0006 47,1731 -32,4468 29,7268 -13,6406 48,5331 -29,7268 32,4468 Basé sur les moyennes observées. • La proline de 100 meq. l-1 NaCl+CaCl2 Comparaisons multiples Variable dépendante: CA100MEQ LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) -34,8925* -7,7175 34,8925* 27,1750* 7,7175 -27,1750* Erreur standard 11,063 11,063 11,063 11,063 11,063 11,063 Signification ,005 ,493 ,005 ,023 ,493 ,023 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure -57,8990 -11,8860 -30,7240 15,2890 11,8860 57,8990 4,1685 50,1815 -15,2890 30,7240 -50,1815 -4,1685 • La proline de 150 meq. l-1 NaCl+CaCl2 Comparaisons multiples Variable dépendante: CA150MEQ LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) -45,8700* -28,7500 45,8700* 17,1200 28,7500 -17,1200 Erreur standard 15,334 15,334 15,334 15,334 15,334 15,334 Signification ,007 ,075 ,007 ,277 ,075 ,277 Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure -77,7584 -13,9816 -60,6384 3,1384 13,9816 77,7584 -14,7684 49,0084 -3,1384 60,6384 -49,0084 14,7684 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. b. Les sucres totaux solubles • Les sucres des témoins. Comparaisons multiples Variable dépendante: STEMOIN LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) 4,5088 43,9929* -4,5088 39,4842* -43,9929* -39,4842* Erreur standard 9,635 10,407 9,635 10,407 10,407 10,407 Signification ,645 ,000 ,645 ,001 ,000 ,001 Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure -15,6566 24,6741 22,2118 65,7740 -24,6741 15,6566 17,7031 61,2652 -65,7740 -22,2118 -61,2652 -17,7031 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. • Les sucres de 50 meq.l-1 NaCl. Comparaisons multiples Variable dépendante: S50MEQNA LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) -6,7625 41,9963* 6,7625 48,7587* -41,9963* -48,7587* Erreur standard 9,751 10,532 9,751 10,532 10,532 10,532 Signification ,496 ,001 ,496 ,000 ,001 ,000 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure -27,1720 13,6470 19,9515 64,0410 -13,6470 27,1720 26,7140 70,8035 -64,0410 -19,9515 -70,8035 -26,7140 • Les sucres de 100 meq.l-1 NaCl. Comparaisons multiples Variable dépendante: S100NA LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) -1,4350 54,3071* 1,4350 55,7421* -54,3071* -55,7421* Erreur standard 7,354 7,943 7,354 7,943 7,943 7,943 Signification ,847 ,000 ,847 ,000 ,000 ,000 Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure -16,8276 13,9576 37,6812 70,9329 -13,9576 16,8276 39,1162 72,3679 -70,9329 -37,6812 -72,3679 -39,1162 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. • Les sucres de 150 meq.l-1 NaCl. Comparaisons multiples Variable dépendante: S150NA LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) -10,4512 52,4071* 10,4512 62,8583* -52,4071* -62,8583* Erreur standard 8,257 8,918 8,257 8,918 8,918 8,918 Signification ,221 ,000 ,221 ,000 ,000 ,000 Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure -27,7330 6,8305 33,7407 71,0735 -6,8305 27,7330 44,1919 81,5248 -71,0735 -33,7407 -81,5248 -44,1919 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. • Les sucres de 50 meq.l-1 NaCl+CaCl2 Comparaisons multiples Variable dépendante: S50CA LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) 6,3512 53,8267* -6,3512 47,4754* -53,8267* -47,4754* Erreur standard 11,054 11,940 11,054 11,940 11,940 11,940 Signification ,572 ,000 ,572 ,001 ,000 ,001 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure -16,7855 29,4880 28,8362 78,8172 -29,4880 16,7855 22,4849 72,4659 -78,8172 -28,8362 -72,4659 -22,4849 • Les sucres de 100 meq.l-1 NaCl+CaCl2 Comparaisons multiples Variable dépendante: S100CA LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) -8,2861 49,1648* 8,2861 57,4508* -49,1648* -57,4508* Erreur standard 11,147 11,982 11,147 11,632 11,982 11,632 Signification ,467 ,001 ,467 ,000 ,001 ,000 Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure -31,7044 15,1322 23,9909 74,3387 -15,1322 31,7044 33,0139 81,8878 -74,3387 -23,9909 -81,8878 -33,0139 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. • Les sucres de 150 meq.l-1 NaCl+CaCl2. Comparaisons multiples Variable dépendante: S150CA LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) -24,7963* 33,5254* 24,7963* 58,3217* -33,5254* -58,3217* Erreur standard 8,696 9,393 8,696 9,393 9,393 9,393 Signification ,010 ,002 ,010 ,000 ,002 ,000 Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure -42,9977 -6,5948 13,8656 53,1852 6,5948 42,9977 38,6619 77,9815 -53,1852 -13,8656 -77,9815 -38,6619 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. c. Les protéines totales solubles • Les protéines des témoins Comparaisons multiples Variable dépendante: PROTMOIN LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) 97,5000* 173,7500* -97,5000* 76,2500* -173,7500* -76,2500* Erreur standard 7,795 7,795 7,795 7,795 7,795 7,795 Signification ,000 ,000 ,000 ,000 ,000 ,000 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure 79,8662 115,1338 156,1162 191,3838 -115,1338 -79,8662 58,6162 93,8838 -191,3838 -156,1162 -93,8838 -58,6162 • Les protéines de 50 meq. l-1 NaCl. Comparaisons multiples Variable dépendante: PROT50NA LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) 107,5000* 164,7500* -107,5000* 57,2500* -164,7500* -57,2500* Erreur standard 6,243 6,243 6,243 6,243 6,243 6,243 Signification ,000 ,000 ,000 ,000 ,000 ,000 Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure 93,3779 121,6221 150,6279 178,8721 -121,6221 -93,3779 43,1279 71,3721 -178,8721 -150,6279 -71,3721 -43,1279 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. • Les protéines de 100 meq.l-1 NaCl. Comparaisons multiples Variable dépendante: PROT100N LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) 75,0000* 142,5000* -75,0000* 67,5000* -142,5000* -67,5000* Erreur standard 14,093 14,093 14,093 14,093 14,093 14,093 Signification ,000 ,000 ,000 ,001 ,000 ,001 Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure 43,1195 106,8805 110,6195 174,3805 -106,8805 -43,1195 35,6195 99,3805 -174,3805 -110,6195 -99,3805 -35,6195 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. • Les protéines de 150 meq.l-1 NaCl. Comparaisons multiples Variable dépendante: PROT150N LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) 78,7500* 133,5000* -78,7500* 54,7500* -133,5000* -54,7500* Erreur standard 14,959 14,959 14,959 14,959 14,959 14,959 Signification ,001 ,000 ,001 ,005 ,000 ,005 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure 44,9110 112,5890 99,6610 167,3390 -112,5890 -44,9110 20,9110 88,5890 -167,3390 -99,6610 -88,5890 -20,9110 • Les protéines de 50 meq. l-1 NaCl+CaCl2. Comparaisons multiples Variable dépendante: PROT50CA LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) 49,2500* 136,7500* -49,2500* 87,5000* -136,7500* -87,5000* Erreur standard 17,352 17,352 17,352 17,352 17,352 17,352 Signification ,019 ,000 ,019 ,001 ,000 ,001 Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure 9,9976 88,5024 97,4976 176,0024 -88,5024 -9,9976 48,2476 126,7524 -176,0024 -97,4976 -126,7524 -48,2476 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. • Les protéines de 100 meq.l-1 NaCl+CaCl2. Comparaisons multiples Variable dépendante: PROT100C LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) 96,7500* 210,0000* -96,7500* 113,2500* -210,0000* -113,2500* Erreur standard 4,452 4,452 4,452 4,452 4,452 4,452 Signification ,000 ,000 ,000 ,000 ,000 ,000 Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure 86,6791 106,8209 199,9291 220,0709 -106,8209 -86,6791 103,1791 123,3209 -220,0709 -199,9291 -123,3209 -103,1791 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. • Les protéines de 150 meq. l-1 NaCl+CaCl2. Comparaisons multiples Variable dépendante: PROT150C LSD (I) organe feuilles tiges racines (J) organe tiges racines feuilles racines feuilles tiges Différence des moyennes (I-J) 78,0000* 205,0000* -78,0000* 127,0000* -205,0000* -127,0000* Erreur standard 4,905 4,905 4,905 4,905 4,905 4,905 Signification ,000 ,000 ,000 ,000 ,000 ,000 Basé sur les moyennes observées. *. La différence des moyennes est significative au niveau ,05. Intervalle de confiance à 95% Borne Limite inférieure supérieure 66,9049 89,0951 193,9049 216,0951 -89,0951 -66,9049 115,9049 138,0951 -216,0951 -193,9049 -138,0951 -115,9049 5. Les corrélations entre les différents paramètres biochimiques étudiés (prolines, sucres solubles totaux et protéines totales solubles) et le traitement salin. a.Le traitement salin au NaCl. Corrélations traitement PROLINEF PROLINET PROLINER SUCREF SUCRET SUCRERPROTFPROTTPROTR traitement Corrélation de Pearson Sig. (bilatérale) N PROLINEF Corrélation de Pearson ,078 Sig. (bilatérale) ,670 N 32 PROLINET Corrélation de Pearson ,238 ,001 Sig. (bilatérale) ,189 ,995 N 32 32 PROLINER Corrélation de Pearson ,279 ,078 -,044 Sig. (bilatérale) ,122 ,671 ,812 N 32 32 32 SUCREFCorrélation de Pearson ,110 ,139 ,116 -,159 Sig. (bilatérale) ,550 ,447 ,529 ,386 N 32 32 32 32 SUCRETCorrélation de Pearson ,288 ,153 ,047 ,015 ,062 Sig. (bilatérale) ,110 ,403 ,798 ,937 ,738 N 32 32 32 32 32 SUCRERCorrélation de Pearson -,370 ,006 -,350 -,181 -,130 -,057 Sig. (bilatérale) ,075 ,978 ,094 ,397 ,546 ,790 N 24 24 24 24 24 24 PROTF Corrélation de Pearson -,135 -,085 -,221 ,360 -,490 -,205 ,392 Sig. (bilatérale) ,618 ,755 ,411 ,170 ,054 ,446 ,133 N 16 16 16 16 16 16 16 PROTT Corrélation de Pearson ,427 -,148 ,273 ,250 -,015 ,115 -,508* -,398 Sig. (bilatérale) ,099 ,583 ,307 ,351 ,956 ,671 ,044 ,126 N 16 16 16 16 16 16 16 16 PROTR Corrélation de Pearson ,818** -,276 ,454 ,251 -,100 ,134 -,358 ,133 ,324 Sig. (bilatérale) ,000 ,300 ,077 ,348 ,713 ,620 ,174 ,624 ,221 N 16 16 16 16 16 16 16 16 16 **.La corrélation est significative au niveau 0.01 (bilatéral). *.La corrélation est significative au niveau 0.05 (bilatéral). b. Le traitement salin au NaCl + CaCl2. Corrélations TRAITEME PROLINEF PROLINET PROLINER SUCREF SUCRET SUCRER PROTFPROTITPROTR TRAITEME Corrélation de Pearson Sig. (bilatérale) N PROLINEF Corrélation de Pearson ,203 Sig. (bilatérale) ,341 N 24 PROLINET Corrélation de Pearson ,452* ,432* Sig. (bilatérale) ,026 ,035 N 24 24 PROLINER Corrélation de Pearson ,251 ,292 ,368 Sig. (bilatérale) ,236 ,167 ,077 N 24 24 24 SUCREF Corrélation de Pearson -,392 -,038 -,189 -,351 Sig. (bilatérale) ,064 ,863 ,388 ,101 N 23 23 23 23 SUCRET Corrélation de Pearson ,189 ,187 -,047 -,398 -,153 Sig. (bilatérale) ,377 ,382 ,826 ,054 ,485 N 24 24 24 24 23 SUCRER Corrélation de Pearson ,277 -,028 -,286 ,261 -,531* -,065 Sig. (bilatérale) ,265 ,913 ,250 ,295 ,028 ,799 N 18 18 18 18 17 18 PROTF Corrélation de Pearson ,438 ,186 ,276 ,224 -,186 -,004 ,358 Sig. (bilatérale) ,155 ,562 ,386 ,485 ,562 ,991 ,254 N 12 12 12 12 12 12 12 PROTITCorrélation de Pearson -,054 -,343 -,073 ,179 -,066 -,531 ,091 -,307 Sig. (bilatérale) ,867 ,275 ,821 ,577 ,839 ,076 ,779 ,331 N 12 12 12 12 12 12 12 12 PROTRCorrélation de Pearson -,842** -,430 -,757** -,498 ,302 ,024 ,084 -,601* ,310 Sig. (bilatérale) ,001 ,163 ,004 ,099 ,340 ,942 ,796 ,039 ,327 N 12 12 12 12 12 12 12 12 12 *.La corrélation est significative au niveau 0.05 (bilatéral). **.La corrélation est significative au niveau 0.01 (bilatéral). 6. Réactif de Bradford 100 mg de bleu de coomassie G250 sont dissous dans 50 ml d’éthanol 95%. A cette solution on ajoute 100ml d’acide ortho phosphorique a 85 % puis le mélange est ajusté à 1000 ml avec l’eau distillée puis filtré pour enlever les particules insolubles.
