INTRODUCTION
Pouroptimiserlaproductiondeviande,ilestnécessairede
disposerd’animauxrobustes,efficaces,etcapablesde
s’adapteràdenombreusescontraintesd’élevage(Sauvantet
Martin,2010).Cecinécessitenotammentd’évaluerlacapacité
del’animalàconstituersesréservesénergétiquessousforme
delipidesd’unepart,etàmobilisercesréservesd’autrepart
pourfairefaceauxcontraintes.Pourmieuxcomprendreet
caractérisercetteflexibilitémétaboliqueénergétique,ilest
nécessairededisposerd’outilspeuinvasifs,etsurtoutquine
nécessitentpasl’abattagedel’animal.D’aprèsdesrésultats
récentsdelalittérature,lecompartimentsanguinmériterait
d’êtrepluslargementexploré.Destravauxenlienavec
l'obésitésuggèrenteneffetqu'ilexistedesmarqueurs
moléculairesdumétabolismelipidiquechezl'homme(Ghosh
etal.,2011)etleporc(Takahashietal.,2012)danslesang.Ila
aussiétémontréqueletranscriptomesanguin(ensembledes
ARNmessagers(ARNm)issudelatranscriptiondugénome)est
sensibleauxvariationsderégimesalimentaires(DeMelloet
al.,2012;Koniecznaetal.,2014).
L'objectifdecetteétudeestdedéterminersilavariation
d’adipositécorporellechezleporcencroissanceestassociéeà
desmodificationsdutranscriptomesanguin.Pourcela,nous
avonsutiliséundispositifexpérimentalquiimpliquedesporcs
encroissancesélectionnéspourleurconsommationmoyenne
journalièrerésiduelle(CMJR),etnourrisavecdesrégimesiso‐
énergétiquesetiso‐protéiquescontrastésquantàlasource
d’énergiealimentaire(Gondretetal.,2014).Descalculsde
corrélationentrel’expressiondecertainsdesgènesidentifiés
etlaproportiondepiècesgrassesdanslacarcasseontété
ensuiteréalisésafind’identifierdesindicateurspertinents
pourlavariationd’adipositécorporelle.
1. MATERIELETMETHODES
1.1. Dispositifexpérimental
Quarante‐huitmâlescastrésLargeWhiteissusdedeuxlignées
divergentespourlaCMJR(génération8desélection),ontété
élevésaprèslesevrageàl’INRAdeSaint‐Gilles(UMR1348
Pegase).Audébutdelapérioded’engraissement(74+3
jours),lesporcsayantunefaible(CMJR‐)ouuneforte(CMJR+)
CMJRsontrépartisentrelesrégimesexpérimentauxLFouHF
(n=12parlignéeetparrégime).LerégimeLFaétéformulé
principalementàbasedeblé(36%),d’orge(36%)etde
tourteaudesoja(20%).LerégimeHFsecaractérisepardes
quantitésimportantesdepaillebroyée(11,5%)etd’huiles
(colzaetsoja,7,5%)incorporéesensubstitutionpartielledes
céréales.LesrégimesLFetHFsontiso‐énergétiques(12,9
MJ/kgd’énergiemétabolisable)etiso‐protéiques(couvrantles
besoinsdesporcsenacidesaminés).Ilssontdistribuésà
volontésurlabased’uneformulecroissancependantles
7premièressemaines,puisd’uneformulefinitionjusqu’à
l’abattagedesporcsàl’âgede132,5+0,5jours.
Lacompositiondétailléedesrégimesetl’ensembledes
phénotypesanimauxontétéprécédemmentprésentéspar
Gondretetal.(2014).
1.2. Abattageetprélèvements
Lesporcsontétéabattusàl’abattoirexpérimentaldel’UMR
Pegase,deuxheuresaprèslepremierrepasmatinal,afinde
refléterunétatphysiologiquepost‐prandialdesanimaux.
Leséchantillonsdesangontétéprélevéslorsdelasaignée.
UnéchantillonaétécollectésurEDTApourlesnumérations
sanguines.UnautreéchantillonaétéplacésurEDTAen
présenced’unvolumedetampondelyse,puisaétéstockéà
‐70°Cjusqu’àlaréalisationdel'analysedesdonnées
transcriptomiques.Lapanneaétécollectéepuispeséelejour
del’abattage.Labardièreetlapoitrineontétéisoléesdela
carcasseaprès24hderessuyagepuispesées.
1.3. Numérationssanguines
Lenombretotaldelymphocytes,monocytesetgranulocytesa
étédéterminéàl’aided’uncompteurautomatiquedecellules
sanguinescalibrépourleporc(MS‐9‐3®,MeletSchloesing
laboratories).
1.4. Mesuredesexpressionsdegènes
1.4.1. ExtractiondesARN
LesARNtotauxontétéextraitsàpartirdesangtotal(kit
Nucleospin®8RNABlood,Macherey‐Nagel).LesARNontété
quantifiésparspectrophotométrie(NanoDrop®)etleurqualité
aensuiteétévérifiéeàl’aideduBioanalyseurAgilent2100
(AgilentTechnology;kitRNA6000NanoAssay).
1.4.2. Analysedutranscriptome
L’expressiondesgènesaétémesuréeàpartird’unepuce
d’oligonucléotides(puceAgilent‐037880/INRA_Sus
scrofa_60K_v1,GPL16524).Leséchantillonsontétémarqués
parlefluorochromeCy3(One‐ColorMicroarray‐BasedGene
ExpressionAnalysis,Agilent).Aprèshybridation,lespucesont
éténumériséesàl’aideduscannerdelamesAgilentG2505B.
Lesdonnéesbrutesd’expressionontétéobtenuespar
traitementdecesimages,àl’aidedulogicielFeature
ExtractionSoftwarev9.5(Agilent)etontétéfiltréesen
prenantencomptelesvaleursd’intensitédubruitdefondsur
lapuce,lediamètre,lasaturation,etl’uniformitéduspot.Ces
donnéesontensuiteététransforméesparunefonction
logarithmedebase2,puiscentréesparéchantillonparla
médianedesniveauxd’expressiondeséchantillons.Les
analysesstatistiquesontétéréaliséesaveclelogicielRversion
3.0.2(RDevelopmentCoreTeam,2013).Lesdonnéesontété
analyséesparANOVAenconsidérantleseffetsdelalignée(L),
durégime(R)etdel’interaction(LxR).Pourétablirlalistede
gènesdifféremmentexprimésenfonctiondelalignée(CMJR‐
vsCMJR+)etdurégime(HFvsLF),unseuildeprobabilité
P<0,01aétéretenu(Fuetal.,2010).
L’analysefonctionnelledesgènesdifféremmentexprimésa
étéréaliséeàl’aidedel’outilDAVID(theDatabasefor
Annotation,VisualizationandIntegratedDiscovery
bioinformaticsresources).Cetoutilestdisponibleenligne
(http://david.abcc.ncifcrf.gov)etpermetderegrouperles
gènesparleurfonctionmoléculaireetleprocessusbiologique
danslequelilsinterviennent,processusréférencédansles
basesd’ontologiegénique(Huangetal.,2009aetb).Seulsles
groupesd'ontologiesdegènessignificativementenrichispar
rapportaugénomederéférencehumain(P<0,05,score
d'enrichissement>1,3)ontétéretenus.
1.4.3.AnalysedegènesciblesparqPCR
Troisgènescodantrespectivementpourlacarnitinepalmitoyl
transférase1A(CPT1A),lalipocaline2(LCN2),etla
prosaposine(PSAP),identifiéscommedifférentielsentreles
deuxrégimesparl’approchetranscriptomique,ontété
2015. Journées Recherche Porcine, 47.