Les remaniements membranaires induits par le virus de l`hépatite C

cas image
Virologie 2013, 17 (1) : 46-7
Les remaniements membranaires induits
par le virus de l’hépatite C
Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 88.99.165.207 le 25/05/2017.
Pauline Ferraris
Emmanuelle Blanchard
Phillippe Roingeard
Université François-Rabelais,
CHRU de Tours,
Inserm U966,
10, boulevard Tonnellé,
37032 Tours,
France
<[email protected]>
46
Virologie, Vol 17, n◦ 1, janvier-février 2013
Pour citer cet article : Ferraris P, Blanchard E, Roingeard P. Les remaniements membranaires induits par le virus de l’hépatite C. Virologie 2013; 17(1) : 46-7 doi:10.1684/vir.2013.0473
doi:10.1684/vir.2013.0473
Tirés à part : P. Roingeard
L
es virus à ARN de polarité positive induisent de profonds remaniements
des membranes de leurs cellules hôtes, qui leur servent de structures
d’ancrage de leurs complexes de réplication [1]. Selon les virus, ces
membranes réarrangées peuvent être convolutées, vésiculaires (avec simple ou
double membrane), et dériver de différents organites comme le réticulum endoplasmique (RE), l’appareil de Golgi, les mitochondries ou même les lysosomes.
Pendant de nombreuses années, l’étude des remaniements membranaires induits
par le virus de l’hépatite C (VHC) a été limitée au modèle des cellules hébergeant un réplicon sous-génomique de génotype 1b, qui montrait la formation de
structures discrètes caractérisées par des vésicules en grappe localisées en zone
périnucléaire [2]. Depuis 2005, la communauté scientifique dispose d’un modèle
d’étude particulièrement important, qui permet de reproduire le cycle infectieux
complet du VHC in vitro [3]. Ce modèle repose sur une souche virale de génotype
2a, appelée JFH-1 pour Japanese fulminant hepatitis, clone 1, dont les protéines
non structurales possèdent des propriétés uniques de réplication. Ainsi, la souche
JFH-1 ou des virus chimères contenant les protéines non structurales du JFH-1 et
des protéines structurales d’autres génotypes sont capables non seulement de se
répliquer à un très haut niveau mais également de se propager in vitro, sur la
lignée hépatocytaire Huh-7.5 [4]. Récemment, les remaniements membranaires
induits par le VHC ont été réévalués dans le contexte de cellules infectées par
la souche JFH-1. Des réplicons sous-génomiques de cette souche ont permis
d’analyser les remaniements membranaires des cellules dans lesquelles la réplication du virus est fortement installée, après sélection et culture sur le long terme
de clones cellulaires répliquant le réplicon à très haut niveau [5]. L’infection de
cellules naïves avec le virus JFH-1 complet a permis d’analyser en détail la cinétique de mise en place des différentes formes de remaniements membranaires [6].
Ces études en cinétique ont montré que les premiers remaniements induits par le
virus apparaissent dès le premier jour suivant l’infection et qu’ils sont constitués
de vésicules à simple membrane, se regroupant en « clusters » ou s’associant
de manière très étroite pour former des vésicules contiguës [6]. Ces vésicules
à simple membrane laissent progressivement place à des vésicules à doubles
membranes (DMV pour double membrane vesicle), qui deviennent prédominantes dans des cellules infectées les jours suivant l’infection initiale (figure 1).
Dans des cellules hébergeant un réplicon de manière stable, ces DMV envahissent presque tout le cytoplasme [5]. Cette transition progressive de vésicules
à simple membrane vers des vésicules à double membrane au cours de l’infection
a déjà été observée dans le cas d’autres familles virales, comme les poliovirus et
les coronavirus [7, 8]. Des analyses d’immunomarquages en microscopie électronique à l’aide d’un anticorps monoclonal spécifique de l’ARN double brin
ont montré que la quasi-totalité de l’ARN double brin du VHC se trouve au sein
de ces DMV, suggérant que ces vésicules représentent le site de la réplication du
VHC [6]. D’autres analyses en immuno-microscopie électronique ont suggéré
cas image
Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 88.99.165.207 le 25/05/2017.
que ces DMV pouvaient contenir la protéine LC3-II, un
marqueur d’autophagie fortement associé aux autophagosomes [5]. On sait, par ailleurs, que le VHC est capable
d’induire la mise en place de mécanismes d’autophagie
qui sont indispensables à la réalisation de son cycle infectieux [9]. De futures investigations seront, néanmoins,
nécessaires pour comprendre comment l’induction de la
machinerie autophagique peut conduire à la biogenèse de
cette grande quantité de DMV dans une cellule infectée par
le VHC.
Conflits d’intérêts : aucun.
n
Références
0.5 µm
Figure 1. Observation en microscopie électronique à transmission des remaniements membranaires induits par le virus de
l’hépatite C (VHC) (souche Japanese fulminant hepatitis, clone 1
[JFH-1]) dans une lignée hépatocytaire (clone Huh-7.5 de la lignée
d’hépatocarcinome Huh-7). Dès les 24 premières heures suivant
l’infection, des groupes de petites vésicules à simple membrane
apparaissent dans les cellules infectées (zones délimitées par les
flèches blanches). Des vésicules à double membrane (DMV, flèches
noires) sont également détectées en petite quantité dès ce stade.
Ces DMV deviennent de plus en plus nombreuses dans les jours qui
suivent cette infection initiale. La présence d’ARN viral double brin
au sein de ces DMV suggère qu’elles représentent le site de la réplication virale. L’image d’une DMV à fort grossissement (en insert)
montre qu’elles sont constituées d’au moins une double membrane,
voire même de plusieurs couches de membranes (les pointes de
flèches montrent le dédoublement de ces membranes par endroits).
Barre : 0,5 mm ; n : noyau.
Virologie, Vol 17, n◦ 1, janvier-février 2013
1. Miller S, Krijnse-Locker J. Modification of intracellular membrane
structures for virus replication. Nat Rev Microbiol 2008 ; 6 : 363-74.
2. Gosert R, Egger D, Lohmann V, et al. Identification of the hepatitis C virus RNA replication complex in Huh-7 cells harboring subgenomic
replicons. J Virol 2003 ; 77 : 5487-92.
3. Wakita T, Pietschmann T, Kato T, et al. Production of infectious hepatitis C virus in tissue culture from a cloned viral genome. Nat Med
2005 ; 11 : 791-6.
4. Gottwein JM, Scheel TKH, Jensen TB, et al. Development and characterization of hepatitis C virus genotype 1-7 cell culture systems: role of
CD81 and scavenger receptor class B type I and effect of antiviral drugs.
Hepatology 2009 ; 49 : 364-77.
5. Ferraris P, Blanchard E, Roingeard P. Ultrastructural and biochemical
analyses of hepatitis C virus-associated host cell membranes. J Gen Virol
2010 ; 91 : 2230-7.
6. Ferraris P, Beaumont E, Uzbekov R, et al. Sequential biogenesis of host
cell membrane rearrangements induced by hepatitis C virus infection. Cell
Mol Life Sci. doi : 10.1007/s00018-012-1213-0 (in press).
7. Knoops K, Kikkert M, Worm SH, et al. SARS-coronavirus replication is supported by a reticulovesicular network of modified endoplasmic
reticulum. PLoS Biol 2008 ; 6 : e226.
8. Belov GA, Nair V, Hansen BT, Hoyt FH, Fisher ER, Ehrenfeld E.
Complex dynamic development of poliovirus membranous replication
complexes. J Virol 2012 ; 86 : 303-12.
9. Dreux M, Chisari F. Impact of the autophagy machinery on hepatitis C
virus infection. Viruses 2011 ; 3 : 1342-57.
47