Tiphaine, Germaine, Monique, Yvonne BRULIN
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ÉCOLE NATIONALE VETERINAIRE D’ALFORT Année 2004 Suivi clinique de l’infection par le virus de la diarrhée virale bovine / Maladie des muqueuses (BVD/MD). Suivi en élevage et exemples du Groupe de Défense Sanitaire (GDS) de la Somme (80). THESE Pour le DOCTORAT VETERINAIRE Présentée et soutenue publiquement devant LA FACULTE DE MEDECINE DE CRETEIL le 23 septembre 2004 par Tiphaine, Germaine, Monique, Yvonne BRULIN Née le 2 juin 1979 à Amiens (Somme) JURY Président : Mme. Isabelle DURAND ZALESKI Professeur à la Faculté de Médecine de CRETEIL - Epidémiologie Membres Directeur : Mr. Renaud MAILLARD Maître de conférences – Pathologie du bétail Assesseur : Mr. Pascal ARNE Maître de conférences – Zootechnie Invités : Mr. Denis MARTIAL – laboratoire INTERVET Mr. Jean-Michel BONCZAK – directeur du GDS 80 Merci à Mme Isabelle DURAND ZALESKI président de thèse. Merci à M. Renaud Maillard et à M. Pascal Arné pour leur précieuse aide dans la réalisation de ce travail. Merci à M. Jean Michel Bonczak, directeur du GDS 80, sans qui la réalisation pratique de cette étude n’aurait pu s’effectuer. Merci au laboratoire Intervet, et en particulier à M. Denis Martial, pour leur soutien financier. Merci aux éleveurs de la Somme qui m’ont chaleureusement accueillie et mis leurs animaux à disposition pour ce travail. Merci à mes parents, de m’avoir aidé à réaliser mes projets et de me soutenir dans chacun d’entre eux. Merci à Bruno, pour son soutien quotidien. TABLE DES MATIERES INTRODUCTION ………………………………………...17 PREMIERE PARTIE : L’INFECTION PAR LE VIRUS BVDV I : GENERALITES 21 A : Définition ………………………………………………………... 21 B : Synonymie…………………………………………………...…… 21 C : Historique ……………………………………………………….. 22 D : Répartition géographique …………………………………….... 23 E : Importance économique ……………………………………...… 23 II : ETUDE DU VIRUS BVD/MD (BVDV) 27 A : Taxonomie ……………………………………………………...... 27 B : Caractéristiques structurales et chimiques …………………… 27 a : Morphologie 27 b : Génome et protéines virales 27 c : Souches cytopathogènes / non-cytopathogènes 30 d : Diversité antigénique 32 e : Résistance 34 C : Caractéristiques biologiques ………………………………….... 35 a : Multiplication virale 35 b : Tropisme viral et pouvoir pathogène 35 c : Transmission interspécifique 36 III : PATHOGENIE DU SYNDROME BVD/MD A : Infection d’un bovin par une souche NCP …………..…….…. 37 37 a : Bovin non gravide 37 b : Vache gravide 37 B : Infection d’un bovin par une souche CP………………..……... 39 C : Caractéristiques des animaux IPI ………………………..……. 40 D : Pathogénie de la maladie des muqueuses…………………….. 41 IV : EPIDEMIOLOGIE DU SYNDROME BVD/MD A : Epidémiologie descriptive ……………………………………... 43 43 a : Espèces et types d’animaux concernés 43 b : Répartition géographique et fréquence de l’infection 45 c : Importance de l’infection 46 B : Epidémiologie analytique ……………………………………… 47 a : Animaux excréteurs 47 b : Sources d’infection 47 c : Modalité de contagion 48 Transmission horizontale directe 48 Transmission horizontale indirecte 48 Modalité de contagion 48 C : Epidémiologie synthétique …………………………………… 49 a : Origine de la contamination d’un élevage 49 b : Persistance de la contamination au sein de l’élevage 49 V : TABLEAU CLINIQUE ET LESIONNEL DU SYNDROME BVD/MD 51 A : Maladie des muqueuses ………………………………………... 51 a : Maladie des muqueuses aiguë 51 b : Maladie des muqueuses chronique 52 B : BVD aiguë………………………………………………………… 53 a : Avortements 53 b : Troubles de la reproduction 54 Mortalité embryonnaire – retour en chaleur 54 Momification du fœtus 55 Infertilité femelle 55 Infertilité mâle 55 Taux de rétention placentaire 56 c : Syndrome du veau faible – retard de croissance 56 d : Anomalies congénitales 56 e : Pathologies néonatales 57 f : Diarrhée aiguë contagieuse 58 g : Chute de production 58 h : Autres 58 C : BVD : les souches virulentes ………………………...…………. 58 D : Quand penser à une infection par le BVDV au sein de l’élevage ? …………………………………………………………………... 60 E : Diagnostic différentiel…………………………………………… a : Affections associant diarrhées et lésions buccales 62 62 Intoxications 62 Coryza gangréneux 63 Syndrome de déficience d’adhésion des leucocytes bovins (BLAD) 63 b : Affections s’exprimant essentiellement par des lésions de la cavité buccale 63 Parasitisme 63 Salmonellose 63 Paratuberculose 63 Carence en cuivre, en sélénium, en cobalt 63 Amyloïdose rénale 63 c : Affections s’exprimant par de la diarrhée en l’absence de lésions de la cavité buccale 63 Fièvre aphteuse 63 Stomatite papuleuse 63 Stomatite nécrotique 63 Fièvre catarrhale du mouton 63 VI : ANALYSES DE LABORATOIRE A : Les outils du diagnostic de laboratoire. …………………...….. a : Tests virologiques 65 65 65 Isolement viral 65 Détection des antigènes viraux 66 Cytométrie en flux 67 Mise en évidence du génome viral 67 Interprétation des tests virologiques 69 b : Tests sérologiques 69 Tests de séroneutralisation 69 Tests ELISA 70 Tests d’immunofluorescence indirecte 72 Interprétation des tests sérologiques 72 c : Méthodes alternatives 73 Recherche d’anticorps dans le lait de mélange 73 Recherche du génome viral par RT-PCR dans le lait de mélange 75 d : Caractéristiques des méthodes d’analyses B : Utilisation pratique de ces analyses …………………………… 75 77 a : Interprétation de la virologie et de la sérologie couplées 77 b : Diagnostic individuel 78 c : Diagnostic de troupeau 78 d : Diagnostic lors d’avortements 80 e : Diagnostic lors d’infertilité-infécondité 81 VII : STRATEGIES DE LUTTE A : Prophylaxie sanitaire …………………………………………… 83 83 a : Dépistage et élimination des IPI 83 b : Suivi des troupeaux 83 c : Contrôle à l’introduction 83 d : Contrôle des taureaux 84 e : Autres mesures sanitaires 84 B : Prophylaxie médicale …………………………………………… a : Les différents types de vaccins existant sur le marché 85 85 Les vaccins vivants modifiés 85 Les vaccins inactivés 86 b : Efficacité des vaccins existant en France et durée de l’immunité 86 Mucosiffa® 86 Mucobovin® 89 Rispoval® 91 Bovilis® 92 c : Les protocoles de vaccination Prévention de la naissance d’IPI 94 94 Prévention de l’immunodépression des jeunes bovins (JBV) en lot 95 Mucosiffa® 95 Mucobovin® 96 Rispoval® 96 Bovilis® 96 d : Vaccins et analyses 99 C : Exemples de plan de lutte………………………………………. 97 DEUXIEME PARTIE : Etude expérimentale I : ETUDE DE L’ENVIRONNEMENT 99 A : Le département de la Somme…...……………………………… 99 B : Un milieu hétérogène……………………………………………. 100 a : A l’Est : le Santerre 100 b : Au centre : le Plateau Picard 100 c : Au Nord-ouest : le Ponthieu 100 d : A l’Ouest : le Marquenterre 100 e : Au Sud-ouest : le Vimeu 101 II : MATERIEL ET METHODES 103 A : Population d’étude………………………….………………...… 103 B : Constitution de l’échantillon d’étude………...………………... 103 a : Détermination de la taille de l’échantillon 103 b : Tirage aléatoire de l’échantillon 103 C : Obtention des données……………………………………...…... 105 a : Modalités et méthodes de prélèvements 105 b : Analyses des prélèvements 105 c : Enquête par questionnaire 106 D : Données générales……….…………...…………………………. 106 a : Proportion d’élevage mixte, laitier ou allaitant 106 b : Effectif moyen des cheptels 107 c : Pratiques d’élevage 108 Pratiques de pâturage 108 Pratiques d’achat 110 d : Connaissances sur le BVD III : RESULTATS 111 115 A : Bilan sanitaire des troupeaux……………………………..……. 115 a : Principaux problèmes dans les élevages pouvant être liés au BVDV 115 b : Proportion des élevages effectuant la vaccination 116 Protocoles mis en place 117 Pourcentage d’élevage ayant mis en place cette vaccination après un passage de BVDV dans le troupeau B : Les sérologies……....……….………..………………………..…. 117 118 a : Interprétation des sérologies 118 b : Prévalence des élevages contenant au moins un IPI 118 C : Etude sur les animaux IPI………………………………………. a : Caractéristiques des animaux IPI 119 119 Répartition des IPI par classes d’age 119 Différence d’age entre les IPI 121 Descendance ou fratrie d’IPI 122 Répartition par sexe 122 Devenir des IPI 123 b : Nombre d’IPI par élevage 124 IV : DISCUSSION GENERALE 127 A : Les élevages infectés…………………………………...……...… 127 a: Ces résultats sont-ils en relation avec les symptômes observés ? 127 b : Ces résultats sont-ils en relation avec la pratique de vaccination ? 127 c : Ces résultats sont-ils en relation avec la pratique d’achat ? 128 d : Ces résultats mettent-ils en évidence une zone à risque ? 128 B : Les élevages contenant au moins un IPI………………………. 131 a: Quels sont les signes cliniques les plus fréquents ? 131 b : Quelle a été la réaction de l’éleveur face à ce diagnostic ? 132 Pourcentage de dépistage et d’élimination des IPI 132 Pourcentage de vaccination 132 c : Ces résultats mettent-ils en évidence une cause prépondérante ? 133 d : Répartition géographique des élevages hébergeant au moins un IPI 133 CONCLUSION.………………………………………….. 137 LISTE DES TABLEAUX ET FIGURES Tableaux relatifs à la synthèse bibliographique : Tableau 1 : prévalence du BVD au sein de différents pays entre 1990-2000 23 Tableau 2 : coût estimé des pertes liées au BVDV dans un élevage 26 Tableau 3 : caractéristiques des polypeptides des pestivirus 29 Tableau 4 : principales différences entre les souches cytopathogènes et non cytopathogènes 32 Tableau 5 : tropisme cellulaire des souches cytopathogènes et non cytopathogènes 36 Tableau 6 : nombre de bovins IPI détectés et (réformés) par catégorie d’animaux en 1999 44 Tableau 7 : répartition des IPI selon la différence d’âge 44 Tableau 8 : répartition des IPI selon la différence d’âge entre le plus jeune et le plus âgé 44 Tableau 9 : diagnostic clinique, nécropsique et différentiel de la maladie des muqueuses aiguë 52 Tableau 10 : diagnostic clinique, nécropsique et différentiel de la maladie des muqueuses chronique 53 Tableau 11 : anomalie congénitales associées au BVD 57 Tableau 12 : interprétation des tests virologiques 69 Tableau 13 : interprétation des test sérologiques 72 Tableau 14 : interprétation selon le pourcentage d’inhibition du lait individuel 74 Tableau 15 : caractéristiques des méthodes d’analyses 75 Tableau 16 : interprétation des couplages sérologie-virologie 77 Tableau 17 : interprétation des résultats sérologiques lors d’avortements 81 Tableau 18 : protection fœtale homologue lors de primo-infection au Mucobovin® suivie de vaccination au Mucosiffa® 89 Tableau 19 : innocuité du vaccin Rispoval® 92 Tableau 20 : protection fœtale du vaccin Bovilis® 93 Tableaux relatifs à la partie expérimentale : Tableau 21 : répartition des élevages de l’enquête selon le type d’élevage 107 Tableau 22 : répartition des élevages selon la taille du cheptel 108 Tableau 23 : pratiques de pâturage 108 Tableau 24 : distance maximale entre l’élevage et les pâtures 110 Tableau 25 : attitude des éleveurs vis à vis des achats 110 Tableau 26 : connaissances générales des éleveurs sur la BVD/MD 112 Tableau 27 : sources d’information sur la BVD/MD citées par les éleveurs 113 Tableau 28 : symptômes principaux de la BVD/MD 115 Tableau 29 : pourcentage d’avortement dans les élevages 116 Tableau 30 : protocole de vaccination : animaux vaccinés 117 Tableau 31 : protocole de vaccination : spécialités utilisées 117 Tableau 32 : répartition des IPI par classe d’âge 119 Tableau 33 : différence d’âge entre IPI du même élevage 121 Tableau 34 : répartition des IPI par sexe 122 Tableau 35 : répartition des IPI selon leur devenir 124 Tableau 36 : nombre d’IPI par élevage 125 Tableau 37 : pratique de vaccination dans les cheptels infectés 128 Tableau 38 : répartition géographique des élevages infectés 130 Tableau 39 : distance maximale entre deux élevages infectés 130 Tableau 40 : symptômes principaux de la BVD/MD dans les élevages contenant au moins un IPI. 131 Tableau 41 : pratique de vaccination dans les cheptels contenant au moins un IPI. 132 Tableau 42 : répartition géographique des foyers d’IPI dans la Somme 133 Tableau 43 : distance minimale entre deux foyers comportant au moins un IPI 135 Figures relatives à la synthèse bibliographique : Figure 1 : pertes économiques liées à une infection par une souche peu virulente 24 Figure 2 : pertes économiques liées à une infection par une souche très virulente 25 Figure 3 : représentation schématique du génome du BVDV 28 Figure 4 : comparaison de la structure génomique d’une souche NCP et de 7 souches CP de BVDV montrant les réarrangements à l’origine de la synthèse de la protéine NS3 31 Figure 5 : arbre phylogénique partiel fondé sur une séquence N terminale du gène E2 34 Figure 6 : épidémiologie du BVD 39 Figure 7 : pathogénie de la maladie des muqueuses 42 Figure 8 : présentation dichotomique des tableaux cliniques associés à des souches BVD de type 1 et 2 60 Figure 9 : motifs d’appels des plans BVD 61 Figure 10 : conduite du diagnostic épidémio-clinique par le BVDV 62 Figure 11 : technique ELISA appliquée à la détection d’antigènes viraux 66 Figure 12 : limites de l’ELISA indirect en diagnostic de la BVD-MD 70 Figure 13 : principe de l’ELISA Blocking 71 Figure 14 : démarche diagnostique générale 79 Figure 15 : évolution des anticorps neutralisants après une injection de Mucossifa® 87 Figure 16 : leucopénie après épreuve virulente sur veaux vaccinés avec Mucossifa® 88 Figure 17 : contrôle d’activité de Mucobovin® 90 Figure 18 : évolution des anticorps au cours de la gestation chez les vaches vaccinées et témoins 91 Figure 19 : virémie après épreuve de virulence 93 Figure 20 : infection leucocytaire 93 Figures relatives à la partie expérimentale : Figure 21 : répartition géographique des élevages entrant dans l’étude sérologique 104 Figure 22 : répartition des élevages de l’enquête selon le type d’élevage 107 Figure 23 : répartition des élevages selon la taille du cheptel 108 Figure 24 : pratiques de pâturage 109 Figure 25 : distance maximale entre l’élevage et les pâtures 109 Figure 26 : attitude des éleveurs vis à vis des achats 111 Figure 27 : connaissances générales des éleveurs sur la BVD/MD 112 Figure 28 : sources d’information sur la BVD/MD citées par les éleveurs 113 Figure 29 : symptômes principaux de la BVD/MD 115 Figure 30 : pourcentage d’avortement dans les élevages 116 Figure 31 : protocole de vaccination : animaux vaccinés 117 Figure 32 : protocole de vaccination : spécialités utilisées 117 Figure 33 : répartition des IPI par classe d’age 119 Figure 34 : différence d’age entre IPI du même élevage 122 Figure 35 : répartition des IPI par sexe 122 Figure 36 : répartition des IPI selon leur devenir 124 Figure 37 : nombre d’IPI par élevage 125 Figure 38 : pratique de vaccination dans les cheptels infectés 127 Figure 39 : répartition géographique des élevages « sérologiquement infectés » 129 Figure 40 : répartition des élevages infectés 130 Figure 41 : distance maximale entre deux élevages infectés 130 Figure 42 : symptômes principaux de la BVD/MD dans les élevages contenant au moins un IPI. 131 Figure 43 : pratique de vaccination dans les cheptels contenant au moins un IPI. 132 Figure 44 : répartition géographique des foyers d’IPI dans la Somme 133 Figure 45 : répartition géographique des foyers contenant au moins un IPI. 134 Figure 46 : distance minimale entre deux foyers comportant au moins un IPI 135 LISTE DES ANNEXES Annexe 1 : Principe de la technique de détection des anticorps 1 Annexe 2 : Questionnaire sur le BVD 7 Annexe 3 : Questionnaire des éleveurs ayant eu au moins IPI dans leur cheptel 9 LISTE DES ABREVIATIONS Ac : Anticorps ACP : Amplification en chaîne par la polymérase ARN : Acide RiboNucléique BDV : Border Disease Virus BLAD : Bovine Leukocyte Adhesion Deficiency Bv : Bovin BVD/MD : Bovine Viral Disease/Mucosal Disease BVDV : Bovine Viral Disease Virus Co : Cobalt Cp : Caprin CP : Cytopathogène Cu : Cuivre DI : Particules défectives interférentes EDTA : Ethylene Diamine Tetra-acetic Acid ELISA : Enzyme-Linked Immunosorbent Assay GDS : Groupement de défense sanitaire IA : Insémination artificielle IBR : Rhinotrachéite infectieuse bovine IPI : Infecté Permanent Immunotolérant Kb : Kilobase Kd : Kilodalton MD : Mucosal Disease Mo : Molibdène NCP : Non cytopathogène n.d : Non diffusé Ov : Ovin P: Porcin PI3 : Parainfluenza 3 PCR : Polymérase Chain Reaction PPC : Peste Porcine Classique RSV : Respiratory Syncytial Virus RT-PCR : Reverse transcriptase polymerase chain reaction Se : Selenium SNC : Système Nerveux Central °C : Degré Celsius INTRODUCTION Le syndrome Diarrhée Virale Bovine – Maladie des Muqueuses, également connu sous le nom de BVD (Bovine Viral Diarrhea) est une affection cosmopolite fréquemment rencontrée par les vétérinaires praticiens. Evoluant souvent à bas bruit, cette maladie infectieuse virale des bovins causée par un Pestivirus est caractérisée par des symptômes polymorphes, une pathogénie complexe et une importance économique non négligeable. Depuis quelques années, des stratégies de lutte efficaces mais aussi économiquement envisageables sont mises en place sur le terrain. Jusqu’à présent, les actions entreprises sont limitées au niveau départemental ou régional notamment en raison du rapport coût / bénéfice d’une telle mesure. Après une synthèse bibliographique récapitulant les connaissances actuelles sur le syndrome BVD/MD, nous étudierons plus particulièrement l’épidémiologie descriptive de ce syndrome à travers une enquête menée au cours de l’année 2003-2004 dans le département de la Somme. Cette étude expérimentale, réalisée en collaboration avec le Laboratoire Départemental Vétérinaire et le Groupement de Défense Sanitaire de la Somme, vise à établir les fondations nécessaires à l’élaboration d’un plan de lutte départemental. L’enquête a pour but de fournir une image objective de la situation dans ce département en déterminant notamment la prévalence de l’infection par le virus BVD et en analysant l’influence de divers paramètres d’élevage. Il s’agit d’une enquête sérologique basée sur la détection des anticorps spécifiques anti BVD/MD. D’autre part, une enquête a été menée dans les exploitations ayant présenté un ou plusieurs IPI entre septembre 2000 et juillet 2003 afin d’étudier les conséquences en élevage ainsi que la mise en œuvre sur le terrain des différentes mesures d’éradication. PREMIERE PARTIE : L’INFECTION PAR LE VIRUS BVDV I : GENERALITES A - Définition L’infection des troupeaux par le virus de la diarrhée virale bovine (BVDV) fut décrite pour la première fois par Olafson en 1946 (83, 84). Ses différentes conséquences en élevage : troubles de la reproduction, avortement, chute de production, mortalité subite… furent découvertes par la suite. Il fallut attendre quarante ans pour que la relation causale entre l’infection par le BVDV dans le premier tiers de la gestation et la formation d’un animal infecté permanent immunotolérant (IPI) soit montrée (19, 21). Bien que la prévalence soit variable d’un pays à l’autre, l’infection par le BVDV est cosmopolite et endémique dans la plupart des pays. Ainsi de nombreuses mesures ont été prises pour la limiter. Depuis les dernières décennies, des mesures de contrôle reposant sur la vaccination ou sur le dépistage des IPI et des mesures de biosécurité ont été prises. B - Synonymie La diversité des termes utilisés depuis une cinquantaine d’années est à relier à la distinction des deux composantes du syndrome et à leur grande variabilité d’expression clinique. Ainsi, la maladie a été nommée successivement « Viral Diarrhea » par OLAFSON et al. (83, 84), « X disease » la même année puis « Virus diarrhea », « Epizootic Enteritis », « Erosive Gastroenteritis », « Muzzle Disease », « Atypisk Katarrh Fever », « Cow Cholera ». Depuis PRITCHARD en 1963 (90), le sigle BVD/MD est le plus couramment utilisé. C - Historique La connaissance du syndrome BVD/MD a demandé de nombreuses décennies : - en 1946, OLAFSON et al. ont décrit une gastro-entérite contagieuse chez les bovins, appelée diarrhée virale bovine, en 1947 ils reproduisent expérimentalement la maladie et mettent en évidence le virus (83, 84). - en 1953, RAMSEY et CHIVERS décrivirent une maladie mortelle chez les bovins touchant principalement les jeunes, la maladie des muqueuses (92). - en 1961, pour la première fois, GILLEPSY et al. démontrèrent la parenté antigénique entre les agents viraux responsables de ces deux affections (39). - en 1963, les virus impliqués dans ces deux affections ont été regroupés au sein du complexe BVD/MD (90). - en 1973, la relation pathogénique entre les deux affections a été introduite par LIESS (64). - en 1984-85, BROWNLIE et BOLIN introduisent la notion d’animal infecté permanent (IPI) et reproduisent expérimentalement la maladie des muqueuses (13, 14, 17, 21). - en 1985-87, RENARD, grâce à l’obtention d’anticorps monoclonaux, séquence le génome viral (95). Malgré cette évolution, une grande part du syndrome BVD/MD reste inconnue. Ainsi, de nombreux travaux se poursuivent afin d’approfondir la pathogénie, l’épidémiologie de cette affection ainsi que les méthodes de lutte pouvant être mises en place contre ce virus (35, 37). D - Répartition géographique Le virus BVD/MD est répandu sur les cinq continents, dans la plupart des pays avec un pourcentage d’individus séropositifs compris entre 18% et 89% selon la localisation géographique (86). Ces prévalences entre 1990 et 2003 sont regroupées au sein du tableau suivant : Pays Prévalence Ac Prévalence IPI Royaume.-Uni 64,9 % 1,8 % Danemark 64 % 1,1 % Suède 41 % 1,3 % Norvège 18,5 % Quasi éradiqué. Suisse 56 % 0,5 % France (Rhône-Alpes) 56,6% 0,8 % U.S.A. 57 - 89 % 1,7 % Chili 74 % - Nouvelle-Zélande 63 % - Tableau 1 : prévalence du BVD au sein de différents pays entre 1990-2000 (40) E - Importance économique Les pertes économiques sont difficiles à chiffrer puisqu’elles comprennent la baisse de production laitière, l’infécondité, les problèmes respiratoires, les avortements, les mortalités, les malformations et les retards de croissance. De plus, elles dépendent du statut immunologique de la population et de la pathogénicité de la souche virale. HOUE (47) a ainsi montré que les souches faiblement virulentes provoquaient un maximum de pertes lorsque le taux d’incidence était de 45%. En effet, à une incidence supérieure les pertes sont moins importantes puisque de nombreux animaux présentent des anticorps avant leur premier vêlage et diminuent ainsi le risque de créer des animaux IPI (cf. infra). La figure 1 montre la répartition des pertes en fonction du taux d’incidence lors d’une infection par une souche faiblement virulente. Pertes économiques pour mille vêlages en k$ 70 Pertes totales Animaux IPI Anomalies fœtales Infection aiguë 60 50 40 30 20 10 0 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 Incidence annuelle du risque d’infection (%) Fig. 1 : pertes économiques liées à une infection par une souche peu virulente (47) Par contre, les souches hautement virulentes provoquent un maximum de pertes économiques lorsque le taux d’incidence est de 65% (47). Les souches hautement virulentes augmentent considérablement le risque de mort subite de 0,25% lors de souche « classique » à 10%, le risque d’avortement de 5-20% à 10-40% selon le stade de gestation, les pertes laitières de 10% à 20% et les problèmes respiratoires de 2% à 5% (47). La figure 2 montre la répartition des pertes en fonction du taux d’incidence lors d’une infection par une souche hautement virulente. Pertes économiques pour mille vêlages en k$ Pertes totales Animaux IPI Anomalies fœtales Infection aiguë 70 60 50 40 30 20 10 0 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 Incidence annuelle du risque d’infection (%) Fig. 2 : pertes économiques liées à une infection par une souche très virulente (47) Ainsi, en considérant un taux annuel d’incidence de 34% (cas du Danemark), HOUE (47) est arrivé aux évaluations suivantes : - les pertes suite à une infection par une souche faiblement virulente s’élèveraient à 20 millions de dollars par million de vêlages. - les pertes suite à une infection par une souche hautement virulente s’élèveraient à 57 millions de dollars par million de vêlages. Dans une autre étude Rault (93) a estimé les pertes en prenant en considération les élevages sur un département fictif de 3 300 élevages dont 51% laitiers et 49% allaitants contenant au total 235 000 bovins dont 95 000 vaches. Les pertes prises en compte pour le calcul sont les pertes directes liées à la maladie des muqueuses d’animaux IPI, les pertes directes liées aux maladies néonatales, les pertes liées aux avortements, y compris les pertes de lait, les pertes liées aux retour en chaleur et les pertes liées à la réforme des IPI. Au total, les pertes liées à cette maladie dans ce département fictif sont de 11€ par vache et par an. Le détail de ce coût est résumé dans le tableau 2. Nature des pertes Coût estimé (en k€) Traitement des animaux IPI 430 Réforme prématurée des IPI 70 Morbidité des maladies néonatales 40 Mortalité des maladies néonatales 180 Avortements 215 Retour en chaleur 95 Total 1030 Tableau 2 : coût estimé des pertes liées au BVDV dans un élevage (93) A ces pertes s’ajoute le coût du programme de contrôle et d’éradication qui dépend également du risque d’infection et de la souche virale. Malgré des coûts d’analyses (ELISA antigénémie ou anticorps ~ 7,60 €, séroneutralisation ~ 9,10 €, immunofluorescence sur coupe ~ 18,25 € (85)) et des coûts de vaccination (de 4 € à 7,5 € la dose) relativement élevés, ces programmes sont économiquement satisfaisants. En effet, les dépenses du Danemark pour ces programmes sur trois ans se sont élevées à 27 millions de dollars, contre des pertes annuelles de 20 millions de dollars minimum (47). En France, l’évolution comparée du coût de la maladie sur 20 ans et du coût de mise en place du plan de maîtrise a mis en évidence un retour financier qui ne deviendrait positif qu’à partir, au minimum, de la seizième année d’éradication (93), cependant un plan d’éradication vient d’être initié par les groupements de défense sanitaire (GDS) bretons. II : ETUDE DU VIRUS BVD/MD (BVDV) A - Taxonomie Le BVDV appartient au genre pestivirus de la famille des Flaviviridae (famille dans laquelle on retrouve les virus de la fièvre jaune et de l’hépatite C chez l’homme). Classés auparavant dans la famille des Togaviridae, les pestivirus s’en distinguent par l’absence d’ARN subgénomique et d’une queue polyadénylée à leur extrémité 3’, ainsi que par leur organisation génomique (106). D’autres virus bien connus appartiennent à ce même genre : - le virus de la peste porcine classique ou Hog Cholera Virus (HCV) - le virus de la maladie de la frontière du mouton ou Border Disease (BDV). B - Caractéristiques structurales et chimiques a - Morphologie Le BVDV est un petit virus sphérique (40-60 nm de diamètre), constitué d’une capside icosaédrique et d’une enveloppe. b - Génome et protéines virales Le génome est constitué par un brin d’ARN monocaténaire de polarité positive. Comme tous les pestivirus, il ne possède qu’une seule phase de lecture ouverte qui couvre la quasi-totalité du génome (12-13 kb) pour une longueur codée de 450 kD. Cette phase de lecture est encadrée par une séquence 5’ non codante de 385 nucléotides environ et par une séquence 3’ non codante variant entre 186 et 224 nucléotides selon les souches (37, 39). La totalité du génome a été séquencé et cloné dès 1988 par Renard et al. La figure 3 schématise l’ensemble de la phase de lecture (77, 86). 5’ 1000 2000 3000 3’ Protéines p125 structurales Npro C E0 E1 E2 NS2-3 NS4 NS4B NS5A-B A p20 p14 gp48 gp25 gp53 NS2 NS3 NS5A NS5B p80 Fig. 3: représentation schématique du génome du BVDV (86) Les protéines E2 (anciennement nommée gp53) et E0 (gp48) sont les principales protéines structurales, elles constituent une partie de l’enveloppe du virus. La glycoprotéine E2, très immunogène, induit après infection l’apparition de forts taux d’anticorps neutralisants. Elle jouerait également un rôle important dans l’attachement aux cellules et leur infection. E0 serait impliquée dans le phénomène d’immunodépression en induisant l’apoptose cellulaire. Les protéines NS2-3 (gp125) et NS3 (p80) sont les principales protéines non structurales. NS2-3 est synthétisée lors de la multiplication virale. Lors d’infection cellulaire par une souche cytopathogène (cf. infra c), NS2-3 est clivée en NS3 et NS2. Ces deux protéines entraînent une forte production d’anticorps non neutralisants n’intervenant pas dans l’élimination du BVDV mais étant de très bons marqueurs de l’infection (34, 77). Le tableau 3 reprend les fonctions des protéines virales. Ancien Rôle Immunogénicité nom N pro p20 (Auto) protéase - C p14 Protéine de la nucléocapside + - compactage ARN+ signal de la translocation de la protéine E0 E0 gp48 Glycoprotéine d’enveloppe + +ARNase homodimère E1 gp25 Glycoprotéine d’enveloppe - ARNase hétérodimères avec E2 E2 gp53 Glycoprotéine d’enveloppe ++ ARNase (transmembranaire) + rôle dans l’adsorption du virus ( ?) + cible des Ac neutralisant p7 p7 Maturation des glycoprotéines - et morphogenèse du virion NS2/3 p125 Pas d’induction d’apoptose + NS2 p54 Hydrophobe + domaine « doigt - de zinc » NS3 p80 Hélicase, NTPase, protéase + sérique, Induction de l’apoptose NS4A p10 ? - NS4B p32 Cofacteur de NS3 - NS5A p58 ? - NS5B p75 ARN-polymérase ARN - dépendante Tableau 3 : caractéristiques des polypeptides des pestivirus (30, 33, 77). Auparavant ces polypeptides étaient désignés par leur masse moléculaire car leur rôle était inconnu, maintenant la nouvelle nomenclature permet la comparaison avec les autres pestivirus (30). c - Souches cytopathogènes / non-cytopathogènes L’étude approfondie du génome permet de différentier deux biotypes du BVDV : la souche cytopathogène (CP) et la souche non cytopathogène (NCP). La souche cytopathogène a un effet lytique sur la culture cellulaire. La mort cellulaire provient par apoptose suite à un stress oxydatif cellulaire. Selon DEHAN et al. (30) les monocytes infectés participeraient également à l’apoptose des autres types cellulaires. La souche NCP est responsable de la quasi-totalité des manifestations cliniques chez les animaux non infectés permanents immunotolérants. Elle est également la seule responsable des infections transplacentaires : avortements, malformations congénitales, formation de veau infectés permanents immunotolérants (IPI) …Les IPI n’hébergent donc que les souches NCP. Sur les animaux atteints cliniquement de maladie des muqueuses on isole à la fois des souches cytopathogènes et des souches noncytopathogènes (34, 86). Les souches CP dériveraient des souches NCP hébergées par les porteurs asymptomatiques. Les mutations à l’origine du biotype CP peuvent être : - insertion d’une séquence d’ARN - duplication et remaniement du génome viral dans la zone incriminée - production de particules défectives interférentes (DI) constituées d’un mini génome sans protéines structurales. Il n’y a pas de formation de virions mais ces DI sont à l’origine de l’expression de protéine NS3 (30). Ces hypothèses de mutation sont renforcées par l’existence d’une protéine précurseur de 120 kD (NS2-3) chez les deux souches, dont dériverait une protéine non structurale de 80 kD (NS3) présente uniquement chez la souche CP. La mutation se situerait toujours au niveau du gène codant la protéine non structurale NS2-3. Elle apparaîtrait de manière aléatoire et entraînerait un clivage de la protéine NS2-3 en NS3. A l’exception de cette protéine, les deux biotypes codent les mêmes protéines (86). La deuxième hypothèse est la recombinaison entre l’ARN cellulaire de l’animal et le génome viral : celle-ci provoquerait une modification de la protéine de 120 kD. L’existence d’une séquence nucléotidique supplémentaire chez la souche CP confirmerait cette hypothèse. De plus, cette séquence serait quasi identique à celle de l’ubiquitine animale (30). C E0 E1 E1 C E0 E1 NS2-3 E1 NS2 NS4B NS5 BVDV NCP NS4B NS5 CP7 C E0 E1 E1 NS2 NS4B NS5 NADL C E0 E1 E1 NS2 NS4B NS5 Osloss C E0 E1 C E0 E1 E1 E1 NS2-3 NS2-3 Npro Séquence cellulaire Ubiquitine Insertion courte NS4B NS5 CP1 NS4B NS5 Pe 515 NS4B NS5 CP9 NS4B NS5 CP BVDV-2 Fig. 4 : comparaison de la structure génomique d’une souche NCP et de 7 souches CP de BVDV montrant les réarrangements à l’origine de la synthèse de la protéine NS3 (30) Le tableau 4 résume les principales différences entre ces deux types de biotypes. Souches cytopathogènes (CP) Souches non cytopathogènes (NCP) Apparition d’anticorps 25e jour post-infection 14e jour post-infection Taux maximal d’anticorps faible Taux maximal d’anticorps élevé Virémie rare fréquente Portage asymptomatique non oui Passage de la barrière placentaire non oui neutralisants Tableau 4 : principales différences entre les souches cytopathogènes et non cytopathogènes (59) d - Diversité antigénique La diversité antigénique entre les différentes souches est très importante. Elle serait due à la transmission horizontale du virus provoquant une infection aiguë. La protéine E2 impliquée dans l’immunité protectrice a une variabilité marquée. Les protéines non structurales sont beaucoup plus conservées. Les souches NCP seraient antigéniquement et génétiquement stables. Par comparaison des séquences de nucléotides de certaines souches comme NADL, Oslo (CP) et SD-(NIP) il a été remarqué une similarité de 78 à 88% sur la totalité du génome. Les régions conservées comme la région 5’UTR avait une similarité de 86 à 93%. D’autres souches nouvellement isolées, dites de type 2, ne présentent dans ces régions 5’ UTR que 75% d’homologie avec les souches « classiques », de type 1, contre 90% d’homologie entre elles (33, 96, 97). Le plus grand degré de variabilité antigénique entre ces deux types de BVDV est observé dans la séquence de la glycoprotéine E2 (29). Ces nouvelles souches de type 2 ont d’abord été isolés dans des élevages vaccinant contre le BVDV de type 1 (29). Ces nouvelles souches sont responsables d’épidémies hypervirulentes aux Etats-Unis alors que la plupart de ces souches trouvées en Europe sont de virulence modérée à faible (45, 58). D’autre part, il existe une forte parenté antigénique entre les pestivirus. DARBYSHIRE (28) a été le premier à remarquer la proximité antigénique entre le virus de la peste porcine classique et le BVDV lors de réaction croisée sur des gels de diffusion. Par la suite, de nombreuses réactions croisées ont été montrées dans différents tests : neutralisation, fixation du complément, immunofluorescence…(87) Puis, la séroneutralisation (utilisation d’anticorps spécifiques à E2) a été fortement utilisée pour montrer les différences et les similitudes entre pestivirus. Par la suite des séquences de pestivirus ont été publiées. Il y a en effet conservation d’un bloc de séquences d’aminoacides dans les protéines non structurales (33, 55, 76). De plus les virus BVD, BDV et HC sont très proches ( 67% de similarité entre le BVDV et HC) (33), comme le montre la figure 5, ce qui tendrait à prouver que ces trois virus sont des mutants de spectre d’hôtes (34, 86). L’adaptation après transmission à différents hôtes ainsi que l’échappement à différents systèmes immunitaires auraient augmenté la diversité de ces pestivirus (105). Deer G Dee -b SH9-b A -h b-721-b BD 112-r CULI CULI -i L -h 519-b 150022-r SingerA-e NAD -f NAD Oregon-p 1138-r SD1-g -b Pe 515-c C86 B -h Hastings-e Hasting A1263-r -q CP7 Korevaar-r Koreva BVDV-1 Osloss -d Osloss SF4-t -e BD78-s Sil Lk -t Q140 24301-e SCP-b 890-u Q4812-t 178003-r BVDV-2 HC Aveyronit Alfor Alfo -m X818 -a Chinese-n Chinese Weybridge-y Weybridg B -31-v BDV Fig. 5 : arbre phylogénique partiel fondé sur une séquence N terminale du gène E2 (109) Cependant, la virulence ne peut pas être reliée aux ressemblances génétiques ou antigéniques puisque par exemple la souche de BVDV de type 2 BD78 extrêmement virulente est très proche de la souche 178003 peu virulente (109). e - Résistance Le BVDV bien qu’enveloppé est relativement résistant puisqu’il persiste jusqu’à 10j dans le fumier, 6j à 4°C dans les tissus infectés. Il n’est pas détruit par la congélation (-20°C) pendant plusieurs mois, le risque persiste donc lors d’insémination artificielle. D’ailleurs sa conservation au laboratoire s’effectue à -70°C. Par contre, il est inactivé rapidement par la chaleur (56°C), les rayons ultraviolets, les détergents ioniques et non ioniques tels que l’eau de Javel, la soude, le formol, le chloroforme, les iodophores, la chlorhexidine… (23, 59). Par ailleurs, une diminution considérable de l’infectiosité est obtenue en traitant des suspensions de BVDV avec de la trypsine (0,5 mg/ mL, 37°C, 60 min.) (63). Le pH « idéal » est de 7,4 mais le virus est relativement stable entre 5,7 et 9,3. Au dessus de 9,3 la dégradation est rapide (63). C - Caractéristiques biologiques a - Multiplication virale Seules les cultures cellulaires des Artiodactyles (Bv, Ov, Cp, P) permettent la multiplication du BVDV. Une seule cellule peut produire de 100 à 1000 virions. Dix heures après l’infection, des virions ont été détectés dans l’espace extracellulaire, ce qui prouve la rapidité du cycle viral (34). Expérimentalement, les systèmes les plus couramment utilisés sont les lignées cellulaires de type FBK (Fœtal Bovine Kidney) et les cellules primaires de testicule de veau (23). b - Tropisme viral et pouvoir pathogène Le BVDV a un tropisme pour les tissus réticulolymphoplasmocytaires : leucocytes sanguins, cellules endothéliales, cellules épithéliales kératinisées, et les organes lymphoïdes (23). Alors que les souches cytopathogènes ont un tropisme relativement étroit pour le tractus digestif, les souches non cytopathogènes ont un tropisme beaucoup plus large au sein de l’organisme. Le tableau 5 résume ces deux situations (17, 86). Localisation Souches cytopathogènes (CP) Souches non cytopathogènes (NCP) Majoritaires dans le tractus digestif : Cellules sanguines Duodénum, jéjunum, rumen, réseau. Organes associés à la circulation sanguine Tractus respiratoire Système nerveux central (IPI) Tableau 5 : Tropisme cellulaire des souches cytopathogènes et non cytopathogènes (17, 86) c - Transmission interspécifique La spécificité d’hôte est relativement faible. Seule l’espèce dont le virus est issu permet de classer le virus en biotype ovin ou bovin. En effet, l’infection par le BVDV induit chez le mouton des symptômes comparables à la Border Disease et inversement (23). La transmission interspécifique est donc très fréquente et ne s’arrête pas qu’aux ovins, elle peut également atteindre les porcins et les autres ongulés sauvages (cerfs, chevreuils, buffles, gazelles…) (59). III : PATHOGENIE DU SYNDROME BVD/MD A : Infection d’un bovin par une souche NCP Les souches NCP sont responsables de la quasi-totalité des manifestations cliniques chez les animaux non IPI. a - Bovin non gravide La transmission du BVD est horizontale directe : elle s’effectue généralement par contact direct, par aérosol, par contact avec des sécrétions infectées. Après une phase initiale de multiplication nasopharyngée, en particulier dans les tonsilles pharyngées, le virus envahit l’organisme par voie sanguine (24, 100). Cette phase virémique transitoire dure généralement 3 à 10 jours mais peut se prolonger jusqu’à 30 jours. La première infection entraîne une réaction immunitaire classique, les anticorps apparaissent dès 15 jours dans le sang, avec un pic vers la cinquième semaine. Les animaux deviennent alors séropositifs. Cette séropositivité peut persister pendant plusieurs années (33).Une fois la réaction immunitaire installée, les animaux résistent à de nouvelles infections par ce même virus. Ainsi la séroconversion avant la gestation permettrait d’éviter les conséquences d’une infection en cours de gestation (111). b - Vache gravide La gestation des bovins de 280j en moyenne s’effectue en différents stades : - du 19e j au 40e j s’effectue la nidation embryonnaire. - à partir de 120-125 j le fœtus acquiert son immunocompétence. Avant, il ne peut distinguer les anticorps du soi et ceux du non soi. Ainsi aucun anticorps n’est dirigé contre les antigènes viraux lors de contamination à ce stade. - vers 150j l’organogenèse se termine. Ainsi l’infection pendant la gestation a différentes conséquences selon le stade de gestation : - de la mort embryonnaire à l’avortement en début de gestation - des effets tératogènes sur le fœtus jusqu’à la formation de veau infecté permanent immunotolérant pendant une grande partie de cette gestation. - à une infection intra-utérine qui peut être bénigne à la fin de la gestation. Les quatre premiers mois de gestation semblent être les plus importants car c’est pendant ces premiers mois qu’apparaissent les signes les plus graves de l’infection au BVDV (24, 35, 86, 101). La figure 6 résume cette situation. Malformations Naissance de veaux non virémiques possédant des Anticorps colostraux possédant des Naissance des veaux IPI 1 40 80 120 160 200 240 280 ____ ___________________ _______________________________________________ implantation acquisition de la tolérance maturation du système immunitaire embryonnaire (8-20) immune vis à vis du BVD Gestation Mortalité et résorption embryonnaire Mortalité fœtale, Avortement direct ou différé Fig. 6 : épidémiologie du BVD (24, 87) B : Infection d’un bovin par une souche CP Si l’animal est infecté par une souche cytopathogène, les conséquences de l’infection fœtales sont nettement moins importantes. Ces souches pourraient également traverser la barrière placentaire mais sans provoquer d’avortement ou de veau IPI, les cellules cibles n’étant pas différenciées avant la période d’immunocompétence. Cette infection pourrait tout de même entraîner des mortinatalités, et si l’infection a lieu après le 110e jour de gestation une séroconversion du veau (24). C : Caractéristiques des animaux IPI Lorsqu’une vache est infectée pendant sa gestation par une souche NCP, le virus peut traverser la barrière placentaire et contaminer le fœtus. Certaines souches CP peuvent traverser la barrière placentaire mais ne sont pas pathogènes pour le fœtus. Une vache au statut immun : sérologie négative, infectée par une souche virulente NCP entre 40 et 125 j de gestation peut donner naissance à un veau IPI. Ce veau n’ayant pas encore acquis l’immunotolérance, subit une virémie généralisée et excrète continuellement le virus dans l’environnement et peut ainsi contaminer le reste du troupeau (35, 86, 101). Ces IPI seront donc toujours virologiquement positifs car porteurs du virus, mais malgré l’absence de synthèse d’anticorps contre la souche infectante ils peuvent présenter une sérologie positive. En effet, le colostrum d’une vache infectée pendant sa gestation peut contenir des anticorps spécifiques contre le BVDV, ainsi le veau IPI peut présenter une sérologie positive pendant 4 à 6 mois après la naissance (24, 86). De plus, le système immunitaire d’un IPI reste actif contre les autres souches de BVDV, ainsi un IPI peut séroconvertir. En plus d’excréter continuellement du virus, une vache IPI par transmission placentaire va obligatoirement donner naissance à un IPI, un transfert d’embryon à partir d’une vache donneuse IPI peut plus rarement donner naissance à un IPI. Un taureau IPI peut aussi transmettre le virus par son sperme (24, 101). Il serait alors facile d’éviter l’apparition de nouveaux IPI si ils étaient facilement détectables. On considère souvent que les IPI sont des veaux chétifs, aux poils ébouriffés, ayant des troubles de croissance… mais ils peuvent être tout à fait normaux, à croissance normale ce qui rend beaucoup plus difficile leur détection clinique sur le terrain. D : Pathogénie de la maladie des muqueuses La maladie des muqueuses fut tout d’abord qualifiée comme une maladie mortelle chez les bovins, puis elle intégra le complexe BVD/MD lorsque la similitude entre les deux virus fut admise. Il s’agit donc du même virus BVDV qui est à l’origine de ces deux maladies. Lors de BVD « classique » sur les non IPI, sont souvent isolées des souches NCP, sur les IPI on isole également le plus souvent des souches NCP. Sur les animaux ayant déclaré la maladie des muqueuses on isole pas une mais deux souches pathogènes : généralement une NCP et une CP antigéniquement proches, et plus rarement deux souches NCP antigéniquement proches. Il a été également montré que seuls les animaux IPI déclaraient cette maladie des muqueuses (16, 17, 23, 87). La maladie des muqueuses provient d’une nouvelle infection par le BVDV chez des IPI. Mais elle n’interviendra que si la nouvelle souche infectante est antigéniquement proche de la souche NCP hébergée par l’animal. Si il s’agit de deux souches de type différent : NCP et CP, l’animal débutera une maladie des muqueuses classique avec une issue fatale en deux jours jusqu’à 3 semaines. Alors que si il s’agit de deux souches NCP, l’animal débutera une maladie des muqueuses d’évolution chronique appelée également « runting disease » qui aboutit à une issue fatale en deux à neuf semaines (17, 86). Ces différentes situations sont résumées dans la figure suivante. « Hétérologie » « Homologie » CPA NCPA 2-3 semaines « Homologie partielle » CPB NCPA 2-3 semaines CPA’ NCPA 3-4 mois post surinfection Maladie chronique 1-2 mois NCPA CPA Maladie des muqueuses NCPA Anticorps anti CPB Réponse immune NCPA CPA’ Runting disease Fig. 7 : pathogénie de la maladie des muqueuses (20) On admettait généralement que les souches surinfectantes CP ou NCP provenaient de mutation de la souche NCP hébergée par l’animal au vu de ressemblance antigénique (29, 49, 74). Plus récemment, une deuxième hypothèse apparaît : celle de la recombinaison entre l’ARN cellulaire de l’animal et le génome viral provoquant ainsi une modification de la protéine 120 kD (30). IV : EPIDEMIOLOGIE DU SYNDROME BVD/MD A : Epidémiologie descriptive a - Espèces et types d’animaux concernés Généralement, ce sont les bovins les plus touchés par le syndrome BVD/MD, mais d’autres espèces animales telles que les ovins, les caprins, les porcins et des ongulés sauvages et même peut-être l’homme (49) peuvent être infectés par le BVDV (21). Les animaux d’un même élevage ne sont pas tous sensibles de la même façon à la circulation virale. En effet, il a été montré que seules 48% des génisses seraient séropositives après une seule circulation virale contre 78% des vaches multipares-3 veaux, contre 91% des vaches multipares-5veaux, toutes ces vaches étant comparables sur leur statut immunologique vis-à-vis du BVDV à l’origine de l’étude (97). Comme nous l’avons déjà précisé auparavant, seuls les animaux IPI peuvent exprimer une maladie des muqueuses. Celle-ci se développe selon deux formes : la forme aiguë qui touche des animaux entre 3 semaines et 3 mois avec une évolution rapide vers la mort en 2 à 3 jours jusqu’à 2 ou 3 mois, et la forme d’évolution chronique qui touche la même classe d’âge d’animaux mais évolue plus lentement en 2 à 9 semaines (35, 101). Ainsi on peut remarquer le plus souvent que la maladie des muqueuses ne touche que des animaux IPI appartenant à la classe des animaux entre 3 mois et 3 ans. Cela peut s’expliquer aisément par la répartition des IPI selon les classes d’âge : près de 78% étant des animaux entre 6 mois et 3 ans, seul 7% atteignant l’âge adulte. Le tableau 6 résume cette situation (50). Sérologie + Sérologie - Total %+ % parmi les IPI .Vaches 13 111 124 10,5% 7,21% .Génisses (>6 m) 125 236 361 34,6% 69% .Mâles (>6 m) 14 52 66 21,2% 7,8% .Veaux (<6m) 29 284 313 9,3% 16% Total 181 683 864 20,9% Tableau 6 : nombre de bovins IPI détectés et (réformés) par catégories d’animaux en 1999 (50). Le faible pourcentage d’IPI adultes s’explique par une espérance de vie très courte (24-36 mois), 50% des IPI mourant dans leur première année, et seulement 10% des génisses de remplacement IPI intégrant le troupeau de production (34, 43). Généralement, une infection par le BVDV ayant entraîné l’apparition d’un veau IPI entraîne l’apparition d’autres veaux IPI se répartissant en deux groupes d’âge. HOUE (48) a analysé dans une étude les différences d’âge entre deux veaux IPI au sein du même troupeau résumé dans le tableau 7, et les différences d’âge entre l’IPI le plus jeune et le plus vieux du même troupeau résumé dans le tableau 8 : Différence d’âge Pourcentage entre deux IPI Différence d’âge entre l’IPI Pourcentage le plus jeune et le plus âgé Moins de 2 mois 81,5% Moins de 2 mois 26,3% 2 mois-12 mois 13% 6 mois-14 mois 52,7% 1 an- 2 ans 4,6% 14 mois-22 mois 6,9% 2 ans-3 ans 0,9% Plus de 22 mois 13,9% Tableau 7 : répartition des IPI Tableau 8 : répartition des IPI selon la selon la différence d’âge entre différence d’âge entre le plus jeune et le eux (48). plus âgé (48). Ces répartitions peuvent s’expliquer par différents mécanismes. Tout d’abord, un fort pourcentage, ou relativement élevé, des veaux répartis dans des classes de moins de deux mois de différence d’âge peut s’expliquer par la présence de vaches au même stade de gestation (40-120j) lors de l’infection. Cette classe n’est pas la plus représentée dans la répartition du plus jeune et du plus âgé, puisque généralement cette première génération d’IPI va infecter d’autres vaches en gestation de 40 à 120 jours sur plusieurs cycles successifs. Lors de la naissance de la deuxième vague d’IPI, généralement les conséquences connues du BVD se sont largement développées. L’éleveur prend alors des mesures, ce qui explique une troisième vague (14-22 mois) beaucoup moins conséquente. Une différence d’âge plus importante entre le plus jeune et le plus âgé, supérieure à 22 mois, s’explique par la naissance de veau IPI issus de mères ellesmêmes IPI. Il n’y a pas de veaux IPI entre 2 et 6 mois de différence d’âge car les vaches dont la gestation est plus avancée (supérieure à 120j) ne vont pas donner naissance à des veaux IPI. b - Répartition géographique et fréquence de l’infection Le virus BVD/MD est répandu sur les cinq continents avec une prévalence individuelle comprise entre 36 et 88% selon la localisation géographique. Cette prévalence est difficile à chiffrer, mais elle serait environ de 34% au Danemark et de 50% en France (16, 47, 40). Aussi même si les IPI ne représentent qu’un faible pourcentage de la population bovine (entre 0-2%), il y aurait 15% des troupeaux qui en hébergeraient aux USA, 53% au Danemark, 45% en Allemagne et entre 20 et 30% dans l’ouest de la France (16, 47, 101). Aussi, le BVD continue sans cesse de circuler car il y aurait entre 70 et 95% des troupeaux qui hébergeraient des bovins séropositifs (101). De plus, la prévalence des animaux séropositifs serait de 87% (pouvant même atteindre 100%) dans des troupeaux renfermant des IPI contre 43% dans les élevages n’en refermant pas (16). Il y aurait alors un risque annuel de néo-infection de 30% environ avec un taux d’incidence individuelle de 52% au Danemark et de 8-12% en Suède (47). c - Importance de l’infection Il a été montré dans des expériences précédentes que 30 à 50% des femelles soumises au risque d’infection au sein d’un troupeau et qui se trouvent dans une période sensible avortent. Pourtant le risque d’avortement lié au BVD n’est pas le plus important l’année de l’infection mais dans les années qui suivent. En effet, le risque d’avortement est multiplié par 2,6 dans l’année qui suit l’introduction du virus et multiplié par 11 la deuxième année (24). Même si les avortements semblent être une part importante du tableau clinique du BVD seuls 1 à 7% des avortements sont dus au BVD seul (112). Le BVDV apparaît également comme un facteur prédisposant d’avortements induits par d’autres pathogènes. Ainsi, il a été retrouvé associé aux champignons Actinobacterium pyogenes dans 33% des avortements imputés à ces champignons. Lors de ces avortements, seul 10 à 20% des fœtus serait infectés par le BVDV (24). L’immunité maternelle semble minimiser les pertes liées à l’avortement. En effet, le taux de gestation à j 21 des femelles ayant été inséminées avant leur séroconversion (22%) est nettement inférieur à celui des femelles ayant été inséminées au cours de leur séroconversion (8-15 j après l’infection : 44%), lui même nettement inférieur à celui des femelles ayant été inséminées après leur séroconversion (77%) (73). Les veaux faibles et chétifs sont un autre aspect du tableau clinique du BVD. Cet aspect est un peu plus représentatif de l’état virologique ou sérologique de l’animal puisque dans 60% des veaux faibles le BVDV est impliqué. Mais tout veau faible n’est pas un IPI, et tout IPI n’est pas systématiquement un veau faible (24). Les IPI, véritables bombes à retardement au sein des troupeaux, ne représentent que 1-2% des bovins. Un IPI naît à la suite d’une infection maternelle par une souche NCP pendant le premier tiers de gestation chez une vache séronégative, ou naît d’une vache IPI elle-même. Le plus important dans la formation d’un IPI est donc le statut immunologique de la mère et le moment de l’infection. Ainsi, il a été montré (54) que si l’infection avait lieu : - entre 4 et 11 jours après l’insémination artificielle (IA), on obtenait 36% de veau IPI. - à 18 jours après l’IA, on obtenait 86% de veau IPI. - entre 30 et 34 jours après l’IA, on obtenait 100% de veau IPI. B : Epidémiologie analytique a - Animaux excréteurs L’excrétion du virus s’effectue par les animaux infectés de façon transitoire ou définitive. Ainsi, les animaux infectés de façon transitoire, qu’il s’agisse de bovins ou des autres espèces potentiellement porteuses, excrètent une faible charge virale dans un laps de temps limité : entre le quatrième et le dixième jour après la contamination. Les IPI eux sont considérés comme « des bombes à virus » puisqu’ils excrètent une charge virale considérable, toute leur vie mais en quantité variable. Un animal IPI infecterait 90% du troupeau en moins de 3 à 4 mois (47). b - Sources d’infection Les matières infectantes potentielles sont les fèces, le jetage, la salive, le sang, l’urine, le sperme, les sécrétions utérines et le placenta (59). Le sperme d’un animal IPI est bien une source d’infection puisque à la suite d’une insémination par ce sperme il a été retrouvé de fort taux de mortalité embryonnaire, d’avortement, mais seulement 3% d’IPI, l’immunité maternelle limitant de nouveau les pertes. Chez la vache séronégative inséminée avec du sperme d’un animal IPI, on retrouve un titre en anticorps supérieur à 1:128 comparable à une protection acquise. Ce taux de séroconversion est très faible lors d’insémination avec du sperme d’animaux infectés transitoires (24, 75). Aussi, la longue persistance du virus dans l’appareil génital (jusqu’à 53 jours) rend possible une contamination du fœtus au cours du cycle suivant (74). c - Modalité de contagion Le BVDV peut se transmettre par différentes voies au sein d’un même troupeau. transmission horizontale directe Cette transmission s’effectue par contact direct avec un animal infecté ou avec des matières infectantes. Cette transmission peut également se faire à partir des autres ongulés : ruminants sauvages, ovins, porcs, caprins. Les voies d’infection peuvent être respiratoire, orale et vaginale…(59, 86). transmission horizontale indirecte Cette transmission est possible par des vecteurs animés ou inanimés tels que les aiguilles hypodermiques, le matériel médical (57), les insectes piqueurs, les produits biologiques : milieu de transfert d’embryon pouvant contenir du sérum de veau fœtal contaminé, des vaccins vivants BVD atténués, des vaccins contaminés (59). Il a également été montré que des mouches piqueuses sont capables de transmettre le BVDV et que le virus pouvait survivre sur ces espèces de mouches pendant 96 heures (44). L’air pourrait également apparaître comme contaminant sur quelques mètres (47). transmission verticale Cette transmission s’effectue généralement par passage trans-placentaire du virus lors d’une infection transitoire chez une femelle gravide, ou chez une femelle elle même IPI (86). Cette transmission peut également s’effectuer directement par le sperme de taureaux IPI ou infectés transitoires, la charge virale étant plus abondante dans le premier cas. C : Epidémiologie synthétique a - Origine de la contamination d’un élevage Plusieurs causes peuvent être à l’origine de l’introduction du BVD au sein de l’élevage : - les achats : les achats d’un animal ou d’animaux IPI, de génisses ou de vaches pleines d’un veau IPI, d’animaux infectés transitoires. La prévalence des animaux IPI étant de 2% , le risque (P) d’introduire des animaux IPI par achat sans test à l’introduction est : P=1- (0,98)n , n étant le nombre d’animaux achetés (47). De la même façon, le risque annuel de néo-infection étant environ de 30%, 50% de la population possédant des anticorps et la virémie persistant pendant 10 jours (2,7% de l’année), le risque (P’) d’introduire un animal virémique transitoire est : P’= 0,3x0,5x0,025=0,4%. On a donc P=1- (0,996)n, n étant le nombre d’animaux achetés (47). - les reproducteurs : taureau ou sperme d’un animal IPI ou infecté transitoire ; - le voisinage : lors de contact de pâtures avec des animaux IPI ou infectés transitoires, avec des animaux sauvages porteurs du virus, ou lors de cohabitations multiespèces domestiques (artiodactyles) ; - les marchés et foires. b - Persistance de l’infection au sein de l’élevage La persistance de l’infection par le BVDV au sein d’un élevage peut-être due à deux causes majeures. Tout d’abord, il peut s’agir de réinfection régulière du cheptel par voisinage ou par achat. La cause la plus fréquente reste tout de même la persistance d’un animal IPI dans le troupeau. Cet IPI contamine sans cesse ces congénères et permet la formation de nouveaux IPI qui maintiennent eux aussi la charge virale dans l’élevage. Cette notion importante sera évidemment prise en compte dans les mesures de lutte. V : TABLEAU CLINIQUE ET LESIONNEL DU SYNDROME BVD/MD A : Maladie des muqueuses La maladie des muqueuses (MD) a tout d’abord était définie comme étant une maladie bovine mortelle puis on a par la suite découvert que seuls les animaux IPI étaient susceptibles de l’exprimer. Ensuite, deux types de MD ont été découverts (86). a - Maladie des muqueuses aiguë Elle apparaît lors d’une nouvelle infection par une souche CP antigéniquement comparable à la souche NCP hébergée par l’animal. Ces cas sont donc le plus souvent sporadiques. Cette maladie se traduit cliniquement par un syndrome fébrile, une diarrhée nauséabonde parfois hémorragique ou nécrofibrineuse et une stomatite ulcéreuse s’accompagnant de ptyalisme. Le diabète sucré de type I peut parfois s’ajouter à ce tableau clinique (35). Les lésions caractéristiques de cette affection sont : (35, 101) - des ulcères sur l’ensemble du tractus digestif : cavité buccale, œsophage, piliers du rumen, et caillette. - une proctite conjonctivo-hémorragique, typhlocolite mucoïde hémorragique ou nécrofibrineuse. - une nécrose focale des plaques de Peyer - des lésions cutanées ulcératives interdigitées, sur la vulve et sur le trayon. Cependant ce tableau clinique n’est pas toujours aussi net, ainsi le diagnostic différentiel avec une diarrhée parasitaire : (fasciolose, œstertagiose), une diarrhée infectieuse : ( salmonellose, coryza gangréneux), paratuberculose, une diarrhée carentielle : ( Cu, Se, Co), une diarrhée toxique : ( Mo)b est parfois délicat (35). Le tableau 9 résume cette situation. Symptômes : Age des animaux : Lésions : Diagnostic Maladie des .syndrome fébrile 3 semaines à 3 ans Sur le tractus différentiel : muqueuses .diarrhée évolution : digestif, .diarrhées parasitaires (MD) nauséabonde 2-3j à 2 semaines surtout stomatite .diarrhées infectieuses aiguë .ptyalisme Névrose focale des .diarrhées carentielles plaques de Peyer .diarrhées toxiques Tableau 9 : diagnostic clinique, nécropsique et différentiel de la maladie des muqueuses aiguë (35). b - Maladie des muqueuses chronique Cette forme de la maladie apparaît lors d’une nouvelle infection par une souche NCP antigéniquement comparable à la souche NCP hébergée par l’animal. Elle se traduit cliniquement par une diarrhée intermittente ou continue entraînant un amaigrissement progressif jusqu’à la cachexie (35, 101). Les lésions caractéristiques de cette affection sont : (35, 101) - une stomatite en fin d’évolution - des lésions cutanées : ulcères de l’espace interdigité et de la sphère génitale, alopécie et hyperkératinisation Le diagnostic différentiel doit s’effectuer avec toutes les affections cachectisantes, les diarrhées chroniques parasitaires, infectieuses, carentielles, ou encore une maladie génétique telle que le BLAD (Bovine Leukocyte Adhesion Deficiency)(35). Cette situation est résumée dans le tableau 10. Symptômes : Age des Lésions : id que MD Diagnostic .amaigrissement animaux : aiguë différentiel : progressif 3 semaines à 3 .stomatite en fin .diarrhées chroniques muqueuses .puis cachexie ans d’évolution .BLAD chronique .diarrhée intermittente évolution : .ulcération cutanée .affections 2 à 9 semaines .alopécie cachectisantes Maladie des .hyperkératinisation Tableau 10 : diagnostic clinique, nécropsique et différentiel de la maladie des muqueuses chronique (35). B : BVD aiguë Une infection par le BVD entraîne généralement une diarrhée bénigne et transitoire, une hyperthermie transitoire, une leucopénie passagère et une chute de production laitière provisoire mais cette infection peut entraîner de nombreuses conséquences au sein de l’élevage à plus ou moins long terme (35). a - Avortements Ces avortements apparaissent généralement pendant les deux premiers tiers de gestation, 9 à 30 jours après l’infection pouvant intervenir jusqu’au 125e jour de gestation. De temps en temps, ces avortements peuvent également intervenir plus tardivement (60, 101). Le virus peut atteindre directement le fœtus par voie transplacentaire ou créer une placentite perturbant les échanges fœto-placentaires (86, 112). Généralement, aucune lésion spécifique n’est retrouvée sur le placenta et le fœtus (24). On peut tout de même retrouver un retard de croissance intra-utérine (24), une atrophie thymique, une déplétion du tissu lymphoïde associée au tube digestif, une pneumonie, une inflammation ou nécrose du myocarde, une nécrose ou hémorragie vasculaire pulmonaire, ou une hypomyélinisation (112). Trois avortements ou plus regroupés sur quelques semaines au sein d’un même élevage doivent suggérer un passage du BVDV dans le dernier mois (101). b - Troubles de la reproduction mortalité embryonnaire - retour en chaleur Cette mortalité embryonnaire passe souvent inaperçue au sein de l’élevage, et se traduit par de nombreux retours en chaleur plus ou moins tardifs. Elle constitue en fait des avortements très précoces liés à une infection contemporaine de l’insémination ou de la saillie (24, 101). Cette mortalité embryonnaire ou non fécondation peuvent être reliées à trois causes : - une diminution du taux de fécondation des ovocytes (41) - des effets délétères directs sur l’embryon (8, 9) - un milieu utérin hostile dû aux infiltrations lymphocytaires et plasmocytaires de l’endomètre (2). La contamination du milieu utérin peut s’effectuer par deux voies : oronasale ou intra-utérine. Généralement, lors de passage de BVDV la baisse de fécondité est transitoire, par contre lors d’utilisation d’un mâle IPI ce trouble de fécondité persiste (35). Lors d’une progression lente du virus, les vaches s’infectent entre les gestations ce qui provoque une évolution subclinique, se séroconvertissent et se protègent progressivement. Alors que lors d’une introduction d’un IPI, l’expression clinique est grave (24). Mais le BVDV est rarement responsable de « repeat-breading » : il y a une augmentation du nombre d’IA pour avoir l’IA fécondante sur de nombreux animaux et non pas une augmentation très importante du nombre d’IA sur quelques animaux (24). momification du fœtus Généralement, aucune lésion caractéristique n’est associée aux avortements, mais parfois les fœtus peuvent être momifiés (16, 35). Les mécanismes de cette momification fœtale ne sont pas encore connus. infertilité femelle Cette infertilité femelle est due à une anomalie du fonctionnement ovarien pouvant s’expliquer par : - une ovarite interstitielle diffuse entraînant une perturbation de la croissance folliculaire. On remarque une diminution du nombre des follicules tertiaires, pré ovulatoires ou atrésiques (49) ainsi qu’une diminution du diamètre maximal et du rythme de croissance des follicules (24). - une ovulation anormale, seul 17% des follicules ayant ovulés (51), due à des profils hormonaux anormaux : une augmentation du taux du cortisol supprimant la libération de LH (74). - une diminution du nombre de corps jaunes directement liée à la chute du taux d’ovulation (51). Ces anomalies ont pour conséquences une fertilité très faible chez les vaches IPI, une intensité d’expression des chaleurs beaucoup plus faible chez les femelles infectées ou IPI (51), et une réponse diminuée au traitement de super ovulation chez ces mêmes animaux (24). infertilité mâle La fertilité des taureaux IPI est très variable, certains spermes étant tout à fait normaux, d’autres semences étant de mauvaise qualité avec une faible motilité, une faible concentration et de nombreuses anomalies des spermatozoïdes (52, 53, 72, 75). Lors d’infection aiguë, il y a une détérioration de la qualité du sperme 7 jours après infection jusqu’à 30 à 50 jours. Il y a une diminution du volume, une diminution de la motilité et de la concentration, une augmentation du pourcentage des spermatozoïdes morts et anormaux (88). Histologiquement, on remarque une dégénérescence et une nécrose des tubules séminifères, un œdème modéré des testicules, et une infiltration lymphocytaire des glandes annexes réversibles après 80 jours (24). taux de rétention placentaire Le risque de rétention placentaire est multiplié par trois lors d’infection par le BVDV au sein d’un élevage (60). c - Syndrome du veau faible – retard de croissance Souvent, lors d’une infection in utero par le BVDV dans les 150 premiers jours de gestation, le veau subit un retard de croissance remarquable dès la naissance. Ces veaux généralement chétifs, présentant une faiblesse généralisée, meurent dans la plupart des cas dans les 3 premiers jours. Certains de ces veaux sont des IPI, mais tous les IPI n’ont pas de retard de croissance et inversement tous ces veaux ne sont pas des IPI (35, 101). d - Anomalies congénitales Une infection par le BVDV pendant la gestation entre le 100° et le 150° jours peut entraîner de nombreuses malformations néonatales. Cette période correspond, en effet à l’organogenèse. Ces malformations atteignent différents systèmes : nerveux, immunitaire, musculo-squelettique, respiratoire, oculaire et cutané, mais en général au sein d’un même élevage les anomalies sont de même nature (35, 101). Les lésions nerveuses sont très fréquentes et variables dans leur nature et leur intensité allant de la démyélinisation, d’une réaction inflammatoire jusqu’à la réduction discrète ou totale de certains types cellulaires. Cette diversité peut s’expliquer par la pathogénicité et le tropisme des souches virales, le génotype de l’hôte, le stade de l’infection… Elles touchent préférentiellement l’hippocampe, le cortex cérébral et le cervelet. Cela se traduit cliniquement par des veaux faibles, ataxiques, tremblants, présentant un nystagmus, parfois une amaurose, incapables de se lever et de téter… (10, 82, 101) Ces veaux présentent généralement une stature trapue, courte, des malformations faciales…(24). Le tableau 11 rassemble les différentes malformations associées au BVD. SYSTEME NERVEUX (80-120j de gestation) Microencéphalie, porencéphalie, hydrocéphalie, hydranencéphalie, hypoplasie cérébelleuse, hypomyélinogenèse médullaire. ŒIL (80-160j de gestation) Atrophie et dysplasie rétiniennes, névrite optique, cataracte uni- ou bilatérale, microphtalmie, kératite interstitielle, amaurose. SYSTEME IMMUNITAIRE Aplasie et hypoplasie thymique PEAU Hypotrichose, alopécie, hirsutisme SYSTEME MUSCULO-SQUELETTIQUE Brachygnatie, retard de croissance, arthrogrypose, anomalies osseuses, syndrome du veau faible, torticolis, opisthotonos. APPAREIL RESPIRATOIRE Aplasie et hypoplasie pulmonaire Tableau 11 : Anomalies congénitales associées au BVD (35, 101). Tous ces troubles apparaissent suivant le moment de l’infection au cours de la gestation. e - Pathologie néonatale Une étude a montré que l’infection conjointe des virus RSB (respiratoire syncytial bovin) et BVDV a reproduit une affection clinique visible et a provoqué des lésions plus graves et plus étendues que dans le cas de chaque infection simple. L’histologie a révélé que le BVDV potentialise l’action du virus RS sur l’épithélium respiratoire (19). En augmentant, la fréquence et la gravité des diarrhées et pneumopathies, le BVDV apparaît comme un facteur favorisant au moins les co-infections suivantes : BHV1, PI3, RSV, rotavirus, Pasteurella hemolytica (4, 60, 89,98, 101, 108). f - Diarrhée aiguë contagieuse Le BVD peut également se traduire par une diarrhée aiguë contagieuse touchant essentiellement les animaux de 6 à 18 mois (35, 108). Cette diarrhée très contagieuse présente une morbidité élevée mais une létalité faible : 10 à 20% (101). g - Chute de production La chute de production pouvant atteindre 10% transitoirement est liée au pic fébrile accompagné plus ou moins d’une leucopénie. Cette chute peut persister 10 jours puis le niveau de production augmente sans jamais retrouver le niveau antérieur (24, 35, 79). Ces symptômes infra-cliniques sont très fréquents puisque 70 à 90% des infections se déroulent sans manifestation clinique visible (1). h - Autres Parfois le BVDV est lié à d’autres symptômes tels que l’hydropisie des enveloppes fœtales, ou encore l’augmentation de la fréquence des mammites (+7,1% en Norvège) de par son effet immunosuppresseur (110). Cependant l’infection est infra-clinique et représenterait 60 à 90% des cas. Elle se traduit par une hyperthermie modérée et transitoire accompagnant une leucopénie, une réduction de l’appétit et un ramollissement des bouses qui passe souvent inaperçu (16). C : BVD : les souches virulentes Les souches virulentes isolées sont des souches non-cytopathogènes de type 2 en Amérique du Nord mais certaines souches virulentes de type 1 ont été isolées en Europe (35). Ces souches sont à l’origine d’un syndrome hémorragique d’évolution rapide (fatale dans 50% des cas en moins de deux jours) qui touche essentiellement les jeunes (26). Cliniquement, ces animaux présentent une forte hyperthermie, une hématurie et des fèces hémorragiques, un épistaxis et des saignements aux sites d’injection. Histopathologiquement, on remarque un allongement du temps de saignement, un taux d’hémoglobine inférieur à 90g/l, d’hématocrite inférieur à 20%, et une numération plaquettaire inférieure à 50000/mm 3. Il s’agit alors d’une anémie microcytaire hypochrome périphérique associée à une thrombocytopénie marquée (4, 26, 27, 35, 61, 94, 101). Lors de l’autopsie de ces animaux, on remarque des hémorragies et un purpura sur l’ensemble des muqueuses, sur le caecum, le mésentère, l’épiplon, la sous-muqueuse œsophagienne et l’épicarde (27, 35, 61, 94). Cet aspect de l’infection par le BVDV se rapproche beaucoup plus des symptômes qu’entraînent les autres pestivirus : ceux de la peste porcine et de la border disease que de la BVD classique. La figure suivante résume les différentes situations pré-citées. Infection par le BVDV Type I • • • Type II Hypervirulence Asymptomatique Diarrhée Légère / sévère Rarement : o Ulcères gastro-intestinaux o Troubles respiratoires Non Identique au type I Si infection pendant la gestation (par une souche NCP) Surinfection par souche cytopathogène (CP) Non IPI (1% du cheptel) Oui • • • 30ème au 120ème jour de gestation Veau Infecté Permanent Immunotolérant (IPI) normal ou anormal Oui Syndrome hémorragique Forte mortalité Atteinte respiratoire souvent associée Autre période • Résorption fœtale • Avortement • Veau anormal o Anomalie SNC o Lésions oculaires o Lésions des phanères • Veau normal séropositif Maladie des muqueuses (mortalité : 100%) Fig. 8 : présentation dichotomique de l’infection par le BVDV (30) D : Quand penser à une infection par le BVDV au sein d’un élevage ? Selon une étude menée par les GDS bretons (3, 7), trois formes principales représentent à elles seules plus de 90% des motifs d’appels des plans BVD : un ou plusieurs cas de maladie des muqueuses (40%), les retards de croissance (10%), et les avortements et mortalités embryonnaires (40%). Motifs d'appel des plans BVD 2% 2% 2% 4% Maladie des muqueuses Mortalités embryonnaires et avortements Retards de croissance 10% 40% diarrhées néonatales diarrhées des adultes Malformations 40% Divers Fig. 9 : motifs d’appels des plans BVD (3, 7). Les motifs d’appels secondaires sont : la diarrhée virale bovine, les malformations congénitales, le syndrome hémorragique, les infections respiratoires. D’ autre part, la circulation du BVD dans un élevage est soupçonnée lorsque celui-ci présentent un ou plusieurs signes évocateurs. Ces signes peuvent être classés en majeurs ou mineurs. Signes évocateurs majeurs Signes évocateurs mineurs .cas de MD .retours en chaleur .avortement, fœtus momifiés .chute de production .anomalies congénitales en série .pic fébrile .syndrome hémorragique .diarrhée aiguë contagieuse .retards de croissance .pathologie néonatale ↓ Présomption de circulation de BVDV dans l’élevage ↓ Diagnostic de laboratoire Fig. 10: conduite du diagnostic épidémio-clinique par le BVDV (35, 101). Les aspects cliniques divers de l’infection par le BVD peuvent suggérer une infection par le BVDV mais rendent difficiles l’établissement d’un diagnostic avec certitude. Les outils du diagnostic de laboratoire sont donc nécessaires pour le confirmer. E : Diagnostic différentiel Nous évoquerons ici uniquement les affections s’accompagnant de troubles digestifs (18). a - Affections associant diarrhées et lésions buccales. Intoxications On rencontre de telles affections lors d’intoxications par des végétaux ou des toxiques comme le sureau, les glands ou l’arsenic… Coryza gangréneux Syndrome de déficience d’adhésion des leucocytes bovins (BLAD) b - Affections s’exprimant essentiellement par des lésions de la cavité buccale Fièvre aphteuse Stomatite papuleuse Stomatite nécrotique Fièvre catarrhale du mouton (Blue Tongue) c - Affections s’exprimant par de la diarrhée en l’absence de lésions de la cavité buccale Parasitisme Salmonellose Paratuberculose Carences en cuivre, sélénium ou cobalt Amyloïdose rénale VI : ANALYSES DE LABORATOIRE A : Les outils du diagnostic de laboratoire a - Tests virologiques Isolement viral L’isolement viral est la méthode de référence. Celle-ci s’effectue in vitro sur des cultures primaires de cellules embryonnaires de cornets nasaux ou de cellules testiculaires bovines. La mise en évidence de souche cytopathogène est rapide car il y a une altération cellulaire en moins de 48h. L’identification virale est par la suite réalisée par séroneutralisation et la souche peut être déterminée à l’aide d’un panel d’anticorps monoclonaux spécifiques (35). La mise en évidence de souches non cytopathogènes est moins aisée puisqu’elles n’entraînent aucun effet sur la culture cellulaire. On identifie donc le virus directement par immunofluorescence ou par un test à l’immunoperoxydase après isolement (18). La première méthode, de par sa rapidité et sa précision, est considérée comme la méthode de référence. Cependant, l’immunoperoxydase effectuée en 5 à 7 jours peut s’effectuer sur un plus grand nombre d’échantillons, entraîne moins de frais et demande une technicité bien moins importante (pas de matériel spécifique, pas de qualification spécifique du personnel) (18). Mais les risques de faux positifs sont plus importants, les péroxydases existant dans les cellules de nombreux tissus. Pour effectuer cette recherche, de nombreux prélèvements sont possibles : sérum, sang total, sécrétion nasale, semence chez les animaux vivants ou les organes lymphoïdes tels que la rate, les plaques de Peyer, les nœuds lymphatiques mésentériques et le thymus sur un cadavre (35). Détection des antigènes viraux L’identification des antigènes viraux sur coupes d’organes congelés s’effectue par immunohistochimie, immunofluorescence, ou immunoperoxydase (18, 35, 105). L’inconvénient majeur de cette technique est que l’on ne peut faire la différence entre une virémie transitoire et un état immunotolérant avec infection persistante. A partir de prélèvements sanguins, on utilise un test ELISA (Enzyme-Linked Immunosorbent Assay). Cette technique peut également être utilisée à partir de caillots, d’extraits leucocytaires ou encore de broyats d’organes lymphoïdes traités par un tampon lytique (65). Des travaux sont en cours sur les matières fécales et les premiers résultats sont encourageants (99). Ces échantillons sont déposés sur des cupules tapissées d’un mélange d’anticorps monoclonaux dirigés contre différent épitopes de la protéine NS2/3 (80/125). D’autres tests du même type sont réalisés avec un ou plusieurs anticorps monoclonaux dont p80/125 (99). L’ajout successif de sérum, de réactif et de substrat, comme le montre la figure 12 (105), permet de révéler le complexe formé. La quantité d’antigène viral est alors proportionnelle à la densité optique obtenue (101, 105). Tampon de lyse ETAPE 1 Sang de l’animal IPI Plaque sensibilisée avec Ac monoclonaux anti- p80 Apport de l’échantillon et capture de la p80 /125 ETAPE 2 ETAPE 3 Conjugué chèvre anti Ig-G de lapin/peroxydase Amplification immunologique Sérum de lapin anti-p80 ETAPE 4 Substrat Révélation immunologique Développement (substrat) puis lecture Fig. 11 : technique ELISA appliquée à la détection d’antigènes viraux (105). Les titres viraux des animaux IPI est très élevé. La sensibilité de ce test (la sensibilité étant l’aptitude d’un test à fournir une réponse positive chez un individu infecté) est très bonne (supérieure à 90-95%) (101). Pour THIBAULT et al. (105) elle atteint 97,6% sur des échantillons de sang de total et 100% sur les leucocytes et les broyats d’organes. Cette sensibilité reste tout de même médiocre lors d’infection transitoire, les titres viraux étant faibles. Pour ce cas, on préférera donc l’isolement viral (101). La spécificité de ce test (la spécificité étant l’aptitude d’un test à fournir une réponse négative chez un individu indemne) est excellente quelle que soit la nature de l’échantillon puisque 100% des animaux non IPI ont présenté un seuil inférieur à celui de positivité (105). Ce test permet un résultat rapide à moindre coût et permettant de traiter un grand nombre d’échantillon simultanément. Toutefois, la valeur prédictive positive de ce test (la valeur prédictive positive étant la proportion des vrais positifs parmi l’ensemble des réponses positives fournies par un test de dépistage) dépend de la prévalence de l’infection (1-2% d’animaux IPI), celle-ci est donc moyenne : 50% environ. Il ne sera astucieux dès lors d’utiliser ce test que sur des animaux suspects après étude clinique et couplé à une sérologie. Cytométrie de flux Cette technique consiste à trier les cellules infectées des non-infectées après marquage spécifique. Les performances sont comparables à l’isolement viral mais il persiste de nombreuses contraintes matérielles qui ont tendance à laisser ces méthodes dans le domaine des laboratoires spécialisés. De plus, on ne peut distinguer qu’une seule souche virale à la fois et on ne peut isoler la souche en cause (45, 105). Mise en évidence du génome viral Cette technique fait appel à une phase d’amplification du génome viral par réaction de polymérisation en chaîne (PCR) suivie d’une révélation du produit de cette amplification et permet de détecter l’ARN génomique viral sans interférer avec les anticorps neutralisants. Ce test s’effectue à partir de sérums, d’homogénats de poumons, rate ou placenta et d’écouvillons nasaux et amygdaliens. Il se déroule sur deux jours (99, 105). La spécificité de ce test est nettement supérieure à celle de l’isolement viral. De même, la sensibilité est 10 à 1000 fois supérieure à celle de l’isolement viral (45). Ce test n’interférant pas avec les anticorps colostraux est tout à fait indiqué pour la recherche du statut des jeunes veaux, et des veaux à venir après élimination du dernier IPI (99). Ce test permet également de différencier les IPI des animaux virémiques transitoires. De plus, cette méthode est utilisable sur des échantillons de 20 sérums. Actuellement, se développe la PCR temps réel. Il s’agit de la même méthode utilisant une sonde Taqman la révélation se faisant en même temps que l’amplification. Les résultats sont visualisables sur un écran informatique relié à l’appareil et sont quantifiables par le Ct (nombre de cycles) qui permet d’atteindre un niveau de fluorescence spécifique de la sonde. Elle permet également de différencier des animaux IPI des virémiques transitoires, la différence de Ct étant de l’ordre d’un facteur 10 (la différence de charge virale de 210). Cette dernière méthode est encore plus sensible et spécifique grâce à l’utilisation de sondes marquées fluorescentes en complément des amorces (103). Ainsi, la PCR devient plus rapide et facile, plus spécifique et sensible, et diminue le risque de contamination lors d’amplification. FULTON et al. (38) ont montré que la méthode de RT-PCR (reverse-transcriptase polymerase chain reaction) permet de détecter et de différencier différents types de pestivirus. Leur étude portait sur : - des souches de référence du BVDV ; - des isolats de BVDV provenant d’analyses ; - des souches vivantes CP modifiées de BVDV provenant de vaccins ; - des souches de références du virus de Border Disease. Une première épreuve d’amplification en chaîne par la polymérase (PCR) a permis de mettre en évidence 25 ARN de pestivirus sur 30. Une deuxième épreuve de PCR spécifique de type a permis de mettre en évidence les 30 ARN et de les différencier les uns des autres. Ce test est très intéressant pour l’identification et la caractérisation du BVDV puisqu’il présente à la fois une excellente spécificité et sensibilité, et puisqu’il n’interfère pas avec la vaccination éventuelle. Interprétation des tests virologiques Les animaux présentant un test virologique positif sont soit des animaux IPI soit des animaux infectés transitoires. Les animaux IPI présentent une virémie présente toute la vie de l’animal avec un titre très élevé variant dans le temps. Dans le cas des animaux infectés transitoires, la virémie est intermittente avec un titre beaucoup plus faible. Les deux cas peuvent être différenciés par un second test trois semaines – un mois après : l’IPI reste viropositif alors que l’infecté transitoire est redevenu vironégatif. Un test négatif signifie que l’animal n’est pas porteur du virus au moment des prélèvements. Animal IPI Animal infecté Animal non contaminé transitoire 1er test virologique + + - 2e test virologique (3 à 4 + - - semaines après) Tableau 12 : interprétation des tests virologiques (18). b - Tests sérologiques Ils consistent à détecter les anticorps spécifiques des antigènes viraux du BVDV dans le sérum de l’hôte. Test de séroneutralisation Ce test sérologique de référence nécessite environ 3 à 5 jours pour être réalisé. Le point faible de cette méthode est qu’il n’y a pas de standardisation entre les différents laboratoires, aucune comparaison n’est alors possible (45) : - il n’y a pas de souche virale de référence, les laboratoires en utilisent plusieurs : NADL, Singer, Oregon C24V. Selon le degré d’homologie entre la souche du test et la souche infectante, les titres en anticorps sont plus ou moins élevés. - Les types de techniques varient également d’un laboratoire à l’autre : le type cellulaire utilisé, le nombre de passage sur les cellules… Test ELISA Ce test pour la recherche des anticorps totaux est très fiable et peu coûteux. Il s’effectue sur un échantillon de sérum individuel et constitue le test le plus couramment utilisé en routine (45). Le test ELISA indirect utilise des structures bien conservées telle que NS2/3 (p80/125), mais il y a une incertitude quant à la présence quasi systématique de quelques épitopes variables pouvant révéler une séroconversion plus ou moins importante chez les IPI recontaminés (105). Ces IPI reconvertis présentent généralement une faible séropositivité (99). La Figure 12 résume cette situation. -Animal vacciné ou contaminé -IPI recontaminé par souche B épitopes « type A » épitopes « type B » Présence d’anticorps anti-BVD-MD Fixation des antiglobulines de bovins marquées S Substrat S Réaction colorée - animal séro O + protégé - « IPI O +» Fig.12 : limites de l’ELISA indirect en diagnostic de la BVD-MD (106) L’ELISA dite de compétition ou « Blocking ELISA » apporterait une meilleure spécificité. Cette technique ne prendrait en compte qu’un seul épitope commun à tous les pestivirus et faisant partie du complexe structural NS2/3 (p80/125). Ainsi les animaux IPI resteraient séronégatifs (105). La Figure 13 montre cette méthode. Virus A Virus B Sérum d’IPI recontaminé par un virus Protéine p80 purifiée est un épitope partagé par toutes les souches de BVD conter lequel l’IPI ne fabriquera jamais d’anticorps Apport du conjugué : Ac monoclonal marqué dirigé contre l’épitope commun Fixation au site resté libre S Apport du substrat : une réaction colorée traduit ici un animal séronégatif S (vis-à-vis de ∆) Séronégatif = animal jamais contaminé ou = IPI Fig. 13 : principe de l’ELISA Blocking (105). THIBAULT et al. (105) ont montré que ce test présente une excellente spécificité de l’ordre de 99%, et une très bonne sensibilité de l’ordre de 95%. En effet, 98,8% des IPI ont présenté une sérologie inférieure au seuil de positivité, 100% des animaux immunocompétents non vaccinés non contaminés ont présenté une sérologie négative et 95% des animaux naturellement infectés ont présentés une sérologie positive. Le test spécifique NS3 (p80) est nettement moins courant à cause des difficultés techniques et de son manque de sensibilité 15% des IPI seraient séropositifs (105). Test d’immunofluorescence indirecte Ce test est maintenant très peu utilisé en pratique. Interprétation des sérologies L’interprétation est résumée au sein du tableau 13. Cette interprétation est générale à toutes ces méthodes, seul le blocking ELISA indique comme séronégatif les IPI recontaminés. SEROLOGIE POSITIVE SEROLOGIE NEGATIVE - Animal immunocompétent ou contaminé - Animal vacciné par un vaccin vivant - Animal sain, jamais contaminé - Présence d’anticorps colostraux - Animal en cours de séroconversion - (IPI recontaminé par une souche différente - Animal IPI non recontaminé de la souche d’origine) Tableau 13 : interprétation des tests sérologiques (18) Le statut sérologique définitif d’un animal est généralement établi au bout de 2 tests sérologiques distants de 3 semaines. Cette sérologie n’est pas interprétable pour les animaux de moins de 6 mois à cause de la présence d’anticorps colostraux. En effet, les veaux ayant reçu du colostrum dans les heures suivant la naissance présentent une montée du titre en anticorps rapide et intense. Chez les veaux IPI les anticorps disparaissent progressivement pour aboutir à une séronégativation entre le 3e et le 4e mois, alors qu’un veau non IPI présente une disparition beaucoup plus lente des anticorps colostraux avec une séroconversion vers 6 mois minimum. La sérologie est également difficilement interprétable pour les animaux vaccinés avec un vaccin vivant, le virus vaccinal entraînant une séroconversion durable mais moins intense (105). c - Méthodes alternatives Recherche d’anticorps dans le lait de mélange par le test ELISA (5, 6, 56, 80, 81) Le principe de ce test est de réaliser une compétition entre les anticorps du BVDV des échantillons à tester et une solution contenant des anticorps monoclonaux dirigés contre la protéine NS3 (p80). Dans le cas d’un échantillon positif, les anticorps anti-BVD contenus dans cet échantillon se lient à l’antigène et empêche la fixation des anticorps monoclonaux. Dans le cas d’un échantillon négatif, les anticorps monoclonaux peuvent alors se fixer sur les sites antigéniques restés libres. Le matériel non fixé est éliminé par lavage. Les anticorps monoclonaux sont révélés par coloration. Cette méthode permet de faire la relation entre la prévalence des animaux positifs dans le troupeau et le pourcentage d’inhibition du lait de tank en tenant compte de l’effet potentiel des autres variables explicatives. Il a été montré que ces deux variables étaient liées par l’équation suivante : P+ = β0+β1xInh+taille+Primi+Nbre de traite+e Avec P+ = prévalence des animaux positifs, β0 = l’ordonnée à l’origine, β1 = la pente de la courbe, Inh = pourcentage d’inhibition du lait de tank, taille = effet du nombre de prélèvements réalisés dans le troupeau, Primi = effet du pourcentage de primipares dans le troupeau, Nbre de traite = effet du nombre de traites dans le tank au moment du prélèvement, e = erreur. Le pourcentage d’inhibition étant calculé par la relation suivante : Inh = 100(ODcontrôle-ODéchantillon)/ODcontrôle Où OD = densité optique mesurée par réfractomètre à 450 nm. De même la relation entre le pourcentage d’inhibition du lait de tank et la circulation virale récente dans le troupeau est traduite dans l’équation suivante : Ln [p/(1-p)] = β0+Inh+taille+primi+e Où p = probabilité d’existence d’au moins une vache primipare positive dans le troupeau. Ainsi au niveau individuel un animal est considéré positif si le taux d’inhibition est supérieur à 50%. Les valeurs seuil et l’interprétation associée des pourcentages d’inhibition du lait individuel sont regroupées dans le tableau suivant : Inh individuel Interprétation <30% Négatif 30-50% Douteux >50% Positif Tableau 14 : interprétation selon le pourcentage d’inhibition du lait individuel (5, 6, 56) Ce test est beaucoup plus utilisé dans les interprétations collectives sur le lait de tank. Ainsi, un troupeau ayant un taux d’inhibition du lait de tank inférieur à 30% comporte en général moins de 20% d’animaux positifs, alors que ceux présentant un taux supérieur à 70% auraient plus de 70% de leurs animaux positifs. Cependant, étant donnée la faible prévalence des troupeaux avec une circulation virale récente (15%) la valeur prédictive de ce test reste faible. Ce qui signifie que seuls les troupeaux présentant un taux supérieur à 80% seraient caractérisés de façon quasi certaine par une circulation virale récente. De plus, si l’on ne prend pas en compte le facteur taille on surestime la prévalence des animaux positifs du troupeau dans ceux contenant plus de 20 bovins. Si l’on ne prend pas en compte le faible pourcentage des primipares (<25%) on sous-estime cette prévalence. Il est également important de prendre en compte le statut vaccinal des troupeaux puisque les troupeaux vaccinés présentent un taux d’inhibition du lait de tank supérieur à 60%, les différences selon les spécialités commerciales et les protocoles étant inconnues à ce jour. La sensibilité et spécificité de ce test varient d’une publication à l’autre de 65% (56) à 97% (5). Kramps et al (56) expliquent ce manque de sensibilité par la faiblesse du taux d’immunoglobines vingt fois plus faible dans le lait que dans le sang. Recherche du génome viral par RT-PCR dans le lait de mélanges Après extraction des cellules somatiques du lait par centrifugation la technique d’amplification et d’hybridation ou de révélation en temps réel est la même que sur le sérum. Cette méthode permet d’identifier les troupeaux infectés et ceux contenant un IPI de façon très sure puisque la sensibilité est 14,6 fois celle de l’isolement virale et permet ainsi de détecter un IPI ou un virémique transitoire dans un tank de 400 vaches. Ainsi, un résultat positif indique la présence de l’infection mais un résultat négatif ne certifie pas l’absence de l’infection à cause des vaches dont le lait n’est pas testé (vaches taries, vaches traitées ou fraîchement vêlées, élèves…) (91). De plus, sur le lait individuel on peut différencier les IPI des virémiques transitoires la différence des charges virales étant d’un facteur 102 (soit deux log) (91). d - Caractéristiques des méthodes d’analyses Le tableau 15 résume les grandes caractéristiques de ces tests. AVANTAGES Isolement viral INCONVENIENTS PRELEVEMENTS DETECTION IPI -Différenciation - 48h-15j Sérum, sang total, Non pas de différenciation d’avec les virémiques souches CP/NCP -Sensible que si semence, organes transitoires -Identification de passages multiples lymphoïdes la souche possible -Petites séries -Spécifique -Installation Ag immunohistochimie Ag ELISA Cytométrie en flux Coupe d’organes 2e examen à 15j 2e examen à 15j -Rapide 1-3j -Sensibilité Sang total, extrait -Faible coût -Pas d’isolement leucocytaire, -Grande série -Manipulation broyats d’organes -Spécificité complexe lymphoïdes, fèces -Spécifique -Pas d’isolement 2e examen à 15j -Une seule souche virale à la fois -Matériel PCR -2j Sérum, placenta -Spécificité et sen homogénat de sibilité>isolement poumon, rate, viral écouvillons 2e examen à 15j -Pas interférence avec Ac colostraux -Mélange de 20 sérums possible Séroneutralisation Sérum Ne différencie -3-5j -Pas de -Réponse standardisation pas les IPI quantitative des labos, pas de recontaminés comparaison Ac ELISA totaux -1j -Sensibilité varie -Spécifique -Souche dépendant Sérum Ne différencie pas les IPI recontaminés -Peu coûteuse -Grande série -Le + utilisé Ac ELISA p80/125 -Spécifique -Ac non protecteur Sérum Tous les IPI -Sensible recontaminés ou non sont séro -Grande série négatifs -Souche indépendant Immunofluorescence -1j -Non spécifique Sérum -Petite série pas les IPI -Souche dépendant Ac ELISA lait RTPCR lait -Facile -VPP faible -Bon résultats de -Peu d’intérêt pour troupeau l’individuel -Facile, rapide Ne différencie recontaminés Lait Estimation du pourcentage IPI au sein du troupeau Lait Détection des élevages infectés. -Excellente sensibilité et spécificité -Grand échantillon 400 Vaches Tableau 15 : caractéristiques des méthodes d’analyses (5, 6, 56,71, 91) B : Utilisation pratique de ces analyses a - Interprétation de la sérologie et de la virologie couplées Cette interprétation est résumée dans le tableau 16 - SEROLOGIE - VIROLOGIE INTERPRETATION + Sain ou incubation en + - + Début d’infection, Animal immunisé, Animal IPI IPI de moins de 6 transitoire, IPI mois ayant bu du vacciné ou colostrum surinfecté, IPI de de infecté Vaches moins de 6 mois séroconverties ayant bu colostrum du de vaches séroconverties 2e TEST IPI Infecté transitoire Si sérologie faiblement positive : IPI Tableau 16 : interprétation des couplages sérologie-virologie (18) En couplant la sérologie et la virologie, la détection des animaux IPI entre 0 et 6 mois devient plus sensible puisque 89% des IPI peuvent être alors détectés (50). Un animal de moins de 6 mois, IPI ayant bu du colostrum de vache récemment séroconvertie peut présenter une sérologie positive et une virologie négative. La sérologie s’explique par la présence des anticorps maternels. La virologie négative peut s’expliquer par une sensibilité moindre du test, en effet lors d’une forte concentration d’anticorps colostraux ceux-ci peuvent se fixer sur les antigènes et ainsi les masquer. b - diagnostic individuel Le diagnostic peut être individuel lors d’une suspicion clinique d’animal IPI. Celui-ci s’effectue tout d’abord par une analyse sérologique à partir d’un prélèvement sur tube sec, puis si celle-ci est négative on réalise une virologie sur un échantillon prélevé sur tube hépariné, sec ou EDTA. Si la sérologie est positive on peut la réaliser de nouveau 15-20 jours après pour s’assurer qu’il s’agit bien d’un infecté transitoire. Ce diagnostic peut également s’effectuer post-mortem ou lors d’avortement. Ce diagnostic peut aussi s’effectuer par une seule prise de sang quel que soit l’âge de l’animal par analyse PCR. Sur les animaux de moins de 6 mois le prélèvement doit se faire impérativement sur tube EDTA, pour les animaux de plus de 6 mois sur tube EDTA ou sur tube sec. c - diagnostic de troupeau Lors de diagnostic d’un animal IPI au sein d’un élevage ou lors de suspicion de passage du BVDV, on réalise un diagnostic de troupeau. Ces analyses se font très rarement sur l’ensemble des bêtes car cela serait non seulement très contraignant mais également coûteux. Des plans de dépistage ont alors été mis en place. Généralement on effectue une sérologie sur les 6-12 mois et sur les vaches n’ayant pas de descendance testée. Une antigénémie est réalisée sur les animaux dont la sérologie est négative et sur les mères de veaux porteurs de virus. Une deuxième virologie est réalisée sur ces animaux dont la première virologie est positive (68). Les taureaux sont également testés sérologiquement et virologiquement si nécessaire (40). Cette démarche diagnostique générale peut être résumée dans la figure suivante. Suspicion clinique de BVD Suspicion d’échec vaccinal Sérologies - Suspicion clinique : sur malades et voisins par sérologies couplées à 3 semaines d’intervalle. - Recherche des IPI : 5 PS par lot d’animaux de plus de 6 mois élevés ensemble ou tous les animaux de 6 à 24 mois Lot mixte - Recherche des IPI parmi les séronégatifs. - ou contrôle 1 mois plus tard Sérologie Chercher une séroconversion Forte majorité de séropositifs Si >80% : présence probable d’un IPI parmi les séronégatifs. Virologie ou Antigénémie Elimination des IPI Prophylaxie médicale Fig. 14 : démarche diagnostique générale (69) IPI déclaré Virologie ou Antigénémie Elimination des IPI Séronégatifs Si >80% : présence d’un IPI peu probable Les animaux dont les deux virologies sont positives sont des IPI. Par contre la présence d’au moins une sérologie positive montre un passage récent du BVDV avec peut-être de nouveaux IPI à naître donc à contrôler ultérieurement. Ce plan de dépistage présente à la fois une très bonne valeur prédictive VPP=0,98, sensibilité Se=0,99 et spécificité Sp=0,995 ce qui explique l’utilisation à grande échelle de cette méthode (50). Ces tests peuvent être utilisés dès 6 mois d’âge malgré la persistance éventuelle des anticorps colostraux. Ces anticorps disparaissant très rapidement chez les animaux IPI, la probabilité qu’un IPI présente une sérologie positive est infime. La probabilité qu’un non-IPI présente à cet âge une sérologie positive est également faible : 3-4%. L’interprétation au niveau du lot ne sera donc pas modifiée (50). Chez ces animaux la recherche est effectuée le plus rapidement possible. Cette détection grâce aux techniques PCR va maintenant être simplifiées et surtout moins coûteuses puisque un IPI ou un animal virémique transitoire peut être détecté sur un échantillon de lait de tank pour 400 vaches, ou sur un échantillon contenant 20 sérums. d - diagnostic lors d’avortements Lors d’avortement, on effectue généralement des sérologies couplées sur la vache avortée et sur une dizaine d’autres vaches (primipares et multipares) du même lot avec deux prises de sang à 3-4 semaines d’intervalles. La sérologie de la seule vache avortée n’apporte pas d’éléments diagnostiques de certitude puisque de façon générale une forte proportion de bovins sont séropositifs (68, 85). Dans 43% des cas où l’avortement est lié au BVDV on a un taux d’anticorps circulants multiplié par 4 dans les 4 premières semaines qui suivent l’avortement (68). Dans les cas où l’infection a eu lieu plusieurs semaines avant l’expulsion, le taux d’anticorps est très élevé dès la première prise de sang. On effectue aussi une recherche virale sur les organes de l’avorton : rate, thymus, ganglions, poumons, sang cardiaque, foie et rein (68). Le tableau suivant résume les conclusions des différents résultats sérologiques : FAIBLE SUSPICION D’AVORTEMENT A BVD FORTE SUSPICION D’AVORTEMENT A BVD - une ou plusieurs vaches ayant avorté sont séro – - la quasi totalité des vaches ayant avorté sont - un ou plusieurs animaux du même lot séro – séro+ avec en séroneutralisation des taux élevés surtout des primipares pour celles ayant avorté depuis plus de 6 semaines on peut soumettre les animaux séro – à une autre - une forte proportion d’animaux séro + dans les sérologie 3-4 semaines plus tard, si il n’y a pas de congénères du même lot séroconversion l’hypothèse BVD doit être rejetée - une grande proportion de veau séro + ou IPI Tableau 17 : interprétation des résultats sérologiques lors d’avortements (86) e - diagnostic lors d’infertilité-d’infécondité L’objectif est de prouver une circulation virale par sérologie ou par analyse du lait de tank dans le troupeau reproducteur et l’absence du virus dans le cheptel de renouvellement (68). Après le diagnostic de circulation virale au sein d’un troupeau, de nombreuses mesures sont à mettre en place afin d’assainir ce troupeau et de maintenir cette situation le longtemps possible. VII : LES STRATEGIES DE LUTTE A : Prophylaxie sanitaire a - dépistage et élimination des IPI La rupture du cycle d’infection est essentielle pour diminuer le plus rapidement possible l’incidence de l’infection au sein du troupeau. Il faut donc détecter tous les animaux IPI et les éliminer le plus rapidement possible (35). b - suivi des troupeaux Après élimination des IPI il est indispensable de contrôler que l’élimination des IPI a été totale et de s’assurer que le troupeau ne soit pas soumis à une nouvelle contamination. Ces contrôles s’effectuent sur le lait de tank ou sur un pool de sérum des jeunes animaux (6 mois-2 ans) (99). Il est également indispensable de vérifier le statut des veaux à naître le plus rapidement possible. c - contrôle à l’introduction Généralement, on effectue en pratique une sérologie pNS2/3 (p80/125) couplée d’une virologie si la sérologie ressort négative. S’il s’agit d’une vache gravide le contrôle est doublé par le contrôle du produit à la naissance ou à 6 mois. Généralement, les vaches porteuses d’IPI ont des taux d’anticorps très élevés lorsqu’elles ne sont pas IPI elles-même, ce qui permet une bonne détection (18). Une quarantaine de trois semaines est indispensable puisque des virémiques transitoires peuvent être considérés comme sains. En effet, le test ELISA de détection d’antigène viral détecte le plus grand nombre d’IPI tout en laissant négatifs les animaux non virémiques ou quelques virémiques transitoires (59, 68). Dans cette situation également, la PCR est utilisable afin de détecter à la fois les animaux IPI et virémiques transitoires. Seul le statut des fœtus des génisses gravides n’est pas déterminé. L’évolution vers la qualification, comme s’en approchent les bretons, faciliterait la résolution de ces cas plus complexes. En effet, une vache gravide provenant d’un élevage au statut A (3 laits de tank négatifs et dont le test PCR est négatif) donne une garantie maximale à l’acheteur. d - contrôle des taureaux Ce contrôle peut s’effectuer au cours d’un examen morphologique de semence par antigénémie. Dans les centres d’insémination artificielle, ils subissent une quarantaine de deux mois avec deux antigénémies à 4 semaines d’intervalle (68). e - autres mesures sanitaires D’autres mesures peuvent ensuite s’ajouter aux précédentes telles que : - la séparation des différents cheptels : bovins, porcins, ovins au sein d’une même exploitation ; - l’optimisation des conditions de pâturage : éviter les contacts avec les autres cheptels, munir les pâtures jouxtant un autre élevage de clôtures électrifiées composées de deux fils séparés de quelques mètres ; - le contrôle des animaux participant à chaque regroupement ou concours ; - le contrôle des donneuses et des receveuses lors de transplantation embryonnaire ; - des mesures d’hygiène strictes sur le matériel d’injection et d’insémination (59). Ces mesures de contrôle et mesures sanitaires conduisent à une classification des élevages et certainement à terme vers une certification ou une qualification des cheptels. B : Prophylaxie médicale a - Les différents types de vaccins existant sur le marché Il existe plus de 140 vaccins aux Etats-Unis. Les principales qualités recherchées sont l’efficacité : assurer une bonne protection immunitaire et l’innocuité : ne pas induire de troubles après administration. Les vaccins vivants modifiés (11, 62, 66) Il s’agit généralement de virus de souche CP atténués par passages successifs sur des cellules ou mutés par thermosensibilisation. Ils existent sous forme lyophilisée et se présentent dans les formes commerciales soit sous une seule valence soit avec d’autres valences virales ou bactériennes. Ces vaccins présentent de nombreux avantages. En effet, un petit nombre de particules virales suffit pour induire une immunité du fait de la réplication virale dans l’organisme. Ainsi, lors de la primovaccination une seule injection est nécessaire et l’immunité à médiation cellulaire est rapide à se mettre en place, environ 3 semaines et persiste longtemps, 1 an au minimum voire plusieurs années selon les cheptels. Cependant, un stockage inapproprié ou une mauvaise utilisation du vaccin entraverait le pouvoir immunogène ou pourrait engendrer une maladie post vaccinale, la virulence du vaccin se trouvant augmentée. Un risque de contamination du vaccin existe également. Aussi, il persiste un risque de déclencher une maladie des muqueuses sensu stricto chez les IPI 1 à 4 semaines après vaccination ou, de provoquer une recombinaison génétique avec l’acide nucléique d’un autre virus ou avec les cellules de l’animal vacciné et d’aboutir à la création d’un virus déclenchant une maladie des muqueuses. La contre-indication majeure de ces vaccins est l’utilisation pendant les six premiers mois de gestation par crainte d’infection fœtale bien que la formation d’IPI soit improbable puisque ces vaccins renferment des souches CP dont la capacité à traverser la barrière placentaire est nulle. Par ailleurs, une brève immunodépression favoriserait l’émergence d’agents infectieux. Les vaccins inactivés (11, 15, 46) Il s’agit habituellement de vaccins bivalents contenant une souche CP et une souche NCP avec un adjuvant qui renforce le pouvoir immunogène. Les risques d’induire une maladie vaccinale en utilisant ces vaccins sont négligeables car la production de ceux-ci nécessite l’intervention de différents produits tuant le virus ainsi que tout autre agent viral ou bactérie opportuniste. Ainsi ils peuvent être utilisés sur des vaches gravides, le virus tué ne pouvant infecter le fœtus. De plus ils ne peuvent induire ni immunodépression ni recombinaison génétique. Cependant une réaction au point d’injection, un choc anaphylactique ou une chute de production laitière peuvent se produire juste après vaccination. L’immunité induite par ces vaccins est plus longue à se mettre place et entraîne une protection immunitaire de courte durée (parfois moins d’un an) ce qui pose de nombreux inconvénients en milieu contaminé. De plus, la primo vaccination nécessite deux injections avec ainsi une manipulation supplémentaire des animaux et un coût augmenté. b - Efficacité des vaccins existant en France et durée de l’immunité A ce jour, quatre vaccins sont commercialisés en France. Mucosiffa® [Mérial] (16, 22, 31) Il s’agit d’un vaccin à virus vivant modifié, contenant la souche CP C24 V Oregon, commercialisé en France depuis une quinzaine d’année sous forme lyophilisée de 2ml injectable en intramusculaire. L’innocuité de ce vaccin a été prouvée par les différentes expériences suivantes : - l’injection d’une ou de dix doses en intramusculaire n’a entraîné aucun signe clinique sur les bovins ; - tous les essais de mise en évidence de transmission de la souche vaccinale vers les animaux témoins se sont révélés négatifs ; - les animaux vaccinés avec cette spécialité et préalablement immunodéprimés avec de l’Endoxan® (cyclophosphamide) durant 12 jours n’ont montré aucune modification de leur réactivité lymphocytaire pendant 21 jours après vaccination. Cependant, il reste une contre indication majeure de ce vaccin utilisé seul dans les six premiers mois de gestation bien que seules les souches NCP semblent capables de traverser la barrière placentaire. L’efficacité clinique de ce vaccin a également été prouvée. En effet, à la suite d’une injection d’une dose en intramusculaire à des veaux de deux mois sans anticorps et non virémiques, il y a comme le montre la figure 15 une séroconversion en 14 – 21 jours avec atteinte du maximum de la concentration en anticorps en 1 à 2 mois suivie d’une lente diminution. Fig.15 : évolution des anticorps neutralisants après une injection de Mucossifa®(16). Ces mêmes animaux ont été soumis à des épreuves de virulence à J7, J30, et J180 après vaccination. Les animaux témoins ont présenté des signes cliniques d’hyperthermie, de leucopénie alors que les animaux vaccinés ont présenté moins de signes et très frustes comme le montre la figure 16. Fig.16 : leucopénie après épreuve virulente sur veaux vaccinés avec Mucosiffa® (16). Il existe hors AMM un nouveau protocole de vaccination associant une vaccination avec Mucosiffa® et une primo injection de Mucobovin®. Ce protocole permettrait d’obtenir une protection efficace et durable ainsi qu’une protection fœtale contre le virus BVDV homologue ou hétérologue (36, 42, 78). Huit génisses témoins ont reçu une primo injection de Mucobovin® à l’âge de 4 mois, une primo vaccination de Mucosiffa® à l’âge de 5-6 mois et un rappel de Mucosiffa® 1 à 2 mois avant l’insémination. Ces 8 génisses ainsi que 2 génisses témoins non vaccinées ont subi entre le 60e et le 80e jour de gestation une épreuve par inoculation intra nasale avec la souche homologue NCP 22146. Toutes vaches vaccinées et veaux issus de ces veaux sont virologiquement négatifs et ne présentent pas de signes cliniques. Les génisses témoins sont toutes deux virologiquement positives ainsi que leur veaux. Ces résultats sont résumés dans le tableau suivant (36, 78) virémie sérologie clinique Lot Vaches Négatif Positif RAS vacciné Veaux Négatif Négatif RAS Lot Vaches Positif J5-J10 témoin Veaux Positif Négatif 1 mort né, 1 IPI Tableau. 18 : protection fœtale homologue lors de primo-infection au Mucobovin® suivie de vaccination au Mucosiffa® (36, 79). Neuf génisses témoins ont reçu une primo injection de Mucobovin® et une primo vaccination de Mucosiffa® 30 jours plus tard et 4 semaines avant la saillie. Ces 9 génisses ainsi que six génisses témoins non vaccinées ont subi entre le 30e et le 120e jour de gestation une épreuve par inoculation intra nasale avec un mélange de virus BVDV1 (souche 22146) et de virus BVDV-2 (souche CS 8644). Les génisses témoins sont toutes virémiques à partir du 5e jour, alors que toutes les génisses vaccinées sont restées négatives pendant la période d’observation exceptée une génisse positive transitoire en BVDV-2 le 5e jour post inoculation. Les veaux issus des génisses témoins sont tous virémiques : 1veau étant mort né, 1 autre veau mort à 2 jours et les 4 autres chétifs et malformés, alors que tous les veaux issus de mères vaccinées sont parfaitement sains, négatifs en sérologie et en virologie (42). Mucobovin® [Mérial] (31, 32) Il s’agit d’un vaccin inactivé contenant deux souches NCP : New York et Aveyron. Cette spécialité se présente sous forme prête à l’emploi à injecter en sous-cutané. Ce vaccin a été testé en deux doses par voie sous-cutanée en une seule injection sur un lot de bovin et en trois doses à sept jours d’intervalle sur un autre lot sans provoquer d’hyperthermie ni de réaction locale. Il s’est également avéré efficace puisque : - les animaux ayant reçu une injection (la primovaccination nécessitant en fait deux injections à trois semaines d’intervalle) et ayant subi une épreuve virulente 171 jours après n’ont présentés ni hyperthermie ni virémie transitoire alors que le lot témoin non vacciné a présenté une virémie primaire avec hyperthermie comme le montre la figure 17. Taux d’Ac en SN (moy. En log) 4 NEW YORK NEW YORK 3 AUCUN VIREMIQUE TRANSITOIRE 2 1 Témoins Témoins TOUS VIREMIQUES TRANSITOIRES 0 J0 21 28 35 42 56 74 79 86 93 107 121 135 149 162 171 185 EPREUVE VIRULENTE Fig.17 : contrôle d’activité de Mucobovin® (32). - des vaches saines ont été inséminées neuf mois après la première injection. A deux mois de gestation, ces vaches ont été en contact étroit avec des IPI. Ces vaches ne présentent aucune trace de virémie et aucun veau n’est IPI. Par contre les veaux de mères non vaccinées et soumis à la même épreuve sont tous IPI. MUCOBOVIN Taux d’Ac en SN (moy.en log) 4 VEAUX NON IPI 3 TEMOINS 2 VEAUX IPI GESTATION EPREUVE I.A. VIRULENTE 1 MISE BAS Par contact avec l’IPI 0 0 J+6Mois +9 +11 +12 +13 +17 MISE BAS et PRISE COLOSTRALE Evolution des anticorps chez les vaches vaccinées (naissance de veaux non I.P.I.) Evolution des anticorps chez les vaches témoins (naissance de veaux I.P.I.) Fig.18 : évolution des anticorps au cours de la gestation chez les vaches vaccinées et témoins (32). La vaccination des futures gravides réduit le risque de contamination fœtale et de naissance de veaux IPI. Rispoval® [Pfizer] (12, 67) Il s’agit d’un vaccin à virus vivant de souche CP RIT 4350 modifié par thermosensibilisation car ne pouvant plus se multiplier au delà de 39,5°C. Il se présente sous forme monovalente ou bivalente associé avec le vaccin atténué du virus respiratoire syncytial bovin. L’innocuité de ce vaccin a évidemment été prouvée puisque : - l’injection d’une ou de dix doses en intramusculaire n’a entraîné aucun signe clinique sur les bovins ; - sept veaux immunodéprimés à la dexaméthasone puis vaccinés n’ont pas présenté d’hyperthermie significative et un seul une leucopénie transitoire ; - des animaux IPI ont été vaccinés et n’ont présentés pendant 3,5 mois d’observation ni hyperthermie ni leucopénie ; - ce vaccin semble également présenter un intérêt sur les femelles gestantes comme le montre le tableau 19. Sur les 59 vaches séronégatives vaccinées à différents stades de gestation il n’y a aucun signe d’infection fœtale et les recherches virales et d’anticorps sur les veaux avant la prise colostrale sont toutes négatives. Trimestre de Avortement gestation Anomalies Anticorps pré congénitales colostraux Virémie 1er 0/9 0/9 0/9 0/9 2e 0/25 0/25 0/10 0//7 3e 0/25 0/25 0/23 0/23 Tableau 19 : innocuité du vaccin Rispoval® (67) Ce vaccin est également immunogène puisque la vaccination de 233 bovins sérologiquement négatifs les a séroconverti à 95%, le titre sérique restant supérieur au seuil de détection pendant 14 à 17 mois. Aussi, sur 68 animaux vaccinés soumis à des épreuves de virulence seuls deux d’entre eux étaient virémiques transitoires non excréteurs. Ce vaccin n’est pas enregistrée pour la protection fœtale. Bovilis® [Intervet] Il s’agit d’un vaccin inactivé contenant une souche vaccinale de type I : C86. Ce vaccin est le premier homologué contre l’infection transplacentaire si la vaccination a été finalisée au moins 4 semaines avant la saillie ou l’insémination. En effet, 11 génisses vaccinées puis inséminées (3 mois après) et 7 génisses témoins gestantes (insémination aux mêmes dates) ont été mises en contact avec 3 IPI entre le 80e et le 120e jour de gestation. Les veaux nés des génisses vaccinées étaient tous sains, alors que les témoins ont toute donné naissance à des IPI ou avorté à cause du BVD comme le résume le tableau 20 : Génisses V V V V V V V V V V V T T T T T Avortement T T X X BVD Veaux IPI X Avortement X X X X X X non BVD Veaux sains X X X X X X X X X Tableau 20 : Protection fœtale du vaccin Bovilis® (29, 70) Il présente une excellente tolérance locale et générale. Un essai avec une épreuve virulente contenant 12 souches classiques de type I a été effectué de façon à tester la protection croisée. On remarque alors comme le montre les figures 20 et 21 une absence de virémie libre et une réduction significative de l’infection leucocytaire chez les animaux vaccinés (29, 70). % animaux à infection leucocytaire 120 Titre viral 1,8 1,6 100 1,4 1,2 80 1 60 0,8 0,6 40 0,4 0,2 20 0 1 3 5 7 9 11 13 jours 0 jours 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 Titre viral (log10 DICT50/ml) Témoins % animaux à infection leucocytaire Témoins Titre viral (log10 DICT50/ml) vaccinés % animaux à infection leucocytaire vaccinés Fig.19 : virémie virulence (29, 70) après épreuve de Fig. 20 : infection leucocytaire (29, 70) De la même façon la protection croisée contre les souches de type II cytopathogènes et non cytopathogènes a été testé. Les animaux témoins ont alors présenté une diarrhée, une forte hyperthermie, une excrétion virale dans les sécrétions nasales et lors des autopsies des lésions typiques de syndrome hémorragique. Les animaux vaccinés n’ont présenté ni symptômes cliniques, ni excrétion virale dans leur sécrétion nasale, ni lésion significative d’une infection par le BVDV (29, 70). Il semble ainsi assurer une protection croisée contre les souches CP et NCP de type I et II et contre le virus de la Border disease (70). La protection fœtale contre les virus de type II est en cours d’étude. c - Les protocoles de vaccination Avant d’engager l’éleveur dans un lourd protocole vaccinal, il est nécessaire d’avoir bien précisé le statut viral du troupeau. Ainsi, deux types de protocoles peuvent être entrepris selon l’objectif posé. Prévention de la naissance d’IPI (25, 102) Les élevages de reproduction qui veulent éviter tous les problèmes liés à la contamination virale des femelles dont surtout la naissance des IPI, vaccinent les femelles à un stade précis de la gestation. La primovaccination est effectuée sur les génisses environ un mois avant la saillie ou l’insémination avec une ou deux injections selon la spécialité commerciale. Cela réduit ou empêche la genèse d’IPI dans un troupeau qui représente à la fois un risque sanitaire (source importante et permanente du virus) et un risque économique (mort à plus ou moins long terme). Mais la vaccination n’empêchera jamais la naissance d’un veau IPI à partir d’une femelle IPI. Les rappels sont réalisés environ un mois avant le vêlage et renforcent l’immunité colostrale des veaux nouveaux-nés dans le cadre de la maîtrise des diarrhées néonatales. Ce protocole doit se prolonger au moins trois ans ou au moins un an après l’élimination du dernier IPI après avoir mis en place des mesures sanitaires minimisant le risque de nouvelles infections. Prévention de l’immunodépression des jeunes bovins (JBV) en lot (25, 102) La vaccination des JBV a pour objectif de diminuer la pathologie pulmonaire. A l’intérieur de ces lots, les animaux n’ont pas tous reçu la même immunité colostrale et une importante circulation virale existe à partir des IPI ou infectés transitoires. La vaccination évite ainsi l’apparition de signes cliniques graves qui entravent la croissance et diminuent la charge virale. La vaccination s’effectue très précocement dès quelques jours de vie ou entre trois et six mois lors du regroupement. La première vaccination nécessite une ou deux injections selon les spécialités. Il est également possible de demander la vaccination des bovins plus âgés de cinq mois, un mois avant la vente. La protection des veaux contre les formes néonatales peut s’effectuer par vaccination des gravides au moins un mois avant la mise bas avec une administration précoce de colostrum en quantité suffisante. Ainsi chaque spécialité a son propre protocole avec une primovaccination en une ou deux injections, un rappel annuel ou bi-annuel. Les vaccins inactivés sont plus chers que les virus vivants et nécessitent souvent deux injections en primovaccination. Ainsi lors de vaccination en urgence lors d’un foyer aigu ou lors de vaccination de bovins allaitants moins manipulables, les vaccins vivants sont préférés. Mucosiffa® Sur les génisses, la primovaccination s’effectue en une injection à 6 mois d’âge avec un rappel au plus tard un mois avant la saillie. Les vaches gravides, ont une primovaccination en deux injections à 4 semaines d’intervalle la deuxième injection étant effectuée deux semaines avant la mise bas au plus tard. Le rappel annuel s’effectue entre 2 et 6 semaines avant la mise bas. Les veaux des mères non vaccinées reçoivent une première injection à 8 jours d’age et un rappel entre 5 à 6 mois. Les veaux de mères vaccinées reçoivent une injection à 3 mois et une deuxième à 6 mois en milieu infecté. Les jeunes bovins de plus de 6 mois reçoivent une injection et un rappel annuel. Mucobovin® Les génisses sont primovaccinées en recevant deux injections en sous-cutanée à 3-4 semaines d’intervalle un mois avant la saillie ou l’insémination. Les vaches gestantes sont primovaccinées ou reçoivent un rappel deux à six mois avant la mise bas. Les veaux de vaches vaccinées reçoivent une première injection à partir de six mois, les veaux de vaches non vaccinés ont reçu un premier vaccin à 15 jours de vie. Leur rappel est effectué au moins un mois avant la mise à la reproduction. Rispoval® Les génisses reçoivent deux injections à trois semaines d’intervalle la deuxième injection ou le rappel annuel s’effectuant trois semaines avant la saillie ou l’insémination. Les vaches gestantes subissent un rappel annuel dans leur huitième mois de gestation. On répète le protocole de primovaccination (deux injections en intramusculaire) à trois mois en raison de l’interférence possible des anticorps maternels. Bovilis® La vaccination peut se commencer dès 8 mois d’âge. La primovaccination se fait grâce à deux injections à 4 semaines d’intervalle, quatre semaines avant la saillie ou l’insémination. Le rappel s’effectue par une injection quatre semaines avant la nouvelle gestation. Si les vêlages sont étalés ou si la conduite d’élevage ne permet pas ce protocole on peut effectuer une injection de rappel tous les six mois quel que soit le stade de gestation. Ce deuxième protocole facilite la manipulation des animaux surtout dans les élevages allaitants, ainsi un rappel est effectué à l’entrée de l’étable et un à la mise à l’herbe. d : Vaccins et analyses Les vaccins vivants tels que le Mucosiffa® induisent une multiplication virale chez l’animal vacciné. Celui-ci développe donc des anticorps contre les protéines virales dont NS3 (p80) et E2 (GP53). Par contre, le vaccin inactivé Bovilis® n’induit pas de multiplication virale, l’animal vacciné développe des anticorps E2 (GP53) mais pas d’anticorps NS3 (p80). E2 (GP53) est très variable antigéniquement et les anticorps anti-E2 sont des anticorps neutralisants protecteurs. NS3 (P80) est très stable mais ne montre pas la protection. Pour connaître l’efficacité de ces vaccins par sérologie il faudrait alors utiliser un test ELISA E2, non utilisé à cause de la variabilité antigénique. Une sérologie classique NS2/3 ou une recherche anticorps NS3 sur le lait négative pour une vache vaccinée par Bovilis®reflète l’absence du passage de BVDV. Il s’agit donc d’un vaccin se comportant comme un vaccin « marqué ». Par contre, les mêmes tests sur une vache vaccinée par Mucosiffa® ne prouve ni efficacité du vaccin, ni passage du BVDV dans le troupeau. Ainsi éliminer le virus BVD/MD d’un élevage entraîne l’application de mesures de prophylaxie sanitaire, puis l’utilisation facultative des vaccins permet une protection à plus long terme. Cette prophylaxie médicale nécessite un suivi rigoureux du troupeau et demande un certain investissement financier. C : Exemples de plan de lutte contre le BVDV (40) Il existe différents plans de lutte au niveau national et régional. Ils reposent tous sur les mêmes bases. Ils développent surtout la prophylaxie sanitaire avec un dépistage systématique et complet puis l’éradication rapide des IPI, avec une mise en place de contrôle lors de l’introduction d’animaux ou lors de regroupement. Certains mettent en place une vaccination dans les régions d’élevages concentrés où le risque est plus important. Cependant, la difficulté à établir la différence entre des animaux vaccinés et des animaux infectés rend le statut viral difficile à définir. C’est une raison pour laquelle certains pays (Norvège, Pays Bas…) n’autorisent pas la vaccination contre le virus BVD/MD. DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE Cette étude a été effectuée dans le département de la Somme sur les campagnes 2002-2003 et 2003-2004. Elle est constituée de deux enquêtes indépendantes l’une de l’autre : Tout d’abord, une enquête sérologique à but quantitatif : en effet, nous souhaitions estimer la proportion d’élevages atteints par le BVDV dans la Somme. Celle-ci a également été accompagnée d’un questionnaire sur les pratiques d’élevage et les principaux problèmes rencontrés dans ces élevages analysés. D’autre part, une enquête par questionnaire aux élevages ayant détecté la présence d’un IPI dans leur cheptel ces dernières années. Ainsi nous souhaitions connaître l’attitude des éleveurs face à ce diagnostic. I : ETUDE DE L’ENVIRONNEMENT (chambre d’agriculture de la Somme, GDS 80) A : Le département de la Somme Le département de la Somme a une superficie de 627 000 hectares dont 500 000 sont cultivés et 50 000 boisés. Son étendue représente 46% de la Picardie et 1,1% du territoire français. La Somme compte 556 000 habitants avec une densité de 90 habitants au km2. Aujourd’hui 5,3% de la population active travaille en exploitation agricole contre 4% au niveau national. B : Un milieu hétérogène (cf fig.21) a - A l’Est : le Santerre Cette région plane, aux qualités physiques remarquables est constituée des meilleurs sols du département. C’est pourquoi, les exploitations sont orientées vers des cultures à forte valeur ajoutée : pomme de terre, betterave sucrière, légumes et céréales. Les élevages sont peu nombreux et forts dispersés, la densité de population bovine est la plus faible du département : 9 animaux/km2. b - Au centre : le Plateau Picard C’est la région centrée sur la capitale régionale la plus vaste (2127 km2 avec 15 cantons), la plus accidentée, aux multiples vallées sèches, avec des terres difficiles à travailler ou médiocres. C’est pour cela que les exploitations se sont tournées vers l’élevage porcin, laitier et en culture de céréales, colza et protéagineux. L’élevage bovin n’est pourtant pas prioritaire puisque la densité n’atteint que 29 animaux/km2 (quatrième densité départementale). c - Au Nord-ouest : le Ponthieu Plus proche de la barrière maritime, il s’agit d’une région où l’on trouve tous les types de sols. L’élevage bovin (40 animaux/km2) et les cultures de céréales sont les dominantes. d - A l’Ouest : le Marquenterre Cette zone est située sur la côte picarde, ne comprenant que 3 cantons et se répartissant sur 219km2. Ce sont des terres difficiles à travailler à cause de l’excès d’humidité fréquent. C’est pour cela que l’on trouve beaucoup de productions céréalières et des prairies qui permettent aux élevages bovins de conserver une forte densité (129 animaux/km2). e - Au Sud-ouest : le Vimeu Plateaux et vallons aux limons argilo-sablonneux se succèdent. Ce qui implique des imperméables avec une pluviométrie assez importante. Ainsi les exploitations se tournent vers une prédominance des prairies et de l’élevage laitier. Cette région est la deuxième région la plus peuplée en élevages bovins (62,67 animaux/km2 regroupés dans 0,77 élevages/km2). II : MATERIEL ET METHODES A : Population d’étude Les sérologies ont été effectuées sur les élèves mâles ou femelles ayant entre 6 et 18 mois d’age. Ces résultats nous permettent ainsi de connaître l’impact d’une récente infection par le BVDV dans cette région. Les animaux de moins de six mois n’ont pas été testés dans cette étude pour éviter l’interférence sérologique avec éventuellement les anticorps maternels et ainsi compliquer l’interprétation. B : Constitution de l’échantillon d’étude a - Détermination de la taille de l’échantillon Dans ce département, il y a 3000 élevages bovins mixtes, laitiers ou allaitants. La taille de notre échantillon sera pour des raisons pratiques et économiques inférieure à 300 élevages, soit un taux de sondage inférieur à 10%. La prévalence de l’infection par le BVDV dans ce département étant totalement inconnue, nous avons posé l’hypothèse suivante : la prévalence attendue est de 30%. Souhaitant une précision relative de 30%, nous devons, d’après B. TOMA (108), sonder 100 élevages au minimum. b - Tirage aléatoire de l’échantillon 210 élevages mixtes, laitiers ou allaitants ont ainsi tirés au sort parmis les 2956 élevages disponibles. Seuls les élevages ayant une activité suffisante au moment de l’étude (plus de 5 vaches présentes) et ayant acceptés notre passage ont été testés. Les principaux motifs de refus sont : cessation d’activité récente ou dans un futur proche 40%, maladie ou problèmes familiaux 25%, non intéressé par l’enquête 25%, et aucun moyen de contention présent dans l’élevage 10%. Ainsi, 134 élevages répartis dans tout le département, comme le montre la figure 21 ont été pris en compte dans notre étude. C : Obtention des données La collecte des données a été réalisée entre le mois de décembre et février des années 2002-2004. Les éleveurs ont été informés par courrier des objectifs de l’étude. Les résultats des analyses relatives à leur élevage leur seront communiqués. La situation départementale fera l’objet d’une communication par le GDS 80. a - Modalités et méthodes de prélèvements J’ai effectué ces prises de sang à la veine caudale sur tube sec et les ai adressées au Laboratoire Départementale Vétérinaire de la Somme où les sérums ont été recueillis et congelés à -20°C. Les sérums ont été décongelés à température ambiante avant d’être analysés pour recherche d’anticorps dirigés contre le virus BVDV. Dans chacun de ces élevages, a été prélevé un échantillon de 5 à 10 animaux choisis au hasard parmi les animaux de 6 à 18 mois. Le nombre d’échantillons dépendait non seulement de l’effectif du cheptel mais aussi de la facilité de manipulation des élèves. Les animaux prélevés étaient les premiers disponibles et parfois les moins récalcitrants. b - Analyses des prélèvements L’analyse sérologique des sérums est réalisée à l’aide d’un test ELISA par compétition (SERELISATM BVD p80 Mono Blocking – Synbiotcs Europe, 2, rue Alexander Fleming, F-69367, Lyon CEDEX 07) permettant de mettre en évidence les anticorps dirigés contre la protéine NS2/3 (p80/125) du virus. Cette protéine non structurale a l’avantage d’être commune à toutes les souches du virus BVDV et de ne pas induire la formation d’anticorps chez les sujets IPI. Elle a également la particularité de n’être induite qu’en cas de multiplication virale. Comme la multiplication virale peut être la conséquence d’une infection naturelle ou d’une vaccination à l’aide d’un vaccin vivant atténué, les animaux vaccinés avec de tels vaccins ont été exclus de l’étude. Cependant ces exclusions ont eu très peu d’impact sur l’étude, la primovaccination étant souvent effectuée sur des élèves plus âgées : dans un seul élevage il a fallu prélevé les animaux de 6-12 mois pour cette raison. La technique analytique comprend trois étapes (annexe 1) : - distribution des sérums dans des cupules sensibilisées avec la protéine NS2/3 (p80/125) et une incubation d’une nuit à +5°C. - après lavage, addition d’un conjugué d’anticorps monoclonal anti p80/125-peroxidase et une incubation de 30 minutes à température ambiante et à l’obscurité. - après lavage, adjonction du substrat de la peroxydase et lecture de la densité optique à 450 nm après blocage de la réaction enzymatique. L’interprétation des résultats est faite par référence à des témoins positifs et négatifs. Elle conduit à classer chaque échantillon dans l’une des trois catégories suivantes : positif, négatif, douteux. c - Enquête par questionnaires Au cours de la visite, j’ai soumis à l’éleveur un questionnaire (annexe 2) permettant de déterminer les données générales de l’élevage (type d’élevage, effectif moyen, pratiques d’élevage) et un bilan sanitaire succinct vis à vis du BVDV. D : Données générales a - Proportion d’élevage mixte, laitier ou allaitant Dans ce département, la répartition des élevages est très équilibrée puisque 43,3% des élevages sont des élevages laitiers, 43,3% sont des élevages allaitants, 13,33% des élevages mixtes. Dans cette étude, la proportion des élevages laitiers et mixtes est plus importante, respectivement de 53% et 26% (fig. 22). Cette différence peut s’expliquer par le fait que seuls les élevages ayant accepté l’enquête sont pris en compte. Les animaux de race laitière étant généralement plus facilement contemptibles que les animaux de race allaitante, les élevages laitiers ont ainsi plus facilement accepté le sondage. 21% 26% allaitant laitier mixte 53% Type d'élevage lait mixte viande Nombre 69 33 27 Pourcentage 53,50% 25,60% 20,90% Fig. 22 et Tableau 21 : Répartition des élevages de l’enquête selon le type d’élevage b - Effectif moyen des cheptels La majorité des cheptels testés (73%) comportent entre 20 et 60 vaches alors que seul 4% comportent plus de 100 vaches. Ces pourcentages sont comparables à ceux de la région puisque 67% des élevages indifféremment laitiers ou allaitants comportent entre 20 et 60 vaches. Pourcentage 50,00% 45,00% 40,00% 35,00% 30,00% 25,00% 20,00% 15,00% 10,00% 5,00% 0,00% <20 20-40 40-60 60-80 Nombre de vaches 80- >100 100 Nombre de vaches <20 20-40 40-60 60-80 80-100 >100 Nombre d'élevages 14 61 33 11 5 5 Pourcentage 10,90% 47,30% 25,70% 8,60% 3,90% 3,90% Fig. 23 et Tableau 22 : répartition des élevages selon la taille du cheptel. c - Pratiques d’élevage Pratiques de pâturage Une grande majorité des élevages (82%) ont leurs génisses au sein du même site d’élevage que les vaches, et les génisses vont dès leur première année en pâture. Ces élevages sont à risque vis à vis du BVD puisque seuls 2,4% des élevages dans la Somme ont des pâtures isolées de leur voisinage. Ces élevages isolés sont situés dans le Santerre, cela peut être expliqué par la faible densité des élevages dans cette région beaucoup plus céréalière. Dans cette région où les pâtures sont encore importantes, 18% des élevages pratiquent le zéro pâturage et limitent ainsi le risque d’infection au risque d’achat. Génisses dans l'élevage Génisses dans l'élevage + Génisses isolées + pas de Pratique de pâturage + pâture pas pâture pâturage Nombre 106 15 8 Pourcentage 82,20% 11,60% 6,20% 6% 12% G dans l'élevage + pature G dans l'élevage + pas pature G isolées + pas de paturage 82% Fig. 24 et Tableau 23 : Pratiques de pâturage Les pâtures sont généralement regroupées autour du site d’élevage entre 0 et 10 km, mais des pratiques de marais communaux ou de co-pâturage éloigné de l’élevage existe encore dans ce département. Ces pratiques expliquent que l’infection d’un foyer par le BVDV peut se répandre par pâturage aux communes environnantes ou beaucoup plus éloignées. 7% 2% 4% 12% 0-5 km 5-10 km 51% 10-15 km 15-20 km 20-30 km >30 km 24% Fig. 25 : distance maximale entre l’élevage et les pâtures. Distance 0-5 km 5-10 km 10-15 km 15-20 km 20-30 km >30 km Nombre 63 30 15 5 8 2 Pourcentage 51,20% 24,40% 12,20% 4% 6,50% 1,60% Tableau 24 : distance maximale entre l’élevage et les pâtures. Pratiques d’achat (fréquence, contrôle à l’introduction, quarantaine) La pratique des achats a tendance à évoluer vers une démarche plus sécuritaire mais elle est encore loin de l’idéal. En effet, 39% des élevages ne réalisent aucun achat pour éviter toute contamination possible. Parmi ces éleveurs 56% d’entre eux ont déjà eu un problème sanitaire : BVD, paratuberculose… suite à un achat. 18% des éleveurs cautionnent la vérification du statut de l’animal à l’entrée dans le cheptel mais sans pour cela réaliser de quarantaine réellement. La plupart d’entre eux décrivent des pratiques techniquement irréalisables tel que par exemple la quarantaine lors de l’achat d’une vache en lactation. 11% des éleveurs affirment réaliser un isolement d’au moins 15 jours lors d’un achat, mais souvent cet isolement ne peut être sanitairement parlant considéré comme une quarantaine puisque l’animal acheté est placé dans un parc isolé mais au sein du même bâtiment. Les structures au sein de l’élevage bovin ne sont pas encore adaptées à de telles évolutions sanitaires. Cela explique aussi que 32% des éleveurs n’effectuent ni vérification ni isolement à l’entrée d’une bête dans leur cheptel et n’en voit pas l’utilité. Achat vérifié non isolé non vérifié non isolé vérifié isolé non verifié isolé pas achat Nombre 23 41 5 9 51 Pourcentage 17,80% 32% 3,90% 7% 39,50% Tableau 25 : attitude des éleveurs vis à vis des achats. 18% vérifié non isolé 39% non vérifié non isolé vérifié isolé non verifié isolé 32% 7% pas achat 4% Fig. 26 : attitude des éleveurs vis à vis des achats. d - Connaissances sur le BVD A la question: « Le BVD c’est quoi pour vous ? », les réponses étaient multiples et diverses. Elles s’étalent pour 11% des éleveurs à une connaissance quasi totale du sujet (concernant la pathologie et les modes de contagion principalement) à une méconnaissance complète pour 28,6% des éleveurs. Souvent les éleveurs connaissant le sujet avaient déjà été concernés par un passage de BVDV au sein de leur élevage. Ensuite la réponse la plus fréquente était « BVD-maladie des muqueuses » mais la réalité clinique et épidémiologique n’était pas souvent associée. La différence entre le BVD et l’IBR ne semble pas très nette pour les éleveurs, puisque 10% d’entre eux m’ont cité les problèmes respiratoires comme principaux symptômes liés au BVD. Cette association est peut-être liée aux abréviations régulièrement usitées pour ces deux maladies. Ensuite, les principaux symptômes : diarrhée, avortements, problème de croissance ont été cités à la même fréquence. Les problèmes de reproduction ont été moins cités certainement du fait qu’ils sont souvent multifactoriels et que la cause n’est pas facile à mettre en évidence. Les malformations n’ont été citées que dans 1,2% des cas mais cela doit être dû à la rareté des cas. Connaissances Bonnes connaissances Aucune connaissance Maladie des muqueuses Diarrhées Nombre 18 46 36 11 Pourcentage 11,20% 28,60% 22,40% 6,80% Respiratoire Reproduction 17 4 10,60% 2,50% Croissance 7% Avortement Malformations 12 15 2 7,50% 9,30% 1,20% 1% 11% Bonnes connaissances Aucune connaissance Respiratoire 22% Reproduction Croissance Avortement Maladie des muqueuses Diarrhées Malformations 30% 9% 7% 2% 11% Fig. 27 et Tableau 26 : Connaissances générales des éleveurs sur la BVD/MD On remarque également que les éleveurs (49%) s’informent en premier lieu auprès de leur vétérinaire mais dans ce cas, il s’agit d’une information au coup par coup selon le problème rencontré dans l’élevage au moment de la visite. Les autres sources fréquemment citées sont les publications agricoles, les brochures spécialisées envoyées par le GDS ou certains vétérinaires ou encore les réunions d’informations. 6% 4% 9% 49% Vétérinaires Publications GDS Entourage 32% Sources Autres Vétérinaires Publications GDS Entourage Autres Nombre 106 69 19 8 12 Pourcentage 49,50% 32,20% 8,90% 3,70% 5,60% Fig. 28 et Tableau 27 : Sources d’information sur la BVD/MD citées par les éleveurs III : RESULTATS A : Bilan sanitaire des troupeaux a - Principaux problèmes dans les élevages pouvant être liés au BVDV Nous avons considéré un élevage ayant des problèmes de reproduction, un élevage présentant plus de 1,8 inséminations par vache en moyenne (taux limite non spécifique au BVDV), et ceux ayant des problèmes de diarrhée ou respiratoires, et ceux qui ont eu des pertes liées à cette cause les dernières années. Symptômes ulcères buccaux mort subite infertilité diarrhée Nombre 7% 19% 74% syndrome hémorragique respiratoire 2% 45% 48% infertilité 80 70 diarrhée 60 respiratoire 50 40 mort subite 30 20 10 ulcères buccaux syndrome hémorragique 0 Fig. 29 et Tableau 28 : symptômes principaux de la BVD/MD De ce questionnaire, il ressort que les principaux problèmes des élevages sont l’infertilité, les diarrhées et les problèmes respiratoires. Seuls 5% des élevages ont présenté dans les dernières années (5 ans maximum) des cas d’ulcères buccaux. Pour les avortements, seuls ceux remarqués par les éleveurs (c’est à dire ceux dans la deuxième moitié de gestation) ont été notés. Ainsi 58,9% des éleveurs déclarent ne pas avoir d’avortement ou très rarement. Il y a tout de même 17,8% des élevages qui présentent 5% d’avortement et 8,6% d’élevages qui présentent 10% ou plus d’avortements. 52,8% de ces élevages ayant présenté des avortements n’ont pas effectué d’analyses, 41,5% ont reçu des résultats négatifs pour la recherche du BVDV contre 5,7% des résultats positifs. Pourcentages d'avortements dans les élevages 4; 3% 15; 12% 1% 2% 76; 58% 23; 18% 5% 10% >10% 6; 5% pas d'avortement 5; 4% Pourcentages d'avortement 1% 2% 5% 10% >10% pas d'avortement Nombre 4 15 23 6 5 76 Pourcentages 3,10% 11,60% 17,80% 4,70% 3,90% 58,90% Fig. 30 et Tableau 29 : Pourcentage d’avortements dans les élevages b - Proportion des élevages effectuant la vaccination Nous avons 20,2% des élevages ayant mis au point une vaccination sur les vaches ou génisses et 8,5% des élevages une vaccination sur les veaux. Protocoles mis en place 50% des élevages effectuent un programme de vaccination avec la spécialité Mucosifa®, 38,5% avec Rispoval® et 11,5% avec Bovilis®. 61,5% de ces protocoles sont effectués à la fois sur les vaches et génisses, 19,2% ne sont effectués que sur des vaches et 19,2% d’entre eux que sur les génisses. 34,6% de ces élevages vaccinent également les veaux. 12% 19% Génisses + Vaches Génisses Mucosifa 50% Rispoval Vaches 19% Protocole Bovilis 38% 62% Génisses + Vaches Génisses Vaches Spécialité Mucosifa Rispoval Bovilis Nombre 16 5 5 Nombre 13 10 3 Pourcentage 61,50% 19,20% 19,20% Pourcentage 50% 38,50% 11,50% Fig. 31 et Tableau 30 : protocole de vaccination : Fig. 32 et Tableau 31 : protocole de animaux vaccinés vaccination : spécialités utilisées Pourcentage d’élevage ayant mis en place cette vaccination après une infection par le BVDV dans le troupeau 84,6% des élevages ayant mis en place une vaccination sur les vaches ou les génisses avaient déjà subi une infection par le BVDV dans les 5 dernières années. B : Les sérologies Ces sérologies (soit 1020 au total) ont été effectuées au sein des 134 élevages entrant dans l’étude. a - Interprétation des sérologies (107) Nous considèrerons un cheptel atteint de BVD lorsque le pourcentage de sérologie positive au sein de l’échantillon dépassera 30% (104) et que cet élevage présente des symptômes pouvant être associées au BVDV. Ainsi, nous obtenons 33 élevages positifs dans un total de 134 élevages testés. Soit p la prévalence du BVD dans la somme : p= (33/134) x 100= 24,6%. Soit n le nombre d’élevage entrant dans l’étude, et q le complément à 1 de p On a np= 134x33/134 =33 donc np>5, et nq= 134x(1-(33/134))=101 donc nq>5, ainsi afin d’obtenir l’écart-type on peut appliquer la formule suivante : s=e(pq/n) = e[(33/134x(1-33/134))/134] = 0,037 Donc si on considère un intervalle de confiance à 95% on a une prévalence dans la somme de 24,6% ± 7,4%. b - Prévalence des élevages contenant au moins un IPI D’après une étude en Rhône-Alpes en 1993 (104), lorsque la prévalence de sérologie positive au sein d’un échantillon dépasse 70% nous pouvons suspecter la présence d’un IPI avec une spécificité de 85%. Cependant, la prévalence des élevages contenant au moins un IPI peut-être surestimée lorsque les élevages étudiés sont de faibles effectifs (<20 vaches). De ce principe 20 élevages, soit 60,6% des élevages considérés infectés, sont susceptibles de contenir au moins un IPI. On obtient alors une prévalence de p= 20/134=14,9%. C : Etude sur les animaux IPI Cette étude s’est effectuée sur tous les animaux IPI répertoriés dans le département de la Somme de septembre 2000 à juillet 2003. Ces IPI ont été détectés par sérologie négative et sérologie positive au laboratoire départemental de la Somme. Cette étude a été réalisée grâce à la participation du GDS 80. a - Caractéristiques des animaux IPI Répartition des IPI par classes d’âge Les résultats obtenus sont résumés dans le tableau 32 et la figure 33 0-1 an 1-2 ans 2A6 >4 ans <2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 M M M M M M M M M M 1A M 2A M 3A M >4A d'IPI 4 5 11 9 5 20 26 20 10 5 25 46 28 22 7 8 4 Pourcentage 1,6 2 4,3 3,5 2 8 10 7,8 3,9 2 9,8 18 11 8,6 2,7 3,1 1,6 Age 1 an 6 2-4 ans 3A6 Nombre 54,9 29 Nombre d'IPI par classes d'age 50 40 30 20 10 0 <2 M 4M 6M 8 M 10 M 1 AN 2 3 >4A ANS ANS Fig. 33 et Tableau 32: répartition des IPI par classe d'age 14,4 1,6 2-4 ans 14% >4 ans 2% 0-1 an 55% 1-2 ans 29% Fig. 33 et Tableau 32: répartition des IPI par classe d'age Ces données désignent l’âge auquel l’animal a été reconnu IPI de façon certaine (sérologie négative et virologie positive). Sur la courbe des âges, on remarque une première vague de diagnostic vers l’âge de 4 mois, une deuxième plus importante vers 8 mois et une dernière plus importante encore vers 18 mois. La répartition par pourcentage montre que plus de la moitié des animaux IPI ont été identifiés avant l’âge de 1 an et un tiers entre 1 et 2 ans. A contrario 16% n’ont été identifiés que tardivement (après l’âge de 2 ans). Ainsi, on remarque que la majorité de ces animaux présentent une clinique évoquant une infection par le BVD dès les premiers mois de vie (anomalies congénitales, troubles de la croissance, diarrhées ne répondant pas aux traitements…), ce qui rend un diagnostic précoce possible. Ce diagnostic est d’autant plus facile a établir si on se trouve dans un contexte où un grand nombre de sujets du même âge (jusqu’à 3 mois d’écart) sont atteints, où de nombreux avortements ou infertilité sont apparus quelques mois plus tôt. Cependant, les signes cliniques peuvent être beaucoup plus frustes et on ne découvrira ainsi la maladie dans l’élevage que beaucoup plus tardivement. Les génisses pourront faire l’objet d’examens approfondis suite à une infertilité inexpliquée. Ceci expliquant les diagnostics plus nombreux vers l’âge de 18 mois à 2 ans. Les animaux plus âgés généralement ne sont pas identifiés par leurs signes cliniques mais par les conséquences qu’ils engendrent au sein de l’élevage. En effet, ces IPI contaminent les autres vaches gravides avec qui ils sont en contact et permettent la formation de nouveaux IPI. A la suite de cette nouvelle vague d’IPI un dépistage systématique de l’ensemble du cheptel sera mis en place. Ainsi, les premiers IPI de l’élevage seront identifiés. Dans ces cas là les IPI dépistés ont généralement plus de deux ans. En effet, le plus souvent le pré-troupeau est élevé séparément des vaches ce qui impose un décalage pour le diagnostic. Différence d’âge entre les IPI On remarque qu’une grande majorité d’IPI (66%) a moins de 5 mois de différence d’âge en moyenne avec un autre IPI du même troupeau. Cela s’explique par une infection passagère du troupeau par le BVDV. Le virus infectant alors des vaches au même stade de gestation et formant ainsi de nombreux IPI dans une période très courte. Lorsque la différence d’âge entre IPI augmente, l’infection par le BVDV provient certainement d’un IPI déjà présent dans le troupeau. Différence d'âge entre IPI Nombre 1A 0m 1m 2m 3m 4m 5m 6m 7m 8m 9m 10m 11m 1A 115 132 102 61 60 27 27 15 25 15 16 17 1A5m 1A6m 1A7m 1A8m 1A9m 1A10m 1A11m 2A 18 8 1 4 6 6 4 12 1A 1m 1A2m 3m 1A4m 19 4 13 9 2A- 2A6m- 2A6m 3A >3A 12 14 1 5 Tableau 33 : Différence d’age entre IPI du même élevage. 140 120 100 80 Nombre 60 40 20 0 0m 5m 10m 1A 3m 1A8m 2A2A6m age Fig. 34 : différence d’âge entre IPI du même élevage. Descendance ou fratrie d’IPI Bien que la probabilité d’avoir une descendance d’une mère IPI soit faible (taux élevé de mortalité d’un IPI avant l’âge de 2 ans, taux d’avortement élevé..), il arrive qu’un IPI non détecté atteigne l’âge adulte et donne naissance à d’autres IPI. Dans notre enquête 6 IPI soit 2,15% proviennent de mère IPI. Ce taux peut être biaisé puisque toutes les mères d’IPI non pas été testées. De la même façon, 28 IPI, dans notre étude soit 10,04%, présentent un frère ou sœur IPI lui même issu de la même gestation en cas de gémellité ou d’une autre gestation en cas de mère IPI. Répartition par sexe Sexe Mâle Femelle Nombre 56 219 Pourcentage 20,4% 79,6% Tableau 34 : répartition des IPI par sexe Répartition des IPI selon le sexe 20,4% Mâle Femelle 79,6% Fig. 35 : répartition des IPI par sexe Dans cette étude, on remarque que la grande majorité des IPI détectés sont des femelles. Cela tient principalement aux pratiques d’élevage. En effet, les mâles en grande majorité ne sont pas conservés au sein de l’élevage : ils sont soit vendus très jeunes soit destinés à la boucherie. Devenir des IPI On remarque que 57% des IPI présentent des symptômes relativement francs puisqu’ils meurent soit subitement, soit l’éleveur décide de les euthanasier suite à l’évolution de leurs symptômes. 26% sont envoyés à la boucherie suite à un dépistage le plus souvent systématique sans que l’animal concerné ne présente de symptômes. Pourtant 16% des IPI identifiés restent au sein de l’élevage (une trop grande perte économique brutale est le principal motif, mais généralement que pour quelques mois, 91,2% des éleveurs (83 éleveurs sur 91) déclarant par sondage téléphonique éliminer tous les IPI après un dépistage systématique. Devenir IPI Mort subite ou Boucherie Troupeau Vente euthanasie Nombre IPI 159 72 43 3 Pourcentage 57,4 26 15,5 1,2 Troupeau 15% Boucherie 26% Vente 1% Mort subite ou euthanasie 57% Fig. 36 et Tableau 35 : répartition des IPI selon leur devenir b - Nombre d’IPI par élevage On remarque que la majorité, soit 53% des élevages, ne présente qu’un seul et unique IPI. Dans ces élevages, l’infection doit être récente puisque cet IPI n’a pas engendré la formation d’autres IPI. Dans 22,90% des cas, l’élevage présente plus de 4 IPI. Cette situation peut être expliquée par deux cas : - soit l’infection par le BVDV s’est produite lorsqu’une grande partie des vaches étaient dans leur premier tiers de gestation : cas des groupage de chaleurs. Il y a alors un grand nombre d’IPI qui naît dans une période relativement courte ; - soit un IPI subsiste dans l’élevage et contamine les vaches gestantes, dans le premier tiers de gestation, qui lui sont en contact. Dans ce cas les IPI peuvent être nombreux mais naissent dans un espace temps beaucoup plus long jusqu’à ce que le dépistage de tous les IPI soient effectués. Nombre IPI/élevage 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 Nombre 51 13 10 6 2 2 3 3 1 1 Pourcentage 53 14 10 1 6,3 2,1 2,1 3,1 3,1 1,1 1,1 53% 14% 10% 1 1,1 1,1 1,1 22,9% 22,90% 1 53% 10% 2 3 >4 14% Fig. 37 et Tableau 36 : nombre d’IPI par élevage 1 1 1,1 IV : DISCUSSION GENERALE A : Les élevages infectés a - Ces résultats sont-ils en relation avec les symptômes observés ? Les symptômes les plus observés au sein des troupeaux infectés sont les problèmes liés aux diarrhées (59,4% des cheptels infectés présentent ce symptôme), à l’infertilité (50%), aux pneumopathies (46,9%). Les avortements sont également beaucoup plus fréquents dans ce groupe d’élevage puisqu’ils ont été observés dans 43,75% de ces élevages contre 27% dans la totalité des élevages sondés. Nous avons considéré pour cela les taux d’avortement supérieurs à 5%. b - Ces résultats sont-ils en relation avec la pratique de vaccination ? Au sein de ces élevages infectés seuls 21,9% pratiquaient une vaccination sur les vaches ou les génisses (pas de différence significative avec les pourcentages du département). 13% 9% Vache + Génisse Vache 13% veau pas de vaccination 65% Fig. 38 : Pratique de vaccination dans les cheptels infectés. Protocole Vache + Génisse Vache Veau pas de vaccination Nombre 4 3 4 21 Pourcentage 12,50% 9,40% 12,50% 65,60% Tableau 37 : pratique de vaccination dans les cheptels infectés. c - Ces résultats sont-ils en relation avec les pratiques d’achat ? Nous remarquons que 30% des élevages infectés n’effectuent pas d’achat ou très rarement. Il y a également 42% des élevages infectés qui n’effectuent ni de dépistage lors d’entrée dans le troupeau ni d’isolement. Ces deux pourcentages ne présentent pas de différence significative avec les pourcentages de l’étude générale, la pratique d’achat dans cette étude ne semble donc pas un facteur de risque très important. d - Ces résultats mettent-ils en évidence une zone à risque ? A partir de notre étude, nous mettons en évidence une région particulièrement touchée : le Vimeu, et une région quasi-indemne : le Santerre (cf. figure 39). Cependant, ces résultats montrent surtout une différence de pratiques d’élevage au sein du département. En effet, dans le Vimeu, les exploitations sont nombreuses, proches les unes des autres avec de nombreuses pâtures en contact (densité=0,77 élevages/km2). Par contre, le Santerre, une région beaucoup plus céréalière, présente peu d’exploitations (densité=0,16 élevages/km2) séparées généralement l’une de l’autre par des parcelles céréalières. Répartition géographique des élevages infectés : pourcentage selon les régions 27% Plateau Picard Santerre 40% Ponthieu Marquenterre 0% Vimeu 9% 24% Zone géographique Plateau Picard Nombre 9 0 8 3 13 Pourcentage 27,30% 0% 24,20% 9,10% 39,40% Santerre Ponthieu Marquenterre Vimeu Fig. 40 et Tableau 38 : Répartition géographique des élevages infectés. On remarque également que 64% des élevages considérés infectés sont distants de moins de 5 km d’un autre élevage infecté. Cette concentration de foyer infecté s’explique par la concentration des élevages au sein d’une même zone, par la pratique de pâturage et par l’épidémiologie du virus, celui-ci se propageant très bien d’animal en animal par simple contact de pâturage. 15% 3% 0-5 km 5-10 km 18% 10-15 km > 15 km 64% Distance 0-5 km 5-10 km 10-15 km > 15 km Nombre 21 6 5 1 Pourcentage 63,60% 18,20% 15,20% 3% Fig. 41 et Tableau 39 : Distance maximale entre deux élevages infectés. B : Les élevages contenant au moins un IPI Les élevages (91 au total) ayant présenté un IPI entre 2000 et 2003 ont été questionnés par téléphone (annexe 3) pour répondre aux questions suivantes. a - Quels sont les signes cliniques les plus fréquents ? Nous avons considéré un élevage ayant des problèmes de reproduction un élevage présentant plus de 1,8 inséminations par vache en moyenne, et ceux ayant des problèmes de diarrhée ou respiratoires ceux qui ont eu des pertes liées à cette cause les dernières années. Mauvaise Maladie des Croissance Symptômes muqueuses des veaux infertilité diarrhée mortalité Nombre 5,5% 51% Peu 18,2% 25,5% 25,5% important respiratoire 16,4% 12,7% 60,00% 50,00% 40,00% 30,00% 20,00% 10,00% respiratoire Peu important mortalité diarrhée infertilité Croissance des veaux Maladie des muqueuses 0,00% Fig. 42 et Tableau 40 : symptômes principaux de la BVD/MD dans les élevages contenant au moins 1 IPI. De ce questionnaire, il ressort que les principaux problèmes des élevages contenant au moins un IPI sont les difficultés de croissance des veaux, les diarrhées et les mortalités subites. Tout de même, 16,4% des élevages n’ont pas présenté de problèmes importants, le diagnostic d’IPI ayant parfois était posé de façon fortuite lors de dépistage systématique. Pour les avortements, seuls ceux remarqués par les éleveurs (c’est à dire ceux dans la deuxième moitié de gestation) ont été noté, 25,5% de ces élevages ont présenté des avortements dans les mois ayant précédés ou suivis le diagnostic d’IPI. b - Quelle a été la réaction de l’éleveur face à ce diagnostic ? Pourcentage de dépistage et élimination des IPI Suite au diagnostic d’IPI au sein d’un troupeau, le GDS envoie une plaquette explicatrice avec la conduite à tenir. De cette façon, 91,2% des élevages (83 élevages sur 91) ont effectué un dépistage suivi d’une élimination des IPI dans les six mois après le diagnostic. Parmi ces éleveurs 28,6% n’ont effectué qu’un dépistage partiel. Il reste tout de même 8,6% des élevages n’ayant effectué aucune démarche. Pourcentage de vaccination Au sein de ces élevages infectés, 41 élevages (soit 45%) ont mis en place une vaccination suite au diagnostic d’IPI au sein du troupeau. 29% Vache + Génisse Vache Veau 56% pas de vaccination 8% 7% Protocole Vache + Génisse Vache Veau pas de vaccination Nombre 28 8 7 52 Pourcentage 29,5% 8,4% 7,4% 54,8% Fig. 43 et Tableau 41 : pratiques de vaccination dans les cheptels contenant au moins un IPI. c - Ces résultats mettent-ils en évidence une cause prépondérante ? Vu les pratiques d’élevage dans la Somme deux causes d’infection et donc de contamination et d’IPI restent prépondérantes : l’achat d’IPI ou de virémiques transitoires (37%) et le contact par pâture (29%). Les foires et marchés étant très rares dans cette région ces causes ont été écartées. Il reste tout de même 33% des infections dont l’origine reste inconnue des éleveurs. Ces résultats n’ont pas été vérifiés et ne restent que des présomptions des éleveurs selon leur pratique d’élevage. d - Répartition géographique des élevages hébergeant au moins un IPI Les différents foyers ayant présentés au moins un IPI sont répertoriés sur la carte suivante (fig. 45). On remarque encore une concentration dans la région du Vimeu. En effet, 56% des foyers ont été répertoriés au sein de cette seule petite région (fig.44). Ceci pourrait s’expliquer essentiellement par l’importance de l’élevage bovin dans cette région et la proximité entre chaque élevage. Marquenterre Plateau picard Ponthieu Santerre Vimeu Nombre de foyers 5 17 12 5 52 Pourcentage 5,5% 18,7% 13,2% 5,5% 57,1% 5% 19% Marquenterre Plateau picard 57% Ponthieu 14% Santerre Vimeu 5% Fig. 44 et Tableau 42 : répartition géographique des foyers d’IPI dans la Somme. On remarque également que 48% des élevages contenant un IPI sont distants de moins d’un kilomètre d’un autre élevage contenant un IPI et 97% distant de moins de 5 km. Cela démontre encore l’importance du pâturage dans l’infection du troupeau par le BVDV. Distance <1km 1-2km 2-3km 3-4km 4-5km >5km Nombre 48 20 16 3 1 3 Pourcentage 52,7 22 17,6 3,3 1,1 3,3 50 45 40 35 30 Nombre 25 20 15 10 5 0 <1km 1-2km 2-3km 3-4km 4-5km >5km Distance minimale entre deux foyers 3% 1% 3% 18% <1km 1-2km 2-3km 53% 3-4km 4-5km >5km 22% Fig. 46 et Tableau 43 : Distance minimale entre deux foyers comportant au moins un IPI. CONCLUSION Le syndrome Diarrhée Virale Bovine – Maladie des Muqueuses causée par un pestivirus est une affection ubiquiste caractérisée par des symptômes polymorphes et évoluant le plus souvent à bas bruit. Les aspects cliniques divers peuvent suggérer une infection par le BVDV mais rendent difficiles l’établissement d’un diagnostic avec certitude. Les outils du diagnostic de laboratoire sont donc nécessaires pour le confirmer. Après mise en évidence de circulation virale au sein d’un troupeau de nombreuses mesures sont à mettre en place afin d’assainir ce cheptel et de maintenir cette situation le plus longtemps possible. L’enquête réalisée auprès de 134 élevages répartis dans toute la Somme nous a permis de déterminer la prévalence de l’infection par le BVDV dans ce département soit 24,6%. Une région, le Vimeu, semble plus particulièrement touchée par ce virus, les conditions d’élevage et de pâturage semblant être les principaux facteurs de risques. Afin d’améliorer cette étude, il faudrait, dans les élevages sérologiquement positifs, effectuer une analyse sérologique complète couplée à une virologie pour les sujets séronégatifs afin d’identifier la présence d’éventuel IPI. La deuxième partie de l’enquête sur les élevages ayant diagnostiqués la présence d’un IPI au sein de leur cheptel, nous montre que les éleveurs sont sensibles à ce problème puisque 90% d’entre eux effectuent un dépistage complet et éliminent les IPI. D’un autre côté, les mesures sanitaires lors d’achat (contrôle à l’achat et quarantaine) ne sont pas encore systématiques dans la majorité des élevages. BIBLIOGRAPHIE 1- AMES TR. The causative agent of BVD: its epidemiology and pathogenesis. Vet. Med., 1986, 81, 848-869. 2- ARCHBALD LF., GIBSON CD., SCHULTZ RH., FAHNING ML., ZEMJANIS R. Effects of intrauterine inoculation of bovine diarrhea-Mucosal Disease virus on uterine tubes and uterus of nonpregnant cows. Am. J. Vet. Res., 1973, 34, 1133-1307. 3- ARGENTE G., HOLLEVILLE P., JOLY A., THIBERT B., CLOASTRE L. La maladie des muqueuses – le Syndrome BVD-MD. Groupement de Défense sanitaire 22-29-35-44-56, 1997, 40p. 4- BAKER JC. 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Quelle est la source de vos informations Type d’élevage Nombre de vaches Statut indemne Voisins et entourages ڤ Inséminateur ڤ Contrôleur laitier ڤ Publications ڤ Vétérinaire ڤ Techniciens ڤ Laboratoire ڤ Autre ڤ Lait ٱ Mixte ٱ Viande ٱ OUI ٱ INDETERMINE ڤ NON ٱ OUI ٱ OUI ٱ NON ٱ NON ٱ OUI ٱ POSITIF NON ٱ NEGATIF OUI ٱ POSITIF OUI ٱ NON ٱ NEGATIF NON ٱ OUI ٱ NON ٱ OUI ٱ OUI ٱ NON ٱ NON ٱ Expression clinique de la maladie des muqueuses Présence d’ulcères buccaux, T° Mort subite Quand ? Age des animaux touchés Expression clinique du BVD Avortement Nombre Analyses Résultats Anomalies congénitales : ataxie, microphtalmie, cataracte Nombre Analyses Résultats Syndrome hémorragique Infécondité, Fertilité Y a t-il eu des modifications des résultats de reproduction avant et après l’épisode de BVD : augmentation du nombre IA fécondante ? Diarrhées néonatales Y a t-il une vaccination 2 mois avant vêlage afin d’enrichir le colostrum ? Pathologie respiratoire OUI ٱ NON ٱ OUI ٱ OUI ٱ OUI ٱ OUI ٱ NON ٱ NON ٱ NON ٱ NON ٱ OUI ٱ OUI ٱ NON ٱ NON ٱ Rispoval ٱ Bovilis ٱ OUI ٱ Avant la mise à la repro ٱ OUI ٱ OUI ٱ Avant la mise à la repro ٱ OUI ٱ OUI ٱ Mucosifa ٱ Mucobovin ٱ NON ٱ Pendant la gestation ٱ OUI ٱ NON ٱ OUI ٱ NON ٱ OUI ٱ NON ٱ OUI ٱ NON ٱ Les Génisses sont-elles élevées à OUI ٱ part ? Les génisses vont-elles en pâture ? OUI ٱ Quelle est la pâture la plus éloignée ? NON ٱ Signes d’appel Protocole mis en place Protocole : Détection des IPI Elimination des IPI Vaccination des IPI Vaccination de tous Vaccination Effectuée Tous les ans Depuis quand ? Quel produit ? Protocole génisses Quand ? Toutes ensembles Protocole vaches Quand ? Toutes ensembles Protocole veau Quand ? NON ٱ NON ٱ Pendant la gestation ٱ NON ٱ NON ٱ Achat d’animaux Statut BVD vérifié à l’entrée du troupeau Quarantaine Combien de temps ? Amélioration Après la mise en place du protocole Après la vaccination Situation de l’élevage ANNEXE 2 NON ٱ QESTIONNAIRE DES ELEVEURS AYANT EU AU MOINS UN IPI DANS LEUR CHEPTEL Expression clinique du BVD Avortement Anomalies congénitales : ataxie, microphtalmie, cataracte Infécondité, Fertilité Syndrome hémorragique Peu de Symptômes Mortalité ou maladie des muqueuses Pathologie respiratoire Diarrhées néonatales Problème de croissance Protocole mis en place Protocole : Détection des IPI Elimination des IPI Vaccination des IPI Vaccination de tous OUI ٱ OUI ٱ OUI ٱ OUI ٱ NON ٱ NON ٱ NON ٱ NON ٱ OUI ٱ OUI ٱ NON ٱ NON ٱ Rispoval ٱ Bovilis ٱ OUI ٱ Avant la mise à la repro ٱ OUI ٱ OUI ٱ Avant la mise à la repro ٱ OUI ٱ OUI ٱ Mucosifa ٱ Mucobovin ٱ NON ٱ Pendant la gestation ٱ OUI ٱ OUI ٱ OUI ٱ NON ٱ NON ٱ NON ٱ Vaccination Effectuée Tous les ans Depuis quand ? Quel produit ? Protocole génisses Quand ? Toutes ensembles Protocole vaches Quand ? Toutes ensembles Protocole veau Quand ? NON ٱ NON ٱ Pendant la gestation ٱ NON ٱ NON ٱ Origine supposée de l’infection Achat ou entrée d’un animal porteur Pâturage Foire, marché, concours Ne sais pas Suivi clinique de l’infection par le virus de la diarrhée virale bovine/Maladie des muqueuses (BVD/MD). Suivi en élevage et exemples du Groupe de Défense Sanitaire (GDS) de la Somme (80). NOM et Prénom : BRULIN Tiphaine Le syndrome Diarrhée Virale Bovine-Maladie des Muqueuses, également connu sous le nom de BVD (Bovine Viral Diarrhea) est une affection ubiquiste causée par un pestivirus et évoluant souvent à bas bruit. Elle est caractérisée par des symptômes polymorphes, une pathogénie complexe et une importance économique non négligeable. Depuis quelques années des plans de lutte départementaux ou nationaux, comprenant à la fois des mesures sanitaires et des mesures médicales sont mis en place pour éviter la contamination ou la recontamination des cheptels. L’analyse sérologique de 1020 bovins âgés de 6 à 18 mois au sein de 134 élevages repartis de façon aléatoire dans tout le département de la Somme, nous révèle une prévalence de sérologies positives de 24.6% ± 7,4% (avec un intervalle de confiance à 95%). Une zone géographique : le Vimeu semble beaucoup plus touchée que les autres, contenant à elle seule 40% des élevages infectés. Ce fait peut s’expliquer par une densité en élevage importante : 0,77 élevages/km2. Dans cette région, les pratiques d’élevage et le pâturage semblent donc les principaux facteurs de risque précédant les pratiques d’achat et de vaccination. L’étude des élevages ayant diagnostiqués la présence d’au moins un IPI au sein de leur cheptel, nous montre que la majorité des éleveurs sont très sensibles à ce problème puisque plus de 90% d’entre eux déclarent dépister et éliminer les IPI et 45% mettre en place une vaccination. La répartition géographique de ces élevages coïncide avec celle des résultats sérologiques puisqu’ils sont en majorité (56%) dans le Vimeu, cependant le facteur de risque cité en premier par ces éleveurs est la pratique d’achat suivi de près par le pâturage. Mots clés : diarrhée virale bovine, maladie des muqueuses, BVD, pestivirus, contrôle des maladies, prophylaxie, suivi sanitaire et d’élevage, sérologie, bovin, Somme (France). Président : Pr. Isabelle DURAND ZALESKI Directeur : Mr. Renaud MAILLARD Assesseur : Mr. Pascal ARNE Invités : Mr. Denis MARTIAL, Mr Jean-Michel BONCZAK Adresse de l’auteur : 115 rue Thuillier Delambre 80136 RIVERY Clinical follow-up of the infection by the BVD virus mucosal disease. Follow-up in farms and examples from the Somme's Health Defence Group (80) SURNAME and Given name: BRULIN Tiphaine The BVD syndrome is a cosmopolitan ailment caused by a Pestivirus and it often develops insidiously. It's main features are polymorphic symptoms, a pathogenic complexity and its economic importance which is not inconsiderable. For a few years local and national plans of action including both health measures and medical ones of being set-up to avoid the contamination and recontamination of the livestock. With serology tests on 1020 six to eighteen-month-old head of cattle within 134 farms spread out randomly all over the Somme county, we are revealed a prevalence of positive serologies of 24,6% +/- 7,4% (reliable rate within 5%). One geographical area, the Vimeux seems to be far more affected than the others as 40% of infected farms are found there.A high cattle-breeding density: 0,77 cattle farm/km2 (2 cattle farms/ml2) can account for it. So in this region, cattle-breeding abits and pastures seem to be the main risk factors before purchasing and vaccination practices. When studying the cattle farms which have diagnosed there is at least one IPI within their livestock, we realize that most cattle breeders are very sensitive to this problem since more than 90% of them declare they can detect and eliminate the IPI and 45% admit they organize vaccination.The geographical dispachings of these farms and of the serological results are similar as most of them (56%) are in the Vimeux, nevertheless the risk factor first mentionned by these cattle-breeders is the purchasing practice closely followed by the pastures. Keywords: Bovine viral diarrhoea, Mucosal disease, BVD, pestivirus, diseases’ control, prophylaxy, clinical follow-up and follow-up in farm, serology,head of cattle, Somme (France). Président : Pr. Isabelle DURAND ZALESKI Director : Mr. Renaud MAILLARD Assesor : Mr. Pr. Pascal ARNE Guest : M. Mr. Denis MARTIAL, Mr Jean-Michel BONCZAK Author’s address: 115 rue Thuillier Delambre 80136 RIVERY
