parasitologie et mycologie cliniques

REPUBLIQUE DE COTE D’IVOIRE
UNION - DISCIPLINE - TRAVAIL
--------------------MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEURE ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE
----------------------
UNIVERSITE FELIX HOUPHOUET BOIGNY
UFR DES SCIENCES PHARMACEUTIQUES ET BIOLOGIQUES
-------------------
DEPARTEMENT DE PARASITOLOGIE-MYCOLOGIE-ZOOLOGIE-BIOLOGIE
ANIMALE-ZOOLOGIE
FASCICULE DE COURS DE
PARASITOLOGIE
ET MYCOLOGIE
CLINIQUES
ANNEE UNIVERSITAIRE 2015-2016
Master 1(4ème année pharmacie)
SOMMAIRE
AVANT-PROPOS
3
GENERALITES SUR LE DIAGNOSTIC BIOLOGIQUE EN PARASITOLOGIE
4
MODIFICATIONS HEMATOLOGIQUE AU COURS DES PARASITOSES
12
DIAGNOSTIC SEROLOGIQUE DES PARASITOSES
20
LES ANIMAUX VENIMEUX
27
EXAMENS PARASITOLOGIQUES DU SANG
57
EXAMENS PARASITOLOGIQUES DES SELLES
80
EXAMENS PARASITOLOGIQUES DIVERS
114
DESCRIPTION MORPHOLOGIQUE DES PARASITES SANGUICOLES
122
DESCRIPTION MORPHOLOGIQUE DES PARASITES INTESTINAUX
141
DIAGNOSTIC BIOLOGIQUE DES MYCOSES
182
DIAGNOSTIC BIOLOGIQUE DES AFFECTIONS PARASITAIRES OPPORTUNISTES AU
COURS DU SIDA
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AVANT-PROPOS
Ce fascicule de cours est conçu pour les étudiants pour les étudiants de Master
1 de l’année 2015-2016.
L’objectif de cet ouvrage est d’améliorer la qualité des enseignements de la
parasitologie clinique et de la mycologie clinique qui doivent se faire en 30
heures.
Le contenu sera révisé et corrigé chaque année en tenant compte des
remarques et observations des lecteurs et surtout de l’évolution des
connaissances scientifiques dans le domaine de la parasitologie et de la
mycologie.
Le fascicule de cours ne remplace, en aucun cas, les cours magistraux.
L’étudiant est donc tenu d’être présent physiquement aux cours magistraux
pour comprendre toutes les explications et informations complémentaires
données par les enseignants.
Il est conseillé de prendre toutes les notes additionnelles et les schémas au
verso des pages correspondantes.
Je tiens à féliciter tous les enseignants du département pour la rédaction des
différents cours en un délai très réduit.
Bon Courage à tous nos étudiants.
Pr Hervé MENAN
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GENERALITES SUR LE DIAGNOSTIC BIOLOGIQUE EN PARASITOLOGIE
INTRODUCTION
En Licence 3, nous avons passé en revue la majorité des parasitoses sur le plan
épidémiologique, clinique et thérapeutique. Quant au diagnostic biologique, nous nous
sommes contentés de citer les techniques sans les décrire.
En Master 1, nous allons insister sur :
-
La description des techniques qui permettent de mettre en évidence les parasites
dans différents spécimens biologiques (selles, sang, LCR, crachats, urines, etc.)
-
La description des parasites
-
Le diagnostic biologique des mycoses
-
L’immunologie parasitaire
-
Les animaux venimeux et les ectoparasites
Mais avant de voir en détail ces différentes parties, nous parlerons des éléments qui
permettent d’évoquer et de suspecter une parasitose.
En effet en tant que pharmacien d’officine, biologiste ou pharmacien tout court, le problème
quotidien qui se pose à vous est le suivant : vous êtes en présence d’un patient qui se plaint
d’un symptôme qui oriente vers un organe ou un appareil. A partir de cette localisation, vous
vous posez les questions suivantes :
-
Est-ce une parasitose ?
-
Si oui, laquelle ?
I- ELEMENTS EVOCATEURS D’UNE PARASITOSE
Trois symptômes sont communément observés en parasitologie :
-
Les troubles digestifs
-
La fièvre
-
Les manifestations cutanées.
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I-1- Les troubles digestifs
Les manifestations digestives sont le plus souvent banales et allient douleurs abdominales et
troubles du transit.
I-1-1- La douleur abdominale
Sa localisation est un élément d’orientation dans les parasitoses intestinales :
Une douleur haute, épigastrique, de type ulcéreux évoque une anguillulose ou une
ankylostomose.
Une douleur basse, pseudo-appendiculaire évoque une oxyurose.
Une douleur à localisation hépatique et fébrile évoque un abcès amibien ou une hydatidose
compliquée ou invasive.
Une douleur à localisation biliaire évoque une douve adulte ou un ascaris en migration.
I-1-2- Les troubles du transit
Des vomissements et/ou diarrhées peuvent dénoncer la présence de parasites intestinaux :
Une diarrhée mousseuse, irrégulière et nauséeuse évoque une giardiose.
Un syndrome dysentérique évoque une amibiase.
I-1-3- Autres signes digestifs
Certains patients viennent consulter parce qu’ils ont vu, ou ont cru identifier un parasite
dans leurs selles. Il est alors important pour le praticien d’avoir une bonne notion de la taille
des vers adultes (oxyure, ascaris, anneau de ténia…)
I-2- La fièvre
Elle s’observe en deux circonstances :
I-2-1- Les helminthiases de primo-invasion
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Les bilharzioses, les distomatoses, la trichinose et les syndromes de Larva migrans,
provoquent une fièvre parfois élevée et prolongée dans leur phase d’invasion. Cette fièvre
s’observe chaque fois qu’existe une migration larvaire intra-tissulaire.
A ce stade, l’éosinophilie est majorée et l’origine helminthique est alors suspectée.
I-2-2- Les protozooses fébriles
Le paludisme doit être évoqué, quel que soit le profil thermique.
Ce profil thermique, reconstitué, peut faciliter le diagnostic :
-
tierce ou quarte d’un accès intermittent palustre
-
fièvre anarchique d’un mois, après séjour en zone d’endémie d’un enfant, oriente
vers une leishmaniose viscérale que la monstrueuse splénomégalie et la
pancytopénie font prendre pour une leucose.
Ainsi, cette démarche diagnostique doit intégrer dans la recherche étiologique d’une fièvre,
non seulement le profil thermique et les signes associés, mais également les facteurs de
risques liés aux déplacements. Ceux-ci peuvent être anciens car la latence des parasitoses
dépasse parfois plusieurs mois ou années.
I-3- Les manifestations cutanées
3 types de manifestations sont fréquents :
-
le prurit
-
les lésions furonculoïdes
-
les lésions érythémateuses fugaces
I-3-1- Le prurit
Il évoque avant tout une gale. Il faut y penser devant des lésions des espaces interdigitaux,
du pli du coude, des aisselles. Les sillons caractéristiques manquent souvent chez les
personnes présentant une hygiène correcte. La mise en évidence des sarcoptes n’est pas
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toujours aisée et le traitement d’épreuve doit être instauré sur des arguments de
présomption.
L’onchocercose, filariose cutanéo-dermique, est responsable d’un prurit important et
durable entraînant des lésions de grattage. L’Hyperéosinophilie Sanguine (HES) et la biopsie
cutanée exsangue permettent aisément le diagnostic.
La trypanosomose est plus rare. Le prurit est parfois discret. La notion d’un séjour en zone
d’endémie impose cette recherche étiologique.
Un prurit peut enfin s’observer dans les helminthiases en phase de migration larvaire,
rapidement suspectées sur l’HES.
I-3-2- La lésion cutanée furonculoïde
Ce type de lésion rélève parfois d’une leishmaniose cutanée. Ce bouton d’évolution
traînante, indolore, souvent recouvert d’une croûte, renferme des leishmanies décelées
parfois difficilement dans la sérosité recueillie par scarification.
Les myiases, larves de mouches, sont reconnues lorsqu’elles s’extériorisent ou sont
extirpées.
Le chancre d’inoculation d’une trypanosomose (trypanosomes) évolue spontanément vers la
cicatrisation. Rarement retrouvé, il permet un diagnostic précoce si l’on pense à y rechercher
les trypanosomes.
I-3-3- Les éruptions cutanées
Elles sont fréquentes. Le larbish se présente sous la forme d’un petit cordon érythémateux,
sinueux et en relief. Il siège souvent aux pieds et se déplace de quelques mm/jour. Le
diagnostic est clinique. Il est aisément distingué du syndrome de Larva currens, fait de
lésions érythémateuses linéaires siégeant aux fesses et aux lombes disparaissant en
quelques heures. Le diagnostic est confirmé par la mise en évidence de larves d’anguillules
dans les selles.
D’autres éruptions maculeuses peuvent être très évocatrices :
-
érythémateuses, polycycliques, fugaces, d’une trypanosomose (trypanides)
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-
dépigmentées ou hyperpigmentées de la leishmaniose viscérale.
Une urticaire est banale lors de la primo-invasion helminthique. Elle survient fréquemment
aussi dans la fissuration d’un kyste hydatique.
I-3-4- Les œdèmes
Ils sont probablement un symptôme de mécanisme allergique similaire à l’urticaire. Dans la
trichinose, ils prédominent volontiers au visage dans un contexte fébrile, diarrhéique, et/ou
myalgique.
Dans la filariose à Loa loa, les œdèmes de Calabar sont fugaces et migrateurs, siégeant de
préférence aux mains et aux poignets.
Des œdèmes, plus durables, aux membres inférieurs ou supérieurs, fermes, élastiques,
indolores, peuvent être dus à une filariose lymphatique.
Un œdème localisé à un membre supérieur relève parfois d’une onchocercose.
Le faciès bouffi est décrit dans la primo-invasion de la bilharziose intestinale et à un stade
plus tardif dans la trypanosomiase.
II- L’INTERROGATOIRE DU PATIENT
En
présence
d’une
symptomatologie
qui
n’évoque
en
rien
une
parasitose,
l’anamnèse (renseignement fournies par le malade ou son entourage sur le début de la
maladie) revêt une importance primordiale.
La démarche diagnostique est souvent d’abord une enquête sur les déplacements.
Pour ces voyages, il faut faire préciser, si possible :
-
Les régions visitées : certaines parasitoses n’existent qu’en foyers limités
-
La durée : la longueur de l’incubation permet de rejeter diverses parasitoses
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-
Le mode de vie : contact avec l’eau, la boue (il faut un bain infectant pour la
pénétration des cercaires bilharziennes ou marcher pieds nus pour celle des larves
d’anguillule ou d’ankylostomes)
-
Le mode d’alimentation a un intérêt plus relatif car la façade splendide des grands
hôtels, rassurante pour le touriste à l’égard des crudités ne reflète en rien la réalité
sanitaire des cuisines. Il est important de rappeler le souvenir d’un bref épisode
symptomatique : éruption urticarienne fugace d’une migration larvaire ou épisode
diarrhéique ou fébrile d’une infection digestive décapitée par un auto-traitement
-
Une prise médicamenteuse doit être recherchée en relation avec des symptômes qui
ont motivé la prescription.
III- L’EXAMEN CLINIQUE
Il est déterminant pour le diagnostic de manifestations cutanées (larbish, dracunculose,
leishmaniose), et doit toujours être complet, à la recherche d’une lésion discrète mais
parfois spécifique (trypanome) ou de complications latentes (hypertension portale chez le
bilharzien apparemment bien portant). Le dermographisme oriente parfois vers une
helminthiase en migration larvaire.
L’examen du patient permet rarement de conclure ; ce sont les examens complémentaires
qui établissent le diagnostic à condition d’être orienté par l’anamnèse et l’examen clinique.
IV-LES EXAMENS COMPLEMENTAIRES
IV-1- Les examens d’orientation
La découverte, parfois fortuite, d’une HES, permet souvent de découvrir une parasitose.
Cette perturbation de l’hémogramme ne relève que des helminthiases ; elle est variable
dans le temps et suivant le ver en cause, mais d’autres affections, non parasitaires, sont
éosinophilogènes.
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IV-2- Les examens de certitude
Ils sont de deux ordres : directes mettant en évidence le parasite lui-même, et sérologiques
recherchant les anticorps spécifiques qu’il induit. Les indications, les techniques et les
résultats de ces investigations constituent l’essentiel du cours de Master 1.
Quelques points méritent d’être soulignés. Il est toujours préférable d’affirmer un diagnostic
parasitologique sur un argument direct plutôt que sérologique car la mise en évidence du
parasite témoigne bien de l’évolutivité de la maladie alors qu’une sérologie positive isolée
n’a pas une signification univoque. Ainsi, la présence de l’hématozoaire au frottis sanguin ou
d’œufs de bilharzies vivants dans les urines affirme-t-elle l’accès palustre ou la bilharziose
active, alors qu’une sérologie positive pourrait n’être que le témoin d’une infestation
ancienne n’appelant aucune thérapeutique.
Les recherches parasitologiques se font essentiellement dans les selles, le sang, les urines et
la peau. D’autres milieux bilogiques prélèvements peuvent être analysés: crachats, liquide
céphalo-rachidien (LCR), moelle, ganglion, muscle, liquide de lavage bronchioloalvéolaire
(LBA)…
L’étude séro-immunologique des parasitoses est d’un grand intérêt dans deux types de
circonstances :
- lorsque la mise en évidence du parasite est aléatoire ou même impossible, parce qu’il ne
s’extériorise pas ou si l’homme constitue une impasse parasitaire (hydatidose, amibiase
hépatique, toxoplasmose et syndromes de Larva migrans, entre autres) ;
- lorsque le diagnostic direct est prématuré à la phase initiale d’une helminthiase.
L’évolution larvaire dans l’organisme humain crée une latence, parfois longue, entre la
contamination et la maturité du ver adulte. En revanche, l’apparition des anticorps
spécifiques peut être précoce, dès les signes de primo-invasion helminthique (distomatoses
ou bilharzioses par exemple).
Ainsi, la démarche diagnostique en parasitologie doit allier plusieurs exigences :
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- mener une enquête classique qui va du symptôme, parfois banal, à l’analyse sémiologique
toujours minutieuse
- connaître les déplacements des patients et les risques parasitaires encourus lors de ceux-ci
- évaluer la vraisemblance d’une hypothèse parasitaire en fonction de ces données
géographiques, du mode de vie du patient et du temps écoulé depuis la contamination
suspectée
- choisir dans cette même optique les examens de laboratoire qui s’imposent ;
- interpréter enfin les résultats de ces examens en sachant le caractère fondamental, mais
inconstant et aléatoire, de la mise en évidence du parasite lui-même, adulte ou de ses larves,
de ses embryons ou de ses œufs, pour un diagnostic de certitude.
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MODIFICATIONS HEMATOLOGIQUES AU COURS DES PARASITOSES
INTRODUCTION
La présence des parasites au niveau de l’organisme peut entraîner des modifications plus ou
moins marquées au niveau des cellules sanguines. Ces perturbations des paramètres
sanguins peuvent constituer des éléments d’orientation ou des arguments indirects du
diagnostic biologique de certaines parasitoses.
I- ATTEINTE DE LA LIGNEE ROUGE
I-1- Anémie hypochrome (AH)
Il s’agit d’une anémie ferriprive secondaire à des hémorragies répétées.
Ce type d’anémie est dû à :
-
ankylostomes (A. duodenale : 0,2 ml de sang/ver/jour et N. americanus : 0,02 ml de
sang/ver/jour). A. duodenale soustrait 10 fois plus de sang à son hôte par jour que N.
americanus. L’anémie se manifeste en fonction du nombre de vers hébergés par le
sujet et en fonction de son état nutritionnel. En moyenne, chez un sujet bien nourrit,
l’anémie se déclare lorsqu’il héberge plus de 500 vers. Il en faudrait moins chez un
sujet carencé. Pour connaitre le nombre de vers approximatif hébergés par le sujet,
on va pratiquer la technique de numération des œufs d’helminthes dans les selles : la
technique de KATO-KATZ qui permet de connaitre le nombre d’œufs par gramme de
selles. Il existe un tableau de correspondance pour déterminer le nombre
approximatif de vers adultes hébergés par le sujet à partir du nombre d’œufs par
gramme de selles.
-
Trichocéphale
-
Amibe Entamoeba histolytica histolytica (amibiase colique)
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-
S. haematobium (bilharziose urinaire)
I-2- Anémie Normochrome (AN)
AN régénérative et arégénérative
I-2-1- AN régénérative
Dues essentiellement à des hémorragies aiguës pouvant être dues à :
-
Bilharziose hépatosplénique avec hypertension portale (S. mansoni et S. japonicum).
Il y a rupture de varices œsophagiennes.
-
E h h (amibiase intestinale aiguë)
-
S. haematobium (en cas d’infestation massive avec perte de sang accentuée)
-
P. falciparum en cas d’hémolyse intense (éclatement de rosace et réinfestation
rapide
des
hématies
saines
qui
éclatent
et
ainsi
de
suite)
Autres espèces de Plasmodium: hémolyse moins intense car parasitémie plus faible
I-2-2- AN arégénérative
Diminution du taux de réticulocytes ou taux normal.
Cette anémie a 2 causes parasitaires principales :
-
Parasites de la moelle osseuse (leishmanies, Candida albicans…)
-
Parasites capables d’entrainer un hypersplénisme (généralement S. mansoni, S.
japonicum et plus rarement Plasmodium)
I-3- Anémie Macrocytaire (AM)
Diminution du nombre de GR mais avec une augmentation du volume globulaire moyen
(VGM) et de la CCMH.
Essentiellement due au bothriocéphale (Anémie de Biermer).
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Le Diphyllobothrium latum est avide de Vitamine B12. Il absorbe la vitamine B12 du sang
entrainant ainsi une anémie macrocytaire par carence en vitamine B12.
II- ATTEINTE DE LA LIGNEE BLANCHE
C’est essentiellement l’hyperéosinophilie sanguine (HES).
L’HES se rencontre avec les helminthes.
On parle d’HES lorsque le nombre de polynucléaires éosinophiles (PNEo) est supérieur à 500
éléments /µl de sang.
II-1 Fonction de PNEo
Le PNEo a un rôle mal connu. En tant que cellule granuleuse, il est doué de pouvoir
phagocytaire, notamment pour les protéines étrangères et les complexes Ag-Ac. Il possède
un pouvoir cytotoxique sur certains vers, limite la réaction inflammatoire et s’oppose aux
mécanismes immunitaires dépendant des IgE. Son rôle joué, le PNEo dégénère en donnant
naissance aux cristaux de Charcot-Leyden.
II-2 Autres causes d’hyperéosinophilie sanguine
L’HES peut être observée au cours de certaines protozooses mais dans ce cas, la courbe est
moins accentuée c’est-à-dire que le taux d’éosinophiles est moins élevé qu’au cours des
helminthoses.
C’est le cas de la toxoplasmose où on peut observer une légère augmentation des
éosinophiles à la phase aiguë de la maladie (7 – 10%) et de l’Isosporose à I. belli où l’on peut
observer une légère augmentation des éosinophiles (7-10%).
L’HES n’a pas toujours une origine parasitaire. Elle peut se manifester dans des états
allergiques (asthme) ou dans la maladie de HODGKIN et aussi au cours de certains cancers.
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II-3 Courbe de LAVIER
Au cours des helminthoses, l’éosinophilie va évoluer selon une courbe dite « Courbe de
LAVIER » qui est une courbe classique « en coup d’archet ».
Cette courbe classique se voit en général au cours de la primoinvasion helminthique.
L’évolution du taux de PNEo au cours des helminthoses n’est pas statique.
Elle est fonction :
- du nombre de parasites hébergés dans l’organisme humain. Il faut un minimum de parasite
en fonction de l’espèce pour induire une HES
- du temps
- de l’espèce de ver en cause
- de la localisation du ver. C’est le facteur le plus important. Les parasites à localisation
tissulaire (ex : filaires) entrainent, même en nombre réduit, une élévation du taux des PNEo.
Par contre ceux qui ont une localisation exclusivement intestinale (ex : oxyure, Taenia
saginata et T. solium) entrainent une augmentation modérée du taux de PNEo. Les parasites
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qui ont un contact étroit avec les tissus soit à la phase larvaire (Ascaris) ou à la phase adulte
(douve, filaires) induisent une forte HES.
- de la réaction hôte – parasite. Moins le parasite est adapté à son hôte et plus la réaction
éosinophile est importante (Toxocara canis non adapté à l’homme qui peut entrainer un
syndrôme de Larva migrans viscérale, Trichinella spiralis qui est une anthropozoonose)
- de la possibilité de réinfestation. En cas de réinfestation parasitaire, nous avons toujours la
courbe de Lavier mais avec un maximum plus réduit que lors de la primo-infestation
- d’un éventuel traitement spécifique. L’instauration d’un traitement spécifique va entrainer
une élimination des parasites et donc une normalisation de l’éosinophilie. Mais dès
l’instauration du traitement, on note une forte augmentation transitoire de l’HES due à la
lyse brutale des parasites sous l’effet du traitement ; ce n’est que plus tard que l’on a une
régression puis une normalisation de l’éosinophilie. L’utilisation de médicaments corticoïdes
par voie générale va entrainer une baisse momentanée des éosinophiles mais très
rapidement, on observera une remontée du taux dès l’arrêt du traitement.
I-4 Exemples d’helminthoses et HES
- l’ascaridiase : l’éosinophilie débute environ une semaine après l’infestation, croît
rapidement pour atteindre son maximum (30 à 50 % de 10 000 leucocytes/mm3 de sang)
vers le 20è jour et les œufs apparaissent dans les selles à partir du 60è jour.
- l’oxyurose : l’éosinophilie est en général modérée (10 à 15 %). Elle apparaît vers le 8è jour,
atteint son maximum vers le 20è jour pouvant dépasser 30% lors de la primo-infestation.
Les œufs sont déposés au niveau de la marge anale vers le 21è jour.
- la trichocéphalose : lors de la primo-infestation, chez l’enfant l’éosinophilie atteint son
maximum vers le 45è jour et la courbe a une allure en clocher caractéristique. Au stade
chronique aucune éosinophilie ne persiste en général.
- l’ankylostomiase : la primo-infestation induit une éosinophilie élevée qui apparaît environ
20 jours après la contamination et atteint son maximum vers la fin du 3è mois. Elle
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s’accompagne d’une hyperleucocytose et peut atteindre 80%. Les œufs apparaissent dans
les selles vers le 50è jour. Dans les ankylostomiases chroniques l’éosinophilie est peu
élevée : 5 à 10%.
- L’anguillulose ou strongyloïdose est responsable d’éosinophilies très élevées, anarchiques,
prolongées, ne répondant pas à la courbe classique de Lavier. L’éosinophilie peut être
minime (6%) et subir des recrudescences passagères à 40%. Elle est habituellement de
l’ordre de 15 à 20%. Le traitement spécifique par le thiabendazole qui fait disparaître
l’éosinophilie en un mois, constitue un test diagnostique intéressant dans le cas où le
parasite ne peut être mis en évidence dans les selles par les techniques spécialisées
(Baermann, coproculture).
- la trichinose : une hyperéosinophilie avec hyperleucocytose (30 à 70%) apparaît dès la 2è
semaine de la maladie et peut la faire suspecter dans un contexte de petite épidémie.
L’éosinophilie sanguine peut persister pendant 10 ans tant que l’enkystement des larves
dans les tissus ne supprime par les rapports avec celui-ci.
- la distomatose : l’hyperéosinophilie due à Fasciola hepatica, la douve hépatique, est un des
signes dominants de la période d’invasion ; elle atteint son maximum (50 voire 90%) vers le
3è mois et s’accompagne d’une hyperleucocytose entre 20 000 et 45 000 GB par mm3. A la
phase de parasitisme biliaire l’éosinophilie sanguine s’abaisse mais demeure toujours
supérieure à la normale. Les œufs sont retrouvés dans les selles à partir du 3-4è mois.
- les bilharzioses : dans les bilharzioses urinaires à S. haematobium, intestinales à S.
mansoni, S. japonicum et S. intercalatum, la période d’infestation se traduit toujours par une
hyperleucocytose associée à une hyperéosinophilie sanguine qui peut dépasser 50%. Un
mois et demi à deux mois après l’infestation, à la période de ponte ovulaire où les œufs sont
retrouvés dans les selles ou les urines, l’éosinophilie diminue et ne dépasse guère 15%. Les
antibilharziens majorent l’hyperéosinophilie qui peut atteindre 60%, 15 jours après le début
du traitement, pour persister pendant plusieurs semaines.
- le taeniasis : qu’il s’agisse de Taenia saginata, de Taenia. solium ou de bothriocéphale,
l’éosinophilie débute 12 à 15 jours après l’infestation, atteint son maximum (30 à 50%) en 40
à 45 jours, puis décroît pour se stabiliser entre 7 et 15%, rarement plus. Les anneaux de T.
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solium et T. saginata apparaissent à la 8è semaine, les œufs de bothriocéphale entre le 12è
et le 24è jour.
- l’hydatidose : à la phase kystique où la larve du taenia est presque isolée du tissu de l’hôte,
l’éosinophilie sanguine est peu élevée (entre 5 et 15%). Elle ne se majore qu’en cas de
fissuration du kyste. Par contre, l’éosinophilie est élevée d’emblée dans certaines
localisations, notamment dans le kyste hydatique du poumon chez l’enfant. L’hydatidose
alvéolaire, rare en Côte d’Ivoire, entraîne une éosinophilie discrète avec hépatomégalie
grave.
- les Larva migrans viscérales : qu’il s’agisse d’une toxocarose ou d’autre nématodes en
impasse, l’hyperleucocytose est constante (20 000 à 100 000/mm3). L’éosinophilie oscille
entre 20 000 à 30 000 éléments/mm3 (20 à 80%) et persiste pendant longtemps à un taux
très élevé.
A côté de ces helminthes, rappelons la possibilité rare de myiase cutanée à hypoderme dont
la migration larvaire est responsable de fièvre, de signes de toxi-infection et
d’hyperéosinophilie.
- Larva migrans cutanée : dans ce syndrome dû à des larves égarées d’ankylostomes de
chien ou à des cercaires de schistosomes d’oiseaux, l’éosinophilie est en règle discrète.
- les filarioses : toutes les filarioses provoquent des éosinophilies élevées, même la filariose
à Dipetalonema perstans, de pathogénicité discutée.
- les filarioses lymphatiques à W. bancrofti ou Brugia malayi s’accompagnent
d’hyperéosinophilie à la phase initiale ou lors des poussées lymphangitiques de l’affection.
C’est dans le cadre de ces filarioses qu’il faut placer le « poumon éosinophile », responsable
d’une éosinophilie remarquable et permanente. Précocement augmentée, l’éosinophilie de
la loase, qui évolue parfois par poussées, persiste souvent à un taux de 30 à 50%. Celle-ci est
également élevée dans l’onchocercose. En pratique courante cette affection représente avec
la loase et l’anguillulose, l’une des 3 étiologies à discuter d’emblée chez l’africain porteur
d’une éosinophilie supérieure à 30%. La prise de diéthycarbamazine entraîne au cours de ces
trois filarioses un pic éosinophilique qui constitue pour l’onchocercose l’un des éléments
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indirects de la réaction de Mazzoti. La dracunculose, est peu éosinophilogène (5 à 12 % en
dehors de la période initiale infra-clinique).
- les méningites aiguës à éosinophiles, dont l’étiologie incombe à une larve de nématode,
Angiostrongylus cantonensis, l’hyperéosinophilie sanguine est inconstante et toujours
modérée.
I-5 Les autres modifications de la lignée blanche et plaquettaire dues aux
protozoaires
-
THA : à la phase lymphatico-sanguine, on note une hyper leucocytose avec
monocytose et surtout plasmocytose. Certains plasmocytes se transforment en
cellules de Mott (plus volumineuses bourrées de vacuoles et sont très évocatrices).
La coloration par l’acide périodique et le réactif de Schiff (PAS) montre un
pourcentage anormalement élevé de lymphocytes contenant des granulations PAS
positifs : jusqu’à 15% des lymphocytes contre 6% chez le sujet normal.
-
Leishmaniose viscérale : en plus de l’anémie normochrome normocytaire
arégénerative, on note une leuconeutropénie constante, parfois importante autour
de 2 000 GB/mm3, une thrombopénie modérée
-
Toxoplasmose acquise (forme bénigne) : dans 1/3 des cas, il existe un syndrome
mononucléosique sanguin sans hyperleucocytose avec lymphocytose et cellules
mononuclées à cytoplasme hyperbasophile en petit nombre (2 – 8%). Confusion
possible avec les mononucléoses infectieuses mais dans ce cas les perturbations
hématologiques sont bien plus importantes que dans la toxoplasmose. La
toxoplasmose est l’une des rares étiologies ou la réaction de Paul et Bunnell est
négative.
-
Amibiase hépatique : Hyperleucocytose à PNN
-
Paludisme : La thrombopénie est souvent évoquée mais pas toujours observée. Au
cours du paludisme viscérale évolutif, on note une leuconeutropénie et la présence
de leucocytes mélanifères (riches en pigments malarique ou hémozoïne)
-
Mycoses disséminées avec atteintes médullaires : leuconeutropénie
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DIAGNOSTIC SEROLOGIQUE DES PARASITOSES
INTRODUCTION
Ce type de diagnostic ne remplace pas l’examen parasitologique direct. C’est plutôt un
complément au diagnostic qui est justifié lorsque l’examen direct est négatif.
Pour faire un bon examen, il est souvent utile de connaitre la biologie du parasite.
Selon le stade évolutif :
-
Stimulation immunitaire (sérologie) : nulle ou faible (amibiase intestinale), maximale
(amibiase hépatique)
-
A chaque stade évolutif du parasite, nous avons une sécrétion d’Ac spécifique (ex :
bilharziose : furcocercaire puis schistosomule puis schistosome adulte)
Le taux d’Ac circulant varie au cours de l’évolution parasitaire et du traitement. Il faut
répéter l’examen à quelques semaines d’intervalle.
Après un traitement spécifique, on a une augmentation du taux d’Ac, puis une diminution et
ensuite une normalisation si le traitement a été efficace.
De la qualité des Ag parasitaires va dépendre la fiabilité des réactions que l’on utilise. On a
souvent des réactions croisées qui sont dues à des communautés antigéniques. C’est ainsi
que l’on peut avoir des réactions croisées entre les protozoaires et les helminthes, des
réactions croisées à l’intérieur des helminthes (c'est-à-dire des Ag communs à des cestodes
et à des nématodes). Ces réactions croisées vont poser le problème de la spécificité des
réactions utilisées. Dans certains cas des Ag Hétérologues seront utilisés au lieu d’Ag
homologues non disponibles. C’est le cas pour Onchocerca volvulus où étant donné la
difficulté d’obtention des onchocerques, on utilisera les filaires d’animaux (Dipetalonema
vitae ou Mansonella vitae). Ces Ag utilisés sont hétérologues. Et pour palier aux défauts de
ces techniques sérologiques avec des Ag hétérologues, il est conseillé de réaliser 2 ou 3
techniques différentes.
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I. PRELEVEMENT
I-1- Recueil des sérums
Prélèvement sanguin au pli du coude par ponction veineuse : 10 – 20 ml de sang dans un
tube sec stérile.
Centrifugation pour séparation du sérum
Si délai de réalisation de la technique long : ajouter un conservateur (un antiseptique : le
merthiolate de sodium pour éviter toute contamination. Conservation de quelques jours à
+4°C et de quelques mois à -20°C. On peut également procéder à une lyophilisation.
I-2- Microprélèvement sur papier filtre
On peut également réaliser un microprélèvement par piqûre au bout du doigt. Ce type de
prélèvement est utilisé dans les enquêtes épidémiologiques sur le terrain. Le sang va imbiber
directement le papier filtre (papier WHATMANN N°3) qui sera séché puis découpé et
conservé dans un sac plastique. Au laboratoire, on procédera à l’élution du sang avec un
sérum physiologique.
Le sang dans un tube contenant de l’héparine peut également être séché sur du papier filtre
dans les mêmes conditions en prélevant une quantité précise de sang ;
Cette méthode a comme avantages :
-
utile sur le terrain
-
faire plusieurs prélèvements à la fois
-
possibilité de différer l’examen de 1 mois à 1 an
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II – TECHNIQUES UTILISEES
II-1- Réaction de fixation du complément hémolytique
Principe :
Certains complexes Ag-Ac fixent le complément. Et cette fixation va être révélée par un
système hémolytique constitué par des globules rouges de mouton et un sérum hémolytique
anti-mouton.
La réaction comporte 2 phases :
-
la mise en contact du sérum (Ac) + des Ag + du complément C’ titré
-
ajout du système hémolytique
Interprétation :
-
absence d’hémolyse traduit la fixation du C’ donc il y avait présence d’Ac spécifique
-
Hémolyse traduit absence d’Ac dans le sérum
Caractéristiques :
Cette réaction présente une faible sensibilité. Elle était très utilisée pour le diagnostic de la
toxoplasmose et de l’hydatidose.
II-2- Réaction d’Hémagglutination direct
Principe :
Suspension formolée de toxoplasmes en contact avec une dilution croissante de sérum du
patient contenant des Ac. Après 18h, le titre agglutinant du sérum est déterminé par la plus
forte dilution entrainant l’agglutination de l’Ag.
Caractéristiques :
Réaction sous la dépendance des IgM et à un degré moindre des IgG et des IgA.
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Suppression de l’activité des IgM par le 2 mercapto éthanol permet de déterminer le taux de
ces Ac dans le sérum car la présence d’IgM est un signe de toxoplasmose récente.
II-3- Réaction d’Hémagglutination passive
Principe :
Les Ag solubles de parasites sont fixés à la surface des GR traités. Ensuite on met en contact
avec du sérum dilué et la lecture après 2 à 3 h.
Le titre du sérum sera donné par la plus forte dilution donnant une agglutination.
Caractéristiques :
Réaction très utilisée en parasitologie : amibiase et cryptococcose.
II-4- Réaction de Précipitation en milieu gélifié
Principe :
Certains Ac ont la propriété de former en présence d’Ag un complexe insoluble qui sera
matérialisé par la formation des arcs de précipitation.
Techniques :
-
Double diffusion en milieu gélifié (OUCHTERLONY)
-
Immuno-Electrophorèse
Cette réaction a permis de mettre en évidence des arcs de précipitation spécifiques
(trypanosomiase à T. cruzi, S. mansomi, Fasciola hepatica). Cette réaction d’immunoélectrophorèse a permis de différencier C. albicans sérotype A plus fréquent chez le noir et
C. albicans sérotype B plus résistant aux antifongiques.
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II-5- Réaction d’IFI sur lame
Principe :
Fixation de l’Ac spécifique sur l’Ag fixé sur la lame et révélé par l’utilisation d’un sérum antiglobuline marqué à l’isothiocyanate de fluorescéine (complexe Ag-Ac devient fluorescent en
lumière ultraviolette)
Caractéristiques :
Réaction sensible, très utilisée en parasitologie. Elle est utilisée pour le diagnostic du
paludisme, toxoplasmose (test de Remington)
III – PRINCIPALES INDICATIONS DU DIAGNOSTIC SEROLOGIQUE
Le diagnostic sérologique ne remplace pas la recherche directe du parasite. Par contre il est
très utile dans des situations précises :
III-1- Impasses parasitaires
Cas de perte du parasite dans l’organisme au cours de son cycle, donc pas de parasite adulte.
C’est le cas des Larva migrans (toxocarose, hydatidose à Echinococcus granulosus et autres
cestodoses larvaires).
III-2- Phase tissulaire de la migration larvaire
Dans certaines parasitoses, avant d’atteindre le stade adulte, le parasite migre dans
différents organes, c’est le cas de l’ascaridiase (c’est au bout de 2 mois que le femelle
commence à pondre des œufs dans les selles). C’est le cas de la distomatose hépatique, de la
schistosomiase.
Il n’y a donc que le diagnostic sérologique qui permet de mettre en évidence la maladie et
ceci de façon précoce.
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III-3- Localisation parasitaire profonde
Exemple : amibiase extra-intestinale
Dans l’amibiase hépatique, la sérologie donne de très bons résultats.
III-4- Stade chronique de certaines parasitoses
Toxoplasmose : les Ac persistent dans le sang pendant plusieurs années alors que les
parasites adultes enkystés sont inaccessibles pour les mettre en évidence. Dans ce cas on
recherche les Ac dans le sérum du malade pour faire le diagnostic sérologique.
Trichinose : le parasite persiste dans l’organisme pendant de nombreuses années. Dans ce
cas la sérologie est toute indiquée.
III-5- Infestation à charge parasitaire faible ou intermédiaire
Cas de la THA : on a des pics de parasitémie. En effet, lorsqu’un sujet héberge Trypanosoma
brucei, il y a production d’Ac efficaces qui détruisent rapidement les parasites du sang
circulant. Lorsque le parasite se sent menacé, il change d’Ag de surface, et n’est plus alors
reconnu par les Ac. A ce stade l’organisme va fabriquer de nouveaux Ac contre cette
nouvelle vague de parasitémie. On a donc des pics et des creux de parasitémies.
Dans le creux de la vague, il est indiqué de faire de la sérologie.
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III-6- Surveillance post-Thérapeutique
Lorsqu’on donne un traitement efficace, on a un taux d’Ac élevé à cause de la lyse des
parasites (augmentation des Ag) et comme il n’y a plus de parasite, alors la recherche des Ac
à intervalle de temps permet de voir leur évolution et de juger de l’efficacité du traitement.
III-7- Etude épidémiologique sur le terrain
En règle générale, il est beaucoup plus aisé de pratiquer sur le terrain lors des campagnes de
masse, des microprélèvements.
Le diagnostic sérologique permet d’apprécier la prévalence du parasite dans une zone
donnée.
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LES ANIMAUX VENIMEUX
INTRODUCTION
Chaque être vivant, pour pérenniser son espèce, trouve des moyens particuliers de défense
et de nutrition. Ainsi, nous retrouvons dans pratiquement tous les groupes, des animaux
capables d’élaborer des substances nocives appelées venins ou poisons, toxiques pour leurs
proies ou pour leurs prédateurs.
Un animal est dit venimeux si son poison est administré par inoculation à travers un appareil
inoculateur (poil, épine, écaille, stylet ou partie de pièces buccales). Par contre un animal
vénéneux est un animal dont l’ingestion provoque une intoxication. Il n’a pas d’appareil
inoculateur.
De nombreux animaux notamment les serpents sont responsables de morsures engendrant
des envenimations parfois mortelles.
La population vivant à majorité en zone rurale, les contacts avec les ophidiens sont plus
fréquents, entraînant des accidents parfois mortels.
I- ANIMAUX VENIMEUX MARINS
I-1- Invertébrés marins
I-1-1- Les mollusques
 Les Conidae ou cônes
Considérés par les conchyliologues (ou collectionneurs de coquillages) comme les plus beaux
coquillages au monde, ils sont la cause d’une envenimation parfois mortelle, toujours
redoutable. Le premier cas mortel a été rapporté en 1705 dans l’archipel des Moluques (Mer
des Célèbes). Les cônes sont des gastéropodes, prosobranches, toxoglosses (langues à
venin). On décrit une coquille avec un apex (ou base), une pointe et une ouverture (ou
péristome) qui s’étend de la base à la pointe. L’animal sorti de sa coquille présente un
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ensemble “pied-tête” avec à l’extrémité céphalique un siphon qui abrite la trompe et de
chaque côté deux tentacules qui portent les yeux. L’appareil venimeux se compose d’une
volumineuse glande, la glande de Leiblin, qui n’aurait qu’un rôle mécanique, d’un canal
glandulaire siège de l’élaboration du venin, de la radula contenue dans une gaine à deux
branches disposées en « L » avec dans chaque branche des dents mesurant entre 5 et 10
mm, et se terminant à leur pointe par un harpon. Lorsque le cône chasse, une dent est
engagée dans la trompe. Celle-ci se projette en avant pour implanter dans la proie la dent
qu’elle abrite et éjecter le venin. Le venin des cônes est neurotoxique et thermostable. Les
cônes sont des animaux piqueurs.
Les tests de toxicité chez l’animal ont montré que beaucoup de cônes étaient venimeux,
même si tous ne sont pas dangereux pour l’homme. En effet, compte tenu d’un appareil
inoculateur trop petit, ils ne peuvent injecter qu’une dose trop faible de venin.
Les cônes sont classés en trois groupes selon leur régime alimentaire :
- les piscivores se nourrissent de poissons : ce sont les plus dangereux (ex : Conus
geographus),
- les malacophages s’attaquent aux mollusques : les gros spécimens sont dangereux (ex : C.
textile)
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Dessin de Conus textile
- les vermivores consomment des vers, leur venin n’est pas toxique pour les mammifères.
Le cône le plus redoutable est Conus geographus, mais la difficulté que l’on rencontre à
différencier les cônes dans leur milieu naturel oblige à les considérer tous comme suspects.
Les toxines sont de petits peptides, appelées conotoxines, qui agissent au niveau des canaux
ioniques et des récepteurs présents dans le système neuromusculaire. Le sujet présente
après quelques minutes une douleur vive au point de piqûre, avec un œdème souvent
volumineux, puis des paralysies des muscles squelettiques et des muscles respiratoires qui
sont responsables du décès. En pratique, l’évolution est variable, mais l’apparition des
paralysies doit faire prévoir une assistance respiratoire. Il n’y a pas de sérum.
 Les Octopodidae
Ce sont des mollusques céphalopodes du genre Octopus (pieuvre) sont dépourvus de
coquille. Leur appareil venimeux est composé de glandes salivaires entourant l’orifice buccal
et de mandibules ou bec, la bouche étant située au centre de huit tentacules ou bras.
Hapalochlaena maculosa, petite pieuvre de 10 à 15 cm, peut tuer en quelques minutes.
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Dessin d’une pieuvre
I-1-2- Les Cnidaires
Autrefois appelés cœlentérés, les cnidaires sont redoutables par la présence de cellules
urticantes, les cnidoblastes, dans leur ectoderme :
- les actinies ou anémones de mer sont des polypes qui vivent isolés fixés sur les rochers,
- les madréporaires, dont les polypiers forment les récifs coralliens et les atolls,
- les millépores ou coraux de feu à squelette calcaire qui contribue à la construction des
récifs coralliens tropicaux,
- les méduses, animaux marins nageurs translucides, formes libres des cnidaires, qui
regroupent parmi les plus dangereuses :
- les physalies (les galères portugaises), grandes méduses des mers chaudes,
remarquables par leur volumineuse poche d'air, rose et bleue, qui sert de flotteur d’où pend
une longue chevelure de tentacules filamenteuses et venimeuses, dites filaments-pêcheurs,
- les cuboméduses (ou guêpes de mer) en Australie avec la redoutable Chironex
fleckeri
et
dans
une
moindre
mesure
Chiropsalmus
quadrigatus
responsables
d'envenimation systémique avec dépression respiratoire et/ou collapsus cardio-vasculaire.
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Dessin d’une méduse
Ce sont tous des animaux venimeux par contact, entraînant localement une dermatite
prurigineuse faite de maculopapules érythémateuses avec prurit intense : c'est une
dermatite de contact provoquée par les « bourgeons » des méduses, des coraux et des
anémones.
Certaines méduses tropicales créent le syndrome Irukandji avec des signes cliniques
systémiques, syndrome dû en Australie à Carukia barnesi, pouvant être cause de décès par
œdème aigu du poumon (OAP) ou hémorragie cérébrale, décrit aussi en Floride et en
Guadeloupe.
Le traitement des envenimations par les cnidaires est local (application de vinaigre ou de jus
de citron, de gels anesthésiques, enlever les tentacules par un raclage doux) et général
(adrénaline et réhydratation). L'immersion dans de l'eau à 45°C pendant 20 minutes serait
active après contact avec des physalies.
Il existe un sérum antivenimeux pour les cuboméduses en Australie.
I-1-3- Les échinodermes
Ce sont les :
- astérides ou étoiles de mer à cinq branches ; une seule est venimeuse Acanthaster planci,
grosse étoile de mer pouvant atteindre 60 cm de diamètre
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- oursins au test rigide et globuleux hérissé de piquants, parfois de longs piquants très fins
comme Diadema setosum. Certains oursins (Toxopneustes pileolus) laissent leurs piquants
implantés dans la peau de la victime après contact. Si ces piquants ne sont pas en euxmêmes venimeux, les pédicellaires, petits appendices terminés par trois mors, organes de
préhension des échinodermes, sans cesse en mouvement pour protéger l’oursin contre les
prédateurs et pour nettoyer le test, possèdent des glandes à venin. Mors et piquants
entraînent des envenimations multiples.
Dessins d’oursins
- holothuries ou concombres de mer ou bêches de mer, qui ont des filaments projetés par
l’anus, contenant une toxine thermostable et hydrosoluble, entraînant des lésions locales
(irritation, érythème et œdème) et des atteintes oculaires (cécité). Le traitement est
local par l’utilisation des corticoïdes et les antihistaminiques.
I-1-4- Les annélides
Ce sont des vers marins au corps recouvert de poils (polychètes dont Eurythoe complanata)
porteur de longues soies, qui entraînent des œdèmes et des engourdissements pendant
plusieurs jours.
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Annélide
I-2- Vertébrés marins
Ils sont représentés par de nombreux poissons et également par quelques serpents dont le
venin a une toxicité très grande.
I-2-1- Classe des Poissons
L’envenimation se produit à la suite de morsure du poisson. Plusieurs familles de poissons
sont venimeuses.

Les Dasyatidae qui comprennent les raies armées (ou raies à aiguillon barbelé) dont
la queue porte sur sa face dorsale une épine venimeuse. Ce sont des animaux piqueurs. Les
raies provoquent des blessures au bord de la plage quand on marche dessus par
inadvertance. La raie pastenague (Taeniura melanospilos) porte sur la queue un dard
souvent mortel d’une vingtaine de centimètres, denticulé et très difficile à retirer.
Dessin d’une raie
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
Les Acanthuridae ou poissons-chirurgiens dont l’appareil vulnérant est formé de 2
lames érectiles (ou scalpels, d’où leur nom) situées de chaque côté de l’appendice caudal, et
dont l’érection se produit lorsque l’animal est menacé. Ce sont des plaques osseuses, effilées
comme une lame de rasoir, qui provoquent de douloureuses et profondes blessures.

Les Siluridae qui comprennent les silures ou poissons-chats, qui portent des
barbillons sur les lèvres, et dont les épines (1 dorsale, 2 operculaires) sont venimeuses. Leurs
piqûres peuvent être mortelles comme celles de Plotosus anguillaris (Indo-Pacifique). Ces
poissons vivent généralement cachés sous des pierres ou dans la vase.
Dessin d’un poisson chat

Les Muraenidae ou murènes qui vivent cachés dans les anfractuosités des rochers ou
des récifs coralliens. Leur bouche est armée de dents en crochet et leurs morsures
entraînent de profondes blessures qui permettent le passage du venin contenu dans la
salive. Ce sont des animaux « mordeurs ». Leur toxine est thermostable à action
hémolytique. Elle n’entraîne pas de signes généraux d’envenimation, mais des complications
immédiates (hémorragies) ou ultérieurs (septiques). La murène javanaise (Gymnothorax
javanicus) est particulièrement nocive.
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Dessin d’une murène

Les Trichinidae ou vives qui vivent enfoncés dans le sable et ne laissent apparaître
que leurs nageoires dorsales et le sommet de leur tête. La première des deux nageoires
dorsales est réduite à 5 à 7 épines venimeuses dont la piqûre très douloureuse se produit sur
les plages lorsque l’on met le pied sur l’animal.

Les Scorpaenidae (appelés communément rascasses) qui comprennent trois genres :
le genre Pterois (Pterois volitans au geste majestueux), le genre Scorpaena (Scarpaenopsis
oxycephala ou poisson scorpion) et le genre Synanceia, le plus vulnérant qui comprend
l’espèce Synanceia verrucosa (ou poisson pierre ou stone fish ou crapaud de mer ou
«nohu»). Leur appareil venimeux est constitué de 13 épines dorsales. Les Scorpaenidés se
trouvent sur les côtes, cachés parmi les rochers, les coraux, le sable avec lesquels ils se
confondent.
Dessin d’une rascasse volante
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Chez les poissons, l’appareil venimeux est simple, constitué de glande(s) à venin et d’un
système inoculateur fait d’épines. Les glandes à venin sont situées dans les sillons
longitudinaux creusés à la base des épines. Il n’y a pas de véritable canal excréteur.
Le tableau clinique causé par la ou les piqûres est commun à tous ces poissons, mais
variable. Des signes locaux très importants : douleur intolérable, souvent syncopale, œdème,
phlyctènes hémorragiques, nécrose sont associés à des signes généraux : troubles sensitifs,
convulsions, paralysies, accidents cardiaques et respiratoires pouvant entraîner la mort, en
particulier après piqûre par un poisson-pierre qui donne le tableau clinique le plus intense.
Le pronostic est, en cas de survie, assombri par les complications locales (nécrose,
surinfections), les septicémies, le tétanos.
Les venins des poissons sont très variables tant au point de vue de leurs propriétés
chimiques que toxiques ; ce sont des protéines, des mucopolysaccharides, des lipides. Leurs
structures exactes demeurent inconnues car leur fragilité rend leur étude difficile.
Le traitement est donc symptomatique. Les venins étant thermolabiles, il faut mettre en
place un choc thermique le plus rapidement possible (sur la plage ou à domicile) : source de
chaleur ponctuelle (cigarette allumée, sèche-cheveux, eau chaude, au-dessus de 50°C),
suivie par l'application d'une source de froid (glaçons dans un linge, canette glacée). La
douleur est combattue par les sédatifs et les analgésiques. Une réanimation respiratoire doit
être mise en œuvre en cas d’accident grave. Il faut prévenir les surinfections à pyogènes et le
tétanos. Il existe un sérum antivenimeux spécifique (CSL Stone fish Antivenom, fabriqué en
Australie), efficace, s’il est injecté rapidement.
I-2-2- Serpents marins ou Hydrophidés
Les serpents marins ou Hydrophidés appartiennent à la famille des Elapidés. Ils vivent dans
l'Océan pacifique et dans l'Océan indien, sur les côtes d'Australie, d'Afrique de l'Est et d'Asie
du sud-est ainsi que sur celles de la Nouvelle-Calédonie et de la Polynésie. Ils sont
hautement venimeux. Ce sont pour la plupart des espèces pacifiques qui évitent l’homme et
sont rarement à l’origine d’envenimation. Quelques espèces de l’océan Indien sont par
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contre agressives et peuvent attaquer les plongeurs (Enhydrina schistosa). Le venin des
serpents marins est le plus toxique que l’on connaisse, 20 fois celui des cobras. Ils causent un
syndrome cobraïque avec neurotoxicité prédominante (ptosis, diplopie, dysphagie, paralysie
diaphragmatique), possible rhabdomyolyse. Les symptômes sont précoces ou retardés. Le
décès peut survenir par hyperkaliémie, insuffisance rénale et arrêt respiratoire par lyse des
muscles respiratoires.
II- ANIMAUX VENIMEUX TERRESTRES
II-1- Invertébrés terrestres venimeux
II-1-1- Classe des Arachnides

Sous-Classe des scorpions
Les scorpions sont représentés par moins de 1500 espèces et constituent de ce fait une sousclasse numériquement mineure dans le Phylum des Arthropodes. Ils sont plus nombreux
dans les zones désertiques mais sont présents dans pratiquement tous les milieux terrestres
(forêt, savane, littoral, montagne, etc.). Les espèces africaines appartiennent à deux (2)
familles : Buthidae et Scorpionidae.
Dans la famille des Buthidae, on rencontre plusieurs genres notamment le genre
Androctonus (une espèce) qui possède un venin très toxique et se rencontre en Afrique du
Nord. Sa piqûre peut entraîner la mort en quelques heures. C’est le plus dangereux des
scorpions. Les autres genres de cette famille sont : Buthus, Leiurus, Parabuthus, Tityus et
Centruroides.
Dans la famille des Scorpionidae, on a le genre Pandinus avec l’espèce Pandinus imperator
rencontré en Côte d’Ivoire et qui est peu dangereux.
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Image d’un scorpion

Sous-classe des Araignées
Peu d’espèces sont dangereuses pour l’homme. En Afrique, nous avons la mygale (nom
scientifique) qui est une araignée trapue et velue et vivant dans les bananeraies et les
palmeraies. Elle s’attaque rarement à l’homme. Sa morsure est cependant douloureuse
provoquant un œdème local puis une nécrose parfois extensive et longue à guérir.
Latrodectus mactans ou la veuve noire d’Amérique est une araignée cosmopolite et
remarquable par son abdomen globuleux. Sa piqûre entraîne une douleur vive suivie de
troubles nerveux.
Vue ventrale d’une araignée
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II-1-2- Classe des Myriapodes
Cette classe est représentée par les scolopendres dont la piqûre provoque une douleur vive,
un œdème et parfois des réactions fébriles. Ils sont rarement responsables d’accidents
graves même chez l’enfant.
Scolopendre
II-1-3- Classe des Insectes
Selon leur mode d’envenimation, ils sont classés en trois groupes : les insectes urticants,
vulnérants et vésicants.

Insectes urticants
Ce sont les chenilles ou larves de certains papillons (Lépidoptères). L’appareil venimeux se
trouvant dans le poil de la chenille, l’agression nécessite un contact du poil avec l’organe
exposé (peau, muqueuses). Leur toxine est allergène et induit une brûlure locale, un œdème
et des réactions urticariennes plus ou moins généralisées. Exemple (nom scientifique +
image)
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
Insectes vulnérants
Il s’agit d’Hyménoptères (abeilles, guêpes, frelons). L’appareil venimeux de l’abeille
comprend deux glandes : une, acide et l’autre alcaline. Ces deux glandes se déversent dans
une ampoule à venin qui se prolonge par une aiguille creuse, le gorgeret. Deux stylets ou
dards s’appliquent sur le gorgeret et délimitent un canal qui conduit le venin jusqu’à la
pointe d’un aiguillon.
Le venin d’abeille est composé de deux substances : l’apitoxine et l’histamine. Lorsque la
piqûre d’abeille est mal supportée, on observe un tableau grave en 30 minutes avec : choc
anaphylactique ; effondrement de la tension ; pouls très faible ; œdème étendu et perte de
connaissance.
La mort survient si le sujet n’est pas rapidement et correctement pris en charge.
Le traitement d’une envenimation par les abeilles est d’abord symptomatique par
l’extraction de l’aiguillon, l’application d’un antiseptique sur la plaie, l’administration d’un
antihistaminique et l’administration d’un sédatif.
En cas de choc anaphylactique, faire un traitement d’attaque par les corticoïdes, du
gluconate de calcium et un tonique cardiaque tel que la caféine. Il faut également réanimer
le sujet.

Insectes vésicants
Ils sont rencontrés chez les Coléoptères (charançon mexicain du haricot, anthrènes des
musées). L’envenimation dans ce cas, se produit par contact et entraîne une formation de
vésicule et de phlyctène dans les cas graves. Exemple (Scyphophorus acupunctatus)
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Charançon mexicain
II-2- Vertébrés
Les animaux venimeux terrestres vertébrés sont essentiellement rencontrés chez les
serpents. Cependant, chez les amphibiens, les oiseaux et certains mammifères, on rencontre
des espèces qui élaborent des poisons.
II-2-1- Amphibiens
Les amphibiens venimeux comprennent les Urodèles (salamandres et tritons) vivant dans
l’hémisphère Nord et des Anoures (crapauds, grenouilles, rainettes) qui se rencontrent dans
toutes les régions du monde. L’envenimation peut se faire par projection du poison. C’est le
cas de l’espèce Bufo guttatus dont le poison se trouve dans les glandes cutanées et qu’il
projette lorsqu’il est irrité ou pour immobiliser sa proie.
Exemple de crapaud
II-2-2- oiseaux
Une étude réalisée en 1992 a permis de mettre en évidence l’homobatrachotoxine, poison
neurotoxique et curarisant dans la peau et les plumes de trois espèces de Pitohuis, oiseaux
de paradis originaire de la Papouasie en Nouvelle Guinée.
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II-2-3- Mammifères
Deux familles sont connues pour leur morsure venimeuse : les Solénodontes et les Soricidés.
Chez les Solénodontes, les deux espèces venimeuses ressemblent à d’énormes musaraignes.
Elles sont localisées à Cuba et à Hispanolia. Les musaraignes de la sous-famille des Soricinés
dites à « dents rouges » sont venimeuses par leurs glandes sous-maxillaires riches en toxine.
Cette sous-famille compte une centaine d’espèces répandues en Amérique du Nord et du
Centre ainsi qu’en Eurasie.
II-2-4- Les serpents ou ophidiens
Les serpents terrestres occupent la majeure partie des terres émergées du globe. Les seules
terres dépourvues de serpents sont les régions polaires, quelques grandes îles (Irlande,
Nouvelle Zélande) ainsi que de nombreuses petites îles de l’Atlantique et du Pacifique
central. Les serpents sont capables d’occuper une aire très vaste recouvrant des associations
végétales diverses. En fonction de leur biotope, les ophidiens peuvent être regroupés en
cinq grandes catégories : terrestres, fouisseurs, arboricoles, dulcicoles et marins.
II-2-4-1- Classification
Les serpents appartiennent à :
Règne :
Animal
Embranchement :
Vertébrés
Classe :
Reptiles
Sous-Classe :
Lépidosauriens
Super-Ordre :
Squamates
Ordre :
Ophidiens
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Infra Ordres :
Scolecophidia et Alethinophidia
Super Familles:
Typhlopoidea ; Leptotyphlopoidea ; Booidea; Colubroidea
Familles:
Typhlopidae ; Leptotyphlopidae ; Boidae ; Colubridae; Atractaspidae;
Elapidae ; Viperidae
II-2-4-2- Biologie
Les serpents sont des reptiles dépourvus de pattes ; leur corps, recouvert de fines écailles et
de plaques cornées, est de forme cylindrique et allongé. Ils se déplacent par reptation. Leurs
yeux ont des paupières soudées et transparentes qui leur confèrent un regard fixe.
Il existe des serpents de taille et de couleurs diverses. Ils sont tous zoophages ; la plupart
d’entre eux sont ovipares mais certains sont ovovivipares surtout dans les régions froides.
L’ovoviviparité est probablement une adaptation nécessaire dans les endroits où la période
estivale est courte.
II-2-4-3- Appareil venimeux
L’appareil venimeux des serpents comprend essentiellement deux glandes qui synthétisent
le venin et un système d’injection constitué par des dents modifiées en crochets. Ces
derniers permettent à l’animal de faire pénétrer son venin assez profondément dans les
tissus de sa proie ou de son agresseur. Les glandes venimeuses sont apparues au cours de
l’évolution à partir des glandes salivaires.
Les ophidiens se divisent en quatre groupes selon la structure de leur appareil inoculateur
qui sont :
-
les Aglyphes
-
les Opisthoglyphes
-
les Protéroglyphes
-
les Solénoglyphes
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
Serpents aglyphes
Ce sont des serpents dépourvus d’appareil inoculateur de venin ou crochets. Toutefois, ils
secrètent du venin qui intervient dans la digestion des proies. Ces serpents sont inoffensifs
pour l’homme. Les serpents aglyphes de Côte d’Ivoire sont représentés par cinquante et une
espèces.
Dentition aglyphe
Exemples d’espèces
Python regius rencontré en région de savane et Python sebae rencontré en zone forestière.
Dasypeltis fasciata se rencontre en forêt et en savane.
Dessin de python

Serpents opisthoglyphes
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Dans ce groupe, il existe une ou plusieurs dents situées en arrière et de chaque côté du
maxillaire supérieur. Ces dents sont souvent plus grandes que les autres et sont creusées
d’un canal qui permet l’écoulement du venin. La position arrière des crochets venimeux et
l’absence de muscle compresseur des glandes à venin font que l’on considère ces serpents
comme peu dangereux pour l’homme. En Côte d’Ivoire, les serpents opisthoglyphes sont
tous des couleuvres dont certaines ont un venin hautement toxique pour l’homme.
C’est le cas de Thelotornis kirtlandii qui est un serpent à corps très allongé et très mince. La
tête est allongée et de couleur verte sur la partie supérieure ; son museau est pointu.
Dentition opisthoglyphe

Serpents protéroglyphes
Ils possèdent des crochets à venin avec un sillon presque clos situé en avant sur le maxillaire
supérieur. Chez certaines espèces, ce sillon permet de cracher le venin à une distance de
plusieurs mètres. A ce groupe, se rattachent deux familles, les Elapidae (cobras, mambas et
serpents corail), et les Hydrophidae ou serpents marins. Les quatre genres de protéroglyphes
rencontrés en Côte d’Ivoire appartiennent à la famille des Elapidae. Ils sont très agressifs et
leur venin très actif peut être mortel entre 3 et 8 heures. Les trois plus importants genres
sont les genres Naja, Dendroaspis et Pseudohaje.
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Dentition protéroglyphe
Exemples d’espèces
Genre Naja : Naja nigricollis
Français : serpent cracheur d’Afrique tropicale
Gouro : Bli
Ebrié : Krama
Lobi : Gba
Baoulé : Kpangbazrêlê
Sénoufo : Tiétarga
Agni : Kpangbazrala
Abbey : Omon
Attié :Brohen
Abouré : Owovlè
Gagou : Mien
C’est un serpent à dos noir, le ventre est noir avec des barres roses. Il projette
habituellement son venin à distance sur son agresseur en visant les yeux. L’atteinte des yeux
entraîne une pénétration transconjonctivale responsable d’une cécité transitoire. Il faut
donc nettoyer les yeux abondamment avec de l’eau. La morsure par Naja nigricollis est
mortelle car son venin est neurotoxique. C’est un serpent actif la nuit qui se cache près des
habitations.
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Dessin d’un Naja
Genre Dendroaspis : Dendroaspis viridis
Français : Mamba vert
Dida : Gondé
Ebrié : Tchanmlan
Abouré : Owofê
Wobé : Kognai
Agni : Etchimblin
Guéré : Tiao-pko
Baoulé : Acrin
Abbey : Ehé
C’est une espèce à tête étroite et à œil assez petit ; les écailles sont obliques et très étroites.
Le dos est vert olive et le ventre, verdâtre ou jaunâtre. Très agile et très agressif,
Dendroaspis viridis est craintif. Sa queue est formée d’écailles jaune et noire.

Serpents solénoglyphes
Ce sont les serpents les plus redoutables. Leur appareil inoculateur est très perfectionné et
se compose de deux crochets antérieurs percés d’un canal qui permet l’injection du venin
sans perte. De plus ces crochets mobiles et très grands se rétractent le long du palais
lorsqu’ils sont au repos grâce à un muscle. L’appareil venimeux des solénoglyphes apparaît
comme le plus perfectionné du monde animal. Ces serpents sont rencontrés dans trois
grandes familles : les Colubridae, les Viperidae et le Crotales.
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Dentition solénoglyphe
-
Famille des Colubridae
En Côte d’Ivoire, les représentants de cette famille appartiennent au genre Atractaspis. Ce
sont des serpents nocturnes et fouisseurs. Ils ont une section cylindrique et une queue
courte.
Exemple d’espèce : Atractaspis dahomeyensis
Son corps est uniformément noir et possède de petites écailles lisses qui lui donnent un
aspect brillant.
-
Famille des Viperidae
Les vipères sont des serpents à tête aplatie, triangulaire et plus large que le cou. Leur
museau est tronqué et leur pupille est en fente. Elles ont un corps trapu se terminant
également par une queue tronquée. Les vipères ont tendance à vivre en groupe, ce qui peut
favoriser des morsures multiples.
Nous citerons quelques espèces des principaux genres de Viperidae rencontrés en Côte
d’Ivoire.
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Genre Causus : Causus maculatus
Français : vipère démon, vipère du Cap, vipère de maison
Bété : Zakra
Abbey : Hioncri
Abbey : Srokou
Abouré : Poponé
Baoulé : Poponé
Wobé : Djô
C’est une petite vipère mesurant environ 50cm. Le dos est grisâtre, brunâtre avec des tâches
sombres parfois en forme de « V » renversé sur la tête. Le ventre est clair et rosé. Il se
rencontre en forêt et en savane. Son venin est hémotoxique.
Genre Bitis : Bitis gabonica
Français : vipère du Gabon, vipère cornue
Agni : Bona
Abouré : Evlê
Baoulé : Ôna
Guéré : Djourou
C’est la plus grosse de toutes les vipères. C’est un joli serpent brun ou gris bleuté avec des
tâches jaunes et brunes sombres en croissant sur les flancs. La tête est claire avec une ligne
médiane sombre. Il se rencontre la nuit car vit caché le jour dans les troncs creux. C’est un
serpent très doux mais dont la morsure est mortelle.
Genre Echis : exemple d’espèce : Echis carinatus
Français : vipère carénée
Bambara : Tofoni
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C’est un serpent qui vit en savane et au désert. Il mesure environ 80cm et de couleur
chamois pâle. C’est un serpent agressif et rapide. Il possède le plus toxique de tous les
venins. Son venin est hémotoxique.
II-2-4-4- Syndromes d’envenimation par les serpents
Une morsure de serpent n’entraîne pas toujours d’envenimation et celle-ci n’évolue pas
inéluctablement vers la mort, même en l’absence de traitement. En cas d’envenimation,
l’injection du venin est immédiatement suivie de troubles cliniques. Les différents
symptômes observés peuvent être classés en cinq groupes.

Symptômes locaux
L’inflammation locale est rapide dans le cas des morsures de Viperidae (vipères vraies et
crotales). La douleur est immédiate, toujours intense et parfois domine le tableau clinique.
L’œdème d’apparition progressive, s’installe en quelques minutes après les morsures de
Viperidae et devient maximal en deux ou trois heures, parfois douze à vingt quatre heures.
Cet œdème est massif, volontiers étendu à l’ensemble du membre mordu, voire tout
l’hémicorps. La peau présente parfois des signes hémorragiques (ecchymoses, pétéchies,
purpura) en relation avec des troubles de la coagulation.
Après une morsure d’Elapidae les signes d’inflammation locale sont absents ou faibles, dans
ce cas souvent très localisés et retardés de vingt-quatre à quarante-huit heures.
La nécrose locale peut être précoce. Le venin de Cerastes cerastes, la vipère à corne
d’Afrique du Nord détermine une nécrose humide, suintante, rapidement extensive qui se
stabilise en 24 ou 48 heures en l’absence de complications. Le venin de Naja nigricollis,
provoque une nécrose sèche, se momifiant en 12 à 24 heures. La nécrose peut être lente et
progressive, conduisant à la destruction complète du membre mordu en 3 à 5 semaines.
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
Etats de choc
Un état de choc dans les minutes ou les toutes premières heures suivant la morsure est
relativement fréquent. Son étiologie peut être variable : stress, choc toxique, réaction
anaphylactique, collapsus hypovolémique.

Troubles de la coagulation
Il s’agit sans contestation de la symptomatologie la plus préoccupante survenant à la suite
des morsures de Viperidae. De nombreuses toxines et surtout des enzymes des venins de
serpent ont une action procoagulante ou anticoagulante, altérant la chaîne de la coagulation
sanguine selon des processus complexes qui dépendent de la quantité de venin injectée et
du lieu d’injection. Ces actions peuvent aboutir à des hémorragies ou à une coagulation
intravasculaire disséminée.

Troubles neurotoxiques
La paralysie flasque induite par les neurotoxines post-synaptiques d’Elapidae et
d’Hydrophidae est de diagnostic évident. Le début est progressif. Localement, la douleur est
remplacée par des paresthésies à type de picotements, fourmillements ou simplement une
anesthésie qui remontent le long du membre mordu. Une douleur épigastrique, un
vomissement, une hyper-sialorrhée, une angoisse, un larmoiement et somnolence attestent
de la progression de l’envenimation. Trismus (constriction des mâchoires) et ptose
palpébrale (relâchement des muscles des paupières) symétriques sont caractéristiques du
syndrome cobraïque. La mort survient dans un tableau d’asphyxie due à la paralysie des
muscles respiratoires, associée à une baisse de la vigilance mais sans restriction de la
conscience, sorte de coma lucide.

Complications à long terme
Elles peuvent apparaître dans les semaines ou les années qui suivent une envenimation
sévère, même s’il n’y a pas de relation directe entre la gravité d’une envenimation et le
risque de complications à long terme.
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Les séquelles observées à la suite d’une nécrose locale peuvent nécessiter des interventions
chirurgicales allant jusqu’à une amputation partielle ou totale du membre mordu.
Les lésions rénales apparaissent dans les jours ou les semaines qui suivent la morsure. Elles
sont particulièrement rencontrées lors de morsures par Vipera russelli, Crotalus durissus et
certaines espèces de Bothrops.
La circulation de microthrombus entraîne des infarcissements viscéraux à distance, qui
peuvent se manifester plusieurs années après la morsure. C’est le cas des syndromes
d’insuffisance hypophysaire décrits après la morsure de Vipera russelli. D’autres organes
peuvent être atteints et il peut parfois être difficile d’incriminer l’envenimation dans la
genèse de la lésion.
Tableau I : Différents types d’envenimation
Type
d’envenimation
Espèces en
cause
Envenimation
cobraïque
(neurotoxique)
Signes cliniques
•Douleur locale et signes inflammatoires locaux rares sauf
chez mamba
Mamba, Naja,
Serpent corail
•troubles digestifs (douleur épigastrique, vomissements,
hypersalivation, sueurs profuses)
Venin
neurotoxique
•Perte de conscience progressive aboutissant à un coma
Envenimation
vipérine
•Signes inflammatoires locaux importants: douleur, œdème,
phlyctène (bulle d'eau)
(nécrotique et
•Installation de nécrose locale secondaire avec risque de
surinfection bactérienne et de séquelles esthétiques
•Apparition de signes hémorragiques, d’intensité variable en
moins de 48 heures
hémorragique)
•Décès rapide
respiratoires)
Vipères,
Crotales
Venin
hémotoxique,
cytotoxique
par
asphyxie
(atteinte
des
muscles
•Constitution en quelques jours d'une anémie importante
avec état de choc cardiovasculaire conduisant au décès
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Tableau II : Evaluation clinique de la gravité d'une envenimation
Grade
Signes cliniques
Evaluation
Grade 0
Marque des crochets, pas d’œdèmes
Pas
d’envenimation
(morsure blanche)
Grade 1
œdème local autour de la morsure, pas de Envenimation
(Envenimation mineure)
Grade 2
signes généraux
minimale
œdème régional du membre et/ou signes Envenimation
(Envenimation modérée)
Grade 3
généraux modérés (hypotension, malaise, modérée
vomissement, diarrhée)
œdème étendu au-delà de la racine du Envenimation
(Envenimation majeure)
membre,
signes
généraux
graves
(choc grave
anaphylactique) et syndrome hémorragique
II-2-4-5- Traitement des envenimations
La conduite à tenir devant une morsure de serpent est difficile à systématiser. Trois niveaux
d’intervention doivent être distingués.
-
Sur les lieux de l’accident, il est souhaitable de réduire les gestes aux seuls
susceptibles de ne pas aggraver le processus toxique.
-
Les petites unités sanitaires (cabinet médical, dispensaires, hôpitaux ruraux)
pourront entreprendre le traitement spécifique si celui-ci est disponible et surtout instaurer
un traitement symptomatique.
-
Les centres de soins intensifs et les services de réanimation qui recueillent les
envenimations sévères (syndromes hémorragiques et syndromes cobraïques) devront
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ajuster le traitement symptomatique à la clinique et aux résultats des examens
complémentaires.

Gestes de premiers secours
Il convient de rassurer la victime, si possible de l’allonger et d’immobiliser le membre mordu
par un bandage ajusté mais non serré. L’évacuation vers un centre médicalisé doit être
entreprise aussitôt.
La plupart des manœuvres locales sont à proscrire. Le garrot augmente l’ischémie dont
souffre déjà le membre mordu s’il est envenimé et peut lourdement affecter le pronostic
locorégional en cas de morsure par Viperidae. L’incision locale de la zone mordue augmente
la surface de contact entre le venin et les tissus, et les risques de surinfection ou de nécrose.
La cautérisation (action de brûler un tissu en vue de détruire les parties malades) et la
cryothérapie aggravent les lésions locales lorsqu’elles ne les créent pas. La succion de la
morsure est inutile et dangereuse. L’aspiration instrumentale (pierre noire) n’a pas fait la
preuve de son efficacité, mais dans la mesure où elle ne requiert pas d’incision cutanée
supplémentaire, elle ne présente aucune contre-indication.

Traitement médicalisé au niveau périphérique
L’interrogatoire et l’examen clinique de la victime permettent de vérifier la réalité de
l’envenimation, d’évaluer la gravité de celle-ci et parfois d’identifier l’agresseur. Le délai
écoulé entre la morsure et ce premier examen permet le plus souvent de confirmer
l’envenimation. Les premiers signes apparaissent dans les 15 ou 30 minutes qui suivent
l’accident.
Laver et désinfecter soigneusement la plaie avec un antiseptique classique en évitant les
colorants qui pourraient masquer les signes cutanés frustres.
La sérothérapie antivenimeuse s’impose le plus tôt possible. En fonction des résultats de
l’interrogatoire et de l’identité de l’agresseur, on utilise soit un sérum polyvalent soit un
sérum monovalent. En Côte d’Ivoire, les sérums polyvalents sont utilisés et disponibles dans
certaines officines de pharmacie et quelques centres de santé.
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Administrer un sérum antitétanique si nécessaire.
Prévoir l'éventualité rare de choc anaphylactique :
-1 seringue avec 7 mg/kg HHC (hémisuccinate hydro-cortisone (IV)
-1 seringue avec 1 mg/kg Phénergan® (IVL)
-1 seringue avec 0,25 mg adrénaline dans 10 ml de sérum physiologique (1ml IV à
renouveler)
-1 flacon d'albumine 4 % ou Haemaccel® (20 mg/kg en 30 minutes)

Traitement des complications et réanimation
Quatre tableaux cliniques se rencontrent à ce stade : les complications locales
(inflammations et surtout nécrose), les syndromes hémorragiques, le syndrome cobraïque et
les complications viscérales tardives notamment l’insuffisance rénale.
Tableau III : Quelques sérums antivenimeux
Nom du produit
Genres neutralisés
Type et présentation
Disponibilité
Snake Venom
Polyvalent :
Antiserum African
Echis, Bitis, Naja,
Dendroaspis
F(ab’)2 de cheval purifiés
Liquide (10 ml)
Disponible dans certains
pays
Polyvalent :
F(ab’)2 de cheval purifiés
Echis, Bitis, Naja,
Dendroaspis
Lyophilisé
Disponible dans certains
pays
Polyvalent Snake
Polyvalent :
F(ab’)2 de cheval purifiés
Antivenin
Echis, Bitis, Naja,
Hemachatus, Dendroaspis
Liquide (10 ml)
FAV Afrique
Polyvalent :
F(ab’)2 de cheval
hautement purifiés
(ASNA)
Africain Antivenin
Bitis, Echis, Naja,
Dendroaspis
Disponible en Afrique
orientale et méridionale
Disponible dans certains
pays
Liquide (10 ml)
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Page 55
CONCLUSION
Les animaux venimeux se rencontrent dans toutes les classes du règne animal. Certains
possèdent des venins très toxiques pour l’homme et capables d’entraîner la mort en
quelques heures. Les serpents sont les plus répandus et les plus dangereux de ces animaux.
Une bonne connaissance des signes de leur envenimation est nécessaire à sa prise en charge
efficace.
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Page 56
EXAMENS PARASITOLOGIQUES DU SANG
INTRODUCTION
Plusieurs parasites assurent leur développement dans le sang. Ce sont des parasites
sanguicoles.
Si dans la plupart des cas, l’examen parasitologique du sang est axé sur la recherche des
plasmodies (diagnostic du paludisme), d’autres éléments parasitaires peuvent être observés
dans le sang.
I-
PARASITES À RECHERCHER
I-1- Dans les hématies :
- plasmodies à différents stades : trophozoïtes, schizontes, rosaces, gamétocytes;
- babésia ou piroplasmes qui des hématozoaires des chiens, bovins retrouvés chez
l’Homme notamment les sujets splénectomisés.
I-2- Dans les leucocytes :
- leishmanies : Leishmania donovani ;
- les toxoplasmes : Toxoplasma gondii ;
- les champignons : Histoplasma capsulatum, Candida albicans.
I-3- Dans le plasma :
- les trypanosomes : Trypanosoma brucei gambiense, T.b. rhodesiense,
T. cruzi ;
- les microfilaires sanguicoles : Loa loa, Wuchereria bancrofti, Brugia malayi,
Dipetalonema (Mansonella) perstans, M. ozzardi.
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De façon accidentelle ou après une prise de diéthylcarbamazine (Notézine ®), on peut
retrouver les microfilaires d’Onchocerca volvulus (microfilaire dermique) dans le sang.
Idem pour M. streptocerca.
II-
PRELEVEMENT
II-1- Période :
En règle générale, le prélèvement doit être effectué avant l’instauration de tout
traitement spécifique.
Le moment le plus favorable sera fonction du parasite recherché. Ainsi donc, si recherche
de :
-
plasmodies : clocher thermique (fièvre) ;
microfilaires : voir périodicité (microfilaires périodiques ou apériodiques) :
 Loa loa : microfilarémie diurne  prélèvement entre 10 h du matin et
16 h ;
 W. bancrofti : microfilarémie nocturne  prélèvement entre 22 h et
4 h du matin;

Par contre B. malayi, D. perstans, W. bancrofti var pacifica, M.
ozzardi : microfilarémie apériodique  prélèvement à tout moment.
II-2- Type de prélèvement :
Le sang peut être recueilli par piqûre de la pulpe du doigt à l’aide d’un vaccinostyle
(lancette) stérile (plasmodies ++) ou par ponction veineuse au pli du coude sur un
anticoagulant.
Dans ce cas, le meilleur anticoagulant en parasitologie est le citrate de sodium à 3,8% (0,4 ml
pour 1,5 ml de sang). Il permet en effet une meilleure conservation des éléments
parasitaires. On peut aussi utiliser de l’EDTA (éthylène diamine tétracétique).
L’héparine est à proscrire car elle provoque une agglutination des microfilaires.
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III-
TECHNIQUES DE RECHERCHE DES PARASITES
Plusieurs techniques sont utilisées pour la recherche des parasites sanguicoles.
II-1 Méthodes directes
1- Etat frais ou examen direct
Il consiste à observer une goutte de sang frais au microscope entre lame et lamelle.
Il permet de visualiser lorsqu’ils sont nombreux les parasites vivants extra-globulaires et
mobiles tels que les trypanosomes et les microfilaires.
Cette technique ne permet pas de préciser l’espèce.
2- Frottis sanguin :
a- Technique :
Sur une lame porte-objet propre et bien dégraissée par un mélange alcool-éther à parties
égales, déposer une goutte de sang à l’une des extrémités.
Placer en avant de cette goutte une seconde lame, l’incliner à 45° et l’amener au contact du
sang qui s’étend alors par capillarité.
D’un mouvement lent, régulier et ininterrompu tirer la 2 ème lame vers l’avant de façon à
étaler le sang.
Sécher rapidement par agitation pour éviter d’avoir des hématies crénelées.
Remarques : un bon frottis doit tenir sur toute la lame et avoir des franges. Il doit être mince
et les hématies ne doivent pas être superposées.
Intérêts
Le FS permet de faire le diagnostic d’espèce des plasmodies. Il permet de voir de façon plus
nette les microfilaires  diagnostic d’espèce des microfilaires.
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Inconvénient
Faible sensibilité.
b- Coloration du FS
Deux techniques de coloration du FS peuvent être utilisées.
α- Coloration au May-Grunwald-Giemsa (MGG)
Elle comporte 2 étapes:

Fixation du frottis au May-Grünwald (MG):
Le MG est une solution d’éosinate de bleu de méthylène dans l’alcool méthylique. Elle
permet à la fois de fixer le frottis et d’entamer une coloration.
Il faudra au préalable, par précaution, filtrer la solution de MG à travers un papier filtre pour
éliminer les dépôts de colorant.
On recouvre le FS de 15 à 20 gouttes de MG.
On laisse agir pendant 3 min.
Rejeter ensuite le fixateur et ajouter sur le FS 15 à 20 gouttes d’eau distillée (pH = 7).
Laisser agir pendant 1 min et rejeter cette eau.

Coloration au Giemsa :
Elle se fait avec une solution diluée de Giemsa en raison de 3 gouttes de colorant dans 2 ml
d’eau distillée. Cette dilution doit se faire de façon extemporanée.
Recouvrir le frottis fixé avec 15 à 20 gouttes de la solution de Giemsa diluée.
Laisser agir pendant 12 à 20 minutes.
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β- Technique de coloration au Giemsa seule (très utilisée en routine):
La fixation du FS ici se fait en le recouvrant avec une solution de méthanol pendant 5 min.
Pour la coloration, recouvrir le FS fixé d’une solution de Giemsa diluée au dixième (1 volume
de Giemsa pour 9 volumes d’eau distillée).
Laisser au contact pendant 15 à 20 minutes.
Rejeter le colorant.
Rincer à l’eau puis laisser sécher à l’air.
Lire au microscope à immersion (objectif × 100).
En dehors de ces deux techniques, il existe des méthodes de coloration rapides du FS.
γ- Coloration au RAL 555 :
Le coffret RAL 555 comporte 3 solutions :
-
une solution de méthanol (1): fixateur ;
-
une solution d’éosine aqueuse RAL 555 (2): colorant acide ;
-
une solution aqueuse de bleu de méthylène RAL 555 (3) : colorant basique.
La coloration avec le RAL 555 varie selon les parasites recherchés.
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* Pour le diagnostic du paludisme,
- Plonger lame 1 min. dans le fixateur (flacon 1)
- Egoutter l’excédent sur papier filtre
- Plonger 2 fois 1 seconde lame dans l’éosine (flacon 2)
- Rincer la lame à l’eau du robinet
- Egoutter l’excédent sur papier filtre
- Plonger la lame 2 fois 1 seconde dans le bleu (flacon 3)
- Rincer en laissant la lame délicatement à l’eau
- Laisser sécher la lame à l’air.
Intérêts : technique très rapide, parfaitement adaptée aux urgences et aux enquêtes
épidémiologiques.
Inconvénients : les parasites perdent rapidement leur coloration en 2 à 3 semaines.
* Pour la coloration des microfilaires :
- Plonger lame 10 fois 1 seconde dans le fixateur (flacon 1)
- Egoutter l’excédent sur papier filtre
- Plonger 10 fois 1 seconde lame dans l’éosine (flacon 2)
- Rincer la lame à l’eau du robinet
- Egoutter l’excédent sur papier filtre
- Plonger la lame 10 à 20 fois 1 seconde dans le bleu (flacon 3)
- Rincer en laissant la lame délicatement à l’eau
- Laisser sécher la lame à l’air
Intérêt : les noyaux des microfilaires sont bien colorés ainsi que la gaine quand elle existe.
Inconvénient : idem coloration plasmodies.
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3- Goutte épaisse
C’est une microtechnique de concentration sur lame qui permet d’observer sur une petite
surface beaucoup plus de sang que sur un FS.
La GE n’est pas une technique d’urgence pour rechercher les plasmodies.
a- Technique :
Au centre d’une lame porte-objet, propre et bien dégraissée, déposer une à deux gouttes de
sang prélevé soit sur anticoagulant soit au bout du doigt.
Etapes :
α- Défibrination :
Valable surtout lorsqu’il s’agit du sang prélevé au bout du doigt (pas sur du sang prélevé sur
anticoagulant).
A l’aide du coin d’une deuxième lame, défibriner en tournant régulièrement pendant deux
minutes dans la goutte. Le sang s’étale de façon homogène sur un diamètre de 1 à 1,5 cm.
β- Séchage :
Laisser sécher à la température du laboratoire ou à l’aide d’un petit ventilateur (ou sèchecheveux). La goutte doit être bien séchée pour avoir une bonne coloration.
γ- Coloration :
Elle comporte plusieurs phases :
- phase de déshémoglobinisation :
Recouvrir la GE séchée de quelques gouttes d’eau distillée à pH=7
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Laisser agir pendant 3 à 10 minutes
On aura un éclatement des hématies qui vont ainsi libérer l’hémoglobine du fait de
l’hypotonicité de l’eau distillée
Rejeter l’eau
Recouvrir à nouveau la goutte de sang de quelques gouttes d’eau distillée
Laisser agir 3 à 10 min.
On recommence l’opération jusqu’à ce que la préparation soit claire (goutte blanchâtre) ;
- phase de fixation (facultative) : surtout utile dans la coloration des microfilaires.
Ajouter quelques gouttes de méthanol.
Laisser agir pendant 5 minutes ;
- phase de coloration avec une solution de Giemsa diluée :
Recouvrir la GE d’une solution de Giemsa diluée (3 gouttes de solution mère pour 2 ml
d’eau distillée à pH7) pendant 15 à 20 min.
Rejeter le liquide avec précaution pour ne pas décoller la pellicule ;
-
rinçage et séchage puis lecture.
A la lecture au microscope à immersion, on observe des GB et des parasites mais pas des GR.
Les plasmodies étant en dehors des GR, il sera difficile de faire un diagnostic d’espèce sur
GE. En effet, ce diagnostic est établi à partir des caractères morphologiques des parasites et
de l’aspect des hématies parasitées.
Avantages : la GE est une microtechnique de concentration  bonne sensibilité :
indispensable en cas de faible parasitémie.
Permet d’établir la parasitémie (taux de parasites dans le sang).
Utile dans les enquêtes épidémiologiques pour apprécier une endémie parasitaire dans une
région donnée.
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Inconvénients :
Lecture difficile notamment pour la recherche des plasmodies  faux positifs.
Pas de diagnostic d’espèce des parasites.
Remarques :
En laboratoire de routine, l’on utilise souvent pour la coloration de la GE, la solution
de Giemsa diluée au 1/10è dont on recouvre la goutte de sang séché pendant 15 à 20
min. Ici, les phases de déshémoglobinisation et de coloration sont confondues.
4- Frottis mixte : association GE/FS sur une même lame
La GE et le FS sont réalisés sur une même lame.
On fait d’abord le frottis et ensuite la GE sur l’autre bord de la lame.
Le FS est fixé au MG ou au méthanol.
Colorer ensuite l’ensemble au Giemsa dilué au 1/10è pendant 15 à 20 min.
Rincer délicatement, sécher puis lire au microscope à immersion.
Intérêt : dans les enquêtes épidémiologiques, on commence par lire la GE. Si elle est
positive, la lecture de FS permet de déterminer l’espèce.
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1
2
3
5
6
NUMERATION DES PLASMODIES SUR GE ET FS :
- Sur GE :
Compter à la fois les formes asexuées de plasmodies (trophozoïtes) et les GB observés dans
les champs microscopiques.
L’on arrête de compter lorsqu’on a atteint 200 GB. Soit A le nombre de trophozoïtes
comptés. On veut déterminer le nombre de trophozoïtes par mm3 de sang (parasitémie) soit
N.
On a donc :
A
200 GB
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N
Y GB
L’idéal est d’avoir le nombre de leucocytes par la numération au compteur globulaire. Mais
en cas de non réalisation de la numération globulaire, on admet comme nombre standard de
GB :
Y = 6000 GB / mm3 pour un adulte
Y = 8000 GB / mm3 pour les jeunes enfants (moins de 5 ans).
Ainsi donc :
Chez l’adulte : N = (A × Y) / 200 = A × 30
Chez l’enfant : N = (A × Y) / 200 = A × 40.
- Sur FS :
* La numération se fait dans la zone où les GR ne se chevauchent pas.
On détermine dans chaque champ microscopique le nombre d’hématies parasitées. Le
comptage se fait sur 20 champs. En considérant qu’un champ renferme environ 250
hématies on a donc le nombre d’hématies parasitées (B) pour 5000 (250 * 20) GR.
On a donc :
B
M
5000 GR
5000000 GR / mm3 = nombre standard de GR = Z.
M = (B × Z) / 5000 = B × 1000 hématies parasitées / mm3
** La numération se fait dans la zone où les GR ne se chevauchent pas.
On compte sur 10 à 20 champs microscopiques à la fois les hématies saines (H) et les
parasitées (GRP). Ensuite, l’on détermine le % d’hématies parasitées :
% GRP = [GRP / (GRP + H)] * 100
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5- Leucoconcentration
Mode opératoire :
Dans un tube à centrifuger à fond conique, l’on recueille 5 ml de sang prélevé sur
anticoagulant (citrate de sodium à 3,8%).
Ajouter 5 ml de sérum physiologique puis mélanger par retournements. A ce mélange,
ajouter quelques gouttes d’une solution de saponine à 2% (solution hémolysante) et agiter
jusqu’à hémolyse complète du sang. Lorsque l’hémolyse est complète, le mélange prend un
aspect rouge porto et l’on arrive à voir au travers du tube.
Centrifuger ensuite à 2000 tours / min. pendant 10 min.
Au bout de ce temps, rejeter le surnageant et récupérer le culot de centrifugation en
prenant soin de nettoyer au préalable les parois internes du tube.
Lire le culot à l’état frais. Il renferme des leucocytes et éventuellement des parasites.
Avantages : la leucoconcentration est une technique de concentration des microfilaires. Elle
permet de conserver vivants ces parasites à l’état frais.
En cas de positivité du test, confectionner des frottis que l’on colore au MGG ou au Giemsa
(diagnostic d’espèce).
6- Technique de Fullbörn à l’eau distillée
Mode opératoire :
A 4 ml de sang recueilli sur anticoagulant, ajouter 4 ml d’eau distillée.
Mélanger par retournements jusqu’à hémolyse complète puis centrifuger à 2000 tours / min
pendant 10 min.
Rechercher les microfilaires dans le culot de centrifugation.
Intérêt :
A l’instar de la leucoconcentration, cette technique permet de conserver vivantes les
microfilaires.
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7- La technique de Knott modifiée
Mode opératoire :
Dans un tube à centrifuger à fond conique, mettre 1 ml de sang prélevé sur anticoagulant et
9 ml d’eau formolée à 2%.
Laisser agir 5 min pour obtenir une hémolyse.
Centrifuger à 2500 tours / min pendant 10 min.
Rejeter le surnageant.
Nettoyer les parois internes du tube.
Récupérer le culot de centrifugation et en observer une goutte.
En cas de présence des microfilaires, faire un frottis et laisser sécher à l’air.
Fixer avec un mélange éthanol-éther (volume à volume). Laisser en contact 2 min puis
colorer au Giemsa diluée.
Intérêt :
Technique préconisée par l’OMS pour la recherche des microfilaires sanguicoles. Elle permet
de bien colorer les noyaux et les gaines des microfilaires quand elles existent.
Inconvénient :
Les microfilaires ne sont pas vivantes.
8- Triple centrifugation
Mode opératoire :
On met dans un tube à centrifuger à fond conique 10 ml de sang prélevé sur anticoagulant.
Centrifuger 10 min à 1000 tours par min. On obtient une couche inférieure de globules
rouges, une fine phase leucocytaire et une phase plasmatique.
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Les 2 dernières phases constituent le surnageant que l’on récupère par aspiration à l’aide
d’une pipette Pasteur munie d’une poire.
Centrifuger ce surnageant à 1500 tours / min pendant 10 min.
Récupérer le surnageant de cette centrifugation et le mettre dans autre tube à centrifuger
pour une nouvelle centrifugation à 2000 tours / min pendant 20 min.
On examine les 2è et 3è culots de centrifugation pour rechercher les parasites.
Si présence, faire des frottis et colorer au MGG ou au Giemsa.
Intérêt : technique de recherche des trypanosomes.
9- Centrifugation en tube à microhématocrite (technique du « buffy coat »)
(buffy coat : couche pâteuse)
Principe : les parasites (trypanosomes, microfilaires) ont une densité égale à celle des
globules blancs et inférieure à celles des globules rouges. La centrifugation d’un tube
capillaire contenant un anticoagulant rempli de sang parasité permettra la sédimentation
des éléments : au fond, les globules rouges puis les globules blancs et les parasites, enfin le
plasma.
Mode opératoire :
A l’aide d’un vaccinostyle stérile, piquer le bout du doigt du patient préalablement
désinfecté.
Recueillir 2 gouttes de sang sur une lame porte-objet bien propre.
Ajouter à ces deux gouttes, une goutte de solution de citrate de sodium à 3,8%.
Mélanger. Remplir par capillarité un tube à microhématocrite aux ¾ puis sceller soit à l’aide
d’une pâte à obturer soit en chauffant.
Centrifuger à 3000 tours min pendant 5 min en cas de recherche des trypanosomes et 2 min
pour les microfilaires.
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On obtient une phase de globules rouges, une fine phase de globules blancs (avec
éventuellement des parasites) et une phase plasmatique.
Trois possibilités pour la lecture :
-
soit scotcher le tube sur une lame porte-objet et observer au microscope optique la
phase leucocytaire pour rechercher les trypanosomes et/ou les microfilaires ;
soit placer le tube dans une rigole creusée sur un support transparent et faire la
lecture de la phase leucocytaire (méthode de Woo);
soit casser le tube tout juste en dessous de la couche leucocytaire que l’on récupère
sur une lame. Observer directement au microscope. Si présence de parasites, étaler
légèrement la couche leucocytaire. Laisser sécher et colorer soit par la technique au
MGG soit par celle au Giemsa pour l’identification précise du parasite.
10- La technique du QBCTM (Quantitative Buffy Coat)
Principe :
C’est une technique de centrifugation différentielle à haute vitesse en tube capillaire basée
sur la coloration de l’ADN par l’acridine orange.
Technique :
Le tube de QBC est un tube à microhématocrite qui contient à une extrémité un mélange
d’anticoagulants (EDTA+++) et à l’autre un colorant, l’acridine orange. Il est muni d’un
flotteur.
Piquer à l’aide d’un hémostyle le bout du doigt préalablement désinfecté.
Nettoyer avec du coton sec les premières gouttes de sang et recueillir par capillarité environ
60 µl de sang.
Mélanger délicatement de manière à homogénéiser le sang et le colorant.
Boucher le tube à l’extrémité côté colorant.
Introduire à l’extrémité opposée le flotteur.
Centrifuger à 10000 tours / min pendant 5 min.
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Après centrifugation, les hématies parasitées sont situées entre la couche des gamétocytes
et celle des globules rouges sains.
Prélèvement
Sang dans tube QBC
Tube QBC après centrifugation
Schéma d’un tube de QBCTM après centrifugation
Lecture :
La lecture se fait au microscope à épifluorescence ultra violette à l’immersion (objectif × 60).
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Les éléments nucléés apparaissent vert-fluorescent.
On reconnaît les plasmodies par leur noyau qui sont sous forme d’un point vert-fluorescent
intense avec un cytoplasme vert-orange. La vacuole nutritive n’est pas fluorescente.
Le QBC est une méthode semi-quantitative. En effet, la parasitémie est évaluée sous forme
de croix :
-
+ : ‹ 1 parasite / champ ;
+ + : 1 à 10 parasites / champ ;
+ + + : 11 à 100 parasites / champ ;
+ + + + : › 100 parasites / champ.
Intérêt :
Le QBC est une technique rapide et très sensible (0,1 parasite / µl). Elle est surtout utilisée
dans le diagnostic biologique paludisme. La lecture est relativement aisée.
Elle peut être utilisée pour la recherche d’autres parasites sanguicoles : microfilaires,
trypanosomes, babésies.
Inconvénients :
-
matériel coûteux  coût élevé des examens ;
méthode semi-quantitative : manque de précision dans l’évaluation de la
parasitémie ;
le QBC ne permet pas d’identifier de façon précise l’espèce plasmodiale sauf en cas
de présence de gamétocytes en forme de banane caractéristiques de Plasmodium
falciparum.
11- La technique d’élution du sang sur résine échangeuse d’ions (méthode de
Lanham)
Principe :
Dans certaines conditions de pH et de force ionique, les éléments figurés du sang possèdent
une charge électrique différente de celle des parasites.
Les résines échangeuses d’ions, réseau cellulosique en suspension dans une solution
tamponnée, ont la capacité de retenir des cellules ayant une charge électrique bien précise.
Les autres éléments de charge identique à celle du réseau seront donc élués avec le tampon.
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Technique :
Une suspension de diéthylamino éthyl cellulose (DEAE cellulose) dans un tampon PSG
(phosphate sel glucose) de pH et force ionique connus (pH 7,95-8,05 ± HCl 1 N) est placée
dans une colonne.
Le sang citraté ou hépariné est versé avec précautions à la pipette sur la face supérieure de
la colonne.
La surface des parasites (trypanosomes) et celle des fibres de cellulose sont chargées
positivement tandis que les globules rouges et les autres éléments figurés du sang sont
chargés négativement.
Lors du passage du sang contenant les trypanosomes sur cette colonne, les globules rouges
et les autres éléments figurés du sang sont retenus et les parasites élués.
L’éluat sera récupéré dans un tube qui sera centrifugé à 1500 tours / min pendant 10 min.
Examiner le culot.
On peut également filtrer l’éluat sur un filtre millipore (1-2 µ de diamètre de porosité) et
examiner le résidu retenu sur la membrane.
Intérêt :
Très bonne sensibilité. Préconisée par l’OMS pour la recherche des trypanosomes (TBG, TBR,
TC).
Inconvénient :
Coût élevé des colonnes qui ne sont pas réutilisées.
12- Test de diagnostic rapide (TDR) du paludisme
Depuis, l’usage des Combinaisons Thérapeutiques à base de dérivés d’Artémisinine,
recommandation est faite par l’OMS de ne traiter que les cas de paludisme confirmé
biologiquement (en dehors des cas d’urgence chez les enfants de moins de 5 ans).
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Dans un contexte où de nombreuses structures sanitaires des zones d’endémie palustre ne
disposent pas de laboratoire d’analyses pouvant réaliser les examens microscopiques, les
TDR constituent une bonne alternative pour le diagnostic biologique du paludisme.
Principe :
Les tests de diagnostic rapide du paludisme, parfois appelés ‘‘bandelettes réactives’’ ou
‘‘système de diagnostic rapide’’, sont des tests immunochromatographiques qui détectent
les antigènes spécifiques (protéines) produits par les parasites du paludisme. Ces antigènes
sont présents dans le sang des personnes infectées, que l’infection soit récente ou non. Le
test de diagnostic rapide signale leur présence par un changement de couleur sur une
bandelette de nitrocellulose.
Types de tests :
La plupart des tests dans le commerce comportent des anticorps dirigés contre les
antigènes suivants :

la protéine HRPII (Histidin-rich protein II), spécifique de P.falciparum ;

la pLDH (Plasmodium Lactate Déshydrogénase), utilisée actuellement dans les tests qui
incluent des anticorps anti-pLDH spécifiques de P. falciparum, anti-pLDH spécifiques de
P.vivax et anti-pLDH commune à toutes les espèces de Plasmodium (pan spécifique) ;

l’Aldolase (pan spécifique).
Les TDR se présentent sous forme de bandelettes ou de cassettes.
Mode opératoire :
Il est fonction du type de test utilisé. Il convient donc de lire attentivement les instructions
du fabricant présentes dans la notice.
D’une façon générale :
-
piquer à l’aide d’une lancette stérile le doigt préalablement désinfecté,
recueillir la goutte de sang à l’aide d’une anse présente dans le kit de TDR,
déposer la goutte de sang recueilli dans un puits « A »,
mettre 5 ou 6 gouttes de la solution tampon dans le puits marqué « B » (fonction
du type de test),
attendre 15 minutes après avoir ajouté la solution tampon et lire le résultat du test.
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Résultats :
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P. falciparum
g. Plasmodium
Contrôle
Négatif
Positif non
P. falciparum
Positif
P. falciparum
Invalide
Avantages :
Les TDR du paludisme sont :
–
–
faciles à réaliser, rapides,
utilisables en zone dépourvue
épidémiologiques.
Inconvénients :
d’électricité
et
pour
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enquêtes
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Les inconvénients des TDR sont :
–
–
–
–
coût relativement élevé par rapport à GE/FS,
présence de faux positifs surtout avec les TDR qui détectent l’antigène HRPII
qui peut persister (antigénémie résiduelle) 7 à 21 j après la guérison du
patient,
faux négatifs si pauci-infestation (LDH ++)
pas détermination densité parasitaire
13- Le test de PCR (Polymerase Chain Reaction)
Principe :
La réaction en chaîne par polymérase (PCR) est une technique basée sur la capacité de l’ADN
polymérase à synthétiser le brin complémentaire d’un ADN servant de matrice. Pour initier
le processus, un segment d’acide nucléique doit s’y associer afin de servir d’amorce. Cette
amorce (ou primer), de séquence complémentaire à celle du brin à amplifier, est un oligonucléotide synthétique. Son association à l’ADN cible est suivie de son élongation par la
polymérase, aboutissant ainsi à la synthèse d’un ADN double brin.
Avantages:
–
–
très sensible
très spécifique.
Inconvénients:
–
–
coût élevé de la PCR
utilisée surtout dans les laboratoires spécialisés et les laboratoires de
recherche.
14- Les tests de culture
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Culture in vitro
La culture in vitro de parasites sanguicoles peut être réalisée sur divers milieux tels que:
-
-
le milieu RPMI 1640 tamponné par du HEPES et du bicarbonate de sodium et
supplémenté par du sérum humain ou du BSA (bovine serum albumin) pour la culture
de Plasmodium falciparum;
le milieu de Novy Nicolle et MacNeal (NNN) pour la culture des leishmanies et des
trypanosomes.
Intérêt : les méthodes de culture in vitro sont des techniques très sensibles. Elles peuvent
être utilisées pour l’étude de la sensibilité in vitro des parasites (ex. : P. falciparum) à
diverses molécules.
Inconvénients : ce sont des techniques de réalisation délicate devant se faire dans des
conditions de stérilité par un personnel qualifié et expérimenté. De plus, elles sont
coûteuses (matériel et réactifs chers). Elles sont utilisées dans le cadre de la recherche.
Culture in vivo :
Il s’agit de l’inoculation des parasites sanguicoles (Plasmodium, trypanosomes, toxoplasme
etc.) à des animaux de laboratoire tels que la souris blanche et le cobaye.
II-2 Les méthodes indirectes
Les méthodes de diagnostic indirect sont des techniques qui utilisent la réaction
antigène-anticorps pour révéler la présence d’un anticorps spécifique dans le sérum du
patient et dirigés contre un antigène d’un parasite donné.
Il existe différentes méthodes qui peuvent être utiles :
-
au diagnostic rétrospectif d’une affection parasitaire ;
au diagnostic positif d’affection parasitaire dont l’agent pathogène est relativement
difficile à mettre en évidence (ex. toxoplasmose…) ;
en cas de pauci-infestation (paludisme viscéral évolutif).
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Toutefois, souvent la présence d’anticorps antiparasitaires ne permet pas d’établir la
certitude diagnostique des parasitoses. Les résultats des tests sérologiques constituent dans
ce dernier cas des arguments indirects de présomption.
Les méthodes indirectes qui sont utilisées en parasitologie sont :
-
l’immunofluorescence indirecte ;
la technique ELISA ;
l’hémagglutination indirecte ;
l’agglutination directe etc.
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EXAMENS PARASITOLOGIQUES DES SELLES
INTRODUCTION
L’intestin et les voies biliaires constituent des habitats de prédilection pour certains parasites
qui utilisent comme mode de sortie dans le milieu extérieur, l’émission des selles.
L’examen parasitologique des selles (EPS) permet donc la mise en évidence et l’identification
de ces parasites qui peuvent être retrouvés sous différentes formes :
-
Vers adultes : ascaris, oxyure, anneaux de Taenia ;
-
Œufs : œufs d’helminthes ;
-
Larves : larves rhabditoïdes et d’anguillules et d’ankylostomes ;
-
Formes végétatives ou trophozoïtes et formes kystiques de protozoaires,
-
Oocystes : Isospora belli, Cryptosporidium sp.
Cet examen est justifié devant l’apparition de troubles digestifs de type nausées,
vomissements, douleurs abdominales ou diarrhée (mais la diarrhée n’est pas un signe
obligatoire de parasitose).
Une démarche rigoureuse doit être observée dans la réalisation des EPS. Elle débute par le
prélèvement des selles, ensuite viennent l’examen macroscopique, l’examen microscopique
direct, les techniques de concentration et éventuellement les techniques spéciales.
I- CONDITIONS DE PRELEVEMENT ET DE CONSERVATION DES SELLES
Le prélèvement des selles constitue une étape très importante car il contribue à
garantir la qualité des examens et la fiabilité des résultats.
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1- Préparation du sujet
Si l’examen est programmé, il faut déconseiller au malade, 2 ou 3 jours avant, un régime
alimentaire riche en résidus. Il faudra éviter les fruits et légumes verts. Il faudra également
interdire les produits tels que l’huile de paraffine, les mucilages, le charbon végétal, sels de
magnésium, sels de bismuth, kaolin, huiles laxatives, baryte, suppositoire et autres
substances rémanentes intestinales qui pourraient masquer les parasites. Si l’on veut faire
un lavement baryté pour une radiographie, il doit être réalisé après l’EPS car le baryte met
10 à 15 jours avant d’être totalement éliminé.
On pourra également si possible interrompre tout traitement par les antiseptiques
intestinaux (ex. : sulfamides) qui sont susceptibles d’agir sur la flore intestinale et les
protozoaires. D’une façon générale, toute prise d’antiparasitaire intestinal doit être signalée.
2- Réactivation des selles
Elle consiste à provoquer une accélération du transit dans le but de faire apparaître dans les
selles liquides ou molles les formes végétatives des protozoaires et parfois les larves
rhabditoïdes d’anguillule.
Pour ce faire, la veille de l’examen, l’on administre au patient un laxatif léger : sulfate de
magnésium (1 cuillérée à café diluée dans un verre d’eau sucrée). Le lendemain matin,
répéter la même dose et au besoin donner une 3ème dose.
Le malade aura alors la diarrhée et l’on recueille la deuxième émission de selles pour y
rechercher les formes végétatives de protozoaires.
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3- Recueil des selles
L’émission de formes parasitaires dans les selles n’est pas continue.
Un examen parasitologique des selles doit être réalisé sur au moins trois selles émises à
quelques jours (2 jours si possible) d’intervalle (afin d’éviter les phases négatives
d’émission).
Les selles doivent être recueillies dans les boites en verre ou en plastique transparent pour
pouvoir observer toute le spécimen biologique. Il doit s’agir d’un récipient d’ouverture
suffisamment large avec une couverture.
Les malades doivent déféquer directement dans le récipient en émettant une quantité
suffisante de selles.
NB : les boîtes d’allumettes ou en carton sont à proscrire. Le récipient doit être propre mais
pas forcément stérile sauf si l’on veut faire en plus une coproculture mycologique.
4- Délai entre la défécation et l’examen parasitologique
L’échantillon de selles doit parvenir très rapidement au laboratoire c’est-à-dire dans la
demi-heure qui suit son émission car les formes végétatives d’amibes vont se décomposer
ou se modifier assez rapidement après l’émission de la selle et ne seront plus
reconnaissables.
5- Conservation des selles
En cas de conservation provisoire :
Les flacons de selles hermétiquement fermés seront mis à la température de +4° C. Ceci
permet de conserver pendant quelques jours voire une semaine les œufs et larves
d’helminthes ainsi que les kystes de protozoaires.
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En cas conservation plus longue :
L’eau formolée à 10 % permet la conservation des kystes de protozoaires, des œufs et à
un degré moindre les larves d’helminthes.
Pour se faire, l’on mélange 1 volume de matières fécales à 3 volumes de la solution de
formol jusqu’à obtention d’une suspension homogène. Filtrer et conserver le filtrat dans un
flacon.
Les selles peuvent être également conservées dans une solution de MIF (Merthiolate Iode
Fomol). C’est la technique de MIF conservation ou de MIF stockage ou MIF coloration. Le
protocole est le suivant :
-
Verser 2,35 ml de la solution Merthiolate Formol dans 0,15 ml d’une solution
iodo-iodurée
-
Ajouter un petit pois de selles
-
Laisser sédimenter 20 à 30 min.
-
Prélever 1 à 2 gouttes au dessus du sédiment à l’aide d’une pipette Pasteur
-
Observer au microscope entre lame et lamelle
Les flacons de selles colorés seront mis à l’abri de la lumière. La méthode de MIF
conservation permet une bonne conservation des éléments coproparasitaires sur plusieurs
mois ou années. Elle permet également l’identification des formes végétatives et kystiques
de protozoaires par la mise en évidence de leur structure interne.
Pour la conservation longue, on peut également réaliser un frottis de selles coloré à
l’hématoxyline ferrique (bonne coloration des noyaux des formes végétatives de
protozoaires).
Il est aussi possible de colorer le frottis de selles par la technique de Ziehl-Neelsen
(bonne coloration des oocystes de cryptosporidies).
On peut aussi faire appel à la technique de lutage qui permet de conserver les parasites
pendant des mois. On dépose du vernis à ongle transparent autour de la lamelle sur une
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lame. Cette méthode est valable surtout pour les œufs d’helminthes. Les kystes de
protozoaires et les larves d’helminthes ne résistent pas longtemps.
II- EXAMENS DES SELLES
A- Examens directs
1- Examen macroscopique
Il constitue une étape indispensable et renseigne sur:
-
la consistance des selles (molle, moulée, liquide, …),
-
la couleur des selles (jaunâtre, verdâtre, brun, noirâtre, …)
-
la présence éventuelle de glaire, de sang, de pus, de mucus
-
la présence éventuelle de parasites adultes visibles à l’œil nu (ascaris, oxyure, des
anneaux de ténia). On
pourra également observer de faux
parasites (débris
végétaux …)
-
l’odeur (fade, fécaloïde, fétide).
Si nous sommes en présence de selles diarrhéiques ou glairo-sanguinolentes, nous serons
orientés vers la recherche de formes végétatives de protozoaires.
Si les selles sont dures ou moulées, l’on va plutôt suspecter la présence d’œufs d’helminthes
et de kystes de protozoaires.
2- Examen microscopique direct
C’est une étape incontournable et majeure de l’EPS.
L’examen microscopique direct permet de dépister les œufs et les larves d’helminthes, les
kystes et les formes végétatives d’amibes et de flagellés, les oocystes de coccidies et les
spores de microsporidies.
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Il permet en particulier d’observer vivantes les formes végétatives de protozoaires et les
larves d’helminthes. On peut ainsi apprécier leurs caractères de mobilité. Il permet aussi de
retrouver les parasites qui se concentrent mal par les techniques standards de concentration
(œufs non fécondés d’Ascaris lumbricoides, embryophores de Taenia sp). Cette technique
permet aussi d’apprécier l’état digestif du patient.
Mode opératoire :
*S’il s’agit d’une selle de consistance ferme :
-
prélever un fragment en piquant à l’aide d’un pique à cheveux ou d’une baguette de
verre à plusieurs endroits ;
-
délayer une petite portion de la selle dans une goutte de sérum physiologique
déposée sur une lame porte-objet propre et bien dégraissée ;
-
recouvrir d’une lamelle de façon à ce que la suspension s’étale de façon homogène en
dessous. La suspension doit être mince et transparente;
-
examiner au microscope à l’objectif x 10 puis x 40 si l’on a repéré un élément suspect.
En cas de présence de kystes de protozoaires, l’on peut déposer à un bord de la lamelle, une
goutte d’une solution de lugol à 1% qui diffusera par capillarité. La composition du lugol à 1%
est la suivante :
-
iode ------------------------ 1 g
-
iodure de potassium ------ 2 g
-
eau distillée qsp ---------- 100 ml.
Le lugol colore en jaune-brun les membranes externes des kystes ainsi que leur contenu
cytoplasmique et nucléaire, ce qui permet de bien les identifier.
*Si la selle est diarrhéique, on procède de la même manière que précédemment sauf
qu’ici l’on peut se passer du sérum physiologique.
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*Si la selle est dysentérique, le prélèvement se fera de préférence sur les
zones glairo-sanguinolentes pour rechercher les formes végétatives d’Entamoeba histolytica
histolytica mais aussi les œufs de Schistosoma mansoni.
Inconvénient : du fait de la faible quantité de selles, l’on peut avoir un résultat faussement
négatif.
B- METHODES DE CONCENTRATION PARASITAIRE
Principe général :
Les techniques de concentration parasitologique sont des méthodes par lesquelles l’on
essaie, à partir d’une grande quantité de matières fécales, d’obtenir dans un faible volume
les parasites après élimination des résidus de la digestion. Pour se faire, l’on joue sur les
densités et affinités différentes de ces résidus et des parasites recherchés.
La technique idéale qui concentrerait tous les parasites n’existe pas. Il convient donc
d’utiliser plusieurs techniques de concentration pour observer le maximum d’éléments
coproparasitaires.
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Quel que soit le résultat de l’examen microscopique direct, un bon laboratoire se doit
d’effectuer plusieurs techniques de concentration. Parmi ces techniques, on doit utiliser :
-
une technique standard de concentration qui en règle générale permet de concentrer
la plupart des parasites ;
-
une technique spéciale que l’on utilise dans des cas particuliers. Il s’agit d’une
recherche orientée par le contexte clinique. Elle est déclenchée par le clinicien, qui
doit préciser la parasitose suspectée.
Les techniques de concentrations parasitaires se répartissent en deux grands groupes :
-
les méthodes physiques;
-
les méthodes physico-chimiques ou diphasiques basées sur l’action combinée de la
sédimentation et le pouvoir dissolvant de l’éther.
Etapes communes aux méthodes physiques et physico-chimiques
1- Dilution
Quel que soit le liquide de dilution, les selles devront être triturées, à l’aide d’une
baguette de verre, dans un verre à pied. On ajoute, au début, une très petite quantité de
liquide pour obtenir une pâte. Ajouter au fur et à mesure le liquide, jusqu’à obtention d’une
suspension homogène assez fluide. Le résultat sera un diluât correspondant à ce qui est
recommandé pour la technique choisie.
2- Filtration
Pour éliminer les particules alimentaires non fragmentées (peaux de fruits par exemple),
le diluât obtenu est filtré à travers une passoire (forme chinois) à mailles fines. Recueillir le
filtrat dans un autre verre à pied.
Un peu de liquide propre permet de rincer la passoire et d’emporter les éventuels œufs
restés dans les mailles.
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La passoire après usage sera brossée et flambée (destruction d’œufs éventuellement restés
accrochés dans les mailles).
3- Brève sédimentation
Laisser sédimenter, dans un verre à pied, le filtrat recueilli pendant 30 secondes à 1 mn.
Cette sédimentation permet aux petits éléments lourds de tomber dans le fond du verre à
pied (ex. cellules scléreuses en poire).
1-Les méthodes physiques
Principe : elles sont basées sur la différence de densité entre les débris gênants des selles et
les éléments parasitaires.
On distingue :
-
les techniques par sédimentation ;
-
les techniques par flottation.
1-1 Techniques par sédimentation
La dilution se fait dans un liquide de faible densité, ce qui permet aux éléments parasitaires
de se déposer.
1-1-1 Technique par simple sédimentation
-
Triturer 10 à 20 g de selles dans de l’eau physiologique (à défaut utiliser l’eau distillée
ou l’eau du robinet) ;
-
Filtrer et recueillir le filtrat dans un grand verre à pied ;
-
Ajouter 250 à 500 ml d’eau ;
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-
Agiter et laisser sédimenter 1 heure ;
-
Rejeter le surnageant et remettre à nouveau 250 à 500 ml d’eau physiologique ;
-
Recommencer l’opération jusqu’à ce que le surnageant soit clair ;
-
Examiner le culot.
Il existe 2 méthodes d’examen du culot :
-
Méthode des 3 prélèvements : faire un prélèvement en surface, au milieu et au fond
du tube ;
-
Méthode de prélèvement unique après avoir homogénéiser la préparation.
Remarque : l’utilisation d’eau de robinet entraîne l’éclosion des œufs de schistosomes, on
peut aussi y retrouver des larves rhabditoïdes d’helminthes.
Avantages
Cette méthode est simple et peu coûteuse car ne nécessite pas de produit chimique
particulier.
De plus, elle n'utilise pas de solutions denses, par conséquent les éléments parasitaires sont
isolés sans déformation.
Les indications les plus intéressantes de la sédimentation résident dans la recherche d'œufs
lourds (ex : œufs de Trématodes (schistosomes), œufs atypiques d’ascaris), de larves
d’anguillule.
Inconvénients
C'est une méthode longue.
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Il existe beaucoup de débris fécaux (selles riches en féculent) qui sédimentent aussi vite que
les parasites recherchés et l’examen microscopique n’est pas toujours facile.
1-1-2 Sédimentation-centrifugation
C’est une technique semblable à la précédente. Mais ici, au lieu de laisser sédimenter, on
récupère une partie du filtrat et on centrifuge à 1500 tr/min pendant 1 min. On rejette le
surnageant, on reprend le culot par l’eau physiologique et on centrifuge jusqu’à ce que le
surnageant soit clair.
Avantages
Technique plus rapide que la précédente, moins de manipulations
Inconvénients
On n’utilise pas les 10 à 20 g de selles (puisqu’on utilise une partie des selles).
1-1-3 Sédimentation en eau glycérinée (technique de Faust-Ingalls)
Le liquide de dilution est l’eau glycérinée à 5%.
Mode opératoire
-
Diluer 5 grammes de selles dans 300 ml d’eau glycérolée à 0,5 % ;
-
Pratiquer trois sédimentations successives en verre à pied d’une durée de 1 heure, 45
minutes puis 30 minutes ;
-
Rejeter le dernier surnageant ;
-
Effectuer des prélèvements à différents niveaux pour l’analyse.
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Avantages
Technique de terrain employée pour rechercher les œufs de S. mansoni mais permet aussi
de trouver des œufs d’ascaris non fécondés et des larves d’anguillule.
Inconvénients
Technique longue.
Ne concentre pas les autres parasites.
L’examen microscopique peut être rendu difficile par la présence de certains résidus.
1-2 Techniques par flottation
Principe : les œufs ont une coque qui les protège pendant un certain temps, de la
pénétration de liquide plus dense. Une dilution avec ces liquides aura tendance à les laisser
flotter en surface tandis que les résidus plus lourds ou ceux qui s’imprègnent rapidement
tombent dans le fond des récipients.
N.B : la manipulation doit être rapide car certains œufs peuvent s’imprégner de liquide et
redescendre au fond du récipient. Avant les examens, il faut éviter les aliments gras et
médicaments à base d’huile de paraffine.
1-2-1- Technique de Willis
Le liquide de dilution est une solution aqueuse de chlorure de sodium saturée à 25% (25 g e
NaCl dans 100 ml d’eau distillée environ ; densité = 1200).
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Mode opératoire
-
Diluer les selles au dixième environ dans le liquide de dilution (1 à 2 g de selles dans
20 ml) ;
-
Filtrer rapidement ;
-
Laisser reposer 30 sec. le filtrat ;
-
Remplir avec le surnageant du filtrat un tube jusqu’à la limite supérieure (léger
bombement du liquide au dessus du bord) ;
-
Placer délicatement une lamelle qui doit recouvrir tout le tube sans bulle d’air ;
-
Laisser en contact pendant 15 mn ;
-
Retirer la lamelle et la déposer sur une lame porte-objet ;
-
Observer au microscope au grossissement 100 puis 400.
Avantages
- Simplicité et rapidité d’exécution,
- Faible prix de revient (eau chloruré sodique)
- Concentre bien les œufs d’ankylostomidés et d’hyménolépidés.
Inconvénient
La solution de chlorure de sodium pénètre assez facilement dans les œufs et il ne faut pas
dépasser le temps prescrit dans le déroulement de la technique.
1-2-2 -Technique de Faust simplifiée
Liquide de dilution : solution saturée de sulfate de zinc à 33% (ZnSO4 : 331 g, eau distillée
qsp : 1000 ml).
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Mode opératoire
-
Diluer au dixième les selles dans une solution saturée de sulfate de zinc ;
-
Tamiser et centrifuger pendant une minute à 2300 tours/minute ;
-
Prélever à l’anse métallique une couche superficielle et déposer sur une lame pour
examen.
Intérêt
Méthode simplifiée qui se contente d’une seule centrifugation contrairement à la méthode
originelle qui nécessite plusieurs sédimentations dans l’eau par centrifugation avant la
flottation.
Inconvénients
La densité du liquide de dilution (1,18) est proche de celle de la dilution de Willis et n’a pas
l’avantage de la simplicité pour se procurer le sulfate de zinc. Cette méthode ne permet
guère de trouver plus d’œufs que la méthode de Willis. Elle exige l’utilisation d’une
centrifugeuse.
1-2-3- Technique de Janeckso-Urbanyi
Liquide de dilution : Solution iodomercurique
Biiodure de mercure-----------------------------------
150g
Iodure de potassium------------------------------------
110g
Eau distillée---------------------------------------------------400ml
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Dissoudre l’iodure de potassium dans un peu d’eau. Ajouter le biiodure de mercure en
remuant. Après dissolution complète, ajouter le reste de l’eau.
Mode opératoire
-
Délayer 3 à 5 g de selles dans 20 ml de la solution d'iodomercurate ;
-
Tamiser et centrifuger le filtrat recueilli dans tube à fond conique pendant 3-4
minutes à 2 500 tours ;
-
Prélever immédiatement quelques gouttes de la couche superficielle à l'aide d’une
anse ou d’une baguette de verre ou d'une pipette Pasteur ;
-
Observer au microscope entre lame et lamelle.
Avantages
Cette méthode concentre bien les œufs de grande douve du foie, de schistosomes et
d’ankylostomidés ainsi que les larves d’anguillules.
Elle concentre assez bien les embryophores de ténia et les œufs de trichocéphales.
Inconvénients
La solution iodo-mercurique est coûteuse, toxique et très corrosive
C’est une méthode inefficace pour trouver les kystes sauf ceux de giardia.
2- Les méthodes physico-chimiques ou méthodes diphasiques
2-1 Principe
Ces méthodes consistent à mettre les selles en présence de 2 phases non miscibles :
une aqueuse et une organique (éther).
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En plus de l’action dissolvante de l’éther, la mise en jeu de 2 phases non miscibles réalise
pour chaque élément fécal un coefficient de partage dont la valeur dépend de sa balance
hydrophile / lipophile permettant ainsi de concentrer les éléments parasitaires dans le culot
de centrifugation.
Points communs
-
Les selles triturées (dilution au dixième environ) dans le liquide de dilution choisie
(selon la méthode) sont tamisées à travers une passoire.
-
Après moins d’une minute de brève sédimentation, le filtrat est versé dans un tube à
centrifuger à fond conique en le remplissant à moitié ou au deux tiers.
-
On ajoute de l’éther (au 1/3 en général ou au 1/2) en laissant un espace vide au
dessus de la couche éthérée pour permettre une bonne agitation.
-
Le tube bouché avec le doigt est alors agité énergiquement pour obtenir une
suspension homogène.
-
Centrifuger à 1500-2000 tours/ min. pendant 1 à 3 min.
Résultats :
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Après centrifugation, les constituants de la suspension sont répartis en quatre couches avec
du haut vers le bas :
1- Couche superficielle éthérée colorée par les corps éthéro-solubles (graisses
diverses) ;
2- Couche épaisse et adhérant aux parois du tube, contenant les résidus
lipophiles encore appelé le gâteau ;
3- Couche de solution aqueuse de dilution colorée par les corps hydrosolubles ;
4- Culot devant contenir les parasites et qui doit être aussi petit que possible
voire presque indiscernable à l’œil nu.
-
Récupération du culot de centrifugation :
1- Décoller la couche des résidus lipophiles (le gâteau) à l’aide d’une baguette de
verre.
2- Retourner le tube au dessus de l’évier (en faisant couler de l’eau).
3- Essuyer les parois du tube avec un coton monté sur une pince en laissant
toujours le tube avec l’ouverture dirigée vers le bas pour éviter de souiller le
culot avec les résidus.
4- Retourner alors le tube et ajouter 1 à 2 gouttes de sérum physiologique pour
remettre en suspension le culot.
5- Prélever le culot à l’aide d’une pipette Pasteur et observer au microscope
entre lame et lamelle.
2-2 Technique de Telemann-Rivas
Réactifs : solution aqueuse à 5 % d’acide acétique cristallisable, éther éthylique.
Mode opératoire
Dans cette technique, l’on met dans le tube à centrifuger un volume égal de filtrat et
d’éther.
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Avantages
Simple, concentre bien les œufs de trichocéphale, d’ankylostomidés, les larves d’anguillules
et les kystes de Giardia intestinalis. La coque des kystes d’Entamoeba histolytica se dédouble
ce qui constitue un élément de diagnostic intéressant.
Inconvénients
Les œufs d’ascaris, de grande douve, de schistosome sont souvent en défaut car restent
dans la couche lipophile. Ils sont donc mal concentrés.
2-3 Technique de Bailenger
Solution de dilution : Tampon acéto-acétique pH 5
Composition :
- Acétate de sodium cristallisé……………………………..15 gr
- Acide acétique…………………………………………………. 3,60ml
- Eau distillée……………………………………………………… qsp 1000ml
Mode opératoire
- Délayer 2 à 3 gr. de selles avec 10 fois son volume en tampon
- Tamiser sur tamis métallique et recueillir dans 1 tube en verre à centrifuger
- Ajouter 1 volume égal d’éther et agiter vigoureusement
- Centrifuger à 2500 tours /min pendant 3 min.
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- Retirer couches supérieures et examiner le sédiment entre lame et lamelle
Avantages :
Cette méthode analogue à la méthode de Telemann-Rivas donne de meilleurs résultats.
Elle est beaucoup plus fiable dans la recherche des kystes et œufs se concentrant bien dans
un pH aux environ de 5 (giardia, amibes, trichocéphales, ankylostomes).
NB : pour rechercher les œufs de schistosomes ou d’ascaris, il est nécessaire de ramener le
pH à 7.
Inconvénient
Le culot est souvent épais.
2-4 Technique de Ritchie simplifiée
Réactifs :
- Solution aqueuse à 10% de formol pur (formol pur = solution formaldéhyde officinale à
33%)
- Éther.
Mode opératoire
- Délayer 1 volume de selles dans 10 volumes d’eau formolée à 10%
- Tamiser sur tamis métallique, laisser sédimenter 30 sec.
- Recueillir le filtrat dans un tube à centrifuger à fond conique
- Ajouter l’éther au 1/3
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- Agiter vigoureusement et émulsionner
- Centrifuger à 1500 tours / min pendant 3 minutes
- Récupérer le culot en éliminant les couches supérieures. Examiner
Intérêts
Technique standard de concentration utilisée en routine par beaucoup de laboratoires.
C’est une méthode pouvant être utilisée sur les selles formolées donc sur les selles
collectées durant les enquêtes épidémiologiques.
Elle concentre bien les kystes et oocystes de protozoaires, la plupart des œufs et larves
d’helminthes.
Inconvénients
Le culot souvent épais peut être difficile à lire.
NB : dans la technique de Ritchie initiale des phases de sédimentation-centrifugation sont
réalisées au préalable et l’ajout d’eau formolée se fait sur le culot dont le surnageant est
clair. C’est donc une technique plus longue mais qui au final permet d’avoir un culot moins
épais.
2-5 Technique de Blagg ou de MIF concentration
Réactifs :
- Éther éthylique
- Solution de Merthiolate Iode Formol (à préparer extemporanément)
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La solution de MIF est préparée à partir d’une solution A de merthiolate-formol et d’une
solution iodo-iodurée (lugol) à 5% dite B.
Ainsi, la solution de MIF sera préparée juste avant son utilisation en ajoutant dans un
récipient contenant 11,75 ml de A, 0,75 ml de B.
Mode opératoire
- Diluer 1gr. de selles dans 10 ml du réactif de MIF
- Tamiser (attendre 10 min. pour éviter d’avoir un culot épais par la suite)
- Recueillir le filtrat dans un tube à centrifuger à fond conique
- Ajouter 1 volume d’éther pour 2 volumes de filtrat
- Emulsionner par agitation énergique
- Laisser reposer 2 min.
Deux cas de figures peuvent se présenter :
-
La suspension est homogène et stable (l’éther ne surnage pas). Dans ce cas,
centrifuger à 1500-2000 tours / min. pendant 1 min.
-
La suspension est instable (l’éther forme une couche superficielle). Ajouter alors 1 ml
d’eau distillée et recommencer l’agitation. Remettre de l’eau jusqu’à obtention d’une
suspension stable après 2 min. puis centrifuger.
La suite des manipulations est commune aux méthodes diphasiques.
Avantages
Cette méthode permet de concentrer les œufs de schistosome, d’ascaris, d’Hymenolepis
nana. Les kystes de protozoaires et les formes végétatives sont bien concentrés et colorés
et, ainsi facilement identifiables.
Inconvénients
Le culot obtenu est souvent important et le réactif est très salissant.
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2-6 Méthode de Thébault simplifiée par Valentin et Solle
Réactif : solution d’acide trichloroacétique (ATA) formolée. Ether.
Mode opératoire
-
Diluer 10 g de selles dans environ 100 ml de solution d’acide trichloroacétique
-
Tamiser et laisser sédimenter 1 min. le filtrat
-
Verser le filtrat dans une ampoule à décanter
-
Ajouter une quantité égale d’éther
-
Agiter vigoureusement en faisant évacuer l’éther vaporisé par ouverture du robinet
tenu en haut
-
Laisser reposer 2 à 10 minutes avant de retirer le bouchon
-
Recueillir la phase inférieure dans un tube à centrifuger à fond conique
-
Centrifuger à 2000 tours / min. pendant 1 min.
-
Rejeter le surnageant et examiner le culot.
NB : dans la technique originelle le culot est repris par une technique de flottation avec une
solution bromurée (méthode combinée).
Avantages
Plus grande quantité de selles.
Cette technique concentre bien les kystes de petites amibes et en particulier les Endolimax
nana dont les noyaux deviennent nets (grâce au formol du liquide de dilution). Bonne
concentration aussi des kystes de Pseudolimax butschlii, E. histolytica.
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Inconvénients
Cette méthode concentre mal les œufs d’helminthes.
Elle consomme beaucoup d’éther.
3. Méthodes combinées ou méthodes mixtes
Chaque méthode de concentration proposée présente l’inconvénient d’éliminer des
parasites. Elle doit donc être choisie en fonction de ce que l’on recherche
préférentiellement. Ainsi, pour avoir plus de chance de retrouver le maximum de parasites
dans les selles, les méthodes combinées sont plus intéressantes.
3-1 Technique de Junod
Mode opératoire
Cette technique comprend 3 temps.
1- Faire une MIF concentration ou une concentration par la méthode de Bailenger :
obtention d’un culot de centrifugation épais.
2- Le culot (culot 1) issu de la première étape est repris par 4 ml d’une solution de
sulfate de zinc (Faust-Ingalls). Après homogénéisation, on centrifuge 1500 tours /
min pendant 30 sec. Le surnageant est mis dans un tube à centrifuger. On le dilue
au ¼ avec de l’eau distillée. Centrifuger à 1500-2000 tours / min. pendant 1 à 2
min. Examiner le culot.
Résultat : concentration des kystes de protozoaires, des larves d’anguillule, des
œufs de trichocéphale, des œufs d’ankylostomidés et d’ascaris.
3- Reprendre le culot 2 (obtenu après ajout de sulfate de zinc) dans une solution
d’iodomercurate de potassium (Janeckso-Urbanyi).
Résultat : concentration des œufs de schistosomes, des œufs de Fasciola hepatica
et les embryophores de ténia.
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Inconvénients
C’est une technique longue avec de nombreuses manipulations. Inconvénients liés
à l’utilisation d’une solution d’iodo-mercurate.
3-2 Technique de Junod modifiée
Réactifs :
Solution de formol diluée à 10%
Éther éthylique
Solution d’iodomercurate de potassium
Mode opératoire
- Diluer 2 à 3 noix de selles dans 50 ml d’une solution diluée de formol à 10%
- Tamiser et transférer dans un tube à fond conique rempli aux 3/4
- Rajouter l’éther jusqu’en haut et agiter vigoureusement pendant 30 sec
- Centrifuger à 2500 tours / min pendant 3 à 5 minutes
- Reprendre le culot par 10 ml de solution d’iodomercurate de potassium,
remettre en suspension et centrifuger 30 sec. à 2500 tours / min
- Verser délicatement le surnageant dans un autre tube conique, le remplir d’eau
et centrifuger 3 minutes à 2500 tours / min
- Vider le surnageant. Examiner le culot.
Avantages
Excellente technique pour concentrer et retrouver la plus part des kystes, œufs, larves.
Inconvénient
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Technique longue qui revient chère.
C- TECHNIQUES SPECIALES
1-
Le scotch-test anal de GRAHAM
Mode opératoire
1- Appliquer un morceau de cellophane adhésive (scotch) au niveau de la marge
anale le matin, avant défécation et avant toute toilette intime.
2- Appliquer le scotch sur une lame porte-objet
3- Examiner au microscope avec peu de lumière.
Intérêt
Technique de référence pour la mise en évidence d'œufs d'Enterobius vermicularis
(oxyure).
On peut rechercher aussi les embryophores de Taenia saginata.
2- Méthode de Baermann
Principe
Les larves d’anguillule ont un thermotropisme et un hygrotropisme positifs. En mettant en
contact des selles contenant des larves avec de l’eau chaude, celles-ci seront attirées vers
l’eau où elles seront facilement repérées.
Mode opératoire
-
Disposer 1 carré de gaze double dans 1 passoire à fond conique (type chinois)
-
Y déposer une noix de selle et la recouvrir
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-
Poser la passoire dans un entonnoir muni d’un robinet. On pourra aussi employer un
entonnoir ordinaire se terminant par un tuyau de caoutchouc fermé d’une pince de
Mohr
-
Y mettre de l’eau tiède (40°C) jusqu’à immerger le fond de la passoire. L’eau doit
effleurer la selle
-
Laisser en contact pendant 3 h (24h au maximum). Les larves quittent la selle pour se
retrouver dans l’eau tiède
-
Ouvrir le robinet ou la pince de Mohr pour recueillir le liquide dans un tube à
centrifuger à fond conique
-
Centrifuge à 1500 tr/min pendant 5 min.
-
Examiner le culot entre lame et lamelle
Schéma de la technique de Baermann
Intérêt
C’est une technique de recherche des larves d’anguillules et éventuellement les larves
d’ankylostomidés (si examen différé).
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3- Coproculture
3-1 Coproculture des helminthes
La coproculture des helminthes s’applique à des vers capables d’avoir une évolution larvaire
dans le milieu extérieur.
L’indication principale est le diagnostic différentiel des larves d’ankylostomidés : Necator
americanus, Ancylostoma duodenale, Trichostrongylus sp.
Elle permet également d’obtenir en grande quantité des larves infestantes pour des essais
thérapeutiques.
Elle peut également favoriser le diagnostic biologique de l’anguillulose en cas de pauciinfestation donnant un test de Baermann négatif.
Modes opératoires
Il existe 3 techniques de coproculture des helminthes :
• Culture sur charbon en boîte de Pétri
-
Mélanger dans un verre à pied une même quantité de selles et de poudre de charbon
-
Ajouter progressivement 1 peu d’eau stérile pour former une pâte molle
-
Verser cette pâte dans une boîte de Pétri en respectant les bords de la boîte et en
faisant au centre un petit monticule qui touche le couvercle de la boîte
-
Mettre à l’étuve 25°C pendant 48h.
La lecture peut se faire selon deux modalités :
1- Retourner le couvercle et examiner à la loupe les gouttelettes de liquide
présentes sur le couvercle ;
2- Ajouter 1 à 2 ml d’eau distillée stérile. Prélever le liquide. Centrifuger à 2500
tours / min. pendant 5 min. Examiner le culot.
• Culture sur papier buvard en boîte de Pétri
-
Envelopper 3 lames porte-objets dans 1 papier buvard ou papier filtre sur plusieurs
épaisseurs
-
Déposer ce dispositif dans une boîte de Pétri
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-
Etaler en couche mince 1 à 2 gr. de selles sur la face supérieure du papier
-
Ajouter 10 ml d’eau distillée stérile dans la boîte de Pétri sans noyer la selle
-
Recouvrir la boîte et la mettre à l’étuve à 25°C pendant 48 h.
-
Lecture : 2 modes
1- Enlever le couvercle et rechercher à l’aide d’une loupe les larves dans l’eau
2- Pipeter le liquide et le mettre dans un tube à fond conique. Centrifuger à
2500 tours / min. pendant 5 min. Remettre le surnageant dans la boîte de
Pétri et la porter à l’étuve. Lire le culot au microscope.
• Culture sur papier buvard en tube à essai
-
Découper des languettes de papier buvard de sorte à les faire entrer aisément dans
un tube à essai
-
Étaler une fine couche de selles 1-2 g sur toute la longueur du papier sauf aux
extrémités (laisser 2-3 cm sur chaque extrémité)
-
Introduire ce papier dans un tube à essai contenant 5 ml d’eau distillée stérile sans
noyer la selle
-
Mettre à l’étuve à 25°C en prenant soin de fermer le tube pour éviter la dessication
-
une bandelette de buvard rigide
-
lecture au bout de 48 h :

retirer le papier buvard

verser la totalité du liquide dans un tube à fond conique

centrifuger et examiner le culot.
Résultats des coprocultures des helminthes :
- Au 2ème jour (48h), on peut retrouver :
- des larves rhabditoïdes d’ankylostomidés
- des larves strongyloïdes infestantes d’anguillule (cycle externe direct ou
cycle court).
- Aux 3ème, 4ème et 5ème jours on recherchera :
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- les larves strongyloïdes d’ankylostomidés
- les larves strongyloïdes d’anguillule (cycle court)
- des adultes mâles et femelles d’anguillule (cycle externe indirect).
- Du 6ème au 9ème jour, l’on peut retrouver :
- les larves strongyloïdes infestantes (enkystées) d’ankylostomidés
- les larves rhabditoïdes d’anguillule (2ème génération)
- les larves strongyloïdes infestantes d’anguillule (2ème génération)
- adultes stercoraires d’anguillules.
Avantages et inconvénients des différentes techniques de coproculture des helminthes
Buvard
Boîte de Pétri
Avantages
Inconvénients
Liquide clair
Risque d’assèchement
Grande quantité de selles
Risque d’assèchement
Lecture rapide
Lecture gênée par le
Charbon
charbon :
larves
« sales »
Tube à essai
Larves propres
Liquide propre
Faible risque de séchage
Faire plusieurs tubes
pour
examiner
quantité
notable
une
de
selles
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3-2 Coproculture des protozoaires
La culture des protozoaires permet de déceler les parasitoses discrètes et aussi d’identifier
de façon plus sures les parasites intestinaux. Cette technique de culture est mise en œuvre
chaque fois que l’examen direct pourra déceler les formes végétatives ou trophozoïtes
difficiles à identifier.
La culture des protozoaires nécessite un milieu diphasique de l’institut Pasteur qui est le
milieu LAMY.
Ce milieu comporte deux phases :
-
un support solide qui est constitué du sérum de cheval coagulé en position incliné
dans un tube à essai ;
-
la phase liquide est constituée d’une ampoule contenant du sérum de cheval liquide
avec une solution de Ringer et de l’amidon de riz.
Mode opératoire
-
Au moment de l’emploi, verser dans des conditions de stérilité le contenu de
l’ampoule dans le tube de sérum coagulé et réchauffer à 37°C
-
Ensemencer, à l’aide d’une pipette Pasteur stérile, le fond du tube avec une
petite parcelle de matières fécales
-
Fermer le tube et mettre à l’étuve à 37°C
-
La lecture se fait au bout de 24 à 48 h.
On recueille quelques grains d’amidon et du liquide que l’on examine entre lame et lamelle
au microscope.
En cas de culture négative, prélever quelques gouttes pour ensemencer un nouveau milieu
(subculture).
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Page 110
4- Recherche d’oocystes de cryptosporidies
Ce sont des protozoaires que l’on retrouve chez l’homme et chez les animaux. Ils sont
responsables de cryptosporidiose qui se manifeste par la diarrhée avec plusieurs selles par
jour (selles liquides, pâteuses). L’élimination des oocystes de cryptosporidies se fait par
intermittence.
La recherche de ces oocystes se fait après la mise en œuvre de techniques de coloration,
notamment la technique de ZIEHL-NEELSEN modifiée par HENRIKSEN et POHLENZ.
Mode opératoire
- Faire un frottis de selles (liquide) ou à partir du culot de Ritchie sur une lame
- Sécher à l'air
- Fixer au méthanol pendant 5 min
- Sécher à l’air
- Recouvrir le frottis fixé par la fuschine phéniquée de Ziehl 1h
- Rincer à l'eau
- Différencier par une solution d'acide sulfurique à 2% : 15-20 secondes
- Rincer à l'eau
- Recouvrir le frottis par une solution de vert de malachite à 5% pendant 5 min.
- Rincer à l'eau
- Sécher à l'air
- Lire au microscope à l’objectif à immersion
Résultat
Les oocystes de Cryptosporidium sont ronds ou ovoïdes et apparaissent bien colorés en
rouge vif sur fond vert avec un cytoplasme granuleux.
Cette technique colore aussi en rouge les oocystes de Cyclospora et d’Isospora belli.
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Oocystes de Cryptosporidium sp (coloration de Ziehl-Neelsen modifiée)
D- TECHNIQUE
DE
NUMERATION
DES
ŒUFS
D’HELMINTHES :
TECHNIQUE DE KATO-KATZ
C’est une technique d’examen coprologique décrite en 1954 par KATO et MIURA.
1-Principe
La méthode de KATO consiste en l’utilisation du pouvoir éclaircissant du papier cellophane
imbibé de glycérine sur un étalement relativement épais de matières fécales.
2-Matériel
-
spatule et plaques perforées en plastique
-
tamis en nylon
-
lames porte-objets
-
papiers cellophane découpés en rectangle de 25 mm sur 30 mm
-
papier buvard
-
pincette
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3-Réactifs
-
glycérine ………………
-
eau distillée ……………
-
vert de malachite 3% ….
100 ml
100 ml
1ml
4- Mode opératoire
-
Au moins 24 heures avant les analyses, des rectangles de cellophane de la
dimension d’une grande lamelle de microscope sont immergés dans le mélange
glycériné.
-
Prélever les selles et les passer à travers le tamis au moyen d’une spatule afin de
séparer la matière fécale des gros débris
-
Mettre la matière fécale tamisée dans la plaque perforée qui est posée à plat au
milieu d’une lame. La partie évidée est entièrement remplie de matière fécale
jusqu’à hauteur de la surface de la plaque. La plaque est entièrement retirée.
-
Sur la lame porte-objets, on aura ainsi déposé environ 50 mg de selles que l’on
recouvre de la lamelle de cellophane égouttée.
-
Après avoir amorcé l’étalement à l’aide d’une pincette, on retourne le tout contre
un papier buvard disposé sur une surface plane
-
A l’aide du pouce, on exerce une pression régulière jusqu’à ce que l’échantillon
couvre une aire égale à la surface de la lamelle de cellophane.
-
Le papier buvard adsorbe le liquide d’éclaircissement en excès. On laisse reposer
la préparation.
-
L’étalement fécal est alors opaque. Au bout d’un certain temps (15 à 20 min) la
préparation a éclairci. Elle est lue au grossissement x 10 et x 40.
-
On compte le nombre d’œufs par espèce parasitaire contenu dans les 50 mg de
matière fécale. Par une règle de trois, on trouve le nombre d’œufs par gramme
de selles.
Remarque : La méthode que nous venons de décrire est celle de KATO-KATZ qui est une
méthode quantitative (technique de numération des œufs d’helminthes). Cependant avec la
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méthode de KATO, un examen qualitatif simple est possible. Dans ce dernier cas, on prélève
une quantité indéterminée de selles (environ 30 à 75 mg) qu’on dépose directement sur
lame.
5-Intérêts
C’est une technique de concentration et de numération des œufs d’helminthes. La
numération des œufs d’helminthes permet de mesurer l’importance d’un portage
parasitaire et partant d’apprécier son retentissement physiologique (ex : anémie due aux
ankylostomes). Elle permet aussi d’évaluer l’efficacité d’un traitement anthelminthique.
Par sa simplicité de réalisation, son extrême sensibilité, son faible prix de revient, la
technique de KATO convient parfaitement pour les enquêtes coprologiques.
6-Inconvénients
Elle ne permet pas de voir les formes végétatives et kystiques de protozoaires et les larves
d’helminthes. Cette technique n’est pas applicable sur des selles liquides.
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EXAMENS PARASITOLOGIQUES DIVERS
I. EXAMENS PARASITOLOGIQUES DES URINES
A. LES PARASITES
Parasites à rechercher :
- Schistosoma haematobium dans les hématuries.
- Trichomonas vaginalis
- Les microfilaires : Wuchereria bancrofti en cas de chylurie et Onchocerca volvulus
lorsqu’on fait un test d’épreuve de MAZOTTI à la Diéthylcarbamazine ou Notezine®.
B. PRELEVEMENT
En règle générale, on prélève les premières urines du matin.
Dans le cas de Schistosoma haematobium, on pourra travailler sur les urines émises après
effort (monter 2 à 3 fois les escaliers, marcher très vite sur une courte distance 20-30 m)
Il est conseillé de forcer en fin de miction afin de décoller les éventuels œufs.
C. EXAMENS DE LABORATOIRE.
-
Les urines sont recueillies dans un verre à pied.
-
On laisse sédimenter pendant 30 mn
-
Rejet du surnageant et recueil du sédiment dans 1 ou plusieurs tubes à centrifuger à
3000 tours par mn pendant 30 secondes.
-
Le culot est examiné entre lame et lamelle.
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NB : S’il s’agit de microfilaires, on fera un étalement relativement épais avec le reste du
culot.
On sèche à l’air libre et on colore par la technique MGG.
Les œufs de Schistosoma haematobium sont des œufs à éperon terminal d’environ 150m/
50m de diamètre.
On peut utiliser un appareillage spécial notamment une technique de filtration des urines
dans un système faisant appel à une seringue, un piston et une chambre de filtration.
La membrane est déposée sur une lame et on observe.
C’est une technique de concentration des urines qui peut être utilisée sur le terrain dans les
enquêtes épidémiologiques. Elle donne de très bons résultats.
Cas de Trichomonas vaginalis ( cf cours 4ème Année)
Femme : leucorrhée (prélèvement vaginale) prélevée après la pose d’un spéculum
Homme : urétrite (sécrétion)
- faire un examen direct
- faire un frottis coloré par le MGG ou le Giemsa pendant 40 secondes
- pour sensibiliser la recherche, on pratiquera des cultures sur des milieux
diphasiques de l’Institut pasteur.
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Après coloration par le MGG, on a un cytoplasme bleuté parsemé de petites granulations
rougeâtres.
Le noyau est coloré en rouge de même que les flagelles.
II. EXAMENS PARASITOLOGIQUES DES EXPECTORATIONS
A. PARASITES
- Douves du poumon (douves du genre Paragonimus) :
 Paragonimus africanus
 Paragonimus uterobilateralis
-
Un taenia dont Echinococcus granulosus. Petit taenia du chien, pouvant se localiser au
niveau des poumons. Il donne l’hydatidose.
Existence d’une rupture de l’hydatide donnant la vomique qui présente ou contient des
scolex de taenia échinocoque.
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Page 117
-
Pneumocystis jiroveci (carinii). C’est un agent d’une pneumonie (affection opportuniste
au cours du SIDA.)
B. PRELEVEMENT – EXAMENS AU LABORATOIRE
- Œuf de Paragonimus :
Prélèvement : crachats et expectorants rouillés ou teintés de sang.

dilution des crachats dans la soude à 3%.

Centrifugation préférable à 3000tr/mn pendant 5 s.

Surnageant rejeté.

Culot examiné pour la recherche des œufs dont la taille 80-100m / 40-50m de
diamètre. Ce sont des œufs operculés.
-
Recherche des Scolex de Taenia.
Dans la vomique liquide, si visqueuse, ajouter du sérum physiologique.

centrifugation à 3000tr/mn pendant 5s.

surnageant rejeté.

Examen du culot entre lame et lamelle  observation des scolex de ténia avec des
ventouses, des crochets.
-
Recherche des kystes de Pneumocystis jiroveci (P. carinii) dans les crachats
Le prélèvement sert à faire des frottis colorés soit par la technique de MGG (mais la lecture
est difficile), soit par une technique argentique : la technique de GRAM WEIGERT, où l’on
observe des kystes arrondis de 6m de diamètre avec 8 noyaux noirs.
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III. EXAMENS PARASITOLOGIQUES DU LIQUIDE TUBAGE DUODENAL
A. PARASITES
-
Giardia intestinalis sous forme végétative
-
Entamoeba histolytica histolytica sous forme végétative.
-
Fasciola hepatica sous forme d’œuf.
B. PRELEVEMENT ET EXAMENS AU LABORATOIRE

Tubage duodénal :
-
examen direct
si prélèvement épais, dilution dans du sérum physiologique, centrifugation à 3000tr/mn
pendant 5s ; rejet du surnageant ; culot examiné entre lame et lamelle.
IV. EXAMENS PARASITOLOGIQUES DU PRODUIT DE PONCTION DE LA MOELLE
OSSEUSE
A. PARASITES
 Plasmodium.
 Leishmanies (2-6 de diamètre)
 Trypanosomes
 Toxoplasmes
 Candida.
Des techniques de culture sur des milieux spéciaux permettent d’obtenir des formes
promastigotes.
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Page 119
C’est sur les caractères biochimiques et moléculaires qu’on différencie les différentes
espèces de Leishmanie :
Leishmania donovani
Leishmania tropica
Leishmania brasiliensis
B. PRELEVEMENT ET EXAMENS AU LABORATOIRE
Prélèvement au niveau de la crête iliaque chez l’enfant et ponction sternale chez l’adulte.
Examen direct du produit de ponction et étalement et coloration au MGG
V. EXAMENS PARASITOLOGIQUES DU LCR
A. PARASITES
Dans le LCR, on recherchera :
-
Les trypanosomes
-
Les cryptocoques dont Cryptococcus neoformans
-
Les levures du genre Candida
-
Les amibes (libres) agents de méningite dont les Naegleria.
B. PRELEVEMENT ET EXAMENS AU LABORATOIRE
Ponction lombaire pour le recueil du LCR.
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Pour les trypanosomes, la recherche se fait après centrifugation du LCR et examen de ce
culot de centrifugation à 5000tr/mn pendant 5 mn.
Ce culot pourra servir pour des techniques de culture sur des milieux spéciaux tels que le
milieu de Tobie.
Pour les cryptocoques et les levures du genre Candida (cours de mycologie).
Pour les Naegleria :
Centrifugation du LCR
Examen du culot entre lame et lamelle.
VI. EXAMENS PARASITOLOGIQUES DU PRODUIT DE PONCTION
GANGLIONNAIRE
On peut retrouver :
- Les trypanosomes africains : Trypasonoma Brucei gambiense et Trypanosoma Brucei
rhodesiense
Remarque : le produit de ponction doit être examiné le plus rapidement possible entre lame
et lamelle.
Il faut éviter de faire des frottis car la lecture est beaucoup plus difficile.
- les leishmanies :
2 à 6m de diamètre. Parasite ovalaire ou arrondi.
Avec la coloration par le Giemsa, le cytoplasme est coloré en bleu, le noyau est coloré en
rouge, kinétoplaste avec un rhizoplaste.
- le toxoplasme sous forme végétative arquée.
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VII. EXAMENS PARASITOLOGIQUES DE BIOPSIE DE LA MUQUEUSE RECTALE
OU LA BMR
L’examen de la BMR permet essentiellement de rechercher les œufs de Schistosome, (toutes
les espèces).
La technique de Ziehl pratiquée sur ces œufs au niveau des biopsies permet de différencier
les œufs de Schistosoma hematobium de ceux des autres espèces.
En effet, les œufs de Schistosoma haematobium sont Ziehl ( - ) tandis que les œufs des
autres espèces sont Ziehl ( + ).
La BMR est indiquée lorsque les autres techniques sont négatives telles que l’examen direct
et la technique de KATO.
Le prélèvement se fait 8 à 10 cm du haut de l’orifice anal et ce fragment biopsique sera
écrasé entre deux lames au laboratoire et examiné au microscope.
Pour vérifier la viabilité des œufs, on pratique la technique d’éclosion c-à-d que l’on va
ajouter quelques gouttes d’eau distillée sur le fragment biopsique.
En cas de viabilité des œufs, le miracidium rompt la coque de l’œuf et sort.
En matière de diagnostic biologique des bilharzioses, il est important de noter si les œufs
sont viables ou non.
En effet, même après un traitement efficace, le patient continue d’éliminer les œufs morts
un mois après.
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DESCRIPTION MORPHOLOGIQUE DES PARASITES SANGUICOLES
INTRODUCTION
Les parasites sanguicoles se développent soient dans les hématies (plasmodies) soit dans les
leucocytes (leishmanies) soit dans le plasma (trypanosomes et microfilaires).
I- PLASMODIES
I-1- Plasmodium falciparum
1-Trophozoïte :
Jeune, il a une forme d’anneau de cytoplasme très mince avec un noyau net, donnant
l’aspect de « bague en chaton ». Souvent il existe 2 noyaux pour le même anneau de
cytoplasme (Plasmodium binucléé) et quelquefois, plusieurs parasites pour une même
hématie (poly parasitisme).
Lorsqu’il est âgé, le cytoplasme s’accroît et des grains de pigments noirs apparaissent.
2-Schizonte :
C’est un élément à plusieurs noyaux provenant de la division nucléaire du
trophozoïte. Avec Plasmodium falciparum, la schizogonie ne s’effectue pas dans le sang
périphérique mais dans les organes profonds. En règle générale, il n’y a pas de schizontes sur
le frottis ou la goutte épaisse. Cependant avec certaines souches et au cours d’infestation
intense quelques schizontes peuvent être retrouvés dans le sang périphérique.
A maturité (Rosace), il possède 8 à 24 noyaux entourés d’un fragment de cytoplasme
(mérozoïtes).
3-Gamétocyte :
Il est en forme de banane avec les extrémités arrondies (corps en croissant de
Laveran) : bien qu’il soit intracellulaire, il déforme tellement l’hématie que les contours de
celle-ci deviennent à peine visibles voire invisibles.
4-Hématie parasitée :
Peut renfermer des granulations brunâtres, peu nombreuses, en coup d’ongle : les
taches de Maurer. Leur nombre augmente au cours du développement du parasite. Il n’y a
pas de modification de la taille et de la couleur de l’hématie parasitée.
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5-Aspect général du frottis :
En période d’accès palustre, on observe de nombreux trophozoïtes annulaires, tous à
peu près au même stade de développement ; les gamétocytes étant rares. En dehors des
accès (paludisme chronique) on observe peu de trophozoïtes et surtout des gamétocytes.
Différentes formes de Plasmodium falciparum
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I-2- Plasmodium vivax
1-Trophozoïte :
Jeune, il a une forme annulaire caractérisée par une mince bande de cytoplasme
bleu ; un noyau rouge. Agé, il prend une forme tourmentée (amiboïde) avec un cytoplasme
abondant ; un noyau unique.
2-Schizonte :
Est de grande taille, à contour plutôt polygonal. Le noyau est fragmenté en 12 à 20
mérozoïtes dispersés assez irrégulièrement dans le cytoplasme. Le pigment est ramassé au
centre.
3-Gamétocyte :
Globuleux, plus ou moins ovoïde, remplissant presque tout globule rouge. Le pigment
est abondant.
4-Hématie parasitée :
De grande taille et décolorée, souvent déformée. Contient généralement des
granulations de Schüffner brun rougeâtre, abondantes, fines et nettes. Parfois ces
granulations peuvent être peu visibles, surtout dans les hématies contenant de jeunes
trophozoïtes.
5-Aspect général du frottis :
Panaché : on y trouve en même temps trophozoïtes et schizontes.
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Différentes formes de Plasmodium vivax
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I-3- Plasmodium malariae
1-Trophozoïte :
Jeune, il ressemble assez à celui de P. vivax avec apparition très précoce de pigment
abondant.
Agé, il ne présente pas un aspect amiboïde aussi caractéristique, que chez P. vivax.
Par contre on rencontre fréquemment une forme dite « en bandelette » caractéristique.
C’est un trophozoïte allongé allant d’un bord à l’autre de l’hématie, avec 3 bandes
longitudinales plus ou moins parallèles, de chromatine nucléaire, de cytoplasme bleu et de
pigment noir.
2-Schizonte :
On compte en moyenne 6 à 8 noyaux, très régulièrement disposés à la périphérie (aspect
en marguerite). Le pigment est ramassé en un seul amas au centre.
3-Gamétocyte :
Ressemble beaucoup à celui de P. vivax, mais plus petit et plus pigmenté.
Assez rare dans le sang circulant.
4-Hématie parasitée :
Légèrement plus petite que les autres globules rouges mais d’aspect normal. Couleur
cuivrée et présentant quelques fois de fines granulations chamois, difficiles à mettre en
évidence : les pointillés de Ziemann.
5- Aspect général du frottis:
Panaché : on trouve en même temps trophozoïtes et schizontes. Il y a une grande
abondance de pigment.
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Différentes formes de Plasmodium malariae
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I-4- Plasmodium ovale
1-Trophozoïte :
Jeune, il ressemble à celui de P. vivax mais plus chargé en pigment. Son diamètre fait
le 1/3 de l’hématie et possède un gros noyau.
En vieillissant, il grossit et se déforme, sans toute fois prendre l’aspect amiboïde rencontré
chez P. vivax.
Agé, il ressemble plutôt à des trophozoïtes de P. malariae, mais est nettement plus
grand.
2- Schizonte :
Ressemble à celui de P malariae. Le nombre de mérozoïtes est en moyenne de 8 à 12.
3-Gamétocyte :
Ressemble beaucoup à celui de P. malariae, mais est un peu plus petit avec un gros
noyau.
4-Hématie parasitée :
Taille presque normale ou légèrement augmentée de volume, couleur pâle. En
général elle s’étire, s’ovalise (d’ou le nom de P. ovale), avec très souvent une extrémité
frangée. On observe des granulations analogues aux granulations de Schüffner de P. vivax,
mais plus précoce et encore plus marquées.
5-Aspect général du frottis :
Panaché : présence de trophozoïtes et de schizontes.
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Différentes formes de Plasmodium ovale
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I-5- Plasmodium knowlesi
C’est un parasite génétiquement proche de P. vivax mais morphologiquement proche de P.
malariae. Il a été découvert récemment chez l'Homme en Malaisie mais était connu
antérieurement chez le singe.
1-Trophozoïte :
Jeune, il ressemble assez à celui de P. falciparum avec une forme d’anneau de
cytoplasme très mince avec un noyau net, donnant l’aspect de « bague en chaton ». On
observe aussi des cas de polyparasitisme.
Agé, il ressemble à celui de P. malariae avec notamment une forme « en
bandelette ».
2-Schizonte :
Il ressemble à celui de P. malariae.
3-Gamétocyte :
Il ressemble à celui de P. malariae.
4-Hématie parasitée :
Contient des granulations de Schüffner.
5- Aspect général du frottis:
Panaché : on trouve en même temps trophozoïtes et schizontes. Il y a une grande
abondance de pigment.
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Trophozoïtes de P. knowlesi
Schizontes de P. knowlesi
Gamétocytes de P. knowlesi
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II- TRYPANOSOMES
II-1- Trypanosoma Brucei gambiense et T. B. rhodesiense
Ces deux espèces ont la même morphologie chez l’homme et sont responsables de la
trypanosomose humaine africaine ou maladie du sommeil.
Sur frottis sanguin coloré au Giemsa ou MGG, ils se présentent sous la forme
trypomastigote, libre. Ils mesurent 30 µm de long mais sont parfois plus court, 15 à 20 µm.
Le noyau est arrondi, subcentral, coloré en rouge et le cytoplasme coloré en bleu. Il possède
un kinétoplaste subterminal coloré d’où part le flagelle qui forme la membrane ondulante.
Ce flagelle devient libre dans sa partie distale.
Trypanosoma gambiense dans le sang
II-2- Trypanosoma crusi
C’est l’agent responsable de la trypanosomose humaine américaine ou maladie de Chagas.
T. cruzi est morphologiquement différent des deux précédents. Dans le sang circulant, on le
voit sous la forme Trypanosoma : corps cellulaire long et trapu (20 µm), membrane
ondulante peu plissée (1 à 2 ondulations), blépharoplaste volumineux, ovoïde, soulevant la
membrane cellulaire à son extrémité postérieure.
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III- LEISHMANIES
La forme amastigote est celle qui est retrouvée dans les cellules histiocytaires de l’homme et
les macrophages. Après coloration au MGG, elle se présente comme un élément de 2 à 6 µ,
arrondi ou ovalaire ou en forme de navette, à cytoplasme bleu pâle, à noyau rouge claire. A
côté du noyau on note la présence d’un embryon de flagelle intracellulaire qu’on appelle le
rhizoplaste. Cet embryon part d’un élément bacilliforme appelé kinétoplaste.
Différentes formes de leishmanie
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IV- MICROFILAIRES SANGUICOLES
-1- Filaires pathogènes
1-Wuchereria bancrofti
- Présence d’une gaine bien colorable, dépassant largement l’avant et l’arrière du corps.
- Elles sont à périodicité nocturne avec un optimum entre 22 h et 2 h du matin. Le jour elles
séjournent dans les poumons.
- Taille : 250 à 300 µm / 8 µm en moyenne.
- Allure généralement arabesques, dans les frottis colorés.
- Noyaux somatiques : petits, nombreux, ronds ou légèrement polyédriques, à contours nets,
bien séparés les uns des autres, s’arrêtant avant l’extrémité postérieure effilée (noyaux subterminaux) ; couleur pourpre.
- Souvent vers le milieu du corps il existe une masse colorée en rouge : le corps interne de
Masson
- L’espace céphalique est court (4 µm)
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2-Brugia malayi
- Elles sont aussi nocturnes
- Taille : 250 x 6 µ
- Gaine très importante
- Allure tortillée
- Noyaux : nombreux, peu distincts se chevauchant
-
Le
corps
-
L’extrémité
interne est bien visible en 3 masses
postérieure légèrement renflée. Existence d’un noyau
terminal
nettement séparé des autres.
-
céphalique est long (6 µ)
L’espace
3-Loa loa
-
Périodicité diurne
-
Taille : 300 x 8 µm
-
Gaine : présence, mais peu colorable au Giemsa.
-
Aspect général d’un filament ondulé.
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-
Noyaux somatiques : gros, irréguliers et se chevauchent. Couleur violette.
-
Le corps interne est invisible.
-
L’extrémité postérieure est effilée. Les noyaux somatiques sont terminaux.
-
L’espace céphalique est long (6 µm).
4-Onchocerca volvulus
C’est une microfilaire habituellement retrouvée dans le derme. Mais après
administration de la Notezine® elle peut se retrouver dans le sang.
-
C’est une microfilaire apériodique.
-
Elle est toujours dépourvue de gaine.
-
Elle mesure environ 300 µm / 5-8 µm. Elle est mobile à frais.
-
L’extrémité antérieure est dilatée, ce qui la différencie des autres microfilaires
pouvant se rencontrer chez l’homme.
-
L’espace céphalique est long (entre 8 et 10 µm).
-
Le corps interne est non colorable par le MGG ou Giemsa.
-
Les noyaux somatiques sont gros, ovoïdes et se chevauchent. Ils sont colorés en
violet.
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-
L’extrémité postérieure est peu recourbée (en crosse) et ne contient pas de noyaux
somatiques (noyaux sub-terminaux).
IV-2- Filaires non pathogènes
Ces microfilaires sont apériodiques.
1-Mansonella perstans (Dipetalonema perstans)
- Taille : 200 x 5 µm.
- Corps interne : invisible
- Noyaux somatiques : allongés, nombreux, à contours peu nets si bien que parfois on a
l’impression qu’il n’y a pas de noyaux, mais une forme plus ou moins uniforme.
- L’extrémité postérieure est très caractéristique : arrondie en « doigt de gant ».
- L’espace céphalique est court (3 µm).
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2-Mansonella ozzardi
- Taille : 200 x 5 µm
- Noyaux somatiques, petits, ovoïdes, réguliers, se chevauchent. Ils sont terminaux.
- Corps interne : absence
- L’extrémité postérieure est effilée.
- L’espace céphalique est court (3 µm).
Mansonella ozzardi
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Morphologie générale d’une microfilaire
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DESCRIPTION MORPHOLOGIQUE DES PARASITES INTESTINAUX
I- ŒUFS D’HELMINTHES
Les helminthes sont constitués par les nématodes, les trématodes et les cestodes.
I-1- Œufs de Nématodes
Ce sont les œufs d’ascaris, de trichocéphale, d’oxyure, d’ankylostomes et de
Trichostrongylus.
 Œufs d’Ascaris
1-Ascaris lumbricoïdes (Ascaris)
L’œuf se présente sous trois aspects
a-Oeuf fécondé typique
Forme : ovoïde, quelques fois presque sphérique
Taille : 50-60 µm / 40-50 µm
Couleur : jaune marron plus ou moins foncé
Contenant : double coque épaisse, l’une externe épaisse et mamelonnée et l’autre interne,
très épaisse, lisse, jaune et pâle.
Contenu : une seule cellule arrondie d’aspect granuleux ne remplissant pas la totalité de la
cavité de la coque.
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Œuf d'Ascaris typique
b-L’œuf fécondé sans coque externe
Œuf identique au précédent mais dépourvu de sa coque externe donc apparaissant comme
un élément ovoïde de dimension plus réduite (30-40 µm)
c-L’œuf non fécondé
Forme : irrégulier en baguette, en bouillie ou en triangle avec parfois des pôles plus étroits
Taille : 80-100 µm / 50-60 µm
Couleur : jaune ou brun clair
Contenant : la coque externe est mince avec quelques élevures à peine marquées ; sa coque
interne est souvent mince
Contenu : granulations réfringentes grossières de toute taille, réparties dans la totalité de la
cavité.
2-Trichuris trichiura (Trichocéphale)
Forme : en citron allongé avec un bouchon muqueux clair à chaque pôle
Taille : 50-60 µm / 25 µm
Couleur : brun foncé
Contenant : double coque épaisse et lisse
Contenu : masse embryonnaire finement granuleuse, ovale ou légèrement rectangulaire ;
souvent un espace clair autour de la coque
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Œuf de Trichocéphale
3-Enterobius vermicularis (Oxyure)
Forme : allongé, asymétrique avec une face plane et une face convexe
Taille : 50-60 µm / 30 µm
Couleur : transparent et incolore
Contenant : coque simple assez lisse épaisse
Contenu : embryon à différents stades :
-
embryon gyriniforme en forme de G remplissant complètement l’œuf
-
embryon vermiforme constitué d’un petit ver replié sur lui-même mobile et prêt à
éclore.
Œuf d'oxyure
4-Ancylostoma duodenale et Necator americanus (Ankylostomes)
Forme : ovale
Taille : 50-70 µm / 45 µm
Couleur : incolore, très transparent
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Contenant : coque très mince, très lisse
Contenu : au centre de l’œuf, un massif embryonnaire constitué de grosses cellules
arrondies et granuleuses (les blastomères), laissant un large espace entre la coque et lui. A la
ponte le nombre de blastomères est de 4 pour A.duodenale et de 8 pour N. americanus.
Le diagnostic différentiel entre les deux espèces ne se fait pas sur les œufs mais après
coproculture sur les larves strongyloïdes.
Œuf de type ankylostomidé
5-Trichostrongylus sp.
Forme : ovale assez allongée, légèrement asymétrique, avec un côté plat et un côté bombé ;
l’un des pôles est plus aminci que l’autre
Taille : 80-100 µm / 40 µm
Couleur : transparent (type ankylostomidés)
Contenant : coque mince lisse
Contenu : massif embryonnaire de 16 à 32 blastomères
B-TREMATODES
1-Bilharzies
a-Schistosoma haematobium
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Rarement retrouvé dans les selles. Œufs à rechercher dans les urines
Forme : ovale allongée, présence d’un éperon terminal dont la pointe épouse souvent la
base de l’œuf
Taille : 120-150 µm / 50-65 µm
Couleur : incolore transparent dans les urines, légèrement plus coloré dans les selles
Contenant : coque lisse peu épaisse
Contenu : embryon cilié (le miracidium)
Œuf de Schistosoma haematobium
b-Schistosoma mansoni
Forme : ovale, une extrémité plus rétrécie que l’autre ; près de l’extrémité la plus large se
trouve un éperon latéral trapu à large base très pointue
Taille : 150 µm / 60 µm
Couleur : jaune clair transparent
Contenant : coque peu épaisse réfringente assez rugueuse
Contenu : embryon cilié (le miracidium)
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Oeuf de Schistosoma mansoni
c-Schistosoma intercalatum
Forme : en fuseau assez allongé avec un pôle à éperon terminal, le pôle opposé ayant un
aspect allongé et arrondi
Taille : 140-240 µm / 50-85 µm
Couleur : incolore transparent
Contenant : coque lisse mince jaune clair quelques fois brunâtre présentant un
épaississement bilatéral dans sa partie médiane
Contenu : miracidium cilié
Oeuf de Schistosoma intercalatum
d-Schistosoma japonicum
Forme : ovale très arrondie, presque sphérique avec un petit éperon latéral court à
extrémité arrondie quelques fois difficile à voir
Taille : 70 µm / 50 µm
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Couleur : incolore à contour légèrement jaune clair
Contenant : coque mince
Contenu : miracidium cilié
Œuf de Schistosoma japonicum
2-Les douves
a-Fasciola hepatica ou Faciola gigantica (Grande douve du foie)
Forme : ovale très régulière ; à un des pôles on voit quelques fois assez difficilement un
opercule en coup d’ongle ne déformant pas le contour de l’œuf
Taille : 140 µm / 80 µm (F. hepatica)
190 µm / 90 µm (F. gigantica)
Couleur : jaune marron
Contenant : coque assez épaisse en général lisse
Contenu : œuf non embryonné à la ponte ne renfermant qu’une masse de cellules vitellines
qui remplit entièrement sans laisser d’espace vide
Œuf de Fasciola gigantica
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b-Dicrocoelium dendriticum (Petite douve du foie)
Forme : œuf asymétrique avec une face plate et une face convexe muni d’un opercule à un
des pôles
Taille : 40 µm / 25 µm
Couleur : brun foncé
Contenant : coque lisse épaisse non déformée par l’opercule
Contenu : si œuf en transit : embryon à tous les stades évolutifs possibles, depuis la morula
des cellules indifférenciées jusqu’au stade le plus avancé.
Remarque : Si œuf de parasitisme vrai : un embryon cilié complètement formé (œufs tous au
même stade évolutif)
Œuf de Dicrocoelium dendriticum
c-Fasciolopsis buski
Forme : ovale à forme arrondie
Taille : 125 µm / 80 µm
Couleur : brunâtre
Contenant : coque lisse très mince, opercule petit ne déformant pas le contour de l’œuf ; au
pôle opposé à l’opercule se trouve une sorte de cicatrice
Contenu : amas de grosses cellules vitellines à centre clair bien visible remplissant
entièrement l’œuf.
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Œuf de Fasciolopsis buski
d-Clonorchis sinensis (Douve de Chine)
Forme : aspect typique en bouteille avec une extrémité renflée et l’autre allongée
Taille : 25-30 µm / 15 µm
Couleur : jaune clair transparent
Contenant : coque mince présentant souvent des aspérités à sa surface, déformé au pôle
étroit par l’opercule qui déborde largement « en couvercle de soupière » ; l’autre extrémité
présente une petite pointe bien visible
Contenu : embryon cilié (œuf fécondé) ou contenu granuleux réfringent (œuf non fécondé).
Œuf de Clonorchis sinensis
e-Opistorchis felineus
Forme : en bouteille à col rétréci comme la douve de Chine mais plus allongée et moins
ventrue que cette dernière
Taille : 30 µm / 15 µm
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Couleur : jaune très clair
Contenant : coque mince moins rugueuse que celle de la douve de Chine ; pas de petite
pointe au pôle opposé à l’opercule
Contenu : embryon cilié à organes asymétriques (œuf mûr) ou massif granuleux amorphe
(œuf dégénéré)
Œuf de Opistorchis felineus
f-Paragonimus sp. (Douve du poumon)
Forme : ovale, arrondi du côté de l’opercule plus ou pointu du côté opposé
Taille : 80-100 µm / 50-60 µm selon les espèces
Couleur : jaune or transparent
Contenant : coque assez mince, épaisse au pôle opposé à l’opercule ; l’opercule est peu
marqué, il existe cependant un léger rebord quelques fois très discret qui fait apparaître le
clapet plus petit
Contenu : entièrement rempli de grosses cellules vitellines avec au centre une zone claire.
Œuf de Paragonimus sp
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C-CESTODES
1-Diphyllobotrium latum (Bothriocéphale)
Forme : ovale régulier à pôle arrondi muni d’un clapet ne déformant pas le contour de l’œuf
Taille : 60 µm / 50 µm
Couleur : jaune clair transparent
Contenant : coque mince et lisse ; opercule à peine visible en coup d’ongle, le clapet peut
manquer car l’œuf est assez fragile
Contenu : entièrement rempli de cellules vitellines entourant une grosse cellule
embryonnaire ovale.
Oeuf de Diphyllobotrium latum
2-Hymenolepis nana
Forme : arrondie
Taille : 40-50 µm de diamètre
Couleur : incolore et transparent
Contenant : double coque ; l’une externe mince et incolore, l’autre mince et incolore avec
deux (2) pôles pointus. Entre ces 2 coques, un grand espace clair où se répandent des
filaments polaires ou chalaze partant des deux pôles de l’embryon
Contenu : un embryon à 6 crochets (hexacanthe) incolore
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Œuf de Hymenolepis nana
3-Hymenolepis diminuta
Forme : arrondie
Taille : 70 µm de diamètre
Couleur : incolore et transparent
Contenant : double coque ; mais la coque externe est très rarement visible ; la coque interne
est incolore et légèrement épaisse. Absence de filaments polaires
Contenu : un embryon à 6 crochets (hexacanthe) transparent
Œuf de Hymenolepis diminuta
4-Dipylidium caninum
Forme : arrondie
Taille : 40 µm de diamètre
Couleur : transparent ou jaune clair
Contenant : deux coques minces laissant entre elles un grand espace. Les œufs sont toujours
réunis par groupe de 10 à 30 dans une capsule ovigère
Contenu : un embryon hexacanthe transparent
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Œuf de Dipylidium caninum
5-Taenia saginata et Tænia solium
Forme : arrondie ou ovale
Taille : 50 µm de diamètre si l’enveloppe externe est présente et 30 µm s’il ne reste que
l’embryophore
Couleur : marron foncé
Contenant : la coque de l’œuf comprend 2 parties : la plus externe très rarement présente
est mince et séparée de la deuxième par un grand espace ; l’interne appelée aussi
embryophore parce qu’elle renferme l’embryon. Et c’est le plus souvent la seule visible, elle
est épaisse et très foncée, striée radialement en rayons de roue.
Contenu : un embryon hexacanthe
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Embryophore de Taenia sp
II-DESCRIPTION DES LARVES D’HELMINTHES
Les larves d’helminthes retrouvées dans les selles sont les larves d’anguillules et
d’ankylostomes. Ces larves appartiennent à deux types correspondant à des stades
successifs du développement embryonnaire :
-
les larves rhabditoïdes à double renflement oesophagien : l’un antérieur allongé,
l’autre postérieur court et renflé
-
les larves strongyloïdes à œsophage plus ou moins cylindrique.
A-LES LARVES RHABDITOIDES
C’est la forme habituelle d’élimination dans les selles de Strongyloïdes stercoralis. Les larves
rhabditoïdes d’ankylostomidés peuvent s’y trouver au bout de 24 à 48 heures, parfois moins.
1-Taille
250 à 300 µm / 15 µm
2-Mobilité
Grande. Se méfier des larves immobiles : ne pas prendre les éléments non parasitaires
allongés (poils végétaux) pour des larves.
3-Morphologie
Il est difficile de différencier les larves rhabditoïdes de Necator americanus et de celles
d’Ancylostoma duodenale. En revanche, le diagnostic différentiel avec les larves d’anguillules
est aisé.
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Page 155
Diagnose des larves rhabditoïdes
Caractères différentiels
Anguillule
Ankylostomidés
bouche et le début de l’œsophage)
Courte (3 – 5 µm)
Longue (15 µm)
Extrémité postérieure
Courte
Longue et effilée
Cavité buccale (espace compris entre la
Ebauche génitale (masse réfringente Grosse
située vers la moitié du corps)
et
bien
nette
(déforme le tube digestif) A peine visible
A
B
A. larve rhabditoide d’anguillule
B. larve rhabditoide d’ankylostomidé
B-LARVES STRONGYLOIDES
On les retrouvera dans les coprocultures au bout de 2 à 7 jours. C’est sur les larves
strongyloïdes que se fait le diagnostic différentiel de Necator americanus et de
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Ancylostoma duodenale
1-Taille
500 µm
2-Mobilité
Très grande
3-Morphologie
Diagnose des larves rhabditoïdes
Caractères
Strongyloïdes
Ancylostoma
Necator
différentiels
stercoralis
duodenale
americanus
Fine
Epaisse
Epaisse
Absente (présente en
Présente
Présente
cas de larves non
Peu striée
Très striée
Aspect général
Gaine
infestantes)
Stylets buccaux
Absent
Petits
Gros
Oesophage
Long (1/2 du corps)
Court (1/4 du corps)
Court (1/4 du corps)
Extrémité postérieure
Tronquée : 2 pointes
Effilée
Effilée
(bifides)
Extrémité arrondie
Extrémité pointue
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III- DESCRIPTION DES KYSTES ET FORMES VEGETATIVES DE PROTOZOAIRES
INTESTINAUX
Les protozoaires sont des parasites du règne animal. Ils sont constitués d’une seule cellule et
sont doués de mouvements. Les protozoaires susceptibles de parasiter l’homme
appartiennent à quatre classes :
-
Rhizopodes
-
Flagellés
-
Sporozoaires
-
Ciliés
III-1- LES AMIBES
Les amibes se présentent sous 2 formes :
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Page 158
-
les formes végétatives : élastiques et déformables et mobiles dans les
selles plus ou moins liquides. Ce sont les formes de division du parasite
-
le kyste : non mobile et non déformables. Ce sont les formes de
résistance et de dissémination
Les espèces d’amibe parasites de l’homme sont groupées en 4 genres définis
d’après la structure très différente de leur noyau.
Genre Entamoeba :
Le noyau est caractérisé par : une membrane nucléaire fine plus ou moins arrondie
et cette membrane nucléaire est tapissée de la chromatine périphérique qui est plus ou
moins régulièrement disposée et également la présence d’un caryososme plus ou moins
central et ponctiforme.
Espèces : E. histolytica (morphologiquement =) à E. dispar
E. coli
E. hatmanni
E. polecki
Genre Iodamoeba (Pseudolimax) :
Le noyau est caractérisé par une membrane nucléaire très mince, à peine visible. Il
n’y a pas de chromatine périphérique. On note la présence d’un caryosome volumineux
entouré de granules achromatiques ; caryosome central ou accolé à la membrane nucléaire.
Genre Endolimax :
Le noyau est caractérisé par une membrane nucléaire fine, avec un gros caryosome
soit central soit en croissant. Parfois on n’aperçoit presque pas la membrane nucléaire mais
plutôt une grosse tâche représentant le caryosome.
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Genre Dientamoeba : (n’est plus considéré comme une amibe)
Membrane nucléaire fine, caryosome formé de 3 ou 4 granulations. 1 ou 2 noyaux ;
si 2 noyaux, ils sont reliés par un fin filament.
Une forme végétative d’amibe est caractérisée par 2 parties :
-
une partie externe appelée Ectoplasme et
-
une partie interne appelée Endoplasme.
L’endoplasme peut être sale, finement granuleux selon les différentes espèces.
Dans cet endoplasme, on va distinguer le noyau unique qui peut être ou non visible à l’état
frais. On y distingue également des vacuoles, des inclusions diverses et dans le cas particulier
de E. histolytica, des hématies.
L’identification d’une forme végétative d’amibe exige l’étude de la structure fine du
noyau soit après coloration par le MIF (Merthiolate Iode formol), soit après coloration à
l’hématoxilline ferrique.
L’examen direct entre lame et lamelle dans de l’eau physiologique permettra
de noter:
- la taille du parasite et cette taille se mesure sur les parasites fatigués peu ou
pas mobiles
- la forme du parasite, sa mobilité, comment il se déplace, le nombre de
pseudopodes émis (un ou plusieurs), la forme et la taille de ces pseudopodes
- la nette distinction entre l’ectoplasme et l’endoplasme
- si l’endoplasme renferme des granulations, de nombreuses vacuoles,
- si le noyau est visible ou non à l’état frais
En pratique courante, l’identification d’une forme végétative d’amibe s’effectue en
deux temps :
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-
l’examen à l’état vivant
-
l’examen au MIF coloration

Examen à l’état vivant :
Dans une goutte de soluté physiologique, entre lame et lamelle, le plus vite possible après
l’émission des elles, et après avoir réchauffé légèrement la préparation (par exemple au
dessus de la veilleuse d’un bec bunsen).
C’est ainsi que s’effectue la recherche et l’étude de la mobilité qui permet déjà d’orienter le
diagnostic.

Examen au MIF (Pour l’étude de la morphologie)
Lorsqu’on a l’habitude de cette coloration, elle permet d’effectuer la presque totalité des
identifications. Ce n’est qu’exceptionnellement, pour le diagnostic d’une forme naine
d’Entamoeba coli par exemple, que l’on aura recours à l’hématoxyline ferrique.
On devra :
 mesurer la taille de l’amibe
 noter :
-
la forme des pseudopodes (grêles, épais, en « boule », en « doigt de gant »),
-
l’aspect du cytoplasme (granuleux, hyalin ou réticulé, avec ou sans différenciation
endo-ectoplasmique nette),
-
la présence de vacuoles avec leur aspect (taille, forme, inclusions)
-
la morphologie du noyau : présence ou non de chromatine périphérique et sa
répartition, aspect du caryosome.
Quand au diagnostic des kystes :
On peut les trouver à l’examen direct, au MIF, ou à l’enrichissement. Leur étude s’effectue
dans le lugol ou dans le MIF. Dans ce dernier colorant, les kystes mûrs apparaissent souvent
en blanc sur le fond rose de la préparation, la membrane étant devenue plus ou moins
imperméable. Au contraire, les kystes immatures sont le plus souvent colorés. Dans les
noyaux, la chromatine, réfringente, apparaît noire ou rouge foncé.
On devra :

mesurer la taille du kyste,
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
noter :
o l’aspect de la membrane (double ou simple, plus ou moins épaisse et
réfringente)
o la présence éventuelle d’inclusions (vacuoles, corps sidérophiles) et leur
aspect,
o le nombre de noyaux et leur morphologie (taille, chromatine périphérique,
caryosome difficile à voir)
1-Entamoeba histolytica
a-Forme végétative minuta
Non pathogène, la plus fréquente dans nos régions.
Taille : 10 à 15 µm ; mais aussi naines (à ne pas confondre avec Entamoeba hartmanni).

Examen à l’état vivant
Aspect cytoplasme : l’ectoplasme, hyalin, et l’endoplasme, finement granuleux, sont
nettement séparés. Les vacuoles, quand elles existent, sont petites et ne contiennent jamais
de grosses particules.
Noyau : non visible à l’état frais
Mouvement : en général assez vif. Cependant E. histolytica peut n’être que faiblement
mobile et même immobile, surtout si on néglige de réchauffer la préparation.
Ce mouvement a été comparé au glissement d’une limace : l’amibe émet un long
pseudopode assez grêle, ne renfermant que l’ectoplasme et elle avance dans sa direction par
un mouvement de halage. Lorsque toute l’amibe est passée dans le pseudopode, un
nouveau pseudopode est émis dans la même direction. Ainsi, l’amibe avance de façon plus
ou moins rectiligne.

Examen au MIF
Aspect cytoplasme : ectoplasme et endoplasme nettement différencié :
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L’endoplasme apparaît le plus souvent comme finement réticulé. Très souvent, l’amibe a été
fixée en plein mouvement et le pseudopode est visible.
Noyau : sa structure est assez longue à apparaître. Pour avoir de belles images, il est
préférable de regarder les préparations au bout de 24 heures. Il mesure 3 à 4 µm.
La chromatine est bien circulaire ; le noyau est bordé d’un liséré net et foncé, parfois plus
épais d’un côté (structure en croissant) ou bien apparaît à la périphérie comme un très fin
pointillé. Cette structure pointillée se rencontre surtout chez les amibes présentant un début
de lyse, comme par exemple, lorsque le MIF n’a pu être pratiqué tout de suite.
Le caryosome est noir ponctiforme, avec des limites bien nettes. Souvent, il se trouve en
position centrale.
Forme végétative minuta d’Entamoeba histolytica
b-Forme végétative histolytica
Hématophage, seule forme de l’amibe dysentérique.
C’est elle qu’on trouve au cours de la crise de dysenterie amibienne. Elle est rarissime dans
nos régions.
On la recherche dans les glaires sanguinolentes rejetées par les malades, où elle peut être
abondante.
Taille : très variable de 15 à 40 µm

Examen à l’état vivant
Aspect : Le cytoplasme contient des hématies à divers degrés de digestion.
Mouvement : comparable à celui de la forme minuta mais plus actif.
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Attention : Cette forme, très fragile résiste mal à la dessiccation. Si on veut observer ces
amibes bien mobiles, il convient d’examiner les selles dès leur émission.

Examen au MIF
L’aspect est comparable à celle de la forme minuta, mais :
-
Le cytoplasme contient des hématies, parfois très nombreuses qui apparaissent en
rouge plus ou moins intense selon leur degré de digestion.
-
Chez les amibes en voie de lyse, des vacuoles claires apparaissent ; le noyau est
gonflé
-
Forme végétative histolytica
-
La chromatine apparaît comme un fin piqueté et le caryosome devient moins visible.
c-Kyste
Taille : 10 à 15 µm
Généralement bien arrondi
Membrane : mince peu réfringente.
Cytoplasme : hyalin.
Renferme parfois, surtout chez les kystes immatures des inclusions sidérophiles, en
bâtonnets épais, à extrémités arrondies. Ces inclusions sont bien visibles à frais. Dans les
kystes à 4 noyaux on n’en trouve généralement qu’une.
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Noyaux : 4 chez le kyste mûr (mais certains peuvent en contenir plus : 6 et même 8). Très
peu visibles à l’état frais. Apparaissent bien au MIF et leur structure est semblable à celle
du noyau du trophozoïte (forme végétative).
Kyste immature :
-
Forme prékystique : amibe avec un cytoplasme hyalin et un gros noyau ;
-
Kyste à un noyau : contient souvent une grosse vacuole colorable par l’iode (ne pas
confondre avec Pseudolimax : l’étude de la structure du noyau permet de faire le
diagnostic différentiel. Le noyau est très gros.
-
Kyste à 2 noyaux : si la vacuole existe, les deux noyaux se trouve généralement d’un
même côté.
Formes kystiques d’ Entamoeba histolytica
2-Entamoeba coli
a-Forme végétative
Taille : 20 à 30 µm
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Mais aussi formes naines de moins de 15 µm (à ne pas confondre avec E. histolytica).

Examen à l’état frais
Aspect : apparaît comme un globule assez réfringent
Cytoplasme : On distingue plus ou moins nettement :
-
l’ectoplasme, hyalin, surtout individualisé au niveau des pseudopodes qui ne
renferment pas d’endoplasme.
-
l’endoplasme : granuleux, sale, avec de grosses vacuoles qui peuvent renfermer des
éléments de toute sorte : bactéries, cellules, fragments végétaux, flagellés et parfois
un parasite : Sphaeria qu’on trouve également, mais plus rarement chez d’autres
amibes.
Noyau : assez gros, visible à l’état frais : on voit nettement la chromatine périphérique et
même le caryosome.
Mobilité : nulle ou faible ; émission de gros pseudopodes courts, arrondis, 1 ou 2 à la fois,
rarement plus changeant sans cesse de direction, ce qui aboutit à un mouvement
désordonné.

Examen au MIF
Cytoplasme : ectoplasme et endoplasme assez visibles, surtout au niveau des pseudopodes.
Noyau : de 5 à 6 µm. Chromatine périphérique épaisse, avec de gros renflements irréguliers,
en nœuds. Souvent déformé : aspect en « ballon dégonflé ».
Caryosome : gros, grisâtre, à contours flous, souvent excentré.
Forme végétative de Entamoeba coli
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b-Kyste
Taille : 15 à 20 µm, parfois plus selon le degré de maturité
Forme : Généralement arrondi, mais souvent déformé et plus ou moins ovalisé, d’aspect
brillant.
Attention aux kystes de la forme naine (moins de 15 µm).
Membrane : épaisse, très fortement réfringente, à double contour plus ou moins visible.
Cytoplasme : hyalin (avant de s’enkyster, l’amibe rejette ses inclusions).
Parfois une ou plusieurs inclusions sidérophiles : ces inclusions, colorées en foncé par le MIF,
se présentent comme des bâtonnets fins, pointus aux extrémités. Elles sont plus fréquentes
chez les kystes immatures que les kystes mûrs.
Noyaux : 8 chez le kyste mûr (parfois plus), même aspect que celui du trophozoïte.
Kyste immature :
-
-
à 1 noyau : le plus souvent présence d’une grosse vacuole, noyau gros, gonflé
à 2 noyau : dans ce cas, les noyaux sont souvent situés de part et d’autre de la
vacuole, écrasés contre la paroi du kyste ; souvent un des noyaux est plus avancé que
l’autre : son aspect gonflé avec un caryosome peu visible indique qu’il est prêt à se
diviser
à quatre noyaux : contient parfois un reste de vacuole.
Contenu:
a) Kyste jeune à 1 noyau: noyau gros, visible, repoussé vers la périphérie par une grande
vacuole iodophile (qui n'existe pas toujours).
E. coli : kyste jeune à 1 noyau
b) Kyste jeune à deux noyaux: les 2 noyaux sont gros, placés de façon diamétralement
opposée de part et d'autre de la vacuole iodophile, tout contre la coque du kyste.
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E. coli : kyste jeune à 2 noyaux
c) Kystes jeunes à 4 noyaux: vacuole iodophile disparue. 4 noyaux groupés en amas au
centre du kyste. Ils sont gros, à contours irréguliers et leur caryosome est volumineux, formé
de plusieurs grains. Ils sont visibles à frais.
E. coli : kyste jeune à 4 noyaux
d) Kystes mûrs à 8 noyaux: coque très épaisse, très nette. Contenu hyalin où on peut
compter 8 noyaux. Noyaux petits à caryosome également petit.
Formes kystiques mûre d’ Entamoeba coli à 8 noyaux
3-Entamoeba hartmanni
a-Forme végétative
Taille : 3 à 10 µm, pratiquement 9 µm représente la limite de taille entre Entamoeba
hartmanni et Entamoeba histolytica.
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
Examen à l’état vivant
Aspect : noyau invisible.
Cytoplasme : avec nombreuses petites vacuoles contenant des inclusions.
Mouvement : assez vif, plus ou moins rectiligne. Pseudopodes longs et fins.

Examen au MIF
Cytoplasme : les vacuoles avec leurs inclusions sont bien visibles, l’amibe est souvent fixée
au moment de l’émission du pseudopode.
Noyau : petit (2 ou 3 µm), rapport nucléo-cytoplasmique inférieur à celui d’Entamoeba
histolytica. Sa structure rappelle celle d’E. histolytica, avec son caryosome ponctiforme et
souvent central. Cependant, la chromatine périphérique est plus grossière.
Forme végétative d’ Entamoeba hartmanni
b-Kyste
Taille : 3 à 10 µm, généralement arrondi
Membrane : mince
Cytoplasme : contient souvent plusieurs inclusions même dans les kystes à 4 noyaux. Parfois
présence d’inclusions sidérophiles d’aspect comparable à celles d’E. histolytica. Sa structure
est comparable à celle du trophozoïte.
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Forme kystique d’ Entamoeba hartmanni
4-Endolimax nana
a-Forme végétative
Taille : 5 à 10 µm, parfois plus grande.

Examen à l’état vivant
Aspect et mobilité: mouvements assez vifs mais non directionnels, avec plusieurs
pseudopodes, émis à la fois, se présentant comme des boursouflures arrondies et hyalines à
la périphérie de l’amibe.

Examen au MIF
Cytoplasme : finement granuleux.
Certaines amibes sont arrondies, d’autres montrent les pseudopodes hyalins décrits plus
haut. Les vacuoles, quand elles existent, sont toujours petites et ne renferment que des
micro-inclusions. Si elles sont nombreuses l’amibe prend un aspect dit « en sac de billes ».
Noyau : pas de chromatine périphérique. Le caryosome apparaît comme une grosse masse
sombre au centre ou comme un croissant épais à la périphérie.
Forme végétative d’ Endolimax nana
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b-Kyste
Rond ou le plus souvent ovale.
Taille : 6 à 10 µm.
Membrane : fine et peu réfringente.
Cytoplasme : 4 dans le kyste mûr, plus ou moins visibles à frais mais toujours nets au MIF.
Leur structure est comparable à celle décrite chez la forme végétative. Souvent très petits et,
dans les kystes ovales, groupés par paire à chaque extrémité.
Formes kystiques de Endolimax nana
5-Dientamoeba fragilis
a-Forme végétative
Taille : très variable, de 3 à 20 µm, et cela même dans un même champ. Le plus souvent très
abondantes.

Examen à l’état vivant
Aspect : noyau invisible à frais.
Mouvement : caractéristique si on prend la précaution de réchauffer la préparation.
Emission d’un pseudopode nettement frangé à son extrémité, se déplaçant tout autour de
l’amibe si bien que celle-ci reste quasiment immobile.
C’est une amibe très résistante, persistant longtemps dans les selles après leur émission.
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
Examen au MIF
Aspect : arrondi
Cytoplasme : finement granuleux.
Chez les amibes vivaces : pas de vacuoles nettes, inclusions de petite taille (bactéries),
apparition de grosses vacuoles dans les amibes en voie de lyse.
Noyau : classiquement 2 noyaux chez la plupart des individus mais, en fait, ces noyaux ne
sont pas toujours très visibles au MIF : le plus souvent, ils apparaissent « en négatif » (taches
orangées plus claires que le cytoplasme). Parfois, pourtant, ils sont plus nets (surtout chez
les amibes en voie de lyse) et la structure apparaît telle qu’elle a été décrite sur des
préparations colorées à l’hématoxyline : pas de chromatine périphérique, 3 ou 4
granulations sombres au centre, fin filament reliant deux noyaux.
Forme végétative de Dientamoeba fragilis
b-Pas de forme kystique
6-Pseudolimax butschlii
Taille : 8 à 15 µm.

Examen à l’état vivant
Aspect : noyau plus ou moins visible.
Vacuoles et inclusions abondantes.
Mouvement : pseudopodes fins et allongés (en «doigt de gant ») chez l’amibe récemment
émise, courts et épais (en « boules ») chez l’amibe « fatiguée » (ne pas confondre avec
Endolimax nana). Pas de déplacement directionnel.
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Amibe très fragile : dans une selle contenant des Pseudolimax il existe toujours une forte
proportion d’individus plus ou moins lysés.

Examen au MIF
Cytoplasme : granuleux, avec de nombreuses vacuoles, parfois en « billes » comme celles
d’Endolimax nana.
Noyau : pas de chromatine périphérique, mais la membrane nucléaire est souvent bien
marquée.
Le caryosome apparaît comme un gros grain, jaunâtre, très réfringent, le plus souvent
allongé et généralement excentrique, et même collé contre la membrane.
Forme végétative de Pseudolimax butschlii
b-Kyste
Taille : 10 à 15 µm. Parfois rond souvent très déformé.
Membrane : nette et bien réfringente.
Cytoplasme : finement granuleux, avec une grosse vacuole se colorant en brun par le lugol
(vacuole iodophile).
Noyau : un seul. Caryosome encore plus réfringent que chez la forme végétative.
Forme kystique de Pseudolimax butschlii
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Page 173
III-2--LES FLAGELLES
Les flagellés les plus fréquemment rencontrés dans les selles sont :
Giardia intestinalis,
Chilomastix mesnili,
Trichomonas intestinalis
Le diagnostic des formes végétatives de flagellés s’effectue essentiellement :

A l’état frais. Il s’appuie sur l’étude :
-
de la taille et de la forme générale
-
du nombre de flagelles, faciles à compter sur les individus ralentis
-
de l’existence d’autres organites : membrane ondulante, axostyle, noyaux visibles sur
le flagellé vivant, cytostome.
-
du mouvement, les différents flagellés possédant souvent une démarche
caractéristique.
Supprim 2 lignes

Au MIF
-
les Trichomonas disparaissent ou deviennent méconnaissables,
-
les Enteromonas et les Embadomonas sont difficiles à retrouver du fait de leur petite
taille et de leur coloration plus ou moins uniforme.
Cependant, les flagelles sont bien visibles.
-
Les Giardia et les Chilomastix se colorent bien et sont faciles à identifier.
Le diagnostic des kystes, souvent aisé même sans coloration, s’effectue très facilement au
MIF.
Les flagellés les plus fréquemment rencontrés dans les selles sont : Giardia intestinalis,
Trichomonas intestinalis, Embadomonas intestinalis, Trichomonas hominis.
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Page 174
1-Giardia intestinalis
a-Forme végétative
Taille : 15 à 20 µm

Examen à l’état vivant
Aspect : très caractéristique
-
De face : aspect en « masque », piriforme, avec les 2 noyaux figurant grossièrement
les yeux, le corps parabasal : la bouche et la partie interne des flagelles postérieurs :
le nez. Autour flottent les 8 flagelles.
-
De profil apparaît la dépression ventrale très accentuée : le parasite se présente
comme une petite cupule.
Mouvement : le parasite se déplace en tournant sur lui-même, semblant parfois prendre
appui sur son extrémité, et se présentant alternativement de face et de profil (mouvement
de toupie). Même lorsqu’il est immobile, les flagelles continuent à battre.

Examen au MIF
La morphologie apparaît très finement dessinée :
-
les 2 noyaux entourés d’un halo en binocle ;
-
la partie interne des flagelles dessinant un faisceau longitudinal médian ;
-
le corps parabasal, en forme de double virgule, à cheval sur le faisceau ;
-
les 8 flagelles ;
Giardia ne pousse pas sur milieu diphasique
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Page 175
Forme végétative de Giardia intestinalis
Supprim 2 lignes
b-Kyste
Taille : 10 µm. Ovale, avec parfois une extrémité plus effilée que l’autre.
Membrane : nette et réfringente.
Contenu : on distingue à l’intérieur :
-
2 ou 4 noyaux (correspondant à une division intrakystique) ;
-
Un pinceau de flagelles dessinant un ‘’S’’ allongé ;
-
Un ou deux corps parabasaux en virgule.
En fait, le diagnostic du kyste de Giardia n’est pas toujours aussi aisé du fait du
polymorphisme du parasite et de l’existence de formes de dégénérescence.
On rencontre :
-
des kystes vides, dans lesquels, même au MIF, on ne voit rien ou un fantôme de
structure difficile à étudier ;
-
des kystes courts (7 à 8 µm), assez trapus, avec une coque plus épaisse que les kystes
typiques et un contenu finement granuleux qui se colore en bleu plus ou moins
intense par l’iode.
Ces kystes atypiques sont toutes fois très faciles à identifier quand on a appris à les
reconnaître.
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Page 176
Forme kystique de Giardia intestinalis
2-Chilomastix mesnilii
a-Forme végétative
Taille : 15 à 20 µm

Examen à l’état vivant
Aspect : allongé, effilé à la partie postérieure, tordu sur lui-même.
A l’arrêt, on distingue nettement le cytoplasme à l’intérieur duquel on voit battre un petit
flagelle.
Mouvement : caractéristique : le parasite se déplace rapidement, en vrillant autour de son
axe longitudinal.

Examen au MIF
On distingue nettement :
-
des vacuoles contenant de petites inclusions
-
le noyau à la partie antérieure sous forme d’une tache foncée. On y distingue parfois
un petit caryosome et des granules de chromatine sur la membrane nucléaire ;
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Page 177
-
les 3 flagelles antérieurs ;
-
parfois, le caryosome est également nettement visible.
Forme végétative de Chilomastix mesnilii
b-Kyste
Taille : 6 à 10 µm. Piriforme, assez trapu.
Membrane : épaisse
Contenu : peu visible à frais.
Au MIF, on distingue : le noyau gros, rejeté sur le côté, avec une chromatine disposée en
croissant et un petit caryosome et à côté un pinceau de flagelles.
Forme kystique de Chilomastix mesnilii
3-Trichomonas intestinalis
a-Forme végétative
Taille : 10 à 15 µm
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Souvent très abondant surtout dans les selles liquides où ils peuvent persister plusieurs
heures.

Examen à l’état vivant
Aspect : forme générale très variable : soit très allongée, soit au contraire arrondie. Sur le
flagelle fatigué et presque immobile, on distingue nettement :
-
3 à 5 flagelles antérieurs
-
la membrane ondulante aussi longue que le corps
-
l’axostyle qui dépasse légèrement la partie postérieure
Mouvement : vif et caractéristique : nage frétillante plus ou moins rectiligne.

Examen au MIF
Se colore très mal au MIF. Le diagnostic doit se faire à l’état frais
Forme végétative de Trichomonas intestinalis
b-Kyste
Pas de forme kystique.
III-3-LES SPOROZOAIRES
1-Isospora belli
Taille : environ 30 µm sur 14 µm.
Aspect : élément incolore avec une extrémité rétrécie (en poire allongée)
Membrane : mince, présentant une dépression ou micropyle au pôle le plus étroit.
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Contenu : uniformément granuleux ou ramassé en une boule au centre.
Oocyste de Isospora belli
2-Isospora hominis
Taille : environ 15 µm sur 10 µm.
Aspect : élément incolore, forme ovale régulière très réfringente.
Membrane : assez épaisse, régulière
Contenu : on distingue à l’une des extrémités et occupant les ¾ du sporocyste avec 3 corps
en banane (les sporozoïtes). A l’autre extrémité on distingue un amas de granulations très
réfringentes.
III-4-LES CILIES
1-Balantidium coli
a-Forme végétative
Taille : 50 – 100 µm.
Morphologie : celle d’un cilié typique
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-
rangées de cils
-
cytostome entouré de cils épais
-
vacuoles alimentaires et contractiles
-
noyau en bissac (macronucléus), un second noyau beaucoup plus petit
(micronucléus) situé dans la cavité du macronucléus.
Mouvement : rappelle celui de la paramécie
b-Kyste
Taille : environ 50 µm, plus ou moins ovale
Membrane : très épaisse à double contour
Contenu : cytoplasme granuleux.
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Page 181
DIAGNOSTIC BIOLOGIQUE DES MYCOSES
Les différentes étapes du diagnostic :
- 1ère étape : le prélèvement :
Il est important et doit être effectué avant tout traitement spécifique ou 2 à 3 semaines
après arrêt du traitement antifongique. Le prélèvement doit se faire dans de bonnes
conditions de stérilité.
- 2ème étape : Recherche directe du champignon dans sa forme parasitaire dans les produits
pathologiques (observation à l’état frais).
- 3ème étape : Isolement du champignon par ensemencement sur milieu de SabouraudChloramphénicol associé ou non à l’Actidione parfois enrichi de sang ou de sérum et mis à
incuber à température convenable.
- 4ème étape : Identification de l’espèce isolée.
Elle porte sur les aspects macroscopiques et microscopiques ou sur l’utilisation de milieux
chromogéniques.
A côté de ces étapes classiques, parfois on peut être amené à rechercher des Ac spécifiques
ou des Ag circulants notamment dans certaines mycoses profondes.
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NB : La négativité de la recherche d’AC ou d’Ag ne doit pas faire exclure le diagnostic de
mycose
A . MYCOSES SUPERFICIELLES
I. RAPPELS SUR LES MYCOSES SUPERFICIELLES
1. Pityriasis versicolor
2. Les Candidoses cutanées
-
Interdigito palmaires ou interdigito plantaires
-
Lésions au niveau des plis (sous mammaires)
3. Les Dermatophytoses ou Dermatophyties
-
L’Herpes circiné
-
Lésions au niveau des plis inguinaux ou eczéma marginé de Hebra.
-
Dermatophytes pouvant être à l’origine de lésions des plis interdigitaux plantaires et
palmaires.
4. Les Onychomycoses et les teignes du cuir chevelu
4.1. Onychomycoses
Les onychomycoses peuvent être dues soit à des levures soit à des dermatophytes.
-
Avec les levures, on note :
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Page 183
une atteinte de l’ongle
une atteinte de la base de l’ongle
On parle donc d’onyxis et périonyxis. Cette attaque est due à des candida
-
Avec les dermatophytes, on note des onyxis sans périonyxis.
4.2. Les Teignes du cuir chevelu
Généralement causées par les dermatophytes dont la présence au niveau des cheveux
provoque des plaques d’alopécie par chute des cheveux parasités.
On distingue deux types de teignes tondantes
-
Teignes tondantes microsporiques dues à différentes espèces de Microsporum
notamment Microsporum langeroni, Microsporum canis
Ces espèces sont à l’origine des grandes plaques d’alopécie de 4 à 5 cm de diamètre, peu
nombreuses (1 à 4 plaques )
-
Teignes tondantes trichophytiques
Causées par différentes espèces de Trichophyton (Trichophyton soudanense et Trichophyton
violaceum).
Ces teignes diffèrent des teignes microsporiques par le nombre de plaques : plaques
nombreuses et plus petites de 5 mm de diamètre.
II. DIAGNOSTIC BIOLOGIQUE DES MYCOSES SUPERFICIELLES
1. Le Prélèvement
Prélèvement après désinfection des lésions à l’alcool à 70°
Prélever avec une lame de bistouri stérile des squames, des fragments de peau.
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Tous ces prélèvements se font avec du matériel stérile et sont recueillis dans les boîtes de
Pétri stériles.
Lorsqu’il s’agit d’Herpes circiné, on prélève à la périphérie des lésions car l’espèce est
vivante à ce niveau.
Pour un onyxis : on fait un grattage à la périphérie des lésions pour avoir des poudres s’il y a
périonyxis, très souvent il y a du pus sur le pourtour de la lésion. Le pus est recueilli avec un
écouvillon stérile.
Pour les teignes du cuir chevelu, on utilise soit une lame de Bistouri stérile soit une pince à
épiler.
* Lame, on gratte pour avoir des squames
* Pince, on arrache les cheveux.
2. L’examen microscopique direct
Il se fait entre lame et lamelle dans une solution de potasse à 30 ou 40%
Pour le prélèvement de peau, de fragment de cheveux, de poudre d’ongle on utilise la
potasse à 30 ou à 40%.
Pour les pus, on utilise le sérum physiologique pour l’examen.
En cas de positivité, on retrouvera des spores ou des filaments
Quel que soit le résultat, on passe à l’étape suivante.
3. Isolement sur milieu adéquat
Sur le milieu de Sabouraud renfermant :
20 g de glucose
10 g de peptone
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2 g de gélose ou Agar Agar
1 L d’eau distillée
(dans le milieu de Sabouraud liquide, il n’y a pas de gélose)
Ces milieux préparés sont repartis dans les tubes à essai à 10ml et autoclavés à 120 °C
pendant 20 mn.
A ce milieu classique de Sabouraud, on ajoute très souvent un antibiotique anti bactérien
thermostable tel que le chloramphénicol ou la gentamicine à raison de 0,5g/l.
A ce milieu S.C, on ajoute quelquefois un antibiotique antifongique : la cycloheximide ou
Actidione présentant l’avantage d’inhiber de façon sélective la pousse des champignons
saprophytes qui envahissent les milieux de culture (Aspergillus, Penicillium).
Remarque 1 :
- L’Actidione inhibe la croissance de certains champignons pathogènes, notamment le
cryptocoque : Cryptococcus neoformans
- Certaines espèces de Candida ne poussent pas en présence d’actidione, cela est un
critère de diagnose.
Le milieu à base de Sabouraud-Chloramphénicol-Actidione est appelé milieu SAC.
Les produits pathologiques seront ensemencés sur ces milieux, coulés en plan inclinés.
L’ensemencement se fera en point ou en strie.
On mettra ensuite à l’étuve à 27° ou à 30°C.
Remarque 2 :
à 27°C pour les dermatophytes
à 30°C pour les levures
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La lecture se fait au bout de 48h à 72h lorsqu’il s’agit de levures et en 2 semaines en
moyenne si dermatophytes.
4. Identification du champignon
Elle comporte deux sous étapes :
4.1.
L’examen macroscopique
On note : - l’aspect des colonies crémeux, luisant (levures) ou poudreux, duveteux
(dermatophytes).
- l’importance des colonies
- la couleur des colonies au recto et au verso
Remarque : Souvent l’aspect macroscopique seul peut suffire pour identifier un
dermatophyte.
4.2.
L’examen microscopique
Il se fait en prélevant quelques fragments de colonies mis entre lame et lamelle soit dans du
sérum physiologique ou mieux dans du bleu coton.
- s’il s’agit de levure, on note des formes levures bourgeonnantes ou non, arrondies ou
ovalaires.
L’examen direct des colonies ne permet pas d’identifier une levure, notamment une espèce
de Candida.
- si champignon filamenteux type dermatophyte, on observe diverses
ornementations,
notamment des filaments ou mycéliums étant des filaments cloisonnés ou septés. On peut
observer aussi des filaments en rackette, des filaments en forme de vrille, des
chlamydospores de grande taille, intercalaires ou terminales, des petites spores arrondies ou
ovalaires étant des microconidies ou aleuries, des macroconidies souvent spécifiques d’une
espèce donnée et dont la taille est comprise entre 10-100 µm.
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4.3. Identification des dermatophytes
 Epidermophyton floccosum
Champignon responsables de mycoses au niveau de la peau glabre (Herpès circiné, de
lésions au niveau des plis inguinaux ou Eczema marginé de Hebra).
Pour son identification, on fera appel aux caractères macroscopiques et microscopiques.
- aspects macroscopique
Après deux semaines de cultures à 27°C, nous avons à l’endroit :

des colonies plissées.

Colonies granuleuses ou poudreuses de couleur vert-olive ou kaki.
Et au revers ou à l’envers, une coloration jaunâtre

aspects microscopiques
prélèvement de quelques colonies portées sur une lame dans du bleu coton (2
gouttes), lamelle et observation au microscope.

Absence de petites spores c’est-à-dire de microconidies, caractéristique de l’espèce.

Présence parfois de chlamydospores, surtout des macroconidies pyriformes en régimes
de banane, groupées en 3 à 4 avec très peu de logettes (2 à 5)
Ces macroconidies mesurent de 20-40 de long / 6-8 m.
 Trichophyton rubrum
C’est une espèce fréquemment rencontrée en CI, et espèce responsable d’Herpès circiné,
d’Eczéma marginé de Hebra (EMH) et d’onyxis.
- aspects macroscopiques
on note : des colonies poudreuses, duveteuses ou glabres.
A l’endroit il existe une coloration rouge à rouge foncée.
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A l’envers, couleur blanche à gris rosé.
- aspects microscopiques
* existence de microconidies plus ou moins nombreuses, pyriformes mesurant 2-3m voire
5m de diamètre.
* existence de macroconidies, allongées à bout arrondi avec de très nombreux cloisons
mesurant 15-30m / 3-6m.
les logettes vont de 3 à 8
Trichophyton soudanense
C’est un agent de teigne tondante trichophytique
-
aspects macroscopiques
Colonies poudreuses de couleur abricot à l’endroit et à l’envers, on note des colonies jaunesorangées avec des mèches de filaments qui irradient autour de la colonie.
-
aspects microscopiques

très peu de microconidies.

Pas de macroconidie.

Présence de filaments avec des ramifications rétrogrades (caractéristiques).
 Microsporum canis
Agent de teigne tondante à grandes plaques
-
aspects macroscopiques
Colonie d’aspect étoilé, dense duveteuse et blanche. Pigment jaune or observé au verso de
la colonie
-
aspects microscopiques
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
nombreuses macroconidies en forme de fuseau aux extrémités pointue, à paroi épaisse
échinulée ou verruqueuses et subdivisées en une dizaine de logettes

Présence incertaine de quelques microconidies allongées ou piriformes et réunies en
petit bouquet.

Présence de filaments avec des ramifications rétrogrades (caractéristiques).
4.4. Identification des levures
En culture, on a des colonies crémeuses, luisantes ou mâtes de couleur blanchâtre.
Sur ces colonies, on pratique un certain nombre d’examens pour isoler ou identifier le
champignon.
Etape de confirmation
Examen direct dans du bleu coton ou du sérum physiologique. Observation de
levure arrondie ou ovalaire.
Etape du test de Blastèse ou test de filamentation en sérum ou encore le test
de TASHDJIAN
Ce test comprend plusieurs sous étapes :
* 1 à 2 colonies de levures dans 0,5 à 1ml d’eau distillée ; y ajouter 1 à 2 gouttes de
suspension dans 0,5ml de sérum humain ou animal
* étuve à 37° C pendant 3 heures.
Après 3 h, retrait, prélever sur lame et lamelle 1 à 2 goutes puis examen microscopique.
*résultat :
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Si formation de tube germinatif de longueur égale à au moins trois fois le diamètre de la
forme levure alors, il s’agit de Candida albicans.
Si levures bourgeonnantes ou des tubes germinatifs courts, on a alors des levures non
Candida albicans. Dans ce cas, on continue le diagnostic par un autre test.
Test de chlamydosporulation
Il se pratique sur des milieux relativement pauvres pour la pousse ou la croissance du
champignon.
Deux types de milieux peuvent être utilisés :
-le milieu R.A.T (riz, Agar Agar, Tween 80 )
- le milieu P C B (Pomme de terre, Carotte, Bile = tensioactif.)
Technique :
Une à deux colonies dans 0,5ml à 1ml d’eau distillée
On fond le milieu PCB ou RAT puis on recouvre la lame porte-objet par ce milieu
fondu. Refroidissement et solidification.
On pose 1 à 2 gouttes de la suspension à la 1ère étape sur la lame par une pipette
Pasteur.
On recouvre d’une lamelle et on porte à l’étuve à 27°C pendant 2 à 3 jours.
Résultat :
L’examen direct de la lamelle montrera :

des pseudomycelliums ou pseudofilaments et des formes levures bourgeonnantes ou
non.
 une espèce de Candida.
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
des pseudomyceliums avec des chlamydospores faisant environ 15 de diamètre, à
paroi épaisse réfringente.
 Candida albicans.

L’existence de formes levures bourgeonnantes ou non, assortie de l’absence de
pseudomycelium et de chlamydospores.
 Levures n’appartenant pas à Candida albicans.
Il faut donc poursuivre l’examen ou le diagnostic.
Test d’assimilation des sucres (Auxanogramme) ou test de fermentation des
sucres (Zymogramme)
Ces tests sont disponibles dans le commerce sous forme de galeries Api
Remarque :
Les caractères auxanographiques sont beaucoup plus stables que les caractères
zymographiques.
Technique du serotypage
Une équipe japonaise conduite par TSUCHIYA et collaborateurs a mis en évidence sur la
paroi des levures des Ag thermo stables baptisés de 1 à 4 en chiffres arabe.
Tous les Candida possèdent l’Ag 1. C’est la technique du sérotypage qui a permis de mettre
en évidence 2 sérotypes de Candida albicans :
Candida albicans sérotype A et Candida albicans sérotype B.
Candida albicans sérotype A est caractérisé par les Ag 1, 4, 5 et 6
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Candida albicans sérotype B est caractérisé par les Ag 1, 4, 5 et 13b.
Les deux sérotypes A et B n’ont pas le même comportement vis-à-vis des antifongiques.
En effet, le sérotype B est souvent plus résistant aux antifongiques que le sérotype A.
Ce sérotype B est largement répandu dans la race noire que le sérotype A.
Ce sérotype permet d’identifier le Candida glabrata par les Ag 1, 4, 5, et 34.
Ce sérotypage s’effectue par des tests d’agglutination sur lames avec des antisérums
monospécifiques, si bien qu’on aura des antisérums anti 1, anti 4, anti 5, anti 13b.
Dans le commerce, ces antisérums sont disponibles sous forme de galeries appelée le
Candida cheick .
Cette technique permet aussi de sérotyper le Candida albicans.
Antifongigramme
Lorsqu’on identifie l’espèce, on pratique :
-
Antibiogramme antifongique ou un antifongigramme
Tests sérologiques
-
Recherche d’Ac dans le sérum.
La recherche d’Ac dans les candidoses n’est utile à un intérêt que dans les candidoses
profondes ou candidoses systémiques.
Plusieurs techniques peuvent être utilisées :

technique de précipitation de OUCHTERLONY.

Technique d’électrosynérèse.

Technique d’immunofluorescence.
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Remarques :
L’interprétation des taux d’Ac anticandida dans le sérum de malade est délicate car certaines
espèces de candida sont des espèces commensales.
Exemples : Candida albicans, Candida glabrata
Mais des taux très élevés ou des arcs de précipitation sont en faveur de candidoses
profondes.
B. DIAGNOSTIC BIOLOGIQUE D’UNE MYCOSE PROFONDE : LA
CRYPTOCOCCOSE NEUROMENINGEE
La méningo encephalite à Cryptococcus neoformans est une affection opportuniste au cours
du SIDA.
Son diagnostic nécessite plusieurs étapes :
1. Prélèvement
Il est constitué par le LCR.
LCR centrifugé à 3000 tours par mn pendant 5 mn.
Le surnageant est utilisé pour la recherche des antigènes solubles.
Sur le culot de centrifugation, on pratique l’examen direct et la culture. :
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2. Examen direct
Dans une encre de Chine diluée au 1/5ème, l’examen permet d’observer des levures de tailles
variables de 2 à 15m et un élément important qui caractérise les cryptocoques : la
présence d’une capsule de nature mucopolysaccharidique.
Cette capsule apparaît en négatif sur un fond noir.
Au microscope, on observe des formes levures séparées les unes des autres par cette
capsule qui apparaît en négatif.
3. Culture
La culture se fait si sur
milieu de Sabouraud Chloramphénicol sans Actidione porté à l’étuve à
37°C . Une partie du culot sert à ensemencer le milieu de culture.
Résultats :

au bout de 24 h à 48 h, on aura des colonies muqueuses, beiges.

Colonies brunâtres et dégoulinantes au bout de 5 à 7 jours.
4. Identification

examen direct : dans l’encre de chine des colonies.  présence de capsule.

La faculté de pousser à 37° en 1 à 2 jours est caractéristique pour Cryptococcus
neoformans.

Existence d’une uréase sur le milieu indole de Fergusson.

Assimilation en aérobiose de tous les sucres sauf le lactose.

Ne fermente aucun sucre.
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
Culture sur milieux spéciaux notamment sur des milieux à base de grain de
Guizotia abyssinica ou d’acide caféique  colonies noires.
5. Diagnostic sérologique (indirect)
Recherche d’Ag capsulaires circulants dans le LCR par des tests d’agglutination de particules
de latex sensibilisées par les Ac anti-cryptocoques.
On note quatre sérotypes de Cryptococcus neoformans A, B, C, et D.
Remarques :
Dans cette mycose, la recherche d’Ac anti-cryptocoque n’a pas d’intérêt pour le diagnostic
en pratique courante.
En effet, la présence de capsule inhibe la réaction anticorps.
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DIAGNOSTIC BIOLOGIQUE DES AFFECTIONS PARASITAIRES
OPPORTUNISTES AU COURS DU SIDA
I- RAPPEL SUR LES AFFECTIONS PARASITAIRES OPPORTUNISTES
Les parasitoses opportunistes les plus rencontrées chez les personnes immunodéprimées
sont :
-
La toxoplasmose cérébrale
-
La pneumocystose
-
La microsporidiose
-
Les
coccidioses
intestinales
(cryptosporidiose,
isosporose,
sarcocystose,
cyclosporose)
-
L’anguillulose sévère
-
Les formes graves de leishmaniose
A ces parasitoses, il est important d’ajouter les mycoses telles que les candidoses et la
cryptococcose qui seront traités dans le cours sur le diagnostic biologique des mycoses.
II- LA TOXOPLASMOSE CEREBRALE
Plus fréquente des infections opportunistes du SNC (15 à 30% des sujets en zone tropicale).
Survient tardivement (CD4 < 200 /mm3) et correspond à la réactivation du fait du déficit
immunitaire de kystes endogènes latents dissémnés dans l’encéphale.
Diagnostic direct impossible
Diagnostic sérologique n’a aucun intérêt
Diagnostic essentiellement radiologique : scanner cérébrale : pratiqué en urgence et
observation d’images d’abcès en cocarde (hypodensité centrale représentant le foyer de
nécrose, entourée d’une prise de contraste annulaire, associée parfois à un œdème péri
lésionnel refoulant les structures médianes du cerveau
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III- LA PNEUMOCYSTOSE
Le diagnostic parasitologique direct est délicat. On recherche les formes végétatives et les
kystes de Pneumocystis jirovecii (P. carinii) dans les produits d’aspiration ou de brossage
bronchique obtenus sous bronchoscopie et surtout dans le liquide de lavage
bronchoalvéolaire. Le crachat induit peut également être utilisé pour la recherche des
parasites.
Les prélèvements sont étalés puis colorés par
-
des colorations argentiques (Gomori Grocott) ou
-
coloration au bleu de toluidine,
-
coloration au MGG
-
Gram-Weigert
Parmi ces différentes méthodes de coloration, celle qui donne les meilleurs résultats est la
coloration de Gomori-Grocott qui a l’inconvénient d’utiliser des réactifs onéreux.
On
observe des petits kystes de diamètre 3,5 à 5 µm, bruns ou noirs sur fond vert, arrondis ou
en cupule. Leur paroi régulière peut présenter un point d'épaississement réalisant une
"image en parenthèse
La technique de l’IFI utilisant des Ac monoclonaux donnent de très bons résultats.
Le principe de cette technique est le suivant : L’échantillon (liquide de lavage bronchoCours de Parasitologie et de Mycologie Cliniques 2015-2016 – UFR des SPB - UFHB
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alvéolaire ou expectorations induites) est déposé à la surface d’une lame porte objet, puis
séché, fixé et soumis à une digestion enzymatique à 37°C pendant 30 minutes. Il est ensuite
mis à réagir pendant 15 minutes avec un anticorps monoclonal dirigé contre les kystes
humains de P. jirovecii puis, pendant 15 minutes, avec un anticorps dirigé contre l’anticorps
monoclonal et conjugué à un fluorochrome (l’isothiocyanate de fluorescéine). Après rinçage,
séchage et montage, l’échantillon est examiné au microscope à fluorescence. Les
échantillons positifs sont caractérisés par la présence des kystes fluorescents
caractéristiques.
En cas d’échec de ces techniques, certains proposent la biopsie pulmonaires chirurgicales ou
à l’aiguille, malgré ses dangers chez des malades dyspnéiques.
Aucun test sérologique n’est fiable.
Supprim 1 ligne
IV- LA MICROSPORIDIOSE
Le diagnostic de certitude est basé sur la recherche de spores dans les selles, les urines, les
mucosités nasales, les ponctions sinusales et plus rarement dans le liquide de lavage
broncho-alvéolaire.
Des colorations spécifiques sont nécessaires : la coloration trichromique de Weber avec
toutes ses variantes et modifications qui objectivent des spores ovoïdes colorés en rose et
contenant une vacuole excentrée constante (les spores de Enterocytozoon bieneusi mesure
0,9-1/1,3-1,5µm, celles de Septata intestinalis 1-1,3/2,3-2,6µm).
La technique de WEBER :
Réactifs:
Trichrome :
Chromotrope 2R …………….6g
Fast Green……………………0,15g
Acide phosphotungstique……0,7g
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Ajouter 3ml d’acide acétique cristallisable. Laisser en contact 30
minutes
Compléter à 100 ml avec de l’eau distillée
Durée de conservation : 2 mois maximum
Alcool acétique (5ml acide acétique +995ml éthanol)
Méthanol
Ethanol Absolu
Ethanol 95°
Toluène ou Xylène
Matériel :
Bac de coloration
Lames
Microscope
Protocole :
- faire un frottis de selles, sécher
- fixer au méthanol
- colorer au trichrome pendant 90 minutes
- différencier 10 minutes à l’alcool acétique
- déshydrater en 4 étapes
- 30 secondes dans l’éthanol à 95
- 5minutes dans l’éthanol à 95°
- 10minutes dans l’éthanol absolu
- 10 minutes dans du toluène
- lecture à l’immersion à l’objectif 100
Une coloration très sensible mais moins spécifique (coloration de VAN GOOL à l’Uvitex 2B)
permet de repérer les spores par fluorescence.
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Page 200
Principe : La technique utilise un fluorochrome qui a une affinité sélective pour la chitine.
Elle n’est donc pas spécifique des microsporidies (ce n’est pas une technique
immunologique). Mais la fluorescence des spores rend plus aisée leur recherche et leur
identification
Réactifs :
Methanol
Uvitex 2B
Tampon PBS
Bleu Evans à 0,5% dans du PBS
Matériel :
Microscope à fluorescence
Bac de coloration
Protocole :
-
faire un frottis de selles 1cm de diamètre (utiliser de préférence le culot de
Ritchie)
laisser sécher
fixer au méthanol 10 minutes, laisser sécher
Colorer la lame en déposant une goutte d’Uvitex 2B à 1% dans du tampon PBS
pendant 10 minutes à l’abri de la lumière
rincer au PBS, laisser sécher
Contre colorer avec le bleu d’Evans à 0,5%
rincer au PBS, laisser sécher
observer au microscope à fluorescence à l’objectif 100
Cependant, seule la microscopie électronique permet un diagnostic d’espèce précis.
V- LES COCCIDIOSES INTESTINALES
Il s’agite des affections parasitaires suivantes :
-
Cryptosporidiose
-
Isosporose
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Page 201
-
Sarcocystose
-
Cyclosporose
Le diagnostic de la cryptosporidiose repose sur la mise en évidence des parasites sur des
biopsies intestinales ou dans les selles. Sur les frottis minces de matières fécales, colorées
par la méthode de Zielh-Neelsen modifiée, les oocystesde cryptosporidies se présentent
comme des éléments ronds ou ovoïdes mesurant de 4 à 6 µm, de couleur rose fuschia au
cytoplasme granuleux.
Oocystes de Cryptosporidie
Le diagnostic de l’isosporose est basé sur l’examen parasitologique des selles classique
(examen direct et technique de concentration). Les oocystes d’Isospora belli sont également
colorés par la technique de Ziehl Neelsen bien que cette technique spéciale, en général, ne
soit pas utilisée pour sa mise en évidence. La coproculture peut être réalisée sur charbon.
Oocyste d’Isospora belli à l’ED des selles
Le diagnostic de la sarcocystose est coprologique et basé sur la mise en évidence des
sporocystes à l’examen direct des selles. Les sporocystes sont ovoïdes et mesurent 9 x 14
microns isolés ou groupés en paire. Ils sont très réfringents avec une paroi lisse. Ils
contiennent 4 sporozoïtes en banane et un corps résiduel au niveau d'un pôle. La
coproculture peut être réalisée sur charbon.
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Sporocystes de Sarcocystis hominis
Le diagnostic de la cyclosporose se fait par la recherche des oocystes généralement arrondis
mesurant 8-10µm de diamètre dans les selles à l’examen direct et après une coloration de
Ziehl. Les oocystes de Cylospora cayetanensis ont également une autofluorescence en
lumière ultraviolette.
Oocystes de Cyclospora
Technique de Zielh Neelsen modifiée :
Réactifs :
Méthanol
Réactif de Ziehlh
Acide sulfurique 2%
Vert de Malachite 5%
Matériel :
Lames porte objet
Pipette plastique
Bac de coloration
Microscope
Protocole :
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-
faire un frottis de selles environ 1 cm de diamètre (utiliser le culot de la
concentration de Ritchie si possible)
-
laisser sécher à l’air libre
-
fixer au méthanol 10 minutes
-
recouvrir du Zielh pendant 60 minutes
-
rincer à l’eau de robinet
-
décolorer à H2SO4 à 2% pendant 40 secondes
-
rincer à l’eau
-
colorer au vert malachite à 5% pendant 10 minutes
-
rincer à l’eau et laisser sécher
-
observer au microscope au grossissement x40 puis x100 à l’huile à immersion
VI- L’ANGUILLULOSE SEVERE
Des cas d’anguillulose sévère voire maligne ont été observés chez les patients
immunodéprimés.
Le diagnostic se fera par l’examen parasitologique des selles avec la mise en évidence des
larves rhabditoïdes d’anguillule à l’ED et à la technique de concentration spéciale de
Baermann. La coproculture également peut être réalisée.
VII- LES FORMES GRAVES DE LEISHMANIOSE
La leishmaniose est fréquente et sévère en cas de co-infection avec le VIH qui provoque une
double immunodépression augmentant la gravité de la maladie. En zone d’endémie, le VIH
multiplie par 100 à 1000 le risque de leishmaniose viscérale ou Kala-Azar, considérée comme
un facteur majeur de décès chez les sujets co-infectés.
Le diagnostic parasitologique est basé sur la mise en évidence des formes amastigotes dans
le produit de ponction de la moelle osseuse, de la rate ou de l biopsie du foie. Les
leishmanies peuvent être recherchées au niveau du sang périphérique et au niveau des
prélèvements faits par raclage de la périphérie de la lésion.
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