t PARASITES INTERNES DU CHIEN ET DU CHAT SOUS LE MICROSCOPE OEUFS DE NÉMATODES ASCARIDES ANKYLOSTOMES 70-90 x 65-75 µm 75-85 x 65-75 µm Toxocara canis, T. cati Toxascaris leonina ◗Le plus fréquent des vers gastro-intestinaux du chien et du chat ◗Oeufs: Grande taille • Globuleux • Coque épaisse • Surface alvéolée (en dés à coudre) • Face interne lisse ◗Contenu: une cellule unique, occupant presque la totalité de l’oeuf, de coloration brun foncé ◗Oeufs: Grande taille • Globuleux • Coque épaisse • Lisse en surface et à stries concentriques ◗Contenu: une cellule unique n’occupant pas la totalité de l’oeuf, de coloration brun clair Toxocara canis 55-65 x 40-45 µm Ancylostoma caninum, A. braziliense, A. tubaeforme Uncinaria stenocephala ◗Oeufs: De type strongle • Ovoïde, de taille moyenne • Coque mince et lisse ◗Contenu: une morula comprenant 4 à 8 blastomères de grande taille ◗Les oeufs d’Ancylostoma sont plus petits (55-65 x 40 µm) que les oeufs d’Uncinaria (65-80 x 45-50 µm), mais cette distinction est difficile à faire dans la pratique 60-85 x 40-45 µm Trichuris vulpis ◗Oeufs: Taille moyenne • Coque épaisse et lisse • Étiré en forme de citron • Avec un bouchon polaire saillant à chaque pôle • Coloration brun-orangé ◗Contenu: une cellule unique Toxocara cati LARVES 1 DE NÉMATODES VERS PULMONAIRES Techniques de coproscopie Angiostrongylus vasorum Aelurostrongylus abstrusus ◗Larves: Larves de stade 1 • Strongyloïdes, fines • Avec un bouton céphalique antérieur (pour Angiostrongylus) et une extrémité postérieure ondulée en cédille, pourvue d’une épine caudale DIPYLIDIUM 50 x40 µm Dipylidium caninum ◗Oeufs: Regroupés en amas d’une vingtaine d’éléments, délimités par une paroi mince: la capsule ovifère • Oeufs de petite taille • Paroi mince et lisse ◗Contenu: un embryon hexacanthe (caractéristique des oeufs de cestodes) ◗Examen spécifique des larves par la méthode de Baermann KYSTES DE PROTOZOAIRES GIARDIA 7-10 x 8-12 µm COCCIDIES Toxoplasma, Hammondia, Besnoitia 12-15 x 10-13 µm Isospora felis, I. canis 40 x 30 µm Isospora rivolta, I. ohioensis 25 x 20 µm Giardia duodenalis ◗Kystes: Subsphérique à ovalaire • Petite taille • Coque mince et lisse ◗Contenu: 2 à 4 noyaux, des résidus de flagelles et de corps médians, donnant l’impression de contenir un S au centre (évoquant le symbole du Ying/Yang) ◗Méthodes simples et peu coûteuses. ◗Sédimentation des éléments parasitaires dans une solution aqueuse de densité faible, ou plus communément, concentration de ces éléments sur la surface d’une solution de densité élevée par la technique de flottation. ◗Peu sensible pour la détection des oeufs de cestodes! Matériel: Pilon, mortier. Verres à pieds, pipettes 30-40 x 20-30 µm Pasteur, agitateur, tubes à essais. Tamis, passoire à thé. Lames et lamelles. Microscope avec objectifs x4, x10, x40 et x100 (objectif à immersion). Gants, gazes, pipettes plastiques. Prélèvements: Fèces fraiches (si une conservation est nécessaire, la réfrigération à +4°C est la méthode la plus adpatée). Mode opératoire de la méthode classique de flottation 1.Homogénéiser le prélèvement. Taenia hydatigena, T. taeniaeformis, 2.Déliter 5 g de fèces dans 75 mL de solution T. pisiformis, T. multiceps, T. serialis dense dans un verre à pied. Echinococcus granulosus, 3.Tamiser le mélange dans une passoire à thé. Echinococcus multilocularis 4.Remplir un tube à ras bord avec le mélange ◗Oeufs: Éliminés au sein d’un segment ovigère obtenu (réalisation d’un ménisque convexe). Puis, recouvrir le tube d’une lamelle. fragile • Petite taille • Globuleux • Paroi unique, 5.Laisser reposer environ 10 à 15 minutes. épaisse • À stries radiales • Les oeufs de Taeniidae 6.Récupérer la lamelle sur laquelle les éventuels sont directement infestants • Risque zoonotique éléments parasitaires se sont collés et l’observer majeur pour les oeufs d’Echinococcus sur une lame au microscope. ◗Contenu: un embryon hexacanthe (caractéristique Exemples de solutions denses: Liquide de Faust: solution de sulfate de zinc à 33% des oeufs de cestodes) (d = 1,18). Liquide de Willis: solution aqueuse de NaCl à saturation (d = 1,20). Sulfate de magnésium: solution de sulfate de magnésium à saturation (d = 1,28). OEUFS DE CESTODES 330-360 µm Toxoplasma Hammondia, Besnoitia, Isospora ◗Ookystes: Forme ovoïde • Coque mince et lisse • Pôles arrondis (légèrement plus pointus à une extrémité pour Isospora spp.) ◗Contenu: une cellule unique, granuleuse et sphérique avant sporulation, puis 2 sporocystes contenant chacun 4 sporozoïtes après sporulation dans le milieu extérieur Toxoplasma, Hammondia, Besnoitia Zoonose TRICHURES Isospora TAENIIDAE Mise au point et entretien du microscope 1. Essuyez les oculaires, le condenseur et les objectifs avec un tissu spécial pour optiques. 2. Allumez la lumière avec une puissance faible. 3. Augmentez la luminosité jusqu’à ce qu’une lumière blanche soit visible. 4.Montez le condenseur au maximum de sa hauteur. 5. Utilisez les objectifs à faible grossissement x4 ou de préférence x10. 6. Placez la lame sur la platine. 7. Déplacez la platine jusqu’a ce que la lame soit en face de l’objectif. 8. Fermez un oeil et ajustez l’oculaire pour faire la mise au point, puis faites de même avec l’autre oculaire. 9. Déplacez le condenseur vers le haut ou le bas et faites jouer le diaphragme pour obtenir une luminosité adaptée. Recherche des parasites internes ◗ Ajuster la luminosité en déplaçant le condenseur afin d’avoir une définition optimale. ◗ Commencez par utiliser les objectifs les plus faibles x4 ou x10, puis changez d’objectif pour avoir un plus fort grossissement. ◗ Assurez-vous que votre méthode d’examen permette d’observer l’intégralité de la lame. ◗ Le grossissement de l’objectif est à multiplier par le grossissement de l’oculaire, généralement x10, ce qui donne un grossissement total du microscope de x40 ou x100 pour la recherche des éléments parasitaires.