La fièvre de Lassa : réponses immunes et pathogenèse
publicité
revue Virologie 2012, 16 (6) : 390-401 La fièvre de Lassa : réponses immunes et pathogenèse Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 88.99.165.207 le 24/05/2017. Marion Russier1 Delphine Pannetier2 Sylvain Baize1 1 Institut Pasteur, unité de biologie des infections virales émergentes, 21, avenue Tony-Garnier, 69365 Lyon, France <[email protected]> 2 Laboratoire P4 Jean-Mérieux - Inserm, 21, avenue Tony-Garnier, 69365 Lyon, France Résumé. La fièvre de Lassa est endémique en Afrique de l’Ouest. Elle est causée par le virus Lassa, un virus à ARN simple brin bisegmenté de polarité négative de la famille des arénavirus de l’Ancien Monde. La maladie peut être fatale mais la plupart des patients survivent après la phase aiguë ou ne développent qu’une infection asymptomatique. Les mécanismes immunitaires impliqués sont encore mal connus mais des progrès considérables ont été réalisés à travers les études in vitro et chez le primate non humain, le seul modèle animal reproduisant la physiopathologie et les réponses immunes survenant lors de la fièvre de Lassa chez l’homme. Nous discuterons ici des différents compartiments de l’immunité innée et adaptative intervenant dans le contrôle de l’infection et la pathogenèse ainsi que de l’implication des cellules présentatrices d’antigènes, des lymphocytes T et des cellules natural killer ou NK. Mots clés : virus Lassa, arénavirus, fièvre hémorragique, réponse immunitaire Abstract. Lassa fever is a hemorrhagic fever endemic to West Africa and caused by Lassa virus, an Old-World arenavirus. It may be fatal, but most patients recover from acute disease and some experience asymptomatic infection. The immune mechanisms associated with these different outcomes have not yet been fully elucidated, but considerable progress has recently been made, through the use of in vitro human models and non-human primates, the only relevant animal model that mimics the pathophysiology and immune responses induced in patients. We discuss here the roles of the various components of the innate and adaptive immune systems in Lassa virus infection and in the control of viral replication and pathogenesis. Key words: Lassa virus, arenavirus, hemorrhagic fever, immune response Introduction Tirés à part : S. Baize 390 Virologie, Vol 16, n◦ 6, novembre-décembre 2012 Pour citer cet article : Russier M, Pannetier D, Baize S. La fièvre de Lassa : réponses immunes et pathogenèse. Virologie 2012; 16(6) : 390-401 doi:10.1684/vir.2012.0472 doi:10.1684/vir.2012.0472 Le virus Lassa est un arénavirus de l’Ancien Monde, responsable de la fièvre hémorragique de Lassa [1]. C’est un virus enveloppé comportant deux segments d’ARN simple brin de polarité négative appelés S et L (figure 1). Le segment L encode une ARN polymérase ARN-dépendante (L) et une petite protéine à doigt de zinc (Z) jouant un rôle crucial dans la régulation de la transcription et la réplication [2] ainsi que dans le bourgeonnement des particules virales [3]. Le segment S encode la nucléoprotéine (NP) et les deux glycoprotéines (GP1 et GP2), permettant l’entrée du virus dans la cellule cible en se liant au récepteur ␣dystroglycane [4]. La fièvre de Lassa est endémique en Afrique de l’Ouest, au Nigéria, au Libéria, en Guinée et en Sierra Leone, où elle est responsable de 100 à 300 000 cas et cinq à 6 000 morts chaque année. L’homme est infecté lors d’un contact cutané ou muqueux avec les excrétas ou les tissus du Mastomys natalensis, le rongeur réservoir naturel du virus Lassa qui vit près des habitations [5]. Le virus Lassa est en effet hébergé de façon persistante et asymptomatique chez ces animaux avec une prévalence qui peut être élevée [6]. La contamination peut également survenir après ingestion de nourriture ou inhalation de poussières souillées par ses déjections. La maladie se transmet par la suite d’homme à homme par contact direct avec des fluides corporels contaminés et des épidémies nosocomiales sont également fréquemment observées [7]. L’infection est parfois bénigne et peut même demeurer asymptomatique, mais certains malades développent une fièvre hémorragique sévère, voire fatale. Les premiers signes cliniques observés entre six et revue Z Z Région intergénique Z Z GPC GP segment S 5’ 3’ L L Z NP Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 88.99.165.207 le 24/05/2017. NP segment L 5’ L 3’ Figure 1. Organisation des particules virales et du génome des arénavirus. Les arénavirus sont des virus à ARN constitués de deux segments d’ARN monocaténaires codés selon une stratégie ambisens. Chaque segment code pour deux gènes séparés par une région intergénique non codante présentant une structure en épingle à cheveux. Le segment court (S), d’une longueur de 3,4 kb, code pour la nucléoprotéine (NP) et pour le précurseur des glycoprotéines de surface (GPC). La GPC est ensuite clivée en deux sous-unités, l’ensemble constituant la glycoprotéine de surface (GP). Le segment long (L), d’une longueur de 7,2 kb, code quant à lui pour la protéine Z, impliquée dans le contrôle de la réplication/transcription et dans le bourgeonnement viral, et pour l’ARN polymérase ARN-dépendante (L). L’association de l’ARN génomique, de la NP et de la L constitue le complexe ribonucléoprotéique. 12 jours après l’infection sont non spécifiques avec de la fièvre, une forte fatigue, des maux de tête et des douleurs musculaires et articulaires. D’autres symptômes tels que pharyngite, conjonctivite, toux, maux de ventre, diarrhée et vomissements apparaissent ensuite. Dans les cas les plus sévères, œdèmes, hémorragies, défaillances hépatique et rénale et dans certains cas encéphalopathie surviennent [8]. Les patients décèdent dans un contexte de choc hypotensif, hypovolémique et hypoxique. Dans la plupart des cas, les symptômes disparaissent après dix à 15 jours, mais 30 % des survivants développent une surdité hémi- ou bilatérale temporaire ou définitive [9]. La fièvre de Lassa est un problème majeur de santé publique dans les pays endémiques, dont les structures de santé sont précaires et les populations touchées isolées [7]. Aucun vaccin n’existe à ce jour. La ribavirine est efficace pour traiter les patients [10] mais elle est coûteuse, doit être administrée tôt après l’infection et présente une toxicité notable, particulièrement chez la femme enceinte, ce qui rend difficile son utilisation dans les pays endémiques. La plupart des patients qui contrôlent l’infection par le virus Lassa développent une immunité protectrice. Au contraire, les cas fatals semblent être associés à une réponse immunitaire défectueuse, voire abolie [8, 11]. La pathogenèse de la fièvre de Lassa et les réponses immunitaires qu’elle induit sont encore peu connues. L’isolement des régions endémiques affectées et la pathogénicité élevée du virus Lassa rendent les investigations très difficiles. De plus, il n’existe pas de modèle de rongeur qui permette de reproduire la physiopathologie ou les réponses immunes observées chez l’homme. Le primate non humain (PNH) constitue un bon modèle d’étude de la fièvre de Lassa mais la manipulation de ces animaux en laboratoire P4 (BSL-4) reste très onéVirologie, Vol 16, n◦ 6, novembre-décembre 2012 reuse. L’analyse de l’infection chez le PNH et dans des modèles cellulaires in vitro combinés à des outils de génétique inverse a permis d’améliorer la compréhension des réponses immunes associées à la fièvre de Lassa. Pathogenèse de la fièvre de Lassa Les cellules présentatrices d’antigènes (cellules dendritiques et macrophages) sont probablement les premières cellules infectées par le virus Lassa [12, 13]. Elles sont présentes dans la peau et les muqueuses et supportent la réplication du virus dans les phases précoces de l’infection. Par la suite, le virus Lassa colonise les organes lymphoïdes secondaires, ganglions lymphatiques et rate, après migration des cellules présentatrices d’antigènes et/ou transfert direct des particules virales via la circulation. À ce stade, une large proportion des cellules présentatrices d’antigènes résidentes est infectée et la production massive de particules virales est à l’origine de l’infection systémique [14]. Le foie est également rapidement le siège d’une réplication virale intense, par le biais des hépatocytes et des cellules de Kupffer ciblées par le virus. Ensuite, le tropisme viral s’étend aux fibroblastes, aux cellules endothéliales et à certaines cellules épithéliales. Malgré l’infection de ces types cellulaires, les lésions observées dans l’endothélium et les autres organes ne suffisent pas à expliquer le choc terminal et la mort, qui semblent plutôt liés à la réponse immune de l’hôte. Les altérations microscopiques les plus fréquentes observées chez les patients et chez les PNH infectés sont des nécroses multifocales des hépatocytes et des cellules corticales des glandes surrénales. Une pneumonie interstitielle, une myocardite, l’infiltration de cellules mononuclées, 391 Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 88.99.165.207 le 24/05/2017. revue principalement des macrophages, et des lésions des tissus de l’endothélium vasculaire sont également souvent observées [15-17]. Une lymphadénopathie et une splénomégalie sont notées ainsi qu’une modification anormale de l’architecture folliculaire des organes lymphoïdes et une déplétion des cellules dans la moelle osseuse, la rate et les ganglions lymphatiques. Une lymphopénie transitoire touchant les lymphocytes T CD4+ et CD8+, les lymphocytes B et les cellules natural killer (NK) survient rapidement après l’infection, suivie par une neutrophilie [14, 15, 18, 19]. La lymphopénie ne résulte pas d’un effet direct du virus, ces types cellulaires résistant à l’infection par le virus Lassa. Une thrombocytopénie modérée et transitoire apparaît également, accompagnée d’un dysfonctionnement des plaquettes [15, 18, 20]. Cependant, aucun défaut majeur de coagulation n’est noté et l’on n’observe pas de phénomène de coagulation intravasculaire disséminée comme c’est le cas pour d’autres fièvres hémorragiques virales (Ebola, par exemple). Ainsi, les signes hémorragiques et les fuites de plasma observés lors de la fièvre de Lassa ne sont sûrement pas dus aux défauts de coagulation mais plutôt à l’augmentation de la perméabilité vasculaire, probablement induite par des facteurs cellulaires relâchés en grande quantité. Les taux des enzymes alanine et aspartate aminotransférases (ALT/AST) sériques augmentent fortement dans les stades terminaux de la maladie à la fois chez le PNH et chez l’homme, alors qu’ils augmentent de façon plus modérée et transitoire chez les survivants [14, 15, 19, 21, 22]. Ces observations suggèrent une atteinte hépatique ou/et des dommages tissulaires. En effet, le ratio AST/ALT élevé suggère que ces enzymes pourraient provenir d’autres organes que le foie. De façon similaire, des fortes concentrations d’IL-6 sont détectées dans le plasma dans les cas fatals chez le PNH [14, 15]. La sécrétion d’IL-6 est souvent associée à la régénération hépatique [19] mais peut aussi être liée aux dommages d’autres tissus et muscles. L’IL-6 est également impliquée dans la neutrophilie [23], suggérant que les dommages tissulaires observés pourraient être au moins en partie dus à l’infiltration des neutrophiles. Les cas sévères de fièvre de Lassa sont associés à des défaillances multiviscérales conduisant au syndrome de choc hypoxique, hypotensif, hypovolémique et à la mort. Cependant, d’autres investigations sont nécessaires afin d’expliquer les mécanismes de pathogénie lors de la phase aiguë de la maladie et des stades terminaux. Les paramètres immunologiques pouvant être impliqués dans la pathogenèse selon l’issue de la fièvre de Lassa sont récapitulés dans le tableau 1. Tableau 1. Paramètres immunologiques de la fièvre de Lassa dans un modèle primate non humain en fonction de l’issue de la maladie (d’après [14, 15]). Issue de la maladie Réponses inflammatoires Survie Mort Monocytes CD80+ circulants +++ + Production d’IFN-␣ Précoce et transitoire Retardée Cytokines inflammatoires Absence Absence, sauf IL-6 tardive Chimiokines ARNm IP-10, I-TAC, MCP-1, éotaxine ? ARNm IP-10, I-TAC, MCP-1, éotaxine IgG/IgM +++ +++ Anticorps neutralisants - - Déplétion des cellules Transitoire +++ Déplétion des cellules Transitoire +++ Cytokines dérivées Absence Absence Activation des cellules T CD4+ et CD8+ Forte et précoce Faible et retardée Prolifération in vitro en réponse au virus + Absence Réponse humorale Réponse des cellules NK Réponse des lymphocytes T NK : natural killer. 392 Virologie, Vol 16, n◦ 6, novembre-décembre 2012 revue Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 88.99.165.207 le 24/05/2017. Rôle des cellules présentatrices d’antigènes Les cellules présentatrices d’antigènes jouent un rôle crucial dans la régulation des réponses immunitaires. Elles sont des médiateurs clés de l’immunité innée induisant les premières réponses inflammatoires et le contrôle direct des infections virales. Elles permettent également d’orchestrer les réponses immunes adaptatives humorales et cellulaires, notamment en présentant l’antigène aux lymphocytes B et T [24]. Lors de l’infection par le virus Lassa, les cellules dendritiques et les macrophages sont les premières cellules cibles qui répliquent le virus [13-15]. Ces évènements ont des conséquences dramatiques sur les réponses immunes survenant lors de la fièvre de Lassa. Le tropisme privilégié du virus Lassa pour les cellules dendritiques et les macrophages a été montré dans un modèle in vitro sur des cellules primaires humaines mais aussi in vivo chez le PNH. L’infection est non cytopathique et aboutit au relargage de fortes quantités de particules virales [12, 19, 25]. Les récentes observations selon lesquelles le virus de la chorioméningite lymphocytaire (CML), un arénavirus de l’Ancien Monde proche du virus Lassa, infecte les cellules dendritiques plasmacytoïdes suggèrent que ces dernières pourraient également être ciblées par le virus Lassa in vivo [26]. Chez le PNH, les cellules dendritiques et les macrophages sont infectés dès sept jours après l’infection dans les ganglions lymphatiques, la zone marginale splénique et dans une moindre mesure, dans la pulpe rouge de la rate, le thymus et le foie. La charge virale reste élevée tout au long de la maladie [15, 21]. Malgré le relargage des particules virales, les cellules présentatrices d’antigènes ne sont pas activées suite à l’infection in vitro par le virus Lassa. Ainsi, les cellules dendritiques infectées par le virus Lassa ne produisent pas de cytokines pro-inflammatoires et n’expriment pas de molécules d’activation à la leur surface et le virus n’induit pas non plus leur maturation [12, 13, 27]. L’absence d’activation/maturation en réponse à l’infection par le virus Lassa pourrait être associée à l’immunosuppression observée dans les cas sévères de fièvre de Lassa. En effet, les cytokines pro-inflammatoires sont cruciales pour l’induction d’une immunité adaptative et des réponses immunes défectueuses, voire la tolérance, peuvent être induites lors de la présentation de l’antigène par des cellules dendritiques immatures. De plus, l’absence d’activation semble favoriser la réplication virale dans un modèle in vitro car les cellules dendritiques immatures produisent de plus grandes quantités de particules virales que leurs contreparties matures [12]. De façon similaire, les macrophages ne s’activent pas non plus lors de l’infection in vitro par le virus Lassa et ne produisent que de faibles quantité d’IFN-␣/ Virologie, Vol 16, n◦ 6, novembre-décembre 2012 [12, 25, 27]. Bien qu’il soit nécessaire de confirmer in vivo ces résultats, les données disponibles chez les patients et les PNH infectés par le virus Lassa confirment l’absence de réponses inflammatoires lors de la fièvre de Lassa, et ce malgré l’infiltration massive des macrophages et neutrophiles dans la plupart des organes et tissus [14, 15, 19, 21, 28]. La figure 2 schématise la réponse des cellules dendritiques et des macrophages lors de l’infection par le virus Lassa. Le virus Mopeia est un arénavirus proche du virus Lassa. Il possède le même réservoir rongeur et comporte 75 % d’identité en acides aminés avec le virus Lassa. Cependant, il n’est pas pathogène chez l’homme et le singe et est capable de conférer une immunité protectrice chez ces animaux lors de l’infection expérimentale par le virus Lassa [16, 29]. Le virus Mopeia est ainsi comparé au virus Lassa en tant que modèle de fièvre de Lassa non fatale et d’infection asymptomatique. Le virus Mopeia infecte aussi les cellules présentatrices d’antigènes sans cytotoxicité apparente [25, 30]. Ces observations démontrent que le tropisme privilégié des virus Lassa et Mopeia est une caractéristique commune à tous les arénavirus indépendamment de leur pouvoir pathogène. Contrairement à l’infection par le virus Lassa, le virus Mopeia induit in vitro l’activation des macrophages via l’augmentation de l’expression des molécules de surface CD86, CD80 et CD54, la production de grandes quantités d’IFN-␣/ mais sans sécrétion de cytokines pro-inflammatoires [25, 27, 30]. Dans une moindre mesure, l’infection par le virus Mopeia induit une activation modérée des cellules dendritiques et une faible transcription des gènes de l’IFN de type I [27, 30]. L’étude de différents variants du virus Pichinde, un arénavirus du Nouveau Monde, a également montré que l’activation des cellules présentatrices d’antigènes infectées semblait être corrélée avec l’absence de pathogénicité de certaines souches du virus [31]. Réponse IFN de type I La réponse IFN-␣/ participe à la différence de pathogénicité entre les virus Lassa et Mopeia. En effet, ces virus sont tous deux sensibles aux propriétés antivirales de l’IFN de type I mais seuls les macrophages infectés par le virus Mopeia sont capables de produire ces cytokines [27, 30, 32]. L’absence de production d’IFN-␣/ est probablement impliquée dans la différence de pathogenèse et l’immunosuppression observée lors des cas sévères de fièvre de Lassa car ces cytokines sont impliquées à la fois dans le contrôle de la réplication virale mais aussi dans l’induction de la réponse immune adaptative [33]. Les données disponibles chez le singe cynomolgus s’accordent avec 393 revue Cellule dendritique immature Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 88.99.165.207 le 24/05/2017. Pas d’activation/maturation pas de production d’lFN-α/β Réplication virale pas d’effet cytopathique Virus Lassa Macrophage Pas d’activation Faible production d’IFN-α/β Figure 2. Réponse des cellules présentatrices d’antigènes lors de l’infection par le virus Lassa. L’infection in vitro de cellules présentatrices d’antigènes humaines (cellules dendritiques et macrophages) par le virus Lassa conduit à une réplication virale durable en l’absence d’effet cytopathique. L’infection n’induit pas non plus l’activation de ces cellules ni la maturation des cellules dendritiques. En revanche, alors qu’aucune production d’IFN de type I n’est observée dans les cellules dendritiques infectées par le virus Lassa, une synthèse modérée d’ARNm codant pour les IFN de type I est induite dans les macrophages infectés. cette hypothèse car une production d’IFN-␣/ est observée très tôt chez les animaux survivants alors qu’elle n’est détectée qu’aux stades terminaux chez les singes qui décèdent [15]. L’IFN-␣ détecté à ce moment dans le sang de ces derniers pourrait ne pas être capable de contrôler l’ample réplication du virus, relargué massivement à ce stade de la maladie, et à l’inverse contribuer à la pathogenèse. Les IFN de type I ont en effet un rôle dual, à la fois bénéfique, mais aussi délétère lors des infections. Ils sont, par exemple, impliqués chez la souris lors de l’infection par le virus de la CML dans la lymphopénie transitoire et les changements structuraux dans les organes lymphoïdes et dans la thrombocytopénie et le défaut des plaquettes [34, 35]. Des investigations supplémentaires chez le PNH sont cependant nécessaires afin de clarifier le rôle de l’IFN-␣/ dans la pathogenèse de la fièvre de Lassa et de préciser si leur sécrétion corrèle avec l’issue de la maladie. Rôle de la nucléoprotéine Récemment, des données ont montré que la production défectueuse d’IFN de type I était liée à la présence de la NP 394 des arénavirus. En effet, la NP de la plupart des arénavirus, à l’exception du virus Tacaribe, inhibe l’activation et la translocation nucléaire du facteur de transcription IRF3 et ainsi la production d’IFN-␣/ [36]. De plus, la région C-terminale de la NP contient un domaine 3 -5 exonucléasique spécifique des ARN double brins, similaire à celui présent dans les exonucléases de la famille DEDDh [37]. La NP possède ainsi une fonction exonucléasique lui permettant de digérer les ARN, empêchant ainsi la cascade d’activation initiée via la reconnaissance de ces ARN par l’hélicase RIG-I et donc l’activation des réponses IFN [38]. Les acides aminés présents au niveau du site catalytique ont été identifiés et la mutation des nucléotides correspondant abolit la capacité de la NP à inhiber la réponse antivirale. Cependant, le virus Mopeia possède également ce domaine DEDDh et est probablement capable d’inhiber la réponse IFN, bien que de façon moins efficace. D’ailleurs, des virus Lassa recombinants contenant des mutations dans ce domaine induisent des quantités d’IFN de type I bien supérieures à celles sécrétées lors de l’infection par le virus Mopeia [39]. La fonction exonucléasique de la NP n’est ainsi pas seule responsable de la différence de pathogénicité entre ces deux virus. D’autres données récentes montrent que la NP des arénavirus empêche la phosphorylation d’IRF3 en se liant à Virologie, Vol 16, n◦ 6, novembre-décembre 2012 Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 88.99.165.207 le 24/05/2017. revue la kinase IKK [40]. La NP séquestre IKK dans une forme inactive en inhibant son activité autocatalytique, et ainsi empêche l’induction des réponses immunes innées. Cette autre fonction de la NP pourrait être impliquée dans la virulence du virus Lassa, mais il reste à démontrer son absence chez le virus Mopeia. Enfin, la NP est capable d’inhiber la translocation nucléaire et l’activité transcriptionnelle du facteur de transcription NFB [41]. Par ailleurs, cette observation est en accord avec l’absence d’activation des cellules présentatrices d’antigènes et l’absence de production des cytokines pro-inflammatoires observées lors de l’infection par le virus Lassa. Un modèle résumant les implications de la NP du virus Lassa dans les cascades d’activation menant à la production d’IFN de type I est présenté sur la figure 3. Ainsi, les arénavirus ont développé des stratégies efficaces pour empêcher l’induction de l’immunité innée et ces mécanismes jouent probablement un rôle clé dans la pathogenèse et l’immunosuppression observée lors de la fièvre de Lassa. Les réponses humorales Malgré les forts taux d’anticorps détectés chez la plupart des patients et des PNH infectés par le virus Lassa, la réponse humorale ne permet pas de contrôler l’infection virale. Des grandes quantités d’IgM et d’IgG spécifiques du virus Lassa sont sécrétées rapidement mais cette réponse n’est corrélée ni avec la survie, ni avec la disparition de la virémie [15, 16, 18, 22]. Lors de l’infection par le virus Lassa, les IgG sécrétées sont dirigées contre la NP, les GP1 et GP2 et la protéine Z du virus. Cependant, l’infection par le virus Lassa mais aussi par d’autres arénavirus n’induit pas la production d’anticorps neutralisants. Ils sont détectés uniquement chez les survivants, en faible quantité et tardivement après l’infection [15]. Il semble que l’absence d’anticorps neutralisants soit liée à des propriétés intrinsèques de la GP du virus Lassa. Des sérums immuns de survivants ont été utilisés chez l’homme et le PNH afin de traiter la fièvre de Lassa mais les résultats de ces études sont controversés. Ce traitement semble efficace uniquement si l’administration du sérum immun a lieu dans un stade précoce de l’infection, la protection étant de plus corrélé à l’index de neutralisation du sérum utilisé, si modeste soit-il [42]. L’origine géographique du sérum immun par rapport à celle de la souche du virus Lassa responsable de l’infection apparaît également comme un paramètre important à prendre en compte lors des essais de traitement. De plus, des études chez le singe montrent que l’immunisation préventive par du sérum immun ne suffit pas à protéger les animaux lors de l’infection par le virus Lassa [43]. La réponse humorale pourrait cependant jouer un rôle indiVirologie, Vol 16, n◦ 6, novembre-décembre 2012 rect dans la protection immunitaire des patients lors de la fièvre de Lassa et d’autres analyses sont nécessaires afin de préciser ces observations. Les réponses des cellules natural killer Les cellules NK ont été initialement décrites comme des lymphocytes de l’immunité innée, avec une activité cytolytique contre des cellules tumorales. Elles se trouvent aussi à l’interface entre les réponses immunitaires innées et adaptatives car elles sécrètent également des cytokines, comme l’IFN-␥ dont le rôle est essentiel dans la différenciation et les fonctions des cellules T. L’activation des cellules NK est finement contrôlée par un équilibre entre les signaux inhibiteurs et activateurs donnés par les cellules cibles [44]. Les cellules NK peuvent discriminer les cellules saines du soi des cellules étrangères ou anormales, grâce à l’expression constitutive à la surface des cellules saines de molécules dites spécifiques du soi tels que les molécules du complexe majeur d’histocompatibilité (CMH) de classe I. Elles peuvent cependant être capables de lyser une cellule exprimant les molécules de classe I lorsque les signaux activateurs sont nombreux et prédominent sur le signal inhibiteur. Les cellules NK sont impliquées dans de nombreuses infections virales bien que leur rôle dans le contrôle des infections chez l’homme soit largement controversé suite aux observations selon lesquelles les individus incapables de développer des réponses NK fonctionnelles ne sont pas particulièrement sensibles aux infections virales [45]. Il a été montré que les cellules NK n’avaient qu’un rôle minoritaire lors de l’infection par le virus de la CML. De plus, le virus Lassa n’induit pas la diminution de l’expression des molécules du CMH de classe I par les cellules dendritiques et les macrophages [12]. Le dialogue réciproque entre les cellules NK et les cellules présentatrices d’antigènes entraîne généralement une augmentation des fonctions des cellules NK et de la réponse immunitaire. D’après des données récentes, les macrophages infectés par le virus Lassa sont capables d’activer des cellules NK [46]. Cependant, cet état d’activation n’est pas associé à la sécrétion d’IFN-␥, ni à la lyse des cellules cibles infectées et au contrôle de l’infection virale. Des observations similaires ont été rapportées lors de l’infection par le virus de la CML et également lors de la stimulation par des macrophages infectés par le virus Mopeia. Les réponses des cellules NK ont été peu étudiées chez l’homme lors de la fièvre de Lassa. Au contraire, il existe de nombreuses études de l’infection par le virus de la CML dans un modèle souris [45], qui permettent d’apporter des outils intéressants pour la compréhension des mécanismes immunitaires impliquant les cellules NK lors de la fièvre 395 revue Virus Lassa CYTOPLASME ARNdb (intermédiaires de réplication, structures secondaires...) Entrée du virus décapsidation Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 88.99.165.207 le 24/05/2017. RIG-I ARNsb viraux IKKεinactive Transcription NP NFkB - NP NP NP NP P NFκB IKKεactive TBK1 NP NOYAU P Génes pro-inflammatoires... P IRF3 IRF3 NFκB P IRF3 IFN-β RÉPONSE IMMUNITAIRE INNÉE Figure 3. Modèle simplifié du rôle de la nucléoprotéine (NP) dans l’inhibition de la production d’IFN de type I et des réponses immunes. Suite à l’entrée du virus Lassa dans la cellule cible et la décapsidation, les ARN viraux apparaissent et sont reconnus par l’hélicase RIG-I. Il s’ensuit une cascade d’activation passant par la phosphorylation d’IRF3 par le complexe TBK1/IKK. Les facteurs de transcription IRF3 et NFB sont transloqués dans le noyau pour initier la transcription des gènes IFN et pro-inflammatoires. La NP semble capable d’inhiber plusieurs étapes de cette cascade d’activation. Elle empêche l’activation du facteur IKK et donc la translocation d’IRF3. Elle inhibe également la translocation nucléaire et l’activité transcriptionnelle du facteur NFB. Enfin, la NP digère les ARN double brins et empêche ainsi leur reconnaissance par l’hélicase RIG-I. de Lassa. Les études récentes in vitro montrent que, lors de l’infection des macrophages par le virus Lassa, les cellules NK acquièrent des propriétés cytolytiques contre la lignée cellulaire sensible K562 (figure 4) [46]. De plus, l’expression du récepteur activateur NKp30 augmente à 396 la surface des cellules NK ainsi que l’expression intracellulaire de la molécule lytique granzyme B. En accord avec ces observations, des ARN messagers codant pour TRAIL, un ligand induisant la mort cellulaire, ont été détectés dans les cocultures de macrophages infectés par le virus Virologie, Vol 16, n◦ 6, novembre-décembre 2012 revue Cellule dendritique immature Pas d’activation Cellule NK Virus Lassa Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 88.99.165.207 le 24/05/2017. Macrophage Activation prolifération augmentation des propriétés cytotoxiques Cellule NK Pas de lyse des cellules infectées Figure 4. Réponse des cellules natural killer (NK) lors de l’infection par le virus Lassa dans un modèle in vitro. D’après l’étude des interactions entre les cellules présentatrices d’antigènes infectées par le virus Lassa et les cellules NK dans un modèle in vitro humain, les cellules dendritiques infectées n’induisent pas l’activation des cellules NK. En revanche, les macrophages infectés sont capables d’induire l’activation et la prolifération des cellules NK et d’augmenter notablement leurs propriétés cytotoxiques. Cependant, en dépit de cette forte cytotoxicité, les cellules NK n’induisent pas la mort des cellules présentatrices d’antigènes infectées. Lassa et de cellules NK. La cytotoxicité exercée par les cellules NK lors de l’infection par le virus de la CML nécessite l’IFN-␣/ [45]. De même, lors de l’infection par le virus Lassa, les IFN de type I produits par les macrophages sont requis pour l’activation des cellules NK, même à faible dose [46]. Cependant, malgré des propriétés cytotoxiques élevées, les cellules NK restent incapables de lyser en retour les macrophages infectés. D’autres études sont en adéquation avec ces travaux démontrant notamment que les cellules NK ne contrôlent pas non plus l’infection par le virus de la CML [45]. À l’opposé, la cytotoxicité exercée par les cellules NK semble jouer un rôle important dans le contrôle de l’infection par l’arénavirus Pichinde chez la souris. L’absence de lyse des cellules présentatrices d’antigènes infectées par les cellules NK peut s’expliquer en partie par le fait que les cellules infectées continuent d’exprimer les molécules du CMH de classe I, fournissant un signal inhibiteur par le biais des récepteurs inhibiteurs à la surface des cellules NK, et de plus, elles n’expriment pas de ligands activateurs [12, 46]. Ces observations suggèrent que le virus Lassa pourrait inhiber la lyse exercée par les cellules NK et ainsi développer des mécanismes lui permettant de se répliquer dans les cellules cibles sans être détecté par les cellules de la réponse immunitaire. Virologie, Vol 16, n◦ 6, novembre-décembre 2012 L’IFN-␥ est une cytokine essentielle dans l’initiation et la régulation des réponses d’adaptatives mais aussi dans le contrôle de la réplication de nombreux virus. Cependant, cette cytokine n’est sécrétée lors de l’infection par le virus Lassa, ni chez les patients et les PNH, ni lors de la culture in vitro de cellules NK [15, 46]. L’IFN-␥ ne contrôle pas la réplication du virus Lassa dans des cellules présentatrices d’antigènes [27, 32] et, ainsi, ne semble pas jouer un rôle primordial dans le contrôle de la fièvre de Lassa. De plus, l’IFN-␥ n’est induit ni lors de l’infection des cellules présentatrices d’antigènes infectées par le virus Mopeia in vitro, ni lors de l’infection par le virus de la CML chez la souris [47]. L’absence de production d’IFN-␥ par les cellules NK peut s’expliquer par l’absence de la sécrétion par les cellules présentatrices d’antigènes d’IL-12, un inducteur bien connu d’IFN-␥. En effet, cette cytokine n’est induite ni in vitro lors de l’infection par les virus Lassa et Mopeia, ni in vivo chez la souris lors de l’infection par le virus CML [45]. Par ailleurs, de forts taux d’IFN-␣/ inhibent la sécrétion d’IL-12 par les cellules présentatrices d’antigènes et donc la production d’IFN-␥ par les cellules NK [48]. Ce mécanisme pourrait être impliqué dans la réponse des cellules NK lors de la fièvre de Lassa, malgré les faibles quantités d’IFN de type I détectées. De plus, chez le PNH infecté par le virus Lassa, les cellules NK disparaissent du sang circulant [15]. Cela suggère qu’elles pourraient être recrutées dans d’autres tissus ou simplement éliminées. Une telle lymphopénie survient également chez le macaque lors de l’infection par le virus de la CML [49] et les cellules NK sont recrutées dans le foie dans un modèle souris [50]. Les cellules NK expriment des récepteurs de chimiokines, comme CXCR3, et peuvent migrer en réponse à des signaux chimiotactiques. CXCR3 est le récepteur des cytokines Mig, IP-10 et I-TAC, lesquelles sont sécrétées en grande quantité in vivo chez le PNH et dans un modèle in vitro humain lors de l’infection par le virus Lassa [15]. Il est surexprimé à la surface des cellules NK en réponse directe au virus Lassa mais son expression diminue lors de la stimulation par des macrophages infectés [46]. Nous proposons un modèle de pathogenèse selon lequel les ligands de CXCR3 seraient sécrétés dans le sang lors de l’infection par le virus Lassa, conduisant à la relocalisation des cellules NK dans les organes périphériques et à l’internalisation du récepteur CXCR3 à la surface des cellules NK. En effet, les cellules NK rejoignent les tissus en cours d’inflammation attirés par les chimiokines Mig, IP-10 et I-TAC [51]. Elles pourraient ainsi rejoindre les organes lymphoïdes et le foie, qui répliquent fortement le virus lors de la fièvre de Lassa, afin de moduler les réponses immunitaires et l’inflammation. Les cellules NK prolifèrent de façon modeste en réponse aux macrophages infectés par le virus Lassa [46]. L’importance de la prolifération des cellules NK dans le contrôle des infections virales est 397 Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 88.99.165.207 le 24/05/2017. revue peu connue. Certains suggèrent que ces cellules pourraient participer au développement d’une mémoire immunitaire innée, car des cellules NK ayant des caractéristiques de cellules mémoires ont été récemment décrites chez la souris [52]. Le rôle des cellules NK lors de l’infection par le virus Lassa comme par le virus de la CML ne semble ainsi pas être essentiel. Cependant, des investigations in vivo chez les patients ou les PNH sont nécessaires afin de préciser cette hypothèse. Les cellules présentatrices d’antigènes infectées par le virus Lassa expriment les molécules du CMH de classe I et pourraient être sensibles à la lyse par les lymphocytes T cytotoxiques mais pas à celle par les cellules NK. Des données récentes montrent que les cellules NK peuvent diminuer la réponse des cellules T in vivo chez la souris infectée par le virus de la CML [53]. D’autres études sont requises afin de préciser si les cellules NK sont en mesure de lyser les cellules T cytotoxiques spécifiques du virus Lassa et si elles sont ainsi susceptibles de participer à la pathogenèse lors de la fièvre de Lassa. Cellule dendritique immature Activation faible et retardée Virus Lassa Lymphocyte T Pas de lyse des cellules infectées Figure 5. Réponse cellulaire T lors de l’infection des cellules dendritiques par le virus Lassa dans un modèle in vitro. Les cellules dendritiques humaines infectées par le virus Lassa n’induisent qu’une activation faible et tardive des lymphocytes T CD4+ et CD8+ autologues dans un modèle de coculture in vitro. De plus, les lymphocytes T n’acquièrent pas de propriétés cytotoxiques et ne sont pas capables de contrôler la réplication virale dans les cellules présentatrices d’antigènes. Réponses des cellules T Les études in vitro et in vivo chez l’homme et le PNH suggèrent que les lymphocytes T jouent un rôle crucial dans l’issue de la maladie. L’infection sévère par le virus Lassa semble être associée à une réponse T défective. Chez le PNH, un dysfonctionnement des lymphocytes T en réponse à la stimulation par différents mitogènes a été observé dans les cas fatals [18]. Une lymphopénie transitoire survient chez les patients et les PNH lors de la phase aiguë de la fièvre de Lassa, associée à un appauvrissement en lymphocytes de la rate et des ganglions lymphatiques avec modification de l’architecture folliculaire des ganglions lymphatiques [17, 19]. L’infection fatale de macaques cynomolgus par le virus Lassa est associée à l’absence d’activation des cellules T du sang périphérique et l’absence de cytokines T [15]. Des résultats similaires ont aussi été rapportés lors de l’évaluation d’un candidat vaccin chez le PNH. Les animaux non immunisés n’ont développé aucune réponse T après l’infection par le virus Lassa [54]. De plus, dans un modèle in vitro, les cellules dendritiques humaines infectées par le virus Lassa n’activent pas les cellules T CD4+ et CD8+ (figure 5) [13, 55]. L’absence d’activation des réponses T lors de la fièvre de Lassa peut s’expliquer par l’absence d’activation/maturation des cellules dendritiques lors de l’infection. Elle pourrait aussi être le résultat d’une suppression active de l’immunogénicité par le virus lui-même ou survenir après le changement structurel des organes lymphoïdes. En effet, la maturation expérimen398 tale par du TNF-␣ ou de l’IL-1 des cellules dendritiques infectées par le virus Lassa ne permet pas l’induction de réponses T efficaces [55]. Les cellules T peuvent être également associées à des évènements immunopathologiques. En effet, elles sont impliquées dans les réponses inflammatoires innées délétères et dans la pathogenèse dans un modèle de souris humanisées infectées par le virus Lassa [56]. Dans ce modèle, les interactions entre les monocytes/macrophages et les lymphocytes T aboutissent à une stimulation exacerbée des macrophages, ce qui entraîne une modification des compartiments spléniques et à des dommages hépatiques et pulmonaires. Ces données s’accordent avec le rôle plus connu des cellules T dans la pathogenèse lors de l’infection par le virus de la CML [57]. Cependant, d’autres investigations chez le PNH sont requises afin de montrer si des évènements immunopathologiques impliquant les cellules T surviennent lors de la fièvre de Lassa. De nombreuses études suggèrent que les réponses cellulaires T semblent cruciales pour contrôler l’infection par le virus Lassa. En effet, de fortes réponses mémoires T CD4+ sont détectées chez les individus sains possédant des anticorps contre le virus Lassa et vivant dans les régions endémiques [58]. D’après ces résultats, les infections peu sévères par le virus Lassa ou asymptomatiques pourraient être associées à l’activation des cellules T CD4+. De plus, les patients qui survivent possèdent des fortes concentrations sériques d’IL-8 et d’IP-10, deux Virologie, Vol 16, n◦ 6, novembre-décembre 2012 Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 88.99.165.207 le 24/05/2017. revue chimiokines impliquées dans l’attraction et l’activation des lymphocytes T, alors qu’elles ne sont détectées qu’à faible dose dans les cas fatals [28]. Chez les singes cynomolgus, le contrôle de la maladie est corrélé avec la circulation de cellules T CD4+ et CD8+ activées très tôt après l’infection, lesquelles se multiplient par la suite [15]. La survie est également corrélée avec la capacité des cellules mononucléées du sang périphérique à proliférer in vitro en réponse aux antigènes viraux [15]. De plus, d’après des études vaccinales, la protection contre le virus Lassa dépend de l’induction d’une immunité cellulaire T [43, 54]. Des études chez l’homme, des essais vaccinaux chez le PNH et des modèles prédictifs suggèrent que les antigènes viraux principaux reconnus par les cellules T sont probablement la NP et la GP [43, 54, 58, 59]. Des investigations sont cependant requises afin de préciser les mécanismes d’induction des réponses immunitaires innées et T et d’analyser la corrélation entre le développement de l’immunité et l’issue de la maladie. Plusieurs hypothèses ont ainsi été proposées incluant les différences d’inoculum viral, des voies d’infections, des populations cellulaires ciblées très tôt lors de l’infection, des compositions génétiques des individus et l’existence d’une immunité homo- ou hétérologue antérieure [15, 57, 60]. Enfin, alors que les cellules dendritiques infectées par le virus Lassa induisent dans un modèle in vitro des réponses T faibles et retardées ne permettant pas de contrôler la réplication virale, une forte réponse T efficace se développe lors de l’infection des cellules dendritiques par le virus non pathogène Mopeia [55]. Les cellules T CD4+ et CD8+ stimulées par les cellules dendritiques infectées prolifèrent, acquièrent des phénotypes mémoires et se différencient en cellules cytotoxiques capables de contrôler l’infection virale. De plus, la coculture des cellules dendritiques infectées par le virus Mopeia avec les lymphocytes T aboutit à une forte sécrétion d’IFN-␣/, d’IL-12 et d’IP-10, favorisant probablement l’activation de ces cellules T. Les observations microscopiques ont montré que les cellules T entrent en contact et se regroupent autour des cellules dendritiques infectées. Ces résultats suggèrent l’existence d’un dialogue entre ces deux populations, lequel semble crucial pour l’activation réciproque et la différenciation/maturation des cellules T et des cellules dendritiques. Dans ce modèle, la différence d’activation des cellules dendritiques lors de l’infection par les virus Lassa et Mopeia est probablement responsable des différentes réponses T obtenues. Le virus Mopeia est utilisé comme un modèle de fièvre de Lassa non fatale : les réponses T induites par les cellules dendritiques infectées par ce virus pourraient refléter celles développées par les patients ayant une infection peu sévère ou asymptomatique. Toutes les données indiquent que les cellules T sont essentielles pour le contrôle de la fièvre de Lassa, mais aussi pour la création d’un vaccin efficace. Virologie, Vol 16, n◦ 6, novembre-décembre 2012 Conclusions L’acquisition de connaissances concernant les réponses immunes induites lors des phases aiguës et des cas sévères de fièvre de Lassa a été longtemps retardée par l’isolement des zones endémiques et des patients mais aussi par l’absence de modèles rongeurs et la nécessité de manipuler le virus en laboratoire P4. Récemment, des investigations dans des modèles PNH et des modèles in vitro de cultures de cellules humaines primaires ont permis d’améliorer grandement la compréhension des mécanismes immunologiques impliqués dans le contrôle de l’infection et/ou de la pathogenèse lors des cas sévères. Ces résultats ont notamment mis en évidence le rôle essentiel des lymphocytes T, permettant ainsi d’envisager de nouvelles stratégies antivirales. Cependant, la cascade des mécanismes aboutissant à l’aggravation des symptômes et à la mort reste méconnue et son identification nécessitera d’autres investigations. Conflits d’intérêts : aucun. Références 1. Buchmeier MJ, de la Torre JC, Peteres CJ. “Arenaviridae: the viruses and their replication”. In : Knipe DM, Howley PM, eds. Fields virology, 5th ed. Hagerstown, Maryland, (USA) : Lippincott Williams & Wilkins, 2006, p. 3177. 2. Cornu T, de la Torre J. RING finger Z protein of lymphocytic choriomeningitis virus (LCMV) inhibits transcription and RNA replication of an LCMV S-segment minigenome. J Virol 2001 ; 75 : 9415-26. 3. Perez M, Craven R, de la Torre J. The small RING finger protein Z drives arenavirus budding: implications for antiviral strategies. Proc Natl Acad Sci U S A 2003 ; 100 : 12978-83. 4. Cao W, Henry MD, Borrow P, et al. Identification of alpha-dystroglycan as a receptor for lymphocytic choriomeningitis virus and Lassa fever virus. Science 1998 ; 282 : 2079-81. 5. McCormick J, Webb P, Krebs J, Johnson K, Smith E. A prospective study of the epidemiology and ecology of Lassa fever. J Infect Dis 1987 ; 155 : 437-44. 6. Lecompte E, Fichet-Calvet E, Daffis S, et al. Mastomys natalensis and Lassa fever, West Africa. Emerg Infect Dis 2006 ; 12 : 1971-4. 7. Fisher-Hoch S, Tomori O, Nasidi A, et al. Review of cases of nosocomial Lassa fever in Nigeria: the high price of poor medical practice. BMJ 1995 ; 311 : 857-9. 8. Edington G, White H. The pathology of Lassa fever. Trans R Soc Trop Med Hyg 1972 ; 66 : 381-9. 9. Cummins D, McCormick J, Bennett D, et al. Acute sensorineural deafness in Lassa fever. JAMA 1990 ; 264 : 2093-6. 10. McCormick J, King I, Webb P, et al. Lassa fever: effective therapy with ribavirin. N Engl J Med 1986 ; 314 : 20-6. 11. Fisher-Hoch S, McCormick J, Sasso D, Craven R. Hematologic dysfunction in Lassa fever. J Med Virol 1988 ; 26 : 127-35. 12. Baize S, Kaplon J, Faure C, Pannetier D, Georges-Courbot MC, Deubel V. Lassa virus infection of human dendritic cells and macrophages is productive but fails to activate cells. J Immunol 2004 ; 172 : 2861-9. 13. Mahanty S, Hutchinson K, Agarwal S, McRae M, Rollin PE, Pulendran B. Cutting edge: impairment of dendritic cells and adaptive immunity by Ebola and Lassa viruses. J Immunol 2003 ; 170 : 2797-801. 399 Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 88.99.165.207 le 24/05/2017. revue 14. Hensley L, Smith M, Geisbert J, et al. Pathogenesis of Lassa fever in cynomolgus macaques. Virol J 2011 ; 8 : 205. 15. Baize S, Marianneau P, Loth P, et al. Early and strong immune responses are associated with control of viral replication and recovery in Lassa virus-infected cynomolgus monkeys. J Virol 2009 ; 83 : 5890-903. 16. Walker D, Johnson K, Lange J, Gardner J, Kiley M, McCormick J. Experimental infection of rhesus monkeys with Lassa virus and a closely related arenavirus, Mozambique virus. J Infect Dis 1982 ; 146 : 360-8. 17. Walker D, McCormick J, Johnson C, et al. Pathologic and virologic study of fatal Lassa fever in man. Am J Pathol 1982 ; 107 : 349-56. 18. Fisher-Hoch S, Mitchell S, Sasso D, Lange J, Ramsey R, McCormick J. Physiological and immunologic disturbances associated with shock in a primate model of Lassa fever. J Infect Dis 1987 ; 155 : 465-74. 19. Carrion Jr. R, Brasky K, Mansfield K, et al. Lassa virus infection in experimentally infected marmosets: liver pathology and immunophenotypic alterations in target tissues. J Virol 2007 ; 81 : 6482-90. 20. Lange J, Mitchell S, McCormick J, Walker D, Evatt B, Ramsey R. Kinetic study of platelets and fibrinogen in Lassa virus-infected monkeys and early pathologic events in Mopeia virus-infected monkeys. Am J Trop Med Hyg 1985 ; 34 : 999-1007. 21. Callis RT, Jahrling PB, DePaoli A. Pathology of Lassa virus infection in the rhesus monkey. Am J Trop Med Hyg 1982 ; 31 : 1038-45. 22. Johnson K, McCormick J, Webb P, Smith E, Elliott L, King I. Clinical virology of Lassa fever in hospitalized patients. J Infect Dis 1987 ; 155 : 456-64. 23. Ulich T, del Castillo J, Guo K. In vivo hematologic effects of recombinant interleukin-6 on hematopoiesis and circulating numbers of RBCs and WBCs. Blood 1989 ; 73 : 108-10. 24. Banchereau J, Briere F, Caux C, et al. Immunobiology of dendritic cells. Annu Rev Immunol 2000 ; 18 : 767-811. 25. Lukashevich I, Maryankova R, Vladyko A, et al. Lassa and Mopeia virus replication in human monocytes/macrophages and in endothelial cells: different effects on IL-8 and TNF-alpha gene expression. J Med Virol 1999 ; 59 : 552-60. 26. Macal M, Lewis G, Kunz S, Flavell R, Harker J, Zúñiga E. Plasmacytoid dendritic cells are productively infected and activated through TLR-7 early after Arenavirus infection. Cell Host Microbe 2012 ; 11 : 61730. 27. Baize S, Pannetier D, Faure C, et al. Role of interferons in the control of Lassa virus replication in human dendritic cells and macrophages. Microbes Infect 2006 ; 8 : 1194-202. 28. Mahanty S, Bausch D, Thomas R, et al. Low levels of interleukin8 and interferon-inducible protein-10 in serum are associated with fatal infections in acute Lassa fever. J Infect Dis 2001 ; 183 : 1713-21. 29. Kiley M, Lange J, Johnson K. Protection of rhesus monkeys from Lassa virus by immunisation with closely related Arenavirus. Lancet 1979 ; 2 : 738-45. 30. Pannetier D, Faure C, Georges-Courbot MC, Deubel V, Baize S. Human macrophages, but not dendritic cells, are activated and produce alpha/beta interferons in response to Mopeia virus infection. J Virol 2004 ; 78 : 10516-24. 31. Fennewald S, Aronson J, Zhang L, Herzog NK. Alterations in NF-kappaB and RBP-Jkappa by arenavirus infection of macrophages in vitro and in vivo. J Virol 2002 ; 76 : 1154-62. 32. Asper M, Sternsdorf T, Hass M, et al. Inhibition of different Lassa virus strains by alpha and gamma interferons and comparison with a less pathogenic arenavirus. J Virol 2004 ; 78 : 3162-9. 33. Le Bon A, Tough D. Links between innate and adaptive immunity via type I interferon. Curr Opin Immunol 2002 ; 14 : 432-6. 34. Binder D, Fehr J, Hengartner H, Zinkernagel R. Virus-induced transient bone marrow aplasia: major role of interferon-alpha/beta during acute infection with the noncytopathic lymphocytic choriomeningitis virus. J Exp Med 1997 ; 185 : 517-30. 400 35. Lannacone M, Sitia G, Isogawa M, et al. Platelets prevent IFN-alpha/beta-induced lethal hemorrhage promoting CTL-dependent clearance of lymphocytic choriomeningitis virus. Proc Natl Acad Sci U S A 2008 ; 105 : 629-34. 36. Martinez-Sobrido L, Giannakas P, Cubitt B, Garcia-Sastre A, de la Torre JC. Differential inhibition of type I interferon induction by Arenavirus nucleoproteins. J Virol 2007 ; 81 : 12696-703. 37. Hastie K, Kimberlin C, Zandonatti M, Macrae I, Saphire E. Structure of the Lassa virus nucleoprotein reveals a dsRNA-specific 3 to 5 exonuclease activity essential for immune suppression. Proc Natl Acad Sci U S A 2011 ; 108 : 2396-401. 38. Habjan M, Andersson I, Klingström J, et al. Processing of genome 5 termini as a strategy of negative-strand RNA viruses to avoid RIG-Idependent interferon induction. PLoS One 2008 ; 3 : e2032. 39. Carnec X, Baize S, Reynard S, et al. Lassa virus nucleoprotein mutants generated by reverse genetics induce robust type I IFN response in human dendritic cells and macrophages. J Virol 2011 ; 85 : 12093-7. 40. Pythoud C, Rodrigo W, Pasqual G, et al. Arenavirus nucleoprotein targets interferon regulatory factor-activating kinase IKK. J Virol 2012 ; 86 : 7728-38. 41. Rodrigo W, Ortiz-Riaño E, Pythoud C, Kunz S, de la Torre J, MartínezSobrido L. Arenavirus nucleoproteins prevent activation of nuclear factor kappa B. J Virol 2012 ; 86 : 8185-97. 42. Jahrling P, Peters C. Passive antibody therapy of Lassa fever in cynomolgus monkeys: importance of neutralizing antibody and Lassa virus strain. Infect Immun 1984 ; 44 : 528-33. 43. Fisher-Hoch S, Hutwagner L, Brown B, McCormick J. Effective vaccine for Lassa fever. J Virol 2000 ; 74 : 6777-83. 44. Vivier E, Raulet DH, Moretta A, et al. Innate of adaptive immunity? The example of natural killer cells. Science 2011 ; 331 : 44-9. 45. Biron C, Nguyen K, Pien G. Innate immune responses to LCMV infections: natural killer cells and cytokines. Curr Top Microbiol Immunol 2002 ; 263 : 7-27. 46. Russier M, Reynard S, Tordo N, Baize S. NK cells are strongly activated by Lassa and Mopeia virus-infected human macrophages in vitro but do not mediate virus suppression. Eur J Immunol 2012 ; 42 : 1822-32. 47. Orange J, Biron C. An absolute and restricted requirement for IL-12 in natural killer cell IFN-gamma production and antiviral defense. Studies of natural killer and T cell responses in contrasting viral infections. J Immunol 1996 ; 156 : 1138-42. 48. Cousens L, Orange J, Su H, Biron C. Interferon-alpha/beta inhibition of interleukin 12 and interferon-gamma production in vitro and endogenously during viral infection. Proc Natl Acad Sci U S A 1997 ; 94 : 634-9. 49. Rodas J, Cairo C, Djavani M, et al. Circulating natural killer and gammadelta T cells decrease soon after infection of rhesus macaques with lymphocytic choriomeningitis virus. Mem Inst Oswaldo Cruz 2009 ; 104 : 583-91. 50. Pien G, Biron C. Compartmental differences in NK cell responsiveness to IL-12 during lymphocytic choriomeningitis virus infection. J Immunol 2000 ; 164 : 994-1001. 51. Biron C, Nguyen K, Pien G, Cousens L, Salazar-Mather TP. Natural killer cells in antiviral defense: function and regulation by innate cytokines. Annu Rev Immunol 1999 ; 17 : 189-220. 52. Sun JC, Beilke JN, Lanier LL. Adaptive immune features of natural killer cells. Nature 2009 ; 457 : 557-61. 53. Waggoner S, Cornberg M, Selin L, Welsh R. Natural killer cells act as rheostats modulating antiviral T cells. Nature 2011 ; 481 : 394-8. 54. Geisbert T, Jones S, Fritz E, et al. Development of a new vaccine for the prevention of Lassa fever. PLoS Med 2005 ; 2 : e183. 55. Pannetier D, Reynard S, Russier M, et al. Human dendritic cells infected with the non-pathogenic Mopeia virus induce stronger T-cell responses than with Lassa virus. J Virol 2011 ; 85 : 8293-306. Virologie, Vol 16, n◦ 6, novembre-décembre 2012 revue 59. Oldstone M, Lewicki H, Homann D, Nguyen C, Julien S, Gairin J. Common antiviral cytotoxic T-lymphocyte epitope for diverse arenaviruses. J Virol 2001 ; 75 : 6273-8. 60. Lukashevich I, Djavani M, Rodas J, et al. Hemorrhagic fever occurs after intravenous, but not after intragastric, inoculation of rhesus macaques with lymphocytic choriomeningitis virus. J Med Virol 2002 ; 67 : 171-86. Copyright © 2017 John Libbey Eurotext. Téléchargé par un robot venant de 88.99.165.207 le 24/05/2017. 56. Flatz L, Rieger T, Merkler D, et al. T cell-dependence of Lassa fever pathogenesis. PLoS Pathog 2010 ; 6 : e1000836. 57. Oldstone M. Biology and pathogenesis of lymphocytic choriomeningitis virus infection. Curr Top Microbiol Immunol 2002 ; 263 : 83-117. 58. Ter Meulen J, Badusche M, Kuhnt K, et al. Characterization of human CD4+ T cell clones recognizing conserved and variable epitopes of the Lassa virus nucleoprotein. J Virol 2000 ; 74 : 2186-92. Virologie, Vol 16, n◦ 6, novembre-décembre 2012 401
