Inventaire Myrmécologique

Sommaire
Sommaire......................................................................................................................................................... 1
I. Introduction ................................................................................................................................................. 2
Objectif de la mission ......................................................................................................................... 2
II. Matériel et méthodes.................................................................................................................................. 3
Echantillonnage................................................................................................................................... 3
Techniques de capture......................................................................................................................... 3
Détermination ..................................................................................................................................... 4
III. Résultats .................................................................................................................................................... 5
Proportion des sous-familles............................................................................................................... 5
Les trois milieux ................................................................................................................................. 5
Appâts ................................................................................................................................................. 6
Pitfall................................................................................................................................................... 6
Espèces................................................................................................................................................ 7
IV. Discussion et perspectives ........................................................................................................................ 7
Remerciements.................................................................................................................................... 7
VI. Bibliographie............................................................................................................................................. 8
Annexes ............................................................................................................................................................ 9

I. Introduction
La famille des Formicidae (Hyménoptères) compte plus de 11 000 espèces réparties en 16
sous-familles, dont 8 se trouvent en région néotropicale (Bolton, 1994). Les fourmis sont des
insectes dont les sociétés sont divisées en castes. Les reines pondent, les ouvrières (stériles)
s’occupent de nourrir la fourmilière, d'entretenir le couvain ainsi que de construire le nid et les
sexués (mâles et femelles) sont présents uniquement à l'essaimage pour la reproduction. Seul
les femelles sexuées survivront pour fonder une nouvelle colonie.
La distribution de cette famille est mondiale et s'étend du cercle polaire arctique aux terres les
plus australes. Les seuls endroits dépourvus de fourmis sont l'Antarctique, le Groenland et
quelques îles des océans atlantique et indien (Hölldobler & Wilson, 1990).
La diversité spécifique des fourmis est importante et de loin supérieure aux autres insectes
sociaux. En forêt équatoriale (Pérou), Wilson (1987) a dénombré 43 espèces de fourmis (26
genres) sur un arbre. En forêt équatoriale (Bornéo), Brühl et al. (1998) recensent 524 espèces
(73 genres) sur 6 ha !
En plus de cette diversité, leur importance écologique est considérable et résulte d'une longue
évolution (Wilson, 1959 ; Agosti et al., 2000). L'apparition de la socialité serait une cause de
ce succès écologique. En effet, selon des estimations, les insectes sociaux représenteraient
plus de 75 % de la biomasse totale d'insectes (Hölldobler & Wilson, 1990). En ce qui
concerne les fourmis, leur biomasse représenterait 10 à 15 % de la biomasse animale totale
dans la plupart des écosystèmes terrestres ; et dans la canopée, 19 à 69,7% des espèces et 10 à
46 % de la biomasse des arthropodes arboricoles. On estime, par exemple, à plus de 8 millions
le nombre de fourmis contenues dans le sol d'un hectare de forêt amazonienne (Hölldobler &
Wilson, 1990). Elles jouent un rôle primordial dans l'écologie des sols en déplaçant plus de
terre que les vers de terre ou les termites. Ce sont également les principales prédatrices
d'insectes et d'invertébrés et d'importants vecteurs de dispersion des graines (Wilson, 1971;
Hölldobler & Wilson, 1990).
En Guyane, la famille des Fourmis (Formicidae) est représentée par environ 500 espèces. On
estime au double le nombre total d’espèces de fourmis en Guyane (Delabie, comm. pers.). A
l’exclusion du l’écosystème aquatique, elles ont colonisé aussi bien le milieu forestier (litière,
canopée, troncs, bois mort, plantes, etc.) que les savanes ou les milieux anthropisés (bords de
route, maisons, villes et maintenant ordinateurs !).
Objectif de la mission
Par leur petite taille, leur dominance numérique, leur diversité spécifique, leur sédentarité et
l'abondance de leurs colonies, elles constituent de très bons organismes pour la recherche en
écologie comportementale et en biogéographie ainsi que comme indices pour la mesure de la
biodiversité (Agosti et al., 2000).
Comme dans tout écosystème forestier guyanais, les fourmis sont très communes dans la
Réserve naturelle volontaire Trésor. Cette mission a pour but de dresser un premier
inventaire (non exhaustif) des espèces de fourmis présentes dans la réserve et de tester une
méthodologie applicable à la Réserve naturelle de la Trinité. Ces deux forêts, distantes de
93 kilomètres, présentent de nombreuses différences notamment la pluviométrie, la géologie,
la géomorphologie, la pédologie… L'application d'un protocole standardisé, préalablement
testé à Trésor permettra des comparaisons des peuplements de fourmis entre les deux espaces
protégés.

II. Matériel et méthodes
La mission s’est déroulée du 10 au 25 janvier 2004 aux alentours du carbet d’accueil de la
réserve. La Réserve Naturelle Volontaire Trésor (2400 ha) se situe sur la montagne de Kaw
(PK 18). Elle est délimitée au sommet par la route de Kaw, s’étend sur le flanc sud de la
montagne et se termine en contrebas par une zone humide (non prospectée au cours de cette
étude).
Echantillonnage
Dans ce contexte forestier, plusieurs niches écologiques ont été échantillonnés (forêt, lisière
de forêt, carbet). Nous avons varié les méthodes de capture afin de pourvoir échantillonner un
maximum de niches écologiques et capturer un maximum d’espèces. Quatre méthodes
complémentaires ont été choisies en raison de la facilité de leur mise en place, du peu de
matériel et du peu de temps disponibles : le pitfall trap, les appâts, la chasse à vue de jour et la
chasse à vue de nuit. En forêt, nous avons au la chance d’avoir accès une demi-journée à la
canopée grâce à la technique de Varappe mise en place par Philippe Maquet (Aye-Aye
Environnement).
Nous pouvons schématiser l’échantillonnage de la manière suivante :
Techniques de capture
Chasse à vue de jour : Capture de tout individu vu au sol, sur les troncs, sur les branches
accessibles, ou bien dénichées dans les troncs morts, sous la litière, sous les pierres, sous
l’écorce ou dans les fleurs. Le temps de chasse est compté en heures. On essayera, dans la
mesure du possible de ne pas compter deux fois les individus d’une même colonie. Ainsi, les
individus d’une même espèce capturés sur une même aire (1m² environ) ne seront
comptabilisés qu’une fois. La chasse à vue de jour est la technique de chasse la plus facile et
nécessite très peu de matériel. Elle a cependant l’inconvénient de passer à côté des espèces
discrètes, rares ou bien situées trop haut dans les arbres ou trop profond dans le sol.
Chasse à vue de nuit : Idem que la chasse à vue de jour, mais muni de lampe frontale. La
chasse de nuit révèle une faune bien différente du jour. Pour les fourmis, seules les espèces de
fourmis dominantes (Azteca spp., Crematogaster spp., Pheidole spp., etc.) continuent leur
activité et gardent ainsi leur territoire avec efficacité. L’inconvénient de la chasse de nuit est
Niche écologique Echantillonnage
Pitfall trap (20 x 5m)
Appâts (20 x 5m)
Chasse à vue de nuit (1h)
Sous-bois
Chasse à vue de jour (5 x 1h)
Forêt
Canopée Chasse à vue de jour (30 min)
Appâts (20 x 5m)
Chasse à vue de nuit (1h)Lisière
Chasse à vue de jour (2 x 100m en 2h)
Carbet Chasse à vue de jour ( 2x 1h)

le manque de visibilité (lampe frontale) et les risques liés au fait de se promener seul dans la
forêt la nuit.
Pitfall trap : Un gobelet est enfoncé dans le sol,
contenant un mélange d’eau, d’alcool et de
liquide vaisselle (pour diminuer la tension
superficielle de l’eau). L’insecte tombe dans le
gobelet et se noie. Le pitfall est récolté 48h
après la mise en place. Les pièges sont placés
tous les 5m sur un transect de 100m (20 pièges).
Appâts : Les appâts sont constitués d’un mélange
de thon, de miel et de gâteaux secs. Le mélange
est déposé sur un carré d’aluminium afin de
pouvoir retrouver facilement l’emplacement du
l’appât. Les appâts sont placés tous les 5m sur un
transect de 100m (20 appâts) et récoltés 1h après
la pose. L’inconvénient des appâts est qu’ils ne
capturent que les fourmis attirées par cette
nourriture, malgré le mélange sucres-protéines.
Les fourmis termitophages par exemple ne sont
pas attirées. Par ailleurs si plusieurs espèces
découvrent l’appât, on constate bien souvent
qu’une espèce dominante (agressive et
nombreuse) prend le dessus et chasse les autres,
ce qui biaise la mesure.
Détermination
La détermination des espèces très fréquentes et facilement identifiables a été réalisée sur
place. Chaque fourmi trouvée dont la détermination était douteuse ou inconnue a été récolté
(Eppendorf) et placé dans l’alcool. Au laboratoire, certaines espèces douteuses ont été
déterminées, le plus souvent jusqu’au genre (Bolton, 1994). Le reste des espèces
indéterminées a été envoyé à des systématiciens (Edith Rodriguez, Vénézuela ; Thibault
Delsinne, Belgique). La détermination n’est pas encore terminée et fera l’objet d’un
complément à ce rapport.