Revue Clonage des mammifères par greffe du noyau somatique et

Revue
Clonage des mammifères
par greffe du noyau
somatique et remodelage
épigénétique
de la chromatine
Andràs Pàldi
Ecole Pratique des Hautes Etudes, Généthon, 1 bis rue de l’Internationale, 91002 Evry
<[email protected]>
Les scandales à répétition autour du clonage des mammifères font souvent oublier que les
embryons clonés constituent principalement un modèle expérimental. Les problèmes fonda-
mentaux de la biologie qu’on peut étudier grâce à ce modèle sont très loin de ce qui occupe
en général le grand public : fantasmes sur la fabrication d’individus identiques ou de cellules
« miracles » qui peuvent être utilisées comme « pièces de rechange » pour guérir des mala-
dies. En revanche, le transfert nucléaire est une excellente approche expérimentale pour
étudier certains mécanismes à l’œuvre au cours du développement comme le remodelage et
l’activation du génome au cours des stades initiaux, ou encore l’importance de la régulation
génique. L’étude des clones permet également de revisiter certaines questions fondamentales,
comme celle de la totipotence, de la différenciation ou de l’hérédité épigénétique.
Mots clés : hérédité épigénétique, expression aléatoire, canalisation, variation
L
e fait que l’introduction du
noyau d’une cellule différenciée
dans un ovocyte dont les chromoso-
mes sont enlevés, permette un déve-
loppement normal, soulève plu-
sieurs questions. D’une part, les
cellules différenciées spontanément
ne se dédifférencient pas ou seule-
ment très rarement. Le processus de
la différenciation au cours duquel le
potentiel de la cellule se restreint de
plus en plus est le plus souvent
considéré comme irréversible. Bien
qu’il existe des observations qui dé-
montrent que certaines cellules dif-
férenciées sont capables de changer
leur phénotype, ces exemples sont
largement débattus [1]
. L’état diffé-
rencié d’une cellule est caractérisé par
l’expression restreinte d’une fraction
des gènes et une répression d’expres-
sion d’autres gènes. Si les cellules dif-
férenciées ont des difficultés à se dé-
différencier, c’est parce que la
répression des gènes non exprimés est
difficile à surmonter. Mais le succès du
clonage démontre sans ambigüité que
le noyau d’une cellule somatique est
capable de reexprimer les gènes qu’il
exprimait aux stades précoces de son
développement. Le processus qui res-
treint la capacité d’exprimer n’im-
porte quel gène est donc réversible.
Comment l’ovocyte est-il capable de
lever la restriction ? Comment le
noyau de la cellule donneuse « se
dédifférencie-t-il » ? Ces questions
sont étroitement liées à la compréhen-
sion de la régulation génique mais
aussi au développement et à la diffé-
renciation, et l’étude des fœtus clonés
peut apporter des explications.
D’autre part, il est clair que le pro-
cessus qui permet de lever la restric-
Tirésàpart:A.Pàldi
mt médecine de la reproduction, vol. 8, n° 4, juillet-août 2006
268
Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 88.99.165.207 le 25/05/2017.

tion qui contraint une cellule somatique à un répertoire
restreint de phénotypes est très peu efficace. Seul un petit
nombre d’ovocytes dans lesquels un noyau de cellule
somatique a été greffé se développent normalement. Le
développement préimplantatoire se déroule plus au moins
normalement, bien que le nombre de cellules dans les
blastocystes soit généralement plus faible [2]. Les blasto-
cystes s’implantent dans l’utérus, mais seulement très peu
d’entre eux survivent jusqu’au terme. La mortalité périna-
tale est aussi très importante. De plus, les clones qui
survivent sont souvent anormaux et ont des malformations
plus au moins importantes. Les causes de ces anomalies
ne sont pas tout à fait claires. Néanmoins, il est établi que
l’expression d’un grand nombre de gènes est dérégulée.
Même chez les animaux clonés qui ne souffrent apparem-
ment pas de malformations, on observe une telle dérégu-
lation [3, 4]. Il est à noter que le génotype et l’état de
différenciation de la cellule donneuse sont importants
pour le succès du développement. Plus la cellule don-
neuse est éloignée des stades précoces du développe-
ment, plus elle s’est engagée vers une différenciation
terminale, moins l’ovocyte greffé de son noyau est capable
de parcourir un développement normal. Le greffe d’un
noyau d’une cellule souche embryonnaire (cellule ES)
permet un taux de succès de 20 à 40 % [5]. Ce chiffre
tombeà1à3%silacellule donneuse est une cellule de
cumulus [6]. Les taux sont encore plus bas si un lympho-
cyte T ou B est utilisé comme donneur [7]. Néanmoins, il
est difficile de tirer des conclusions sans ambiguïté dans ce
domaine, car les différents laboratoires n’utilisent pas tou-
jours les mêmes techniques et même des détails apparem-
ment sans importance peuvent influencer l’efficacité. Par
exemple, les ovocytes greffés d’un noyau somatique gar-
dent certaines caractéristiques de la cellule donneuse au
cours de leur développement préimplantatoire. Quand ils
sont cultivés dans un milieu de culture conçu pour les
cellules somatiques, les ovocytes clonés se développent
mieux et produisent des blastocystes avec une fréquence
plus élevée que dans le milieu de culture optimisé pour les
embryons préimplantatoires [8].
Il est généralement admis que le développement et la
différenciation cellulaire dépendent de l’expression diffé-
rentielle et ordonnée des gènes au cours du développe-
ment. Toutes les observations faites sur l’expression des
gènes sur les embryons, fœtus ou animaux adultes clonés
convergent vers la conclusion que l’expression des gènes
chez ces animaux ne suit pas le cours normal. En fonction
du degré de la dérégulation, l’embryon cloné se déve-
loppe plus au moins normalement. La grande variabilité
de l’expression génique chez les animaux clonés qui ne
montrent aucune malformation apparente suggère que le
processus du développement est plus plastique qu’on
pourrait le penser, très robuste, et peut tolérer des écarts
importants d’expression génique tout en maintenant le
phénotype proche de la normale [5]. Cette observation est
assez surprenante, car on pense généralement que l’ex-
pression des gènes au cours du développement est très
strictement régulée et qu’aucun grand écart n’est possible.
Visiblement, ce n’est pas le cas et l’expression désordon-
née d’un grand nombre de gènes peut être compensée par
le réseau complexe d’interactions qu’ils forment. Néan-
moins, malgré cette grande capacité à canaliser la varia-
bilité, l’écrasante majorité des clones meurent très tôt.
Seuls les embryons survivants peuvent être étudiés, ce qui
suggère que l’expression génique dans la majorité des
embryons clonés doit être plutôt chaotique que simple-
ment « dérégulée » ce qui rend leur développement nor-
mal impossible. La corrélation qui émerge est simple : plus
l’expression génique est désorganisée, moins les em-
bryons clonés sont capables de survivre. La question est de
savoir pourquoi cette dérégulation ?
Pour aborder cette question, il est nécessaire de com-
prendre comment les gènes sont régulés. L’opinion la plus
répandue est que la régulation génique est une affaire de
facteurs spécifiques de régulation [9]. C’est l’interaction
des séquences régulatrices d’un gène avec des facteurs de
transcriptions spécifiques qui permet la régulation de l’ex-
pression. Mais l’ADN ne se trouve pas à l’état libre dans le
noyau cellulaire, il est organisé en chromatine. C’est une
structure composée de protéines et d’ADN. L’unité struc-
turelle de base de la chromatine est le nucléosome formé
par un octamère d’histones et un segment de l’ADN
enroulé autour de ce noyau. La chromatine est composée
d’une succession de nucléosomes sur le fil de l’ADN,
comme un collier de perles. Ce complexe nucléoprotéi-
que est très stable, il peut même se former spontanément
in vitro quand on mélange une solution d’ADN et des
histones dans un tube d’essai. Aucune transcription n’est
possible sans que les nucléosomes ne soient déplacés, car
l’ADN dans la chromatine n’est pas accessible aux autres
protéines. Nous savons que la chromatine n’a pas exacte-
ment la même structure partout. Les histones, ainsi que
l’ADN sont sujets à des modifications covalentes, qui
modifient leur conformation, leur charge électrique et leur
capacité à interagir entre eux et avec d’autres protéines
nucléaires. Ces modifications, qui portent le nom de
« modifications épigénétiques », sont des modifications
covalentes, qu’on retrouve couramment sur de nombreu-
ses protéines : la phosphorylation, l’acétylation, la méthy-
lation, la polyADP-ribosylation etc. L’ensemble de ces
modifications sur une région chromosomique a une in-
fluence majeure sur la structure générale de la chroma-
tine. La présence ou l’absence de certaines modifications
peut être corrélée à l’activité transcriptionnelle des gènes
de la région. Ainsi, on peut parler d’une « signature épi-
génétique » qui caractérise la chromatine lorsqu’elle est
potentiellement compétente pour la transcription. Ce type
de chromatine porte le nom d’euchromatine et est carac-
térisé par une abondance d’acétylations ou de polyADP-
ribosylations des histones et par une absence de méthyla-
mt médecine de la reproduction, vol. 8, n° 4, juillet-août 2006 269
Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 88.99.165.207 le 25/05/2017.

tion de l’ADN et des histones. En revanche, la chromatine
inactive du point de vue de la transcription, qui porte le
nom d’hétérochromatine, a une signature épigénétique
opposée : pas ou peu d’acétylation ou de polyADP-
ribosylation et une abondance de méthylation de l’ADN
sur les CpG-s des séquences régulatrices. La probabilité
pour un gène d’être exprimé ou réprimé dépend grande-
ment des différences de modifications épigénétiques af-
fectant la chromatine dans ces deux types de régions. Un
gène a toutes les chances de rester inactif transcriptionnel-
lement, même en présence des facteurs de transcriptions
nécessaires pour sa transcription, s’il se trouve dans une
région hétérochromatique qui rend ses séquences régula-
trices inaccessibles. En revanche, l’activation d’un gène
est possible s’il se trouve dans une région euchromatini-
que [1]. Les modifications épigénétiques contribuent
également à l’organisation de la structure globale de la
chromatine. Les chromosomes occupent des territoires
distincts dans le noyau d’une cellule interphasique.
L’organisation des sous-régions actives et inactives à
l’intérieur de ces territoires corrèle également avec la
nature des modifications épigénétiques [10].
Les réactions qui conduisent à ces modifications ainsi
que les réactions opposées de démodifications sont cata-
lysées par des enzymes. Le même type de modifications
peut être catalysé par plusieurs enzymes différents. Mais
ce sont des enzymes différents qui catalysent les modifi-
cations opposées. Le degré de modification de la chroma-
tine dépendra donc à chaque instant de l’équilibre entre
les deux types de réactions opposées. Tout changement de
l’état physiologique de la cellule qui modifie l’équilibre
des réactions épigénétiques peut influencer l’état épigéné-
tique de la chromatine et, par suite, induire des change-
ments d’expression génique [11]. Les différentes modifica-
tions épigénétiques génèrent des interactions synergiques
ou antagonistes entre les différents composants de la chro-
matine, renforçant ainsi la formation de l’euchromatine ou
de l’hétérochromatine. La structure globale de la chroma-
tine est très dynamique et change au cours de la différen-
ciation cellulaire en parallèle avec l’activation et l’inacti-
vation des groupes de gènes.
Mais les mécanismes épigénétiques remplissent égale-
ment un autre rôle essentiel. En plus de déterminer la
structure de la chromatine, les modifications « épigénéti-
ques » jouent le rôle de « mémoire ». En effet, c’est grâce
aux mécanismes épigénétiques que la structure de la
chromatine est conservée et que l’état d’activité des gènes
est transmis au cours des divisions cellulaires. Un gène qui
n’a pas été exprimé depuis des générations porte des
modifications typiques de l’hétérochromatine (acétylation
réduite et méthylation élevée) et ne peut être réactivé
facilement. Grâce à la transmission de l’état de la chroma-
tine, la cellule « garde en mémoire » les gènes dont l’acti-
vité n’est pas indispensable à son fonctionnement. En
revanche, les gènes actifs avant la division conservent les
modifications typiques de l’euchromatine (acétylation
augmentée et méthylation de l’ADN réduite), ce qui per-
met au gène de rester actif ou facilement activable après la
division cellulaire. D’une certaine façon en permettant à
la cellule de « garder en mémoire » son parcours, les
mécanismes épigénétiques sont à la base de l’unidirec-
tionnalité du processus de différenciation car la différen-
ciation se produit plus facilement que la dédifférenciation.
Cette « mémoire » ne prédestine pas la cellule à un phé-
notype différencié donné, elle ne fait que rétrécir les
possibilités de la cellule en fonction de son parcours
antérieur en rendant le retour en arrière moins probable.
Néanmoins, comme l’ont montré les expériences de clo-
nage, le retour reste possible, car l’inhibition via les méca-
nismes épigénétiques est réversible.
L’établissement d’un profil épigénétique dans un
noyau cellulaire se fait en étroite « collaboration » avec le
cytoplasme. Dans une cellule normale c’est par le cyto-
plasme que l’influence de l’environnement se transmet,
c’est dans le cytoplasme que les enzymes qui catalysent
les réactions épigénétiques et leurs substrats sont synthé-
tisés. Les processus biochimiques dans le noyau, y com-
pris les modifications épigénétiques, sont donc condition-
nés par le cytoplasme et vice versa, car l’expression des
gènes à son tour modifie la composition du cytoplasme. Le
cytoplasme façonne le noyau qu’il façonne. Cette complé-
mentarité dynamique est bien illustrée par la fusion de
deux cellules différentes. L’hétérocaryon qui en résulte, en
plus d’exprimer des gènes caractéristiques des cellules
initiales, commence à exprimer aussi des gènes nouveaux
qui n’étaient exprimés dans aucune des cellules parenta-
les [12]. La greffe du noyau somatique dans un ovocyte, et
même la fécondation naturelle de l’ovocyte, montrent
certaines analogies avec la fusion expérimentale des cel-
lules. Dans les deux cas, la chromatine subit un remode-
lage extensif.
En règle générale, l’ovocyte fécondé peut être consi-
déré comme la seule cellule véritablement totipotente,
c’est-à-dire, capable de se différencier en n’importe quelle
type cellulaire, car le zygote est à l’origine de toutes les
cellules de l’organisme. Cela peut apparaître comme une
évidence. Mais, si on considère que ni l’ovocyte, ni le
spermatozoïde dont la fusion crée le zygote ne sont capa-
bles de se diviser et de se développer séparément, la
question apparaît moins évidente. En effet, on peut consi-
dérer les gamètes mâles et femelles comme des cellules
différenciées, dont la seule fonction est de féconder ou
d’être fécondées.
Le spermatozoïde, en plus d’apporter dans le zygote le
jeu de chromosomes paternels, induit des changements
importants dans l’ovocyte, qu’on désigne le plus souvent
par le terme « d’activation » [13]. En réalité, l’ovocyte
n’est pas inactif, il se maintient dans un état d’équilibre
dynamique qui nécessite de l’investissement en énergie
produite par le métabolisme de la cellule. S’il semble être
Revue
mt médecine de la reproduction, vol. 8, n° 4, juillet-août 2006
270
Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 88.99.165.207 le 25/05/2017.

inactif, c’est parce qu’il est arrêté en métaphase de la
deuxième division méiotique avec ses chromosomes
condensés et organisés en fuseau métaphasique. L’activa-
tion par le spermatozoïde, lequel peut être remplacé par
un stimulus électrique ou chimique artificiel, déclenche
une série de changements cytoplasmiques rapides [13]. En
réponse, l’ovocyte termine sa division, ses chromosomes
se décondensent et forment un noyau interphasique : le
pro-noyau maternel qui ne renferme que les chromoso-
mes maternels. Les chromosomes paternels apportés par
le spermatozoïde ont un autre parcours. L’ADN paternel a
une organisation très compacte qu’on ne retrouve que
dans les spermatozoïdes. Il est associé à des protamines,
des protéines basiques qui remplacent les histones sur les
chromosomes au cours de la maturation des gamètes
mâles. Les protamines permettent l’empaquetage de
l’ADN dans un volume aussi petit que la tête du sperma-
tozoïde. Donc, au moment de la fécondation, la chroma-
tine paternelle n’a pas une structure nucléosomique. Les
protamines sont rapidement dégradées par l’ovocyte après
son activation et remplacées par des histones déjà présen-
tes dans le cytoplasme. Un deuxième noyau est formé, le
pro-noyau paternel avec le génome paternel qui a acquis
une structure nucléosomale. Le génome paternel subit
donc un remodelage profond qui efface la majorité des
marques épigénétiques préexistantes [14]. On peut suivre
ces changements si on visualise les différentes protéines
de la chromatine ou la méthylation de l’ADN avec des
techniques d’immunohysochimie. On observe une dimi-
nution rapide de la méthylation de l’ADN, probablement
le résultat de l’action d’une enzyme encore non identifiée
[15]. Parallèlement, on voit l’accumulation de l’histone
H4 hyperacétylé ou encore de la protéine de l’hétérochro-
matine HP1b [16, 17]. Ces protéines sont normalement
déjà présentes dans le pronoyau maternel. Le remodelage
du génome continue tout au long du développement
préimplantatoire. Par exemple, la forme méthylée
MeK9H3 de l’histone H3 est présente sur les chromoso-
mes de l’ovocyte, mais s’accumule sur les chromosomes
paternels seulement au cours du deuxième et troisième
cycle cellulaire [18]. Le génome maternel ne subit pas un
remodelage épigénétique aussi intensif, néanmoins il est
détectable. Les changements épigénétiques se poursui-
vent pendant toute la durée du développement préimplan-
tatoire. Au cours des cycles cellulaires successifs, la mé-
thylation des CpGs dans le génome est redistribuée entre
les différentes régions génomiques et son niveau global
baisse [19].
La cinétique du processus de remodelage est variable
selon les espèces [20], mais ses conséquences sont simi-
laires : il efface la plupart des traces de mémoire épigéné-
tique déposée sur les chromosomes dans les gamètes
rendant ainsi possible l’activation de la transcription de
nombreux gènes. En un premier temps, l’expression du
génome embryonnaire semble plutôt chaotique. On ob-
serve l’expression désordonnée d’une multitude de gènes
réprimés auparavant [21, 22]. Mais autour du stade de
morula, un profil d’expression ordonnée commence à
émerger et l’embryon entre dans la première phase de
différenciation de sa vie. Le blastocyste qui en résulte est
composé de deux types cellulaires, les cellules de la masse
interne et le trophectoderme.
Il est logique de penser qu’un noyau de cellule soma-
tique introduit artificiellement dans un ovocyte doit subir
des transformations similaires pour rendre le zygote re-
constitué capable de se développer. En effet, le noyau d’un
thymocyte fusionné avec un ovocyte subit des transforma-
tions et acquiert une ultrastructure ressemblant à un pro-
noyau [23]. Curieusement, ses transformations n’ont lieu
que si la fusion est effectuée avant l’activation de l’ovo-
cyte. Après l’activation, l’ovocyte perd rapidement sa
capacité à remodeler un noyau, y compris celui du sper-
matozoïde [24].
Les analyses moléculaires détaillées ont démontré que
les changements épigénétiques que le génome somatique
greffé dans l’ovocyte subit, sont de nature similaire au
génome zygotique. Le processus de remodelage du gé-
nome somatique est souvent qualifié de « reprogramma-
tion » [4]. L’utilisation de ce terme est certainement un
abus de langage car il est difficile d’imaginer que la
réorganisation épigénétique se produise selon une sé-
quence d’actions prédéterminées que l’ovocyte ferait su-
bir au noyau. Quel que soit le terme utilisé, il est clair que
les interactions dynamiques entre le noyau somatique
greffé et le cytoplasme de l’ovocyte induisent une petite
« révolution » épigénétique qui rend possible l’expression
d’une multitude de gènes qui n’étaient pas exprimés dans
la cellule donneuse.
Néanmoins, ces changements sont le plus souvent
incomplets et les traces de la « mémoire épigénétique » du
génome somatique persistent, la « dédifférenciation » du
noyau greffé reste incomplète. L’étude de la méthylation
de l’ADN dans les embryons bovins ou murins clonés en a
apporté la preuve [25-27]. La cinétique globale de la
déméthylation est altérée [25] et la méthylation de diver-
ses séquences répétées est différente de la normale [26],
tandis que d’autres séquences suivent un cours normal de
changements. La méthylation du génome des clones de-
vient une véritable mosaïque du profil somatique et zygo-
tique [28]. La conséquence en est que l’expression du
génome de l’embryon cloné est très perturbée. La grande
variabilité de l’expression génique qu’on observe même
chez les animaux clonés qui ne montrent aucune malfor-
mation apparente est probablement la conséquence des
traces épigénétiques non effacées au stade préimplanta-
toire du développement. Si la majorité des embryons
clonés ne sont pas capables de se développer normale-
ment, c’est parce que l’expression de leur génome est trop
désordonnée.
mt médecine de la reproduction, vol. 8, n° 4, juillet-août 2006 271
Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 88.99.165.207 le 25/05/2017.

L’une des plus importantes leçons que l’étude des
clones nous réserve est qu’elle attire l’attention sur l’im-
portance longtemps sous-estimée des mécanismes épigé-
nétiques. Ces mécanismes assurent à la fois la stabilité et la
capacité de changer l’expression du génome et gardent
encore la majorité de leur secret. Nous n’avons à présent
que des outils rudimentaires pour influencer ces mécanis-
mes, ce qui limite l’utilisation du clonage pour autre chose
que l’expérimentation. Ce qui n’est pas négligeable,
car, comme modèle expérimental, les clones permettront
d’étudier bien des problèmes fondamentaux de la
biologie.
Références
1. Cerny J, Quesenberry PJ. Chromatin remodeling and stem cell
theory of relativity. J Cell Physiol 2004 ; 201 : 1-16.
2. Boiani M, et al. Pluripotency deficit in clones overcome by clone-
clone aggregation : : epigenetic complementation? Embo J 2003 ;
22 : 5304-12.
3. Humpherys D, et al. Abnormal gene expression in cloned mice
derived from embryonic stem cell and cumulus cell nuclei. Proc Natl
Acad Sci USA 2002 ; 99 : 12889-94.
4. Rideout 3rd WM, Eggan K, Jaenisch R. Nuclear cloning and epi-
genetic reprogramming of the genome. Science 2001 ; 293 : 1093-8.
5. Humpherys D, et al. Epigenetic instability in ES cells and cloned
mice. Science 2001 ; 293 : 95-7.
6. Shiota K, Yanagimachi R. Epigenetics by DNA methylation for
development of normal and cloned animals. Differentiation 2002 ;
69 : 162-6.
7. Hochedlinger K, et al. Nuclear transplantation, embryonic stem
cells and the potential for cell therapy. Hematol J 2004 ; 5(Suppl 3) :
114-7.
8. Gao S, et al. Somatic cell-like features of cloned mouse embryos
prepared with cultured myoblast nuclei. Biol Reprod 2003 ; 69 :
48-56.
9. Lemon B, Tjian R. Orchestrated response : a symphony of trans-
cription factors for gene control. Genes & Development 2000 ; 14 :
2551-69.
10. Gilbert N, Gilchrist S, Bickmore W. Chromatin organization in
mammalian nucleus.Int Rev Cytol 2005 ; 242 : 283-336.
11. Paldi A. Stochastic gene expression during cell differentiation :
order from disorder? Cellular and Molecular Life Sciences 2003 ; 60 :
1775-9.
12. Rousset J, Bucchini D, Jami J. Hybrids between F9 nullipotent
teratocarcinoma and thymus cells produce multidifferentiated tumors
in mice.Dev Biol 1983 ; 96 : 331-6.
13. Jones K. Mammalian egg activation : from Ca
2+
spiking to cell
cycle progression. Reproduction 2005 ; 130 : 813-23.
14. McLay D, Clarke H. Remodelling the paternal chromatin at fer-
tilization in mammals.Reproduction 2003 ; 125 : 625-33.
15. Mayer W, et al. Demethylation of the zygotic paternal genome.
Nature 2000 ; 403 : 501-2.
16. Adenot P, et al. Differential H4 acetylation of paternal and mater-
nal chromatin precedes DNA replication and differential transcrip-
tional activity in pronuclei of 1-cell mouse embryos.Development
1997 ; 124 : 4615-25.
17. Arney K, et al. Histone methylation defines epigenetic asym-
metry in the mouse zygote. Int J Dev Biol 2002 ; 46 : 317-20.
18. Cowell IG, et al. Heterochromatin, HP1 and methylation at ly-
sine 9 of histone H3 in animals.Chromosoma 2002 ; 111 : 22-36.
19. Rougier N, et al. Chromosome methylation patterns during mam-
malian preimplantation development. Genes & Development 1998 ;
12 : 2108-13.
20. Beaujean N, et al. Non-conservation of mammalian preimplan-
tation methylation dynamics. Curr Biol 2004 ; 14 : R266-R267.
21.KoMSH,et al. Large scale cDNA analysis reveals phased gene
expression patterns during preimplantation mouse development. De-
velopment 2000 ; 127 : 1727-49.
22. Zeng F, Schultz RM. RNA transcript profiling during zygotic gene
activation in the preimplantation mouse embryo. Dev Biol 2005 ;
283 : 40-57.
23. Szollosi D, et al. Remodelling of thymocyte nuclei in activated
mouse oocytes : an ultrastructural study. Eur J Cell Biol 1986 ; 42 :
140-51.
24. Szollosi D, et al. Remodeling of mouse thymocyte nuclei de-
pends on the time of their transfer into activated, homologous oocy-
tes. J Cell Sci 1988 ; 91 : 603-13.
25. Bourc’his D, et al. Delayed and incomplete reprogramming of
chromosome methylation patterns in bovine cloned embryos. Cur-
rent Biology 2001 ; 11 : 1542-6.
26.KangYK,et al. Aberrant methylation of donor genome in cloned
bovine embryos. Nat Genet 2001;28:173-7.
27.KangYK,et al. Precise recapitulation of methylation change in
early cloned embryos. Mol Reprod Dev 2003 ; 66 : 32-7.
28.KangYK,et al. Limited demethylation leaves mosaic-type methy-
lation states in cloned bovine pre-implantation embryos. Embo J
2002 ; 21 : 1092-100.
Revue
mt médecine de la reproduction, vol. 8, n° 4, juillet-août 2006
272
Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 88.99.165.207 le 25/05/2017.