Thèse au format pdf - IR4M - Université Paris-Sud

Table des matières
TABLE DES MATIERES
Table des matières ...................................................................................................................... 1
Remerciements ........................................................................................................................... 3
Liste des symboles principaux et Acronymes ............................................................................ 5
Introduction ................................................................................................................................ 7
Partie I : Contexte Médical....................................................................................................... 10
I. A Le Cancer : .................................................................................................................... 10
I. A. 1 Le cycle cellulaire : de la cellule normale à la cellule cancéreuse [5]: ................. 11
I. A. 2 L’angiogénèse : ..................................................................................................... 13
I. A. 3 Les traitements : .................................................................................................... 14
I. B Diagnostic et Suivi du Cancer :..................................................................................... 17
I. B. 1 Examen anatomo-pathologique :........................................................................... 18
I. B. 2 Imagerie par rayons X : ......................................................................................... 20
I. B. 3 Imageries isotopiques :.......................................................................................... 21
I. B. 4 L’échographie : ..................................................................................................... 22
Partie II : Imagerie par Résonance Magnétique et Agents de Contraste.................................. 25
II. A Le principe de L’IRM :................................................................................................ 26
II. A. 1 Le phénomène de résonance magnétique nucléaire :........................................... 26
II. A. 2 Le codage spatial : ............................................................................................... 30
II. A. 3 La reconstruction des signaux par transformée de Fourier :................................ 31
II. A. 4 Séquences de base : ............................................................................................. 31
II. B Le Contraste : ............................................................................................................... 34
II. B. 1 Aspect Physique :................................................................................................. 34
II. B. 2 Effet des agents de contraste sur le signal : ......................................................... 36
II. B. 3 Les agents de contraste paramagnétiques du Gadolinium: .................................. 38
II. B. 4 Agent de contraste vasculaire : ............................................................................ 39
II. C Conclusion : ................................................................................................................. 42
Partie III : Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique ........... 43
III. A Evaluation des volumes tissulaire par IRM :.............................................................. 44
III. B Imagerie T2 : ............................................................................................................... 45
III. C Imagerie dynamique du rehaussement du contraste par Résonance Magnétique (DCE
MRI) : ................................................................................................................................... 46
III. C. 1 Mesures du T1 :................................................................................................... 47
III. C. 2 Les modèles de la perfusion : ............................................................................. 55
III. C. 3 La fonction d’entrée artérielle : .......................................................................... 64
III. C. 4 DCE MRI en clinique : ....................................................................................... 66
III. C. 5 Conclusion : ........................................................................................................ 67
III. D Imagerie Rapide et DSC MRI : .................................................................................. 67
III. D. 1 Mesure dynamique du T2 et T2*:........................................................................ 68
III. D. 2 Imagerie de la susceptibilité magnétique et paramètres cinétiques :.................. 71
III. D. 3 Applications cliniques: ....................................................................................... 76
III. D. 4 Conclusion :........................................................................................................ 78
III. E Imagerie de la Diffusion : ........................................................................................... 78
III. E. 1 Définition : .......................................................................................................... 78
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Table des matières
III. E. 2 Mesure de la diffusion : ...................................................................................... 79
III. E. 3 Calcul de l’ADC : ............................................................................................... 83
III. E. 4 Les Artefacts : ..................................................................................................... 84
III. E. 5 Application en cancérologie : ............................................................................. 87
III. E. 6 Conclusion : ........................................................................................................ 88
III. F Conclusion de la partie III:.......................................................................................... 89
Partie IV : Le Projet Melimage ................................................................................................ 90
IV. A Introduction : Description du Projet :......................................................................... 90
IV. B Etudes Préliminaires :................................................................................................. 92
IV. B. 1 Etude préliminaire sur fantôme: ......................................................................... 92
IV. B. 2 Mesure du T1 dans le cadre du protocole MELIMAGE:.................................... 98
IV. B. 3 Etude préliminaire sur Souris: .......................................................................... 101
IV. B. 4 Etude préliminaire sur volontaire sain : ........................................................... 102
IV. B. 5 Etude sur patient:.............................................................................................. 102
IV. C Le projet MELIMAGE sur tumeurs greffées: .......................................................... 104
IV. C. 1 Matériels et méthodes:...................................................................................... 104
IV. C. 2 Résultats : ......................................................................................................... 112
IV. C. 3 Discussion : ...................................................................................................... 120
Partie V : Etude de la perméabilité vasculaire tumorale ........................................................ 123
V. A Matériels et Méthodes: .............................................................................................. 124
V. A. 1 Animaux: ........................................................................................................... 124
V. A. 2 Préparation et administration des agents de contraste :..................................... 125
V. A. 3 Imagerie de susceptibilité magnétique des tumeurs murines : .......................... 126
V. A. 4 Analyse des données in vivo : ........................................................................... 129
V. B Résultats :................................................................................................................... 131
V. B. 1 Groupe A : ......................................................................................................... 131
V. B. 2 Groupe B............................................................................................................ 133
V. B. 3 Groupe C :.......................................................................................................... 136
V. C Discussion :................................................................................................................ 141
Partie VI : les traitements par électroporation........................................................................ 143
VI. A Le principe de l’électrochimiothérapie : .................................................................. 143
VI. B Matériels et Méthodes : ............................................................................................ 144
VI. B. 1 Le protocole :.................................................................................................... 144
VI. B. 2 Les méthodes spécifiques :.............................................................................. 151
VI. C Résultats : ................................................................................................................. 157
VI. C. 1 Distribution du champ électrique dans les tumeurs : ....................................... 157
VI. C. 2 Résultats pour les autres groupes : ................................................................... 158
VI. D Conclusion : ............................................................................................................. 164
Conclusion et Perspectives..................................................................................................... 168
Index des figures et des tableaux............................................................................................ 170
Annexe I : Protocole Melimage.............................................................................................. 175
Annexe II : Protocole microbulle ........................................................................................... 180
Publications relatives à ce travail .......................................................................................... 181
References .............................................................................................................................. 182
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Remerciements
REMERCIEMENTS
Je tiens tout d’abord à remercier ma directrice de thèse, Madame Anne Leroy-Willig,
pour ses conseils avisés et sa grande disponibilité tout au long de mes travaux. Trois années
durant lesquelles Anne a pu me transmettre ses connaissances en physique de l’IRM, en
programmation des séquences, ainsi qu’en biologie. Son implication et son encadrement ont
très largement contribué au bon aboutissement de ce projet.
Je remercie également Messieurs Jacques Bittoun et Luc Darrasse les directeurs
successifs de l’U2R2M et de l’IR4M pour m’avoir accueillie au sein de leur laboratoire.
Je remercie Monsieur Joel Mispelter pour m’avoir fait l’honneur de présider le jury de
cette thèse.
Je remercie également Madame Chantal Remy et Monsieur Charles André Cuenod
d’avoir accepté la charge de relire ce manuscrit de thèse, et pour leurs commentaires
constructifs qui ont permis de parfaire ce manuscrit.
Je remercie tout particulièrement Monsieur Yves Fromes qui, en plus d’avoir accepté
de faire parti de ce jury de thèse, m’a surtout appris à poser des cathéters jugulaires, outils
indispensables à la réalisation de mes expériences.
J’exprime ma profonde reconnaissance à Monsieur Luis Mir qui, malgré un emploi du
temps chargé, m’a fait l’honneur de faire partie de ce jury de thèse, mais a surtout été l’acteur
de nombreuses discussions sur l’électrochimiothérapie ainsi qu’un relecteur assidu de notre
article.
J’adresse mes plus vifs remerciements à Monsieur Bassim Al-Sakere, qui m’a tout
appris sur les traitements par électrochimiothérapie, mais surtout pour sa gentillesse et sa
disponibilité.
Je tiens également à remercier toute l’équipe de Nathalie Lassau et de l’EPITA et
notamment Messieurs Jérémy Coulot, Thierry Geraud et Guillaume Lazzara pour leur aide
précieuse sur le projet Melimage, pour leurs supers programmes, pour les cafés à l’IGR. Un
grand merci à Jérémy pour ses conseils en fin de thèse et notamment pour la présentation
orale.
Je tiens à remercier Damien Dupontet toute l’équipe 5 du bâtiment 104, Brigitte Gillet,
Kathy Sebrié et Aurore Bogaert-Buchmann, pour leur aide précieuse lors des dernières
expériences et surtout pour leur flexibilité suite aux nombreux décalages temporels.
Merci à Patrick Gonin et à Cécile Denis pour les souris et l’apprentissage de l’injection sur
ces dernières.
J’aimerais remercier sincèrement Olivier Girard pour les nombreuses discussions en
DCE MRI : merci d’avoir pris le temps de relire ce chapitre de thèse (tout en étant à l’autre
bout de la terre) et pour tes conseils avisés.
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Remerciements
Je tiens à adresser mes plus sincères remerciements à toute l’équipe de l’IR4M et plus
particulièrement : à Marie pour sa bonne humeur et sa disponibilité, à Georges pour son aide
précieuse en informatique, à Jean Christophe et Jean Pierre pour leurs supers sondes, à
Geneviève la « pro » de matlab, à Rose-Marie et Emeline pour leur aide au CIERM et enfin à
Albine et Florence pour leur disponibilités et leur aide logistique.
Mes plus vifs remerciement à tous mes collègues de bureau mais aussi amis : Simon,
Nicolas, Line et Mathias pour nos nombreux fous rires, les trajets en RER B, les discussions
scientifiques, ou non, autour d’un café ou d’une bière, et leur indéniable soutien lors des
moments de stress et de doute, tout au long de ces trois années de thèse.
Je tiens également à remercier les collègues du CIERM : Xavier, Ludovic, Dima,
Emmanuel, Roberta, José, Najat, Pascal, Kyle, Mathieu, Lionel, Maya, Marion et tous les
stagiaires successifs pour les découvertes culinaires (italien, libanais…), les découvertes
culturelles et artistiques (merci Xavier), pour les discussions et les conseils entre deux
expériences et pour les bon moments passés ensemble.
Je n’oublie pas bien sûr tous mes amis qui m’ont soutenu durant ces trois années de
thèse : Bérangère, Julien et Florent (mon collègue de l’IGR maintenant !!) les anciens thésards
physiciens qui m’ont apportés leurs conseils, mais aussi Alexia (merci d’avoir fait le
déplacement jusqu’à Paris), Virginie, les Oliviers, Audrey, Claire, Marjolaine, Delphine,
Magalie, Lucile, Julie et tous ceux que j’oublie…
J’adresse ma plus profonde reconnaissance à ma famille : mes parents pour les
nombreuses relectures et pour leur soutien inconditionnel lors des moments de doute et
surtout pour m’avoir permis de continuer mes études. Mes grands-parents, Bastien, Carine et
Fanny pour être venus jusqu’à Paris me détendre avant la soutenance et pour votre soutien
permanent. Et enfin Annette et Alain pour votre aide précieuse le jour J et pour vos
encouragements.
Une tendre pensée pour Matthieu qui m’a supporté et soutenue durant trois ans, et je
sais que ce n’a pas toujours été facile : merci pour ton amour, tes encouragements et ta
patience.
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Liste des symboles principaux et Acronymes
LISTE DES SYMBOLES PRINCIPAUX ET
ACRONYMES
AC
Agent de contraste
ai
facteur décrivant la courbe de la fonction d’entrée artérielle (quantité)
AIF
Arterial Input Function
AUC
Area Under the Curve
B0
champ magnétique principal
BLM
Bléomycine
BW
Band Width
Cp
Concentration plasmatique en agent de contraste
CPMG
Carr Purcell Meiboom Gill
Ct
Concentration tissulaire en agent de contraste
DCE
Dynamic Contrast Enhanced
DSC
Dynamic Susceptibility Contrast
DVM
Densité Vasculaire Microscopique
ECT
Electrochimiothérapie
EES
Extravascular Extracellular Space
EPI
Echo Planar Imaging
FGF
Fibroblast Growth Factor
FOV
Field Of View
HIF
Hypoxia Inducible Factor
IRE
Electroporation Irreversible
IRM
Imagerie par Résonance Magnétique
ktrans
Constante de transfert entre le compartiment vasculaire et EES
MEC
Matrice ExtraCellulaire
MGE
Multi Gradient Echo
mi
facteur décrivant la courbe de la fonction d’entrée artérielle (inverse du temps)
MTT
Mean Transit Time
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Liste des symboles principaux et Acronymes
r1(2)
relaxivité longitudinale (transversale) (s-1..L.mmol-1)
rBF
regional Blood Flow
rBV
regional Blood Volume
RES
Reticulo Endothelial System
RF
RadioFréquence
RMN
Résonance Magnétique Nucléaire
SNR
Signal to Noise Ratio
SPGR
SPoiled Gradient Recalled
SPIO
Small Particle Iron Oxyde
T1 (R1)
temps (vitesse) de relaxation longitudinale
T2 (R2)
temps (vitesse) de relaxation transversale
T2* (R2*)
temps (vitesse) de relaxation transversale incluant les effets d’inhomogénéité
de l’induction magnétique.
TAF
Tumor Angiogenesis Factor
TE
Temps d’Echo
TF
Transformée de Fourier
TR
Temps de Répétition
USPIO
Ultra Small Particle Iron Oxyde
ve
Volume de l’EES
VEGF
Vascular Endothelial Growth Factor
vp
Volume plasmatique
γ
rapport gyromagnétique nucléaire (T-1.s-1)
χ
susceptibilité magnétique
-6-
Introduction
INTRODUCTION
Aujourd’hui les stratégies thérapeutiques en cancérologie sont définies en fonction de
la nature et du stade de la tumeur primaire. L’évaluation clinique des cancers se base sur
l’analyse microscopique des tissus tumoraux obtenue par biopsie, mais aussi sur l’extension
de la maladie (envahissement ganglionnaire et localisation secondaire). Le suivi de
l’évolution tumorale sous traitement est fait par une évaluation morphologique (suivi de la
taille des volumes tumoraux primaires et secondaires) qui a montré ses limites, puisque des
changements de métabolisme et de perfusion apparaissent bien avant les changements
morphologiques [1], et puisqu’après un traitement anti-angiogénique efficace un anneau
périphérique de cellules tumorales viables persiste fréquemment [2].
L’imagerie fonctionnelle apparaît alors comme un outil intéressant, puisqu’elle ne s’intéresse
pas à la taille de la lésion, mais à ses caractéristiques physiologiques ou moléculaires.
L’imagerie fonctionnelle peut ainsi mettre en évidence une différence mesurable entre le tissu
tumoral et le tissu sain, ou entre le tissu tumoral avant et après traitement. Elle présente
l’avantage d’être peu ou non invasive et de fournir des mesures en temps réel.
L’évaluation précoce et fiable des propriétés fonctionnelles des lésions est utile pour obtenir
un bon diagnostic, pour différencier les tumeurs et pour guider les thérapies.
L’Imagerie par Résonance Magnétique (IRM) est aujourd’hui un outil très utilisé en
oncologie pour améliorer l’évaluation morphologique mais aussi, plus récemment, pour
caractériser la fonctionnalité des lésions [3]. L’implémentation de plusieurs séquences
d’imagerie (temps de relaxation, diffusion, imagerie dynamique…) permet une caractérisation
tissulaire intéressante.
Au cours des vingt dernières années, de nombreux modèles animaux ont été mis au
point afin d’étudier différents processus physiologiques et pathologiques semblables à ceux
mis en évidence dans le corps humain. Bien que l’éthique nous pousse de plus en plus à
remplacer les études animales par des études in-vitro, sur des cultures cellulaires, ou même
-7-
Introduction
par des simulations, les rongeurs restent des acteurs incontournables de la mise au point de
nouveaux traitements.
La réalisation d’études in-vivo sur le petit animal nécessite l’utilisation de techniques
appropriées. Ainsi, les séquences de mesure utilisées en clinique ont fait l’objet de nombreux
développements et ont été adaptées pour l’étude sur modèle animal (plus haute résolution
spatiale et champ magnétique plus élevé).
Ce travail de thèse a été mené au sein du laboratoire d’Imagerie par Résonance
Magnétique Médicale et Multi-Modalités (IR4M) qui regroupe plusieurs unités de recherche
spécialisées en imagerie (UMR 8081, CNRS et université Paris Sud XI). La plateforme IRM
du laboratoire est répartie sur trois sites : un imageur clinique de 1.5 T dédié à la recherche est
situé au CIERM (Centre Inter Etablissement Résonance Magnétique) à l’hôpital du Kremlin
Bicêtre, deux imageurs, l’un de 4.7 T dédié au petit animal et l’autre de 0.1 Tesla, sont situés
au bâtiment 220 de l’Université Paris Sud XI, et deux imageurs, dédiés à l’imagerie du petit
animal de 7 et 9.4 T, sont situés au bâtiment 104 de l’Université Paris Sud. De plus, des outils
d’imagerie optique et des échographes sont utilisés par les équipes de l’IGR (Institut Gustave
Roussy) à Villejuif.
L’objectif principal de cette thèse porte sur l’étude fonctionnelle par IRM de tumeurs
greffées sur le petit animal. Le premier objectif de cette étude porte sur l’analyse des données
de l’imagerie dynamique du rehaussement du contraste (DCE MRI). La méthode classique de
DCE-MRI consiste à étudier le rehaussement du signal à la suite de l’injection d’un produit de
contraste (par ex : Dotarem) extracellulaire et de faible poids moléculaire à l’aide d’une
séquence d’acquisition rapide. Afin d’avoir une meilleure caractérisation du fonctionnement
de cette vascularisation, en séparant la perfusion et la perméabilité, nous avons affiné notre
étude de DCE MRI, en utilisant conjointement un agent de contraste, de type microbulles,
utilisé habituellement en échographie et qui entraîne une variation locale du champ
magnétique. Dans la troisième phase de ce projet, nous avons utilisé l’IRM pour détecter et
évaluer les modifications tissulaires précoces de tumeurs soumises à des traitements utilisant
un champ électrique.
Ce manuscrit est composé de six parties. Les trois premières parties posent les jalons
de ce travail, en expliquant les motivations et les techniques disponibles pour l’étude des
-8-
Introduction
cancers. Les trois dernières parties abordent les projets que nous avons mis en place et les
résultats obtenus durant ce travail de thèse.
La partie I expose le contexte médical et technique. La première partie aborde la notion du
cancer et les phénomènes physiologiques qui en découlent, ainsi que les traitements actuels
permettant de lutter contre le cancer. Les outils de diagnostic, d’évaluation et de suivi du
cancer sont alors présentés.
La partie II présente l’IRM en détaillant ses principes physiques, les séquences d’imagerie de
base et l’origine du contraste tissulaire, ainsi que l’emploi d’agents de contraste.
La partie III propose plusieurs méthodologies d’étude des tumeurs par IRM. L’imagerie du
volume tumoral, l’imagerie des temps de relaxation longitudinale T1 et transversale T2,
l’imagerie dynamique du rehaussement du signal (DCE MRI) et de susceptibilité magnétique
(DSC MRI) et l’imagerie de diffusion sont tour à tour présentées, ainsi que leurs applications
respectives en cancérologie.
La partie IV présente les résultats obtenus dans le cadre d’un projet multi-modalités portant
sur la comparaison des renseignements fournis par différentes modalités d’imagerie. Dans le
cadre de ce projet, nous avons développé des outils pour déterminer les paramètres
quantitatifs et semi-quantitatifs du rehaussement du signal en IRM (DCE MRI), après
l’injection d’un agent de contraste.
La partie V porte sur l’étude du rehaussement dynamique du signal résultant de l’injection de
deux agents de contraste. Nous avons mené cette étude en trois phases. La première a permis
de montrer la faisabilité de ce projet, qui utilise un agent de contraste macromoléculaire à
base de microbulles de gaz. La deuxième et la troisième phases portent sur l’amélioration de
la sensibilité de détection des phénomènes de susceptibilité magnétiques induits par cet agent
de contraste, avec l’utilisation d’une antenne de détection dédiée (antenne incurvée) et avec
l’utilisation d’un champ magnétique principal plus élevé (passage d’un aimant de 4.7 Tesla à
un aimant de 7 Tesla).
La partie VI présente les résultats d’une étude portant sur le suivi par IRM de tumeur sous
traitement utilisant un champ électrique. Pour cette étude, nous avons mesuré les variations du
volume tumoral, du temps de relaxation transversale T2 et du coefficient de diffusion apparent
(ADC) dans des tumeurs murines, avant et après traitement, par électrochimiothérapie et par
électroporation irréversible.
-9-
Contexte Médical
Partie I : CONTEXTE MEDICAL
L’objectif principal de cette partie est d’introduire la définition du cancer et les outils
disponibles pour détecter et suivre les tumeurs.
Une première partie définit la notion de cancer et présente un résumé de l’épidémiologie des
cancers en France. Les modifications cellulaires et génétiques aboutissant à la formation de la
tumeur sont ensuite abordées, avant de décrire le rôle de l’angiogénèse dans le développement
tumoral. Nous présentons alors les traitements mis en place à ce jour en cancérologie.
Le second objectif de ce chapitre est de présenter un état de l’art des outils de diagnostic du
cancer. Dans la seconde partie, nous présentons tout d’abord les techniques d’anatomopathologies utilisées en cancérologie. Puis les techniques d’imagerie médicale sont abordées,
avec notamment, l’imagerie par rayons X, l’imagerie isotopique et l’imagerie échographique.
L’Imagerie par Résonance Magnétique (IRM) est abordée dans le chapitre suivant. Le tableau
(Tableau I-1), présent à la fin de ce chapitre, récapitule les apports, les avantages et les
inconvénients de toutes ces techniques d’imagerie pour l’étude des cancers.
I. A LE CANCER :
Le cancer est une maladie caractérisée par la prolifération anarchique de cellules au
sein d'un tissu normal de l'organisme. Ces cellules dérivent toutes d'un même clone, cellule
initiatrice du cancer, qui a acquis certaines caractéristiques lui permettant de se diviser
indéfiniment et de pouvoir former des métastases. Un cancer est un terme général pour
n'importe quelle maladie pour lesquelles certaines cellules du corps humain se divisent d'une
manière incontrôlée. Les nouvelles cellules résultantes peuvent former une tumeur maligne
(un néoplasme) ou se propager à travers le corps.
- 10 -
Contexte Médical
En 2008, l’Institut de Veille Sanitaire (InVS) a publié [4], à partir des données du
réseau Francim, une estimation des chiffres du cancer en France entre 1980 et 2005.
Ainsi, on dénombre, en 2005, 320 000 nouveaux cas de cancer diagnostiqués, dont 180 000
chez l’homme et 140 000 chez la femme. 146 000 personnes sont décédées du cancer durant
cette même année soit une augmentation de 13 % par rapport à 1980, qui est corrélée à
l’accroissement et au vieillissement de la population, car globalement le risque de mortalité
par cancer a diminué. Chez l’homme les cancers de la prostate, du poumon et colon sont les
plus fréquents, tandis que chez la femme les plus fréquents sont ceux du sein, du colon et du
poumon. Le cancer le plus meurtrier reste celui du poumon (26 624 décès en 2005).
Le cancer résulte d’une combinaison de plusieurs facteurs de risques externes, tels que
l’environnement (produits chimiques, rayonnement UV…), le mode de vie (tabac, alcool,
alimentation…) ou encore certains virus ou bactéries (papillomavirus, virus de l’hépatite B…)
mais aussi internes comme l’âge ou l’hérédité, qui aboutissent à des mutations et modifient le
cycle cellulaire.
I. A. 1 Le cycle cellulaire : de la cellule normale à la cellule cancéreuse [5]:
L’organisme maintient naturellement à un niveau constant le nombre de cellules à
l’âge adulte. Des cellules meurent naturellement chaque jour par apoptose et sont remplacées
par de nouvelles cellules identiques et de même fonction ; c’est ce que l’on appelle
l’homéostasie cellulaire. A l’exception des cellules reproductrices, toutes les cellules de notre
organisme se divisent par mitose donnant ainsi deux cellules filles identiques entre elles et
identiques à la cellule mère dont elles sont issues.
Ce processus de division se décompose en cinq phases. Les cellules sont tout d’abord
quiescentes durant la phase de repos G0. L’entrée en phase G1, qui correspond au début du
cycle cellulaire (fabrication des protéines et de l’ARN), dépend de la réception de signaux via
les récepteurs aux facteurs de croissance et via la matrice extracellulaire (MEC) par le biais
des intégrines. Puis vient la phase S durant laquelle l’ADN se réplique. La deuxième phase de
croissance G2 précède alors la mitose, ou phase M, durant laquelle les chromosomes se
dédoublent.
L’enchainement des différentes phases du cycle cellulaire est régulé par la cycline (qui régule
elle même les kinases cycline-dépendantes), chaque phase ne pouvant commencer que lorsque
- 11 -
Contexte Médical
la précédente est finie. Entre chaque phase, plusieurs mécanismes de contrôle entrent en jeu
afin de détecter et corriger toute anomalie ayant pu survenir durant l’une des phases du cycle
cellulaire. Ainsi lorsque l’ADN est endommagé, le cycle cellulaire est stoppé afin de réparer
l’ADN ou d’enclencher un processus de mort cellulaire.
Ces cellules somatiques ont un nombre de division limité (environ une centaine). Lorsque
celui-ci est atteint, la cellule rentre en sénescence réplicative jusqu’à l’arrivée du signal
provoquant l’apoptose. Ce phénomène est régulé par plusieurs oncogènes « suppresseurs de
tumeurs » (par exemple p53 et pRb) mais aussi par le raccourcissement des télomères
(complexes localisés à l’extrémité des chromosomes).
Lorsque tous ces processus de régulation du cycle cellulaire, d’apoptose ou encore de
sénescence réplicative échouent, le changement est définitif et la mutation est transmise aux
générations suivantes de cellules. Si ces mutations sont importantes (délétions ou
translocation de chromosomes), ou si elles sont ponctuelles mais avec des effets graves, la
cellule peut alors devenir cancéreuse. Trois catégories de gènes ont ainsi été identifiées
comme précurseurs possibles du processus de cancérisation si une mutation a lieu à leur
niveau :
-
Les « proto-oncogènes » qui favorisent la prolifération normale des cellules
et qui peuvent, après mutation, entrainer une prolifération anormale des
cellules.
-
Les gènes « suppresseurs de tumeur » qui freinent la prolifération normale
des tumeurs et sont donc des régulateurs de l’apoptose et de la sénescence
réplicative. Une mutation de ces gènes peut donc aussi aboutir à une
prolifération anormale des cellules.
-
Enfin, les gènes qui permettent la réparation de l’ADN lorsqu’il est
endommagé jouent eux aussi un rôle clé dans l’apparition des cancers.
La plupart des cancers sont bénins (tumeurs limitées avec respect de la capsule, du noyau et
de la cellule) à leur début, mais en absence de traitement, ils peuvent évoluer vers un stade
malin (tissu différencié avec invasion du stroma de l’organe et possibilité de migration par
voies lymphatique ou hématogène).
Le passage de la cellule normale à la cellule cancéreuse est un phénomène appelé
transformation et il correspond à l’acquisition de propriétés caractéristiques au nombre de six
selon R Weinberg [6]: indépendance vis à vis des signaux stimulant la prolifération,
insensibilité aux signaux inhibiteurs, abolition de l’apoptose, capacité proliférative illimitée
- 12 -
Contexte Médical
(pas de raccourcissement des télomères), capacité de susciter l’angiogénèse, acquisition de
pouvoir invasif (métastases).
I. A. 2 L’angiogénèse :
La formation de nouveaux vaisseaux sanguins à partir de vaisseaux préexistant,
appelée angiogénèse, entre en jeu au cours de différents processus physiologiques tels que le
développement embryonnaire mais aussi lors de divers processus pathologiques tels que
l’apparition de processus inflammatoires (rhumatisme, plaque d’athérome…), la cicatrisation
ou lors du développement tumoral. Elle est normalement régulée par l’hypoxie, qui entraîne
une augmentation de la production de diverses cytokines.
Trois mécanismes ont été identifiés comme acteurs de l’angiogénèse [7]. Le premier de ces
mécanismes est appelé « sprouting ». Durant cette phase, les cellules endothéliales sont
activées, conduisant à la destruction de la membrane basale et de la MEC environnante. La
migration orientée des cellules endothéliales est suivie d’une phase de prolifération, puis
d’une différenciation en structure capillaire. Ensuite vient l’angiogénèse « intussusceptive »
qui est caractérisée par un élargissement et une séparation des vaisseaux déjà formés. Enfin,
au cours de la « septation », les cellules endothéliales poussent à l’intérieur des vaisseaux
pour créer des canaux vasculaires séparés.
Le déroulement normal de l’angiogénèse est soumis à un contrôle moléculaire faisant
intervenir une balance entre facteurs pro et anti-angiogénique. Les premiers TAF identifiés
(Tumor Angiogenesis Factor) sont le FGF (Fibroblast Growth Factor) et le VEGF (Vascular
Endothélial Growth Factor). Les régulateurs négatifs décrits actuellement sont l’angiostatine
(qui permet le maintien de la latence de la tumeur), l’endostatine, la thrombospondine et le
facteur plaquettaire-4.
En condition normale, les cellules endothéliales ne se renouvellent que tous les deux
ou trois ans et sont recouvertes de péricytes qui stabilisent le vaisseau, réduisent sa
perméabilité et régulent le flux sanguin.
Dans le cas des cellules tumorales, il apparaît qu’au-delà d’un certain volume, les
nutriments fournis dans un premier temps par les vaisseaux des tissus normaux environnants
ne sont plus suffisants. L’angiogénèse est alors activée, afin de permettre la continuité de la
croissance tumorale. Ce switch angiogénique a été décrit pour la première fois en 1971 par
Folkman [8]. Dans les tumeurs, il existe une perturbation du rapport entre les trois
- 13 -
Contexte Médical
mécanismes précisés précédemment, avec une prédominance relative des facteurs tels que les
VEGF et FGF qui entrent en jeux lors du « sprouting ».
L’angiogénèse tumorale est déclenchée par l’hypoxie et en particulier l’accumulation du
facteur HIF (Hypoxia Inducible Factor découvert en 1995) qui active une vingtaine de
facteurs pro-angiogénique tel le VEGF [9]. Mais elle peut aussi être déclenchée par la
présence de molécules oxydantes toxiques formées par le métabolisme excessif des cellules
cancéreuses. Le réseau sanguin tumoral sinueux est formé de capillaires instables, dilatés et
poreux, qui conduisent à l’installation d’un faible et irrégulier flux sanguin.
I. A. 3 Les traitements :
Le choix du traitement du cancer dépend de la localisation et de la classification de la tumeur
et doit donc faire l’objet d’une concertation pluridisciplinaire [10].
I.A.3. 1. La chirurgie :
Le premier traitement à envisager contre le cancer est la chirurgie, qui permet de
retirer la tumeur et d’évaluer sa gravité et son étendue. Aujourd’hui les techniques
chirurgicales sont de moins en moins invasives et l’intervention concerne de plus en plus la
tumeur et non tout l’organe. Cependant, elle est la plupart du temps associée à des traitements
complémentaires tels que la chimiothérapie ou la radiothérapie afin de prévenir les récidives
et l’apparition de métastases.
I.A.3. 2. La radiothérapie :
La radiothérapie consiste en l’irradiation, localisée ou totale, des cellules cancéreuses
en plusieurs séances, entraînant des modifications génétiques des cellules, les empêchant ainsi
de se développer. Les doses délivrées doivent être suffisantes pour créer des dommages
irréversibles de l’ADN mais aussi légèrement espacées, dans le temps, pour permettre au tissu
sain de réparer ses lésions. Cette technique peut être utilisée avant la chirurgie pour réduire le
volume tumoral, ou après l’intervention afin de détruire les cellules cancéreuses encore
présentes. Elle peut aussi être utilisée à des fins palliatives afin de soulager les douleurs des
patients comme dans le cas de métastases osseuses.
- 14 -
Contexte Médical
Les différentes techniques de radiothérapie (Intensity-Modulated Radiation Therapy,
curiethérapie, tomothérapie, protonthérapie….), tendent vers une irradiation de plus en plus
ciblée, avec une diminution des doses aux organes sains et une augmentation des doses aux
tissus tumoraux.
I.A.3. 3. La chimiothérapie :
La chimiothérapie présente une action plus générale que la radiothérapie. Elle est
surtout utilisée dans le cas de cancer généralisé (leucémie, lymphome) ou pour des cancers
avec de nombreuses métastases.
Elle consiste à administrer une substance médicamenteuse afin de traiter la maladie par voie
sanguine. Les molécules utilisées bloquent la division et la reproduction des cellules et
entraînent leur mort. Cependant, il n’y a pas de drogues spécifiques aux cellules cancéreuses,
et toutes les cellules sont touchées par le traitement (toxicité plus ou moins importante pour
les cellules normales). La plupart du temps, quatre à six cures de chimiothérapie sont
réalisées, permettant la récupération des cellules souches normales.
Afin que le traitement soit le plus efficace possible, il est important que la tumeur soit bien
irriguée. C’est pourquoi la chimiothérapie est souvent accompagnée d’un autre traitement.
I.A.3. 4. Les traitements ciblés:
Certain cancers comme ceux du sein, du col de l’utérus, de la thyroïde ou encore de la
prostate sont dit hormono-dépendants. La multiplication des cellules cancéreuses est alors
stimulée par des hormones naturelles. L’hormonothérapie consiste alors à bloquer la
production de ces hormones afin qu’elles cessent de stimuler le développement du cancer.
Il existe différentes formes d’hormonothérapie :
-
La destruction de la source des hormones par chirurgie ou par radiothérapie
(par exemple ovariectomie face au cancer du sein, ou orchidectomie pour le
cancer de la prostate).
-
L’utilisation d’analogues de l’hormone hypothalamique (LR-RH) afin de
réaliser une castration chimique en inhibant la production de l’hormone LRRH produite par l’hypophyse, ce qui entraîne un arrêt de la sécrétion des
hormones sexuelles.
-
L’administration d’hormones naturelles
- 15 -
Contexte Médical
-
Les anti-androgènes ou anti-oestrogènes bloquent l’action des hormones au
niveau des tumeurs en se fixant sur les récepteurs des oestrogènes. Leur
utilisation dépend de la présence de ces récepteurs au niveau de la tumeur
(dosage préalable nécessaire).
-
Les anti-aromatases agissent en empêchant la production des oestrogènes à
partir des androgènes dans la glande surrénale.
-
La T4 lévothyroxine qui inhibe la TSH pour le traitement du cancer de la
thyroïde.
D’autres traitements ciblés, existent tel que :
- Les techniques de thermothérapie (High Intensity Focalised Ultrasons, laser,
cryoablation…) qui peuvent être utiles pour des lésions localisées et de faibles volumes
(quelques centimètres maximum).
- L’iode 131 radioactifs qui est utilisé dans le traitement des cancers de la thyroïde
après intervention chirurgicale.
- L’electrochimiothérapie qui est utilisée dans le traitement des tumeurs superficielles
(par exemple le fibrosarcome).
I.A.3. 5. Les nouveaux traitements anti-angiogéniques:
Des nouveaux traitements comme la thérapie cellulaire (utilisation de cellules
humaines comme vaccin contre le cancer) ou des traitements anti-angiogéniques (blocage de
la formation de nouveaux vaisseaux autour de la tumeur par asphyxie) sont en cours de
développement et font l’objet de nombreuses études.
Parmi les traitements anti-angiogénique utilisés actuellement, on peut citer :
-
Le bevacizumab [11] (AvastinTM, laboratoire Roche) qui contient des
anticorps monoclonaux ou Mab qui neutralisent le VEGF-A circulant dans les
capillaires ou diffusant dans la tumeur. Les effets secondaires comme
l’hypertension, et les risques hémorragiques nécessitent une surveillance
durant le traitement.
-
Le VEGF-trap [12] (Aflibercept, Aventis) qui est un faux récepteur au VEGF
R1 circulant.
-
Le ranibizumab [13] (LucentisTM, Novartis) qui contient des fragments
d’anticorps semblables à l’Avastin.
- 16 -
Contexte Médical
Ces trois traitements agissent depuis l’extérieur de la cellule sur les vaisseaux intratumoraux.
Il existe aussi des molécules de petites tailles capables d’agir à l’intérieur de la cellule. Deux
études récentes, menées sur plusieurs centaines de patients, ont montré l’efficacité du
Sunitinib [14] (StutentTM, Pfizer) et du Sorafenib [15] (NevaxarTM, Bayer-Onyx) dans le
traitement des cancers du rein.
I. B DIAGNOSTIC ET SUIVI DU CANCER :
Le premier diagnostic du cancer est obtenu avec un examen clinique complet. Par la
suite, les prélèvements des cellules cancéreuses sont soumis à une étude d’anatomie
pathologie afin d’apporter la preuve histologique ou cytologique du cancer.
Enfin, les examens d’imagerie médicale [16] permettent d’objectiver les lésions soupçonnées
cliniquement, mais aussi de mettre en évidence de nouvelles lésions, changeant le stade et
donc le traitement à entreprendre. Parmi ces examens on note principalement :
-
la radiographie pulmonaire (poumons, métastases, localisation pleurales ou
encore complications infectieuses)
-
radiographie standard osseuse
-
la mammographie (cancer du sein)
-
le scanner X
-
l’imagerie par résonance magnétique (IRM) très contributive pour les
tumeurs neurologiques et osseuses.
-
l’échographie qui est notamment utilisée pour la détection de tumeurs
thyroïdienne, de métastases hépatiques ou pancréatiques ou encore de
tumeurs pelviennes. Elle sert aussi à guider la biopsie ou la ponction
percutanée pour obtenir les preuves histologiques ou cytologiques de la
malignité. Des sondes intracavitaires permettent l’exploration endorectale,
endovaginale ou endo-œsophagienne.
-
les examens isotopiques qui permettent une exploration fonctionnelle en
détectant des zones hypermétaboliques (Tomographie par Emission de
Positon) ou des zones d’hyperfixation osseuse (scintigraphie osseuse).
- 17 -
Contexte Médical
I. B. 1 Examen anatomo-pathologique :
La technique standard consiste dans un premier temps à fixer les différents
prélèvements dans du formol tamponné (cytologies, biopsies ou pièces opératoires). Puis les
pièces sont mesurées et une description de celles-ci et des tissus avoisinants, s’ils existent, est
réalisée. Les tissus sont alors déshydratés dans un automate, puis inclus dans un bloc de
paraffine, qui sera découpé en fins rubans de 4 à 5 µm. Ces derniers sont étalés sur de fines
lames, puis séchés pour assurer une bonne adhésion entre les tissus et la lame.
La coloration standard HES (Hématoxyline-Eosine-Safran) permet de différencier les noyaux
en violet foncé (hématoxyline), les cytoplasmes en rose (Eosine) et les fibres de collagènes en
jaune (Safran) pour l’observation au microscope photonique.
Dans 20 % des cas, il est nécessaire de recourir à des colorations et des analyses spécifiques
(Figure I-1). Pour réaliser les colorations spécifiques les lames blanches sont utilisées. On
peut citer par exemple la coloration PAS (Periodic Acid Shiff) qui permet d’orienter vers une
origine glandulaire dans les tumeurs indifférenciées ou encore la coloration de Perls qui
permet d’étudier le métabolisme du fer et surtout les pathologies hépatiques.
L’examen anatomo-pathologique d’un cancer peut se limiter parfois à une cytologie qui
permet d’étudier, avec un microscope photonique, les cellules étalées sur des lames. On
distingue les frottis obtenus par contact avec une muqueuse (col utérin, cavité buccale), des
liquides de ponction (LCR, liquide pleural) et des ponctions d’organes pleins (sein, thyroïde,
ganglion lymphatique, moelle osseuse…). Les cellules étant très fragiles, il est nécessaire de
les fixer. Les frottis sont fixés avec du spray sur les lames, les liquides sont fixés, centrifugés
et le culot est étalé sur lame, et les ponctions d’organes sont immédiatement étalées sur une
lame et fixées ou séchées à l’air selon la coloration choisie. Deux types de coloration sont
habituellement choisis :
-
La coloration de Papanicolaou surtout pour les frottis gynécologiques.
-
La coloration au May Grümwald Giemsa (MGG) pour l’hématopathologie.
La cytologie en cancérologie sert dans le dépistage de masses (néoplasie du col utérin) et pour
orienter le diagnostic.
- 18 -
Contexte Médical
a.
b.
Figure I-1 : Exemple de cytologie. Image d’un épanchement péritonéal sans cellules néoplasique :
Cellules mésothéliales normales (Amas bidimensionel) avec cytoplasme abondant et noyau régulier (a.) et
cellules cancéreuses (adénocarcinome, amas tridimensionnel), avec un cytoplasme réduit et un noyau
hyper-chromatique de forme et de taille irrégulière (b.). Image du service d’anatomie pathologie du centre
Francois Baclesse.
D’autres analyses, comme l’immuno-histochimie (Figure I-2), peuvent venir
compléter l’examen des tissus cancéreux. Elle consiste à révéler sur une coupe histologique,
par réactions antigènes-anticorps, la présence de récepteurs antigéniques cellulaires
intranucléaires, membranaires ou cytoplasmiques.
Afin d’identifier les micro-vaisseaux présents dans une section tissulaire, on utilise des
marqueurs spécifiques des antigènes membranaires exprimés par les cellules endothéliales des
vaisseaux sanguins et parfois lymphatiques, sans marquage des cellules carcinomateuses. A
l’aide de ces marqueurs on peut alors mesurer la densité vasculaire en micro-vaisseaux
(DVM) qui consiste à dénombrer les vaisseaux de petite taille, de type capillaire, présents au
sein d’une tumeur. Ce nombre rapporté à la surface d’analyse du champ microscopique,
donne un reflet global des activités pro- et anti-angiogénique produites par une tumeur [17].
Figure I-2 : Immunohistochimie de lymphomes. Détermination de sécrétions protéïques particulières par
des marqueurs de surface (en rouge)
D’autres analyses peuvent être réalisées, tel que l’hybridation in-situ (HIS) (réalisation
d’une molécule double brin stable à partir d’une séquence d’ADN spécifique), la PCR
(Polymérase Chain Reaction) qui permet d’amplifier une région d’ADN ou d’ARN ciblée et
la cytométrie qui permet d’étudier le cycle cellulaire (CMF : cytométrie de flux) ou de
- 19 -
Contexte Médical
quantifier le contenu en ADN (CMI : cytométrie par analyse d’image). Enfin des examens
extemporanés (délimitation de la zone d’exérèse pendant une chirurgie) peuvent aussi être
réalisés.
I. B. 2 Imagerie par rayons X :
Découvert en 1895 par Röntgen, les rayons X sont aujourd’hui très utilisés en imagerie
médicale afin d’explorer le corps humain. En cancérologie, on utilise surtout la radiographie
pulmonaire, la mammographie et le scanner X.
Les rayons X sont principalement atténués par les tissus denses (tel que l’os) et
traversent plus facilement les tissus mous. L’intensité de l’image (I) obtenue est
proportionnelle à l’intensité du faisceau incident (I0), au coefficient d’atténuation des tissus
traversés (µ) et à l’épaisseur de ces mêmes tissus (x), soit :
I=I0 .e-µx
Équation I-1
En radiologie classique les images acquises sont obtenues en 2D. L’utilisation du scanner X
permet d’obtenir une image 3D de la zone étudiée, voir du corps entier. Les différences
d’absorption des rayons X sont traduites en niveau de gris selon l’échelle de Hounsfield.
Chaque pixel se voit attribuer un nombre Hounsfield (NH), qui est relié au coefficient
d’atténuation (µ) du voxel qu’il représente :
NH=1000.(µ tissu -µ eau )/µ eau
Équation I-2
Le nombre Hounsfield de l’eau vaut 0 et celui de l’air -1000.
Après une première acquisition sans injection, et afin d’améliorer le contraste des images, on
injecte souvent un agent de contraste à base d’iode.
En cancérologie le scanner permet d’évaluer l’étendue des lésions tumorales et de
suivre l’évolution du cancer sous traitement (visualisation de récidives éventuelles).
L’injection d’un agent de contraste permet souvent de discriminer la malignité patente d’une
lésion. Le scanner X et les images radiologiques servent de référence pour le calcul et
l’optimisation des doses délivrées lors des traitements de tumeurs en radiothérapie, puisque
l’atténuation des photons de hautes énergies est analogue.
- 20 -
Contexte Médical
Figure I-3 : schéma d’un scanner X.
I. B. 3 Imageries isotopiques :
En complément de l’imagerie anatomique, il est utile d’étudier la fonctionnalité des
tumeurs (métabolisme, perfusion, fixation d’iode…). Pour cela, la médecine nucléaire fournit
des outils comme la scintigraphie ou la TEP (tomographie par émission de positon).
Le principe de base repose sur l’administration au patient d’un produit radioactif,
appelé radiopharmaceutique qui se distribue dans l’organisme à concentration différente selon
les affinités propre des tissus. Le radiopharmaceutique est constitué d’un traceur qui permet
de cibler une structure particulière de l’organisme (un organe, un secteur liquidien, une lésion)
et d’un marqueur, qui est un isotope radioactif émetteur de photon (gamma ou beta)
permettant la détection externe du radiopharmaceutique.
Les isotopes radioactifs utilisés pour l’imagerie scintigraphique sont des émetteurs gamma
(99mTc, 123I, 201Tl). La « gamma » caméra, dont un schéma est proposé par la Figure I-4,
fournit une image dont le signal est proportionnel au nombre de photons gamma émis par le
tissu observé. Ces photons traduisent la fonctionnalité des tissus observés. Les images
obtenues sont bruitées et de faible résolution spatiale (du fait de l’épaisseur du cristal, de la
prise en charge d’une certaine quantité de rayonnement diffusé…).
Figure I-4 : schéma d’une gamma caméra
Les gamma caméras peuvent être placées sur un bras tournant, et ainsi, permettre
l’acquisition de plusieurs images sous différentes incidences angulaire pour la même région. :
- 21 -
Contexte Médical
c’est la TEMP (ou tomographie par émission mono-photonique). Tout comme le scanner X,
ce type d’acquisition permet d’avoir une visualisation 3D, au lieu de 2D, des données.
A la fin des années 70, une nouvelle technique d’examen est apparue : la TEP. Le
principal marqueur utilisé est le Fluor 18 (18F), qui est associé à un traceur, le
fluorodéoxyglucose (FDG). Le FDG est un analogue du glucose mais contrairement à celuici, il n’est pas utilisé par la cellule lors de la glycolyse mais s’accumule dans celle-ci. La
glycolyse est accentuée lors de processus inflammatoires et au niveau des tumeurs.
Le noyau
18
F est un émetteur β+. Le positon va interagir avec les électrons du milieu
par annihilation, et émettre deux photons gamma de 511 keV à 180° l’un de l’autre. Le signal
des images TEP sera donc proportionnel au nombre de photons gamma émis par le tissu, donc
aux cellules en glycolyse. Ce type d’examen n’est pas spécifique (toutes les cellules en
glycolyse émettent un rayonnement), et la présence ou non d’une hyperfixation due à une
consommation excessive de glucose doit être interprétée (lésions arthrosiques, inflammations,
tumeurs…).
b.
a.
Figure I-5 : exemple d’une image corps entier obtenue en TEP (a.) et avec un scanner à rayon X (b.).
Aujourd’hui, les imageurs TEP sont couplés à un scanner X (Figure I-5) et permettent une
confrontation directe des images fonctionnelles (TEP) superposables aux images anatomiques
(scanner X).
I. B. 4 L’échographie :
Cette technique d’imagerie non irradiante, d’acquisition rapide et peu coûteuse permet
l’étude des tissus mous et permet par exemple de différencier un kyste d’une tumeur. Le
principe physique repose sur la propagation de vibrations acoustiques engendrées par les
variations de pression des milieux traversés. Ces vibrations se propagent de proche en proche
dans un milieu matériel mais pas dans l’air (d’où l’utilisation du gel échographique). Plus le
milieu est dur, plus la vitesse de l’onde augmente.
- 22 -
Contexte Médical
Les ondes ultrasonores peuvent être diffusées, réfléchies ou absorbées par la matière.
Ce qui importe pour former l’image c’est le taux de réflexion sur une interface entre deux
milieux, qui dépend de l’impédance acoustique Z1 et Z2 des 2 milieux : Z=ρ.c avec ρ la
densité du tissu et c la vitesse des ultrasons dans ce même tissu.
Afin d’obtenir une image analysable, il est nécessaire de focaliser le faisceau d’ultrasons et un
compromis doit être choisi entre la résolution spatiale et la profondeur d’étude.
Il existe différents examens en échographie, selon les sondes et les modes utilisés.
-
Le mode A correspond à la représentation temps/amplitude d’une seule ligne
de tir. Le signal d’écho représente l’onde de pression, réfléchie ou diffusée,
par les obstacles situés sur l’axe de la sonde, qui revient sur celle-ci. Ce mode
permet la mesure du temps, c'est-à-dire la distance entre les pics. Leur
amplitude traduit le type d’obstacle rencontré.
-
Le mode B est une représentation 2D toujours dans l’axe de la sonde du
signal A sous forme d’un mode « brillance » en fonction du temps, t, donc en
fonction de la profondeur de pénétration, p. L’amplitude des échos module
l’intensité du faisceau d’électrons arrivant sur l’écran pour former les points
de l’image dont la brillance est directement représentative de l’amplitude de
l’écho réfléchi du mode A. L’obtention d’une coupe anatomique se fait alors
par balayage manuel ou automatique de la région examinée pour engendrer
les lignes d’un plan de coupe.
-
Le mode Doppler permet la mesure, sous forme de courbe en fonction du
temps, de la vitesse d’écoulement du sang dans les vaisseaux. La sonde US
émet l’onde qui est réfléchie par les hématies mobile du sang. La variation de
fréquence de l’onde est liée à la longueur d’onde de l’émission et au
déplacement des hématies. Les objets qui se rapprochent du capteur sont
rouges et ceux qui s’en éloignent sont bleus. Le jaune signifie que le
déplacement est rapide et le vert qu’il est lent.
-
L’échographie 3D est basée sur l’imagerie en mode B, qui nécessite
l’acquisition d’un signal d’écho ligne par ligne, provenant de tout le volume
tissulaire, auquel se rajoute la reconstruction et la représentation des coupes à
partir des données volumiques obtenues.
- 23 -
Contexte Médical
Imagerie X
Scanner (TDM)
Mammographie, Radiographie
Iode
Baryte
- Rapide
- Accessibilité
- Haute résolution spatiale
TEP
TEP
Scintigraphie
Gamma caméra
TEMP
Marqueurs et Agents de contraste
Marqueurs :
Radiopharmaceutiques :
18
99m
FDG
Tc, 123I, 131I, 201Tl,
- Imagerie fonctionnelle
Détection
d’anomalie
métabolique
avant
qu’un
changement morphologique ne
soit visible.
- Haute sensibilité
Avantages
- Imagerie fonctionnelle
Détection
d’anomalie
métabolique avant qu’un
changement morphologique
ne soit visible.
- Haute sensibilité
Inconvénients
- Irradiant
- Irradiant
- Irradiant
- Les nouveaux scanners sont plus - Examen long
- Examen long
rapides mais beaucoup plus irradiant
- Service dédié nécessaire
- Service dédié nécessaire
- Nécessité de la présence d’un
cyclotron
- Faible résolution spatiale
- couteux
Intérêt en cancérologie
- Sert de référence pour le calcul des - Suivi d’un traitement
- Suivi d’un traitement
doses d’irradiation pour les traitements - Précision de la nature : bénin - Précision de la nature :
de radiothérapie des tumeurs
ou malin.
bénin ou malin.
-Première intention et bilan d’extension
- Bilan d’extension (métastases Bilan
d’extension
- suivi de l’évolution d’un traitement
éventuelles)
(métastases éventuelles)
Tableau I-1 : récapitulatif sur les examens d’imagerie médicale pour la détection et le suivi du cancer.
- 24 -
IRM
Ultrasons
Anatomique, fonctionnelle, Mode A, B, Doppler
paramétrique, diffusion
Chélates de gadolinium
Microbulles de gaz
Agents
ferromagnétiques
(SPIO, USPIO)
Hélium 3 hyperpolarisé
- Multiparamétriques
- Non irradiant
- haute résolution spatiale
- 3D
- Facilité d’accès
- Rapide
- Non irradiant
- Indolore
- Peu couteux
- Mobile
- Temps réel
- Résolution < au mm
- Examen long
- Bruit des gradients
- SAR
- Implants (Pace maker) et
éclats métalliques (intraocculaire) interdits
- Exploration ciblée
-Interprétation
examinateurdépendant.
- Profondeur limitée
- bordures et air
inexplorables
- bilan d’extension
- tumeurs cérébrales
médullaires
- première intention
et pour des atteintes
périphériques
- bilan d’extension
Imagerie par Résonance Magnétique et Agents de Contraste
Partie II : IMAGERIE PAR RESONANCE
MAGNETIQUE ET AGENTS DE CONTRASTE
Le principe de l’imagerie par résonance magnétique repose sur le phénomène de
résonance magnétique nucléaire (RMN), c'est-à-dire sur le couplage qui existe entre le
moment magnétique du noyau et le champ magnétique externe, qui a été découvert par F.
Bloch et E.M.Purcell en 1946.
En 1973, P. Lauterbur réalise la première image (Zeumatographie) basée sur la RMN en
utilisant le principe du marquage spatial par des gradients de champ magnétique et en
s’inspirant des méthodes de reconstruction d’images utilisées en tomodensitométrie. En 1975,
Ernst propose le codage de phase par variation de l’amplitude d’un gradient de champ
magnétique, qui facilite l’utilisation de la transformée de Fourier (TF) pour analyser le codage
en fréquence et en phase du signal IRM [18]. La première image (image d’un doigt) sur un
patient est obtenue en 1976 par Mansfield, et un an plus tard Lauterbur réalise la première
acquisition corps entier.
Cette technique d’imagerie est aujourd’hui largement utilisée en routine clinique et en
recherche biomédicale. Elle permet d’obtenir des images hautement résolues spatialement,
sans irradiation et avec une large gamme de contraste. L’IRM utilise des phénomènes
physiques complexes pour créer une image d’aimantation protonique dans un milieu.
Le premier objectif de ce chapitre est de faciliter la compréhension des techniques mis
en œuvre pour créer une image IRM. La technique d’imagerie est présentée en expliquant tout
d’abord le phénomène de résonance magnétique, puis la formation de l’image et pour finir les
séquences de base utilisées pour l’acquisition de ces images.
La seconde partie s’intéresse au contraste des images IRM. Chaque tissu possède des
propriétés de relaxation en T1 et en T2 propres. Cependant, ce contraste « naturel » peut être
amélioré par l’adjonction d’agent de contraste. Nous présentons tout d’abord les propriétés
- 25 -
Imagerie par Résonance Magnétique et Agents de Contraste
physiques des agents de contraste en IRM. Enfin nous détaillons, dans cette partie, les effets
généraux des agents de contraste sur le signal, puis nous présentons les agents de contraste à
base de gadolinium et ceux utilisés pour étudier la vascularisation tumorale.
II. A LE PRINCIPE DE L’IRM :
II. A. 1 Le phénomène de résonance magnétique nucléaire :
Le signal RMN provient des protons du noyau d’hydrogène (essentiellement contenus
dans l’eau et les lipides). Les constituants du noyau, les protons et les neutrons, possèdent des
propriétés de « spin », c'est-à-dire un mouvement de rotation de la particule autour d’un axe
interne qui lui confère une valeur de moment angulaire P. Cette rotation donne à la particule
un moment magnétique µ auquel un champ magnétique est associé. Pour les noyaux
« impairs » (nombre Z de proton ou N de neutron impairs), la somme des moments
magnétiques du noyau est non nulle et donc l’expérience de RMN est réalisable. C’est le cas
du noyau d’hydrogène (constitué d’un seul proton).
En absence de champ magnétique externe, les moments magnétiques ont une
orientation aléatoire (Figure II-1.a.). L’amplitude |P| du moment angulaire est définie selon
l’équation suivante :
P =
1
h
[ I ( I + 1)] 2
2π
Equation II-1
Où I est le nombre quantique de spin du noyau. La valeur de I dépend du nombre de protons
et de neutrons du noyau. Dans le cas du noyau d’hydrogène la valeur de I vaut ½.
Le moment magnétique µ est défini par :
µ =γ P =
γh 3
4π
Équation II-2
Le moment magnétique est quantifié le long du champ magnétique externe B0, µ z est définie
par :
µ z = γ .P =
γ .h
.mI
2π
- 26 -
Équation II-3
Imagerie par Résonance Magnétique et Agents de Contraste
Où mI est le nombre quantique magnétique nucléaire, qui dans le cas du proton possède deux
valeur +1/2 et –1/2. Ainsi, l’orientation du moment magnétique est parallèle ou antiparallèle
au champ magnétique principal B0 (Figure II-1. b).
Z
Z
N+
M0
M0
M
Θ°
M
Xz
B0
0
MXY
N-
a.
c.
Y
b.
Figure II-1: Processus de l’IRM
Orientation aléatoire des spins au repos (a.), alignement parallèle (N+) et anti-parallèle (N-) des spins sous
l’action d’un champ magnétique B0 (b.), variation de Mz induite par la résonance et la mise en cohérence
de Mxy, sous l’impulsion d’une onde RF à la fréquence de Larmor (c.).
L’orientation
la
plus
probable
correspond
à
l’énergie
d’interaction
minimum
( E = − µ B0 = −
γ
.h.B0 ) qui a lieu lorsque les spins sont orientés parallèlement à B0 (I = 1/2)
4π
tandis qu’en position antiparallèle, l’énergie d’interaction est maximale (I=-1/2). L’équation
de Boltzmann permet de calculer l’amplitude du signal d’IRM qui est proportionnel à la
différence de population entre les deux niveaux d’énergie :
N parallèle − N antiparallèle =
B
γh
.N s . 0
4π k
T
Équation II-4
Avec k la constante de Boltzman, T la température et Ns le nombre de protons total de
l’échantillon.
Il doit exister des transitions entre ces deux niveaux dénergie, afin d’obtenir un signal
de RMN. L’énergie nécessaire pour de telles transitions est fournie par un champ magnétique
oscillant. Ce dernier doit avoir une fréquence spécifique, la fréquence de résonance ou
fréquence de Larmor F0, qui est décrite par la relation suivante:
F0 =
γ
.B0
2π
- 27 -
Équation II-5
Imagerie par Résonance Magnétique et Agents de Contraste
L’aimantation nette d’un échantillon est alors définie par M0 :
NS
M 0 = ∑ µ z,n
n =1
γ 2 .h 2 .B0 .N s
=
16.π 2 .k .T
Équation II-6
Afin d’enregistrer un signal, il est nécessaire de créer des composantes Mx et My en basculant
l’aimantation nette M0 (orientée selon l’axe z, le long de B0) dans le plan transverse. Cette
bascule est obtenue en appliquant, perpendiculairement à B0, un second champ magnétique
« B1 » ou une impulsion de radiofréquence (RF) oscillant à la fréquence de Larmor.
Un transfert d’énergie s’effectue et l’aimantation résultante est basculée d’un angle θ égal à :
θ = γ B1t
Équation II-7
Où t est le temps d’application de l’onde RF.
L’aimantation comporte alors deux composantes, une composante longitudinale qui dépend
de l’aimantation de départ M0, et une composante transversale qui dépend du nombre de
protons mis en cohérence de phase par l’impulsion RF.
A l’arrêt de l’impulsion RF le système retourne à l’équilibre selon une cinétique de
diffusion longitudinale et transversale. Cette évolution est décrite par les équations de Bloch :
-
une repousse de l’aimantation longitudinale (Mz) caractérisée par un temps
de relaxation longitudinale T1 (Figure II-2).
-
une décroissance de l’aimantation transversale (Mxy), liée au déphasage des
spins, qui suit une courbe de décroissance exponentielle caractérisée par un
temps de relaxation transversale T2 (Figure II-3).
Mz
MZ0
Temps
Figure II-2 : Etablissement de l’aimantation longitudinal MZ après une pulse RF de 90°.
La vitesse de retour que l’on note dMz/dt, de l’aimantation longitudinale est proportionnelle, à
chaque instant t, à la différence entre l’aimantation longitudinale Mz(t) et sa valeur
d’équilibre M0. Le coefficient de proportionnalité a la dimension inverse d’un temps, et on
l’exprime par la constante 1/T1 par la relation suivante :
- 28 -
Imagerie par Résonance Magnétique et Agents de Contraste
dM Z 1
= .( M 0 − M Z (t ))
dt
T1
Équation II-8
D’où l’on déduit par intégration que :
M Z (t ) = M 0 .(1 − e− t / T1 )
Équation II-9
De la même façon, la vitesse de décroissance de l’aimantation transversale dMxy/dt est, à
chaque instant t, proportionnelle à l’intensité de l’aimantation transversale Mxy(t). La
constante de proportionnalité est cette fois ci notée 1/T2 :
dM XY
1
= − .M XY (t )
dt
T2
Équation II-10
M XY (t ) = M 0 .e − t / T2
Équation II-11
D’où l’on déduit que :
MXY
Mxy0
Temps
Figure II-3 : Décroissance de l’aimantation longitudinale Mxy.
En fait la perte de cohérence de la phase de l’aimantation transverse provient de deux
mécanismes différents. Le premier est la perte de cohérence causée par les interactions
magnétiques entre les moments magnétiques proches, modulées par leurs déplacements
aléatoires (T2). Le second provient des variations spatiales du champ magnétique à l’intérieur
de l’échantillon (inhomogénéités) qui introduisent également une perte de cohérence de phase
(sans mécanisme aléatoire). Le temps total qui gouverne la décroissance magnétique
transversale est une combinaison des effets de pertes de signal T2 et des inhomogénéités de
champ magnétique ∆B0 et il est désigné par T2* dont la valeur est donnée par :
1
1
= + ∆B0
*
T2 T2
- 29 -
Équation II-12
Imagerie par Résonance Magnétique et Agents de Contraste
II. A. 2 Le codage spatial :
Dans un champ homogène, le signal provient de tous les protons de l’échantillon. Afin
de coder l’ensemble du volume que l’on souhaite examiner, trois gradients de codage sont
appliqués selon les trois axes de l’espace.
Durant l’application de l’impulsion RF qui bascule l’aimantation longitudinale, un
gradient dit de « sélection de coupe » est appliqué perpendiculairement au plan de coupe
choisi. L’épaisseur de ce plan de coupe dépend alors de la largeur spectrale de l’impulsion RF
choisie et de l’intensité du gradient appliqué.
Cependant, pour une impulsion RF avec un angle différent de 180°, le gradient de sélection de
coupe entraîne un déphasage des spins dû à la dispersion de la fréquence de résonance d’une
extrémité à l’autre de l’épaisseur de la coupe. A la fin de l’impulsion sélective de RF, pour
neutraliser cette dispersion de phase, on applique un autre lobe de gradient, de même
direction, de sens opposé et de surface (Amplitude x temps) voisine de la moitié du lobe du
gradient initial de sélection de coupe. Pour une impulsion RF de 180°, les effets de déphasage
se neutralisent symétriquement par rapport au centre de l’impulsion RF, ce qui rend inutile
l’application d’un lobe de rephasage. Par contre, le profil de coupe est imparfait et les spins en
bord de coupe sont excités. Afin que ce phénomène ne contribue pas à l’écho de spin, deux
lobes de gradient identiques sont appliqués de part et d’autres de l’impulsion RF de 180°.
Ensuite, afin de coder les différentes lignes de l’espace dans le plan de coupe
sélectionné, on applique un gradient de codage de phase, perpendiculairement au premier
gradient. La fréquence est décalée, en chaque ligne, le long de ce gradient de codage de phase.
Les spins seront alors déphasés, revenant tous à la même fréquence de précession à l’arrêt de
ce gradient, avant l’acquisition du signal. Ce gradient de codage de phase est incrémenté
régulièrement pour faire varier les décalages de phases de chaque ligne lors des mesures
successives. Enfin, le dernier gradient « de codage en fréquence », appelé aussi « gradient de
lecture », est appliqué dans la troisième direction, imposant une fréquence de précession
différente pour chaque colonne de l’espace pendant l’acquisition du signal.
Si on appelle x l’axe du codage en fréquence et y l’axe du codage de phase, on obtient
à la suite de ces opérations Ny signaux acquis avec des valeurs différentes de gradient de
codage de phase, et chaque signal comporte Nx points échantillonnés en présence du gradient
de lecture.
- 30 -
Imagerie par Résonance Magnétique et Agents de Contraste
II. A. 3 La reconstruction des signaux par transformée de Fourier :
Les signaux obtenus constituent le plan de Fourier (matrice formées de Nx*Ny points
cf paragraphe précédent). L’abscisse est kx=Glect.x.t avec x la position spatiale et Glect
l’amplitude du gradient de lecture et l’ordonnée est ky=Gp.y.t avec y la position spatiale et Gp
l’amplitude du gradient de phase
Le centre du plan de Fourrier correspond à un signal acquis en l’absence de déphasage
par les gradients de codage (centre de l’écho). Plus le gradient est intense et/ou plus il est
appliqué longtemps par rapport au centre de l’écho, plus on s’éloigne du centre, dans la
direction du gradient concerné.
Le remplissage du plan de Fourier peut être réalisé selon plusieurs schémas (spirale,
ligne droite partant du bord, ligne droite partant du centre, radial…, Figure II-4). Le centre du
plan de Fourier code pour les basses fréquences et détermine le contraste de l’image finale. La
périphérie du plan de Fourier code pour les hautes fréquences et détermine la résolution
spatiale de l’image.
1
2
3
4
1
2
3
4
Figure II-4 : exemple de schémas de remplissage du plan de Fourier.
Dans le cas du remplissage linéaire classique (a) les lignes de l’espace de Fourier sont remplies de façon
linéaire en commençant par la première ligne de la matrice pour aller vers la dernière. Dans le cas du
remplissage type écho planar (b), toutes les lignes de la matrice sont remplies en va et vient lors d’un seul
passage (diminue le temps d’acquisition).
II. A. 4 Séquences de base :
Différentes séquences d’imagerie ont été développées afin de couvrir le large champ
d’application de l’IRM. Nous ne citerons ici que les deux méthodes principales de bases.
Les techniques d’imagerie utilisées lors de nos expériences seront expliquées dans le chapitre
suivant.
- 31 -
Imagerie par Résonance Magnétique et Agents de Contraste
II.A.4. 1. La séquence d’écho de spin :
La première séquence développée utilise l’application de deux impulsions RF
successives. Elle permet d’obtenir un écho de spin insensible aux inhomogénéités de champ
magnétique (Figure II-5).
TR
TE
90
180°
90
RF
Gsel
Gp
Glect
Signal
Figure II-5 : Schéma de la séquence d’écho de spin.
L’application simultanée, de l’impulsion RF de 90° et du gradient de sélection de
coupe, permet de basculer tous les spins de la tranche, ainsi sélectionnés. On réalise ensuite le
codage de phase et de fréquence pour coder chaque point du plan. Durant le temps TE/2
(TE= temps d’écho), les spins se déphasent. L’application d’un pulse RF de 180° permet alors
d’inverser dans le plan transverse les phases de l’ensemble de ces spins qui se refocalisent
partiellement au temps TE (le gradient de lecture étant appliqué symétriquement de part et
d’autre du pulse 180°), et dont les contributions au signal de RMN s’ajoutent pour former
l’écho.
Cet enchaînement est répété après chaque intervalle de temps TR (temps de répétition).
L’impulsion de 180° permet de s’affranchir des inhomogénéités de champ magnétiques et de
coder le signal en T2 et non en T2*. A l'instant TE l'amplitude du signal est donc :
s (t ) = M xy .e
−
TE
T2
Équation II-13
La durée d’acquisition (TA) dépend de TR, du nombre de lignes de la matrice d’acquisition
(Ny) et du nombre d’excitations (Nex) réalisées, soit :
TA = TR.N y .N ex
- 32 -
Équation II-14
Imagerie par Résonance Magnétique et Agents de Contraste
Les séquences d’écho de spins sont utiles pour s’affranchir des inhomogénéités du champ
magnétique B0, elles sont robustes et peu artefactées.
Afin d’accélérer l’acquisition des images, des séquences ayant un TE réduit (et donc
permettant un TR réduit) ont été mises au point en supprimant les impulsions RF de 180°. Le
signal est alors obtenu sous la forme d’un écho de gradient.
II.A.4. 2. La séquence d’écho de gradient :
La séquence d’écho de gradient se distingue de la séquence d’écho de spin, par
l’application d’un premier pulse RF en général inférieur à 90° et par l’absence du pulse RF de
refocalisation de 180°. L’écho est donc obtenu en appliquant un gradient de codage de lecture
bipolaire dans la direction du codage de fréquence. Le premier lobe permet d’accélérer le
déphasage de l’aimantation transversale, puis un second lobe, inverse, permet un rephasage
partiel des spins (Figure II-6).
TR
α
TE
α
RF
Gsel
Gp
Glect
Signal
Figure II-6 : Schéma de la séquence d’écho de gradient.
Pour un TR et un temps de relaxation T1 donnés, il existe un angle de bascule optimal qui
permet d'obtenir le maximum de signal lorsqu’il y a une répétition d’impulsions d’excitation.
La relation entre l’angle de bascule optimal et le TR suit la formule de l'angle de Ernst :
cos (θ ERSNT ) = e−TR / T1
Équation II-15
Cette séquence permet des temps d’acquisitions courts, puisque le TR peut être fortement
réduit par rapport à une séquence d’écho de spin lorsque les angles de bascule sont faibles.
Cette séquence sera donc privilégiée pour une imagerie rapide. Du fait de l’absence du pulse
- 33 -
Imagerie par Résonance Magnétique et Agents de Contraste
de 180° cette séquence est sensible aux inhomogénéités de champ et le déclin de l’aimantation
transversale se fera donc selon la constante de relaxation T2*.
II. B LE CONTRASTE :
Le contraste en RMN dépend principalement de trois paramètres : le nombre de
protons et les temps de relaxation longitudinale T1 et transversale T2. La densité en protons
visible est inchangeable et peu différente selon les tissus. Par contre T1 et T2 modulent
fortement le contraste spontané du signal RMN comme le montre les Équation II-9 et
Équation II-10. Afin de visualiser par exemple les micro-vaisseaux, les ganglions ou encore la
fonctionnalité de capture de certains organes, des agents de contraste magnétique ont été
développés. Ils agissent indirectement, en modifiant les temps de relaxation T1, T2 et T2*. On
ne voit pas l’agent de contraste, mais son action sur les protons de l’eau.
II. B. 1 Aspect Physique :
La plupart des corps acquièrent une aimantation lorsqu’ils sont soumis à un champ
magnétique externe (aimantation induite). L’intensité de l’aimantation M est reliée au champ
magnétique B et à son excitation H par la relation : B = µ0 (H+M)=µ.B0, où µ est égal la
perméabilité du vide µ 0 multipliée par la perméabilité relative dans un milieu, µ r (équations de
Maxwell-Ampère).
On distingue 2 types de magnétisme induit :
-
L’aimantation induite faible, qui concerne les corps diamagnétiques et
paramagnétiques.
-
L’aimantation induite forte avec une modification importante du champ
magnétique dans lequel est placé le corps, qui concerne les agents
ferromagnétiques et super-paramagnétiques.
II.B.1. 1. Le diamagnétisme :
Le diamagnétisme est présent chez les molécules dont les électrons sont tous appariés.
Lorsqu’on soumet un tel corps à un champ magnétique externe, il réagit faiblement en créant
un champ magnétique contraire. Les agents diamagnétiques ne peuvent pas être utilisés
- 34 -
Imagerie par Résonance Magnétique et Agents de Contraste
comme agents de contraste car leurs effets sur les temps de relaxation T1 et T2 sont trop
faibles.
II.B.1. 2. Le paramagnétisme :
Les molécules possédant un moment magnétique électronique non nul présentent des
caractéristiques de paramagnétisme. Elles résultent de la présence d’électrons non appariés.
Plusieurs ions métalliques possèdent cette caractéristique. Plus le nombre d’électrons non
appariés est important, plus le moment magnétique électronique est important, et plus les
propriétés magnétiques sont grandes. Les éléments classés dans les métaux transitionnels
(Mn3+, Fe2+, Fe3+) et les métaux de la classe des lanthanides (Gd3+) ont un grand nombre
d’électrons non appariés et sont donc d’efficaces agents de contraste.
L’ion Gadolinium (Gd3+), avec 7 électrons non appariés, possède le moment magnétique
électronique le plus important, ce qui explique le choix de son utilisation comme premier
agent de contraste en IRM.
II.B.1. 3. Le ferromagnétisme et le super-paramagnétisme :
Les corps ferromagnétiques ont la propriété de s’aimanter fortement sous l’effet d’un
champ magnétique extérieur et de pouvoir garder une aimantation même en dehors du champ.
Toutes les substances ferromagnétiques sont des solides cristallisés où les moments
magnétiques électroniques élémentaires s’orientent parallèlement les uns par rapport aux
autres (Fer, Cobalt et Nickel). Sous l’action d’un champ magnétique, les domaines cristallins
tendent à s’orienter dans le même sens, ce qui renforce le champ magnétique existant.
Figure II-7 : courbe d’aimantation (hystérésis) et ordre ferromagnétique.
On peut distinguer deux cas :
-
L’aimantation se fait facilement, avec un champ B résultant très fort, et elle
peut subsister à l’arrêt du champ extérieur. Cependant un faible champ
- 35 -
Imagerie par Résonance Magnétique et Agents de Contraste
extérieur contraire à l’aimantation ou une faible élévation de température
suffisent à réorienter aléatoirement les domaines (désaimantation facile). On
parle de matériaux ferromagnétiques doux (cycle d’hystérésis fin Figure II-7).
-
Si l’aimantation jusqu’à saturation a nécessité un champ extérieur B0
important, alors l’aimantation est rémanente et permanente car les domaines
restent bloqués. On parle de matériaux ferromagnétiques durs (courbe
d’hystérésis large Figure II-7). Ils sont utilisés pour dans la fabrication des
aimants permanents
Le super-paramagnétisme est un comportement des matériaux ferromagnétiques ou
ferrimagnétique qui apparaît lorsqu’ils sont sous forme de petits grains ou de nanoparticules.
A l’arrêt du champ magnétique externe, les différents domaines magnétiques peuvent
s’orienter aléatoirement, contrairement au ferromagnétisme où ils restent orientés selon une
même direction.
II. B. 2 Effet des agents de contraste sur le signal :
II.B.2. 1. Effet sur les vitesses de relaxation :
Les vitesses de relaxation R1 et R2 (inverse des temps de relaxation T1 et T2) de l’eau
dans un tissu sont augmentées par la présence d’agent de contraste dans ce tissu. Ces
dernières (R1,2) correspondent à l’addition de la vitesse de relaxation intrinsèque du tissu
( R10 ,20 ) avec celle qui est fournie par l’agent de contraste (rAC) :
R1,2 = R10 ,20 + rAC
Équation II-16
De plus, l’efficacité des agents de contraste sur les vitesses de relaxation est proportionnelle à
leur concentration :
R1,2 = R10 ,20 + (c.r1,2 )
Équation II-17
Avec c la concentration de l’agent de contraste et r1,2 la relaxivité de l’agent de contraste pour
un champ magnétique et une température donnés.
- 36 -
Imagerie par Résonance Magnétique et Agents de Contraste
II.B.2. 2. Effet sur le signal :
Si la relation entre la concentration en AC et la vitesse de relaxation est linéaire, la
relation entre la concentration en AC et l’intensité du signal ne l’est pas. Le signal dépend de
façon non linéaire des paramètres T1, T2 et les paramètres de la séquence comme TR ou TE,
selon l’équation :
SI = M 0 .e −TE / T2 .(1 − e −TR / T1 )
Équation II-18
A faible concentration, la diminution de T1 est prépondérante et on obtient un rehaussement
du signal des séquences pondérées en T1. Lorsque la concentration augmente, le
raccourcissement de T2 est prépondérant, et on obtient une diminution du signal (Figure II-8)
Les agents paramagnétiques induisent un effet T1 prédominant pour de faibles doses
(dose usuelles), alors que les agents super-paramagnétiques induisent un effet T2 prédominant,
l’effet T1 n’étant visible qu’à très faible dose. L’effet T2 peut apparaître si la concentration des
agents paramagnétiques est très élevée (accumulation de l’AC dans un tissu comme par
exemple dans l’urine de la vessie) ou si le TE est long.
Signal
Agent
paramagnétique
hypersignal
Concentration
Faible dose
Dose usuelle
Forte dose
hyposignal
Agent superparamagnétique
Figure II-8 : Effet sur le signal des agents de contraste IRM selon leur concentration pour un TR donné.
II.B.2. 3. Interaction Paramagnétique électronique :
La relaxation paramagnétique des protons de l’eau provient des interactions bipolaires
entre les spins nucléaires et le champ magnétique local des électrons non appariés de l’ion
métallique. On distingue deux mécanismes d’interactions entre la molécule d’eau et la
substance paramagnétique :
-
Interaction de la sphère interne (inner sphere) qui concerne les molécules
d’eau liées dans la première sphère de coordination de l’ion métallique. Ces
molécules d’eau s’échangent avec les molécules internes du solvant, assurant
ainsi la propagation de l’influence paramagnétique de l’ion métallique. Cette
- 37 -
Imagerie par Résonance Magnétique et Agents de Contraste
interaction dépend de plusieurs paramètres
(modèle de Solomon-
Bloembergen-Morgan) : du nombre d’hydratation (q) qui correspond au
nombre de molécules d’eau de la première sphère de coordination, du temps
de résidence (TM) de la molécule d’eau coordonnée, du temps de corrélation
rotationnel (Tr), et du temps de relaxation électronique (Tsi).
-
Interaction de la sphère externe (outer sphere) qui concerne les molécules
d’eau diffusant dans le voisinage de la substance paramagnétique. Elle
dépend du mouvement des molécules d’eau et de leur distance.
II. B. 3 Les agents de contraste paramagnétiques du Gadolinium:
Les premiers agents de contraste introduits pour l’IRM en 1988 et 1989 aux EtatsUnis et en France sont des agents de contraste à base de Gadolinium (Gd-DTPA et GdDOTA). En effet, avec 7 électrons non appariés, l’ion Gadolinium possède le moment
magnétique le plus important. Cependant, à l’état naturel l’ion Gadolinium est toxique pour
l’organisme. Il entre en compétition avec les systèmes calcium-dépendant et bloque le
système réticulo-endothélial. Les ions Gadolinium ont donc été enfermés dans des ligands (ou
chélates), linéaires ou cycliques, pour former des complexes non toxiques, inertes et stables
dans l’organisme. La fixation des ligands se fait par des liaisons de coordination (moins de
recouvrement qu’une liaison de covalence, donc moins de force de liaison). Il est donc
possible que le gadolinium soit « relargué » sous forme libre in vivo. Deux propriétés physicochimiques gouvernent cette dissociation : la constante d’affinité du chélate pour le
Gadolinium, et la cinétique de décomplexation du gadolinium. Si le temps de résidence dans
l’organisme est très inférieur à la demi-vie de décomplexation, le composé aura le temps
d’être totalement éliminé avant d’avoir pu relarguer du gadolinium. Les complexes de
gadolinium sont éliminés par filtration glomérulaire au niveau du rein. Ils ne se lient pas à
l’albumine et ne passent pas la barrière hémato-encéphalique.
Durant notre travail, nous avons utilisé le Dotarem® (Guerbet, France, Aulnay Sous
Bois) comme AC à base de Gadolinium (Gd-DOTA). Ce dernier s’injecte par voie intraveineuse avec une dose recommandée chez l’homme de 0.1 mmol Gd/kg. Sa demi-vie
plasmatique est d’environ 90 minutes (homme). Cet AC est de type micro-moléculaire (poids
moléculaire de 0.5 kDa), il passe donc du compartiment vasculaire vers le compartiment
interstitiel par diffusion transcapillaire. D’après Laurent et al [19], le Dotarem est caractérisé
- 38 -
Imagerie par Résonance Magnétique et Agents de Contraste
par une faible toxicité, une très grande stabilité thermodynamique et cinétique, une clearance
rénale rapide, une bio-distribution extracellulaire et une faible spécificité. Mais il a une haute
osmolalité.
II. B. 4 Agent de contraste vasculaire :
Comme nous venons de le voir, les AC à base de gadolinium sont des agents micromoléculaires, qui diffusent librement depuis le compartiment vasculaire vers l’espace
interstitiel [20]. En cancérologie, du fait de l’apparition de nouveaux traitements antiangiogénique (cf paragraphe I. A. 2), il est utile de caractériser la perfusion tumorale, et de
quantifier le volume vasculaire tumoral [21] [22]. Dans cette optique, différents laboratoires
ont développé et étudié des AC dit macromoléculaires [23], qui sont strictement
intravasculaires et qui ont une rémanence intra-vasculaire prolongée. Un article récent de
Villazara et al reprend tous les AC macromoléculaires disponibles à ce jour [24].
Nous
distinguerons,
les
agents
macromoléculaires,
des
nanoparticules
superparamagnétiques de fer (SPIO et USPIO).
II.B.4. 1. Agent de contraste macromoléculaire:
Malgré de nombreuses études menées sur les agents macromoléculaires, leur
application en routine clinique reste très limitée, voire inexistante. En effet, ces agents ont une
rémanence intra vasculaire prolongée, qui peut permettre l’apparition d’un phénomène de
décomplexation de l’ion Gadolinium d’avec les chélates. Il y a alors un risque de toxicité.
Pourtant l’utilisation de tels AC est très prometteuse. En effet, la forme stérique des
agents macromoléculaires augmente leur relaxivité par rapport aux agents micromoléculaires.
Une plus faible agitation moléculaire, aboutit à une diminution du temps de corrélation, τR,
créant ainsi un rehaussement plus important par unité de dose d’ion paramagnétique.
De plus, leur grande taille moléculaire favorise leur rétention dans le compartiment
vasculaire sain, tandis qu’une extravasation est possible à travers les pores des vaisseaux
pathologiques (cancer ou processus inflammatoire). Un rehaussement localisé d’un
parenchyme après l’injection d’un agent macromoléculaire indiquerait donc un processus
pathologique. Enfin, la gradation de la fuite capillaire, de tels agents, permettrait de quantifier
- 39 -
Imagerie par Résonance Magnétique et Agents de Contraste
l’intensité du processus pathologique (porosité des microvaisseaux) et de suivre les effets
d’un traitement [25].
L’albumine Gd-DTPA
Cet AC combine 25 à 35 molécules de Gd-DTPA, par liaison de covalence, à chaque
molécule d’albumine [26]. Son poids moléculaire est de 92 kDa, pour un diamètre moyen de
6 nm. Cependant son utilisation chez l’homme est impossible, car les molécules ainsi formées
ont tendance à former des agrégats, ce qui empêche l’élimination de l’AC. De plus, les ponts
formés entre le gadolinium et l’albumine cassent le chélate et l’ion Gadolinium est relargué
sous forme libre dans l’organisme.
Le MS-325
Il a été développé pour que les liens avec l’albumine soient réversibles. Ainsi en
théorie, les chélates de Gd peuvent se libérer de l’albumine et ainsi être éliminés plus
facilement de l’organisme [27]. Le poids moléculaire de sa forme liée est de 68 kDa.
Cependant, il n’existe pas de corrélation entre le MVD et le grade tumoral avec cet AC, du
fait notamment de la présence simultanée d’une forme liée et d’une autre non liée.
Le dextran Gd-DTPA
Le dextran est lié par pont hydrosoluble au chélate de Gd. Ce composé est peu cher et
non toxique pour l’homme. Son poids moléculaire est de 75 kDa. Pourtant, de nombreuses
réactions anaphylactiques ont été observées, et il n’est donc pas utilisé en routine clinique.
Les liposomes
Caride et al [28] sont les premiers à démontrer le potentiel des liposomes pour
incorporer des espèces paramagnétiques et pour être utilisés comme agent macromoléculaire
en IRM. Ces AC ont tout d’abord été utilisés pour l’étude du foie, car ils sont
préférentiellement captés par le système réticulo-endothélial (RES) et les macrophages. Afin
de retarder la clearance sanguine et de cibler d’autres organes, les liposomes ont été entourés
de PEG qui évite la capture de l’AC par le RES [29]. Leur utilisation est freinée par leur
grande diversité qui rend impossible de les synthétiser à l’identique.
- 40 -
Imagerie par Résonance Magnétique et Agents de Contraste
Les Dendrimères
Les dendrimères font partie de la classe des polymères. Ils sont constitués d’un noyau
autour duquel des sous-unités émanent comme des branches. Ces molécules ont une structure
bien définie ce qui permet de produire des tailles spécifiques avec cohérence et
reproductibilité. Ainsi on classe les dendrimères selon leur taille, sous forme de génération
« G ». On distingue plusieurs formes commerciales :
-
les polyamidoamine (PAMAM) développés en 1990 [30]
-
les diaminobutance core polypropylimine (DAB ou PPI) [31]
-
Gadomers dévelopés par Schering AG [32][33]
II.B.4. 2. Les nanoparticules de fer :
Les premiers agents de contraste contenant du fer qui ont été développés sont les SPIO
(Small Particle Iron Oxyde). Ils sont constitués d’un corps cristallin comprenant un mélange
de Fe2O3 et Fe3O4 entouré d’une matrice de polymère tel que le Dextran. Ces particules de
10 à 50 nm de diamètre sont captées par le RES (i.e cellules de Kupffer et macrophages). Ceci
permet d’obtenir une différence de contraste entre le tissu qui capte les SPIO et qui présente
donc une diminution de signal RMN, et certains tissus pathologiques qui ont un contraste
inchangé (il apparait en surbrillance).
Les USPIO sont les autres AC de cette catégorie : ces particules ne sont pas captées par le
RES ce qui leur confère une demi-vie plasmatique longue de 81 min. De plus, ces particules
de 50 nm de diamètre ont une haute relaxivité r1. Elles présentent donc toutes les conditions
nécessaires pour être des AC du secteur vasculaire. Weissleder et al ont été les premiers à
développer des USPIO en fractionnant des SPIO (AMI-25) pour produire des particules de 10
nm de diamètre [34]. Turetschek et al montrent la possibilité d’utiliser les USPIO pour l’étude
de l’angiogénèse dans un modèle murin du cancer du sein [35]. Ils trouvent une corrélation
significative entre les valeurs de perméabilité dynamique et l’histologie.
- 41 -
Imagerie par Résonance Magnétique et Agents de Contraste
II. C CONCLUSION :
Les AC micro-moléculaire utilisés en IRM présentent peu d’effets secondaires
(toxicité, allergie…) ; ils sont donc fréquemment utilisés. Ils sont particulièrement utiles lors
du premier bilan exploratoire d’une maladie cancéreuse, pour le bilan d’extension ou encore
pour le suivi d’un traitement.
Parmi les agents de contraste dit macromoléculaires, seuls les SPIO sont utilisés en
clinique, notamment pour l’étude du cancer du foie. L’extension de leur champ d’application
nécessite la réalisation d’études plus approfondies et le développement pharmacologique de
nouveaux AC, afin de réduire leur toxicité et ainsi d’envisager une utilisation clinique.
L’apparition de nouveaux traitements anti-angiogéniques, nécessite l’étude de la perfusion
sanguine, et ces agents seraient alors d’un grand intérêt.
- 42 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
Partie III : DEVELOPPEMENTS DE
METHODES D’IMAGERIE FONCTIONNELLE
ET MICROSCOPIQUE
Comme nous l’avons vu dans la deuxième partie, l’IRM est une technique d’imagerie
non irradiante qui permet de représenter trois paramètres : la distribution de l’aimantation
dans l’organisme (densité protonique) et ses deux temps caractéristiques de retour à
l’équilibre (T1 et T2). Aujourd’hui, l’IRM connaît des évolutions remarquables, et permet
l’étude de nombreux autres paramètres tels que la température, l’élasticité, la vitesse
d’écoulement ou encore la diffusion des molécules d’eau …
L’objectif de cette partie, est de décrire les différentes séquences d’IRM qui ont été utilisées
pour ce travail de thèse, les problèmes liés à leur utilisation et les différents paramètres que
l’on peut étudier et calculer à partir de ces séquences.
Dans une première partie, nous abordons le problème de l’évaluation des volumes tissulaires
en cancérologie. La deuxième partie concerne la quantification des temps de relaxation
transversale tissulaire T2. La troisième partie présente l’imagerie dynamique du rehaussement
de contraste (DCE) en IRM. Nous détaillons d’abord la mesure du temps de relaxation
longitudinale T1 avant (statique) et après (dynamique) l’injection d’un agent de contraste,
puis les modèles décrivant la perfusion tumorale et la caractérisation de la fonction d’entrée
artérielle (AIF). Enfin un échantillon des applications cliniques possibles est présenté. La
quatrième partie présente l’imagerie de susceptibilité magnétique dynamique. La mesure des
temps de relaxation T2 et T2* est détaillée. Puis la notion de susceptibilité magnétique et les
modèles cinétiques utilisés sont définis. Enfin, les différentes applications cliniques possibles
sont détaillées.
- 43 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
La dernière partie de ce chapitre porte sur l’imagerie de diffusion. Nous introduisons tout
d’abord les mécanismes physiques de la diffusion, puis nous décrivons les méthodes de
mesure de la diffusion en IRM ainsi que le calcul du coefficient apparent de diffusion (ADC).
Les artefacts liés à la diffusion et aux séquences de mesure de la diffusion sont aussi abordés.
Enfin, nous présentons les applications cliniques des images pondérées en diffusion.
III. A EVALUATION DES VOLUMES TISSULAIRE PAR IRM :
L’évaluation des volumes tissulaires est très importante en cancérologie. Elle permet
notamment de suivre l’évolution des tumeurs sous traitement [36]. En partant du principe
qu’une réduction de volume est corrélée à la réponse au traitement, l’OMS (Organisation
Mondiale de la Santé) a défini des critères d’évaluations standardisés (1979). Ces critères sont
basés sur le produit du plus grand diamètre de la tumeur par le plus grand diamètre qui lui est
perpendiculaire. Cependant, ce modèle ne définit pas de taille minimale, ni le nombre de
lésion à mesurer en cas de tumeurs multiples. C’est pourquoi en 2000, le critère RECIST
(Response Evaluation Criteria in Solid Tumors) a été défini [37]. Il est de plus en plus
reconnu que ce critère RECIST n’est plus adapté aux techniques d’imagerie disponibles [38].
En effet, ce critère se base sur une évaluation morphologique, alors que les nouvelles
techniques d’imagerie peuvent fournir des informations fonctionnelles qui sont souvent
visibles avant une diminution du volume tumoral [39], [40].
Le scanner X et l’IRM, sont les deux techniques d’imagerie susceptibles de fournir
une mesure précise des volumes. En effet, ces deux techniques d’imagerie permettent de
calculer le volume total de la tumeur (3D) et des lésions satellites. Plusieurs études ont montré
l’intérêt de la volumétrie comme facteur de pronostic de survie [41], [42].
En IRM, l’imagerie anatomique en pondération T1 ou T2 en coupes fines est bien adaptée à la
volumétrie. L’utilisation de séquences rapides d’écho de spin (FSE) permet d’acquérir
rapidement une image anatomique et de mesurer le volume.
La TEP ou l’IRM fonctionnelle détectent des modifications métaboliques avant que les
modifications morphologiques ne soient mesurables, d’où l’intérêt d’associer différentes
modalités d’imagerie [43], [44].
- 44 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
III. B IMAGERIE T2 :
La quantification du temps de relaxation transversale T2 fournit des informations sur la
mobilité et l’environnement chimique des tissus. Si le champ B0 est parfaitement homogène
dans l’objet étudié, la décroissance transverse du signal permet d’obtenir directement le temps
de relaxation T2. Comme le champ B0 n’est jamais parfaitement homogène, et que
l’échantillon étudié peut lui-même induire des inhomogénéités, deux séquences sont
couramment utilisées pour pallier cette difficulté.
L’écho de spin, comme nous l’avons vu au paragraphe II.A.4. 1, permet de s’affranchir des
inhomogénéités du champ B0, et est donc la première technique de choix pour estimer le T2
d’un échantillon (Figure III-1). La mesure de l’amplitude des signaux acquis successivement
avec plusieurs séquences d’écho de spin identiques, mais ayant chacune un TE différent,
permet de déterminer la valeur du temps T2.
Figure III-1 : Signal recueilli pour une séquence d’écho de spin.
Bien que très précise, cette technique est aussi très coûteuse en temps et est donc rarement
utilisée.
Afin de diminuer le temps d’acquisition, on peut utiliser la séquence Carr-PurcellMeiboom-Gill (CPMG) [45]. Cette séquence enchaîne plusieurs échos successifs (de 4 à 32)
dans laquelle la phase des impulsions RF de 180° successives varie pour compenser les petites
déviations de refocalisation. Cette séquence est construite selon le schéma 90x, 180y, 180 –
y,… (Figure III-2). Cette séquence nécessite l’application de corrections, afin de limiter
l’apparition d’échos stimulés. Ces derniers sont issus des défauts de refocalisation des spins
par l’impulsion RF de 180°. Afin d’éliminer cet artefact, il est nécessaire d’élargir la coupe,
en diminuant le gradient de refocalisation de la coupe par rapport à sa valeur nominale, qui
dépend de la bande passante et de l’épaisseur de coupe choisies.
- 45 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
Une carte de T2 peut alors être calculée, pixel par pixel, par ajustement du signal des échos
successifs (au temps TEi) de la séquence CPMG. Le signal enregistré pour chaque écho est
ajusté sur un modèle de décroissance exponentiel décrit par l’équation suivante :
S (TEi ) = S0 .e
−
TEi
T2
Équation III-1
+F
Où S(TEi) est l’intensité du signal pondéré en T2 au temps TEi, S0 le signal extrapolé par
l’ajustement correspondant au signal pour un TE nul et F le facteur prenant en compte l’erreur
de mesure due au bruit de l’image.
RF
90°
180° y 180° -y 180° y
180° -y
Figure III-2 : Signal recueilli pour une séquence CPMG et diagramme des impulsions RF appliquées.
III. C IMAGERIE DYNAMIQUE DU REHAUSSEMENT DU CONTRASTE
PAR RESONANCE MAGNETIQUE (DCE MRI)
:
L’angiogénèse est un mécanisme complexe comme nous l’avons vu au chapitre I.A.2.
Elle est corrélée à l’agressivité tumorale et son évaluation histologique est basée sur le DVM
[17]. Cependant, cet examen n’est pas un « gold standard » et il est par définition invasif. De
plus, des erreurs d’échantillonnage sont possibles du fait de l’hétérogénéité des tumeurs et du
caractère partiel de l’analyse (la totalité de la tumeur ne peut pas être analysée).
L’utilisation de l’imagerie pour évaluer l’activité angiogénique apparaît donc comme un outil
de choix d’autant plus qu’elle permet une quantification non invasive de la tumeur dans sa
totalité [46], [47]. Ainsi, de nombreux travaux se sont attachés à étudier l’angiogénèse à l’aide
d’acquisition dynamique par IRM avec des AC T1 ou T2*. Plus récemment, des études ont
aussi été réalisées par échographie [48], [49] et par scanner X [50]. L’imagerie dynamique
quantitative communément dénommée DCE MRI requiert l’utilisation de plusieurs
- 46 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
acquisitions successives avant, pendant et après la circulation d’un agent de contraste (Figure
III-3). Nous allons maintenant détailler chaque étape de ce schéma.
Repérage anatomique
Estimation T10
Estimation de la Fonction
entrée artérielle (AIF)
DCE MRI
Modèles
pharmacocinétiques
Lecture de la courbe
de rehaussement du
contraste en fonction
du temps
Déconvolution
Paramètres semi-quantitatifs :
IAUC, Tmax, pente, rehaussement
…
Analytique
Paramètres quantitatifs :
Ktrans : produit perméabilité x perfusion
ve : volume extracellulaire
vp : volume plasmatique
Figure III-3 : schéma de la procédure à suivre pour l’estimation de paramètres semi-quantitatifs et
quantitatifs pour une étude de DCE MRI.
III. C. 1 Mesures du T1 :
Afin d’accéder aux informations quantitatives lors des études dynamiques de
rehaussement du contraste, il est nécessaire d’estimer la concentration en AC du milieu.
Mesurer le T1 du tissu avant l’injection d’un AC (T10) permet, lors des études de DCE MRI,
d’estimer la concentration en AC. En effet, comme nous l’avons vu au paragraphe II. B. 2,
l’augmentation du signal de résonance magnétique induite par le raccourcissement du temps
T1 est proportionnelle à la concentration en agent de contraste dans le tissu, C(t):
- 47 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
1
1
=
+ r1.C (t )
T1 T10
Équation III-2
Où r1 est la relaxivité transversale de l’AC injecté
Il existe dans la littérature différentes méthodes pour cartographier le T1 d’un tissu qui
présentent chacune des avantages et des inconvénients.
III.C.1. 1. Mesure du T1 pré-contraste :
L’estimation du T1 peut se faire soit en spectroscopie soit en imagerie. Dans les deux cas, les
principes de bases sont identiques. Toutes ces techniques nécessitent l’établissement de
l’équilibre de l’aimantation et sont donc relativement longues (donc non dynamiques).
Inversion récupération :
La séquence basée sur l’inversion récupération (IR) est le « gold standard » pour
mesurer le T1 d’un tissu [51]. Après l’application d’une impulsion d’inversion (180°)
rectangulaire courte, non sélective, un « crusher » (gradient de forte amplitude) est appliqué
pour déphaser l’aimantation transverse résiduelle issue de l’imperfection de l’impulsion de
180° (Figure III-4). L’aimantation inversée retourne vers l’équilibre durant le temps T1 et est
ensuite échantillonnée par l’application soit d’un écho de spin, soit d’un écho de gradient.
En répétant N fois la séquence avec différents temps d’inversion (TI), il est possible
d’estimer le T1 du tissu en ajustant les points expérimentaux obtenus, sur la courbe théorique
du signal décrite par (TR>>5*T1):
S (TI ) = S 0 (1 − 2 N RF e −TI / T 1 ).e−TE / T2
Équation III-3
NRF est égal à 1 si l’inversion est parfaite, sinon NRF = (1 - cos(θ))/2
Les paramètres estimés sont S0, T1 et NRF (Figure III-5). Ceux-ci sont obtenus à l’aide
d’algorithmes d’ajustement qui utilisent une estimation des moindres carrés (par exemple
Levenbergt-Marquadt [52]).
- 48 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
TR
TE
TI
180°
180°
90°
180°
RF
Gsel
Gp
Glect
.
Signal
Figure III-4 : Schéma de la séquence d’inversion récupération.
Cette technique est très lente, puisque le temps d’acquisition de chaque image N est au
minimum égal à :
TA = N y .(TR + TI )
Équation III-4
Avec Ny le nombre de ligne du codage de phase
Ainsi, tous les mouvements du patient durant l’acquisition risque de compromettre la
précision de la mesure. Enfin, cette méthode multi-points est très sensible au bruit de l’image
surtout pour des TI où le signal est proche de zéro.
Pour réduire ces problèmes, une méthode très simplifiée à deux points a été
développée. L’acquisition de deux images avec deux TI différents permet d’obtenir le rapport
des deux signaux. A partir d’abaques établis sur ces rapports, le T1 est calculé. Cependant, il
existe une contamination du signal par le temps T2.
1500000
mesures
ajustement
Signal (u.a)
1000000
500000
0
0
5000
10000
15000
-500000
-1000000
-1500000
Temps (s)
Figure III-5 : exemple d’un ajustement non linéaire pour mesurer le T1 d’un fantôme avec une séquence
spectroscopique d’inversion récupération avec 12 valeurs de TI variant de 1 à 15000 ms.
Dans cet exemple l’ajustement nous donne un T1 de 1232 ms, un M0 de -1017287, un α de 0.981 et une
erreur d’ajustement de 0.000537.
- 49 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
Saturation récupération
Une autre technique, couramment utilisée pour évaluer le T1, est basée sur la séquence
d’écho de spin avec saturation récupération [53], qui présente un contraste plus faible mais
qui est plus rapide. La séquence a été décrite dans le deuxième chapitre (Figure II-5). Si TR
est largement supérieur au T2, le signal de résonance magnétique en fonction de TR, pour une
séquence d’écho de spin est décrit par :
S (TR ) = S0 .(1 − α e −TR / T1 )
Équation III-5
Avec α le facteur prenant en compte l’erreur sur la mesure du signal due à l’imprécision
de l’angle de l’impulsion RF de 90°. Si ce facteur est proche de 1, alors les angles de
l’impulsion RF sont précis sur toute la largeur de la coupe, dans le cas contraire on a un effet
de volume partiel, qui entraîne une erreur sur la valeur exacte de T1.
Le T1 est obtenu en acquérant N images définies par N TR et le même TE (Figure III-6).
Comme dans le cas de l’inversion récupération, l’acquisition de plusieurs images est longue.
Deux images acquises avec deux TR différents, TR1 et TR2, peuvent suffire à estimer le T1.
L’acquisition de seulement deux images permet de réduire considérablement le temps
d’examen, et la valeur du T1 est obtenue par le rapport des intensités des deux signaux R pour
chaque pixel défini par :
R=
1 − e −TR1 / T1
1 − e −TR2 / T1
Équation III-6
Ici aussi, des abaques permettent de déterminer le T1, des contaminations du signal par le T2
et des imperfections de l’angle (facteur α) perturbent l’estimation du T1.
900000
800000
Signal (u.a)
700000
600000
500000
400000
300000
200000
données expérimentales
ajustement
100000
0
0
1000
2000
3000
Temps (s)
Figure III-6 : exemple d’un ajustement non linéaire pour mesurer le T1 d’un fantôme avec une séquence
saturation récupération avec un TE de 10 ms et 10 valeurs de TR variant de 100 à 3000 ms.
Dans cet exemple l’ajustement nous donne un T1 de 359 ms, un S0 de 776618, un α de 1.15 et une erreur
d’ajustement de 0.00134.
- 50 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
Echo de gradient
La méthode utilisant des angles variables pour estimer le T1 a été décrite pour la
première fois en 1974 par Christensen et al [54]. Elle repose sur l’acquisition de séquences
d’échos de gradient suite à l’établissement d’un état stable « spoilé », pour une gamme
d’angles de bascule, c’est à dire qu’il ne reste plus d’aimantation transversale résiduelle en fin
de séquence (à la fin du temps TR), ce qui évite l’apparition de termes croisés entre
l’aimantation transversale et longitudinale (séquence spoiled gradient recalled ou SPGR).
L’intensité du signal obtenue avec cette séquence, dépend des temps de relaxation
longitudinale T1 et transversale T2*, du temps de répétition (TR), de l’angle d’excitation θ et
d’un facteur proportionnel à l’aimantation longitudinale d’équilibre M0 [55]. De plus, si le
TE est très petit devant le T2*, l’effet T2* devient négligeable et le signal est alors décrit
par l’équation suivante :
S SPGR (t ) = S 0
1 − e −TR / T1
.sin θ
1 − cos θ .e −TR / T1
Équation III-7
En gardant un TR constant et en incrémentant de façon croissante l’angle d’excitation, une
courbe dépendante de T1 est alors générée.
L’estimation du T1 peut alors se faire selon deux méthodes :
-
La courbe ainsi obtenue peut être linéarisée sous la forme Y=mX+b tel
que [56], [57]:
S SPGR
S
= E1 SPGR + M 0 (1 − E1 )
sin θ
tan θ
Équation III-8
Avec E1 = e −TR / T1
A partir de cette équation la pente, m et l’ordonnée à l’origine, b, peuvent être estimés par
régression linéaire. T1 et M0 peuvent alors être extraits selon :
T1 =
M0 =
-
−TR
ln(m)
b
(1 − m)
Équation III-9
Équation III-10
On peut aussi, comme précédemment, ajuster les points expérimentaux sur la
courbe théorique du signal décrite par l’Équation III-5. Cette méthode peut s’avérer assez
précise (SNR élevé) pour un temps d’acquisition acceptable (Figure III-7).
- 51 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
1200
Signal (u.a)
1000
800
600
400
données expérimentales
ajustement
200
0
0
50
angles (en °)
100
Figure III-7 : exemple d’ajustement pour 8 acquisitions d’écho de gradient avec des angles de 20 à 90°, un
TR de 900ms.
L’ajustement fournit pour cet exemple un T1 de 502 ms et un S0 de 1216,5.
L’acquisition de seulement deux images avec deux angles, θ1 et θ2, permet d’évaluer le
T1 d’un tissu. La valeur du T1 est alors calculée à partir du rapport R = S1/S2. [58], [56]. Cette
technique est couramment utilisée, dans le cadre clinique, pour évaluer le T1 avant une
acquisition DCE MRI, car elle est très rapide.
Cette technique pose cependant quelques problèmes. En effet, la précision des angles
doit être maximale, afin d’éviter toute imprécision dans l’estimation du T1. Pour des TR
courts cette hypothèse n’est pas respectée à cause des profils de coupe imparfaits.
L’imprécision de l’angle d’excitation qui découle de l’inhomogénéité du champ d’excitation
B1 (à haut champ) et de l’imperfection des profils de coupe, accentue l’erreur de mesure du
T1 .
En imagerie DCE MRI, un protocole simplifié d’estimation du T1 peut être employé.
Seule une acquisition est réalisée avant l’injection de l’agent de contraste avec une séquence
d’écho de gradient pondérée en densité de proton (faible angle). Puis l’acquisition dynamique
est réalisée (angle élevé) [1], [59], [60]. Le T1 est alors estimé à l’aide du rapport de l’image
pondérée en densité de proton et d’une image de l’acquisition dynamique obtenue avant
l’injection de l’agent de contraste.
Autres méthodes :
D’autres méthodes plus spécifiques ont été développées pour estimer le T1. Elles sont
en général plus rapides que la méthode de référence, ou elles permettent une mesure
simultanée du T2. Nous allons détailler dans ce paragraphe quelques unes de ces méthodes.
- 52 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
La séquence Look Locker [61], par exemple, permet l’échantillonnage du retour à
l’équilibre de l’aimantation à l’aide de plusieurs points également espacés dans le temps à la
suite d’un seul pulse d’inversion. Cette technique permet donc de réduire considérablement le
temps d’acquisition.
En imagerie, l’échantillonnage de l’espace K peut être réalisé soit par une séquence
EPI [62], soit par une séquence FLASH (Fast Low-Angle Shot) [63], [56]. L’utilisation de ces
séquences ne permet pas d’obtenir une bonne résolution spatiale, ni un grand échantillonnage
de point. Un compromis peut être obtenu en échantillonnant seulement une partie de l’espace
K. Par exemple la séquence TOMROP (T One by Multiple Read Out Pulses) échantillonne
une seule ligne de l’espace K à chaque passage de la séquence. Le T1 est déterminé par
ajustement non linéaire de la courbe théorique du signal sur les points expérimentaux.
Deoni et al [64], [65] utilisent deux séquences DESPOT1 (Driven Equilibrium Single
Pulse Observation) et DESPOT2 (SPGR et SSFP respectivement) pour déterminer
simultanément et rapidement les temps de relaxation T1 et T2. La séquence DESPOT 1 est
décrite dans le paragraphe concernant l’écho de gradient. La séquence DESPOT2 repose sur
l’application répétée de pulses RF, avec différents angles, pour un TR inférieur à T1 ou T2.
Avec une refocalisation parfaite des spins on obtient un état stable de l’aimantation transverse
et longitudinale. L’intensité du signal sera alors exprimée en fonction du T1, T2, TR, de
l’angle et de M0.
Steinhoff et al [66] and Shah et al [67] ont développé une séquence nommée TAPIR
(T1 Acquisition Phase Inversion Récupération) rapide, avec plusieurs points du temps et
plusieurs coupes, pour l’estimation du temps T1. La séquence repose sur le schéma suivant
(Figure III-8) : Après un pulse de RF 90°, l’aimantation transverse subit un déphasage durant
une longue période t. Après un certain temps, un pulse non sélectif de 180° inverse toute
l’aimantation disponible, et l’aimantation résiduelle transverse est éliminée par l’application
d’un gradient (crusher) de forte amplitude. L’aimantation ainsi inversée est échantillonnée
comme dans une séquence classique d’écho de gradient. Une fois le premier écho acquis, le
gradient de lecture est inversé deux fois afin d’acquérir 2 échos supplémentaires.
- 53 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
Figure III-8 : Diagramme des pulses de la séquence TAPIR (a.) et distribution des points du temps de
chaque coupe n.
III.C.1. 2. Mesure dynamique du signal pondéré en T1:
La mesure dynamique du signal pondéré en T1 est réalisée à l’aide de séquences
identiques à celles utilisées pour la mesure du T1 détaillées ci-dessus, à la différence près que
la résolution temporelle nécessaire est de l’ordre de la seconde. La rapidité d’acquisition des
images permet un suivi dynamique du contraste dans le temps (c'est-à-dire l’acquisition de
plusieurs centaines d’images en quelques minutes). Ces acquisitions dynamiques pondérées
en T1 sont appelées DCE MRI. Cette technique d’acquisition nécessite de faire un choix entre
la résolution temporelle, la sensibilité en T1, le temps total d’acquisition, la couverture
anatomique et la résolution spatiale.
On trouve dans la littérature de nombreuses études de DCE MRI, dans lesquelles les
auteurs utilisent soit des séquences d’écho de spins rapides, soit des séquences d’écho de
gradient rapides. Par exemple, Checkley et al [68] utilisent une séquence saturation
récupération multi-coupes pondérée en T1 avec une résolution temporelle de 16 s. Heilman et
al [69] acquièrent leurs images dynamiques avec une séquence saturation récupération Turbo
Flash de 6 échos et ayant une résolution temporelle de 1,5 s. Afin d’éviter les artefacts de
flux, ils ont utilisé une bande de saturation ainsi qu’un spoiler en fin de séquence. Bhujwalla
et al [70] utilisent une séquence snap shot FLASH (Loock Looker) pondérée en T1 avec une
préparation de l’aimantation par saturation récupération.
Cependant, la littérature montre que les séquences d’écho de gradient rapides sont plus
employées. Utilisées seules [50], [71-75] ou avec une préparation de l’aimantation [76], elles
apparaissent dans de nombreuses études. En effet, ce type de séquence est très sensible au
contraste du milieu, il permet d’avoir un bon rapport signal sur bruit (SNR), une bonne
couverture anatomique ainsi qu’une acquisition rapide des données.
- 54 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
III. C. 2 Les modèles de la perfusion :
L’étude de la structure et de la fonction vasculaire d’un tissu par DCE MRI requiert,
comme nous venons de le voir, l’utilisation d’au moins trois séquences (cf Figure III-3) :
-
La séquence initiale pour localiser le tissu et fournir une information
anatomique
-
La séquence permettant le calcul du T1 tissulaire avant l’injection de l’AC
-
La séquence dynamique avec des images acquises toutes les 1 à 3 s durant
plusieurs minutes afin de suivre la cinétique de répartition de l’AC dans les
tissus. Cette séquence est soumise à un compromis entre résolution spatiale,
résolution temporelle et couverture anatomique.
L’analyse de la courbe de rehaussement dynamique du signal permet une première
description simplifiée de la distribution de l’AC [77], [78]. Elle fournit des paramètres
empiriques (Figure III-9) tel que la pente, le temps d’arrivée de l’AC, sa pente d’élimination,
le temps où le rehaussement est maximal. Néanmoins cette analyse présente des variations
considérables selon la méthode d’acquisition employée pour chaque examen individuel et
selon l’imageur utilisé. La comparaison entre patients ou même entre études est donc très
difficile.
Rehaussement signal (%)
AIF (artère rénale)
185
Tissu tumoral
135
Rehaussement maximal
85
90 %
Pente de wash out
35
Pente
10 %
AUC
-15
0
100
200
300
Temps (s)
400
500
600
700
800
900
Tmax
Figure III-9 : Courbe de rehaussement du signal d’une artère rénale à proximité de la tumeur et du tissu
tumoral gréffé sur une souris et les paramètres empiriques calculé à partir de l’analyse de la courbe.
- 55 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
Pour quantifier la cinétique des AC en termes de paramètres physiologiques, il faut
définir les éléments de la tumeur ou les structures du tissu et le processus fonctionnel qui
affectent la distribution du traceur. Il est classique de diviser le tissu en quatre compartiments
liquidiens : l’espace plasmatique vasculaire, l’espace des éléments figurés du sang (glouble
rouge et blanc), l’espace extravasculaire extracellulaire (EES) et l’espace intracellulaire
auquel les AC n’ont pas accès (Figure III-10).
Eléments figurés du
sang = Globule rouge
EES
cellule
Plasma
Vp
Cp
kpe
F
F
Compartiement
vasculaire
kep
Extra-cellulaire
capillaire
Ve
Ce
intra-cellulaire
Compartiment
extra-cellulaire
extra-vasculaire
Ktrans
AC
Figure III-10 : Représentation schématique du modèle bi-compartiments :
Avec le compartiment vasculaire (en rouge) et le compartiment EES avec les cellules (en gris) et
l’interstitium (en blanc). Les molécules d’AC sont représentées en jaune.
Tous les AC utilisés cliniquement en IRM, et la plupart des agents expérimentaux, ne passent
pas dans le compartiment intracellulaire des tissus du fait de leur taille, de leur inertie et de
leur caractère non lipophile, rendant le compartiment intracellulaire non accessible en DCE
MRI.
Ces trois compartiments peuvent être exprimés soit en valeurs absolues (ml/ml de tissu ou
ml/g de tissu) soit comme des fractions de volume de tissu. Pour ce dernier cas, on a :
ve + v p + vi = 1
Équation III-11
v p = (1 − Hct ).vb
Équation III-12
Où ve, vp, vi et vb sont respectivement les volumes fractionnels de l’EES, du plasma sanguin,
de l’espace intracellulaire (tient compte des cellules du compartiment sanguin : globule rouge)
- 56 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
et de la totalité du compartiment sanguin et Hct représente l’hématocrite (en générale de
l’ordre de 0.45).
Les mécanismes de distribution de l’AC dans le compartiment vasculaire et l’EES sont limités
par le flux sanguin « F » et par le produit de la surface par la perméabilité endothéliale « PS »,
qui décrit la perméabilité de la paroi vasculaire. En réalité d’autres phénomènes
interviennent : le drainage lymphatique, la vitesse ou la quantité d’AC mélangée dans les
compartiments et la diffusion du traceur dans les régions sans compartiment sanguin
(nécrose). Mais peu de travaux en tiennent compte.
A partir de là différents modèles pharmacocinétiques ont été développés durant ces trente
dernières années, afin d’estimer les caractéristiques physiologiques vasculaires, tel que le flux
sanguin ou la perméabilité endothéliale capillaire.
Les premiers modèles d’étude de la cinétique des traceurs ont été décrits par les
physiologistes, à l’aide de traceurs radioactifs injectés chez l’animal puis chez l’homme [79].
Les modèles actuels de distribution de l’AC utilisés en IRM reposent sur l’équation
décrivant le flux de diffusion à travers une membrane semi-perméable [80-82]. Le transport
par diffusion d’une substance dissoute à travers une membrane semi-perméable est déterminé
par la différence de concentration de substance entre les deux compartiments et la
perméabilité de la membrane aux molécules. Le flux est alors lié à la perméabilité par :
ΦT = PT S (C1 − C2 )
Équation III-13
Où PT est le coefficient de perméabilité surfacique transmembranaire, S la surface de la
membrane à travers laquelle le transfert a lieu, C1 et C2 les concentrations de part et d’autre de
la membrane.
La modélisation s’appuie sur différentes hypothèses liées au concept de la cinétique de l’AC
et à la théorie de la résonance magnétique [79] qui sont les suivantes :
-
Il existe plusieurs compartiments dans lesquels se trouve l’AC mélangé en
concentration uniforme à travers tout le compartiment
-
Le flux est linéaire entre les compartiments, c'est-à-dire que le flux entre les
compartiments est proportionnel à la différence de concentrations entre les
compartiments (échange passif uniquement).
-
Les paramètres décrivant les compartiments sont invariants durant
l’acquisition des données.
- 57 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
-
La plupart des modèles considèrent un échange rapide de l’eau (c’est à dire
que les propriétés de relaxation des compartiments sont similaires) et donc la
valeur de T1 est unique en tout point du tissu étudié [83].
On peut alors réécrire l’équation précédente par l’équation généralisée suivante :
ve
dCe (t )
= K trans (C p (t ) − Ce (t ))
dt
Équation III-14
Où Ktrans est la constante de transfert de volume entre le plasma et l’EES, Ce et Cp la
concentration en AC dans l’EES et dans le plasma, respectivement.
Le paramètre Ktrans peut revêtir différentes interprétations physiologiques selon
l’importance de la perméabilité capillaire (P) et du flux sanguin (F).
Si la perméabilité est très grande (donc transfert limité par la perfusion, PS>>F), la
constante de transfert pour le flux plasmatique sanguin par unité de volume est donné par :
K trans = F ρ (1 − Hct )
Équation III-15
Où ρ est la densité du tissu et S la surface par unité de masse du tissu. Tofts et Kermode [79],
[84], [85] considèrent que la perméabilité est très grande devant le flux sanguin et utilisent
donc cette équation pour décrire la constante de transfert dans leur modèle.
Dans le cas où la perméabilité est faible et limitée par les transferts, la constante de
transfert est égale au produit surface par perméabilité entre le plasma sanguin et l’EES par
unité de volume du tissu, soit :
K trans = PS ρ
Équation III-16
Brix et al [86] utilisent ce modèle de perméabilité limitée.
La cinétique du traceur peut enfin être limitée par le flux et par la perméabilité. Dans
ces conditions, le taux d’extraction E défini par Renkin et al [80] représente la réduction de la
concentration dans le compartiment des capillaires passant à travers les tissus et est définie
par :
E = (Ca − Cv ) / Ca = 1 − e− PS / F (1− Hct )
Équation III-17
Avec Ca et Cv la concentration artérielle et veineuse en AC.
Ktrans est alors défini par l’équation suivante :
K trans = E.F .ρ .(1 − Hct )
Équation III-18
Où E est la fraction d’extraction du traceur.
Dans les travaux de Larsson et al [87], on retrouve cette double limitation de la cinétique du
traceur.
- 58 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
A partir de ce modèle général (Équation III-13), différents modèles ont été décrits.
Quatre modèles ressortent de l’analyse de la littérature : le modèle de Kety (ou Tofts) [81], le
modèle de Tofts étendu [81] , le modèle de de Bazelaire et Cuenod [88] et le modèle de St
Lawrence et Lee [89].
III.C.2. 1. Modèle de Kety :
Dans le tissu normal le volume vasculaire représente une petite fraction du volume
total du tissu (environ 5%). Certains auteurs considèrent donc que la concentration en AC
dans les tissus, Ct, n’est pas influencée par la concentration du compartiment vasculaire [84],
[81] soit :
Ct ≈ veCe
Équation III-19
Cette hypothèse est acceptable si le volume sanguin augmente peu durant le processus
pathologique. Mais elle est incorrecte pour beaucoup de tumeurs où le volume sanguin
augmente fortement [79].
III.C.2. 2. Modèle de Kety étendu ou de Toft :
Si le signal du compartiment vasculaire ne peut pas être négligé (augmentation
importante du volume vasculaire), un modèle basé sur le précédent, mais plus sophistiqué est
utilisé par différents auteurs. L’approche se base sur l’Équation III-19, en incluant la
concentration en agent de contraste du plasma sanguin, ce qui donne :
Ct = ve Ce + v p C p
Équation III-20
On obtient alors l’équation suivante pour la concentration tissulaire :
t
Ct (t ) = K trans ∫ C p (t ')e
− kep ( t −t ')
dt ' + v p C p (t )
Équation III-21
0
Où kep=Ktrans/ve
Cette équation s’écrit :
Ct (t ) = v p C p (t ) + C p (t ) ⊗ H (t )
Équation III-22
Où H(t) est la fonction de réponse d’impulsion (ou résidu) définie par :
H (t ) = K
trans
−
.e
et ⊗ représente l’opérateur de la convolution.
- 59 -
K trans
t
ve
Équation III-23
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
A partir de ce modèle on peut estimer le volume plasmatique vp. De nombreux auteurs
utilisent ce modèle étendu dans leurs travaux [60], [79], [85], [90-92].
III.C.2. 3. Modèle de Cuenod et De Bazelaire :
Ce modèle permet d’évaluer le flux sanguin dans les capillaires ainsi que la fuite de
l’agent de contraste vers l’EES. Il combine la mesure du flux sanguin et l’évaluation de la
perméabilité et de la perfusion. Ce modèle se base sur l’équation du transport de l’AC à
travers le compartiment plasmatique et de sa fuite vers l’interstitium [93] :
d (q p (t ))
dt
= F .M voxel [ Ca (t ) − Cv (t ) ] − P.S .M voxel . C p (t ) − Ce (t ) 
Équation III-24
Avec F le flux plasmatique par unité de masse, Mvoxel la masse du tissu dans un voxel, P la
constante de perméabilité par unité de différence de concentration et par unité d’aire de
membrane, S l’aire de la membrane par unité de masse de tissu, et Ca, Cv, Cp et Ce, la
concentration en AC du plasma artériel, du plasma veineux, du plasma capillaire et de l’EES.
III.C.2. 4. Modèle de St lawrence et Lee :
Les deux modèles précédents reposent sur l’hypothèse que l’agent de contraste est
instantanément mélangé dans chaque compartiment et de manière égale. Ainsi, il est
impossible de dégager un terme permettant de déterminer le flux sanguin.
Il existe deux méthodes en IRM pour évaluer ce flux sanguin :
-
L’une est basée sur le premier passage d’un agent de contraste pour des
acquisitions pondérées en T2* (DSC MRI) : cette technique est développée
dans le paragraphe suivant.
-
La même approche peut être appliquée pour des séries d’images pondérées en
T1, si les acquisitions de données sont assez rapides et limitées dans le temps.
Le modèle considère alors que l’agent de contraste ne quitte pas le
compartiment vasculaire durant le premier passage, soit Cp(t)>>Ce(t) et la
concentration tissulaire s’écrit alors :
t
Ct (t ) = v p C p (t ) + K trans ∫ C p (t ')dt '
Équation III-25
0
Cette méthode présente un fort risque de sous estimation du volume plasmatique sanguin vp et
ne permet pas d’estimer le volume du compartiment EES.
- 60 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
De récents travaux [94], [89], [95], [96] se basent sur les modèles décris par Kety et al
[81] ainsi que sur le modèle de l’homogénéité du tissu (HT) développé par Johnson et Wilson
[97] puis par Sawada et al [98] pour prendre en compte le flux sanguin.
Le modèle HT divise le tissu en deux compartiments vp et ve, comme précédemment, mais ici
la concentration en agent de contraste dans le compartiment plasmatique est définie comme
une fonction du temps et de la distance le long des capillaires sanguin, tandis que ve est
toujours considéré comme un compartiment bien mélangé. De plus, l’hypothèse que la
concentration en AC de l’EES change lentement par rapport à celle des capillaires sanguins,
permet d’utiliser une approximation adiabatique (basé sur la transformée de Laplace). Cette
approximation adiabatique requiert l’établissement de deux phases pour la distribution de
l’AC : une phase vasculaire (t < Tc, où Tc est le temps de transit à travers le réseau capillaire)
et une phase du parenchyme (t ≥ Tc). Ainsi deux fonctions de résidus sont définies :
 H (t ) = F ρ (1 − Hct )

EF ρ (1− Hct )

−
( t −Tc )
ve
 H (t ) = EF ρ (1 − Hct ).e

t < Tc
Équation III-26
t ≥ Tc
H(t) pour t ≥ Tc est identique au modèle de Kety pour le régime limité en perfusion et en
perméabilité (Ktrans=EFρ(1-Hct)). La fonction de résidu pour t < Tc permet d’estimer le flux
du plasma sanguin comme une variable indépendante.
L’évolution de la concentration en AC en fonction du temps est alors définie par l’équation
suivante :
τ
C (t ) = F ∫ C p (t − t ')dt '+ K
t
trans
0
∫τ C
p
(t ').e
− kep ( t − t ' −τ )
dt '
Équation III-27
Où τ représente le temps de transit moyen dans le système capillaire et est égal à :
τ=
vp
F ρ (1 − Hct )
Équation III-28
Ce modèle a alors 4 paramètres libres : le flux sanguin, la constante de transfert, le volume
EES et τ. A partir de ces paramètres, il est possible d’estimer le volume plasmatique vp et le
produit perméabilité surface (PS) du réseau capillaire.
Buckley et al [94] comparent ces trois modèles, en termes d’estimation des paramètres libres à
l’aide de simulations numériques. Ils trouvent que les trois modèles surestiment Ktrans et sous
estiment vp pour des AC de faible poids moléculaire. Lopata et al [99] montrent, de plus, qu’il
est nécessaire d’avoir une haute résolution temporelle et une injection rapide de l’AC (bolus)
pour estimer avec précision Ktrans.
- 61 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
III.C.2. 5. Autres Modèles :
Port et al [100] étudient un modèle à 5 compartiments (Figure III-11) répartis comme
suit (Figure III-11) :
-
Un compartiment central contenant le volume plasmatique. (V1)
-
4 compartiments pour l’eau dans la tumeur :
Un compartiment V2 où l’échange de l’AC depuis le compartiment central est très
rapide : la concentration en AC est similaire à celle du compartiment central.
Deux compartiments interstitiels V3 et V4 qui échangent l’AC avec le compartiment
central par clearance bidirectionnelle (CL3+CL4=EF).
Un compartiment périphérique.
Figure III-11 : schéma du modèle linéaire multi-compartiment pour un AC distribué dans la tumeur et le
reste du corps.
Ils utilisent ensuite des modèles avec une gamme de complexité variable en termes de
compartiments pour chaque tumeur (compartiment 2, compartiment 4, compartiments 2 et 4,
compartiments 2, 3 et 4). Leur travail montre qu’il existe une relation entre l’hétérogénéité
tumorale, traduite par des différences de valeurs des paramètres estimés, et la malignité de la
tumeur.
Kieesling et al [101] montrent que l’utilisation de plusieurs compartiments dans les modèles
pharmacocinétique peut s’avérer utile pour l’étude de la cinétique des AC macromoléculaires,
qui peuvent être capturés par des macrophages ou métabolisés par la tumeur, ou encore pour
étudier le compartiment de la nécrose ou de la fibrose (où la diffusion de l’agent de contraste
est plus lente). Néanmoins, l’utilisation de multiples compartiments nécessite de définir
préalablement un grand nombre de constantes physiologiques qui détermineront la précision
de mesure du modèle. De plus, leur utilité par rapport aux modèles précédemment cités n’a
pas encore été prouvée pour les agents de faible poids moléculaire.
- 62 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
Pellerin et al [75] prennent en compte la diffusion passive des AC de faible poids
moléculaire depuis la région hautement perfusée vers celle faiblement vascularisée. En effet,
les tumeurs sont souvent caractérisées par un liséré externe bien perfusé autour d’un noyau
central peu perfusé, voire nécrotique. En IRM dynamique, le rehaussement du signal est donc
intense et rapide en périphérie de la tumeur. Le centre se rehausse plus tardivement, par
diffusion de l’AC depuis la zone périphérique.
Figure III-12 : schéma du modèle DP (diffusion perfusion) proposé par Pellerin et al
Leur modèle considère que le mélange de l’AC est instantané et que la quantité d’AC totale
reste constante (Figure III-12). L’équation différentielle décrivant la concentration tissulaire
en AC est alors décrite par :
dCi , j (t )
dt
trans
= K itrans
, j .C p (t ) − K i , j
Ci , j (t )
v ei , j
 D + DN  1  C N (t ) Ci , j (t )  S
.
+ ∑  i, j
−
. . 

2
a
v
v

  eN
ei , j  V
Équation III-29
Où i et j représentent le nombre de pas d’encodage de la fréquence et de la phase
respectivement, D est la matrice de diffusion causée par un gradient de concentration issu
d’un voxel de a x a x e sur son voisin (N) immédiat, V le volume des voxels (V=a2e) et S la
surface entre deux voxels voisins de la même coupe (S=e.a).
Leur étude comporte des simulations et des résultats expérimentaux. Avec le modèle de Tofts,
les paramètres Ktrans et ve sont imprécis, voire incalculables (car les valeurs trouvées ne sont
pas physiologiques) alors qu’avec le modèle DP développé par cette équipe, ces deux
paramètres sont mieux définis.
D’autres travaux [102-104] portent sur l’effet de la cinétique de l’échange de l’eau
transcytoluminale à l’équilibre (BOLERO ou BOLus Enhanced Relaxation Overview).
- 63 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
Comme nous l’avons déjà vu (cf paragraphe II. B), les AC en IRM ont une action indirecte et
le changement de signal est donc proportionnel au changement de propriétés de l’eau. La
distribution de l’eau et de l’AC est différente. L’AC est réparti entre le compartiment
vasculaire et l’EES, alors que l’eau est aussi présente dans les érythrocytes et les cellules du
parenchyme. De plus, si l’AC est inégalement distribué, le signal de relaxation de l’eau peut
s’en trouver modifié. C’est pourquoi une constante de taux unidirectionnel représentant
l’extravasion de l’eau (ou temps de vie moyen d’une molécule d’eau dans un voxel des
capillaires sanguins en absence de flux) a été introduite. Elle permet de considérer une
cinétique d’échange de l’eau transcytoluminale non nulle à l’équilibre.
III. C. 3 La fonction d’entrée artérielle :
La fonction d’entrée artérielle (AIF) qui correspond à la concentration plasmatique du
sang Cp(t) définie dans les modèles précédents est nécessaire pour estimer les paramètres
pharmacocinétiques par déconvolution ou ajustement. Mais son estimation reste délicate et
peut être une source d’erreurs importantes notamment dans l’estimation de Ktrans.
Quatre méthodes sont aujourd’hui utilisées pour déterminer l’AIF.
La première définie par Toft et Kermode [84] repose sur un modèle fixe d’AIF définie
par une fonction bi-exponentielle. Cette méthode est simple et rapide d’utilisation. La
concentration plasmatique (Cp), après l’injection d’un bolus AC est définie par :
2
C p (t ) = D∑ ai .e − mit
Équation III-30
1
Avec D la dose (mmol/kg) d’AC injectée, ai [kg/L] et mi [min-1] les paramètres plasmatiques
de distribution rapide de l’AC et de l’élimination rénale issue de mesures préalables
(moyennes sur plusieurs sujets).
La concentration plasmatique Cp ainsi modélisée est remplacée dans l’Équation III-21 de la
concentration tissulaire Ct, qui peut alors s’écrire :
Ci (t ) = D.K
2
trans
∑ ai
i =1
e−( K
2
− e − mit
+ v p .D.∑ ai .e − mi t
mi − kep
i =1
trans
ve ) t
Équation III-31
Cependant si le temps d’acquisition de chaque image est trop long, le premier passage de
l’AC n’est pas correctement décrit, ce qui peut provoquer une erreur importante dans
- 64 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
l’estimation de Ktrans. De plus, la variation de l’AIF entre les individus peut être élevée, ce qui
entraîne des erreurs d’estimation des paramètres cinétiques.
La deuxième méthode consiste à mesurer le rehaussement du signal d’une artère
majeure sur les images de DCE MRI. Cette méthode peut être aussi précise que la
détermination de l’AIF à partir d’un échantillon de sang [105]. Cependant il faut veiller à ce
que la mesure soit faite dans une artère proche de la zone étudiée afin de minimiser
l’influence du délai et de la dispersion de l’agent de contraste sur la forme de l’AIF et donc
sur l’estimation des paramètres pharmacocinétiques. De plus, l’effet du raccourcissement de
T2*, l’artefact de volume partiel et le faible SNR lors de mesures sur des petites artères ainsi
que la rapidité du flux peuvent compromettre la mesure de l’AIF.
La troisième méthode d’estimation de l’AIF repose sur l’hypothèse qu’elle peut être
décrite par une famille de fonctions avec des paramètres ajustables, sans connaître les
paramètres tissulaires, à partir du signal. Par exemple, une seule fonction exponentielle peut
servir à modéliser l’AIF [106]. Dans ce cas, la description un peu trop simpliste de la
concentration en agent de contraste dans le compartiment plasmatique peut entraîner des
erreurs d’estimation des paramètres pharmacocinétiques. D’autres modèles de fonctions plus
complexes, comme la somme de trois fonctions exponentielles, ou encore la combinaison
d’une fonction gamma variable avec une exponentielle [107] sont employées dans quelques
études, mais leur utilisation rend les temps de calcul longs, compliquant les applications
cliniques. Enfin, lorsque les données sont bruitées ou lorsque la fonction utilisée pour
modéliser l’AIF contient de nombreux paramètres, la distinction entre les paramètres de l’AIF
et ceux du tissu est hasardeuse.
La dernière approche pour disposer d’une AIF consiste à utiliser un tissu de référence
sain, le plus souvent considéré comme ayant deux compartiments [108]. Ktrans et ve, dans ce
tissu de référence, sont alors des données issues de la littérature et une mesure de la
concentration de l’AC en fonction du temps est réalisée. Les seules inconnues de la courbe de
la concentration en fonction du temps sont donc les paramètres décrivant la concentration
plasmatique (ai et mi). L’AIF est alors dérivée par la dérivée de la courbe de concentration
mesurée en fonction du temps. Cette technique possède un SNR élevé lorsque le tissu de
référence choisi est homogène et a un flux sanguin rapide. De plus, il n’existe pas de
phénomènes de volume partiel contrairement à l’estimation faite à partir des mesures dans une
- 65 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
artère. Néanmoins, il n’existe pas de données fiables de tissu de référence (comme le muscle
par exemple) et les valeurs des paramètres cinétiques peuvent considérablement varier entre
les sujets ou même entre les différentes acquisitions d’un même sujet, ce qui est une source
d’erreur non négligeable.
III. C. 4 DCE MRI en clinique :
Le rehaussement tumoral visible en DCE MRI après l’injection d’un AC a fait l’objet
de nombreuses études cliniques. Plusieurs essais cliniques portent sur le suivi [109-113] des
femmes ayant de fort risque d’apparition de cancer du sein, du fait de mutations génétiques
sur les gènes BRCA-1 et BRCA-2. D’autres études utilisent l’IRM dynamique pour
déterminer le grade tumoral [114], [115]. L’approche par DCE MRI est alors une technique
d’imagerie complémentaire de la mammographie, notamment du fait de sa grande sensibilité.
Cette technique permet aussi de distinguer les tumeurs bénignes, des tumeurs malignes
dans le cancer du sein [116], [114], de la prostate [117] ou de la glande parotide [118]. Le
rehaussement du signal des tumeurs malignes est plus précoce et plus intense que celui des
tumeurs bénignes. Cette différence s’explique par la grande perméabilité des vaisseaux
sanguins tumoraux et/ou l’augmentation de la vascularisation [119]. Néanmoins, certains
auteurs trouvent une similitude entre les courbes de rehaussement des tumeurs malignes et
bénignes [120], [121]. La spécificité [122-124] pour distinguer le type de tumeur varie d’un
protocole à l’autre et d’un type de tumeur à l’autre. Elle peut être faible (on trouve dans la
littérature des valeurs de spécificité s’échelonnant de 40 à 97% [125]) et la détermination du
grade tumorale à partir des résultats issus des études de DCE MRI varie suivant les centres.
L’IRM dynamique peut aussi prédire ou suivre les effets d’un traitement [126],
[127],[128]. Pour le cancer du col utérin, Mayr et al [129] trouvent une corrélation entre le
risque de récidive et l’amplitude de la prise de contraste avant le traitement, mais également
après une irradiation de 20-22 Gy. Tuncbilek et al [130] trouvent aussi une différence
significative en terme de temps de rehaussement maximal, entre les patients avec et ceux sans
récidive pour le cancer de la vessie. Le taux de rechute d’un cancer peut donc être évalué
[127], [130], [131], et les paramètres de DCE MRI peuvent permettre de planifier et/ou
d’adapter des traitements [132].
Les effets des traitements anti-angiogéniques peuvent aussi être suivis par DCE MRI
[133], [134]. Des études montrent que le succès d’un traitement est prédit par une
- 66 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
augmentation du taux de rehaussement du signal et, qu’à l’opposé, les échecs aboutissent à un
rehaussement anormalement persistant [135]. Aujourd’hui de nombreuses études combinent
l’utilisation des marqueurs issus de l’IRM dynamique avec ceux de la diffusion, de la
pondération en T2 ou de la spectroscopie [118], [119], [136].
III. C. 5 Conclusion :
L’étude des tumeurs par DCE MRI a fait l’objet de nombreux développements. Les
modèles utilisés actuellement en clinique pour l’étude des tumeurs sont simplifiés afin de
fournir plus rapidement un résultat. En contre partie, ces simplifications peuvent entraîner des
erreurs dans l’estimation des paramètres de la perfusion de la tumeur.
Durant le processus de mesure par DCE MRI, différentes étapes doivent faire l’objet d’une
attention particulière. Tout d’abord, l’estimation du T1 natif est très importante lorsque l’on
veut traduire la courbe du signal en fonction du temps en concentration tissulaire. Le choix
d’une technique rapide, mais précise, doit faire l’objet d’étude préliminaire. La définition
correcte de la fonction d’entrée artérielle permet d’estimer précisément le premier passage de
l’agent de contraste. Il est donc conseillé de l’évaluer individuellement et avec une résolution
temporelle de l’ordre de la seconde. Enfin, les algorithmes de traitements des images peuvent
aussi être très variés. L’utilisation de programme de déconvolution peut, par exemple,
permettre de résoudre certaines erreurs de la résolution analytique, aux dépens de posttraitements plus longs.
III. D IMAGERIE RAPIDE ET DSC MRI :
Comme nous venons de le voir, la technique de DCE MRI permet d’évaluer trois
paramètres cinétiques : la constante de transfert, le volume plasmatique et l’espace de fuite de
l’agent de contraste ou EES (méthode T1).
En utilisant des AC strictement vasculaires (agents macromoléculaires), ou en étudiant
le premier passage d’un AC diffusif [137], avec des séquences pondérées en T2 ou en T2*
(temps de relaxation transversale majoré par les inhomogénéités du champ magnétique), il est
possible de déterminer la perfusion tissulaire d’un échantillon ainsi que son volume sanguin.
Cette technique appelée imagerie dynamique de susceptibilité magnétique (ou DSC MRI) a
été utilisée pour la première fois pour l’étude de l’ischémie cérébrale et des tumeurs
- 67 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
cérébrales [138], [139], pour lesquelles elle s’est avérée rapidement très utile. Aujourd’hui,
avec le développement des AC super-paramagnétiques et/ou macromoléculaires, l’imagerie
de susceptibilité magnétique dynamique est utilisée pour l’étude de diverses localisations
tumorales.
III. D. 1 Mesure dynamique du T2 et T2*:
Si on utilise des AC micromoléculaires, les acquisitions IRM doivent être assez
rapides pour échantillonner correctement le premier passage de l’AC. Or ce phénomène dure
environ 20 s (chez l’homme), ce qui nécessite l’utilisation de séquences très rapides avec une
résolution temporelle d’environ 1 seconde. Le développement par les laboratoires d’AC à
fuite interstitielle plus faible à permis de séparer le phénomène de perméabilité et de perfusion
plus facilement (USPIO, AC macromoléculaire à base de gadolinium…).
III.D.1. 1. Echo planar avec écho de spin ou écho de gradient:
Afin d’acquérir rapidement les données lors d’une étude de DSC MRI, les séquences
d’écho planar (EPI) sont souvent employées (cf paragraphe suivant III. E). Ces séquences
peuvent être réalisées avec un écho de spin (SE-EPI) ou un écho de gradient (EG-EPI) pur
[140]. En effet, les AC développés pour ces études créent des différences de susceptibilité
magnétique entre les vaisseaux sanguins et les tissus avoisinants, ce qui entraîne une
diminution du T2* détecté en écho de gradient, mais aussi une diminution du T2 détecté en
écho de spin.
Les séquences SE-EPI sont moins sensibles aux artefacts de susceptibilité magnétique et ont
une plus grande sensibilité à la perfusion de l’AC dans les petits vaisseaux (capillaires) [141],
[142]. Les séquences GE-EPI ou turbo-flash sont sensibles à la perfusion des capillaires et à
celle des plus gros vaisseaux. Les séquences GE-EPI permettent de diminuer la dose d’agent
de contraste injectée par rapport aux séquences SE-EPI pour un même SNR. Pour ces
séquences, les artefacts de susceptibilité magnétique régionaux peuvent être réduits en
diminuant l’épaisseur de coupe.
- 68 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
III.D.1. 2. Multi-écho de gradient (MGE) :
L’acquisition d’un train d’échos de gradient peut aussi permettre la quantification de la
concentration en AC d’une séquence d’écho de gradient (Figure III-13). Les échos sont
séparés par des temps d’échos fixes (∆TE) et courts (de l’ordre de quelques ms) qui
permettent d’échantillonner la décroissance du signal en T2* en une seule acquisition.
Les échos peuvent être échantillonnés pour tous les lobes de gradients de lecture « positif » et
« négatif » (technique bipolaire), ou seulement pour une seule catégorie de lobe (technique
unipolaire). L’acquisition bipolaire permet d’acquérir des échos plus rapprochés et d’obtenir
un meilleur SNR par rapport à la technique unipolaire. Cependant, les courants de Foucault et
les retards de commutation des gradients lors de l’acquisition, peuvent entraîner un décalage
temporel des échos pairs et impairs lors de l’inversion d’un écho sur deux (réalisé lors de la
reconstruction de l’image). Ce désalignement crée un déphasage entre les échos pairs et
impairs. Il est donc nécessaire lors du post traitement du signal de recaler les échos.
Contrairement à la séquence EPI, la séquence MGE repose sur une séquence
d’imagerie conventionnelle. Si sa résolution temporelle est inférieure, la résolution spatiale est
potentiellement bien supérieure à celle permise par la séquence EPI. Enfin la mesure du T2*
est directement obtenue par l’ajustement du signal théorique (exponentielle décroissante
pondérée en T2*) sur les échos « i » obtenus à chaque temps ∆TEi.
Aimantation
transversale
Temps
∆TE1 ∆TE2 ∆TE3 ∆TE4
∆TE5 …
RF
Glect
Gp
Gsel
Figure III-13 : Séquence multi-échos de gradient.
- 69 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
III.D.1. 3. Keyhole [143]
Cette méthode décrite pour la première fois par Jones et al [144] et Van Vaals et al
[145] permet d’améliorer la résolution temporelle des acquisitions dynamiques sans trop
dégrader la résolution spatiale. L’acquisition « keyhole » est basée sur l’hypothèse que la
majeure partie de l’information concernant l’influence de l’AC est contenue dans les données
de faibles fréquences spatiales, et que les hautes fréquences spatiales présentent des
informations relativement stables.
Cette méthode qui consiste à acquérir le centre du plan de Fourier (et non la totalité) afin de
diminuer le temps d’acquisition de la séquence est très utilisée en imagerie dynamique. Les
lignes « keyhole » sont symétriquement positionnées autour du centre de l’espace k. Le
nombre de lignes « keyhole » est habituellement égal à 25 % du nombre total de lignes de
l’espace k. Idéalement, l’étendue des lignes « keyhole » dépend de la taille du plus petit objet
étudié. Avant l’acquisition de ces lignes « keyhole », des images de référence contenant la
totalité des lignes de l’espace k (fournissant une résolution spatiale complète) sont collectées.
Ces données, contenant les hautes fréquences spatiales, servent de référence anatomique, mais
ne contiennent aucune information dynamique. Elles sont ensuite combinées aux données
« keyhole », de faibles fréquences spatiales, pour reconstruire la série d’images complète.
Cette reconstruction des images peut se faire selon deux méthodes [146] : la
substitution et la substitution pondérée [147].
Dans la méthode de substitution, les données de références (Sréférence) du centre de l’espace k
∧
sont substituées par les données keyhole (Skeyhole) pour créer un espace k composite S :
 S keyhole (km ) − N k / 2 ≤ m ≤ N k / 2
∧
S =
 S référence (km ) autrement
Équation III-32
Avec m l’index du numéro de la ligne d’encodage de phase km et Nk le nombre de lignes
keyholes paires acquis.
Pour les images de rehaussement de contraste, l’intensité de Skeyhole change par rapport à celle
des images de référence dès l’entrée de l’agent de contraste sur les images. Cette différence
∧
crée une discontinuité de S qui peut entraîner l’apparition d’artefacts. Dans la méthode de
substitution pondérée, la discontinuité entre Skeyhole et Sréférence est réduite en utilisant une
combinaison pondérée selon les références pré et post contraste Spre et Spost :
- 70 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
 S keyhole (km )
∧
− Nk / 2 ≤ m ≤ Nk / 2
S =
 wpre S pre (km ) + w post S post (km ) autrement
Équation III-33
Les coefficients de pondérations wpre et wpost sont obtenus, pour chaque acquisition Skeyhole,
par l’ajustement des moindres carrés de l’équation suivante:
S keyhole = wpre S pre (km ) + wpost S post (km )
− Nk / 2 ≤ m ≤ Nk / 2
Équation III-34
wpre est proche de 1 en début de série et wpost aussi en fin de série. On peut définir que
wpre+wpost=1 comme contrainte pour l’ajustement.
III. D. 2 Imagerie de la susceptibilité magnétique et paramètres cinétiques :
III.D.2. 1. La Susceptibilité Magnétique :
Lorsque l’on place un échantillon dans un champ magnétique, les aimantations
électroniques microscopiques s’alignent parallèlement au champ magnétique B0, et peuvent
être décrites par une constante de susceptibilité magnétique χ par la relation suivante:
M = χ .B0
Équation III-35
Où M est l’aimantation macroscopique créée. L’aimantation et le champ magnétique
s’expriment en Tesla, donc χ est sans unité.
Le champ magnétique B dans un échantillon dépend de la force du champ magnétique B0 et
de la susceptibilité des matériaux qui constituent l’échantillon, comme le décrit la formule
suivante :
B = B0 (1 + χ )
Équation III-36
Où χ est la constante de susceptibilité magnétique de l’échantillon.
La relation qui lie les susceptibilités magnétiques par unité de volume dans les deux systèmes
(MKSA et CGS) est donnée par :
χ = 4πχ CGS
Équation III-37
Où χCGS est la susceptibilité magnétique volumique en unité CGS (Centimètre gramme
seconde) et χ la susceptibilité magnétique en unité MKSA (Mètre Kilogramme Seconde
Ampère).
- 71 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
On distingue alors les substances diamagnétiques pour lesquelles χ est négatif, des substances
paramagnétiques et super-paramagnétique pour lesquelles χ est positif. Les tissus, le plasma
sanguin et l’eau sont légèrement diamagnétiques et leur susceptibilité χ est de l’ordre de
- 7.10-7.
L’introduction d’un AC magnétique intra-vasculaire dans la circulation sanguine diminue
fortement le temps de relaxation transversale T2 du sang et perturbe les temps T2 et T2*
extravasculaires. En effet, l’AC crée des inhomogénéités de champ magnétique autour des
vaisseaux sanguins ce qui induit des différences de fréquence des protons extravasculaires.
Comme la quantité de sang représente seulement 5 % des tissus, le signal provient
essentiellement de ces protons extra-vasculaires. La différence de susceptibilité entre les
compartiments intra et extra vasculaire augmente proportionnellement à la concentration en
AC. Cette différence crée une inhomogénéité de champ magnétique autour des vaisseaux (ce
qui disperse l’intensité du champ magnétique). On parle d’élargissement de distribution de
champ magnétique. Cet effet affecte le signal par deux mécanismes :
-
La
dispersion
progressive
des
fréquences
est
proportionnelle
à
l’élargissement de la distribution de l’intensité du champ magnétique, ce qui
induit directement une diminution du temps de relaxation T2* qui peut être
observée avec une séquence d’écho de gradient. Par contre, ce phénomène est
réversible, le temps T2 n’est donc pas affecté (refocalisation des déphasages
en écho de spin).
-
La diffusion des protons mobiles dans les gradients de champ magnétique
crée des déphasages non refocalisables et raccourcit le temps de relaxation
T2, permettant la détection du phénomène avec une séquence d’écho de spin.
III.D.2. 2. Paramètres de la cinétique :
Le signal obtenu en imagerie dynamique de susceptibilité est acquis avec une
séquence pondérée soit en T2 soit en T2*. Nous nous limiterons ici au signal pondéré en T2*
(mais les équations sont identiques pour le T2). De plus, pour plus de lisibilité, nous
utiliserons les vitesses de relaxation transversale effective R2* (R2*=1/T2*) à la place des
temps de relaxation T2*.
Les principaux paramètres cinétiques utilisés pour fournir une estimation du volume
sanguin (BV), du flux sanguin (BF) et du temps de transit moyen (MTT) sont dérivés du
premier passage de l’AC à travers la microcirculation [44].
- 72 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
Le volume sanguin, BV, est défini comme le volume sanguin d’un voxel (Vvoxel) divisé par la
masse du voxel (Mvoxel) [148] :
BV =
Vvoxel
M voxel
Équation III-38
Le flux sanguin, BF, est défini comme le flux sanguin net (Fvoxel) à travers un voxel divisé par
la masse du voxel :
BF =
Fvoxel
M voxel
Équation III-39
Le temps de transit moyen, MTT, mesure le temps moyen que met une molécule d’eau ou une
particule d’AC entre l’entrée et la sortie d’un vaisseau. Ce temps est relié aux deux
paramètres (BV et BF) précédents par l’équation du théorème du volume central [149]. Ce
théorème, dérivé de la conservation des masses, définit le flux sanguin du tissu par l’équation
suivante :
BF =
BV
MTT
Équation III-40
Cette équation est difficile à résoudre pour différentes raisons. Tout d’abord le volume
de distribution de l’AC peut être multi-compartimental (agent diffusif), avec des vitesses de
transferts inégales entre les différents volumes de tissu (l’effet sur le T1 complique l’analyse,
sauf en MGE). De plus, même pour des agents non diffusifs (USPIO, AC macromoléculaire)
donc strictement intravasculaires, la mesure du MTT peut être compromise. En effet, pour
estimer correctement ce paramètre l’injection du bolus d’AC doit être instantanée (fonction de
Dirac), ce qui est impossible. La concentration du tissu en fonction du temps répondant à ce
bolus parfait est appelée fonction de résidu, et ne peut être mesurée directement in vivo. La
concentration du tissu mesurée, Ct(t), est alors une convolution de la fonction de résidu R(t)
par la concentration en AC du compartiment plasmatique (ou AIF), Cp(t). Ct(t) est défini par
la relation suivante :
Ct (t ) =
ρ
kH
BF .( R (t ) ⊗ C p (t ))
Équation III-41
Où ρ est la densité du tissu étudié, kH le facteur prenant en compte la différence d’hématocrite
entre les capillaires et les plus gros vaisseaux, Cp(t) est la concentration de traceur entrant
dans la ROI mesurée dans un vaisseau sanguin et R(t) décrit la fraction d’AC restant dans la
ROI au temps t, après l’injection d’un bolus parfait à t = 0.
- 73 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
Pour mesurer la fonction de résidu, et donc le MTT associé, il est nécessaire de déconvoluer
la mesure de la concentration tissulaire Ct par la fonction d’entrée artérielle Cp (déterminée
selon les méthodes expliquées au paragraphe précédent).
La concentration du tissu Ct en AC est déterminée à partir du changement (avant et après
l’injection) des vitesses de relaxation transversale, ∆R2*, qui peut être calculé à partir de
l’intensité du signal St selon :
Ct (t ) = ∆R2* (t ) = −
S 
k
ln  t 
TE  S0 
Équation III-42
Où k est une constante de proportionnalité contenant la relaxivité et le facteur géométrique
vasculaire, S0 le signal avant l’injection de l’AC et St est le signal tissulaire au temps t.
Cette équation n’est vraie que si le signal St n’est soumis à aucune variation de la pondération
en T1, ce qui nécessite l’utilisation de TR longs (limitation de la résolution temporelle et
nécessité d’utiliser des séquences EPI).
Lorsque les données sont acquises avec des séquences dynamiques multi échos de
gradient, la vitesse de relaxation transversale R2* est calculée via un ajustement non linéaire
du signal théorique définit par :
S (t ) = S 0 .e −∆TE . R2
*
Équation III-43
Où ∆TE est le temps d’écho entre chaque écho de gradient, S0 le signal avant l’injection de
l’AC.
La concentration tissulaire en AC est alors définie par la différence de vitesse de relaxation :
Ct (t ) = K .∆R2* (t ) = K .( R2* (t ) − R2* (0))
Équation III-44
Où R2*(0) et R2*(t) correspondent respectivement aux vitesses de relaxation transversale
avant et après l’injection de l’AC (donc pas de problème de variation de T1) et K est un
facteur de proportionnalité.
La courbe de concentration tissulaire (Équation III-42 ou Équation III-44) peut inclure des
phénomènes de recirculation de l’AC. Ces derniers doivent être éliminés avant d’extraire les
données de volume et de flux sanguin. Ensuite on utilise une extrapolation exponentielle, une
intégration numérique ou, comme c’est le cas généralement, un ajustement avec une fonction
gamma variable, incluant un terme de recirculation :
Ct fit (t ) = A.(t − D) B .e− (t − D ) / C
Équation III-45
Où t est le temps auquel la concentration est mesurée (résolution temporelle de la séquence
dynamique) et A, B, C et D sont les paramètres à déterminer de la fonction gamma variable.
- 74 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
A partir de cette concentration tissulaire ajustée (Ctfit) le volume sanguin absolu peut alors
être déterminé par :
+∞
∫C
t fit
BV = K .
(t )dt
−∞
+∞
∫C
Équation III-46
p
(t )dt
−∞
Où K est le facteur prenant en compte la différence d’hématocrite entre les capillaires et les
plus gros vaisseaux.
Le flux sanguin absolu, pour un bolus réel (non instantané) est déterminé à partir de la
déconvolution de la concentration du tissu décrite par :
t
Ct (t ) = ∫ BF .C p (τ ).R(t − τ )dτ
Équation III-47
0
Ces valeurs absolues de paramètres cinétiques sont nécessaires pour une comparaison
inter-individu. Cependant, la difficulté à déterminer l’AIF et la sensibilité des processus de
déconvolution au bruit ne permettent pas toujours d’obtenir ces valeurs.
Il est plus courant, et aussi plus simple, de calculer des valeurs relatives de volume, de
flux sanguin et de temps de transit moyen. Les paramètres relatifs sont déterminés selon le
schéma suivant (Figure III-14). Pour une acquisition dynamique, les variations de
concentration en fonction du temps sont déterminées à partir du signal de RMN (comme pour
les valeurs absolues). Une fonction gamma variable est alors ajustée sur ces valeurs
expérimentales de ∆R2*. Si l’AIF est la même (une seule artère nourricière) dans la totalité de
la coupe, le volume sanguin relatif peut être déterminé à partir de l’aire sous la courbe de la
variation de ∆R2*, selon l’équation suivante (en unité arbitraire):
t
rBV = ∫ ∆R2* (t )dt
Équation III-48
0
Le temps de transit moyen relatif correspond alors à la largeur à mi-hauteur de la courbe de
∆R2*(t) ajustée par la fonction gamma variable. Il peut être calculé en utilisant la courbe
∆R2*(t) non déconvoluée (en unité arbitraire):
t
∫ t.∆R (t )dt
rMTT =
∫ ∆R (t )dt
*
2
0
t
0
*
2
Enfin, le flux sanguin relatif est déterminé à partir de l’Équation III-40.
- 75 -
Équation III-49
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
23
1
2
1
delta R *(s-1)
∆R2*max
18
13
MTT
8
BF=BV/MTT
BV
3
-2 0
50
100
150
200
te m ps (s )
Temps ∆R2*max
Figure III-14 : Schéma explicatif pour le calcul des paramètres (rBV, rBF, MTT) issus de l’analyse des
courbes de ∆R2* en fonction du temps.
III. D. 3 Applications cliniques:
La technique d’imagerie dynamique de susceptibilité magnétique pour étudier la
perfusion a surtout été développée pour l’étude de l’ischémie cérébrale et des tumeurs
cérébrales. En effet, les capillaires cérébraux sont imperméables (barrière hématoencéphalique) ce qui permet l’utilisation des AC classiques micromoléculaires à base de
gadolinium. Mais aujourd’hui, on l’utilise aussi pour étudier les tumeurs du foie, du sein, de la
prostate ou encore du pelvis [77].
La carte du volume sanguin cérébral relatif (rCBV) peut être utilisée pour détecter des
zones d’augmentation de la vascularisation dans les gliomes du cerveau [150]. Les cartes de
rCBV ont alors une grande valeur prédictive négative. Elles permettent par exemple d’exclure
la présence de tumeur de haut grade chez les patients non traités, par rapport au rehaussement
caractéristique des images pondérées en T1. Les gliomes de bas grade affichent un faible
rCBV homogène, tandis que ceux de haut grade ont des composantes mixtes (faibles et
élevées) de rCBV [151]. Enfin, l’imagerie pondérée en T2* permet de distinguer la nécrose
post-irradiation, de la réapparition des tumeurs cérébrales [152], et de déterminer et de
mesurer la réponse au traitement de radiothérapie [153].
Dans l’étude menée par Ichikawa et al [154], l’imagerie de susceptibilité magnétique
dynamique permet de discriminer les métastases du foie, de l’hémangiome et du carcinome
hépatocellulaire, en mesurant les changements d’intensités du signal d’une image d’écho
- 76 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
planar. Chan et al [155], [156] suivent les tumeurs hépatiques de 12 patients avant (6h) et
après (24h) un traitement par chimio-embolisation artérielle. Avant le traitement, tous les
patients montrent une hyper-perfusion des tumeurs sur les cartes de volume sanguin, excepté
dans les zones de nécrose. Ces aires hyper-perfusées sont corrélées aux aires d’hypervascularisation de l’angiogramme. Enfin, la perfusion diminue 24 heures après le traitement.
Par ailleurs, deux groupes ont évalué l’utilité de l’imagerie pondérée en T2* pour
différencier les tumeurs bénignes des tumeurs malignes du sein. Les études de Kuhl et al
[157] et Kvistad et al [158] comparent les images pondérées en T2* et en T1, et montrent qu’il
existe une forte décroissance de l’intensité du signal pondéré en T2* dans les tissus malins
alors que les effets de susceptibilité magnétique dans le tissu du fibroadénome sont mineurs.
La différence de structure, de densité et de taille des micro-vaisseaux entre les tumeurs
malignes et le fibroadénome expliquent que l’évaluation des images pondérées en T2* soit
suffisante pour différencier les deux types de tumeurs. Une étude histologique montre
d’ailleurs la différence de distribution des microvaisseaux entre le cancer invasif du sein et le
fibroadénome [159]. Dans une autre étude utilisant la susceptibilité magnétique, on voit que la
distribution des micro-vaisseaux dans le carcinome du sein présente des variations régionales
marquées avec moins de vaisseaux au centre de la tumeur qu’en périphérie [160],[161].
En ce qui concerne les tumeurs de la prostate, les mesures de T2* avant et après un
traitement par privation d’androgène sont peu reproductibles. Ces résultats s’expliquent
notamment par la présence du rectum (gaz) à proximité de la face postérieure de la prostate,
mais aussi par le caractère tissulaire très hétérogène de la tumeur (fibrose, calcification, tissu
glandulaire sain, nodules hyperplasiques) créant des variabilités de flux sanguin et de T2* non
liées aux flux sanguin [162].
Lankester et al [163] comparent aussi les paramètres quantitatifs issus de l’étude
dynamique pondérée en T1 avec les paramètres obtenus avec l’IRM de susceptibilité
magnétique, mais dans le cas de tumeurs gynécologiques. Le volume sanguin et le flux
sanguin, issus des images pondérées en T2*, sont fortement corrélés aux paramètres de
perméabilité et de perfusion issus des images pondérées en T1. Le traitement utilisé pour cette
étude (cisplatine) n’entraîne aucune modification des paramètres étudiés, ce qui laisse penser
qu’il est peu efficace.
- 77 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
III. D. 4 Conclusion :
L’imagerie dynamique de susceptibilité magnétique requiert l’utilisation de séquences
d’IRM très rapide afin d’échantillonner avec précision l’AIF et l’arrivée de l’AC dans le lit
capillaire tumoral. L’analyse des données dynamiques peut alors être réalisée selon deux
approches différentes.
La première requiert la mesure de l’AIF pour déconvoluer la concentration tissulaire.
Les paramètres cinétiques (BV, BF et MTT) sont obtenus directement. Mais le temps de
calcul de ces paramètres est assez long et la modélisation est complexe (surtout pour une
utilisation en clinique).
La seconde approche consiste à calculer des paramètres relatifs, directement sur le
profil de la courbe de la concentration tissulaire. Cette méthode est très utilisée, car elle est
rapide et simple, et surtout elle ne requiert pas la mesure de l’AIF. Cependant, les
informations de perfusion fournies avec cette approche sont indirectes. En effet, la
concentration tissulaire dépend du flux sanguin, mais aussi de la concentration plasmatique et
de la fonction de résidu. Ces deux derniers paramètres varient en fonction des conditions
d’injection de l’AC et en fonction des physiologies propres à chaque patient. Or, ces
variabilités ne sont pas prises en compte dans l’estimation des paramètres cinétiques relatifs
[164].
Enfin, il est intéressant de noter que l’imagerie de susceptibilité magnétique apporte
des informations complémentaires à celles issues des études dynamiques pondérées en T1
(DCE MRI). Récemment deux études [162], [163] comparent les informations apportées par
chacune de ces deux méthodes d’imagerie. Ces techniques ont été développées pour des
applications chez l’homme, mais aussi pour des études de thérapies expérimentales sur
l’animal [165].
III. E IMAGERIE DE LA DIFFUSION :
III. E. 1 Définition :
La diffusion résulte du déplacement aléatoire engendré par l’agitation thermique de
molécules placées dans un milieu matériel (gaz ou fluide ou solide). En IRM, le signal
pondéré en diffusion reflète le mouvement Brownien des molécules d’eau. Ce mouvement
- 78 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
aléatoire est mesuré par le carré du déplacement moyen qui est proportionnel au temps. En cas
de diffusion libre, la forme de la fonction de probabilité de déplacement est une gaussienne et
le déplacement moyen carré, le long d’un axe x, est relié au coefficient de diffusion D par
l’équation suivante (équation d’Einstein) [166] :
x 2 (t ) = 2.D.t
Équation III-50
Avec t le temps écoulé.
Dans l’eau pure à 40°C, où l’on considère que la diffusion est libre, le coefficient de
diffusion « D » est égal à 2,5.10-3 mm2.s-1. Dans les tissus biologiques, la diffusion est dite
restreinte, puisque les membranes biologiques et les différents obstacles moléculaires
réduisent la distance de diffusion [167]. De plus, la diffusion effective peut être influencée par
la perfusion du tissu, par les effets de volumes partiels, et par les erreurs expérimentales : on
parle alors de coefficient apparent de diffusion (ADC). La diffusion est aussi influencée par la
température du milieu (la mesure de la diffusion est d’ailleurs une des méthodes de
thermométrie par IRM). Le coefficient de diffusion dans un liquide dépend de la température
comme le montre l’équation suivante [168]:
D = D0 .e − Ea / k .T
Équation III-51
Avec k la constante de Boltzman, T la température en degré Kelvin, D0 le coefficient de
diffusion pour une température infinie et Ea l’énergie d’activation de diffusion de translation,
soit, dans l’eau, l’énergie requise pour casser deux ponts d’hydrogène (Ea = 0,2 eV).
Nous allons maintenant détailler les différentes séquences sensibilisées à la diffusion
et à la mesure de l’ADC. Puis, nous expliquerons les différents artefacts pouvant modifier le
calcul de l’ADC. Enfin, les principales applications de cette mesure en cancérologie seront
abordées.
III. E. 2 Mesure de la diffusion :
La séquence de base utilisée pour mesurer la diffusion, proposée par Stejkal [169].
Son application en imagerie est décrite par le diagramme de la Figure III-15 et repose sur la
séquence d’échos de spins (cf paragraphe II.A.4. 1). Deux gradients de diffusion additionnels
« Gdiff » sont appliqués de part et d’autre de l’impulsion RF de 180° de refocalisation.
L’homogénéité du champ est perturbée en appliquant un gradient après l’impulsion RF de
- 79 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
90°. Les protons qui subissent ce gradient précessent différemment le long de l’axe
d’application du gradient en fonction de leur position, et on observe une dispersion de phase
[45], [169] définie par :
φ1 = γ .Gx .δ .x1
Équation III-52
Avec Gx l’amplitude du gradient de diffusion, δ la durée d’application de ce gradient et x1 la
position initiale du spin le long de l’axe x.
L’impulsion RF de 180° inverse les phases des spins ; l’accumulation de phase est alors de
signe opposée et est décrite par :
φ1 = −γ .Gx .δ .x1
Équation III-53
Si on applique, après un temps ∆, un second gradient de même direction et durée, après une
impulsion RF de 180°, l’accumulation de phase est alors de signe opposée et est décrite par :
φ2 = γ Gxδ x2
Équation III-54
Avec x2 la position du spin le long de l’axe x après l’application du second gradient.
La phase totale accumulée par les spins est alors de :
φ1 + φ2 = γ Gxδ .( x2 − x1 )
Équation III-55
Elle est proportionnelle au déplacement du spin le long de l’axe x (x2-x1).
Si le spin est immobile entre l’application des deux gradients, il est parfaitement rephasé et le
terme de phase s’annule. L’amplitude de l’écho n’est alors pas affectée. Au contraire, si les
molécules d’eau bougent entre l’application des deux gradients, les spins sont déphasés et le
signal RMN est atténué.
TR
TE
RF
90°
180°
90°
Gsel
Gdiff
Gp
δ
∆
Glect
Signal
Figure III-15 : Diagramme de la séquence d’imagerie d’écho de spin pondérée en diffusion.
- 80 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
Considérons l’aimantation d’un voxel : c’est la somme des aimantations de tous les spins dans
le voxel. Si les spins restent stationnaires pendant l’expérience ou si aucun gradient de
diffusion n’est appliqué, le signal est alors décrit par :
M0 =
1
N
N
∑ µ .e
− iϕ j
j
j =1
Équation III-56
Où µ j et φj représentent le moment magnétique et la phase du spin j.
Soit rj le déplacement du spin j le long de la direction de mesure, alors le signal
pondéré en diffusion vaut :
M=
1
N
N
∑ µ .e
j =1
− iϕ j
j
.e
iγ Gδ r j
Équation III-57
La diffusion entraîne une distribution aléatoire des déphasages qui correspond à la distribution
des déplacements individuels rj pendant le temps ∆. Ceci diminuera la résultante M est donc
le signal. Le signal peut donc être exprimé comme une intégrale de la fonction de densité de
probabilité du déplacement des spins P(r, ∆) :
S = S0 ∫ P ( r , ∆ ).e− i 2π qr dr
Où q =
Équation III-58
γ Gδ
et S0 est le signal en absence de diffusion.
2π
En cas de diffusion libre, où P est une gaussienne, la transformée de Fourier inverse décrit la
perte de l’aimantation due aux spins diffusants, par :
S = S0 e − q ∆D = S 0 e −γ
2
2
G 2δ 2 ∆D
Équation III-59
La variation du signal de RMN induite par les gradients de sensibilisation à la
diffusion est donc décrite par une atténuation exponentielle. Cependant si d’autres
mécanismes s’ajoutent, (par exemple le déplacement dans le réseau capillaire) il peut s’avérer
utile d’utiliser une modélisation du signal bi-exponentielle [167].
L’utilisation de ∆ seul n’est vraie que dans un système de diffusion libre et pour des
gradients de durée δ << ∆. Dans le cas d’une séquence de diffusion avec des gradients de
forme trapézoïdale et de durée finie, ∆ est remplacé par [170] :
δ
 2
3
2
δ (∆ − 3 ) + tramp / 30 − δ .tramp / 6 si tramp élevé

∆ − δ
si tramp faible

3
- 81 -
Équation III-60
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
Où tramp est le temps de montée et de descente des gradients de diffusion de forme
trapézoïdale.
La pondération en diffusion est alors exprimée par le facteur b, qui dépend de la force des
gradients de diffusion G, de la durée δ de ces gradients et de l’espace en temps (centre à
centre) entre l’application des deux gradients, ∆. Le détail de ce facteur est décrit par
l’équation suivante, qui peut être réduite, si la commutation des gradients est instantanée:
δ
δ


3
2
b = γ 2 .G 2 . δ 2 (∆ − ) + tramp
/ 30 − δ .tramp
/ 6  ≈ γ 2 .G 2 .δ 2 (∆ − )
3
3


Équation III-61
Pour avoir une plus large gamme de valeur de b les gradients de diffusion peuvent être
appliqués sur les trois axes simultanément.
Afin d’améliorer la rapidité d’acquisition des séquences pondérées en diffusion et de
s’affranchir de tous les mouvements, la plupart des auteurs utilisent la lecture du plan de
Fourier par écho planar single shot (EPI) [171] et l’imagerie parallèle.
La séquence EPI est une technique d’imagerie qui permet de collecter l’image de RM à partir
d’un seul signal de décroissance d’induction libre (FID) en 40 à 100 ms. Elle a été introduite
pour la première fois par Mansfield en 1977 [172]. La séquence de base de l’EPI est
représentée dans la Figure III-16. Toute l’information du signal est obtenue avec une seule
acquisition comportant Ny échos successifs et le signal dépend de T2 et T2*. L’encodage de la
phase se fait par l’application d’une série d’impulsions brèves et de faible intensité (‘blip’).
Ces dernières sont appliquées avec une forme triangulaire pendant la commutation du
gradient de lecture.
RF
Gsel
Gp
Glect
Signal
Figure III-16 : Diagramme de la séquence écho planar (EPI).
Certains milieux, comme le cerveau, sont anisotropes, c'est-à-dire que la diffusion des
molécules d’eau est restreinte différemment selon la direction (dans ce cas particulier, moins
- 82 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
restreinte le long des axones). L’imagerie de diffusion permet de détecter cette restriction de
mouvement : c’est l’imagerie du tenseur de diffusion [170]. Cette technique est identique aux
séquences de diffusion avec écho planar, mais les gradients sont appliquées selon de
nombreuses directions, afin d’obtenir des images dans un maximum de directions de l’espace.
III. E. 3 Calcul de l’ADC :
L’interprétation directe des images pondérées en diffusion n’est pas intuitive. En effet,
les images présentent une pondération en diffusion mais aussi une pondération en T2. La
notion d’ADC a donc été introduite afin d’obtenir une carte de la diffusion. Cette carte
nécessite l’acquisition d’au moins deux images avec des pondérations en diffusion différentes
(facteur b). En imagerie pondérée en diffusion, la perte de signal due au rephasage incomplet
des protons est décrite par l’Équation III-59, à partir de laquelle l’ADC est calculé selon :
 S 
ADC = ln 0  /(b − b0 )
 Sb 
Équation III-62
Où Sb est le signal obtenu pour une valeur de b et S0 est la valeur du signal ne résultant que
des gradients d’imagerie (b = 0).
Si les images pondérées en diffusion sont acquises pour plus de deux valeurs de b, la carte
d’ADC est obtenue à l’aide d’un ajustement par les moindres carrés de la courbe théorique sur
les points expérimentaux. La qualité des cartes d’ADC augmente avec le nombre de valeurs
de b utilisées.
Pour les faibles valeurs de b (inférieures à 140 s/mm2), le signal de diffusion sera
sensible aux mouvements browniens, mais aussi au flux sanguin, avec des déplacements
moléculaires beaucoup plus grands pendant ∆. Pour ces faibles valeurs de b, le signal de
diffusion peut être représenté par une double exponentielle, avec deux valeurs d’ADC (ADC1
et ADC2) représentant la diffusion de ces deux phénomènes. Si on néglige ce phénomène,
l’ADC peut être surestimé.
Pour les fortes valeurs de b (supérieures à 140 s/mm2), l’ADC n’est perturbé que par les
mouvements browniens des molécules d’eau puisque le signal des vaisseaux est
complètement atténué. Cependant, pour des très fortes valeurs (1000 s/mm2 et plus), le SNR
se dégrade. Dans ces conditions l’ADC peut aussi être surestimé.
- 83 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
III. E. 4 Les Artefacts :
La mesure du coefficient de diffusion peut être altérée par différents artefacts. Les
artefacts de mouvements sont jugulés par l’utilisation d’une séquence EPI. D’autres
problèmes tels que les changements de température, l’importance du bruit de fond et
l’existence de termes croisés entre les gradients de diffusion et les gradients d’imagerie
doivent être pris en compte.
III.E.4. 1. Artefacts de la séquence EPI :
L’instrumentation :
Les bobinages des gradients ont une forte inductance, ce qui empêche les gradients d’atteindre
instantanément leur valeur de plateau. Des temps de montée et de descente sont nécessaires.
Par exemple, pour notre imageur de 4.7 T, ces temps sont égaux à 100 µs pour atteindre 400
mT/m. Les changements rapides des gradients de codage de phase et de lecture peuvent
entraîner la formation de courants de Foucault.
Les hauts champs magnétiques accentuent les inhomogénéités de champ magnétique issues de
l’imperfection de l’aimant, ou bien des effets de susceptibilité magnétique causés par
l’échantillon. Ces variations de champ magnétique créent des différences de fréquences de
résonance qui élargissent le signal de RMN et déforment les images (surtout dans la direction
du codage de phase où Gblip est faible). De plus, ces inhomogénéités de champ créent une
perte de signal due aux effets T2*.
L’échantillon :
Comme la séquence EPI est sensible à T2 et T2*, il est important de choisir le TE le
plus court possible vis-à-vis de ces deux temps de relaxation. La nature hétérogène des
échantillons imagés peut être à l’origine de distorsions géométriques, comme par exemple au
niveau des interfaces air/eau. Le déplacement chimique est accentué dans la direction du
codage de phase (bande spectrale dans cette direction très faible), créant des images déplacées
des lipides.
- 84 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
La séquence :
La technique EPI utilise un train d’échos pairs et impairs, qui doivent être parfaitement définis
(cf paragraphe VI.B.2. 1).
Dans un premier temps, il est nécessaire
d’utiliser une technique appelée « shim ». Elle
consiste à utiliser différents bobinages placés
autour
de
l’insert
créant
les
gradients
d’imagerie de l’aimant, afin d’homogénéiser le
champ magnétique au niveau de la zone
étudiée à l’intérieur du champ magnétique
principal (Figure III-17). C’est ce que l’on
Figure III-17 : Schéma des différents bobinages
appel le « shim actif ».
de shim présents à l’intérieur d’un imageur.
D’autre part, afin de résoudre le problème de certaines interfaces air/eau créant des pertes de
signal par différences de susceptibilité magnétique, un shim dit « passif » peut être utilisé. Il
consiste à enlever cette discontinuité, en appliquant un matériau dont la susceptibilité
magnétique est proche de celle du tissu tout autour de ce dernier.
Afin de réduire les artefacts liés au courant de Foucault, les inserts de gradients utilisés
pour recueillir le signal de RM sont écrantés.
Enfin, la réduction de la sensibilité de la séquence de diffusion aux artefacts de
susceptibilité magnétique peut être obtenue en augmentant la valeur du gradient de codage de
phase. La résolution spatiale dans la direction du codage de phase sera améliorée, il faut alors
supprimer une partie de l’objet (bande de saturation).
III.E.4. 2. Artefacts généraux:
La température :
Pour contrôler les changements de la valeur d’ADC dus à la température, différentes
méthodes existent :
-
Maintien de la température de l’objet étudié durant l’examen. Par exemple,
des systèmes de chauffage par air chaud ou un coussin chauffant peuvent être
utilisés.
- 85 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
-
Utilisation d’un « fantôme » homogène, dont l’ADC est connu, placé à
proximité de l’objet étudié, afin d’évaluer la constance de la température
durant les examens.
Bruit de fond de l’image :
Le bruit électronique du circuit de détection s’ajoute au signal de résonance et il peut
entraîner une erreur dans l’estimation de l’ADC [144]. Le voltage aléatoire, du à l’agitation
thermique des protons dans le patient et au bruit électronique de la chaine de mesure, s’ajoute
au voltage induit par les protons de la coupe excitée. Le SNR est défini par l’équation :
SNR =
S
SD
Équation III-63
Avec S le signal du voxel de volume δV, SD la déviation standard qui évalue le bruit de
l’image.
En réalité, le bruit mesuré sur l’image du bruit de fond est sous estimé par la prise du module
des signaux de résonance magnétique (repliement du bruit pour une valeur de signal nulle). Le
bruit mesuré sur l’image du bruit de fond, sdbdf, est proportionnel au bruit réel SD selon la
relation (bruit Ricien) [173]:
sdbdf = SD. 2 −
π
2
Équation III-64
La valeur de la déviation standard du bruit de fond (sdbdf) est évaluée sur l’image pondérée en
diffusion, puis corrigée selon l’Équation III-64. La valeur corrigée SD est alors soustraite au
signal de RM, avant l’ajustement des signaux acquis pour les différentes valeurs de b, afin
d’améliorer l’évaluation de l’ADC, en évitant une surestimation systématique de ce dernier.
Termes croisés
En imagerie de diffusion, les gradients d’imagerie participent aussi à l’atténuation du
signal, créant des erreurs dans la détermination de l’ADC. D’après Mattiello et al [174], ces
erreurs sur la valeur de b, et donc sur l’ADC, peuvent être compensées. Le degré de
pondération en diffusion, exprimé par le facteur b, dépend des gradients de diffusion, bdiff,
mais aussi des gradients d’imagerie, bima, et des termes croisés entre ces deux gradients, bcroisé,
comme le décrit l’équation suivante :
btot = bima + bcroisé + bdiff
- 86 -
Équation III-65
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
Il est donc important de s’affranchir des facteurs b additionnels issu des gradients d’imagerie
et des termes croisés qui contribuent au signal de base S0. Ce problème peut être résolu par
l’acquisition de plusieurs images pondérées par différentes signes de gradients de diffusion.
Prenons un exemple, soit 40 mT/m la valeur des gradients appliqués sur les trois axes. Afin de
s’affranchir de tous les termes croisés, on réalisera l’acquisition successive des huit images
selon le schéma suivant :
SA : Gs = 40, Gp = 40, Gr = 40
SE : Gs =- 40, Gp = -40, Gr = 40
SB : Gs = -40, Gp = 40, Gr = -40
SF : Gs = 40, Gp = -40, Gr = -40
SC : Gs = -40, Gp = 40, Gr = 40
SG : Gs = -40, Gp = -40, Gr = -40
SD : Gs = 40, Gp = 40, Gr = -40
SH : Gs = 40, Gp = -40, Gr = 40
Ensuite, tous les signaux complexes acquis pour une valeur de b sont moyennés
géométriquement afin d’obtenir un seul signal complexe pour une valeur de facteur b. La
moyenne géométrique est obtenue selon l’équation suivante :
moygéo
 n

= ∏ S (ℑ, ℜ) 
 i =1

1/ n
Équation III-66
Avec S (ℑ, ℜ) , le signal complexe obtenu à l’aide des gradients de diffusion cyclés, comme
décrit précédemment, et n le nombre de signal complexe acquis pour une valeur de b (pour
l’exemple présenté ci-dessus, on a n = 8).
III. E. 5 Application en cancérologie :
Après avoir été développés en physiologie et en pathologie cérébrale, les applications
de l’imagerie pondérée en diffusion ont été étendues à l’oncologie. Thoeny et al [175]
résument, dans leur article, les principales utilisations de l’imagerie de diffusion pour le suivi
des traitements en cancérologie. Les métastases du foie, les cancers du sein, du pancréas, du
foie, des os et des tissus mous, du cerveau, de l’utérus et du rectum ont été étudiées par IRM
de diffusion avant et après des traitements anti-cancéreux. Koh et Collins [176] détaillent les
différents phénomènes cellulaires engendrés par les traitements du cancer et leur influence sur
l’ADC, comme le montre la Figure III-18 ci-dessous.
- 87 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
Figure III-18 : Diagramme schématique montrant les variations du coefficient de diffusion apparent dans
la tumeur selon les traitements.
Juste après la chimiothérapie ou la radiothérapie, les cellules gonflent, entraînant une diminution de
l’ADC. Ce phénomène est suivi d’une nécrose et d’une lyse des cellules qui augmente l’ADC. Les
traitements peuvent aussi induire l’apoptose, à la suite de laquelle les cellules se rétractent entraînant
l’augmentation de l’ADC. Cette apoptose peut aussi induire une lyse secondaire. Un processus de
rééquilibre a lieu à la fin du traitement, avec une résorption du fluide extracellulaire, ce qui aboutit à une
diminution de l’ADC. Une repousse tumorale (flèche noire) peut aussi aboutir à une diminution de l’ADC.
III. E. 6 Conclusion :
L’imagerie de diffusion permet d’améliorer la sensibilité et la spécificité de l’IRM
dans le suivi et la détection des cancers. Elle doit être complétée par l’acquisition de
séquences anatomiques afin de définir correctement les différents tissus (déformation
importante de l’image en imagerie de diffusion). Les applications en oncologie se multiplient
et confirment l’intérêt des informations qualitatives et quantitatives fournies par les séquences
de diffusion, même si la différentiation des tumeurs bénignes et malignes n’est pas parfaite.
- 88 -
Développements de Méthodes d’imagerie fonctionnelle et microscopique
III. F CONCLUSION DE LA PARTIE III:
Tout au long de ce chapitre, nous avons vu qu’il existait différentes méthodes et
différents paramètres en IRM pour quantifier et évaluer la fonctionnalité tumorale.
Les temps de relaxations des tissus (T1 et T2) permettent une première différenciation des
tissus mous et la détection des masses tumorales. Ces paramètres sont rarement mesurés lors
des études cliniques en cancérologie. Aujourd’hui, beaucoup d’auteurs complètent ces
premières informations par l’acquisition de données fonctionnelles. L’imagerie dynamique de
rehaussement pondérée en T1, l’imagerie de susceptibilité magnétique et l’imagerie pondérée
en diffusion apportent des informations complémentaires sur la perméabilité, la perfusion, le
volume et le flux sanguin et sur la mobilité des molécules d’eau dans le tissu tumoral. Toutes
ces approches aident à déterminer de manière non invasive, le grade tumoral, l’évolution d’un
traitement ou encore à distinguer les tumeurs bénignes des tumeurs malignes. Durant ce projet
de thèse, chacune de ces techniques m’a permis d’évaluer, ou de suivre l’évolution, de
différentes tumeurs.
- 89 -
Le Projet Melimage
Partie IV : LE PROJET MELIMAGE
IV. A INTRODUCTION : DESCRIPTION DU PROJET :
Comme nous l’avons vu dans première partie de ce manuscrit, de nombreuses
techniques d’imagerie sont aujourd’hui disponibles pour l’étude et le suivi des pathologies
cancéreuses. Chacune de ces techniques revêt un caractère particulier et fournit des
informations morphologiques et/ou fonctionnelles complémentaires. Confronter, corréler,
fusionner ces données d’imagerie 3D aux différents marqueurs histologiques présente un
intérêt majeur pour le diagnostic et l’orientation de la démarche thérapeutique en
cancérologie. De telles corrélations permettent d’améliorer la caractérisation fonctionnelle de
l’atteinte tumorale par l’imagerie en précisant l’information apportée par chacune des
modalités impliquées. Le projet Melimage, financé par l’INCA, a été réalisé dans le cadre
d’une collaboration entre plusieurs équipes comme le montre la Figure IV-1.
WP1 – ULTRASONS
WP2 – IRM
Unité ultrasons (N. LASSAU)
UPRES EA 4040 (A. BRULE)
CIERM (J. BITTOUN)
U2R2M (A. LEROY WILLIG)
1.1 Segmentation (2D et 3D) des aspects
2.1 IRM haute résolution spatiale
WPD
morphologiques et fonctionnels de la tumeur
2.2 IRM de perfusion
1.2 Quantification de la perfusion tumorale avecDpt dermatologie 2.3 IRM de diffusion
AC
C. ROBERT
WP3 – PET/CT
Dpt chirurgie
Dpt de Physique Médicale- UPRES EA 4040 (G.
A. CAVALCANTI
BONNIAUD, J. COULOT), Dpt de Médecine Nucléaire
(S. LEBOULLEUX)
3.1 Segmentation des images adaptée à la
quantification du volume tumoral.
3.2 Corrélation de la consommation de 18FDG avec
autoradiographie quantitative et les bio-marqueurs
de la tumeur.
WP4 – PATHOLOGIE
Dpt de bio-pathologie (J. BOSC)
4. Reconstruction des coupes
histologiques en 3D
WP5 – Analyse des images et corrélation des paramètres fonctionnels
5.1 Corrélation des indices quantitatifs extraits de chaque WP. Dpt de Statistique (S. KOCELNY)
5. 2 Enregistrement des images Dpt Physique Médicale (G. BONNIAUD, J. COULOT) et EPITA
Figure IV-1 : Organigramme de la répartition des actes pour le projet MELIMAGE.
- 90 -
Le Projet Melimage
Le but de l’étude était de réaliser des corrélations entre les différentes modalités d’imagerie et
l’histologie, chez des patients ayant un mélanome avec atteinte ganglionnaire et devant être
opérés.
Les objectifs principaux en étaient :
-
Le développement d’outils méthodologiques permettant la comparaison entre
les informations issues des modalités d’imagerie cliniques (US anatomique,
DCE-US, IRM anatomique, DCE-MRI, DW-MRI, TEP au FDG, TDM) et
celle issues de la pathologie pour les phénomènes tumoraux les plus
significatifs (morphologie, perfusion, apoptose, nécrose, métabolisme
glucidique)
-
L’exploitation des complémentarités des modalités d’imagerie mises en
œuvre par l’élaboration de méthodes de « fusion » des données paramétriques
concernant aussi bien la morphologie que la fonctionnalité des tumeurs, de
façon à améliorer la caractérisation clinique des tumeurs.
Le volet IRM était confié à l’U2R2M. Le protocole a été optimisé sur fantômes, puis sur
souris porteuses de mélanomes greffés et enfin sur volontaire sain (Figure IV-2). Ensuite,
comme seulement trois patients ont pu être inclus dans le protocole, huit souris
supplémentaires ont été analysées.
Etude préliminaire sur fantôme
- Détermination par IRM des T1 et T2 de fantômes
- Choix des angles pour estimer le T1 avec séquence d’EG
Etude préliminaire sur souris :
- choix des séquences
- injection de l’AC dans le sinus rétro-orbitaire
Etude préliminaire sur volontaire sain
- Choix de la disposition des bandes de saturations
- Mise au point d’une 2ème injection d’AC moins
concentrée meilleur estimation de l’AIF
Projet Melimage :
- Etude sur 3 patients
- Etude complète sur 8 souris
Figure IV-2 : schéma explicatif des différentes phases d’études du projet Melimage
- 91 -
Le Projet Melimage
IV. B ETUDES PRELIMINAIRES :
Pour réaliser cette étude nous avons utilisé deux imageurs du laboratoire :
-
L’imageur Achieva Philips (Philips, Best, Nederlands) avec un champ
magnétique de 1.5 Tesla, situé au CIERM. La valeur maximale des gradients
est de 66 mT/m. Les images ont été acquises soit avec une antenne tête, soit
avec une sonde de surface de diamètre 47 mm.
-
L’imageur Bruker (Oxford, UK) assemblé par l’IR4M avec un aimant à
4.7 Tesla piloté par un spectromètre Apollo (Tecmag, Houston, Texas) et un
insert de gradient Bruker (Wissembourg, France). La valeur maximale des
gradients est 400 mT/m. Pour cette étude, la sonde « bird cage » de diamètre
50 mm a été utilisée [177].
IV. B. 1 Etude préliminaire sur fantôme:
L’imagerie dynamique avec agent de contraste DCE-MRI repose sur la variation des
temps de relaxation T1 induite par l’injection d’un AC, comme nous l’avons vu au paragraphe
III. C. Afin de préparer le protocole d’examen du projet MELIMAGE, nous avons réalisé des
objets tests de temps de relaxation T1 et T2 connus.
Deux catégories d’objet ont été envisagées :
- Des tubes volumineux (23 cm3) contenant un gel d’agarose1 et du Dotarem2 avec des
T1 variables et des T2 courts. Ces fantômes « équivalent tissu » sont nécessaires pour tester les
séquences (série 1).
1
Polymère à base d’agar purifiée. L’agar-agar est un produit gélifiant obtenu à partir d'algues rouges (entre
autres floridées comme le Gracilaria). C'est un polysaccharide [Ce sont des polymères formés d'un certain
nombre de monosaccharides ayant pour formule générale : -[Cx(H2O)y)]n- (où y est généralement x - 1)] du galactose
contenu dans la paroi cellulaire de certaines espèces d'algues rouges (rhodophycées).
2
Dotarem : Composition : Acide gadotérique (DCI)* : 27,93g pour 100ml
Correspondant à : DOTA = 20,25 g/100ml et Oxyde de gadolinium = 9,06 g/100ml, Excipients : méglumine, eau
ppi
Concentration en produit de contraste : 0,5 mmol/ml,
Osmolalité : 1350 mOsm/kg, Viscosité à 20 °C : 3,2 mPa.s, Viscosité à 37 °C : 2 mPa.s, pH : 6,5 - 8.
* Complexe de gadolinium de l'acide 1, 4, 7, 10 tétra-azacyclododécane N, N', N'', N''' tétra-acétique.
- 92 -
Le Projet Melimage
- Des tubes contenant des solutions avec des T1 variables. Ces tubes sont de petite
taille afin de constituer un objet de référence en T1 pour l’étude sur le petit animal du projet
MELIMAGE (série 2).
Nous avons fabriqué huit solutions (série 2 et série 1), de concentrations croissantes en
Dotarem®, afin de couvrir une large gamme de vitesses de relaxation longitudinale R1. Ces
vitesses sont estimées grâce aux vitesses de relaxation « R » du milieu (eau et agarose) et
grâce aux valeurs de relaxivités « r » de l’AC issues de la littérature, soit (pour un champ de
1.5 Tesla et une température de 20°C) :
-
pour l’eau pure un R1 proche de 0,4 s-1
-
pour le Dotarem un r1 de 3,5 s-1.mM-1 [178]
-
pour le gel d’agarose à 2 % un R1 additionnel de 0,300 s-1 [19]
Les vitesses de relaxation des protons de l’eau issues des différents mécanismes de relaxation
s’ajoutent. On trouve donc une vitesse de relaxation totale, Ritot, exprimée selon la relation :
Ritot = Rieau + (CDOTA * riDOTA ) + Riaga
Équation IV-1
Avec Rieau la vitesse de relaxation longitudinale de l’eau, CDOTA, la concentration de la
solution en Dotarem, riDOTA la constante de relaxivité du Dotarem et Riaga la vitesse de
relaxation de l’agarose (uniquement pour les tubes de la série 1).
Les tubes de la série 1 contiennent du Dotarem, de l’eau et de l’agarose. Ceux de la
série 2 contiennent seulement de l’eau et du Dotarem. En première approximation, on trouve
les valeurs prévisionnelles présentées dans le Tableau IV-1 pour les vitesses de relaxation des
différents fantômes.
Numéro
du
Fantôme
1
2
3
4
5
6
7
8
Concentration
en Dotarem
(mmol/L)
0,000
0,100
0,150
0,250
0,400
0,500
0,700
1,000
R1 (s-1)
Série 2
0,400
0,855
1,100
1,450
1,975
2,325
3,200
4,600
Tableau IV-1 : Valeurs prévues des vitesses de relaxation longitudinale
fantômes fabriqués.
- 93 -
Série 1
0,700
1,155
1,400
1,750
2,275
2,625
3,500
4,900
et transversale pour les différents
Le Projet Melimage
Nous avons déterminé la valeur des temps de relaxation longitudinale T1 de nos fantômes
avec les deux imageurs présentés en introduction de ce chapitre.
IV.B.1. 1. Mesure avec l’imageur 1,5 Tesla :
Pour les mesures avec l’imageur de 1,5 Tesla, nous avons utilisé les grands tubes, de la
série 1 équivalent tissu, et les tubes verts de la série 2 (voir le Tableau IV-1).
Afin de déterminer la valeur des temps de relaxation longitudinale T1 de nos fantômes, nous
avons réalisé 9 acquisitions successives avec une séquence d’écho de spin mono-coupe
(paragraphe III. C. 1) avec les paramètres suivants : FOV (champ de vue) = 230 cm x 230 cm,
matrice d’acquisition = 232 x 116, matrice de reconstruction = 256 x 256, 1 coupe de 5 mm,
TE = 10 ms et onze valeurs de TR, appliquées dans l’ordre décroissant comme suit : 4000,
3000, 2500, 2000, 1500, 1000, 800, 600, 400, 200 et 100 ms.
Le gain en réception a été fixé pour la première image obtenue avec la plus grande valeur de
TR, et la même valeur a été appliquée pour toute la série de mesure, en neutralisant la
procédure de réglage du gain de l’imageur. Les données ont ensuite été reconstruites (zéro
filling et transformée de Fourier TF), puis stockées sous format DICOM4.
IV.B.1. 2. Mesure avec l’imageur 4,7 Tesla :
Pour les mesures réalisées sur l’imageur Bruker de 4,7 Tesla, nous avons utilisé seulement
les 8 tubes de la série 2, moins volumineux.
Séquence Saturation Récupération en imagerie :
Les tubes ont été fixés 4 par 4 sur le support réservé à la sonde volumique « bird
cage ». Puis l’ensemble tubes-support a été placé au centre de la sonde, qui a elle-même été
installée dans l’imageur. La mesure des temps de relaxation a été réalisée comme
précédemment en faisant varier le TR d’une séquence d’écho de spin ayant les paramètres
suivants : FOV = 60 mm x 60 mm, TE = 7 ms, matrice = 128 x 128, impulsion RF1 = 90°
sinc7 (sinus cardinal sept lobes), impulsion RF2 = 180° non sélectif de 100 µs, 1 coupe de
3 mm.
- 94 -
Le Projet Melimage
Nous avons acquis les images avec des TR successifs de 3002, 2502, 2002, 1002, 802,602
et 402, 302, 202 et 102 ms. Les TR ont été choisis de façon à encadrer les valeurs de T1
prévus pour chacun des tubes (Tableau IV-1). Pour le tube 1, les valeurs de TR prises pour le
calcul du temps T1 vont de 3000 à 800 ms. De même pour les tubes 2, 3 et 4, seul les TR
compris entre 3000 et 200 ms ont été utilisés pour le calcul du T1.
Séquence Inversion Récupération en spectroscopie (paragraphe III.C.1. 1) :
Pour cette étude, les tubes ont été placés un à un dans l’antenne. La séquence est
constituée de :
-
deux impulsions RF, la première de 180° non sélective (100 µs) inverse
l’aimantation et au temps TI la deuxième de 90° est appliquée (FID)
-
un gradient de 20 mT/m d’amplitude appliqué pendant 0.5 ms.
Les TI s’échelonnent selon la gamme de valeurs suivantes : 1, 5, 10, 50, 100, 200, 500, 1000,
2000, 5000, 10000, 15000 ms.
IV.B.1. 3. Analyse des données :
Les données sont ensuite analysées selon deux méthodes différentes à l’aide de Matlab
(MathWorks, Natick, MA) et de Microsoft® Office Excel 2003 :
-
Programme A (Matlab) : à partir d’une image 3D (qui correspond à
l’assemblage des images 2D acquises pour les différentes valeurs de TR ou
de TI), un masque correspondant aux sections des tubes est créé sur les
coupes axiales. Le programme ajuste alors la fonction exponentielle du signal
décrit par l’Équation III-3 ou III-5 (SR ou IR) sur les points expérimentaux
correspondants aux différentes valeurs du signal trouvées dans le masque
pour déterminer la valeur du T1. L’utilisateur peut alors déterminer la valeur
du T1 en un point du masque ou pour une ROI.
-
Programme B (Matlab et Excel) : La moyenne et l’écart type des régions
d’intérêt (ROIs) correspondantes aux huit sections de tube sont calculés à
l’aide d’un programme implémenté sous Matlab. La valeur du T1 est alors
obtenue par ajustement (avec le solveur d’Excel) des valeurs théoriques
définies par l’Équation III-3 ou III-5 sur les valeurs mesurées.
- 95 -
Le Projet Melimage
Nous avons donc étudié la valeur des temps T1 pour différents fantômes, pour différents
champs magnétiques (1.5 T et 4.7 T) et pour deux programmes, qui permettent de déterminer
le T1, point par point (programme A), ou pour une ROI (programme B).
IV.B.1. 4. Résultats :
Le tableau de la Figure IV-3 présente les valeurs des temps T1 calculées avec les programmes
A et B pour les mesures réalisées à 1.5 T sur les tubes de la série 2. La graphique (Figure
IV-3. b) représente la distribution des résultats obtenus avec les deux programmes, sur un
diagramme Bland-Altman [179].
Programme A
T1
R1
moyen moyen
(ms)
(s-1)
1067 0,937
873 1,145
664 1,505
478
2,09
404 2,475
293 3,412
197 5,078
144 6,949
6,000
4,000
2,000
différence (A-B)
Programme B
concentration T1
R1
en Gd
moyen moyen
(mmol/L)
(ms)
(s-1)
0,10
1075 0,930
0,15
873 1,145
0,25
664 1,506
0,40
480 2,084
0,50
405 2,469
0,70
294 3,404
1,00
197 5,080
1,50
143 6,973
0,000
100
300
500
700
900
1100
-2,000
-4,000
-6,000
-8,000
-10,000
a.
moyenne
b.
Figure IV-3 : Récapitulatif des temps et vitesses de relaxation longitudinale obtenus avec les deux
programmes A et B pour un champ magnétique principal B0 de 1.5 Tesla pour les tubes de la série 2 (a.).
Les valeurs présentées sont des moyennes obtenues pour une ROI correspondante à la section des tubes
sur l’image de la coupe sélectionnée. Le graphique (b.) compare les programmes A et B selon l’outil de
comparaison Bland-Altman.
Le biais moyen entre les deux programmes d’analyse des données est de -1.27 ms. Les valeurs
de T1 issues des deux méthodes de calcul sont donc très proches. Il existe une plus grande
disparité pour les faibles concentrations d’AC avec un écart d’estimation des T1 de 8 ms entre
le programme A et B.
Des résultats similaires sont obtenus pour les mesures réalisées à 4.7 T avec la
séquence d’imagerie et celle de spectroscopie. On remarque aussi, une plus grande dispersion
des résultats entre les deux méthodes de calcul pour les faibles concentrations de Dotarem.
- 96 -
Le Projet Melimage
La Figure IV-4 ci-dessous présente les résultats obtenus pour les tubes avec différentes
concentrations en Dotarem pour deux valeurs de champ magnétique B0, 1,5 T et 4,7 T.
1.5 T
vitesse de relaxation R
1
( s -1)
8
7
4.7 T (IR spectro)
4,7 T SR ima
y = 4,4168x + 0,4093
R2 = 0,9962
6
5
4
3
y = 4,5028x + 0,4521
R2 = 0,9981
2
y = 4,1508x + 0,3784
R2 = 0,9601
1
0
0
0,5
1
1,5
concentration en Dotarem (m m ol/L)
Figure IV-4 : vitesse de relaxation longitudinale R1 en fonction de la concentration en Dotarem pour deux
champs magnétique B0 et pour deux méthodes de mesures : séquence spectroscopique d’inversion
récupération spectroscopique (IR spectro) et séquence d’imagerie saturation récupération à 4,7 T (SR
ima) et à 1,5 T (1.5T).
Les séquences de spectroscopie et d’imagerie utilisées à 4.7 Tesla donnent des résultats
assez similaires (différence maximale de 16 %). Les valeurs des vitesses de relaxation R1
diminuent en fonction du champ magnétique pour les solutions d’ions paramagnétiques. Les
faibles différences observées entre les mesures peuvent s’expliquer en partie par les
différences de température (pour le Dotarem la relaxivité r1 diminue avec la température et
avec l’intensité du champ magnétique; les mesures à 4.7 Tesla sont faites vers 12°C et celles à
1.5 T à 20°C).
La valeur moyenne de la relaxivité du dotarem r1, d’après la Figure IV-4 ci-dessus, est de
4,35 s-1.mmol-1 et la vitesse de relaxation moyenne de l’eau est de 0,41 s-1. Ces valeurs sont
différentes de celles trouvées dans la littérature (3.5 s-1.mmol-1 et 0.5 s-1 respectivement
[178]). Les tubes employés pour faire nos fantômes n’étaient pas parfaitement étanches. Nous
avons constaté plus tard, qu’entre la fabrication de nos fantômes et les mesures de vitesse de
relaxation R1, de l’eau s’était évaporée, conduisant à une sous-estimation de la concentration
réelle en Dotarem de nos fantômes (ceci explique la surestimation du r1).
Nous avons réalisé d’autres fantômes afin calculer la valeur exact de la relaxivité du Dotarem.
Les mesures des vitesses de relaxation R1 ont été réalisées dans un champ de 1.5 Tesla sur des
fantômes hermétiques contenant une solution de chlorure de sodium (0.9%) et de Dotarem
(concentrations croissantes voir Tableau IV-1). Après analyse des résultats, nous avons trouvé
- 97 -
Le Projet Melimage
une relaxivité r1du Dotarem de 3.53 s-1.mmol et une vitesse de relaxation R1 de 0.44 s-1 pour
la solution de NaCl dans l’eau. Ces valeurs sont identiques à celles de la littérature.
IV. B. 2 Mesure du T1 dans le cadre du protocole MELIMAGE:
Dans le cadre d’une application clinique, il est important de réduire au maximum le
temps d’acquisition des séquences, afin de réduire les artefacts dus aux mouvements
physiologiques du patient ou de l’animal. Comme nous l’avons vu au paragraphe III.C.1. 1,
l’acquisition de deux images d’écho de gradient est suffisante pour déterminer le T1 d’un
tissu. L’une des techniques rapide est basée sur l’acquisition de deux séquences d’écho de
gradient avec deux valeurs d’angles de bascule θ1 et θ2 différentes. Pour obtenir une mesure
précise du T1, il est indispensable de choisir correctement la valeur de ces deux angles, pour
une séquence donnée (avec un TR et un TE fixés). Les angles choisis doivent permettre de
maximiser le contraste dû au temps de relaxation T1 [180], et ne sont donc pas équivalents à
l’angle de Ernst. En plus de la détermination de ces deux angles, le temps d’acquisition doit
être optimisé, tout en veillant à ne pas trop réduire le SNR.
D’après Imran et al [58], il existe une fonction d’efficacité, qui permet de définir la meilleure
stratégie d’acquisition des valeurs de T1, en prenant en compte le SNR et le temps total
d’acquisition. Cette fonction d’efficacité dépend de l’erreur relative sur les T1 mesurés, σ T21 ,
due au bruit dans les pixels des images S1 et S2 et qui est définie par :
σ T2 =
1
S12 + S 22
 ∂S1
∂S 2 
 S 2 ∂T − S1 ∂T 

1
1 
2
.σ s2
Équation IV-2
Avec S1 et S2 les signaux acquis avec la même séquence d’écho de gradient et deux valeurs
d’angle θ1 et θ2 différentes. On considère que S1 et S2 ont la même constante de déviation due
au bruit σ s2 .
La propagation du bruit, pour cette méthode à deux points, peut alors être définie par la
fonction sans dimension NFT1, selon l’équation :
NFT1 =
σT
T1.σ s
1
Le SNR par unité de temps pour les images pondérées en T1 est de :
- 98 -
Équation IV-3
Le Projet Melimage
SNRT1 =
T1
σ T1 2.TR
Équation IV-4
Le facteur 2.TR reflète le fait, que les deux acquisitions moyennées (temps d’acquisition
multiplié par 2) améliorent le SNR par un facteur 2 .
La fonction d’efficacité est alors définie par :
F = NFT1 . 2.TR =
σT
. 2.TR
T1.σ s
1
Équation IV-5
En substituant l’Équation IV-2 dans l’équation précédente, on obtient la relation suivante :
2TR . S12 + S 22 1
F=
.
∂S
∂S
S 2 . 1 − S1. 2 T1
∂T1
∂T2
Équation IV-6
On trouve, après calcul des dérivées partielles, l’expression suivante :
F=
T1. 2
.
TR .E1 S .sin θ .
2
1
S12 + S 22
cos θ1 − 1
cos θ 2 − 1
− S1.sin θ 2 .
2
(1 − cos θ1.E1 )
(1 − cos θ 2 .E1 ) 2
Équation IV-7
Avec E1 = e −TR / T1
Les paramètres, pour la séquence d’écho de gradient, seront donc optimums lorsque la
fonction d’efficacité sera minimale.
Nous avons ensuite calculé différentes valeurs de T1, en fonction des angles et des TR choisis,
à partir du rapport des signaux des deux images d’écho de gradient pondérées en densité de
proton S1 et en T1 S2, soit:
Rthéo=
S1 (1 − E1 ).sin θ1 1 − cos θ1 .E1
=
S 2 (1 − E1 ).sin θ 2 1 − cos θ 2 .E1
Équation IV-8
A partir de cet abaque des valeurs de T1, nous avons donc calculé la fonction d’efficacité pour
différents couples d’angles et pour deux valeurs de TR (450 et 900 ms). Les résultats sont
présentés dans le Tableau IV-2.
- 99 -
Le Projet Melimage
T1
θ1
limites
θ2
limites
(ms) (en °) (±10% F) (en °) (±10% F)
400
41
(27-57)
130
(112-146)
500
39
(26-54)
128
(110-144)
600 36-37 (24-52) 124-126 (105-140)
700
35
(23-49)
124
(102-140)
800
33
(22-47)
120
(100-138)
900
32
(21-45)
118
(96-136)
1000
30
(20-43) 114-116 (94-134)
F
8,796
7,329
6,761
6,553
6,509
6,562
6,665
a.
θ1
(en °)
33
30
28
26
25
23
Limites
(±10% F)
(22-37)
(20-43)
(18-41)
(17-37)
(16-35)
(15-33)
θ2
(en °)
120
116
110
106
104
100
limites
(±10% F)
(100-138)
(94-134)
(80-132)
(86-128)
(82-126)
(78-122)
F
4,602
4,713
4,915
5,152
5,942
5,651
22
(15-32)
98
(76-120)
5,899
.
Tableau IV-2 : valeur de la fonction d’efficacité pour différents couples d’angles et différentes valeurs de
T1 pour un TR de 900 ms (a.) et de 450ms (b.), respectivement.
Le facteur de sensibilité sur la gamme des T1 de 400 ms à 1000 ms est meilleur (c'est-à-dire
plus faible) pour un TR de 450 ms que pour un TR de 900 ms. Pour un TR de 450 ms, le
facteur de sensibilité pour la mesure du T1 est inférieur à 5 pour le couple d’angle de l’ordre
de 20° et 90°. Le couple 20°/120° ne peut pas être utilisé pour des raisons techniques,
puisqu’il est impossible de réaliser un angle de 120° avec l’imageur Philips.
Pour le projet Melimage, nous avons choisi de mesurer le T1 de nos tissus avec deux
séquences d’écho de gradient (DP20 et DP60), ayant un TR de 900 ms et deux angles de 20°
et 60°. La fonction d’efficacité, pour des T1 s’échelonnant de 0.34 s à 2.09 s (gamme de
variations dans les tissus tumoraux) est comprise entre 46 et 11,28.
Comme ces valeurs d’angles ne sont pas optimales, nous avons vérifié que les valeurs
de T1 obtenues avec ces deux images d’écho de gradient (20° et 60°) pour les tubes 1, 2 et 4
de la série 2, définis dans le paragraphe précédent, étaient correctes. Les 3 tubes ont été placés
sur un fantôme de plexiglas, afin de simuler la charge correspondante à celle du patient dans
l’antenne corps de l’aimant. La sonde de surface de diamètre 47 mm était placée dans l’axe de
l’aimant, au contact des trois fantômes. Nous avons tout d’abord réalisé une séquence d’écho
de gradient avec un angle de 60°, puis le gain en réception de l’imageur a été bloqué, et la
séquence avec un angle de 20° a alors été acquise (cf Annexe II : Protocole microbulle).
Les valeurs de T1 obtenues lors de ces mesures sont répertoriées dans le Tableau IV-3 cidessous et elles sont comparées aux valeurs de références obtenues précédemment (Figure
IV-3).
- 100 -
b.
Le Projet Melimage
N° tube
T1 (ms)
référence
T1 (ms)
DP20/DP60
Ecart par rapport
à la référence (%)
1
1070
1115
4,036
2
873
834
-4,688
4
479
519
Tableau IV-3 : Tableau des valeurs de T1 calculées avec :
7,707
Une séquence saturation récupération dont les valeurs de TR s’échelonnent de 4000 à 200 ms (T1 de
référence) et avec deux séquences d’écho de gradient DP20 et DP60, avec deux angles de bascule de 20° et
60° respectivement et un TR de 900ms.
Les valeurs de T1 obtenues avec les deux séquences d’écho de gradient présentent une
erreur de l’ordre de 5% par rapport aux valeurs de référence. Ces résultats montrent que la
technique choisie pour mesurer le T1 des tissus est correcte.
Comme nous avons finalement choisi de réaliser le protocole Melimage sur 8 souris,
ces mesures ont aussi été réalisées sans le fantôme de plexiglas. Les valeurs de T1 mesurées
sont alors nettement plus éloignées des valeurs de références, surtout pour les faibles
concentrations de Dotarem, avec des erreurs comprises entre 1 et 30 % pour toute la gamme
de fantôme (Tableau IV-1, série 2). Ceci pourrait être relié à une moins bonne efficacité du
découplage entre les sondes émettrice et réceptrice, quand la sonde « corps entier » est très
peu chargée.
IV. B. 3 Etude préliminaire sur Souris:
Une étude préliminaire, avant l’examen des patients, a été réalisée sur 5 souris
porteuses de tumeurs identiques à celles utilisées pour l’examen final (cf paragraphe IV. C).
Cette étude a permis de modifier différents aspects du protocole prévu initialement :
-
l’injection de AC a finalement été réalisée dans le sinus rétro-orbitaire.
-
Le temps d’acquisition de chaque image dynamique a été réduit, passant de
6 s à 3 s.
-
L’acquisition dynamique a été prolongée afin de mieux étudier la phase
d’élimination de l’AC.
-
L’IRM de diffusion s’est avérée très décevante sur les tumeurs greffées à
cause des distorsions géométriques importantes en EPI aux interfaces airtissus.
- 101 -
Le Projet Melimage
IV. B. 4 Etude préliminaire sur volontaire sain :
Une autre étude préliminaire a été réalisée sur un volontaire sain. Durant ce travail
nous avons vérifié le positionnement des bandes de saturation, afin d’éliminer le signal
provenant des vaisseaux sanguins proches de la lésion. Les artères créent des artefacts de flux
sur les images. Leurs signaux doivent donc être correctement éliminés.
De plus, nous souhaitions avoir accès au rehaussement d’une grosse artère proche du
ganglion. Nous avons donc testé l’injection successive de deux concentrations différentes de
Dotarem :
-
première injection identique à celle réalisée pour l’étude du tissu tumoral :
14 ml de Dotarem pur avec une concentration de 0.1 mmol/L (pour 70 kg),
suivi de 20 ml de sérum physiologique
-
deuxième injection pour l’étude de l’AIF : 14 mL de Dotarem dilué avec une
concentration de 0.033 mmol/L (pour 70 kg), suivi de 20 ml de sérum
physiologique.
-
nous avons réalisé la mesure de l’AIF avec une résolution spatiale plus basse
afin de diminuer le TE de la séquence (réduction des déphasages du sang
artériel)
IV. B. 5 Etude sur patient:
Le projet devait inclure l’examen de 20 patients, mais pour différentes raisons, seuls
trois patients ont finalement participé à cette étude, et le premier n’a pas eu un examen IRM
complet (défaillance de la sonde réceptrice). En effet, l’autorisation complète d’examiner les
patients n’a été obtenue que le 13 mars 2008 (le projet initial avait été défini en janvier 2007
et devait durer 2 ans). De plus, les patients devaient accepter un protocole lourd (deux lieux
distinct d’examens en 3 jours) et sans bénéfice direct pour eux. A la fin de l’étude, un
protocole thérapeutique leur était proposé en alternative, réduisant ainsi le recrutement.
Les images anatomiques, les images du rehaussement dynamique après l’injection d’un AC et
les images pondérées en T1 (séquence d’écho de gradient avec un angle de 60°) sont
présentées sur la Figure IV-5. Le rehaussement relatif de l’artère et du ganglion sont
représentés sur la Figure IV-6 (cf Annexe I : Protocole Melimage pour le détail des
séquences).
- 102 -
Le Projet Melimage
a
b
c
Figure IV-5 : coupes axiales anatomique (a.), du rehaussement dynamique après injection d’AC (b.) et
pondérée en T1 avec un angle de 60° (c.), acquises au niveau du plus grand axe de la lésion (ganglion),
pour un patient étudié dans le cadre du protocole Melimage.
Les triangles blancs montrent le ganglion tumoral, la croix blanche l’artère présente à côté du ganglion et
la flèche blanche le fantôme témoin.
Les images anatomiques permettent de distinguer différents tissus à l’intérieur du
ganglion (zones hyperintenses au milieu du ganglion). Sur les coupes dynamiques, on observe
1,8
0,9
1,6
0,8
1,4
0,7
rehaussement (u.a)
rehaussement (u.a)
un rehaussement du signal du ganglion et de l’artère, après l’injection de l’AC.
1,2
1
0,8
0,6
0,4
0,2
200
400
temps (s)
600
0,5
0,4
0,3
0,2
0,1
0
-0,1 0
0
-0,2 0
0,6
800
a.
500
tem ps (s)
1000
b.
Figure IV-6 : fonction d’entrée artérielle (a.) mesurée dans l’artère proche du ganglion (croix sur la figure
précédente) et rehaussement du signal mesuré pour une ROI tracée sur le ganglion (b.) d’un patient.
La courbe rouge sur le graphique « a » représente l’ajustement obtenu avec le signal théorique de l’AIF
décrit par la somme d’une double exponentielle (paragraphe III. C. 3).
La fonction d’entrée artérielle présente un rehaussement important et rapide après
l’injection de l’AC, suivi d’une première décroissance rapide décrivant la fin du premier
passage de l’AC, puis d’une deuxième décroissance plus lente décrivant l’élimination de l’AC
par le rein. Le rehaussement du ganglion est moins important que celui de l’artère (environ 2
fois plus petit). La décroissance du signal est lente après l’injection de l’AC, traduisant une
lente élimination de ce dernier.
- 103 -
Le Projet Melimage
Au vu de toutes ces difficultés, nous avons donc choisi, pour valider la démarche
multi-modalités, de réaliser une étude sur un lot de huit souris, en intégrant toutes les
améliorations méthodologiques que nous avions mises au point.
IV. C LE PROJET MELIMAGE SUR TUMEURS GREFFEES:
IV. C. 1 Matériels et méthodes:
IV.C.1. 1. Animaux :
Huit souris athymiques swiss nude porteuses de xénogreffes de mélanome humain
B16F10 ont été examinées lors de cette étude. Les images ont été acquises entre le 10ième et le
11ième jour après la greffe tumorale, avec des volumes tumoraux de 0.2 à 0.9 cm3.
Lors des mesures échographiques, les souris étaient endormies sous anesthésie gazeuse avec
de l’Isoflurane (1,5% vol/ vol dans 1l/min d’air), tandis que pour les mesures par IRM, elles
étaient endormies sous anesthésie chimique avec une injection intra-péritonéale d’un mélange
de kétamine/ xylazine (avec 10 mg/ml de chaque produit) à une dose de 5 µl/g.
Comme la croissance tumorale de ce type de tumeur est rapide, toutes les images ont
été acquises le même jour, et les souris ont été sacrifiées à la fin du deuxième examen, afin de
réaliser l’examen pathologique et histologique.
Afin de replacer identiquement les souris lors des deux modalités d’imagerie (US et
IRM), un moule dédié a été fabriqué (Figure IV-7). La technique de fabrication de ce moule
repose sur une technique décrite par Albano et al [181], utilisée pour des moules
gynécologiques en curiethérapie. Un marqueur (capillaire) fixé sur le moule a servi de
référence pour le placement identique de la coupe centrale étudiée par les deux examens.
Figure IV-7 : Moule en silicone pour le recalage des images US et IRM pour les acquisitions sur souris.
- 104 -
Le Projet Melimage
IV.C.1. 2. Acquisition échographique :
Les données échographiques ont été acquises à l’Institut Gustave Roussy par l’équipe
dirigée par N. Lassau, selon des protocoles décrit par Lavisse et al [182] et Lamuraglia et al
[183]. Les images échographiques ont été acquises à l’aide d’un appareil dédié Toshiba
Applio et d’une sonde de 7/14 MHz (anatomie/dynamique respectivement) pour l’acquisition
des données.
Les images de perfusion ont été acquises avec le mode VRI de Toshiba (Vascular Recogniton
Imaging) qui permet l’acquisition d’une image toutes les 200 µs. Pour obtenir une acquisition
axiale parfaite, la sonde échographique a été fixée sur un bras mécanique guidé par un
système motorisé micrométrique, comme décrit par la Figure IV-8. Les acquisitions sont donc
reproductibles et non dépendantes de l’utilisateur.
La position initiale de la séquence de perfusion 2D a toujours été définie à partir du marqueur
de référence du moule. Pour chaque souris, l’antenne a été placée au niveau de la plus large
section tumorale. Pour maximiser le contact entre la sonde et la tumeur d’une part et pour
minimiser la déformation du tissu due aux pressions mécaniques d’autre part, une grande
quantité de gel échographique a été placée entre la sonde et la tumeur.
Figure IV-8 : schéma du montage de la sonde échographique afin de réaliser une coupe strictement axiale
et reproductible de la tumeur.
IV.C.1. 3. IRM :
Les souris ont été replacées dans le moule de contention. Une antenne de surface de
diamètre 47 mm (uniquement réceptrice) a été positionnée sur la tumeur et le dos des souris,
en évitant le contact direct avec l’antenne qui pourrait diminuer la perfusion tumorale. Le
- 105 -
Le Projet Melimage
centrage de la souris a été réalisé à l’aide des lasers de l’imageur et le zéro a été placé sur le
repère du moule.
Dans un premier temps, nous avons réalisé un repérage sagittal (TR/TE = 500 ms/8.6 ms)
pour déterminer le centre de la tumeur. Puis des images anatomiques de haute résolution ont
été acquises avec une séquence spin écho : TR/TE = 500 ms/9.5 ms, FOV = 40 mm x 40 mm,
matrice de reconstruction = 256 x 256, nombre d’excitation = 2, nombre de coupe = 21,
épaisseur de coupe = 2 mm, Temps d’Acquisition (TA) = 6.24 min.
La coupe axiale correspondant à la plus large section tumorale est alors choisie pour être
étudiée par des mesures de perfusion et de diffusion (normalement elle correspond à celle
repérée en échographie).
Afin de déterminer la valeur du T1 des tissus, deux acquisitions de la même coupe ont
été réalisées avec deux angles de 20° (DP20) et 60° (DP60) et les paramètres suivants :
TR/TE = 900 ms/4.3 ms, FOV = 80 mm x 41.3 mm, matrice d’acquisition = 256 x 61, 1 coupe
de 3 mm, TA = 56.7 s (soit 2 minutes d’acquisition pour les deux images)
L’acquisition dynamique est alors réalisée avec une séquence d’écho de gradient
rapide
définies
par
les
paramètres
:
TR/TE = 50 ms/4.53 ms,
angle =
80°,
FOV = 80 mm x 41.3 mm, matrice d’acquisition = 236 x 61, 1 coupe de 3 mm. 300 images
sont acquises toutes les 3 secondes et l’injection de l’AC (Dotarem) est réalisée 30 secondes
après le début de l’acquisition dynamique. Cent µL (pour une souris de 30 g) d’une solution
d’AC diluée à un dixième dans du NaCl sont injectés dans le sinus rétro-orbitaire. La dose
injectée est de 0.2 mM/kg.
Les données ont ensuite été analysées à l’aide d’un programme Matlab fournissant une
estimation des paramètres semi-quantitatifs et quantitatifs de la perfusion tumorale, que nous
détaillerons plus loin (paragraphe IV.C.1. 5).
IV.C.1. 4. Anatomopathologie et numérisation de coupes :
L’étude histologique a été réalisée par l’équipe de J. Bosc à l’IGR. Une fois sacrifiée,
chaque tumeur a été excisée et découpée en coupes fines. Pour ce faire, la tumeur a été fixée
au formol et découpée en tranches de l’ordre du centimètre (Figure IV-9). Chaque bloc ainsi
obtenu a été répertorié et traité comme suit : coupe au microtome de 5 µm et révélation HES
(Hematoxyline-Eosine-Safran) pour une coupe sur 20. Une sélection de ces lames a ensuite
été réalisée par le pathologiste de l’étude pour la révélation de l’anticorps CD34, marqueur de
l’endothélium des vaisseaux.
- 106 -
Le Projet Melimage
Figure IV-9 : découpe de la pièce histologique
Cette méthode est apparue comme la plus robuste pour échantillonner la pièce opératoire,
compte tenu des difficultés techniques que cela pose. Nous avons ensuite numérisé un grand
nombre de lames sur un scanner « Aperio », à grossissement x 20 grâce à la collaboration de
la société Tribvn. Un exemple de marquage au CD34 est donné ci-dessous (Figure IV-10).
Figure IV-10 : Coupes histologiques d’une tumeur marquées au CD34 (coloration en bleu turquoise des
vaisseaux sanguins) à différentes résolutions.
IV.C.1. 5. Analyse des image IRM
Programme Epita :
Le laboratoire de recherche et de développement de l’EPITA (Ecole Pour
l’Informatique et les Technique Avancées) a débuté une collaboration en traitement d’images
avec l’UPRES 4040 en 2008, et a développé, pour le projet Melimage, un programme de
segmentation des images anatomiques mais aussi dynamiques (2D+t).
Ce programme permet de sélectionner des régions selon leur ressemblance tissulaire pour les
séquences anatomiques, ou selon leur similitude de courbe de rehaussement au passage d’un
AC pour les séquences dynamiques.
- 107 -
Le Projet Melimage
Figure IV-11 : exemple de segmentation obtenue avec le programme EPITA, pour une acquisition
dynamique en IRM (2D+t). Chaque couleur correspond une forme de courbe de rehaussement du signal
en fonction du temps (les couleurs sont aléatoires).
Le programme ci dessus s’inscrit dans l’optique de choisir les régions selon plusieurs
méthodes afin d’extraire les variables fonctionnelles des images dynamiques.
Paramètres semi-quantitatifs :
Dans un premier temps, nous avons développé un programme, que nous appellerons « P1 »,
(sous Matlab) permettant de déterminer les paramètres semi-quantitatifs de la cinétique de
distribution de l’AC. Ce programme permet d’obtenir les cartes des paramètres suivants :
-
Le rehaussement relatif décrit par l’équation suivante :
∆S =
St − S 0
S0
Équation IV-9
Avec St le signal au temps t après l’injection de l’AC et S0 le signal avant l’injection de l’AC.
L’utilisation du rehaussement relatif nous affranchit des variations de sensibilité de la sonde.
-
la pente normalisée : elle est définie entre les valeurs correspondantes à 10 %
et 90 % du rehaussement maximal du signal, selon l’équation suivante :
pente =
0.8 × S max
/ S0
t90 − t10
Équation IV-10
Avec Smax la valeur du rehaussement maximal, t90 et t10 les temps où le rehaussement est égal
à 90 % et 10 % de la valeur maximale, respectivement et S0 le signal de base acquis avant
l’injection de l’agent de contraste.
-
Le temps où le rehaussement est maximal (Tmax)
-
L’aire sous la courbe (AUC) normalisée
- 108 -
Le Projet Melimage
Paramètres quantitatifs :
Méthode 1
Méthode 2
Calcul des cartes de T1 et S0
Calcul du Rehaussement
du signal
Conversion du rehaussement du
signal en concentration
A : calcul individuel des
paramètres ai et mi de l’AIF
pour l’artère proche de la
tumeur
algorithme
d’ajustement
avec
une
fonction bi-exponentielle
B : les paramètres ai et mi
sont issus des données de la
littérature ; les paramètres
sont communs à toutes les
souris du groupe
Calcul des paramètres cinétiques : Ktrans, ve et vp
Calcul individuel des
paramètres ai et mi de
l’AIF pour l’artère proche
de la tumeur algorithme
d’ajustement avec une
fonction bi-exponentielle
Calcul des paramètres
cinétiques : Ktrans, ve et
vp
Figure IV-12 : Organigramme représentant les différentes phases de calcul (méthodes 1 et 2) pour
déterminer les paramètres pharmacocinétiques des huit souris examinées.
Dans un deuxième temps, les images dynamiques ont été analysées afin d’obtenir des
paramètres quantitatifs de la cinétique de l’AC à travers la tumeur. Deux méthodes ont été
employées pour calculer ces paramètres (Figure IV-12).
Méthode 1 :
Nous allons détailler ici les différentes phases de calcul de la méthode 1 présentée sur
la Figure IV-12.
A partir des signaux des deux images d’écho de gradient DP20 et DP60, et de leur rapport
théorique « Rthéo », nous avons implémenté un programme permettant de calculer les cartes de
T1 et du signal initial S0 des tissus (cf paragraphe III.C.1. 1). Avec un abaque calculé pour des
valeurs de T1 s’échelonnant de 0.34 à 2.09 s (soit une fonction d’efficacité comprise entre 46
et 11, voir le paragraphe IV. B. 2), on trouve que le T10 initial du tissu (avant l’injection de
l’AC) dépend de Rthéo suivant l’équation :
T10 = 16, 764.( Rthéo )3 − 27, 633.( Rthéo )2 + 21,162.( Rthéo ) − 4.771
- 109 -
Équation IV-11
Le Projet Melimage
A partir de cette valeur de T1 le signal S0 est calculé par l’équation suivante :
S DP 60 1 − cos θ .e−TR / T1
S0 =
.
sin θ
1 − e −TR / T1
Équation IV-12
Un deuxième programme permet, à l’aide du T1 initial et du S0, de calculer les paramètres du
modèle pharmacocinétique décrit par Tofts (ou Kety étendu) : Ktrans, ve et vp (paragraphe
III.C.2. 2). Notre modèle considère que Ktrans est influencé par la perméabilité et la perfusion
comme le décrit l’Équation III-8.
Dans un premier temps le rehaussement du signal, est converti en concentration. En effet,
comme nous l’avons vu au paragraphe III.C.2. 2 , le signal de la séquence dynamique peut
s’écrire selon l’Équation III-7. A partir de cette équation on peut en déduire la valeur de la
vitesse de relaxation longitudinale R1 des tissus, qui s’écrit :


S (t ) − sin(θ ).S0
R1 = − ln 
 / TR
θ
θ
S
(
t
).cos(
)
−
sin(
).
S

0 
Équation IV-13
La variation de R1 au passage de l’AC vaut : R1 (t ) = R10 + r1 * C (t ) , comme nous l’avons déjà
vu au paragraphe II. B. 2 .La concentration en Dotarem du tissu, en fonction du signal de
RMN, est estimée selon l’équation suivante :
 S (t ) − sin θ .S0 
− ln 
 / TR − R10
S
t
−
S
(
).cos
sin
.
θ
θ
0 

C (t ) =
r1
Équation IV-14
Les concentrations tissulaires théoriques « Ct » définies par l’Équation III-21 sont ajustées,
avec l’algorithme de Levenbergt-Marquadt, sur les concentrations tissulaires mesurées et
définies par l’Équation IV-14 ci dessus.
Un affichage interactif permet de valider visuellement la qualité de l’ajustement. Les valeurs
moyennes des trois paramètres pharmacocinétiques sont calculées pour la ROI analysée.
Comme le T1 et le S0 ne sont définis correctement que pour des valeurs de T1 comprises entre
0.34 s et 2.09 s, tous les paramètres pharmacocinétiques obtenus pour des valeurs de T1 en
dehors de cette gamme sont exclus des moyennes calculées. De plus, tous les ajustements
ayant une erreur supérieure à 0.01 sont aussi exclus des résultats. Enfin, Ktrans, ve et vp doivent
être compris dans une gamme de valeurs physiologiquement plausibles, qui est de :
-
0 < Ktrans < 0.01 s-1
-
0 < ve,vp < 1 L/ kg
- 110 -
Le Projet Melimage
Toutes les valeurs en dehors de ces gammes sont aussi exclues des résultats.
Le modèle de Kety étendu nécessite l’utilisation d’une fonction d’entrée artérielle
(AIF). Nous avons utilisé deux méthodes pour définir cette fonction :
-
Méthode 1-A : Les paramètres ai et mi de l’AIF sont estimés à partir de la
concentration plasmatique « Cp » de l’aorte située à proximité de la tumeur
(tout près du rein). A l’aide du solveur d’Excel, la courbe théorique de la
concentration en AC de l’aorte (cf Équation III-30) est ajustée sur les points
expérimentaux. On obtient alors des paramètres, ai et mi, spécifiques pour
chaque souris.
-
Méthode 1-B : Pour toutes les souris les cartes des paramètres quantitatifs
sont aussi calculées à partir de paramètres collectifs ai et mi définis dans la
littérature, par Gaustad et al [74] soit : a1= 12,75 kg/L, a2 = 6 kg/L,
m1=0.08 s-1 et m2 = 0.001 s-1
Méthode 2 :
La méthode 2 (cf Figure IV-11) permet d’estimer les paramètres pharmacocinétiques, à partir
du rehaussement relatif des tissus, et non à partir de la concentration tissulaire en AC
(méthode 1) [107], selon l’équation suivante :
S (t ) − S0
≈ T10 (t ).r1 (t ).C (t )
S0
Équation IV-15
Si l’on considère que les concentrations in vivo en AC sont faibles, alors le rehaussement du
signal est relié linéairement aux changements de concentration en AC.
Les paramètres pharmacocinétique P’ sont alors dépendants du T10 initial des tissus (c'est-àdire avant l’injection de l’AC) et de la relaxivité r1 du tissu, selon l’équation suivante :
P ' = P.(T 10 .r1 )
Équation IV-16
P les paramètres pharmacocinétiques (Ktrans, ve et vp) indépendant de T10 et r1.
Dans notre calcul, nous avons supposé que les variations du produit T10*r1 entre le sang et la
tumeur étaient négligeables, ce qui nous permet de d’écrire que P’≈P.
Les paramètres, ai et mi, définissant l’AIF ont été calculés pour chaque souris à partir du
rehaussement relatif du signal de la ROI de l’artère.
- 111 -
Le Projet Melimage
IV. C. 2 Résultats :
Une image de la coupe anatomique, hautement résolue, correspondant au plus grand
axe de la tumeur (similaire à la coupe choisie en échographie), une image de la séquence
d’écho de gradient acquise avec un angle de 60° (DP60) et deux images de l’acquisition
dynamique sont présentées sur la Figure IV-13 ci-après.
a.
b.
c.
d.
Figure IV-13 : coupes axiales, passant par le plus grand axe de la tumeur, d’une séquence anatomique
hautement résolue (a), d’une séquence d’écho de gradient avec un angle de 60° (b.) et d’une séquence
dynamique pondérée en T1 avant (c.) et après (d.) l’injection d’un agent de contraste.
Les triangles blancs représentent la tumeur, la croix blanche le tube témoin, et la flèche blanche l’aorte
rehaussée au passage de l’agent de contraste. La tumeur est bien délimitée sur les 4 images.
Paramètres semi-quantitatifs
A l’aide du programme Epita, chaque tumeur a été découpée en une ou plusieurs
régions selon le rehaussement du signal au passage de l’AC. La figure ci-dessous montre les
courbes du rehaussement du signal tumoral, obtenues pour une partie des régions délimitées
par le programme EPITA et pour les huit souris examinées.
- 112 -
Le Projet Melimage
roi1
tumtot
roi4
115
155
155
135
135
rehaussem ent (% )
115
95
75
55
35
15
95
75
55
35
roi2
roi3
15
roi6
tumtot
-5
0
roi3
roi6
roi4
tumtot
155
roi5
115
95
75
55
55
35
0 temps (s)
b
roi2
tumtot
155
roi3
135
115
95
75
55
35
35
15
15
0 temps (s)
roi1
roi6
tumtot
155
135
0
500
d
roi5
roi7
rehaussement (%)
75
55
35
roi1
roi3
roi2
roi4
115
95
75
55
35
0 temps (s)
e
roi1
roi6
tum tot
135
95
c
-5
500
temps (s)
155
115
500
15
-5
-5
rehaussement (%)
500
roi1
roi5
135
rehaussement (%)
rehaussement (%)
135
75
-5
0 tem ps (s)
a
95
15
-5
500
tem ps (s)
155
roi5
tum
115
rehaussement (%)
rehaussement (%)
135
rehaussem ent (% )
155
500
f
roi4
roi8
115
15
95
75
55
35
15
-5
0 temps (s)
500
-5
g
0
temps (s)
500
h
Figure IV-14 : courbes du rehaussement relatif du signal (en %), pour différentes régions dans les
tumeurs des huit souris examinées (souris 1 (a.), souris 2 (b.)…), définies à l’aide du programme
implémenté par l’EPITA.
Mise à part la tumeur de la souris 3, qui est très homogène (une seule région de
rehaussement segmentée par le programme EPITA), le rehaussement du signal tumoral est
hétérogène pour les sept autres tumeurs, avec quatre à onze régions de cinétiques différentes.
Le rehaussement maximal du signal tumoral des souris 1 et 5 est faible (55% maximum)
comparé à celui des six autres souris (entre 95 et 155 %).
Avec le premier programme P1, nous avons calculé les cartes de l’AUC, de la pente,
du rehaussement relatif et du Tmax, pour ces huit tumeurs. Les cartes obtenues sont présentées
dans la Figure IV-15 ci-dessous.
- 113 -
Le Projet Melimage
AUC
AUC
Pente
Pente
Rehaussement
Rehaussement
Tmax
AUC
Tmax
Pente
Rehaussement
Tmax
B
A
Figure IV-15 : Cartes de l’AUC (colonnes 1 A et B), de la pente (colonnes 2 A et B), du rehaussement
(colonnes 3 A et B) et du temps maximum (colonnes 4 A et B) de la tumeur pour chacune des huit souris.
Les 4 premières souris sont sur la figure A (1ère ligne =souris 1, 2ème ligne = souris 2 …) et les 4 dernières
souris sont sur la figure B (1ère ligne =souris 5, 2ème ligne = souris 6 …).
Les cartes de l’AUC et du rehaussement relatif sont peu contrastées. Au contraire, les
cartes de la pente et du Tmax montrent différentes régions au sein des
tumeurs, avec
notamment une différence de réponse entre les régions périphériques et les régions centrales
des tumeurs.
Les paramètres quantitatifs
La Figure IV-16 montre, les courbes de la concentration plasmatique, Cp, en AC et
celle du rehaussement relatif du signal, ainsi que les courbes ajustées correspondantes, pour la
ROI tracée dans l’aorte d’une souris. La Figure IV-17, montre les cartes du temps T1 et du
signal S0 obtenues pour la même souris.
- 114 -
Le Projet Melimage
AIF
ajus tement
3,00
AIF
ajustement
2,50
2,000
Rehaussement(%)
Concentration plasmatique
2,500
1,500
1,000
0,500
2,00
1,50
1,00
0,50
0,00
0,000
-20
500
0
tem ps (s)
a
500
tem ps ( s )
b
Figure IV-16 : courbes de la concentration plasmatique (a) et du rehaussement relatif mesurées sur
l’aorte d’une souris (en noir) et les courbes ajustées selon un modèle bi-exponentiel (en rouge) en fonction
du temps.
La courbe de l’AIF ajustée sur la concentration plasmatique (méthode 1-A) et celle de
l’AIF ajustée sur le rehaussement du signal plasmatique (méthode 1-B) ne sont pas identiques
et fournissent donc des valeurs différentes de ai et mi.
a.
b
Figure IV-17 : cartes de T1 (a.) et de S0 (b.) obtenues pour la première des huit souris examinées.
La carte de S0 présente un gradient de signal due à l’utilisation d’une sonde de surface (signal plus
important à proximité de la sonde). La carte de T1 est insensible à ce phénomène.
La carte de T1 (Figure IV-17. a) montre que les valeurs de T1 sont différentes selon les
tissus. On distingue au sein même de la tumeur une hétérogénéité des tissus, avec une zone
centrale plus rehaussée. La carte de S0 (Figure IV-17. b) montre que seuls quelques points
sont éliminés du calcul en réduisant la gamme des valeurs de T1 de 0.34 s à 2.09 s.
Méthode 1-A :
La concentration plasmatique de la région artérielle proche de la tumeur a été calculée
pour seulement 4 des 8 souris examinées. Les valeurs des coefficients, ai et mi, définissant
l’AIF, ainsi que les valeurs moyennes tumorales des paramètres pharmacocinétiques, sont
présentées dans le Tableau IV-4 ci-dessous.
- 115 -
Le Projet Melimage
souris 1
souris 3
souris 4
souris 5
a1
m1
(kg/L)
(s-1)
5,3
0,08
5,7
0,13
8,3
0,05
26,7
0,07
Tableau IV-4 :
a2
(kg/L)
5
4,08
6
20,3
valeurs
Nombre de
m2
pixels de la
(s-1)
tumeur
0,001
749
0,001
290
0,002
797
0,002
850
estimées des paramètres
Nombre pixels
vp
Nombre pixels
Ktrans
Nombre pixels
ve
(s-1)
calculés
(L/kg)
calculés
calculés
(L/kg)
0.00244
743
0.406
653
0.025
746
0.00544
286
0.397
270
0.021
289
0.00388
788
0.616
596
0.005
797
0.00126
848
0.199
810
0.004
848
ai et mi de l’AIF pour une région artérielle proche de la
tumeur et valeur moyenne des paramètres pharmacocinétiques estimées sur la totalité de la tumeur
(méthode 1-A).
Le nombre total de pixel de la ROI correspondant à la tumeur et ceux pour lesquels les paramètres ont pu
êtres calculé sont aussi mentionnés.
Tout d’abord il faut noter que les valeurs de ai et mi sont différentes d’une souris à
l’autre. Elles sont aussi différentes des valeurs de la littérature que nous avons choisies pour la
méthode B (a1= 12,75 kg/L, a2 = 6 kg/L, m1=0.08 s-1 et m2 = 0.001 s-1). Peu de pixels sont
exclus du calcul des valeurs de Ktrans et de vp (1% des pixels sont exclus en moyenne). Par
contre, jusqu’à 25% des pixels peuvent être exclus du calcul de ve (valeurs non
physiologiques).
Méthode 1-B :
Nous avons calculé les valeurs moyennes des paramètres pharmacocinétiques de la
région tumorale pour chacune des huit souris selon la méthode 1-B définie précédemment.
Les résultats obtenus sont présentés dans le Tableau IV-5 ci-dessous.
Souris 1 *
Souris 2
Souris 3 *
Souris 4 *
Souris 5 *
Souris 6
souris 7
Souris 8
m1
ve
a1
a2
m2
Nombre de pixel
Ktrans
Nombre
Nombre pixels
vp
Nombre pixels
(kg/L) (s-1)
(kg/L)
(s-1)
de la tumeur
(s-1)
pixels calculés (L/kg)
calculés
(L/kg)
calculés
12.75
0.08
6
0.001
749
0,00187
740
0,334
666
0,011
740
12.75
0.08
6
0.001
357
0,00579
307
0,634
295
0,016
357
12.75
0.08
6
0.001
290
0,00296
290
0,292
282
0,005
290
12.75
0.08
6
0.001
797
0,0043
777
0,549
685
0,003
794
12.75
0.08
6
0.001
850
0,00452
831
0,397
820
0,003
847
12.75
0.08
6
0.001
687
0,00391
660
0,516
528
0,019
683
12.75
0.08
6
0.001
853
0,00384
815
0,557
705
0,005
851
12.75
0.08
6
0.001
705
0,00295
644
0,422
602
0,014
662
Tableau IV-5 : valeurs moyennes des paramètres pharmacocinétiques calculés sur la totalité de la tumeur
(méthode 1-B).
Pour rappel, les valeurs des coefficients de l’AIF sont réexprimés ici. Le nombre total de pixel de la ROI
correspondant à la tumeur et ceux pour lesquels les paramètres ont pus être calculés sont aussi
mentionnés. * correspond aux souris pour lesquelles les paramètres ont été calculés avec la méthode 1-A.
- 116 -
Le Projet Melimage
Les valeurs des paramètres obtenues avec la méthode 1-B sont différentes de celles obtenues
avec la méthode 1-A pour les souris 1, 3, 4 et 5. Le nombre de pixels calculé sur les cartes de
Ktrans et vp est plus important avec la méthode 1-A qu’avec la méthode 1-B. Par contre, le
nombre de pixel calculé sur la carte de ve est plus important avec la méthode 1-B qu’avec la
méthode 1-A.
Méthode 2 :
Avec la dernière méthode de calcul (méthode 2) des paramètres définis précédemment
(Figure IV-12), nous avons estimés les valeurs des coefficients ai et mi qui décrivent l’AIF de
la région artérielle proche de la tumeur à partir du rehaussement relatif du signal de cette
région. Puis, nous avons estimé les valeurs moyennes des paramètres pharmacocinétiques,
calculées à partir du rehaussement relatif du signal de la région tumorale pour chacune des
huit souris. Les résultats obtenus sont présentés dans le Tableau IV-5 ci-dessous.
Souris 1
Souris 2
Souris 3
Souris 4
Souris 5
Souris 6
souris 7
Souris 8
a1
m1
(s-1)
(kg/L)
4,40
8,70
4,12
11,58
3,00
5,38
5,59
10,62
2,34
6,82
4,53
9,57
6,16
10,78
6,42
7,29
Tableau IV-6 :
a2
(kg/L)
0,06
0,08
0,03
0,01
0,01
0,02
0,01
0,004
valeurs
m2
Nombre de pixel
Ktrans
Nombre pixels
Nombre pixels
Nombre pixels
-1
(s )
de la tumeur
(s-1)
calculés
ve
calculés
vp
calculés
0,0008
749
0,00216
747
0,274
680
0,015
747
0,001
357
0,00473
320
0,431
315
0,057
356
0,0005
290
0,00564
245
0,378
270
0,016
289
0,001
797
0,00331
792
0,404
708
0,009
796
0,001
850
0,00358
598
0,478
764
0,022
843
0,0004
687
0,00411
570
0,372
577
0,017
687
0,0007
853
0,00303
802
0,395
749
0,01
849
0,0005
705
0,0035
563
0,414
604
0,016
660
calculées des paramètres ai et mi de l’AIF pour une région artérielle proche de la
tumeur et valeurs moyennes des paramètres pharmacocinétiques calculées sur la totalité de la tumeur
(méthode 2).
Le nombre total de pixel de la ROI correspondant à la tumeur et ceux pour lesquels les paramètres ont
pus êtres calculés sont aussi mentionnés.
Les résultats obtenus sont très similaires à ceux calculés avec la méthode 1-B, tant pour les
valeurs des paramètres pharmacocinétiques, que pour le nombre de pixels correctement
calculés.
Comme les paramètres, ai et mi de l’AIF, ont été estimés pour seulement 4 des huit
souris examinées avec la méthode 1-A, nous avons décidé de ne détailler que les résultats
obtenus avec les méthodes 1-B et 2. Les cartes des trois paramètres pharmacocinétiques
calculées avec ces deux méthodes (1-B et 2) sont présentées sur la Figure IV-18, ci-après.
- 117 -
Le Projet Melimage
Ktrans
K
trans
ve
ve
vp
Ktrans
vp
ve
A
vp
B
Figure IV-18 : cartes de Ktrans (colonnes 1 A et B), ve (colonnes 2 A et B) et vp (colonnes 3 A et B) pour les
huit souris examinées obtenues avec la méthode 1-B (bloc A) et la méthode 2 (bloc B).
La première ligne =souris 1, la 2ème ligne = souris 2 et ainsi de suite (pour le bloc A et B).
Les tumeurs des souris 1 et 2 sont plutôt homogènes par rapport à celles des 6 autres
souris, puisque les cartes de Ktrans et ve sont assez homogènes. Les cartes de Ktrans des tumeurs
- 118 -
Le Projet Melimage
des 6 autres souris présentent un hypersignal en périphérie de la tumeur et un hyposignal au
centre de la tumeur. Les cartes de vp sont difficilement exploitables ; Les valeurs sont
calculées pour tous les pixels mais sont souvent nulles.
Si nous comparons maintenant ces cartes (Figure IV-18) à celles obtenues pour les
paramètres semi-quantitatifs (Figure IV-15), on remarque que :
-
Les cartes de Ktrans sont similaires à celles de la pente normalisée ; les zones
avec de fortes valeurs de Ktrans correspondent aux zones où les valeurs de la
pente sont élevées.
-
Les valeurs maximales de ve sont observées pour des temps de rehaussement
maximal tardif, ce sont donc des zones moins vascularisées.
Si on compare les résultats obtenus avec la méthode 1-B et la méthode 2, on remarque que la
répartition des valeurs sur les cartes de la Figure IV-18 est identique. Par contre, les valeurs
moyennes sur l’ensemble de la tumeur sont différentes. Nous avons donc choisi de faire une
comparaison selon Bland-Altman, des valeurs moyennes des paramètres pharmacocinétiques
obtenues pour chacun des paramètres déterminées pour les différentes ROIs définies par le
programme EPITA (Figure IV-19).
différence (M1-M2)
différence (M1-M2)
0,0020
0,0010
0,0000
0
0,002 0,004 0,006 0,008
-0,0010
-0,0020
-0,0030
0,300
0,08
0,200
0,06
différence (M1-M2)
0,0030
0,100
0,000
0,15
-0,100
0,35
0,55
0,75
-0,200
-0,300
moyenne
a
-0,400
0,04
0,02
0
-0,02
0
0,05
0,1
-0,04
-0,06
m oyenne
b
-0,08
m oyenne
Figure IV-19 : Comparaison Bland-Altman pour l’estimation des valeurs moyennes de K
c
trans
(a), de ve (b)
et de vp (c) sur les différentes ROIs tracées dans les tumeurs des huit souris examinées avec les méthodes
1-B et 2 (M1 et M2 respectivement) par le programme EPITA.
Les comparaisons Bland-Altman ne montrent pas de tendance de sur ou sousestimation d’une méthode par rapport à l’autre. Les valeurs de Ktrans et de ve calculées avec la
méthode 2 sont souvent un peu inférieures à celles calculées avec la méthode 1-B. Les valeurs
de vp trouvées sont sensiblement identiques entre les deux méthodes de calcul.
- 119 -
Le Projet Melimage
Souris 1
Souris 2
Souris 4
Souris 5
Souris 6
Souris 7
Souris 8
Figure IV-20 : Carte de Ktrans et ROIs trouvées avec le programme EPITA pour 7 souris (la souris 3
n’ayant qu’une seule région englobant toute la tumeur).
Le but du programme EPITA est de tracer des régions plus homogènes et moins
subjectives sur le plan physiologique. Si l’on superpose ces régions aux cartes de Ktrans
calculées précédemment (Figure IV-20), on constate qu’elles ne sont pas strictement
superposables aux hétérogénéités de ce facteur. Le décalage du positionnement des souris
entre les images acquises avant l’injection et celles acquises après l’injection de l’AC fausse
légèrement l’estimation des régions par le programme EPITA. De plus, les régions EPITA
sont définies à partir des courbes de rehaussement et non sur les cartes de Ktrans.
Souris 1
Souris 2
Souris 4
Souris 5
Souris 6
Souris 7
Souris 8
Figure IV-21 : Carte de la pente normalisée et ROIs trouvées avec le programme EPITA pour 7 souris (la
souris 3 n’ayant qu’une seule région englobant toute la tumeur).
Les régions EPITA se superposent assez bien aux différentes zones mises en évidence
par le calcul des cartes de la pente (Figure IV-21), avec toujours un certain décalage due au
déplacement de la souris lors de l’injection.
IV. C. 3 Discussion :
L’objectif global de ce projet était de comparer les renseignements fournis par
plusieurs modalités d’imagerie. Mon travail, pour ce projet, a été de développer des outils
permettant de déterminer les paramètres physiologiques ou empiriques du rehaussement du
signal en IRM, après l’injection d’un AC.
Dans un premier temps, nous avons montré que notre méthode d’estimation des cartes de T1
avant l’injection de l’AC était valide. Nous avons ensuite validé un protocole d’acquisition
adapté à l’homme, avec un temps d’acquisition total de 46 minutes pour deux injections
successives d’AC à base de Dotarem.
- 120 -
Le Projet Melimage
Le rehaussement du signal après l’injection d’un AC, dans les tissus tumoraux dépend
de plusieurs paramètres micro-environnementaux comme la perfusion sanguine, la densité
vasculaire, la perméabilité de la paroi des vaisseaux, la densité cellulaire, le volume
extracellulaire et la densité de la matrice extracellulaire [74]. Plusieurs travaux ont montré
l’existence d’une corrélation entre les paramètres issus de l’analyse des images de DCE MRI
et les paramètres physiologiques de la tumeur [74] ainsi qu’avec l’évolution des tumeurs sous
traitement [184]. Cependant, il n’existe pas à ce jour de valeurs de références des paramètres
pharmacocinétiques pour les tissus. Il est donc difficile de vérifier la validité de nos résultats.
Pour notre étude le Ktrans moyen mesuré sur les huit tumeurs est de 0.00388 ± 0.00123
s-1 et de 0.00376 ± 0.0011 s-1, le ve moyen de 0.468 ± 0.128 L/kg et de 0.393 ± 0.0586 L/kg et
le vp moyen de 0.00886 ± 0.00654 L/kg et de 0.0203 ± 0.0154 L/kg, pour la méthode 1-B et la
méthode 2, respectivement. Weidensteiner et al [185] trouvent une valeur moyenne de Ktrans
de 0.00136 s-1, de ve de 0,12 et de vp de 0.05 pour une greffe de tumeur du sein BN472
implantée sur des rats. Les données dynamiques d’IRM ont été acquises à 4.7 T, pour une
injection de Dotarem à la dose de 0.1 mM/kg. Vautier et al [186] trouvent une valeur
moyenne de Ktrans de 0.000733 s-1 pour des tumeurs colorectales humaines implantées sur des
souris nudes. Dans cette étude, les auteurs prennent en compte les effets T2* dans le calcul des
paramètres pharmacocinétiques.
Lors de notre étude, nous avons utilisé trois méthodes d’estimation des paramètres
pharmacocinétique, se basant toutes sur le modèle de Kety étendu.
La méthode 1-A devrait être la plus précise et la plus juste, puisqu’elle estime la
fonction d’entrée artérielle pour chaque souris en tenant compte du T10 initial et du signal S0
avant l’injection de l’AC. Cette méthode s’avère pourtant la moins exploitable pour nos
données. En effet, le calcul de la concentration plasmatique à partir du rehaussement du
signal de l’artère n’a pas pu être réalisé pour la moitié des souris examinées. Nous pensons,
que ce défaut de calcul s’explique par l’estimation imprécise des valeurs initiales de T10 et de
S0 (cf paragraphe IV. B. 2). La mesure tissulaire du T10 (avant l’injection de l’AC) pourrait,
par exemple, être améliorée en utilisant des angles de 20 et 90 ° (à la place des angles de 20 et
60°), un TR de 450 ms (au lieu de 900 ms) et un nombre d’excitation de 2 (augmentation du
SNR) pour l’acquisition des deux séquences pondérées en densité de protons et en T1.
La méthode 1-B, utilise des données de la littérature (ai et mi) pour estimer l’AIF.
Avec cette méthode, on considère que tous les animaux ont la même AIF. Cette hypothèse est
fausse lorsque l’injection de l’AC n’est pas identique pour les différents sujets étudiés. Lors
- 121 -
Le Projet Melimage
de notre étude, l’injection de l’AC a été réalisée manuellement. Nous ne pouvons donc pas
garantir une reproductibilité parfaite de l’injection, même si la technicienne qui a réalisé cette
injection était très expérimentée (injection en 12 s). L’utilisation d’un injecteur automatique
pourrait permettre d’améliorer encore notre procédure (pour les patients, l’injection de
Dotarem a été réalisée avec un injecteur automatique). Par ailleurs les animaux étudiés sont
beaucoup plus semblables entre eux que des patients d’âges et d’état général variables, ce qui
rend plus acceptable l’utilisation de valeurs de l’AIF collectives.
Enfin, la méthode 2 utilise directement le rehaussement relatif du signal après le
passage d’un AC [107], pour estimer les paramètres pharmacocinétiques. Cette méthode
présente l’avantage, dans notre cas, de ne pas utiliser les valeurs de T10 et de S0 (qui comme
nous venons de le voir présentent des erreurs potentielles). Les résultats obtenus sont
approximés, puisqu’ils ne prennent pas en compte le T10 et le r1 du tissu ; cependant la
relaxivité du Dotarem r1 et le temps T10 ne sont pas très différents entre le sang et la tumeur.
En utilisant cette méthode, les paramètres ai et mi décrivant l’AIF ont été estimés
individuellement pour chaque souris. Les cartes de Ktrans, ve et vp montrent des répartitions
identiques, à celles calculées avec la méthode 1-B, des fortes et des faibles valeurs pour
chacun de ces 3 paramètres (Figure IV-18). Cependant, les valeurs moyennes trouvées sont
légèrement différentes entre les deux méthodes de calcul (1-B et 2) : les valeurs de Ktrans et de
ve sont, en moyenne, supérieures de 0.000104 s-1 et de 0.0295 L/kg et les valeurs de vp sont en
moyennes inférieures de 0.00204 L/kg avec la méthode de calcul 1-B par rapport à la méthode
2 (Bland-Altman cf Figure IV-19).
La région aortique choisie pour estimer l’AIF est assez éloignée de la tumeur et n’est
donc pas forcément représentative de l’AIF de la tumeur (différence d’AIF entre l’aorte et
l’artère nourricière de la tumeur). L’acquisition dynamique a été réalisée avec une résolution
temporelle de 3 s, ce qui ne permet pas d’avoir un échantillonnage parfait de l’AIF. Une
résolution temporelle de 1 s permettrait une estimation plus précise du maximum de l’AIF.
Une autre méthode d’analyse des données consiste à déconvoluer le signal du
rehaussement (Équation III-22) [187]. L’utilisation de modèles numériques est couteuse en
temps de calcul [188], mais, si le paramètre de régularisation est correctement adapté, le
calcul des paramètres est plus précis et plus robuste.
L’analyse finale des images obtenues pour les huit souris du projet Melimage est en
fin d’analyse. Les données d’échographies, d’histopathologies et d’IRM ont toutes été traitées
séparément. Nous devons maintenant fusionner et comparer ces images pour conclure ce
travail.
- 122 -
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
Partie V : ETUDE DE LA PERMEABILITE
VASCULAIRE TUMORALE
Comme nous l’avons vu au chapitre III, il existe différentes méthodes pour étudier la
vascularisation tumorale par IRM. Dans le paragraphe III. C, la technique de DCE MRI est
employée pour déterminer les paramètres tels que le volume extracellulaire extravasculaire, le
volume plasmatique ou encore la constante de transfert représentant le produit perméabilité
par perfusion. D’autres auteurs, en particulier pour l’étude du cerveau, ont développé une
technique dynamique basée sur le contraste de susceptibilité magnétique (cf paragraphe III. D.
2). Les AC utilisés sont des agents macromoléculaires (Partie II : et Partie III :) ou pour le
cerveau des AC micromoléculaires (qui ne passent pas la barrière hémato-encéphalique
normale). Les paramètres déterminés à partir de ce modèle sont complémentaires de ceux
calculés en DCE MRI. Il apparaît alors intéressant [71], [189] de combiner des AC de
différents poids moléculaire, afin de mesurer la perméabilité de la tumeur indépendamment de
la perfusion. Cette approche a, par exemple, été réalisée en combinant des agents
micromoléculaires et des USPIOs [190], [191]. Mais la longue rémanence de ces AC
nécessite un intervalle d’au moins 24 heures entre les deux séries de mesures.
Plusieurs travaux ont montré que les microbulles de gaz pouvaient être utilisées
comme AC, notamment pour la mesure de la pression [192], [193]. La susceptibilité
magnétique du gaz est différente de celle du tissu environnant ; les bulles créent donc des
perturbations locales de champ magnétique. Ces changements de susceptibilité au passage de
l’AC dans le compartiment vasculaire entraînent des modifications du temps de relaxation
transversale T2* de l’eau péri-vasculaire (cf paragraphe III. D. 1). La sensibilité effective en
T2* dépend alors du diamètre des microbulles, de la densité et de la susceptibilité du gaz.
Ainsi, les AC sonographiques, constitués de microbulles de gaz, ont des propriétés
intéressantes pour compléter des études utilisant les AC micro-moléculaires. En effet, ils sont
strictement intravasculaires (microbulles de gaz de la taille d’un globule rouge) et ont une
- 123 -
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
rémanence très courte (contrairement aux AC macromoléculaires présentés au paragraphe
II.B.4. 1). Cependant la différence de susceptibilité entre le sang et le gaz est très faible.
Quelques études récentes ont montré la possibilité d’utiliser les microbulles comme AC pour
l’IRM. En 2004, Wong et al [194] utilisent l’Optison® pour étudier, in vivo, la
microcirculation dans le foie de rats à 7 T. Plus récemment, deux agents à base de microbulles
ont été étudiés in vivo au niveau du cerveau de rats avec un imageur de 7 T, par Chueng et al
[195].
Le but de cette étude est de caractériser in vivo l’effet de susceptibilité magnétique
induit par les microbulles de gaz, constituant un AC échographique, le SonoVue (Bracco,
Italie), sur des tumeurs murines. Différentes voies ont été envisagées et testées pour avoir une
sensibilité de détection par IRM suffisante et une résolution temporelle de l’ordre de quelque
seconde, afin de suivre le transit de l’agent de contraste.
Dans un premier temps, les mesures ont été réalisées avec un imageur de 4,7 T et une
sonde de surface plane d’environ 1 cm de diamètre (ESMRMB 2009 Antalya cf page 181).
Puis, afin d’améliorer la sensibilité de détection, une sonde incurvée de diamètre 1,2 cm,
épousant la forme des tumeurs, a été construite pour cette étude par J.C Ginefri. Cette sonde
utilise la géométrie MTR (Multi Turn Resonator). J.C Ginefri a montré que cette géométrie
incurvée permettait de gagner un facteur 2 en SNR sur une tumeur implantée, en particulier en
améliorant l’homogénéité de B1 sur la zone d’intérêt et en améliorant le coefficient de
remplissage de la sonde [196].
Enfin, les mesures ont été réalisées sur un imageur de 7 T, afin d’avoir une meilleure
sensibilité de détection car les microbulles sont des agents magnétiques très faibles.
V. A MATERIELS ET METHODES:
V. A. 1 Animaux:
Dix-huit souris nude Swiss athymiques (28-30g) portant une greffe de mélanome humain
B16F10 ont été étudiées. Ces souris étaient préparées par le Service Commun
d’Expérimentation Animale de l’IGR (Responsable P. Gonin). Les souris ont été anesthésiées
par isoflurane (1,5% vol pour 1,5 L/min d’air) à travers un cône nasal.
Pendant la pose de la voie d’abord, la température des souris a été maintenue à l’aide de
coussins de gels chauffants (Bioseb, Chaville, France). Une voie d’abord a été posée dans la
- 124 -
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
veine jugulaire droite de chacune des souris (cf Annexe II : Protocole microbulle), avec un
cathéter de 28 gauge connecté à une tubulure de 1 m par l’intermédiaire d’un robinet à trois
voies. Ce système nous a permis d’injecter le SonoVue directement dans le cathéter jugulaire
à travers le robinet à trois voies, puis de pousser ultérieurement (durant l’acquisition
dynamique) l’AC en injectant une solution de sérum physiologique (NaCl 0.9%) depuis
l’extérieur de l’aimant.
Trois groupes ont été définis :
- Le groupe A, (7 souris) a été examiné avec la sonde de surface plane. Seules les
mesures de susceptibilité magnétique ont été réalisées (étude de faisabilité).
- Le groupe B, (5 souris) a été examiné avec la sonde de surface incurvée. Les mêmes
examens que pour le groupe A ont été réalisés. En outre, 20 minutes après l’injection du
Sonovue, le T1 des tissus a été estimé à l’aide d’une séquence dédiée (cf paragraphe V. A. 3)
avant de suivre par DCE MRI l’injection d’un AC à base de Gadolinium.
- Le groupe C, (6 souris) a été examiné avec une sonde « bird cage » dans un aimant
de 7 Tesla et a subi deux injections d’AC, comme le groupe B.
V. A. 2 Préparation et administration des agents de contraste :
L’AC sonographique SonoVue® (Bracco, Italie) a été utilisé pour cette étude. Il est
composé d’hexafluorure de soufre (SF6) encapsulé dans des phospholipides. Le diamètre
moyen des microbulles est de 2,5 µm (90 % < 6 µm). La poudre a été dissoute avec 2,5 ml de
solution de chlorure de sodium (0,9 %), puis le mélange a été agité vigoureusement jusqu’à
l’obtention d’une suspension laiteuse homogène (approximativement 30 s). La solution de
SonoVue, ainsi fabriquée, avait une concentration en SF6 de 16 µL/mL. Un échantillon de
150 µL a été pris dans une seringue de 1 mL, et remélangé avant de l’injecter dans le cathéter.
Pour chaque acquisition dynamique, la solution d’AC a été injectée lentement dans le
cathéter, pour éviter la destruction des microbulles (vitesse de 1 mL/min). Un bolus de
solution saline de 400 µL a été administré immédiatement après avoir poussé les microbulles
dans la veine jugulaire des souris. Le temps total de l’injection était de 14 s environ.
L’autre AC utilisé dans cette étude est le Dotarem, à base de gadolinium. Après avoir
dilué la solution commerciale à une concentration de 0.055 mmol/mL, 100 µL de la nouvelle
solution ont été injectés par le robinet du cathéter, puis poussés ultérieurement par 400 µL de
- 125 -
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
solution saline, depuis l’extérieur de l’aimant, afin de réaliser le bolus d’AC, avec un dosage
de 0.2 mM/kg.
V. A. 3 Imagerie de susceptibilité magnétique des tumeurs murines :
Les mesures in-vivo ont été réalisées avec la sonde de surface circulaire plane de
diamètre 1 cm, utilisée en émission réception, pour les souris du groupe A. Chaque souris a
été placée à plat ventre sur la sonde (Figure V-3. a et b). La sonde de surface a été disposée au
plus proche de la tumeur et l’homogénéité du champ magnétique a été améliorée en disposant
une couche d’alginate autour de la tumeur (shim passif cf paragraphe III. E. 4).
La sonde de diamètre 1,2 cm incurvée, également utilisée en émission réception, a
servi pour imager les souris du groupe B (Figure V-3. c). Pour ces mesures, les souris ont été
couchées sur le flanc latéral, où se trouvait la tumeur, afin de disposer celle-ci dans la
courbure de la sonde. Afin de limiter les artefacts dus aux mouvements respiratoires de la
souris au niveau de la sonde, des scotchs ont été disposés de part et d’autre de la tumeur. Ce
dispositif empêchait aussi la compression de la tumeur qui aurait pu entraîner une sousestimation de sa perfusion. L’homogénéité du champ magnétique était assurée par
l’application autour de la tumeur de gel échographique.
Pour les mesures du groupe C, une sonde volumique « bird-cage », émissionréception, de diamètre 38 mm a été utilisée. Les souris ont été couchées sur le flanc latéral
opposé à l’emplacement de la tumeur, afin d’éviter toute compression de celle ci. Les tumeurs
étaient entourées d’une couche d’alginate.
Pour les expériences réalisées à 4.7 T (groupe A et B), un coussin chauffant
thermostaté à 37°C recouvrant la souris maintenait sa température et limitait les mouvements
respiratoires. Pour les expériences réalisées à 7 T (groupe C), un circuit d’eau chaude placé
autour de la tumeur maintenait la température des souris.
Protocole de mesure à 4.7 Tesla :
Dans un premier temps, 5 coupes axiales pondérées en T1 ont été acquises rapidement
pour localiser la tumeur. Ensuite, des images anatomiques de la tumeur ont été obtenues à
l’aide
d’une
séquence
d’écho
de
gradient
avec
les
paramètres
suivants :
FOV = 40 mm x 40 mm, matrice = 256 x 256, BW = 61 kHz, TE = 4 ms, TR = 637 ms,
- 126 -
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
nombre d’excitation (Nex) = 2, nombre de coupes = 5 et épaisseur de coupe = 3 mm (cf
paragraphe II.A.4. 2)
L’imagerie de susceptibilité magnétique a été réalisée avec une séquence keyhole 2D
pondérée en T2* (paragraphe III.D.1. 3 et Figure V-1). Aucun gating respiratoire n’a été
utilisé. Les paramètres de la séquence étaient : TR = 48 ms, TE1 = 2.937 ms, ∆TE = 2,954 ms,
8 échos unipolaires asymétriques, FOV = 40 mm x 40 mm, matrice = 128 x 64, angle RF =
70-80°, une coupe d’épaisseur 3 mm, Nex = 1, résolution temporelle = 3 s et 3 cycles
successifs de 40 images.
Des images de plus haute résolution spatiale, nécessaires pour reconstruire les images keyhole
(paragraphe III.D.1. 3), ont été acquises avec la même séquence et 128 x 128 lignes (au lieu
de 128 x 64), 20 minutes après l’injection du SonoVue (temps nécessaire pour l’élimination
complète de cet AC). Ce dernier était injecté 30 s après le début de l’acquisition dynamique.
RF
α
α
TR
Gsel
Gp
Glect
Signal
TE1 ∆TE
Figure V-1: diagramme de la séquence multi écho de gradient utilisée pour le suivi dynamique de l’effet de
susceptibilité magnétique créé par le SonoVue.
Pour les souris du groupe B des acquisitions supplémentaires ont été réalisées, pour la
détection de la seconde injection (Dotarem). Une carte de T1 a été obtenue à l’aide d’une
séquence EG-EPI dont le signal initial était annulé à l’aide de 3 bandes de saturation placées
sur l’ensemble du FOV (Figure V-2). Des temps d’attente croissants (twait) ont été placés,
entre cette annulation du signal et l’acquisition de la séquence, afin d’enregistrer la repousse
de l’aimantation longitudinale servant à estimer le T1 du tissu. Les six « twait » choisis sont :
0.4, 0.8, 1, 2, 5 et 10 s.
- 127 -
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
Les paramètres de la séquence sont les suivants : TE/TR = 8 ms/4 s, FOV = 40 mm x 20 mm,
matrice = 100 x 30, une coupe de 3 mm.
L’acquisition dynamique après l’injection de Dotarem a été réalisée avec cette même
séquence à l’exception du TR qui a été raccourci à 216 ms et du twait qui a été fixé à 2 s. La
résolution temporelle était de 2.2 s.
Protocole de mesure à 7 T :
Dans un premier temps, un « scout view » a été acquis pour localiser la tumeur.
Ensuite, des images anatomiques de la tumeur ont été obtenues à l’aide d’une séquence RARE
(écho
de
spin
rapide)
avec
les
paramètres
suivants :
FOV = 40 mm x 40 mm,
matrice = 256 x 256, TE = 11,7 ms, TR = 650 ms, nombre d’échos = 2, nombre de coupe = 5
et épaisseur de coupe = 3 mm.
L’imagerie de susceptibilité magnétique a aussi été réalisée avec une séquence keyhole 2D
pondérée en T2*. Aucun gating respiratoire n’a été utilisé. Les paramètres de la séquence
étaient : TR = 50 ms, TE1 = 2.91, ∆TE = 2,86 ms, 8 échos, FOV = 40 mm x 40 mm,
matrice = 64 x 128, angle RF = 30-50°, 1 coupe de 3 mm, Nex = 1, résolution
temporelle = 2,4 s et 200 images.
Des images de plus haute résolution spatiale, nécessaires pour reconstruire les images
keyhole, ont été acquises avec la même séquence et une matrice 128 x 128 (au lieu de
64 x 128), 20 minutes après l’injection du SonoVue (temps nécessaire pour l’élimination
complète de cet agent de contraste). Ce dernier était injecté 30 s après le début de l’acquisition
dynamique.
Une carte de T1 a été obtenue à l’aide de deux séquence d’écho de gradient avec deux angles
θ1 = 90° et θ2 = 20° et les paramètres suivants : TR = 450 ms, TE = 4 ms, FOV = 40 mm x
40 mm, matrice = 128 x 128, Nex = 2, 1 coupe de 3 mm.
L’acquisition dynamique pondérée en T1 est réalisée avec la même séquence d’écho de
gradient et les paramètres suivants : TR = 50 ms, TE = 4,5 ms, FOV = 40 mm x 40 mm,
anlge = 80°, matrice = 128 x 64, nombre d’image = 300, résolution temporelle = 3,2 s.
- 128 -
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
Bande de
saturation
TR
TE
twait
Ernst
RF
Crusher
Gsel
Crusher
Gp
Crusher
Glect
Signal
Figure V-2 : diagramme de la séquence d’écho de gradient EPI utilisée pour mesurer le T1 et pour le suivi
dynamique des tumeurs murines du groupe B à 4.7 Tesla.
a
c
b.
Figure V-3: photographie du positionnement de la souris sur l’antenne de surface (a) et du dépôt de
l’alginate autour de la tumeur (b). Photographie de l’antenne de surface incurvée (c.).
V. A. 4 Analyse des données in vivo :
Les images ont été analysées à l’aide d’un programme dédié écrit sous Matlab
(MathWorks, Natick, MA). Les cartes de R2* ont été calculées, pixel par pixel, pour chaque
tumeur murine, avant et après l’injection de l’AC, pour toutes les images (120 ou 200) de la
matrice 128 x 128 pixels. Nous avons alors défini des régions d’intérêts (ROIs) et la
contribution de la vitesse de relaxation transverse ∆R2* au temps, t, a été calculée comme suit,
pour les mesures obtenues avec une séquence MGE :
∆R *2 (t) =R *2 roi (t) - R *2ini
- 129 -
Équation V-1
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
Avec R2*ini la valeur moyenne des R2* acquis avant l’injection de l’agent de contraste (10
valeurs environ) et R2*roi (t) la valeur moyenne du R2* à travers la ROI au temps t, tous les
deux déterminés dans la région étudiée. Cette différence de R2* est directement
proportionnelle à la concentration en agent de contraste. Le signal du 4ième écho, fortement
pondéré en R2*, a aussi été analysé pour la même ROI.
La courbe réelle de la concentration en AC en fonction du temps est en réalité
constituée du premier et du deuxième passage de l’AC. Ce dernier débute 15-20 s après le
premier. Ce phénomène s’explique par la recirculation de l’AC. Dans nos conditions le
second passage n’est pas détectable. Nous avons choisi de modéliser la courbe de
concentration en fonction du temps, avec une fonction gamma variable décrite par l’équation
suivante [197] :
Cr (t ) = A.(t − D) B .e − (t − D ) / C
Équation V-2
Avec A, B, C et D les paramètres de la fonction gamma variable à ajuster et t le temps durant
lequel les mesures sont réalisées. Cette modélisation est réalisée à l’aide d’un programme
Matlab, qui permet de vérifier visuellement si l’ajustement est correct. Si ce n’est pas le cas,
les paramètres A, B, C et D peuvent être réajustés.
Afin d’estimer cette fonction gamma variable il est nécessaire de tronquer la courbe de
rehaussement du contraste en enlevant les valeurs acquises avant l’arrivée de l’AC et celles
après son élimination.
A partir de cette équation, trois paramètres régionaux (valeurs moyennes sur une ROI)
et relatifs (cf paragraphe III.D.2. 2) peuvent être estimés. Tout d’abord, le volume sanguin
relatif qui correspond à l’aire sous la courbe et qui est défini par l’Équation III-48. Ensuite le
temps de transit moyen est lui aussi estimé. Il correspond à la largeur à mi-hauteur de la
courbe de la fonction gamma variable en fonction du temps et est défini par l’Équation III-49.
Enfin, le flux sanguin relatif est calculé par le rapport des deux paramètres précédents selon
l’Équation III-40. Le temps, où l’augmentation du R2* est maximale, a aussi été calculé
(Tmax).
Les cartes de T1 ont été obtenues avec un programme Matlab qui permet d’ajuster le
signal théorique (équation chapitre III) sur les données expérimentales. Les méthodes 1-A
(groupe C) et 1-B (groupe B et C) utilisée pour le projet Melimage (cf paragraphe IV.C.1. 5)
sont utilisées pour convertir le rehaussement du signal dû au passage du Dotarem en
concentration tissulaire. Les paramètres pharmacocinétiques peuvent ensuite être calculés.
- 130 -
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
V. B RESULTATS :
V. B. 1 Groupe A :
La Figure V-4 ci-dessus présente une coupe anatomique axiale et keyhole reconstruite
obtenue avec la sonde de surface plane de diamètre 1 cm (groupe A).
b les contours de la ROI
Figure V-4: coupe anatomique axiale (a.) et coupeaaxiale keyhole reconstruite avec
sélectionnée pour représenter la tumeur (b.) pour une souris.
On observe un rehaussement de l’index R2* pour 5 souris parmi les sept étudiées dans
le groupe A. Les cartes tumorales de R2* calculées, avant et après l’injection de SonoVue,
pour une des souris, sont illustrées par la Figure V-5 (a et b). L’une des ROIs étudiée, à
l’intérieur de la tumeur, y est aussi représentée, et les variations de ∆R2* et du signal du 4e
écho de la séquence MGE pour cette ROI sont représentées sur la Figure V-5.(c et d)
a.
c
d
Figure V-5: Cartes axiales de R2* et ROI (en noire) sélectionnée (33 pixels) avant (a) et pour différents
temps après (b) l’injection du SonoVue. Courbes de ∆R2* (c.) et le signal du 4ième écho (d) en fonction du
temps pour la même tumeur.
L’image b2 représente la carte au temps où le R2* est maximal dans cette ROI.
- 131 -
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
Les évolutions de ∆R2* et du signal du 4e écho en fonction du temps, dans la ROI
intratumorale sélectionnée, montrent que le rehaussement disparaît quelques minutes après
l’injection. Ce phénomène s’explique par le temps de vie limité des microbulles.
Le Tableau V-1 présente tous les paramètres extraits de l’analyse des images de susceptibilité
magnétique : le volume sanguin relatif (rBV), le temps de transit moyen (MTT), le flux
sanguin relatif (rBV), le rehaussement maximal (∆R2*max) et le temps qui lui est associé
(Tmax). Les ajustements des variations ∆R2* à l’aide de la fonction gamma variable sont
décrits par la Figure V-6 pour chacune des souris.
Souris 1
rBV (u.a)
Tmax (s)
∆ R2* max (s-1)
MTT (s)
rBF (u.a)
Souris 2
860,564
141
35,680
63
13,660
Souris 3
86,440
102
5,845
39
2,216
Souris 4
236,209
102
11,257
54
4.374
Souris 5
400,526
132
13,438
81
4,945
495,216
111
22,970
57
8,688
Tableau V-1 : récapitulatif des paramètres relatifs mesurés pour chacune des 5 souris du groupe A.
35
25
20
15
10
5
15
10
5
0
100
200
temps (s)
300
R2* expérimental
ajustement
25
15
10
5
100
tem ps (s)
-5
200
b.
0
100
200
temps (s)
300
c.
R2* expérimental
ajustement
25
20
20
delta R2* (1/s)
delta R2* (1/s)
0
-5
a..
20
0
0
-5 0
15
10
5
0
-5
delta R2* (1/s)
25
R2* expérimental
ajustement
25
ajustement
20
30
delta R2* (1/s)
delta R2* (1/s)
R2* expérimental
R2*
expérimental
ajustement
40
15
10
5
0
0
100
200
temps (s)
300
-5
d
0
100
200
temps (s)
300
e
Figure V-6 : courbe de l’évolution de ∆R2* en fonction du temps et ajustement obtenu avec la fonction
gamma variable pour chacune de 5 tumeurs du groupe A (souris 1 en a, souris 2 en b et ainsi de suite).
Seule l’image « a » à une échelle différente des autres courbes, car il s’agit du rehaussement de R2* pour
une ROI à l’intérieur de la tumeur (et non pour la totalité), car le rehaussement pour l’ensemble de la
tumeur n’était pas exploitable.
- 132 -
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
Le temps de transit moyen mesuré à partir de la concentration tumorale en agent de
contraste pour les 5 souris est de 58.8 ± 15.23 s, le temps moyen où le rehaussement de ∆R2*
est maximal est de 117,6 ± 17,92 s, le ∆R2*max moyen est de 17,8 ± 11,74 s-1, le rBV moyen
est de 415,8 ± 293,7 u.a. et le rBF moyen est de 7,34 ± 4,96 u.a.
La souris 5 présente le plus fort rehaussement de ∆R2* tumoral. La souris 2 est celle sui
présente le plus faible rehaussement ∆R2* tumoral. Le rehaussement maximal ∆R2*max
apparaît assez longtemps après l’injection de l’agent de contraste pour toutes les souris (117s
en moyenne, soit presque 2 min).
V. B. 2 Groupe B
Une seule des 5 souris examinées dans le groupe B a donné des résultats exploitables
en imagerie de susceptibilité magnétique et en DCE MRI. Ce manque de résultat s’explique
par la présence d’un important bruit de phase sur les images MGE, amplifié par la forte
sensibilité de la sonde incurvée. La Figure V-7 présente les images anatomiques axiales et
sagittales obtenues avec la sonde incurvée de 1,2 cm, pour cette souris.
a.
b.
Figure V-7 : coupes anatomiques axiales (a.) et sagittale (b.) obtenues avec la sonde de surface incurvée
pour la souris étudiée du groupe B.
Résultats pour l’imagerie DSC MRI :
La Figure V-8 montre les coupes axiales MGE obtenues au cours de l’acquisition
dynamique avant et après l’injection de l’agent de contraste. La Figure V-9 montre la courbe
de l’évolution de ∆R2* au cours du temps ainsi que le tableau récapitulatif des paramètres
calculés pour cette souris (rBV, rBF, MTT…).
- 133 -
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
a.
b.
c.
Figure V-8 : coupes axiales MGE avant (a.), pour le signal minimal (b.) et pour un temps tardif (c.) après
l’injection des microbulles.
Comme on peut le voir sur ces images, le signal est fortement perturbé par le bruit de
phase, que nous ne sommes pas arrivés à éliminer. Ce bruit réduit la valeur du rapport signal
sur bruit de phase à 15 alors que la valeur du SNR est de 120, pour une séquence MGE.
R2* expérimental
ajustement
25
delta R2* (1/s)
20
15
10
5
0
-5
0
100
200
temps (s)
300
a
Paramètres
rBV (u.a)
Tmax (s)
∆ R2* max (s-1)
MTT (s)
rBF (u.a)
Souris
168,960
135
8,860
48
3,520
b
Figure V-9 : courbe de l’évolution de ∆R2* en fonction du temps et ajustement obtenu avec la fonction
gamma variable pour la souris du groupe B (a.) et valeurs des paramètres relatifs extraites de
l’ajustement par la fonction gamma variable (b.).
Le temps de transit pour la souris étudiée est de 48 s, le tmax de 135 s, le ∆ R2* maximal est
de 48 s-1, le rBV est de 168,96 et le rBF de 3,52. Ces résultats sont comparables à ceux
obtenus pour le groupe A.
Résultats pour l’imagerie DCE MRI :
La Figure V-10 montre les coupes axiales de la séquence dynamique pondérée en T1
obtenues avant et après l’injection de l’agent de contraste. De plus, la courbe du rehaussement
relatif du signal est illustrée sur le graphique de la figure. La Figure V-11 montre la carte de
T1 obtenue pour l’ensemble de la tumeur.
- 134 -
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
120
rehaussement (%)
100
80
60
40
20
0
0
a.
b.
-20
200
400
tem ps (s )
600
c.
Figure V-10 : coupes axiales du signal acquis avec la séquence dynamique pondérée en T1 avant (a.) et
après (b.) l’injection de l’agent de contraste (Dotarem).
La ROI dessinée en rouge représente la zone où le rehaussement du signal, après l’injection de l’agent de
contraste, est maximal. Le graphique (c.) représente le rehaussement relatif (%) du signal de la ROI
tracée sur la coupe axiale (b.) en fonction du temps.
Figure V-11 : Carte de T1 obtenue sur l’ensemble de la tumeur.
La Figure V-12 montre les cartes de Ktrans, ve et vp calculées pour la région tumorale de la
souris étudiée.
a.
Figure V-12 : cartes de K
trans
b.
c.
(a.), ve (b.) et vp (c.) obtenues pour la totalité de la tumeur de la souris.
Le Ktrans moyen sur toute la tumeur (570 pixels) est de 0.001187 s-1, le ve moyen de
0.137 kg/L et le vp moyen de 0.002 kg/L. Les cartes, bien que très déformées (à cause de
l’acquisition avec la séquence écho planar) montrent des hétérogénéités à l’intérieur de la
tumeur. La région où le Ktrans est le plus faible (croix blanche sur la Figure V-12) correspond à
la ROI où le rehaussement relatif du signal est élevé (Figure V-10).
- 135 -
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
Il est difficile de comparer les images du rehaussement du signal en T2* et celle en T1 du fait
de la déformation importante entre les deux modalités d’imagerie.
V. B. 3 Groupe C :
Trois souris, sur les 6 examinées dans le groupe C, ont été correctement examinées par
imagerie de susceptibilité magnétique et par DCE MRI. Une souris est morte durant l’examen
une souris possédait une tumeur trop petite le jour de l’examen (artefacts dus aux
mouvements respiratoires) et la dernière présente des mouvements respiratoires très
importants qui perturbent le rehaussement du signal en R2*.
La Figure V-13 présente les coupes axiales des acquisitions anatomiques, dynamiques
pondérées en T1 et multi-échos de gradient pondérées en T2* (1er écho) obtenues avec
l’imageur 7 Tesla et la sonde « bird cage ».
a.
b.
c.
d.
e.
f.
g.
h.
i.
Figure V-13 : coupes axiales anatomiques (a, d, g), dynamiques pondérées en T1 avant l’injection de
Dotarem (b, e, h) et multi échos de gradient reconstruites pondérées en T2 avant l’injection du Sonovue (c,
f, i) pour les 3 souris du groupe C (souris 1 = ligne 1, souris 2 = ligne 2, souris 3 = ligne 3).
Les ROIs rouges représentent les régions choisies pour mesurer les différents paramètres en DCE et DSC
MRI. Les anses intestinales produisent des artefacts importants, étant donné la faible taille des tumeurs.
Les flèches blanches représentent les tubes d’eau chaude circulante permettant le maintien de la
température des souris durant les mesures d’IRM.
- 136 -
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
Une bande de saturation était disposée au dessus des anses intestinales et des tubes
d’eau servant à réchauffer les souris. Deux autres bandes de saturation étaient placées de part
et d’autre de la coupe axiale, afin d’atténuer l’artefact dû aux pulsations de l’artère.
Sur ces images on constate que la deuxième souris a des anses intestinales très dilatées
qui perturbent fortement le signal des acquisitions dynamiques pondérées en T1 et en T2*.
Les paramètres issus de l’analyse des images multi-écho de gradient sont présentés dans le
Tableau V-2 ci-dessous. La Figure V-14 montre les courbes gammas ajustées sur le
rehaussement du R2*.
rBV (u.a)
∆ R2 max (s-1)
Tmax (s)
MTT (s)
rBF (u.a)
Souris 1
Souris 2
Souris 3
moyenne
Ecart type
322
700
1433
818
565
18
41
56
38
19
14
24
77
38
33
36
34
55
42
12
9
21
26
19
9
Tableau V-2 : récapitulatif des paramètres relatifs mesurés pour chacune des 4 souris du groupe C.
Les tumeurs des souris 2 et 3 présentent un volume sanguin, un ∆ R2max et un flux
sanguin relatif très élevés par rapport à la tumeur de la souris 1. Le temps de transit moyen et
le Tmax sont plus élevés pour la tumeur de la souris 3 que pour les tumeurs des deux premières
souris.
R2* expérim ental
R2* expérimental
60
ajustement
20
50
50
40
40
-1
delta R2* (s )
-1
delta R2*(s )
15
10
5
0
-5
30
20
10
0
0
100
200
300
400
-10
temps (s)
a.
30
20
10
0
0
100
200
300
400
-10
-20
-10
R2*
expérimental
ajustement
60
ajustem ent
delta R2* (s-1)
25
0
100
200
300
400
-20
temps (s)
b.
temps (s)
c.
Figure V-14 : Courbe de l’évolution de ∆R2* en fonction du temps et ajustement obtenu avec la fonction
gamma variable pour chacune de 3 tumeurs du groupe C (souris 1 en a, souris 2 en b et souris 3 en c).
On voit que les courbes expérimentales sont très bruitées (surtout pour la deuxième
souris, Figure 2. b). Ce phénomène s’explique par les mouvements respiratoires, la faible
taille des tumeurs et le placement inadapté des tumeurs sur le flanc des souris.
La Figure V-15 présente les cartes de R2* obtenues pour les 4 tumeurs après traitements des
images de DSC MRI.
- 137 -
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
6,5 mm
a
9 mm
b
d
e
c
f
Figure V-15: Cartes de R2* avant (a, b, c) l’injection du Sonovue et carte de ∆R2*max pour les 3 souris du
groupe C. (Souris 1 = a et d, souris 2 = b et e, souris 3= c et f).
Pour les souris 1 et 2 seule la zone tumorale proche du corps de la souris se rehausse
au passage de l’AC contrairement à la périphérie de la tumeur. Pour la souris 3, une large
fraction de la tumeur se rehausse fortement (faible zone en périphérie non rehaussée).
Ensuite, nous avons calculé les paramètres semi-quantitatifs issus des images de DCE
MRI (Figure V-16).
AUC
Pente
Rehaussement
Tmax
a.
b
c
d
e
f
g
h
i
j
k
l
Figure V-16 : Cartes de l’AUC (a, e, i), de la pente (b, f, j), du rehaussement (c, g, k) et du temps
maximum (d, h, l) de la tumeur pour les 3 souris examinées (souris 1= colonne 1, souris 2 = colonne 2,
souris 3 = colonne 3).
- 138 -
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
Les cartes de l’AUC et du rehaussement relatif sont peu contrastées, sauf en périphérie
où l’on voit un liseré plus rehaussé. Au contraire, les cartes de la pente et du Tmax montrent
différentes régions au sein des tumeurs, avec notamment une différence de réponse entre les
régions périphériques et les régions centrales des tumeurs.
Nous avons ensuite calculé les paramètres pharmacocinétiques obtenus grâce à
l’injection de Dotarem. Les résultats sont présentés sous forme de carte pour la Figure V-17 et
les moyennes sur la région tumorale des 3 paramètres sont inscrites dans les Tableau
V-3Tableau V-4 (méthodes 1-A et 1-B, respectivement).
Ktrans
ve
vp
9 mm
6,5 mm
A
Figure V-17 : cartes de K
trans
B
(colonne 1 A et B), ve (colonne 2 A et B) et vp (colonne 3 A et B) pour les trois
souris examinées obtenues avec la méthode 1-A (bloc A) et la méthode 1-B (bloc B).
La première ligne =souris 1, la 2ème ligne = souris 2 et ainsi de suite (pour le bloc A et B).
Si on compare aux cartes obtenues pour les tumeurs du projet MELIMAGE, les
tumeurs de cette étude réalisée à 7 Tesla sont plus homogènes vraisemblablement à cause de
la faible taille des tumeurs au moment de nos mesures. On note cependant une région centrale
peu perfusée dans la tumeur de la souris 1 par rapport à la périphérie (carte de Ktrans Figure
V-17) qui correspond bien au minimum central sur la carte du rehaussement maximal en R2*
(Figure V-5. d). De la même façon, la tumeur de la souris 3 présente une carte de Ktrans
similaire à la carte du rehaussement maximal en R2* (Figure V-15. f).
- 139 -
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
Souris 1
Souris 2
Souris 3
Tableau V-3 :
nombre de
Ktrans
Nombre pixels
ve
Nombre pixels
(s-1)
pixel
calculés
(L/kg)
calculés
182
0.000522
182
0.108
168
67
0.00220
66
0.546
43
155
0.000957
154
0.202
140
valeurs moyennes des paramètres pharmacocinétiques calculés
vp
Nombre
(L/kg) pixels calculés
0.009
182
0.037
66
0.010
154
sur la totalité de la tumeur
(méthode 1-B).
Le nombre total de pixels de la ROI correspondant à la tumeur et ceux pour lesquels les paramètres ont
pu être calculés sont aussi mentionnés.
m2
Nombre de pixel
(s-1)
de la tumeur
0,0020
182
0,0023
67
0,0016
155
estimées des paramètres
Nombre pixels
vp
Nombre pixels
Ktrans
Nombre pixels
ve
(s-1)
calculés
(L/kg)
calculés
calculés
(L/kg)
0.000508
182
0.227
169
0.010
182
0.000750
66
0.496
31
0.010
66
0.000654
155
0.220
138
0.007
155
ai et mi de l’AIF pour une région artérielle proche de la
tumeur et valeur moyenne des paramètres pharmacocinétiques estimées sur la totalité de la tumeur
(méthode 1-A).
Le nombre total de pixels de la ROI correspondant à la tumeur et ceux pour lesquels les paramètres ont
pu être calculés sont aussi mentionnés.
Tout d’abord il faut noter que les valeurs de ai et mi sont différentes d’une souris à
l’autre. Elles sont aussi différentes des valeurs de la littérature que nous avons choisies pour la
méthode B (a1= 12,75 kg/L, a2 = 6 kg/L, m1=0.08 s-1 et m2 = 0.001 s-1). Peu de pixels sont
exclus du calcul des valeurs de Ktrans et de vp (1% des pixels sont exclus en moyenne). Par
contre, jusqu’à 25% des pixels peuvent être exclus du calcul de ve (valeurs non
physiologiques).
AIF mesurée
4
55
AIF théorique
rehaussement (%)
3
3
signal (u.a)
souris 1
souris 2
souris 3
a1
m1
a2
(kg/L)
(s-1)
(kg/L)
11,51
0,050
4,34
20,23
0,11
7,91
15,22
0,054
6,96
Tableau V-4 : valeurs
2
2
1
1
45
35
25
15
5
0
-40
460
temps (s)
-5 0
960
a.
temps (s)
500
b.
Figure V-18: fonction d’entrée artérielle (a.) mesurée dans l’artère proche de la tumeur et rehaussement
du signal mesuré dans la tumeur (b.) de la souris 1.
La courbe rouge sur le graphique « a » représente l’ajustement obtenu avec le signal théorique de l’AIF
décrit par la somme d’une double exponentielle (paragraphe III. C. 3).
La fonction d’entrée artérielle a pu être mesurée sur toutes les souris au niveau de
l’artère rénale proche de la tumeur.
- 140 -
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
Le rehaussement tumoral est différent pour chaque souris. Nous ne présentons ici que la
courbe du rehaussement du signal de la tumeur de la souris 1, car les autres sont très bruitées.
V. C DISCUSSION :
Le but de cette étude était de comparer les valeurs des paramètres pharmacocinétiques
obtenues avec deux AC, l’un de faible poids moléculaire et donc diffusible, l’autre de fort
poids moléculaire et strictement intravasculaire.
Dans un premier temps, nous nous sommes assurés de la faisabilité de cette étude, en
vérifiant que la différence de susceptibilité magnétique engendrée par les microbulles était
détectable avec un champ magnétique de 4.7 T. En effet, toutes les études in vivo menées
précédemment (détection de microbulles dans le cerveau [195] ou le foie, de rats [194])
étaient réalisée à 7 T. Cinq souris porteuses d’une greffe de mélanome ont donc été examinées
par imagerie de susceptibilité magnétique dynamique, avec une antenne de surface, à 4.7 T.
Les résultats montrent qu’il est possible de détecter l’AC avec un rehaussement moyen du
∆R2* de 17,8 ± 11,74 s-1 moyen pour 5 souris parmi les 7 examinées.
Avec un champ magnétique de 7 T, Cheung et al [195] trouvent un ∆R2* de 2,41 ± 1,18 s-1
dans le cerveau de 5 rats, et Wong et al [194] trouvent un ∆R2* de 29,1 ± 1,6 s-1 à 61,5 ±
12,9 s-1 dans le foie de 8 rats. Les valeurs sont donc très différentes selon l’organe examiné,
ce qui est cohérent avec le très fort volume microvasculaire hépatique.
Cette première étude nous a permis de montrer que le Sonovue, AC à base de microbulles,
pouvait être détecté avec un IRM de 4.7 T. Cependant, les mesures étant assez bruitées
(Figure V-6), nous avons envisagé d’utiliser une sonde de surface plus petite et incurvée, de
façon à maximiser la sensibilité de détection de notre chaîne de mesure d’IRM.
Sur les 5 souris examinées (groupe B), seule une souris présente des résultats
exploitables. La raison principale de ce résultat est la présence d’un fort bruit dans la direction
de la phase. A ce jour, nous n’arrivons pas à expliquer l’origine de ce phénomène. En effet,
les artefacts sont présents aussi bien sur les images mono écho de gradient que sur les images
MGE, ce qui exclu un problème du à l’utilisation d’une séquence multi-écho ou
d’implémentation de cette séquence. Nous avons réalisé les mêmes mesures (EG et MGE), sur
un fantôme de gel, avec la sonde de surfaces incurvée et avec une sonde volumique « bird
cage » : le bruit de phase est présent sur les deux séries de mesures et dans les mêmes
- 141 -
Etude de la perméabilité vasculaire tumorale
proportions par rapport au signal principal. Ce phénomène n’est donc pas directement du à
l’utilisation de la sonde incurvée. Il semble peu probable que les courants de Foucault soient à
l’origine de ce phénomène, car si la sonde volumique y est soumise, du fait de la présence
d’une protection en cuivre, la sonde de surface incurvée en génère peu. Il est possible que des
vibrations de l’insert de gradient créent de tels phénomènes, ainsi que la forme du pulse RF.
Ces premières mesures nous permettent de dire que les microbulles de gaz peuvent
être utilisées comme agent de contraste en IRM à 4.7 T. Cependant, du fait de la faible
sensibilité de détection de ce phénomène à 4,7 T, et des imperfections de notre chaîne de
détection, ces premières expériences ne nous ont pas permis d’évaluer de façon satisfaisante
l’apport de ces microbulles, par rapport à un AC micro-moléculaire plus classique tel que le
Dotarem.
Nous avons donc choisi, de réaliser ces mesures à plus haut champ (7 T) pour
augmenter l’effet de susceptibilité magnétique engendré par les microbulles (proportionnel à
B0), et ainsi améliorer la précision de nos résultats. L’intérêt principal de l’utilisation de ce
type d’AC est qu’il a une faible rémanence (20 minutes environ) ce qui permet de réaliser les
mesures avec deux AC le même jour. Les études déjà menées avec deux AC nécessitent un
intervalle de temps d’un jour minimum entre les deux séries de mesure [189].
Pour plusieurs raisons, ces expériences menées à 7 T doivent faire l’objet de mesures
complémentaires. Tout d’abord, les souris ont été injectées avec une plus faible quantité de
cellules cancéreuses que d’habitude. Le volume tumoral au moment des mesures est donc
faible par rapport à ce que nous aurions souhaité (cf Partie IV :). De plus, l’implantation assez
haute des tumeurs sur le flanc latéral des souris n’était pas adéquate au vu des mouvements
respiratoires importants dans cette région.
Cependant ces premiers résultats obtenus à 7 tesla sont encourageant, puisque l’on
observe un rehaussement moyen en R2* précoce et très intense (∆R2*max moyen de 38 ± 19 s-1
à 7 T à comparer au ∆R2*max des 5 souris du groupe A qui est de 17,8 ± 11 s-1 à 4,7 T) après
l’injection de l’AC à microbulles. De plus, l’examen en sonde volumique permet un meilleur
contrôle des séquences de mesure sur toute la tumeur. Nous répéterons donc ces expériences
sur un jeu de tumeurs plus adéquates.
- 142 -
les traitements par électroporation
Partie VI : LES TRAITEMENTS PAR
ELECTROPORATION
Cette étude a été réalisée en collaboration avec Luis Mir et Bassim Al-Sakere. Le but
de ce travail était d’évaluer les possibilités et les apports de l’IRM pour détecter, in vivo, les
modifications tissulaires tumorales engendrées par l’électrochimiothérapie (ECT) avec
l’injection de bléomycine ainsi que par électroporation irréversible. Le laboratoire de Luis Mir
est pionner dans ce domaine, ayant proposé et testé ces deux voies de thérapie anti tumorale.
VI. A LE PRINCIPE DE L’ELECTROCHIMIOTHERAPIE :
L’électroperméabilisation [198] de la membrane, qui est à la base de l’ECT, est une
perméabilisation réversible des membranes des cellules obtenue par l’application de pulses
électriques. Elle est très utilisée in vitro et in vivo pour l’introduction de drogues non
perméables tel que : les colorants [199], les oligonucléotides [200], l’ADN [201], les
radiotraceurs [202], les protéines [203] ou encore les drogues [204].
L’ECT consiste à réaliser l’électroperméabilisation des cellules d’un tissu en présence d’un
médicament cytotoxique (ou drogue). L’internalisation dans les cellules tumorales de cette
drogue, telles que le cisplatine [205], [206] ou la bléomycine [207], par l’intermédiaire de
l’ECT permet d’accroître fortement sa cytotoxicité.
La bléomycine (BLM), qui agit comme une mini-endonucléase, tue les cellules par mort
mitotique à faible concentration et par pseudo-apoptose à forte concentration [208]. Ces deux
modalités de mort cellulaire sont dépendantes de la quantité de drogue internalisée dans les
cellules soumises à l’électroporation [209], qui détermine le nombre de cassures simple-brin
et, souvent, double-brin, de l’ADN. Les conséquences in vivo de ces deux types de morts
cellulaires sont en revanche très différents [210].
- 143 -
les traitements par électroporation
Il est aussi possible d’obtenir un effet curatif sur les tumeurs greffées sur des souris en
appliquant un grand nombre de pulses électriques de grande amplitude, sans injecter de
drogue : c’est l’électroporation irréversible (IRE) [211], [212].
Durant les deux dernières décennies, l’ECT a fait l’objet de nombreuses applications
cliniques. Les premiers essais cliniques, sur des patients atteints de carcinomes de la tête et du
cou [213], ont démontré la bonne tolérance de ce traitement. Durant les phases I et II des
essais cliniques, sur les cancers des patients avec des lésions cutanées et sous-cutanées,
l’efficacité du traitement a été confirmée par le scanner et les biopsies [214-217]. L’ECT
entraîne des modifications tissulaires au niveau des tissus traités. Les méthodes d’imagerie
non invasives pourraient donc détecter ces modifications tumorales rapidement après un
traitement tel que l’ECT, avec une meilleure résolution temporelle que l’histologie.
L’IRM sensibilisée à la diffusion permet de mesurer les mouvements des molécules
d’eau dans les tissus. A l’intérieur des cellules, le déplacement des molécules d’eau est
restreint par les structures intracellulaires, alors que dans l’espace extracellulaire, les
molécules d’eau diffusent plus librement (cf paragraphe III. E. 3). La diffusion des molécules
d’eau est évaluée par l’ADC, qui est un paramètre sensible pour évaluer la réponse des
tumeurs traitées par chimiothérapie [218-220].
Le temps T2 (paragraphe III. B) est un autre index sensible, mais non spécifique, qui
reflète les modifications tissulaires physiologiques et pathologiques dans différentes
pathologies [221-223]. Il est très utilisé pour le diagnostic, puisque les images pondérées en
T2 montrent souvent des modifications dans les zones pathologiques. Les variations de T2 ont
aussi été mesurées pour suivre l’évolution des tumeurs [224].
Dans ce travail, les modifications de l’ADC, du T2 et du volume tumoral de greffes de
fibrosarcome LPB sur des souris ont été étudiées pour des temps précoces après l’ECT, réalisé
avec des doses normales et des doses élevées de bléomycine, et après traitement par IRE.
VI. B MATERIELS ET METHODES :
VI. B. 1 Le protocole :
VI.B.1. 1. Les souris :
L’étude a été menée sur 40 souris C57 Bl/6, âgées de 6 à 8 semaines, et porteuses
d’une greffe de cellules de fibrosarcome LPB [225]. Les lignées cellulaires ont été mises en
- 144 -
les traitements par électroporation
culture selon la procédure standard MEM, et un million de cellules, environ, ont été injectées
en sous-cutané dans le flanc dorsal des souris [211]. Au bout de quatorze jours, les tumeurs
mesuraient de 4 à 9 mm de diamètre. Durant les différents traitements et les mesures par IRM
les souris étaient anesthésiées sous isoflurane (1.5 % de gaz dans 1 L/min d’air) par
l’intermédiaire d’un cône nasal. La température des souris a été maintenue constante durant
les mesures par IRM, en soufflant de l’air chaud à travers le tunnel de gradient, et en fixant la
température du tunnel de gradient à 25 °C.
VI.B.1. 2. Contrôle de la distribution du champ électrique à travers les tumeurs :
Une première étude a été réalisée sur 4 souris pour vérifier, par IRM, la distribution du
champ électrique à travers les tumeurs [226]. Une injection de 100 µl de Dotarem (cf
paragraphe II. B. 3), a été réalisée en intrapéritonéale à une concentration de 0.055 mmol/mL
(solution isoosmolaire). L’électroporation a été réalisée 20 minutes après cette injection,
lorsque la concentration extracellulaire du Dotarem avait atteint un plateau. Les mesures IRM
ont été réalisées, après une élimination rénale complète, à 3 jours avec des acquisitions
pondérées en T1 pour détecter l’augmentation du signal RMN, dans les tumeurs, résultant de
l’électroporation et de la capture intracellulaire de l’AC intracellulaire, qui reste piégé dans
les cellules après fermeture des pores transmembranaires. A partir des ROIs dessinées sur les
images pondérées en T1 dans les tumeurs, le rehaussement de l’intensité du signal a été
déterminé pour chaque souris traitées, et a été comparé aux valeurs avant traitement.
VI.B.1. 3. Les protocoles de traitement :
Les 36 autres souris ont été réparties en 3 groupes de contrôle et 3 groupes traités,
chacun contenant 6 souris comme décrit par le Tableau VI-1.
Les groupes de contrôle sont définis comme suit :
-
groupe N : aucun traitement
-
groupe E : seuls les pulses électriques définis pour l’ECT sont appliqués sur
la tumeur [207]
-
groupe B : seule l’injection d’une dose normale de BLM est réalisée.
Les groupes traités sont définis comme suit :
-
groupe BE : reçoit un traitement selon le protocole ECT [207] combinant des
pulses électriques et l’injection d’une dose normale de BLM (0.4 mg/kg).
- 145 -
les traitements par électroporation
-
groupe HBE : reçoit un traitement combinant des pulses électriques et
l’injection d’une forte dose de BLM (80 mg/kg) [210].
-
groupe IRE : reçoit un traitement par un grand nombre de pulses électriques
de voltage élevé. L’ouverture des membranes cellulaires est alors permanente
et non réversible.
Le groupe N a été étudié avant, 24 et 48 heures après le traitement. Les groupes B, E et
BE ont été étudiés avant, 3, 24 et 48 heures après le traitement. Pour les groupes HBE et IRE,
des mesures additionnelles ont été réalisées à 1, 6 et 10 heures après le traitement comme
détaillé dans le Tableau VI-1, puisque ces deux traitements induisent des modifications
tissulaires plus précoces. Le groupe HBE a aussi été étudié à 48 heures, mais les tumeurs de 3
souris n’étaient plus visibles. Les mesures à 48 heures n’ont donc pas été prises en compte
dans l’analyse finale. Pour le groupe IRE, l’étude a été stoppée à 24 heures, puisque ce
traitement détruit toutes les cellules 48 heures après le traitement.
Groupes de contrôle
Nom des groupes
N (nombre de souris)
Nombre de pulses
Champ électrique (V/cm)
Dose de BLM (mg/kg)
N
6
0
0
0
B
6
0
0
0.4
E
6
8
1250
0
Groupes de traités
BE
6
8
1250
0.4
HBE
6
8
1250
80
Temps (heures)
Séquences
T
T
DW
T
T
DW
T
T
T1 T2 DW
T1 T2 DW
0
1 2
1 2
1 2 DW
1
T2, DW
T2, DW
T2, DW
T1 T2 DW
3
T1 T2 DW
6
T1 T2 DW
10
T1 T2 DW
T1 T2 DW
T1 T2 DW
T1 T2 DW
T1 T2 DW
24
T1 T2 DW
T1 T2 DW
T1 T2 DW
T1 T2 DW
48
Tableau VI-1 : récapitulatif des protocoles de traitement pour chaque groupe de souris.
IRE
6
80
2500
0
T1 T2 DW
T2, DW
T1 T2 DW
T1 T2 DW
T1 T2 DW
Une séquence pondérée en T1 a été utilisée pour mesurer le volume tumoral (T1), une séquence pondérée
en T2 a été utilisée pour mesurer le T2 (T2) et une séquence pondérée en diffusion a été utilisée pour
mesurer l’ADC (DW).
VI.B.1. 4. Protocole de l’ECT :
La BLM en solution saline, a été injectée dans le sinus retro-orbitaire des souris à une
dose de 0.4 mg/kg dans 100 µL pour une dose normale et à une dose de 80 mg/kg dans 100 µl
pour une forte dose. Quatre minutes après, les pulses électriques, générés par un
électropulsateur GHT 1287 (Jouan, St Herblain, France), ont été appliqués à l’aide de deux
- 146 -
les traitements par électroporation
électrodes plates (10 mm longueur et 7 mm de largeur) disposées de chaque côté de la tumeur.
Du gel échographique a permis d’obtenir un bon contact entre les électrodes et la peau ou la
tumeur des souris. Les impulsions de champ électrique étaient contrôlées par l’intermédiaire
d’un oscilloscope [227].
Le traitement par électroporation a été réalisé à l’aide d’électrodes placées de chaque
côté de la tumeur, directement au contact de la peau rasée. Huit pulses de 100 µs ont été
délivrés au niveau de la tumeur à une fréquence de 1 Hz. L’intensité du champ électrique,
déterminé par le rapport entre la tension appliquée et la distance entre les électrodes, était de
1250 V/cm.
Pour le traitement par électroporation irréversible, nous avons réalisé une incision de
la peau proche de la tumeur, afin de soulever et de retourner le lambeau de peau contenant la
tumeur, tout en veillant à ne pas sectionner un vaisseau sanguin nourricier de la tumeur. Les
électrodes ont alors été placées directement au contact de la tumeur, selon quatre orientations
successives, afin de traiter l’ensemble de la tumeur. Pour ce traitement, 4 séries de 20 pulses
électriques ont été délivrées avec une fréquence de 0.3 Hz. L’intensité du champ électrique
était de 2500 V/cm [228].
VI.B.1. 5. Acquisitions par IRM :
Les acquisitions par IRM ont été réalisées avec un aimant horizontal de 4.7 Tesla relié
à un spectromètre Apollo (Tecmag, Houston, Texas). Les souris ont été positionnées à plat
ventre à l’intérieur d’une sonde « bird-cage » de diamètre 42 mm [177]. Un tube scellé rempli
d’eau a été placé à côté de la tumeur afin de contrôler la température locale (cf paragraphe
suivant VI.B.2. 2).
Les paramètres des trois séquences utilisées pour cette étude sont détaillés dans le
Tableau VI-2, ci dessous.
Paramètres mesurés
Volume tumoral
ADC
Séquence
SE pondérée en T1 SE EPI pondérée en diffusion
TR/TE (ms)
600/5
4200/ 40
FOV (mm2)
50 x 25
50 x 25
Matrice d’acquisition
256 x 128
128 x 48
Localisation bande saturation
non
Ventre de la souris
Nombre d’excitations
4
1
Nombre de coupes
7 axiales
1 axiale
Épaisseur de coupe (mm)
2
3
b (s/mm2)
non
0, 33, 134, 300, 534, 835 et 1010
δ et ∆ (ms)
non
4.1 et 7.15
Tableau VI-2 : détails des séquences réalisées sur les six groupes de souris.
- 147 -
T2
CPMG
3000/10.6
40 x 40
256 x 128
non
1
1 axiale
3
non
non
les traitements par électroporation
Les mesures du volume tumoral ont été réalisées en utilisant une séquence d’écho de
spin pondérée en T1 (Tableau VI-2).
Les cartes d’ADC ont été obtenues en utilisant une séquence d’écho de spin écho
planar (EPI) single shot pondérée en diffusion décrite par la Figure VI-1. La séquence EPI
permet une acquisition très rapide (ici 45 ms), mais l’image est très sensible aux variations
locales de champ magnétique [171]. Pour réduire ces artefacts, nous avons utilisé différentes
méthodes (expliquées dans le paragraphe suivant VI. B. 2). Une bande de saturation a été
appliquée sur le flanc ventral des souris afin de supprimer le signal de la vessie et des
structures intestinales qui pourraient contaminer l’image principale par des images fantôme
[229]. La durée d’application des gradients de diffusion (δ) est de 4.1 ms et l’intervalle de
temps entre les centres des deux gradients de diffusion (∆) est de 7.15 ms. Le temps de
commutation des gradients est de 100 µs. Les gradients de diffusion sont appliqués dans les
trois directions simultanément. Nous n’avons pas pris en compte les caractéristiques
d’anisotropie du tenseur de diffusion puisque plusieurs auteurs ont montré que l’anisotropie
dans les tumeurs est négligeable [230], [231].
La pondération en T2 est minimisée autant que possible pour éviter une dégradation
importante du SNR, qui est de l’ordre de 50 à b=0 sur une tumeur et de l’ordre de 90 sur le
tube d’eau.
Le facteur de pondération en diffusion, b, est défini par l’Équation III-61 simplifiée (puisque
les temps de montée des gradients sont courts : 100 µs) et il prend les 7 valeurs successives
suivantes : 0, 33, 134, 300, 534, 835, 1010 s/mm2.
Pour s’affranchir de l’influence des termes croisés existant entre les gradients d’imagerie et
les gradients de diffusion (cf paragraphe III.E.4. 2), quatre images sont acquises pour chaque
valeurs de « b » en cyclant la polarité des gradients de codage de phase et de lecture [174].
Nous avons vérifié sur fantôme que le non-cyclage du gradient dans la direction de sélection
de la coupe n’entrainait pas d’erreur appréciable.
- 148 -
les traitements par électroporation
Bande de saturation
TR
TE
RF
90°
180°
Gdiff
Gdiff
Crusher
Gs
Gdiff
Crusher
Gdiff
Crusher
Gp
Gr
Signal
Figure VI-1 : schéma de la séquence de diffusion. Les gradients de diffusion sont appliqués sur les trois
axes simultanément.
Les signaux sont acquis pour chaque écho (pair et impair). Les échos pairs ont donc été inversés et recalés
avant la reconstruction de l’image. De plus, les premières lignes du plan de Fourier en X et en Y ont été
mises à zéro (signaux parasites dus aux imperfections des impulsions 180°).
Les cartes de T2 sont obtenues avec une séquence d’écho de spin multi-écho CPMG
[45] (cf paragraphe III. B) et les paramètres détaillés dans le Tableau VI-2.
VI.B.1. 6. Analyse des données :
Les images ont été analysées soit avec ImageJ pour l’estimation du volume soit avec
un programme dédié écrit sous Matlab. Selon la taille des tumeurs, entre 100 et 2000 pixels
ont été utilisés pour l’analyse de l’ADC, du T2 et des volumes tumoraux.
Le volume tumoral a été calculé à partir des images pondérées en T1, sur lesquelles des
ROIs correspondantes au contour de la tumeur ont été manuellement tracées à l’aide
d’ImageJ. Nous avons ensuite déterminé le nombre de pixels (Ai) sur chaque coupe « n » à
travers la tumeur (surface 2D). Le volume tumoral (Vt) a été calculé comme suit :
N
Vt = ps.st.∑ Ai
Équation VI-1
i =1
Avec ps la taille des pixels et st l’épaisseur des coupes (2 mm).
Les cartes de T2 ont été calculées pixel par pixel, sur des ROIs tracées manuellement
au niveau des contours de la tumeur, à l’aide d’un ajustement des signaux acquis pour les
quatre temps d’échos successifs de l’image CPMG. Les signaux de chaque temps d’écho TEi
- 149 -
les traitements par électroporation
sont ajustés à la décroissance exponentielle du signal décrite par l’Équation III-1. Les valeurs
moyennes et les déviations standard de T2 sont calculées pour chaque ROI.
Les 4 images pondérées en diffusion, acquises pour chaque valeurs de b, en cyclant la
polarité des gradients, sont moyennées géométriquement, afin d’obtenir une seule image pour
chaque valeur de b (cf paragraphe III.E.4. 2).
Pour des images de diffusion de faible SNR (valeurs de b élevées), les valeurs du signal d’une
ROI sont artificiellement augmentées par le bruit. Un ajustement exponentiel sur ces données
produirait une courbe de décroissance plus lente que celle du vrai signal. D’après Miller et al
[232], on peut s’affranchir de ce phénomène par soustraction du bruit corrigé (cf Équation
III-64), SD, au carré du module de la moyenne géométrique, moygéo (cf Équation III-66), des
images, selon l’équation suivante :
Sc (b) =
2
moygeo − 2.( SD) 2
Équation VI-2
Avec Sc(b) le signal corrigé pour chaque valeur de b.
Les cartes d’ADC sont alors obtenues en ajustant ces signaux corrigés, pixel par pixel, à
l’équation suivante :
S (b) = S 0 .e − b. ADC
Équation VI-3
Où S(b) et S0 sont les intensités des signaux de RMN avec et sans pondération en diffusion,
respectivement.
Les cartes d’ADC ont été calculées uniquement pour les quatre plus fortes valeurs de b
(300, 534, 835, 1010 s/mm2) afin de refléter seulement la diffusion de l’eau extra-vasculaire
[168] (cf paragraphe suivant VI.B.2. 5). Les valeurs moyennes et les déviations standard de
l’ADC ont été calculées pour une ROI choisie dans chaque tumeur, sélectionnée en évitant les
marges tumorales afin d’éviter les volumes partiels des tissus non tumoraux (cf paragraphe
VI.B.2. 5).
L’ADC moyen a aussi été mesuré dans le tube d’eau. L’ADC moyen de chaque tumeur
(ADCtumeur) a donc été divisé par la valeur moyenne mesurée dans le tube d’eau sur la même
image (ADCeau), afin d’éliminer les faibles variations de température entre les différents
temps d’acquisition (cf paragraphe VI.B.2. 2), selon l’équation suivante :
ADCnorm =
ADCtumeur
ADCeau
Équation VI-4
Toutes les mesures d’ADC présentées par la suite (dans les résultats) seront des valeurs
normalisées selon cette équation, sauf mention contraire et seront appelées ADC moyen.
- 150 -
les traitements par électroporation
VI.B.1. 7. Analyses statistiques
Les analyses statistiques ont été réalisées avec NCSS-2007 (NCSS, Kaysville, Utah,
USA). Les volumes tumoraux ont été comparés avec un Student t-test apparié : les dernières
valeurs déterminées à 24 ou 48 heures, selon les groupes, ont été comparées aux valeurs
initiales obtenues avant le traitement dans chaque groupe.
Pour le T2 et l’ADC, des comparaisons multiples ont été réalisées, c'est-à-dire que toutes les
mesures obtenues pour chaque temps de mesures ont été comparées entre elles, en utilisant le
test Fisher LSD. Les différences sont considérées comme significatives pour un « p » < 0,05.
VI. B. 2 Les méthodes spécifiques :
La séquence EPI pondérée en diffusion a été implémentée avec un temps de diffusion
∆ de 7.15 ms, afin de réduire le TE et donc le temps d’acquisition total de la séquence.
Ce temps ∆ est court par rapport aux valeurs habituellement utilisées dans la littérature.
Cependant Harkins et al [233] montrent que ce temps de diffusion a peu d’influence sur la
mesure de la valeur de l’ADC, sauf si la diffusion intracellulaire ou le T2 intracellulaire sont
très élevé (3 µm2/ms et 150 ms).
VI.B.2. 1. Reconstruction des images écho planar :
Nous avons créé un programme sous Matlab afin de reconstruire les images d’écho
planar. Ce programme comprend différentes étapes :
- Tout d’abord les premières lignes du plan de Fourier en X (49) et en Y (20) sont
mises à zéro (destruction des signaux parasites dus aux imperfections des impulsions RF de
180°)
- Les échos pairs sont inversés afin d’être dans le même sens que les échos impairs.
- Les décalages temporels entre les échos pairs et impairs sont corrigés. Pour le FOV
et la matrice d’acquisition choisis, nous avons fixé ce décalage à -38 le temps de
l’échantillonnage. Les 38 premiers points des échos pairs sont mis à zéro ; les échos pairs sont
donc avancés.
- Une fois toutes ces corrections effectuées, l’image est reconstruite par transformée de
Fourier inverse 2D.
- 151 -
les traitements par électroporation
VI.B.2. 2. La température :
Afin de vérifier la stabilité de la température lors de nos mesures de diffusion, nous
avons réalisé deux séries de mesures :
-
série 1 : mesure de la stabilité de la température à l’aide d’une sonde rectale,
sur un animal témoin non porteur de tumeur (non inclus dans les 40 souris
étudiées) et mesure de l’ADC, aux temps 0, 20, 40 et 60 minutes, au niveau
du muscle de la souris et du tube d’eau placé à proximité de la souris.
-
série 2 : mesure de l’ADC sur trois fantômes, aux temps 0, 20, 40, 60 et 70
minutes : Le tube 1 contient du chlorure de sodium (0.9 %), le tube 2 du gel
d’agarose et le tube 3 de l’eau.
Les résultats sont présentés dans la Figure VI-2 ci-dessous.
3,000
ADC (10-3 mm2.s-1)
2,500
2,000
1,500
1,000
eau souris
tube 1
tube 3
0,500
muscle souris
tube 2
0,000
0
20
40
temps (min)
60
80
Figure VI-2 : Valeurs de l’ADC en fonction du temps pour des ROIs correspondantes au tube d’eau scellé,
au muscle de la souris (série 1) et au trois tubes de la série 2 (1 : chlorure de sodium, 2 : gel d’agarose, 3 :
eau).
La température rectale de la souris était de 25.5-26.5°C durant toute l’heure de mesure. Cette
valeur assez faible est atteinte dès l’induction de l’anesthésie.
Pour la série 1, la valeur moyenne de l’ADC mesurée sur le fantôme d’eau est de 2.48
± 0.04 .10-3 mm2/s et celle du muscle de la souris est de 1.264 ± 0.0245 10-3 mm2/s. Les
valeurs d’ADC de l’eau et du muscle sont donc stables durant au moins une heure (durée des
examens d’IRM pour les différents protocoles de traitement).
Pour la série 2, les valeurs d’ADC mesurées sur chaque section de tube sont stables
durant les 70 minutes de mesure.
La température est stable durant un examen (environ une heure). Par contre le chauffage par
soufflerie et le chauffage par l’insert de gradient ne suffisent pas à garantir la reproductibilité,
- 152 -
les traitements par électroporation
au degré près, de la température au niveau de la tumeur pour les différents temps d’examen
par IRM (0, 3, 24, 48 heures…). En effet, la mesure de l’ADC du tube d’eau de la série 1 et
celle du tube d’eau de la série 2, sont différentes, ce qui s’explique par des écarts de
températures entre les deux séries de mesures. Nous avons donc choisi de placer un tube
d’eau scellé à proximité de chaque tumeur, afin de corriger, en température nos mesures
d’ADC dans la tumeur (cf Équation VI-4).
VI.B.2. 3. Erreur sur l’estimation de l’ADC :
Les cartes d’ADC, calculées pour le tube d’eau placé à proximité de la souris (série 1,
cf paragraphe précédent) et pour les mesures réalisées à 40 et 60 min, ont été soustraites. A
partir de la cette différence ∆carte, nous avons estimée l’erreur EADC sur la mesure de l’ADC,
selon l’équation :
E ADC =
∆ carte
2
Équation VI-5
On trouve que l’erreur vaut 0,0388 ± 0,0327.10-3 mm2/s. Ce qui correspond à une erreur
relative comprise entre 1,5 % pour les mesures sur les fantômes d’eau et 6,5 % pour les
mesures sur les tissus tumoraux.
VI.B.2. 4. Le shim :
Le shim passif :
Lors de cette étude, les greffes tumorales ont été placées sur le flanc dorsal des souris,
dans une région qui présente très peu de mouvements physiologiques. La tumeur est donc en
contact direct avec l’air ambiant. A l’interface entre l’air et le tissu étudié la grande différence
de susceptibilité entraîne une grande distorsion de B0 ce qui déforme les images acquises en
Echo Planar. Afin de s’affranchir de ces différences de susceptibilité magnétique, nous avons
entouré la tumeur et le tube d’eau, d’une couche épaisse d’alginate [234]. Ce matériau donne
peu de signal, mais il présente la même susceptibilité magnétique que l’eau, et il se solidifie
en quelques minutes. Nous avons mélangé 5 g de poudre d’alginate avec 15 g d’eau. Le gel
devient solide en quelques minutes (il sert aussi de contention des souris).
- 153 -
les traitements par électroporation
a.
b.
Figure VI-3 : Coupes axiales EPI sans alginate (a.) et avec alginate (b.). Les flèches blanches indiquent les
bordures de la tumeur.
La tumeur est très déformée en absence d’alginate et retrouve une forme normale lorsqu’elle est entourée
d’alginate, qui rend plus homogène le champ magnétique au voisinage de la tumeur.
Le shim actif [235] :
Lors de notre étude, il est apparu important de réaliser un shim actif sélectif, c'est-àdire appliqué préférentiellement, pour notre étude, sur la tumeur. En effet, l’eau du tube de
référence possède un signal intense en écho planar (T2 très long) ce qui amène le shim de
l’appareil à se focaliser sur cette région. Or, ce qui nous intéresse le plus c’est la tumeur.
Nous avons donc réalisé le shim, sur les bobinages X, Y, Z, en appliquant, avant l’impulsion
d’excitation de la FID, deux bandes de saturation ou OVS (outer volume suppression) [236],
l’une sur le flanc de la souris pour éliminer le signal de la vessie et des intestins, l’autre sur le
tube d’eau. Après le shim, la tumeur sur les images pondérées en diffusion est moins
déformée, ce qui facilite, par la suite, le tracé de la région d’intérêt correspondante (Figure
VI-4). La bande de saturation, qui supprime le tube d’eau, est par la suite enlevée pour réaliser
l’imagerie pondérée en diffusion.
OVS
tube
d’eau
a.
OVS flanc de la souris
(vessie et intestin)
b.
c.
Figure VI-4 : coupes axiales EPI avant le shim actif (a.), et après le shim actif avec les bandes de
saturation (b.) et sans les bandes de saturation (c.).
On remarque qu’avant le shim la tumeur est déformée et le tube d’eau est bien rond. Après le shim actif
réalisé sur la tumeur, cette dernière est moins déformée, en contre partie le tube d’eau est plus ovale.
- 154 -
les traitements par électroporation
VI.B.2. 5. Le choix des valeurs de b :
En imagerie de diffusion in vivo, le signal est décrit par une décroissance bi
exponentielle, avec une composante de perfusion et une composante de diffusion moléculaire,
décrit selon l’équation suivante [237] :
S (b) = S (0).(1 − f ).e −b. ADC + f .e − b ( ADC + ADC *)
Équation VI-6
Où ADC* est le pseudo coefficient de diffusion apparent reflétant la vitesse de déplacement
du sang dans les capillaires, ADC est le coefficient de diffusion moléculaire et f est la fraction
de protons en mouvement ou fraction de perfusion.
L’atténuation du signal due à la micro-perfusion (nommée également atténuation IVIM) est
plus importante et plus rapide que celle de la diffusion pure, et sa part dans le calcul de l’ADC
est d’autant plus importante que le b est faible. On distingue donc les mesures de diffusion
obtenues, avec des valeurs de b inférieures à 200 s/mm2, qui sont sensibles à la microperfusion, des mesures de perfusion obtenues avec des valeurs de b supérieures à 200 s/mm2,
qui sont sensibles à la diffusion moléculaire.
Dans notre étude, les valeurs moyennes d’ADC obtenues avec les 7 valeurs de b
présentent en moyenne une augmentation de 7 % par rapport aux valeurs moyennes d’ADC
obtenues pour les 4 valeurs élevées de b (sans influence de la micro-perfusion). La valeur de b
choisie comme seuil est plus élevée que dans les études portant sur le cerveau, classiquement
b = 100 s/mm2, à cause de la fraction vasculaire élevée dans les tumeurs.
Notre étude porte sur l’évaluation des modifications moléculaires par l’ECT, c’est pour cette
raison que nous avons choisit de calculer nos cartes d’ADC uniquement pour les 4 plus fortes
valeurs de b, afin d’exclure la composante de la micro-perfusion.
VI.B.2. 6. Images pondérées en diffusion : Choix de la ROI
La détermination des régions d’intérêt sur les images pondérées en diffusion n’est pas
triviale. Or, il est important de délimiter correctement les contours de la tumeur pour mesurer
l’ADC sans contamination des structures adjacentes (œdème péri-tumoral introduit dans le
tissu sous cutané par l’ECT). Nous avons donc défini une procédure reproductible pour
déterminer les ROIs correspondantes au tissu tumoral pour le calcul de l’ADC. Cette méthode
est décrite par la Figure VI-5.
- 155 -
les traitements par électroporation
a.
b.
c.
d.
e.
f.
Figure VI-5 : Coupes axiales pondérées en diffusion (b=0.033 s/mm2) pour 2 souris du groupe BE (a et b)
24H après le traitement par ECT et cartes d’ADC correspondantes pour une grande région (c et d) et
pour la région tumorale « vraie » (e et f).
Les cartes d’ADC sont d’abord calculées pour une large ROI, afin d’évaluer la zone réelle de la tumeur
(entourée par l’œdème péritumoral après ECT) pour les deux souris (c et d), puis réduites à la seule région
de la tumeur afin d’évaluer l’ADC moyen de cette dernière sans contamination (e et f).
La figure ci-dessus nous montre que la ROI sélectionnée sur les images pondérées en
diffusion est plus petite que la vraie section tumorale déterminée sur les images pondérées en
T1 .
Afin de vérifier la reproductibilité de notre méthode d’estimation des ROIs, nous avons
réalisé une comparaison inter-observateurs, dont les résultats sont présentés par la Figure
0,02
200
0,015
150
0,01
100
0,005
50
différence
différence
VI-6, ci-après.
0
-0,005 0,5
0,55
0,6
0,65
0,7
250
450
-100
-0,01
-150
-0,015
-0,02
0
-50 50
moyenne des valeur d'ADC
a.
-200
moyenne pixel de la ROI
b.
Figure VI-6 : comparaison Bland-Altman de la valeur moyenne d’ADC (a.) et du nombre de pixels (b.)
pour chacune des ROIs définies par les deux observateurs.
La comparaison inter-observateurs montre que les ROIs choisies par les deux
observateurs sont très similaires avec un coefficient de variation (module de la différence
- 156 -
les traitements par électroporation
divisée par la moyenne de la valeur d’ADC) de -0.00019. 10-3 mm2/s et une différence
moyenne du nombre de pixels des ROIs de -1.7. Les cartes d’ADC permettent de distinguer
avec précision les différents compartiments cellulaires et donc les différents tissus, ce qui
explique cette faible erreur de l’ordre de 1 % entre les mesures réalisées par les deux
observateurs. Notre méthode de sélection des ROIs est donc très reproductible.
VI. C RESULTATS :
VI. C. 1 Distribution du champ électrique dans les tumeurs :
Les premières mesures réalisées sur quatre souris pour évaluer la distribution du
champ électrique à travers la tumeur, montrent toutes une augmentation de l’intensité du
signal (Figure VI-7) reflétant un raccourcissement du T1 par l’AC introduit dans les cellules
par l’électroporation. La valeur moyenne du rehaussement de l’intensité du signal pour les
ROIs sélectionnées dans les tumeurs, avant et après le traitement, est de 39 ± 10 %. Ce
rehaussement, de tout le volume de l’ensemble de la tumeur, confirme que le champ
électrique délivré, selon le protocole décrit précédemment, est adapté au traitement de ces
tumeurs.
a.
b.
Figure VI-7 : Coupes axiales pondérées en T1 à travers la tumeur d’une souris acquises avant (a.) et après
le traitement (b.) avec injection de Gadolinium et électroporation.
Les triangles blancs indiquent la tumeur, la flèche blanche indique les muscles para-vertébraux et l’étoile
blanche indique le tube d’eau.
- 157 -
les traitements par électroporation
VI. C. 2 Résultats pour les autres groupes :
Les images pondérées en T1, en T2 et en diffusion pour une souris du groupe BE sont
présentées dans la Figure VI-8 suivante.
0 Hr
24 Hrs
T1
T2
Diffusion
ADC
Figure VI-8 : Coupes axiales centrales et carte d’ADC à travers la tumeur et les muscles para-vertébraux
pour une souris du groupe BE avant (colonne de gauche) et 24 heures après le traitement par ECT
(colonne de droite).
Les images sont obtenues avec des séquences pondérées en T1 (première ligne), des séquences pondérées
en T2 (deuxième ligne), des séquences pondérées en diffusion (troisième ligne) respectivement. La dernière
ligne montre les cartes d’ADC obtenues à partir des images pondérées en diffusion. Les triangles blancs
indiquent la tumeur, les flèches blanches indiquent le tube d’eau, les flèches noires indiquent l’œdème qui
apparaît après le traitement et les flèches blanches en pointillées indiquent le faible signal de la couche
d’alginate placée autour de la tumeur pour améliorer l’homogénéité du champ magnétique. La tumeur est
clairement délimitée sur les images pondérées en T1. Sur les images obtenues 24 heures après le
traitement, une région ayant respectivement un signal hypo-intense sur images pondérées en T1 et hyperintense sur les images pondérées en T2 et en diffusion correspond à l’œdème du tissu sous-cutané induit
par l’ECT. La géométrie de la tumeur est similaire sur les images pondérées en diffusion et sur celles
pondérées en T1 et en T2, ce qui indique que les distorsions de champ magnétique sont faibles. Les cartes
d’ADC permettent de différencier clairement le tissu tumoral (en bleu), de l’œdème post-traitement (en
rouge sous la flèche noire) et des tissus sains (en vert/jaune).
- 158 -
les traitements par électroporation
Les volumes moyens, les T2 moyens et l’ADC moyen des tumeurs pour chacun des
temps de mesures et pour chaque groupe de souris sont présentés dans le Tableau VI-3, le
Tableau VI-4 et le Tableau VI-5, respectivement. Concernant le groupe IRE, le volume des
tumeurs avant le traitement est plus petit (119 ± 47 mm3) que celui des autres groupes (347 ±
280 mm3). En effet, l’électroporateur utilisé peut délivrer une tension maximale de 1500 volts,
ce qui limite le diamètre des tumeurs à 5-6 mm dans le cadre du traitement par IRE. Dans tous
les autres groupes, le volume tumoral est similaire avant le traitement.
Nous avons vérifié que les différences de volume existantes n’influençaient pas les valeurs de
l’ADC. La Figure VI-9, ci dessous, montre qu’il n’existe pas de corrélation significative entre
le volume tumoral avant traitement et l’ADC. Le modèle tumoral, greffé sur les souris,
(fibrosarcome LPB) a une croissance lente et ne présente pas de nécrose.
0,290
ADC tumoral moyen
0,280
0,270
0,260
0,250
0,240
0,230
y = -1E-05x + 0,2434
R2 = 0,0501
0,220
0,210
0,200
0
500
1000
volume tumoral (mm3)
Figure VI-9 : ADC tumoral normalisé en fonction du volume tumoral avant le traitement pour toutes les
souris. On constate qu’il n’existe pas de corrélation entre le volume tumoral et l’ADC.
Le volume tumoral augmente significativement (p=0.00003) pour tous les groupes de
contrôle 48 heures après le traitement (N, E et B). Il décroit significativement pour les
groupes HBE (p=0.03) et IRE (p=0.04) 24 heures après le traitement. Dans le groupe BE, on
observe une décroissance non significative (p=0.089) du volume tumoral 48 heures après
l’ECT.
Volume tumoral
moyen (mm3)
0h
24 h
48 h
E
265 ± 170
322 ± 231
409 ± 272 *
N
406 ± 383
483± 482
551± 505 *
B
310 ± 165
342 ± 176
419 ± 218 *
IRE
119 ± 47
87 ± 33 *
BE
317 ± 183
309 ± 167
236 ± 116
HBE
357 ± 354
223 ± 254 *
Tableau VI-3: Volume tumoral moyen (mm3) à 0 h, 24 et/ou 48 h après le traitement pour tous les groupes
de souris.
* correspond à une variation significative pour le t-test Student (p<0.05) du volume tumoral par rapport
0 h.
- 159 -
les traitements par électroporation
Nous n’observons pas de variation significative du T2 pour les groupes E, N et BE. Le
T2 moyen tumoral pour le groupe B augmente significativement entre 3h et 24 h après le
traitement. Pour le groupe IRE, le T2 tumoral moyen augmente significativement entre 1 h et
6 h après le traitement. Le T2 augmente significativement dans le groupe HBE pour tous les
temps après le traitement et atteint un maximum 10 h après le traitement.
. T2 moyen (ms)
E
52 ± 6
0h
1h
3h
6h
10 h
24 h
48 h
N
53 ± 4
56 ± 5
51 ± 3
55 ± 4
B
54 ± 6
48 ± 5
53± 5
52 ± 4
56 ± 8 **
55 ± 6
IRE
48 ± 9
42 ± 6
46 ± 7
52 ± 5 ***
BE
52 ± 7
49 ± 9
53 ± 4
53 ± 5
HBE
48 ± 2
54 ± 3 *
53 ± 3 *
56 ± 5 *
53 ± 2 *
Tableau VI-4: T2 tumoral moyen (ms) avant (0 h) et à 1, 3, 6, 10, 24 et 48 h après le traitement pour tous
les groupes de souris.
* correspond à une variation significative (p<0.05) du T2 tumoral par rapport à 0 h, ** correspond à une
variation significative (p<0.05) du T2 tumoral par rapport à 3 h et *** correspond à une variation
significative (p<0.05) du T2 tumoral par rapport à 1 h.
L’ADC moyen des groupes E et N ne présente pas de variation significative de 0 à
48 h. Dans le groupe B, l’ADC tumoral moyen augmente significativement entre 3h et 24 h
après le traitement. Dans le groupe IRE, l’ADC moyen tumoral décroit significativement à 1
et 3 h après le traitement. Dans les groupes BE et HBE, l’ADC tumoral moyen augmente
significativement à 24 et 10 h après le traitement, respectivement.
ADC moyen
0 hr
1 hr
3 hrs
6 hrs
10 hrs
24 hrs
48 hrs
E
N
B
IRE
BE
HBE
0.241 ± 0.0079
0.234 ± 0.016
0.241 ± 0.0071
0.252 ± 0.0196
0.222 ± 0.0121 *
0.225 ± 0.015 *
0.239 ± 0.0175
0.237 ± 0.0097
0.229 ± 0.023
0.235 ± 0.022
0.257 ± 0.032
0.246 ± 0.029
0.273 ± 0.039 *
0.238 ± 0.0296
0.249 ± 0.014
0.244 ± 0.011
0.244 ± 0.012
0.246 ± 0.0134 0.228 ± 0.017 **
0.241 ± 0.022
0.278 ± 0.026 *
0.244 ± 0.011
0.245 ± 0.017
0.236 ± 0.0081
0.275 ± 0.042
Tableau VI-5 : ADC normalisés moyen obtenus avant (0 h) et 1, 3, 6, 10, 24 et 48 h après le traitement
pour tous les groupes de souris.
* correspond à une variation significative (p<0.05) de l’ADC tumoral moyen par rapport à 0 h, **
correspond à une variation significative (p<0.05) de l’ADC tumoral moyen par rapport à 3 h (les valeurs
de l’ADC sont normalisées).
- 160 -
les traitements par électroporation
10-3.mm2/s
Groupe N
0h
24 h
48 h
3h
24 h
48 h
24 h
48 h
groupe B
0h
Groupe BE
0h
3h
Figure VI-10 : Cartes d’ADC pour 3 tumeurs des groupes N, B et BE aux différents temps de mesure.
Ici les valeurs d’ADC ne sont pas normalisées aux valeurs d’ADc du tube d’eau voisin. L’ADC augmente à
24 et 48 h après le traitement par ECT (groupe BE). Une zone de forte valeur d’ADC est observée à 48 h
pour le groupe BE, correspondent à une zone de nécrose (flèche blanche).
La figure précédente (Figure VI-10) montre les cartes d’ADC (non normalisées) pour
trois tumeurs des groupes N, B et BE. Ces cartes sont assez homogènes pour les deux groupes
de contrôle. L’ADC de la tumeur du groupe BE augmente 24 et 48 heures après le traitement
hétérogénéité de la tumeur
(en rouge sur les images du groupes BE).
0,200
0,150
0,100
0,050
0,000
-1
19
39
temps (h)
Figure VI-11 : Hétérogénéité de l’ADC des tumeurs, évaluée par la déviation standard de l’ADc moyen
des tumeurs, en fonction du temps pour chaque souris de tous les groupes.
Afin d’évaluer l’hétérogénéité des tumeurs sous traitement, la dispersion de l’ADC à
travers les ROIs dessinées dans chaque tumeur est reportée pour tous les temps d’examens et
pour tous les groupes (Figure VI-11). Seules deux souris du groupe BE présentent une
- 161 -
les traitements par électroporation
augmentation de l’hétérogénéité de la tumeur, avec des aires de nécrose visibles (fortes
valeurs d’ADC sur les images).
Les évolutions du volume tumoral, du T2 et de l’ADC moyen montrent des différences
claires entre les groupes expérimentaux. Les Figure VI-12 etFigure VI-13 présentent les
70
0,340
1600
65
0,320
1400
60
0,300
55
0,280
1200
1000
800
600
200
35
0
30
tem ps (h)
0
40
a.
800
600
400
0,220
N2
N4
N6
20
0,200
0,180
b.
70
0,340
65
0,320
60
0,300
55
0,280
50
45
E1
E3
E5
35
0
20
tem ps (h)
20
-2
e.
400
65
0,320
60
0,300
55
0,280
50
35
0
0
20
tem ps (h)
g.
0,260
0,220
B1
B3
B5
B2
B4
B6
0,200
0,180
30
40
f.
0,240
45
40
200
ADC
T2 (ms)
volume tumoral (mm3)
600
38
0,340
1000
B
18
temps (h)
70
800
0,260
0,200
40
tem ps (h)
d.
c.
0,180
0
40
38
0,220
E2
E4
E6
30
0
18
te m ps (h)
0,240
40
200
-2
40
tem ps(h)
T2 (ms)
volume tumoral (mm3)
N1
N3
N5
ADC
20
0,260
0,240
45
400
1000
E
50
40
0
ADC
1800
T2 (ms)
N
volume tumoral (mm3)
résultats individuels pour chaque groupe de contrôle et chaque groupe traité, respectivement.
-2
0 tem ps (h) 20
40
h.
18
te m ps (h)
38
i.
Figure VI-12: Résultats individuels pour les trois groupes de contrôle : variations du volume tumoral (a,
d, g) du T2 (b, e, h) et de l’ADC moyen (c, f, i) en fonction du temps pour chaque souris des groupes N (a,
b, c), B (d, e, f) et E (g, h, i).
Les souris du groupe B présentent des résultats hétérogènes en termes de T2 et d’ADC.
- 162 -
les traitements par électroporation
70
0,340
65
800
0,320
60
600
400
0,300
55
0,280
50
ADC
T2 (ms)
BE
volume tumoral (mm3)
1000
45
40
200
35
0
BE 5
BE 1
BE 3
BE 6
BE 2
BE 4
20
40
20
tem ps (h)
0
40
0,180
-2
18
tem ps (h)
b.
HBE1
HBE3
HBE5
65
HBE2
HBE 4
HBE6
38
c.
0,340
0,320
800
0,300
60
600
400
0,280
ADC
T2 (ms)
55
0,260
0,240
50
0,220
200
45
0
0
10
20
0,180
0
tem ps (h)
10
-2
20
te mps (h)
d.
200
65
160
140
T2 (ms)
120
100
80
60
e.
IRE 1
IRE 3
IRE 5
70
180
volume tumoral (mm3)
0,200
40
IRE 2
IRE 4
IRE 6
0,300
55
0,280
50
45
0
10
tem ps (h)
0,200
0
20
g.
0,260
0,220
30
0
f.
0,240
35
20
18
0,320
60
40
40
8
tem ps (h)
0,340
ADC
volume tumoral (mm3)
0,200
a.
1000
IRE
0,220
tem ps (h)
70
HBE
0,240
30
0
0,260
10
tem ps (h)
0,180
20
-2
h.
8
18
tem ps (h)
i.
Figure VI-13 : Résultats individuels pour les trois groupes traités : variations du volume tumoral (a, d, g),
du T2 (b, e, h) et de l’ADC moyen (c, f, i) en fonction du temps pour chaque souris des groupes BE (a, b, c),
HBE (d, e, f) et IRE (g, h, i).
Dans le groupe HBE, le T2 de trois tumeurs augmente à 3 et 6 h après le traitement
(symboles blancs sur la Figure VI-13. e) et le T2 de trois tumeurs, après une décroissance,
montre une augmentation 10 h après le traitement (symboles noirs sur la Figure VI-13. e).
L’ADC moyen de 4 tumeurs augmente à 3 h après le traitement et encore à 10 h
(augmentation de 19 %). Deux souris présentent une faible augmentation de l’ADC tumoral
après le traitement (symboles blancs sur la Figure VI-13. f). Ainsi, en dépit des variations
individuelles, le T2 et l’ADC semblent augmenter rapidement après le traitement et/ou
quelques heures plus tard (10 h), reflétant deux phases dans l’évolution de la tumeur, comme
nous en discuterons plus tard.
Dans le groupe IRE, le T2 décroit à 3 h pour trois souris (symboles blanc sur la Figure
VI-13. h). Pour les même souris, le volume tumoral est stable de 0 à 3h et décroit par la suite
- 163 -
les traitements par électroporation
(Figure VI-13. h). Au contraire, le T2 augmente à 3 h pour les trois autres souris (symboles
noirs) et, pour ces souris, le volume tumoral décroît rapidement, dès une heure après le
traitement. Ces données semblent refléter différentes cinétiques associées à la décroissance du
volume tumoral et aux variations de T2, plusieurs souris répondent très rapidement, alors que
les autres répondent plus lentement, comme détaillé dans la discussion.
L’ADC tumoral moyen décroît et atteint une valeur minimale une heure après le traitement,
en partie récupéré plus tard et ne montre pas d’autre changement par la suite (Figure VI-13. i).
VI. D CONCLUSION :
Ce travail étudie les relations entre les variations de volume, de T2 et d’ADC dans des
tumeurs suivies in vivo après un traitement par ECT ou IRE, et les modifications tissulaires
connues pour être induites par ces traitements.
Dans cette étude, les tumeurs ont été implantées sur la partie basse du dos des souris
afin d’éviter les artefacts de mouvements sur les images IRM. Puisque le voltage des pulses
électriques doit être adapté à la taille tumorale pour couvrir l’ensemble de la tumeur, le
protocole électrique a d’abord été validé par IRM. Ainsi un AC a été injecté avant
l’application des pulses électriques pour visualiser les cellules électroperméabilisées (qui sont
ouvertes pour recevoir l’AC, puis refermées, empêchant sa fuite), validant ainsi l’adéquation
entre la différence de tension appliquée entre les électrodes, la taille tumorale et la taille des
électrodes et leur placement sur la tumeur. L’imagerie de contrôle, basé sur la rétention de
l’AC
dans
la
tumeur,
a
confirmé
le
caractère
réversible
et
l’efficacité
de
l’électroperméabilisation des cellules, et toutes les régions tumorales sont traitées.
Une autre point important à considérer est lié au fait que les mesures d’ADC sur les
structures vivantes sont perturbées par tous les mouvements physiologiques. Ici, nous
utilisons une séquence EPI pondérée en diffusion, qui nous permet d’acquérir très rapidement
(45 ms) les images, nous affranchissant ainsi de tous mouvements. La partie basse du dos de
la souris est exempte d’artefact de respiration, et immobilisée par une couche d’alginate
placée autour de la tumeur, ce qui empêche le déplacement entre deux acquisitions.
Sur les images de diffusion, il est important de délimiter correctement le contour des
tumeurs pour la mesure de l’ADC sans contamination des structures adjacentes (dont l’ADC
- 164 -
les traitements par électroporation
est très élevé après ECT). Afin de valider la détermination des ROIs pour la mesure de l’ADC
des tumeurs, un test inter-observateur de reproductibilité sur dix tumeurs a été réalisé, avec un
coefficient des variations entre les valeurs moyennes d’ADC de 1 %.
Habituellement, la réponse tumorale est évaluée par la mesure du pourcentage de
variation du volume tumoral après chimiothérapie. Dans notre étude, le volume tumoral
diminue significativement dans les 24 h après le traitement avec une forte dose de BLM
(-37 %) et après le traitement avec IRE (-27 %). Au contraire la diminution du volume du
groupe traité avec l’ECT validée (groupe BE), n’est pas significative 48 h après le traitement,
comme décrit précédemment par Larkin et al [238].
Généralement, le traitement des tumeurs peut induire différentes modifications
cellulaires, comme le gonflement cellulaire, l’apoptose ou la nécrose et la lyse des cellules,
qui induisent différents modèles de variation de l’ADC et du T2 [176]. Un gonflement des
cellules a été observé peu de temps après plusieurs thérapies ; L’ADC est alors plus dépendant
du compartiment intracellulaire, qui a une plus faible valeur d’ADC, que du compartiment
extracellulaire, puisque les membranes cellulaires restreignent le mouvement des molécules
d’eau. Ces phénomènes apparaissent rapidement après le traitement (1 heure). Ensuite,
l’apoptose des cellules et la nécrose entraînent un rétrécissement des cellules, et les molécules
d’eau peuvent diffuser plus librement, entraînant une augmentation de l’ADC.
Beaucoup d’études ont montré l’intérêt d’utiliser l’ADC et le temps de relaxation T2
pour suivre la réponse des traitements de radiothérapie et de chimiothérapie [239-244]. Plus
récemment, le temps T1 a aussi été proposé comme index de sensibilité de la réponse
tumorale. La technique de DCE MRI reflète le réseau micro-vasculaire à l’intérieur de la
tumeur et est de plus en plus utilisée dans les études précliniques et cliniques des thérapies
anti-angiogéniques [245], [246].
Il est aussi intéressant de discuter des relations entre nos observations faites par IRM
et les découvertes histologiques antérieures issues des études d’ECT réalisées sur des cultures
cellulaires ou sur des tumeurs.
Dans le cas de l’ECT à forte dose de BLM (50 mg/kg), les études histologiques menées par
Mékid et al [210] montrent une décroissance rapide de la fraction cellulaire en mitose et un
pourcentage massif de cellule en apoptose (34.5 ± 6.3 %), dix fois supérieur à celui observé
dans les tumeurs de contrôles. Dans notre étude, les augmentations du T2 et de l’ADC sont en
accord avec l’apoptose massive des cellules. A plus faible dose de BLM (0.5 mg/kg), la
- 165 -
les traitements par électroporation
fraction de cellule en mitose est aussi réduite (diminution de 40-45 %). De 0 à 25 h après
l’ECT (0.5 mg/kg), ces auteurs observent une large infiltration des tumeurs LPB par les
lymphocytes, mais aucune variation du pourcentage de cellule en apoptose, ni aucune
variation de la taille du noyau, alors que 25 h après le traitement, le noyau devient plus gros et
que le nombre de cellules en apoptose augmente. Pour des temps identiques, nous observons
une augmentation de l’ADC dans les tumeurs du groupe BE (0.4 mg/kg).
Dans les tumeurs traitées par IRE, Al-Sakere et al [211] observent une congestion du
sang des vaisseaux tumoraux (dès la 5ième minute après le traitement). Les changements dans
l’architecture des tissus et dans la morphologie des cellules sont détectés 1 et 2 h plus tard.
Suite à ces modifications, c'est-à-dire la destruction totale des membranes cellulaires, on
considère alors qu’il n’existe plus qu’un seul compartiment cellulaire, et elles deviennent
dramatiques 6 h après le traitement. Ces résultats sont en accord avec les variations de T2 et
d’ADC observées dans notre étude (Figure VI-13. h et i).
Des augmentations significatives du T2 sont observées, dans le groupe HBE, 3, 6 et
10 h après le traitement. Des observations très similaires sont faites par Dev et al [221] en
étudiant des tumeurs (Hep-2) ex vivo traitées par ECT en utilisant des fortes doses de BLM
injectées directement dans la tumeur. Ils mesurent des valeurs différentes de T2 à 24 h entre le
groupe de contrôle et le groupe traité par ECT (52,4 ± 0.9 ms comparé à 46.5 ± 1,5 ms). Selon
eux, une apoptose précoce, et la mort des cellules tumorales, pourrait expliquer ces résultats.
La perte associée de l’intégrité des structures pourrait augmenter le T2, ce qui est aussi
observé.
Dans le groupe IRE, nous observons deux phénomènes successifs, la diminution et
ensuite l’augmentation du T2 après le traitement. Huang et al [222] détectent aussi une
diminution du T2 après deux cycles de chimiothérapie (59,1 ± 0.6 ms à 56.6 ± 1.04 ms). Zhao
et al [247] trouvent que plus l’hétérogénéité microstructurale et/ou la diminution de l’eau sont
importantes dans la tumeur, plus la diminution du T2 est importante. De plus, Manton et al
[248] ont rapporté que le T2 de l’eau des tissus diminue significativement chez des patients
porteurs de tumeurs avancées du sein après deux cycles de thérapies néo-adjuvantes.
L’IRE induit une réduction permanente du flux sanguin tumoral appelé « vascular lock »
(alors que pour l’ECT, le vascular lock est partiellement réversible). La diminution du T2 peut
être causée par le vascular lock, l’ischémie et le gonflement des cellules puisque le T2
intracellulaire est plus court que le T2 extracellulaire et que sa contribution augmente.
- 166 -
les traitements par électroporation
L’augmentation du T2 (1 heure maximum après le traitement), peut être expliquée par la perte
totale des membranes cellulaires (il ne reste qu’un seul compartiment et non deux).
Dans le groupe BE, où les modifications sous thérapie ont lieu plus lentement,
l’évaluation du T2 est probablement trop précoce. Huang et al [222] traitent 5 tumeurs par
CHOPB, et ils observent une variation significative du T2 une semaine après le changement
significatif de l’ADC et du volume tumoral. Comme classiquement décrit [249], l’ADC sous
traitement est un marqueur précoce de l’effet des traitements. Nous observons aussi une
augmentation des valeurs de l’ADC 24 h après une dose normale de BLM et 3 h après une
forte dose de BLM, que nous considérons comme largement due à l’apoptose des cellules, et 1
et 3 h après l’IRE un fort champ électrique. Après un traitement par IRE, la diminution de
l’ADC est vraisemblablement due au gonflement des cellules induit par l’ischémie et le
vascular lock (ayant lieu juste après le traitement), comme prévu par Koh et al [176]. AlSakere et al [211] et Sersa et al [250] observent un vascular lock précoce et prolongé, qui
pourrait contribuer à cette diminution de l’ADC.
Pour conclure, nous avons vérifié dans cette étude que la mesure du volume tumoral
est insuffisante pour prédire l’efficacité du traitement par ECT et IRE. Nous montrons après
d’autres, que l’ADC et le T2 sont des outils utiles pour réaliser les suivis de tels traitements.
Cependant, les résultats de nos travaux montrent que l’ADC est plus sensible que le T2, pour
les traitements réalisés.
De plus, il est important de déterminer les temps exacts auxquels les mesures par IRM doivent
être réalisées, afin d’éviter une mauvaise interprétation de l’efficacité, ou de la non efficacité
des traitements.
- 167 -
Conclusion et Perspectives
CONCLUSION ET PERSPECTIVES
Nous nous sommes intéressés dans ce travail de thèse à l’imagerie fonctionnelle
appliquée à l’étude des tumeurs sur le petit animal. Notre premier objectif était de développer
des outils de mesure, afin de déduire les paramètres quantitatifs et semi quantitatifs liés à
l’imagerie dynamique du rehaussement de contraste (DCE MRI). Ces mêmes outils, corrélés à
ceux de l’analyse des images de susceptibilité magnétique, ont été utilisés afin de comparer
les paramètres cinétiques de la perfusion obtenus avec l’injection de deux AC : l’un
micromoléculaire et diffusif et l’autre macromoléculaire et strictement intravasculaire.
Enfin, l’IRM fonctionnelle, et en particulier l’imagerie de diffusion, a été employée pour
suivre les modifications tissulaires précoces associées aux traitements d’ECT et d’IRE.
Le premier projet MELIMAGE nous a permis de mettre en place un protocole d’IRM
adapté à l’étude pré-clinique et clinique des paramètres pharmacocinétiques, avec une durée
totale d’acquisition de 46 minutes. Cette étude nous a aussi permis de mettre en place une
procédure de mesure rapide du T1, qui est validée mais perfectible.
De plus, nous avons implémenté des programmes afin d’extraire les paramètres semiquantitatifs et quantitatifs de la cinétique de distribution de l’AC à travers la tumeur
Enfin des outils de segmentation des images dynamiques et anatomiques ont été développés,
afin de comparer les données issues des différentes modalités d’imagerie.
Le deuxième projet, nous a permis de montrer que la détection à 4.7 T, puis à 7 T,
d’un AC macromoléculaire à base de microbulles était possible. Cependant, pour étudier
l’effet de cet AC en IRM, il est nécessaire d’utiliser des antennes de surface adaptées ou un
champ magnétique suffisamment élevé. Cette étude a aussi permis de mettre en avant les
difficultés d’injection des AC à base de microbulles chez le petit animal : la rapidité
d’injection de l’AC, afin d’éviter la destruction des microbulles, doit être associée aux
contraintes géométriques de l’aimant (longueur du tunnel) nécessitant un délai entre
l’injection et l’acquisition des images.
- 168 -
Conclusion et Perspectives
Le troisième projet a permis de montrer que la mesure du volume tumoral est
insuffisante pour prédire précocement l’efficacité des traitements par ECT et IRE. Nous
montrons après d’autres, que l’ADC et le T2 sont des outils utiles pour réaliser les suivis de
tels traitements. Les résultats de nos travaux montrent que l’ADC est plus sensible que le T2,
pour les traitements réalisés. De plus, on peut noter, qu’il est important de déterminer les
temps exacts auxquels les mesures par IRM doivent être réalisées afin d’éviter une mauvaise
interprétation de l’efficacité ou de la non efficacité des traitements.
Les perspectives ouvertes par cette thèse sont multiples.
Tout d’abord, l’utilisation d’une méthode de déconvolution pour l’estimation des
paramètres pharmacocinétiques de la perfusion tumorale a débuté avec un projet de Master 2,
et doit être poursuivie afin d’extraire les valeurs des paramètres pharmacocinétiques, et de les
comparer à celles calculées dans ce travail de thèse.
De plus, l’estimation des cartes de T1 pré-contraste peut être améliorée en choisissant
des angles de bascule et un TR plus appropriés à l’étude sur le petit animal.
Les images histologiques et échographiques acquises sur les souris examinées dans le
cadre du protocole Melimage ont été analysées et doivent maintenant être comparées aux
données recueillies en IRM. Les résultats feront l’objet d’une publication en collaboration
avec l’équipe de l’IGR et celle de l’EPITA.
L’utilisation d’un AC à base de microbulles présente l’avantage d’avoir une faible
rémanence et donc de permettre l’acquisition en une heure de deux séquences dynamiques,
avec deux AC. Les microbulles de gaz ne présentent pas de contre indication pour être
utilisées chez l’homme, contrairement aux autres agents macromoléculaires. Nous pourrions
donc envisager une utilisation chez l’homme, notamment pour les tumeurs superficielles (en
raison du faible signal induit par les microbulles qui nécessite l’utilisation de sonde de
surface), à fort champ magnétique.
Nous avons montré que l’IRM de diffusion permet de suivre les traitements d’ECT et
d’IRE. Les mesures ont été réalisées pour six souris dans chaque groupe. Nous pouvons donc
maintenant envisager une application chez l’homme.
- 169 -
Index des figures et des tableaux
INDEX DES FIGURES ET DES TABLEAUX
Figure I-1 : Exemple de cytologie. Image d’un épanchement péritonéal sans cellules
néoplasique :............................................................................................................................. 19
Figure I-2 : Immunohistochimie de lymphomes. Détermination de sécrétions protéïques
particulières par des marqueurs de surface (en rouge) ............................................................. 19
Figure I-3 : schéma d’un scanner X. ........................................................................................ 21
Figure I-4 : schéma d’une gamma caméra ............................................................................... 21
Figure I-5 : exemple d’une image corps entier obtenue en TEP (a.) et avec un scanner à rayon
X (b.). ....................................................................................................................................... 22
Figure II-1: Processus de l’IRM............................................................................................... 27
Figure II-2 : Etablissement de l’aimantation longitudinal MZ après une pulse RF de 90°. ..... 28
Figure II-3 : Décroissance de l’aimantation longitudinale Mxy................................................ 29
Figure II-4 : exemple de schémas de remplissage du plan de Fourier. .................................... 31
Figure II-5 : Schéma de la séquence d’écho de spin. ............................................................... 32
Figure II-6 : Schéma de la séquence d’écho de gradient......................................................... 33
Figure II-7 : courbe d’aimantation (hystérésis) et ordre ferromagnétique. .............................. 35
Figure II-8 : Effet sur le signal des agents de contraste IRM selon leur concentration pour un
TR donné. ................................................................................................................................. 37
Figure III-1 : Signal recueilli pour une séquence d’écho de spin............................................. 45
Figure III-2 : Signal recueilli pour une séquence CPMG et diagramme des impulsions RF
appliquées................................................................................................................................. 46
Figure III-3 : schéma de la procédure à suivre pour l’estimation de paramètres semiquantitatifs et quantitatifs pour une étude de DCE MRI. ......................................................... 47
Figure III-4 : Schéma de la séquence d’inversion récupération............................................... 49
Figure III-5 : exemple d’un ajustement non linéaire pour mesurer le T1 d’un fantôme avec une
séquence spectroscopique d’inversion récupération avec 12 valeurs de TI variant de 1 à
15000 ms. ................................................................................................................................. 49
Figure III-6 : exemple d’un ajustement non linéaire pour mesurer le T1 d’un fantôme avec une
séquence saturation récupération avec un TE de 10 ms et 10 valeurs de TR variant de 100 à
3000 ms. ................................................................................................................................... 50
Figure III-7 : exemple d’ajustement pour 8 acquisitions d’écho de gradient avec des angles de
20 à 90°, un TR de 900ms. ....................................................................................................... 52
Figure III-8 : Diagramme des pulses de la séquence TAPIR (a.) et distribution des points du
temps de chaque coupe n.......................................................................................................... 54
Figure III-9 : Courbe de rehaussement du signal d’une artère rénale à proximité de la tumeur
et du tissu tumoral gréffé sur une souris et les paramètres empiriques calculé à partir de
l’analyse de la courbe. .............................................................................................................. 55
Figure III-10 : Représentation schématique du modèle bi-compartiments : ............................ 56
Figure III-11 : schéma du modèle linéaire multi-compartiment pour un AC distribué dans la
tumeur et le reste du corps........................................................................................................ 62
Figure III-12 : schéma du modèle DP (diffusion perfusion) proposé par Pellerin et al ........... 63
Figure III-13 : Séquence multi-échos de gradient. .................................................................. 69
- 170 -
Index des figures et des tableaux
Figure III-14 : Schéma explicatif pour le calcul des paramètres (rBV, rBF, MTT) issus de
l’analyse des courbes de ∆R2* en fonction du temps............................................................... 76
Figure III-15 : Diagramme de la séquence d’imagerie d’écho de spin pondérée en diffusion. 80
Figure III-16 : Diagramme de la séquence écho planar (EPI)................................................. 82
Figure III-17 : Schéma des différents bobinages ..................................................................... 85
Figure III-18 : Diagramme schématique montrant les variations du coefficient de diffusion
apparent dans la tumeur selon les traitements. ......................................................................... 88
Figure IV-1 : Organigramme de la répartition des actes pour le projet MELIMAGE............. 90
Figure IV-2 : schéma explicatif des différentes phases d’études du projet Melimage ............ 91
Figure IV-3 : Récapitulatif des temps et vitesses de relaxation longitudinale obtenus avec les
deux programmes A et B pour un champ magnétique principal B0 de 1.5 Tesla pour les tubes
de la série 2 (a.). ....................................................................................................................... 96
Figure IV-4 : vitesse de relaxation longitudinale R1 en fonction de la concentration en
Dotarem pour deux champs magnétique B0 et pour deux méthodes de mesures : séquence
spectroscopique d’inversion récupération spectroscopique (IR spectro) et séquence
d’imagerie saturation récupération à 4,7 T (SR ima) et à 1,5 T (1.5T).................................... 97
Figure IV-5 : coupes axiales anatomique (a.), du rehaussement dynamique après injection
d’AC (b.) et pondérée en T1 avec un angle de 60° (c.), acquises au niveau du plus grand axe
de la lésion (ganglion), pour un patient étudié dans le cadre du protocole Melimage........... 103
Figure IV-6 : fonction d’entrée artérielle (a.) mesurée dans l’artère proche du ganglion (croix
sur la figure précédente) et rehaussement du signal mesuré pour une ROI tracée sur le
ganglion (b.) d’un patient. ...................................................................................................... 103
Figure IV-7 : Moule en silicone pour le recalage des images US et IRM pour les acquisitions
sur souris. ............................................................................................................................... 104
Figure IV-8 : schéma du montage de la sonde échographique afin de réaliser une coupe
strictement axiale et reproductible de la tumeur. ................................................................... 105
Figure IV-9 : découpe de la pièce histologique...................................................................... 107
Figure IV-10 : Coupes histologiques d’une tumeur marquées au CD34 (coloration en bleu
turquoise des vaisseaux sanguins) à différentes résolutions. ................................................. 107
Figure IV-11 : exemple de segmentation obtenue avec le programme EPITA, pour une
acquisition dynamique en IRM (2D+t). Chaque couleur correspond une forme de courbe de
rehaussement du signal en fonction du temps (les couleurs sont aléatoires). ........................ 108
Figure IV-12 : Organigramme représentant les différentes phases de calcul (méthodes 1 et 2)
pour déterminer les paramètres pharmacocinétiques des huit souris examinées. .................. 109
Figure IV-13 : coupes axiales, passant par le plus grand axe de la tumeur, d’une séquence
anatomique hautement résolue (a), d’une séquence d’écho de gradient avec un angle de 60°
(b.) et d’une séquence dynamique pondérée en T1 avant (c.) et après (d.) l’injection d’un agent
de contraste............................................................................................................................. 112
Figure IV-14 : courbes du rehaussement relatif du signal (en %), pour différentes régions dans
les tumeurs des huit souris examinées (souris 1 (a.), souris 2 (b.)…), définies à l’aide du
programme implémenté par l’EPITA..................................................................................... 113
Figure IV-15 : Cartes de l’AUC (colonnes 1 A et B), de la pente (colonnes 2 A et B), du
rehaussement (colonnes 3 A et B) et du temps maximum (colonnes 4 A et B) de la tumeur
pour chacune des huit souris. ................................................................................................. 114
Figure IV-16 : courbes de la concentration plasmatique (a) et du rehaussement relatif
mesurées sur l’aorte d’une souris (en noir) et les courbes ajustées selon un modèle biexponentiel (en rouge) en fonction du temps. ........................................................................ 115
Figure IV-17 : cartes de T1 (a.) et de S0 (b.) obtenues pour la première des huit souris
examinées. .............................................................................................................................. 115
- 171 -
Index des figures et des tableaux
Figure IV-18 : cartes de Ktrans (colonnes 1 A et B), ve (colonnes 2 A et B) et vp (colonnes 3 A
et B) pour les huit souris examinées obtenues avec la méthode 1-B (bloc A) et la méthode 2
(bloc B)................................................................................................................................... 118
Figure IV-19 : Comparaison Bland-Altman pour l’estimation des valeurs moyennes de Ktrans
(a), de ve (b) et de vp (c) sur les différentes ROIs tracées dans les tumeurs des huit souris
examinées avec les méthodes 1-B et 2 (M1 et M2 respectivement) par le programme EPITA.
................................................................................................................................................ 119
Figure IV-20 : Carte de Ktrans et ROIs trouvées avec le programme EPITA pour 7 souris (la
souris 3 n’ayant qu’une seule région englobant toute la tumeur)........................................... 120
Figure IV-21 : Carte de la pente normalisée et ROIs trouvées avec le programme EPITA pour
7 souris (la souris 3 n’ayant qu’une seule région englobant toute la tumeur)........................ 120
Figure V-1: diagramme de la séquence multi écho de gradient utilisée pour le suivi
dynamique de l’effet de susceptibilité magnétique créé par le SonoVue............................... 127
Figure V-2 : diagramme de la séquence d’écho de gradient EPI utilisée pour mesurer le T1 et
pour le suivi dynamique des tumeurs murines du groupe B à 4.7 Tesla................................ 129
Figure V-3: photographie du positionnement de la souris sur l’antenne de surface (a) et du
dépôt de l’alginate autour de la tumeur (b). Photographie de l’antenne de surface incurvée (c.).
................................................................................................................................................ 129
Figure V-4: coupe anatomique axiale (a.) et coupe axiale keyhole reconstruite avec les
contours de la ROI sélectionnée pour représenter la tumeur (b.) pour une souris. ................ 131
Figure V-5: Cartes axiales de R2* et ROI (en noire) sélectionnée (33 pixels) avant (a) et pour
différents temps après (b) l’injection du SonoVue. Courbes de ∆R2* (c.) et le signal du 4ième
écho (d) en fonction du temps pour la même tumeur............................................................ 131
Figure V-6 : courbe de l’évolution de ∆R2* en fonction du temps et ajustement obtenu avec la
fonction gamma variable pour chacune de 5 tumeurs du groupe A (souris 1 en a, souris 2 en b
et ainsi de suite)...................................................................................................................... 132
Figure V-7 : coupes anatomiques axiales (a.) et sagittale (b.) obtenues avec la sonde de
surface incurvée pour la souris étudiée du groupe B.............................................................. 133
Figure V-8 : coupes axiales MGE avant (a.), pour le signal minimal (b.) et pour un temps
tardif (c.) après l’injection des microbulles............................................................................ 134
Figure V-9 : courbe de l’évolution de ∆R2* en fonction du temps et ajustement obtenu avec la
fonction gamma variable pour la souris du groupe B (a.) et valeurs des paramètres relatifs
extraites de l’ajustement par la fonction gamma variable (b.). .............................................. 134
Figure V-10 : coupes axiales du signal acquis avec la séquence dynamique pondérée en T1
avant (a.) et après (b.) l’injection de l’agent de contraste (Dotarem)..................................... 135
Figure V-11 : Carte de T1 obtenue sur l’ensemble de la tumeur............................................ 135
Figure V-12 : cartes de Ktrans (a.), ve (b.) et vp (c.) obtenues pour la totalité de la tumeur de la
souris. ..................................................................................................................................... 135
Figure V-13 : coupes axiales anatomiques (a, d, g), dynamiques pondérées en T1 avant
l’injection de Dotarem (b, e, h) et multi échos de gradient reconstruites pondérées en T2 avant
l’injection du Sonovue (c, f, i) pour les 3 souris du groupe C (souris 1 = ligne 1, souris 2 =
ligne 2, souris 3 = ligne 3)...................................................................................................... 136
Figure V-14 : Courbe de l’évolution de ∆R2* en fonction du temps et ajustement obtenu avec
la fonction gamma variable pour chacune de 3 tumeurs du groupe C (souris 1 en a, souris 2 en
b et souris 3 en c).................................................................................................................... 137
Figure V-15: Cartes de R2* avant (a, b, c) l’injection du Sonovue et carte de ∆R2*max pour les
3 souris du groupe C. (Souris 1 = a et d, souris 2 = b et e, souris 3= c et f)........................... 138
Figure V-16 : Cartes de l’AUC (a, e, i), de la pente (b, f, j), du rehaussement (c, g, k) et du
temps maximum (d, h, l) de la tumeur pour les 3 souris examinées (souris 1= colonne 1, souris
2 = colonne 2, souris 3 = colonne 3). ..................................................................................... 138
- 172 -
Index des figures et des tableaux
Figure V-17 : cartes de Ktrans (colonne 1 A et B), ve (colonne 2 A et B) et vp (colonne 3 A et
B) pour les trois souris examinées obtenues avec la méthode 1-A (bloc A) et la méthode 1-B
(bloc B)................................................................................................................................... 139
Figure V-18: fonction d’entrée artérielle (a.) mesurée dans l’artère proche de la tumeur et
rehaussement du signal mesuré dans la tumeur (b.) de la souris 1......................................... 140
Figure VI-1 : schéma de la séquence de diffusion. Les gradients de diffusion sont appliqués
sur les trois axes simultanément............................................................................................. 149
Figure VI-2 : Valeurs de l’ADC en fonction du temps pour des ROIs correspondantes au tube
d’eau scellé, au muscle de la souris (série 1) et au trois tubes de la série 2 (1 : chlorure de
sodium, 2 : gel d’agarose, 3 : eau).......................................................................................... 152
Figure VI-3 : Coupes axiales EPI sans alginate (a.) et avec alginate (b.). Les flèches blanches
indiquent les bordures de la tumeur. ...................................................................................... 154
Figure VI-4 : coupes axiales EPI avant le shim actif (a.), et après le shim actif avec les bandes
de saturation (b.) et sans les bandes de saturation (c.). .......................................................... 154
Figure VI-5 : Coupes axiales pondérées en diffusion (b=0.033 s/mm2) pour 2 souris du groupe
BE (a et b) 24H après le traitement par ECT et cartes d’ADC correspondantes pour une
grande région (c et d) et pour la région tumorale « vraie » (e et f). ....................................... 156
Figure VI-6 : comparaison Bland-Altman de la valeur moyenne d’ADC (a.) et du nombre de
pixels (b.) pour chacune des ROIs définies par les deux observateurs. ................................. 156
Figure VI-7 : Coupes axiales pondérées en T1 à travers la tumeur d’une souris acquises avant
(a.) et après le traitement (b.) avec injection de Gadolinium et électroporation. ................... 157
Figure VI-8 : Coupes axiales centrales et carte d’ADC à travers la tumeur et les muscles paravertébraux pour une souris du groupe BE avant (colonne de gauche) et 24 heures après le
traitement par ECT (colonne de droite).................................................................................. 158
Figure VI-9 : ADC tumoral normalisé en fonction du volume tumoral avant le traitement pour
toutes les souris. On constate qu’il n’existe pas de corrélation entre le volume tumoral et
l’ADC. .................................................................................................................................... 159
Figure VI-10 : Cartes d’ADC pour 3 tumeurs des groupes N, B et BE aux différents temps de
mesure. ................................................................................................................................... 161
Figure VI-11 : Hétérogénéité de l’ADC des tumeurs, évaluée par la déviation standard de
l’ADc moyen des tumeurs, en fonction du temps pour chaque souris de tous les groupes. .. 161
Figure VI-12: Résultats individuels pour les trois groupes de contrôle : variations du volume
tumoral (a, d, g) du T2 (b, e, h) et de l’ADC moyen (c, f, i) en fonction du temps pour chaque
souris des groupes N (a, b, c), B (d, e, f) et E (g, h, i)............................................................ 162
Figure VI-13 : Résultats individuels pour les trois groupes traités : variations du volume
tumoral (a, d, g), du T2 (b, e, h) et de l’ADC moyen (c, f, i) en fonction du temps pour chaque
souris des groupes BE (a, b, c), HBE (d, e, f) et IRE (g, h, i). ............................................... 163
Tableau I-1 : récapitulatif sur les examens d’imagerie médicale pour la détection et le suivi du
cancer. ...................................................................................................................................... 24
Tableau IV-1 : Valeurs prévues des vitesses de relaxation longitudinale et transversale pour
les différents fantômes fabriqués.............................................................................................. 93
Tableau IV-2 : valeur de la fonction d’efficacité pour différents couples d’angles et différentes
valeurs de T1 pour un TR de 900 ms (a.) et de 450ms (b.), respectivement. ......................... 100
Tableau IV-3 : Tableau des valeurs de T1 calculées avec : .................................................... 101
Tableau IV-4 : valeurs estimées des paramètres ai et mi de l’AIF pour une région artérielle
proche de la tumeur et valeur moyenne des paramètres pharmacocinétiques estimées sur la
totalité de la tumeur (méthode 1-A). ...................................................................................... 116
- 173 -
Index des figures et des tableaux
Tableau IV-5 : valeurs moyennes des paramètres pharmacocinétiques calculés sur la totalité
de la tumeur (méthode 1-B). .................................................................................................. 116
Tableau IV-6 : valeurs calculées des paramètres ai et mi de l’AIF pour une région artérielle
proche de la tumeur et valeurs moyennes des paramètres pharmacocinétiques calculées sur la
totalité de la tumeur (méthode 2). .......................................................................................... 117
Tableau V-1 : récapitulatif des paramètres relatifs mesurés pour chacune des 5 souris du
groupe A. ................................................................................................................................ 132
Tableau V-2 : récapitulatif des paramètres relatifs mesurés pour chacune des 4 souris du
groupe C. ................................................................................................................................ 137
Tableau V-3 : valeurs moyennes des paramètres pharmacocinétiques calculés sur la totalité de
la tumeur (méthode 1-B). ....................................................................................................... 140
Tableau V-4 : valeurs estimées des paramètres ai et mi de l’AIF pour une région artérielle
proche de la tumeur et valeur moyenne des paramètres pharmacocinétiques estimées sur la
totalité de la tumeur (méthode 1-A). ...................................................................................... 140
Tableau VI-1 : récapitulatif des protocoles de traitement pour chaque groupe de souris. ..... 146
Tableau VI-2 : détails des séquences réalisées sur les six groupes de souris......................... 147
Tableau VI-3: Volume tumoral moyen (mm3) à 0 h, 24 et/ou 48 h après le traitement pour
tous les groupes de souris....................................................................................................... 159
Tableau VI-4: T2 tumoral moyen (ms) avant (0 h) et à 1, 3, 6, 10, 24 et 48 h après le
traitement pour tous les groupes de souris. ............................................................................ 160
Tableau VI-5 : ADC normalisés moyen obtenus avant (0 h) et 1, 3, 6, 10, 24 et 48 h après le
traitement pour tous les groupes de souris. ............................................................................ 160
- 174 -
Annexe I : Protocole Melimage
ANNEXE I : PROTOCOLE MELIMAGE
Support sonde : aire ganglionnaire inguinale ou axillaire
Tube de référence (tube vert 2) scotché sur le dessus de la sonde (ou mise sous la sonde sense
flexs pour la fonction d’entrée artérielle)
Sonde 47mm autour du ganglion et sonde sense flexs pour l’AIF de l’artère fémorale.
Laser axial centré sur le ganglion
Choix de l’artère pour la deuxième injection (proximité/distance lésion)
Injection du Dotarem : (Préparer deux boites de seringues pour l’injecteur)
- 1ère injection (tumeur):
A = 14 mL de Dotarem pour 70 kg soit une dose de 0,1mM/kg
B = 20mL de sérum physiologique
- 2ème injection (AIF) :
A = 4.33 mL de Dotarem et 9.66 mL de sérum physiologique (1/3-2/3) soit une dose de 0,033
mM/kg
B = 20mL de sérum physiologique.
Protocole injecteur : « INCA », Débit injection : 2ml/s, Retard à l’injection : 30s
PROTOCOLE RMN :
Questionnaire et explications au patient, Passage aux toilettes, Pose de la voie d’abord.
Casque anti-bruit, pas de coussin sous les genoux, communication par le micro, poire
d’alarme, vérification de la ventilation.
Sac de sable sur la sonde pour la caler (attention ne pas le mettre sur l’abdomen, sinon artefact
de mouvement respiratoire au niveau de la zone à explorer)
PHASE I : LA LESION (ANTENNE MICRO 47MM)
Survey_L : Patient supine, feet first, décalage vers droite ou gauche à spécifier TA = 13s
Survey 2 sagittal pour recentrage sur la zone d’intérêt (ganglion) TA =13s
- 175 -
Annexe I : Protocole Melimage
Axial T1 FFE Qbody (anatomie pour repérage des ganglions) :
SEQUENCE FFE
Nombre de coupes
Epaisseur coupe (mm)
FOV (en mm)
TR (ms)
TE (ms)
Matrice d’acquisition
Matrice de reconstruction
Temps d’acquisition (min)
Fold over suppression
Angle (en °)
VALEUR
SUPPLEMENTS
9
3
156(RL)x 200(AP)
300
2
156 x 199
400 x 400
2.01
axiales
Gap de 1,2mm
Centré sur la lésion
Taille voxels : 1x1.01x 3mm3
Taille voxels : 0.5x0.5x3mm3
En RL (codage de phase)
80
Axial T1-W 21c SE 2mm (anatomie) :
SEQUENCE SPIN ECHO
Nombre de coupes
Epaisseur coupe (mm)
FOV (en mm)
TR (en ms)
TE (en ms)
Matrice acquisition
Matrice reconstruction
NSA
Gradient mode
Water fat shift
Bandes de saturation
Temps d’acquisition (en min)
Fold over suppression
VALEUR
SUPPLEMENTS
21
2
40(RL) x 40(AP)
550
10
200 x 190
512 x 512
2
maximum
minimum
3 bandes
Centré sur la lésion
Taille voxels : 0.20x0.21x2mm3
Taille voxels : 0.08x0.08x2mm3
Right, left (perpendiculaire à la peau
à +/- 40mm du centre) et Post (head)
à 20mm du bord de la coupe.
7.02
En RL (codage de
phase)
DWI SSh : Diffusion
SEQUENCE EPI SINGLE SHOT
Nombre de coupes
Epaisseur coupe (mm)
FOV (en mm2)
TR (en ms)
TE (en ms)
Matrice acquisition
Matrice reconstruction
NSA
Gradient mode
Water fat shift
Bandes de saturation
Temps d’acquisition (en s)
Facteur EPI
Valeur de b
Fold over suppression
Shim
VALEUR
SUPPLEMENTS
1
4
80(RL) x 80(AP)
3000
53.2
68 x 47
112 x 112
1
Enhanced
minimum
3 bandes
30
47
3 valeurs
no
default
Coupe axiale (centre de la tumeur)
Centré sur la lésion
Taille voxels : 1.18x1.7x4mm3
Taille voxels : 0.71x0.71x4mm3
Right, left (perpendiculaire à la peau à +/- 40mm du centre)
et en post (head) à 20mm du bord de la coupe.
De 0 à 1000
- 176 -
Annexe I : Protocole Melimage
DP_GE 60 3slabs :
SEQUENCE FFE
Nombre de coupes
Epaisseur coupe (mm)
FOV (en mm2)
Angle (en °)
TR (en ms)
TE (en ms)
Matrice acquisition
Matrice reconstruction
NSA
Gradient mode
Bandes de saturation
Temps d’acquisition (en s)
Acquisition
Fold over suppression
VALEUR
SUPPLEMENTS
1
3
80(RL) x 80(AP)
60
900
4
200 x 60
256 x 256
1
Enhanced
3 bandes
Coupe axiale stricte (même que précédente)
Centré sur la lésion
Taille voxels : 0.4(AP) x1.33 (RL) x 3mm3
Taille voxels : 0.31x0.31x3mm3
Right, left (perpendiculaire à la peau à +/- 40mm du centre
du FOV) et en post (head) à 20mm du bord de la coupe. Left
taille :54.65
36
Demi-plan de Fourier
no
(pour diminuer le temps d’acquisition)
Pour la séquence suivante : Copier la séquence DP60, Changer l’angle de 60 à 20, Bloquer
le réglage du receive gain. (clic droit de la souris sur le bandeau bleue avec horloge control
parameter editor preparation receiver optimisationoffApply Hide
DP GE 20 3 slabs (estimation de T1 avant injection par le quotient de 20/60)
Identique à la séquence précédente mais angle de 20°.
Remettre le receive gain en « on »
Axial T1GE dyn 3sec
SEQUENCE FFE
Nombre de coupes
Epaisseur coupe (mm)
FOV (en mm2)
Angle (en °)
TR (en ms)
TE (en ms)
Matrice acquisition
Matrice reconstruction
NSA
Gradient mode
Bandes de saturation
Temps d’acquisition (en s)
Fold over direction
VALEUR
1
3
80(RL) x 80(AP)
80
50
4
200 x 60
224*224
1
maximum
3 bandes
3s /image
En AP
SUPPLEMENTS
Coupe axiale stricte (même que précédente)
Centré sur la lésion
Taille voxels : 0.4(AP) x1.33 (RL)x 3mm3
Taille voxels :0.36 x 0.36x 3mm3
Right, left (perpendiculaire à la peau à +/- 40mm du centre
du FOV) et en post (head) à 20mm du bord de la coupe.
300 images dynamiques soit TA total de 15min
Injection du 0,1mM/kg Dotarem avec 30 sec de retard (soit au bout de 10 images) plus sérum
physiologique (20cc) pour le rinçage.
- 177 -
Annexe I : Protocole Melimage
Durée totale environ de 26 min 2s
PHASE II : LA FONCTION D’ENTREE ARTERIELLE (SONDE FLEXS SENSE OU 47MM)
Proposer un arrêt toilette (débrancher tubulure de l’injecteur automatique et remettre seringue
de NaCl sur la tubulure du patient, puis préparer les seringues pour la nouvelle injection de
Dotarem pour examen de l’artère). On fait bouger un peu le patient et on place la sonde au
voisinage d’une artère (sonde flexs pour artère fémorale, 47mm pour artère humérale)
Survey_L (décalage à spécifier, L ou R). TA =13s
Survey 2 pour recentrage sur artère. TA =13s
Axial DP GE 60 3 slabs
SEQUENCE FFE
Nombre de coupes
Epaisseur coupe (mm)
FOV (en mm2)
Angle (en °)
TR (en ms)
TE (en ms)
Matrice acquisition
Matrice reconstruction
NSA
Bandes de saturation
VALEUR
1
3
100 x 100
60
900
1,74
64 x 59
256 x 256
1
3 bandes
Temps d’acquisition (en s)
Fold over direction
SUPPLEMENTS
Coupe axiale stricte (même que précédente)
Centré sur artère
Taille voxels : 1.56 x1.69x 3mm3
Taille voxels : 0.39 x 0.39 x 3mm3
Right, left (free à placer selon l’artère) et en supérieure (de
80mmm) à 20mm du bord de la coupe.
35,1s
En AP
Half scan : Demi-plan de Fourier 256x128
Pour la séquence suivante : Copier la séquence DP60, Changer l’angle de 60 à 20, Bloquer
le Recieve Gain (voir ci-dessus)
Axial DP GE 20 3 slabs
Même séquence que précédemment mais avec angle de 20°.
Remettre le Receive Gain
- 178 -
Annexe I : Protocole Melimage
Axial T1-W dyn 3s
SEQUENCE FFE
Nombre de coupes
Epaisseur coupe (mm)
FOV (en mm2)
Angle (en °)
TR (en ms)
TE (en ms)
Matrice acquisition
Matrice reconstruction
NSA
Gradient mode
Bandes de saturation
Temps d’acquisition (en s)
Fold over direction
Water fat shift
VALEUR
1
3
100 x 100
80
50
1,74
64 x 59
256 x 256
1
maximum
3 bandes
3s /image
En AP
minimum
SUPPLEMENTS
Coupe axiale stricte (même que précédente)
Centré sur l’artère
Taille voxels : 1.56(y) x1.69 (x)x 3mm3
Taille voxels : 0.39 x 0.39 x 3mm3
Une libre à droite, une en postérieure et une en supérieur.
204 images dynamiques soit TA total de 10min02s
Injection de 0,033 mM/kg Dotarem avec 30 sec de retard (soit au bout de 10 images) plus
sérum physiologique (20cc) pour le rinçage.
Durée partie artère : 16min et 36s
Durée totale de l’examen (2 phases) = 42 min46 s
- 179 -
Annexe II : Protocole microbulle
ANNEXE II : PROTOCOLE MICROBULLE
Coller avec de la superglue le cathéter à son prolongateur
MISE
EN PLACE DU CATHETER JUGULAIRE
:
- Préparation du matériel : prévoir une zone propre ; un ciseau, deux pinces, un scalpel
et une lame, un petit ciseau (à bout émoussé), un porte-aiguille, une aiguille (28 gauge), du fil
de suture, solution saline, bétadine, coussin chauffant pour l’opération, gants, coton.
- Préparer le cathéter en le remplissant avec une seringue de 1 ml de NaCl.
A côté préparer un prolongateur de 1 m, avec à son extrémité un robinet 3 voies. Le remplir
avec une seringue de 10 ml de NaCl (il ne sera connecté au cathéter qu’après installation de la
souris sur l’antenne de surface)
- Anesthésier la souris
- Attendre qu’elle soit bien endormie, puis la positionner sur le dos. La maintenir avec des
bouts de scotch au niveau des 4 pattes, de la queue et des oreilles.
- Désinfecter une large zone autour de la future incision avec de la bétadine jaune.
- incision : maintenir la peau avec une petite pince au niveau du sternum (repérage par
palpation) pour tendre la peau et faciliter l’incision. L’incision ne doit pas faire plus d’1 cm et
doit être réalisée légèrement sur la droite.
- A l’aide de la pince et du petit ciseau, dégager avec minutie la veine jugulaire.
- passer le fil de suture sous la veine (pour fixer le cathéter une fois en place dans la
veine)
- maintenir le bout du cathéter avec une pince et de l’autre main percer un trou dans la
veine avec une fine aiguille (28 gauge) : faire remonter le cathéter jusqu’à sa buté.
- Fixer le cathéter avec le fil de suture préalablement mis en place en réalisant 2 nœuds
successifs.
- Vérifier le reflux du sang et surtout repousser une petite quantité de NaCl pour
éliminer tout le sang refluant dans le cathéter (sinon risque d’obstruction du cathéter par
coagulation du sang).
- Refermer la plaie à l’aide du fil de suture.
- 180 -
Publications relatives à ce travail
PUBLICATIONS RELATIVES A CE TRAVAIL
1.
L. Calmels, B. Al-Sakere, L.M. Mir, J-P. Ruaud, A. Leroy-Willig, In vivo MRI
follow-up of murine tumor treated by electrochemotherapy with bleomycine and other
electroporation-based treatments.
2.
L. Calmels, B. Al-Sakere, L.M. Mir, J-P. Ruaud, A. Leroy-Willig, In vivo MRI
follow-up of murine tumor treated by electrochemotherapy with bleomycine, Annual
Meeting of ISMRM-ESMRMB, Stockholm, May 2010 (session E-poster).
3.
Prix du GRAMM 2010 pour la communication : L. Calmels, B. Al-Sakere, L.M. Mir,
J-P. Ruaud, A. Leroy-Willig, In vivo MRI follow-up of murine tumor treated by
electrochemotherapy with bleomycine, Annual Meeting of ISMRM-ESMRMB,
Stockholm, May 2010.
4.
L. Calmels, P. Gonin, J-P. Ruaud, A. Leroy-Willig, Etude préliminaire par IRM invivo de la vascularisation tumorale et hépatique avec agent de contraste à microbulles,
Journées de Recherches Médecin/Pharmacie de l’Université Paris Sud, Kremlin
Bicêtre, Mars 2009 (session poster).
4.
L. Calmels, P. Gonin, J-P. Ruaud, A. Leroy-Willig, In vivo study on tumor
vascularisation with gas-filled microbubbles as MR susceptibility contrast agent,
Annual Meeting of ESMRMB, Antalya, September 2009(session E-poster).
- 181 -
References
REFERENCES
[1]
[2]
[3]
[4]
[5]
[6]
[7]
[8]
[9]
[10]
[11]
[12]
[13]
[14]
[15]
[16]
[17]
[18]
J. L. Evelhoch, “Key factors in the acquisition of contrast kinetic data for oncology,”
Journal of Magnetic Resonance Imaging: JMRI, vol. 10, n°. 3, p. 254-259, Sep. 1999.
D. W. Siemann, D. J. Chaplin, et M. R. Horsman, “Vascular-targeting therapies for
treatment of malignant disease,” Cancer, vol. 100, n°. 12, p. 2491-2499, Juin. 2004.
M. V. Knopp, H. von Tengg-Kobligk, et P. L. Choyke, “Functional Magnetic
Resonance Imaging in Oncology for Diagnosis and Therapy Monitoring,” Molecular
Cancer Therapeutics, vol. 2, n°. 4, p. 419 -426, Avr. 2003.
A. Belot et al., “Cancer incidence and mortality in France over the period 1980-2005,”
Revue D'épidémiologie Et De Santé Publique, vol. 56, n°. 3, p. 159-175, Juin. 2008.
K. Collins, T. Jacks, et N. P. Pavletich, “The cell cycle and cancer,” Proceedings of the
National Academy of Sciences of the United States of America, vol. 94, n°. 7, p. 27762778, Avr. 1997.
D. Hanahan et R. A. Weinberg, “The hallmarks of cancer,” Cell, vol. 100, n°. 1, p. 5770, Jan. 2000.
P. Carmeliet et R. K. Jain, “Angiogenesis in cancer and other diseases,” Nature, vol.
407, n°. 6801, p. 249-257, Sep. 2000.
J. Folkman, E. Merler, C. Abernathy, et G. Williams, “Isolation of a tumor factor
responsible for angiogenesis,” The Journal of Experimental Medicine, vol. 133, n°. 2,
p. 275-288, Fév. 1971.
G. D. Yancopoulos, S. Davis, N. W. Gale, J. S. Rudge, S. J. Wiegand, et J. Holash,
“Vascular-specific growth factors and blood vessel formation,” Nature, vol. 407, n°.
6801, p. 242-248, Sep. 2000.
J. Morère, M. Piccart, et J. Nabholtz, Thérapeutique du cancer. Springer, 2001.
A. K. Koutras, G. Fountzilas, T. Makatsoris, S. Peroukides, et H. P. Kalofonos,
“Bevacizumab in the treatment of breast cancer,” Cancer Treatment Reviews, Nov.
2009.
J. Holash et al., “VEGF-Trap: a VEGF blocker with potent antitumor effects,”
Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, vol.
99, n°. 17, p. 11393-11398, Aoû. 2002.
R. K. Jain, D. G. Duda, J. W. Clark, et J. S. Loeffler, “Lessons from phase III clinical
trials on anti-VEGF therapy for cancer,” Nature Clinical Practice Oncology, vol. 3, n°.
1, p. 24-40, 2006.
C. Le Tourneau, E. Raymond, et S. Faivre, “Sunitinib: a novel tyrosine kinase inhibitor.
A brief review of its therapeutic potential in the treatment of renal carcinoma and
gastrointestinal stromal tumors (GIST),” Therapeutics and Clinical Risk Management,
vol. 3, n°. 2, p. 341-348, Juin. 2007.
B. Escudier et al., “Sorafenib for Treatment of Renal Cell Carcinoma: Final Efficacy
and Safety Results of the Phase III Treatment Approaches in Renal Cancer Global
Evaluation Trial,” J Clin Oncol, vol. 27, n°. 20, p. 3312-3318, Juil. 2009.
L. Fass, “Imaging and cancer: a review,” Molecular Oncology, vol. 2, n°. 2, p. 115-152,
Aoû. 2008.
N. Weidner, “Intratumor microvessel density as a prognostic factor in cancer,” The
American Journal of Pathology, vol. 147, n°. 1, p. 9-19, Juil. 1995.
A. Kumar, D. Welti, et R. Ernst, “NMR Fourier zeugmatography,” Journal of Magnetic
- 182 -
References
Resonance (1969), vol. 18, n°. 1, p. 69-83, Avr. 1975.
[19] S. Laurent, L. V. Elst, et R. N. Muller, “Comparative study of the physicochemical
properties of six clinical low molecular weight gadolinium contrast agents.,” Contrast
Media Mol Imaging, vol. 1, n°. 3, p. 128-37, 2006.
[20] G. J. Strijkers, W. J. M. Mulder, G. A. F. van Tilborg, et K. Nicolay, “MRI contrast
agents: current status and future perspectives,” Anti-Cancer Agents in Medicinal
Chemistry, vol. 7, n°. 3, p. 291-305, Mai. 2007.
[21] H. Kobayashi et al., “Application of a Macromolecular Contrast Agent for Detection of
Alterations of Tumor Vessel Permeability Induced by Radiation,” Clinical Cancer
Research, vol. 10, n°. 22, p. 7712-7720, Nov. 2004.
[22] M. Y. Su, A. Mühler, X. Lao, et O. Nalcioglu, “Tumor characterization with dynamic
contrast-enhanced MRI using MR contrast agents of various molecular weights,”
Magnetic Resonance in Medicine, vol. 39, n°. 2, p. 259-269, Fév. 1998.
[23] T. Barrett, H. Kobayashi, M. Brechbiel, et P. L. Choyke, “Macromolecular MRI
contrast agents for imaging tumor angiogenesis,” Eur J Radiol, vol. 60, n°. 3, p. 35366, 2006.
[24] A. J. L. Villaraza, A. Bumb, et M. W. Brechbiel, “Macromolecules, dendrimers, and
nanomaterials in magnetic resonance imaging: the interplay between size, function, and
pharmacokinetics,” Chemical Reviews, vol. 110, n°. 5, p. 2921-2959, Mai. 2010.
[25] D. M. Shames, R. Kuwatsuru, V. Vexler, A. Mühler, et R. C. Brasch, “Measurement of
capillary permeability to macromolecules by dynamic magnetic resonance imaging: a
quantitative noninvasive technique,” Magnetic Resonance in Medicine, vol. 29, n°. 5, p.
616-622, Mai. 1993.
[26] M. D. Ogan, U. Schmiedl, M. E. Moseley, W. Grodd, H. Paajanen, et R. C. Brasch,
“Albumin labeled with Gd-DTPA. An intravascular contrast-enhancing agent for
magnetic resonance blood pool imaging: preparation and characterization,”
Investigative Radiology, vol. 22, n°. 8, p. 665-671, Aoû. 1987.
[27] R. B. Lauffer et al., “MS-325: a small-molecule vascular imaging agent for magnetic
resonance imaging,” Academic Radiology, vol. 3, p. S356-358, Aoû. 1996.
[28] V. J. Caride, H. D. Sostman, R. J. Winchell, et J. C. Gore, “Relaxation enhancement
using liposomes carrying paramagnetic species,” Magnetic Resonance Imaging, vol. 2,
n°. 2, p. 107-112, 1984.
[29] D. Papahadjopoulos et al., “Sterically stabilized liposomes: improvements in
pharmacokinetics and antitumor therapeutic efficacy,” Proceedings of the National
Academy of Sciences of the United States of America, vol. 88, n°. 24, p. 11460-11464,
Déc. 1991.
[30] D. A. Tomalia, A. M. Naylor, et W. A. G. III, “Starburst Dendrimers: Molecular-Level
Control of Size, Shape, Surface Chemistry, Topology, and Flexibility from Atoms to
Macroscopic Matter,” Angewandte Chemie International Edition in English, vol. 29,
n°. 2, p. 138-175, 1990.
[31] N. Malik et al., “Dendrimers: relationship between structure and biocompatibility in
vitro, and preliminary studies on the biodistribution of 125I-labelled polyamidoamine
dendrimers in vivo,” Journal of Controlled Release: Official Journal of the Controlled
Release Society, vol. 65, n°. 1, p. 133-148, Mar. 2000.
[32] B. Misselwitz, H. Schmitt-Willich, M. Michaelis, et J. J. Oellinger, “Interstitial
magnetic resonance lymphography using a polymeric t1 contrast agent: initial
experience with Gadomer-17,” Investigative Radiology, vol. 37, n°. 3, p. 146-151, Mar.
2002.
[33] B. L. Gerber et al., “Single-vessel coronary artery stenosis: myocardial perfusion
imaging with Gadomer-17 first-pass MR imaging in a swine model of comparison with
- 183 -
References
gadopentetate dimeglumine,” Radiology, vol. 225, n°. 1, p. 104-112, Oct. 2002.
[34] R. Weissleder, G. Elizondo, J. Wittenberg, C. A. Rabito, H. H. Bengele, et L.
Josephson, “Ultrasmall superparamagnetic iron oxide: characterization of a new class
of contrast agents for MR imaging,” Radiology, vol. 175, n°. 2, p. 489-493, Mai. 1990.
[35] K. Turetschek et al., “MR imaging characterization of microvessels in experimental
breast tumors by using a particulate contrast agent with histopathologic correlation,”
Radiology, vol. 218, n°. 2, p. 562-569, Fév. 2001.
[36] S. C. Partridge et al., “MRI measurements of breast tumor volume predict response to
neoadjuvant chemotherapy and recurrence-free survival,” AJR. American Journal of
Roentgenology, vol. 184, n°. 6, p. 1774-1781, Juin. 2005.
[37] P. Therasse et al., “New guidelines to evaluate the response to treatment in solid
tumors. European Organization for Research and Treatment of Cancer, National Cancer
Institute of the United States, National Cancer Institute of Canada,” Journal of the
National Cancer Institute, vol. 92, n°. 3, p. 205-216, Fév. 2000.
[38] R. S. Benjamin et al., “We should desist using RECIST, at least in GIST,” Journal of
Clinical Oncology: Official Journal of the American Society of Clinical Oncology, vol.
25, n°. 13, p. 1760-1764, Mai. 2007.
[39] M. Kimura et T. Tominaga, “Outstanding problems with response evaluation criteria in
solid tumors (RECIST) in breast cancer,” Breast Cancer (Tokyo, Japan), vol. 9, n°. 2,
p. 153-159, 2002.
[40] B. A. Moffat et al., “Functional diffusion map: a noninvasive MRI biomarker for early
stratification of clinical brain tumor response,” Proceedings of the National Academy of
Sciences of the United States of America, vol. 102, n°. 15, p. 5524-5529, Avr. 2005.
[41] R. Kurek et al., “Usefulness of tumor volumetry as a prognostic factor of survival in
head and neck cancer,” Strahlentherapie Und Onkologie: Organ Der Deutschen
Röntgengesellschaft ... [et Al, vol. 179, n°. 5, p. 292-297, Mai. 2003.
[42] N. A. Mayr et al., “Method and timing of tumor volume measurement for outcome
prediction in cervical cancer using magnetic resonance imaging,” International Journal
of Radiation Oncology, Biology, Physics, vol. 52, n°. 1, p. 14-22, Jan. 2002.
[43] C. Van de Wiele et al., “Nuclear medicine imaging to predict response to radiotherapy:
a review,” International Journal of Radiation Oncology, Biology, Physics, vol. 55, n°.
1, p. 5-15, Jan. 2003.
[44] A. R. Padhani et al., “Diffusion-weighted magnetic resonance imaging as a cancer
biomarker: consensus and recommendations,” Neoplasia (New York, N.Y.), vol. 11, n°.
2, p. 102-125, Fév. 2009.
[45] H. Y. Carr et E. M. Purcell, “Effects of Diffusion on Free Precession in Nuclear
Magnetic Resonance Experiments,” Physical Review, vol. 94, n°. 3, p. 630, Mai. 1954.
[46] M. Oostendorp, M. J. Post, et W. H. Backes, “Vessel growth and function: depiction
with contrast-enhanced MR imaging,” Radiology, vol. 251, n°. 2, p. 317-335, Mai.
2009.
[47] F. Kiessling, M. Jugold, E. C. Woenne, et G. Brix, “Non-invasive assessment of vessel
morphology and function in tumors by magnetic resonance imaging,” European
Radiology, vol. 17, n°. 8, p. 2136-2148, Aoû. 2007.
[48] D. Cosgrove, “Angiogenesis imaging--ultrasound,” The British Journal of Radiology,
vol. 76, p. S43-49, 2003.
[49] N. Lassau et al., “Prognostic value of angiogenesis evaluated with high-frequency and
color Doppler sonography for preoperative assessment of melanomas,” AJR. American
Journal of Roentgenology, vol. 178, n°. 6, p. 1547-1551, Juin. 2002.
[50] C. A. Cuenod, L. Fournier, D. Balvay, et J. M. Guinebretiere, “Tumor angiogenesis:
pathophysiology and implications for contrast-enhanced MRI and CT assessment,”
- 184 -
References
Abdom Imaging, vol. 31, n°. 2, p. 188-93, 2006.
[51] K. Scheffler et J. Hennig, “T1quantification with inversion recovery TrueFISP,”
Magnetic Resonance in Medicine, vol. 45, n°. 4, p. 720-723, 2001.
[52] P. R. Bevington et D. K. Robinson, “Data reduction and error analysis for the physical
sciences,” 1992. [Online]. Available: http://adsabs.harvard.edu/abs/1992drea.book.....B.
[Accessed: 12-Juil-2010].
[53] J. R. MacFall, F. W. Wehrli, R. K. Breger, et G. Johnson, “Methodology for the
measurement and analysis of relaxation times in proton imaging,” Magnetic Resonance
Imaging, vol. 5, n°. 3, p. 209-220, 1987.
[54] K. A. Christensen, D. M. Grant, E. M. Schulman, et C. Walling, “Optimal
determination of relaxation times of fourier transform nuclear magnetic resonance.
Determination of spin-lattice relaxation times in chemically polarized species,” The
Journal of Physical Chemistry, vol. 78, n°. 19, p. 1971-1977, 1974.
[55] H. Z. Wang, S. J. Riederer, et J. N. Lee, “Optimizing the precision in T1 relaxation
estimation using limited flip angles,” Magnetic Resonance in Medicine, vol. 5, n°. 5, p.
399-416, 1987.
[56] S. Blüml, L. R. Schad, B. Stepanow, et W. J. Lorenz, “Spin-lattice relaxation time
measurement by means of a TurboFLASH technique,” Magnetic Resonance in
Medicine, vol. 30, n°. 3, p. 289-295, 1993.
[57] L. Chang, C. G. Koay, P. J. Basser, et C. Pierpaoli, “Linear least-squares method for
unbiased estimation of T1 from SPGR signals,” Magnetic Resonance in Medicine, vol.
60, n°. 2, p. 496-501, Aoû. 2008.
[58] J. Imran, F. Langevin, et H. Saint-Jalmes, “Two-point method for T1 estimation with
optimized gradient-echo sequence,” Magnetic Resonance Imaging, vol. 17, n°. 9, p.
1347-56, Nov. 1999.
[59] K. Li, X. P. Zhu, J. Waterton, et A. Jackson, “Improved 3D quantitative mapping of
blood volume and endothelial permeability in brain tumors,” Journal of Magnetic
Resonance Imaging, vol. 12, n°. 2, p. 347-357, 2000.
[60] G. J. Parker et al., “Probing tumor microvascularity by measurement, analysis and
display of contrast agent uptake kinetics,” Journal of Magnetic Resonance Imaging:
JMRI, vol. 7, n°. 3, p. 564-574, Juin. 1997.
[61] D. C. Look, “Time Saving in Measurement of NMR and EPR Relaxation Times,”
Review of Scientific Instruments, vol. 41, n°. 2, p. 250, 1970.
[62] P. Gowland et P. Mansfield, “Accurate measurement of T1 in vivo in less than 3
seconds using echo-planar imaging,” Magnetic Resonance in Medecine, vol. 30, n°. 3,
p. 351-4, Sep. 1993.
[63] A. Haase, “Snapshot FLASH MRI. Applications to T1, T2, and chemical-shift
imaging,” Magnetic resonance in Medecine, vol. 13, n°. 1, p. 77-89, Jan. 1990.
[64] S. C. Deoni, T. M. Peters, et B. K. Rutt, “Determination of optimal angles for variable
nutation proton magnetic spin-lattice, T1 and spin-spin, T2, relaxation times
measurement,” Magnetic Resonance in Medicine, vol. 51, n°. 1, p. 194-199, 2004.
[65] S. C. Deoni, B. K. Rutt, et T. M. Peters, “Rapid combined T1 and T2 mapping using
gradient recalled acquisition in the steady state,” Magnetic Resonance in Medicine, vol.
49, n°. 3, p. 515-526, 2003.
[66] S. Steinhoff, M. Zaitsev, K. Zilles, et N. Shah, “FastT1 mapping with volume
coverage,” Magnetic Resonance in Medicine, vol. 46, n°. 1, p. 131-140, 2001.
[67] N. Shah, “A New Method for Fast Multislice T1 Mapping,” NeuroImage, vol. 14, n°. 5,
p. 1175-1185, 2001.
[68] D. Checkley et al., “Dynamic contrast-enhanced MRI of vascular changes induced by
the VEGF-signalling inhibitor ZD4190 in human tumour xenografts,” Magn Reson
- 185 -
References
Imaging, vol. 21, n°. 5, p. 475-82, 2003.
[69] M. Heilmann et al., “Simultaneous dynamic T1 and T2* measurement for AIF
assessment combined with DCE MRI in a mouse tumor model,” Magma, vol. 20, n°. 4,
p. 193-203, 2007.
[70] Z. M. Bhujwalla, D. Artemov, K. Natarajan, E. Ackerstaff, et M. Solaiyappan,
“Vascular differences detected by MRI for metastatic versus nonmetastatic breast and
prostate cancer xenografts,” Neoplasia, vol. 3, n°. 2, p. 143-53, 2001.
[71] K. Turetschek et al., “Tumor microvascular changes in antiangiogenic treatment:
assessment by magnetic resonance contrast media of different molecular weights,” J
Magn Reson Imaging, vol. 20, n°. 1, p. 138-44, 2004.
[72] K. Turetschek et al., “MR imaging characterization of microvessels in experimental
breast tumors by using a particulate contrast agent with histopathologic correlation,”
Radiology, vol. 218, n°. 2, p. 562-9, 2001.
[73] J. V. Gaustad, I. C. Benjaminsen, B. A. Graff, K. G. Brurberg, E. B. Ruud, et E. K.
Rofstad, “Intratumor heterogeneity in blood perfusion in orthotopic human melanoma
xenografts assessed by dynamic contrast-enhanced magnetic resonance imaging,” J
Magn Reson Imaging, vol. 21, n°. 6, p. 792-800, 2005.
[74] J. Gaustad, I. C. Benjaminsen, E. M. Ruud, et E. K. Rofstad, “Dynamic contrastenhanced magnetic resonance imaging of human melanoma xenografts with necrotic
regions,” Journal of Magnetic Resonance Imaging: JMRI, vol. 26, n°. 1, p. 133-43,
Juil. 2007.
[75] M. Pellerin, T. E. Yankeelov, et M. Lepage, “Incorporating contrast agent diffusion
into the analysis of DCE-MRI data,” Magnetic Resonance in Medicine, vol. 58, n°. 6, p.
1124-34, Déc. 2007.
[76] M. Wiart, L. Curiel, A. Gelet, D. Lyonnet, J. Y. Chapelon, et O. Rouviere, “Influence
of perfusion on high-intensity focused ultrasound prostate ablation: a first-pass MRI
study,” Magn Reson Med, vol. 58, n°. 1, p. 119-27, 2007.
[77] A. R. Padhani et J. E. Husband, “Dynamic contrast-enhanced MRI studies in oncology
with an emphasis on quantification, validation and human studies,” Clin Radiol, vol.
56, n°. 8, p. 607-20, 2001.
[78] A. F. DeVries et al., “Tumor Microcirculation Evaluated by Dynamic Magnetic
Resonance Imaging Predicts Therapy Outcome for Primary Rectal Carcinoma,” Cancer
Res, vol. 61, n°. 6, p. 2513-2516, Mar. 2001.
[79] P. S. Tofts, “Modeling tracer kinetics in dynamic Gd-DTPA MR imaging,” J Magn
Reson Imaging, vol. 7, n°. 1, p. 91-101, 1997.
[80] E. M. RENKIN, “Transport of potassium-42 from blood to tissue in isolated
mammalian skeletal muscles,” The American Journal of Physiology, vol. 197, p. 12051210, Déc. 1959.
[81] S. Kety, “The Theory and applications of the exchange of inert gas at the lungs and
tissues,” Pharmacological Reviews, vol. 3, n°. 1, p. 1-41, Mar. 1951.
[82] G. O. Cron, N. Beghein, R. Ansiaux, P. Martinive, O. Feron, et B. Gallez, “19F NMR
in vivo spectroscopy reflects the effectiveness of perfusion-enhancing vascular
modifiers for improving gemcitabine chemotherapy,” Magn Reson Med, vol. 59, n°. 1,
p. 19-27, 2008.
[83] K. M. Donahue, R. M. Weisskoff, et D. Burstein, “Water diffusion and exchange as
they influence contrast enhancement,” Journal of Magnetic Resonance Imaging: JMRI,
vol. 7, n°. 1, p. 102-110, Fév. 1997.
[84] P. S. Tofts et A. G. Kermode, “Measurement of the blood-brain barrier permeability
and leakage space using dynamic MR imaging. 1. Fundamental concepts,” Magnetic
- 186 -
References
Resonance in Medicine, vol. 17, n°. 2, p. 357-367, 1991.
[85] P. S. Tofts et al., “Estimating kinetic parameters from dynamic contrast-enhanced T(1)weighted MRI of a diffusable tracer: standardized quantities and symbols,” J Magn
Reson Imaging, vol. 10, n°. 3, p. 223-32, 1999.
[86] G. Brix, W. Semmler, R. Port, L. R. Schad, G. Layer, et W. J. Lorenz,
“Pharmacokinetic parameters in CNS Gd-DTPA enhanced MR imaging,” Journal of
Computer Assisted Tomography, vol. 15, n°. 4, p. 621-628, Aoû. 1991.
[87] H. B. Larsson, M. Stubgaard, J. L. Frederiksen, M. Jensen, O. Henriksen, et O. B.
Paulson, “Quantitation of blood-brain barrier defect by magnetic resonance imaging
and gadolinium-DTPA in patients with multiple sclerosis and brain tumors,” Magnetic
Resonance in Medicine, vol. 16, n°. 1, p. 117-131, Oct. 1990.
[88] C. de Bazelaire et al., “Comprehensive model for simultaneous MRI determination of
perfusion and permeability using a blood-pool agent in rats rhabdomyosarcoma,”
European Radiology, vol. 15, n°. 12, p. 2497-2505, Déc. 2005.
[89] K. S. St. Lawrence et T. Lee, “An Adiabatic Approximation to the Tissue Homogeneity
Model for Water Exchange in the Brain: I. Theoretical Derivation,” J Cereb Blood
Flow Metab, vol. 18, n°. 12, p. 1365-1377, Déc. 1998.
[90] H. E. Daldrup, D. M. Shames, W. Husseini, M. F. Wendland, Y. Okuhata, et R. C.
Brasch, “Quantification of the extraction fraction for gadopentetate across breast cancer
capillaries,” Magnetic Resonance in Medicine, vol. 40, n°. 4, p. 537-543, Oct. 1998.
[91] T. Fritz-Hansen, E. Rostrup, L. Søndergaard, P. B. Ring, O. Amtorp, et H. B. Larsson,
“Capillary transfer constant of Gd-DTPA in the myocardium at rest and during
vasodilation assessed by MRI,” Magnetic Resonance in Medicine, vol. 40, n°. 6, p.
922-929, Déc. 1998.
[92] E. Henderson, B. K. Rutt, et T. Y. Lee, “Temporal sampling requirements for the tracer
kinetics modeling of breast disease,” Magnetic Resonance Imaging, vol. 16, n°. 9, p.
1057-1073, Nov. 1998.
[93] G. Brix, M. L. Bahner, U. Hoffmann, A. Horvath, et W. Schreiber, “Regional blood
flow, capillary permeability, and compartmental volumes: measurement with dynamic
CT--initial experience,” Radiology, vol. 210, n°. 1, p. 269-276, Jan. 1999.
[94] D. L. Buckley, “Uncertainty in the analysis of tracer kinetics using dynamic contrastenhancedT1-weighted MRI,” Magnetic Resonance in Medicine, vol. 47, n°. 3, p. 601606, 2002.
[95] E. Henderson, J. Sykes, D. Drost, H. J. Weinmann, B. K. Rutt, et T. Y. Lee,
“Simultaneous MRI measurement of blood flow, blood volume, and capillary
permeability in mammary tumors using two different contrast agents,” Journal of
Magnetic Resonance Imaging: JMRI, vol. 12, n°. 6, p. 991-1003, Déc. 2000.
[96] T. S. Koh et al., “The inclusion of capillary distribution in the adiabatic tissue
homogeneity model of blood flow,” Physics in Medicine and Biology, vol. 46, n°. 5, p.
1519-1538, Mai. 2001.
[97] J. A. Johnson et T. A. Wilson, “A model for capillary exchange,” The American
Journal of Physiology, vol. 210, n°. 6, p. 1299-1303, Juin. 1966.
[98] Y. Sawada, C. S. Patlak, et R. G. Blasberg, “Kinetic analysis of cerebrovascular
transport based on indicator diffusion technique,” The American Journal of Physiology,
vol. 256, n°. 3, p. H794-812, Mar. 1989.
[99] R. G. P. Lopata, W. H. Backes, P. P. J. van den Bosch, et N. A. W. van Riel, “On the
identifiability of pharmacokinetic parameters in dynamic contrast-enhanced imaging,”
Magnetic Resonance in Medicine, vol. 58, n°. 2, p. 425-429, Aoû. 2007.
[100] R. E. Port, M. V. Knopp, U. Hoffmann, S. Milker-Zabel, et G. Brix,
“Multicompartment analysis of gadolinium chelate kinetics: blood-tissue exchange in
- 187 -
References
[101]
[102]
[103]
[104]
[105]
[106]
[107]
[108]
[109]
[110]
[111]
[112]
[113]
[114]
mammary tumors as monitored by dynamic MR imaging,” Journal of Magnetic
Resonance Imaging: JMRI, vol. 10, n°. 3, p. 233-241, Sep. 1999.
F. Kiessling, B. Morgenstern, et C. Zhang, “Contrast agents and applications to assess
tumor angiogenesis in vivo by magnetic resonance imaging,” Current Medicinal
Chemistry, vol. 14, n°. 1, p. 77-91, 2007.
C. S. Landis et al., “Determination of the MRI contrast agent concentration time course
in vivo following bolus injection: effect of equilibrium transcytolemmal water
exchange,” Magnetic Resonance in Medicine, vol. 44, n°. 4, p. 563-574, Oct. 2000.
X. Li, W. D. Rooney, et C. S. Springer, “A unified magnetic resonance imaging
pharmacokinetic theory: Intravascular and extracellular contrast reagents,” Magnetic
Resonance in Medicine, vol. 54, n°. 6, p. 1351-1359, 2005.
T. E. Yankeelov, W. D. Rooney, X. Li, et C. S. Springer, “Variation of the
relaxographic ?shutter-speed? for transcytolemmal water exchange affects the CR
bolus-tracking curve shape,” Magnetic Resonance in Medicine, vol. 50, n°. 6, p. 11511169, 2003.
T. Fritz-Hansen, E. Rostrup, H. B. W. Larsson, L. Søndergaard, P. Ring, et O.
Henriksen, “Measurement of the arterial concentration of Gd-DTPA using MRI: A step
toward quantitative perfusion imaging,” Magnetic Resonance in Medicine, vol. 36, n°.
2, p. 225-231, 1996.
U. Hoffmann, G. Brix, M. V. Knopp, T. Hess, et W. J. Lorenz, “Pharmacokinetic
mapping of the breast: a new method for dynamic MR mammography,” Magnetic
Resonance in Medicine, vol. 33, n°. 4, p. 506-514, Avr. 1995.
D. W. Workie et B. J. Dardzinski, “Quantifying dynamic contrast-enhanced MRI of the
knee in children with juvenile rheumatoid arthritis using an arterial input function
(AIF) extracted from popliteal artery enhancement, and the effect of the choice of the
AIF on the kinetic parameters,” Magnetic Resonance in Medicine, vol. 54, n°. 3, p.
560-568, Sep. 2005.
D. A. Kovar, M. Lewis, et G. S. Karczmar, “A new method for imaging perfusion and
contrast extraction fraction: Input functions derived from reference tissues,” Journal of
Magnetic Resonance Imaging, vol. 8, n°. 5, p. 1126-1134, 1998.
E. Warner, H. Messersmith, P. Causer, A. Eisen, R. Shumak, et D. Plewes, “Systematic
review: using magnetic resonance imaging to screen women at high risk for breast
cancer,” Annals of Internal Medicine, vol. 148, n°. 9, p. 671-679, Mai. 2008.
E. Warner et al., “Surveillance of BRCA1 and BRCA2 mutation carriers with magnetic
resonance imaging, ultrasound, mammography, and clinical breast examination,”
JAMA: The Journal of the American Medical Association, vol. 292, n°. 11, p. 13171325, Sep. 2004.
F. Sardanelli et al., “Multicenter comparative multimodality surveillance of women at
genetic-familial high risk for breast cancer (HIBCRIT study): interim results,”
Radiology, vol. 242, n°. 3, p. 698-715, Mar. 2007.
M. O. Leach et al., “Screening with magnetic resonance imaging and mammography of
a UK population at high familial risk of breast cancer: a prospective multicentre cohort
study (MARIBS),” Lancet, vol. 365, n°. 9473, p. 1769-1778, Mai. 2005.
M. Kriege et al., “Efficacy of MRI and mammography for breast-cancer screening in
women with a familial or genetic predisposition,” The New England Journal of
Medicine, vol. 351, n°. 5, p. 427-437, Juil. 2004.
P. J. Kneeshaw, M. Lowry, D. Manton, A. Hubbard, P. J. Drew, et L. W. Turnbull,
“Differentiation of benign from malignant breast disease associated with screening
detected microcalcifications using dynamic contrast enhanced magnetic resonance
imaging,” Breast (Edinburgh, Scotland), vol. 15, n°. 1, p. 29-38, Fév. 2006.
- 188 -
References
[115] S. C. Agner et al., “Textural Kinetics: A Novel Dynamic Contrast-Enhanced (DCE)MRI Feature for Breast Lesion Classification,” Journal of Digital Imaging, Mai. 2010.
[116] E. Furman-Haran, E. Schechtman, F. Kelcz, K. Kirshenbaum, et H. Degani, “Magnetic
resonance imaging reveals functional diversity of the vasculature in benign and
malignant breast lesions,” Cancer, vol. 104, n°. 4, p. 708-718, Aoû. 2005.
[117] M. R. Engelbrecht et al., “Discrimination of prostate cancer from normal peripheral
zone and central gland tissue by using dynamic contrast-enhanced MR imaging,”
Radiology, vol. 229, n°. 1, p. 248-254, Oct. 2003.
[118] J. Lechner Goyault, S. Riehm, A. Neuville, A. Gentine, et F. Veillon, “Interest of
diffusion-weighted and gadolinium-enhanced dynamic MR sequences for the diagnosis
of parotid gland tumors,” Journal of Neuroradiology. Journal De Neuroradiologie,
Juin. 2010.
[119] W. Huang, P. R. Fisher, K. Dulaimy, L. A. Tudorica, B. O'Hea, et T. M. Button,
“Detection of breast malignancy: diagnostic MR protocol for improved specificity,”
Radiology, vol. 232, n°. 2, p. 585-591, Aoû. 2004.
[120] A. R. Padhani et al., “Dynamic contrast enhanced MRI of prostate cancer: correlation
with morphology and tumour stage, histological grade and PSA,” Clinical Radiology,
vol. 55, n°. 2, p. 99-109, Fév. 2000.
[121] W. A. Kaiser et E. Zeitler, “MR imaging of the breast: fast imaging sequences with and
without Gd-DTPA. Preliminary observations,” Radiology, vol. 170, n°. 3, p. 681-686,
Mar. 1989.
[122] C. Boetes et al., “MR characterization of suspicious breast lesions with a gadoliniumenhanced TurboFLASH subtraction technique,” Radiology, vol. 193, n°. 3, p. 777-781,
Déc. 1994.
[123] R. Gilles et al., “Nonpalpable breast tumors: diagnosis with contrast-enhanced
subtraction dynamic MR imaging,” Radiology, vol. 191, n°. 3, p. 625-631, Juin. 1994.
[124] F. Kelcz, G. E. Santyr, G. O. Cron, et S. J. Mongin, “Application of a quantitative
model to differentiate benign from malignant breast lesions detected by dynamic,
gadolinium-enhanced MRI,” Journal of Magnetic Resonance Imaging: JMRI, vol. 6,
n°. 5, p. 743-752, Oct. 1996.
[125] C. W. Piccoli, “Contrast-enhanced breast MRI: factors affecting sensitivity and
specificity,” European Radiology, vol. 7, p. 281-288, 1997.
[126] L. Martincich et al., “Monitoring response to primary chemotherapy in breast cancer
using dynamic contrast-enhanced magnetic resonance imaging,” Breast Cancer
Research and Treatment, vol. 83, n°. 1, p. 67-76, Jan. 2004.
[127] C. Chou et al., “Monitoring breast cancer response to neoadjuvant systemic
chemotherapy using parametric contrast-enhanced MRI: a pilot study,” Academic
Radiology, vol. 14, n°. 5, p. 561-573, Mai. 2007.
[128] U. G. Mueller-Lisse et U. L. Mueller-Lisse, “Imaging of advanced renal cell
carcinoma,” World Journal of Urology, vol. 28, n°. 3, p. 253-261, Juin. 2010.
[129] N. A. Mayr, H. Hawighorst, W. T. Yuh, M. Essig, V. A. Magnotta, et M. V. Knopp,
“MR microcirculation assessment in cervical cancer: correlations with
histomorphological tumor markers and clinical outcome,” Journal of Magnetic
Resonance Imaging: JMRI, vol. 10, n°. 3, p. 267-276, Sep. 1999.
[130] N. Tuncbilek et al., “Value of dynamic contrast-enhanced MRI and correlation with
tumor angiogenesis in bladder cancer,” AJR. American Journal of Roentgenology, vol.
192, n°. 4, p. 949-955, Avr. 2009.
[131] E. L. Rosen et al., “Accuracy of MRI in the detection of residual breast cancer after
neoadjuvant chemotherapy,” AJR. American Journal of Roentgenology, vol. 181, n°. 5,
p. 1275-1282, Nov. 2003.
- 189 -
References
[132] P. J. Drew et al., “Evaluation of response to neoadjuvant chemoradiotherapy for locally
advanced breast cancer with dynamic contrast-enhanced MRI of the breast,” European
Journal of Surgical Oncology, vol. 27, n°. 7, p. 617-620, Nov. 2001.
[133] D. L. Buckley, C. Roberts, G. J. M. Parker, J. P. Logue, et C. E. Hutchinson, “Prostate
cancer: evaluation of vascular characteristics with dynamic contrast-enhanced T1weighted MR imaging--initial experience,” Radiology, vol. 233, n°. 3, p. 709-715, Déc.
2004.
[134] D. Zhao, L. Jiang, E. W. Hahn, et R. P. Mason, “Tumor physiologic response to
combretastatin A4 phosphate assessed by MRI,” International Journal of Radiation
Oncology, Biology, Physics, vol. 62, n°. 3, p. 872-880, Juil. 2005.
[135] A. R. Padhani, “Dynamic contrast-enhanced MRI in clinical oncology: current status
and future directions,” Journal of Magnetic Resonance Imaging: JMRI, vol. 16, n°. 4,
p. 407-22, Oct. 2002.
[136] G. Groenendaal et al., “Validation of functional imaging with pathology for tumor
delineation in the prostate,” Radiotherapy and Oncology, vol. 94, n°. 2, p. 145-150,
Fév. 2010.
[137] B. R. Rosen, J. W. Belliveau, J. M. Vevea, et T. J. Brady, “Perfusion imaging with
NMR contrast agents,” Magnetic Resonance in Medicine, vol. 14, n°. 2, p. 249-265,
Mai. 1990.
[138] H. J. Aronen et al., “Cerebral blood volume maps of gliomas: comparison with tumor
grade and histologic findings,” Radiology, vol. 191, n°. 1, p. 41-51, Avr. 1994.
[139] A. G. Sorensen, A. L. Tievsky, L. Ostergaard, R. M. Weisskoff, et B. R. Rosen,
“Contrast agents in functional MR imaging,” Journal of Magnetic Resonance Imaging:
JMRI, vol. 7, n°. 1, p. 47-55, Fév. 1997.
[140] C. Z. Simonsen, L. Ostergaard, D. F. Smith, P. Vestergaard-Poulsen, et C. Gyldensted,
“Comparison of gradient- and spin-echo imaging: CBF, CBV, and MTT measurements
by bolus tracking,” Journal of Magnetic Resonance Imaging: JMRI, vol. 12, n°. 3, p.
411-416, Sep. 2000.
[141] J. L. Boxerman, L. M. Hamberg, B. R. Rosen, et R. M. Weisskoff, “MR contrast due to
intravascular magnetic susceptibility perturbations,” Magnetic Resonance in Medicine,
vol. 34, n°. 4, p. 555-566, Oct. 1995.
[142] R. M. Weisskoff, C. S. Zuo, J. L. Boxerman, et B. R. Rosen, “Microscopic
susceptibility variation and transverse relaxation: theory and experiment,” Magnetic
Resonance in Medicine, vol. 31, n°. 6, p. 601-610, Juin. 1994.
[143] M. A. Bernstein, K. F. King, et X. J. Zhou, Handbook of MRI pulse sequences.
Elsevier, 2004.
[144] R. A. Jones, O. Haraldseth, T. B. Müller, P. A. Rinck, et A. N. Oksendal, “K-space
substitution: a novel dynamic imaging technique,” Magnetic Resonance in Medicine,
vol. 29, n°. 6, p. 830-834, Juin. 1993.
[145] J. J. van Vaals et al., “"Keyhole" method for accelerating imaging of contrast agent
uptake,” Journal of Magnetic Resonance Imaging: JMRI, vol. 3, n°. 4, p. 671-675,
Aoû. 1993.
[146] J. E. Bishop, G. E. Santyr, F. Kelcz, et D. B. Plewes, “Limitations of the keyhole
technique for quantitative dynamic contrast-enhanced breast MRI,” Journal of
Magnetic Resonance Imaging: JMRI, vol. 7, n°. 4, p. 716-723, Aoû. 1997.
[147] A. G. Webb, Z. P. Liang, R. L. Magin, et P. C. Lauterbur, “Applications of reducedencoding MR imaging with generalized-series reconstruction (RIGR),” Journal of
Magnetic Resonance Imaging: JMRI, vol. 3, n°. 6, p. 925-928, Déc. 1993.
[148] E. L. Barbier, L. Lamalle, et M. Décorps, “Methodology of brain perfusion imaging,”
Journal of Magnetic Resonance Imaging, vol. 13, n°. 4, p. 496-520, 2001.
- 190 -
References
[149] G. N. Stewart, “Researches on the Circulation Time in Organs and on the Influences
which affect it,” The Journal of Physiology, vol. 15, n°. 1, p. 1-89, Juil. 1893.
[150] T. Sugahara et al., “Correlation of MR imaging-determined cerebral blood volume
maps with histologic and angiographic determination of vascularity of gliomas,” AJR.
American Journal of Roentgenology, vol. 171, n°. 6, p. 1479-1486, Déc. 1998.
[151] H. J. Aronen et al., “Echo-planar MR cerebral blood volume mapping of gliomas.
Clinical utility,” Acta Radiologica (Stockholm, Sweden: 1987), vol. 36, n°. 5, p. 520528, Sep. 1995.
[152] Y. Ozsunar et al., “Glioma Recurrence Versus Radiation Necrosis?A Pilot Comparison
of Arterial Spin-Labeled, Dynamic Susceptibility Contrast Enhanced MRI, and FDGPET Imaging,” Academic Radiology, vol. 17, n°. 3, p. 282-290, 2010.
[153] F. Wenz et al., “Effect of radiation on blood volume in low-grade astrocytomas and
normal brain tissue: quantification with dynamic susceptibility contrast MR imaging,”
AJR. American Journal of Roentgenology, vol. 166, n°. 1, p. 187-193, Jan. 1996.
[154] T. Ichikawa, H. Haradome, J. Hachiya, T. Nitatori, et T. Araki, “Characterization of
hepatic lesions by perfusion-weighted MR imaging with an echoplanar sequence,” AJR.
American Journal of Roentgenology, vol. 170, n°. 4, p. 1029-1034, Avr. 1998.
[155] J. H. Chan, E. Y. Tsui, S. H. Luk, M. K. Yuen, Y. K. Cheung, et K. P. Wong,
“Detection of hepatic tumor perfusion following transcatheter arterial
chemoembolization with dynamic susceptibility contrast-enhanced echoplanar
imaging,” Clinical Imaging, vol. 23, n°. 3, p. 190-194, Juin. 1999.
[156] E. Y. Tsui et al., “Evaluation of therapeutic effectiveness of transarterial
chemoembolization for hepatocellular carcinoma: correlation of dynamic susceptibility
contrast-enhanced echoplanar imaging and hepatic angiography,” Clinical Imaging,
vol. 24, n°. 4, p. 210-216, Aoû. 2000.
[157] C. K. Kuhl et al., “Breast neoplasms: T2* susceptibility-contrast, first-pass perfusion
MR imaging,” Radiology, vol. 202, n°. 1, p. 87-95, Jan. 1997.
[158] K. A. Kvistad, S. Lundgren, H. E. Fjøsne, E. Smenes, H. B. Smethurst, et O.
Haraldseth, “Differentiating benign and malignant breast lesions with T2*-weighted
first pass perfusion imaging,” Acta Radiologica (Stockholm, Sweden: 1987), vol. 40, n°.
1, p. 45-51, Jan. 1999.
[159] K. L. Weind, C. F. Maier, B. K. Rutt, et M. Moussa, “Invasive carcinomas and
fibroadenomas of the breast: comparison of microvessel distributions--implications for
imaging modalities,” Radiology, vol. 208, n°. 2, p. 477-483, Aoû. 1998.
[160] Y. Jitsuiki et al., “Optimizing microvessel counts according to tumor zone in invasive
ductal carcinoma of the breast,” Modern Pathology, vol. 12, n°. 5, p. 492-498, Mai.
1999.
[161] L. D. Buadu et al., “Breast lesions: correlation of contrast medium enhancement
patterns on MR images with histopathologic findings and tumor angiogenesis,”
Radiology, vol. 200, n°. 3, p. 639-649, Sep. 1996.
[162] R. Alonzi et al., “Reproducibility and correlation between quantitative and
semiquantitative dynamic and intrinsic susceptibility-weighted MRI parameters in the
benign and malignant human prostate,” Journal of Magnetic Resonance Imaging:
JMRI, vol. 32, n°. 1, p. 155-164, Juil. 2010.
[163] K. J. Lankester et al., “Dynamic MRI for imaging tumor microvasculature: comparison
of susceptibility and relaxivity techniques in pelvic tumors,” Journal of Magnetic
Resonance Imaging: JMRI, vol. 25, n°. 4, p. 796-805, Avr. 2007.
[164] J. E. Perthen, F. Calamante, D. G. Gadian, et A. Connelly, “Is quantification of bolus
tracking MRI reliable without deconvolution?,” Magnetic Resonance in Medicine, vol.
47, n°. 1, p. 61-67, Jan. 2002.
- 191 -
References
[165] S. Ulmer et al., “Dynamic contrast-enhanced susceptibility-weighted perfusion MRI
(DSC-MRI) in a glioma model of the rat brain using a conventional receive-only
surface coil with a inner diameter of 47 mm at a clinical 1.5 T scanner,” Journal of
Neuroscience Methods, vol. 172, n°. 2, p. 168-172, Juil. 2008.
[166] A. Einstein et R. Fürth, Investigations on the theory of the Brownian movement.
Courier Dover Publications, 1956.
[167] D. Le Bihan, “Molecular diffusion, tissue microdynamics and microstructure,” NMR in
Biomedicine, vol. 8, n°. 7, p. 375-386, Déc. 1995.
[168] D. Le Bihan, “Molecular diffusion nuclear magnetic resonance imaging,” Magnetic
Resonance Quarterly, vol. 7, n°. 1, p. 1-30, Jan. 1991.
[169] E. O. Stejskal et J. E. Tanner, “Spin Diffusion Measurements: Spin Echoes in the
Presence of a Time-Dependent Field Gradient,” The Journal of Chemical Physics, vol.
42, n°. 1, p. 288-292, Jan. 1965.
[170] P. J. Basser, J. Mattiello, et D. LeBihan, “Estimation of the effective self-diffusion
tensor from the NMR spin echo,” Journal of Magnetic Resonance. Series B, vol. 103,
n°. 3, p. 247-254, Mar. 1994.
[171] R. R. Edelman, P. Wielopolski, et F. Schmitt, “Echo-planar MR imaging,” Radiology,
vol. 192, n°. 3, p. 600-612, Sep. 1994.
[172] P. Mansfield, “Multi-planar image formation using NMR spin echoes,” Journal of
Physics C: Solid State Physics, vol. 10, n°. 3, p. L58, L55, Fév. 1977.
[173] R. M. Henkelman, “Measurement of signal intensities in the presence of noise in MR
images,” Medical Physics, vol. 12, n°. 2, p. 232-233, Avr. 1985.
[174] J. Mattiello, P. J. Basser, et D. Le Bihan, “The b matrix in diffusion tensor echo-planar
imaging,” Magnetic Resonance in Medicine, vol. 37, n°. 2, p. 292-300, Fév. 1997.
[175] H. C. Thoeny et B. D. Ross, “Predicting and monitoring cancer treatment response with
diffusion-weighted MRI,” Journal of Magnetic Resonance Imaging, vol. 32, n°. 1, p. 216, 2010.
[176] D. Koh et D. J. Collins, “Diffusion-weighted MRI in the body: applications and
challenges in oncology,” AJR. American Journal of Roentgenology, vol. 188, n°. 6, p.
1622-1635, Juin. 2007.
[177] M. Lupu, J. L. Dimicoli, A. Volk, et J. Mispelter, “An efficient design for birdcage
probes dedicated to small-animal imaging experiments,” Magma (New York, N.Y.), vol.
17, n°. 3, p. 363-371, Déc. 2004.
[178] S. Aime et P. Caravan, “Biodistribution of gadolinium-based contrast agents, including
gadolinium deposition,” Journal of Magnetic Resonance Imaging: JMRI, vol. 30, n°. 6,
p. 1259-1267, Déc. 2009.
[179] J. M. Bland et D. G. Altman, “Statistical methods for assessing agreement between two
methods of clinical measurement,” Lancet, vol. 1, n°. 8476, p. 307-310, Fév. 1986.
[180] N. J. Pelc, “Optimization of flip angle for T1 dependent contrast in MRI,” Magnetic
Resonance in Medicine, vol. 29, n°. 5, p. 695-699, Mai. 1993.
[181] M. Albano, I. Dumas, et C. Haie-Meder, “[Brachytherapy at the Institut GustaveRoussy: personalized vaginal mould applicator: technical modification and
improvement],” Cancer Radiothérapie, vol. 12, n°. 8, p. 822-826, Déc. 2008.
[182] S. Lavisse et al., “Early quantitative evaluation of a tumor vasculature disruptive agent
AVE8062 using dynamic contrast-enhanced ultrasonography,” Investigative Radiology,
vol. 43, n°. 2, p. 100-111, Fév. 2008.
[183] M. Lamuraglia et al., “Doppler US with perfusion software and contrast medium
injection in the early evaluation of radiofrequency in breast cancer recurrences: a
prospective phase II study,” European Journal of Radiology, vol. 56, n°. 3, p. 376-381,
Déc. 2005.
- 192 -
References
[184] M. Rudin et al., “PTK787/ZK222584, a tyrosine kinase inhibitor of vascular
endothelial growth factor receptor, reduces uptake of the contrast agent GdDOTA by
murine orthotopic B16/BL6 melanoma tumours and inhibits their growth in vivo,”
NMR in Biomedicine, vol. 18, n°. 5, p. 308-321, Aoû. 2005.
[185] C. Weidensteiner, M. Rausch, P. M. J. McSheehy, et P. R. Allegrini, “Quantitative
dynamic contrast-enhanced MRI in tumor-bearing rats and mice with inversion
recovery TrueFISP and two contrast agents at 4.7 T,” Journal of Magnetic Resonance
Imaging: JMRI, vol. 24, n°. 3, p. 646-656, Sep. 2006.
[186] J. Vautier, M. Heilmann, C. Walczak, J. Mispelter, et A. Volk, “2D and 3D radial
multi-gradient-echo DCE MRI in murine tumor models with dynamic R*2-corrected
R1 mapping,” Magnetic Resonance in Medicine, vol. 64, n°. 1, p. 313-318, Juil. 2010.
[187] S. L. Keeling, T. Kogler, et R. Stollberger, “Deconvolution for DCE-MRI using an
exponential approximation basis,” Medical Image Analysis, vol. 13, n°. 1, p. 80-90,
Fév. 2009.
[188] M. R. Orton et al., “Computationally efficient vascular input function models for
quantitative kinetic modelling using DCE-MRI,” Physics in Medicine and Biology, vol.
53, n°. 5, p. 1225-1239, Mar. 2008.
[189] A. Kassner et al., “Assessment of tumor angiogenesis: dynamic contrast-enhanced MRI
with paramagnetic nanoparticles compared with Gd-DTPA in a rabbit Vx-2 tumor
model,” Contrast Media & Molecular Imaging, vol. 5, n°. 3, p. 155-161, Mai. 2010.
[190] M. Beaumont, B. Lemasson, R. Farion, C. Segebarth, C. Rémy, et E. L. Barbier,
“Characterization of tumor angiogenesis in rat brain using iron-based vessel size index
MRI in combination with gadolinium-based dynamic contrast-enhanced MRI,” Journal
of Cerebral Blood Flow and Metabolism, vol. 29, n°. 10, p. 1714-1726, Oct. 2009.
[191] S. Zwick et al., “Assessment of vascular remodeling under antiangiogenic therapy
using DCE-MRI and vessel size imaging,” Journal of Magnetic Resonance Imaging:
JMRI, vol. 29, n°. 5, p. 1125-1133, Mai. 2009.
[192] A. L. Alexander, T. T. McCreery, T. R. Barrette, A. F. Gmitro, et E. C. Unger,
“Microbubbles as novel pressure-sensitive MR contrast agents,” Magnetic Resonance
in Medicine, vol. 35, n°. 6, p. 801-6, Juin. 1996.
[193] R. Dharmakumar, D. B. Plewes, et G. A. Wright, “On the parameters affecting the
sensitivity of MR measures of pressure with microbubbles,” Magnetic Resonance in
Medicine, vol. 47, n°. 2, p. 264-73, Fév. 2002.
[194] K. K. Wong et al., “In vivo study of microbubbles as an MR susceptibility contrast
agent,” Magnetic Resonance in Medicine, vol. 52, n°. 3, p. 445-452, 2004.
[195] J. S. Cheung, A. M. Chow, H. Guo, et E. X. Wu, “Microbubbles as a novel contrast
agent for brain MRI,” NeuroImage, vol. 46, n°. 3, p. 658-664, Juil. 2009.
[196] M. Woytasik et al., “Characterization of flexible RF microcoils dedicated to local
MRI,” Microsystem Technologies, vol. 13, n°. 11, p. 1575-1580, 2006.
[197] T. Benner, S. Heiland, G. Erb, M. Forsting, et K. Sartor, “Accuracy of gamma-variate
fits to concentration-time curves from dynamic susceptibility-contrast enhanced MRI:
Influence of time resolution, maximal signal drop and signal-to-noise,” Magnetic
Resonance Imaging, vol. 15, n°. 3, p. 307-317, 1997.
[198] L. G. Salford, B. R. Persson, A. Brun, C. P. Ceberg, P. C. Kongstad, et L. M. Mir, “A
new brain tumour therapy combining bleomycin with in vivo electropermeabilization,”
Biochemical and Biophysical Research Communications, vol. 194, n°. 2, p. 938-43,
Juil. 1993.
[199] L. M. Mir, H. Banoun, et C. Paoletti, “Introduction of definite amounts of nonpermeant
molecules into living cells after electropermeabilization: direct access to the cytosol,”
Experimental Cell Research, vol. 175, n°. 1, p. 15-25, Mar. 1988.
- 193 -
References
[200] F. X. Barre, L. M. Mir, Y. Lécluse, et A. Harel-Bellan, “Highly efficient
oligonucleotide transfer into intact yeast cells using square-wave pulse
electroporation,” BioTechniques, vol. 25, n°. 2, p. 294-296, Aoû. 1998.
[201] R. Heller et al., “In vivo gene electroinjection and expression in rat liver,” FEBS
Letters, vol. 389, n°. 3, p. 225-228, Juil. 1996.
[202] P. E. Engström, B. R. Persson, et L. G. Salford, “Studies of in vivo
electropermeabilization by gamma camera measurements of (99m)Tc-DTPA,”
Biochimica Et Biophysica Acta, vol. 1473, n°. 2, p. 321-328, Déc. 1999.
[203] W. F. Morgan et J. P. Day, “The introduction of proteins into mammalian cells by
electroporation,” Methods in Molecular Biology (Clifton, N.J.), vol. 48, p. 63-71, 1995.
[204] L. Mir et S. Orlowski, “Mechanisms of electrochemotherapy,” Advanced Drug
Delivery Reviews, vol. 35, n°. 1, p. 107-118, Jan. 1999.
[205] M. Cemazar et al., “Electrochemotherapy of tumours resistant to cisplatin: a study in a
murine tumour model,” European Journal of Cancer (Oxford, England: 1990), vol. 37,
n°. 9, p. 1166-1172, Juin. 2001.
[206] T. Fulimoto et al., “Enhanced anti-tumour effect of cisplatin with low-voltage
electrochemotherapy in hamster oral fibrosarcoma,” The Journal of International
Medical Research, vol. 33, n°. 5, p. 507-512, Oct. 2005.
[207] L. M. Mir, S. Orlowski, J. Belehradek, et C. Paoletti, “Electrochemotherapy
potentiation of antitumour effect of bleomycin by local electric pulses,” European
Journal of Cancer (Oxford, England: 1990), vol. 27, n°. 1, p. 68-72, 1991.
[208] O. Tounekti, G. Pron, J. Belehradek, et L. M. Mir, “Bleomycin, an apoptosis-mimetic
drug that induces two types of cell death depending on the number of molecules
internalized,” Cancer Research, vol. 53, n°. 22, p. 5462-5469, Nov. 1993.
[209] B. Poddevin, S. Orlowski, J. Belehradek, et L. M. Mir, “Very high cytotoxicity of
bleomycin introduced into the cytosol of cells in culture,” Biochemical Pharmacology,
vol. 42, p. S67-75, Déc. 1991.
[210] H. Mekid, O. Tounekti, A. Spatz, M. Cemazar, F. Z. El Kebir, et L. M. Mir, “In vivo
evolution of tumour cells after the generation of double-strand DNA breaks,” Br J
Cancer, vol. 88, n°. 11, p. 1763-1771, 0.
[211] B. Al-Sakere et al., “Tumor Ablation with Irreversible Electroporation,” PLoS ONE,
vol. 2, n°. 11.
[212] B. Al-Sakere et al., “A study of the immunological response to tumor ablation with
irreversible electroporation,” Technology in Cancer Research & Treatment, vol. 6, n°.
4, p. 301-306, Aoû. 2007.
[213] L. M. Mir et al., “[Electrochemotherapy, a new antitumor treatment: first clinical
trial],” Comptes Rendus De l'Académie Des Sciences. Série III, Sciences De La Vie,
vol. 313, n°. 13, p. 613-618, 1991.
[214] L. M. Mir et al., “Effective treatment of cutaneous and subcutaneous malignant
tumours by electrochemotherapy,” British Journal of Cancer, vol. 77, n°. 12, p. 23362342, Juin. 1998.
[215] M. Belehradek, C. Domenge, B. Luboinski, S. Orlowski, J. Belehradek, et L. M. Mir,
“Electrochemotherapy, a new antitumor treatment. First clinical phase I-II trial,”
Cancer, vol. 72, n°. 12, p. 3694-3700, Déc. 1993.
[216] L. Mir, “Bases and rationale of the electrochemotherapy,” European Journal of Cancer
Supplements, vol. 4, n°. 11, p. 38-44, 2006.
[217] M. Marty et al., “Electrochemotherapy – An easy, highly effective and safe treatment
of cutaneous and subcutaneous metastases: Results of ESOPE (European Standard
Operating Procedures of Electrochemotherapy) study,” European Journal of Cancer
Supplements, vol. 4, n°. 11, p. 3-13, 2006.
- 194 -
References
[218] A. M. Babsky, H. Zhang, S. K. Hekmatyar, G. D. Hutchins, et N. Bansal, “Monitoring
chemotherapeutic response in RIF-1 tumors by single-quantum and triple-quantumfiltered 23Na MRI, 1H diffusion-weighted MRI and PET imaging,” Magnetic
Resonance Imaging, vol. 25, n°. 7, p. 1015-1023, Sep. 2007.
[219] H. C. Thoeny et al., “Effect of vascular targeting agent in rat tumor model: dynamic
contrast-enhanced versus diffusion-weighted MR imaging,” Radiology, vol. 237, n°. 2,
p. 492-499, Nov. 2005.
[220] O. Dudeck et al., “Diffusion-weighted magnetic resonance imaging allows monitoring
of anticancer treatment effects in patients with soft-tissue sarcomas,” Journal of
Magnetic Resonance Imaging, vol. 27, n°. 5, p. 1109-1113, 2008.
[221] S. B. Dev et al., “Magnetic resonance studies of laryngeal tumors implanted in nude
mice: effect of treatment with bleomycin and electroporation,” Magnetic Resonance
Imaging, vol. 20, n°. 5, p. 389-394, Juin. 2002.
[222] M. Q. Huang et al., “Monitoring response to chemotherapy of non-Hodgkin's
lymphoma xenografts by T(2)-weighted and diffusion-weighted MRI,” NMR in
Biomedicine, vol. 21, n°. 10, p. 1021-1029, Nov. 2008.
[223] P. A. Bottomley, C. J. Hardy, R. E. Argersinger, et G. Allen-Moore, “A review of 1H
nuclear magnetic resonance relaxation in pathology: are T1 and T2 diagnostic?,”
Medical Physics, vol. 14, n°. 1, p. 1-37, Fév. 1987.
[224] B. Fei, H. Wang, J. D. Meyers, D. K. Feyes, N. L. Oleinick, et J. L. Duerk, “High-field
magnetic resonance imaging of the response of human prostate cancer to Pc 4-based
photodynamic therapy in an animal model,” Lasers in Surgery and Medicine, vol. 39,
n°. 9, p. 723-730, Oct. 2007.
[225] J. Belehradek, G. Barski, et M. Thonier, “Evolution of cell-mediated antitumor
immunity in mice bearing a syngeneic chemically induced tumor. Influence of tumor
growth, surgical removal and treatment with irradiated tumor cells,” International
Journal of Cancer, vol. 9, n°. 3, p. 461-469, Mai. 1972.
[226] M. Paturneau-Jouas et al., “Electrotransfer at MR imaging: tool for optimization of
gene transfer protocols--feasibility study in mice,” Radiology, vol. 228, n°. 3, p. 768775, Sep. 2003.
[227] S. Corovic, B. Al Sakere, V. Haddad, D. Miklavcic, et L. M. Mir, “Importance of
contact surface between electrodes and treated tissue in electrochemotherapy,”
Technology in Cancer Research & Treatment, vol. 7, n°. 5, p. 393-400, Oct. 2008.
[228] B. Al-Sakere et al., “Tumor ablation with irreversible electroporation,” PloS One, vol.
2, n°. 11, p. e1135, 2007.
[229] D. Le Bihan, C. Poupon, A. Amadon, et F. Lethimonnier, “Artifacts and pitfalls in
diffusion MRI,” Journal of Magnetic Resonance Imaging: JMRI, vol. 24, n°. 3, p. 478488, Sep. 2006.
[230] S. Walker-Samuel, M. Orton, L. D. McPhail, et S. P. Robinson, “Robust estimation of
the apparent diffusion coefficient (ADC) in heterogeneous solid tumors,” Magnetic
Resonance in Medicine, vol. 62, n°. 2, p. 420-429, 2009.
[231] J. P. Galons, M. I. Altbach, G. D. Paine-Murrieta, C. W. Taylor, et R. J. Gillies, “Early
increases in breast tumor xenograft water mobility in response to paclitaxel therapy
detected by non-invasive diffusion magnetic resonance imaging,” Neoplasia (New
York, N.Y.), vol. 1, n°. 2, p. 113-117, Juin. 1999.
[232] A. J. Miller et P. M. Joseph, “The use of power images to perform quantitative analysis
on low SNR MR images,” Magnetic Resonance Imaging, vol. 11, n°. 7, p. 1051-1056,
1993.
[233] K. D. Harkins, J. Galons, T. W. Secomb, et T. P. Trouard, “Assessment of the effects of
cellular tissue properties on ADC measurements by numerical simulation of water
- 195 -
References
diffusion,” Magnetic Resonance in Medicine, vol. 62, n°. 6, p. 1414-1422, Déc. 2009.
[234] W. Landuyt et al., “In vivo animal functional MRI: improved image quality with a
body-adapted mold,” Journal of Magnetic Resonance Imaging: JMRI, vol. 16, n°. 2, p.
224-227, Aoû. 2002.
[235] P. Webb et A. Macovski, “Rapid, fully automatic, arbitrary-volume in vivo shimming,”
Magnetic Resonance in Medicine, vol. 20, n°. 1, p. 113-122, Juil. 1991.
[236] P. Le Roux, R. J. Gilles, G. C. McKinnon, et P. G. Carlier, “Optimized outer volume
suppression for single-shot fast spin-echo cardiac imaging,” Journal of Magnetic
Resonance Imaging: JMRI, vol. 8, n°. 5, p. 1022-1032, Oct. 1998.
[237] D. Le Bihan, E. Breton, D. Lallemand, M. L. Aubin, J. Vignaud, et M. Laval-Jeantet,
“Separation of diffusion and perfusion in intravoxel incoherent motion MR imaging,”
Radiology, vol. 168, n°. 2, p. 497-505, Aoû. 1988.
[238] J. O. Larkin et al., “Electrochemotherapy,” Annals of Surgery, vol. 245, n°. 3, p. 469479, Mar. 2007.
[239] I. Loubinoux et al., “The effects of a butanediol treatment on acute focal cerebral
ischemia assessed by quantitative diffusion and T2 MR imaging,” Magnetic Resonance
Imaging, vol. 15, n°. 9, p. 1045-1055, 1997.
[240] D. Koh et al., “Reproducibility and changes in the apparent diffusion coefficients of
solid tumours treated with combretastatin A4 phosphate and bevacizumab in a twocentre phase I clinical trial,” European Radiology, vol. 19, n°. 11, p. 2728-2738, Nov.
2009.
[241] N. H. G. M. Peters, K. L. Vincken, M. A. A. J. van den Bosch, P. R. Luijten, W. P. T.
M. Mali, et L. W. Bartels, “Quantitative diffusion weighted imaging for differentiation
of benign and malignant breast lesions: the influence of the choice of b-values,”
Journal of Magnetic Resonance Imaging: JMRI, vol. 31, n°. 5, p. 1100-1105, Mai.
2010.
[242] D. Koh et al., “Predicting response of colorectal hepatic metastasis: value of
pretreatment apparent diffusion coefficients,” AJR. American Journal of
Roentgenology, vol. 188, n°. 4, p. 1001-1008, Avr. 2007.
[243] B. A. Moffat et al., “Diffusion imaging for evaluation of tumor therapies in preclinical
animal models,” Magma (New York, N.Y.), vol. 17, n°. 3, p. 249-259, Déc. 2004.
[244] B. D. Ross et al., “Evaluation of cancer therapy using diffusion magnetic resonance
imaging,” Molecular Cancer Therapeutics, vol. 2, n°. 6, p. 581-587, Juin. 2003.
[245] P. M. J. McSheehy et al., “Quantified tumor t1 is a generic early-response imaging
biomarker for chemotherapy reflecting cell viability,” Clinical Cancer Research, vol.
16, n°. 1, p. 212-225, Jan. 2010.
[246] T. E. Yankeelov et al., “Integration of quantitative DCE-MRI and ADC mapping to
monitor treatment response in human breast cancer,” Magnetic resonance imaging, vol.
25, n°. 1, p. 1-13, Jan. 2007.
[247] F. Zhao et al., “Ultrastructural and MRI study of the substantia nigra evolving exofocal
post-ischemic neuronal death in the rat,” Neuropathology, vol. 22, n°. 3, p. 91-105,
2002.
[248] D. J. Manton et al., “Neoadjuvant chemotherapy in breast cancer: early response
prediction with quantitative MR imaging and spectroscopy,” British Journal of Cancer,
vol. 94, n°. 3, p. 427-435, Fév. 2006.
[249] D. E. Hall et al., “Therapeutic Efficacy of DTI-015 using Diffusion Magnetic
Resonance Imaging as an Early Surrogate Marker,” Clinical Cancer Research, vol. 10,
n°. 23, p. 7852-7859, Déc. 2004.
[250] G. Sersa, M. Cemazar, C. S. Parkins, et D. J. Chaplin, “Tumour blood flow changes
induced by application of electric pulses,” European Journal of Cancer (Oxford,
- 196 -
References
England: 1990), vol. 35, n°. 4, p. 672-677, Avr. 1999.
- 197 -