parasites internes du chien et du chat

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OEUFS DE NÉMATODES
LARVES 1 DE
NÉMATODES
KYSTES DE PROTOZOAIRES
Toxocara canis, T. cati
◗ Le plus fréquent des vers gastro-intestinaux
du chien et du chat
◗ Oeufs: Grande taille • Globuleux • Coque
épaisse • Surface alvéolée (en dés à coudre)
• Face interne lisse
◗ Contenu: une cellule unique, occupant presque
la totalité de l’oeuf, de coloration brun foncé
Angiostrongylus vasorum
Aelurostrongylus abstrusus
◗ Larves: Larves de stade 1 • Strongyloïdes,
fines • Avec un bouton céphalique antérieur
(pour Angiostrongylus) et une extrémité
postérieure ondulée en cédille, pourvue d’une
épine caudale
◗ Examen spécifique des larves par la
méthode de Baermann
Giardia duodenalis
◗ Kystes: Subsphérique à ovalaire
• Petite taille • Coque mince et lisse
◗ Contenu: 2 à 4 noyaux, des résidus de
flagelles et de corps médians, donnant
l’impression de contenir un S au centre
(évoquant le symbole du Ying/Yang)
Ancylostoma caninum,
A. braziliense, A. tubaeforme
Uncinaria stenocephala
◗ Oeufs: De type strongle • Ovoïde, de taille
moyenne • Coque mince et lisse
◗ Contenu: une morula comprenant 4 à 8
blastomères de grande taille
◗ Les oeufs d’Ancylostoma sont plus petits
(55-65 x 40 µm) que les oeufs d’Uncinaria
(65-80 x 45-50 µm), mais cette
distinction est difficile à faire
dans la pratique
Toxascaris leonina
◗ Oeufs: Grande taille • Globuleux
• Coque épaisse • Lisse en surface et à stries
concentriques
◗ Contenu: une cellule unique n’occupant pas la
totalité de l’oeuf, de coloration brun clair
Toxoplasma
Hammondia, Besnoitia, Isospora
◗ Ookystes: Forme ovoïde • Coque mince
et lisse • Pôles arrondis (légèrement plus
pointus à une extrémité pour Isospora spp.)
◗ Contenu: une cellule unique, granuleuse
et sphérique avant sporulation, puis 2
sporocystes contenant chacun 4 sporozoïtes
après sporulation dans le milieu extérieur
Trichuris vulpis
◗ Oeufs: Taille moyenne • Coque épaisse et
lisse • Étiré en forme de citron
• Avec un bouchon polaire saillant à
chaque pôle • Coloration brun-orangé
◗ Contenu: une cellule unique
ASCARIDES
VERS PULMONAIRES
GIARDIA COCCIDIES
ANKYLOSTOMES TRICHURES
70-90 x 65-75 µ m
Toxocara canis Toxocara cati
330-360 µ m
7-10 x 8-12 µ m
55-65 x 40-45 µ m
75-85 x 65-75 µ m60-85 x 40-45
µ m
Techniques de coproscopie
◗ Méthodes simples et peu coûteuses.
◗ Sédimentation des éléments parasitaires dans
une solution aqueuse de densité faible, ou plus
communément, concentration de ces éléments
sur la surface d’une solution de densité élevée
par la technique de flottation.
◗ Peu sensible pour la détection des oeufs de cestodes!
Matériel: Pilon, mortier. Verres à pieds, pipettes
Pasteur, agitateur, tubes à essais. Tamis, passoire à
thé. Lames et lamelles. Microscope avec objectifs
x4, x10, x40 et x100 (objectif à immersion). Gants,
gazes, pipettes plastiques.
Prélèvements: Fèces fraiches (si une conservation
est nécessaire, la réfrigération à +4°C est la
méthode la plus adpatée).
Mode opératoire de la méthode classique de flottation
1. Homogénéiser le prélèvement.
2. Déliter 5 g de fèces dans 75 mL de solution
dense dans un verre à pied.
3. Tamiser le mélange dans une passoire à thé.
4. Remplir un tube à ras bord avec le mélange
obtenu (réalisation d’un ménisque convexe).
Puis, recouvrir le tube d’une lamelle.
5. Laisser reposer environ 10 à 15 minutes.
6. Récupérer la lamelle sur laquelle les éventuels
éléments parasitaires se sont collés et l’observer
sur une lame au microscope.
Exemples de solutions denses:
Liquide de Faust: solution de sulfate de zinc à 33%
(d = 1,18).
Liquide de Willis: solution aqueuse de NaCl à saturation
(d = 1,20).
Sulfate de magnésium: solution de sulfate de
magnésium à saturation (d = 1,28).
Mise au point et entretien
du microscope
1. Essuyez les oculaires, le condenseur et les
objectifs avec un tissu spécial pour optiques.
2. Allumez la lumière avec une puissance faible.
3. Augmentez la luminosité jusqu’à ce qu’une
lumière blanche soit visible.
4. Montez le condenseur au maximum de sa hauteur.
5. Utilisez les objectifs à faible grossissement x4 ou
de préférence x10.
6. Placez la lame sur la platine.
7. Déplacez la platine jusqu’a ce que la lame soit en
face de l’objectif.
8. Fermez un oeil et ajustez l’oculaire pour faire la mise
au point, puis faites de même avec l’autre oculaire.
9. Déplacez le condenseur vers le haut ou le bas et
faites jouer le diaphragme pour obtenir
une luminosité adaptée.
OEUFS DE CESTODES
Dipylidium caninum
◗ Oeufs: Regroupés en amas d’une vingtaine
d’éléments, délimités par une paroi mince: la
capsule ovifère • Oeufs de petite taille • Paroi
mince et lisse
◗ Contenu: un embryon hexacanthe
(caractéristique des oeufs de cestodes)
Taenia hydatigena, T. taeniaeformis,
T. pisiformis, T. multiceps, T. serialis
Echinococcus granulosus,
Echinococcus multilocularis
◗ Oeufs: Éliminés au sein d’un segment ovigère
fragile • Petite taille • Globuleux • Paroi unique,
épaisse • À stries radiales • Les oeufs de Taeniidae
sont directement infestants • Risque zoonotique
majeur pour les oeufs d’Echinococcus
◗ Contenu: un embryon
hexacanthe (caractéristique
des oeufs de cestodes)
DIPYLIDIUM TAENIIDAE
50 x40 µ m30-40 x 20-30 µ m
Toxoplasma, Hammondia, Besnoitia
12-15 x 10-13 µ m
Isospora felis, I. canis
40 x 30 µ m
Isospora rivolta, I. ohioensis
25 x 20 µ m
IsosporaToxoplasma, Hammondia, Besnoitia
Zoonose
PARASITES INTERNES DU CHIEN ET DU CHAT
SOUS LE MICROSCOPE
Recherche des parasites
internes
◗ Ajuster la luminosité en déplaçant le
condenseur afin d’avoir une définition
optimale.
◗ Commencez par utiliser les objectifs les plus
faibles x4 ou x10, puis changez d’objectif
pour avoir un plus fort grossissement.
◗ Assurez-vous que votre méthode d’examen
permette d’observer l’intégralité de la lame.
◗ Le grossissement de l’objectif est à
multiplier par le grossissement de l’oculaire,
généralement x10, ce qui donne un
grossissement total du microscope de x40
ou x100 pour la recherche des éléments
parasitaires.