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GUIDE PRATIQUE SUR
LE CONTRÔLE
DES INFECTIONS
ENVIRONNEMENTALES
DANS LES HÔPITAUX
Le contenu de ce livret a été rédigé avec l’aimable collaboration
et l’expertise technique du :
Professeur GL French, MD, FRCPath, DipHIC
Consultant honoraire en microbiologie,
’’Guy’s & St Thomas’s Hospital
Professeur émérite de microbiologie,
’King’s College, Londres, Royaume-Uni
3
AIRBORNE TRANSMISSION
PRÉFACE
ll est reconnu, depuis plus d’un siècle, que les patients sont exposés à un risque
d’infection dans les hôpitaux et les établissements de soins de santé. En 1860
déjà, Florence Nightingale écrivait que « la majeure partie des soins infirmiers
consistait à préserver la propreté ». Bien que le respect rigoureux des pratiques
d’hygiène et de propreté de l’environnement soit toujours strictement appliqué
en chirurgie, les règles en matière d’hygiène générale à l’hôpital ont perdu en
rigueur avec l’avènement des antibiotiques et suite à la perception erronée selon
laquelle les infections ne représenteraient plus une menace aussi importante.
Pourtant, les infections constituent un risque croissant pour la sécurité des
patients en raison d’une médecine moderne toujours plus complexe, d’une
vulnérabilité plus grande chez les patients affaiblis par leur âge (sujets
très jeunes et très âgés), immunodéprimés, ayant subi une importante
intervention chirurgicale et en soins intensifs, et de l’émergence d’agents
pathogènes multi-résistants (MDR).
La propagation de gènes de résistance entre bactéries et l’émergence, à
l’échelle mondiale, d’agents pathogènes ultra-multi-résistants sont désormais
reconnues comme étant une urgence de santé publique d’envergure
mondiale qui menace notre capacité à traiter les infections contractées en
milieu hospitalier et à dispenser des soins de santé sûrs et efficaces (Boucher
et al, 2009; European Commission, 2011; World Economic Forum report,
2014). Le contrôle de l’infection croisée est important non seulement pour
réduire l’infection du patient, mais aussi pour réduire la propagation des
agents pathogènes multi-résistants et de leurs gènes de résistance.
En milieu hospitalier, l’air, l’eau, les dispositifs médicaux et les surfaces
sèches constituent autant de sources potentielles de contamination et de
propagation d’infections.
Ce guide pratique a pour objectif de donner une vue d’ensemble des différents
types de transmissions d’origine environnementale des infections hospitalières
et de leur contrôle. Il analyse également les pratiques recommandées pour
optimiser les prélèvements d’échantillons bactériologiques.
Professeur GL French, MD, FRCPath, DipHIC
1
2
AIRBORNE TRANSMISSION
TABLE DES MATIÈRES
INTRODUCTION..............................................................................................................................................4
TRANSMISSION PAR L’AIR..........................................................................................6
TRANSMISSION PAR L’EAU ................................................................................. 14
TRANSMISSION PAR LES DISPOSITIFS...................................17
MÉDICAUX
TRANSMISSION À PARTIR D’UNE...................................................... 20
SURFACE SÈCHE
GESTION ET ORGANISATION ....................................................................... 30
ÉCHANTILLONNAGE BACTÉRIOLOGIQUE.................... 32
DE L’ENVIRONNEMENT
RÉFÉRENCES ..................................................................................................................................................... 38
3
INTRODUCTION
Le milieu hospitalier peut être contaminé par divers agents pathogènes
environnementaux et par des germes plus virulents transmis par le
personnel ou les patients colonisés ou infectés.
L’infection peut se produire par inoculation directe dans les plaies ou autres
sites. Il est possible également que la peau et les muqueuses des patients
se trouvent colonisées par une infection invasive ultérieure lorsque les
défenses de ces patients sont amoindries.
Le contrôle de l’infection passe donc par la prévention de la contamination
et de la colonisation ainsi que de l’infection directe.
Les voies de transmission sont complexes et impliquent souvent
l’environnement, que ce soit directement ou indirectement. Les voies et
sources environnementales sont notamment :
L’air
L’eau
L’équipement et les dispositifs médicaux
Les surfaces environnementales
La nourriture et la boisson
4
AIRBORNE TRANSMISSION
Figure 1.
Voies potentielles de transmission des infections nosocomiales liées à
l’environnement [Adapted from Otter et al, 2011]
Surfaces ou
équipement
contaminés
Patients
infectés ou
colonisés
Mains
contaminées
du personnel
soignant
Patients
vulnérables
Air
contaminé
Contact
direct entre
patients
5
TRANSMISSION
PAR L’AIR
Les germes aéroportés peuvent être inhalés, pénétrer directement une
plaie ou un instrument ou survivre sur des surfaces avant d’être transmis
indirectement aux patients. Certains agents pathogènes risquent en
particulier de se répandre via des patients ou des porteurs, de résister
à la dessiccation, de survivre dans la poussière ou les gouttelettes, puis
d’être diffusés via l’air.
Les principaux germes aéroportés sont les suivants :
• Staphylococcus aureus
• Staphylocoques à coagulase négative (CoNS)
• Streptococcus pyogenes
• Acinetobacter spp
• Mycobacterium tuberculosis (TB)
• Norovirus
• Virus influenza
• Coronavirus du syndrome respiratoire du Moyen-Orient (MERS-CoV)
• Spores de Clostridium
• Legionella spp.
• Aspergillus spp.
Staphylococcus aureus
Les souches de Staphylococcus aureus sensible à la méticilline (SASM) ou
résistant à la méticilline (SARM) sont les principaux agents pathogènes des
plaies chirurgicales ainsi que des infections de la peau et des tissus mous.
SASM est un commensal du nez, du périnée et d’autres sites cutanés chez
environ 30 % des sujets normaux, et se répand sur les squames cutanés
qui flottent dans l’air avant de se déposer et de survivre dans la poussière.
Les courants d’air remettent la poussière en suspension, ce qui peut ensuite
entraîner la transmission de S. aureus aux plaies et aux instruments.
SARM est moins fréquent, mais diffuse largement parmi les patients
hospitalisés. Il se transmet principalement par des patients colonisés et
infectés via les mains du personnel de santé, mais une contamination de
l’environnement et une propagation aéroportée ne sont pas à exclure.
6
AIRBORNE TRANSMISSION
Staphylocoques à coagulase
négative (CoNS)
Ce sont des organismes à faible virulence qui colonisent la peau des sujets
normaux. Ils sont également répandus dans l’air et peuvent se déposer sur
les plaies et les instruments chirurgicaux, entraînant des infections sur les
prothèses, notamment en chirurgie orthopédique et cardiaque.
Streptococcus pyogenes
Ce germe est porté dans la gorge chez environ 5 % des sujets bien sains. Il
provoque des infections des plaies, de la peau et des tissus mous avec une
épidémiologie similaire à S. aureus.
MESURES DE PRÉVENTION ET DE CONTRÔLE
Ces mesures se traduisent par la mise en œuvre systématique de précautions
standards en matière d’hygiène et de nettoyage (CDC, 2003; WHO, 2008)
par la prévention et le contrôle de la contamination des surfaces. Le contrôle
de la contamination de l’air dans les zones à haut risque comme les salles
d’opération implique un nettoyage rigoureux de l’environnement, de fréquents
renouvellements d’air et une filtration de l’air (voir encadré ci-dessous). En
chirurgie implantaire, des hottes à flux laminaires unidirectionnels délivrent
un air ultrapropre, offrant ainsi une protection supplémentaire des plaies et
des instruments chirurgicaux contre le CoNS.
CONTRÔLE DE LA TRANSMISSION AÉROPORTÉE
EN SALLE D’OPÉRATION ET DANS LES AUTRES
ENVIRONNEMENTS À HAUT RISQUE
(Dharan & Pittet, 2002; Hoffman et al, 2002; CDC 2003)
Les moyens permettant de prévenir les infections transmises
par l’air sont les suivants :
• Renouvellement d’air fréquent, filtration de l’air et réduction des
turbulences d’air.
• Réduction au minimum du personnel tout au long d’une opération.
• Maintien de flux d’air à partir des zones propres, comme les salles
d’opération, les unités de soins intensifs et les salles de soins (pression
positive), vers des zones avec un niveau de propreté moins élevé
(pression négative).
• Application de mesures plus strictes pour les environnements à très
haut risque. Par exemple, il est recommandé de renouveler l’air six
fois par heure pour les services généraux, 10 fois par heure pour les
zones critiques, 15 fois par heure en chirurgie ambulatoire et 25 fois
par heure pour les salles d’opération de chirurgie générale.
• Utilisation d’un air filtré par flux laminaire (ventilation ultra-propre) en
chirurgie implantaire et prothétique.
7
Bien qu’il n’existe pas de norme reconnue en matière de prélèvements
d’échantillons d’air pour le dosage des bactéries ou en matière de
fréquence de ces prélèvements, de nombreuses autorités conviennent
de mesures de surveillance dans les situations suivantes :
• mise en service d’une salle d’opération ;
• après des travaux de construction ou de rénovation (Hoffman et al, 2002);
QUALITÉ DE L’AIR DANS UNE SALLE D’OPÉRATION
• Salle d’opération au repos :
< 35 unités formant colonie (ufc)/m3, avec
< 1 colonie de Clostridium perfringens ou S. aureus par m3
• Salle d’opération en activité : la concentration totale d’air est de
< 180 ufc/m3 en moyenne sur 5 minutes.
(Consensus from Dharan & Pittet, 2002; Hoffman et al, 2002; CDC, 2003)
Acinetobacter
(Peleg et al, 2008; Tacconelli et al, 2014)
Les bactéries à Gram négatif sont moins résistantes à la dessiccation que les
bactéries à Gram positif et elles ne sont généralement pas transmises par
l’air, à l’exception de Acinetobacter spp. Ces coccobacilles à Gram négatif
non fermentants sont largement distribués sur le plan environnemental
dans les sols et l’eau. Ils colonisent également la peau et les muqueuses
chez environ 25 % des sujets normaux.
Acinetobacter baumannii est l’espèce Acinetobacter la plus souvent isolée
et celle qui risque le plus d’acquérir une résistance à de multiples antibiotiques.
Elle est la cause la plus fréquente d’épidémies à Acinetobacter en milieu
hospitalier. Ce germe peut être hautement multirésistant. Récemment, des
souches ont été responsables d’importantes épidémies et de graves infections
difficiles à traiter chez les patients immunodéprimés, en particulier dans les
unités de soins intensifs.
Les Acinetobacter sont capables de survivre pendant des semaines ou des
mois sur des surfaces sèches et peuvent être transmis par la poussière, un
équipement contaminé et des aérosols contaminés provenant de systèmes
de climatisation.
Les épidémies hospitalières proviennent de sources environnementales
contaminées ou sont la conséquence d’une transmission par les mains de
germes présents sur la peau de patients colonisés. Les épidémies peuvent
être liées à des souches épidémiques uniques, généralement à partir d’une
source environnementale, ou à partir de plusieurs isolats distincts associés à
une épidémiologie complexe à la fois épidémique et endémique.
A. baumannii est présent dans presque 50 % des cultures respiratoires de
l’ensemble des patients positifs et les isolats sont de plus en plus résistants
aux carbapénèmes. (Munoz-Price et al, 2013).
8
TRANSMISSION PAR L’AIR
MESURES DE PREVENTION ET DE CONTROLE
Le contrôle de l’environnement met l’accent sur les points suivants :
• application rigoureuse des mesures de lavage et de désinfection des mains,
• nettoyage efficace de l’environnement,
• isolement des patients colonisés et infectés.
Les Acinetobacters multirésistants peuvent être responsables d’infections
plus difficiles, voire impossibles à traiter. Ces agents pathogènes multirésistants
exigent un renforcement des procédures de contrôle afin d’éviter leur diffusion
dans les unités à haut risque. Cela doit se traduire par l’application très stricte
des procédures standards, l’amélioration du nettoyage de l’environnement,
l’identification de porteurs asymptomatiques grâce au dépistage des patients
et l’isolement des patients colonisés et infectés dans des chambres maintenues
en pression négative, avec un air filtré, le cas échéant.
Les infections endémiques sont particulièrement difficiles à
contrôler et sont souvent liées à une contamination étendue de
l’environnement. Il peut être nécessaire de procéder au typage des
isolats provenant du patient et de l’environnement pour identifier et
éliminer les sources et les voies de transmission. Un nettoyage régulier
de l’environnement est recommandé afin de prévenir les épidémies,
mais la fermeture temporaire des unités en cause en vue de leur
nettoyage peut être nécessaire pour contrôler l’infection endémique
(Tacconelli et al, 2014).
Tuberculose
La forme de tuberculose (TB) la plus répandue est la tuberculose pulmonaire
ou respiratoire. « La tuberculose active » est une forme transmissible qui est
portée par des patients infectés, chez lesquels M. tuberculosis se retrouve dans
les crachats et expectorations. Les patients atteints d’une tuberculose pulmonaire
sont généralement soignés dans les hôpitaux, où ils présentent un risque de
transmission, par voie aérienne ou par inhalation, à l’égard des autres patients,
du personnel et des visiteurs. Les personnes immunodéprimées, notamment
celles qui sont infectées par le VIH/SIDA, sont particulièrement vulnérables
aux infections. De nombreuses épidémies de tuberculose dans les hôpitaux
ont été rapportées dans la littérature et avec l’émergence de la tuberculose
multirésistante (TB-MR), il est particulièrement important de contrôler cette
maladie dans les établissements de santé.
MESURES DE PRÉVENTION ET DE CONTRÔLE
(Hannan et al, 2000; CDC, 2005; NICE, 2011)
• Identifier les patients infectés : il s’agit là d’une mesure fondamentale,
sachant que les patients non diagnostiqués et atteints de tuberculose active
peuvent diffuser largement la maladie au sein des établissements de santé.
• Isoler les patients infectés jusqu’à ce que le risque infectieux soit écarté, et
renforcer les précautions en matière d’isolement de l’air (masque spécifique).
• Évaluer le risque de résistance aux médicaments et de VIH pour tous les
patients atteints de tuberculose. Si la TB-MR est connue ou suspectée, des
précautions particulières doivent être mises en œuvre (voir page 10).
9
• Isoler les patients suspectés de tuberculose respiratoire active,
en particulier des patients immunodéprimés. Ils doivent être soignés
dans des chambres individuelles, maintenues en pression négative ou
ventilées vers l’extérieur du bâtiment. Il convient de mettre en œuvre
des procédures produisant des aérosols comme une bronchoscopie,
l’induction des expectorations ou l’administration d’un traitement par
nébulisation dans une zone convenablement ventilée.
• L’utilisation de masques (respirateurs à particules), de blouses et de
procédures adaptées de protection est recommandée pour le personnel
de santé qui s’occupe de patients atteints ou suspects de tuberculose
infectieuse, ou lors des procédures produisant des aérosols lorsqu’elles
sont associées à un risque élevé de transmission de la tuberculose.
• Les patients hospitalisés atteints de tuberculose respiratoire ouverte sont
tenus de porter un masque chirurgical chaque fois qu’ils quittent leur
chambre et ce, jusqu’à deux semaines après le début de leur traitement.
TUBERCULOSE MULTIRÉSISTANTE
La tuberculose multirésistante (TB-MR) est une infection grave et
potentiellement impossible à traiter. C’est la raison pour laquelle des
précautions particulières doivent être mises en œuvre pour empêcher
sa diffusion.
• Chambres maintenues en pression négative avec une surveillance
continue des flux d’air pour les patients atteints ou suspectés de TB-MR,
jusqu’à ce que le risque infectieux soit écarté.
• Port d’un masque de type FFP3 par le personnel et les visiteurs tant
que le risque infectieux existe chez le patient. Les masques doivent être
conformes aux normes résumées par les directives de la HSE (Health and
Safety Executive) (2013). Le personnel pouvant être amené à soigner
des patients infectés doit être formé à l’utilisation des masques de type
FFP3 et un test d’ajustement de leur masque doit avoir été effectué.
Syndrome respiratoire du MoyenOrient (MERS) et autres infections
respiratoires virales virulentes
Depuis avril 2012, des cas d’infections aiguës graves et souvent mortelles des
voies respiratoires dues à un nouveau coronavirus (Co-V), ont été rapportés du
Moyen-Orient. Les chauves-souris pourraient être le réservoir, mais il semble
que les dromadaires soient le principal vecteur de diffusion à l’espèce humaine.
Cependant, l’état des connaissances de l’épidémiologie de MERS est encore limité.
Ce virus est semblable au coronavirus responsable de l’épidémie de SRAS
(syndrome respiratoire aigu sévère) qui s’est propagée dans le monde
en 2002-2003. De nombreuses leçons tirées de l’épidémie de SRAS
peuvent s’appliquer à la nouvelle épidémie de MERS. En particulier, bien
que la protection contre l’inhalation ait été importante, la transmission a
probablement été en grande partie due à la propagation de gouttelettes
par les mains et la contamination de l’environnement. Les épidémies ont
souvent été jugulées grâce à l’application stricte de procédures standard
10
TRANSMISSION PAR L’AIR
en matière de contrôle et de prévention des infections (IPC, infection
prevention and control), notamment le lavage des mains (Shaw, 2006).
MERS semble être moins transmissible que le SRAS mais il présente
un taux de létalité plus élevé (entre 40 et 50 %). Sa transmission se fait
par gouttelettes respiratoires. Même si MERS peut être à l’origine d’une
transmission interhumaine limitée par contact étroit (au sein des familles
et parmi le personnel de santé qui s’occupe des cas de MERS), il n’a pas
été, jusqu’à présent, responsable de grandes épidémies communautaires.
MERS constitue actuellement une menace ; cependant, à différents
moments, d’autres infections respiratoires virales virulentes apparaissent
comme des pandémies potentielles, notamment le SRAS ainsi que les
grippes aviaires et porcines. La prévention de la transmission de ces
infections par l’air et par d’autres composantes environnementales, de
même que des infections graves causées par des souches courantes de
la grippe, suit les mêmes principes que ceux mentionnés ici pour MERS.
MESURES DE PRÉVENTION ET DE CONTRÔLE
Comme il n’existe aucun antiviral efficace contre MERS, la principale
protection réside dans la mise en œuvre de pratiques standard strictes de
prévention des infections à tout moment.
Des indications détaillées et des conseils à jour sur l’évolution de
l’épidémiologie, le diagnostic et la gestion de MERS sont publiés sur les sites
Web de l’OMS (Organisation mondiale de la santé), des CDC (Centers for
Disease Prevention and Control, Centres pour le contrôle et la prévention
des maladies aux États-Unis) et de la PHE (Public Health England, Agence
de santé publique britannique).
Les principes de contrôle sont les suivants :
• Le personnel doit être éduqué et informé du risque potentiel
d’admission d’un patient atteint de MERS, en particulier si ce dernier est
en provenance du Moyen-Orient.
• L’ensemble du personnel doit, à tout moment, respecter les
pratiques standard strictes (indépendamment de la présence ou non
de patients potentiellement atteints de MERS), y compris le personnel non
clinique comme le personnel de nettoyage et les brancardiers.
• Les cas possibles doivent être identifiés et rapidement signalés
aux autorités de santé publique locales, puis gérés conformément aux
directives locales. Des prélèvements à visée diagnostique doivent être
effectués et traités conformément aux indications des autorités de santé
publique locales et des laboratoires.
• Des mesures de protection renforcée (isolement en pression
négative et utilisation d’un équipement de protection individuelle [EPI, en
l’occurrence des masques FFP3 appropriés]) doivent être mises en œuvre
lors de la prise en charge des cas suspects et confirmés (une formation
préalable adéquate est requise).
• Le scénario le plus probable est qu’un cas non suspect soit admis
dans une unité de soins intensifs (USI) avec une insuffisance respiratoire
attribuée à d’autres causes. Le personnel des USI doit être informé de
la présence de ce type de cas, être éduqué aux risques et aux actions
de prévention adéquates, et avoir été formé à l’utilisation des masques,
lesquels auront fait l’objet d’un test d’ajustement.
11
Aspergillus
Les spores du champignon Aspergillus spp. sont répandues dans
l’environnement et peuvent être rejetées dans l’air à des concentrations
élevées lors de travaux de démolition et de construction. Ces spores ne
présentent généralement pas de danger pour les personnes en bonne santé,
mais elles peuvent provoquer des maladies disséminées et mortelles chez
les patients immunodéprimés, en particulier les patients neutropéniques.
Les travaux de construction en milieu hospitalier représentent par
conséquent un risque pour les patients, en particulier pour ceux qui se
trouvent en oncologie/hématologie et en unités de soins intensifs.
Aucune relation cohérente n’a pu être établie entre le dénombrement de
spores d’Aspergillus aéroportées et une infection invasive, même chez
les patients neutropéniques. Plusieurs épidémies hospitalières ont été
associées à des travaux de construction à proximité. Il convient donc de
veiller à réduire l’exposition à la poussière durant les travaux en mettant en
place des mesures de confinement, en passant l’aspirateur et en procédant
à des opérations d’humidification.
MESURES DE PRÉVENTION ET DE CONTRÔLE AU
COURS DES TRAVAUX DE CONSTRUCTION
• Les patients subissant une greffe de moelle osseuse sont normalement
protégés contre les infections aéroportées, y compris contre celles dues
à Aspergillus, dans la mesure où ils sont placés dans des chambres
individuelles scellées et maintenues en pression positive, équipées d’un
système de traitement d’air avec filtre HEPA (High Efficiency Particulate Air).
• D’autres types de patients immunodéprimés sont normalement
soignés dans des environnements moins protégés. Si la contamination par
des spores s’avère difficile à contenir, les patients vulnérables doivent être
transférés vers des zones sûres pendant la durée des travaux de construction.
• Les recommandations générales en matière de réduction du risque
d’exposition à Aspergillus au cours de travaux de construction sur site sont
notamment les suivantes (CDC, 2003; UK Department of Health Estates and Facilities, 2013):
- impliquer dès le début l’équipe IPC dans le processus de planification ;
- mettre en œuvre un programme de contrôle des contaminations planifié
lorsque des travaux de construction sont prévus ;
- sceller les fenêtres dans les zones accueillant des patients vulnérables ;
- ériger des barrières du sol au plafond afin de sectoriser la zone des travaux ;
- mettre en œuvre des procédures d’humidification pour réduire la
génération de poussière.
- utiliser des aspirateurs équipés de filtres HEPA pour l’air évacué.
Norovirus
Le norovirus est responsable de diarrhées et de vomissements, il est
généralement contracté en milieu communautaire. Dans les hôpitaux, la
12
TRANSMISSION PAR L’AIR
transmission rapide peut provoquer d’importantes épidémies impliquant
à la fois les patients et le personnel, et peut conduire à la fermeture de
pavillons. La principale voie de transmission est la diffusion de personne à
personne par les selles et les vomissures via les mains. Les vomissements
peuvent cependant apparaître soudainement et en jets, conduisant parfois à
une contamination généralisée de l’environnement. Le virus est capable de
survivre dans l’environnement pendant plusieurs semaines et la contamination
de l’environnement peut jouer un rôle dans la transmission indirecte. Il est
prouvé que le virus peut être transmis dans l’air au cours de vomissements et
qu’il peut infecter d’autres personnes situées à proximité immédiate par voie
aérienne (Marks, 2000, 2003). Néanmoins, l’air étant une voie de transmission
mineure, aucun contrôle de l’air n’est recommandé (Harris, 2013).
MESURES DE PRÉVENTION ET DE CONTRÔLE
La prévention et le contrôle de l’infection à norovirus dans les hôpitaux
dépendent largement des quatre actions clés suivantes (CDC Guidelines, 2011) :
• tenir éloignés de l’hôpital les patients et le personnel symptomatiques,
dans la mesure du possible ;
• renforcer l’isolement de contact strict des patients jusqu’à 48 heures
après la disparition des symptômes ;
• limiter les déplacements de patients ;
• renforcer la décontamination des mains et le nettoyage de l’environnement.
Spores de Clostridium
Les spores de Clostridium sont excrétées dans les selles et sont capables
de survivre dans l’environnement pendant des mois, voire des années. La
transmission des spores de Clostridium difficile, responsable de diarrhées
et parfois de colites pseudo-membraneuses, s’effectue essentiellement de
personne à personne par voie oro-fécale.
Les spores de Clostridium perfringens provenant d’un patient opéré infecté
peuvent, en théorie, se transmettre dans l’air des salles d’opération à des
plaies chirurgicales ouvertes et provoquer une gangrène gazeuse chez
un patient suivant ; cela demeure toutefois rare en chirurgie moderne.
Les cas de gangrène gazeuse doivent manifestement figurer en dernière
position sur la liste des patients en chirurgie et un nettoyage approprié de
l’environnement doit être effectué.
MESURES DE PRÉVENTION ET DE CONTRÔLE
Les principales mesures de contrôle des spores de Clostridium résident
dans l’isolement de contact ainsi que dans le renforcement de l’hygiène
des mains et du nettoyage de l’environnement. Les mesures de contrôle
standard en matière de filtration de l’air, de renouvellement d’air fréquent
et de nettoyage de l’environnement qui sont en vigueur dans les salles
d’opération sont généralement suffisantes pour prévenir l’infection à
C. perfringens exogène.
13
TRANSMISSION
PAR L’EAU
Dans les hôpitaux, la contamination des eaux environnementales a
conduit à de nombreuses épidémies hospitalières, notamment :
• des épidémies de Legionella dues à des réseaux d’alimentation en eau
contaminés et à la climatisation ;
• des épidémies de Pseudomonas associées aux dispositifs médicaux
(voir page 17), en particulier des endoscopes à fibre optique (défaut de
désinfection) ou des bassins d’hydrothérapie ;
• des épidémies dues à des germes opportunistes à Gram négatif
dans des unités de soins pour malades hautement dépendants en raison
d’une contamination de l’eau du robinet et des humidificateurs.
Legionella
La maladie des légionnaires est une pneumopathie potentiellement
mortelle causée par la bactérie Legionella. Il s’agit de la forme la plus
connue et la plus grave d’un groupe de maladies connu sous le nom de
légionellose. Tout le monde peut être exposé à l’infection mais le risque est
plus élevé chez les personnes de plus de 45 ans, les fumeurs, les personnes
consommant beaucoup d’alcool, les personnes souffrant d’infections
respiratoires ou rénales chroniques, de diabète, de maladies pulmonaires
et cardiaques, et celles dont le système immunitaire est affaibli.
Les légionelles contaminent généralement les réseaux d’alimentation en
eau des hôpitaux, y compris les tours aéroréfrigérantes, les condenseurs
évaporatifs, les systèmes de distribution d’eau chaude et froide, en
particulier là où l’eau est stockée ou recyclée et là où les concentrations de
tartre, de boues et de biofilms sont élevées.
Les légionelles survivent à des températures basses, se multiplient à des
températures comprises entre 20 et 45 °C et sont détruites à des températures
plus élevées. À des températures optimales, elles se multiplient en grand
nombre dans les réseaux d’alimentation en eau et les personnes sont infectées
en inhalant des aérosols hautement contaminés. Les pommeaux de douche ou
les robinets qui n’ont pas été utilisés depuis un moment – (ce qui permet aux
germes de se multiplier dans l’eau stagnante) – sont une source fréquente de
contamination. L’infection apparaît généralement sous forme d’épidémies dans
les bâtiments climatisés et, dans les hôpitaux, chez les patients particulièrement
vulnérables en raison de leur état pathologique sous-jacent.
14
AIRBORNE TRANSMISSION
MESURES DE PRÉVENTION ET DE CONTRÔLE (WHO, 2007)
Le risque d’épidémies de Legionella peut être limité par l’installation de
réseaux et d’équipement d’alimentation en eau sûrs et par la mise en
œuvre de programmes de maintenance préventive. Les dispositions
réglementaires en matière de contrôle de Legionella sont nombreuses et
les hôpitaux doivent se conformer aux directives locales/nationales.
Les principes de prévention et de contrôle sont les suivants :
• Les hôpitaux doivent définir une politique en matière de Legionella
(impliquant le personnel médical, le personnel infirmier, les professionnels
des laboratoires ) afin d’évaluer le risque de contamination, de mettre en
œuvre des programmes de réduction des risques appropriés, de surveiller
les taux de contamination, d’identifier rapidement les cas et, en présence
d’épidémies, d’en étudier les causes et de les juguler.
• Une personne désignée doit être responsable d’un point de vue
managérial des systèmes et des mesures de contrôle adoptées et doit
reporter aux autorités adéquates.
• L’installation de réseaux d’alimentation en eau et le programme
de maintenance préventive doivent permettre :
- d’éviter toute stagnation de l’eau ;
- de stocker et de distribuer l’eau froide à une température inférieure à
25 °C et à 20 °C idéalement ;
- de maintenir la température de l’eau chaude à un niveau suffisamment
élevé pour détruire Legionella tout en évitant que l’eau soit brûlante. Une
température supérieure à 50-60 °C est généralement recommandée.
- de mettre en œuvre un programme de détartrage et de traitement biocide ;
- de faire circuler régulièrement l’eau dans les robinets et les douches et
ce, quelle que soit leur utilisation habituelle ;
- de surveiller les concentrations de Legionella et de mettre en place
des cycles de traitement supplémentaires pour maintenir les niveaux de
sécurité dans le cas où les concentrations augmentent.
Bactéries à Gram négatif
multirésistantes
(CDC, 2003; Tacconelli et al, 2014)
De nombreux agents pathogènes opportunistes à Gram négatif sont capables
de survivre et de proliférer dans des environnements humides comme les
réseaux d’alimentation en eau et les robinets, les machines produisant de la
glace à usage alimentaire, les bains-marie, les siphons d’évier ou encore les
bassins d’hydrothérapie dans les hôpitaux. Ils peuvent parfois se disséminer
à partir de ces réservoirs et provoquer des infections chez les patients.
Ces micro-organismes aquatiques comprennent les espèces de bactéries
non fermentantes des genres Pseudomonas, Serratia, Acinetobacter et
Flavobacterium qui sont intrinsèquement résistantes aux antibiotiques et ont
la capacité d’acquérir plusieurs facteurs de résistance.
15
TRANSMISSION PAR L’EAU
Les bactéries à Gram négatif multirésistantes peuvent contaminer des
solutions théoriquement stériles ou des réservoirs d’eau potable associés
aux équipements hospitaliers, et survivre dans ces milieux. Des épidémies
d’infections à bactéries résistantes aux antibiotiques peuvent donc survenir
lorsqu’il y a des erreurs dans la stérilisation de solutions injectables ou des
défaillances dans la maintenance, la décontamination et la désinfection des
équipements hospitaliers (systèmes de surveillance de la pression artérielle,
endoscopes, appareils d’aspiration, humidificateurs, nébuliseurs, ventilateurs
et tire-lait, par exemple). De la même façon, les espèces Klebsiella, Serratia
et Enterobacter sont capables de contaminer les aliments froids de l’hôpital
ou l’alimentation parentérale donnée aux patients immunodéprimés, et
d’y survivre.
Les germes à Gram négatif multirésistants ont tendance à être relativement
résistants aux désinfectants et aux agents bactériostatiques. La contamination
des désinfectants et des médicaments à usage multiple peut entraîner
des épidémies d’infections à bactéries résistantes aux antibiotiques,
comme l’endophtalmie post-opératoire due à Pseudomonas aeruginosa
et Burkholderia cepacia en association avec des gouttes pour les yeux
contaminées (CDC, 1996; Lalitha et al, 2014).
MESURES DE PRÉVENTION ET DE CONTRÔLE
La prévention et le contrôle de l’infection à bactérie à Gram négatif
multirésistante dans des sources environnementales humides dépendent de
mesures préventives standard :
• Les désinfectants doivent être préparés extemporanément dans des
flacons fraîchement stérilisés et servir idéalement à un seul patient.
• Les sources d’eau stagnante (machines produisant de la glace à
usage alimentaire, bains-marie, eau des humidificateurs) doivent être
remplacées régulièrement et les conteneurs doivent être nettoyés. Il
est possible, le cas échéant, d’ajouter un désinfectant afin d’inhiber le
développement bactérien.
• Il existe des directives spécifiques relatives au contrôle de la
contamination d’éléments et d’installations spécifiques tels que :
- les bassins d’hydrothérapie (voir page 34);
- le lait maternel (NICE 2010);
- l’eau de dialyse rénale (voir page 35);
- les endoscopes à fibre optique (voir page 17).
• Dans d’autres cas, un nettoyage et une désinfection appropriés entre
chaque patient s’avèrent efficaces.
• La désinfection des gros équipements comme les ventilateurs et
les incubateurs à l’aide de peroxyde d’hydrogène constitue un contrôle
supplémentaire utile.
16
AIRBORNE TRANSMISSION
TRANSMISSION
PAR LES DISPOSITIFS
MÉDICAUX
Dans le milieu hospitalier, les dispositifs médicaux peuvent souvent
être à l’origine d’épidémies infectieuses, en particulier les endoscopes
à fibre optique.
Dans la mesure du possible, les dispositifs médicaux doivent être jetables
et à usage unique. Sinon, des protocoles de décontamination appropriés
doivent être instaurés concernant tous les articles réutilisables.
L’ensemble du matériel médical doit être décontaminé par un personnel
qualifié spécialisé, dans le cadre de services certifiés et audités par des
organismes tiers.
Endoscopes à fibre optique
Les endoscopes à fibre optique sont des exemples de dispositifs médicaux
susceptibles de provoquer une infection s’ils sont contaminés, lors de
l’utilisation sur les patients, introduits à la fois dans des sites stériles et non
stériles de l’organisme.
Parce qu’ils sont sensibles à la chaleur, les endoscopes à fibres optiques
doivent être désinfectés chimiquement. Moins fiable que l’autoclavage,
cette méthode a connu des échecs qui ont conduit à des infections résultant
d’une endoscopie, généralement dues à des bactéries multi-résistantes à
Gram négatif d’origine hydrique, notamment à Pseudomonas spp.
Certaines infections sont dues à une mycobactérie environnementale
(Mycobacteria spp.) capable de contaminer l’alimentation en eau et relativement
résistante aux désinfectants. Des procédures rigoureuses doivent donc être mis
en place pour assurer une décontamination sûre de ces endoscopes.
MESURES DE PRÉVENTION ET DE CONTRÔLE
(Department of Health, England, 2013; BSG Report, 2014; ASG & SHEA 2011)
La décontamination des endoscopes à fibre optique est une procédure
spécifique qui doit être effectuée uniquement par du personnel qualifié
au sein d’unités accréditées.
Suite à leur nettoyage, les endoscopes flexibles peuvent être désinfectés au
moyen de solutions chimiques spéciales dans des laveurs-désinfecteurs,
puis ils subissent un cycle de rinçage et de séchage. Un traitement
enzymatique est aussi couramment utilisé pour éliminer les biofilms.
17
Une désinfection réussie dépend de plusieurs critères :
• Utilisation correcte du laveur-désinfecteur.
• Utilisation d’un désinfectant approprié à la concentration correcte et
pendant la bonne durée d’exposition.
• Utilisation d’une eau propre pour le dernier rinçage.
Ci-après un résumé des mesures de contrôle usuelles Les politiques locales
doivent être consultées pour plus d’informations.
• Des systèmes de contrôle doivent être mis en place pour assurer un
nettoyage, un traitement et un suivi efficaces.
• En cas de défaillances ou de survenue d’une d’épidémie due aux
instruments/dispositifs, les articles potentiellement contaminés doivent
faire l’objet d’un rappel, les germes responsables des épidémies doivent
être typés, les sources et les voies de transmission de l’infection doivent
être étudiés et les défaillances du système doivent être corrigées.
• La méthode de stérilisation la plus efficace réside dans les autoclaves
à haute température/haute pression (pour les articles résistant à la chaleur
tels que les instruments chirurgicaux métalliques et les endoscopes rigides).
• Les endoscopes flexibles à fibre optique sont thermolabiles et ne
peuvent pas être stérilisés à l’autoclave. Ils subissent habituellement
un processus de désinfection chimique de haut niveau plutôt qu’une
stérilisation. Ce processus de désinfection chimique au moyen d’acide
peracétique est désormais effectué dans des laveurs-désinfecteurs, qui
contrôlent le processus de désinfection et procèdent à un rinçage finale
de l’endoscope.
• De l’eau de qualité potable doit être utilisée pour le rinçage
des endoscopes gastro-intestinaux (qui sont en contact avec
les muqueuses, les sécrétions et excrétions, mais ne pénètrent pas
habituellement les régions stériles de l’organisme).
• De l’eau de qualité supérieure doit être utilisée pour le rinçage
des endoscopes qui entrent dans les cavités stériles du corps (par
exemple, les arthroscopes).
• L’eau utilisée pour le rinçage final dans les laveurs-désinfecteurs
doit afficher une faible numération microbienne. L’utilisation d’un
endoscope ne doit pas représenter un danger pour le patient, ni sous
la forme d’une infection, ni par un diagnostic erroné provoqué par la
contamination des échantillons aspirés en vue de leur mise en culture.
18
TRANSMISSION PAR LES DISPOSITIFS MÉDICAUX
• On considère généralement un résultat de numération du taux de germes
viables (TVC) comme étant sans danger lorsqu’il est <10 ufc par 100 mL.
• On considère généralement un résultat de numération mycobactérien
comme étant sans danger lorsqu’il n’existe aucune mycobactérie par
200 mL.
Si des TVC plus élevés sont détectés (jusqu’à 100 ufc par 100 mL), le
laveur-désinfecteur doit passer par un cycle d’auto-désinfection.
Si les TVC restent élevés, ou si le compte de l’échantillon initial est > 100 ufc
par 100 mL, la machine doit être mise hors service jusqu’à ce que des mesures
correctives permettent de restaurer le TVC à la normale.
Les résultats microbiologiques doivent être surveillés de façon séquentielle pour
identifier des écarts normaux et agir rapidement en cas de tendances anormales.
Pour connaître les mesures de désinfection, voir page 27.
19
TRANSMISSION
À PARTIR D’UNE
SURFACE SÈCHE
Jusqu’à récemment, le contrôle des infections avait encore tendance à
considérer la flore endogène des patients comme la principale source
d’infections associées aux soins, les mains du personnel étant quant
à elles considérées comme la principale voie de transmission par les
patients infectés et les patients colonisés. L’équipement hospitalier
contaminé, les médicaments et les sources d’approvisionnement en
eau sont également reconnus comme d’autres sources communes
d’épidémies en milieu hospitalier.
En revanche, cela fait peu de temps que les surfaces hospitalières sèches
sont considérées comme des sources potentielles d’infections associées aux
soins et que leur rôle dans la transmission des germes multi-résistants a
été défini (Boyce, 2007; Otter et al, 2011, 2013. Weber et al, 2010, 2013; Gebel et al, 2013;
Tacconelli et al, 2014).
L’IMPORTANCE DU RÔLE JOUÉ PAR L’ENVIRONNEMENT
DANS LES INFECTIONS HOSPITALIÈRES SE DESSINE DE PLUS
EN PLUS CLAIREMENT :
(Carling et al, 2013)
Certains agents pathogènes hospitaliers importants peuvent survivre sur des surfaces sèches
pendant de longues périodes
Les principaux agents pathogènes hospitaliers, le Staphylococcus aureus
résistant à la méticilline et sensible à la méticilline (SARM, SASM),
l’Enterococcus spp. résistant à la vancomycine et sensible à la vancomycine
(ERV, ESV), Clostridium difficile, Acinetobacter spp. et le norovirus peuvent
survivre plusieurs mois sur des surfaces sèches (Tableau 1). Les germes à
Gram négatif autres qu’Acinetobacter ont tendance à être moins résistants
mais Pseudomonas aeruginosa et Klebsiella spp. peuvent également
survivre pendant de longues périodes, ce qui est susceptible d’entraîner
une infection croisée.
20
AIRBORNE TRANSMISSION
Tableau 1.
Survie des pathogènes hospitaliers sur les surfaces sèches des
établissements de soins. [Adapted from Otter et al, 2013]
Germe
Temps de survie
Clostridium difficile (spores)
> 5 mois
Acinetobacter spp
3 jours à 11 mois
Enterococcus spp dont ERV
5 jours à > 46 mois
Pseudomonas aeruginosa
6 heures à 16 mois
Klebsiella spp
2 heures à > 30 mois
Staphylococcus aureus,
dont SARM
7 jours à > 12 mois
Norovirus (et calicivirus félin)
8 heures à > 2 semaines
La surface qui entoure les patients colonisés ou
infectés est fréquemment et souvent largement
contaminée par les agents pathogènes hospitaliers.
(Weber et al, 2013)
La proportion de prélèvements de surface effectués dans des chambres
occupées par des patients infectés ou colonisés contaminés par l’agent
pathogène infectieux a été estimée entre 1 et 64 % pour le SARM, 7 et 70 %
pour l’ERV, 3 et 74 % pour C. difficile et 3 et 50 % pour Acinetobacter spp.
Certaines études ont permis d’isoler plusieurs souches de certains agents
pathogènes (par ex. : SARM) dans l’environnement de la chambre qui étaient
diffèrents du germe affectant le dernier occupant, ce qui laisse penser que les
agents pathogènes issus des patients précédents sont à même de survivre
dans les chambres pendant une période prolongée.
Le contact entre les membres du personnel et
les surfaces de la pièce ou l’équipement médical
provoque régulièrement une contamination des
mains et/ou des gants
Le tableau 2 présente les résultats d’études menées sur le taux de
contamination par contact direct avec le patient ou contact via l’environnement.
21
Tableau 2.
Transfert d’agents pathogènes entre les surfaces et les mains du personnel
soignant. [Adapted from Otter et al, 2013]
Contact direct avec le patient
Contact avec l’environnement
52 % des 44 membres du personnel
soignant ont hérité d’ERV sur leurs mains
ou leurs gants
45 % des 50 membres du personnel
soignant sont porteurs de SARM sur
leurs gants
45 % des 50 membres du personnel
soignant sont porteurs de SARM sur
leurs gants
50 % des 30 membres du personnel
soignant sont porteurs de Clostridium
difficile sur leurs gants
50 % des 30 membres du personnel
soignant sont porteurs de C. difficile sur
leurs gants
Conformité avec l’hygiène des mains : 80% Conformité avec l’hygiène des mains : 50%
HCP: Personnel soignant
Figure 2.
Présentation des voies de transmission les plus communes
des agents pathogènes liés aux soins et potentielles
stratégies de désinfection environnementale.
[Adapted from Donskey, 2013]
Infection ou
colonisation
connue
Exposition
Surfaces des
chambres
d’isolement
Équipement
portable
4
Porteur non
identifié
Peau, literie et
vêtements
Les patients colonisés ou infectés par des agents pathogènes associés aux soins voient des
germes se répandre sur leur peau, leurs vêtements et les surfaces environnementales à
proximité. Les patients vulnérables peuvent être contaminés par des agents pathogènes
via un contact direct avec les surfaces, l’équipement ou les mains du personnel soignant.
Voici quatre sources de transmission et quatre stratégies potentielles de désinfection
environnementale destinées à interrompre la transmission :
1 contamination des surfaces après nettoyage des chambres d’isolement, entraînant
un risque de contamination des patients admis par la suite dans la même chambre
(intervention : améliorer le nettoyage et la désinfection des chambres) ;
22
TRANSMISSION À PARTIR D’UNE SURFACE SÈCHE
Le risque de contamination des mains du personnel semble dépendre
du niveau de contamination environnementale. « Les surfaces à contact
fréquent » correspondent aux surfaces touchées le plus fréquemment et
par conséquent le plus fortement contaminées.
La même observation a été faite par Morgan et al. (Crit Care Med, 2012): MDR
A. baumannii a été transmis dans un cas sur trois d’interactions entre le
personnel et les patients colonisés. La contamination environnementale par
une bactérie multi-résistante a été le premier facteur prédictif de contamination
chez les professionnels de santé. Une forte corrélation a également été
identifiée entre la contamination environnementale par A.baumannii des
chambres des patients et les patients positifs (Munoz-Price et al., 2013).
Par conséquent, bien que le transfert d’agents pathogènes entre
les patients intervienne généralement par l’intermédiaire des mains
du personnel, les milieux hospitaliers contaminés peuvent être
directement ou indirectement impliqués dans les voies de transmission.
(Figure 2).
1
2
Mains du
personnel
soignant
Patient
vulnérable
3
contamination des surfaces dans les chambres d’isolement, entraînant un risque
de contamination des mains du personnel soignant (intervention : désinfection
quotidienne des surfaces à contact fréquent) ;
3 contamination de l’équipement portable (intervention : désinfection de
l’équipement portable entre les patients ou utilisation d’un équipement jetable
dans les chambres d’isolement) ;
4 contamination des surfaces dans les chambres de porteurs non identifiés d’agents
pathogènes associés aux soins (intervention : améliorer le nettoyage et la désinfection
de toutes les chambres à haut risque ou dans l’ensemble d’un établissement).
2
23
Un patient admis dans une chambre occupée
précédemment par un patient colonisé ou infecté
par un agent pathogène nosocomial a de plus
grands risques d’être colonisé ou infecté par cet
agent pathogène
Cela a été déjà été constaté chez les SARM, les ERV, C. difficile, P. aeruginosa
et Acinetobacter (Figure 3). De plus, il a été clairement établi que les surfaces
environnementales contaminées sont à l’origine d’infections croisées.
Figure 3.
Graphique présentant l’augmentation des risques associés à l’occupant
précédent de la chambre.
[Adapted from Otter et al, 2013]
SARM
ERV
P. aeruginosa
ERV (2 semaines)*
ERV**
C. difficile
A. baumannii
0
1
2
3
4
Différence de risque
* N’importe quel patient infecté ou colonisé par les ERV au cours des deux semaines précédant
l’admission.
** Il a été déterminé que l’occupant précédent de la chambre était infecté ou colonisé par les ERV.
24
TRANSMISSION À PARTIR D’UNE SURFACE SÈCHE
L’amélioration du nettoyage environnemental des
salles et du nettoyage des chambres d’isolement
entraîne une diminution des taux d’infections
Plusieurs études ont démontré que le nettoyage des salles
environnementales à l’aide d’hypochlorite était associé à une réduction
des infections par C. difficile, tandis que d’autres études ont prouvé que la
fréquence ou la qualité du nettoyage environnemental était associé à une
réduction des taux d’infections par les SARM et les ERV. (Donskey et al., 2013).
De la même façon, il a été prouvé que l’amélioration du nettoyage des
chambres d’isolement entre le départ d’un patient colonisé et l’admission
du patient suivant (non colonisé) permet de réduire les taux d’infections.
Passaretti et al. a utilisé de la vapeur de peroxyde d’hydrogène (VPH) pour
la désinfection des chambres d’isolement occupées précédemment par des
patients infectés ou colonisés par des bactéries multi-résistantes (BMR) :
• La décontamination VPH a permis de réduire la proportion de chambres
contaminées par les BMR de 35 %.
• Les patients admis dans des chambres décontaminées par VPH sont
largement moins susceptibles d’être contaminés par des BMR (réduction
de 64 %) que les patients admis dans des chambres désinfectées à l’aide
de méthodes standards.
• Le risque d’être contaminé par l’ERV de l’occupant précédent a
significativement diminué de 80 %. Le risque d’être contaminé par le
SARM, C. difficile et les bacilles à Gram négatif multi-résistants a également
diminué de manière non significative.
STRATÉGIES DE RÉDUCTION ET DE CONTRÔLE
DE LA CONTAMINATION DES SURFACES
ENVIRONNEMENTALES
Améliorations apportées à la qualité du nettoyage
De nombreuses études ont montré que le nettoyage environnemental dans
les hôpitaux se situe en deçà des seuils de qualité acceptables et que les
processus de nettoyage conventionnels permettent uniquement de réduire
de moitié le taux de contamination des surfaces (Otter et al, 2011; Weber et al, 2013).
Cependant, le fait d’améliorer le nettoyage permet de réduire le
taux d’infection, comme indiqué ci-dessous :
• Réduction de 66 % de l’acquisition des ERV suite à une augmentation
de 75 % de la minutie du nettoyage environnemental (Hayden et al, 1996).
• Réduction de 50 % et de 28 %, respectivement, de l’acquisition des SARM
et des ERV suite à une amélioration de 80 % des pratiques de nettoyage
(Datta et al, 2011).
25
Les programmes d’enseignement et de formations accompagnés d’un
retour sur l’efficacité du nettoyage permettent d’améliorer la qualité du
nettoyage, ce qui entraîne une réduction de la contamination et, dans
certains cas, une réduction des taux d’infection (Donskey, 2013).
Signe de l’importance du rôle de la contamination environnementale dans
les infections nosocomiales, les Centres pour le contrôle et la prévention
des maladies (CDC) ont mis au point une trousse à outils afin de permettre
aux hôpitaux d’appliquer leurs consignes 2004 et d’améliorer le nettoyage
environnemental (voir ci-dessous).
TROUSSE À OUTILS PRATIQUE ÉLABORÉE PAR
LE CDC
Une trousse à outils a été développée par les Centres pour le contrôle
et la prévention des maladies (CDC) (Guh & Carling, 2010) pour aider les
hôpitaux à appliquer les consignes 2003 du CDC afin de « mettre en
œuvre des procédures permettant d’assurer la désinfection des surfaces
à proximité du patient et susceptibles d’être touchées par le patient et les
professionnels de santé ». (Sehulster et al, 2004).
Cette trousse à outils présente deux niveaux de décontamination
terminale d’une chambre individuelle :
• Niveau I - inclut les interventions de base destinées à optimiser les
pratiques, les procédures, ainsi que la formation et l’entraînement du
personnel en matière de nettoyage et de désinfection.
• Niveau 2 - ensemble des éléments de Niveau l, accompagnés d’une
évaluation objective de la pratique, obtenue en mesurant la « propreté
» (mesure de la biocontamination de la surface) ou du « nettoyage »
(mesure de l’efficacité du nettoyage):
- La biocontamination peut être mesurée à l’aide d’un écouvillon (ou
d’autres cultures) et par ATPmétrie. Cependant, aucun standard universel
de nettoyage et de propreté n’a encore été défini (Carling, 2013).
- Le nettoyage peut être évalué à travers une observation directe de la
pratique et par l’utilisation de marqueurs fluorescents.
Test de la contamination environnementale
Échantillonnage bactériologique
Il n’est pas indiqué de procéder régulièrement à un échantillonnage
bactériologique de routine des surfaces environnementales. Cependant,
l’échantillonnage peut s’avérer nécessaire pour :
• identifier une source d’épidémie environnementale ;
• confirmer l’efficacité des procédures de désinfection ou de nettoyage ;
• surveiller l’application des pratiques de nettoyage.
26
TRANSMISSION À PARTIR D’UNE SURFACE SÈCHE
• Les cultures sur écouvillon permettent d’identifier les agents
pathogènes et de proposer une mesure quantitative des agents
pathogènes contaminants. Il est plus rapide d’utiliser des boîtes contact en
milieu gélosé prêtes à l’emploi plutôt que de prélever des écouvillons, puis
de les ensemencer (voir ci-dessous). Par conséquent, cette technique est
principalement utilisée dans le cadre d’études de recherches sur l’efficacité
du nettoyage ou pour identifier des agents pathogènes spécifiques et
permettre de clarifier l’épidémiologie lors des épidémies.
• Les cultures de contact en milieu gélosé prêtes à l’emploi utilisent des
lamelles recouvertes de gélose ou des boîtes contact afin d’échantillonner
directement les surfaces environnementales. Le nombre de colonies qui se
développent à la surface de la gélose peut être utilisé afin de quantifier la
charge bactérienne.
Autres méthodes d’évaluation de la contamination
environnementale et de l’efficacité du nettoyage
• Un gel fluorescent peut être utilisé pour évaluer la minutie des pratiques
de nettoyage. Le gel est appliqué afin de marquer les zones de la surface
à nettoyer, mais théoriquement, il ne peut pas être vu par les membres
chargés du nettoyage. Après le nettoyage, une lumière ultraviolette permet
d’indiquer la quantité de gel qui a été enlevée, et par conséquent la minutie
apportée au nettoyage. Cette méthode a été utilisée avec succès dans
le cadre de programmes éducatifs destinés à améliorer les pratiques en
matière de nettoyage.
• La technologie d’ATPmétrie permet de détecter la présence de débris
organiques, parmi lesquels les bactéries viables et non viables, sur les
surfaces. Les systèmes ATP semi-automatisés ont été largement utilisés
pour surveiller la contamination des surfaces dans le secteur alimentaire
et ont été dernièrement appliqués en milieu hospitalier. Cependant,
en raison du faible niveau de contamination général des surfaces en
milieu hospitalier et de la détection de matériau non viable par l’ATP, la
sensibilité et la spécificité de ces systèmes s’élève seulement à environ
57 %. Par conséquent, l’utilisation de cette méthode est limitée dans le
cadre de la surveillance critique de l’environnement hospitalier (Mulvet
et al, 2011). En revanche, elle peut jouer un rôle dans la surveillance de l’efficacité
des pratiques de nettoyage.
Utilisation de désinfectants de surface
Dans le cadre de la désinfection et de la stérilisation, les dispositifs et
l’équipement médical peuvent être divisés en trois catégories en fonction
du degré de risque d’infection : critique, semi-critique et non critique (CDC,
Rutala & Weber, 2008).
27
Les dispositifs critiques entrent en contact avec les tissus stériles
et incluent les instruments chirurgicaux ainsi que les cathéters et les
implants vasculaires et urinaires. Les dispositifs critiques entraînent un
risque d’infection élevé en cas de contamination. Ces dispositifs doivent
être des équipements stériles à usage unique ou des équipements
multi-usage stérilisés à l’autoclave entre chaque utilisation.
Les éléments sensibles à la chaleur, comme les endoscopes à fibre
optique, doivent être désinfectés par l’intermédiaire d’une désinfection
chimique de haut niveau ; en raison des risques potentiels associés
à cette méthode, le traitement doit être réglementé et surveillé avec
précaution (voir pages 17-18).
Les dispositifs semi-critiques entrent en contact avec les membranes
muqueuses ou la peau non intacte, et incluent l’équipement
d’anesthésie ainsi que les dispositifs utilisés dans le cadre des traitements
respiratoires, certains endoscopes, les lames de laryngoscope et les
cystoscopes. Ces dispositifs peuvent subir une désinfection chimique
de haut niveau (suppression des bactéries et des virus mais pas des
spores) après le nettoyage.
Les dispositifs non critiques entrent en contact avec la peau intacte,
mais pas avec les membranes muqueuses. Ils incluent les bassins
hygiéniques, les brassards de pression artérielle, les stéthoscopes,
les béquilles et les ordinateurs. Ils peuvent être nettoyés à l’aide de
produits de nettoyage standards ou de lingettes désinfectantes. Le
potentiel des agents pathogènes hospitaliers multi-résistants en matière
de transmission entre les patients a entraîné une augmentation de
l’utilisation des brassards de pression artérielle et des garrots jetables.
Les surfaces hospitalières comme les sols ou les tables de chevet
sont considérées comme des éléments non-critiques. Par conséquent,
de nombreuses personnes estiment qu’il est suffisant de nettoyer à
l’aide d’un détergent (Ruden & Daschner, 2002), tandis que d’autres utilisent
régulièrement un désinfectant (Rutala & Weber, 2002, 2008). Le potentiel de
transmission des agents pathogènes multi-résistants a entraîné la mise
en œuvre de procédures de désinfection spéciales pour les lits après
utilisation par un patient colonisé ou infecté, incluant notamment un
nettoyage vapeur ou une décontamination au peroxyde d’hydrogène.
Les désinfections des chambres occupées précédemment par des patients
colonisés par un agent pathogène multi-résistant ou le nettoyage d’une salle
ou de la zone du lit pendant ou après une épidémie de C. difficile ou de
norovirus se font de plus en plus fréquentes.
De plus, au vu de l’importance que revêt désormais la contamination
environnementale, la désinfection routinière des sols et des autres surfaces
est de plus en plus largement pratiquée, bien qu’il ne soit pas encore
prouvé à 100 % que cela réduise les taux d’infection.
28
TRANSMISSION À PARTIR D’UNE SURFACE SÈCHE
Les désinfectants de surface les plus communs sont les phénols et les
composés d’ammonium quaternaires, mais ils n’agissent pas sur les agents
pathogènes sporulés, comme C. difficile, ou les virus, comme le norovirus.
Ils sont parfois remplacés par des hypochlorites, efficaces contre les virus
mais avec une activité variable sur les spores. De nouveaux composés
sporicides sont actuellement en cours de développement.
La désinfection doit être intégrée dans la prévention et le contrôle des
infections grâce à la mise en place de normes et de contrôles appropriés
(Gebel et al, 2013). Il est nécessaire de :
• définir des principes standard de nettoyage et de désinfection.
• s’assurer de rester conforme à ces principes à l’aide de mesures telles
que des procédures de fonctionnement standards, une formation adéquate
et des systèmes d’audit adaptés.
• développer des procédures de test afin d’évaluer l’efficacité des
désinfectants de surface dans différentes situations.
Améliorations apportées aux matériaux et à la
conception des surfaces
Il est possible d’améliorer l’efficacité du nettoyage de la surface en
concevant des surfaces hospitalières, des meubles, des accessoires et un
équipement susceptibles de résister à la contamination et faciles à nettoyer.
De nombreux matériaux de surface incluent désormais des antibactériens
afin de réduire la contamination de la surface, mais leur impact sur les taux
d’infections n’a pas encore été clairement établi. Cependant, une étude a
récemment démontré que l’utilisation de surfaces recouvertes de cuivre
dans les chambres d’hôpital permet de réduire le taux d’infections associées
aux soins de plus de 50 % (Salgado et al, 2013).
Utilisation de nouvelles technologies dans le
cadre de la décontamination des surfaces
En raison des problèmes associés au nettoyage conventionnel et à la
désinfection terminale, plusieurs nouvelles méthodes de décontamination ont
été introduites. Ces dernières incluent des systèmes automatisés utilisant une
lumière ultraviolette ou de la vapeur de peroxyde d’hydrogène (H2O2) (Otter et
al, 2013). L’automatisation permet d’éliminer certaines défaillances parfois
constatées avec les méthodes de nettoyage manuelles. Les systèmes ont
reçu l’appellation « Désinfection sans contact ». Il a été prouvé que les
systèmes H2O2 permettent de réduire efficacement le risque d’acquisition
d’agents pathogènes multi-résistants par le patient, de même que les
risques de contamination environnementale (Passaretti et al, 2013; Mitchell et al,
2014). En revanche, ces systèmes H2O2 nécessitent d’évacuer et de sceller les
chambres avant la désinfection, et ils demeurent très onéreux.
29
GESTION ET
ORGANISATION
Les établissements de soins sont tenus responsables en cas de contamination
potentielle par des agents pathogènes, lesquels incluent un nombre croissant
de bactéries multi-résistantes. Cette situation doit être gérée par le Comité
de contrôle des infections (CCI) qui signale directement le problème à la
direction de l’hôpital, ou par l’intermédiaire du Comité de Gestion des risques
ou de Gouvernance clinique. Le CCI doit bénéficier d’une représentation
pluridisciplinaire (microbiologie, soins infirmiers, médecine, chirurgie, service
d’entretien, infrastructures/équipements, endoscopie et approvisionnement
en articles stériles) (Figure 4). Dans les plus grands hôpitaux, il faut envisager
de disposer d’un sous-comité de décontamination séparé du CCI.
Des programmes éducatifs et des programmes de formation doivent
être mis en place afin de s’assurer que le personnel est informé et bénéficie
d’une bonne compréhension des problèmes associés aux infections
hospitalières, ainsi que de l’importance de l’hygiène environnementale dans
le cadre de sa prévention et de son contrôle. Des audits doivent être menés
afin de s’assurer de l’efficacité de la formation.
Des systèmes de surveillance doivent être mis en place afin d’assurer
une détection rapide des infections associées aux soins et de la possible
déclaration d’épidémies. En cas de suspicion de transmission ou d’épidémie,
les sources et les voies de transmission doivent faire l’objet d’une étude,
avec identification et saisie de l’organisme dès que c’est nécessaire. Une
intervention de groupe peut être requise pour étudier une éventuelle
épidémie et mettre en œuvre des interventions adaptées afin de la mettre
sous contrôle.
Les études initiales peuvent indiquer les sources environnementales. Le
cas échéant, des études appropriées, parmi lesquelles un échantillonnage
environnemental, doivent être mises en œuvre. Une fois qu’un incident
environnemental a été identifié et placé sous contrôle, il faut apporter les
changements nécessaires aux politiques et aux pratiques afin d’éviter qu’il
ne se reproduise.
30
AIRBORNE TRANSMISSION
Figure 4.
Exemple de méthode de contrôle environnemental et d’organisation en
milieu hospitalier
Direction
de l’hôpital
Comité de
Gestion des
risques
Comité de
Gouvernance
clinique
Comité de
contrôle
des infections
Médecins
Services
environnementaux
Service d’entretien
Locaux /
Équipements
Approvisionnement
en articles stériles
Services
représentés
Soins infirmiers
Microbiologie
Chirurgie
Pharmacie
Endoscopie
31
ÉCHANTILLONNAGE
BACTÉRIOLOGIQUE
DE L’ENVIRONNEMENT
Lors d’un échantillonnage en milieu hospitalier, vous devez porter
attention à la nature et à l’objectif de l’échantillonnage et déterminer si
les résultats revêtent davantage un aspect quantitatif ou qualitatif. Avant
l’échantillonnage, il convient de déterminer les mesures qui doivent être
prises en fonction des résultats. Cela s’avère souvent difficile en raison de
l’absence de norme définie en matière de contamination microbienne.
Échantillonnage de l’air
L’échantillonnage de l’air est généralement mis en œuvre pour évaluer la
qualité de l’air dans des zones comme les salles d’opération, les chambres
individuelles à pression positive, les unités stériles des pharmacies et les
unités d’approvisionnement en équipement stérile.
Avant l’échantillonnage, vous devez déterminer :
• les organismes qui doivent être ciblés ;
• les milieux de culture à utiliser ;
• le volume d’air devant être échantillonné ou la durée d’échantillonnage ;
• si les résultats requis sont quantitatifs ou qualitatifs ;
• les mesures devant être prises en fonction des différents résultats.
L’échantillonnage de l’air peut être passif ou actif :
• Pour l’échantillonnage passif, plusieurs boîtes de gélose sont
simplement exposées dans la zone pour une période de temps définie
(généralement entre 30 minutes et quatre heures). Après l’exposition, les
boîtes doivent être stockées entre 1 et 8 C et traitées le même jour ou
au moins dans les 24 heures suivant leur collecte. La culture doit être
maintenue à 30 °C +/- 1 °C pendant 3 jours pour les bactéries et à 22,5 °C
+/- 2,5 °C pendant 5 jours pour les levures et les moisissures. Les résultats
sont calculés sous la forme du nombre de colonies qui apparaissent sur
une période de temps donnée. Les résultats peuvent être affectés par les
mouvements et l’activité de l’air, qui doivent être contrôlés.
• L’échantillonnage actif utilise des collecteurs d’air, qui aspirent des
volumes d’air connus sur les milieux de culture ou les filtres. Le nombre de
microbes présents par volume d’air peut ensuite être calculé avec précision.
L’utilisation de collecteurs d’air permet d’assurer la normalisation de la mesure
et la traçabilité des résultats.
32
AIRBORNE TRANSMISSION
Il est possible d’évaluer la numération microbienne
totale et/ou de dénombrer séparément les
levures et les moisissures à l’aide des milieux
glucosés sélectifs adaptés.
’Bio-collecteur d’air microbien (SAMPL’AIR™)
Résultats de l’objectif de test de l’échantillon d’air
Il n’existe aucun standard accepté en matière d’échantillonnage actif de
l’air. Le CDC recommande de tester les moisissures uniquement dans le
cadre du contrôle de l’aspergillose. Il recommande également de procéder
au décompte des particules afin d’évaluer l’efficacité de la filtration de l’air.
Les figures ci-dessous ont fait l’objet d’un consensus. Les objectifs sont
uniquement indiqués en cas de résultats non satisfaisants nécessitant une
action immédiate.
QUALITÉ DE L’AIR D’UNE SALLE D’OPÉRATION
(ÉCHANTILLONNAGE ACTIF DE L’AIR)
Testée lors de sa mise en service ou suite
à des travaux de rénovation
• Nombre de colonies aérobies < 10 ufc par m3
Testée dans des salles vides
• Nombre de colonies aérobies < 35 ufc par m3
Testée lors d’une opération chirurgicale
• Nombre de colonies aérobies < 180 ufc par m3
Échantillonnage de l’eau
Dans la plupart des pays, les seules exigences réglementaires relatives au test
de la qualité de l’eau concernent l’eau potable. Cependant, des directives
relatives au test de l’eau sont fournies dans divers documents associés aux
meilleures pratiques :
• Directives générales (CDC, 2003; Tacconelli et al, 2014);
• Contrôle des bactéries de type Legionella (UK Health and Safety Executive, 2000;
World Health Organization, 2007);
• Eau de rinçage des endoscopes (Department of Health, England, 2013; BSG Report,
2014; ASG & SHEA 2011);
• Piscines et bassins d’hydrothérapie (WHO, 2006; HPE, 2008; Pool Water Treatment
Advisory Group, 2009);
• Eau de dialyse rénale (UK Renal Association, 2009).
Celles-ci ont été récapitulées par Public Health England (PHE, 2013).
33
Les échantillons doivent être collectés aseptiquement dans des flacons
stériles. En règle générale, des agents neutralisants sont ajoutés lors du
test de l’eau afin de neutraliser l’effet des désinfectants (y compris le
chlore) susceptibles d’être présents dans l’échantillon et peuvent prévenir
la croissance de n’importe quel organisme contaminant. Vous devez
sélectionner un neutralisant approprié pour chaque spécimen. Vous pouvez
obtenir des recommandations détaillées dans les documents de directives.
Collecte des échantillons d’eau
(consulter les directives ci-dessus)
Eau du robinet
• Qualité de l’eau du robinet : le robinet ne doit pas être assaini et
l’échantillon doit être prélevé dès l’ouverture du robinet.
• Qualité de l’eau avant qu’elle n’atteigne le robinet : Nettoyez et
désinfectez le robinet à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium
(1 % de chlore actif), puis ouvrez le robinet 2 à 3 minutes avant
l’échantillonnage. Prélevez l’échantillon aseptiquement dans un flacon
stérile d’un litre ou de 500 ml contenant du neutralisant (20 mg/L de
thiosulfate de sodium).
Eau de bassin d’hydrothérapie
En règle générale, un échantillon unique de l’eau du bassin (ou plusieurs
échantillons s’il s’agit d’un plus grand bassin) est prélevé à partir d’une zone
dans laquelle la vélocité de l’eau est la plus faible et située à l’écart des
entrées ou des sorties d’eau froide. Les échantillons doivent être prélevés
à partir du réservoir d’équilibre et des écumeurs, tandis que les écouvillons
doivent être prélevés à l’intérieur/derrière les jets et sur le couvercle ou la
bâche recouvrant le bassin, le cas échéant.
• Essuyez l’extérieur d’un flacon de 500 mL contenant du neutralisant
(120 mg/L de thiosulfate de sodium) avec un chiffon imbibé d’alcool.
• Ouvrez le flacon aseptiquement, puis immergez-le dans le bassin et
remplissez-le d’eau.
• Rebouchez et agitez afin de répartir l’agent neutralisant.
Si vous souhaitez procéder à un test de détection de Legionella, prélevez un
échantillon d’un litre en procédant de la même manière.
Échantillonnage de l’eau dans le cadre d’un test de
détection de Legionella
REMARQUE : lorsque vous cherchez à détecter la présence de Legionella
dans l’eau, il est essentiel d’évaluer les risques encourus et la protection
requise avant le prélèvement des échantillons.
L’échantillonnage doit être effectué dans le cadre de l’évaluation des risques
et de l’examen de l’ensemble du système hydraulique. L’eau doit être
prélevée à partir des zones dans lesquelles les bactéries de type Legionella
sont susceptibles de se multiplier, comme les parties les plus chaudes d’un
système froid, les parties les plus froides d’un système chaud ou les zones
qui ne sont pas beaucoup utilisées / les zones de stagnation.
34
ÉCHANTILLONNAGE BACTÉRIOLOGIQUE DE L’ENVIRONNEMENT
Pour les bassins et les robinets (échantillons prélevés dès l’ouverture
du robinet), voir ci-dessus.
Pour les douches, prélevez un échantillon d’un 1 litre en procédant comme suit :
• Avant d’ouvrir le robinet, réglez la température sur la position médiane
pour les robinets non thermostatiques et à température normale (35 °C à
43 °C) pour les robinets thermostatiques.
• Détachez la pomme de douche et remplissez délicatement un flacon
d’échantillon stérile contenant du neutralisant.
• Rebouchez et agitez afin de répartir l’agent neutralisant.
Pour les tests de routine des réseaux d’eau destinés à assurer l’efficacité
continue des programmes de maintenance préventive, vous pouvez utiliser
les milieux de culture spécifiques pour la détection des Legionella.
Eau et fluides de dialyse rénale
Les échantillons doivent être prélevés à partir des points qui sont supposés
contenir la charge bactérienne la plus élevée, telle que l’extrémité de la
boucle de distribution ou la dernière machine d’un système frontal. Si
l’échantillon est prélevé à partir d’un robinet utilisé exclusivement à des
fins d’échantillonnage, désinfectez la sortie comme indiqué ci-dessus. Les
échantillons doivent être prélevés aseptiquement dans des flacons stériles
sans pyrogène.
Eau de rinçage des laveurs-désinfecteurs automatiques
(LD)
Dans le cadre des tests bactériens et mycobactériens, 100 mL d’eau de
rinçage sont prélevés aseptiquement en double à partir du port approprié
lors du cycle final.
Traitement des échantillons d’eau
Les échantillons d’eau (à l’exception des échantillons prélevés
dans le cadre du test Legionella) doivent être stockés entre 1 et 8 °C et
envoyés au laboratoire afin d’être testés, de préférence le jour-même et au
plus tard dans les 24 heures suivant le prélèvement.
Les échantillons d’eau prélevés dans le cadre du test Legionella doivent
être stockés à température ambiante (environ 20 °C), dans le noir, et renvoyés
au laboratoire pour être traités dès que possible, de préférence le jour-même et
au plus tard dans les 24 heures.
L’analyse quantitative des spécimens aquatiques s’effectue généralement
en filtrant les échantillons à travers des membranes stériles dont la taille de pore
est < 0,45 µm. Ils sont ensuite cultivés sur une boîte de gélose sélective ou non
sélective appropriée entre 28 et 32 °C. Le comptage des colonies est effectué
après 48 heures et 5 jours. Le test doit être effectué en double.
Pour le test mycobactérien trimestriel de l’eau de rinçage du LD, la
méthode de filtration reste la même mais vous devez utiliser un milieu pour
mycobactéries pour la culture et prolonger l’incubation de 28 jours.
35
Résultats de l’objectif de test de
l’échantillon d’eau
Les objectifs sont uniquement indiqués en cas de résultats satisfaisants qui
ne requièrent aucune action immédiate.
Échantillons d’eau d’hydrothérapie
Testé sur une base hebdomadaire
• Escherichia coli
• Tous les coliformes à 37°C
• Pseudomonas aeruginosa
• Nombre de colonies aérobies
0 ufc / 100 mL
0 ufc / 100 mL
0 ufc / 100 mL
0 à 10 ufc / mL
Systèmes aquatiques généraux pour le test de Legionella
Testé conformément à un programme de maintenance préventive
et en cas de suspicion d’épidémie
• Legionella spp.
0 à 100 ufc par L
Eau du robinet dans les unités en charge de patients compromis
Testé conformément à un programme de maintenance préventive
et en cas de suspicion d’épidémie
• Pseudomonas aeruginosa
et autres Pseudomonas
0 ufc par 100 mL
Fluide de dialyse rénale et eau utilisée dans le cadre de la
préparation du fluide de dialyse
Testé sur une base mensuelle
• Nombre de colonies aérobies
• Endotoxines /mL
0 à 50 / mL
< 0,125 UE / mL
Fluide ultra-pur de dialyse rénale et eau utilisée dans le cadre de la
préparation du fluide ultra-pur
Testé sur une base mensuelle
• Nombre de colonies aérobies
• Endotoxines /mL
< 10 par 100 mL
< 0.03 IU per mL
Eau de rinçage finale des laveurs-désinfecteurs d’endoscope
Testé sur une base mensuelle
• Nombre de colonies aérobies
< 1 / 100 mL
Testé sur une base trimestrielle
• Mycobactéries environnementales 0 / 200 mL
ufc = unité formant colonie UE = unité d’endotoxines
[Pour en savoir plus sur les niveaux d’alertes et les niveaux d’action, consultez PHE 2013]
36
ÉCHANTILLONNAGE BACTÉRIOLOGIQUE DE L’ENVIRONNEMENT
Échantillonnage de la surface
L’échantillonnage de la surface nécessite l’utilisation d’un diluant stérile
comme l’eau peptonée saline ou tamponnée. Vous devez utiliser des
neutralisants appropriés dans le cas où des résidus du désinfectant
apparaissent sur la surface devant subir le prélèvement.
• L’échantillonnage quantitatif implique le prélèvement d’une zone
connue (à l’aide d’un modèle stérile) de façon standardisée afin de
comparer les résultats obtenus à partir de différents sites, ou sur le même
site à différents moments ou à l’aide d’une boîte contact en milieu gélosé.
• L’échantillonnage qualitatif doit être utilisé lorsque vous recherchez
la source d’une épidémie. Dans ce cas, plus la zone échantillonnée est
grande, plus vous avez de chances de détecter l’agent pathogène qui
vous intéresse.
• Le prélèvement peut être effectué à l’aide de cotons-tiges, mais les
lingettes ou les éponges stériles conviennent davantage aux larges zones
et facilitent généralement la récupération de micro-organismes.
• Les germes sont extraits à partir du coton-tige, de la lingette ou de
l’éponge dans un fluide salin ou un autre fluide adapté, puis transférés
vers une boîte en milieu gélosé appropriée (par ex. : gélose Trypcase Soja
et gélose Sabouraud Chloramphenicol).
• Après incubation (généralement à 30 °C +/- 1 °C pendant 3 jours pour
les bactéries et 22,5 °C +/- 2,5 °C pendant 5 jours pour les levures et les
moisissures), les colonies sont comptabilisées et la biocontamination de
la surface est calculée à l’aide du nombre de colonies formant des unités
par unité de surface. Les colonies situées sur les boîtes contact ou les
lames sont comptabilisées directement, puis le même calcul est effectué,
en fonction de la surface de la lame.
• Il n’existe aucune valeur cible standard relative à la contamination
de la surface dans les établissements de soins. La bactériologie qualitative
intervient généralement en cas de suspicion d’épidémie, dans l’optique
d’évaluer l’efficacité du nettoyage ou à des fins de recherche.
• En cas d’épidémie, il peut s’avérer utile de détecter des micro-organismes
spécifiques sur les surfaces en utilisant des milieux chromogéniques :
organismes multirésistants (SARM, ERV, BLSE, carbapénémases),
P. aeruginosa ou C. difficile.
Applicateur et boîtes contact pour
échantillonnage de surface standardisée
(Count-Tact®)
37
RÉFÉRENCES
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