mēmoire - Université d`Oran 1 Ahmed Ben Bella

République Algérienne Démocratique et Populaire
Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique
MĒMOIRE
PRESENTĒ
A LA FACULTĒ DES SCIENCES
DE L’UNIVERSITĒ D’ORAN
ES-SĒNIA
Pour l’Obtention du
DIPLÔME DE MAGISTER EN BIOTECHNOLOGIE
SPECIALITE : EXPLOITATION DES INTERACTIONS PLANTES-MICROORGANISMES
Par
Melle. Mimouna GHALEM
Thème
Contribution à l’étude du développement de la culture du
soja ; effets du sol et de l’inoculation, rendement et
caractérisation des bactéries associées.
Soutenu le
/
/200 devant la commission d’examen composée de :
Président :
Mr KIHAL Mebrouk, Professeur à l’Université d’Oran.
Examinateur :
Mme BENBAYER Zoubida, Maitre de conférences à l’Université d’Oran.
Examinateur :
Mr LOTMANI Brahim, Maitre de conférences Université de Mostaganem.
Promoteur :
Mr BEKKI Abdelkader, Professeur à l’Université d’Oran Es-Senia
Co- promoteur: Mr LABDI Mohamed, Maître de recherche INRAA-URO Sidi Bel Abbes
Ce travail de magister a été réalisé dans sa partie agronomique à l’unité INRAA de Sidi Bel Abbes et dans sa partie microbiologique au
laboratoire de Biotechnologie des Interactions Plantes- Microorganismes de l’université d’Oran Es Senia.
Remerciement
Ce travail de magister a été réalisé dans sa partie agronomique à l’unité INRAA de Sidi Bel
Abbes et dans sa partie microbiologique au laboratoire de Biotechnologie des Interactions
Plantes- Microorganismes de l’université d’Oran Es Senia.
Je tiens à exprimer toute ma reconnaissance, ma gratitude et mon profond respect à mon
encadreur Mr BEKKI A. (Professeur à l’université d’Oran Es-Senia) et mon co-encadreur Mr
LABDI M. (Maître de recherche INRAA-URO Sidi Bel Abbes), pour le temps, la patience et la
confiance qu’ils m’ont accordé.
Mes remerciements vont également à Mr KIHAL M. (Professeur à l’université d’Oran Es-Senia)
pour m’avoir fait l’honneur de présider le jury.
Je remercie Mme BENBAYER Z. (Maître de conférences à l’université d’Oran) et Mr
LOTMANI B. (Maître de conférences à l’université de Mostaganem), pour l’intérêt qu’ils ont
porté à mon travail et pour avoir accepté de faire partie du jury.
Mes remerciements s’adressent également à Mme BOUCHENTOUF L. (Chargée de cours à
l’université d’Oran Es-Senia) pour l’assistance et le soutient qu’elle ma apporté.
Je tiens à exprimer ma gratitude à Mr KHERBOUCHE F. (Président Directeur Général de la
société Agro Industrie Algérie) fournisseur de l’inoculum et des graines de la variété Alidor.
Mes remerciements vont aussi à Melle BELAHCENE N. F. (attaché de recherche à l’INRAAURO, Sidi Bel Abbes) et Melle BENJAFAR S (ex-ingénieure de laboratoire à l’INRAA-URO,
Sidi Bel Abbes) pour leur aide dans les analyses du sol.
Je remercie Mr TERBECHE H. (directeur du laboratoire AGRO-HYD-INDUSTRIE) de
m’avoir accueille dans son laboratoire. Je remercie également touts le personnel de son laboratoire
pour leur aide et leur sympathie.
Je tiens à remercier également Mme BOUKHATEM F. (Chargée de cours à l’université d’Oran
Es-Senia), Melle MERABET C. (Chargée de cours à l’université d’Oran Es-Senia), Mr KACEM
M.et Mr AMEZIENE H. pour tous leurs conseils et remarques bénéfiques.
J’adresse à l’ensemble des membres, passés et présents, de l’équipe INRAA-uro unité de Sidi Bel
Abbes mes remerciements les plus sincères pour l’aide qu’ils ont pu m’apporter et la convivialité
dont ils ont fait preuve. Merci donc à Mr TEGAR A. pour son aide aux travaux de parcelle, à
Mr HAMMOU M. pour son aide à l’analyse statistiques, à Mme HAMDI S, Mr METERFI B
et Mr HADDAD pour leurs conseils, à Mme HADDAD F, Melle LABDI N et Melle SAHRAOUI
BRAHIM K. pour leurs aide au laboratoire.
Je remercie du fond du cœur Melles Amina, Samira, Sonia, Hafeda, Soraya, Asma, Noudjoud,
Sihem, Houaria et Houda ainsi que toute l’équipe du laboratoire de Biotechnologies des
Interactions Plantes Microorganisme (LBIPM) de l'Université d’Es-Sénia pour leurs aide,
conseilles, soutient et touts les bon moments que j’ai passé avec eux.
Je présente par avance mes excuses aux personnes que j’ai oublié de remercier.
Dédicaces
Je dédie ce travail en premier lieu à mes parents, qui ont toujours été
présents à mes côtés pour me soutenir et m’encourager. Je ne saurai
jamais vous remercier pour la patience dont vous faites preuve ni pour le
réconfort que je trouve auprès de vous. Je n’aurais sûrement pas réalisé
tout ce chemin sans votre aide constante.
Je le dédie à mes frères et sœurs en particulier à Sarah ma complice.
Une énorme dédicace à mon grand père Yousef.
Une dédicace à mon oncle Noureddine, son épouse et les adorables
Mohamed Yacine et Meriem Selsabil, ma famille d’accueille à Sidi Bel
Abbes, merci pour votre disponibilité et tout ce que vous avez fait pour
moi pendant mon séjours à Sidi Bel Abbes.
A mon oncle Mokhtar.
A mes deux familles GHALEM et GUENFOUD.
A mes amies Zahira BOURAS, Houda ZEMMACHE, Souad
MAKHLOUF et Khadidja KADOUR BRAHIM qui m’ont soutenu et
apporter aide, écoute et encouragements
A tante Fatiha BOURAS et toute sa famille, merci pour vous
encouragements, vos conseilles et merci de m’avoir considéré comme l’une
de vous filles.
A toutes les personnes qui m’ont aidé, soutenu et encouragé, je vous
remercie.
Enfin, je réserve une pensée particulière à toutes les personnes qui ont
prié pour moi sans que je le sache.
Minouna GHALEM
Sommaire
Page
Chapitre I : Introduction
Introduction………………………………………………………………………………………..1
Chapitre II : Revue bibliographique
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
Les légumineuses…………….……...………………………………….…………....2
1.1. Généralités………………………………………………………….……………2
1.2. Importance des légumineuses....…………………………………….…………...3
Le Soja…………………………………………………………………….…………3
2.1. Origine et émergence………………………………………………….………..3
2.2. Taxonomie et phylogénie du soja…………………………………….………...4
2.3. Description du soja…………………………………………………….……….5
2.4. Les stades de développement du soja...……………………………….……….6
2.5. Ecologie de la plante…………...…………………………………………...….9
2.6. Production……………………...……………………………………...……….9
2.7. Importance et utilisation du soja...…………….………………………………11
Le partenaire microbien……………..………………..……………………………..13
3.1. Caractéristiques générales des BNL...…………….…………………….…….13
3.2. Taxonomie des BNL…………………………….…………………….…...….14
Taxonomie des bactéries nodulant le soja…………….…………………….…...….18
Processus de la symbiose Rhizobium soja………….……………………….……...19
5.1. Pré – infection…………………………………………………………..……..19
5.2. Infection…………………………………………………………………..…...19
5.3. Développement du nodule………………………………………………….....21
5.4. Mise en activité du nodule………………………………………………….....21
Inoculation des légumineuses………….…………………………………………....21
6.1. Pour quoi doit-on inoculer?..................................................................................22
6.2. Quand doit-on inoculer?......................................................................................22
Inoculation du soja……………….…………………………………………………23
Chapitre III : Matériel et Méthodes
1.
2.
Matériel……………………………………………………………………………..25
1.1. Inoculum et isolats bactériens…………………………………………………..25
1.2. Matériel végétal………………………………………………………………...25
1.3. Sols……………………………………………………………………………..25
Méthodes…………………………………………………………………………...26
2.1. Analyse des sols………………………………………………………………..26
2.1.1.
Analyse granulométrique……………………………………………….26
2.1.2.
Mesure du pH…………………………………………………………..26
2.1.3.
Mesure de la conductivité électrique…………………………………...26
2.1.4.
Dosage du calcaire total………………………………………………...27
2.1.5.
Dosage du calcaire actif………………………………………………...27
2.1.6.
Dosage du carbone et détermination du taux de la matière organique…27
2.1.7.
Dosage de l’azote……………………………………………………….28
2.1.8.
Dosage du phosphore …………………………………………………..28
2.2. Etude des effets de l’inoculation et du sol……………………………………..28
2.2.1.
Stérilisation des sols…………………………………………………….28
2.2.2.
Préparation des traitements et semi……………………………………..28
2.2.3.
Récolte et Analyses statistiques………………………………………...29
2.3. Rendement potentiel sur parcelle du soja Glycine max cultivar Alidor………..30
2.4. Caractérisation phénotypique des souches……………………………………..30
2.4.1.
Isolement, purification et conservation des souches des souches………30
2.4.1.1.
Isolement des souches…………………………………………..30
2.4.1.2.
Purification et vérification de la pureté des souches……………31
2.4.1.3.
Conservation des souches………………………………………31
2.4.2.
Test de nodulation……………………………………………………...31
2.4.3.1.
Germination aseptique des graines……………………………...31
2.4.3.2.
Culture et inoculation des plantules de soja…………………….31
2.4.3.
Caractérisation phénotypique des rhizobiums nodulant le soja………...32
2.4.3.1. Effet du pH……………………………………………………………..32
2.4.3.2. Résistance à la salinité………………………………………………….32
2.4.3.3. Résistance à la température……………………………………………..32
2.4.3.4. Test au bleue de Bromothymol (BTB)………………………………….32
2.4.3.5. Dégradation des sucres………………………………………………….33
2.4.3.6. Résistance aux antibiotiques……………………………………………33
2.4.3.7. Résistance aux métaux lourds…………………………………………..33
2.4.3.8. Hydrolyse de l’urée……………………………………………………..33
Chapitre IV : Résultats et Discussion
1.
2.
3.
4.
5.
Stérilisation du sol…………………………………………………………………..34
Analyse du sol………………………………………………………………………34
Etude des effets de l’inoculation et du sol…………………………………….……36
3.1. Effet des sols……………………………………………………………….…...36
3.2. Effet variétal……………………………………………………………….……39
3.3. Effet des traitements……………………………………………….……….…...41
3.4. Effets des interactions sols × variétés…………………………….………….….45
3.5. Effet des interactions sols × traitements……………………….…………….….48
3.6. Effet des interactions traitements × variétés………………….………………....56
Rendement potentiel sur parcelle du soja Glycine max cultivar Alidor.………….....61
Caractérisation phénotypique des rhizobiums………………………..……………...63
5.1. Vérification de la pureté des isolats……………………………..……………….64
5.2. Test de nodulation…………………………………………….………………....65
5.3. Caractérisation phénotypique des souches………………….……………….…..67
5.3.1. Effet du pH……………………………….………………….…..67
5.3.2. Résistance à la salinité……………….….…………………….….68
5.3.3. Résistance à la température…………..……………………….….69
5.3.4. Teste au bleue de Bromothymol (BTB)….………………………71
5.3.5. Dégradation des sucres…………………..……………………….71
5.3.6. Résistance aux antibiotiques………….………………………….73
5.3.7. Résistance aux métaux lourds……….…………………………...74
5.3.8. Hydrolyse de l’urée……………….……………………………...76
Chapitre VI : Conclusion et perspectives
Conclusion et perspectives………………………..……………………………………………...77
Références bibliographiques……………………..…………………………………………….78
Annexes……………………………………………..…………………………………………...97
Liste des abréviations
°C
µl
AlCl3
BBCH
BNL
BTB
C%
Ca Co3 %
CEA
CEC
Cell/ ml
cm
CNCC
CoCl2
CuSO4
DO
g/l
HgCl2
INRAA
ITGC
L
L.F %
L.G %
m
ml
MnCl2
MO%
N
NS
Ø
P
PGPR
pH
qsp
s
SN
SNF
SNI
SS
SSF
SSI
V
v/v
VAR
YEM
ZnSO4
μg
Degré Céléssus
Microlitre
Chlorure d’aluminium
Biologische Bundesanstalt, Bundessortenamt et CHemische Industrie
Bactéries Nodulants les Légumineuses
Bromothymol bleu
Pourcentage de Carbone
Pourcentage de calcaire
Capacité d’Echange Anionique
Capacité d’Echange Cationique
Cellules par militre
Centimètre
Centre National de Control et de Certification
Chlorure de cobalt
Sulfate de cuivre
Densité optique
Gramme par litre
Chlorure de mercure
Institut National de Recherche Agronomique d’Algérie
Institut Technique des Grandes Culture
Litre
Pourcentage limon fin.
Pourcentage limon grossier.
Mètre
Militer
Chlorure de magnésium
Pourcentage de Matière Organique
Azote
Non significatif
Diamètre
Phosphore
Plants Growth Promoting Rhizobacteria
Potentiel d’hydrogène
Quantité suffisante pour
Secondes
Sol naturel
Sol naturel fertilisé
Sol naturel inoculé
Sol stérilisé.
Sol stérilisé fertilisé
Sol stérilisé inoculé
Volume
volume à volume
Variance
Yeast extract mannitol medium
Sulfate de zinc
Microgramme
Liste des tableaux
Liste des Tableaux
Tableau 1
Les principales espèces du genre Glycine (willd)…………..…..
Page 5
Tableau 2
Les principaux stades phénologiques du soja…………………..
Page 8
Tableau 3
Les différentes utilisations du soja……………………………...
Page 12
Tableau 4
La taxonomie des BNL (Bactéries Nodulant les Légumineuses.
Page16
Tableau 5
Résultats des analyses physico-chimiques des sols…………….
Page34
Tableau 6
Effet du sol sur la nodulation…………………………………...
Page38
Tableau 7
Effet des variétés sur la nodulation……………………………..
Page39
Tableau 8
Effet des traitements sur la nodulation………………………….
Page 41
Tableau 9
Effet des interactions sols × variétés sur la nodulation………....
Page 45
Tableau 10 Effet des interactions sols × traitements sur la nodulation……..
Page 52
Tableau 11 Effet des interactions traitements × variétés sur la nodulation…
Page 60
Tableau 12 Résultats des analyses physico-chimiques du sol du CNCC
(Centre National de Control et de Certification)……………….
Tableau 13 Rendement potentiel sur parcelle du soja Glycine max cultivar
Alidor……………………………………………………………………
Tableau 14 Résultats du temps d’apparition des colonies et répartition des
souches dans les trois groupes…………………………………..
Tableau 15 Résultats du test de nodulation………………………………….
Page 62
Page 63
Page 65
Page66
Tableau 16 Effet du pH sur la croissance des souches………………………
Page 68
Tableau 17 Résultats du test de résistance à la salinité des souches………...
Page 69
Tableau 18 Résultats du test de résistance à la température des souches…… Page 70
Tableau 19 Résultats du test du bleue de Bromothymol (BTB)…………….. Page 71
Tableau 20 Résultats du test de dégradation des sucres……………………..
Page 72
Tableau 21 Résultats du test de résistance aux antibiotiques des souches…..
Page 74
Tableau 22 Résultats du test de résistance aux métaux lourds des souches…
Page 75
Tableau 23 Résultats du test d’hydrolyse de l’urée…………………………. Page 76
Liste des figures
Liste des figures
Figure 1
Place du soja (soybean) dans la phylogénie des légumineuses…………….
Page 4
Figure 2
Les différentes composantes d’une plante de soja…………………………
Page 6
Figure 3
Figure 5
Les principaux pays producteurs de soja et leurs contributions à
production mondiale……………………………………………………….. Page 10
Les principaux pays producteurs de soja et leurs contributions à la
production mondiale pour l’année 2005…………………………………… Page 10
Les aspects microscopique et macroscopique des rhizobia……………….. Page 14
Figure 6
Les étapes du processus de la symbiose rhizobium – Soja………………...
Page 20
Figure 7
Variétés utilisées…………………………………………………………...
Page 25
Figure 8
Localisation géographique des sites de prélèvement des sols……………...
Page 26
Figure 9
Organisation des pots au niveau de la serre………………………………..
Page 29
Figure 10
Plan de la parcelle…………………………………………………………..
Page 30
Figure 11
Résultats de la stérilisation du sol………………………………………….
Page 34
Figure 12
Le Triangle des textures……………………………………………………
Page 35
Figure 13
Effet du facteur sol…………………………………………………………
Page 37
Figure 14
Exemple des résultats de l’effet du facteur sol sur le développement du
soja…………………………………………………………………………. Page 38
Effet du facteur variétal……………………………………………………. Page 40
Figure 4
Figure 15
Figure 16
Figure 17
Figure 18
Figure 19
Figure 20
Figure 21
Figure 22
Figure 23
Figure 24
Figure 25
Exemple des résultats de l’effet du facteur variétal sur le développement
du soja……………………………………………………………………… Page 41
Effet des traitements……………………………………………………….. Page 42
Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation (Facteur
traitement)………………………………………………………………….. Page 43
Exemple des résultats de l’effet du facteur traitement sur le
développement du soja…………………………………………………….. Page 45
Effet des interactions sols × variétés………………………………………. Page 46
Exemple des résultats de l’effet des interactions sols × variétés sur le
développement du soja (sol de Tessala)…………………………………… Page 47
Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation (Interactions
sols × traitements : Sol Station ITGC)…………………………………….. Page 48
Effet des interactions sols × traitements (Sol station ITGC)………………. Page 49
Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation (Interactions
sols × traitements : sol de Tessala)………………………………………… Page 50
Effet des interactions sols × traitements (Sol Tessala)…………………….. Page 51
Liste des figures
Figure 26
Effet des interactions sols × traitements……………………………………
Figure 27
Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation (Interactions
sols × traitements : sol de Ain Temouchent)………………………………. Page 54
Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation (Interactions
variétés × traitements : variété de Oued Smar)…………………………… Page 56
Effet des interactions traitements × variétés (Variété de Oued Smar)…….. Page 57
Figure 28
Figure 29
Page 53
Figure 34
Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation (Interactions
variétés × traitements : Variété Glycine max cultivar Alidor)……………...
Effet des interactions traitements – variétés sur (Glycine max cultivar
Alidor)………………………………………………………………………
Exemple des résultats de l’effet des interactions traitements × variétés sur
le développement du soja (sol de Tessala)…………………………………
Développement de la variété Glycine max cultivar Alidor cultivée sur
parcelle deux mois après semis…………………………………………….
Aspect macroscopique des isolats………………………………………….
Figure 35
Aspect microscopique de la souche IS11 (Grossissement x 1000)…………
Figure 36
Teste de nodulation………………………………………………………… Page 66
Figure 37
Figure38
Formation des nodules sur des racines des plantes de Glycine max cultivar
Alidor inoculées sur sable stérile après 45 jours de croissance dans la
chambre de culture………………………………………………………… Page 67
Croissance des souches à pH 4…………………………………………….. Page 68
Figure 39
Résistance des souches à 5% de NaCl……………………………………...
Page 69
Figure 40
Croissance des souches à 45°C…………………………………………….
Page 70
Figure 41
Exemple de résultats de dégradation des sucres……………………………
Page 72
Figure 42
Résistance des souches à la tétracycline (20 μg/ml) et kanamycine (100
μg/ml)……..………………………………………………………………... Page 74
Résistance des souches au zinc, cobalt et le manganèse…………………... Page 75
Figure 30
Figure 31
Figure 32
Figure 33
Figure 43
Page 58
Page 59
Page 61
Page 62
Page 64
Page 65
Liste des annexes
Liste des annexes
Annexe n° 1
Résultats de l’analyse statistique………………………………
Page 97
Annexe n° 1.A
Analyse des variances………………………………………...
Page 97
Annexe n° 1.B
Effet des différents facteurs …………………………………...
Page 102
Annexe n° 1.C
Effet des interactions entre les différents facteurs…………….
Page 103
Annexe n° 1.D
Pourcentages de gains…………………………………………
Page 105
Annexe n° 2
Les réactifs et les milieux utilisés…………………………….
Page 108
Annexe n° 2.A
Composition du milieu YMA…………………………………
Page 108
Annexe n° 2.B
Composition de la solution de Bergenson…………………….
Page 108
Annexe n° 2.C
Composition du milieu mannitol mobilité…………………….
Page 108
Annexe n° 2.D
Composition de l’eau gélosée (0.8%) ………………………...
Page 108
Annexe n° 2.E
Préparation de la solution du BTB ……………………………
Page 108
Annexe n° 2.F
Composition de la solution nutritive ………………………….
Page 109
Annexe n° 2.G
Composition des standards de turbidité de Mc Farland……….
Page 109
Annexe n°3
Analyse physicochimique du sol……………………………...
Page 110
Annexe n° 3.A
Analyse granulométrique……………………………………...
Page 110
Annexe n° 3.B
Dosage du calcaire total……………………………………….. Page 112
Annexe n° 3.C
Dosage du calcaire actif……………………………………….
Page 112
Annexe n° 3.D
Dosage du carbone et de la matière organique………………...
Page 112
Annexe n° 3.E
Mesure du pH et de la conductivité électrique ………………..
Page 113
Annexe n°4.
Les normes des sols……………………………………………
Page 114
Annexe n°4.A
Les normes du pH du sol………………………………………
Page 114
Annexe n°4.B
Les normes de salinité du sol …………………………………
Page 114
Annexe n°4. C
Les normes des taux de CaCO3 ……………………………….
Page 114
Annexe n°4. D
Les normes des taux de matière organique …………………...
Page 115
Annexe n°4.E
Les normes des taux d’azote déterminés par la méthode de
kjeldahl………………………………………………………... Page 115
Coloration de Gram…………………………………………… Page 116
Annexe n°5
CHAPITRE I
INTRODUCTION
Introduction
1
Introduction :
Le soja, soya ou soybean (Soja hispida ou Glycine max) est la légumineuse la plus importante
du point de vue de la production et de la commercialisation. Sa teneur en lipides (20%) et en
protéines (50%) fait d’elle, au même temps, une plante oléagineuse et protéagineuse. Avec un
taux de consommation respectivement de 69% et 31%, ses protéines et son huile sont de loin
les protéines et l’huile végétale les plus consommés dans le monde.
Le soja, la graine d’or, la graine sacrée, la viande des pauvres ou cendrillon des légumineuses,
constitue un aliment idéal pour les populations défavorisées. Cette légumineuse est riche en
vitamine A, B, C et D, en acide gras insaturés, sels minéraux notamment le calcium et le
potassium. Elle apporte les huit acides aminés essentiels en proportion appréciables.
En agriculture, cette plante est considérée comme une plante miraculeuse du fait de l’essor et
l’extension qu’a connue sa culture et qu’elle doit à son aspect économique. En effet, et du fait
de sa qualité de plante légumineuse. Le soja a la faculté de s’auto suffire à plus de 80% pour
ses besoins d’azote qu’il fixe de l’air en symbiose avec les bactéries de la famille des rhizobia.
Le soja peut aussi satisfaire une partie de ses besoins en phosphore via sa symbiose avec des
champignons myccorrhiziens capables de mobiliser le phosphore.
Malgré l’essor et l’émergence que connaît la culture du soja dans le monde, l’Algérie continue
à faire partie des pays importateurs. Mais la prise de conscience sur l’importance de cette
culture et le rôle qu’elle peut jouer dans le développement économique et l’indépendance
alimentaire du pays ont mobilisé les efforts visant à son introduction et des expérimentations
sont réalisées un peu par tous dans le pays.
Notre travail s’inscrit dans le cadre de ces efforts. Il vise à étudier l’effet de deux des facteurs
les plus importants pour la culture de cette légumineuse : le sol et l’inoculation. Dans ce
travail, nous essayons aussi d’évaluer le rendement de cette culture. Et en fin, nous tentons
d’élucidé le type d’association pouvant exister entre cette légumineuses et 12 souches de
bactéries isolées à partir des nodules.
CHAPITRE II
REVUE BIBLIOGRAPHIQUE
Revue bibliographique
1.
Les légumineuses :
1.1.
Généralités :
2
Les légumineuses (Fabacées) constituent la troisième superfamille par ordre d’importance chez
les angiospermes. Elles comprennent plus de 750 genres et 17000 à 20000 espèces de formes et
types de croissance très diversifiées. Sur la base de leurs caractéristiques florales, les botanistes
s'entendent à regrouper ces espèces en trois sous-familles (Doyle, 1994 ; de Ladjudie et al.,
1998 ; Dommergues et al., 1999 ; Doyle et Luckow 2003) :
- La sous-famille des Mimosoïdeae, comprend environ 3 000 espèces regroupées dans quelques
77 genres (Cannon 2008). Elles produisent des fleurs régulières regroupées en inflorescences
denses. Les espèces sont représentées principalement par des arbres et des arbustes distribués
dans les régions tropicales et subtropicales sur tous les continents. Les genres Acacia,
Calliandra, Mimosa et Prosopis sont les plus représentatifs (Simon, 2005 ; Fyad-Lameche,
2007).
- La sous-famille des Caesalpinoïdeae, considérée comme la plus primitive, regroupe environ
4200 espèces dans quelques 162 genres (Simon, 2005; Cannon 2008). Les espèces possèdent
des fleurs aux corolles irrégulières et sont représentées par des arbres, arbustes et herbacées
vivaces distribuées dès régions tropicales aux régions tempérées. Les genres Caesalpinea,
Cassia, Cercis et Gleditzia sont représentatifs de cette sous-famille (Simon, 2005 ; FyadLameche, 2007).
- La sous-famille Papilionoideae, d'une évolution plus récente, comprend quelques 14.000
espèces aux fleurs irrégulières, regroupées dans environ 476 genres (Lewis et al., 2003). Parmi
les tribus de cette catégorie on citera la tribu des Phaseoleae à laquelle appartiennent de
nombreuses espèces importantes utilisées pour l'alimentation humaine directe (soja, haricot,
pois chiche….etc.) ainsi que les plantes de pâturage les plus importantes utilisées par les
agriculteurs (Simon, 2005 ; Lee et al., 2007).
Les taxons des Fabacées produisent tous la même sorte de fruit, la gousse, formée par un seul
carpelle possédant deux zones de suture opposées. Chez les espèces spontanées, les gousses
s'ouvrent à maturité pour expulser les graines (Simon, 2005).
De nombreux taxons de la famille des légumineuses sont capables de former des associations
symbiotiques avec des bactéries fixatrices d’azote atmosphérique de la famille des
rhizobiaceae. La proportion de ces taxons varie d’une sous- famille à l’autre, elle est de 90%
pour les Mimosoïdeae, 20% pour les Caesalpinoïdeae et 97% pour les Papilionoideae
(Merabet, 2007).
Revue bibliographique
1.2.
3
Importance des légumineuses :
La famille des légumineuses est l’une des familles végétales les plus utiles à l'homme, que ce
soit dans le domaine alimentaires, industrielles, économique, écologique ou agronomique:
- Les graines des légumineuses sont des aliments d'excellente qualité; elles constituent une
source majeure de protéines et d’huiles végétales. Selon la légumineuse considérée, les
protéines peuvent représenter de 17 et 27 % du poids des graines, soit deux à trois fois plus que
les graines des céréales majeures (Graham et Vance, 2003 ; Simon, 2005; Fyad-Lameche,
2007).
- Pour l’industrie, les légumineuses représentent une source très importante de matière
première : pour la production de dériver alimentaire tel que les huiles, les farines, les
conserves…etc. et pour la production des produits cosmétiques et pharmaceutiques (Lee et al.,
2007).
- L’utilisation des systèmes de rotation légumineuses-céréales, permet de substantielles
économies d’engrais azotés, d’épargner une grosse part de l’énergie fossile et conduit à une
protection de l’environnement et au développement d’une agriculture équilibrée (Sahgal et
Johri, 2003).
- Les légumineuses améliorent les pratiques agricoles et contribuent au maintient de la fertilité
des sols. En effet, les légumineuses accumulent des concentrations importantes d’azote dans
leurs tissus. Une partie de cet azote est réincorporée au sol via la décomposition des tissus ce
qui permet de rétablir la fertilité des sols après des cultures plus exigeantes tel que les céréales
(Simon, 2005).
- Ecologiquement, les légumineuses sont responsables pour une partie substantielle de la
conversion du flux global de l’azote atmosphérique en forme fixe tel que l’azote ammoniacal
qui est à son tour converti en composés organiques assimilables (Wani et al., 1995; Chalck,
1998). Les légumineuses jouent aussi des rôles très importants dans la lute contre l’érosion, la
désertification et la dégradation des sols (Thami et El Mzouri, 2000) ainsi que la réhabilitation
des sites miniers après exploitation (de Faria, 2005 : communication personnelle ; Sekkour,
2008).
2.
Le Soja :
2.1.
Origine et émergence :
Le soja est considéré comme une des plus anciennes plantes cultivées. Il est originaire du nord
et du centre de la Chine (Hymowitz, 1970). La première mention de la plante provient d'une
série de livres décrivant les plantes de Chine « le Pen Ts'ao Kong Mu » écrit par l'empereur
Sheng Nung en 2838 av. J.-C. D’après les indices historiques et géographiques, la plante a été
mise en culture pour la première fois dans la moitié Est de la Chine, entre les XVIIe et XIe
siècles av. J.-C. (Anonyme 1; Simon, 2005 ; Mouhouche, 2007).
Au premier siècle av. J.-C, la culture de la plante fut introduite en Corée, au Japon et aux autres
pays du sud-est de l’Asie (Hymowitz, 2004).
La plante gagne l’Europe au 18eme siècle. Elle fut introduite en France par les missionnaires en
1740 et plantée au Jardin des Plantes de Paris et, par la suite en 1790 au Jardin Botanique de
Kew (Angleterre). La plante ne fût cultivée qu'à petite échelle dans le sud de la France qu'à
partir de 1908 (Anonyme 1; Simon, 2005).
Revue bibliographique
4
Le soja fut introduit pour la première fois aux États-Unis par David Bowen en 1765, mais c'est
seulement à partir de 1890 que l'on commence à s'intéresser à cette plante comme source
alimentaire pour ses protéines et son huile (Hymowitz et Harlan, 1983). L’introduction du soja
au Canada fut réalisée en 1893, où il a d'abord été cultivé en Ontario, comme fourrage. Les
pays de l’Amérique du sud n’ont connu la culture du soja qu’à partir de la moitié du 19eme
siècle.
Le soja est maintenant cultivé dans toutes les régions subtropicales et tempérées du monde. Sa
culture a permis d'améliorer les régimes alimentaires de nombreuses populations rurales dans
les régions défavorisées de tous les continents.
En Algérie, et à l’instar de beaucoup de pays dans le monde, on enregistre des tentatives de
production dans quelques régions du pays (Mouhouche, 2007).
2.2.
Taxonomie et phylogénie du soja :
Le soja, soya ou soybean, a pour nom scientifique Glycine max. Il appartient à l’ordre des
fabales, famille des fabacées, à la sous- famille des papillionaceae, la tribu des Phaseoleae et
au genre Glycine (Figure 1) (Demol et al., 2002 ; Hymowitz 2004).
Figure 1 : Place du soja (soybean) dans la phylogénie des légumineuses.
(Source : Udvardi et al., 2005)
Le genre glycine se compose de quelques 280 espèces représentées par des plantes arbustives
ligneuses, herbacées vivaces et annuelles (Simon, 2005). Ces espèces sont classées en deux
sous-genres : Glycine et Soja (Tableau 1). Glycine max est inclus dans le sous genre Soja,
ainsi que Glycine soja (Demol et al., 2002 ; Hymowitz 2004).
Glycine max n’a jamais été trouvé à l’état sauvage. Les experts considèrent cette espèce
comme une dérivée de G. soja qui aurait souffert d'une réapparition (réversion) de certains
caractères spontanés (Gai 1997 ; Demol et al., 2002 ; Hymowitz 2004).
Revue bibliographique
5
Tableau 1 : les principales espèces du genre Glycine (willd).
D’après Demol et al., 2002.
Espèce
Nombre de
chromosomes
2n
Sous –genre Glycine
1. G.clandestina
2.
3.
4.
5.
6.
G. falcata
G. latifolia
G. latrobeana
G. canescens
G. tabacina
40
40
40
40
40, 80
7. G. tomentella
Sous –genre Soja
8. G soja
9. G. max
10. G. gracilis
2.3.
40
38, 40, 78, 80
40
40
40
Distribution géographique
Australie
Australie
Australie
Australie
Australie
Australie, Chine méridional, Taiwan, ile de Ryukyu, iles
du sud pacifique.
Australie, Chine méridional, Taiwan, Philippines,
Nouvelle Guinée.
Chine Taiwan, japon, Corée, Russie.
Cultivée partout dans le monde
Nord-est de la Chine
Description du soja :
Le soja est une plante herbacée annuelle. Il en existe de très nombreuses variétés de soja se
différenciant notamment par le port (dressé, grimpant ou rampant) (Anonyme 1; Demol et al.,
2002).
La plante du soja est entièrement (feuilles, tiges, gousses) revêtue de fins poils denses gris ou
bruns (Figure 2). Les tiges dressées et rigides peuvent atteindre une longueur allant de 0.3 m à
1m 80 et portent des grandes feuilles alternées composées de 3 folioles qui mesurent de 6 à 15
cm de long et de 2 à 7 cm de large. La forme des feuilles rappelle la forme générale des feuilles
de l’haricot et comme chez le haricot les deux premières feuilles sont entières et opposées
(Figure 2.D). Les feuilles tombent avant que les gousses soient arrivées à maturité (Anonyme
1; Simon, 2005 ; Anonyme 2).
Le système racinaire (Figure 2 E) du soja est du type pivotant. Il est composé d’une racine
principale et d’un grand nombre de racines secondaires. Le soja, et comme la majeure partie
des légumineuses, est capable de vivre en symbiose avec des bactéries de la famille des
rhizobiaceae. L’association se traduit par la formation du nodule, organe caractéristique de la
symbiose. Les nodules du soja (Figure 2.E) se forment 15 à 20 jours après le semi. Ils sont de
forme sphérique (Lersten et Carlson 2004 ; Mouhouche 2007).
Les fleurs, blanches ou mauves selon les variétés, de petites tailles, presque inaperçues, sont
regroupées par 3 – 15 sur des racèmes courts insères sur la tige à l’axile des feuilles (Figure
2.A). Elles sont hermaphrodites et autogames, cependant la pollinisation croisée est
parfaitement possible (Simon, 2005 ; Anonyme 2; Anonyme 1).
Revue bibliographique
6
Les fruits sont des gousses très velues qui se développent aussitôt et terminent leur maturation
après la chute des feuilles (Figure 2.B). Ils sont des légumes typiques de forme droite ou
arquée, comprimés latéralement et pubescents sur toutes leurs surfaces. Chaque gousse contient
généralement entre 2 à 5 graines globuleuses de couleur noire, marron, verte ou jaune, unies ou
mélangées (Figure 2.C) (Lersten et Carlson 2004 ; Simon, 2005; Anonyme 1). Les variétés
commerciales, le plus souvent, forment des gousses qui ne contiennent que 2 – 3 graines de
couleur jaunes (Lersten et Carlson 2004 ; Simon, 2005).
A
B
C
D
E
A – fleur de soja (Source : www.cetiom.fr). B - gosses et graines de soja (Source : www.wikipedia.fr). C – des
graines de soja (Source : www.wikipedia.fr). D – partie aérienne d’un plant de soja. E – racines et nodule de
soja (Simon, 2005)
Figure 2: Les différentes composantes d’une plante de soja.
Selon la variété, la croissance peut être déterminée ou indéterminée. Les variétés à croissance
déterminée produisent leurs inflorescences à l'apex des rameaux terminales, une fois la
croissance végétative terminée. Ces variétés sont favorisées lorsque la récolte est mécanisée.
Les variétés de croissance indéterminée produisent leurs inflorescences le long des nœuds
foliaires à mesure que la plante se développe (Simon, 2005 ; Anonyme 1).
2.4.
Les stades de développement du soja :
Le cycle végétatif du soja varie, selon que la variété soit précoce ou tardive, de 90 à 150 jours
(Anonyme 2; Simon, 2005). Il est caractérisé par les stades de développement suivants :
- Stade de germination – levée : sa duré varie de 5 à 8 jours. Ce stade correspond à la
germination des graines et la levée des plantules. Il est fortement influencé par la température
et l’humidité du sol. La température du sol pour ce stade ne doit pas être inferieur à 8 – 10 °C
(Meier, 2001 ; Mouhouche 2007).
- Stade de développement végétatif : il dure 25 – 35 jours. Ce stade est marqué par le
développement végétatif le plus important comparé aux stades restants. Ce développement
fourni une bonne assise pour une bonne fructification (Meier, 2001 ; Mouhouche 2007).
- Stade de floraison – fructification : ce stade débute 30 – 35 jours après semi et dure 35 – 45
jours, suivant les variétés. L’inflorescence débute des nœuds de la base et progresse vers le
sommet de la plante (Meier, 2001 ; Mouhouche 2007).
- Stade de maturité : ce stade dure 2 – 3 semaines. Le soja est dit mure lorsque l’humidité de la
graine attient 12 à 14 %. Des taux d’humidité supérieur à 16 % peuvent causer des problèmes
lors du stockage du soja (Meier, 2001 ; Mouhouche 2007).
Revue bibliographique
7
Lors de sont passage par les différents stades de développement, la plante de soja subie des
changements phénologiques. Ces changements constituent des stades bien déterminés. Ils sont
au nombre de onze. Ces stades tels que décries par l’échelle BBCH (pour Biologische
Bundesanstalt, Bundessortenamt et CHemische Industrie) sont résumés dans le Tableau 2.
Revue bibliographique
8
Tableau 2 : Les principaux stades phénologiques du soja.
(Source : Mouhouche, 2007)
Germination
VC Les premières feuilles unifoliées apparaissent entre les cotylédons et les
bords de leur limbe ne se touchent plus.
V1 Premier noeud.
Etalement complet des feuilles unifoliées.
V2 Deuxième noeud.
La première feuille trifoliée est développée de telle manière que les bords des
limbes ne se touchent plus.
Vn Nième noeud.
R1 Début floraison.
Une fleur est épanouie à n'importe quel noeud sur la tige principale.
R3 Premières gousses.
Une gousse a 5 mm de long sur l'un des 4 noeuds les plus élevés de la tige
principale et portant une feuille pleinement développée.
R5 Premières graines.
Une graine mesure 3 mm dans une des gousses portées par l'un des 4 noeuds les
plus élevés sur la tige principale.
R6 Une gousse contient une graine verte qui remplit la cavité sur l'un des 4
noeuds les plus élevés de la tige principale.
R6+ Généralement, fin du franchissement du seuil limite d'avortement par tous
les organes. La graine verte atteint 11 mm de long.
R7 Première gousse mûre.
Une gousse contenant au moins une graine sur la tige principale a atteint sa
couleur de maturité (marron-beige). La graine s'arrondit dans la gousse.
R8 Maturité.
95 % des gousses sont à R7 (au-delà de ce stade, 5 à 10 jours sont nécessaires
pour que l'humidité de la graine soit inférieure à 15 %). La graine est libre dans la
gousse.
Un stade phénologique est atteint lors que 50% des plantes sont à ce stade.
Revue bibliographique
2.5.
9
Ecologie de la plante :
Le soja est classé parmi les cultures relativement résistantes à la sécheresse (Mouhouche
2007). Selon la région considérée, Il peut présenter des besoins en eau de l’ordre de 250 à 450
mm sur son cycle (Bonnemort et al., 2001 ; Gigandon et al., 2005 ; Cetiom, 2009). De la levée
à la floraison, le soja résiste assez bien à la sécheresse. Les plus grands besoins en eau se font
sentir en début de la floraison et en début de la fructification. Le soja est une plante fragile, qui
craint l’excès d’humidité et qui est moyennement sensible à la salinité (Mouhouche 2007 ;
Anonyme 2).
Le soja est classé parmi les plantes de jour court mais avec un plein éclairement durant tout son
cycle. Il fleurit plus rapidement lorsque les jours sont courts ou décroissants (Mouhouche 2007 ;
Anonyme 2).
La germination du soja exige une température minimale de 10°C (Anonyme 1; Gigandon et al.,
2005 ; Mouhouche, 2007 ; Cetiom, 2009). Par contre, sa période de reproduction nécessite des
températures d’au moins 13 à 15 °C, avec un optimum de 25°C (22 à 27°C) (Mouhouche
2007). Aucune variété de soja ne résiste au gel (Anonyme 1).
A l’exception de sa sensibilité vis-à-vis du calcaire (notamment actif), le soja peut s’adapter à
différents types de sols. Toutefois, un sol profond et meuble ayant une réserve en eau
relativement élevée permet à la culture de bien se développer. En l’absence d’irrigation, les
sols à faible réserve en eau (argilo-calcaires superficiels, sables, etc.) conduisent à des
rendements faibles. Le soja préfèrent les sols neutre, il ne s’adapte pas bien dans les sols
acides, qui peuvent nécessiter des amendements calcaire (Anonyme 1 ; Gigandon et al., 2005 ;
Simon, 2005; Mouhouche, 2007 ; Cetiom, 2009).
2.6.
Production :
Durant les 20 dernières années, la production mondiale du soja a triplé, elle est passée de 70
million de tonnes métrique à plus de 200 millions de tonnes métrique (Lee et al., 2007). Le
taux d’amélioration du rendement de soja est estimé de 23 kg ha−1 ans−1. Le développement de
la production du soja est attribué à l’amélioration des variétés et des pratiques de production
(Specht et al., 1999).
Revue bibliographique
10
Figure 3 : Production mondiale en oléagineuses pour l’année (2003)
(Source : Lee et al., 2007).
Le soja est la première oléagineuse produite dans le monde, sa production représente 56% de la
production mondiale des oléagineuses pour l’année 2003 (Figure 3) (Lee et al., 2007). Plus de
80% de cette production provient du continent American. Les Etats Unis avec plus de 45% des
surfaces cultivées, contribue d’environ 50% de la production mondiale de soja (Collard et Tap,
2005 ; Lee et al., 2007). La production de soja des États-Unis est passée de 75 millions de
tonnes en 2000 à 86 millions de tonnes en 2006 (Gigandon et al., 2005), Avec le Brésil et
l'Argentine, ils assurent la plus grande partie des exportations de soja (Figure 4). L'Inde et la
Chine sont aussi des producteurs importants de soja. Toutefois la Chine, grande
consommatrice, importe elle-même du soja (Simon, 2005 ; Collard et Tap, 2005).
Chine 8%
Canada 1%
Paraguay 2%
Bolivie 1%
Autres pays 2%
Inde 3%
USA
39%
Argentine
18%
Brésil
25%
Figure 4 : Production mondiale en oléagineuses pour l’année 2005
(Source : FAOSTAT).
La production des pays de l’Union Européen en soja reste très faible comparée à celle des pays
de l’Amérique ou à celle de certain pays de l’Asie. Cette production a pu atteindre 780 000 T
en 2005. L'Italie est de loin le premier producteur européen de soja, avec plus de 518 139 T en
2004 et 553 002 T en 2005 sur des surfaces avoisinant 140 000 ha (Gigandon et al., 2005).
Revue bibliographique
2.7.
11
Importance et utilisation du soja :
L’importance du soja est due à sa nature de plante légumineuse et oléagineuse au même temps,
ainsi qu’à la qualité nutritionnelle de ses graines et la diversité de leurs produits dérivés.
Comme aliment, le soja ou « la viande des pauvre» telle que la considèrent les chinois,
constitue la première source de protéines et d’huile dans le monde (Birt et al., 2004). Ses
graines peuvent contenir de 30 à 50% de protéines de qualité du fait qu’elles apportent les 8
acides aminés indispensables (Simon, 2005 ; Collard et Tap, 2005). Elles renferment aussi 15%
à 25% d’huile de qualité. Le soja constituent une bonne source de minéraux, de vitamine B,
d’acide folique et d’isoflavones qui sont reconnue pour leur capacité à ralentir le
développement des cancers, des maladies cardiovasculaires et de l’ostéoporose (Wilson, 2004 ;
Simon, 2005 ; Collard et Tap, 2005).
Les graines sèches sont utilisées de divers façons pour l’alimentation humaine (Tableau 3) :
telle quelles, réduites en farine, sous forme de préparations divers (sauces, soupe, galettes,
etc.…) ; sous forme de lait frais ou condensé, sous forme de fromage, sous forme de café,
etc.… (Anonyme 2 ; Lee et al., 2007).
L’huile de soja sert à préparer (Tableau 3) : les margarines, des graisses, de l’huile de table,
des vernis, des peintures, des savons, des laques, de l’encre d’imprimerie, de la glycérine, des
lubrifiants, des huiles siccatives, des huiles d’éclairage, etc.… grâce à la lécithine qu’elle
contient (Anonyme 2 ; Lee et al., 2007 ).
Pour l’alimentation animale, les tourteaux, qui sont les résidus d’huilerie, contiennent une
grande proportion de protides (35-40%) (Anonyme 2).
En agriculture et du faite de sa grande capacité à fixer l’azote (80% de ses besoin), le soja
contribue à la baisse des quantités d'engrais de synthèse apportées dans la rotation. En raison
de son effet bénéfique sur la structure du sol, il offre la possibilité de réduire le nombre de
passages pour la préparation de la culture qui suit. La durée du cycle de soja permet de limiter
les maladies et les parasites qui se conservent ou qui se développent dans le sol, elle permet
aussi de rompre le cycle de certaines mauvaises herbes et de contrôler celles qui sont difficiles
à détruire dans d’autres cultures. En fin, le soja est une culture qui nécessite très peu de
traitements anti-parasitaires contre les maladies ou les ravageurs (Cetiom, 2009).
Revue bibliographique
12
Tableau 3 : Les différentes utilisations du soja.
(Source: Lee et al., 2007)
Revue bibliographique
3.
13
Le partenaire microbien :
Les Rhizobia ou BNL forment un groupe de bactéries qui se distinguent des autres par leurs
aptitudes à établir des relations symbiotiques avec diverses espèces de la famille des fabacées.
Cette relation symbiotique leurs donne la capacité de reconnaître, infecter et former des
nodules, organe fixateurs d’azote, sur les tiges ou les racines de ces plantes (De lajudie et al.,
1994). Malgré cela, une large population de rhizobiums non symbiotiques peut exister dans le
sol ou dans la rhizosphère des plantes légumineuses (Segovia et al., 1991 ; Sullivan et al.,
1996 ; Shamseldin, 2007).
Outre le sol, les BNL peuvent exister comme des cellules viables dans l’eau où ils sont
capables d’infecter et de noduler des légumineuses aquatiques telles que Aeschynomene spp. et
Sesbania spp. (Chaintreuil et al., 2000 ; Wang et Martinez-Romero, 2000).
Récemment, des BNL ont été identifiés comme endophytes de plusieurs plantes non
légumineuses telles que le mais, le riz et le blé (Ueda et al., 1995 ; Engelhard et al., 2000).
D’autres, ont été reconnues comme des endophytes pouvant promouvoir le développement des
plantes (PGPR) qui leurs sont associées (Reinhold-Hurek et al., 1993; Riggs et al., 2001;
Estrada et al., 2002 ; Coenye et al., 2003).
La contribution annuelle des BNL à la fixation biologique d’azote est estimé à 180 × 106
tonnes /an ce qui correspond à une économie de ressource de l’ordre de 160– 180 billions de
dollars américain et ce qui représente aussi 65% du nitrogène utilisé en agriculture à travers le
monde (Sahgal et Johri, 2003).
En plus de leur rôle dans la fixation symbiotique de l’azote, dans l’amélioration des pratiques
agricoles et comme PGPR, les rhizobia ne cessent de trouver de nouveaux domaines
d’application. En effet, la souche de Rhizobium etli G 12 est utilisée en agriculture pour luter
contre certains nématodes de la pomme de terre, cette bactérie est capable d’induire une
résistance chez la pomme de terre contre ces nématodes (Reitz et al., 2000). Une autre souche
de Bradyrhizobium sp. ORS 278 est utiliser pour l’extraction de la canthaxanthine, un pigment
photosynthétique qu’elle produit et qui est utilisé dans l’industrie agroalimentaire,
pharmaceutique et cosmétologique pour ses propriétés colorantes et photo-protectrices
(Chaintreuil et al., 2000).
3.1. Caractéristiques générales des BNL :
Les rhizobia constituent 0.1 à 8.0 % de la flore bactérienne du sol, soit 0.01 à 0.14% de sa
biomasse (Bottomley, 1992; Schortemeyer et al., 1997).
A l’état libre, les rhizobiums sont des bactéries aérobies, en forme de bâtonnets à coccobacille
de 0.6 à 0.8 μm de large sur 1 à 4 μm de long (Figure 5.B) (Dommergues et Mangenot, 1970).
Ils sont Gram négatif, non sporulantes et mobile grâce à la présence d’un ou de plusieurs
flagelles (Colwell, 1970 ; Jordan, 1984). Une fois dans le nodule, les rhizobiums se
transforment en bactéroïdes (Figure 5.A), cellules avec une taille dix fois plus grandes, et
perdent leur forme de bâtonnet pour acquérir une forme en X, Y ou T (Dommergues et
Mangenot, 1970).
Les bactéries de la famille des rhizobiaceae, cultivées sur milieu synthétique, forment des
colonies de couleur blanche ou beige, circulaires, convexes, généralement translucides, élevées
et mucilagineuses avec un diamètre de 1 à 4 mm après 3 à 7 jours d’incubation sous conditions
optimales (Figure 5.C) (Dommergues et Mangenot, 1970 ; Jordan, 1982, Jordan, 1984).
Revue bibliographique
14
A
B
C
Figure 5: Les aspects microscopique et macroscopique des rhizobia.
A – Les rhizobia sous forme de bactéroïde vu au microscope électronique (Source : Dommergues et Mangenot,
1970). B –Forme de Bradyrhizobium japonicum à l’état libre vu au microscope électronique (Source : Sadowsky
et Graham, 2006). C – Aspect des colonies de Rhizobium sur milieu YEM gélosé (Source : Sekkour, 2008).
Les rhizobia sont des bactéries mésophiles qui peuvent se développer à des températures se
situant entre 10°C et 37°C avec une température optimale de 28 °C (Graham, 1992). Toutefois,
il existe des souches qui tolèrent des températures de l’ordre de 40, 42 et 45°C (Shamseldin,
2007 ; Ruiz-Díez et al., 2009). Aussi, Karanja et Wood (1988) ont montré que quelques
souches de Rhizobium phaseoli peuvent tolérer des températures de 45°C à 47°C.
Les rhizobia sont des bactéries neutrophiles, leur optimum de pH se situe entre 6.5 à 7
(Dommergues et Mangenot, 1970). Ce pendant, ils peuvent tolérer des pH allant de 4 à 9
(Graham, 1964 ; Jordan, 1984). Certaines souches de rhizobia peuvent même supporter et
survivre dans un pH de l’ordre de 3,5 (Yadav et Vyas, 1973).
Une espèce donnée de Rhizobia est caractérisée par une spécificité relative vis-à-vis d’un
spectre de plantes hôtes (Burton, 1967).
Les rhizobia n’acquièrent en général leur capacité à fixer l’azote atmosphérique qu’au sein des
nodules à l’exception de Bradyrhizobium et Azorhizobium (Peret, 2007).
3.2. Taxonomie des BNL :
Les rhizobia furent isolés pour la première fois par Beijerinck qui nomma la bactérie qu’il isola
Bacillus radicicola. Ces bactéries furent par la suite renommée Rhizobium (Sahgal et Johri,
2003). La première classification des rhizobia a été réalisée sur la base des groupes
d’inoculation croisée, elle comportait un seul genre, le genre Rhizobium avec six espèces : R.
leguminosarum, R. meliloti, R. trifolii, R. phaseoli, R. lupini et R. japonicum. (Zakhia et al.,
2001 ; Sahgal et Johri, 2003).
Sur la base de la vitesse de croissance in vitro, les rhizobiums ont été ensuite reclassés en deux
groupes : groupe des bactéries à croissance rapide et celui des bactéries a croissance lente. Les
deux groupes faisaient toujours partie du genre Rhizobium (Sahgal et Johri, 2003). En 1982,
Jordan sépara les deux groupes dans deux genres : le genre Rhizobium correspondant aux
souches à croissance rapide et le nouveau genre, Bradyrhizobium, pour les souches à
croissance lente. Le genre Bradyrhizobium ne contenait qu’une seule espèce B. japonicum
isolée à partir de Glycine max (Zakhia et de lajudie, 2001 ; Sahgal et Johri, 2003).
Revue bibliographique
15
Par la suite, Norris (1965) observa que les deux genres différés dans leurs affinités
symbiotiques, les rhizobia étaient associés aux légumineuses des régions tempérées tandis que
les bradyrhizobia étaient associées aux légumineuses des régions tropicales (Sahgal et Johri,
2003). L’isolement de rhizobiums associés aux légumineuses non-prises en compte auparavant
et les nombreuses exceptions que ça à engendrer ont conduit au bouleversement de la
taxonomie des Rhizobiaceae et à la recherche de nouveaux critères à prendre en compte pour la
description de nouveaux taxa. C’est ainsi qu’il a été proposé l’utilisation de la taxonomie
polyphasique (Graham et al., 1991 ; Vandamme et al., 1996) basée sur des techniques
moléculaires (phylogénétiques, phénotypiques et génotypiques) qui puisent les informations à
des niveaux cellulaires différents (ADN, ARN, protéines…) pour définir les nouveaux groupes
(Zakhia et de Lajudie, 2006).
La combinaison de ces techniques a révélé à la fois des diversités génétiques au sein de
groupes bactériens qui avaient été considérés comme homogènes et des relations entre des
groupes très éloignés.
Selon la classification actuelle (Tableau 4), les rhizobia, ou BNL, forment un groupe de
bactéries qui sont caractérisées par une diversité génétique et une hétérogénéité physiologique
très importantes (Rice et al. 1994; Parker 2002). En effet, des bactéries appartenant à différents
genres et classes taxonomiques sont actuellement connues pour leur capacité symbiotique.
Ainsi, le genre Rhizobium, Sinorhizobium, Mesorhizobium, Ochrobactrum, Allorhizobium,
Azorhizobium, Methylobacterium, Bradyrhizobium, Blastobacter, Devosia (classe des αprotéobactéries), Burkholderia et Ralstonia (classe des β protéobactéries) (Garrity et al., 2004)
ainsi que certaines δ-protéobactéries (Benhizia et al., 2004), forment actuellement l’ensemble
des bactéries connues comme symbiotes de légumineuses (Weir, 2006).
Revue bibliographique
16
Tableau 4 : La taxonomie des BNL (Bactéries Nodulant les Légumineuses) (Merabet, 2007).
Rhizobium
R. leguminosarum
R. tropici
R. etli
R. hainanense
R. gallicum
R. mongolense
R. galegae
R. giardinii
R. huautlense
R. indigoferae
R. sullae
R. loessense
R. yanglingense
R. daejeonense
R. lusitanum
R. cellulosilyticum
R. undicola
Mesorhizobium
M. loti
M. huakuii
M. ciceri
M. tianshanense
M. mediterraneum
M. plurifarium
M. amorphae
M. chacoense
M. temperatum
M. septentrionale
M. thiogangeticum
Ensifer (Sinorhizobium)
E. meliloti
E. fredii
E. xinjiangense
E. sahelense
E. terangae
E. medicae
E. saheli
E. kostiense
E. morelense
E. americanum
E. arboris
E. kummerowiae
E. adhaerens
E. mexicanum
E. abri
E. indiaense
Frank, 1889
Frank, 1889; Jordan, 1984
Segovia et al., 1993; Hernandez-Lucas et al.,
1995 Wang et al., 1999a
Chen et al., 1997
Amarger et al., 1997
Van Berkum et al., 1998
Lindström, 1989
Amarger et al., 1997
Wang et al., 1998
Wei et al., 2002
Squartini et al., 2002
Wei et al., 2003
Tan et al., 2001
Quan et al., 2005
Valverde et al., 2006
García-Fraile et al., 200
de Lajudie, 1998; Young et al., 2001
Jarvis et al., 1982
Chen et al., 1991
Nour et al., 1994
Chen et al., 1995
Nour et al., 1995
de Lajudie et al., 1998a
Wang et al., 1999b
Velasquez et al., 2001
Gao et al., 2004
Gao et al., 2004
Ghosh et Roy, 2006
Young, 2003.
Young, 2003
Scholla et Elkan, 1984; de Lajudie
et al., 1994
Chen et al., 1988
de Lajudie et al., 1994
de Lajudie et al., 1994;Trüper et de
Clari, 1997
Rome et al., 1996
Wang et al, 2002; Young, 2003
Nick et al., 1999
Wang et al., 2002
Toledo et al., 2003
Nick et al., 1999
Wei et al., 2002
Casida, 1982
Lloret et al., 2007
Ogasawara et al., 2003
Ogasawara et al., 2003
Revue bibliographique
Allorhizobium
A. undicola
Devosia
Devosia neptuniae
Azorhizobium
A. caulinodans
A. sp.
A. doebereinerae
Bradyrhizobium
B. japonicum
B. elkanii
B. liaoningense
B. yuanmingense
B. betae
B. canariense
B. sp.
Blastobacter
B. denitrificans
Methylobacterium
M. nodulans
Burkholderia
B. sp.
B. caribensis
B. cepacia
B. tuberum
B. phymatum
B. mimosarum
Cupriavidus (Ralstonia)
C. taiwanensis
Ochrobactrum
Ochrobactrum sp.
Ochrobactrum lupini
Herbaspirillum
Herbaspirillum lusitanum
Phyllobacterium
P. lupini
P. trifolii
17
de Lajudie et al., 1998b
de Lajudie et al., 1998b
Rivas et al., 2003
Dreyfus et al., 1988
Rinaudo et al., 1991
Moreira et al., 2006
Jordan, 1982
Kirchner, 1896; Jordan, 1984
Kuykendall et al., 1992
Xu et al., 1995
Yao et al., 2002
Rivas et al., 2004
Vinuesa et al., 2005c
Jordan, 1982 ; Dupuy et al., 1994 ; Alazard,
1985; Young et al., 1991
van Berkum et Eardly, 2002
Sy et al., 2001; Jourand et al., 2004
Moulin et al., 2001
Vandamme et al., 2003
Vandamme et al., 2003
Chen et al., 2006
Chen et al., 2001; Vaneechoutte et
al., 2004
Ngom et al., 2004
Trugillo et al., 2005
Valverde et al., 2003
Valverde et al., 2005
Mantelin et al., 2006
P. ifriqiense
Mantelin et al., 2006
P. leguminum
Gamma-Proteobacteria
Mantelin et al., 2006
Benhizia et al., 2004
Revue bibliographique
4.
18
Taxonomie des bactéries nodulant le soja :
Les premiers symbiotes du soja furent décrits pour la première fois par Fred et al., (1932). Et
comme tous les rhizobia de ce temps, Ils furent classés sous le genre Rhizobium ou ils étaient
représentés par une seule espèce R. japonicum. Ces bactéries se distinguaient des autres
membres de ce genre par leur vitesse de croissance lente et leur capacité à produire une
réaction d’alcalinisation en milieu synthétique. Elles furent par la suite reclassées par Jordon en
1982, dans un nouveau genre Bradyrhizobium. En 1981, Hollis et al démontrent que le groupe
des Bradyrhizobium était hétérogène et représentait trois groupes d’homologie ADN : ADN ;
groupe I, groupe Ia et groupe II. Pour le groupe II, et qui différait de l’espèce Bradyrhizobium
japonicum, Kuykendall et al 1992, ont créé une nouvelle espèce B. elkanii. D’autre souches,
d’une croissance très lente (temps de génération variant de 16 à 24 heures), isolées des nodules
de Glycine .max et Glycine soja, ont été rassemblées sous une nouvelle espèce Bradyrhizobium
liaoningense (Xu et al., 1995).
En parallèle, en 1982 on a pu isoler des bactéries à croissance rapide à partir des nodules de
soja et aussi à partir du sol de la République Populaire de Chine (Keyser et al. 1982). Ces
bactéries à croissance rapide ont été classées sous le genre Rhizobium où elles étaient
représentées par l’espèce R. fredii jusqu’à ce que Chen et al. 1988, proposent de les transférer
dans un nouveau genre, Sinorhizobium, avec deux espèces S. fredii et S. xinjiangensis. À partir
de l’espèce S. fredii, Scholla et Elkan, (1984) ont pu distinguer, par des tests de sérologie et
d’hybridation ADN / ADN, deux chémovars : fredii et siensis. Récemment on a proposé de
changer le genre Sinorhizobium au genre Ensifer (Young 2003). Au début, on considérait E.
fredii comme une espèce spécifique des lignées de soja asiatiques (Keyser et al. 1982; Stowers
et Eaglesham 1984; Devine 1985), mais plus tard on a démontré que plusieurs variétés
provenant de l’Amérique du nord et du Brésil étaient capables de former des nodules effectifs
avec ces bactéries (Balatti et Pueppke 1992; Chueire et Hungria 1997).
En 1995, d’autres souches de rhizobiums à croissance rapide ont été isolées à partir des
nodules de soja dans la province de Xinjiang en Chine (Chen et al., 1995). Ces souches
faisaient partie d’un ensemble de souches très rapprochées qui se distinguaient des autres par
une flagellation polaire ou sub- polaire ; par une croissance intermédiaire entre celles à
croissance rapide et celles à croissance lente et par la séquence de l’ADNr 16S. Ces souches
ont été, de ce fait, classées dans le genre Mesorhizobium et une nouvelle espèce, M.
tianshanense, leur a été spécialement crée (Chen et al., 1995).
Récemment, des chercheurs ont pu isoler, à partir des sols du Brésil et à l’aide de variétés de
soja asiatiques et modernes, des souches à croissance rapide. Ces souches Analysées par deux
techniques ; rep-PCR (ERIC and REP) et RAPD et après séquençage de l’ARN 16S ont
indiqué une grande diversité génétique. Cependant, aucune de ces souches ne présentait une
similarité avec Sinorhizobium (Ensifer) fredii. La majorité de ces souches présentaient une
identité de 99% à 100% avec des souches de Rhizobium tropici et des souches de Rhizobium
des espèces génomique Q. Une souche était similaire à la souche Rhizobium sp. OR 191, et
deux autres fortement ressemblantes à Agrobacterium spp. (Hungria et al., 2006).
Revue bibliographique
5.
19
Processus de la symbiose Rhizobium soja:
Les conditions requises pour la mise en place de la symbiose sont une faible teneur en azote du
sol et une photosynthèse active pour assurer une source suffisante d’énergie (Peret, 2007).
Le processus d’une symbiose fixatrice d’azote se traduit par la capacité des rhizobiums à
induire la formation de nodosités au niveau des racines ou des tiges d’une plante hôte
particulière (El-hilali, 2006). En fait, la formation de nodosités survient quand les rhizobiums
pénètrent leurs hôtes d’une manière strictement coordonnée et contrôlée. Les exigences
génétiques de la reconnaissance spécifique sont partagées entre le rhizobium et la plante hôte.
Chacun des deux partenaires possède des gènes qui ne sont exprimés que dans la présence de
l’autre (Djordjevic et al., 1987).
5.1.
Pré- infection :
La rhizosphère des plantes légumineuses est marquée par la présence de nombreuses molécules
carbonées (sucres, acides organiques, hormones, vitamines et substances phénoliques) qui
proviennent des exsudations, sécrétions, ou de l’autolyse des vieilles cellules des racines. La
disponibilité et la facilité du métabolisme de ces composés conduisent à l’enrichissement de la
population microbienne de cette rhizosphère. Pour contrôler cette population, la plante produit
et largue dans ses exsudas d’autres composés qui exercent des pressions sélectives sur la
communauté microbienne, ils permettent la croissance des rhizobiums de manière sélective
(Figure 6.a) (Savka et al., 2002). Les rhizobia sont, en suite, attirés vers les poils racinaires par
le chimiotactisme d’une large gamme de substances exsudées par la racine (Figure 6.b) (Kape
et al., 1991). Les flavonoïdes, présents dans les exsudats racinaires, induisent l’expression des
gènes nod bactériens qui gouvernent la production des facteurs Nod (Kosslak et al., 1987;
Krishnan et Pueppke, 1991). Les facteurs Nod induisent des événements conduisant à la
déformation des poils racinaire (Mylona et al., 1995; Gehring et al., 1997; Diouf et al., 2003).
5.2.
Infection :
L’infection débute juste après que le rhizobium s’adsorbe au poil racinaire sous l’action
stimulante de la lectine (Lodeiro et al., 2000). Le poil se recourbe et forme une sorte de boucle
tout autour de la bactérie (Figure 6.c). L’hydrolyse de la paroi cellulaire du poil absorbant
permet la pénétration du rhizobium par invagination de la membrane plasmique. Celle-ci forme
alors une structure tubulaire connue sous le nom de cordon d’infection (Figure 6.d) (Hirsch,
1992). Parallèlement, les cellules du cortex racinaires subissent des divisions rapides pour la
formation d’un primordium nodulaire (Figure 6.e) (Vance et al., 1998). Les cordons
d’infection atteignent le primordium nodulaire et y relâchent les bactéries par un phénomène
ressemblant à l’endocytose (Bassett et al., 1977). Les bactéries se trouvent alors entourées par
une membrane qui dérive de l’hôte, la membrane péribactéroidale qui protège les bactéries des
molécules de défenses de l’hôte. Dans ces unités fermées appelés symbiosomes (Roth et
Stacey, 1989), les bactéries commencent à se différencier en bactéroides (Figure 6.f).
Le processus d’infection du soja par les bactéries du genre Bradyrhizobium est de type
intercellulaire. L’infection se fait généralement au niveau de passages libérés par l’émergence
des racines latérales ou adventives, ou bien parfois directement à travers la lamelle moyenne
entre deux cellules du rhizoderme (Figure 6.c) (Pawlowski et Bisseling, 1996 ; Boogerd et van
Rossum, 1997). Les rhizobia progressent ensuite vers le primordium nodulaire de manière
intercellulaire ou deviennent intracellulaires en formant des cordons d’infection.
Revue bibliographique
Formation du
cordant
d’infection
20
cc
d
Infection par voit intercellulaire
ou intracellulaire
e
Formation du
primordium nodulaire
b
Adsorption du rhizobium sur
la racine et le poil absorbant
f
Cellules racinaires après
infection
a
g
h
Multiplication du
rhizobium
Formation des nodules
Nodule fonctionnel
a, b, c, d, e, f : taille microscopique.
g, h : taille réelle.
Figure 6 : Les étapes du processus de la symbiose rhizobium – Soja.
(Krishnan et Bennett, 2006)
Revue bibliographique
5.3.
21
Développement du nodule :
Lors de l’infection, le cordon d’infection continue à pénétrer à travers les couches cellulaires
dans la zone méristématique active jusqu’aux cellules les plus internes. L’apparition continue
de bactéries dans les cellules s’accompagne de l’augmentation de la dimension de l’ébauche
nodulaire (Beringer et al., 1979) et de l’induction de la dédifférenciation et de la division des
cellules du cortex (Foucher et Kondorosi, 2000). Les nodules du soja (Figure 6.g) sont de type
déterminé (Hadri et al., 1998). Ils sont formés à partir du cortex externe. L’activité
merstimatique dans ce type de nodule cesse tôt et la croissance en longueur du nodule est
limitée. Une croissance en épaisseur a lieu par hypertrophie des cellules corticales et
l’apparition de nouvelle cellules infectée a lieu par division de cellules contenant déjà des
Rhizobia (Newcomb, 1981; Rolfe et Shine, 1984). Ce processus de formation se traduit par une
forme sphérique et un état de différenciation identique pour toutes les cellules (Hadri et al.,
1998).
5.4.
Mise en activité du nodule :
En plus de son exigence en matière d’énergie, la fixation symbiotique d’azote est un processus
hautement sensible à l’oxygène. La nitrogénase, enzyme clé du processus, est désactivé et la
transcription des gènes qui la code est bloquée par l’oxygène. De ce fait, la mise en place du
processus de fixation d’azote requiert la protection de la nitrogénase. Une protection qui est
assurée par la léghemoglobine (Figure 6.h), protéine secrétée par la plante et qui joue un rôle
dans le transport de l’oxygène en maintenant une forte pression du O2 dans le cytoplasme des
cellules racinaires de la plante pour la phosphorylation oxydative et en fournissant un niveau
bas soutenu d’oxygène aux bactéroides (Verma et Long, 1983).
L’activation du processus de fixation d’azote passe aussi par l’activation, par la noduline, de
l’expression des gènes nif, fix, etc. qui codent pour la synthèse de différents enzymes de la
fixation comme la nitrogénase, l’uricase, le glutamate déshydrogénase, la glutamine
synthétase, etc.
A la réunion des conditions et des équipements enzymatique nécessaires, la nitrogénase devient
active et catalyse la réduction du N2 en NH4 +. Le N2 fixé est converti en glutamate, glutamine,
aspartate, asparagine etc. qui seront transportés dans la sève du xylème de la plante. Une
abondance de composés carbonés est fournie en retour aux bactéroides.
6.
Inoculation des légumineuses:
L’inoculation est l’introduction de microorganismes spécifiques au sol. Dans le cas des
légumineuses, il s’agit des souches de Rhizobium qui permettent à la légumineuse de fixer
efficacement l’azote atmosphérique.
Les premières tentatives d’inoculation étaient simples, elles étaient réalisées en transférant des
quantités de sol des sites ou la légumineuse en culture était capable de former des nodules
effectifs aux sites ou on envisageait d’introduire la légumineuse (Fred et al., 1932 ; Walley et
al., 2004).
L’utilisation des cultures pures de rhizobiums pour l’inoculation des légumineuses n’est
devenue possible qu’après les travaux de Hellriegel et Beijerinck qui ont pu isoler et cultiver
des souches pures de rhizobiums qu’ils ont utilisés, par la suite, pour l’inoculation de
légumineuses (Perret et al., 2000). Peut de temps après, les premiers inocula furent disponibles
sur le marché européen et les fermiers les utilisaient pour l’inoculation de leurs légumineuses
(Guthrie, 1896).
Revue bibliographique
6.1.
22
Pour quoi doit-on inoculer?
Telle que mentionné précédemment, les légumineuses sont des plantes d’une importance
majeure pour l’agriculture, l’alimentation humaine et animale, la préservation des écosystèmes,
l’économie et industrie. Elles doivent une grande part de leur importance à leur qualité de
plantes fixatrices d’azote, L’établissement et la réussite de leur culture dépendent fortement de
la qualité de la flore symbiotique, son importance, son infectivité et son efficacité à fixer
l’azote atmosphérique. L’inoculation permet d’assurer la présence d’une bonne souche
fixatrice d’azote dans le sol à un nombre suffisant et au bon moment (Dawson, 1970).
D’un point de vu économique, on inocule pour améliorer le rendement (qualité et quantité) et
prévenir les diminutions de rendement et de revenu que peut causer un déficit en azote,
L’inoculation inutile ou la sur inoculation cause nettement moins de problèmes que l’absence
d’inoculation quand elle est nécessaire (Herridge, 2008).
6.2.
Quand doit-on inoculer?
Au début, on croyait que l’inoculation ne devait être appliquée qu’aux sols ou le rhizobium
approprié à la légumineuse envisagée était absent. On croyait aussi que l’inoculation d’un sol,
ou la légumineuse a déjà été cultivée et ou elle a présenté un bonne développement, aura peu
ou pas d’intérêt (Guthrie, 1896). Plus tard, Allen et Allen (1961) ont pu définir quatre critères
pour l’application de l’inoculation : i) Quand, lors des rotations, la légumineuse succédait à une
plante non légumineuse ; ii) Une mauvaise nodulation lors de la dernière culture de la
légumineuse envisagée ; iii) Lors que ni la légumineuse envisagée ni aucune légumineuse du
même groupe d’inoculation croisée ne figure dans l’historique proche de la parcelle ; iv) Quant
la terre est pauvre. Mais, la définition du besoin d’inoculation ne pouvait pas être aussi simple.
Actuellement, pour procéder à l’inoculation on doit vérifier les points suivants:
- L’apparence ou l’état physique de la légumineuse reflètent la présence ou l’absence des
souches effectives :




si la légumineuse est robuste, verte et ses racines sont nodulées, et la couleur des
nodules est rouge ou rose on déduit qu’une population rhizobienne efficiente est
présente dans le sol.
si la plante est jaune, non vigoureuse mais dont les racines sont bien nodulées et les
nodules sont de couleur rouge ou rose, on suppose que la croissance de la plante est
affectée par des facteurs environnementaux adverses tels que le pH.
Si la légumineuse est non vigoureuse et ses racines sont nodulées et les nodules sont de
couleur blanche, on suppose que les souches sont infectives et non efficientes.
En fin, Si la légumineuse est non vigoureuse et ses racines sont non nodulés, on
suppose que les souches spécifiques à la plante sont absentes ou que leurs nombre est
insuffisant.
En plus des renseignements que fourni la présence ou l’absence des nodules, leur taille et leur
nombre constituent aussi des critères d’évaluation de l’abondance des rhizobia du sol. Selon
Beunard, 2006 (communication personnel), la présence d’un nombre important de nodules de
grande taille, condensés au sommet de la racine principale prouve l’abondance des souches.
L’absence ou la faible concentration de la population rhizobienne spécifique à la plante hôte,
cause souvent une nodulation retardée. Dans les deux derniers cas, une inoculation est
nécessaire, cette dernière doit contribuer au bon développement de la plante (Cleyet – Marel,
1988).
Revue bibliographique
23
- Le facteur limitant est l’azote : il faut prouver que la croissance de la légumineuse est
affectée par la faible concentration d’azote dans le sol et non pas par des facteurs écologiques
tel que la température, ou par les propriétés du sol, ou autre carences, telle que la carence en
phosphore.
Les effets des carences et des conditions écologiques peuvent être mis en évidence par des
simples analyses du sol ou par des essais de culture sous conditions contrôlés. Les carences en
azote et la non-effectivité des souches sont, en général, mises en évidence via des tests
d’inoculation et de fertilisation, les cultures inoculées ou fertilisés sont comparées à des
témoins non inoculés. Ce genre de test peut aussi être utilisé pour évaluer l’efficacité des
souches utilisées pour l’inoculation (Herridge, 2008).
7.
Inoculation du soja :
Le soja, Glycine max, est l’une des légumineuses les plus importantes, sa culture occupe
actuellement plus de 76 millions d’hectares repartis dans les cinq continents. La culture du soja
s’est répandue dans le monde avant que sa capacité à fixer l’azote atmosphérique ne soit
connue. L’introduction du soja se faisait, de ce fait, par l’introduction des graines et leurs
cultures sans que celles ci ne reçoivent aucune inoculation (Pueppke, 2005).
L’inoculation du soja, comme celle des autres légumineuses, n’a commencé qu’après les
travaux de Hellriegrl et Willfarth en 1888 (fred et al., 1932). Les premières tentatives se
faisaient par le transfert de petites quantités de sol des régions ou le soja est cultivé vers les
régions ou on désirait l’introduire. L’inoculation proprement dite du soja a commencé 7 ans
après les travaux de Hellriegrl et Willfarth en 1888 suite à l’isolement du B. japonicum, son
rhizobium associé (Pueppke, 2005).
La production d’inoculum s’est accompagnée du développement d’importants programmes
pour la sélection de souches de rhizobium performantes. L’un des plus importants programmes
est le programme établi par le Brésil, ce programme a commencé par la sélection des souches
performantes à partir des souches importées. Actuellement ce programme a changé et vise
plutôt à la sélection de souches performantes à partir des souches adaptées obtenues du soja
local après des années de leur introduction (Herridge et al., 2005).
Les programmes de sélection visent à la sélection de souches effectives avec la plante cible.
Les souches destinées à l’inoculum doivent en plus des propriétés symbiotiques présenter un
certain nombre de caractéristiques :
Les souches doivent être compétitives avec les souches indigènes. De nombreuses études
rapportent que les inocula appliquées aux sols contenants une faible population rhizobienne
donnent de meilleurs rendements que lorsqu’ils sont appliqués à des sols de population
rhizobienne plus importante (Ham, 1978 Ellis et al., 1984;.Thies et al., 1991; Date, 1991)
Les souches d’inoculum devaient être résistantes à l’action létale de divers facteurs physiques
(température élevée, dessiccation), chimiques (pH, substances toxiques dont les produits
fongicides) et biologiques (phages). Woomer et al., (1992) rapportent que le nombre des
rhizobia nodulant le soja introduit par inoculation diminue avec le temps, la persistance de ces
bactéries est largement influencée par le climat et le pH du sol, leur nombre est positivement
influencée par les précipitations et diminue sous l’effet des hautes températures et l’acidité des
sols.
Revue bibliographique
24
Elles doivent entre autre avoir un niveau d’adaptation important du niveau de fertilité du sol, il
a été démontré que certaines souches sont plus aptes que d’autres à la fixation en présence de
fortes doses d’azote combiné ou dans des sols carencés en potassium.
Les souches doivent aussi être persistantes dans le sol et avoir un bon taux de survie pendant la
préparation de l’inoculum et dans le sol. Hume et Blair (1992) rapportent que la nodulation du
soja est directement proportionnelle au nombre de rhizobia apporté par l’inoculum, avec les
inocula fournissant moins de 103 rhizobium/graine aucune nodulation n’est observée,
cependant, avec les inocula fournissant plus de 105 rhizobium/graine les auteurs ont observé
une nodulation importante et une augmentation significatif du rendement.
Pour leur commercialisation, les inocula se présentent sous trois formes : solide, liquide ou
lyophilisés. Les plus utilisés sont les inocula sous forme solide, notamment ceux utilisant un
support de tourbe. D’autres inclus dans des billes d’alginate sont également efficaces.
Brockwell et al., 1980, ont démontré que les nombre de rhizobia délivrés au sol par un
inoculum granulé est 70 fois plus importantes que celui apporté par les meilleurs inocula à
graine. Le plus important dans le choix du support de l’inoculum est celui qui permet de
maintenir le plus grand nombre de cellules vivantes.
Enfin, il est très important de vérifier l’innocuité de l’inoculum avant son application dans le
sol et l’absence de contaminants. Les enquêtes sur la qualité d’inoculums de Rhizobium
formulés sur tourbes sont inquiétantes (Olsen et al., 1995). Sur 40 échantillons prélevés dans
des lots non périmés vendus au Canada par des compagnies américaines, 39 contenaient
davantage (des fois jusqu’à 1000 fois plus !) de contaminants que des cellules de Rhizobium.
Plusieurs de ces contaminants étaient fortement inhibiteurs des rhizobia in vitro et l’un d’eux
Pseudomonas aeruginosa, était une bactérie potentiellement pathogène pour l’homme. La
réglementation à ce sujet est stricte est exige un contrôle de qualité (Merabet, 2007).
CHAPITRE III
MATERIEL & METHODES
Matériel & méthodes
1.
25
Matériel :
1.1.
Inoculum et isolats bactériens:
L’inoculum utilisé au cours de cette étude est nodular-L® produit par SERBIOS aux USA et
importé par le groupe industriel KHARBOUCHE. C’est un inoculum liquide à base de souches
de Bradyrhizobium japonicum (2×109 cell/ml).
Les isolats ayant fait l’objet de l’étude bactériologique proviennent des nodosités prélevées sur
les racines du soja inoculé, âgé de 3 mois, récolté lors de l’étude des effets des sols et de
l’inoculation.
1.2.
Matériel végétal :
Les graines de deux variétés de soja ont été utilisées au cours de cette étude (Figure 7), il s’agit
de :


La variété (V1) : Oued Smar (fournie par l’Institut Technologique des Grandes Cultures
de Oued Smar).
La variété (V2): Glycine max cultivar Alidor (importée des USA et fournie par le Groupe
Industriel KHARBOUCHE).
Variété Alidor
Variété Oued Smar
Figure 7 : Variétés utilisées.
1.3. Sols:
Les sols utilisés proviennent de trois sites différents situés tous au Nord Ouest de l’Algérie
(Figure 8). Ces sites correspondent à des localités ou les légumineuses sont couramment
cultivées :



S1 : Ain Temouchent ;
S2 : Station ITGC de Sidi Bel Abbès ;
S3 : Tessala.
La quantité de sol collectée de chaque site a été de 110 Kg et le transfert des sols du site de
collecte vers l’unité INRAA de Sidi Bel Abbès a été effectué dans des sachets en plastique de 25
Kg de capacité.
Matériel & méthodes
26
S3:
Tessala
S1:Ain
Temouchent
N
O
E
S
S2: Station
ITGC
0
4.3
8.6
12.9km
Figure 8: Localisation géographique des sites de prélèvement des sols.
(Source : Encarta 2009)
2.
Méthodes :
2.1.
Analyse des sols : (voir Annexe 3)
L’analyse du sol représente une étape importante dans la détermination des caractéristiques
édaphiques relatives à chaque site de collecte.
2.1.1. Analyse granulométrique : (méthode à la pipette de Robinson)
L’analyse granulométrique (Annexe 3.A) permet de connaître, sous une forme pondérale, la
répartition des particules minérales de moins de 2 mm de diamètre selon des classes de grosseur.
C’est une opération qui nécessite la dissociation complète des particules de l’échantillon du sol.
Elle est fondue sur la relation existante entre la taille des particules et les propriétés physiques de
la suspension du sol. En effet, selon la loi de stock, plus une particule est grosse plus elle tombe
vite dans l’eau. Pour les particules de diamètre inferieur à 50 µm, des prélèvements à différents
intervalles de temps permettent de récupérer les particules restant en solution (Pansu et
Gautheyrou 2003).
Les fractions des particules de diamètre supérieur à 50 µm sont déterminées par tamisage, après
lavage des fractions fines déterminées par sédimentation (Pansu et Gautheyrou, 2003).
2.1.2. Mesure du pH : (Annexe 3.E)
Du point de vu agronomique le pH est un indicateur de l’état de fertilité du sol. Il fourni des
informations sur l’activité microbienne du sol, sur la présence de certains sels toxiques et sur le
degré d’assimilabilité des éléments par les plantes (Pansu et Gautheyrou, 2003). Le classement
des sols par rapport a leurs pH a été fait selon les normes internationales (Annexe 4.A).
2.1.3. Mesure de la conductivité électrique :
La mesure de la conductivité d’un sol renseigne sur sa salinité. Le principe de la méthodologie
adopté (Annexe 3.E) consiste à déterminer la conductivité électrique d’une solution du sol au
1/10 (m/v). Les normes de salinité sont mentionnées dans l’Annexe 4.B.
Matériel & méthodes
27
2.1.4. Dosage du calcaire total :
Le principe de la méthode de détermination du calcaire total (Annexe 3.B) repose sur la capacité
de l’acide chlorhydrique à détruire le calcaire en générant du CO2 selon la réaction suivante:
CaCO3 + 2HCl → CaCl2 + H2O +CO2
Le volume de CO2 mesuré sous conditions contrôlées de température et de pression est
proportionnel à la quantité de calcaire total renfermée dans l’échantillon de sol.
2.1.5. Dosage du calcaire actif :
Le taux de calcaire actif a été déterminé par titration selon la méthode de Loeppert et Suarez,
(1996) (Annexe 3.C). Le principe de cette méthode fait intervenir la capacité du calcium à
interagir avec l’oxalate d’ammonium (réaction 1) pour donner de l’oxalate de calcium insoluble.
CaCO3 + (NH4)2 C2O4 → CaC2O4 + (NH4)2 CO3
(réaction 1)
A la fin de la réaction l’excès d’oxalate d’ammonium est titré par une solution de permanganate
de potassium en milieu sulfurique.
2.1.6. Dosage du carbone et détermination du taux de la matière organique :
a- Dosage du carbone :
Le carbone est déterminé par la méthode d’Anne, (1945) (Annexe 3.D). Cette méthode nécessite
deux étapes principales : l’oxydation et la titration.
- L’oxydation: lors de cette étape, le carbone organique est oxydé en présence d’un excès de
bichromate et la réaction est réalisée dans un milieu fortement acidifié par l’utilisation de l’acide
sulfurique.
3C + 2Cr2O7 + 16H+ → 4Cr3+ +8 H2O + 3CO2 (réaction 1)
On considère que la quantité de bichromate réduite est proportionnelle à la quantité de carbone
contenue dans l’échantillon de sol.
Dans la deuxième étape, la titration, l’excès de bichromate non réduit est titré par un agent
réducteur, le sel de Mohr. La titration est réalisée en présence d’agent fixant, le fluoride de
sodium, et d’un indicateur coloré du pH.
b- Détermination du taux de matière organique :
La matière organique joue un rôle important dans la détermination des propriétés du sol. Sa
détermination passe par la détermination du carbone organique. On estime que le rapport matière
organique / carbone est à peu prés constant et égal à MO/C =1.72.
Matériel & méthodes
28
2.1.7. Dosage de l’azote :
La détermination de l’azote totale des échantillons de sol prélevés a été effectuée par la méthode
de Kjeldahl, (1883). Cette méthode se déroule en deux étapes :
-La minéralisation : elle consiste en la transformation de l’azote organique en une forme minérale
(des sulfates d’ammonium). La réaction est réalisée dans un milieu a forte concentration en acide
sulfurique et en présence d’un catalyseur, le K2SO4, qui permet l’augmentation et la stabilisation
de la température de la réaction (Pansu et Gautheyrou, 2003).
-Lors de la deuxième étape, la titration, le milieu réactionnel est alcalinisé par l’addition de
l’hydroxyde de sodium, la solution obtenue est distillée et l’ammonium entrainé par la vapeur est
condensé puis collecté dans une solution d’acide borique additionné de quelques goutte d’un
indicateur coloré. La solution résultante est, enfin, titrée par une solution d’acide sulfurique
(Pansu et Gautheyrou, 2003).
2.1.8. Dosage du phosphore :
La détermination du phosphore a été réalisée par la méthode de Duchaufour, (1970). Dans le sol,
le phosphore assimilable se trouve essentiellement sous forme de phosphate de calcium. Les
phosphates de calcium sont extraits par une solution d’acide à faible concentration. En milieux
acides, les phosphates donnent de l’acide phosphorique. Ce dernier, en présence de molybdate
d’ammonium et en milieu acide, forme des complexes phospho - molybdique.
Ces complexes ont la propriété d’êtres réduit par une solution de chlorure stanneux ; ils sont alors
transformés en bleu de molybdène. En mesurant l’intensité de la coloration et en se référant à une
courbe étalon, on détermine la concentration en acide phosphorique.
2.2. Etude des effets de l’inoculation et du sol:
L’étude a pour objectif d’évaluer l’effet des facteurs sol et inoculation sur le développement du
soja.
2.2.1.
Stérilisation des sols :
Une partie des sols collectés a été stérilisé par une méthode de stérilisation qui consiste à faire
chauffer le sol sur une tôle. La tôle est placée sur le feu tout en remuant et en humidifiant de
temps en temps.
Pour fixer la durée de chaque stérilisation, nous avons procédé au test de plusieurs intervalles de
temps de stérilisation 10, 20, 30 et 40 min. Pour chaque intervalle de temps de stérilisation, la
stérilité bactériologique a été testée sur gélose nutritive. L’intervalle de temps de stérilisation
retenu a été celui pour le quel on n’a décèle aucune croissance bactérienne au test de stérilité.
2.2.2.
Préparation des traitements et semi :
L’étude réalisée a porté sur six traitements :

T1: 1/3 de gravier + 2/3 sol naturel [200 Kg/ha de P2O5 (fumure de fond)] (témoin des
traitements du sol naturel)
Matériel & méthodes





29
T2 : 1/3 de gravier + 2/3 sol naturel fertilisé [200 Kg/ha de P2O5 (fumure de fond) + (250
Kg/ha de N × 4)]
T3 : 1/3 de gravier + 2/3 sol naturel inoculé [200 Kg/ha de P2O5 (fumure de fond) +
inoculation]
T4 : 1/3 de gravier + 2/3 sol stérilisé [stérilisation du sol + 200 Kg/ha de P2O5 (fumure de
fond)] (témoin des traitements du sol stérilisé)
T5 : 1/3 de gravier + 2/3 sol stérilisé fertilisé [stérilisation du sol + 200 Kg/ha de P2O5 (fumure
de fond) + (250 Kg/ha de N × 4)]
T6 : 1/3 de gravier + 2/3 sol stérilisé inoculé [stérilisation du sol + 200 Kg/ha de P2O5 (fumure
de fond) + inoculation]
Le sol bien homogénéisé a été reparti dans des pots de 18 cm de diamètre, 25 cm de hauteur et
d’une capacité de 2 Kg (Figure 9). L’urée et le super 46 ont été utilisés comme source d’azote et
de phosphore, respectivement. Dès le stade de floraison, quatre apports d’urée ont été appliqués
aux traitements fertilisés. Ils ont été espacés de 10 jours d’intervalle.
Figure n° 9 : Organisation des pots au niveau de la serre (condition non contrôlées).
Les six traitements ont été appliqués aux deux variétés de soja : Oued Smar et Glycine .max
cultivar Alidor, et trois répétitions ont été réalisés pour chaque variété et chaque sol.
Le semi a été effectué le 18-03-2008. Préalablement, les graines ont été stérilisées à
l’hypochlorite de sodium à 13° puis rincées 10 fois à l’eau distillée stérile. La partie des graines
destinée aux traitements nécessitants une inoculation a été inoculée par l’utilisation de
l’inoculum et le semi a été fait à une profondeur de 2 à 3 cm à raison de 8 graines/ pots.
L’irrigation a été effectuée régulièrement. Un désherbage manuel a été réalisé toutes les semaines
et un traitement anti-acariens appliqué si nécessaire.
2.2.3.
Récolte et analyses statistiques :
La récolte a été réalisée 3 mois après le semis. Les plantes, au stade de formation de gousse, ont
servies au relevé des paramètres poids frais, poids sec, hauteur, nombre de feuilles, volume
racinaire et nombre et diamètre des nodules.
Matériel & méthodes
30
L’analyse statistique des résultats a été réalisée à l’aide du logiciel STATITCF. Le seuil de
probabilité utilisé a été P < 0.05. Pour les effets significatifs, les moyennes ont été comparées par
le test de Newman & Keuls.
2.3. Rendement potentiel sur parcelle du soja Glycine max cultivar Alidor:
Cet essai vise à évaluer le rendement de la culture du soja G max cultivar Alidor. Il a été réalisé
au niveau la parcelle du CNCC (Centre National de Control et de Certification). Après labour,
la superficie utilisée, de 1.5 m2, a bénéficié du super phosphate (200 Kg/ha) comme fumure de
fond et cinq rangées de 1m y ont été semées sur cette superficie à une profondeur de 2.5cm.
L’espacement entre rangée a été de 25 cm et l’espacement entre les plantes d’une même rangée a
été de 10 à 15 cm (Figure 10). L’irrigation se faisait deux fois par semaine et un désherbage
manuel était réalise toutes les semaines.
1m
25 cm
10 à 15 cm
1.5 m
Figure n° 10 : Plan de la parcelle.
La récolte a été faite 4 mois après le semis. La partie aérienne des plantes au stade de maturation
complète (stade R8) a été récoltée et les paramètres suivant ont été relevés : nombre de plantes
par répétition, taille des plantes, poids des plantes, nombre de gousses par plante, nombre de
graines par gousse, poids de 100 graines, rendement en graines et rendement biologique.
2.4. Caractérisation des souches :
2.4.1. Isolement, purification et conservation des souches :
Dans ce travail, l’inoculation du soja, tel que mentionné précédemment, a été réalisée à l’aide
d’un inoculum liquide commercialisé à base de souches de Bradyrhizobium japonicum. Dans le
but d’expliquer les résultats obtenus lors de l’expérimentation, on a procédé à la caractérisation
des souches contenues dans cet inoculum.
2.4.1.1.
Isolement des souches :
Après récolte, les racines des plantes de soja âgé de 3 mois on été examinées pour la présence ou
l’absence des nodules. Les racines des plantes présentant des nodules ont été rincées à l’eau
courante afin d’éliminer les traces de sol. Les nodules ont été récupérés à l’aide d’une pince,
Matériel & méthodes
31
rincés à l’eau courante, stérilisés par immersion dans de l’eau de Javel à 8% pendant 10 minutes
puis rincés 10 fois à l’eau distillée stérile avant d’être transféré dans de l’alcool absolu et rincés
une autre fois à l’eau distillée stérile.
Chacun des nodules ainsi stérilisé est coupé aseptiquement puis écrasé et étalé par striation sur
des boites de Pétri contenant le milieu YEM solide préconisé par Vincent, 1970 (Annexe 2.A).
Les boites ainsi obtenues ont été incubées à 28 °C pendant 3 à 7 jours.
2.4.1.2.
Purification des souches :
Les colonies isolées obtenues lors de l’étape de l’isolement ont été repiquées sur le même milieu
YEM (Annexe 2.A) de six à huit fois afin de les purifier.
La pureté des souches a été vérifiée par l’observation de leurs caractéristiques macroscopique
(couleur, dimension, forme et temps nécessaire à l’apparition de la colonie) et microscopiques
(forme des cellules bactériennes et coloration de Gram).
2.4.1.3.
Conservation des souches :
La conservation des souches pures a été effectuée à 4°C pendant quelques semaines en gélose
inclinée. Les souches pures ont été ensemencées sur une gélose YEM inclinée, incubées à 28 °C
pendant 3 à 7 jours puis transférées au réfrigérateur.
Pour une conservation de longue durée, nous avons utilisé du milieu YEM liquide dilué d’une
solution de glycérol stérile : Les cultures obtenus par ensemencement et incubation du milieu
YEM liquide à 28 °C pendant 3 à7 jours, ont été diluée (v/v) d’une solution stérile de glycérol
(60%) puis stockée à -20°C.
2.4.2. Test de nodulation :
La capacité à induire la formation de nodules sur la racine de la légumineuse hôte est un critère
de base pour la caractérisation des bactéries de la famille des rhizobiaceae. Pour être confirmées
comme rhizobia, les souches doivent confirmer leur capacité à noduler leur plante hôte sous
conditions bactériologiques contrôlées (Somasegaran et Hoben, 1994).
2.4.2.1.
Germination des graines :
Les graines de soja Glycine max cultivar Alidor ont été désinfectées dans une solution
d’hypochlorite de sodium à (13°) pendant 10 minutes, puis rincées 10 fois à l’eau distillée stérile
pour éliminer toute trace du désinfectant. Elles ont été, en suite, transférées dans des boites de
Pétri contenant de l’eau gélosée à (0.8%) (Annexe 2.D) (Tillard et Drevon, 1988). Les boites
ainsi obtenues ont été incubées à l’obscurité à 25 °C pendant 3 à 5 jours.
2.4.2.2.
Culture et inoculation des plantules de soja :
Les graines bien germées et dont la longueur des radicelles ne dépassaient pas 2.5 à 3 cm ont été
transférées aseptiquement dans des tubes à essai (18 cm de longueur, 2 cm de diamètre et 35 ml
de capacité) contenant une solution nutritive (Bertrant, 1997) (Annexe 2.F) puis placées dans une
chambre de culture (de type Sanyo Electrobiomedical. Co. LTd. Prints. Japon) à une température
de 25 °C ± 1, une photopériodicité de 16 heures et une intensité lumineuse de 2000 lux. La partie
inférieure des tubes utilisés a été introduite dans des cartons troués, pour maintenir les racines en
Matériel & méthodes
32
obscurité totale. Après une semaine, les plantules ont été inoculées avec 2 ml d’une suspension
bactérienne d’une concentration de 1×108 cell/ml [concentration déterminée par comparaison de
la turbidité de la suspension bactérienne à celle du tube standard de turbidité de Mc Farland n°
0.5 (Annexe 2.G)].
Cinq tubes ont été utilisés pour chaque souche. Les cinq tubes témoins ont reçu de l’eau distillée
stérile au lieu de la suspension bactérienne. Pour compenser la perte du a l’évaporation et/ou a la
consommation par la plante, la solution contenue dans les tubes a été complétée deux fois par
semaine et alternativement soit avec la solution nutritive stérile soit avec de l’eau distillée stérile.
Un test de nodulation sur support sable stérile a aussi été réalisé, des pots ont été remplis par
150g de sable stérilisé, les graines germées ont été placées et inoculées avec 2ml d’une
suspension bactérienne d’une concentration de 1 × 108 cell/ml de chaque souche testée. Les pots
ont ensuite été placés dans une chambre de culture et les plantules étaient arrosées chaque deux
jour avec la solution nutritive (Annexe 2.F). Des pots témoin non inoculés ont aussi été préparés.
2.4.3. Caractérisation phénotypique des rhizobiums nodulant le soja :
2.4.3.1.
Effet du pH :
L’effet des pH allant de 4 à 12 sur la croissance des souches a été testé sur des boîtes de pétrie
contenant du milieu YEM solide. Le milieu YEM utilisé a été préparé, puis son pH a été ajusté
avec du NaOH (1N) pour les pH de 7 à 12 et du HCl (1N) pour les pH de 4 à 6.
Lors des ensemencements, les boîtes utilisées ont été subdivisées en 12 secteurs. Chaque secteur
a été ensemencé avec 10 µl d’une préculture fraichement préparée ayant une DO de 108 cell/ ml.
Trois répétions ont été réalisées pour chaque traitement et chaque souche.
2.4.3.2.
Résistance à la salinité :
La résistance à la salinité des souches a été évaluée pour le NaCl. Le sel a été ajouté au milieu
avant autoclavage à des concentrations variant de 0.3% à 9%. Les boites ont été ensemencées
comme dans les tests précédents et ont été ensuite mises à incubation à 28°C pendant 5 à 10
jours.
2.4.3.3.
Résistance à la température :
Afin de tester la résistance des souches à la température, 10 µl d’une suspension de 108 cell/ml de
chaque souche ont servi à ensemencement des boites de pétrie contenant du milieu YEM solide.
Les boites ont été incubées aux températures : 4, 10, 15, 23, 28, 30, 35, 40 et 45°C pendant 5 à 10
jours.
2.4.3.4.
Test au bleue de Bromothymol (BTB) :
Ce test permet de mettre en évidence la capacité des souches à alcaliniser ou à acidifier le milieu.
Son principe repose sur l’utilisation d’un indicateur coloré, le bleue de bromothymol, qui sous
l’effet d’une réaction d’acidification du milieu vire au jaune tandis que lorsqu’il se produit une
réaction d’alcalinisation, il prend une couleur bleu foncé (Sadowsky et Graham, 2006).
Matériel & méthodes
33
L’indicateur coloré a été ajouté au milieu YEM solide à une concentration de 0.0025% (Annexe
2.E). Les boites ont été ensemencées comme dans les tests précédents et ont été ensuite mises
pour incubation à 28°C pendant 5 à 10 jours.
2.4.3.5.
Dégradation des sucres :
L’assimilation des substrats carbonés (Cellobiose, Galactose, Glucose, Glycérol, Inositol,
Lactose, Malt, Maltose, Raffinose, Saccharose, Sodium acétate, Sodium citrate, et Sorbitol) a été
testée directement sur milieu YEM dépourvu de mannitol. Le milieu YEM gélosé a été préparé,
autoclavé et les sucres, délivrés sous forme de solutions concentrées et stérilisées (par l’Institut
Pasteur d’Algérie), lui ont été additionnés au moment de l’emploi. Les boites ainsi obtenues ont
été ensemencées de la même manière que pour les tests précédents puis, elles ont été incubées à
28 °C pendant 5 à 10 jours.
2.4.3.6.
Résistance aux antibiotiques :
La résistance des souches aux antibiotiques a été testée sur milieu YEM solide additionné de
différentes quantités d’antibiotiques, selon la méthode décrite par Somasegaran et Hoben, (1985).
Les solutions d’antibiotiques ont été additionnées au milieu préalablement autoclavé et
maintenue à une température de 45°C. Les antibiotiques ont été testés à des concentrations de
l’ordre du µg/ ml et les concentrations testé ont été de 50 pour l’ampicilline, de 100 pour
l’érythromycine, de 10 et 100 pour la kanamycine, de 25 et 100 pour la streptomycine, de 20
pour la tétracycline, de 10 pour le chloramphénicol.
L’ensemencement a été réalisé de la même manière que pour les tests précédents. Les résultats
des tests ont été évalués après une semaine d’incubation à 28°C. Les souches ont été notées
résistantes (présence de croissance) ou sensibles (pas de croissance).
2.4.3.7.
Résistance aux métaux lourds :
La résistance des souches aux métaux lourds a été testée sur milieu YEM solide additionné de
différentes quantités de métaux lourds. Le test a été réalisé comme dans le cas précédant. Les
solutions de métaux lourds ont été stérilisées puis additionnées au milieu maintenu à 45°C. Les
concentrations testées (μg/ml) ont été de 250 pour AlCl3, 25 pour CoCl2, 50 pour CuSO4, 10 pour
HgCl2, 500 pour MnCl2 et 50 pour ZnSO4. Le témoin pour ce test a été réalisé en utilisant du
milieu YEM solide.
2.4.3.8.
Hydrolyse de l’urée :
L’activité uréase des souches a été testée en utilisant le milieu YEM solide additionné de 2%
d’urée et 0.012% de rouge de phénol (Jarvis et al., 1977). Les solutions du rouge de phénol et
d’urée ont été stérilisées à part puis rajoutées au milieu préalablement stérilisé et maintenu en sur
fusion à 45°C. L’ensemencement des boites a été réalisé de la même façon que les tests
précédents. Les boites ont été incubées à 28°C pendant 5 à 10 jours et l’évaluation des résultats a
été faite par l’observation de la coloration du milieu. Une coloration rouge indique l’hydrolyse de
l’urée alors qu’une coloration jaune indique une réaction négative.
CHAPITRE IV
RESULTAS & DISCUSSION
Résultats & discussion
1.
34
Stérilisation du sol :
Pour fixer la durée de chaque stérilisation, nous avons procédé au test de plusieurs intervalles de
temps de stérilisation 10, 20, 30 et 40 min. Pour chaque intervalle de temps de stérilisation, la
stérilité bactériologique a été teste sur gélose nutritive.
A
B
C
A : Culture à partir d’un sol stérilisé pendant 40 min.
B : Culture à partir d’un sol
naturel (Témoin 1).
C : Culture à partir d’un sol naturel (Témoin 2).
Figure 11: Résultats de la stérilisation du sol.
L’intervalle de temps de stérilisation retenu a été celui pour le quel on n’a décèle aucune
croissance bactérienne au test de stérilité. Cet intervalle a été de 40 min (Figure 11).
2.
Analyse du sol :
Les résultats des différentes analyses physico-chimiques des différents échantillons de sols
figurent dans le Tableau 5. L’interprétation des résultats est faite selon les normes présentées
dans l’Annexe 4 :
Site
pH
C.E
(ms/cm)
Ca CO3 %
Ca CO3
actif %
C%
M.O %
N g/kg
C/N
P mg/kg
Sable %
L.G %
L.F %
Argile %
Type de
sol
Tableau 5: Résultats des analyses physico-chimiques des sols.
Ain
Temouchent
8.70
0.15
6.42
2.37
1.05
2.10
1.42
7.39
3.13.15
50.26
13.75
11.2
20.66
limoneux
Station
ITGC
8.64
0.11
26.92
7.12
1.87
3.74
1.37
13.64
26.7
32.6
10.5
20.28
35.33
Tessala
8.38
0.18
42.10
5.37
1.3
2.60
1.93
6.73
34.3
35
25
10
30
limonoargileux
fins
limonoargileux
L’analyse granulométrique a révélé que les sols sont de type: Limoneux pour le sol d’Ain
Temouchent, limono – argileux fins pour le sol de la station ITGC et limono – argileux pour le
sol de Tessala (Figure 12). Les sols présentent des textures: équilibré pour le sol d’Ain
Temouchent et argileuse pour les sols de la station ITGC et Tessala (argile > 25%) (Figure 11).
Ils renferment des proportions appréciables en limon, allant jusqu’à 35%. Cette caractéristique,
Résultats & discussion
35
négative dans le cas où elle peut induire au sol le phénomène de battance, améliore la capacité de
rétention en eau du sol (Belahcene, 2008).
Le pH déterminé à partir de la suspension du sol indique des valeurs variant de 8.38 à 8.7 c'est-àdire légèrement alcalins et les valeurs de conductivité électriques sont inferieur à 0.25 mS, les
sols sont donc non salins.
Station ITGC
Tessale
Ain Temochent
A: argileux.
L: limoneux.
As: argilo- sableux.
Ls: limono- sableux.
Al: argilo- limoneux.
Lfa: limoneux fins argileux
La: limono- argileux.
Lf : limoneux fins
Laf: limono- argileux fins.
Ltf: limoneux très fins.
Las: limono- argileux sableux.
Sl: sablo- limoneux
S: sableux
Figure 12: Le Triangle des textures (d’après U.S. département of agriculture).
Les valeurs obtenues pour le phosphore assimilable sont inférieures à 50 mg/Kg, ceci signifie
que les différents sols sont très pauvres en phosphore. Le taux de phosphore le plus important a
été celui du sol le moins alcalin et le plus riche en argile (le sol de Tessala), cependant, son plus
faible taux a été celui du sol le plus alcalin et le moins riche en argile (sol d’Ain Temouchent).
Le phosphore est connu pour être facilement adsorbé sur les argiles et la matière organique du
sol. Il peut également être facilement précipité sous forme de phosphates de calcium dans les sols
neutres ou alcalins (El-hilali, 2006).
Les sols de la station ITGC (3 ≤ MO% < 4) et Ain Temouchent (2 ≤ MO% < 3 avec un taux
d’argile inferieur à 22%). sont bien pourvu de matière organique. Celui de Tessala (2 ≤ MO% <
3 avec un taux d’argile compris entre 22% et 30%) est moyennement pourvu en matière
organique. la bonne teneur en matière organique des sols des sites Ain Temouchent et station
Résultats & discussion
36
ITGC, associée aux taux d’argile, détermine une bonne capacité d’absorption du sol et offre un
potentiel de rétention élevé.
Les teneurs en matière organique et en carbone du sol ont un effet déterminant sur leur activité
biologique du sol. La présence de matière organique dans le sol associée à une bonne activité
biologique réduit les facteurs pouvant limiter le développement des plantes, tel que la
disponibilité en eau et en nutriments, les pH extrêmes et la présence d’éléments toxiques.
Les teneurs en azote des sols de l’ITGC et d’Ain Temouchent sont comprises entre 1 et 1.5 et
sont donc satisfaisantes. Celle du sol de Tessala, comprise entre 1.5 à 2.5, est un peu forte.
L’azote est l’élément le plus variable et le plus déficient dans le sol, sa teneur dépend du
pourcentage de la matière organique, des amendements d’engrais mais également des espèces
bactériennes fixatrices d’azote (Anonyme 3).
Le rapport C/N du sol renseigne sur l’état de sa matière organique. Les valeurs du rapport C/N
des sols de Ain Temouchent et Tessala (>10) sont trop faibles et indiquent un état de
minéralisation avancé de la matière organique, celle du sol ITGC est satisfaisante et correspond à
une matière organique bien décomposée. Selon le mémento technique de l’agronome (1970), la
fertilité d’un sol croit toujours dans certaines limites avec le taux de matière organique et d’azote
total pour un rapport C/N variant de 7 à 13.
Selon leurs teneur en calcaire total, les sols du Tessala et de l’ITGC sont fortement calcaire (25
%< CaCO3 ≤ 50%) alors que le sol d’Ain Temouchent (5 %< CaCO3 ≤ 12.5) est faiblement
calcaire. La forte teneur en calcaire des sols peut constituer une contrainte à l’évolution normale
des cultures et poser des problèmes de chlorose (Belahcene, 2008). Au-delà de 5% de calcaire
total et en présence de calcaire actif, les sols sont systématiquement basiques (Anonyme 3).
Les analyses révèlent que le taux de calcaire actif dans les sols est de 2.37% pour le site d’Ain
Temouchent et il varie de 5.37 à 7.12 pour les sols des sites du Tessala et de la station de l’ITGC,
respectivement. Selon Lasanier-Lachaise, (1976) dans une terre idéale le pourcentage de calcaire
actif doit être dans une proportion de 1% à 5%.
3.
Etude des effets de l’inoculation et du sol:
3.1.Effet des sols:
Les résultats (voir Annexe 1. A, Figure 13 et Figure 14) obtenus montrent que le changement
du type de sol, sous nos conditions expérimentales, n’avait pas d’effet significatif sur la hauteur
des plantes (hauteur totale, hauteur de la partie aérienne et taille de la partie racinaire).
Cependant ce changement affectait significativement les autres paramètres :
Le type de sol limono- argileux fins de l’ITGC a eu les meilleurs niveaux de productions en
matière fraîche (poids total, poids de la partie aérienne et poids de la partie racinaire) et en
matière sèche (poids sec total, poids sec de la partie aérienne et poids sec de la partie racinaire).
Il a permis aussi un développement racinaire (volume racinaire) et foliaire (nombre de feuilles/
plantes) optimal comparé aux deux autres sols (voir Figure 13 et Annexe 1.B: Tableau 22). Le
nombre et la taille des nodules obtenus sur ce type de sol sont aussi les plus importants (Tableau
6).
37
30
7
25
6
20
5
Poids (gr)
Poids (gr)
Résultats & discussion
15
10
5
4
3
2
0
1
1
2
3
0
Parametres
4
Nombre de feuilles
Volume (ml)
10
8
6
4
2
0
5
Parametres
40
35
30
25
20
15
10
5
0
10
11
Parametres
Parametres
Sol ITGC
Sol Te ssal a
1 : Poids frais total.
2 : Poids frais de la partie aérienne.
3 : Poids frais de la partie racinaire.
4 : Poids sec total.
6
Sol Ai n Te mouche nt
5 : Poids sec de la partie aérienne
6 : Poids sec de la partie racinaire
10 :.Volume racinaire.
11 : Nombre de feuilles par plante
Figure 13 : Effet du facteur sol.
Pour les deux autres types de sol, le type de sol limoneux d’Ain Temouchent, avec les niveaux
de production végétale les plus bas, semble être le type de sol le moins adapté à la culture du soja
(voir Figure 13 et Annexe 1.B).
D’après les résultats des analyses effectués (Tableau 5), les trois sols ; Tessala, Ain Temouchent
et le sol de la station expérimentale de l’ITGC, sont des sols alcalins, non salins, calcaires,
pauvres en phosphore.
Le sol de l’ITGC se distingue des deux autres sols par son taux de calcaire actif, de carbone, de
matière organique et son rapport C/N plus élevés ainsi que sa structure plus fine. Ce qui confère
à ce sol une plus grande capacité de rétention en eau, un potentiel de rétention et d’échange en
sel minéraux plus important et une activité microbienne plus grande aboutissant à un plus grand
nombre de nodules par plante et une taille (diamètre) plus importante de ces nodules.
La différence des résultats obtenus sur les sols de Tessala et d’Ain Temouchent peut être
expliquée par les taux d’azote, de matière organique, de carbone et de phosphore plus élevé du
sol de Tessala.
Résultats & discussion
38
En général, les résultats obtenus sont en corrélation avec le degré de finesse de la texture du sol,
leurs teneurs en matière organique et en calcaire actif.
Tableau 6: Effet du sol sur la nodulation.
Sols
Nombre moyen de nodules / plante Ø des nodules (mm)
ITGC
27.04
1-25
Tessala
10.55
1-20
Ain Temouchent
6.91
2-15
En fait, l’effet du sol peut s’exercer à différents niveaux, il peut affecter la plante, le
microsymbiote ou même l’établissement du processus de symbiose:
- Le soja peut s’adapter à différents types de sols. Ses exigences édaphiques sont beaucoup plus
liées aux conditions du milieu de culture qu’aux caractères physiques et chimiques du sol.
Néanmoins, des sols ayant des réserves en eau relativement élevée, comme le type de sol de
l’ITGC, lui permettent de bien se développer. Le soja présente une grande sensibilité au calcaire,
notamment actif, qui réduit fortement sa croissance et y induit des chloroses ferriques. Son seuil
de tolérance en calcaire actif est inferieur à 10% (Cetiom, 2009). L’optimum de pH du soja se
situe entre 6.5 à 7.5 ce qui correspond à des pH beaucoup moins importants que les pH des sols
utilisés (Anonyme 2).
Figure 14: Exemple des résultats de l’effet du facteur sol sur le développement du soja.
- Les facteurs environnementaux, particulièrement le pH du sol, la température et la disponibilité
de l’eau affectent la survie des rhizobia dans le sol. Brockwell et al., (1991) ont trouvé que le
nombre E. meliloti dans les sols de pH >7,0 a été de 89,000 meliloti g-1, cependant leur nombre
chutait à 37 meliloti g-1 dans les sols de pH <6,0. Selon El-hillali, (2006), les sols alcalins,
Résultats & discussion
39
comme les sols utilisés dans ce travail, sont moins néfastes sur la survie des rhizobia que les sols
acides. Les études microbiologiques montrent que ses bactéries peuvent tolérer des pH allant
jusqu’à 9, 11 voir 12 (Yadav et Vyas 1971 ; Kulkarni et al., 2000 ; El-hilali, 2006 ; Sekkour,
2008). Cependant, l’effet négatif que représente le pH alcalin du sol est l’indisponibilité des
minéraux essentiels autant pour le rhizobium que pour la plante hôte tel que le fer et le
manganèse (Bordeleau et Prévost, 1994).
Tout comme nous l’avons constaté à travers les résultats du type de sol de l’ITGC, Woomer et
al., (1992) rapportent que la disponibilité de l’eau dans le sol influe positivement sur la survie et
la multiplication des rhizobia des inoculum du soja.
- Enfin, l’établissement du processus de symbiose dépend de différents facteurs : le pH du sol, la
présence des ions aluminium, manganèse ou du nitrate et la déficience du sol en des éléments
indispensables tel que le calcium et le phosphore (Lie, 1974; Toro, 1996 ; Lee et Lee, 1998). Les
problèmes de présence d’aluminium et de manganèse se posent surtout dans le cas des sols
acides (Ibekwe et al., 1997), ce qui n’est pas le cas des sols utilisés. Pour le pH, les sols neutres
ou légèrement alcalins favorisent la nodulation des légumineuses (Toro, 1996).
Dans les sols calcaires, la disponibilité du calcium ne constitue pas un facteur limitant.
Cependant, une contenance en calcaire actif supérieur à 10 % du sol limite la nodulation du soja
(Gigandon et al., 2005).
3.2.
Effet variétal :
L’étude de l’effet variétal nous permet d’apprécier les capacités de développement propres à
chacune des variétés étudiées.
D’après les résultats des analyses de variances (voir Annexe 1. A), les paramètres : poids sec de
la partie aérienne, taille de la partie racinaire et hauteur totale des plantes ; ne sont pas affectés
par l’effet variétal (Annexe 1. A et Figure 15). L’expression des autres paramètres varie en
fonction des variétés:
Tableau 7: Effet des variétés sur la nodulation.
Variété
Nombre moyen de nodules / plante Ø des nodules
Oued Smar
3.29
2-10
G.max cultivar Alidor
26.38
1-25
L’aptitude de la variété Oued Smar à la production de biomasse (poids frais ou poids sec), au
développement en hauteur et au développement racinaire (volume racinaire) est nettement
supérieure à celle de la variété Glycine max cultivar Alidor (Figure 15, Figure 16 et
Annexe1.B). Cependant, Le développement foliaire (nombre de feuilles par plante), le nombre
de nodules et leur taille sont optimal pour la variété Glycine max cultivar Alidor (voir Figure 15,
Tableau 7 et Annexe1.B).
Les résultats obtenus, pour l’expression des capacités de développement végétatif sont en
accords avec ceux rapportées par Mishra et al., (1992), Islam et al., (2004) et Sogut, (2006), ces
résultats peuvent être expliqués par les différences génétiques existantes entre les deux variétés
d’une part. D’autre part ils peuvent aussi être expliqués par le fait que la variété provenant
d’Oued Smar a pu acquérir un certain niveau d’adaptation aux conditions climatiques et aux
Résultats & discussion
40
25
6
20
5
Poids (gr)
Poids (gr)
conditions des sols Algériens, suite aux sélections consécutives qu’elle a pu subir au niveau de
l’ITGC (établissement fournisseur de cette semence).
15
10
5
4
3
2
1
0
0
1
2
4
3
6
Parametres
Nombres de feuilles
31,5
31
30,5
30
29,5
29
28,5
28
10
Volume (ml)
Hauteur (cm)
Parametres
8
6
Oued Smar
4
G,max
2
0
8
10
Parametres
Parametres
40
35
30
25
20
15
10
5
0
11
Parametres
1 : Poids frais total de la matière verte.
2 : Poids frais de la partie aérienne.
3 : Poids frais de la partie aérienne.
4 : Poids sec total.
6 : Poids sec de la partie racinaire
.8 : Hauteur de la partie aérienne des plantes
10 : Volume racinaire
11 : Nombre de feuilles par plante.
Figure 15: Effet du facteur variétal.
Les capacités symbiotiques des deux variétés n’ont affecté en rien leurs capacités de
développement végétatif. Par contre, il semble y avoir un lien entre le développement foliaire (le
nombre de feuilles) et l’expression des capacités symbiotiques des variétés (nombre et taille des
nodules). En effet, la symbiose rhizobium- légumineuse est connue pour être une consommatrice
importante d’énergie. L’énergie est fournie aux bactéroïdes, par la plante hôte, sous forme
Résultats & discussion
41
d’hydrates de carbone dont le siège de synthèse est la feuille (photosynthèse) (Dommergues et
al., 1999).
Figure 16: Exemple des résultats de l’effet du facteur variétal sur le développement du soja.
La différence observée dans la réponse des variétés à l’inoculation est en accord avec les travaux
de Dou et al., (1989) et Qasim et al., (2001) qui rapportent que des cultivars et des variétés
différentes de soja répondent différemment à l’inoculation. La dépendance du nombre de nodule
par plante de son génotype à aussi été rapporté par plusieurs auteurs dont Roy, (1970), Graham,
(1973) et Nutman, (1976).
3.3.
Effet des traitements:
L’étude de l’effet des traitements nous a permis d’apprécier l’effet de l’inoculation, l’effet de la
flore autochtone sur l’inoculation et de juger son efficacité.
L’inoculation n’a pas d’effet significatif sur le paramètre poids sec de la partie racinaire (Annexe
n°1.A). La réponse à l’inoculation des autres paramètres est variable (Figure 17, Figure 18 et
Figure 19) :
Tableau 8 : Effet des traitements sur la nodulation.
Sols.
Nombre moyen de nodules / plante Ø des nodules (mm)
Sol naturel inoculé (SNI).
11.42
1-25
Sol stérilisé inoculé (SSI).
18.25
2-20
L’inoculation en sol stérilisé permet une production optimale de matière verte (poids sec et poids
frais), elle stimule le développement foliaire (nombre de feuilles par plante) et racinaire (volume
racinaire) et permet l’obtention du meilleur nombre de nodule/plante (Figure 17 et Tableau 8).
Les pourcentages de gain (SSI/SS) (Figure 18) obtenus pour le traitement sol stérilisé inoculé
ont varié de 143.24% à 166.55% pour les paramètres poids frais, poids sec, nombre de feuilles
Résultats & discussion
42
par plante et volume racinaire. Cependant, ils n’ont pas dépassé les 87%, 93% et 96% pour les
paramètres taille des racines, hauteur totale et hauteur de la partie aérienne des plantes.
Le meilleur développement en taille des racines (28,31 cm) est obtenu en sol naturel (SN).
Toutefois, le maximum de hauteur (hauteur totale et hauteur de la partie aérienne) est enregistré
en sol stérilisé (SS).
30
Poids (gr)
Poids (gr)
25
20
15
10
5
8
7
6
5
4
3
2
1
0
4
0
2
Parametres
3
70
12
60
10
50
40
30
5
Parametres
Volume (ml)
Hauteur (cm)
1
8
6
4
20
2
10
0
10
0
7
8
Parametres
Parametres
9
60
nombre de feuiles
Sol Nature l (SN)
50
40
Sol Nature l Fe rtilisé (SNF)
30
Sol Nature l Inoculé (SNI)
20
Sol Ste rilisé (SS)
10
0
11
Parametres
10 Sol Ste rilisé Fe rtilisé
(SSF)
Param eres
Sol Ste rilisé Inoculé (SSI)
.
1 : Poids frais total.
2 : Poids frais de la partie aérienne.
3 : Poids frais de la partie racinaire.
4 : Poids sec total.
5 : Poids sec de la partie aérienne.
7 : Hauteur totale des plantes.
8 : Hauteur de la partie aérienne des plantes
9 : Taille de la partie racinaire des plantes
10 : Volume racinaire
11 : Nombre de feuilles par plante
Figure 17: Effet des traitements.
Résultats & discussion
43
L’inoculation en sol stérilisé donne des résultats nettement supérieurs à ceux obtenus en sol
naturel. Les pourcentages de gain de ces traitements [(SNI/SN) et (SSI/SS)] ont varié de 53% à
155% pour le traitement sol naturel inoculé et de 86% à 166% pour le traitement sol stérilisé
inoculé.
En sol naturel, l’effet de l’inoculation est moins important que l’effet de la fertilisation, tous les
paramètres de développement des plantes sont améliorés sous l’effet de la fertilisation et les
pourcentages de gain de production (SNF/SN) (92% à 195%) obtenus sont beaucoup plus
importants que ceux obtenus sous l’effet de l’inoculation (53% à 155%).
L’effet observé de la fertilisation en sol naturel ne persiste pas en sol stérilisé et le
développement des plantes est moins important en sol stérile fertilisé qu’en sol naturel fertilisé.
La production du traitement sol stérilisé fertilisé n’a pas dépassé le seuil de production du témoin
stérilisé.
le gain en (%)
300
250
200
150
100
50
0
1
2
3
4
5
7
8
9
10
11
Parametre
1 : Poids frais total.
2 : Poids frais de la partie aérienne.
3 : Poids frais de la partie racinaire.
4 : Poids sec total.
5 : Poids sec de la partie aérienne.
(SNI/SNF)100
(SNI/SN)100
(SSI/SSF)100
(SSI/SS)100
7 : Hauteur totale des plantes.
8 : Hauteur de la partie aérienne des plantes
9 : Taille de la partie racinaire des plantes
10 : Volume racinaire
11 : Nombre de feuilles par plante
Figure 18: Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation (Facteur traitement).
La différence observée entre les résultats des traitements fertilisés et inoculé en sol naturel est
probablement due aux effets antagonistes exercés par la flore autochtone sur les souches de
l’inoculum. Selon Toro, (1996) La survie des souches d’inoculum est souvent compromise par
des facteurs biotiques tel que ; la présence de protozoaires (prédateurs des rhizobia), la présence
dans le sol des bactéries qui peuvent inhiber la nodulation en produisant des toxines qui bloquent
Résultats & discussion
44
l’attachement des rhizobia aux poils absorbants ou la présence des bactériophages et des
bactériocines.
Le nombre des nodules est plus important sur sol stérilisé inoculé. A l’opposé, La taille des
nodules est légèrement plus importante sur sol naturel inoculé (Tableau 8). Selon Beunard, 2006
(communication personnelle) et Herridge, (2008), la présence d’un nombre important de nodules
de grande taille prouve l’abondance des souches dans le sol.
L’établissement de l’inoculum est meilleur lors que la population des rhizobia natives est faible
ou réduite sous l’effet de la stérilisation du sol (Materon et Hagedorn, 1982 ; Mauromicale et al.,
2005). En effet, l’existence de souches de rhizobium pouvant inhiber la croissance d’autres
souches de rhizobium a bien été mise en évidence dans le laboratoire de Biotechnologies des
Interactions Plantes Microorganisme (LBIPM) de l'Université d’Es-Sénia, Oran par Kazouz,
(2008).
Dans l’ensemble, les niveaux de production des traitements en sol stérilisés sont plus importants
par rapport à ceux obtenus en sol naturel. Cette différence peut être expliquée par l’effet de
minéralisation entraînée par la stérilisation. La solarisation qui est une méthode de stérilisation
plus douce (comparée à la méthode utilisée) permet d’augmenter le taux de nitrate (Chauhan et
al., 1988). Selon Mauromicale et al., (2005) sous l’effet de la solarisation, le taux de NO3– du sol
est augmenté de 87%, le Na et le Ca de 22% et le Zn2+ et K+ échangeable de 17%.
L’évaluation de l’efficacité relative (ER) de l’inoculation a été faite pour les deux types de sols ;
naturel et stérilisé. Elle est exprimée (*) sous forme de pourcentage de gain en matière sèche des
parties aériennes des plantes inoculées (PSPi) par rapport aux plantes non inoculées mais qui ont
reçu le fertilisant azoté (PSTn) :
ER = (PSAPi / PSATn) x 100
(*)
Les résultats de l’évaluation de l’efficacité relative de l’inoculation confirment les observations
déjà faites. L’efficacité relative de l’inoculation à été de 128.46% pour le sol stérilisé et de
69.20% pour le sol naturel.
L’effet positif des rhizobiums à été rapporté par plusieurs auteurs (Lal et Khanna, 1993 ; Ndoye
et al., 1995 et sekkour, 2008). Selon Wani et al., (1995), Les légumineuses tropicales comme
niébé (Vigna unguiculata), l’arachide (Arachis hypogaea) et le soja (Glycine max) peuvent fixer
respectivement 32 à 89, 22 à 92 et 0 à 95% de leurs besoins en azote.
La différence d’efficacité relative est due la stérilisation. Selon Herridge, (2008). L’efficacité de
l’inoculation est meilleure lors que le sol contient une faible population rhizobienne ou lors que
celle-ci n’est pas suffisamment effective. L’effet négatif de la présence de rhizobia natives dans
le sol a aussi été rapporté par Sadowsky et Graham, (2006).
Résultats & discussion
45
Figure 19: Exemple des résultats de l’effet du facteur traitement sur le développement du soja.
La supériorité des résultats du sol naturel fertilisé sur ceux du sol stérilisé fertilisé, est
vraisemblablement due à sa composition microbienne (présence de fixateurs libres d’azote,
présence des microorganismes pouvant mobiliser le phosphore et possibilité de présence de
bactéries a effet PGP …etc). L’effet des bactéries solubilisant le phosphore sur la croissance et le
rendement du soja a bien été démontré par Sandeep et al., (2008). De même, l’existence de
bactéries à effet PGP sur diverses légumineuses a été rapportée par plusieurs auteurs dont Sturz
et al., (1997) ; Elvira-Recuenco et van Vuurde, (2000).
3.4.
Effets des interactions sols × variétés:
L’étude des interactions sols × variétés permet d’évaluer le comportement de chacune des
variétés sur chacun des sols utilisés. A l’exception des paramètres hauteur (hauteur totale,
hauteur de la partie aérienne et longueur des racines), poids sec de la partie aérienne et nombre
de feuilles par plantes, l’interaction sol variété a permis une amélioration significative des
paramètres de développement des deux variétés utilisées (Annexe 1.A, Figure 20, Figure 21 et
Tableau 9).
Tableau 9 : Effet des interactions sols × variétés sur la nodulation.
Sols
Variétés
ITGC
Oued Smar
Glycine max cultivar
Alidor
Oued Smar
Tessala
Ain
Temouchent
Nombre moyen de nodules /
plante
7.5
46.58
Ø des nodules
(mm)
1-10
1-25
0.87
1-5.5
Glycine max cultivar
Alidor
Oued Smar
20.23
2-20
1.5
2-5
Glycine max cultivar
Alidor
12.33
1-15
Résultats & discussion
46
L’effet des sols sur la croissance des plantes varie en fonction de la variété de soja. Les résultats
obtenus montrent que le type de sol de la station ITGC a amélioré favorablement la majorité des
paramètres de développement des plantes. Ce type de sol fourni les meilleures interactions pour
tous les paramètres étudiés (Figure 20 et Tableau 9).
40
35
30
25
20
15
10
5
0
Poids (gr)
Poids (gr)
La production de la variété Oued Smar sur le type de sol de l’ITGC est améliorée de plus de 30 à
50 % par rapport au type du sol de Tessala et de plus de 59 à 66 % par rapport au type de sol
d’Ain Temouchent. Cependant, l’effet positif de ce sol sur le développement de la variété Alidor
s’est limité aux paramètres poids frais total, poids frais de la partie aérienne, poids sec total,
nombre des nodules et diamètre des nodules qui sont améliorés de 4 à 56% par rapport au type de
sol de Tessala et de 19 à 73 % par rapport au type de sol d’Ain Temouchent.
1
2
3
Volume (ml)
Parametres
8
7
6
5
4
3
2
1
0
4
6
Parametres
16
14
12
10
8
6
4
2
0
10
Parametres
.
1 : Poids frais total.
2 : Poids frais de la partie aérienne.
3 : Poids frais de la partie racinaire.
4 : Poids sec total.
6 : Poids sec de la partie racinaire.
10 : Volume racinaire
Figure 20: Effet des interactions sols × variétés.
Le type de sol de Tessala a exercé un effet favorable sur le développement racinaire (poids frais
de la partie racinaire, poids sec de la partie racinaire et volume racinaire) de la variété Glycine
max cultivar Alidor, un effet qui serait probablement due à sa contenance plus élevée en
phosphore ainsi qu’à la sensibilité de cette variété aux variations de cet élément (Figure 20,
Figure 21 et Tableau 9). En fait, le phosphore est un des éléments majeurs indispensables à la
croissance et au développement des végétaux. Facteur de croissance, il favorise le
développement radiculaire, est un facteur de précocité, a un rôle essentiel dans la fécondation et
la mise a fruit. Il est aussi un élément de qualité (Anonyme 3).
Résultats & discussion
47
Le type de sol d’Ain Temouchent semble être le sol le moins favorable à la culture de soja. Les
deux variétés de soja y ont enregistré leurs plus faibles niveaux de développement (Figure 20 et
Tableau 9). Lors des analyses physico-chimiques, Ce type de sol a présenté le pH le plus élevé
et les taux de calcaire, calcaire actif, carbone, matière organique et phosphore les plus faibles.
Suivant les paramètres, les plus faibles résultats sont ceux des interactions:
o
o
o
o
o
Alidor ×Ain Temouchent pour les paramètres poids frais,
Alidor × ITGC pour le paramètre volume racinaire,
Oued Smar × Ain Temouchent pour les paramètres poids sec,
Oued Smar × Ain Temouchent pour les paramètres diamètre des nodules,
Oued Smar × Tessala pour les paramètres nombre de nodule / plante.
Figure 21: Exemple des résultats de l’effet des interactions sols × variétés sur le développement
du soja (sol de Tessala).
D’une manière générale, les résultats obtenus pour l’étude des effets des interactions sols ×
variétés ont été conformes aux résultats de l’étude des effets respectifs des sols et des variétés.
Pour les types de sols de Tessala et Ain Temouchent, les deux variétés ont donné des résultats
qui se rapprochent de la moyenne de production obtenue lors de l’étude des effets des sols. Pour
le sol de l’ITGC, l’écart entre les résultats obtenus et la moyenne de production de ce sol est trop
important.
La variété Oued Smar, bien qu’elle soit plus productive que la variété Alidor, présente
l’inconvénient d’être beaucoup plus sensible aux variations du milieu de culture. L’effet rapporté
(Markovacki et al., 2008) du taux d’azote du sol sur la nodulation des légumineuses a été bien
visible sur les plants de cette variété, le nombre de nodules obtenus a été inversement
Résultats & discussion
48
proportionnel aux taux d’azote des sols. Le développement des plantes de cette variété peut être
réduit de plus de la moitié pour un simple changement de support de culture.
En fin, la stabilité de production des variétés utilisées est un des critères les plus importants en
agriculture (Lee et al., 2007) et la stabilité relative des résultats de la variété Glycine max cultivar
Alidor, sa grande capacité d’adaptation et sa faible sensibilité aux variations du taux d’azote du
sol font d’elle une variété de choix pour la propagation à grande échelle.
3.5.Effet des interactions sols × traitements :
L’étude des interactions sols × traitements permet d’évaluer l’effet des traitements appliqués sur
le développement du soja cultivé sur chacun des sols utilisés. Elle permet la quantification du
gain de production végétale obtenu sous l’effet de l’inoculation et de la fertilisation et de juger
l’efficacité de l’inoculation sur chacun de ces sols.
Les niveaux de développement du soja diffèrent d’un sol à l’autre et d’un traitement à l’autre
pour un même sol. Tous les paramètres de développement des plantes ont évolué sous l’effet des
interactions sols × traitements et seul le paramètre taille des racines n’a pas présenté une
variation significative (Annexe 1.A).
le gain en (%)
250
200
150
100
50
0
1
2
3
4
5
6
7
8
10
11
Parametre
(SNI/SNF)100
(SSI/SSF)100
1 : Poids frais total.
2 : Poids frais de la partie aérienne.
3 : Poids frais de la partie racinaire.
4 : Poids sec total.
5 : Poids sec de la partie aérienne.
(SNI/SN)100
(SSI/SS)100
6 : Poids sec de la partie racinaire
7 : Hauteur totale des plantes.
8 : Hauteur de la partie aérienne des plantes
10 : Volume racinaire
11 : Nombre de feuilles par plante.
Figure 22: Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation.
(Interactions sols × traitements : Sol Station ITGC)
Résultats & discussion
49
12
40
35
30
25
20
15
10
5
0
10
Poids (gr)
Poids (gr)
Les résultats obtenus pour le type de sol de l’ITGC sont en accord avec ceux obtenus lors de
l’étude des effets des traitements (Figure 22, Figure 23 et Tableau 10). Le traitement sol
stérilisé inoculé permet l’obtention des meilleurs résultats pour tous les paramètres étudiés. Il
permet, et suivant le paramètre considéré, des grains de productions allant de 79.87% à 177.44%
par rapport au traitement sol stérilisé.
8
6
4
2
0
1
2
3
4
70
60
50
40
30
20
10
0
7
6
16
14
12
10
8
6
4
2
0
10
8
Parametres
nombre de feuiles
5
Paramertes
Volume (ml)
Hauteur (cm)
Parametres
Parameres
70
60
50
40
30
20
10
0
11
Parametres
.
1 : Poids frais total.
2 : Poids frais de la partie aérienne.
3 : Poids frais de la partie racinaire.
4 : Poids sec total.
5 : Poids sec de la partie aérienne.
6 : Poids sec de la partie racinaire
7 : Hauteur totale des plantes.
8 : Hauteur de la partie aérienne des plantes
10 : Volume racinaire
11 : Nombre de feuilles par plante.
Figure 23: Effet des interactions sols × traitements
(Sol station ITGC).
Avec une amélioration de 100.24% du poids frais de la partie racinaire, 132.05% du volume
racinaire, 164.36% du nombre de feuilles / plante et un nombre et une taille maximal des nodule,
Résultats & discussion
50
les plantes de ce traitement ont pu bénéficier d’une plus grande disponibilité des éléments
minéraux, d’un très important apport en azote via la fixation symbiotique (nombre et taille des
nodules maximal) et d’une exploitation plus efficace de ces élément a travers une photosynthèse
optimal qui auraient tous conduit à une augmentation de 132.16% du poids frais de la partie
aérienne, de 177.4 % du poids sec de la partie aérienne et de 113.75 % de la hauteur de la partie
arienne.
Le traitement sol stérilisé inoculé permet aussi des gains de production oscillant entre 108.9% à
224.84% par rapport au traitement sol stérilisé fertilisé et une efficacité relatif de 184.29% ce qui
correspond auprès du double de l’efficacité relative obtenue en sol naturel inoculé (101.46%)
(Figure 22).
le gain en (%)
800
700
600
500
400
300
200
100
0
1
2
3
4
5
6
7
8
10
11
Parametre
(SNI/SNF)100
(SSI/SSF)100
1 : Poids frais total.
2 : Poids frais de la partie aérienne.
3 : Poids frais de la partie racinaire.
4 : Poids sec total.
5 : Poids sec de la partie aérienne.
(SNI/SN)100
(SSI/SS)100
6 : Poids sec de la partie racinaire
7 : Hauteur totale des plantes.
8 : Hauteur de la partie aérienne des plantes
10 : Volume racinaire
11 : Nombre de feuilles par plante.
Figure 24: Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation.
(Interactions sols × traitements : sol de Tessala)
Le traitement sol naturel inoculé du sol de l’ITGC a abouti à des gains de production variant de
88.80 % à 204.12 % par rapport au sol naturel (Figure 22). Les pourcentages de gain pour les
paramètres poids frais de la partie aérienne, poids sec de la partie aérienne, hauteur de la partie
aérienne et nombre de feuilles / plante ont été de 137.04%, 180.20%, 147.75% et 158.83%,
respectivement, ce qui signifie que l’inoculation agit mieux en sol naturel qu’en sol stérilisé et ce
malgré l’effet favorable enregistré sur le développement foliaire, racinaire et nodulaire des
plantes de ce dernier.
51
35
30
25
20
15
10
5
0
10
8
Poids (gr)
Poids (gr)
Résultats & discussion
6
4
2
0
1
2
3
4
70
60
50
40
30
20
10
0
7
6
14
12
10
8
6
4
2
0
10
8
Parametres
nombre de feuiles
5
Paramertes
Volume (ml)
Hauteur (cm)
Parametres
Parameres
70
60
50
40
30
20
10
0
11
Parametres
.
1 : Poids frais total.
2 : Poids frais de la partie aérienne.
3 : Poids frais de la partie racinaire.
4 : Poids sec total.
5 : Poids sec de la partie aérienne.
6 : Poids sec de la partie racinaire
7 : Hauteur totale des plantes.
8 : Hauteur de la partie aérienne des plantes
10 : Volume racinaire
11 : Nombre de feuilles par plante.
Figure 25: Effet des interactions sols × traitements
(Sol Tessala).
De même que le sol de l’ITGC, le sol de Tessala a aussi enregistré sa meilleure interaction avec
le traitement sol stérilisé inoculé, et, ce pour tous les paramètres étudiés sauf ceux liés à la
hauteur (hauteur totale et hauteur de la partie aérienne) (Figure 24, Figure 25 et Tableau 10).
Les pourcentages de gains pour ce sol ont été variables et différaient considérablement à ceux du
sol de l’ITGC. Dans l’ensemble, les gains obtenus sous l’effet de la fertilisation sont faibles
comparés à ceux obtenus sous l’effet de l’inoculation (Annexe 1.D). Par rapport au traitement
sol stérilisé, le traitement sol stérilisé inoculé a permis d’améliorer les paramètres poids frais de
Résultats & discussion
52
la partie aérienne, poids sec de la partie aérienne, hauteur de la partie aérienne et le nombre de
feuilles / plante de 345.62%, 212.77%, 98.45% et 212.56%, respectivement.
Comparé au traitement sol stérilisé fertilisé ; le traitement sol stérilisé inoculé a permis des gains
de production de 269.02%, 181.05% et 104.41% pour les paramètres poids frais de la partie
aérienne, poids sec de la partie aérienne et la hauteur de la partie aérienne, respectivement. Et
aussi nous enregistrons une amélioration respective de 658.63%, 219.38%, 472.22% et 181.99%
des paramètres poids frais de la partie racinaire, poids sec de la partie racinaire, volume racinaire
et nombre de feuilles / plante.
Concernant les résultats du sol de Tessala, l’interaction de ce sol avec le traitement naturel
inoculé a donné les plus faibles résultats. Ces résultats ont été plus faibles que ceux du sol
stérilisé inoculé (20% à 80%), du sol naturel (26% à 94.88%) et ceux du sol naturel fertilisé (25
% à 95.10%). Ce dernier, avec des pourcentages de gains compris entre 96.26% et 250.56% par
rapport au sol naturel, a abouti aux résultats les plus importants pour les traitements naturel du
sol de Tessala.
L’efficacité relative de l’inoculation sur ce sol a pu atteindre 181.05% pour le traitement sol
stérilisé inoculé. Cependant, elle n’a pas dépassé les 40% (37.86%) pour le traitement sol naturel
inoculé, ce qui signifie que l’inoculation en sol naturel de Tessala cause plus tôt une perte de
production qui réduit le développement végétatif du soja d’un coefficient de 2.47% et 3.45%
pour les paramètres poids sec de la partie aérienne et hauteur de la partie aérienne par rapport au
traitement sol stérilisé inoculé.
Tableau 10 : Effet des interactions sols × traitements sur la nodulation.
Sols
Traitements
ITGC
Sol naturel inoculé
Sol stérilisé
inoculé.
Sol naturel inoculé
Sol stérilisé
inoculé.
Sol naturel inoculé
Sol stérilisé
inoculé.
Tessala
Ain
Temouchent
Nombre moyen de nodules /
plante
17.08
37
Ø des nodules
(mm)
2-25
1-20
4.98
16.12
3-20
1-8
12.2
1.63
3-15
2-5
La perte de production enregistrée en sol naturel inoculé est sans doute le résultat d’un
développement racinaire réduit de plus de 50% par rapport au sol naturel et de prêt de 60% par
rapport au sol naturel fertilisé. Le développement racinaire et nodulaire du soja cultivé en sol
naturel inoculé est réduit de prêt de 3 à 5 fois par rapport au sol stérilisé inoculé. Le gain de
production obtenu en sol stérilisé inoculé est fort probablement dû à l’effet enrichissant de la
stérilisation et à son effet sur la flore autochtone.
A la différence des deux sols précédant, le sol du site Ain Temouchent a donné des résultats très
variables ou les traitements sol stérilisé inoculé et sol naturel inoculé donnent souvent les
résultats les plus faibles (Figure 26, Figure 27 et Tableau 10).
Les meilleures interactions de ce sol ont été réparties sur les quatre traitements :
Résultats & discussion
53
o Naturel fertilisé (SNF) pour les paramètres poids frais de la partie aérienne, poids frais
total, poids sec total, hauteur totale et nombre de feuilles,
o Naturel (SN) pour les paramètres volume racinaire, poids sec de la partie racinaire et
poids sec de la partie racinaire,
o Stérilisé fertilisé (SSF) pour le paramètre poids sec de la partie aérienne,
o Stérilisé (SS) pour le paramètre hauteur de la partie aérienne.
5
4
15
Poids (gr)
Poids (gr)
20
10
5
3
2
1
0
0
1
2
3
4
70
60
50
40
30
20
10
0
7
8
Parametres
nombre de feuiles
5
6
Paramertes
Volume (ml)
Hauteur (cm)
Parametres
8
7
6
5
4
3
2
1
0
10
Parameres
35
30
25
20
15
10
5
0
11
Parametres
.
1 : Poids frais total.
2 : Poids frais de la partie aérienne.
3 : Poids frais de la partie racinaire.
4 : Poids sec total.
5 : Poids sec de la partie aérienne.
6 : Poids sec de la partie racinaire
7 : Hauteur totale des plantes.
8 : Hauteur de la partie aérienne des plantes
10 : Volume racinaire
11 : Nombre de feuilles par plante.
Figure 26: Effet des interactions sols × traitements
(Sol d’Ain Temouchent).
Résultats & discussion
54
Les traitements « sol naturel fertilisé » et « sol stérilisé fertilisé » ont permis des pourcentages de
gains [(SNF/SN) et (SSF/SS)] oscillant de 68.57% à 142.51% et de 39.09% à 175%,
respectivement (Annexe 1.D).
Les gains de production obtenus en « sol stérilisé inoculé » (SSI/SS) n’ont jamais dépassé le
seuil de production obtenus en sol stérilisé, ils ont représenté 35.94% à 164.91% de la production
du traitement sol stérilisé fertilisé avec des pourcentages de gains (SSI/SSF) de l’ordre de
35.94%, 81.57% et 83.46% pour les paramètres poids sec de la partie aérienne, hauteur de la
partie aérienne et poids frais de la partie aérienne, respectivement.
La production du traitement « sol naturel inoculé », elle aussi, n’a pas dépassé les seuils de
production des traitements « sol naturel » et « sol naturel fertilisé » et seuls les paramètres poids
sec de la partie aérienne et hauteur de la partie aérienne ont pu atteindre 103.75% et 112.26% de
la production du traitement sol naturel (SN).
le gain en (%)
180
160
140
120
100
80
60
40
20
0
1
2
3
4
5
6
7
8
10
11
Parametre
(SNI/SNF)100
(SSI/SSF)100
1 : Poids frais total.
2 : Poids frais de la partie aérienne.
3 : Poids frais de la partie racinaire.
4 : Poids sec total.
5 : Poids sec de la partie aérienne.
(SNI/SN)100
(SSI/SS)100
6 : Poids sec de la partie racinaire
7 : Hauteur totale des plantes.
8 : Hauteur de la partie aérienne des plantes
10 : Volume racinaire
11 : Nombre de feuilles par plante.
Figure 27: Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation.
(Interactions sols × traitements : sol de Ain Temouchent)
Contrairement a ce qui a été obtenu pour les sols de Tessala et de l’ITGC, l’efficacité relatif de
l’inoculation du sol d’Ain Temouchent a été faible et l’efficacité obtenus en sol naturel (78.64%)
a représenté plus du double de celle obtenue en « sol stérilisé » (35.94%) et ce malgré le nombre
et la taille des nodules obtenus pour ce traitement (Figure 27).
Résultats & discussion
55
Aussi, et à la différence des deux autres sols où la production du traitement « sol stérilisé
inoculé » représentait le double, le triple ou même 5 fois la production du traitement « sol naturel
inoculé », la production du traitement « stérilisé inoculé » (SSI) du sol d’Ain Temouchent n’a
pas dépassé les niveaux de production du traitement « naturel inoculé » (SNI) sauf pour le
paramètre nombre de feuilles / plante ou elle a représenté 105 % du nombre de feuilles / plante
du sol naturel inoculé.
En fin, le classement général des interactions sols traitements des trois sols différent d’un
paramètre à l’autre mais le maximum de production végétale pour tous les paramètres a été
enregistré pour l’interaction ITGC × sol stérilisé inoculé.
Les résultats obtenus pour les traitements sols stérilisés inoculés des trois sols sont conformes
aux résultats de l’étude des effets des sols, le type de sol de l’ITGC, suivie du type de sol de
Tessala, permet les meilleurs niveaux de production de ce type de traitement.
La production des traitements sol naturel inoculé des trois sols a donné des résultats différents à
ceux obtenus lors de l’étude des effets des sols. Le maximum de production de ce type de
traitement a été enregistré en sol de l’ITGC. La production du sol d’Ain Temouchent a
représenté 61.11% à 93.58% de la production du sol de l’ITGC. Cependant, le développement du
soja cultivé sur le sol de Tessala n’a pas dépassé les 50% de la production du sol de l’ITGC sauf
pour les paramètres hauteurs qui ont pu atteindre 79.85% pour le paramètre hauteurs et 88.9%
pour le paramètre hauteur totale.
Les résultats obtenus pour les traitements naturels inoculés sont en accord avec les résultats
obtenus lors des analyses physico-chimiques des sols. Le sol Tessala a présenté la conductivité
électrique (C.E) et le taux d’azote assimilable (N) les plus importants, comme il a présenté
aussi le pH et le rapport C/N les plus faibles.
Pour les deux autres sols les taux de productions obtenus ont été inversement proportionnel aux
pH des sols, à leurs conductivités électriques (C.E), a leurs taux d’azote (N) et directement
proportionnel a leurs taux de phosphore (P), leurs rapports C/N et au degré de finesse de leurs
structures.
Les résultats obtenus lors de l’évaluation de la nodulation en sol naturel sont inversement
proportionnels aux taux d’azote assimilable des sols. Ces résultats sont en accords avec les
informations rapportées par la littérature à ce sujet ; dans le sol, l’azote est présent
principalement sous forme d’ions ammonium (NH4+) et sous formes d’ions nitrates (NO3-) ou
nitrites (NO2-) (El-hilali, 2006). Selon Zahran, (1999) et Patriarca et al., (2002), la présence de
faible taux d’azote combiné (NO3-, NH4+ ou urée) est bénéfique pour le processus de symbiose,
elle améliore le nombre et la taille des nodules ainsi que l’efficacité des nodules résultants. En
revanche, les taux importants d’azote résultent en une dépression de la nodulation suite à
l’inhibition de l’infection des racines par le rhizobia et l’inhibition du développement et du
fonctionnement des nodules (Munns, 1968 ; Dazzo et Brill, 1978 ; Gibson et Harper, 1985 ;
Martensson et al., 1989 ; Carroll et Mathew 1990; Lee et Lee, 1998 ; Guldeb et Vessey, 1998 ;
Patriarca et al., 2002).
Résultats & discussion
3.6.
56
Effet des interactions variétés × traitements :
L’étude des effets des interactions variétés × traitements permet d’évaluer quantitativement la
réactivité de chacune des variétés utilisées aux différents traitements appliqués et de définir la
variété qui répond le mieux à l’inoculation.
Les interactions variétés × traitements ont exercé un effet positif sur le développement des deux
variétés utilisées. Un effet qui a abouti à une variation significative de tous les paramètres de
développement de celles-ci (Annexe 1.A).
L’application des différents traitements à la variété Oued Smar a donné des résultats très
différents de ceux obtenus lors de l’étude des effets des traitements (Figure 28, Figure 29 et
Tableau 11). Cette variété a enregistré ses meilleurs résultats en interaction avec les traitements :
o Sol naturel fertilisé (SNF) pour les paramètres poids frais, poids sec total, poids sec de la
partie aérienne, taille des racines, volume racinaire,
o Sol stérilisé (SS) pour les paramètres poids sec de la partie racinaire, hauteur totale,
hauteur de la partie aérienne et nombre de feuilles
o Et, Sol stérilisé inoculé (SSI) pour les paramètres nombre et diamètre des nodules.
le gain en (%)
250
200
150
100
50
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
Parametre
(SNI/SNF)100
(SSI/SSF)100
(SNI/SN)100
(SSI/SS)100
1 : Poids frais total.
6 : Poids sec de la partie racinaire
2 : Poids frais de la partie aérienne.
7 : Hauteur totale des plantes.
3 : Poids frais de la partie racinaire.
8 : Hauteur de la partie aérienne des plantes
4 : Poids sec total.
9 : Taille des racines.
5 : Poids sec de la partie aérienne.
10 : Volume racinaire
11 : Nombre de feuilles par plante.
Figure 28: Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation.
(Interactions variétés × traitements : variété de Oued Smar)
57
35
30
25
20
15
10
5
0
Poids (gr)
Poids (gr)
Résultats & discussion
1
2
8
7
6
5
4
3
2
1
0
3
4
70
60
50
40
30
20
10
0
7
8
6
14
12
10
8
6
4
2
0
10
9
Parameres
Parametres
nombre de feuiles
5
Paramertes
Volume (ml)
Hauteur (cm)
Parametres
40
35
30
25
20
15
10
5
0
11
Parametres
.
1 : Poids frais total.
6 : Poids sec de la partie racinaire
2 : Poids frais de la partie aérienne.
7 : Hauteur totale des plantes.
3 : Poids frais de la partie racinaire.
8 : Hauteur de la partie aérienne des plantes
4 : Poids sec total.
9 : Taille des racines.
5 : Poids sec de la partie aérienne.
10 : Volume racinaire
11 : Nombre de feuilles par plante.
11
Figure 29: Effet des interactions variétés × traitements.
(Variété Oued Smar).
La réponse à l’inoculation de la variété Oued Smar a été faible pour les deux types de sols
stérilisé et naturel (Figure 28). Les pourcentages de gains obtenus pour le sol naturel inoculé
[(SNI/SN) 100] ont variés de 58.3 % à 109.99 % de la production du sol naturel et les
pourcentages de gain du traitement sol stérilisé inoculé [(SSI/SS) 100] n’ont pas dépassé les
132.45 % de la production du traitement sol stérilisé. Aucune amélioration n’a été obtenue pour
les paramètres poids sec de la partie aérienne et hauteur de la partie aérienne sous l’effet du
Résultats & discussion
58
traitement sol stérilisé inoculé et le traitement sol naturel inoculé a permis une très faible
amélioration de ces derniers (pourcentages de gain de 103.33% et 109.99%, respectivement).
La variété Oued Smar répond mieux à la fertilisation en sol naturel qu’aux autres traitements
appliqués (Annexe 1.D). Ce traitement permet des pourcentages de gain de production
[(SNF/SN) 100] compris entre 111.41% et 224.76%. Il améliore les paramètres poids sec de la
partie aérienne et hauteur de la partie aérienne de plus de 224.76 % et 131.82 %.
Le développement des plantes du traitement sol stérilisé fertilisé a été moins important de celui
des plantes du traitement sol stérilisé et n’a représenté que 42% à 89.61% du développement de
celles-ci.
Enfin, l’efficacité relatif de l’inoculation a été de 45.97% pour le sol naturel inoculé avec un
pourcentage de gain [(SNI/SNF) 100] de 83.33% pour le paramètre hauteur de la partie aérienne
et l’efficacité relatif du sol stérilisé inoculé a été de 118.2% avec un pourcentage de gain
[(SSI/SSF) 100] de 102.79% pour le paramètre hauteur de la partie aérienne.
le gain en (%)
400
350
300
250
200
150
100
50
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
Parametre
(SNI/SNF)100
(SSI/SSF)100
(SNI/SN)100
(SSI/SS)100
1 : Poids frais total.
6 : Poids sec de la partie racinaire
2 : Poids frais de la partie aérienne.
7 : Hauteur totale des plantes.
3 : Poids frais de la partie racinaire.
8 : Hauteur de la partie aérienne des plantes
4 : Poids sec total.
9 : Taille des racines.
5 : Poids sec de la partie aérienne.
10 : Volume racinaire
11 : Nombre de feuilles par plante.
Figure 30: Pourcentages de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation.
(Interactions variétés × traitements : Variété Glycine max cultivar Alidor)
59
30
10
25
8
Poids (gr)
Poids (gr)
Résultats & discussion
20
15
10
6
4
2
5
0
0
1
2
3
4
6
10
70
60
50
40
30
20
10
0
8
6
4
2
0
7
8
Parametres
nombre de feuiles
5
Paramertes
Volume (ml)
Hauteur (cm)
Parametres
9
10
Parameres
70
60
50
40
30
20
10
0
11
Parametres
.
1 : Poids frais total.
6 : Poids sec de la partie racinaire
2 : Poids frais de la partie aérienne.
7 : Hauteur totale des plantes.
3 : Poids frais de la partie racinaire.
8 : Hauteur de la partie aérienne des plantes
4 : Poids sec total.
9 : Taille des racines.
5 : Poids sec de la partie aérienne.
10 : Volume racinaire
11 : Nombre de feuilles par plante.
Figure 31: Effet des interactions variétés × traitements sur
(Glycine max cultivar Alidor).
Contrairement à la variété Oued Smar, la variété Glycine max cultivar Alidor a été très réactive
aux différents traitements appliqués (Figure 30, Figure 31 et Tableau 11). Cette variété a
marqué ses meilleures interactions avec les traitements :
o Sol stérilisé inoculé (SSI) pour les paramètres poids frais, poids sec, volume racinaire,
nombre de feuilles/plantes et nombre de nodules/ plante.
Résultats & discussion
60
o Sol naturel inoculé (SNI) pour les paramètres hauteur totale, hauteur de la partie aérienne
et taille (diamètre) des nodules.
o Et sol naturel (SN) pour le paramètre taille des racines.
La variété Glycine max cultivar Alidor est plus réactive à l’inoculation qu’à la fertilisation
(Annexe 1.D). Les pourcentages de gains de production des traitements naturel fertilisé
[(SNI/SNF) 100] et stérilisé fertilisé [(SSI/SSF) 100] ont varié de 55% à 217% et de 73% à
207%, respectivement.
La production du traitement sol naturel inoculé a représenté 46 % à 153 % de la production du
traitement sol naturel et les paramètres pois sec de la partie aérienne et hauteur de la partie
aérienne ont été améliorés de plus de 153% et 135%, respectivement.
Le traitement sol stérilisé inoculé a doublé l’accumulation de la biomasse, le développement en
volume des racines et le développement foliaire de la variété Glycine max cultivar Alidor.
Cependant, le développement en hauteur des plantes a été en dessous de la moyenne obtenue en
sol stérilisé (Figure 31).
Enfin, l’application de l’inoculation à la variété Glycine max cultivar Alidor a abouti à une
efficacité relative de 144.76% pour le sol naturel et de 136.87% pour le sol stérilisé et à une
augmentation de la hauteur de la partie aérienne des plantes de 108.75% et 99.22% par rapport
aux traitements sol naturel fertilisé et sol stérilisé fertilisé, respectivement.
Tableau 11 : Effet des interactions variétés s × traitement sur la nodulation.
variétés
Traitements
Oued Smar
Sol naturel inoculé
Sol stérilisé
inoculé.
Sol naturel inoculé
Sol stérilisé
inoculé.
G.max cultivar
Alidor
Nombre moyen de nodules /
plante
1.83
4.75
Ø des nodules
(mm)
1-5.5
2-10
21.01
31.75
2-25
1-20
Contrairement, à ce qui a été obtenu lors du classement général des résultats des interactions sols
× traitements, le classement général des résultats des interactions variétés × traitements n’a pas
abouti à une seule meilleure interaction mais celle-ci a varié en fonction du paramètre considéré
et elle a été :
o Alidor × sol stérilisé inoculé pour les paramètres poids frais de la partie aérienne, poids
sec total, poids sec de la partie aérienne, nombre de feuilles par plante et nombre des
nodules.
o Alidor × sol naturel inoculé pour le paramètre diamètre des nodules.
o Oued Smar × sol naturel fertilisé pour les paramètres poids frais total, poids frais de la
partie racinaire, volume racinaire et taille des racines.
o Oued Smar × sol stérilisé pour les paramètres poids sec de la partie racinaire, hauteur
totale et hauteur de la partie aérienne.
Le classement général des résultats des traitements inoculés des deux variétés a été très différent
à celui des résultats de l’étude des effets variétal, l’application de l’inoculation stimule plus le
Résultats & discussion
61
développement de la variété Glycine max cultivar Alidor. La production et les pourcentages de
gain (les pourcentages de gain par rapport aux traitements témoins et aussi aux traitements
fertilisés) des traitements inoculés de cette variété ont été supérieures à ceux de la variété Oued
Smar pour la majeure partie des paramètres étudiés notamment les paramètres poids sec de la
partie aérienne et hauteur de la parie aérienne.
Les résultats obtenus pour l’expression des paramètres symbiotiques des deux variétés (nombre
et taille des nodules) ont suivie le même ordre de variation des autres paramètres mais la
dominance de l’effet de l’expression des caractères génétiques des deux variétés a été bien
apparente (Tableau 11).
Figure 32: Exemple des résultats de l’effet des interactions variétés × traitements sur le
développement du soja (sol de Tessala).
L’effet stimulant observé de la fertilisation sur le développement de la variété Oued Smar a été
limité au sol naturel, les résultats de la fertilisation en sol stérilisé sont plutôt en faveur de la
variété Glycine max cultivar Alidor. Le traitement sol stérilisé inoculé a abouti à des gains de
production de l’ordre de 73.06% à144.96% pour la variété Glycine max cultivar Alidor contre
42.75% à 89.61% pour la variété Oued Smar.
En plus des résultats obtenus pour le développement végétatif, la variété Alidor produit plus de
nodule que la variété de Oued Smar ce qui peut mieux favoriser l’établissement des souches de
l’inoculum dans le sol.
4.
Rendement potentiel sur parcelle du soja Glycine max cultivar Alidor:
Les résultats obtenus lors de l’étude des interactions sols × variétés et variétés × traitements nous
ont permis de choisir la variété Glycine max cultivar Alidor pour l’évaluation de son rendement
potentiel (Figure 33).
Résultats & discussion
62
Figure 33: Développement de la variété Glycine max cultivar Alidor cultivée sur parcelle deux
mois après semis.
La variété Glycine max cultivar Alidor fait partie des variétés préférées pour l’utilisation et la
transformation alimentaire (couleur jaune clair et hile blanc) (Anonyme). C’est une variété semi
précoce (groupe de précocité 0) et qui a l’avantage de présenter un cycle de 120 jours lui
permettant une productivité plus importante par rapport aux variétés précoces et une récolte
relativement plus facile comparée à celle des variétés tardives (Mouhouche, 2007).
Ca CO3
actif %
C%
M.O %
N g/kg
C/N
P mg/kg
Sable %
L.G %
L.F %
Argile %
8.18
Ca CO3 %
Sol
CNCC
C.E
(ms/cm)
Site
pH
Tableau 12 : Résultats des analyses physico-chimiques du sol du CNCC (Centre National de
Controle et de Certification).
Type de sol
0.19
10.01
3.75
0.98
1.69
1.5
6.53
17
27.2
12
38.2
22.6
Limoneux
fins
L’expérience a été réalisée au niveau de la parcelle appartenant au CNCC (Figure). Le sol de
cette parcelle est un sol limoneux fin. Il est légèrement alcalin, non salin, faiblement calcaire,
pauvre en matière organique et en phosphore, d’un rapport C/N trop faible et d’une teneur
satisfaisante en azote (Tableau 12).
La culture de la variété Glycine max cultivar Alidor en plein champ a permis l’obtention de
plantes d’une hauteur moyenne de 42.12 cm d’un poids moyen de 16.142 gr (Tableau 13). Cette
hauteur est comparable à celle rapporté pour les plantes non inoculés par Bakri Biran et al., 1983
et faible par rapport à celle rapporté par Markovacki et al., 2008. La moyenne de poids obtenue
est comparable à celle rapportée par Markovacki et al., 2008.
La production moyenne en gousse des plantes a été de 29.92 gousses /plante et le contenu moyen
en graines de ces gousses est de 2.414 graines/ gousse. Ce qui est similaire aux résultats
rapportés pour les plantes non inoculé par Malik et al., 2006.
Le poids moyen de 1000 grains de cette variété est de 84.47 g ce qui est plus faible par rapport à
ce qui a été rapporté par Lee et al., 2007.
Résultats & discussion
63
Rendement
biologique (Kg/Ha)
Rendement en
graines (Q/Ha)
P1000
(gr)
nombre de graines /
gousse
1
60 37.5 31.93
2
40
3
68 42.5 56.11 23.55
4
52 32.5
5
52 32.5 41.53 23.11 42.53 2.71 83.7 50.16 120.17
25
8.26
nombre de
gousses/Plante
Poids moyen des
Plantes (gr)
Taille moyenne des
Plantes (cm)
Pourcentage de levé
Nombre de Plantes/
m2
Répétitions
Tableau 13 : Rendement potentiel sur parcelle du soja Glycine max cultivar Alidor
38.05 10.56
43
17.2
2.22 78.21 17.91 49.56
23
2.30 85.24 18.03 42.24
35.3
2.41 91.20 52.75 160.14
15.23 31.61 2.43
84
33.55 79.19
Moyenne 54.4 34 42,124 16,142 29,928 2,414 84,47 34.48 90.26
Le nombre moyen de plants/m2 a été de 54.4 et le rendement biologique moyen est de 90.26 Q/
hectare ce qui est largement supérieur au nombre moyen de plantes/ m2 et au rendement
biologique rapporté par Malik et al., 2006.
La variété Glycine max cultivar Alidor a permis un rendement moyen en grains de 34.48
Q/hectare Ce qui représente 114.93 % du rendement maximal rapporté par Mouhouche, (2007)
pour les variétés actuellement utilisé en Algérie. Ce rendement est largement supérieur aux
rendements moyens obtenus au Pakistan (11.5 Q/hectare), en France pour les années 2003 et
2004 et en Italie pour l’année 2003 (Gigandon et al., 2005 et Cetiom, 2009). Il est aussi
comparable aux rendements obtenus pour les variétés semi précoces utilisées en France
(Gigandon et al., 2005).
Enfin, et selon les résultats obtenus pour l’étude des interactions variétés × traitements,
l’application de l’inoculation peut améliorer ces résultats et notamment les rendements d’un
facteur de 1.5.
5.
Caractérisation des souches :
Ce travail a été entrepris dans le but de récupérer et de conserver les souches de Bradyrhizobium
japonicum ayant servi à l’inoculation du soja lors de l’expérimentation agronomique. Mais suit à
l’isolement de 9 souches qui ne présentaient pas les mêmes caractéristiques que celles des
Bradyrhizobium, nous avons jugé judicieux de procéder à la caractérisation des ces souches et au
teste de leur capacité à former des nodules sur les racines de soja.
Résultats & discussion
5.1.
64
Vérification de la pureté des isolats :
12 isolats ont été obtenus des nodules de soja variété Glycine max cultivar Alidor (Tableau 14).
Après plusieurs repiquages, la pureté des isolats a été vérifiée par l’observation de leurs
caractéristiques macroscopiques et microscopiques.
Les isolats obtenus ne présentent pas tous les mêmes caractéristiques macroscopiques. Selon
l’aspect et le temps d’apparition des colonies sur milieu YEM, les isolats ont pu être subdivisés
en trois groupes :
Le premier groupe : renferme trois isolats (IS1, IS10 et IS12) se distinguant des autres par leur
croissance lente (temps d’apparition des colonies de 5 à7 jours), leurs colonies circulaires,
compactes, convexes, de couleur blanche, opaques et marquées par une très forte viscosité
(Figure 34).
Figure 34: Aspect macroscopique des isolats.
Le deuxième groupe : renferme un seul isolat (IS11) se différenciant par sa croissance rapide
(temps d’apparition des colonies de 3 à 5 jours), ses colonies circulaires, peut convexes, de
couleur blanchâtre, translucides et visqueuses (Figure 33).
Le troisième groupe : comporte 8 isolats (IS2 à IS9) d’un temps d’apparition des colonies de 3 à
5 jours, de colonies circulaires, compactes, de couleur blanche et peut visqueuses (Figure 33).
L’observation microscopique des isolats après coloration de Gram montre qu’ils sont Gram
négatif en forme de bacilles à coccobacilles (Figure 35), ce qui confirme leur pureté.
Résultats & discussion
65
Figure 35: Aspect microscopique de la souche IS11 (Grossissement x 1000).
Les caractéristiques morphologiques obtenues pour les souches du premier groupe sont
semblables à ceux des Bradyrhizobiums. Ces bactéries, après 5 à 7 jours d’incubation à 28°C,
forment des colonies convexes rarement translucides de couleur blanche ou crème (Vincent,
1970 ; Jordan, 1982 ; Jordan, 1984 ; Sadowsky et Graham, 2006). Les bactéries proviennent très
probablement de l’inoculum.
Tableau 14 : Résultats du temps d’apparition des colonies et répartition des souches dans les
trois groupes.
Test
Groupe
Temps d’apparition des
colonies (jours)
Souches
IS1 IS2 IS3 IS4 IS5 IS6 IS7 IS8 IS9 IS10 IS11 IS12
1
3
3
3
3
3
3
3
3
1
2
1
>3 <3 <3 <3 <3 <3 <3 <3 <3 >3 <3 > 3
Les bactéries des deux autres groupes sont différentes et sont plutôt semblables aux Rhizobiums
avec leurs temps d’apparition des colonies compris entre 3 à 5 jours, leurs colonies circulaire de
couleur blanche, crème ou translucide (Sadowsky et Graham, 2006). Les caractéristiques
macroscopiques de la bactérie du deuxième groupe sont semblables à celles rapportées par
Sadowsky et al., (1983) pour les bactéries à croissance rapide nodulant le soja. Les bactéries du
troisième groupe diffèrent de celles-ci par leurs colonies blanches et peu convexes.
5.2.
Test de nodulation:
La capacité à induire la formation de nodules sur la racine de la légumineuse hôte est un critère
de base pour la caractérisation des bactéries de la famille des rhizobia (Somasegaran et Hoben,
1994). Dès 12 isolats testés seuls 4 isolats (IS1, IS10, IS11 et IS12) sont capables de former des
nodules sur les racines de leur plante hôte (Tableau 15, Figure 36 et 37).
Résultats & discussion
66
Tableau 15 : Résultats du test de nodulation.
Test
IS1 IS2 IS3 IS4 IS5
Nodulation
+
-
-
-
-
Souches
IS6 IS7 IS8 IS9 IS10 IS11 IS12
-
-
-
-
+
+
+
+ : nodulation, - : pas de nodulation.
La souche IS11 est la seule souche à croissance rapide qui a pu noduler la variété de soja utilisée
(Figure 37, Tableau 15). La nodulation du soja par des souches à croissance rapide appartenant
à diverses espèces de rhizobia a été rapportée par plusieurs auteurs dont Keyser et al., 1982 ;
Scholla et Elkan, 1984 ; Balatti et Pueppke, 1992; Chueire et Hungria, 1997 ; Chen et al., 1995 et
Hungria et al., 2006.
L’inoculum étant composé exclusivement de souches de bradyrizobia, ceci nous laisse suggérer
que la souche IS11 provient du sol de la station expérimentale de l’ITGC (sol d’origine du
nodule)
Figure 36: Test de nodulation (Chambre de culture : température de 25 °C ± 1, photo périodicité
de 16 heures et intensité lumineuse de 2000 lux).
Aucune des souches du troisième groupe n’a pu induire la formation de nodules sur les racines
de la plante hôte (Tableau 15 et Figure 36). L’existence de souche de Rhizobium incapable de
réinfecter leurs plantes hôte a déjà été observée par Sekkour, (2008).
Résultats & discussion
67
Figure 37: Formation des nodules sur des racines des plantes de Glycine max cultivar Alidor
inoculées sur sable stérile après 40 jours de croissance dans la chambre de culture.
5.3.
5.3.1.
Caractérisation phénotypique des souches :
Effet du pH :
Les souches ont présenté une croissance optimale pour les pH 6 et 7 ce qui correspond à
l’optimum de pH rapporté pour les rhizobia (Tableau 16) (Dommergues et Mangenot, 1970 ;
Singleton, 1999 ; Young et al., 2001).
Les souches IS1, IS12 et IS10 sont à croissance lente et présentent une bonne croissance dans
l’intervalle de pH de 4 à 9 (Tableau 16). En revanche, les autres souches, à croissance rapide,
présentent une bonne croissance sur un intervalle de pH allons de 4 à 12 (Tableau 16). La
tolérance des rhizobia à une aussi large gamme de pH a été rapporté par plusieurs auteurs
(Graham, 1964 ; Jordan, 1984 ; El-hilali, 2006).
Nos résultats sont en accord avec les informations rapportées par la littérature sur l’aptitude des
rhizobia à croître aux pH bas. Graham et Parker, (1964) ont montré que le pH bas critique pour la
croissance de Rhizobium japonicum est compris entre 4 et 6. De même, Yadav et Vyas, 1973 ont
démontré que les souches rhizobiennes peuvent supporter et survivre dans un pH de l’ordre de
3,5.
La capacité de nos souches à croître aux pH fortement alcalins est comparable à celle décrite par
Yadav et Vyas, (1971) pour une vingtaine de souches isolées de huit espèces différentes de
légumineuses. Pour les souches à croissance rapide ; IS2, IS3, IS4, IS5, IS6, IS7, IS8, IS9 et IS11, le
seuil maximal de tolérance au pH est similaire à celui des souches de Rhizobium décrites par
Kulkarni et al., (2000).
Résultats & discussion
68
Tableau 16 : Effet du pH sur la croissance des souches.
pH
Souches
IS6 IS7
IS1 IS2 IS3 IS4 IS5
IS8 IS9 IS10 IS11 IS12
4, 5, 8 et 9 ++
++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++
6 et 7
+++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++
10, 11 et 12
+
++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++
+
++
+
- : pas de croissance, + : croissance, ++ : bonne croissance, +++ : très bonne croissance.
Comme nous l’avons constaté pour nos souches, l’existence d’une certaine corrélation entre la
vitesse de croissance des rhizobia et leur tolérance au pH a été signalée par plusieurs chercheurs.
Zablotowicz et Focht, (1981) et Sadowsky et al., (1983) ont rapporté que les souches à
croissance lente sont plus sensibles aux pH alcalins que celles à croissance rapide. D’autres
études ont montré que les rhizobia à croissance rapide sont généralement plus sensibles à
l’acidité que les bradyrhizobia (Jordan, 1984; van Rossum et al., 1994) ce qui est en
contradiction avec les résultats que nous avons obtenus pour ce type de bactéries.
Figure 38: Croissance des souches à pH 4.
5.3.2.
Résistance à la salinité :
L’analyse des résultats du test de résistance à la salinité de nos souches (Tableau 17 et Figure
39) nous a permis de faire les constatations suivantes :
Toutes les souches à croissance rapide résistent à des concentrations en Na Cl allant jusqu’à 5%.
Pour les souches à croissance lente : les souches IS1 et IS10 résistent à des concentrations de
l’ordre de 0.9%. Cependant, le seuil de tolérance de la souche IS12 ne dépasse pas 0.3%.
Nos résultats sont en accord avec ceux de Frioni et al., (2001) et Graham et Parker, (1964), ces
auteurs rapportent que les rhizobia peuvent tolérer des concentrations en Na Cl qui dépassent les
2%. Elles sont aussi en accord avec les résultats d’El-sheikh, (1998) qui rapporte que les souches
de B. japonicum sont plus sensibles à la salinité que les autres rhizobia. Cependant le seuil de
tolérance de nos souches dépasse largement 0.5%, seuil limite de tolérance des bradyrhizobia
rapporté par Odee et al., (1997).
Résultats & discussion
69
Tableau 17 : Résultats du test de résistance à la salinité des souches.
Tolérance
au Na Cl
%
0.3%
0.5% à
0.9%
1% à 5%
IS1 IS2 IS3 IS4 IS5
+
+
+
+
-
+
Souches
IS6 IS7 IS8 IS9 IS10 IS11 IS12
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
-
+
-
+ : croissance, - : pas de croissance
Nos observation sont aussi en accord avec les travaux rapportant que la vitesse de croissance des
rhizobia intervient dans la tolérance à la salinité, El-Sheikh et Wood, (1995) ont observé que des
souches de rhizobia isolées du pois chiche et à croissance rapide sur milieu de culture, étaient
plus tolérantes à la salinité que celles à croissance lente.
Contrairement à ce qui a été rapporté par plusieurs auteurs (Upchurch et Elkan, 1977 ; Bekki,
1986, Tao et al., 1992 et Zahran et al., 1994), aucune corrélation n’a été observée entre
l’importance de production d’exopolysaccharides et la tolérance à la salinité de nos souches.
Figure 39: Résistance des souches à 5% de Na Cl.
La plupart de nos souches sont plus tolérantes au sel comparés à certaines nodulant le lupin
(Raza et al., 2001) l’Acacia (Lal et Khanna, 1995 ; Zerhari et al., 2000 ; Sekkour, 2008) la
luzerne (Merabet, 2007) ou les légumineuses annuelles (Maâtallah et al., 2002).
5.3.3.
Résistance à la température :
Au test de la résistance à la température (Tableau 18 et Figure 40), Toutes les souches
présentent une meilleure croissance à 28°C température optimale de la croissance des rhizobia
(Prèvost et al., 1987 ; Graham, 1992 ; Dommergues et Mangenot, 1970 ; Dommergues et al.,
1999 ; Sadowsky et Graham, 2006).
A 4°C, les souches IS3, IS9 et IS11 présentent une bonne croissance, cependant la croissance des
autres souches est inhibée à cette température.
A 40°C, les souches IS2 IS3, IS4, IS5, IS6, IS7, IS8 et IS9 présentent une bonne croissance, tandis
que la croissance des souches IS1, IS10, IS11 et IS12 est faible.
Résultats & discussion
70
A 45°C, seules les souches IS2 IS3, IS4, IS5, IS6, IS7, IS8 et IS9 croient mais la croissance des
souches IS1, IS10, IS11 et IS12 est complètement inhibée à cette température.
Aux températures de 10 à 35°C, toutes les souches présentent une bonne croissance. Cette
gamme de température correspond à la gamme de température de développement des rhizobia
rapportée dans la littérature (Dommergues et Mangenot, 1970; Prevost et al., 1987 ; Graham,
1992 ; Dommergues et al., 1999 ; Sadowsky et Graham, 2006).
Figure 40: Croissance des souches à 45°C.
Les résultats obtenus pour les souches à croissance lente sont en accord avec ceux rapporté par
Maâtallah et al., (2002), ces auteurs rapportent que les souches à croissance lente présentaient
une bonne croissance entre 10 et 35°C.
Tableau 18 : Résultats du test de résistance des souches à la température.
Températures
Souches
(°C)
IS1 IS2 IS3 IS4 IS5 IS6 IS7 IS8 IS9 IS10 IS11
4
++
++
++
10
++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++
20
++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++
23
++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++
28
+++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++
30
++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++
35
++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++
40
+
++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++
+
+
45
+
+
+
+
+
+
+
+
- : pas de croissance, + : croissance, ++ : bonne croissance, +++ : très bonne croissance.
IS12
++
++
++
+++
++
++
+
-
La majorité des souches présentent une résistance à une température supérieure ou égale à 40°C.
La résistance des rhizobia aux températures extrêmes a été rapportée par plusieurs auteurs,
Karanja et Wood (1988) ont montré que quelques souches de Rhizobium phaseoli peuvent tolérer
des températures de 45°C à 47°C. Des souches de Rhizobia isolées de plantes de lupin dans le
Maroc peuvent tolérer jusqu’à 40°C à 42°C (El-hilali, 2006). Enfin, plusieurs études ont rapporté
que les rhizobia d’arbres légumineux ont l’aptitude de tolérer une température de 40 à 42°C (de
Lajudie et al., 1994 ; Zahran et al., 1994 ; Missbah El Idrissi, 1996 ; Sekkour, 2008).
Résultats & discussion
71
Comme pour nos résultats, l’existence de souches tolérantes à des températures de l’ordre de 4 à
5°C a été rapportée par plusieurs auteurs (Prévost et al., 1987 ; El-hilali, 2006).
En fin, il a été rapporté que les bradyrhizobia sont plus thermotolérants que les souches à
croissance rapide (Munevar et Wollum, 1981 ; Robert et al., 1982). Ce qui est en contradiction
avec les résultats que nous avons obtenus.
5.3.4.
Test au bleue de Bromothymol (BTB) :
Le bleu de bromothymol est un indicateur coloré qui permet de mettre en évidence une réaction
acide ou basique dans une gamme de pH qui s’étend de 6 à 7,6. Une réaction acide se traduit par
le changement de la coloration du bleu vers le jaune. Par contre une réaction alcaline se traduit
par le renforcement de la coloration bleue.
Dans notre cas toutes les souches testées, qu’elles soient à croissance rapide ou à croissance
lente, produisent une réaction (négative) d’alcalinisation en milieu YEM + BTB (Tableau 19).
Le résultat obtenu pour les souches à croissance lente est en parfait accord avec les résultats
obtenus par Xu et al. (1995) et Sadowsky et Graham, (2006), qui ont rapporté que les souches à
croissance lente donnent des réactions négatives en milieu YEM + BTB.
Tableau 19 : Résultats du test au bleue de Bromothymol (BTB).
Souches
IS1 IS2 IS3 IS4 IS5 IS6 IS7 IS8 IS9 IS10 IS11 IS12
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
+ : réaction positive, - : réaction négative.
Nos résultats sont aussi en accord avec ceux obtenus par Hernandez et Focht, (1984). Ces auteurs
ont rapporté l’existence de souches à croissance rapide pouvant alcaliniser le milieu.
Sadowsky et Graham, (2006) ont rapporté que les souches de rhizobia à croissance rapide sont
généralement des bactéries acidifiantes. Par conséquent, elles changent la coloration du BTB
vers le jaune.
5.3.5.
Dégradation des sucres :
D’après les résultats obtenus pour ce test (Tableau 20 et Figure 41), les souches présentent peut
de variabilité sur leurs profils de dégradation des sucres :
Toutes les souches sont capables de dégrader le cellobiose, le galactose, le glucose, le glycérol,
l’extrait de malt, le maltose, le raffinose, le saccharose et le sorbitol.
Résultats & discussion
72
Figure 41: Exemple de résultats de dégradation des sucres.
La souche IS11 est incapable de dégrader l’inositol.
Les souches IS1, IS10 et IS12 sont incapables de croitre en présence du citrate de sodium ou de
l’acétate de sodium et croient mal en présence du lactose comme seule source de carbone.
Toutes les souches peuvent assimiler le glycérol et le mannitol : substrats communément utilisés
pour la culture et le stockage des rhizobia.
Tableau 20 : Résultats du test de dégradation des sucres.
Sucres
Souches
IS6 IS7 IS8 IS9 IS10 IS11 IS12
IS1 IS2 IS3 IS4 IS5
Cellobiose
+ + + + + + + + +
+
Galactose
+ + + + + + + + +
+
Glucose
+ + + + + + + + +
+
Glycérol
+ + + + + + + + +
+
Inositol
+ + + + + + + + +
+
Lactose
+/- + + + + + + + + +/L’extrait de Malt +
+ + + + + + + +
+
Maltose
+ + + + + + + + +
+
Raffinose
+ + + + + + + + +
+
Saccharose
+ + + + + + + + +
+
Sodium acétate
+ + + + + + + +
Sodium citrate
+ + + + + + + +
Mannitol
+ + + + + + + + +
+
Sorbitol
+ + + + + + + + +
+
+ : croissance, - : pas de croissance, +/- : croissance faible
+
+
+
+
+/+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+/+
+
+
+
+
+
Les résultats montrent que les souches à croissance rapide assimilent toutes les sucres testés sauf
l’inositol pour la souche IS11. Ces résultats sont, de ce fait, en accord avec ceux obtenus par
Mohamed et al., (2000), qui en rapportent que les monosaccharides et polyols sont utilisés par
les isolats à croissance rapide et ceux à croissance lente. Les souches à croissance rapide
Résultats & discussion
73
possèdent une préférence pour les hexoses, les pentoses, les disaccharides ainsi que les acides
organiques (Stowers, 1985 ; Lindström et Lehtomaki, 1988 ; van Rossum et al., 1995).
Les souches à croissance lentes sont incapables d’utiliser les acides organiques testés et croient
mal en présence du lactose comme seule source de carbone. Mohamed et al., (2000), rapportent
que les souches à croissance lente qu’ils ont testée, étaient incapables d’utiliser les disaccharides.
Selon les auteurs, les souches à croissance lente présentent une utilisation rare pour les
monosaccharides et une utilisation variable pour les disaccharides (Jordan, 1984 ; Xu et al.
1995).
La variabilité de la nutrition carbonée chez les rhizobia a été rapportée par plusieurs études
(Allen et Allen, 1950 ; Graham, 1964 ; Stowers et Eaglesham, 1984 ; Zhang et al., 1991). Selon
Graham, (1964), les bactéries à croissance rapide présentent un spectre d’assimilation très large
vis-à-vis des substrats carbonés par rapport aux bactéries à croissance lente.
5.3.6.
Résistance aux antibiotiques :
Les résultats indiquent que les souches montrent des réponses variables aux différents
antibiotiques testés (Tableau 21 et Figure 42). 8 souches résistent au chloramphénicol (10
μg/ml), 8 autres résistent à l’ampicilline (50 μg/ml), 4 souches résistent à la tétracycline, 3 à la
kanamycine (10 μg/ml), 3 autres à la streptomycine (25 μg/ml), 2 à l’érythromycine (100 μg/ml),
2 autres à la streptomycine (100 μg/ml) et enfin, aucune souche ne résiste à la kanamycine (100
μg/ml).
Les souches à croissance lente présentent le plus grand nombre de résistance vis-à-vis des
différents antibiotiques, la souche IS1 résiste à 4 antibiotiques, la souche IS10 résiste à 4
antibiotiques et la souche IS12 résiste à 6.
La souche IS11, à croissance rapide, résiste à 6 antibiotiques.
Les souches du troisième groupe sont les moins résistantes aux antibiotiques testés.
Nos observations sont en accord avec ceux rapporté par Young et Chao, (1989), ces auteurs ont
observé une grande variabilité dans la résistance des souches nodulant le soja, aux antibiotiques.
Graham et al., (1991) ont rapporté que l’effet inhibiteur d’un antibiotique dépend de sa nature et
de sa concentration dans le milieu et que le degré d’inhibition est variable d’une espèce à une
autre et d’une souche à l’autre.
Nos résultats montrent que les souches à croissance lente sont plus résistantes aux antibiotiques
que les souches à croissance rapide. Jordan, (1984) a montré que les souches à croissance rapide
sont plus sensibles à la tétracycline et à la streptomycine alors que les bradyrhizobia sont plus
résistants aux antibiotiques. Le même résultat a été rapporté par Elkan, (1992) et Mpepereki et
al., (1997).
Résultats & discussion
74
Figure 42: Résistance des souches à la tétracycline et kanamycine (100 μg/ml).
Les souches ont présenté une résistance importante pour le chloramphénicol, l’ampicilline, leur
résistance a été faible vis-à-vis de l’érythromycine, la tétracycline, la kanamycine et la
streptomycine. Les trois derniers antibiotiques se sont révélés les plus inhibiteurs de la croissance
de quelques souches à croissance rapide de lupin (Schlinkert et Pepper, 1988 ; El-hilali, 2006).
L’effet inhibiteur de la kanamycine et la streptomycine sur les souches de rhizobium a aussi été
rapporté par plusieurs auteurs dont Gabor, (1965) ; Madrzak et al., (1995) ; Mohamed et al.,
(2000) ; Zerhari et al., (2000) ; Maâtallah et al., (2002) et Ruiz-Díez et al., (2009).
Tableau 21 : Résultats du test de résistance des souches aux antibiotiques.
Antibiotiques (μg/ml)
IS1 IS2 IS3 IS4 IS5
Streptomycine (25)
Streptomycine (100)
Tétracycline (20)
Chloramphénicol (10)
Kanamycine (10)
Kanamycine (100)
Ampicilline (50)
Erythromycine (100)
+
+
+
+
-
+
-
+
+
-
-
-
Souches
IS6 IS7 IS8 IS9 IS10 IS11 IS12
+
+
-
+
+
-
+
-
+
+
-
+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+ : croissance, - : pas de croissance.
La majorité des souches à croissance lente présentent des résistances à plusieurs antibiotiques.
Selon la littérature, une résistance multiple à différents types d’antibiotiques peut être identifiée
chez une même souche de rhizobium (Cole et Elkan, 1979 ; Jenkins et Bottomley, 1985).
5.3.7.
Résistance aux métaux lourds :
La totalité des souches testée sont résistantes à l’aluminium et au manganèse, 11 sont résistantes
au cobalt, 11 autres souches sont résistantes au zinc, 6 souches sont résistantes au mercure et 5
sont résistantes au cuivre (Tableau 22 et Figure 43).
Les souches IS10 IS11 et IS12 sont résistantes à la totalité des métaux lourds testés (Tableau 22).
Les souches IS4, IS8 et IS9 sont sensibles au cuivre et au mercure (Tableau 22).
Résultats & discussion
75
Les souches IS5, IS6 et IS7 sont sensibles au cuivre (Tableau 22).
La souche IS1 est sensible au mercure et au zinc, la souche IS2 est sensible au mercure et la
souche IS3 est sensible au cuivre, mercure et cobalt (Tableau 22).
Figure 43: Résistance des souches au zinc, cobalt et au manganèse.
La majorité de nos souches résistaient mieux à l’aluminium, le manganèse, le zinc et au cobalt
cependant un faible nombre de souches résistent au cuivre et au mercure. Nos résultats sont en
accord avec les observations d’El-hilali, (2006).
Tableau 22 : Résultats du test de résistance aux métaux lourds des souches.
Métaux lourds
IS1 IS2 IS3 IS4 IS5
AlCl3 (250)
CoCl2 (25)
CuSO4 (50)
HgCl2 (10)
MnCl2 (500)
ZnSO4 (50)
+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
Souches
IS6 IS7 IS8 IS9 IS10 IS11 IS12
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+ : croissance, - : pas de croissance.
Les souches à croissance lente sont les plus résistantes aux métaux lourds testés. Tong et
Sadowsky, (1994) ont rapporté que les souches à croissance lente sont plus résistantes aux
métaux lourds que les souches à croissance rapide. Des résultats non concordants ont été
toutefois observés chez les deux souches Sinorhizobium meliloti et Sinorhizobium fredii (Kinkle
et al., 1994).
La résistance de nos souches aux métaux lourds peut très bien être due à leur capacité à alcaliser
le milieu de culture, Selon Angle et al. (1993) ainsi que Tong et Sadowsky, (1994) la résistance
des Bradyrhizobium aux métaux est due à leur capacité à alcaliniser le milieu et rendre ainsi les
métaux moins disponibles dans leur environnement.
L’inoculation du soja par ces souches peut être très bénéfique dans le cas des sols à haut contenu
en métaux lourds.
Résultats & discussion
5.3.8.
76
Hydrolyse de l’urée :
La mise en évidence de la capacité des rhizobia à hydrolyser l’urée a été initialement décrite par
Jarvis et al., (1977) en utilisant le rouge de phénol comme un indicateur de pH. L’augmentation
du pH du milieu par les souches suite à une réaction hydrolytique de l’urée se traduit par un
changement de la coloration du milieu vers le rouge foncé ou le rouge indigo.
Sur 12 souches testées 10 souches étaient capables de dégrader l’urée, la croissance des deux
souches restantes (IS1 et IS10) s’est avérée inhibée par ce dernier (Tableau 23).
Tableau 23 : Résultats du test d’hydrolyse de l’urée.
Souches
IS1 IS2 IS3 IS4 IS5 IS6 IS7 IS8 IS9 IS10 IS11 IS12
Ci
+
+
+
+
+
+
+
+
Ci
+
+
Ci : croissance inhibée, + : dégradation de l’urée.
L’aptitude à hydrolyser l’urée et à réduire le nitrate est une caractéristique écologiquement
importante. Elle permet aux rhizobia de disposer d’une source d’azote pour leur survie (Sen et
al., 2008) et aussi de diminuer les taux de nitrate accumulés dans leur environnement immédiat.
En fait, un excès d’azote minéral dans le sol peut exercer un effet inhibiteur sur l’adsorption des
rhizobia sur la surface des racines (Sherwood et al., 1984) ainsi que sur leur capacité infective et
effective (Davidson et Robson, 1986 ; Arreseigor et al., 1997).
Nos résultats sont en accord avec ceux rapporté par Sadowsky et al., (1983). Ces auteurs
rapportent que les bactéries nodulant le soja qu’ils ont testées, qu’elles soient à croissance rapide
ou à croissance lente, étaient capables d’hydrolyser l’urée.
Nos résultats sont aussi en concordance avec les travaux rapportant que la sensibilité au nitrate
peut varier entre les différentes souches de Bradyrhizobium (Gibson et Harper, 1985).
CHAPITRE VI
CONCLUSION & PERSPECTIVES
Conclusion & perspectives
77
Conclusion et perspectives :
Dans le but d’étudier les effets du sol et de l’inoculation sur le développement du soja et son
rendement, nous avons procédé à deux expériences.
La première expérience visait à étudier l’influence du sol et de l’inoculation sur le
développement des plantes de soja. Les trois sols utilisés provenaient tous des régions connues
comme zones de culture de légumineuses. Les sols différaient dans leurs caractéristiques
physico-chimiques ce qui a engendré une variabilité dans le développement du soja cultivé sur
ces sols. Les résultats obtenus ont confirmé la préférence qu’a cette plante vis-à-vis des sols à
réserve en eau relativement élevée. Ils ont aussi permis de déduire que des taux de calcaire actif
de l’ordre de 7% conjugués à des taux d’azote satisfaisants constituaient de bonnes conditions
pour le développement de cette plante ainsi que pour la symbiose. Les types de sols les plus
favorables à la culture du soja sont ceux de la station ITGC et du site d’Ain Temouchent.
Sur le plan des variétés de soja utilisées, nous avons pu conclure que le développement végétatif
et les capacités symbiotiques des plantes de soja ne sont pas conditionnés que par la nature du sol
utilisé (ses caractéristiques physico- chimiques) mais aussi par les capacités de développement
propre à la variété cultivée et par son aptitude à l’adaptation aux conditions culturales. La variété
Alidor a présenté les niveaux de développement les plus stables et la meilleure réponse à
l’inoculation.
La deuxième expérience visait à évaluer le rendement potentiel de la variété Glycine max cultivar
Alidor en culture de plein champ. La culture réalisée sans apport d’engrais azoté ni d’inoculation
nous a permis d’obtenir des rendements comparable a ceux obtenus sous conditions
d’inoculation.
Ensuite, la caractérisation des souches nous a permit de déduire qu’il s’agissait d’un inoculum
mixte contenant plusieurs souches de Bradyrhizobium qui différaient dans leur tolérance à la
salinité et leur résistance aux antibiotiques et aux métaux lourds. Cette étape nous a aussi permis
d’isoler une souche à croissance rapide pouvant nodule la variété de soja utilisée.
Enfin, et en continuité de ce travail, il serait intéressant
 D’évaluer l’efficacité de l’inoculation par chacune des souches obtenues.
 D’étendre l’étude vers d’autres sites et d’autres types de sols.
 De réaliser des essais en plein champ avec une diversification des variétés et de leurs
origines (utiliser des variétés de l’Afrique, de l’Asie).
 Et, de tester d’autres inocula afin d’en sélectionner les plus performants.
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ANNEXES
Annexe
94
Annexe n° 1 : Résultats de l’analyse statistique
A.
Analyse des variances :
Analyse de variance pour le paramètre poids frais total
VARIENCE
DDL
VAR. tot. S-bloc
VAR. Sol
VAR. Variété
VAR. inter sol × variété
VAR. blocs
VAR.RESIDUELLE1
Var. totale
Var. Traitement
Var. inter sol × traitement
Var. inter variété × traitement.
Var. inter sol × variété× traitement.
Var. tot. S-bloc
Var. RESIDUELLE 2
17
2
1
2
2
10
107
5
10
5
10
17
60
CARRES
MOYENS
360.13
1463.96
1202.40
943.99
3.00
9.79
145.10
460.44
341.52
269.80
80.22
360.13
25.56
TEST F
PROBA
149.51
122.79
96.4
0.31
0.0000
0.0000
0.0000
0.7459
18.01
13.36
10.55
3.14
14.09
E.T
C.V
3.13
17.6%
5.06
28.4%
E.T
C.V
3.10
28.2%
2.71
24.6%
0.0000
0.0000
0.0000
0.0028
0.0000
Analyse de variance pour le paramètre poids frais de la partie aérienne
VARIENCE
DDL
VAR. tot. S-bloc
VAR .Sol
VAR. Variété
VAR. inter sol × variété
VAR. blocs
VAR.RESIDUELLE1
Var. totale
Var. Traitement
Var. inter sol × traitement
Var. inter variété × traitement.
Var. inter sol × variété× traitement.
Var. tot. S-bloc
Var. RESIDUELLE 2
17
2
1
2
2
10
107
5
10
5
10
17
60
CARRES
MOYENS
116.65
556.63
249.28
20.5.23
56.88
9.63
57.99
266.07
146.35
119.07
39.22
116.65
7.34
TEST F
PROBA
57.79
25.88
21.31
5.91
0.0000
0.0005
0.0003
0.0202
36.26
19.94
16.22
5.34
15.90
0.0000
0.0000
0.0000
0.0028
0.0000
Annexe
95
Analyse de variance pour le paramètre poids frais de la partie racinnaire.
VARIENCE
DDL
VAR. tot. S-bloc
VAR .Sol
VAR. Variété
VAR. inter sol × variété
VAR. blocs
VAR.RESIDUELLE1
Var. totale
Var. Traitement
Var. inter sol × traitement
Var. inter variété × traitement.
Var. inter sol × variété× traitement.
Var. tot. S-bloc
Var. RESIDUELLE 2
17
2
1
2
2
10
107
5
10
5
10
17
60
CARRES
MOYENS
91.75
216.63
363.07
279.79
26.45
15.10
35.35
99.66
57.63
33.44
37.61
91.75
10.09
TEST F
PROBA
14.35
24.04
18.53
1.75
0.0013
0.0007
0.0005
0.2221
9.88
5.71
3.32
3.73
9.10
E.T
C.V
3.89
57.1%
3.18
46.7%
0.0000
0.0000
0.0105
0.0007
0.0000
Analyse de variance pour le paramètre poids sec total.
VARIENCE
DDL
VAR. tot. S-bloc
VAR. Sol
VAR. Variété
VAR. inter sol × variété
VAR. blocs
VAR.RESIDUELLE1
Var. totale
Var. Traitement
Var. inter sol × traitement
Var. inter variété × traitement.
Var. inter sol × variété× traitement.
Var. tot. S-bloc
Var. RESIDUELLE 2
17
2
1
2
2
10
107
5
10
5
10
17
60
CARRES TEST F PROBA E.T
C.V
MOYENS
15.42
53.84
13.78
0.0015
30.97
7.93
0.0178
23.45
6.00
0.0194
18.78
4.81
0.0342
3.91
1.98 42.1%
9.13
27.24
6.79
0.0001
16.82
4.20
0.0002
19.90
4.96
0.0008
7.04
1.76
0.0885
15.42
3.85
0.0001
4.01
2.00 42.7%
Annexe
96
Analyse de variance pour le paramètre poids sec de la partie aérienne
VARIENCE
DDL
VAR. tot. S-bloc
VAR .Sol
VAR. Variété
VAR. inter sol × variété
VAR. blocs
VAR.RESIDUELLE1
Var. totale
Var. Traitement
Var. inter sol × traitement
Var. inter variété × traitement.
Var. inter sol × variété× traitement.
Var. tot. S-bloc
Var. RESIDUELLE 2
17
2
1
2
2
10
107
5
10
5
10
17
60
CARRES TEST F PROBA E.T
C.V
MOYENS
9.34
21.83
4.84
0.0336
3.49
0.77
0.4035
15.35
3.40
0.0738
17.91
3.97
0.0532
4.51
2.12 63.7%
7.05
21.33
5.04
0.0007
10.71
2.53
0.0129
11.90
2.81
0.0238
6.89
1.63
0.1194
9.34
2.21
0.0128
4.23
2.06 61.7%
Analyse de variance pour le paramètre poids sec de la partie racinnaire.
VARIENCE
VAR. tot. S-bloc
VAR .Sol
VAR. Variété
VAR. inter sol × variété
VAR. blocs
VAR.RESIDUELLE1
Var. totale
Var. Traitement
Var. inter sol × traitement
Var. inter variété × traitement.
Var. inter sol × variété× traitement.
Var. tot. S-bloc
Var. RESIDUELLE 2
DDL
17
2
1
2
2
10
107
5
10
5
10
17
60
CARRES
MOYENS
3.04
6.84
13.36
6.67
2.37
0.66
1.59
1.96
2.44
2.98
0.98
3.04
1.00
TEST F PROBA
10.34
20.20
10.09
3.58
E.T
C.V
0.0038
0.0012
0.0041
0.0666
0.81 53.8%
1.96
2.45
2.99
0.98
3.05
0.0965
0.0159
0.0179
0.4710
0.0008
66.0%
1.00
Annexe
97
Analyse de variance pour le paramètre hauteur totale des plantes.
VARIENCE
VAR. tot. S-bloc
VAR .Sol
VAR. Variété
VAR. inter sol × variété
VAR. blocs
VAR.RESIDUELLE1
Var. totale
Var. Traitement
Var. inter sol × traitement
Var. inter variété × traitement.
Var. inter sol × variété× traitement.
Var. tot. S-bloc
Var. RESIDUELLE 2
DDL
17
2
1
2
2
10
107
5
10
5
10
17
60
CARRES
MOYENS
67.62
39.18
49.11
144.15
119.37
49.51
64.76
183.41
128.92
238.14
49.01
67.62
31.55
TEST F PROBA
0.79
0.99
2.91
2.41
E.T
C.V
0.4828
0.3445
0.0998
0.1387
7.04 12.7%
5.81
4.09
7.55
1.55
2.14
0.0002
0.0003
0.0000
0.1428
0.0159
5.62 10.1%
Analyse de variance pour le paramètre hauteur de la partie aérienne des plantes.
VARIENCE
DDL
VAR. tot. S-bloc
VAR .Sol
VAR. Variété
VAR. inter sol × variété
VAR. blocs
VAR.RESIDUELLE1
Var. totale
Var. Traitement
Var. inter sol × traitement
Var. inter variété × traitement.
Var. inter sol × variété× traitement.
Var. tot. S-bloc
Var. RESIDUELLE 2
17
2
1
2
2
10
107
5
10
5
10
17
60
CARRES
MOYENS
58.48
20.51
103.60
64.28
275.41
17.02
47.92
353.41
63.17
139.79
24.60
58.48
13.16
TEST F
PROBA
1.21
6.09
3.78
16.18
0.3406
0.0321
0.0593
0.0008
26.85
4.80
10.62
1.87
4.44
E.T
C.V
4.13
13.7%
3.63
12.0%
0.0000
0.0001
0.0000
0.0675
0.0000
Annexe
98
Analyse de variance pour le paramètre taille des racines des plantes.
VARIENCE
VAR. tot. S-bloc
VAR .Sol
VAR. Variété
VAR. inter sol × variété
VAR. blocs
VAR.RESIDUELLE1
Var. totale
Var. Traitement
Var. inter sol × traitement
Var. inter variété × traitement.
Var. inter sol × variété× traitement.
Var. tot. S-bloc
Var. RESIDUELLE 2
DDL
17
2
1
2
2
10
107
5
10
5
10
17
60
CARRES TEST F PROBA E.T
C.V
MOYENS
24.16
10.22
0.45
0.6542
17.57
0.77
0.4037
54.77
2.41
0.1388
17.98
0.79
0.4829
22.72
4.77 19.1%
30.78
178.17
10.95
0.0000
30.60
1.88
0.0657
58.32
3.58
0.0068
41.77
2.57
0.0119
24.16
1.48
0.1318
16.28
4.03 16.2%
Analyse de variance pour le paramètre volume racinnaire.
VARIENCE
VAR. tot. S-bloc
VAR .Sol
VAR. Variété
VAR. inter sol × variété
VAR. blocs
VAR.RESIDUELLE1
Var. totale
Var. Traitement
Var. inter sol × traitement
Var. inter variété × traitement.
Var. inter sol × variété× traitement.
Var. tot. S-bloc
Var. RESIDUELLE 2
DDL CARRES
MOYENS
17
100.73
2
202.89
1
448.27
2
301.24
2
32.82
10
19.02
107
36.44
5
94.01
10
44.88
5
27.30
10
46.05
17
100.73
60
11.19
TEST F
PROBA
10.67
23.57
15.84
1.73
0.0035
0.0007
0.0009
0.2264
E.T
C.V
4.36 63.8%
8.40
2.01
2.44
4.12
9.00
0.0000
0.0003
0.0441
0.0003
0.0000
4.34 48.9%
Annexe
99
Analyse de variance pour le paramètre nombre de feuilles par plante.
VARIENCE
DDL CARRES
MOYENS
17
395.36
2
1694.96
1
945.13
2
231.99
2
441.60
10
103.88
107
312.76
5
2034.93
10
521.16
5
702.97
10
258.16
17
395.36
60
87.69
VAR. tot. S-bloc
VAR .Sol
VAR. Variété
VAR. inter sol × variété
VAR. blocs
VAR.RESIDUELLE1
Var. totale
Var. facteur 3
Var. inter sol × traitement
Var. inter variété × traitement.
Var. inter sol × variété× traitement.
Var. tot. S-bloc
Var. RESIDUELLE 2
B.
TEST F PROBA
16.32
9.10
2.23
4.25
E.T
C.V
0.0008
0.0127
0.1567
0.0457
10.19 32.6%
23.21
5.94
8.02
2.94
4.51
0.0000
0.0000
0.0000
0.0046
0.0000
9.36
29.9%
Effet des différents facteurs :
NS
Le nombre de feuilles
par plante
NS
Le volume
racinnaire
NS
Taille des racines des
plantes
La hauteur de la
partie aérienne des
plantes
Le poids sec de la
partie racinnaire
Le poids sec de la
partie aérienne
25.01 15.49 9.45 5.83 4.14 1.92
15.60 9.27 6.35 4.84 3.27 1.56
12.86 8.21 4.61 3.40 2.59 1.06
Le poids sec total
ITGC
Tessela
Ain-temouchant
La hauteur totale des
plantes
Le poids frais de la
partie racinnaire
Sols
Le poids frais total
Paramètres
Le poids frais de la
partie aérienne
Effet des sols.
9.39 37.21
6.43 32.94
4.70 23.78
Le nombre de feuilles
par plante
La hauteur totale des
plantes
La hauteur de la
partie aérienne des
plantes
Taille des racines des
plantes
Le volume
racinnaire
Le poids sec de la
partie aérienne
Le poids sec de la
partie racinnaire
Le poids sec total
Le poids frais de la
partie racinnaire
variétés
Le poids frais de la
partie aérienne
Paramètres
Le poids frais total
Effet des variétés.
Oued Smar
21.16 12.51 8.64 5.23 NS 1.86 NS 31.12 NS 8.88 28.35
Glycine max cultivar Alidor 14.49 9.47 4.97 4.15
1.16
29.16
4.80 34.27
Annexe
100
Le poids sec de la
partie aérienne
9,01
8,22
4,78
6,30
3,43
9,06
3,37
5,20
3,82
4,48
4,42
6,86
01,94 NS 51,33 22,75
03,54
57,43 29,07
02,45
52,65 28,17
03,18
60,11 34,88
03,90
54,80 32,76
05,01
55,73 33,19
Le nombre de feuilles
par plante
Le poids sec total
7,46
12,66
07,16
11,81
09,48
17,39
Le volume
racinnaire
Le poids frais de la
partie racinnaire
16,48
20,60
12,65
18,08
12,94
25,98
Taille des racines des
plantes
Le poids frais de la
partie aérienne
SN*
SNF*
SNI*
SS*
SSF*
SSI*
La hauteur de la
partie aérienne des
plantes
Traitements
Le poids frais total
Paramètres
Le poids sec de la
partie racinnaire
La hauteur totale des
plantes
Effet des traitements.
28,31
28,01
24,21
25,99
20,31
22,54
07,67
08,06
05,18
06,13
03,79
10,21
19,48
37,88
30,26
30,3
21,68
48,25
SN : Sol naturel. SNF : Sol naturel fertilisé. SNI : Sol naturel inoculé. SS : Sol stérilisé. SSF : Sol stérilisé fertilisé.
SSI : Sol stérilisé inoculé.
C.
Effet des interactions entre les différents facteurs :
Ain
Temouchent
Tessala
ITGC
Le nombre de feuilles
par plante
La hauteur totale des
plantes
La hauteur de la
partie aérienne des
Taille des racines des
plantes
Le volume
racinnaire
Le poids sec de la
partie aérienne
Le poids sec de la
partie racinnaire
Le poids sec total
Le poids frais de la
partie racinnaire
variétés
Le poids frais de la
partie aérienne
Sol
Paramètres
Le poids frais total
Effet des interactions sol × variété.
Oued Smar
34,26 19,76 14,05 7,01 NS 2,73 NS NS NS 14,77 NS
Glycine max cultivar Alidor 15,77 11,22 04,40 4,65
1,12
04,01
Oued Smar
16,04 09,56 06,46 5,64 NS 1,83 NS NS NS 06,74 NS
Glycine max cultivar Alidor 15,16 08,99 06,23 4,04
1,26
06,12
Oued Smar
13,18 08,22 04,95 3,03 NS 1,01 NS NS NS 05,12 NS
Glycine max cultivar Alidor 12,54 08,21 04,27 3,77
1,11
04,28
Annexe
101
Le poids frais total
Le poids frais de la
partie aérienne
Le poids frais de la
partie racinnaire
Le poids sec total
Le poids sec de la
partie aérienne
Le poids sec de la
partie racinnaire
La hauteur totale des
plantes
La hauteur de la
partie aérienne des
plantes
Taille des racines des
plantes
SN*
SNF*
SNI*
SS*
SSF*
SSI*
16,53
23,60
18,13
32,65
21,35
37,84
06,91
14,51
09,47
20,30
14,85
26,93
06,49
09,62
06,66
12,41
09,09
12,44
02,72
05.00
05,43
06,11
05,53
10,17
1,92
3,41
3,46
4,30
4,14
7,63
0,97
1,56
1,98
3,18
1,32
2,54
49,33
54,32
58,42
59,27
56,41
61,44
20,25 NS 07,96 15,86
28,50
08,85 43,50
29,92
07,07 25,35
34,40
11,17 36,96
33,43
06,56 40,79
39,13
14,75 60,75
SN
SNF
SNI
SS
SSF
SSI
16,18
20,84
07,01
07,44
09,40
32,73
06,72
11,02
04,43
05,83
07,49
20,15
09,38
10,08
02,52
01,62
01,91
12,58
03,91
06,47
02,60
03,89
04,20
07,97
1,76
4,41
1,67
2,74
3,22
5,83
2,14
2,06
0,87
1,15
0,98
2,15
51,29
57,05
46,65
62,79
53,16
58,50
23,08 NS 07,67 19,58
27,97
09,33 37,80
26,60
03,05 17,56
35,04
03,06 28,58
33,04
02,70 33,38
34,50
12,75 60,75
SN
SNF
SNI
SS
SSF
SSI
16,75
17,96
12,81
14,15
08,07
07,39
08,75
12,47
07,56
09,30
06,11
05,10
8,02
5,50
5,17
4,86
1,90
2,20
3,47
4,11
3,42
3,45
3,52
2,42
2,13
2,81
2,21
2,48
4,34
1,56
1,63
1,30
1,21
0,95
0,57
0,94
53,37
60,92
52,88
58,28
54,81
47,26
24,94 NS
30,73
28.00
35,19
31,81
25,95
Sols
Sol station ITGC
Sol Site Tessala
Le volume
racinnaire
Traitements
Paramètres
Sol Site Ain
Temouchent
Le nombre de feuilles
par plante
Effet des interactions sol × traitement.
7,38
6,01
5,41
4,17
2,10
3,12
22,99
32,35
22,08
25,36
16,63
23,26
SN : Sol naturel. SNF : Sol naturel fertilisé. SNI : Sol naturel inoculé. SS : Sol stérilisé. SSF : Sol stérilisé fertilisé.
SSI : Sol stérilisé inoculé.
Annexe
102
Le poids frais de la
partie aérienne
Le poids frais de la
partie racinnaire
Le poids sec total
Le poids sec de la
partie aérienne
Le poids sec de la
partie racinnaire
La hauteur totale des
plantes
La hauteur de la
partie aérienne des
plantes
Taille des racines des
plantes
Le volume
racinnaire
Traitements
Le poids frais total
Le nombre de feuilles
par plante
Effet des interactions variété × traitement.
SN*
SNF*
SNI*
SS*
SSF*
SSI*
18,08
29.00
12,50
26,01
15,92
25,46
07,74
16,83
06,50
16,63
11,42
15,96
10,29
12,17
06.00
09,38
04,50
09,47
3,55
7,05
3,75
6,19
4,80
6,01
2,10
4,72
2,17
4,31
3,57
4,22
1,56
2,32
1,58
2,76
1,18
1,79
49,01
58,67
45,83
64,03
54,46
56.00
20,61
27,17
22,67
37,09
33,24
34,17
28,12
31,33
25,17
26,94
18,38
21,83
08,73
12,17
06,33
09,06
04,96
12.00
19,53
33,50
16.00
36,47
28,86
35,75
SN
SNF
SNI
SS
SSF
SSI
14,89
12,60
12,80
10,15
09,97
26,51
07,18
08,50
07,81
06,99
07,55
18,83
7,72
4,28
3,57
3,23
2,36
8,65
3,19
3,34
3,88
2,78
4,03
7,70
1,77
2,37
2,72
2,04
4,23
5,79
1,42
0,96
1,12
0,76
0,73
1,97
53,64
56,20
59,46
56,19
55,15
55,46
24,9
30,97
33,68
32,66
32,27
32,22
28,49
24,68
23,25
25,03
22,25
23,25
6,60
3,96
4,02
3,20
2,61
8,41
19,43
42,27
27,35
24,13
31,67
60,76
Glycine max
cultivar Alidor
Oued Smar
Variétés
Paramètres
SN : Sol naturel. SNF : Sol naturel fertilisé. SNI : Sol naturel inoculé. SS : Sol stérilisé. SSF : Sol stérilisé fertilisé.
SSI : Sol stérilisé inoculé.
D.
Pourcentages de gains :
Le poids sec de la
partie aérienne
95.97
169.7
56.55
147.24
80.27
183.43
53.05
91.23
58.15
143.8
54.44
264.13
113.35
154.30
73.46
153.12
98.66
155.20
126.28 NS 102.57 123.82 85.51
182.47
111.88 127.78 98.94
69.20
91.67 96.90 86.43
157.54
92.71 95.15 86.72
122.64
91.16 93.92 78.14
128.46
101.69 101.31 110.79
Le nombre de feuilles
par plante
Le poids sec total
76.75
125
61.40
134.69
71.57
200.77
Le volume
racinnaire
Le poids frais de la
partie racinnaire
Taille des racines des
plantes
Le poids frais de la
partie aérienne
[(SNI/SN) 100]
[(SNF/ SN) 100]
[(SNI/ SNF) 100]
[(SSI/SS) 100]
[(SSF/ SS) 100]
[(SSI/ SSF) 100]
La hauteur de la
partie aérienne des
plantes
Traitements
Le poids frais total
Paramètres
Le poids sec de la
partie racinnaire
La hauteur totale des
plantes
Pourcentages de gains obtenus sous l’effet des traitements.
67.53
105.08
64.26
166.55
61.82
269.39
155.33
194.45
79.88
159.24
71.55
222.55
Annexe
103
Le poids frais de la
partie aérienne
Le poids frais de la
partie racinnaire
Le poids sec total
Le poids sec de la
partie aérienne
Le poids sec de la
partie racinnaire
La hauteur totale des
plantes
La hauteur de la
partie aérienne des
plantes
109.67
142.77
76.82
115.89
65.39
177.23
137.04
209.98
65.26
132.16
73.15
181.34
102.61
148.22
69.23
100.24
73.24
136.85
199.63
183.82
108.60
166.44
90.50
183.90
180.20
177.60
101.46
177.44
96.27
184.29
204.12
160.82
126.92
79.87
41.50
192.42
118.42
110.11
107.54
103.66
95.17
108.91
147.75 NS 88.8 158.83
140.74
111.18 274.27
104.98
79.88 58.27
113.75
132.05 164.36
97.18
58.72 110.36
117.05
224.84 148.93
Sol Site Tessala
Le nombre de feuilles
par plante
Le poids frais total
Sol station ITGC
[(SNI/SN) 100]
[(SNF/ SN) 100]
[(SNI/ SNF) 100]
[(SSI/SS) 100]
[(SSF/ SS) 100]
[(SSI/ SSF) 100]
[(SNI/SN) 100]
[(SNF/ SN) 100]
[(SNI/ SNF) 100]
[(SSI/SS) 100]
[(SSF/ SS) 100]
[(SSI/ SSF) 100]
43.32
128.80
33.63
439.91
126.34
348.19
65.92
163.98
40.19
345.62
128.47
269.02
26.86
107.46
25.00
776.54
117.90
658.63
66.49
165.47
40.18
204.88
107.96
189.76
94.88
250.56
37.86
212.77
117.51
181.05
46.72
96.26
42.23
186.95
85.21
219.38
90.95
111.23
81.77
93.16
84.66
110.04
115.25 NS 39.76 89.68
121.18
121.64 193.05
95.10
32.69 46.45
98.45
416.66 212.56
94.29
88.23 116.79
104.41
472.22 181.99
[(SNI/SN) 100]
[(SNF/ SN) 100]
[(SNI/ SNF) 100]
[(SSI/SS) 100]
[(SSF/ SS) 100]
[(SSI/ SSF) 100]
76.47
107.22
71.32
52.22
57.03
91.57
86.4
142.51
60.62
54.83
65.69
83.46
64.46
68.57
94.00
45.26
39.09
115.78
98.55
118.44
83.21
70.14
102.02
68.75
103.75
131.92
78.64
62.90
175.00
35.94
74.23
79.75
93.07
98.94
60.00
164.91
99.08
114.14
86.80
81.09
94.04
86.22
112.26 NS 73.30
123.21
81.43
91.11
90.00
73.74
74.82
90.39
50.00
81.57
148.57
Sols
Paramètres
Le volume
racinnaire
Traitements
Sol Site Ain
Temouchent
Taille des racines des
plantes
Pourcentages de gains obtenus sous l’effet des interactions sols × traitements.
96.04
140.71
68.25
91.71
65.67
139.86
Annexe
104
Le poids sec de la
partie racinnaire
La hauteur totale des
plantes
La hauteur de la
partie aérienne des
plantes
Taille des racines des
plantes
Le volume
racinnaire
Le nombre de feuilles
par plante
72.50
139.40
52.01
132.45
54.74
241.93
81.92
171.53
47.76
98.02
79.13
123.87
[(SNI/SN) 100]
85.96 108.77 46.24 121.63
[(SNF/ SN) 100] 84.62 118.38 55.44 104.70
[(SNI/ SNF) 100] 101.58 91.88 83.41 116.16
[(SSI/SS) 100]
261.18 269.38 267.80 276.79
[(SSF/ SS) 100]
98.22 108.01 73.06 144.96
[(SSI/ SSF) 100] 265.89 249.40 366.52 191.06
78.87
67.60
116.66
259.21
96.05
245.20
110.85
104.77
105.31
98.70
98.14
100.56
135.26
124.37
108.75
98.65
98.80
99.22
81.60
86.62
94.20
92.88
88.89
104.49
60.90
60.00
101.51
262.81
81.56
322.22
140.76
217.55
64.70
251.80
131.24
191.85
Variétés
Le poids sec de la
partie aérienne
89.50
111.41
80.33
81.03
68.22
118.77
Le poids sec total
109.99
131.82
83.43
92.12
89.61
102.79
Le poids frais de la
partie racinnaire
93.51
119.71
78.11
87.45
85.05
102.94
Traitements
Le poids frais de la
partie aérienne
101.28
148.71
68.10
64.85
42.75
151.69
Paramètres
Le poids frais total
Oued Smar
[(SNI/SN) 100]
69.13 83.97 58.30 105.63 103.33
[(SNF/ SN) 100] 160.39 217.44 118.27 198.59 224.76
[(SNI/ SNF) 100] 43.10 38.62 49.30 53.19 45.97
[(SSI/SS) 100]
97.88 95.97 100.95 97.09 97.91
[(SSF/ SS) 100]
61.20 68.67 47.97 77.54 82.83
[(SSI/ SSF) 100] 159.92 139.75 210.44 125.20 118.20
Glycine max
cultivar Alidor
Pourcentages de gains obtenus sous l’effet des interactions variétés × traitements.
153.67
133.89
114.76
283.82
207.35
136.87
[(SNI/SN) 100]: Pourcentage de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation en sol naturel.
[(SNF/ SN) 100]: Pourcentage de gain obtenus sous l’effet de la fertilisation en sol naturel.
[(SNI/ SNF) 100]: Pourcentage de gain du traitement inoculé naturel par rapport au traitement
fertilisé naturel.
[(SSI/SS) 100]: Pourcentage de gain obtenus sous l’effet de l’inoculation en sol stérilisé.
[(SSF/ SS) 100]: Pourcentage de gain obtenus sous l’effet de la fertilisation en sol stérilisé.
[(SSI/ SSF) 100]: Pourcentage de gain du traitement inoculé stérilisé par rapport au traitement
fertilisé stérilisé.
Annexe
105
Annexe n° 2 : Les réactifs et les milieux utilisés
A. Composition du milieu YMA :
Extrait de levure………………………………………… 10g
Mannitol………………………………………………….1g
Agar-Agar………………………………………………..15g
Solution de Bergenson…………………………………...100ml
Eau distillée qsp ………………………………………....1L
pH ………………………………………………………. 7
B. Composition de la solution de Bergenson :
KCl……………………………………………………..… 1g
FeCl3……………………………………………………….0.02g
CaCl2, 2H2o…………………………………………...…...0.53g
Na2 HPO4………………………………………………......4.5g
MgSO4, 7H2O ……………………………………………..1g
Eau distillée qsp …………………………………………...1L
C. Composition de l’eau gélosée (0.8%) :
Agar-Agar………………………………………………..8g
Eau distillée qsp ………………………………………....100ml
D. Préparation de la solution du BTB :
BTB……………………………………….0.5g
Ethanol qsp .……………………………...100ml
La solution est préparée, stérilisée par filtration puis conservée à 4°C.
A l’utilisation, 5 ml de cette solution sont ajoutés à 1L de milieu YEM préalablement stérilisé. La
concentration finale est de 25 ppm (El hilali, 2006).
Annexe
106
E. Composition de la solution nutritive :
Formule
chimique
Solution de macro
éléments
Solution
stock
1
2
3
4
5
Solution de
micro
éléments
Nature
de la
solution
8
H3BrO3
9
MnSO4, H2O
10
ZnSO4, 7H2O
11
CuSO4, 5H2O
12
NaMoO5, 2H2O
CaCO3
6
Concentration
KH2PO4
KCl
CaCl2, 2H2O
MgSO4, 7 H2O
Séquestreme de
fer
CO(NO3)2
Volume solution stock/ volume
solution finale (ml/l)
(g/l)
13.609
223.65
294.04
246.48
16.6
1ml
1ml
1ml
1ml
1ml
82
1ml
6.25
25
6.25
6.25
0.625
1
0.04ml
Quantité suffisante pour ajuster le
pH à 7
F. Composition des standards de turbidité de Mc Farland d’après NCCLS site dans
Sekkour 2008 :
Standard de
turbidité
numéro
0.5
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Di hydrate de chlorure
de baryum (1.175%),
en ml
0.5
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
0.7
0.8
0.9
1.0
Acide
sulfurique (1%),
en ml
99.5
9.9
9.8
9.7
9.6
9.5
9.4
9.3
9.2
9.1
9.0
Dencité approximative
correspondante de bactéries
/ml
1.108
3.108
6.108
9.108
12.108
15.108
18.108
21.108
24.108
27.108
30.108
Annexe
107
Annexe n° 3 : Analyse physicochimique du sol
A.
Analyse granulométrique :
La granulométrie a été déterminée par la méthode internationale à la pipette de Robinson.
- Dans un bécher de 600 ml, mettre 15g de terre fine séchée et tamisée.
- Ajouter 50 ml de l’eau oxygénée (H2O2) à 20 volumes. Le H2O2 est utilisé pour éliminer la
matière organique.
- Recouvrir le bécher afin d’éviter les projections pendant la période de l’effervescence.
- Mettre le bécher sur un bain de sable dont la température ne dépasse pas 85 à 90°C pendant 24h.
Si une ébullition trop forte se manifestait, l’eau oxygénée se décompose très rapidement. Si la
terre est humifère l’effervescence peut produire une mousse abondante risquant de déborder, ce
phénomène peut être évité en ajoutant quelques gouttes d’alcool éthylique.
A la fin défervescence, faucher pendant 2 h pour éliminer l’H2O2 en excès et terminer par 10 min
d’ébullition (on peut accélérer l’élimination de l’excès d’eau oxygénée en ajoutant quelques
gouttes d’ammoniaque).
- S’assurer que toute l’eau oxygénée a disparu en versant quelques gouttes du liquide chaud 60°C
dans une solution de permanganate de potassium, en présence d’eau oxygénée le permanganate
de potassium se décolore.
- Laisser refroidir puis transvaser à l’aide d’un jet de pissette dans un flacon de sédimentation à
large ouverture et jaugé de 750 ml.
- Verser dans le flacon, 15 ml d’hexaméthaphosphate de sodium 50 g/l. Cette solution alcaline a
pour rôle de disperser les particules qui ont tendance à s’agglomérer.
- Compléter avec de l’eau déminéralisée jusqu’au trait de jauge 750 ml.
- Agiter le flacon durant une heure sur un agitateur magnétique.
- Porter le flacon à proximité de la pipette de Robinson qui doit être placée dans une pièce à
température constante.
Prélèvement des argiles, des limons fins et des limons grossiers (particules à Ø < 50 microns):
- Maintenir la température à 20°C, agiter immédiatement par retournement répété de manière à
mettre en suspension toute la terre.
- Poser très rapidement le flacon et laisser décompter pendant 46 secondes à 20°C.
- Au bout de 46 secondes et à 10cm de profondeur, Prélever 10ml de liquide.
-Transeverser les 10 ml prélèves et l’eau de rinçage de la pipette dans une capsule en verre pyrex.
Annexe
108
- Porter la capsule dans une étuve à dessiccation à température 105°C.
- Après évaporation totale, peser la capsule et son contenu sec.
- Par différence avec le poids de la capsule vide, déterminer le poids P1 de sédiment. (Argile +
limons fins + limons grossiers + hexaméthaphosphate de sodium) contenu dans 10 ml de
suspension.
Prélèvement du mélange des argiles et des limons fins (particules à Ø < 20 microns):
- Après agitation et retournement du liquide, laisser déposer durant 4 min 48 seconds. Et de la
mémé façon que précédemment, prélever 10 ml du liquide.
- Transvaser le prélèvement dans une capsule en verre pyrex.
- Faire évaporer puis peser la capsule.
- Par différence avec le poids de la capsule vide, déterminer le poids P2 du sédiment (Argile +
limon fin + hexaméthaphosphate de sodium) contenu dans 10 ml de suspension.
Prélèvement des argiles (particules à Ø < 2 microns):
- Agiter et laisser sédimenter 8h.
- Effectuer le prélèvement de 10 ml.
- Peser comme précédemment P3 (Argile + hexaméthaphosphate de sodium) dans 10 ml de
suspension.
Prélèvement de l’hexaméthaphosphate de sodium :
- Verser 15 ml d’ hexaméthaphosphate de sodium dans un flacon jaugé de 750 ml. Compléter le
volume au trait de jauge avec de l’eau déminéralisée.
- Agiter puis faire un prélèvement à la pipette Robinson comme précédemment.
- Transvaser le prélèvement dans une capsule en verre pyrex.
- Faire évaporer puis peser la capsule et son contenu sec P4.
- Déterminer comme précédemment le poids correspondant
hexaméthaphosphate de sodium contenu dans 10 ml de suspension.
à
la
surcharge
en
- D’après les pesées P1, P2, P3 et P4 calculer les taux des Argiles, limons fins et limons grossiers.
Annexe
109
- Tamiser et peser les sables fins et sables grossiers, pour les sables grossiers utiliser un tamis de
200 μm et pour les sables fins un tamis de 50μm.
B.
Dosage du calcaire total :
Déposer 1g (P) de sol séché à l’air, dans un flacon puis remplir l’appendice latérale du flacon
avec 5 ml de HCl 0.5N, après avoir lier le flacon au calcimètre de Bernard amener au zéro les
niveaux de l’eau dans la colonne et dans l’ampoule, verser l’acide sur l’échantillon, ensuite à
l’aide de l’ampoule, rétablir le niveau et lire le volume de CO2 dégagé (en ml), une foie le
dégagement du CO2 terminé, baisser l’ampoule du calcimètre jusqu’à ce que le niveau de cette
dernière soit dans un même plan horizontal que celui dans la colonne. Lire le volume (V). Enfin
déposer 1g (p) de CaCO3 pur pour l’étalonnage de l’appareil tel qu’il provoque un dégagement
gazeux. Relever le volume (v) du gaz produit.
La teneur en CaCO3est exprimée en pourcentage et obtenue par la formule suivante :
CaCO3 % = [(p × V) / (P × v)] × 100
C.
Dosage du calcaire actif :
Peser 10g de sol séché à l’air, les introduire dans un flacon de 500ml et y ajouter 250 ml de la
solution d’oxalate d’ammonium (NH4)2C2O4 à 0.2N, agiter durant 2h, ensuite filtrer la solution en
rejetant les premiers ml du filtrat. Prélever 10ml du filtrat qui sera versé dans un bécher de
100ml, ajouter à ce dernier 10ml de H2SO4 au 1/10, ensuite porter le contenu du bécher à une
température de 60°C, puis placer le bécher sur un agitateur magnétique surmonter d’une burette
graduée contenant le permanganate de potassium KMnO4 en solution décimale, le titrage par le
permanganate se fait jusqu’à l’obtention d’une couleur rose persistante, soit n le nombre de ml de
KMnO4 versé.
- Titrer de la même façon 10ml de la solution d’oxalate d’ammonium utilisée, soit N le nombre
de KMnO4 versé pour le témoin.
Dans les 10g de la prise d’essai la quantité de CaCO3 actif (%) est de :
CaCO3 actif % = (N - n) × 1.25
D.
Dosage du carbone et de la matière organique :
Le taux de carbone :
- Utiliser un sol finement broyé et passé au tamis (0.2 mm).
- Peser 0.25g de sol, introduire la prise dans un ballon pyrex avec réfrigérant ascendant, ajouter
10 ml de solution de bichromate à 8% et 15 ml d’acide sulfurique H2SO4 pure.
- Porter à ébullition douce pendant 5 min après la chute de la première goutte de condensation.
- Laisser refroidir puis transvaser dans une fiole jaugée de 100 ml et ajuster le volume à 100ml
avec de l’eau de rinçage du ballon.
- Homogénéisé le contenue de la fiole qui doit être à une température de 20°C puis prélever 20 ml
de ce liquide.
Annexe
110
- Mettre les 20 ml dans un bécher en verre ordinaire de 400ml et y ajouter :
 200 ml d’eau déminéralisée.
 1.5g de fluorure de sodium (FNa) en poudre.
 3 à 4 gouttes de diphénylamine.
- Placer le bécher sur un agitateur magnétique sur monté d’une burette graduée au 1/20 du
millilitre.
- Agiter puis titrer l’excès de bichromate avec une solution de Mohr à 0.2N (la couleur passe du
bleu foncé au bleu-vert).
- Soit X le volume (ml) de la solution de Mohr versée.
- Le témoin est réalisé avec ou sans sable calcimé. Soit Y le volume de solution de Mohr versée.
Le taux de carbone de l’échantillon est calculé par la formule suivante :
C%= (Y-X) × 0.615 × (5 × 100) / p
P: poids de la prise d’essai.
Le taux de la matière organique (MO%) :
Connaissant le taux de carbone, le taux de matière organique est calculé par la formule :
MO% = C% × 1.72
E.
Mesure du pH et de la conductivité électrique :
Mesure du pH : [AFNOR standard NF X-31-103 (1988)]
- Dans un bêcher, introduire 20g de terre fine séchée, ajouter 50 ml d’eau distillée, mélanger
quelques minutes à l’aide d’un agitateur magnétique puis laisser reposer pendant 2h.
- Avant de procéder a la mesure du pH, procéder à l’étalonnage du pH mettre puis à la remise en
suspension de la terre à l’aide d’un agitateur.
Mesure de la conductivité électrique:
- Dans un bêcher, introduire 10g de terre fine séchée, compléter le volume à 100 ml avec de
l’eau distillée, mélanger quelques minutes à l’aide d’un agitateur magnétique.
- Chauffer la solution à 25°C et lire la conductivité CT.
- Chauffer la solution à 35°C et lire la conductivité CT’.
Calculé le coefficient de température β comme suit :
β = (CT’-CT) × 100 / (T’-T) × CT
- Régler le conductimètre à la valeur β et lire la conductivité CE exprimé en milli-siemens.
Annexe
111
Annexe n° 4 : Les normes des sols
A.
Les normes du pH du sol: (INRA, 1995)
pH
<3.5
3.5-5.0
5.0-6.5
6.5-7.5
7.5-8.7
> 8.7
B.
Type de sol
Hyper-acide
Très acide
Acide
Neutre
Basique
Très basique
Les normes de salinité du sol : (Anonyme 2).
Conductivities (mmhos /cm)
Type de sol
0-0.25
Non salin
0.25- 0.50
Légèrement salin
0.50-1
salin
1-2
Très Salin
>2
Extrêmement salin
(1 S m–1 = 10 dS m–1 = 10 mS cm–1 = 10 mmhos cm–1 = 1,000 mS m–1 = 10,000 μS cm–1)
(Pansu et Gautheyrou 2003)
C.
Les normes des taux de CaCO3 :
Taux de CaCO3 total
CaCO3 T ≤ 5%
5 < CaCO3 T ≤ 12.5 %
12.5 < CaCO3 T ≤ 25 %
25 %< CaCO3 T ≤ 50%
CaCO3 T > 50 %
Qualification du sol
Sol non calcaire
Sol faiblement calcaire
Sol modérément calcaire
Sol fortement calcaire
Sol très fortement calcaire
Source : programme d’interprétation LANO/CA de Basse Normandie
(http://www.lano.asso.fr/web/calcaire_actif.html)
Annexe
D.
112
Les normes des taux de matière organique :
Teneur en MO %
MO < 1,4
1.4 ≤ MO < 2
2 ≤ MO < 3
3 ≤ MO < 4
MO ≥ 4
Interprétation
Sol très pauvre en matière organique
Sol pauvre en matière organique
Sol bien pourvu en matière organique
Argile < 22%
22% < Argile < 30% (ou inconnu) Sol moyennement pourvu en matière organique
Argile >30%
Sol pauvre en matière organique
Sol bien pourvu en matière organique
Teneur élevée en matière organique
Source : programme d’interprétation LANO/CA de Basse Normandie
(http://www.lano.asso.fr/web/matiere_organique.html)
E.
Les normes des taux d’azote déterminés par la méthode de kjeldahl : (Anonyme 2).
Teneur en N
Interprétation
0.5 -1
Trop faible
1 – 1.5
Satisfaisante
1.5 – 2.5
Un peu fort
Supérieure à 2.5
Trop fort
Annexe
113
Annexe n° 5 : Coloration de Gram
La coloration de Gram permet de différencier les bactéries en fonction de la composition de leurs
parois. Sont principe repose sur la visualisation de la perméabilité de la paroi bactérienne à
l’alcool en utilisant deux colorants : le violet de Gentiane et la fuschine. Les bactéries dites Gram
négatif présentent une paroi perméables. Elles perdent leur coloration sous l’action de l’alcool et
ne conservent en fin de coloration que la couleur du dernier colorant utilisé. Celles dites Gram
positif présentent une paroi imperméable à la pénétration de l’alcool et de ce fait accumulent les
colorants utilisés lors de la coloration de Gram.
Le protocole de la coloration est le suivant :


Fixer les cellules à la flamme.
Appliquer, ensuite, le violet de Gentiane pendant 1 à 2 min. Les bactéries se colorent alors
en violet.
 Fixer le colorant à l’aide du lugol (iodure de potassium KI). L’appliquer deux fois
pendant 2 x 30 s.
 Rincer abondamment la préparation à l’eau distillée afin d’évacuer l’excès de colorant.
 Décolorer la préparation (éthanol 95 %, 5 sec) et rincer de nouveau abondamment à l’eau
distillée.
 Appliquer, ensuite, de la fuschine ou safranine pendant 1 à 2 min.
 Rincer à l’eau et sécher les lames à température ambiante.
L’observation microscopique au grossissement X1000 avec huile à immersion permet de voir si
les cellules sont colorées en violet (Gram-positif) ou bien en rose (Gram-négatif).
‫اﻟﻤﻠﺨﺺ ‪:‬‬
‫ﺑﮭﺪف دراﺳﺔ ﺗﺄﺛﯿﺮ اﻟﺘﺮﺑﺔ واﻟﺘﻄﻌﯿﻢ ﻋﻠﻰ ﻧﻤﻮ ﻧﺒﺘﺔ اﻟﺼﻮﯾﺔ‪ ،‬ﻗﻤﻨﺎ ﺑﺰراﻋﺔ ﺻﻨﻔﯿﻦ ﻣﻦ ھﺬه اﻟﻨﺒﺘﺔ ﻋﻠﻰ ‪ 3‬أﻧﻤﺎط ﻣﺨﺘﻠﻔﺔ ﻣﻦ‬
‫اﻟﺘﺮﺑﺔ ﻣﺴﺘﻘﺪﻣﺔ ﻛﻠﮭﺎ ﻣﻦ ﻣﻨﺎﻃﻖ ﻣﺨﺘﻠﻔﺔ ﻣﻦ اﻟﻐﺮب اﻟﺠﺰاﺋﺮي‪ .‬ﺗﻤﺖ ﻣﻌﺎﻟﺠﺔ ﻛﻞ ﻣﻦ اﻟﻨﺒﺘﺎت و اﻟﺘﺮﺑﺔ اﻟﻤﺴﺘﻌﻤﻠﺔ ﺑﺴﺘﺔ ﻃﺮق‬
‫ﻣﺨﺘﻠﻔﺔ و ﺗﻢ ﺗﻄﻌﯿﻢ اﻟﻨﺒﺘﺎت ﺑﻮﺳﺎﻃﺔ ﻃﻌﻢ ﺗﺠﺎري ﻣﻜﻮن أﺳﺎﺳﺎ ﻣﻦ ‪ .Bradyrhizobium japonicum‬ﻟﺘﻘﯿﯿﻢ ﻧﺘﺎﺋﺞ اﻟﺘﺠﺮﺑﺔ‬
‫اﻟﻤﻨﺠﺰة‪ ،‬ﻗﻤﻨﺎ ﺑﺮﻓﻊ اﻟﺒﯿﺎﻧﺎت اﻟﺨﺎﺻﺔ ﺑﻨﻤﻮ اﻟﻨﺒﺘﺎت ﺛﻢ ﻗﻤﻨﺎ ﺑﻤﻌﺎﻟﺠﺘﮭﺎ ﺑﻮﺳﺎﻃﺔ ﺑﺮﻧﺎﻣﺞ اﻹﺣﺼﺎء ‪ .STATITCF‬اﻟﻨﺘﺎﺋﺞ‬
‫اﻟﻤﺘﺤﺼﻞ ﻋﻠﯿﮭﺎ أﺛﺒﺘﺖ أن ﻧﻤﻄﺎ اﻟﺘﺮﺑﺔ اﻷﻛﺜﺮ ﻣﻼﺋﻤﺔ ﻟﺰراﻋﺔ اﻟﺼﻮﯾﺔ ھﻤﺎ ‪:‬اﻟﻨﻤﻂ اﻟﻄﻤﯿﻮ‪ -‬ﻃﯿﻨﻲ ﻟﻠﻤﺤﻄﺔ اﻟﺘﺠﺮﯾﺒﯿﺔ ‪ITGC‬‬
‫واﻟﻨﻤﻂ اﻟﻄﻤﻲ ﻟﻤﻨﻄﻘﺔ ﻋﯿﻦ ﺗﻤﻮﺷﻨﺖ‪ .‬ﻛﺎن ﺗﺄﺛﯿﺮ ﻧﻤﻂ اﻟﺘﺮﺑﺔ و ﺻﻨﻒ اﻟﻨﺒﺎت اﻟﻤﺴﺘﻌﻤﻞ ﻛﺒﯿﺮ ﻋﻠﻰ ﻋﺪد و ﺣﺠﻢ اﻟﻌﻘﺪ اﻟﻤﺘﺸﻜﻠﺔ‪.‬‬
‫ﻣﻦ ﺑﯿﻦ اﻟﺼﻨﻔﯿﻦ اﻟﻤﺴﺘﻌﻤﻠﯿﻦ‪ ،‬اﻇﮭﺮ اﻟﺼﻨﻒ ‪ Alidor‬ﻣﺴﺘﻮﯾﺎت اﻟﻨﻤﻮ اﻷﻛﺜﺮ اﺳﺘﻘﺮار و اﺳﺘﺠﺎﺑﺔ ٱﻛﺒﺮ ﻟﻠﺘﻄﻌﯿﻢ‪.‬‬
‫ﺑﻌﺪ دﻟﻚ‪ ،‬ﻗﻤﻨﺎ ﺑﺘﻘﯿﯿﻢ اﻟﻤﺮدود اﻟﻜﻤﻮﻧﻲ ﻟﺰراﻋﺔ اﻟﺼﻨﻒ ‪ Alidor‬ﻓﻲ اﻟﺤﻘﻞ و ﻛﺎﻧﺖ اﻟﻨﺘﺎﺋﺞ ﻣﻀﺎھﯿﺔ ﻟﻨﺘﺎﺋﺞ اﻟﻤﺤﺼﻞ ﻋﻠﯿﮭﺎ‬
‫ﻟﺪى زراﻋﺘﮫ ﻓﻲ اﻷوﻋﯿﺔ‪.‬‬
‫ﻓﻲ ﺧﻄﻮة ﺛﺎﻟﺜﺔ‪ ،‬ﻗﻤﻨﺎ ﺑﻌﺰل اﻟﺒﻜﺘﯿﺮﯾﺔ اﻟﻌﻘﺪﯾﺔ اﻧﻄﻼﻗﺎ ﻣﻦ اﻟﻌﻘﺪ اﻟﻤﺤﺼﻞ ﻋﻠﯿﮭﺎ ﻣﻦ اﻟﻨﺒﺘﺎت اﻟﻤﻄﻌﻤﺔ ﻓﻲ اﻟﺘﺠﺮﺑﺔ اﻷوﻟﻰ‪.‬‬
‫ﺣﺼﻠﻨﺎ ﻋﻠﻰ إﺛﺮ ھﺬا اﻟﻌﺰل ﻋﻠﻰ ‪ 12‬أروﻣﺔ‪ 9 ،‬ﻣﻨﮭﺎ ﺗﺨﺘﻠﻒ ﺗﻤﺎﻣﺎ ﻋﻦ ‪ .Bradyrhizobium japonicum‬ﻣﻦ ﻣﺠﻤﻮع‬
‫اﻷروﻣﺎت‪ 4 ،‬ﻓﻘﻂ ﻛﺎﻧﺖ ﻗﺎدرة ﻋﻠﻰ إﻋﺎدة ﺗﺸﻜﯿﻞ اﻟﻌﻘﺪ ﻋﻠﻰ ﺟﺬور ﻧﺒﺘﺎت اﻟﺼﻮﯾﺔ‪ .‬ﻛﺸﻒ اﻟﺘﻤﯿﺰ اﻟﻤﻈﮭﺮي ﻟﻸروﻣﺎت ﻋﻦ‬
‫ﻗﺪرﺗﮭﺎ اﻟﻜﺒﯿﺮة ﻋﻠﻰ اﺣﺘﻤﺎل اﻷﺳﺲ اﻟﮭﯿﺪروﺟﯿﻨﯿﺔ اﻟﻤﻤﺘﺪة ﻣﻦ ‪ 4‬إﻟﻰ ‪ .12‬ﻛﺎﻧﺖ أروﻣﺎت ‪Bradyrhizobium japonicum‬‬
‫ﻏﯿﺮ ﻗﺎدرة ﻋﻠﻰ اﺣﺘﻤﻞ ﺗﺮﻛﯿﺰﯾﻔﻮق ‪ ٪ 0.9‬ﻣﻦ ﻛﻠﻮر اﻟﺼﻮدﯾﻮم ﻓﻲ ﺣﯿﻦ ﻗﺎوﻣﺖ اﻷروﻣﺎت اﻷﺧﺮى ﺗﺮاﻛﯿﺰ ﺗﻔﻮق ‪.٪ 5‬‬
‫اﻷروﻣﺎت أﺑﺪت ﻗﺪرات ﻣﺘﻤﺜﻠﺔ ﻋﻠﻰ اﺳﺘﻌﻤﺎل ﻣﺨﺘﻠﻒ ﻣﺼﺪر اﻟﻜﺮﺑﻮن اﻟﻤﺠﺮﺑﺔ و وﺣﺪھﻤﺎ ﻓﺤﺼﺎ ﻣﻘﺎوﻣﺔ اﻟﻤﻀﺎدات اﻟﺤﯿﻮﯾﺔ‬
‫و اﻟﻤﻌﺪن اﻟﺜﻘﯿﻠﺔ ﻛﺎﻧﺎ ﻗﺪرﯾﻦ ﻋﻠﻰ إﻇﮭﺎر اﻻﺧﺘﻼف اﻟﻤﻮﺟﻮد ﺑﯿﻨﮭﺎ‪.‬‬
‫ﻛﻠﻤﺎت ﻣﻔﺘﺎﺣﯿﺔ‪ :‬اﻟﺼﻮﯾﺔ‪ ،‬اﻟﺘﻄﻌﯿﻢ‪ ،‬اﻟﺘﺨﺼﯿﺐ‪ ،‬اﻟﻔﻌﺎﻟﯿﺔ‪ ،‬اﻟﻤﺮدود‪ ،‬اﻟﺘﻤﯿﺰ اﻟﻤﻈﮭﺮي‪.Bradyrhizobium ،‬‬
Résumé :
Dans le but de connaître les effets des sols Algériens et de l’inoculation sur la culture du soja, deux variétés de
soja ont été cultivées sur trois sols provenant de trois régions de l’Ouest du pays. Les trois sols et les deux
variétés ont été sujets à six traitements. L’inoculation a été réalisée avec un inoculum commercial à base de
Bradyrhizobium japonicum. L’évaluation des résultats de l’expérimentation a été faite par le relevé de 13
paramètres [hauteur des plantes (hauteur totale, hauteur de la partie aérienne et taille des racines), poids des
plantes (poids total, poids de la partie aérienne et poids de la partie racinaire), poids sec des plantes (poids sec
total, poids sec de la partie aérienne et poids sec de la partie racinaire), nombre de nodules par plante, diamètre
des nodules, nombre de feuilles par plante et volume racinaire]. Après analyse statistique et le calcul des
pourcentages de gains de production obtenus, l’interprétation des résultats nous a permis de déduire que les types
de sols les plus favorables à la culture du soja sont le type de sol limono-argileux fin de la station ITGC et le type
de sol limoneux du site d’Ain Temouchent. La nodulation a été fortement influencée par le type de sol et la
variété de soja considérée. Dès deux variétés testées, la variété Alidor a présenté les niveaux de développement
les plus stables et la meilleure réponse à l’inoculation.
Par la suite, le rendement potentiel de la variété Glycine max cultivar Alidor a été évalué en culture en plein
champ et les résultats obtenus ont été comparables à ceux obtenus en culture en pots.
Dans une troisième étape, et dans le but de récupérer la ou les souches d’inoculation, nous avons procédé à
l’isolement des bactéries à partir des nodules des plantes issus de la première expérience. 12 souche ont été
isolées dont 9 ne présentaient pas les même caractéristique que celles de Bradyrhizobium japonicum. Dès 12
souches, seules 4 ont été capables de renoduler la plante hôte. Une caractérisation phénotypique a révélé une très
forte tolérance de toutes les souches aux pH allant de 4 à 12. Les souches de Bradyrhizobium ne tolèrent pas les
concentrations en NaCl supérieures à 0.9% alors que les autres souches résistent à 5%. Les souches présentent
des profils similaires pour la dégradation des substrats carbonés. Seuls les tests de résistances aux métaux lourds
et aux antibiotiques permettent de visualiser la diversité existante entre les souches.
Mot clés : soja, inoculation, fertilisation, efficacité, rendement, caractérisation, Bradyrhizobium.
Summary:
In the purpose of studying the effects of Algerian soils and inoculation on the culture of the soy, two varieties of
soy have been cultivated on three soils coming from three regions of the west of the country. The three soils and
the two varieties were subjects to six treatments. The inoculation has been achieved with a commercial inoculum
basis of Bradyrhizobium japonicum strains. The experimentation results have been assessed by the relievement
of 13 parameters [height of the plants (total height, aerial part height and roots size), weight of the plants (total
weight, aerial part weight and roots weight), dry weight of the plants (total dry weight, aerial part dry weight and
roots dry weight), nodules number by plant, nodules diameter, number of leaves by plant and roots volume].
After statistical analysis and calculation of percentages of development gains gotten, the interpretation of the
results allowed us to deduct that the types of soils most favorable to the culture of the soy are those of the ITGC
station and Ain Temouchent sites. The nodulation has been strongly influenced by soil type and the variety of
soy considered. Of the two tested varieties, the Alidor variety presented the steadiest levels of development and
the best answer to inoculation.
Thereafter, the potential yield of the variety Glycine max cultivar Alidor has been evaluated by culture in full
field and the results gotten were comparable to those gotten under condition of inoculation.
In a third step, and in the aim of recovering the inoculum strains, we conducted the isolation of the bacteria from
the nodules of the plants descended of the first experience. 12 strains has been isolated of which 9 didn't present
the same characteristic that those of the Bradyrhizobiums strains. Of the 12 strains only 4 was able to renodule
them host plant. A phénotypical characterization revealed a very strong tolerance of all strains to the pH going
from 4 to 12. The Bradyrhizobium strains didn't tolerate the concentrations up to 0.9% NaCl whereas the other
strains resisted to 5%. The strains presented a similar carbohydrate assimilation profiles. Only heavy metals and
antibiotics resistances tests permitted to visualize the existing diversity between the strains.
Key word: soy, inoculation, fertilization, efficiency, yield, characterization, Bradyrhizobium.